DISTRIBUCIÓN ESPACIAL Y TEMPORAL DEL NEMÁTODO

UNIVERSIDAD RAFAEL LANDÍVAR
FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLAS
LICENCIATURA EN CIENCIAS AGRÍCOLAS CON ÉNFASIS EN GERENCIA AGRÍCOLA
DISTRIBUCIÓN ESPACIAL Y TEMPORAL DEL NEMÁTODO AGALLADOR
(Meloidogyne spp) EN EL MUNICIPIO DE PATZICÍA, CHIMALTENANGO
TESIS DE GRADO
CARLOS FELIPE BONILLA ALARCÓN
CARNET 10817-10
GUATEMALA DE LA ASUNCIÓN, SEPTIEMBRE DE 2014
CAMPUS CENTRAL
UNIVERSIDAD RAFAEL LANDÍVAR
FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLAS
LICENCIATURA EN CIENCIAS AGRÍCOLAS CON ÉNFASIS EN GERENCIA AGRÍCOLA
DISTRIBUCIÓN ESPACIAL Y TEMPORAL DEL NEMÁTODO AGALLADOR
(Meloidogyne spp) EN EL MUNICIPIO DE PATZICÍA, CHIMALTENANGO
TESIS DE GRADO
TRABAJO PRESENTADO AL CONSEJO DE LA FACULTAD DE
CIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLAS
POR
CARLOS FELIPE BONILLA ALARCÓN
PREVIO A CONFERÍRSELE
EL TÍTULO DE INGENIERO AGRÓNOMO CON ÉNFASIS EN GERENCIA AGRÍCOLA EN EL GRADO
ACADÉMICO DE LICENCIADO
GUATEMALA DE LA ASUNCIÓN, SEPTIEMBRE DE 2014
CAMPUS CENTRAL
AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD RAFAEL LANDÍVAR
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DIRECTOR DE CARRERA:
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NOMBRE DEL ASESOR DE TRABAJO DE GRADUACIÓN
ING. VICTOR MANUEL VENTURA PERDOMO
TERNA QUE PRACTICÓ LA EVALUACIÓN
MGTR. JOSÉ MANUEL BENAVENTE MEJÍA
MGTR. JULIO ROBERTO GARCÍA MORÁN
MGTR. LUIS MOISÉS PEÑATE MUNGUÍA
Guatemala, 22 de Agosto de 2014
Consejo de Facultad
Ciencias Ambientales y Agrícolas
Presente.
Distinguidos Miembros del Consejo:
Por este medio hago constar que he asesorado el trabajo de graduación del estudiante Carlos
Felipe Bonilla Alarcón, que se identifica con carné 10817-10, titulado: “Distribución espacial y
temporal del nematodo agallador (Meloidogyne spp) en el municipio de Patzicia,
Chimaltenango”.
El cual considero que cumple con los requisitos establecidos por la Facultad, previo a su
autorización de impresión.
Atentamente,
^^Universidad
^ P R a f a e l Landívar
F A C U L T A D D E C I E N C I A S A M B I E N T A L E S Y AGRÍCOLAS
N o . 06175-2014
Tradición J e s u i t a e n G u a t e m a l a
O r d e n d e Impresión
D e a c u e r d o a l a aprobación d e l a Evaluación d e l T r a b a j o d e Graduación e n l a v a r i a n t e T e s i s
d e G r a d o d e l e s t u d i a n t e C A R L O S F E L I P E B O N I L L A ALARCÓN, C a r n e t 1 0 8 1 7 - 1 0 e n l a
c a r r e r a L I C E N C I A T U R A E N C I E N C I A S AGRÍCOLAS C O N ÉNFASIS E N G E R E N C I A
AGRÍCOLA, d e l C a m p u s C e n t r a l , q u e c o n s t a e n e l A c t a N o . 0 6 7 3 - 2 0 1 4 d e f e c h a 5 d e
s e p t i e m b r e d e 2 0 1 4 , s e a u t o r i z a l a impresión d i g i t a l d e l t r a b a j o t i t u l a d o :
DISTRIBUCIÓN E S P A C I A L Y T E M P O R A L D E L NEMÁTODO A G A L L A D O R
(Meloidogyne s p p ) E N E L M U N I C I P I O D E PATZICÍA, C H I M A L T E N A N G O
P r e v i o a conferírsele e l título d e I N G E N I E R O AGRÓNOMO C O N ÉNFASIS E N G E R E N C I A
AGRÍCOLA e n e l g r a d o académico d e L I C E N C I A D O .
D a d o e n l a c i u d a d d e G u a t e m a l a d e l a Asunción, a l o s 2 4 días d e l m e s d e s e p t i e m b r e d e l año
2014.
ING. R E G I N A C A S T A
CIENCIA
Tersidad
NTES, SECRETARIA
L E S Y AGRÍCOLAS
áfaej Landívar
AGRADECIMIENTOS
A:
La Universidad Rafael Landívar, por brindarme el conocimiento e inculcarme valores
durante mi formación profesional.
Ing. Víctor Manuel Ventura Pedromo, MA por su asesoría y apoyo incondicional para la
culminación de la presente investigación.
Ing. Julio Roberto García Morán, MA por la confianza puesta en mí dándome la
oportunidad de crecer profesionalmente y aprender cosas nuevas, sus consejos, su
colaboración y apoyo incondicional para la realización de la presente investigación.
Mis amigos, José Castillo, Víctor Cantoral, José Salguero, Luis Pimentel, José Regil y
Marco Vidal, por su apoyo y compañerismo durante toda la carrera.
DEDICATORIA
A:
Dios.
Por su bendición diaria en todo momento de mi vida.
Mis padres:
Dr. Jorge Enrique Bonilla Camacho
Ofelia Alarcón Berganza de Bonilla
Por darme la vida, por su sacrificio, por aconsejarme y apoyarme
incondicionalmente en todo momento y durante mi formación como
profesional.
Mis Hermanos:
Dr. Jorge Andrés Bonilla Alarcón
Arq. José Eduardo Bonilla Alarcón
Ana Cristina Bonilla Alarcón
Por su cariño e impulsarme a seguir mis metas y estar conmigo en
mis triunfos y fracasos.
Mi Abuelo:
Manuel E. Alarcón R.
Por su cariño, apoyo y por ser mí gran ejemplo a seguir.
Mi Familia.
Por apoyarme en cada etapa de mi vida.
ÍNDICE GENERAL
RESUMEN ...................................................................................................................... i
SUMMARY ..................................................................................................................... ii
I. INTRODUCCIÓN ..................................................................................................... 1
II. MARCO TEÓRICO .................................................................................................. 3
2.1. Nematodos ........................................................................................................ 3
2.2.
Nematodo de agalla (Meloidogyne spp) ............................................................ 3
2.2.1.
Historia de Meloidogyne spp ....................................................................... 3
2.2.2.
Descripción del nematodo .......................................................................... 4
2.2.3.
Taxonomía .................................................................................................. 5
2.2.4.
Bioecología ................................................................................................. 5
2.3.
2.2.4.1.
Hábitat de nematodos fitoparásitos. ..................................................... 5
2.2.4.2.
Hábitat de Nematodo de agalla (Meloidogyne spp) .............................. 6
2.2.4.3.
Ciclo de Vida ........................................................................................ 8
2.2.4.4.
Rango de Hospederos.......................................................................... 8
2.2.4.5.
Interacción con otros organismos ......................................................... 9
2.2.4.6.
Similitud con otros géneros ................................................................ 10
Importancia fitosanitaria (o impacto fitosanitario) ............................................. 10
2.3.1.
Síntomas y signos .................................................................................... 11
2.3.1.1.
Evaluación del daño ........................................................................... 11
2.3.2.
Distribución mundial.................................................................................. 12
2.3.3.
Pérdidas económicas................................................................................ 13
2.4.
Agricultura de Precisión .................................................................................. 15
2.5.
Epidemiología ................................................................................................. 15
2.5.1.
Población Biológica .................................................................................. 16
2.5.1.1.
Organización de una población .......................................................... 16
2.5.2.
Progreso de una enfermedad ................................................................... 17
2.5.3.
Muestreo................................................................................................... 17
2.6.
Epidemiologia a gran escala ........................................................................... 17
2.6.1.
Mapas de distribución ............................................................................... 18
2.6.2.
Distribución Espacial................................................................................. 18
2.7.
Sistema de Información Geográfica (SIG) ....................................................... 19
2.7.1.
Modelo de Weibull .................................................................................... 20
2.8. Antecedentes sobre estudios relacionados con la distribución de
Meloidogyne spp ....................................................................................................... 21
III. JUSTIFICACIÓN DEL TRABAJO .......................................................................... 23
3.1. Definición del problema y justificación del trabajo ........................................... 23
IV. OBJETIVOS .......................................................................................................... 25
4.1. Objetivo general .............................................................................................. 25
4.2.
Objetivos específicos ...................................................................................... 25
V. METODOLOGÍA .................................................................................................... 26
5.1. Ambiente (lugar de trabajo) ............................................................................. 26
5.2.
Sujeto y/o unidades de análisis ....................................................................... 28
5.3.
Tipo de investigación....................................................................................... 28
5.4.
Instrumentos ................................................................................................... 28
5.5.
Procedimiento ................................................................................................. 30
5.5.1.
Toma de muestras .................................................................................... 30
5.5.2.
Extracción de nematodos de suelo ........................................................... 31
5.5.3.
Conteo de nematodos ............................................................................... 32
5.5.4.
I.D. del género .......................................................................................... 32
5.6.
Análisis de la información ................................................................................ 32
VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN .............................................................................. 33
6.1. Niveles Poblacionales de Meloidogyne en Patzicia ......................................... 33
6.1.1.
6.2.
Distribución de Meloidogyne en Patzicia ......................................................... 39
6.3.1.
6.4.
Niveles poblacionales de Meloidogyne por aldea...................................... 35
Distribución Espacial................................................................................. 39
Dinámica poblacional de Meloidogyne en Patzicia .......................................... 42
6.4.1.
Distribución Temporal ............................................................................... 42
6.4.2.
Tasa de Incremento Poblacional ............................................................... 45
VII. CONCLUSIONES .................................................................................................. 49
VIII. RECOMENDACIONES .......................................................................................... 50
IX. BIBLIOGRAFÍA ...................................................................................................... 51
X. ANEXOS................................................................................................................ 55
Anexo 1. Cronograma de trabajo .............................................................................. 55
Anexo 2. Especies de Meloidogyne identificadas en Guatemala............................... 56
Anexo 3. Boleta de campo para identificación de muestras ...................................... 57
Anexo 4. Metodología de muestreo a utilizar. ........................................................... 58
Anexo 5. Método de Tamizado, Centrifugado-Flotación en azúcar para
extracción de nematodos .......................................................................................... 61
Anexo 6: Triangulo para la determinación de la textura del suelo ............................. 63
Anexo 7: Otros géneros de Nematodos presentes en el área de muestreo. ............. 64
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1: Ciclo esquemático de vida de una especie de Meloidogyne. ........................... 8
Figura 2. Mapa satelital del Municipio de Patzicia y sus cinco aldeas identificadas. ..... 27
Figura 3. Diagrama de muestreo empleado por parcela. .............................................. 30
Figura 4. Población de Meloidogyne durante los meses de estudio en el municipio de
Patzicia, Chimaltenango. .............................................................................................. 33
Figura 5. Población de Meloidogyne en cada aldea del municipio de Patzicia,
Chimaltenango ............................................................................................................. 36
Figura 6. Distribución espacial de Meloidogyne, durante cada muestreo. .................... 40
Figura 7. Población promedio Meloidogyne spp vs otros géneros de nematodos
presentes en el municipio, en relación a la precipitación pluvial. .................................. 43
Figura 8. Incremento poblacional por aldea del municipio de Patzicia .......................... 47
Figura 9. Patrones de muestreo para nematodos parásitos de las plantas................... 59
Figura 10. Método de extracción por tamizado y gravedad. ......................................... 61
Figura 11. Método de extracción por Centrifugado-Frotación. ...................................... 62
Figura 12. Triangulo de textura .................................................................................... 63
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro 1. Estructura espacial de Patzicia. ................................................................... 26
Cuadro 2. Cultivos presentes en las unidades de muestreo de suelo........................... 35
Cuadro 3. Resultados obtenidos prueba de Boyoucos para determinación de textura . 37
Cuadro 4. Resultados mensuales promedio de Meloidogyne en 100 cc de suelo de
muestras y la tasa de incremento que se tuvo por aldea. ............................................. 46
Cuadro 5. Otros géneros de Nematodos presentes en el área de muestreo. ............... 64
DISTRIBUCIÓN ESPACIAL Y TEMPORAL DEL NEMÁTODO
AGALLADOR (Meloidogyne spp) EN EL MUNICIPIO DE PATZICÍA,
CHIMALTENANGO
RESUMEN
El siguiente trabajo de investigación realizado en el municipio de Patzicia,
Chimaltenango, tuvo como objetivo determinar la distribución espacial y temporal del
nematodo agallador de la raíz Meloidogyne spp en el municipio. El estudio se basó en
un muestreo mensual durante 6 meses, donde se tomaron muestras de suelo de una
parcela por aldea, con antecedentes del nematodo Meloidogyne spp. A las muestras
se les realizó una extracción de nematodos con el método de tamizado, centrifugado y
flotación en azúcar. Posteriormente se determinó la presencia de Meloidogyne spp,
utilizando la metodología de identificación de nematodos descrita por Shurtleff y Averre
(2005). Se determinó los niveles poblacionales del nematodo agallador por aldea, las
aldeas con menor población de nematodos fueron: El Camán, El Pahuit y Cerritos
Asunción; se estableció que la aldea el Sitán tiene la mayor población con 739.6
nematodos de Meloidogyne/100cc de suelo. Espacialmente se identificó una
predisposición de la plaga por la aldea El Sitán, en donde las condiciones favorecen al
desarrollo de la plaga de Meloidogyne. Así mismo, se determinó la menor tasa de
incremento poblacional en la aldea El Camán, la cual fue negativa y la mayor tasa se
presentó en El Sitán, con 13.41 nematodos al día. Por lo que se recomienda, elaborar
programas fitosanitarios para el control de Meloidogyne, para programar
adecuadamente las aplicaciones de nematicida basado en épocas de alta población y
condiciones climáticas, además de incluir planificación de siembra y rotación de cultivo.
i
SPATIAL AND TEMPORAL DISTRIBUTION OF THE ROOT-KNOT
NEMATODE (Meloidogyne spp) AT PATZICIA, CHIMALTENANGO
SUMMARY
The following research work carried out in Patzicia, Chimaltenango, aimed to determine
the spatial and temporal distribution of the root knot nematode Meloidogyne spp. in the
area. The study was based on a monthly sampling during six months, taking samples of
soil on a plat in each village of Patzicia, with a history of Meloidogyne nematode.
Extractions of nematodes were made using the sieving, centrifugation and sugar
flotation method. Afterward the presence of Meloidogyne spp. was established using the
methodology of identification of nematodes described by Shurtleff and Averre (2005).
Root-knot nematode population levels of each village, establish that the villages of El
Camán, El Pahuit and Cerritos Asunción had the lowest population of the area and the
biggest population was at El Sitán with 739.6 nematodes of Meloidogyne/100cc of soil.
Spatially it was determined that the plaque had a predisposition to the village of El
Sitán, where conditions favor the development of Meloidogyne spp. Likewise, the lowest
rate of population increase was located at El Camán village, with a negative increase
and the highest rate was established at El Sitán village, with 13.41 nematodes per day.
Therefore it’s recommended, to develop plant protection programs to control
Meloidogyne spp, to properly schedule application of nematicide based on high
population periods and climatic conditions, as well as including crop rotation planning.
ii
I.
INTRODUCCIÓN
El municipio de Patzicia del departamento de Chimaltenango, representa gran
importancia para el país, debido a que se producen diversidad de cultivos, entre estos la
mayoría son hortalizas. De acuerdo con la secretaria de planificación y programación de
la presidencia (SEGEPLAN) de los 7,733 habitantes económicamente activos, el 41%
se dedican a la agricultura. La producción agrícola representativa del municipio se
compone por: Repollo, Arveja China, Remolacha y Zanahoria constituyendo la mayor
producción a nivel de horticultura y como exportación, mientras para el consumo interno
se produce Papa, Maíz, Frijol y algunas frutas (SNP, 2010).
El nematodo de agalla (Meloidogyne spp) es un organismo patógeno que causa agallas
en la raíz de su hospedero. El género de Meloidogyne es uno de los nematodos
fitoparasitos más importantes de las plantas, ya que a través de las diferentes especies
que lo componen y su amplia gama de hospederos, permiten que este género se
presente y posea una gran distribución en todo el mundo (Bridge y Starr, 2007). Estos
factores hacen de este fitopatógeno de suma importancia, así como crea la necesidad
de generar la información que permita realizar programas de manejo integrado de esta
plaga y poder así contrarrestar los bajos rendimientos causados por este nematodo.
De acuerdo con el Ministerio de Agricultura, Ganadería y Alimentación, no existe
ninguna investigación que permita determinar incidencia, severidad y distribución de las
especies del nematodo de agalla Meloidogyne spp en el país (Anexo 2). Es importante
conocer en qué lugares se tienen altas poblaciones, así como, su nivel poblacional para
permitir a los agricultores en base a esta información poder planificar un proceso
productivo preventivo de manejo integrado del nematodo.
1
Esta investigación tuvo como objetivo la identificación del nematodo agallador
Meloidogyne spp presente en el municipio de Patzicia del departamento de
Chimaltenango, para posteriormente desarrollar mapas en los cuales se presente la
distribución espacial del nematodo en los sitios muestreados del municipio, así como su
fluctuación poblacional para poder determinar los factores que afectan la población del
nematodo en el municipio.
2
II.
2.1.
MARCO TEÓRICO
Nematodos
Los nematodos son microorganismos en forma de gusano que se encuentran
prácticamente en todos los hábitats de la tierra. Comprenden uno de los grupos más
ricos en especies del reino animal y, en términos de biomasa, constituyen uno de los
grupos más numerosos, pues pueden encontrarse hasta 20 millones de individuos por
metro cuadrado de suelo (Rivera, 2007).
2.2.
Nematodo de agalla (Meloidogyne spp)
El nematodo Meloidogyne es considerado uno de los más importantes géneros de
nematodos parásitos de plantas en todo el mundo (Trudgill and Blok, 2001). Las
especies del género Meloidogyne constituyen los nematodos patógenos de plantas de
mayor importancia económica por su amplia distribución mundial y por el gran número
de hospederos que atacan (Bridge y Starr, 2007).
El nombre común de Meloidogyne es nematodo de agalla, debido a su característica de
formar agallas en la raíz de su hospedero. Las cuales se forman por la hiperplasia e
hipertrofia de los tejidos corticales que rodean al nematodo y a las células gigantes
(Bridge y Starr, 2007).
2.2.1. Historia de Meloidogyne spp
La historia del nematodo de agalla de la raíz data hace 100 años, según Taylor y
Sasser (1983) en agosto de 1877, en la provincia de Rio de Janeiro, Brasil, Jobert
(1878) al observar arboles de café enfermos encontró raíces fibrosas con numerosas
agallas, algunas de ellas terminales, otras a lo largo de la raíz y, otras, más escasas, en
las
raíces
laterales.
Las
agallas
terminales
eran
piriformes,
puntiagudas
y
frecuentemente encorvadas. Las más grandes eran del tamaño de una arveja pequeña
y contenían “quistes” de paredes hialinas. También tenían huevos elípticos encerrados
en membranas hialinas que contenían pequeños animales vermiformes. Noto que los
3
gusanos emergían de los huevos, salían de las raíces y se encontraban en grandes
cantidades en el suelo. Aparentemente Jobert no tuvo tiempo de realizar estudios más
amplios antes de escribir su informe (Taylor y Sasser, 1983).
Diez años después, Goldi (1887) investigó el mismo problema y público un documento
de 105 páginas acerca de la enfermedad de los cafetales. El señalo al nematodo del
nódulo de la raíz Meloidogyne exigua como la causa de la enfermedad y como la
especie característica de un nuevo género (Taylor y Sasser, 1983).
Estas fueron las primeras investigaciones sobre una especie de Meloidogyne como
causante de una enfermedad importante en un cultivo económico. Posteriormente, la
especie y el género fueron sinonimizados primero con Heterodera y después con
Heterodera marioni, hasta que fueron restablecidos por Chitwood (1949) quien también
describió o redescribió las cuatro especies mis comunes y ampliamente distribuidas: M.
incognita, M. javanica, M. arenaria y M. hapla. (Taylor y Sasser, 1983).
El informe de Chitwood (1949) fue publicado cuando los nematicidas estaban siendo
desarrollados y probados. Los experimentos con nematicidas comprobaron que
Meloidogyne spp y otros nematodos eran fitoparasitos económicamente importantes y
que su control era frecuentemente seguido por un gran incremento de producción del
cultivo (Taylor y Sasser, 1983).
2.2.2. Descripción del nematodo
Meloidogyne spp es un nematodo endoparásito. Perry et al. (2009) describieron a los
nematodos como: los machos son vermiformes y miden aproximadamente 12 µm de
largo por 0,6 µm de diámetro, y las hembras tienen forma de pera y un tamaño de 350
µm a 3 mm. Los huevos son depositados en ootecas y se desarrollan desde la fase
monocelular a la fase post larvaria. El primer estado juvenil, formado al término de la
embriogénesis, muda en el interior del huevo formando el segundo estado juvenil. Las
larvas que están en el segundo estado larvario pueden ingresar a los ápices radicales u
órganos subterráneos del vegetal que esté en contacto con el suelo húmedo, sin
4
embargo su estilete no es tan poderoso, por esta razón su capacidad para penetrar en
los tejidos de las plantas es limitada. Una vez en el interior del tejido permanecen en
modo sedentario, no se mueven ni cambian de posición (Bridge y Starr, 2007; Perry et
al., 2009).
2.2.3. Taxonomía
Reino: Animalia
Phylum: Nematoda
Clase: Secernetea
Orden: Thylenchida
Familia: Heteroderidae
Género: Meloidogyne
(Muñoz, 2011).
2.2.4. Bioecología
2.2.4.1.
Hábitat de nematodos fitoparásitos.
Los nematodos fitoparásitos se consideran habitantes del suelo ya que todas las
especies pasan parte de su vida en el suelo, pero en la relación que poseen estos con
sus plantas hospederas es más adecuado considerar a los nematodos fitoparásitos
como habitantes de la interface raíz-suelo la cual es diferente al resto de la masa del
suelo. La zona que circunda las raíces de las plantas es un ambiente dinámico, donde
las relación entre nematodos-planta-suelo es de naturaleza química (Esquivel, 1996).
La distribución de raíces es el principal factor que se relaciona a los patrones de
distribución vertical de los nematodos, ya que las raíces de las plantas son la fuente
primaria de energía en el ecosistema del suelo y por ende ejercen gran influencia sobre
la distribución vertical de los nematodos (Esquivel, 1996).
5
La humedad del suelo es un factor ecológico muy importante que influye en la
sobrevivencia de los nematodos fitoparásitos, ya que estos son organismos
esencialmente acuáticos debido al requerimiento de una película de agua en las
partículas del suelo para poder movilizarse en el mismo. Se ha determinado que la
humedad óptima para el crecimiento, reproducción y desplazamiento de los nematodos
oscila entre 40 a 60% de su capacidad de campo. No obstante se han encontrado
ciertas especies y poblaciones capaces de sobrevivir en ambientes con una humedad
baja en estado de anahidrobiosis (Esquivel, 1996).
La temperatura del suelo tiene influencia en la distribución de los nematodos afectando
las actividades que estos realizan como su desarrollo, movimiento y reproducción, al
igual influye en la planta hospedera generando cambios en su morfología y fisiología
radicular porque afecta su desarrollo, por lo tanto afecta las poblaciones de nematodos
que se alimentan de estas (Esquivel, 1996).
La textura y estructura del suelo afectan importantemente sobre los nematodos
fitoparasitos, existe un tamaño óptimo de partícula para el movimiento de cada especie
de nematodo en el suelo, debido a que el tamaño de los poros afecta con la facilidad
con que cada especie de los nematodos se moviliza. Por lo que el movimiento de los
mismos está relacionado con el diámetro de los poros de suelo, el diámetro del
nematodo y la cantidad de agua en el espacio poroso. Por lo que generalmente los
suelos arenosos presentan las mejores condiciones para el desenvolvimiento de los
nematodos en el suelo (Esquivel, 1996).
2.2.4.2.
Hábitat de Nematodo de agalla (Meloidogyne spp)
Todas las especies de Meloidogyne se favorecen de texturas de suelo gruesas, suelos
arenosos y muy pocas veces se encuentra a este género en suelos de textura fina con
altos porcentajes de porosidad y arcillosos (Bridge y Starr, 2007).
Según Jaraba, Lozano y Espinosa (2007) en su investigación presentaronla relación de
especie con los factores edafológicos en los cuales M. incognita se encontró en suelos
con pH de 4,9 a 6,4; MO de 1,2 a 2,5%; contenidos de arenas que oscilan entre 50 y
6
86%, arcillas de 3% a 17% y limos de 11 a 38%. La mezcla de especies predominante
(M. incognita y M. arenaria) se encontró en suelos con pH de 5,0 a 6,0; MO de 1,5 a 2,5
%; contenidos de arenas que oscilan de 51 a 60%, arcillas del 9 a 14% y limos del 31 a
33%. La asociación de las tres especies (M. incognita, M. javanica y M. arenaria) se
encontró en suelos con pH de 4,9 a 6,4; MO de 1,2 a 1,5 %; contenidos de arenas que
oscilan de 53 a 87%, arcillas de 3 a 17% y limos de 11 a 37% (Jaraba et al, 2007).
Lo anterior, muestra la capacidad del nematodo de adaptarse a los diferentes tipos y
condiciones de suelos. Siendo el rango adecuado para su reproducción y sobrevivencia
de pH de 4 a 8. Así como la asociación de las poblaciones de Meloidogyne a suelos con
contenidos medios y altos de arenas más comúnmente que suelos altos en arcillas.
Favoreciendo a su presencia el contenido de arena y limitando las poblaciones el pH, la
MO y la CE (Jaraba et al, 2007).
7
2.2.4.3.
Ciclo de Vida
Figura 1: Ciclo esquemático de vida de una especie de Meloidogyne.
A: Segundo estadio larval pre-parasítico. B: Dos larvas que han penetrado en una raíz,
haciéndose sedentarias y comenzando su alimentación. C: Inicio de la formación de
agallas, desarrollo de larvas (a, b) y células gigantes (c). D: Agalla con una hembra
madura y su masa de huevos (a), macho de la metamorfosis (b), y células gigantes (c).
E: Macho libre en el suelo (Taylor y Sasser, 1983).
2.2.4.4.
Rango de Hospederos
Según Abad et al. (2003), los nematodos formadores de agalla del género Meloidogyne
son endoparásitos obligados con un rango de hospederos que abarca cerca de 3.000
especies de plantas. Sus hospederos pueden ser cultivos hortícolas, ornamentales,
frutales y forestales, hierbas, arbustos silvestres y muchas malezas.
8
Las cuatro especies que se distribuyen en todo el mundo poseen el siguiente rango de
hospederos:
M. arenaria: maní, trigo, melón, sandía y muchos más. M. hapla: papa, tomate,
zanahoria, apio, mani y muchos más. M. incognita: zanahoria, algodón, cebolla,
pimiento, tomate, cucurbitáceas y muchas más. M. javanica: principalmente caña de
azúcar. Pero el rango de hospederos de Meloidogyne es mucho más amplio y posee
más especies que pueden hospedarse en: té, cereales, café, arroz, lima, manzana,
banano, plátano etc. (Shurtleff y Averre, 2005).
De acuerdo a lo anterior, los nematodos de este género son polífagos y
económicamente importantes debido a su gran adaptación, ya que pueden reproducirse
en varias especies de plantas. Sin embargo, hay especies de este mismo género que
sólo se reproducen en plantas específicas (Abad, et al, 2003).
2.2.4.5.
Interacción con otros organismos
Cuando se presenta el nematodo de agalla en campo, es muy probable que se
encuentre interactuando con otros organismos, como lo pueden ser bacterias, hongos y
virus y muchas veces interactúan con otros nematodos.
Powell (1971), llamándole predisposición a los cambios fisiológicos causados por
nematodos y otros organismos. Meloidogyne ha presentado interacción con varios
organismos; en diferentes experimentos, se ha encontrado que al inocular con
Meloidogyne este predisponía al cultivo y posteriormente inoculando con otro
organismo, se obtenía más deterioro y desarrollo del mismo que con la inoculación sin
Meloidogyne. (Taylor y Sasser, 1983).
Meloidogyne puede aumentar la severidad de infecciones patogénicas fúngicas de:
Alternaria, Fusarium, Macrophomina, Pythium, Phytophthora, Rhizoctonia, Sclerotium y
Verticillium. Así como infecciones por bacterias como: Clavibacter michiganensis,
Pseudomonas marginalis, Ralstonia solanacearum y Agrobacterium tumefaciens.
(Shurtleff y Averre, 2005).
9
2.2.4.6.
Similitud con otros géneros
El género de Meloidogyne spp posee ciertas similitudes con otros géneros. Muchas
veces los juveniles de segundo estadio de Meloidogyne son confundidos con los de
Globodera y Heterodera. Así como se puede confundir con: Hypsoperine, Meloidadera,
Nacobbus y Punctodera (Shurtleff y Averre, 2005).
Pero el género de nematodos fitoparásitos con el que más se asemeja es Naccobus
aberrans, ambos poseen una sedentaria e inflamada etapa femenina madura. La
hembra hinchada es alongada no tan circular como la de Meloidogyne pero aun así se
confunden mucho, a simple vista. El rango de hospederos es muy similar en ambos y
pueden coexistir en poblaciones por lo que se hace más difícil la identificación de los
mismos al encontrarlos en un cultivo (Bridge y Starr, 2007).
A Meloidogyne spp se le conoce comúnmente como el nematodo formador de agallas
de la raíz debido a que en su sintomatología se presenta como agallas irregulares de la
raíz (Jatala, 1986).
A Naccobus aberrans se le conoce comúnmente como el nematodo falso agallador de
la raíz porque su sintomatología se presenta como agallas regulares en cadena en la
raíz por lo que se llega a confundir muchas veces con las del nematodo Meloidogyne
(Jatala, 1986).
2.3.
Importancia fitosanitaria (o impacto fitosanitario)
Dentro de los nematodos patógenos de plantas, son de gran importancia económica los
que causan agallas en las raíces (Meloidogyne spp). Las especies del género
Meloidogyne constituyen los nematodos patógenos de plantas de mayor importancia
económica por su amplia distribución mundial y por su amplio rango de plantas
hospederas (Bridge y Starr, 2007). El género incluye cerca de 80 especies y 11 razas;
sin embargo, son cinco las especies más importantes por su amplia distribución
geográfica y el gran número de plantas que parasitan: M. incognita, M. arenaria, M.
javanica, M. hapla y M. chitwoodi (Eisenback, 1985). Si a lo anterior, se le sumala
ausencia de variedades resistentes a estos nematodos en la mayoría de los cultivos de
10
importancia económica y a la interacción, con otros fitopatógenos del suelo (hongos y
bacterias) hacen que las poblaciones de nematodos de agalla en especial Meloidogyne
spp sean difíciles de manejar y constituyan una seria amenaza a la producción de los
diferentes cultivos en los que se presenta (Tovar, 1994).
2.3.1. Síntomas y signos
Los síntomas ocasionados por Meloidogyne son enanismo y amarillamiento de las
hojas. Se puede presentar como deficiencia de agua en las horas de mayor calor, ya
que las raíces son dañadas por el agallamiento en las mismas las cuales son
manifestaciones externas, y que internamente se presentan desde el momento de la
penetración de las larvas juveniles del segundo estadio. Las cuales inducen una serie
de cambios en los tejidos radicales (Taylor y Sasser, 1983).
2.3.1.1.
Evaluación del daño
En Soya se presenta con clorosis y atrofiamiento en altos niveles de infección, con
agallamiento moderado a severo, la clorosis no es muy pronunciada. En maní causa
síntomas típicos de nematodos sobre el suelo de disposición agrupada de atrofia,
plantas cloróticas con senescencia prematura, el agallamiento se vuelve más
pronunciado a medida que el cultivo crece. La mayoría de especies de Meloidogyne
causa agallamiento en las raíces de frijol, dañando los sistemas de las raíces y
reduciendo su tamaño impidiendo que las mismas penetren profundo en el suelo,
causando atrofia, clorosis y marchitez en el cultivo de frijol (Bridge y Starr, 2007).
En los cultivos vegetales el agallamiento por Meloidogyne tiende a ser largo y
prominente en todas las hortalizas de fruto excepto en chile pimiento, cebolla y
hortalizas de hojas. Los síntomas sobre suelo son atrofiamiento, clorosis, rendimiento
bajo, marchitez y desfloración debido al agallamiento severo en la raíz (Bridge y Starr,
2007).
11
En el cultivo de arroz se presenta con los síntomas típicos en plantas jóvenes
combinado con maduración retardada, espigas sin llenar, retoño reducido y
rendimientos pobres. Los síntomas se identifican como parches diferentes en la
plantación (Bridge y Starr, 2007).
En el cultivo de papa los tubérculos infectados se presentan con una superficie
desigual, así como agallas que se miran como espinillas en la superficie de la misma.
Internamente los tubérculos presentan áreas o puntos necróticos alrededor del anillo
vascular, en especial antes de su cosecha (Bridge y Starr, 2007).
En banano y plátano el nematodo agallador no suele presentar síntomas perceptibles a
excepción de crecimiento lento ocasionalmente. Su daño es más severo en plantas
jóvenes reduciendo produciendo agallas y necrosis en el tejido de la raíz cuando este
se desarrolla dentro de las mismas (Bridge y Starr, 2007).
En café presenta síntomas de crecimiento reducido, clorosis, caída de las hojas y
defoliación general. En infestaciones muy severas se produce la muerte de la planta
infectada. Las plántulas de café son las más susceptibles al daño del nematodo y son
además el medio por el cual el nematodo es diseminado inadvertidamente (Bridge y
Starr, 2007).
2.3.2. Distribución mundial
No se conocen los hábitats originales de las especies de Meloidogyne. La amplia
distribución del material vegetal infectado por el nematodo del nódulo de la raíz dificulta
distinguir entre las especies nativas de una región y ya adaptadas desde hace tiempo
para vivir allí, especies importadas adaptadas a un clima y capaces de existir
indefinidamente, y especies importadas capaces de sobrevivir solo unos cuantos meses
o unos cuantos años (Taylor y Sasser, 1983).
En climas fríos, donde el promedio de temperatura del mes más frio del año es de cerca
de 0°C o inferior y el promedio de temperatura del mes más cálido del año es de cerca
de 15°C, la especie más común de Meloidogyne es M. hapla. M. hapla está adaptada
para una existencia prolongada en el norte de los Estados Unidos y en el sur de
12
Canadá, en el norte de Europa y en el norte de Asia. En América del Sur, M. hapla se
encuentra más o menos a 40° de latitud sur y en las regiones montañosas del lado
occidental del continente. En África puede estar adaptada para una existencia continua
en altitudes mayores de 1 500 metros. En Australia, es común en Victoria que es el
estado más al sur (Taylor y Sasser, 1983).
En la zona tórrida, las especies más comunes son M. incognita y M. javanica. En
Norteamérica y Suramérica, M. javanica se encuentra muy escasamente sobre 30° de
latitud norte y 35° de latitud sur y se va haciendo más común a medida que se va
aproximando el Ecuador. En muchas partes de la zona tórrida en África, Australia y el
sur de Asia, probablemente M. javanica es la especie más común. M. incognita y M.
arenaria son comunes y se encuentra ampliamente distribuida en las mismas regiones.
En los Estados Unidos, el límite norte para una existencia permanente de M. incognita
está a unos 160 kilómetros al norte del límite para M. javanica, M. arenaria se encuentra
en las mismas regiones donde se encuentra M. incognita (Taylor y Sasser, 1983).
Así, las partes del mundo entre 35° de latitud sur y 35° de latitud norte están
ampliamente infestadas por tres especies de Meloidogyne, adaptadas a una existencia
permanente en climas cálidos. M. javanica, M. incognita, M. arenaria. En el hemisferio
norte, a más de 35° de latitud, M. hapla es la más común. Estas cuatro especies, son
las especies de Meloidogyne más diseminadas y comunes en el mundo y
probablemente causan mayor daño a los cultivos que la combinación de todas las otras
especies de Meloidogyne (Taylor y Sasser, 1983).
2.3.3. Pérdidas económicas
El nematodo formador de agalla de la raíz Meloidogyne spp., es una plaga
de importancia económica en el
mundo,
especialmente en
países
tropicales
y
subtropicales. Se estimaron pérdidas promedio anual de la producción mundial causada
por el nematodo en alrededor de 115 mil millones de dólares anual (Luc et al., 1990).
En Estados Unidos, los nematodos causaron pérdidas de 381 millones de dólares de
los cuales, Meloidogyne fue
responsable
de
pérdidas de
$
200.5
millones
13
(Blasingame, 2002). También se a reportado que en tomate se han determinado
pérdidas de producción del 24­50% en Carolina del Norte y en Canadá del 40%
(Eisemback y Triantaphyllou, 1991).
En leguminosas se ha determinado que con una población inicial de 150 M. incognita,
se puede llegar a reducir la producción de Soya hasta en un 10%. En el cultivo de maní
las perdidas rondan en un 50% con infestaciones fuertes.
En hortalizas los nematodos de agalla causan daños económicos importantes. Se
estima que se pierden alrededor del mundo del 20-40% de la producción de hortalizas
como el Tomate y Berenjena (Bridge y Starr, 2007).
En el cultivo de arroz por inundación se ha determinado la perdida de hasta el 72% del
cultivo con poblaciones de 4000 juveniles/planta de M. gramicola. En trigo pueden llegar
las pérdidas a un 50% (Bridge y Starr, 2007).
En tubérculos como la Papa cuando es destinado a mercados de chips su perdida por
presencia de enfermedad por este nematodo es total, ya que este mercado no tolera,
por lo que su perdida es completa. En yuca la perdida puede llegar hasta un 98% en
circunstancias muy fuerte y oscila de 17-50% con infestaciones promedio. En zanahoria
las pérdidas son grandes y además se devalúa la producción aun en una etapa primaria
de infestación (Bridge y Starr, 2007).
En la producción de tabaco se ha estimado que sin algún manejo del nematodo la
producción baja hasta un 50% o incluso más. En el cultivo de café puede ser tan severo
que las plantaciones son abandonadas o remplazadas, en Suramérica las pérdidas son
de cientos de millones de dólares (Bridge y Starr, 2007)
14
2.4.
Agricultura de Precisión
La Agricultura de Precisión nació en los Estados Unidos con la aplicación variable y
selectiva de fertilizantes. Luego se empezó a utilizar para la aplicación selectiva y
racional de plaguicidas y para la obtención de información relacionada con variables de
interés en la producción agrícola tales como: cálculos de producción (cosecha), calidad
de los productos de cosecha, fertilidad de suelos, parámetros físicos, desarrollo y
crecimiento de los cultivos, etc. (Emmen, 2004).
Un aspecto importante de la Agricultura de Precisión es el concepto del Manejo
Integrado de Plagas en el Sitio Específico o MIP. Esta técnica requiere de muestreos
intensos con el objeto de medir la variabilidad espacial de los parámetros en estudio
(densidad de plagas, malezas, patógenos) para luego construir mapas de sus
distribuciones espaciales. La Agricultura de Precisión incluye tecnologías para la
aplicación automatizada, precisa, y selectiva de agroquímicos, incluyendo plaguicidas y
fertilizantes. Los mapas resultantes sirven para tomar decisiones de manejo de los
cultivos en forma integral (control químico, biológico, etc.) (Emmen, 2004).
2.5.
Epidemiología
Las epidemias acompañan al hombre desde los comienzos de la agricultura al
seleccionar especies por sus diferentes aptitudes y cultivarlas. Al pasar de comunidades
vegetales a poblaciones manipuladas, se alteró las relaciones estructurales y
funcionales de un sistema natural. De esta manera se pasó de sistemas autorregulados
a sistemas regulados por el hombre, con la consiguiente fragilidad del sistema ante
eventos cuya magnitud es difícil de estabilizar. En este contexto se enmarca el
concepto de salud del cultivo como una condición cercana a una condición de
estabilidad, con una máxima respuesta fisiológica a su entorno ambiental. La pérdida de
salud puede concebirse como una pérdida de esta estabilidad debida a factores bióticos
y abióticos. La epidemia es entonces, un reflejo de una condición inestable y el manejo
un intento por restituir este balance. Sin embargo, circunscribir una epidemia a un
sistema productivo es limitado. Por lo tanto, entender las epidemias implica su
prevención tanto como la aplicación del principio de protección (Mora, 2010).
15
El fin de la epidemiología es entender las enfermedades a nivel de una población de
plantas con el propósito de tomar decisiones racionales de manejo. El desarrollo y
evolución de la fitopatología ha tenido como objetivo final conocer las causas de las
enfermedades y operar sobre ellas para reducir daños. La epidemiología sirve a la
fitopatología en la búsqueda por resolver problemas (Mora, 2010).
2.5.1. Población Biológica
En la epidemiología las poblaciones biológicas cobran mucha importancia tanto de la
planta como del patógeno. Ambas interactuando por el principio de contagio. Ambas
condicionadas, individualmente o en su interacción, por el medio. Tomando de base la
epidemiología, la población se puede describir como un universo de individuos con una
estructura y función definida y una delimitación espacial y temporal (Mora, 2010).
En la búsqueda de la sanidad de los cultivos, se debe suponer que existen o puede
existir n-poblaciones y por lo tanto es razonable incluir el concepto de comunidad.
Similarmente, si la sanidad se desea lograr de manera sustentable, los estudios en un
ciclo de producción y en una parcela o unidad de producción no son suficientes. Es
obligado incluir n-ciclos de producción y trascender la parcela para lograr este fin. Así,
en la actualidad, desarrollar metodologías para estudios sanitarios a nivel regional no se
debe tomar como opcional, es una obligación (Mora, 2010).
2.5.1.1.
Organización de una población
La organización de una población, se entiende por estructura de la población. Así,
existen distintos tipos de estructura. Por ejemplo, la proporción de individuos sanos, de
los visualmente sintomáticos, los en proceso de incubación, en estado infeccioso y post
infeccioso define la estructura sanitaria de la población de la planta. La organización
estructural de la planta puede incluir también la variedad, topología, arquitectura, edad y
fenología. Durante una epidemia, estas estructuras pueden cambiar dependiendo del
patógeno involucrado. Modelar estos cambios, tanto en su forma temporal o espacial,
es una forma de caracterizar a las epidemias (Mora, 2010).
16
2.5.2. Progreso de una enfermedad
En el estudio del el progreso de una enfermedad en el tiempo, se habla de un estudio
temporal, asimismo cuando se usa una dimensión espacial los estudios son espaciales.
En ambos estudios es necesario determinar la incidencia o severidad de la enfermedad
en la dimensión tiempo (temporal) o espacio (espacial). Las epidemias se estudian
definiendo una población en tiempo y espacio, se aplica un sistema de medición de
enfermedad, y se representan las unidades evaluadas en mapas o en un sistema de
coordenadas X, Y. La exploración gráfica y el posterior análisis numérico son la
culminación del estudio del proceso de la enfermedad (Mora, 2010).
2.5.3. Muestreo
Una muestra es una colección de n-unidades que poseen en común un atributo o varios
atributos medibles y se obtiene con el propósito de estimar un parámetro(s) de la
población, sobre la cual que se obtuvo dicha muestra. Una muestra puede ser
adecuada para caracterizar una población por razones estadísticas plenamente
demostradas.
En principio, cualquier atributo medible de una población, como la
severidad de una enfermedad tiene un rango de valores que ordenados en ciertas
clases, los cuales determinan o se ajustan a una distribución (Mora, 2010).
2.6.
Epidemiologia a gran escala
Los programas fitosanitarios enfocados en la sustentabilidad normalmente se realizan
a nivel regional. Esto implica la generación de mapas o cualquier otro tipo de
representación espacial que permita conocer los niveles de intensidad de una plaga así
como su localización dentro de una región. Geográficamente esto puede implicar la
inclusión de varias unidades políticas como municipios, departamentos, o incluso a
nivel nacional o super regional incluyendo continentes. El límite del análisis espacial de
las epidemias solo está determinado por las características del agroecosistema, el
complejo plaga que la conforman y el objetivo del Programa. Es necesario reconocer
que a nivel regional el concepto de comunidad más que de población debe ser
aplicado. Esto es válido tanto para los cultivos como para los organismos plaga (Mora,
2010).
17
2.6.1. Mapas de distribución
Estos mapas comprenden la distribución de enfermedades y/o de patógenos en
regiones, países o a nivel mundial, en un año o durante un período de varios años.
Generalmente representan una “fotografía” de la situación de una enfermedad en un
año determinado, su evolución espacial durante varios años, o incluso una síntesis del
conocimiento sobre un patosistema determinado (Mora, 2010).
2.6.2. Distribución Espacial
Comprender el concepto de variabilidad espacial es clave para entender las técnicas
involucradas en la Agricultura de Precisión. La variabilidad temporal de plagas para
muchos cultivos, dentro de cualquier programa MIP, ha sido ampliamente estudiada y
esto ha sentado las bases para el desarrollo de nuevas tácticas de control basado en
un conocimiento del comportamiento de estas plagas junto con aspectos de su
dinámica poblacional. La variabilidad espacial se puede apreciar en forma cuantitativa y
cualitativa a través de los mapas derivados de los estudios de distribución espacial de
las variables en estudio (Emmen, 2004).
La variabilidad espacial de una población se refiere a como sus individuos están
ubicados en el espacio, y para hacer referencia a ello, se habla del "Patrón de
Dispersión" o "Patrón de Disposición Espacial". El conocimiento del patrón de
disposición espacial de una especie es un elemento básico que permite explicar
muchos de los comportamientos de los individuos y suministra ayuda importante en el
diseño de estudios posteriores (Duque, 1996).
La distribución espacial típica de los nematodos fitoparásitos sigue un patrón agregado
o contagioso. Los factores que contribuyen al proceso de agregación de los nematodos
incluyen el tipo de deposición de huevos, patogenicidad relativa, distribución de las
raíces, respuestas al microclima y las interacciones con enemigos naturales (Duque,
1996).
18
La distribución espacial de los organismos se ha estudiado considerando las
distribuciones estadísticas e índices de dispersión pero no su exacta localización
espacial. Esto origina fallas en la diferenciación de los patrones espaciales cuyas
descripciones son altamente dependientes del tamaño de las unidades de muestreo y
de la relación entre la media y la varianza (Duque, 1996).
Por otro lado, los métodos geoestadísticos proporcionan una medida más directa de la
dependencia espacial, debido a que tienen en cuenta la naturaleza bidimensional de la
distribución de los organismos a través de su localización espacial. Además, los
métodos geoestadísticos permiten elaborar mapas de gran utilidad para conocer la
distribución espacial de los organismos, permiten establecer grados de infestación que
requieran un control inmediato, como también detectar posibles preferencias en su
estructura de agregación y zonas que no presenten infestación (Ramírez et al, 2011).
2.7.
Sistema de Información Geográfica (SIG)
Un sistema de información geográfica es una integración organizada de hardware,
software, datos geográficos y personal, diseñada para capturar, almacenar, manejar,
analizar, modelar y representar en todas sus formas la información geográficamente
referenciada con el fin de resolver problemas complejos de planificación y gestión.
También puede definirse como un modelo de una parte de la realidad referido a un
sistema de coordenadas terrestre y construido para satisfacer unas necesidades
concretas de información (Sastre, 2010).
La razón fundamental para utilizar un SIG es la gestión de información espacial. El
sistema permite separar la información en diferentes capas temáticas y las almacena
independientemente, permitiendo trabajar con ellas de manera rápida y sencilla, y
facilitando al profesional la posibilidad de relacionar la información existente a través de
la topología de los objetos, con el fin de generar otra nueva que no podríamos obtener
de otra forma (Sastre, 2010).
19
Algunos de los sistemas utilizados para representar información geográficamente
referenciada son:
− ArcGIS: un software diseñado para generar mapas por medio de la recopilación,
análisis, administración y distribución de la información geográfica.
− Surfer: programa utilizado para crear mapas bidimensionales o tridimensionales,
eficaz para la realización de modelos digitales de elevaciones y mapas a partir de
datos o información de origen.
2.7.1. Modelo de Weibull
El modelo ha sido usado exhaustivamente en la prueba de vida y los estudios de
supervivencia, pero también ha sido aplicado como un modelo de crecimiento, un
modelo de respuesta a dosis y como un modelo de progreso de enfermedades
(Campbell y Madden, 1990).
El modelo de Weibull puede estar escrito como:
dy/dt = (c/b)[(t-a)/b]c-1 exp - [(t-a)/b]c
En donde a, b y c, son los parámetros. El parámetro de ubicación a, representa la
ocurrencia de la enfermedad con unidades de tiempo o la época del inicio de la
enfermedad. El parámetro b, está inversamente relacionado con el período de aumento
de la enfermedad (unidades del tiempo). El parámetro de unidad controla la forma de la
curva (dy/dt versus t) y el punto de inflexión (Campbell y Madden, 1990).
20
2.8.
Antecedentes sobre estudios relacionados con la distribución de
Meloidogyne spp
La investigación de Guzmán, Hernández, Franco e Hinojosa (2008) sobre “Nematodos
agalladores en la Vega de Metztitlán, Hidalgo: identificación, distribución espacial y
relación con los factores edáficos”. En la cual realizaron la identificación de las especies
del nematodo de agalla presentes en la vega de Metztitlán, en la cual realizaron un
muestreo en 106 cultivos agrícolas en 5000 ha. Con estas muestras se identificó las
especies en cada sitio muestreado y evaluaron el índice de agallamiento de la raíz en
tomate en invernadero.
Posteriormente generaron mapas de la distribución espacial de las especies de
Meloidogyne y demás variables analizadas por métodos geoestadísticos. Demostrando
la presencia de Meloidogyne spp en el 59% de los sitios muestreados y la identificación
de cuatro especies: M. incognita, M. javanica, M. arenaria y M. hapla. Y concluyendo
que la distribución de las especies se correlacionaba con la textura del suelo y no con el
contenido de MO. Así como mayor índice de agallamiento en suelos arenosos
(Guzmán, et al, 2008).
Prado, Tovar y Hernández (2001). En su investigación “Distribución de Especies y
Razas de Meloidogyne en México”, realizaron muestreos en 47 sitios de 18 estados de
México, del cual obtuvieron 56 poblaciones de Meloidogyne, de las cuales el 60.7%
correspondía a M. incognita, 21.4% M. arenaria, 12.5% M. javanica y 5.3% M. hapla. En
8 sitios se encontró mezcla de tres especies M. incognita, M. arenaria y M. javanica. 3
con M. incognita y M. arenaria. 1 con M. incognita, M. arenaria y M. hapla. Y una con M.
incognita y M. javanica (Prado, et al, 2001).
Anacafé (1993). Realizo un estudio sobre “Fluctuación poblacional del nematodo
Meloidogyne en la
zona central de Guatemala”, por
medio de muestreos
de raíz mensuales realizados de junio de 1991 a mayo de 1993, en la finca la
Providencia, Palín, Escuintla. Para determinar la fluctuación poblacional de Meloidogyne
sp en una plantación adulta de Coffea Arábica, variedad caturra fuertemente infestada a
21
950 msnm, en suelos de origen volcánico, franco-arenoso. Luego de 2 años de estudio
se observó que la máxima población de huevecillos de Meloidogyne sp en la raíz se
alcanza en el mes de diciembre, con niveles que van de 49,000 a 58,000 por 25 gramos
de raíz. Los niveles más bajos oscilaron entre 450 a 1600 huevecillos 450 a 1,600 en el
mes de abril. Las máximas y mínimas poblaciones de larvas se alcanzaron en las
mismas épocas, con niveles de 23,000 a 30,000 larvas y 800 a 1,900 larvas por 25
gramos de raíz. También hubo un pico de población de menor importancia en la época
lluviosa durante la canícula de julio - agosto. Se determinó que la precipitación es el
principal factor ambiental que determina los aumentos y disminuciones de las
poblaciones de huevos y larvas de Meloidogyne sp, mostrando un pico alto de
población después del período de lluvias, alcanzando su máximo nivel en el mes de
diciembre.
Así mismo, Anacafé (2009). Realizo un estudio sobre “Fluctuación de poblaciones de
Nematodos en el cultivo del café”, en la zona sur-oriental del país, enfocado a los
nematodos Pratylenchus y Meloidogyne. El cual se realizó en la Finca El Chagüite,
Pueblo Nuevo Viñas, Santa Rosa, colectando raíces de plantas adultas de la variedad
Caturra, en 14 muestreos, uno cada mes, iniciando en mayo 2008 para completar un
año de estudio. A partir de la metodología descrita se obtuvo las curvas de fluctuación
poblacional de los nematodos Pratylenchus y Meloidogyne. Presentando resultados
similares al estudio de la zona central, con picos de población durante las épocas secas
y decreciendo a medida que se acerca a la época lluviosa. Determinando que la
precipitación pluvial está relacionada con la fluctuación poblacional de los nematodos
estudiados.
22
III.
3.1.
JUSTIFICACIÓN DEL TRABAJO
Definición del problema y justificación del trabajo
En el municipio de Patzicia de Chimaltenango se producen diversidad de cultivos,
donde predominan las hortalizas. De los 7,733 habitantes económicamente activos, el
41% se dedican a la agricultura. La producción agrícola representativa del municipio se
compone de: Repollo, Arveja China, Remolacha y Zanahoria, que se destinan para la
exportación; mientras que para el consumo local, se produce Papa, Maíz, Frijol y
algunas frutas (SNP, 2010).
Sin embargo, los sistemas productivos se ven afectados por un complejo de plagas de
importancia económica; dentro de estos destaca el nematodo de agalla (Meloidogyne
spp). Así por ejemplo, en el área de San Andrés Itzapa, Chimaltenango en la región del
Altiplano, se han registrado casos pérdidas de hasta el 40% en Zanahoria (Carranza,
1994). En otros cultivos, como el Café, se ha observado que Meloidogyne spp afecta el
20% de los cafetales del sur y suroccidente de Guatemala, produciendo pérdidas en los
lotes afectados de hasta un 60% de la producción (Anacafé, 1998). A nivel
internacional, en Tomate se han determinado pérdidas de producción del 24-50% en
Carolina del Norte y en Canadá del 40% (Eisemback y Triantaphyllou, 1991). En
Colombia, Meloidogyne spp reduce el crecimiento de las plantas de naranjilla (Solanum
quitoense Lam.), tomate de árbol (Cyphomandra betacea), y granadilla (Passiflora
ligularis), en un 78% y la producción hasta en 50% (Munera, 2003).
El nematodo Meloidogyne spp, es de suma importancia, debido a su alta capacidad
reproductiva y su parasitismo, pero sobre todo, su importancia radica en su amplio
rango de hospederos, lo que lo hace importante en la agricultura a nivel mundial y crea
la necesidad de generar información del nematodo de la agalla (Bridge y Starr, 2007).
23
Actualmente, es escasa la información sobre la distribución de los nematodos
fitoparásitos en Guatemala. De acuerdo con el Ministerio de Agricultura, Ganadería y
Alimentación (2013), no existe en el país, ninguna investigación que haya determinado
el nivel de daño y distribución de las especies del nematodo de agalla Meloidogyne spp.
Por lo tanto, es importante conocer geográficamente las poblaciones del nematodo de
agalla y cuál es su comportamiento en el tiempo, para poder planificar el proceso
productivo con prácticas de manejo integrado que permitan mantener sanos los cultivos.
En consecuencia, en esta investigación, se identificó el nematodo agallador
Meloidogyne spp en el municipio de Patzicia, de Chimaltenango, posteriormente se
desarrolló mapas, que mostraron la distribución espacial y temporal de los sitios
muestreados del municipio; En ambos estudios fue necesario determinar las
poblaciones máximas y la velocidad de incremento de las poblaciones del nematodo en
la dimensión tiempo (temporal) y espacio (espacial).
24
IV.
4.1.
OBJETIVOS
Objetivo general
Realizar un análisis temporal y espacial del nematodo agallador (Meloidogyne spp) en
el municipio de Patzicia del departamento de Chimaltenango.
4.2.
•
Objetivos específicos
Establecer los niveles poblacionales máximos en cada aldea del municipio de
Patzicia.
•
Realizar mapas de dispersión de los niveles poblaciones de Meloidogyne en
suelo de cada aldea del municipio de Patzicia.
•
Establecer la fluctuación poblacional de Meloidogyne en el municipio de Patzicia,
durante los 6 meses de estudio.
•
Calcular la velocidad de incremento poblacional del nematodo Meloidogyne en
cada aldea del municipio de Patzicia.
25
V.
5.1.
METODOLOGÍA
Ambiente (lugar de trabajo)
El estudio se llevó a cabo en el municipio de Patzicia del departamento de
Chimaltenango. El municipio se encuentra ubicado a una distancia de 16 km de la
cabecera departamental de Chimaltenango sobre la ruta nacional 1, de la ciudad capital
tomando la carretera interamericana, en dirección este-noreste a la altura del km 68
desde la capital (SNP, 2010).
Patzicia, tiene una extensión de 44km², donde el 4.5% de la extensión pertenece al
área urbana y el resto es área rural. Su altitud es de 2,400 msnm, su latitud es de
14°37’54’’ su longitud es 90°55’30’’ (SNP, 2010).
Sus colindancias son: al Norte con Santa Cruz Balanyá, al Sur con Acatenángo y San
Andrés Itzapa, al Este con Zaragoza y al Oeste con Patzún (SNP, 2010).
Cuadro 1. Estructura espacial de Patzicia.
Estructura Espacial Patzicia
Aldeas
El Camán, Cerritos Asunción, La Canoa, Pahuit, El Sitán
Caseríos
Esperanza, Cerro Alto, La Sierra, El Chuluc, San Lorenzo, El Paraíso,
Xejuyu
Colonias
Sajcap, Sarahemla, Nueva Esperanza
Fincas
La Muchacha, Chuaxilón, Edén, La Victorias
(SNP, 2010).
26
3.76 Km
Figura 2. Mapa satelital del Municipio de Patzicia y sus cinco aldeas identificadas.
El municipio se encuentra situado dentro de la zona geológica denominada tierra
volcánica, por lo que sus suelos tienen características de materiales volcánicos. Sus
suelos son de material arcillo-arenosos con potasio, fosforo nivelado y nitrógeno en
menor escala. La mayor parte de su topografía es plana por lo que está destinado para
el cultivo (SNP, 2010).
Debido a su altura, sobre el nivel del mar su clima es frío, con una temperatura máxima
de 27° y 14°C mínima. La humedad relativa es de 80-90%. La precipitación pluvial
anual entre 1000 a 2000 mm (SNP, 2010).
27
La extracción, identificación y conteo de nematodos se llevó a cabo en el laboratorio de
patología vegetal de la Universidad Rafael Landívar Campus Central.
5.2.
Sujeto y/o unidades de análisis
Las unidades de análisis se conformaron de la siguiente manera:
•
Muestras de suelo: De estas muestras se extrajo información poblacional de
Meloidogyne presente en suelo.
•
Estadíos iniciales de Meloidogyne: identificación (larva J1, larva J2).
•
Aldeas: Niveles de dispersión espacial y velocidad de incremento poblacional del
nematodo en las aldeas.
5.3.
Tipo de investigación
El estudio fue del tipo descriptivo transversal debido a que se tomó información de la
presencia y distribución del nematodo en un periodo de tiempo determinado
(Hernandez, Fernandez y Baptista, 2003).
5.4.
Instrumentos
En la toma de muestras se utilizó como un instrumento un GPS etrex Vista C que ayudo
a tomar los puntos referenciales para establecer la distribución del nematodo. Para la
toma de datos se utilizó como instrumento boletas de campo y de laboratorio, y poder
así ordenar la información recolectada (anexo 3).
28
Boleta de campo:
FORMULARIO DE MUESTREO DE SUELO
Universidad Rafael Landívar
Facultad de Ciencias Ambientales y Agrícolas
Gerencia Agrícola
Presentado por
Locación Muestreo
Dueño
Teléfono
Numero Código Actual cultivo
de
de
Muestra Muestra
Fecha Muestreo
Fecha Presentada
Fecha Recibida
Cultivos
Anteriores
Tratamientos de
Nematodos e Insectos
Realizados
Por otro lado se utilizó como herramienta el software Surfer versión 6.0 para establecer
la distribución del nematodo de agalla, graficando la gradiente poblacional.
29
5.5.
Procedimiento
5.5.1. Toma de muestras
Para el muestreo de suelos se tomó una parcela por aldea del municipio, tomándola
como representativa de la aldea. En esta parcela se realizó un muestreo sistemático
lineal, el cual consistió en:
Cada parcela se constituyó de cinco surcos y cada uno con 30 plantas del cultivo que
contenía la parcela. Se realizaron seis lecturas con intervalo mensual. En la primera
lectura, de cada surco, se tomó muestra en las primeras cinco plantas, conformando
una repetición compuesta de 5 sub muestras. En la segunda lectura, las repeticiones
constaron de 5 sub muestras tomadas en las siguientes cinco plantas, y así,
sucesivamente, hasta que se completaron las 30 plantas en las seis lecturas (ver figura
3).
L6
L5
L4
L3
L2
L1
Surco 1
XXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXX
R1
Surco 2
XXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXX
R2
Surco 3
XXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXX
R3
Surco 4
XXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXX
R4
Surco 5
XXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXX
R5
Figura 3. Diagrama de muestreo empleado por parcela.
Las muestras de suelo se tomaron de las parcelas utilizando la metodología descrita por
Shurtleff y Averre III, (2005) (anexo 4) la cual consiste en:
30
Por medio de una pala se removió los primeros 3-5 cm de suelo en el cual se está
cultivando, debido a temperaturas extremas y humedad, así como la ausencia de tejido
apto para hospedar nematodos lo que limita las poblaciones en esta parte del suelo.
Las muestras de suelo se tomaron a una profundidad de 15-20 cm.
5.5.2. Extracción de nematodos de suelo
Para la extracción de nematodos de suelo se utilizó la metodología de tamizado,
centrifugado con flotación en azúcar (anexo 5):
Tamizado (Coyne, 2007).
•
Se colocaron 100 cc de suelo en un beaker.
•
Se llenó una cubeta plástica con agua hasta la mitad.
•
Se colocó el suelo en la cubeta y se deshicieron los grumos con la mano. Se
revolvió bien hasta que quedó sin grumos.
•
Se realizó una torre de tamices dejando el mayor Mesh hasta abajo (500 Mesh) y el
de menor arriba (80 0 20 Mesh).
•
Luego se agregó el contenido de la cubeta a la torre de tamices. Realizándolo
despacio, ya que por la cantidad de suelo se saturará y se llena de agua, por lo que
no se debía rebalsar por los costados de los tamices agua.
•
Se movió para favorecer el paso del agua a través de los tamices.
•
No se agregó el suelo del fondo de la cubeta.
•
Posteriormente se agregó agua de chorro lentamente para ir lavando los tamices.
•
Se recuperaron los nematodos que quedaron atrapados en los últimos tamices.
Recolectándolos con la ayuda de una pizeta.
Centrifugado-Flotación en azúcar (Coyne, 2007).
•
Se trasladaron los nematodos recolectados a tubos de centrifuga.
•
Se agregó a los tubos una pequeña porción de caolín (1g/50ml).
•
Se agitó y procedió a centrifugar por 5 minutos.
•
Los nematodos quedaron atrapados con el suelo al fondo del tubo gracias al caolín.
31
•
Se descartó el sobrante y llenó los tubos con una solución azucarada (1:1).
•
Se agitó bien y centrifugó por 1 minuto (los nematodos no debían pasar mucho
tiempo en solución azucarada ya que podían plasmolizarse).
•
Se recuperó el sobrante en un tamiz de 500 Mesh y se lavó con abundante agua
para eliminar la solución azucarada.
•
Se recopilaron los nematodos del tamiz en un recipiente (preferiblemente en beaker
para facilitar la determinación del conteo de nematodos).
•
Se realizó este procedimiento con todas las repeticiones.
5.5.3. Conteo de nematodos
Para contabilizar la población de huevecillos y juveniles presentes en las muestras, se
utilizó con una lámina de conteo “Sedgewick Rafter Counting Cell Slide” de SPI
supplies.
5.5.4. I.D. del género
Se identificó al género de Meloidogyne utilizando la metodología de identificación de
nematodos descrita por Shurtleff y Averre, (2005).
5.6.
Análisis de la información
Se realizó un análisis de varianza de las poblaciones en suelo utilizando el programa
estadístico Infostat 9.0, para determinar diferencias significativas entre sitios a un nivel
de confianza del 5%.
Se elaboraron mapas de distribución del nematodo conforme a la población que se
identificó utilizando el programa Surfer versión 6.0 para graficar las gradientes
poblacionales.
Se realizó un análisis temporal de las poblaciones calculando la tasa epidémica relativa
ajustando al modelo no lineal de Weibull.
32
VI.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
6.
6.1.
Niveles Poblacionales de Meloidogyne en Patzicia
El nivel poblacional promedio del municipio completo, fue calculado mensualmente para
establecer cómo se comporta la plaga durante cada mes, conforme al aumento o
reducción de la población.
350
A
Meloidogyne/100cc suelo
300
250
A
200
150
A
A
A
100
50
A
0
Noviembre
Diciembre
Enero
Febrero
Mes de muestreo
Marzo
Abril
7.
8. Figura 4. Población de Meloidogyne durante los meses de estudio en el municipio de
Patzicia, Chimaltenango.
En la siguiente figura se presentó por medio de ANDEVA, la variación poblacional de la
plaga durante el periodo de investigación, estableciéndose los niveles poblacionales
mensuales.
Como se puede apreciar en la figura 4, durante el periodo de investigación la población
de Meloidogyne spp en el municipio de Patzicia presentó diferentes niveles absolutos
de la plaga, sin embargo estadísticamente los resultados que presentó cada mes no
muestran diferencias. En el periodo entre noviembre y enero el nivel de la población no
presenta cambios fuertes, pero en el mes de febrero se presentó un incremento
33
sustancial, al punto que este llega al pico más alto de población del periodo de
investigación.
Para los meses de febrero y marzo se presenta un cambio poblacional importante, ya
que el nivel de la misma aumenta y cae considerablemente. Esto se debió como se
puede ver más adelante en el cuadro 2, en relación a los cultivos presentes en cada
aldea, a que en las parcelas se presentan cambios de cultivos y reinicio de ciclos
productivos.
En el periodo de los muestreos de febrero y marzo se presentó una cosecha de cultivo
en la aldea El Sitán, por lo que esta parcela paso por una transición entre la cosecha de
un ciclo que implica un movimiento de los nematodos hacia el suelo por falta de
alimento, que se ve reflejado en febrero y la siembra del siguiente ciclo, en la cual se da
un tiempo de inactividad, luego un periodo en el cual se laborea el suelo y por ultimo
como cultura general de los agricultores se presenta la aplicación de nematicidas en
este caso el producto utilizado fue Forato, como medida preventiva. El método de
aplicación utilizado por los agricultores del área, se basa en la aplicación al suelo al
momento de realizar las labores al mismo, cuando el método debería ser la aplicación al
surco del cultivo para que actué directamente en el área que se ve afectada por parte
del cultivo, así como, la cantidad aplicada no es de acuerdo a las especificaciones del
producto. Por lo que el nivel poblacional del mes de marzo presento una caída
considerable en su valor absoluto, más sin embargo no acorde a una aplicación de
nematicida. Por otro lado como se podrá ver en la distribución temporal, la precipitación
acumulada de febrero y marzo afecto el desarrollo del nematodo en el municipio, y
coincidió con el cambio de ciclo de los cultivos.
El muestreo de abril presento niveles más altos que marzo, indicando una recuperación
de la plaga ante la aplicación de nematicida, debido a una mala aplicación que
repercute en el tiempo que prevalece el nematicida en el suelo (60 días) de acuerdo a el
producto utilizado.
Por lo que mejoran las condiciones en que el nematodo se
desarrolla, presentando una recuperación de la plaga conforme al mes anterior.
34
Las parcelas muestreadas se seleccionaron conforme a la metodología, se escogió una
parcela por aldea, realizando una encuesta a la persona responsable de la misma en
busca de antecedentes de presencia de la plaga a investigar, las parcelas
seleccionadas y los cultivos presentes en las mismas fueron las siguientes:
Cuadro 2. Cultivos presentes en las unidades de muestreo de suelo.
Aldea
Cultivo
El Cáman, Patzicia
Lechuga, remolacha.
Cerritos Asunción, Patzicia
Zanahoria, remolacha
Sitán, Patzicia
3 ciclos de Lechuga
La Canoa, Patzicia
Ejote, Arveja china
Pahuit, Patzicia
Asocio Durazno - Arveja
9.
Los cultivos que se siembran en las parcelas poseen la característica de ser
susceptibles al nematodo agallador Meloidogyne spp de acuerdo con Bridge y Starr,
(2007), el rango de hospederos de Meloidogyne es muy amplio, entre ellos hortalizas,
frutales, tubérculos, cereales, etc.
6.1.1. Niveles poblacionales de Meloidogyne por aldea
La siguiente figura representa los niveles poblacionales de cada una de las aldeas, a
partir de esta figura se puede determinar las aldeas susceptibles y las aldeas que no
presentan vulnerabilidad ante la plaga de nematodos agalladores.
35
800
C
Meloidogyne/100cc suelo
700
600
500
400
300
200
100
B
A
A
AB
El Caman
Pahuit
Cerritos
Municipio
0
La Canoa
El Sitán
Figura 5. Población de Meloidogyne en cada aldea del municipio de Patzicia,
Chimaltenango
De acuerdo a los niveles poblacionales obtenidos, las aldeas de El Camán y El Pahuit,
poseen población de nematodos de Meloidogyne, sin embargo el nivel poblacional que
poseen estas aldeas no afecta el desarrollo de los cultivos presentes en las misma,
estadísticamente estas dos aldeas presentan los mismos datos, lo que podemos ver
reflejado en sus valores absolutos, como las menores poblaciones en el municipio.
La aldea de Cerritos Asunción posee niveles poblacionales por encima de El Camán y
El Pahuit, por lo que estadísticamente es diferente y es reflejado en su valor absoluto.
La Canoa presento niveles poblacionales que superan las anteriores aldeas,
aproximadamente por 50 nematodos/100 cc de suelo de valor absoluto.
Por último la aldea el Sitán, presenta una población considerablemente mayor a las
demás, el nivel poblacional en comparación es mucho mayor, en promedio durante todo
el estudio. Por lo que su nivel poblacional estadísticamente es diferente y se ve
36
reflejado en su valor absoluto, por lo tanto en el municipio, los resultados poblacionales,
presentan una predisposición de la plaga por la aldea El Sitán, debido a ciertas
condiciones, que se presentan a continuación.
Se realizó un muestreo adicional del suelo de cada una de las parcelas, para
posteriormente determinar la textura de los suelos en cada aldea utilizando el método
de Boyoucos y con la ayuda del triángulo de textura (Anexo 6).
Cuadro 3. Resultados obtenidos prueba de Boyoucos para determinación de textura
Lugar
%Arena
%Limo
%Arcilla
Textura
El Cáman, Patzicia
64.4
14
21.6
Franco areno arcilloso
Cerritos Asunción, Patzicia
64.4
14
21.6
Franco areno arcilloso
Sitán, Patzicia
74.4
12
13.6
Franco arenoso
La Canoa, Patzicia
62.4
14
23.6
Franco areno arcilloso
Pahuit, Patzicia
52.4
18
29.6
Franco areno arcilloso
Dados
los
resultados
presentados
anteriormente
se
determinó
que
existe
susceptibilidad de los cultivos en el municipio de Patzicia por los porcentajes de arena
que se observaron en las muestras. Un porcentaje de arena mayor al 40% implica
mayor susceptibilidad hacia Meloidogyne spp de la parcela debido que el nematodo
necesita menores poblaciones para causar un daño económico en el cultivo. Por el
contrario en suelos con mayor porcentaje de arcilla la población del nematodo necesita
ser mayor, para generar los mismos daños económicos que genera en suelos arenosos.
En el municipio de Patzicia, los suelos de las aldeas El Cáman, Cerritos Asunción, La
Canoa y Pahuit, poseen la misma textura de acuerdo a la prueba de Boyoucos
realizada y la determinación de la misma en el triángulo de textura (Anexo 6), el suelo
de estas aldeas es de textura franco areno arcilloso, en este tipo de textura la población
de nematodos del genero de Meloidogyne, fue considerablemente menor.
La aldea del Sitán fue la única con resultados de textura diferente presentando una
textura franco arenoso, siendo además la aldea que mayor población presento. Esto se
37
debe a que la textura es un factor importante para las poblaciones de nematodos, la
textura influye en el movimiento de los nematodos, de acuerdo con Esquivel 1996 el
tamaño del poro afecta la facilidad con la que se desplazan los nematodos, por lo que el
movimiento de los mismos está relacionado con el diámetro de los poros de suelo, el
diámetro del nematodo y la cantidad de agua en el espacio poroso. Esto indica que los
nematodos se ven más beneficiados y en mejores condiciones en suelos con mayor
porcentaje de arena, por la facilidad de movilidad que le permiten los espacios porosos
de las mismas. Por lo que se podría explicar también que en las demás aldeas en las
cuales se presenta una textura franco areno arcillosa, la población de Meloidogyne se
reduce notablemente. Resultados que concuerdan con distintas investigaciones, de
acuerdo con Guzmán et al (2008) los suelos arenosos y con menor contenido de
materia orgánica fueron más favorables para el desarrollo poblacional de Meloidogyne
spp.
Por otro lado la aldea El Sitán favorece el desarrollo adecuado de la plaga, debido a un
mal manejo de la parcela. Ya que en esta parcela durante el periodo de la investigación
se cultivaron 3 ciclos consecutivos de Lechuga, lo que permite a la plaga de nematodos
prevalecer en la parcela sin verse afectada, debido a la no rotación de cultivos, una
práctica cultural de manejo de plagas que permite a los agricultores realizar un manejo
integrado de plagas, reduciendo los costos en un MIP con químicos. La rotación de
cultivos es eficaz para el manejo de problemas fitosanitarios, en el caso de nematodos,
la rotación de cultivos es el método de combate más efectivo, ya que no requiere de alta
tecnología o insumos de alto costo. En el caso de Meloidogyne según Thorne (1961), al
ser un parasito de amplio rango de plantas huéspedes esto se torna más difícil, ya que
en el mismo suelo pueden subsistir diferentes especies del nematodo Meloidogyne.
Sin embargo de acuerdo con Zuckerman y Rodhe (1971), cultivos como cereales y
algunas gramíneas, no se ven afectados por muchas especies del nematodo, por lo que
pueden ser utilizados en la rotación de cultivos para el manejo de Meloidogyne, siendo
el maíz un cultivo apto para la zona y conocido por los agricultores.
38
6.2.
Distribución de Meloidogyne en Patzicia
6.3.1. Distribución Espacial
Para la representación espacial de la población Meloidogyne, en la siguiente figura con
la ayuda del software Surfer, se utilizan los puntos geográficos de cada parcela para
representar la distribución espacial utilizando mapas de contornos, que permiten
determinar conforme a la población de cada aldea, la distribución espacial de la plaga y
su intensidad en todo el municipio, cada mes que se realizó muestreo.
El Cáman
El Cáman
Cerritos Asunción
Cerritos Asunción
1500
1500
1400
1400
1300
1300
La Canoa
1200
La Canoa
1200
1100
1100
1000
1000
900
900
800
800
700
700
600
600
El Sitán
El Sitán
El Pahuit
Noviembre 2013
500
500
400
400
300
300
200
200
100
100
0
0
-100
El Pahuit
-100
Diciembre 2013
39
El Cáman
El Cáman
Cerritos Asunción
1500
Cerritos Asunción
1500
1400
1400
1300
1300
1200
La Canoa
1200
La Canoa
1100
1100
1000
1000
900
900
800
800
700
700
600
600
El Sitán
El Sitán
500
400
300
300
200
200
100
100
0
0
-100
El Pahuit
500
400
-100
El Pahuit
Enero 2014
Febrero 2014
El Cáman
El Cáman
Cerritos Asunción
Cerritos Asunción
1500
1500
1400
1400
1300
1300
La Canoa
La Canoa
1200
1200
1100
1100
1000
1000
900
900
800
800
700
700
El Sitán
600
El Sitán
500
400
400
300
300
200
200
100
100
0
0
El Pahuit
600
500
-100
El Pahuit
-100
Marzo 2014
Abril 2014
Figura 6. Distribución espacial de Meloidogyne, durante cada muestreo.
El mes noviembre de 2013, el cual fue el primero, el mapa de contorno muestra como a
medida que se acerca a la aldea El Sitán las líneas de contorno se unen más por la
intensidad de la misma, dado que aumenta la población de la misma en esta aldea, por
el contrario a medida que la plaga se acerca a las demás aldeas esta reduce
considerablemente y las líneas de contorno por ende se separan.
40
El mes de diciembre presenta un mapa de contorno diferente a noviembre, en cuanto a
la intensidad de la plaga a medida que esta se acerca a la aldea El Sitán, el color es
más intenso, ya que la población aumenta, además presenta un cambio en las demás
aldeas, ya que, la aldea La Canoa aumenta su población para este mes y por ende esta
sube una curva de intensidad, mientras que el resto se mantiene.
En enero, la distribución de la plaga es la misma que en diciembre, mantiene la misma
intensidad en ambos meses, predomina la intensidad de la plaga en la aldea El Sitán,
las aldeas El Camán, Cerritos Asunción, La Canoa y El Pahuit se mantienen dentro de
la misma línea de contorno, sin presentar cambios significativos entre las poblaciones
cada aldea, por lo que se induce que la intensidad de la plaga es la misma en estas
aldeas.
El mes de febrero presenta la misma disposición de la plaga, con la diferencia que la
aldea El Sitán aumenta significativamente, por lo que se aprecia un mayor intensidad de
color y mayor número de líneas de contorno, al igual que se puede ver cómo estas se
presentan más unidas, indicándonos la intensidad y un aumento considerable de la
plaga en la aldea El Sitán y la diferencia que posee la población del nematodo en la
misma a comparación del resto de aldeas.
En el mes de marzo, se observó un cambio muy notable en el mapa de contorno, se
puede ver como el nivel de intensidad de la plaga en la aldea La Canoa llega a niveles
similares a la aldea El Sitán, por lo que las líneas de contorno presentan un cambio, ya
que estas líneas se desplazan hacia La Canoa, El Sitán siempre queda en un nivel más
alto y las demás continúan en contornos de población menor. Este cambio se debió a la
reducción de la población en la aldea El Sitán por lo ya mencionado anteriormente en
cuanto a cambio de ciclo de cultivo, implicando la aplicación de nematicida, esto y el
aumento de la población en La Canoa, provocaron un cambio en la dispersión, en la
que los niveles poblacionales son similares en ambas aldeas.
Abril mes en que concluye la recolección de datos, presenta cambio respecto a marzo,
la población en la aldea El Sitán vuelve a aumentar, regresando a un nivel de intensidad
de la plaga, similar al mes de febrero. Por otro lado las aldeas El Camán, Cerritos
41
Asunción y El Pahuit, no presentaron población de Meloidogyne, por lo que en el mapa
de contorno se encontraron en el nivel más bajo. La aldea La Canoa presento una
población promedio de 12 nematodos por lo que se encuentra por encima de las aldeas
mencionadas anteriormente.
6.4.
Dinámica poblacional de Meloidogyne en Patzicia
6.4.1. Distribución Temporal
Luego de un muestreo mensual realizado desde noviembre de 2013 a abril del 2014, se
pudo obtener una curva de dinámica poblacional del nematodo agallador Meloidogyne
spp en el municipio de Patzicia.
En la siguiente figura se aprecia correctamente el comportamiento de la precipitación
pluvial durante el periodo de la investigación. De acuerdo con la estación situada en
Santa Cruz Balanya, Chimaltenango. Estación climatológica del INSIVUMEH que se
encuentra más cerca al área de estudio. Así mismo, se presentan los resultados de
variación poblacional en el tiempo del nematodo agallador Meloidogyne spp y los
resultados de la variación poblacional de los demás géneros presentes en el área de
estudio.
42
14
500
450
12
10
350
300
8
250
6
200
150
Precipitacion (mm)
nematodos/100cc suelo
400
4
100
2
50
0
0
Noviembre
Diciembre
Precipitación Pluvial
Enero
Febrero
Meloidogyne
Marzo
Abril
Otros géneros
Figura 7. Población promedio Meloidogyne spp vs otros géneros de nematodos
presentes en el municipio, en relación a la precipitación pluvial.
Se puede determinar al ver la precipitación mensual en el municipio relacionándolo con
el comportamiento de la población de Meloidogyne, que a medida que la precipitación
de lluvia aumenta, la población de Meloidogyne disminuye y viceversa, debido a que el
efecto de la precipitación es acumulativo, el mes de noviembre tuvo bajas poblaciones
debido a una acumulación de meses lluviosos, posteriormente se pudo ver en la
población de febrero un incremento luego de dos meses consecutivos de baja
precipitación.
De acuerdo con los resultados anteriores, se puede determinar que la precipitación es
un factor ambiental importante que influye el desarrollo de las poblaciones larvas de
Meloidogyne spp, ya que según Anacafé (2009), los nematodos necesitan oxígeno y en
la estación lluviosa o cuando se presentan precipitaciones pluviales mayores, los suelos
se saturan de agua, lo cual limita la reproducción del nematodo. El nematodo tendría
43
mejores condiciones de reproducción al reducirse la cantidad de lluvia, en condiciones
de humedad del suelo en capacidad de campo.
Como se puede ver en la figura 7 los resultados obtenidos durante el muestreo,
muestran un incremento poblacional mensual iniciando con una población promedio de
50 nematodos de Meloidogyne/100 cc de suelo, llegando a su pico en el mes de
febrero, esto se debió a como se explica anteriormente las condiciones climáticas
favorecieron al incremento luego de 2 meses acumulados de escasa precipitación
pluvial.
Posteriormente en marzo la población cae considerablemente, ya que se presentan
condiciones contrarias y un cambio de cultivo, en el cual por labores culturales implica,
laboreo del suelo y la aplicación de nematicidas, como ya se había mencionado
anteriormente.
Por último la población de Meloidogyne vuelve a subir para el mes de abril, debido a las
condiciones ambientales explicadas anteriormente e implicando una recuperación de la
plaga ante las prácticas de labor a la parcela El Sitán, durante la etapa de cambio de
ciclo de cultivo.
En la distribución temporal que se tuvo del municipio, se pudo identificar a la aldea El
Sitán como la aldea representativa del municipio, ya que, la población de Meloidogyne
en esta aldea representa el mayor porcentaje de la población de Meloidogyne en el
municipio un 88% de la población total contada, esto se debió en gran parte a la textura
que El Sitán posee ya que fue la única aldea que tuvo resultados diferentes en textura
(franco arenosa), lo cual la hace más susceptible a este tipo de plagas. Así como se
ratifica el efecto del cambio de ciclo de cultivo y la aplicación de nematicidas en la
población de nematodos en el mes de febrero y marzo, en la aldea El Sitán.
En la figura anterior se puede apreciar además la distribución temporal del nematodo
del Meloidogyne en comparación a la distribución temporal de los demás géneros
presentes en el municipio durante el periodo de estudio, los cuales son de importancia
económica en algunos de los cultivos muestreados y se presentan en detalladamente
en el (Anexo 7). Permite ver como a medida que el nematodo agallador va adquiriendo
44
más población los demás géneros comienzan a disminuir. Además se puede establecer
el punto en que el nematodo agallador se nivela con los demás géneros perfectamente
en el mes de abril, pudiendo determinar que una vez la población de Meloidogyne
supera la población de este punto los demás géneros reducen la suya y viceversa,
siendo este el punto de equilibrio entre los géneros presentes en el suelo.
Así mismo se determinó el efecto del cambio de cultivo, en aldeas como El Camán
(remolacha), Cerritos Asunción (remolacha) y La Canoa (arveja), ya que se da un
cambio de poblaciones en cuanto a géneros de nematodos. Como se puede ver en el
anexo 7. Se produce una disminución de géneros como Helicotylenchus y
Tylenchorhrynchus géneros asociados los cultivos mencionados de acuerdo a Bridge y
Starr, (2007), pero que a su vez disminuyen, debido a que otros géneros como
Pratylenchus y Heterodera, según Bridge y Starr, (2007) asociados también a estos
cultivos, comienzan un incremento poblacional, dando lugar a una reducción de la
curva de otros géneros en la gráfica, ya que se suman géneros y se reducen
poblaciones existentes.
6.4.2. Tasa de Incremento Poblacional
La tasa de incremento poblacional fue medida en base al resultado promedio de los
muestreos mensuales tomados en cada una de las aldeas, para posteriormente ajustar
al modelo de Weibull en una hoja de Excel y obtener la tasa de incremento poblacional
mensual y el ajuste logrado.
45
Cuadro 4. Resultados mensuales promedio de Meloidogyne en 100 cc de suelo de
muestras y la tasa de incremento que se tuvo por aldea.
Meloidogyne/100cc de suelo
Muestreo
Fecha
t (días)
El Camán
Cerritos
La Canoa
Pahuit El Sitán
Noviembre
15/11/2013
0
12
14.6
8
4
200.6
Diciembre
13/12/2013
24
8
0
36
0
603
Enero
11/01/2014
53
6
4
8
21
620
Febrero
14/02/2014
87
0
20
12
20
1473
Marzo
18/03/2014
119
0
18
242
0
493
Abril
11/04/2014
143
0
0
12
0
1048
Tasa
- 0.1314
0.0154
0.0103 0.2383
13.41
r2
0.9744
0.9932
0.9817 0.6848
0.884
Modelo
utilizado
Lineal
Weibull
Weibull
Lineal
Lineal
El cuadro anterior presenta los resultados promedio de cada muestreo realizado por
aldea, durante todo el periodo de la investigación. Además se puede ver el resultado de
las tasas de incremento y el ajuste máximo logrado por aldea, por medio del modelo de
Weibull en Cerritos Asunción y La Canoa, las demás aldeas se ajustaron al modelo
lineal dando como resultado las siguientes gráficas de incremento.
Tasa = 0.0154
R² = 0.9932
Aldea El Camán
Aldea Cerritos Asunción.
46
Tasa = 0.0103
R² = 0.9817
Aldea La Canoa
Aldea El Pahuit
rw = tasa de incremento aparente
R² = ajuste máximo logrado
Aldea El Sitán
Figura 8. Incremento poblacional por aldea del municipio de Patzicia.
En este cuadro se presenta el incremento poblacional que se tuvo en cada aldea
muestreada durante los seis meses. En la aldea el Camán se utilizó para representar la
gráfica, los resultados de los primeros cuatro meses debido a que los siguientes ya no
presentaban población de Meloidogyne. En esta aldea se intentó ajustar al modelo de
Weibull pero los datos que presento favorecieron más a una gráfica de forma lineal
decreciente debido a que la población disminuye mensualmente. Teniendo una tasa de
incremento negativa de -0.1314 nematodos al día con un ajuste máximo de 0.9744.
La aldea de Cerritos Asunción se ajustó al modelo de Weibull con los resultados de
diciembre a marzo, presentando un crecimiento que se asemeja a una distribución de
47
tipo logística, la aldea presento un incremento poblacional positivo de 0.0154
nematodos/día con un ajuste máximo casi perfecto de 0.9932.
La aldea La Canoa al igual que Cerritos Asunción, se ajustó al modelo de Weibull con
los resultados de diciembre a marzo, presentando un crecimiento de tipo exponencial,
en el cual tuvo un incremento poblacional positivo de 0.0103 nematodos/día con un
ajuste máximo de 0.9817.
En la aldea El Pahuit al igual que la aldea el Camán se utilizó los primeros cuatro
muestreos para representar la gráfica dado que los últimos dos muestreos no
presentaron población de Meloidogyne, esta aldea no se pudo ajustar al modelo de
Weibull dando como resultado una gráfica de tipo lineal en la que se da un incremento
poblacional positivo de 0.2383 nematodos/día con un ajuste máximo de 0.6848.
Por último la aldea de El Sitán no se logró ajustar al modelo de Weibull, se utilizaron los
datos de los primeros cuatro meses, debido a que el mes de marzo presenta un cambio
por una reducción de la población significativa la cual vuelve a subir en el mes de abril,
debido a esta fluctuación que impedía realizar un ajuste al modelo, se representó la
gráfica con los primeros meses, dando como resultado una gráfica de tipo lineal.
Presentando un incremento poblacional positivo de 13.41 nematodos/día con un ajuste
máximo de 0.884.
48
VII.
•
CONCLUSIONES
Durante el periodo de investigación, se logró establecer los niveles poblacionales
máximos por aldea. Presentando el menor nivel El Camán con un nivel
poblacional máximo de 4.3 nematodos de Meloidogyne/100cc de suelo, El Pahuit
con 7.5 nematodos de Meloidogyne/100cc de suelo y Cerritos Asunción 9.4
nematodos de Meloidogyne/100cc de suelo. La aldea El Sitán presento el nivel
poblacional máximo más alto del municipio, con 739.6 nematodos de
Meloidogyne/100cc de suelo.
•
El nematodo Meloidogyne en el estudio espacial del municipio de Patzicia,
presentó un patrón de dispersión con mayor predisposición a la aldea El Sitán, ya
que esta aldea poseía condiciones que favorecieron al desarrollo de la población,
como lo son una textura diferente a las demás aldeas (franco arenoso) y un mal
manejo integrado de la parcela, sin rotación de cultivos.
•
La curva de fluctuación poblacional de Meloidogyne en el municipio estableció
que noviembre fue el mes con menor población (50 nematodos/100cc suelo)
debido a la acumulación de alta precipitación pluvial y en el mes de febrero se
presentó la mayor población (300 nematodos/100 cc suelo) coincidente de
acumular dos meses sin lluvia.
•
La aldea con menor tasa fue El Camán, la cual fue una tasa de incremento
negativa de – 0.1314 nematodos al día. Cerritos Asunción, La Canoa y El Pahuit,
presentaron una tasa de incremento positiva menor a 1 nematodo por día. La
mayor tasa de incremento se presentó en El Sitán, con una tasa de incremento
positiva de 13.41 nematodos al día.
49
VIII. RECOMENDACIONES
•
Se recomienda elaborar planes de manejo integrado para el control de
Meloidogyne, tomando como base la fluctuación poblacional que se presenta en
este trabajo, basado en épocas de alta población y condiciones climáticas,
además de incluir planificación de siembra y rotación de cultivos.
•
Se recomienda que los productores de la aldea El Sitán implementen prácticas
integradas de manejo para el control de nematodos dadas las condiciones
edafoclimáticas para el desarrollo de Meloidogyne y las altas poblaciones de este
nematodo observadas en el estudio.
•
Se recomienda dar un seguimiento a los demás géneros de nematodos
encontrados en este estudio, ya que son nematodos de importancia económica
en algunos cultivos muestreados y se encuentran ampliamente distribuidos en el
municipio.
50
IX.
BIBLIOGRAFÍA
Abad, P., B. Favery., M. N. Rosso, and P. C. Sereno. (2003). Pathogen profile root-knot
nematode parasitism and host response: molecular basis of a sophisticated
interaction. Molecular Plant Pathology 4(4):217-224.
Anacafé. (1993). Fluctuación poblacional del nematodo Meloidogyne en la zona central
de Guatemala. (En red) disponible en:
https://www.anacafe.org/glifos/index.php?title=Investigaciones_NematodoMeloido
gyne
Anacafé. (1998). Nematodos y su control. (En red). Disponible en:
http://www.anacafe.org/glifos/index.php?title=Caficultura_ControlNematodos
Anacafé. (2009). Fluctuación de poblaciones de nematodos en el cultivo de Café. (En
red). Disponible en:
http://www.anacafe.org/glifos/index.php?title=Fluctuacion_de_nematodos_cultivo
Barker, K. R., and W. W. Weeks. (1991). Relationships between soil and levels of
Meloidogyne incognita and tobacco yield and quality. Journal of Nematology
23(1):82-90.
Blasingame, D. J. 2002. Nematodes losses in cotton in the USA. Nematology, 4(2): 209
Bridge, J., Starr, J. (2007).Plant nematodes of agricultural importance. Academic Press.
EE.UU. 152pp.
Campbell, CL; Madden, LV. (1990). Introduction to plant disease epidemiology. US,
Willey Press. 532 p.
Carranza, AE. (1994). Diagnóstico de las plagas y enfermedades en los principales
cultivos de la aldea Chimachoy. Diagnóstico. EPSA. Guatemala, Universidad de
San Carlos de Guatemala, Facultad de Agronomía. p. 30-31.
Commonwealth Institute of Parasitology. (1977). Description of Plant-Parasitic
Nematodes. CABI, London, United Kindom.
Coyne, D.; Nicol, J. y Claudius-Cole, B. (2007). Nematologia práctica: Una guía de
campo y laboratorio. Instituto Internacional de Agricultura y el Centro
Internacional de mejora del Maíz y Trigo. Cotonou, Benin. 82 p.
De Guiran, G.and C. Netscher. (1970). Nematodes of the genus Meloidogyne, parasites
of tropical crops.Cah ORSTOM Ser. Biol. 11:151-185.
Duque Echeverri, MC. (1996). Patrones de disposición espacial y su implementación en
la definición de un plan de muestreo en MIP. Colombia, CIAT. 39 p
51
Eisenback, J. D., H. Hirschmann, J. N. Sasser, and A. C. Triantaphyllou. (1981). A guide
to the Four Most Common Species of Root-Knot Nematodes (Meloidogyne
species). Plant Pathology and Genetics, North Carolina State University and the
United States Agency for International Development, Raleigh, NC, U.S.A
Eisenback, J. D. and Triantaphyllou, H. (1991). Root Knot nematodes Meloidogyne
species and races. In: W. R. Neekle, ed .Manual of Agricultural Nematology,
Marcel Dekker, Inc. New York
Emmen, D. A. (2004). La Agricultura de Precisión: una alternativa para optimizar los
sistemas de producción.Universidad de Panamá.
Esbenshade, P. R. and A. C. Triantaphyllou. (1985). Identification of major
Meloidogynespecies employing enzyme phenotypes as differentiating characters.
Pp. 135-140 in J. N. Sasser, and C. C. Carter (eds.), An Advanced Treatise on
Meloidogyne. Volume I. Biology and Control. North Carolina State University
Graphics, Raleigh, NC, USA.
Esquivel, A. (1996). Influencia del suelo sobre las poblaciones de nematodos. Escuela
de Ciencias Agrarias. Universidad Nacional.
Guzmán, R. A., Hernández, B., Franco, F. e Hinojosa, M. (2008). Nematodos
agalladores en la Vega de Metztitlán, Hidalgo: identificación, distribución espacial
y relación con los factores edáficos.Instituto Nacional de Investigaciones
Forestales, Agrícolas y Pecuarias. México.
Harris, T. S., L. J. Sandall, and T. O. Powers. (1990). Identification of single
Meloidogynejuveniles by polymerase chain reaction amplification of mitochondrial
DNA.Journal of Nematology 22:518-524.
Harshman, D. (2009). Curso de identificación de nematodos fitoparásitos.URL, Clemson
University and APS office of international programs. Guatemala.
Hernandez, R, Fernandez, C y Baptista, P. (2003). Metodología de la Investigación. 3ra
Edición. Mc Graw Hill, Mexico. 705p
Jaraba, J. D., Lozano, Z. y Espinosa, M. (2007). Nematodos agalladores asociados al
cultivo de papaya (Carica papaya L.) en el departamento de Cordoba, Colombia.
Agronomía Colombiana. 124-130.
Jatala, P. (1986). Nematodos Parásitos de la Papa. Centro internacional de la papa.
Lima, Perú.
Luc, M., Bridge, J. and Sikora, R. A. (1990).Reflection on Nematoly in Subtropical and
Tropical Agriculture. In: Plant parasitic Nematodes in Subtropical and Tropical
Agriculture. Wallingford, CABI. PP 117.
52
Milford, M.H. (1997). Soils and Soils Science: Laboratory exercises. 4th Edition.
Texas A&M University. Dubuque, Iowa. USA.
Mora, G. (2010). Epidemiología Vegetal. Material exclusivo de curso de postgrado.
Colegio de Postgraduados, México y Universidad Rafael Landívar, Guatemala.
Munera, U. (2003). Problemas de nematodos y su manejo en Solanum quitoense,
Cyphomandra betacea y Passiflora ligularis en Colombia. En Memorias de XXXV
Reunión Anual de la Organización de Nematólogos de los Trópicos Americanos
(ONTA), Ecuador, p25
Muñoz, L. A., (2011). Efecto del tipo de suelo, la concentración de materia orgánica y la
incorporación de un hidrogel en la infestación de Meloidogyne hapla Chitwood,
1949. Tesis. Universidad Austral de Chile.
Murray R. Spiegel y Larry J. Stephens. (2009). Estadística. 4ta edición. Mc Graw-Hill.
México, D.F.
Perry, R., Moens, M., Starr, J. (2009).Root knot nematodes.(En red). Disponible en:
http://books.google.cl/books?id=ACmHXeF8SHQC&pg=PA70&lpg=PA70&dq=Ro
otknot+nematodes+Escrito+por+Roland+N.+Perry,Maurice+Moens,James+L.+St
arr&source=bl&ots=2pWJ9Zg_T5&sig=AEJjA5TM0IAaw5Vb0k3R7Slh7Qg&hl=es
&ei=0Ot0TeKNGo_2gAfqyM0_&sa=X&oi=book_result&ct=result&resnum=1&ved
=0CBUQ6AEwAA#v=onepage&q&f=false
Prado, I. C., Tovar, A. y Hernández, J. A. (2001). Distribución de Especies y Razas de
Meloidogyne en México. Revista Mexicana de Fitopatología. México. Pp 32-39
Ramírez, J. F., Porcayo, E. y Sánchez, J. R. (2011).Análisis de la Distribución Espacial
de Bactericera Cockerelli Sulc (Hemíptera: Triozidae). En Solanum tuberosum L.
en Donato Guerra, México. Universidad del Valle. (En Red). Disponible en:
http://entomologia.univalle.edu.co/boletin/2Ramirez.pdf
Rivera, G. (2007). Conceptos Introductores a la Fitopatología. San José Costa Rica. (En
Red). Disponible en:
http://books.google.com.gt/books?id=xpTHXEWG_t8C&pg
Sastre, P. (2010).Sistemas de Información Geográfica. Técnicas Básicas para estudios
de Biodiversidad. Instituto Minero y geológico de España. (En red). Disponible
en: http://www.gbif.es/ficheros/TallerSIG-Geolocate_10/cuadernillo2010.pdf
Shurtleff, M. C. y Averre III, C. (2005). Diagnosing plant diseases caused by nematodes.
The American Psychopathological Society. St. Paul Minnesota.
53
SNP. (2010). Plan de Desarrollo Patzicía Chimaltenango. Sistema Nacional de
Planificación. SEGEPLAN. Chimaltenango, Guatemala.
Tarjan, A. C. (1971). Migration of three pathogenic citrus nematodes through two Florida
citrus soils. Soil and Crop Science Society of Florida Proceedings 31:253-255
Taylor, A., Sasser, J. (1983). Biología, Identificación y Control de los Nematodos de
Nódulo de la Raíz. Departamento de Fitopatología de la Universidad del Estado
de Carolina del Norte.
Thorne, G. (1961). Principles of Nematology. Pp. 317 – 319.
Tovar, A. (1994). Especies y razas de Meloidogyne en papa, en una localidad de
Guadalupe Victoria, Puebla y su comportamiento en cinco variedades. Tesis M.
Sc. Colegio de Posgraduados, Montecillo.
Triviño, C. (2001). Pasteuria penetrans el enemigo más promisorio del nematodo
agallador de raíces Meloidogyne spp. INIAP BoletínDivulgativo Nº 290 1p.
Trudgill, D. L., and V. C. Blok. (2001). Apomictic, polyphagous root-knot nematodes:
exceptionally successful and damaging biotrophic root pathogens. Annual Review
of Phytopathology 39:53-77
Zuckerman, B. May, W. y Rodhe, R. (1971). Plant Parasit Nematodes. Vol. I. pp. 307 –
319.
54
X.
ANEXOS
Anexo 1. Cronograma de trabajo
Actividad
Toma de muestra de
suelo
Extracción de
nematodos de suelo
Toma de datos
NOV
DIC
ENE
FEB
MAR
ABR
Análisis de la
información
Redacción de informe
final
Entrega de informe
final
55
Anexo 2. Especies de Meloidogyne identificadas en Guatemala
56
Anexo 3. Boleta de campo para identificación de muestras
FORMULARIO DE MUESTREO DE SUELO INFESTADO
Universidad Rafael Landívar
Facultad de Ciencias Ambientales y Agrícolas
Gerencia Agrícola
Presentado por
Locación Muestreo
Dueño
Teléfono
Numero Código Actual cultivo
de
de
Muestra Muestra
Fecha Muestreo
Fecha Presentada
Fecha Recibida
Cultivos
Anteriores
Tratamientos de
Nematodos e Insectos
Realizados
57
Anexo 4. Metodología de muestreo a utilizar.
Como Muestrear:
Los nematodos nunca se distribuyen uniformemente en el suelo. Normalmente están
agrupados en los suelos, siendo más numerosos cercanos a raíces de plantas y en
menos cantidades en otras partes del suelo debido a la humedad, tipo de suelo y otros
aspectos físicos y biológicos. Pero es importante muestrear el suelo sistemáticamente
para poder obtener una muestra que nos dé un estimado preciso de toda la población
(Shurtleff y Averre, 2005).
Para realizar el muestreo se necesita de una pala, lo normal y adecuado es remover los
primeros 3-5 cm de suelo en el cual se está cultivando, debido a temperaturas extremas
y humedad, así como la ausencia de tejido apto para hospedar nematodos lo que limita
las poblaciones en esta parte del suelo. Las muestras de suelo son tomadas
usualmente a una profundidad de 15-20 cm. Para algunos nematodos, especialmente
los que afectan a cultivos arbóreos, se toman las muestras a una profundidad de 60 cm
(Shurtleff y Averre, 2005).
Las sub muestras son tomadas de las zonas en que las zonas fibrosas de las raíces en
donde los nematodos se concentran, alrededor de la línea de goteo de árboles o
cultivos perennes. Las sub muestras pueden ser tomadas con palas de mano, palas,
barreno de tierra o tubos cilíndricos de muestreo. Se pueden tomar hasta 20 sub
muestras alrededor del área, se agrupan y se mezclan. Todas las muestras de suelo
deben contener raíces absorbentes. Las muestran no se deben tomar de plantas
muertas ya que los nematodos que se alimentaban de ella probablemente ya murieron
o se fueron de las raíces. Por lo que las raíces y raíces absorbentes deben ser
incluidas en las muestras (Shurtleff y Averre, 2005).
Para los cultivos agronómicos y vegetales se debe colectar el suelo en la zona de
raíces a una profundidad de 15 a 20 cm. Se colectan sub muestras alrededor de 10 a
20 plantas que muestren síntomas moderados o plantas que se miran saludables al
margen de un área dañada severamente. En suelos arenosos, muestrear a una
profundidad de 25 cm. Suelos arenosos ligeros y profundos permiten a las raíces
58
penetrar más profundo. Las poblaciones más altas de nematodos se pueden encontrar
a 1 m de profundidad en suelos de algodón, alfalfa y muchos cultivos herbáceos
perennes y de plantaciones arbóreas (Shurtleff y Averre, 2005).
Con cada punto muestreado se guarda alrededor de una copa, después es mezclado
para realizar una muestra principal, la muestra principal debe ser de aproximadamente
1 L para procesarla y debe ser guardada en una bolsa plástica (Shurtleff y Averre,
2005).
•
El número de muestras que se necesitan depende del tamaño del área a
investigar:
•
Para un área pequeña de 500 m², se necesitan alrededor de 8 a 10 muestras.
•
Para un área mediana de 500 m² a 4000 m² se necesitan alrededor de 10 a 15
muestras.
•
Un área grande 4000 m² a 20000 m2 lo adecuado serian de 20 a 40 muestras.
Figura 9. Patrones de muestreo para nematodos parásitos de las plantas.
(Shurtleff y Averre, 2005).
59
A: muestreo de un campo en barbecho o un campo el cual su cultivo actual no tenga
síntomas visibles, el área no debe ser mayor a 2 ha. B: muestreo al margen de un área
dañada. C: muestreo dentro de la línea de goteo de árboles. D: muestreo de un campo
en el que se siembran cultivos en surcos, el área no debe ser mayor de 2 ha.
Las muestras usualmente se procesan en unas horas o días después de ser tomadas.
Sin embargo, si no es posible, se deben guardar por un máximo de 3 semanas en un
refrigerador a 4°C en regiones del norte y templadas, 10-16°C en regiones más cálidas
y 16-18°C en el trópicos y subtropical. (Shurtleff y Averre, 2005).
60
Anexo 5. Método de Tamizado, Centrifugado-Flotación en azúcar para
extracción de nematodos
Figura 10. Método de extracción por tamizado y gravedad.
(Coyne, 2007).
61
Figura 11. Método de extracción por Centrifugado-Frotación.
(Coyne, 2007).
62
Anexo 6: Triangulo para la determinación de la textura del suelo
Figura 12. Triangulo de textura
(Milford, 1997).
63
Anexo 7: Otros géneros de Nematodos presentes en el área de muestreo.
Cuadro 5. Otros géneros de Nematodos presentes en el área de muestreo.
Otros géneros nematodos/100cc de suelo
Genero
Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo
Criconemoides
8.4
16
5.6
1.6
3.4
Paratylenchus
0
36
122.8
69.6
109.2
Tylenchorhrynchus
10.56
12.72
5.6
4.8
4.8
Pratylenchus
18.32
0
2
0
11.2
Helicotylenchus
235.56
223.92
288.6
123.2
102.8
Paratrichodorus
4
14.32
14.4
11
20
Heterodera
2.4
1.6
0
o
2.4
Tylenchus
4.28
0
5.8
0.8
3.4
Abril
5.6
67.2
1.6
12.8
88.8
13.6
3.2
0.8
64