EFECTO DE LA FERTILIZACIÓN FOLIAR SOBRE LA OBTENCIÓN

UNIVERSIDAD RAFAEL LANDÍVAR
FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLAS
LICENCIATURA EN CIENCIAS AGRÍCOLAS (PD)
EFECTO DE LA FERTILIZACIÓN FOLIAR SOBRE LA OBTENCIÓN DE
PLÁNTULAS DE CALAHUALA (Phlebodium pseudoaureum (Cav.) Lellinger)
A PARTIR DEL CULTIVO DE ESPORAS
TESIS DE GRADO
ERVIN OCTAVIO PENSAMIENTO VARGAS
CARNET61447-98
GUATEMALA DE LA ASUNCIÓN, OCTUBRE DE 2013
CAMPUS CENTRAL
UNIVERSIDAD RAFAEL LANDÍVAR
FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLAS
LICENCIATURA EN CIENCIAS AGRÍCOLAS (PD)
EFECTO DE LA FERTILIZACIÓN FOLIAR SOBRE LA OBTENCIÓN DE
PLÁNTULAS DE CALAHUALA (Phlebodium pseudoaureum (Cav.) Lellinger)
A PARTIR DEL CULTIVO DE ESPORAS
TESIS DE GRADO
TRABAJO PRESENTADO AL CONSEJO DE LA FACULTAD DE
CIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLAS
POR
ERVIN OCTAVIO PENSAMIENTO VARGAS
PREVIO A CONFERÍRSELE
EL TÍTULO DE INGENIERO AGRÓNOMO EN EL GRADO ACADÉMICO DE LICENCIADO
GUATEMALA DE LA ASUNCIÓN, OCTUBRE DE 2013
CAMPUS CENTRAL
AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD RAFAEL LANDÍVAR
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INVESTIGACIÓN Y
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SECRETARIA:
ING. REGINA CASTAÑEDA FUENTES
DIRECTORA DE CARRERA:
LIC. ANNA CRISTINA BAILEY HERNÁNDEZ
NOMBRE DEL ASESOR DE TRABAJO DE GRADUACIÓN
LIC. JOSÉ VICENTE MARTÍNEZ ARÉVALO
TERNA QUE PRACTICÓ LA EVALUACIÓN
MGTR. ADÁN OBISPO RODAS CIFUENTES
MGTR. ERBERTO RAÚL ALFARO ORTIZ
ING. MANUEL RODRIGO SALAZAR RECINOS
AGRADECIMIENTOS
A:
DIOS: Nuestro Padre Celestial por darme la vida, por permitirme alcanzar una meta
más, por darme sabiduría, fortaleza y ser siempre la luz que ilumina mi camino.
Mi familia: Por estar allí, por su apoyo moral y espiritual, por su confianza en mí y por
ayudarme a ver en cada reto, una oportunidad.
Universidad Rafael Landívar: Facultad de Ciencias Ambientales y Agrícolas: Por
brindarme sus puertas hacia el aprendizaje y convertirse en mi segunda casa.
Ing.
José Vicente Martínez Arévalo: Por el asesoramiento brindado para la
realización del presente trabajo de graduación.
Ing. Javier Francisco Vázquez Vázquez: Por brindarme su apoyo, amistad y acertada
orientación para el desarrollo del presente trabajo de graduación.
Ings. Adán Rodas, Raúl Alfaro, Rodrigo Salazar: Por formar parte del proceso de
graduación, brindarme su apoyo y sobre todo su amistad.
Todas aquellas personas, aunque no se nombren, que de alguna manera han
contribuido con su cariño, trabajo y consejos para culminar esta meta.
DEDICATORIA
A:
DIOS: Nuestro Padre Celestial por darme la vida, por permitirme alcanzar una meta
más, por darme sabiduría, fortaleza y ser siempre la luz que ilumina mi camino.
MIS PADRES: Edgar Octavio Pensamiento Balcárcel, Tania Magaly Vargas de
Pensamiento. Por ser mi principal ejemplo de vida, porque gracias a sus sabios
consejos y apoyo incondicional hoy cumplen uno de sus principales anhelos, después
de tantas jornadas llenas de lucha, amor y esperanza. Los amo.
MI ESPOSA: María del Carmen Barraza González. Porque Dios te puso en mi camino
para compartir el resto de mi vida y ser la madre ejemplar de mis hijos. Gracias por tu
apoyo incondicional para alcanzar este éxito. Te amo.
MIS HIJOS: María Renee y Diego Emilio, porque han llenado mi vida de felicidad,
espero que este esfuerzo sea un ejemplo para ustedes y por ser la fuente de energía
que me mantiene luchando. Los quiero y los amo.
MIS HERMANAS: Tania Sugheily, Jennipher Aymé, Shadya Dennisse y Josselyn
Selenne. Gracias por su apoyo incondicional y por ayudarme en todo momento,
compartiendo esta alegría al cumplir esta meta que deseábamos realizar. Las quiero.
MIS TIOS: Gracias por brindarme su apoyo y cariño incondicional en todos los
momentos de mi vida. Los quiero.
MIS ABUELOS: En especial a Mateo Pensamiento “papa teo” (Q.E.P.D.) y Enma
Margarita Balcárcel de Pensamiento “mama ema” (Q.E.P.D.) Que descansan en la
presencia del señor, y nunca serán olvidados. Los llevo siempre en mi corazón.
ÍNDICE GENERAL
Página
RESUMEN
i
SUMMARY
ii
I. INTRODUCCIÓN
1
II. MARCO TEÓRICO
3
2.1. GENERALIDADES DE LOS HELECHOS
3
2.2. LAS PLANTAS MEDICINALES
3
2.2.1 Plantas medicinales bajo cultivo
4
2.2.2 Generalidades de los principios activos
de las plantas medicinales
5
2.3. EL CICLO VITAL DE UN HELECHO
6
2.4. HÁBITO, FORMA DE VIDA DE LOS HELECHOS
8
2.4.1 Terrestre
9
2.4.2 Epífitas
9
2.4.3 Acuático
10
2.5. CULTIVO DE HELECHOS
10
2.5.1 Propagación vegetativa
10
2.5.2 Rizoma aéreo
10
2.5.3 División
11
2.6. MICROPROPAGACIÓN DE LOS HELECHOS
11
2.6.1 Cultivo de esporas in vitro
11
2.6.2 Cultivo de brotes
13
2.7. CARACTERÍSTICAS DE LA CALAHUALA
14
2.7.1 Clasificación taxonómica
14
2.7.2 Descripción botánica de la calahuala
14
2.7.3 Distribución geográfica de la calahuala
15
2.7.4 Usos medicinales atribuidos a la calahuala
15
Página
2.7.5 Propiedades y aplicaciones
16
2.7.6 Usos y prácticas medicinales tradicionales y locales
16
2.7.7 Formas de uso
17
2.7.8 Química de la calahuala
17
2.7.9 Manejo
17
2.7.10 Producción
18
2.8 CONDICIONES CLIMÁTICAS PARA LA
PROPAGACIÓN DE CALAHUALA
18
2.8.1 Luz
18
2.8.2 Fotoperíodo
18
2.8.3 Temperatura
19
2.8.4 Riego
19
2.8.5 Sustratos
19
2.8.6 Fertilización
20
2.8.7 Densidad de siembra
20
2.8.8 Plagas y enfermedades
20
2.9. PROPAGACIÓN DE LA CALAHUALA
22
2.9.1 Reproducción natural de la calahuala
22
2.9.2 Micropropagación de la calahuala
22
2.10. FERTILIZACIÓN FOLIAR
III. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
22
25
3.1. DEFINICIÓN DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN DE LA
INVESTIGACIÓN
IV. OBJETIVOS
25
27
4.1. GENERAL
27
4.2. ESPECÍFICOS
27
V. HIPÓTESIS
28
Página
VI. METODOLOGÍA
29
6.1. LOCALIZACIÓN DEL TRABAJO
29
6.2. MATERIAL EXPERIMENTAL
29
6.3. FACTORES ESTUDIADOS
30
6.3.1 Factores
30
6.3.2 Niveles
30
6.4. DESCRIPCIÓN DE LOS TRATAMIENTOS
32
6.5. DISEÑO EXPERIMENTAL
33
6.6. MODELO ESTADÍSTICO
33
6.7. UNIDAD EXPERIMENTAL
33
6.8. CROQUIS DE CAMPO
34
6.9. MANEJO DEL EXPERIMENTO
35
6.9.1 Recolección de esporas
35
6.9.2 Preparación del medio de siembra
36
6.9.3 Siembra de esporas
37
6.9.4 Germinación de esporas
38
6.9.5 Transplante de esporas germinadas
39
6.9.6 Separación de plantas
40
6.9.7 Transplante final de plantas
41
6.10. VARIABLES RESPUESTAS
41
6.10.1 Porcentaje de germinación de prótalos (%)
41
6.10.2 Población de esporofitos por unidad de área (4 cm²)
42
6.10.3 Biomasa (g)
42
6.10.4 Altura de esporofitos (cm)
42
6.11. ANÁLISIS DE LA INFORMACIÓN
42
6.11.1 Análisis estadístico
42
VII. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
7.1. VARIABLE PORCENTAJE DE GERMINACIÓN DE
PRÓTALOS (%)
43
43
43
Página
7.2. VARIABLE POBLACIÓN DE ESPOROFITOS
POR UNIDAD DE ÁREA (4 cm²)
46
46
7.3. VARIABLE BIOMASA (g)
50
7.4. VARIABLE ALTURA DE ESPOROFITOS (cm)
55
VIII. CONCLUSIONES
61
IX. RECOMENDACIONES
62
X. BIBLIOGRAFÍA
63
XI. ANEXOS
65
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro No.
Página
Cuadro 1. Principales plagas y enfermedades para los helechos.
21
Cuadro 2. Contenido de macronutrientes en porcentaje, de los fertilizantes
foliares evaluados.
31
Cuadro 3. Contenido de micronutrientes en porcentaje, de los fertilizantes
foliares evaluados.
31
Cuadro 4. Tratamientos evaluados.
32
Cuadro 5. Tiempo de cada fase de la investigación.
41
Cuadro 6. Resultados obtenidos para la variable porcentaje de germinación
de
prótalos, en la investigación en campo.
43
Cuadro 7. Datos transformados, para la variable porcentaje de germinación
de
prótalos.
44
Cuadro 8. Resultados del análisis de varianza, para la variable porcentaje de
germinación de prótalos.
44
Cuadro 9. Resultados obtenidos para la variable población de esporofitos en
4 cm² en la investigación en campo.
46
Cuadro 10. Resultados del análisis de varianza, para la variable población de
esporofitos por unidad de área.
47
Cuadro 11. Prueba múltiple de medias de Tukey al 5% de significancia, para
tipo de fertilizante, según la variable población de esporofitos por
unidad de área.
47
Página
Cuadro 12. Prueba múltiple de medias de Tukey al 5% de significancia, para
tipo y dosis de fertilizante, según la variable población de
esporofitos por unidad de área.
49
Cuadro 13. Resultados obtenidos para la variable biomasa, en la investigación
en campo.
51
Cuadro 14. Resultados del análisis de varianza, para la variable biomasa.
51
Cuadro 15. Prueba múltiple de medias de Tukey al 5% de significancia, para
tipo de fertilizante, según la variable cantidad de biomasa.
52
Cuadro 16. Prueba múltiple de medias de Tukey al 5% de significancia, para
dosis de fertilizantes, según la variable biomasa.
53
Cuadro 17. Resultados obtenidos para la variable altura de esporofitos (cm),
en la investigación en campo.
55
Cuadro 18. Resultados del análisis de varianza, para la variable altura de
esporofitos.
56
Cuadro 19. Prueba múltiple de medias de Tukey al 5% de significancia, para
tipo de fertilizante, según la variable altura de esporofitos.
56
Cuadro 20. Prueba múltiple de medias de Tukey al 5% de significancia, para
dosis de fertilizantes, según la variable altura de esporofitos.
57
Cuadro 21. Prueba múltiple de medias de Tukey al 5% de significancia, para
las combinaciones tipo y dosis, según la variable altura de
esporofitos.
59
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura No.
Página
Figura 1.
Ciclo general de los helechos.
Figura 2.
Material vegetal recolectado en el umbráculo.
29
Figura 3.
Unidad experimental consistente en la mitad de
una bandeja tipo jumbo.
33
Distribución de los tratamientos con sus respectivas
unidades experimentales.
34
Recolección de esporas obtenidas de las frondas de
calahuala.
35
Figura 6.
Preparación del medio de siembra.
36
Figura 7.
Siembra de esporas.
37
Figura 8.
Germinación de esporas.
38
Figura 9.
Rosetas de esporas germinadas.
39
Figura 10.
Rosetas de esporas separadas.
40
Figura 11.
Porcentaje de germinación de prótalos, de los
tratamientos evaluados en la investigación.
45
Tipos de fertilizantes evaluados, para la variable
población por unidad de área.
48
Combinaciones de fertilizante evaluadas, para la variable
población por unidad de área.
50
Figura 4.
Figura 5.
Figura 12.
Figura 13.
8
Página
Figura 14.
Tipos de fertilizantes evaluados, para la variable biomasa.
53
Figura 15.
Dosis de fertilizante evaluadas, para la variable biomasa.
54
Figura 16.
Tipos de fertilizantes evaluados, para la variable
altura de esporofitos.
57
Diferentes dosis de fertilizantes evaluados, para la variable
altura de esporofitos.
58
Combinaciones de fertilizante evaluadas, para la variable
altura de esporofitos.
60
Figura 17.
Figura 18.
EFECTO DE LA FERTILIZACIÓN FOLIAR SOBRE LA OBTENCIÓN DE PLÁNTULAS
DE CALAHUALA
Phlebodium pseudoaureum (Cav.) Lellinger A PARTIR DEL CULTIVO DE
ESPORAS.
RESUMEN
El objetivo del estudio fue generar información del efecto de la fertilización foliar, que
sirva para enriquecer la elaboración de un protocolo para la propagación de calahuala,
Phlebodium
pseudoaureum (Cav.) Lellinger, a partir del cultivo de esporas. La
investigación se realizó en la granja Villa Lobos, ubicada en el kilometro 13.5 carretera
al pacífico, Villa Nueva, Guatemala. Se evaluaron tres tipos de fertilizantes foliares, tres
dosis y combinaciones de los mismos en la presente investigación. Se utilizó el diseño
completamente al azar con un arreglo combinatorio, con nueve tratamientos y cuatro
repeticiones. Las variables respuesta fueron: porcentaje de germinación de prótalos,
población de esporofitos por unidad de área, biomasa y altura de esporofitos. Los
resultados obtenidos mostraron que la aplicación de Bayfolán forte con una dosis de 2
ml/L presentó la mayor población de esporofitos por unidad de área. La aplicación de
Aminoleaf con una dosis de 2 g/L fue la que mejores resultados presentó, con un valor
de 0.51g para la variable biomasa. La combinación de fertilizante Bayfolán forte con
una dosis de 3 ml/L fue la que mejores resultados presentó, con un valor de 1.89 cm
para la variable altura de esporofitos.
i
EFFECT OF THE FOLIAR FERTILIZATION TO OBTAIN FALSE GOLDEN
POLYPODY Phlebodium pseudoaureum (Cav.) Lellinger SEEDLINGS FROM THE
PRODUCTION OF SPORES
SUMMARY
The objective of this study was to generate information on the effect of foliar fertilization
that helps strengthening the drafting of a protocol for the propagation of false golden
polypody, Phlebodium pseudoaureum (Cav.) Lellinger, from the production of spores.
The research was carried out in Villa Lobos farm, located at kilometro 13.5 carretera al
pacífico, Villa Nueva, Guatemala. Three types of leaf fertilizers were evaluated, as well
as three doses of each one. A completely randomized design in a combined
arrangement (3x3) with nine treatments and four replicates was used. The response
variables were: percentage of prothallus germination, population of sporophytes per
area unit, biomass, and sporophyte height.
The results obtained showed that the
application of Bayfolán Forte at a dose of 2 ml/L showed the highest sporophyte
population per area unit. The application of Aminoleaf at a dose of 2 g/L showed the
best results, with a value of 0.51g for the biomass variable. The combination of Bayfolán
Forte fertilizer at a dose of 3 ml/L showed the best results, with a value of 1.89 cm for
the sporophyte height variable.
ii
I. INTRODUCCIÓN
La calahuala, Phlebodium pseudoaureum (Cav.) Lellinger, es un helecho epífito con
rizoma rastrero y sinuoso, nativo de Centro América. En forma silvestre crece en
troncos de palmas, broza o árboles de encino y roca caliza desintegrada, y en lugares
de gran humedad a la sombra.
Pertenece a la familia Polipodiacea, género
Phlebodium, algunas sinonimias son Phlebodium aureum, P. calahuala L., P.
aereolatum H&B, P. decumanum Willd., P. leucotomos; se le conoce popularmente
como calahuala, polipodio (Cáceres, 1996).
Se encuentra desde México hasta América del Sur, en alturas de 1,200-2,200 msnm.
En Guatemala se reporta en Alta y Baja Verapaz, Chimaltenango, Escuintla,
Huehuetenango, Jalapa, Quetzaltenango, Suchitepéquez y Zacapa, aunque también se
le ha encontrado en Guatemala, El Quiché, San Marcos y El Progreso. La planta es
conocida en dichas regiones por sus propiedades medicinales. Toda la planta puede
ser utilizada como materia médica, desde las hojas hasta el rizoma, estas materias
deben ser de buena calidad en aspecto físico y químico para la fabricación de productos
fitofarmacéuticos. El rizoma es utilizado para el tratamiento de afecciones intestinales
(diarreas, dolor de estómago, estreñimiento, gastritis), respiratorias (asma, tos, tos
ferina) y cardiacas, dolor de huesos, reumatismo, diabetes, gota, hipertensión,
purificación de la sangre, parásitos, enfermedades venéreas como la sífilis y algunas
afecciones renales (cálculos, hidropesía). También es utilizada para el tratamiento de
dermatitis atópica, psoriasis y vitíligo; se le atribuyen propiedades para la cura de la
enfermedad de Alzheimer y artritis reumatoide. Se ha demostrado actividad biológica
que favorece la regeneración de tejidos afectados por las enfermedades mencionadas,
por medio de la capacidad de incrementar el número de linfocitos; y una potente
actividad inmunoreguladora para tratamiento de pacientes inmunodeprimidos como los
del VIH y cáncer (Cáceres, 1996).
1
En cuanto al clima la calahuala se desarrolla bien bajo precipitaciones entre 1000-3000
mm/año y temperaturas cálidas que oscilen entre 15-30 °C, y una humedad relativa alta
entre 70-85%. El análisis de los sustratos sobre los que crece la calahuala muestra un
porcentaje de materia orgánica de 53-66%, con pH ácido a moderadamente ácido (3.95.3). Este tipo de sustrato es ideal para la siembra, sin embargo, provoca daño a los
bosques, por lo que para iniciar un cultivo se recomienda hacer camas con una mezcla
de los siguientes materiales: tierra fértil, aserrín de madera, arena blanca: en
proporciones 2:2:1 respectivamente (Dorling, 1983).
La forma de propagación del P. pseudoaureum es por medio de rizomas, la progenie o
descendencia es genéticamente idéntica a las plantas madres. Este método es el más
práctico, consiste en hacer cortes de rizoma, luego esterilizar el corte, inducir o esperar
el enraizamiento
producción.
en un área de crecimiento y transplantar al lugar definitivo para
La reproducción por esporas en medios de cultivo es otra forma de
propagación; aquí la descendencia puede variar, este método además de llevar más
trabajo requiere de un tiempo considerable para obtener una planta en producción
(Rosales, 2005).
En el presente trabajo se evaluarán tratamientos de fertilización foliar en la obtención de
plántulas de calahuala, a partir del cultivo de esporas.
2
II. MARCO TEÓRICO
2.1 GENERALIDADES DE LOS HELECHOS
Hay alrededor de unas 10,000 especies modernas de helechos, de los cuales la
mayoría pertenece al orden Filicales (llamado también Polypodiales). Se encuentran en
una amplia variedad de ecosistemas, pero la mayoría de ellos se localiza en partes
sombreadas, en sitios bien húmedos y en climas tropicales o subtropicales (Cronquis,
1987).
Los helechos se pueden reproducir en forma sexual o asexual por esporas o rizomas.
Sobre el envés de las hojas se forman estructuras llamadas soros, compuestas por
grupos de esporas resguardados dentro de
esporangios y que forman el principal
mecanismo de reproducción de estas especies en forma natural (Méndez, 2000).
En función de su forma de nutrición los helechos son epífitos o sea que
crecen
adheridos a otra planta o sustrato sin tomar alimento de su hospedero, solo humedad.
También se puede ver en la forma de alimentación de los helechos que el prótalo
(estructura diminuta en comparación con el esporofito maduro), constituye una planta
autotrófica independiente que inclusive sostiene al embrión del esporofito durante los
primeros estadios del desarrollo (Méndez, 2000).
2.2 LAS PLANTAS MEDICINALES
El hombre se ha beneficiado de las plantas medicinales desde la prehistoria y, hasta
hace relativamente poco tiempo, eran el único recurso del que disponían los médicos. A
principios del siglo XX la medicina dio un gran salto gracias al desarrollo de la química
y al descubrimiento de complicados procesos de síntesis orgánica que dieron lugar a
nuevos medicamentos capaces de luchar contra enfermedades hasta entonces
incurables, principalmente infecciones. Sin embargo, siguieron obteniéndose de las
3
plantas medicinales valiosas sustancias que eran irremplazables; la medicina popular y
los herbolarios, por su parte, mantenían viva esta tradición terapéutica que ha
evolucionado aumentando el número de plantas medicinales conocidas y también sus
aplicaciones (Campezo, 1999).
Se ha comprobado un renacimiento del interés por las plantas medicinales, tanto por
parte de investigadores, médicos y de la industria farmacéutica, como del público en
general, deseoso de ampliar sus conocimientos acerca de este campo (Campezo,
1999).
Los remedios a base de plantas reúnen ventajas frente a los químicos sintéticos, ya que
sus principios activos están biológicamente equilibrados y en general, no se acumulan
en el organismo ni tienen efectos indeseables, exceptuando las sustancias de las
plantas venenosas.
Pero no hay que olvidar que las sustancias naturales no son
siempre apropiadas para todas las situaciones; es al médico a quien corresponde
determinar el tratamiento de la enfermedad (Campezo, 1999).
2.2.1 Plantas medicinales bajo cultivo
Durante algún tiempo se pensó que la planta cultivada pierde parte de sus principios
activos y virtudes terapéuticas, lo cual es totalmente falso. Si seleccionamos el ecotipo
o clon, y se implanta éste en el hábitat adecuado y se realizan los tratamientos
culturales precisos, el rendimiento en principios activos y su calidad, es superior a la
planta silvestre (Altertec, 1993).
Las principales ventajas del cultivo son: evitar las mezclas y falsificaciones del material
recolectado; se puede obtener una materia prima homogénea, abundante y de buena
calidad; la recolección se facilita y en muchos casos puede mecanizarse; los
agricultores pueden asociarse para montar viveros, adquirir herramienta especial y
montar pequeñas industrias agrarias de primera transformación, secaderos
y
destilerías, en las inmediaciones, con lo que se reducen los gastos del cultivo y
4
transporte. Estos cultivos y pequeñas industrias fijan mano de obra rural y
especializada: pero sobre todo es la única forma de seleccionar y mejorar el material
vegetal implantado y cultivado (Altertec, 1993).
La actual coyuntura socioeconómica y el acelerado aumento demográfico, obliga a los
países a buscar nuevas fuentes de materias primas, para cubrir la demanda de las
industrias farmacéuticas, alimentaria y perfumería, así como a investigar nuevos
principios activos, sabores y aromas en el reino vegetal, base para la elaboración de
nuevos fármacos, que exigen las necesidades médicas actuales, o para satisfacer las
necesidades creadas por una sociedad de consumo, cada vez más refinada (Altertec,
1993).
Para lograr estos objetivos, de carácter multidisciplinario, son precisos estudios
coordinados con los diversos campos de la Botánica, Agronomía, Ingeniería Industrial,
Fotoquímica, Farmacología, Dietética, etc., que acometen especialistas de los distintos
países, partiendo de sus posibilidades y experiencia en los distintos campos (Altertec,
1993).
2.2.2 Generalidades de los principios activos de las plantas medicinales
Los principios activos de las plantas medicinales se tratan de sustancias que la planta
ha sintetizado y almacenado en el curso de su crecimiento con ayuda del metabolismo.
Sin embargo, no todos estos productos metabólicos tienen un valor medicinal
directamente aprovechable. En todas las especies están presentes al mismo tiempo
principios activos. Estas últimas, llamadas también de lastre, determinan la eficacia del
medicamento vegetal en cuestión, al acelerar o hacer más lenta la absorción de los
primeros en el organismo.
Esta es la primera de las peculiaridades de los
medicamentos de origen vegetal (Altertec, 1993).
5
Casi siempre en una misma planta existen varios componentes medicinalmente activos,
de los cuales uno de ellos,
el principal, determina las aplicaciones que tendrá la
especie en cuestión. Sin embargo, el grado en el que los componentes secundarios
influyen sobre la acción queda puesto de manifiesto al aislar el principio activo principal.
Es muy frecuente que su efecto sea entonces totalmente distinto. Solamente el
concierto de todos los componentes, incluyéndose aquellos de lastre, confieren a la
planta su acción específica, y esta es la segunda peculiaridad (Altertec, 1993).
Los principios activos no se distribuyen de una manera uniforme por toda la planta. Se
concentran preferentemente en las flores, las hojas o las raíces, y a veces en las
semillas, en los frutos o en la corteza (Altertec, 1993).
La tercera peculiaridad es la siguiente: el contenido en principios activos de una planta
medicinal oscila, dependiendo del hábitat de la misma, de la recolección y de la
preparación. Esto constituye una desventaja, pero puede evitarse en medida
recolectando en la época más adecuada y preparándola con el máximo cuidado. Los
ejemplares bien tratados, almacenados de modo correcto, apenas pierden principios
activos en el proceso de secado. La mayoría de las plantas medicinales desarrollan
plenamente su eficacia solo cuando se las emplea por periodos prolongados de tiempo
(como por ejemplo una cura de 6 a 8 semanas) (Altertec, 1993).
2.3 EL CICLO VITAL DE UN HELECHO
La planta del helecho representa la generación esporofito. La parte inferior de la fronda
lleva a menudo áreas negruscas o de color café o anaranjado llamadas soros, los
cuales son un conjunto de esporangios que sostienen las esporas haploides.
Las
células madres de las esporas sufren meiosis dentro del esporangio y producen las
esporas (principio de la generación gametofita), las cuales pueden ser del mismo tipo
(homosporas) o de dos tipos diferentes (heterosporas), hecho que depende de la
especie (Martínez, Bernal y Cáceres, 2000).
6
Las diversas especies de helechos también difieren en la distribución, estructura y
forma de soros y esporangios. En ciertos helechos cada soro está cubierto por una
estructura llamada indusio. En algunos otros existen dos tipos de hojas; las que llevan
los soros (o esporofilas) y las vegetativas que nunca producen esporas. Las esporas
liberadas germinan en el medio húmedo y se desarrollan formando primero filamentos
de células verdes con rizoides. Cada uno de estos filamentos forma un pequeño
gametofito típico en forma de corazón, llamado prótalo, el cual es una lámina verde
pluricelular.
Posee rizoides, así como órganos sexuales femeninos y masculinos,
colocados en la superficie inferior. El gametofito maduro tiene aproxidamente 0.5 cm de
diámetro y lleva sus arquegonios, semejantes a los de las briofitas, cerca de la muesca,
mientras que los anteridios están dispersos entre los rizoides (Martínez, Bernal y
Cáceres, 2000).
En ciertas especies los anteridios y arquegonios se encuentran en gametofitos distintos.
Los espermatozoides multiciliados son liberados del anteridio, nadan hacia el prótalo y
penetran el arquegonio, sucediéndose así en la fecundación.
El cigoto o huevo
resultante marca el principio de la generación esporofítica y es retenido dentro del
arquegonio donde se desarrolla, formando primero un embrión y después un nuevo
esporofito con raíces, tallos y hojas.
Durante los primeros estados del desarrollo
embrionario, hasta que aparecen las primeras raíces y hojas, este esporofito joven
depende totalmente para su nutrición del diminuto gametofito (Martínez, Bernal y
Cáceres, 2000).
7
En la figura 1 se presenta en forma resumida el ciclo sexual de los helechos en general.
Figura 1. Ciclo general de los helechos.
2.4 HÁBITO, FORMA DE VIDA DE LOS HELECHOS
Los pteridofitos exhiben un rango de hábitos y formas de vida, además existen en la
mayoría de los tipos de hábitat exceptuando el ambiente marino. Los esporofitos en
tamaño están entre unos milímetros a decenas de metros de alto y en peso de unos
miligramos a muchas decenas de kilogramos. El hábito de los pteridofitos refleja el
ambiente y substrato que ellos escogen para crecer, por lo tanto, conviene dividirlos en
tres grandes clases: aquellos que crecen en la tierra, aquellos que crecen en árboles y
aquellos que crecen en el agua (Hoshizaki, 1979).
Sin embargo, debe notarse que una preferencia del habito/hábitat puede medirse por
espacios entre estas clases. En particular, especies que viven bajo árboles, podrían
clasificarse como epífitas, subepìfitas o terrestres, y plantas que crecen en los
márgenes de cuerpos de agua podrían ser consideradas acuáticas (Hoshizaki, 1979).
8
Mientras esta división de la estructura global de una planta basada en donde crece
podría parecer ideado y artificial, debe notarse que las familias mayores de pteridofitas
son predominantemente terrestres, epífitas o acuáticas, demostrando una correlación
significante de hábito, definida de esta manera con otros caracteres de su morfología.
La estructura del tallo o rizoma tiene un impacto particular en el tipo de hábito, tallos
rastreros determinan el espaciamiento entre las frondas (Hoshizaki, 1979).
2.4.1 Terrestre
Los pteridofitos terrestres tienen tallos erectos o rastreros y las hojas se sostienen más
derechas, verticales o extendidas y arqueadas. Los tallos erectos generalmente están
sin agruparse, radiales con una o menos rosetas terminales de frondas, y puede ser
robusto y leñoso (Osmunda, Todea), robusto y carnoso (Marattia, Angiopteris) o
arborecente (Cyathea, Dicksonia, Leptopteris). Rizomas rastreros se han distanciado o
alejado a las frondas, y el propio tallo puede echar ramas o tallos no agrupados, en la
superficie de tierra o subterráneamente. Tales plantas pueden estar formando un
bosquecillo (Gleicheniaceae), y las frondas de algunos con particularmente tallos largos
(Lycopodium volubile), estípulas y raquis (Lygodium) puede ascender en las coronas de
árboles pequeños. Varias especies se mantienen sobre piedras o en grietas de ellas,
con sus raíces que entran en los espacios y atrapan los detritos y la suciedad. Su hábito
es más a menudo más semejante a las epífitas que a otras especies terrestres
(Hoshizaki, 1979).
2.4.2 Epífitas
Los pteridofitos epífitos tienen sus rizomas adheridos por medio de sus raíces en las
cortezas de los troncos o en las ramas de los árboles. Una distinción debe hacerse
entre estos, las especies como Lygodium que tiene rizomas terrestres con frondas
largas que suben en los árboles. Las epífitas pueden tener rizomas compactos, de
cortos a largos y rastreros. Los tallos pueden empezar a crecer en el árbol o en la tierra,
pero en todo caso se adhieren al árbol y no soportan las condiciones de la tierra. Las
9
frondas y tallos pueden ser derechos, arqueados o colgantes. Las frondas de algunas
especies (Platycerium, Drynaria, Aglaomorpha y el nido de pájaro Asplenium) se
adaptan para capturar detritos, principalmente en sus bases (Hoshizaki, 1979).
2.4.3 Subepifito
Subepífitos viven debajo de troncos del árbol, generalmente entre el briofito
deteriorando detritos. Ellos también pueden presentarse en la tierra y piedras musgosas
(Hoshizaki 1979).
2.4.4 Acuático
Varios helechos son verdaderamente acuáticos, un número mayor es subacuático o
riofito (creciendo al lado y periódicamente inundados por arroyos). Los pteridofitos
acuáticos pueden tener tallos compactos rastreros que pueden estar libres, flotando en
el fondo de la superficie del agua (Azolla, Salvinnia), completamente sumergidos y
enrraizados en el sedimento del fondo (Isoetes), arraizado y emergente (Marsilia) o una
combinación de todos (Ceratopteris) (Hoshizaki 1979).
2.5 CULTIVO DE HELECHOS
2.5.1 Propagación vegetativa
Esta se lleva a cabo por división de rizomas de helechos completamente desarrollados,
asegurando la continuidad de las características deseables en plantas hijas, como la
uniformidad y la continuidad (Hoshizaki, 1979).
2.5.2 Rizoma aéreo
Este tipo de rizoma es típicamente epífito, que a menudo crece en grupos grandes. Las
partes basales del hijo de los rizomas son rodeadas por un colchoncillo espeso de las
10
raíces, mientras la parte superior del rizoma hijo erecto crece expuesta al aire. A este
grupo pertenecen algunas especies de Davalia (D. solida, D. pyxidata) y el Phlebodium
decumanun (Jones, 1987).
2.5.3 División
La división es uno de los medios más útiles de propagación de helechos en aquellos
que se prestan para ello, y siendo un proceso no muy delicado puede llevarse a cabo
con un mínimo de experiencia y equipo. La división probablemente es la técnica más
frecuentemente usada y el método más eficaz de propagación vegetativa de helechos.
El único equipo que se necesita es un cuchillo afilado o quizás una azada para los
especímenes más grandes (Hoshizaki, 1979).
En el proceso de división simplemente se toma un grupo conveniente de helechos y se
dividen en dos o más partes que sean capaces de existir como plantas separadas. Un
helecho conveniente es un grupo que tiene más de una joven fronda creciente, las
cuales estén separadas por suficiente distancia para ser divididas. La división puede
llevar parte del sustrato donde se encuentra, y si hay demasiadas raíces, es
conveniente quitarlas para mantener un equilibrio con el sistema radical reducido de la
división. En las heridas hechas durante la división se le puede frotar un poco de cal de
jardín (Jones, 1987).
2.6 MICROPROPAGACIÓN DE LOS HELECHOS
Actualmente algunos helechos es posible micropropagarlos por medio de cultivo de
esporas y por cultivo de brotes.
2.6.1 Cultivo de esporas in vitro
Las esporas de los helechos, que son bastante pequeñas, pueden ser esterilizadas y
manejadas de la misma manera como las semillas de las orquídeas, pero como algunas
son resistentes a la humedad es importante adherir una solución húmeda de hipoclorito,
11
luego sacudir bien el recipiente que contiene las esporas durante la esterilización
(Tanchez, 2000).
Las esporas asépticas de los helechos pueden ser germinadas in vitro, si son colocadas
en un medio semi-sólido, conteniendo una baja concentración de sales, y si son
convenientemente sembradas dentro de tubos de ensayo largos. La composición
exacta del medio de soporte para la germinación de esporas en realidad no es tan
complicada, puede o debe contener una relativa baja cantidad de concentración de
iones. Algunos medios, que han sido usados con buenos resultados son medio
Knudson (1946) con macronutrientes más micronutrientes, Steeves et al. (1955), el
medio de Moore (1903) a mitad Freeberg and Wetmore, 1957 o a toda fuerza, y Miller y
Miller 1961, el cual también puede ser improvisado por la adición de micronutrientes.
Las sales de White (1954) medio que probablemente puede ser satisfactorio. La adición
de vitaminas o reguladores de crecimiento puede ser no necesaria. Los azúcares
probablemente no son requeridos para la germinación de esporas, pero el crecimiento
de los gametofitos son más rápidos cuando están presentes los azúcares. Una baja
concentración de glucosa o sucrosa (e.g. 2.5-20 g/l) es usualmente empleada (Méndez,
2000).
Los cultivos son mantenidos en luz de baja irradiación. La óptima temperatura de
incubación es variable de acuerdo al hábitat natural de las distintas especies de los
helechos. Miller (1968), encontró que la germinación de algunas especies depende de
la densidad a la cual las esporas fueron inoculadas dentro del medio. Cuando se
establecen los medios de cultivo es aconsejable poner los tubos en el cual el número de
esporas por unidad de área han variado (Méndez, 2000).
Las esporas germinadas dan a crecer protalos no vasculares. Los esporofitos son
usualmente producidos después en el mismo recipiente, pero no serán obtenidos en
caso que no haya suficiente agua libre que permita el movimiento de los gametos
masculinos.
La fertilización puede ser asistida si una pequeña cantidad de agua
esterilizada es introducida dentro de los recipientes de cultivo por medio de una jeringa
en un estado apropiado del desarrollo del gametofito (Hoshizaki, 1979).
12
Aunque el tejido gametofito no produzca esporofitos en su forma normal, puede todavía
ser usada para la micropropagación por medio de la apogamia y aposporia. En algunas
circunstancias el tejido esporofito de los helechos puede producir gametofitos sin
primero producir esporas. Esta circunstancia es llamada aposporia. Similarmente
esporofitos algunas veces crecen del tejido gametofito sin que haya sucedido
fertilización, lo que se llama apogamia. Estos eventos pueden ser rápidamente
observados y manipulados durante el cultivo in vitro (Hoshizaki, 1979).
2.6.2 Cultivos de brotes
Los esporofitos de algunos helechos pueden ser propagados en cultivo de brotes
usando puntas o extremos de brotes, o las puntas de las yemas laterales de los
estolones o rizomas, como explantes iniciales. El grado de contaminación de la
superficie de los estolones o rizomas puede ser reducido creciendo plantas madres en
canastas colgantes. El cultivo de brotes es puesto en paréntesis,
porque
frecuentemente la multiplicación de brotes no es enteramente por proliferación de
brotes axilares. Hennen y Shehan (1978) reportaron que en Platycerium, la
multiplicación de brotes ocurría por formación directa de yemas adventicias en la base
de explantes originales y en raíces y frondas producidas in vitro. En Nephrolepsis
exaltata, Loescher y Albrecht (1978) encontraron que el grado de formación directa de
brotes adventicios en los rizomas de las puntas de los explantes, dependía del grado de
concentración de sales en el medio MS, fue alta cuando la concentración de
macronutrientes fue reducida a la mitad, y 2% de sucrosa fue adherida, pero solamente
un pequeño número de brotes adventicios fueron producidos en el medio completo o el
cual contenía 3 o 4% de sucrosa (Rosales, 2005).
Rangos de multiplicación en cultivo de brotes son usualmente muy rápidos, y con los
helechos de Boston es posible obtener 37,500 plantas de 100 estolones, puntas de
explantes arriba de un periodo de 9 meses. La micropropagación con esta significancia
13
ha venido a ser el método más exitoso de multiplicación vegetativa para muchos
helechos, la cual en consecuencia ha llegado a ser disponible como plantas de follaje
(Costa Rica. 1999).
2.7 CARACTERÍSTICAS DE LA CALAHUALA
2.7.1 Clasificación taxonómica
Reino:
Plantae
División:
Polypodiophyta
Clase:
Polypodiopsida
Familia:
Polypodiaceae
Género:
Phlebodium
Especie:
Phlebodium psedoaureum (Cav.) Lellinger
Nombres comunes: Calaguala, calahuala, polipodio.
2.7.2 Descripción botánica de la calahuala

Rizomas
Los rizomas son rastreros, de uno a dos centímetros de grosor, recubiertos densamente
por escamas; las escamas son de forma linear-lanceoladas, delgadas, de color naranja
a ferruginosas y traslúcidas de 0.5 a 1.5 centímetros de largo, con márgenes
cortamente ciliados. Los rizomas presentan meristemos (brotes) que se diferencian para
formar frondes, la distancia entre meristemos sobre el rizoma es de 1.5 a 2 centímetros
(Cáceres, 1996).

Frondes
Los frondes se encuentran dispersos a lo largo de los rizomas; se presentan frondes
fértiles (que presentan en el envés soros) y estériles (sin soros). Los frondes según su
estado de desarrollo pueden medir hasta 120 centímetros de largo desde la base del
14
rizoma hasta la parte final de la lámina frondal. El fronde se divide en el estipe (pecíolo)
y la lámina frondal que es pinnada. El fronde es imparapinado, un fronde adulto tiene
de 25 a 29 pinas. Un estipe de un fronde adulto llega a medir hasta 30 centímetros de
largo, es de color café rojizo, con un diámetro en la base de 0.5 centímetros. La lámina
de la fronde mide de la base al ápice 45 centímetros, las pinas basales miden 26
centímetros de longitud desde la aurícula (lóbulo basal de una pina) hasta el ápice. En
su parte más ancha el fronde mide 42 centímetros (Cáceres, 1996).
2.7.3 Distribución geográfica de la calahuala
Crecen silvestres en troncos de palmas, árboles de encino y roca caliza desintegrada,
en lugares de gran humedad a la sombra. Se encuentran desde México y Centro hasta
Sur América en alturas de 1,200-2,200 msnm. En Guatemala se ha descrito en Alta
Verapaz, Baja Verapaz, Chimaltenango, Escuintla, Guatemala, Huehuetenango, Jalapa,
Quetzaltenango, Suchitepéquez y Zacapa (Cáceres, 1996).
2.7.4 Usos medicinales atribuidos a la calahuala
La infusión y decocción del rizoma se usa oralmente para tratar afecciones
gastrointestinales (diarreas, dolor de estómago, estreñimiento, gastritis); respiratorias
(asma, tos, tos ferina) y cardíacas, dolor de huesos, reumatismo, diabetes, gota,
hipertensión, purificar la sangre, parásitos, enfermedades venéreas, sífilis, y afecciones
renales (cálculos, hidropesía). (Cáceres, 1996)
Tópicamente se usa la infusión en emplasto y cataplasma para el tratamiento de
contusiones, reumatismo, úlceras, quebraduras, cáncer, cierto tipo de tumores,
psoriasis y eczema. La decocción de las hojas se usa para detener las hemorragias. Se
le atribuye propiedad analgésica, antihemorrágica, depurativa, diurética, desinflamante,
emenagoga, espasmolítica, expectorante, febrífuga, laxante, pectoral, purgante,
sudorífica y tranquilizante (Cáceres, 1996).
15
2.7.5 Propiedades y aplicaciones
La materia médica son los rizomas verdosos en su estado fresco y café dorado cuando
secos, son cilíndricos, tortuosos, escamas moreno ferruginosas, sin un olor especial;
deben reunir las mismas características fisicoquímicas y sanitarias de las otras materias
primas usadas para la elaboración de productos fitofarmaceùticos. Entre los principales
compuestos con propiedades medicinales de esta especie están los glucósidos de la
saponina,
basados en
polipodosapogenina,
incluyendo
osaldina,
ecdisteroides
poliodinas A y B, derivados de la floroglucina, sustancias diversas; aceite esencial,
aceite fijo, tanino, etc. (Martínez et al., 2000).
2.7.6 Usos y prácticas medicinales tradicionales y locales
Se utiliza la raíz y el tallo del helecho masculino contra enfermedades del pecho. Entre
los campesinos del Ecuador se dice que es antirreumática, antisifilítica, diaforética y
sudorífica. Es un plante pectoral, demulcente, purgante y antihelmíntica, la decocción
fuerte expulsa la tenia. Señalan además que el rizoma de Phlebodium aureum es
comestible, así como también indican que en el Herbario Nacional Colombiano existen
distintos exsicados que dicen que las especies del género Phlebodium tienen los
siguientes usos populares: el rizoma en infusión se toma contra la tos persistente,
principalmente después de la tos ferina. Es usado como expectorante, pectoral y
alterativo, se le ha usado contra la tos y padecimientos respiratorios, como tónico en
casos de dispepsia y pérdida del apetito y como alterativo en enfermedades de la piel.
Su sabor dulce se lo debe a la osladina. Ocasionalmente produce comezón tras su
ingestión, se desconoce la razón, pero este efecto parece ser inocuo (Martínez et al.,
2000).
16
2.7.7 Formas de uso
La parte utilizada es el rizoma. Se utiliza el extracto liquido, en dosis de 1-4 ml. Señalan
que para el tratamiento de psoriasis, eczemas, dermatosis, vitíligo y estados de
disfusión inmune, se recomienda administrar tres veces al día en dosis de 1 capsula
(Disfur, Armaya o similar) antes de las comidas, 1-4 g/taza de decocción, 3-5 ml de
tintura 1:10 en etanol 35%. Por las mismas indicaciones puede aplicarse tópicamente,
ya sea en forma de pomada o ungüento. Por su actividad antiinflamatoria e
inmunomoduladora puede combinarse con achiote, apacin, manzanilla y zarzaparrilla.
Como depurativo puede combinarse con amargón, palo de jiote y saúco (Martínez, et
al; 2000).
2.7.8 Química de la calahuala
Los estudios aun son incompletos. El rizoma de Phlebodium aureum contienen azúcar,
aceite esencial, mucílago, almidón, nitrato de potasio y colorante rojo: además contiene
calagualina, polipodina, aceites grasos y taninos, así como esteroides (ecdisterona y
dos ecdisonas como la polipodaureina). De Phlebodium leucatomos ya se obtiene un
producto farmacéutico elaborado en España con materia prima proveniente de
Honduras, de la empresa Extractos Vegetales de Centroamérica, en donde para 1992
se estaban cultivando bajo saran (tela especial para producir cierto porcentaje de
sombra), seis hectáreas con capacidad para producir 500 kg de extracto purificado por
mes (Martínez et al., 2000).
2.7.9 Manejo
Cáceres (com. Per.) Indica que en Guatemala los rizomas se obtienen por recolección
en los bosques de poblaciones silvestres, siendo el material muy variable en sus
características botánicas. En Honduras se cultiva comercialmente en desechos de
palma en condiciones de invernadero. En Guatemala los lugares de mayor cantidad de
extracción son Mataquescuintla y la montaña de Jalapa. Para 1996 se tiene información
17
que se exportaron 18 toneladas de rizomas a Europa, de las cuales no se tiene
información si son o no cultivadas. Se recomienda para la calahuala mantener bajo
manejo las zonas de crecimiento natural o iniciar su domesticación. Se carece de
información acerca de su multiplicación por rizoma, pero se puede indicar que al
momento de iniciar un trabajo de cultivo es la parte recomendada para la propagación.
2.7.10 Producción
En Honduras desde 1990 la Empresa llamada HELSINT (Helechos Internacionales)
tiene bajo producción 6 ha de Phlebodium leucatomos, con un total de 60 empleados
permanentes y 20 temporales, dicha empresa invirtió alrededor de US$1.000.000.00
para tener una capacidad de producción del 20% de su capacidad instalada y
actualmente está produciendo 500 kg de extracto purificado por mes. La parte utilizable
por la empresa es la fronda, para lo cual cuenta con una planta procesadora de la
misma con capacidad de 2500 kg /mes de extracto purificado, los cuales son
exportados principalmente a España, Portugal y Jordania (Caballer y Girón, 1991).
2.8 CONDICIONES CLIMÁTICAS PARA LA PROPAGACIÓN DE LA CALAHUALA
2.8.1 Luz
Crecen bien en luz media; no toleran luz solar directa, necesitan de bastante humedad
del ambiente para reproducirse (Dorling, 1983)
2.8.2 Fotoperíodo
Crecen activamente durante todo el año, aunque más lentamente en los meses de días
cortos (Dorling, 1983).
18
2.8.3 Temperatura
Toleran temperaturas inferiores a 10 C, siempre que se mantengan más secas que lo
normal. Cuando las temperaturas superan los 20 C, debe incrementarse la humedad
de las plantas, situando las macetas sobre bandejas húmedas o haciendo riegos sobre
el sustrato y aplicando nebulizaciones diarias de agua sobre el follaje.
Efectúese una nebulización fina, para que no se depositen gotas que podrían decolorar
las hojas. Las temperaturas adecuadas para su desarrollo son alrededor de 19 C a 24
 C en condiciones normales (Dorling, 1983).
2.8.4 Riego
Necesitan de riego abundante a fin de que se mantenga siempre húmedo el sustrato
(Dorling ,1983).
2.8.5 Sustratos
En condiciones naturales los Phlebodium crecen silvestres en troncos de palmas,
árboles de encino y roca caliza desintegrada. O sea que se recomienda utilizar broza de
encino cernida puede contener piedra caliza desintegrada, desechos de palma que ya
se está experimentando en Honduras con el fin de que el rizoma tenga espacio
suficiente para extenderse, ramificarse y absorber humedad del sustrato (Cáceres,
1996).
pH: Se recomiendan los pH de 4.5-5 para helechos, orquídeas, bromelias y anturios
(Dorling ,1983).
19
2.8.6 Fertilización
En el cultivo de la calahuala Tánchez (2000) recomienda utilizar soluciones completas
de fertilizantes a las dos semanas después de haber sembrado, también recomienda
llevar a la par un estudio de análisis de suelos y recomienda la aplicación de fósforo en
menores cantidades que nitrógeno y potasio. No existe una recomendación
determinada para el cultivo de la calahuala, debido a la falta de información y manejo de
la misma.
2.8.7 Densidad de siembra
Los rizomas se deben sembrar a poca profundidad, a unos 2.5 cm. Por debajo de la
superficie. Es usual sembrarlos relativamente juntos entre sí, en tres o cuatro hileras
ubicadas a lo largo de las camas o surcos. Algunos productores mencionan que
prefieren distancias de 30*30 cm o aun 30*45 cm, pues se ha comprobado que a
medida que la planta se desarrolla y las frondas invaden el espacio libre, se crea
competencia entre las plantas y se generan problemas de aireación deficiente cuando
las plantas se encuentran muy cerca.
En promedio hablan de una densidad de siembra de 9 plantas por metro cuadrado, es
decir entre 50,000 y 60,000 plantas por hectárea. El cultivo se desarrolla en camas cuyo
ancho oscila entre los 90 a 120 cm, ya que anchos mayores dificultan las labores de
recolección y limpieza (Tánchez, 2000).
2.8.8 Plagas y enfermedades
Para la calahuala no se tiene ningún registro de la presencia de plagas y
enfermedades, sin embargo, para los helechos en general son reportadas varias de
ellas (Cuadro 1).
20
Cuadro 1. Principales plagas y enfermedades para los helechos. (Demarco, F. y
Sarrugeri, H. 1999).
Agente Causal
Nombre común
Plagas
1. Escamas y Cochinillas
Pseudococcus asonidum
Cochinilla harinosa abanderada
Coccus sp.
Escama parda blanca
Pinnapsis aspidistrae
Escama de los helechos
2. Insectos
Frankiniella occidentalis
Thrips occidentales de las flores
Thrips tabaci
Trhips
Undulambia polysticha
Broca
3. Babosas y Caracoles
Deroceras sp.
Babosa parda de jardín
Enfermedades
1. Hongos
Cylindrocladium sp.
Mancha foliar de fuego
Cercospora sp.
Mancha foliar
Colletotrichum sp.
Tizón foliar-Antracnosis
Pythium
Pudrición radicular
Rhyzoctonia
Pudrición de corona y raíces
2. Nematodos
Pratylenchus sp.
Nematodo de lesión
21
2.9 PROPAGACIÓN DE LA CALAHUALA
2.9.1 Reproducción natural de la calahuala
Martínez (com. Per.) Indica que en Guatemala la calahuala Phlebodium pseudoaureum
(Cav.) Lellinger, se reproduce naturalmente por rizomas con un crecimiento de 20 a 30
cm en dos años y por esporas en un tiempo de 4 a 5 años para formar un helecho
adulto.
2.9.2 Micropropagación de la calahuala
Para la propagación masiva in vitro de calahuala se recomienda emplear el medio de
cultivo Murashige y Skoog (1962) al 50 % de su concentración original, ya que en este
medio se obtienen a los 210 días después de la siembra, el mayor porcentaje de
esporofitos jóvenes, con una altura de 1.341 centímetros (Rosales, 2005).
2.10 FERTILIZACIÓN FOLIAR
La fertilización foliar consiste en el suministro de nutrimentos a una planta atravez del
tejido foliar (hojas, tallo), especialmente atravez de las hojas, dado que allí se centra la
mayor actividad fisiológica de la planta. Teóricamente sería posible alimentar una planta
adulta exclusivamente por vía foliar, sin embargo, se considera que esta práctica solo
puede ser un complemento nutricional a la fertilización realizada al suelo y no un
reemplazo total (Bertsch, 1998).
La absorción de la fertilización foliar inicia en la superficie de las hojas que está
constituida por la cutícula y células epidermales. La cutícula es una capa no celular,
poco permeable constituida por cutina, cera, celulosa y pectina, que recubre toda la
superficie externa de la hoja, incluyendo las actividades de los estomas, cuya función es
22
proteger a la hoja de la excesiva perdida de agua por transpiración. Aparentemente
esta capa representaría la principal barrera para la penetración de nutrimentos por vía
foliar, sin embargo, tiene zonas de organización menos densa llamadas ectodesmas,
que actúan como canales atravez de los cuales se movilizan las sustancias aplicadas
foliarmente hasta alcanzar las células epidermales que se encuentran debajo de la
cutícula. Para que exista absorción foliar se requiere un un cierto grado de humedad
que permita la expansión de la cutícula, para que se abran las capas cerosas y se
pueda dar la entrada (Bertsch, 1998).
Otros factores que determinan la magnitud de la absorción foliar son: Las
características genéticas de la planta, ya que hay cultivos mucho mas susceptibles a
otros en su respuesta a la fertilización foliar; la edad del tejido, los tejidos jóvenes tienen
más capacidad de absorción por su mayos actividad, de ahí la importancia de dirigir las
aplicaciones hacia los brotes; las características propias del nutrimento, especialmente
por lo que se refiere a la movilidad dentro de la planta; técnicas de aplicación, equipos,
tamaño de las gotas, aditivos (Bertsch, 1998).
Algunas ventajas de la fertilización foliar sobre la fertilización al suelo son: Suplir
nutrimentos que estén deficientes en el suelo y que se requieren en cantidades
pequeñas, especialmente micronutrientes; superar la falta de la planta para absorber
nutrimentos del suelo, debida a la presencia de condiciones de estrés como pueden ser
daños radicales causados por implementos, enfermedades, insectos, nematodos y
sequía; complementar la nutrición de cultivos que tienen gran área foliar expuesta y
producciones muy fuertes; economizar productos caros que pueden perderse o fijarse
en el suelo y garantizar su aprovechamiento por la planta; se requieren dosis mucho
menores, para lograr efectos semejantes; se logran respuestas a muy corto plazo;
puede contribuir a la recuperación por efectos fitotóxicos de otros productos; superar
síntomas evidentes de deficiencia de algún nutrimento (Bertsch, 1998).
23
Mientras que algunas de las limitaciones de los fertilizantes foliares son las siguientes:
Pueden presentar problemas de penetración, particularmente en cultivos con hojas de
cutícula gruesa; Puede ocurrir mucha pérdida al ser aplicados sobre superficies
hidrofóbicas; pueden lavarse fácilmente por lluvia; algunos productos o nutrimentos
pueden presentar muy bajas tasas de retranslocación, por lo tanto solo son útiles en el
sitio en que son absorbidos; pueden causar daños en las hojas, quema o necrosis, al
secarse rápidamente o al usar soluciones concentradas (Bertsch, 1998).
24
III. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
3.1 DEFINICIÓN DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN DE LA INVESTIGACIÓN
Actualmente
la medicina tradicional, es decir la medicación a base de plantas, ha
cobrado mayor auge. Los estudios de plantas realizados tanto a nivel nacional como
internacional, sobre sus diversas propiedades, hacen que sean mejor conocidos sus
efectos farmacológicos y sus posibles efectos adversos.
Nuestro país cuenta con una amplia gama de plantas cuyo efecto terapéutico se ha
utilizado desde tiempos remotos.
Además,
por el costo que representa para la
población, se ha observado su mayor utilización, favorecido también por el
descubrimiento de graves efectos secundarios en fármacos sintéticos; nuevas formas
de preparar y administrar las drogas vegetales y sus extractos, y los métodos de
análisis que garantizan un mejor control de calidad.
La calahuala, Phlebodium psedoaureum (Cav.) Lellinger, es una especie que
normalmente se le encuentra en estado silvestre, desarrollándose en áreas húmedas
sobre troncos de palmas, árboles de encino y roca caliza desintegrada. Debido a la
importancia económica social que reviste por sus propiedades medicinales y al auge
que ha tomado en los últimos años el consumo de los rizomas de ésta, recientemente
se ha iniciado el proceso de domesticación de la misma.
Actualmente en Guatemala, la calahuala solo la propagan en condiciones de cultivo a
nivel experimental por medio de rizomas, lo que implica varias desventajas tales como:
extraer grandes cantidades de rizomas de los reservorios naturales donde corre peligro
de extinción (CONAP, 2001).
25
En el presente estudio se evaluaron tratamientos de fertilización foliar en una forma de
propagación alternativa de la calahuala, que permita obtener gran cantidad de
esporofitos jóvenes en un menor tiempo, a fin de suplir la demanda de la misma y
aumentar la disponibilidad de material de propagación, ya que en la tradicional se tiene
que utilizar cerca del 35% de la producción de rizoma como fuente de semilla.
26
IV. OBJETIVOS
4.1 GENERAL
Generar información del efecto de la fertilización foliar, para
la elaboración de un
protocolo para la propagación de calahuala, Phlebodium pseudoaureum (Cav.)
Lellinger, a partir del cultivo de esporas.
4.2 ESPECÍFICOS

Determinar el efecto de tres tipos y tres dosis de fertilizantes foliares,
sobre la formación de prótalos en cultivo de esporas de calahuala.

Cuantificar la población de esporofitos en cultivo de esporas de calahuala,
en diferentes tratamientos de fertilizantes foliares.

Determinar la biomasa de esporofitos en diferentes tratamientos
de
fertilizantes foliares, en el cultivo de esporas de calahuala.

Cuantificar la altura de esporofitos formados en distintos tratamientos de
fertilizantes foliares, en el cultivo de esporas de calahuala.
27
V. HIPÓTESIS

En al menos uno de los tratamientos de fertilización foliar a evaluar, se
obtendrá una mayor formación de prótalos.

Por lo menos uno de los tratamientos a evaluar, permitirá la obtención de una
mayor población de esporofitos.

En al menos uno de los tratamientos a evaluar, la biomasa de esporofitos será
mayor.

Por lo menos uno de los tratamientos a evaluar, provocara una altura mayor
de esporofitos de calahuala.
28
VI. METODOLOGÍA
6.1 LOCALIZACIÓN DEL TRABAJO
El presente trabajo de investigación se realizó en la Granja Villa Lobos, ubicada en el
km 13.5 carretera al Pacífico. La misma está equipada con condiciones controladas de
luz, temperatura, humedad y con los requerimientos adecuados que permitieron la
ejecución de la presente investigación.
6.2 MATERIAL EXPERIMENTAL
El material vegetal se obtuvo de las plantas de calahuala existentes en el
umbráculo
de la Universidad de San Carlos de Guatemala, ubicado en los campos del Centro
Experimental Docente de Agronomía. Los fertilizantes foliares utilizados como material
experimental fueron; Bayfolán forte, Aminoleaf y Raizal *400, en sus respectivas dosis.
Figura 2. Material vegetal recolectado en el umbráculo.
29
6.3 FACTORES ESTUDIADOS
6.3.1 Factores
1. Tipos de fertilizantes foliares
2. Dosis de fertilizantes foliares
6.3.2 Niveles
* Tipos de Fertilizantes Foliares
A. Bayfolán forte
B. Raizal *400
C. Aminoleaf
* Dosis de fertilizantes foliares
1. Baja
2. Media
3. Alta
Se determinó la utilización de estos fertilizantes foliares para dicha investigación, con
base en la composición de sus elementos nutricionales y a la recomendación de una
consulta personal con el Ing. Agr. Vicente Martínez, catedrático de la FAUSAC, el Lic.
Armando Cáceres, catedrático de la FAUSAC y Gerente del laboratorio de plantas
medicinales FARMAYA S.A; con experiencia en el manejo de plantas medicinales, y el
Ing. Agr. Juan Alberto Chamo, productor de calahuala de la Empresa Biocultivos de
Guatemala. Del cultivo de la calahuala se carece de información en cuanto a su manejo
y fertilización, por lo que no existen recomendaciones especificas para el cultivo, ya que
principalmente se produce en sustratos orgánicos.
30
Cuadro 2. Contenido de macro-nutrientes en porcentaje, de los fertilizantes foliares
evaluados.
Nombre
N
P₂O₅
K₂O
Ca
Mg
S
Bayfolán forte
11
8
6
0.025
0.025
0
Aminoleaf
20
20
20
0
0.05
0
Raizal *400
9
45
11
0
0.6
0.8
comercial
Cuadro 3. Contenido de micro-nutrientes en porcentaje, de los fertilizantes foliares
evaluados.
Nombre
Cu
Fe
Mn
Zn
B
Mo
Bayfolán forte
0.04
0.05
0.04
0.08
0.04
0.005
Aminoleaf
0.02
0.3
0.05
0.3
0.02
0.005
Raizal *400
0
0
0
0
0
0
comercial
Las diferencias principales entre los fertilizantes foliares utilizados en la investigación
son, que el Aminoleaf es un fertilizante foliar, que contiene alto porcentaje de macronutrientes y micro-nutrientes con respecto a los otros fertilizantes foliares. Tal es el caso
del Raizal *400, el cual es un fertilizante que únicamente contiene macro-nutrientes en
porcentaje alto, careciendo de micro-nutrientes. En cuanto al fertilizante Bayfolán forte,
se diferencia de los otros por contener macro-nutrientes y micro-nutrientes en un
porcentaje aceptable, comparado con los otros fertilizantes estudiados. Otra diferencia
que se observa es la falta de Ca en los fertilizantes Aminoleaf y Raizal *400. Se recalca
que el fertilizante Bayfolán forte su presentación es en solución líquida, mientras que el
Aminoleaf y el Raizal *400 son cristales solubles.
31
* Dosis Comerciales de Fertilizantes Foliares
1. Bayfolán forte: 2 a 3 l/ha.
2. Aminoleaf: 5 a 7 kg/ha.
3. Raizal *400: 6 a 8 kg/ha.
* Dosis utilizadas de fertilizantes foliares en porcentaje, de su recomendación comercial.
1. Baja: 25%
2. Media: 50%
3. Alta: 100%
Las aplicaciones de dichos fertilizantes foliares con sus respectivas dosis, se realizaron
con una frecuencia de 15 días, hasta la finalización de la investigación. La aplicación se
hizo utilizando un pachón asperjador de 1 L de capacidad; por cada tipo de fertilizante
foliar.
6.4 DESCRIPCIÓN DE LOS TRATAMIENTOS
Los tratamientos evaluados fueron nueve, producto de la combinación entre los factores:
tipo y dosis de fertilizantes foliares. A continuación se describen los tratamientos:
Cuadro 4. Tratamientos evaluados.
FERT. FOLIAR
A
B
C
DOSIS 1
AD1
BD1
CD1
DOSIS 2
AD2
BD2
CD2
Factor A tipo
Factor B dosis
A: Bayfolán Forte
1. Baja
B: Raizal *400
2. Media
C: Aminoleaf
3. Alta
DOSIS 3
AD3
BD3
CD3
32
6.5 DISEÑO EXPERIMENTAL
El diseño experimental utilizado fue completamente al azar, con un arreglo bifactorial.
6.6 MODELO ESTADÍSTICO
Yij= µ+Ai+Bj+(AB)ij+Eij
*Yij = Elemento perteneciente al j-èsimo nivel del factor B y al i-èsimo tratamiento del
nivel A.
*µ = Media general
*Ai = Efecto debido a el i-èsimo nivel del factor A.
*Bj = Efecto debido al j-èsimo nivel del factor B.
*(AB)ij = Efecto de la interacción del j-èsimo nivel del factor B y el i-èsimo nivel del
factor A.
*Eij = Al error experimental perteneciente al j-èsimo nivel del factor B y al i-èsimo
tratamiento del nivel A.
6.7 UNIDAD EXPERIMENTAL
La unidad experimental para la propagación de calahuala por medio de esporas
consistió en la mitad de una bandeja tipo jumbo, de 5 cm de alto por 57 cm de largo
por 37 cm de ancho.
Figura 3. Unidad experimental consistente en la mitad de una bandeja tipo jumbo.
33
6.8 CROQUIS DE CAMPO
T2₂
T4₄
T6₁
T9₃
T8₃
T1₄
T3₂
T5₂
T8₁
T2₄
T7₄
T4₁
T7₁
T2₁
T9₄
T3₁
T1₃
T8₂
T6₃
T4₃
T5₄
T1₁
T3₄
T7₃
T1₂
T8₄
T5₁
T4₂
T6₂
T9₁
T3₃
T9₂
T6₄
T7₂
T2₃
T5₃
Figura 4. Distribución
experimentales.
de
los
tratamientos
con
sus
respectivas
unidades
34
6.9 MANEJO DEL EXPERIMENTO
6.9.1 Recolección de esporas
Las esporas se recolectaron cuando los soros en las frondas de la especie de
calahuala en estudio, presentaron un cambio de coloración de verde a amarillo oro.
Las frondas se cortaron y se depositaron sobre papel blanco, de tal manera que en un
período de 24 – 48 horas se desprendieron y cayeron sobre el papel. Posteriormente
las esporas obtenidas se depositaron en un tubo de ensayo y se guardaron en un lugar
seco, fresco y en ausencia de luz.
A
B
C
Figura 5. Recolección de esporas obtenidas de las frondas de calahuala. A) fronda de
calahuala. B) frondas cortadas y depositas en la hoja de papel blanco. c) Recolección
de las esporas.
35
6.9.2 Preparación del medio de siembra
El medio ideal debe tener ciertas propiedades físicas y químicas, para proveer a las
esporas el ambiente adecuado para su germinación y posterior desarrollo debe estar
libre de micro-organismos patógenos. Para este efecto, se utilizó
un producto ya
elaborado: Sun grow Mix 2 Basic, diseñado especialmente para la germinación de
semillas pequeñas. El sustrato se preparó haciéndolo pasar por una malla número 16,
con el propósito de eliminar el material grueso, luego se humedeció y se le aplicó una
solución de fungicida. Después de 24 horas de aplicada la solución de fungicida, se le
aplicó una solución de fertilizante foliar al sustrato. Estas soluciones se aplicaron a
manera de humedecer el material sun grow mix previamente cernido. Este medio
ofreció una capacidad de retención de agua ideal, y al mismo tiempo un porcentaje de
espacio poroso drenable, que permitió una aireación adecuada durante el proceso de
germinación y primeras etapas de crecimiento.
El material preparado se colocó dentro de las bandejas o recipientes de germinación
con un espesor de 1 cm.
Figura 6. Preparación del medio de siembra.
36
6.9.3 Siembra de esporas
La siembra de esporas se hizo utilizando un pincel para una distribución uniforme y un
eppendorf, en cuya boca se colocó una pieza de papel aluminio muy bien ajustada y
sobre la cual se perforaron varios orificios pequeños con la punta de un alfiler (Como
una especie de salero). Se especifica que las esporas sembradas fueron pesadas en
una balanza analítica, con el fin de sembrar la misma cantidad de esporas en los
diferentes tratamientos, para un mejor manejo de la investigación. Se sembraron 50
mg de esporas en cada unidad experimental.
Para reducir el riesgo de contaminación al momento de la siembra, se utilizó agua
destilada, tanto para humedecer la mezcla de musgo como para realizar las
aspersiones. Se tomaron en cuenta condiciones estrictas de higiene, como lavado de
manos con jabón, la provisión y uso de mascarillas, herramientas limpias y un
ambiente limpio por parte del operario, y el sitio donde se llevó a cabo la siembra
(Mendoza et al., 2005).
Figura 7. Siembra de esporas.
37
6.9.4 Germinación de esporas
Las esporas sembradas en el material colocado en las bandejas, se protegió
cubriéndolas con un plástico de envoltura, conocido como sarán wrap y sellando de tal
manera que se minimizó la pérdida de humedad del material de siembra durante la
germinación. Este hecho, por una parte evitó cualquier contaminación en el medio y
también mantuvo un ambiente de alta humedad relativa, que es el ambiente propicio
para la germinación de las esporas y para el posterior desarrollo de estas como
prótalos. La bandeja con el material de siembra y esporas debidamente selladas se
colocó a una distancia de 15 – 20 cm de una lámpara de 20 watts, que iluminó
completamente la superficie sembrada a través de la cubierta del plástico. Lo anterior
agilizó el periodo de germinación que fue de 4 – 6 semanas.
Después de 2 semanas de sembradas las esporas se noto sobre el material de cultivo
(sun grow mix) una diminuta alfombra color verde, significando que las esporas
iniciaron la germinación. A la cuarta semana el color de las esporas germinadas fue
de verde intenso y la alfombra germinada se hizo cada vez más notoria (Mendoza et
al., 2005).
Figura 8. Germinación de esporas.
38
6.9.5 Transplante de esporas germinadas
Las esporas germinadas sembradas hace 4 – 6 semanas fueron separadas en
pequeños grupos y colocadas en bandejas donde se encontraba material de siembra,
preparado de la misma mezcla utilizada para la germinación de las esporas y
asperjados con las mismas soluciones y dosis de fertilizante foliar también utilizadas
anteriormente. Las esporas germinadas y trasplantadas en grupos llamados rosetas
iniciaron un periodo de acelerado crecimiento mediante aplicaciones cada dos
semanas de solución de fertilizante foliar y manteniendo las bandejas en un vivero con
humedad controlada (80-90%) y una temperatura promedio de 22 – 30 ºC, utilizando
riego nebulizado según se necesitaron. El vivero estaba completamente protegido de
corrientes de aire y el sarán de protección solar era de 90% de retención de luz, sobre
el cual se colocó plástico transparente con protección de UV.
Después de 8 semanas de trasplantadas las esporas en grupos llamados rosetas, se
separaron en grupos más pequeños y se trasladaron a bandejas siempre conteniendo
el mismo material de crecimiento, solo que en este caso no hizo falta cernir el material
a través de mallas (Mendoza et al., 2005).
Figura 9. Rosetas de esporas germinadas.
39
6.9.6 Separación de plantas
Las rosetas separadas crecieron a niveles donde las hojas de las futuras plantas
empezaron a emerger de los prótalos, teniendo un tamaño de aproximadamente 0.2 –
0.4 cm, así una a una las plantas fueron separadas con pinzas y colocadas en
bandejas, de tal manera que pudieron iniciar su crecimiento en forma individual.
La fertilización siempre consistió en solución de fertilizante foliar cada dos semanas y
supervisión continua para evitar el crecimiento de hongos. Se hicieron aplicaciones de
solución de fungicida.
Figura 10. Rosetas de esporas separadas.
40
6.9.7 Trasplante final de plantas
Las plantitas individualizadas permanecieron como tales durante aproximadamente 6 –
8 semanas, antes de ser transplantadas de las bandejas directamente al suelo o a un
vivero de crecimiento y en un sustrato a base de tierra, aserrín y arena (Mendoza et
al., 2005).
Las plantas se siembran en el suelo en arriates a una densidad de 22 – 25 plantas por
metro cuadrado, protegidas con sarán de 90% y plástico transparente (Mendoza et al.,
2005).
Cuadro 5. Tiempo de cada fase de la investigación.
No.
Fases de la investigación
Tiempo
1.
Recolección de esporas
2-3 días
2.
Preparación de el medio de siembra
2 días
3.
Siembra de las esporas
1 día
4.
Germinación de las esporas
4-6 semanas
5.
Transplante de esporas germinadas
8 semanas
6.
Separación de plantas
6-8 semanas
7.
Transplante final de plantas
22 semanas
6.10 VARIABLES RESPUESTAS
6.10.1 Germinación de prótalos (%)
Esta variable fue medida tomando como parámetro el porcentaje, y se llevó a cabo la
toma de lectura de las unidades experimentales, a los 15 días después de la siembra
de las esporas.
41
6.10.2 Población de esporofitos por unidad de área (4 cm²)
Esta variable respuesta se midió a los tres meses de establecida la siembra y se tomó
como parámetro el porcentaje, en las diferentes unidades experimentales.
6.10.3 Biomasa (g)
Esta variable se midió a los 5 meses después de la siembra de las esporas. El
procedimiento seguido fue poner a secar el material experimental y posteriormente
calcular la biomasa con el parámetro de peso.
6.10.4 Altura de esporofitos (cm)
Esta variable se midió al final de la cosecha. Los esporofitos fueron separados y
colocados en la mesa de trabajo, y por medio de una regla se midió desde su base
hasta el ápice.
6.11 ANÁLISIS DE LA INFORMACIÓN
6.11.1 Análisis estadístico
Para la presente investigación se realizó un análisis de varianza para el modelo de una
distribución completamente al azar con arreglo bifactorial, de nueve tratamientos y
cuatro repeticiones, también los datos de las variables de respuesta se sometieron a
un análisis de normalidad.
Posteriormente resultaron significativos los ANDEVAS de las variables de respuesta,
por lo que se procedió a realizar la prueba múltiple de medias de Tukey, con una
significancia del 5%, a fin de establecer que tratamiento y combinación fueron los
más adecuados para cada variable en estudio.
42
VII. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Luego de tabulados los datos, fueron ordenados con la ayuda de Excel y analizados por
medio del paquete de diseños experimentales Infoestática, utilizando un análisis de
varianza (ANDEVA), para un diseño completamente al azar con arreglo bifactorial.
7.1 VARIABLE GERMINACIÓN DE PRÓTALOS (%)
Los datos de la variable porcentaje de germinación de prótalos, se midieron a partir de
los quince días después de la siembra de las esporas, se tabularon y ordenaron
presentándose en el cuadro 6.
Cuadro 6. Resultados obtenidos para la variable porcentaje de germinación de prótalos,
en la investigación en campo.
TRATAMIENTOS
R. 1
R. 2
R. 3
R. 4
MEDIAS
T1
80
75
75
60
72.50
T2
75
80
75
80
77.50
T3
85
70
70
80
76.25
T4
50
75
75
50
62.50
T5
75
50
75
75
68.75
T6
50
80
80
75
71.25
T7
80
50
60
75
66.25
T8
75
75
75
50
68.75
T9
60
75
60
80
68.75
Los datos anteriormente descritos, se sometieron a un proceso de normalidad, para
poder analizarse estadísticamente con un modelo matemático de varianza, mediante la
fórmula de √; el cuadro siete presenta los resultados de la variable porcentaje de
germinación de prótalos transformados para poder evaluarse en el ANDEVA.
43
Cuadro 7. Datos transformados, para la variable porcentaje de germinación de prótalos.
TRATAMIENTOS
R. 1
R. 2
R. 3
R.4
MEDIAS
T1
9.000
8.717
8.717
7.810
8.561
T2
8.717
9.000
8.717
9.000
8.858
T3
9.273
8.426
8.426
9.000
8.781
T4
7.141
8.717
8.717
7.141
7.929
T5
8.717
7.141
8.717
8.717
8.323
T6
7.141
9.000
9.000
8.717
8.464
T7
9.000
7.141
7.810
8.717
8.167
T8
8.717
8.717
8.717
7.141
8.323
T9
7.810
8.717
7.810
9.000
8.334
Con base en los resultados presentados en el cuadro anterior, se realizó el análisis de
varianza, obteniendo los resultados que se detallan en el cuadro 8.
Cuadro 8. Resultados del análisis de varianza, para la variable porcentaje de
germinación de prótalos.
F.V.
SC
G.L.
CM
F
Valor de p
Modelo
2.74
8
0.34
0.68
0.7023 NS
Tipo
1.85
2
0.93
1.85
0.1771 NS
Dosis
0.71
2
0.36
0.71
0.5014 NS
Tipo*Dosis
0.18
4
0.04
0.09
0.9851 NS
Error
13.55
27
0.50
Total
16.30
35
C.V. 8.48%
NS= Diferencia no significativa
Con base en los resultados del análisis de varianza, se determinó que estadísticamente
(con un coeficiente de variación de 8.48%) no existe diferencia significativa en los tipos
de fertilizantes, dosis, y combinaciones de los mismos (p>=0.05) para la variable
porcentaje de germinación de prótalos. Por lo que significa que los tratamientos
evaluados fueron iguales.
44
Porcentaje de germinacion de protalos
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
Trat. 1 Trat. 2 Trat. 3 Trat. 4 Trat. 5 Trat. 6 Trat. 7 Trat. 8 Trat. 9
TRATAMIENTOS
Figura 11. Porcentaje de germinación de prótalos, de los tratamientos evaluados en la
investigación.
En la figura anterior se representa gráficamente el comportamiento de los tratamientos
evaluados, en donde el tratamiento 2 (Bayfolán forte con dosis media) presenta una
mayor tendencia, a los otros.
45
7.2 VARIABLE POBLACIÓN DE ESPOROFITOS POR UNIDAD DE ÁREA (4 cm²)
Esta variable respuesta se midió, a los tres meses de establecida la siembra, y se tomo
como parámetro el porcentaje. Se determino el número de plántulas existentes en un
área de cuatro centímetros cuadrados de material, en las diferentes unidades
experimentales. Los datos se ordenaron y se tabularon presentándose en el cuadro 9.
Cuadro 9. Resultados obtenidos para la variable población de esporofitos por unidad de
área, en la investigación en campo.
TRATAMIENTOS
R. 1
R. 2
R. 3
R. 4
MEDIAS
T1
25
22
11
16
18.50
T2
37
34
28
32
32.75
T3
36
14
14
11
18.75
T4
8
18
10
13
10.25
T5
13
14
11
12
12.50
T6
21
19
25
24
22.25
T7
23
7
25
19
18.50
T8
24
17
11
14
16.5
T9
22
23
27
18
22.5
Con base en los resultados presentados en el cuadro anterior, se realizó el análisis de
varianza, obteniendo los resultados que se detallan en el cuadro 10.
46
Cuadro 10. Resultados del análisis de varianza, para la variable
esporofitos por unidad de área.
F.V.
Modelo
Tipo
Dosis
Tipo*dosis
Error
Total
SC
1220.56
353.56
161.06
705.94
976.00
2196.56
C.V. 31.01%
G.L.
CM
F
8
152.57
4.22
2
176.78
4.89
2
80.53
2.23
4
176.49
4.88
27
36.15
35
* * = Diferencia altamente significativa
* = Diferencia significativa
NS = Diferencia no significativa
población de
Valor de p
0.0022 * *
0.0154 *
0.1272 NS
0.0043 * *
Con base en los resultados del ANDEVA, se determinó que estadísticamente, existió
diferencia significativa para la variable población de esporofitos por unidad de área, en
cuanto al tipo de fertilizante y las combinaciones de tipo y dosis (p<0.05); en lo que se
refiere a dosis, no existe diferencia significativa (p>0.05).
Con base en los resultados del análisis de varianza, fue necesario realizar una prueba
de media (Tukey al 5%) para determinar los mejores tratamientos.
Cuadro 11. Prueba múltiple de medias de Tukey al 5% de significancia, para tipo de
fertilizante, según la variable población de esporofitos por unidad de área.
TIPO
2
3
1
MEDIAS
15.67
19.17
23.33
GRUPO
A
A
B
Tomando en cuenta la información detallada en el cuadro 11, estadísticamente y a un
nivel de significancia de 5%, el tipo número 1 (Bayfolán forte) fue mejor que los otros, ya
que fue el que presentó la mayor población de esporofitos por unidad de área (23.33).
47
Los otros tipos de fertilizantes (Raizal *400 y Aminoleaf) fueron estadísticamente
iguales, ya que como se aprecia en el cuadro 11, formaron un solo grupo.
Poblaciòn de esporofitos por unidad de àrea
(4 cm²)
25
20
15
10
5
0
RAIZAL 400
AMINOLEAF
BAYFOLAN FORTE
Tipo de fertilizante
Figura 12. Variable población de esporofitos por unidad de área.
En la figura anterior se representa gráficamente el comportamiento de los tipos de
fertilizantes evaluados, en donde el tipo 1 (Bayfolán forte) presenta diferencia, con
respecto a los otros tipos.
48
Cuadro 12. Prueba múltiple de medias de Tukey al 5% de significancia, para tipo y dosis
de fertilizante, según la variable población de esporofitos por unidad de área.
TIPO
2
2
3
3
1
1
2
3
1
DOSIS
1
2
2
1
1
3
3
3
2
MEDIAS
12.25
12.50
16.50
18.50
18.50
18.75
22.25
22.50
32.75
GRUPO
A
A
A
A
A
A
A
A
B
Tomando en cuenta la información detallada en el cuadro 12, estadísticamente y a un
nivel de significancia de 5%, la combinación tipo 1 (Bayfolán forte) y dosis 2 (media) fue
mejor que las otras, ya que es la que presentó la media más alta de población por
unidad de área (32.75).
Las otras combinaciones fueron estadísticamente iguales, ya que como se aprecia en el
cuadro anterior, formaron un solo grupo.
49
Poblaciòn de esporofitos por unidad de àrea
(4 cm²)
35
30
25
20
15
10
5
0
Trat. 1
Trat. 2
Trat. 3
Trat. 4
Trat. 5
Trat. 6
Trat. 7
Trat. 8
Trat. 9
Tratamientos
Figura 13. Combinaciones de fertilizante evaluadas, para la variable población por
unidad de área.
En la figura anterior se representa gráficamente el comportamiento de las diferentes
combinaciones de fertilizantes evaluados, en donde el tratamiento 2 (Bayfolán forte con
una dosis media) presenta una diferencia, con relación a las otras combinaciones,
obteniendo la mayor población de esporofitos por unidad de área.
7.3 BIOMASA (g)
Esta variable respuesta se determino a los cinco meses después de la siembra de las
esporas. El procedimiento a seguido fue, el de poner a secar el material experimental y
posteriormente se calculo la biomasa con el parámetro de peso.
50
Los datos se ordenaron y se tabularon presentándose en el cuadro 13.
Cuadro 13. Resultados obtenidos para la variable biomasa, en la investigación en
campo.
TRATAMIENTO
R. 1
R. 2
R. 3
R. 4
MEDIAS
T1
0.498
0.487
0.485
0.505
0.493
T2
0.511
0.509
0.525
0.521
0.516
T3
0.509
0.499
0.521
0.489
0.504
T4
0.499
0.478
0.505
0.498
0.495
T5
0.494
0.515
0.501
0.498
0.502
T6
0.456
0.478
0.501
0.512
0.486
T7
0.478
0.498
0.525
0.488
0.497
T8
0.514
0.535
0.520
0.525
0.523
T9
0.515
0.497
0.525
0.505
0.510
Con base en los resultados presentados en el cuadro anterior, se realizó el análisis de
varianza, obteniendo los resultados que se detallan en el cuadro 14.
Cuadro 14. Resultados del análisis de varianza, para la variable biomasa.
F.V.
Modelo
Tipo
Dosis
Tipo*dosis
Error
Total
SC
4.4E-03
1.6E-03
2.2E-03
6.6-E04
0.01
0.01
C.V. 2.82%
G.L.
CM
F
8
5.5E-04
2.75
2
7.8E-04
3.85
2
1.1E03
5.52
4
1.6E-04
0.81
27
2.0E-04
35
* = Diferencia significativa
* * = Diferencia altamente significativa
NS = Diferencia no significativa
Valor de p
0.0233 *
0.0339 *
0.0098 * *
0.5273 NS
51
Con base en los resultados del ANDEVA, se determinó que estadísticamente existió
diferencia significativa para la variable biomasa, en cuanto al tipo de fertilizante y a las
dosis (p<0.05); en lo que se refiere a la interacción no existió diferencia significativa
(p>0.05).
Con base en los resultados del análisis de varianza, fue necesario realizar una prueba
de media (Tukey al 5%) al tipo y dosis de fertilizante, para determinar los mejores
tratamientos.
Cuadro 15. Prueba múltiple de medias de Tukey al 5% de significancia, para tipo de
fertilizante, según la variable cantidad de biomasa.
TIPO
2
1
3
MEDIAS
0.49
0.50
0.51
GRUPO
A
A
B
Tomando en cuenta la información detallada en el cuadro 15, estadísticamente y a un
nivel de significancia de 5%, el tipo número 3 (Aminoleaf) fue mejor que los otros, ya
que fue el que presentó la media más alta de biomasa (0.51).
Los otros tipos de fertilizantes (Bayfolán forte y Raizal *400) fueron estadísticamente
iguales, ya que como se aprecia en el cuadro anterior, formaron un solo grupo.
52
0.6
Peso de Biomasa (g)
0.5
0.4
0.3
0.2
0.1
0
Bayfolán forte
Raizal *400
Aminoleaf
Tipo de fertilizantes
Figura 14. Tipos de fertilizantes evaluados, para la variable biomasa.
En la figura anterior se representa gráficamente el comportamiento de los tipos de
fertilizantes evaluados, en donde el tipo 3 (Aminoleaf) superó a los otros tipos.
Cuadro 16. Prueba múltiple de medias de Tukey al 5% de significancia, para dosis de
fertilizantes, según la variable biomasa.
DOSIS
1
3
2
MEDIAS
0.50
0.50
0.51
GRUPO
A
A
B
53
Tomando en cuenta la información detallada en el cuadro 16, estadísticamente y a un
nivel de significancia de 5%, la dosis número 2 (media) fue mejor que las otras, ya que
fue la que presentó la media más alta de biomasa (0.51).
Las otras dosis de fertilizantes (baja y alta) fueron estadísticamente iguales, ya que
como se aprecia en el cuadro anterior, formaron un solo grupo.
0.6
Peso de Biomasa (g)
0.5
0.4
0.3
0.2
0.1
0
Baja
Alta
Media
Dosis de fertilizantes
Figura 15. Dosis de fertilizantes evaluadas, para la variable biomasa.
54
En la figura anterior se representa gráficamente el comportamiento de las diferentes
dosis de fertilizantes evaluadas, en donde la dosis 2 (media) presenta una diferencia,
a las otras.
7.4 VARIABLE ALTURA DE ESPOROFITOS (cm)
Esta variable se midió al final de la investigación. Los esporofitos fueron separados y
colocados en la mesa de trabajo, y por medio de una regla se midió desde su base
hasta el ápice, la longitud en centímetros. Los datos se ordenaron y se tabularon
presentándose en el cuadro 17.
Cuadro 17. Resultados obtenidos para la variable altura de esporofitos (cm), en la
investigación en campo.
TRATAMIENTO
R. 1
R. 2
R. 3
R. 4
MEDIAS
T1
1.80
1.79
1.76
1.78
1.782
T2
1.85
1.89
1.89
1.89
1.880
T3
1.88
1.88
1.91
1.91
1.895
T4
1.75
1.72
1.71
1.71
1.722
T5
1.78
1.77
1.78
1.76
1.772
T6
1.79
1.80
1.78
1.78
1.787
T7
1.75
1.74
1.74
1.75
1.745
T8
1.77
1.77
1.78
1.77
1.772
T9
1.80
1.80
1.80
1.79
1.797
Con base en los resultados presentados en el cuadro anterior, se realizó el análisis de
varianza, obteniendo los resultados que se detallan en el cuadro 18.
55
Cuadro 18. Resultados del análisis de varianza, para la variable altura de esporofitos.
F.V.
Modelo
Tipo
Dosis
Tipo*dosis
Error
Total
SC
0.10
0.06
0.04
0.01
4.6E-03
0.11
C.V. 0.73%
Gl
8
2
2
4
27
35
CM
0.01
0.03
0.02
1.5E-03
1.7E-04
F
75.07
72.43
110.45
8.70
Valor de p
<0.0001 * *
<0.0001 * *
<0.0001 * *
* * = Diferencia altamente significativa
Con base en los resultados del ANDEVA, se determinó que estadísticamente, existió
diferencia significativa para la variable altura de esporofitos, en cuanto al tipo, dosis de
fertilizantes y las interacciones (p<0.05).
Con base a los resultados del análisis de varianza, fue necesario realizar una prueba de
media (Tukey al 5%) a tipo, dosis de fertilizantes y las combinaciones, para determinar
los mejores tratamientos.
Cuadro 19. Prueba múltiple de medias de Tukey al 5% de significancia, para tipo de
fertilizante, según la variable altura de esporofitos.
TIPO
2
3
1
MEDIAS
1.76
1.77
1.85
GRUPO
A
A
B
Tomando en cuenta la información detallada en el cuadro 19, estadísticamente y a un
nivel de significancia de 5%, el tipo número 1 (Bayfolán forte) fue mejor que los otros, ya
que fue el que presentó la media más alta de altura de esporofitos (1.85).
Los otros tipos de fertilizantes (Raizal *400 y Aminoleaf) fueron estadísticamente
iguales, ya que como se aprecia en el cuadro anterior, formaron un solo grupo.
56
2
Altura de esporofitos (cm)
1.8
1.6
1.4
1.2
1
0.8
0.6
0.4
0.2
0
Bayfolán forte
Raizal
Aminoleaf
Tipo de fertilizantes
Figura 16. Tipos de fertilizantes evaluados, para la variable altura de esporofitos.
En la figura anterior se representa gráficamente el comportamiento de los tipos de
fertilizantes evaluados para la variable altura de esporofitos, en donde el tipo 1
(Bayfolán forte) supero a los otros tipos.
Cuadro 20. Prueba múltiple de medias de Tukey al 5% de significancia, para dosis de
fertilizantes, según la variable altura de esporofitos.
DOSIS
1
2
3
MEDIAS
1.75
1.81
1.83
GRUPO
A
B
C
57
Tomando en cuenta la información detallada en el cuadro 20, estadísticamente y a un
nivel de significancia de 5%, la dosis número 3 (alta) fue mejor que las otras, ya que
presentó la media más alta de altura de esporofitos (1.83).
2
Altura de esporofitos (cm)
1.8
1.6
1.4
1.2
1
0.8
0.6
0.4
0.2
0
Baja
Media
Alta
Dosis de fertilizantes
Figura 17. Diferentes dosis de fertilizantes evaluados, para la variable altura de
esporofitos.
58
En la figura anterior se representa gráficamente el comportamiento de las diferentes
dosis de fertilizantes evaluadas, en donde la dosis 3 (alta) superó a las otras.
Cuadro 21. Prueba múltiple de medias de Tukey al 5% de significancia, para las
combinaciones tipo y dosis, según la variable altura de esporofitos.
TIPO
2
3
2
3
1
2
3
1
1
DOSIS
1
1
2
2
1
3
3
2
3
MEDIAS
1.72
1.75
1.77
1.77
1.78
1.79
1.80
1.88
1.89
GRUPO
A
A
B
B
C
C
C
D
D
Tomando en cuenta la información detallada en el cuadro 21, estadísticamente y a un
nivel de significancia de 5%, la combinación tipo 1 (Bayfolán forte) y dosis 3 (alta) fue
mejor que las otras, ya que es la que presentó la media
más alta de altura de
esporofitos (1.89). La combinación tipo 1 (Bayfolán forte) y dosis 2 (media) presenta una
media aceptable.
59
1.95
Altura de esporofitos (cm)
1.9
1.85
1.8
1.75
1.7
1.65
1.6
Trat. 1
Trat. 2
Trat. 3
Trat. 4
Trat. 5
Trat. 6
Trat. 7
Trat. 8
Trat. 9
Tratamientos
Figura 18. Combinaciones de fertilizante evaluadas, para la variable altura de
esporofitos.
En la figura anterior se representa gráficamente el comportamiento de las diferentes
combinaciones de fertilizantes evaluadas, en donde el tratamiento 3 (Bayfolán forte con
una dosis alta) supero a las otras combinaciones, obteniendo los mejores resultados de
la variable altura de esporofitos. El tratamiento 2 (Bayfolán forte con una dosis media)
fue igual a la anterior.
60
VIII. CONCLUSIONES

La formación de prótalos no fue afectada significativamente por los tipos y dosis
de fertilizantes foliares evaluados, en el cultivo de esporas de calahuala.

La población de esporofitos por unidad de área (4 cm²) fue afectada por el tipo
de fertilizantes foliar aplicado. Mayor población se obtuvo con la aplicación de
Bayfolán forte con su dosis media (2 ml/L).

La biomasa de esporofitos, en el cultivo de esporas de calahuala fue afectada
por el tipo y dosis de fertilizante foliar aplicado. Mayor biomasa se obtuvo con el
Aminoleaf, con una dosis media (2 g/L).

La altura de esporofitos provenientes del cultivo de esporas de calahuala, fue
afectada por el tipo y dosis de fertilizante foliar aplicado. Mayor altura se
determinó en el tratamiento que incluyó la aplicación de Bayfolán forte, en una
dosis alta (3 ml/L).
61
IX. RECOMENDACIONES

Para el cultivo de esporas de calahuala, utilizar en una primera fase (germinación
de esporas) el fertilizante Bayfolán forte en dosis de 2 ml/L. Una vez formados
los prótalos (segunda fase), utilizar una dosis de 3 ml/L.

Se recomienda continuar estudios en el desarrollo del cultivo de esporas de
calahuala y evaluar la rentabilidad de la misma, atravez de un análisis
económico.
62
X. BIBLIOGRAFÍA
ALTERTEC. (1993). Cultivo, aprovechamiento y uso de plantas medicinales.
Guatemala.
Andrade, J.C. (2003). Búsqueda de sustratos opcionales para la producción bajo cultivo
de calahuala Phlebodium pseudoaureum (Cav.) Lellinger. Tesis Ingeniero Agrónomo,
Universidad San Carlos de Guatemala, Guatemala.
Bertsch, F. (1998). La fertilidad de los suelos y su manejo. Costa Rica: Asociación
Costarricense de la Ciencia del Suelo.
Caballer, V. y Girón, L. (1991). Proyecto de capacitación en estrategias de exportación;
informe del primer taller y primera gira de visitas del sector plantas medicinales y
hierbas.
Cáceres, A. (1996). Plantas de uso medicinal de Guatemala. Guatemala: Editorial
Universitaria.
Campezo, S.N. (1999). 1000 plantas medicinales, aromáticas y culinarias. España:
Servilibro.
CONAP. (2001). Listado de especies de flora silvestre amenazadas de extinción.
Guatemala: Secretaria Ejecutiva Departamento de Vida Silvestre.
Costa Rica. (1999). Legislación sobre producción orgánica y legislación relacionada.
Costa Rica: Ministerio de Agricultura y Ganadería; Servicios Fitosanitarios del Estado.
Cronquist, A. (1987). Introducción a la botánica. México: Continental.
63
Demarco, F. y Sarrugeri, H. (1999). Producción orgánica y buenas prácticas de plantas
medicinales. Argentina.
Dorling Kidersley, U.S. (1983). Un jardín dentro de casa. México: Readers Digest.
Hoshizaki, B. (1979). Fern growers manual. New York.
Jones, L. ( 1987). Enciclopedia of ferns. Portland: Timber Press.
Martínez, V; Bernal, H y Cáceres, A. (2000). Fundamentos de agro tecnología del
cultivo de plantas medicinales iberoamericanas. Santa Fe de Bogotá: Convenio Andrés
Bello (CAB) programa iberoamericano de ciencia y tecnología para el desarrollo
(CYTED).
Méndez, G. (2000). Leather leaf, hoja de cuero Rumora adiantifornis. Tesis Ingeniero
Agrónomo, Universidad Rafael Landivar, Guatemala: Facultad de Ciencias Agrícolas y
Ambientales.
Mendoza, J; Ruiz, G y Vargas, A. (2005). Nuevo procedimiento para la propagación por
esporas de Phlebodium decumanum y Phlebodium pseudoaureum. Tegucigalpa.
Rosales, J.M. (2005). Micro propagación de calahuala Phlebodium pseudoaureum
(Cav.) Lellinger con tres tipos de explantes en diferentes medios de cultivo in vitro. Tesis
Ingeniero Agrónomo, Universidad de San Carlos de Guatemala, Guatemala.
Tánchez, L. (2000). Helechos. Guatemala: Universidad Rafael Landívar.
64
XI. ANEXOS
65
Anexo 1. Costos de producción.
Costo del establecimiento y mantenimiento del primer año, para una hectárea del cultivo
de calahuala.
COSTOS DE CONSTRUCCIÓN E
Unidades
INSTALACIÓN
Postes
Total
Total
Q.
Q.
24.00
1168
28032
28032
Alambre tipo cable
2.60/m
8649m
22487
22487
Alambre acerado calibre 10
2.25/m
8649m
19460
19460
Alambre acerado calibre 12
2.4/m
8649m
20758
20758
Alambre acerado calibre 14
2.6/lb
216
562
562
31.0/qq
173
5363
5363
60/m
3
173
10380
10380
115/m
3
86
9890
9890
35/jornal
865
30275
30275
75.00
43
3225
3225
Jornales para aplicación
35/jor
86
3010
3010
Broza /mantillo
5/ qq
865
4325
4325
100/ qq
1297
129700
129700
Q35/jor
865
23975
23975
35/jor
1297
45395
45395
35/jor
216
7560
7560
12.5/
15222
190275
190,275
Cemento
Arena
Piedrín
Mano de obra total para instalación
completa
Transporte de la calahuala al lugar
SUSTRATOS
Turba de calahuala con todo y rizomas.
Limpieza del área
Siembra
Mantenimiento por año
Control de malezas
Sarán
Total
554,672.00
Fuente: Proyecto OEA de plantas medicinales, 2008.
66
Anexo 2. Resultados obtenidos para la variable porcentaje de germinación de prótalos,
de la investigación en campo.
Repetición
1
1
1
1
1
1
1
1
1
2
2
2
2
2
2
2
2
2
3
3
3
3
3
3
3
3
3
4
4
4
4
4
4
4
4
4
Tipo de fertilizante
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Raizal 400
Raizal 400
Raizal 400
Aminoleaf
Aminoleaf
Aminoleaf
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Raizal 400
Raizal 400
Raizal 400
Aminoleaf
Aminoleaf
Aminoleaf
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Raizal 400
Raizal 400
Raizal 400
Aminoleaf
Aminoleaf
Aminoleaf
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Raizal 400
Raizal 400
Raizal 400
Aminoleaf
Aminoleaf
Aminoleaf
Dosis
% Germinación de prótalos
1 ml
2 ml
3 ml
1g
2g
3g
1g
2g
3g
1 ml
2 ml
3 ml
1g
2g
3g
1g
2g
3g
1 ml
2 ml
3 ml
1g
2g
3g
1g
2g
3g
1 ml
2 ml
3 ml
1g
2g
3g
1g
2g
3g
80
75
85
50
75
50
80
75
60
75
80
70
75
50
80
50
75
75
75
75
70
75
75
80
60
75
60
60
80
80
50
75
75
75
50
80
67
Anexo 3. Resultados obtenidos para la variable porcentaje de población por unidad de
área, de la investigación en campo.
Repetición
1
1
1
1
1
1
1
1
1
2
2
2
2
2
2
2
2
2
3
3
3
3
3
3
3
3
3
4
4
4
4
4
4
4
4
4
Tipo de fertilizante
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Raizal 400
Raizal 400
Raizal 400
Aminoleaf
Aminoleaf
Aminoleaf
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Raizal 400
Raizal 400
Raizal 400
Aminoleaf
Aminoleaf
Aminoleaf
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Raizal 400
Raizal 400
Raizal 400
Aminoleaf
Aminoleaf
Aminoleaf
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Raizal 400
Raizal 400
Raizal 400
Aminoleaf
Aminoleaf
Aminoleaf
Dosis
1 ml
2 ml
3 ml
1g
2g
3g
1g
2g
3g
1 ml
2 ml
3 ml
1g
2g
3g
1g
2g
3g
1 ml
2 ml
3 ml
1g
2g
3g
1g
2g
3g
1 ml
2 ml
3 ml
1g
2g
3g
1g
2g
3g
Población de
esporofitos/unidad de
área (4 cm²)
25
37
36
8
13
21
23
24
22
22
34
14
18
14
19
7
17
23
11
28
14
10
11
25
25
11
27
16
32
11
13
12
24
19
14
18
68
Anexo 4. Resultados obtenidos para la variable biomasa, de la investigación en campo.
Repetición
1
1
1
1
1
1
1
1
1
2
2
2
2
2
2
2
2
2
3
3
3
3
3
3
3
3
3
4
4
4
4
4
4
4
4
4
Tipo de fertilizante
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Raizal 400
Raizal 400
Raizal 400
Aminoleaf
Aminoleaf
Aminoleaf
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Raizal 400
Raizal 400
Raizal 400
Aminoleaf
Aminoleaf
Aminoleaf
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Raizal 400
Raizal 400
Raizal 400
Aminoleaf
Aminoleaf
Aminoleaf
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Raizal 400
Raizal 400
Raizal 400
Aminoleaf
Aminoleaf
Aminoleaf
Dosis
1 ml
2 ml
3 ml
1g
2g
3g
1g
2g
3g
1 ml
2 ml
3 ml
1g
2g
3g
1g
2g
3g
1 ml
2 ml
3 ml
1g
2g
3g
1g
2g
3g
1 ml
2 ml
3 ml
1g
2g
3g
1g
2g
3g
Peso (g)
0.498
0.511
0.509
0.499
0.494
0.456
0.478
0.514
0.515
0.487
0.509
0.499
0.478
0.515
0.478
0.498
0.535
0.497
0.485
0.525
0.521
0.505
0.501
0.501
0.525
0.52
0.525
0.505
0.521
0.489
0.498
0.498
0.512
0.488
0.525
0.505
69
Anexo 5. Resultados obtenidos para la variable altura de esporofitos, de la
investigación en campo.
Repetición
1
1
1
1
1
1
1
1
1
2
2
2
2
2
2
2
2
2
3
3
3
3
3
3
3
3
3
4
4
4
4
4
4
4
4
4
Tipo de fertilizante
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Raizal 400
Raizal 400
Raizal 400
Aminoleaf
Aminoleaf
Aminoleaf
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Raizal 400
Raizal 400
Raizal 400
Aminoleaf
Aminoleaf
Aminoleaf
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Raizal 400
Raizal 400
Raizal 400
Aminoleaf
Aminoleaf
Aminoleaf
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Bayfolan Forte
Raizal 400
Raizal 400
Raizal 400
Aminoleaf
Aminoleaf
Aminoleaf
Dosis
1 ml
2 ml
3 ml
1g
2g
3g
1g
2g
3g
1 ml
2 ml
3 ml
1g
2g
3g
1g
2g
3g
1 ml
2 ml
3 ml
1g
2g
3g
1g
2g
3g
1 ml
2 ml
3 ml
1g
2g
3g
1g
2g
3g
Altura de esporofitos
(cm)
1.8
1.85
1.88
1.75
1.78
1.79
1.75
1.77
1.8
1.79
1.89
1.88
1.72
1.77
1.8
1.74
1.77
1.8
1.76
1.89
1.91
1.71
1.78
1.78
1.74
1.78
1.8
1.78
1.89
1.9
1.71
1.76
1.78
1.75
1.77
1.79
70
Anexo 6. Costos de la investigación.
INSUMOS
RECOLECCION DE
ESPORAS
Obtención de esporas
Tubos de ensayo
Silbines de 75 watts
Sockets
Cable de luz
Ciento de hojas papel
bond
SIEMBRA DE
ESPORAS
Bandejas tipo jumbo
Pet moss (sun grow)
Agua desmineralizada
Rollo de papel aluminio
Rollo de plástico wrap
Masking tape
Eppendorf
Malla cernidora
Mesas de madera
Fungicida
FERTILIZACION DE
ESPORAS
Fertilizante foliar
Bayfolán forte
Fertilizante foliar Raizal
*400
Fertilizante foliar
Aminoleaf
Asperjadores
Bomba de mochila
INSTALACION DE
LUZ
Cable de luz
Sockets
Lámparas de 22 watts
Cinta de aislar
MANO DE OBRA
TOTAL
UNIDADES
TOTAL Q.
SUB-TOTAL Q.
50/jornal
5.00
60.00
10.00
6.50/mt
9.00
5
2
3
3
3
5
250.00
10.00
180.00
30.00
19.50
45.00
534.50
2.50
250.00
20.00
10.00
15.00
10.00
1.25
16.50/mt
50.00
160.00
50
1
10
5
5
3
50
1
3
1
125.00
250.00
200.00
50.00
75.00
30.00
62.50
16.50
150.00
160.00
1119.00
65.00
1
65.00
80.00
1
80.00
70.00
1
70.00
15.00
400.00
3
1
45.00
400
6.50/mt
10.00
45.00
7.00
50/jornal
5
3
3
1
50
32.50
30.00
135.00
7.00
660.00
204.50
2500.00
5018.00
71