Descargar - Universidad Autónoma de Aguascalientes

UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE AGUASCALIENTES
DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA Y FARMACOLOGÍA
CENTRO DE CIENCIAS BÁSICAS
MANUAL DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO
Materia: Fisiología General
Carrera: Médico Veterinario Zootecnista
Semestre: Segundo
UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE AGUASCALIENTES
DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA Y FARMACOLOGÍA
CENTRO DE CIENCIAS BÁSICAS
REGLAMENTO Y MEDIDAS DE SEGURIDAD A SEGUIR EN LOS
LABORATORIOS DE PRÁCTICAS DOCENTES
Sobre el uso del laboratorio:
•
Con anterioridad a la realización de la práctica, los alumnos deberán leer el texto
completo de la misma, y llevar por escrito los pasos experimentales a desarrollar.
•
El uso de bata es obligatorio durante todo el desarrollo de la práctica.
•
Está prohibido comer, fumar, beber o masticar chicle dentro del laboratorio.
•
Usar guantes de látex desechables y cubre-bocas cuando se trabaje con muestras
biológicas y /o material patológico.
•
Se deberá informar inmediatamente al profesor o al técnico de laboratorio de
cualquier accidente que ocurra durante la práctica.
•
Sólo se llevarán a cabo los procedimientos descritos en los instructivos de la
práctica.
•
Al terminar cualquier experimento el profesor o el técnico indicarán a los
estudiantes donde deben colocarse los residuos según su naturaleza (peligrosos,
punzocortantes, biológico-infecciosos,etc.).
•
Los alumnos siempre consultarán al profesor responsable, instructor o técnico
encargado, para aclarar cualquier duda.
•
Antes de retirarse del laboratorio los alumnos deberán dejar limpio su lugar de
trabajo.
Recomendaciones en caso de contaminación con materiales biológico – infecciosos.
1. Retirar la ropa contaminada y colocarla en un contenedor de material biológicoinfeccioso, lavar la zona contaminada con abundante agua y jabón, y luego desinfectar
con alguna solución antiséptica.
2. Si se ocasionó alguna herida, oprimir suavemente la zona circundante a la misma
hasta que salgan algunas gotas de sangre, y luego proceder como en el paso anterior.
Acudir a revisión médica de manera inmediata, y después en caso de que se presente
cualquier síntoma de infección.
3. En caso de derramamiento de alguna muestra biológica, desinfectar el área con
hipoclorito de sodio al 5%. Depositar los material biológico-infecciosos utilizados en
los contenedores correspondientes.
Recomendaciones en caso de shock y traumatismo.
No dar de beber a la persona. No sobrecalentarlo. Solicitar ayuda médica de inmediato.
Síntomas: piel pálida, fría y húmeda, de color moteado. La respiración es débil o
profunda, pero irregular; apatía y náusea.
1. Acostar a la persona. Colocar una cobija debajo si la superficie está fría o húmeda,
pero NO moverla si tiene (o se sospecha ) de alguna lesión en cuello o espalda.
2. Si la persona accidentada presenta alguna lesión en la cabeza, elevarle el cuello y
hombros.
3. Elevarle las piernas 30 centímetros a menos que le cause dolor o tenga una lesión.
4. Cubrirla suavemente con una cobija.
Recomendaciones en caso de envenenamiento por ingestión.
Inmediatamente llamar al centro de salud más cercano y solicitar ayuda médica,
informando detalladamente sobre la naturaleza de la sustancia tóxica ingerida. Guardar
el recipiente en el que se encontraba la sustancia tóxica y guardar el vómito en caso de
presentarse. Observar la respiración cuidadosamente.
Recomendaciones en caso de shock eléctrico.
No tocar a la persona directamente mientras se encuentre en contacto con la corriente
eléctrica. Solicitar ayuda médica de inmediato.
1. Tratar de desconectar la corriente quitando el fusible o desenchufando el cable
eléctrico. Si eso no es posible , subirse sobre algo seco (una cobija, tapete de hule,
periódicos, etc.) y jalar o empujar a la persona accidentada con una tabla o palo seco.
2. Si es necesario comenzar a darle respiración artificial inmediatamente, y según el
caso, dar tratamiento para quemaduras, shock y traumatismo.
DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA Y FARMACOLOGÍA
CENTRO DE CIENCIAS BÁSICAS
PROGRAMA DE PRÁCTICAS
LABORATORIO DE FISIOLOGÍA
MEDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA
AGOSTO - DICIEMBRE
2007
CARRERA:
SEMESTRE:
MAESTRO:
PRÁCTICA
ANATOMÍA MACROSCOPICA DE LA RATA
FISIOGRAFO
POTENCIAL DE ACCIÓN COMPUESTO
MUSCULO ESQUELETICO
UNIÓN NEUROMUSCULAR
MUSCULO LISO
MUSCULO CARDIACO
CICLO CARDIACO
CONTROL SIMPATICO Y PARACIMPATICO
DE LA PRESIÓN ARTERIAL
FORMACIÓN DE ORINA
MODELO MECÁNICO DEL PULMÓN
MATERIAL
BIOLOGICO
6 MACHOS Y
HEMBRAS
2 RANAS
3 RANAS
3 RANAS
1 CONEJO
3 TORTUGAS
1 PERRO
1 PERRA
---
FECHA
PROBABLE
ANATOMIA MACROSCOPICA DE LOS SISTEMAS DE ORGANOS
INTRODUCCION:
Para estudiar muchos fenómenos fisiológicos que intervienen en la función del
organismo humano, se emplean métodos que desde luego, no pueden aplicarse al hombre.
Casi siempre los fisiólogos utilizan animales que van desde primates hasta las formas más
elementales de vida animal, tanto en enseñanza como en investigación. La práctica que
ahora se presenta, permite que el estudiante empiece a conocer a la rata como modelo
experimental de mamífero, se percate de la anatomía macroscópica de los principales
sistemas de órganos y adquiera práctica en ciertas manipulaciones para otros experimentos.
La rata constituye un excelente modelo de estudio desde el punto de vista anatómico y
en gran parte fisiológico, debido a la considerable similitud que tiene con el ser humano.
OBJETIVOS:
1)
2)
3)
4)
Manejo de la rata en el laboratorio.
Observaciones básicas en la rata anestesiada.
Aprender a aplicar inyecciones subcutáneas, intramusculares e intraperitoneales.
Identificar y disecar los diferentes órganos que conforman a cada sistema orgánico
(músculo esquelético, cardiovascular, respiratorio, digestivo, excretor, reproductor,
endocrino e inmune)
5) Correlacionar los diferentes sistemas de órganos con sus respectivas funciones.
MATERIAL:
1) Rata, 2) jaula para rata, 3) balanza para animales pequeños, 4) mesa de
disecciones, 5) hilo cáñamo doble cero, 6) algodón, 7) cámara de anestesia, 8) mascarilla
para anestesia, 9) éter etílico, 10) jeringas de 1 y 10 ml, 11) solución salina isotónica, 12)
estuche de disecciones, 13) tubo para ventilación pulmonar, 14) aguja metálica del # 18 con
punta de plástico, 15) guantes de tela, 16) corazón de res.
MANEJO DE LA RATA ALBINA
Durante hace muchas generaciones las ratas de laboratorio se han habituado a ser
manejadas por el hombre. Recuerde pues, que si éste es su primer contacto con la rata
albina, el novicio es usted. Las ratas muerden, sin embargo, las criadas en el laboratorio
raramente lo hacen mientras no se les trate mal. Las siguientes maniobras le permitirán
manejar las ratas sin riesgo. La cola es un apéndice muy conveniente para el manejo del
animal y permite levantarlo sin hacerle daño. Incluso, cuando se sujeta de la cola, la rata
trata de alejarse; en este estado inmóvil y ocupada en otra cosa, se sujeta poniendo el dedo
índice y el dedo medio de la otra mano alrededor de la cabeza y extendiéndolos por debajo
de la mandíbula inferior y no sobre la garganta, pues la rata no suele comprender por qué
debería cooperar con quien intenta estrangularla.
Es aconsejable no levantar las ratas por la cola, pues son bastante ágiles para girar
en el aire y trepar por su propia cola. No es muy sorprendente, que una rata en estas
condiciones se sienta inclinada a morder. Doblando un poco la mano que sujeta a la cabeza,
el cuerpo de la rata queda acostado sobre la palma de la mano. No debe agarrarse o
apretarse el cuerpo del animal con los otros dedos, pues esta presión resulta molesta y
puede desencadenar movimientos de defensa. No es tiempo perdido, sino muy bien
invertido, aquel que se gasta en manejar a la rata, pasándola de una jaula a otra, o de ahí a
la mesa, acostumbrándose tanto el animal como el estudiante al conocimiento mutuo.
Una rápida comparación entre la rata y alguno de sus compañeros mostrará de
inmediato más diferencias que similitudes. Las diferencias más notables son el tamaño y el
peso. El peso que guarda relación con el tamaño, es un parámetro útil para dosificar
fármacos y comparar fenómenos fisiológicos en distintas especies. Para pesar a la rata,
conviene una balanza de resortes con un rango 0 a 2 000 g. y una exactitud del orden de 1
g. Siempre debe pesarse el animal de experimentación y anotar el sexo y la edad en la hoja
de resultados.
ANESTESIA
En esta práctica se utilizará el éter etílico como anestésico. El éter es un líquido
volátil y muy inflamable por lo que cuando se utiliza debe haber una ventilación adecuada
y no deben existir llamas libres en el laboratorio ni se debe fumar. Como cámara de
anestesia se usará un frasco de boca ancha con tapa, en cuyo fondo se ha colocado un trozo
de algodón empapado con éter etílico y se coloca una malla de alambre sobre el algodón.
Antes de anestesiar a la rata deberá tomar en cuenta lo siguiente: una buena
anestesia requiere de una vigilancia constante y estrecha. Por lo tanto, en cada práctica la
responsabilidad debe recaer en un solo estudiante. Dicha función pues, será rotatoria entre
los miembros del grupo en las distintas prácticas. El estudiante que resulte anestesista en
algún experimento, será responsable del nivel de anestesia durante la duración del mismo y
no deberá en ningún momento relegar esta responsabilidad a otro miembro del grupo.
Pese a la rata y observe y retenga en su memoria las características de la rapidez y la
profundidad de las respiraciones. Meta al animal en el frasco de anestesia tapándolo
inmediatamente. Observe como disminuye la frecuencia y la profundidad de las
respiraciones al irse instalando la anestesia. Cuando la rata se ha quedado dormida sáquela
inmediatamente y continúe la anestesia con la mascarilla de anestesia (frasco pequeño con
algodón humedecido con éter en el fondo). Mantenga la anestesia humedeciendo de cuando
en cuando el algodón con algunas gotas de éter.
Debe vigilarse continuamente el plano de anestesia para que el animal no se
despierte ni llegue a un plano tan profundo que las respuestas fisiológicas por estudiar dejen
de presentarse. Ya que la función fundamental de la anestesia es la abolición del dolor,
determine la respuesta a los estímulos dolorosos pinchando las orejas o la cola y buscando
reflejos de flexión o cualquier otro movimiento. Otro buen criterio para conocer el nivel de
anestesia (profunda, superficial o quirúrgica) es la observación de la frecuencia y
profundidad de la respiración. Para esto, usted ya tomo nota de la frecuencia y profundidad
de las respiraciones en la rata despierta, y esas características se comparan con los cambios
que muestra la respiración al instalarse la anestesia. Cuando los movimientos respiratorios
son muy lentos y superficiales, la anestesia es demasiado profunda. Si la respiración se hace
rápida y profunda, la anestesia es demasiado superficial. En caso de anestesia demasiado
profunda, esta puede progresar hasta provocar la muerte del animal. Si se juzga que la
anestesia ha ido demasiado lejos, retire la mascarilla. Acerque o retire la mascarilla según
las necesidades. Mídase el tiempo que se requiere para profundizar la anestesia hasta que
aparezca una respiración lenta y poco aparente, mídase luego el tiempo para que el nivel
pase al correspondiente a una respiración rápida y profunda (anestesia superficial). Se deja
que la rata se estabilice en un plano medio (quirúrgico) que deberá mantenerse en los pasos
siguientes.
Los demás aspectos de la práctica, no deben distraernos al punto de que la
mascarilla quede lejos de los animales hasta que éste se despierte.
INYECCIONES
Aunque la inyección de sustancias químicas y medicamento puede hacerse por
múltiples vías, aquí practicaremos las siguientes: subcutánea, intramuscular e
intraperitoneal.
a) Inyección subcutánea. Si la rata está despierta se necesitan dos personas, una
que sujeta al animal y la otra que aplica la inyección. Al llegar a este punto se supone que
usted es capaz de manejar al animal sin riesgos de ser mordido por él. Por lo tanto, para
aplicar la inyección subcutánea, el animal estará sujeto por el cuello con los dedos índice y
medio de una mano y recostado sobre la palma de la misma, después con la mano libre
tome las extremidades posteriores del animal y extiéndalas lo suficiente hasta evitar
movimientos, la presión que ejerza sobre ellas no debe lastimar al animal. El compañero
prepara la jeringa con solución salina isotónica, a una dosis de 0.1 ml/100 g de peso
corporal. Proceda a exponer la rata al compañero que va a inyectar. Este, levantará un
pliegue de la piel en el sitio escogido e introducirá la aguja de la jeringa hasta llegar al
espacio subcutáneo en donde inyectará el líquido de la jeringa. Se saca la aguja y se frota el
lugar de la inyección para cerrar el orificio hecho por la aguja. Cada integrante del equipo
debe realizar varias inyecciones subcutáneas de práctica sobre la rata anestesiada, hacerse
luego de una rata despierta y realizar cuando menos una inyección subcutánea exitosa.
b) Inyección intramuscular. Sujete al animal según se describió, tome una de las
extremidades inferiores y exponga el muslo en forma lateral. El estudiante que aplicará la
inyección ya tendrá la jeringa con la dosis de solución salina preparada (0.1 ml/100 g. de
peso corporal); a continuación palpara el muslo para reconocer la zona de mayor masa
muscular y colocando la aguja en posición oblicua al muslo, la introducirá
aproximadamente hasta la mitad de la masa muscular y lentamente introducirá la solución.
Saque la aguja en la misma dirección en la que fue introducida.
c) Inyección intraperitoneal: Sujete al animal con una mano y con la otra tómela
de las patas posteriores y extiéndalas de tal manera que el abdomen del animal quede tenso
y expuesto al compañero que realizará la inyección. El compañero que inyecta deberá
identificar el cuadrante inferior izquierdo del abdomen, ya que en esta zona no hay órganos
vitales, excepto el intestino delgado. Aplique la punta de la aguja en el sitio escogido y con
un movimiento rápido introduzca la aguja con la jeringa, previamente preparada, a través
de la pared abdominal, al hacerlo se percibe claramente cuando la pared cede al empuje de
la aguja. Tenga cuidado de introducir solamente la punta de la aguja en la cavidad
peritoneal, ya que existe el riesgo de perforar el intestino. Una vez en el peritoneo, inyecte
la solución y saque la aguja en la misma dirección en la cual entró. Los líquidos inyectados
en el peritoneo no tienen que estar a la temperatura del cuerpo, pero es mejor calentarlos.
Cada integrante del grupo debe practicar cada tipo de inyección sobre la rata
anestesiada y luego cuando menos una en una rata despierta.
SISTEMAS DE ÓRGANOS
Como el hombre, la rata posee diferentes sistemas de órganos (músculo-esquelético,
cardiovascular, urinario, respiratorio, digestivo, nervioso, endocrino, reproductor, inmune y
hematopoyético. Desde muchos puntos de vista, puede considerarse que estas divisiones
son arbitrarias, pues la función total del organismo requiere de la actividad integrada de
todos los sistemas.
En la presente práctica no se sigue el orden mencionado anteriormente, ya que la
comodidad de disección y la conveniencia de observar ciertos órganos mientras el animal
todavía vive obligan a proceder diferente. Sin embargo, una vez que se ha terminado, se
revisará toda la anatomía de la rata y se harán esquemas simples de los sistemas de órganos
para compararlos con los esquemas de texto referentes al ser humano.
Continuando con la anestesia es la misma rata, extiéndala boca arriba sobre la mesa
de disecciones, amarre las patas con hilos del doble cero y sujételas a los lados de la mesa.
Anatomía externa de la rata: Proceda a identificar las diferentes estructuras
externas. En la cabeza, identifique las ventanas nasales, vibrisas, labio leporino, boca,
incisivos superiores e inferiores, el pabellón auricular y meato auditivo externo. En las
extremidades anteriores los dedos y el pulgar vestigial. Identifique sobre el tórax y el
abdomen las líneas mamarias. En la parte baja del abdomen localice la abertura del
prepucio y el escroto en el macho y en la hembra la abertura urinaria, la vulva y el orificio
genital, y en ambos casos el ano. En las extremidades posteriores observe los cojinetes
plantares, la rodilla y el muslo. Finalmente observe la cola con sus escamas.
Disección de la rata: Con la rata aún anestesiada, se hace una incisión en la línea
media a través de la piel de la superficie ventral, desde el ángulo anterior del maxilar
inferior hasta la sínfisis del pubis. Se separan los bordes de la piel y se retraen hacia los
lados. A continuación se introduce la punta de las tijeras directamente en la línea media en
el extremo inferior de la caja torácica a un lado del apéndice xifoides. Al abrir la cavidad
torácica los pulmones ya no pueden funcionar, por lo que debe suspenderse la anestesia. El
efecto del éter residual en la rata, bastará para mantener un nivel aceptable de anestesia y
evitará que la rata perciba los estímulos dolorosos. El sistema nervioso central pronto deja
de funcionar en condiciones de anoxia y la muerte se produce rápidamente.
Sistema respiratorio y sistema cardiovascular. Apoyándose en el esquema de las
figura 39, abra la cavidad torácica. Para esto, use como referencia el orificio hecho a nivel
del apéndice xifoideo y pegándose lo más posible a la pared costal, córtela hacia arriba
siguiendo primero una de las líneas mamarias (a un lado del esternón), hasta la clavícula del
mismo lado. Repita la maniobra en el lado opuesto. Levante y separe la parrilla costoesternal. Esta maniobra deja expuesta toda la cavidad torácica. Observe los pulmones que
se han retraído y el corazón que continúa latiendo. El animal hace algunos intentos por
respirar. Observe la contracción de los músculos respiratorios, en especial el abombamiento
y aplanamiento del diafragma que separa el tórax del abdomen.
Meta el hocico de la rata en el tubo de ventilación pulmonar y sople con cuidado.
Observe la distensión pulmonar. Quite el tubo y note como el aire sale de los pulmones.
Observe los latidos del corazón conforme progresa la anoxemia en el animal.
Identifique el timo sobre el corazón y la cara anterior de la parte baja del cuello.
Sepárelo y comente con sus compañeros las funciones de este órgano.
Siguiendo la línea media extienda hacia arriba la incisión, desde la cavidad torácica
hasta el maxilar inferior. Identifique en el cuello las glándulas salivales submaxilares y
sublinguales y los ganglios linfáticos. Extírpelos. Localice la tráquea y sígala hacia abajo
desde la laringe hasta su división en bronquio derecho e izquierdo y continúe, si es posible,
hasta los bronquiolos pequeños, que corresponden a cada segmento grande del pulmón.
Evite cortar los grandes vasos cardiacos. Una vez expuestos los lóbulos pulmonares, corte
un fragmento pequeño del pulmón y exprímalo fuertemente entre los dedos. Perciba la
sensación táctil de crepitación. Corte otro fragmento pequeño y junto con el anterior
póngalos en un vaso con agua. Observe si flotan o se hunden.
Identifique la glándula tiroides (Fig. 45), localizada por abajo de la laringe delante
de la tráquea. Corte la traquea transversalmente un poco por debajo de la glándula tiroides y
ábrala longitudinalmente hacia arriba incluyendo la laringe. Obsérvela cuidadosamente e
identifique la epiglotis y las cuerdas vocales. Con una tijera fuertes corte por el centro la
mandíbula inferior.
Identifique el nacimiento de la aorta y los vasos que emergen del cayado; diseque la
aorta torácica hasta el diafragma (figuras 45 y 41).
Observe las venas yugulares en el cuello y sígalas hacia abajo. Identifique
sucesivamente la subclavia, la vena cava superior y la aurícula derecha. Diseque la vena
cava inferior desde el diafragma al corazón. Observe el nervio frénico derecho a un lado de
la vena cava inferior y sígalo hasta su penetración en la mitad derecha del diafragma.
Extirpe el corazón, los pulmones y los grandes vasos (Fig. 45), lávelos con agua y
colóquelos sobre la tabla de disecciones.
Disección del corazón de res. Identifique la arteria aorta y córtela
longitudinalmente hasta llegar al ventrículo izquierdo abriéndolo también. Identifique las
valvas de la válvula aórtica. Localice la válvula aurículo-ventricular izquierda (mitral) con
sus valvas y músculos papilares y cuerdas tendinosas. Abra la aurícula izquierda e
identifique la desembocadura de las venas pulmonares, Identifique en la aurícula derecha la
desembocadura de las venas cavas inferior y superior. Abra la aurícula y el ventrículo
derechos. Identifique la válvula aurículo-ventricular derecha (tricúspide) y la emergencia
de la arteria pulmonar desde el ventrículo derecho. Observe la disposición de las valvas de
la válvula pulmonar.
Corte el corazón transversalmente, identifique el tabique interventricular y observe
la diferencia en el grosor de las paredes de los ventrículos derecho e izquierdo.
Sistema digestivo. Abra la cavidad abdominal siguiendo la línea alba. Observe
como el diafragma divide a ambas cavidades. Corte el músculo diafragma evitando cortar el
esófago. Con la ayuda de las Figs. 29, 35 y 36 identifique las estructuras de la cavidad
abdominal.
Observe la lengua y la faringe bucal hasta la epiglotis. Introduzca un estilete por la
faringe e identifique el esófago y el estómago. Con los dedos jale suavemente hacia fuera el
intestino delgado e identifique el duodeno el yeyuno y el íleon. Identifique el bazo y
comente con sus compañeros sus funciones. Localice el ciego y el apéndice vermiforme del
intestino grueso e identifique sus diversas porciones hasta llegar al ano.
Estudie el hígado, encuentre las vías biliares y siga su trayectoria hasta su
desembocadura en el intestino delgado. Note la ausencia de la vesícula biliar.
El páncreas tiene la forma de numerosas masas tisulares diseminadas en el
mesenterio del intestino delgado junto con los respectivos conductos secretores. Observe a
contra luz, como estos confluyen en la parte alta del intestino delgado donde desembocan.
Corte el transversalmente el esófago a nivel de la faringe y diseque todo el tubo
digestivo hacia abajo. Corte el diafragma respetando el esófago, y ayudándose con los
dedos y tijeras, jale y desprenda suavemente el estómago, y los intestinos delgado y grueso
hasta llegar al ano. Corte transversalmente a nivel del recto. Mida y compare las longitudes
de los intestinos delgado y grueso.
Una vez que ha disecado el tubo digestivo y el hígado, colóquelos en la mesa y
dispóngalos lo más parecido a como se encontraban en el animal.
Sistema urinario. Con la maniobra anterior, queda expuesta la pared posterior de la
cavidad abdominal. Ayudándose de los esquemas de las Figs. 35 y 36, localice los riñones
y encima de ellos a las glándulas suprarrenales. Identifique en ambos riñones la pelvis
renal, los uréteres y su desembocadura en la vejiga. Trate de identificar la arteria y vena
renales.
Extirpe un riñón, córtelo en dos longitudinalmente y observe como la pirámide renal
se proyecta en la pelvis (Fig. 34). Separe del cuerpo las diferentes estructuras del sistema
excretor y organícelas sobre la mesa.
Sistema reproductor (Figs. 35 y 36). Los órganos de la reproducción dependerán,
claro está, del sexo del animal. En el macho pueden encontrarse los testículos en el
abdomen o en el escroto. Identifique la cabeza, cuerpo y cola del epidídimo y el conducto
deferente hasta la uretra interna. Identifique las vesículas seminales y la próstata ventral.
Diseque un testículo, ábralo en dos y se observe su contenido.
Si la rata es hembra, los ovarios se localizarán en ambos lados de la pared posterior
del abdomen, justo por debajo de los riñones. Identifique los ovarios, las trompas de
Falopio y los cuernos uterinos hasta su desembocadura en la vagina. Diseque un ovario y
trate de identificar los folículos ováricos. Observe los pequeños oviductos y como estos se
continúan con los respectivos cuernos uterinos (útero bicorne).
Sistema nervioso. Para exponer el sistema nervioso central proceda de la siguiente
manera: con unas tijeras fuertes, corte la cabeza del animal entre el agujero occipital y la
primera vértebra cervical. Para retirar la calota, identifique el agujero occipital e introduzca
una de las ramas de la tijera, de tal manera que la porción superior del hueso occipital
queda entre las ramas. Teniendo cuidado de no lastimar al cerebelo y demás tejido
nervioso, corte lateralmente, hacia arriba y adelante (del occipucio hacia el hueso frontal)
los huesos del cráneo. Repita la maniobra en lado opuesto. De esta manera, la calota queda
prácticamente desprendida. Levántela hacia la nariz y sepárela del cráneo. Así, el cerebro
queda expuesto, pero unido al cráneo por la base. Para separar el cerebro de la base del
cráneo, seccione transversalmente los bulbos olfatorios y los nervios ópticos que se
encuentran inmediatamente por debajo, pegados a la base del cráneo. Levante con cuidado
la masa encefálica de adelante hacia atrás y observe a la glándula hipófisis (o pituitaria) en
el piso del cráneo y fija a él por su cubierta de meninges. Identifique el tallo hipofisiario
que une a la glándula con el hipotálamo. Al seguir levantando el cerebro, el tallo
hipofisiario se rompe, así como los nervios de los diferentes pares craneales. Continúe
levantando el cerebro hasta llegar al agujero occipital. El cerebro ha quedado desprendido
del cráneo. Colóquelo sobre la mesa y con la ayuda de la Fig. 49, proceda a identificar los
hemisferios cerebrales, el cerebelo, la glándula pineal, el bulbo raquídeo, el puente y el
hipotálamo. Haga un corte transversal e identifique los ventrículos cerebrales. Para extraer
la médula espinal, proceda a cortar transversalmente los huesos da la columna vertebral,
entre las vértebras lumbares 3 y 4. Con una jeringa de 10 ml y una aguja del # 18 unida a un
tubo de plástico del mismo calibre, proceda a inyectar agua a presión en el canal raquídeo
de abajo hacia arriba. La médula saldrá intacta. Identifique los diferentes niveles medulares,
la emergencia de los nervios periféricos y la cola de caballo.
Extirpe uno de los ojos del animal, abra la esclerótica y con cuidado extraiga el
cristalino. Mire a través de él y vea como las imágenes se observan invertidas.
RESULTADOS:
En el dorso de cada hoja, haga un esquema de cada uno de los siguientes sistemas
de órganos: cardiovascular, respiratorio, digestivo, excretor, reproductor, nervioso,
endocrino e inmune), Identifique a cada uno con los nombres de los respectivos órganos
que los conforman.
De una breve explicación de la función de cada uno de los sistemas.
BIBLIOGRAFÍA
Armstrong G.G. Anatomía Macroscópica de los Sistemas de Órganos. En: Manual de
Prácticas de Fisiología. Editorial Interamericana. México. pp 3-12. 1970.
Chiasson R.B. Laboratory Anatomy of the White Rat. WM. C. Brown Company
Publishers. Iowa. 1978.
Hebel R, and Stromberg M.W. Anatomy of the Laboratory Rat. Williams and Wilkins Co.
Baltimore. 1976.
Olds R.J. and Olds J.R. A Colour Atlas of the Rat. Dissection Guide. Wolfe Medical
Publications Ltd (Ed). 1979.
Quintanar Stephano J.L. Anatomía Macroscópica de los Sistemas de Órganos. En: Manual
de Prácticas de Laboratorio. Universidad Autónoma de Aguascalientes (Ed). pp 5-10. 1989.
Sharp P.E. and LaRegina M.C. Experimental Methodology. In: The Laboratory Rat.
Suckow M.A. (Ed). CRC Press Boca Raton. 1998.
van Dongen J.J., Remie R., Rensema J.W. and van Wunnik G.H.J. Anesthesia of the
labotarory rat and General techniques. In: Manual of Microsurgery on the Laboratory Rats.
Techniques in the Behavioral and Neural Sciences Vol. 4.. Huston J.P. (Ed). Elsevier.
Amsterdam. pp 61-95. 1990.
Waynforth H.B. and Flecknell P.A. Administration of Substances. In: Experimental and
Surgical Techniques in the Rat. Academic Press. London. pp 1-67. 1992.
Wells T.A.G. The Rat. A dissection manual. Dover Publication, Inc. New York. 1964.
Revisado: Enero 31, 2003
Dr. Andrés Quintanar Stephano
-- EL FISIOGRAFO--
OBJETIVOS:
1. Describir los diferentes elementos que conforman el FISIOGRAFO y conocer
las características funcionales de cada uno de ellos.
2.- Aprender a operar el FISIOGRAFO:
a) Manejando un canal. En esta práctica, utilizando el transductor miógrafo tipo “C”
para hacer una curva de calibración con pesas de valor conocido.
b) Comprobando la función de la UNIDAD DE DESPLAZAMIENTO DEL
PAPEL.
c) Manejando el ESTIMULADOR.
INTRODUCCIÓN
EL FISIOGRAFO ( fisios= función, grafos= escritura), es un aparato diseñado para
registrar gráficamente fenómenos fisiológicos. Con él se pueden registrar, dependiendo del
número de CANALES, desde un fenómeno aislado empleando un canal, o bien registrar 2,
3 o 4 variables fisiológicas simultáneamente. En nuestro laboratorio contamos con el
FISIOGRAPH FOUR B (NARCO BIO-SYSTEMS) que tiene cuatro canales. EL
FISIOGRAFO nos permite reconocer y caracterizar los diversos componentes de un
fenómeno fisiológico, así como los cambios que este sufre a través del tiempo, por ejemplo,
en el estudio de las propiedades del músculo cardíaco nos permite caracterizar la sístole y
la diástole, su duración, así como determinar cambios en la fuerza de contracción cuando se
somete a tracción, o bien, observar el efecto del nervio vago sobre la frecuencia cardiaca y
fuerza de contracción, etc. Ahora bien, cuando se emplean varios canales simultáneamente,
se hace con el objeto de estudiar las relaciones que existen entre diferentes fenómenos
fisiológicos y las características cambiantes de éstos a través del tiempo, por ejemplo, al
estudiar las funciones del
corazón podemos hacer el registro simultáneo del
electrocardiograma, ruidos cardiacos, presión auricular derecha y presión de la arteria aorta,
analizando primero las características del registro de cada canal y comprendiendo su
significado funcional, para después pasar a establecer las relaciones que existen entre los
diferentes fenómenos. Así, el registro simultáneo de diferentes fenómenos, nos permiten
obtener una visión de conjunto de la función cardiaca a través del tiempo.
En el proceso de captura de un fenómeno fisiológico, hay tres componentes básicos
que componen el sistema de registro. Cada uno tiene una función especial y características
distintivas. Estos componentes son: EL TRANSDUCTOR, EL PROCESADOR Y EL
REPRODUCTOR. A la combinación de estos tres elementos se le llama CANAL DE
DATOS o CANAL DE REGISTRO, ó más simplemente CANAL. Fig. 1.
EL TRANSDUCTOR o RECOLECTOR, detecta la información proveniente del
medio ambiente y la convierte en una señal eléctrica (transducción), la cual es más
fácilmente manejada o procesada que la información original. EL PROCESADOR o
AMPLIFICADOR recibe la señal transducida y opera con ella. La operación puede
consistir en amplificar, atenuar o extraer la raíz cuadrada, o el logaritmo o algún otro
procedimiento matemático para producir una señal aceptable para el reproductor. En la
mayoría de los casos una menor distorsión de la amplificación de la señal transducida en
todo lo que se requiere. EL REPRODUCTOR o SISTEMA DE REGISTRO es el
dispositivo que convierte la señal en una forma adecuada para que sea percibida por
nuestros sentidos.
Un ejemplo familiar de este sistema de tres elementos es el reproductor de discos
compactos. El transductor es el detector óptico de los rayos laser reflejados desde la
superficie del disco compacto, convirtiéndolos en señales eléctricas, las cuales pasan a
través de una conexión adecuada al amplificador. El amplificador o procesador aumenta la
señal a una intensidad tal que pueda ser reproducida por la bocina. La bocina o los
audífonos constituyen el reproductor que convierte la señal eléctrica en ondas sonoras, las
cuales son percibidas por los órganos sensoriales, en este caso el oído.
ELEMENTOS DE UN CANAL:
TRANSDUCTOR (TRANSDUCER). Los transductores son dispositivos que
convierten una forma de energía en otra forma de energía. Existen transductores para
convertir casi cualquier fenómeno fisiológico conocido en señales eléctricas proporcionales
y apropiadas para ser procesadas y registradas por el fisiógrafo. Fig. 1a.
ACOPLADOR DEL TRANSDUCTOR (TRANSDUCER COUPLER o
PREAMPLIFICADOR). El acoplador se usa para conectar el transductor o la señal que
viene del sujeto o preparación experimental al AMPLIFICADOR DEL CANAL. El
acoplador se usa también para variar la sensibilidad y calibrar el sistema. Fig. 1b.
AMPLIFICADOR DEL CANAL (CHANNEL AMPLIFIER). El amplificador del
canal aumenta la señal del acoplador para proporcionar el incremento requerido en la
intensidad de la señal para mover el motor de la plumilla (reproductor). Además contiene
los controles e interruptores necesarios para procesar señales adicionales. Fig. 1c.
MOTOR DE LA PLUMILLA o REPRODUCTOR (PEN MOTOR). El motor de la
plumilla convierte la señal que sale del amplificador del canal en un registro de tinta que
puede ser rectilíneo o curvilíneo. Las excursiones verticales de la plumilla a través del
papel que se está deslizando son proporcionales a la actividad fisiológica. Uno de los
reproductores más útiles en el laboratorio de fisiología es la PLUMILLA DE REGISTRO
montada sobre un galvanómetro de Darsonval. Esto se debe a que la máxima rapidez de
cambio de muchos fenómenos fisiológicos no exceden la rapidez de respuesta de la
plumilla que se desliza sobre el papel de registro. Así, usando una plumilla entintada, se
obtiene un registro gráfico instantáneo el cual describe la amplitud y curso temporal del
evento fisiológico. Fig. 1d.
OPERACIÓN DEL FISIOGRAFO
Antes de seguir adelante es necesario hacer las siguientes consideraciones:
a)
b)
Todos los interruptores de encendido-apagado de los AMPLIFICADORES
(Fig.1c) se encuentran en la parte inferior izquierda de las unidades
individuales (botón rojo).
Todos los interruptores que inician o interrumpen el registro del evento
fisiológico (Fig. 1c) se localizan en la parte inferior derecha de los
AMPLIFICADORES (botón blanco).
Las perillas de control se operan girándolas. Cuando se giran en sentido de las
manecillas del reloj; esto es, de izquierda a derecha se incrementa el tamaño de las ondas
(aumenta la amplitud) o bien haciendo que la plumilla se mueva hacia arriba. La rotación
en contra de las manecillas del reloj reduce la amplitud. Todos los tinteros, cables y
conexiones son semejantes. Ninguna conexión errónea puede hacerse. Cualquier unidad
opera normalmente en cualquier abertura o no opera en ninguna abertura del fisiógrafo.
PROCEDIMIENTO
Para poner el fisiógrafo en condiciones de registro haga las siguientes maniobras:
1.- Suba las plumillas con la PALANCA DE LAS PLUMILLAS. Fig. 2
2.- Coloque un paquete de papel de registro bajo las plumillas e inserte el papel en
las guías correspondientes.
3.- Baje la PALANCA DE TENSIÓN DEL PAPEL (Fig. 2), así como la palanca de
las plumillas, permitiendo que la punta de las mismas se pongan en contacto con el papel.
4.- Cheque que los TINTEROS (Fig. 2) estén a la mitad de su capacidad y elevados
de tal manera que el nivel de tinta quede justo por arriba de la superficie del papel del
fisiógrafo.
5.- La tinta se hace fluir colocando el dedo índice sobre el agujero del tintero y
apretándolo.
6.- Asegúrese de quitar el dedo antes de dejar de presionar.
De esta manera el fisiógrafo queda listo para trabajar cuando el INTERRUPTOR
PRINCIPAL se encienda. El interruptor está localizado a la izquierda de la UNIDAD DE
CONTROL DEL DESPLAZAMIENTO DEL PAPEL. El foco rojo adyacente indica que el
fisiógrafo está encendido o apagado. (Fig. 2).
REVISIÓN DEL DESPLAZAMIENTO DEL PAPEL
Gire la perilla de CONTROL DE LA VELOCIDAD DE DESPLAZAMIENTO
DEL PAPEL (PAPER SPEED) (Fig 2) y observe el movimiento del papel de registro. Para
controlar la velocidad con la que se desplaza el papel, gire la perilla a la velocidad deseada,
la cual puede ser desde 0.0025, 0.01, 0.025, 0.05, 0.1, 0.25, 0.5, 1, 2.5, 5.0 y 10 cm/seg. El
papel esta rayado en forma cuadriculada con las rayas verticales separadas 0.5 cm. entre si.
Las rayas horizontales son de tres tipos y alternadas entre si; unas delgadas cuya distancia
entre ellas es de 1 mm, una gruesa cada 0.5 cm. y otra más gruesa cada 2.5 cm, las cuales se
toman como referencias para facilitar la lectura de la amplitud de los registros. Localizada a
un lado del interruptor principal se encuentra la perilla del CONTROL DE INTERVALOS
DE TIEMPO (TIME MARKER). Seleccione en orden creciente los puntos 1, 5, 30 y 60
seg. y observe como que la PLUMILLA DE TIEMPO (5ª plumilla), se desplaza hacia
arriba con cada intervalo elegido. Verifique los intervalos usando su reloj. Fig. 2.
A la derecha de la PLUMILLA DE TIEMPO se encuentra un pequeño botón rojo
llamado MARCADOR DE EVENTOS (EVENT MARKER), el que al ser presionado
provocará que la PLUMILLA DE TIEMPO se desvíe hacia arriba. Oprima este botón para
probar su operación. El marcador de eventos permite señalar puntos específicos en el papel
durante el registro del fenómeno fisiológico.
Usando varios grupos de Intervalos de tiempo y el Control de la velocidad del papel,
verifique la operación de la unidad.
OPERACIÓN DE UN CANAL DE REGISTRO
AMPLIFICADOR (CHANNEL AMPLIFIER) Fig. 3
1. Gire completamente en favor de las manecillas del reloj la perilla de
VARIABLE (Fig. 3), el cual se encuentra superpuesta a la perilla de
SENSIBILIDAD (Amplificación) (MV/CM).
2. Ponga la perilla de AMPLIFICACION MV/CM en 1000.
3. Ponga la palanca de POLARIDAD (POLARITY) en positivo (+).
4. Encienda el botón rojo (POWER).
5. Con la perilla de CONTROL DE POSICIÓN (POSITION) desplace la
PLUMILLA DE REGISTRO a una LINEA BASAL (generalmente al centro de
los extremos del desplazamiento vertical de la PLUMILLA).
6. Con la perilla de CONTROL DE POSICIÓN desplace la plumilla 1.5 cm hacia
abajo de la línea basal.
7. Gire la perilla de MV/CM al punto de ADJ 3 cm. La plumilla se desplazará 3 cm
hacia arriba (1.5 cm por arriba de la línea basal).
En caso de que la plumilla sobrepase o no llegue a los 3 cm, con un desarmador
gire el TORNILLO de ADJ hacia la derecha para subir la plumilla o gire a la
izquierda para bajar la plumilla.
8. Repita la maniobra de poner la perilla MV/CM en 1000 y ADJ 3 cm
alternativamente y gire el tornillo de ADJ hacia donde sea necesario hasta que el
desplazamiento de la plumilla sea de 3 cm exactamente. De esta manera el
amplificador queda calibrado.
9. Gire la perilla del FILTRO (FILTER) al punto apropiado para eliminar (filtrar)
el ruido (frecuencias) indeseables que pueden entrar y alterar o impedir el
registro adecuado de los fenómenos bajo estudio.
CALIBRACIÓN DEL
COUPLER 7173)
PREAMPLIFICADOR
(ACOPLADOR)
(TRANSDUCER
Una vez calibrado el amplificador con el reproductor, proceda a:
1. Gire la perilla MV/CM al punto 2 MV/CM (máxima amplificación).
2. Gire el botón de posición y coloque la plumilla de registro en la línea basal
apropiada.
3. Encienda el botón blanco de REGISTRO (RECORD).
4. Restablezca la línea basal utilizando la perilla de BALANCE DEL
PREAMBPLIFICADOR.
Con estas maniobras se han ajustado funcionalmente el amplificador con el acoplador y el
reproductor, de tal manera que las señales eléctricas que pasen del acoplador al
amplificador serán proporcionales a la magnitud de las señales eléctricas que salen del
acoplador.
5. Apague el botón blanco (RECORD) del amplificador.
6. Conecte el transductor miógrafo tipo “C” (Miograph Transducer Type “C”) al
acoplador con un cable conector No. 9.
7. Si la magnitud de la señal por registrar es conocida, gire la perilla MV/CM al
punto adecuado. Si no es así, gire la perilla al punto 1000 MV/CM.
8. Encienda el botón de RECORD.
9. Calibre el sistema de registro del fisiógrafo utilizando las unidades adecuadas de
deflexión de la plumilla.
NOTA: El registro de una señal conocida se llama calibración del registro. Ningún registro
puede considerarse completo sin que la calibración de amplitud y tiempo.
CALIBRACIÓN DE UN REGISTRO
ELEMENTOS ACCESORIOS ÚTILES DEL FISIOGRAFO
ESTIMULADOR S1-10 (Fig. 4)
Instalación.- El estimulador puede instalarse en cualquier compartimiento del
fisiógrafo. Antes de instalarlo asegúrese de que las clavijas del estimulador y el enchufe
del fisiógrafo estén limpios y bien alineados. Una vez instalado se pueden dar estímulos
que son automáticamente indicados por una deflexión hacia arriba de la plumilla de tiempo
(5a. plumilla).
1. Ponga el interruptor CONT-OFF-SINGLE (estímulos continuos- apagadoestímulos únicos) en la posición OFF.
2. Gire la perilla de voltaje (VOLTS) a 0 voltios.
3. Ponga el interruptor ON-OFF (encendido-apagado) en la posición ON. Prenderá
el foco adjunto.
4. Gire la perilla de frecuencia (FRECUENCY) y el MULTIPLICADOR (X) en
los puntos deseados y la palanca de CONT-OFF-SINGLE en la posición CONT
(continuo).
5. Gire el control de duración (DURATION) y el multiplicador en los puntos
aplicado. Pulsos de corta duración pueden requerir voltajes altos para producir
la respuesta deseada.
6. Ponga el control de voltaje (VOLTS) y el multiplicador en los puntos deseados.
Estos determinarán el voltaje de los estímulos. Normalmente el control del
voltaje debe iniciarse desde 0 y avanzar lentamente hasta lograr la respuesta
deseada.
7. Coloque el interruptor MONOPHASIC-BIPHASIC en la posición apropiada.
En la posición monofásica indica unió directa desde la unidad de aislamiento del
estimulador con las terminales de salida, y proporciona un pulso en una sola
dirección; en la posición bifásica, indica unión desde el capacitor de la unidad de
aislamiento del estimulador con las terminales de salida. Los pulsos bifásicos
reducen la polarización del electrodo ya que los promedios de las corrientes
positivas y negativas son iguales.
8. El estimulador debe ser probado antes de que los electrodos sean conectados.
Coloque el interruptor CONT-OFF-SINGLE en la posición SINGLE. Un pulso
único será aplicado a través de las terminales de salida. La lámpara de neón
indicará que un pulso ha salido por los postes de salida. Si el estimulador está
instalado en el fisiógrafo, la plumilla de tiempo indicará el estímulo con una
deflexión momentánea hacia arriba.
Cuando el interruptor se coloca en la posición CONT (continuo):
a) Un tren de pulsos se esta aplicando a través de las terminales de salida.
b) La lámpara de neón prendera por cada pulso dado.
c) La plumilla marcadora de tiempo se desplazara hacia arriba y se
mantendrá en esa posición durante el tiempo que dure el tren de pulsos.
9. Conecte los cables estimuladores en los postes de salida, y el otro extremo a los
electrodos de estímulo. Observe la polaridad. ROJO (+), NEGRO (-).
10. Aplique estímulos colocando el interruptor CONT-OFF-SINGLE en cualquiera
de las posiciones; CONT para pulsos continuos, o en SINGLE para pulsos
aislados. Ponga el interruptor en la posición OFF cuando no se desee estimular.
Si tiene duda de que el estímulo se esté aplicando de una manera efectiva al
sujeto de experimentación, desconecte los electros de estímulo y con los dedos
húmedos de una mano presione ligeramente sobre los electrodos e incremente
lentamente el voltaje hasta que perciba los estímulos.
11. Disparador externo:
a) TRIG IN: Para usar un disparador externo, coloque el interruptor CONTOFF-SINGLE en la posición OFF. Conecte el disparador externo en el
enchufe TRIG IN usando un fono conector. El estimulador acepta pulsos
disparados desde dispositivos externos y generarán un pulso por cada
pulso recibido. Cuando un tren de pulsos es aplicado, el correspondiente
tren de pulsos es producido con la duración y voltaje controlados por los
botones del estimulador. El pulso externo debe ser un pulso positivo de
al menos 5 volts y 20 microsegundos de duración.
b) TRIG OUT: El estimulador puede utilizarse para sincronizar otros
aparatos tales como: otro estimulador, un osciloscopio o una cámara.
Cuando un disparo es requerido, conecte el TRIG OUT usando un fono
conector a un mecanismo disparador del aparato externo. La señal de
TRIG-OUT es un pulso positivo de 20 volts y 50 microsegundos de
duración de una fuente de 10 kilohom por cada estímulo aplicado a las
terminales de salida.
Cada miembro del grupo deberá familiarizarse con la operación de todos los
controles del fisiógrafo antes de proceder con los experimentos del laboratorio. Cuando
estos conocimientos sean completos, el fisiógrafo puede apagarse usando el interruptor de
la línea principal. Eleve la polea de tensión del papel y la palanca de las plumillas. Las
plumillas deben quedar limpias, esto se efectúa haciendo la operación contraria al llenado
de las mismas, es decir, presionando el recipiente que contiene la tinta primero y después
tapando con el dedo índice el orificio de entrada de la tinta y dejando de presionar
lentamente el recipiente.
ESTIMULADOR S1-10
OPERANDO EL ESTIMULADOR S1-10
1.
2.
3.
4.
El estimulador puede instalarse en cualquier
compartimiento del Fisiógrafo. Antes de instalarlo
asegúrese de que las clavijas del estimulador y el
enchufe del Fisiógrafo estén limpios y bien alineados.
Una vez instalado se pueden dar estímulos que son
automáticamente indicados por una deflexión hacia
arriba de la plumilla de tiempo (5a plumilla).
Ponga el interruptor CONT-OFF-SINGLE (CONT =
CONTINUOS, OFF = APAGADO, SINGLE =
AISLADOS) en la posición APAGADO.
Gire la perilla de voltaje (VOLTS) a 0 voltios.
Ponga el interruptor ON-OFF (encendido-apagado) en
la posición ON. Prenderá el foco ROJO adjunto.
5. Gire la perilla de frecuencia (FRECUENCY) y su
multiplicador (X) en los puntos deseados y la palanca
de CONT-OFF-SINGLE en la posición CONT
(continuo).
6. Gire el control de duración (DURATION) y su
multiplicador en los puntos deseados. Pulsos de corta
duración pueden requerir voltajes altos para producir
la respuesta deseada.
7. Ponga el control de voltaje (VOLTS) y su multiplicador
en los puntos deseados. Estos determinarán el voltaje
de los estímulos. Normalmente el control del voltaje
debe iniciarse desde 0 y avanzar lentamente hasta
lograr la respuesta adecuada.
8. Coloque el interruptor MONOPHASIC-BIPHASIC en la
posición apropiada. En la posición monofásica indica
unión directa desde la unidad de aislamiento del
estimulador con las terminales de salida, y proporciona
un pulso en una sola dirección; en la posición bifásica,
indica unión desde el capacitor de la unidad de
aislamiento del estimulador con las terminales de salida.
Los pulsos bifásicos reducen la polarización del electrodo
ya que los promedios de las corrientes positivas y
negativas son iguales.
9. El estimulador debe ser probado antes de que los
electrodos sean conectados. Coloque el interruptor
CONT-OFF-SINGLE en la posición SINGLE. Un pulso
único será aplicado a través de las terminales de salida.
La lámpara de neón indicará que un pulso ha salido por
los postes de salida. Si el estimulador está instalado en el
Fisiógrafo, la plumilla de tiempo indicará el estímulo con
una deflexión momentánea hacia arriba.
10. Conecte los cables estimuladores en los postes de salida, y el otro
extremo a los electrodos de estímulo. Respete la polaridad de los
postes y cables; ROJO (+) y NEGRO (-).
11. Aplique estímulos colocando el interruptor CONT-OFF-SINGLE en
cualquiera de las posiciones; CONT para pulsos continuos, o en
SINGLE para estímulos aislados. Ponga el interruptor en la posición
OFF cuando no se desee estimular.
•
Si tiene duda de que el estímulo se esté aplicando de una manera
efectiva al sujeto de experimentación, desconecte los electros de
estímulo y con los dedos húmedos de una mano presione
ligeramente sobre los electrodos e incremente lentamente el voltaje
hasta que perciba los estímulos.
Peso
(g)
x
Desplazamiento
vertical del registro (g)
y
0
________________________________
5
________________________________
10
________________________________
20
________________________________
40
________________________________
50
________________________________
100
Con los datos obtenidos haga una gráfica en papel cuadriculado, en
la que al eje de las x correspondan los valores crecientes de las
pesas y al eje de las y a los valores verticales máximos del registro.
Una los puntos y observe la recta que se forma.
POTENCIAL DE ACCION COMPUESTO
INTRODUCCIÓN
La función principal de las fibras nerviosas es la conducción del impulso nervioso
(potencial de acción). En el caso de la fibras sensoriales (aferentes) el potencial de acción
es generado en la terminal nerviosa periférica y es conducido hacia la terminal nerviosa
central. El potencial de acción en las fibras motoras (eferentes) es generado en el cono
axónico y es conducido hacia la periferia hasta su efector. Conducción ortodrómica
significa la conducción del impulso nervioso en la dirección adecuada. La conducción
antidrómica significa lo opuesto.
Los nervios periféricos están constituidos por un grupo heterogéneo de fibras
nerviosas. La heterogeneidad de las fibras nerviosas se debe tanto a sus características
geométricas (diámetro), histológicas (presencia o ausencia de mielina), pertenencia
(somáticas o autónomas), funcionales (sensoriales o motoras). También son heterogéneas
en cuanto a propiedades de excitabilidad como sería la magnitud del estímulo umbral y la
duración de su período refractario, tanto absoluto como relativo. Considerando todas estas
características las fibras nerviosas pueden ser clasificadas de diversas maneras. La
clasificación más general las clasifica como A (alfa, beta, gamma y delta), B y C. Otra
clasificación, la cual es utilizada principalmente para fibras sensoriales musculares, las
clasifica en fibras tipo Ia y Ib, II, III y IV.
Independientemente del tipo de fibra nerviosa, la generación y la conducción del
potencial de acción tiene los mismos principios. La generación del potencial de acción es
debida a un potencial electrotónico producido ya sea por actividad sináptica o por el
estímulo aplicado directamente sobre la terminal nerviosa, libre en muchos casos, o
asociada a una estructura con características específicas. Este potencial electrotónico activa
canales iónicos operados por voltaje generando corrientes catiónicas entrantes y salientes
que se propagan a través y a lo largo de la membrana (axolema) y de los líquidos
intersticial e intracelular (axoplasma). Los responsables de las corrientes iónicas son
canales de sodio y de potasio operados por voltaje que se activan de manera secuencial,
produciendo corrientes iónicas que dan lugar al cambio transitorio del potencial de
membrana conocido como potencial de acción, el cual una vez producido, con
características todo o nada, se propaga a lo largo de la fibra nerviosa activando
automáticamente a los canales iónicos, influidos por el campo eléctrico del mismo
potencial de acción. El potencial de acción es conducido tanto activamente como
pasivamente, la conducción pasiva se realiza en segmentos de membrana que carecen de
canales iónicos operados por voltaje, en la conducción pasiva intervienen los canales
iónicos.
Cuando un nervio es dispuesto sobre electrodos de registro y se aplica un estímulo
de magnitud suficiente, es posible registrar la suma (por sumación espacial) de los
potenciales de acción de todas las fibras que lo constituyen (potencial de acción
compuesto). El registro obtenido de esta manera (electroneurograma) muestra diversos
componentes que corresponden a los diferentes tipos de fibras que constituyen al nervio y
que son separados en base al estímulo umbral y en base a la latencia relativa (debido a su
diferente velocidad de conducción) con que aparecen.
Además de investigar el tipo de fibras que constituyen al nervio, este modelo es útil para
ilustrar conceptos fisiológicos relacionados con las propiedades de excitabilidad de las
fibras nerviosas y de otros tejidos excitables, investigar el efecto de fármacos y
xenobióticos sobre la conducción nerviosa, estudios sobre regeneración y enfermedades
degenerativas (desmielinizantes), etc.
OBJETIVOS
1) Determinar el estímulo umbral para diferentes poblaciones de fibras nerviosas.
2) Investigar el estímulo máximo para una población de fibras nerviosas.
3) Reclutar espacialmente diferentes tipos de fibras nerviosas.
4) Determinar la velocidad de conducción de diferentes tipos de fibras nerviosas.
5) Determinar los parámetros de excitabilidad de reobase y cronaxia para un tipo de
fibras nerviosas.
6) Observar el efecto de los anestésicos locales (xilocaína) sobre la conducción nerviosa.
MATERIAL Y METODOS
Material y equipo
Material biológico: Rana (aunque también pueden emplearse otras especies como la rata o
el gato
Material. 1) Instrumental de disección y disectores de vidrio. Es importante contar con
pinzas y tijeras finas (aunque no indispensable) 2) Cámara para nervio, de preferencia de
lucita 3) Estimulador 4) Osciloscopio equipado con amplificador AC/DC. Pueden utilizarse
amplificadores acoplados a convertidores analógico/digital si se cuenta con tal equipo 5)
Microscopio estereoscópico (puede ser suficiente una lupa).
Soluciones. 1) Ringer rana. (puede ser suficiente solución salina isotónica) 2) Solución de
Xilocaína al 2%.
1) Obtención del nervio ciático de rana. La rana es sacrificada por decapitación, en
seguida se destruye la médula espinal, utilizando para ello un estilete. Esta última maniobra
es con el fin de evitar los reflejos motores medulares durante la disección del nervio. Se
abre cavidad abdominal hasta visualizar la pared posterior, donde podrán distinguirse la
columna vertebral y las última raíces nerviosas que emergen de ella, y de las cuales se
origina el nervio ciático. Se procede a la disección del nervio ciático, desde su origen en la
médula espinal hasta el tobillo (figura 1A-G). El nervio se refiere con un trozo de hilo en su
extremo proximal, se corta y se diseca hasta su emergencia hacia la parte posterior, donde
se hace un orificio para poder pasarlo hacia la parte posterior, se voltea a la rana y se
prosigue con la disección del nervio ciático hasta la altura de la rodilla, donde se divide en
dos ramas principales, ambas pueden ser disecadas, o bien optar por una de ellas, siguiendo
su trayecto hasta la altura del pie de la rana. Es conveniente obtener la mayor longitud
posible del nervio, que en ranas de mediano tamaño sobrepasa los 60 mm. Se recomienda
manipular al nervio con disectores de vidrio, evitando al máximo tocarlo con metales. Una
vez separado el nervio es conveniente retirar restos de vasos sanguíneos y el tejido
conectivo extraneural con el fin de evitar contactos deficientes con los electrodos de
registro.
A
D
B
E
C
F
G
Figura 1. Secuencia de fotografías que ilustra la obtención del nervio ciático de la rana. A:
vista de la parte inferior del cuerpo de la rana después de haber retirado las vísceras
abdominales; B: Acercamiento que ilustra las últimas raíces nerviosas, donde se origina el
nervio ciático; C: lustración de la manera como se refiere el nervio ciático para su
disección; D: ilustración de la pared posterior de la cavidad abdominal con el nervio ciático
referido; E: ilustración del nervio ciático disecado hasta la altura de la rodilla; F: en este
caso se ha seleccionado el nervio tibial, cuya disección se continúa hasta el tobillo (G).
2) Montaje de la preparación en la cámara para nervio. Una vez obtenido el
nervio, se coloca sobre los electrodos dispuestos en la cámara, cuidando de que estos se
encuentren limpios (Figura 2 A-B). Se vierte un poco de Ringer o solución salina sobre el
fondo de la cámara y en seguida se sella con la tapa (aplicando un poco de vaselina). El
sello de la cámara es importante para que el nervio se mantenga húmedo durante todo el
curso de la práctica.
3) Procedimiento para la estimulación y registro. Una vez que se ha montado el
nervio ciático en la cámara para nervio, se procede a conectar los electrodos para
estimulación y para registro (Figura 2A-D). Los electrodos para estimulación se conectan al
extremo proximal (más grueso) del nervio y los electrodos para registro se conectan al
extremo distal (más delgado).
A
B
C
D
u
o
e
Figura 2. Fotografías que ilustran las características de la cámara para nervio y su
disposición para el estímulo del nervio y registro del electroneurograma. A: cámara de
lucita y la placa para sellarla después de colocar el nervio; B y C: nervio montado sobre los
electrodos de estímulo y registro; D: dispositivo para la estimulación y el registro (e:
estimulador; u: unidad aisladora de estímulos y o: oscilocopio).
REGISTRO DE DATOS
1. Determinación del estímulo umbral y el estímulo máximo. Se selecciona un
estímulo cuya duración sea de 0.01 ms. Se selecciona la escala de la base de tiempo del
osciloscopio en 0.5 ms/división. Se incrementa de manera gradual la amplitud del estímulo
hasta obtener la respuesta mínima observable (en el caso de utilizar un osciloscopio la
escala de la amplitud para esta maniobra debe de ser de 0.5 a 1 mv/división). Cuando se
obtenga el estímulo umbral se cambia la polaridad del estímulo para seleccionar el tipo de
corriente (anódica o catódica) más adecuada a utilizar. En seguida se aplican estímulos de
amplitud creciente y se miden las amplitudes de las respuestas obtenidas (podrá ser
necesario modificar la escala de la amplitud en el osciloscopio). Con estos resultados
construya una gráfica: amplitud del estímulo versus amplitud de la respuesta. Con esta
gráfica se ilustran los conceptos de estímulo umbral, estímulo máximo, subumbral, y
supraumbral. Nota: cuando la magnitud del estímulo es suficientemente grande aparecerán
varios componentes (distinguidos con latencias diferentes) en nuestro registro. Se
recomienda hacer el análisis en el primer componente, el cual corresponde a la población
de fibras más rápidas. Describa sus observaciones en la hoja de resultados
2. Determinación de los parámetros de reobase y cronaxia. Con el componente
que aparece primero. Se selecciona un estímulo con 5 ms de duración y se busca la
amplitud del estímulo que nos dará la respuesta mínima (estímulo umbral), en seguida se
reduce gradualmente la duración del estímulo y se busca la amplitud necesaria para la
respuesta umbral. De esta manera se obtienen varios puntos. Con estos datos construya una
gráfica: duración del estímulo versus amplitud del estímulo. En esta gráfica (curva de
excitabilidad) se analizan los conceptos de reobase, cronaxia y estímulos subumbrales y
supraumbrales. Describa sus observaciones en la hoja de resultados.
3. Determinación de la velocidad de conducción. Se aplica un estímulo máximo
de corta duración y se selecciona el primer componente del registro para la determinación
de este parámetro. Se aplican estímulos máximos variando la distancia entre los electrodos
de estimulación y los electrodos de registro (los electrodos de estimulación pueden irse
acercando gradualmente a los electrodos de registro o viceversa. Se construye una gráfica:
distancia entre electrodos versus latencia. En esta gráfica se calcula la velocidad de
conducción y se demuestra además que esta es constante a lo largo de la fibra nerviosa.
4. Identificación del tipo de fibras en base a su velocidad de conducción. Con la
escala de la base de tiempo del osciloscopio seleccionada en 1.0 ms/división seleccionado
un estímulo de duración de 0.05 ms se procede a ir incrementando gradualmente su
amplitud hasta observar el mayor número de componentes posibles, se mide la latencia de
cada uno de ellos y se calcula su velocidad de conducción. Esta maniobra ilustrará (en base
a su velocidad de conducción) los principales grupos que constituyen el nervio ciático de la
rana. Calcule las diferentes velocidades de conducción y pase los datos a la hoja de
resultados.
5. Efecto de los anestésicos locales sobre la conducción nerviosa. Finalmente, se
procede a colocar un trozo de algodón impregnado con xilocaína al 2% entre los electrodos
de registro y los de estimulación (se recomienda colocarlo en la parte media del nervio). Se
selecciona un estímulo máximo y se estimula repetitivamente con una frecuencia de 0.1 Hz,
midiendo la amplitud del potencial de acción compuesto cada minuto hasta la desaparición
de la respuesta. Se grafica el tiempo versus la amplitud de la respuesta, esta gráfica nos
ilustrará el curso temporal del bloqueo con este anestésico local. Después de haberse
obtenido el bloqueo completo, el nervio se retira de la cámara y se coloca en un vaso de
precipitado conteniendo un volumen suficiente de Ringer o solución salina, dejándolo unos
5 minutos, tiempo después del cual se retira y se vuelve a colocar sobre la cámara de
registro. Se vuelve a estimular y se observará la recuperación de la respuesta, lo cual ilustra
el efecto reversible del bloqueo con la xilocaína.
RESULTADOS
Describa y discuta las observaciones realizadas y enumere las conclusiones
correspondientes a cada objetivo.
BIBLIOGRAFÍA
1) Guyton, A.C. and Hall, J.E. Membrane Potentials and Action Potentials. In Textbook of
Medical Physiology. 10a ed., Saunders. Philadelphia. pp 52-66. 2000.
2) Ganong, W.F. Excitable tissue: Nerve. In: Review of Medical Physiology. 20a edition.
Lange Medical Books/McGraw-Hill. New York. pp 49-61. 2001
3) McCormick, D.A. Membrane Potential and Action Potential. In Fundamental
Neuroscience. (Zigmond, M., Bloom, F., Landis, S., Robertis, J. and Squire, L. eds). Ist.
ed. Pp. 129-154. Academic Press, London UK.
4) Koester, J. and Siegelbaum, S.A. Propagated Signaling: The Action Potential. In
Principles of Neural Science.(Kandel, E., Schwartz, J. and Jessell, T. eds.). 4th. ed., pp.
150-170. Mc Graw Hill.
PROPIEDADES DEL MUSCULO ESQUELETICO
INTRODUCCIÓN
El músculo esquelético se caracteriza por presentar estriaciones transversales
cuando se observa con el microscopio. Las fibras individuales son relativamente largas en
relación a su diámetro y contiene muchos núcleos a lo largo de toda la fibra. Cada célula
(fibra) muscular está rodeada de una membrana, el sarcolema, y grupos de fibras
musculares se agrupan formando haces o fascículos musculares que se mantienen unidos
por tejido conectivo. Los fascículos se agrupan para formar los músculos. (Fig. 1)
La característica más notable del músculo esquelético es la capacidad que tiene de
contraerse (acortarse) y al hacerlo producir tensión y trabajo. Los músculos esqueléticos
están unidos al esqueleto y su contracción causa que los huesos articulados se muevan y
realicen todos los movimientos corporales. La energía para la contracción se deriva de la
degradación del trifosfato de adenosín (ATP) que desencadena una cascada de eventos
fisicoquímicos que involucran el deslizamiento de los filamentos de la contracción (actina y
miosina) dentro del músculo. Como en cualquier proceso bioquímico, la temperatura juega
un papel muy importante en estas reacciones.
Cuando una fibra muscular es activada por un impulso nervioso proveniente de una
motoneurona, la fibra se contrae completamente (RESPUESTA TODO O NADA). La
graduación de la contracción tan característica del músculo completo, está determinada por
variaciones en el número de fibras musculares que participan en la contracción. Bajo
circunstancias normales, la fuerza de la contracción se lleva a cabo dependiendo del
número de fibras que se activan. Siempre debe tenerse en mente que la relación entre fibras
musculares que inerva una neurona motora es mayor que la unidad; es decir, una
motoneurona inerva siempre más de una fibra muscular, la relación de inervación varía para
cada unidad motora desde 1/100 hasta 1/600 en el músculo esquelético.
En un animal experimental en el que la activación del músculo se lleva a cabo por la
aplicación directa de estímulos eléctricos, se pueden demostrar muchas de las
características fundamentales del músculo esquelético. Aunque un amplio espectro de
estímulos pueden emplearse, los que más fácilmente se controlan son los eléctricos.
Si los electrodos se insertan directamente en la masa muscular y se aplican
estímulos aislados de intensidad creciente, se llegará al estímulo umbral, que se caracteriza
por provocar una contracción débil debido a que únicamente se estimulan las fibras
musculares más excitables. Si se continúa incrementando la intensidad de los estímulos, las
contracciones musculares (sacudidas simples) serán de mayor fuerza hasta llegar a un
estímulo de intensidad tal que ya no provocará incremento en la fuerza de las contracciones
(estímulo máximo). Mayores incrementos en la intensidad de los estímulos (estímulos
supramáximos), no incrementarán la fuerza de las contracciones.
Es sabido que no todas las fibras musculares tienen el mismo umbral de excitación y
que la contracción máxima de un músculo durante una sacudida, ocurre solo cuando la
dispersión de la corriente estimulante (estímulo máximo) alcanza el umbral de todas las
fibras del músculo. Por lo tanto, un incremento de la intensidad de los estímulos más allá de
un cierto punto (estímulos supramáximos), no provocarán una mayor fuerza de contracción,
ya que todas las fibras se están contrayendo.
Hay que hacer notar que la contracción no ocurre inmediatamente después de la
aplicación del estímulo. Es decir, se requiere un cierto tiempo para que el acople
excitación-contracción ocurra. A este pequeño intervalo de tiempo entre la aplicación del
estímulo y la aparición de la sacudida se le llama periodo de latencia.
El efecto de la carga sobre el músculo puede ser fácilmente demostrada en la
preparación muscular. Una propiedad fundamental de las fibras musculares en general es
que, dentro de ciertos límites, al incrementar la longitud de reposo de un músculo este se
contrae con mayor fuerza. Este fenómeno es semejante a la Ley de Starling del corazón.
Así, estímulos aislados de intensidad máxima darán lugar a sacudidas más intensas (dentro
de ciertos límites), cuando antes del estímulo se ha incrementado la tensión de reposo del
músculo. Naturalmente que una tensión de reposo que jale tanto a la fibra, provocará
separación de los miofilamentos en la sarcómera, y diminuirá la capacidad de contracción
del músculo.
Dependiendo de la carga contra la que tiene que contraerse, el músculo puede
contraerse de dos maneras: a) si el músculo mueve una carga una cierta distancia, la
contracción se llama isotónica (del gr. isos=igual y tono=tensión) y b) si el músculo se fija
por los extremos para impedir el acortamiento durante la contracción, se le llama
contracción isométrica (del gr. isos=igual y metro=medida). Durante los movimientos
corporales, las contracciones musculares son generalmente combinaciones de ambos tipos y
depende de si los huesos articulados son movidos o no.
Si en lugar de estímulos únicos se aplican al músculo estímulos repetitivos, se
producirá una serie sucesiva de sacudidas. Si la frecuencia es lo suficientemente alta, el
músculo no alcanzará a relajarse entre los estímulos y si estos son de mayor frecuencia, las
contracciones se fundirán en una contracción sostenida, llamada contracción tetánica, la
cual ejerce una fuerza mucho mayor que la sacudida simple. Se cree que durante la
sacudida simple, el músculo no es capaz de liberar toda la energía almacenada en sus fibras
aunque todas están participando en la contracción.
Un fenómeno interesante puede, algunas veces, observarse durante la etapa inicial
de un tren de sacudidas simples. Al aplicar un estímulo único de intensidad máxima, el
músculo se contrae. Con estímulos sucesivos se irá contrayendo más intensamente por
pequeños incrementos, apareciendo el registro gráfico de la plumilla parecido a una
escalera. Por esta razón al fenómeno se le ha llamado fenómeno de la escalera o treppe. Se
cree que este incremento en la contractilidad puede deberse al ligero incremento en la
temperatura de las fibras musculares durante las contracciones sucesivas. Otra teoría
postula que el Ca++ liberado no es completamente reabsorbido al retículo sarcoplásmico,
quedando pues, mas Ca++ libre en el citosol incrementando así la fuerza de contracción.
Las fibras musculares no pueden permanecer contraídas por tiempo indefinido al
estar realizando un trabajo. Después de un corto tiempo de estimulación, el músculo pierde
la capacidad para ejercer tensión. Se ha demostrado que esta pérdida de la contractilidad se
debe a la acumulación de productos de desecho y a la depleción de energía almacenada, es
decir el músculo presenta fatiga muscular. Aunque un corto período de descanso dará lugar
a que la circulación remueva los productos de desecho, un tiempo mucho mayor se requiere
para la síntesis de nuevos compuestos ricos en energía. En general, la fatiga muscular
depende la frecuencia de estimulación; se presenta pronto con estímulos frecuentes y más
lentamente con estímulos de menor frecuencia.
OBJETIVOS
Examinar las propiedades del músculo esquelético cuando se estimula directamente. Para
llevar a cabo lo anterior se deberán realizar las siguientes mediciones:
Con estímulos aislados:
1) Estímulo umbral para la contracción
2) Estímulo máximo para la contracción máxima (sacudida simple)
a) Periodo de latencia
b) Tiempo de contracción
c) Tiempo de relajación
d) Duración de la sacudida simple
e) Fuerza de la contracción de la sacudida simple
f) Estímulos supramáximos
3) Efecto de la tensión de reposo sobre la fuerza de contracción
4) Fatiga con estímulos aislados
Con estímulos repetitivos
a) Fenómeno de la escalera
b) Suma de las contracciones
c) Contracción tetánica
d) Fatiga tetánica
MATERIAL Y EQUIPO
1) Fisiografo (un canal) 2) Miógrafo tipo “C” 3) Tornillo de tensión 4) Juego de pesas
esas 5) Electrodos de estímulo de tipo alfiler 6) Cable estimulador 7) Tabla para rana 8)
Soporte universal 9) Regla 10) Estilete 11) Disectores de vidrio 12) Hilo cáñamo doble
cero 13) Canalizador de pulsos 14) Ringer rana y 15) Estuche de disecciones.
PROCEDIMIENTO
Calibre un canal del Fisiógrafo utilizando un transductor miógrafo tipo “C”, de tal
manera que 2.5 cm = 100 g.
Preparación muscular (Fig. 2). Destruya el cerebro y la médula espinal de una rana.
Colóquela sobre la tabla para rana y proceda a retirar la piel de la pata izquierda. Con los
disectores de vidrio diseque el músculo gastrocnemio en toda su longitud. Amarre el
tendón de aquiles (porción distal) con un hilo doble cero de unos 15 cm de longitud, deje
un pequeño espacio entre el hilo y el tendón para que el hilo no se resbale durante las
maniobras experimentales. Con la solución de Ringer rana mantenga húmedo el músculo a
lo largo del experimento. Corte el tendón entre el nudo del hilo y su inserción en el hueso
calcáneo y eleve el músculo gastrocnemio. Antes de fijar la rana a la tabla, pase un hilo
doble por cada uno de los orificios que la atraviesan. Tome a la rana y pase la pata por las
asas dejadas por los hilos dobles hasta llegar a la porción proximal de la tibia (rodilla). Jale
los hilos fuertemente para que la rodilla y los huesos de la pierna queden firmemente
apretados a la superficie de la tabla. Fije los hilos a los sujetadores que se encuentran a los
lados de la misma. Tome el cabo suelto del hilo amarrado al tendón y haga un nudo
dejando una pequeña asa e introdúzcala en la palanca del transductor. Inserte los electrodos
de estímulo de alfiler en los extremos distal y proximal de la masa muscular.
MANIOBRAS EXPERIMENTALES
Estímulo umbral para la contracción. Conecte los electrodos de alfiler al estimulador,
vía cables del estimulador. Ajuste la sensibilidad a aproximadamente 2.5 cm de amplitud
del registro = 100 g. Aplique una ligera tensión al músculo con el tornillo de tensión. Ponga
el deslizamiento del papel a una velocidad de 2.5 mm/seg, comience a estimular con pulsos
de 2 mseg. de duración. Utilizando estímulos aislados, incremente lentamente la intensidad
de los estímulos iniciando con 0 voltios hasta observar la primera contracción (sacudida
simple). Este es el estímulo umbral.
Estímulo máximo para la contracción máxima. Continúe incrementando la intensidad de
los estímulos hasta que las sacudidas alcancen la máxima amplitud. Al estímulo mínimo
que alcanzo a provocar la máxima fuerza de contracción se la llama estímulo máximo.
Continúe incrementando la intensidad de los estímulos y observe que estos ya no
provocarán mayor intensidad en la amplitud de las sacudidas. A los estímulos de intensidad
mayor que ya no incrementaron la amplitud de las contracciones, se les llama estímulos
supramáximos. Con los resultados de voltaje y amplitud de las sacudidas llene la Tabla 1.
Con los datos de la Tabla 1, haga una gráfica en donde la variable independiente (abscisas)
es el voltaje aplicado con cada estímulo y la variable dependiente (ordenadas) la amplitud
de las correspondientes sacudidas.
TABLA 1. Efecto de la intensidad del estímulo sobre la magnitud de la contracción
muscular. Estímulo umbral, estímulo máximo, estímulos supramáximos, sumación
espacial.
INTENSIDAD
DEL ESTÍMULO
AMPLITUD DE LA
RESPUESTA
Duración de la sacudida simple. Con estímulos de 2 ms de duración y el voltaje del
estímulo máximo ponga a deslizar el papel a una velocidad de 10 cm/seg. Mientras el papel
se está deslizando, aplique unos 3 estímulos aislados y pare el papel. Mida la duración de la
sacudida simple. Identifique en el mismo trazo el periodo de latencia, el tiempo de
contracción y el tiempo de relajación.
Fuerza de la contracción. Con la calibración de la amplitud del registro de 2.5 cm = 100
g, calcule en el mismo registro la fuerza de la contracción de la sacudida simple.
EFECTO DE LA
CONTRACCIÓN
TENSIÓN
DE
REPOSO
SOBRE
LA
FUERZA
DE
Ajuste la sensibilidad del registro si es necesario (mayor o menor sensibilidad debe
utilizarse dependiendo de la fuerza del músculo). Con el tornillo de tensión disminuya la
tensión del músculo hasta que el hilo que une el músculo con el transductor ejerza la
mínima tensión. Escoja el estímulo máximo y aplicando estímulos aislados inicie la
estimulación con una tensión de reposo muy ligera. Incremente la tensión progresivamente
y en cada vuelta del tornillo de tensión estimule al músculo. Continúe incrementando la
tensión de reposo y aplicando los estímulos correspondientes hasta que la amplitud del las
contracciones alcance un máximo y empiecen a disminuir. Mida la tensión de reposo y la
amplitud de la respuesta al estímulo en cada vuelta del tornillo. Con los resultados de
tensión de reposo y amplitud de la sacudida, llene la Tabla 2. Con los datos de la Tabla 2,
haga una gráfica en donde la variable independiente (abscisas) es la tensión de reposo y la
dependiente (ordenadas) la amplitud de las sacudidas. Calibre el registro con una pesa de
magnitud adecuada y exprese la tensión de reposo y la fuerza de las contracciones en
gramos. Determine en la gráfica la tensión de reposo que dio lugar a la máxima fuerza de
contracción y la tensión de reposo en la que las contracciones empiezan a ser más débiles.
TABLA 2. Efecto de la tensión de reposo sobre la fuerza de las contracciones.
TENSIÓN DE REPOSO AMPLITUD DE LAS
CONTRACCIONES
FATIGA DE LA CONTRACCIÓN CON ESTÍMULOS AISLADOS
Ajuste la velocidad del papel a 0.10 cm/seg. Aplique al músculo una tensión de reposo
adecuada, seleccione el estímulo máximo de 2 ms de duración y aplique un estímulo cada 2
segundos hasta que se aprecie una disminución clara de la fuerza de contracción. Grafique
la altura de la contracción versus al tiempo como una medición de fatiga(*).
Con cuidado desmonte la preparación muscular y vuelva a montarla en la otra pata.
Antes de continuar con el siguiente objetivo, encuentre el estímulo máximo y la tensión
de reposo adecuada.
EFECTO DE ESTIMULOS REPETITIVOS
Ajuste la sensibilidad para poder registrar sacudidas musculares con una amplitud
adecuada. Ajuste la tensión de reposo al punto donde obtuvo la máxima contracción en el
punto anterior. Seleccione el voltaje del estímulo máximo. Con la velocidad del papel a 0.1
cm/seg estimule al músculo con varias frecuencias iniciando con 2 estímulos/seg durante 3
seg. Detenga el papel, seleccione 5 estímulos/seg, ponga en marcha el papel y estimule
durante 3 seg. Pare el papel y repita las maniobras con frecuencias de 7.5, 10, 20, 25 y 50
estímulos/seg. Observe como las sacudidas no regresan al nivel de reposo, aumentan de
intensidad y se van fundiendo en una sola contracción cuando aumenta la frecuencia de
estimulación. Determine la frecuencia con la que se alcanza la contracción tetánica.
Calibre el registro usando una pesa adecuada y determine la relación en gramos entre una
sacudida simple y la contracción tetánica. Determine si el músculo presenta signos de
fatiga (*).
FATIGA DE LA CONTRACCIÓN DURANTE LA ESTIMULACIÓN TETÁNICA
Ajuste el desplazamiento del papel a 0.1 cm/seg. Seleccione el estímulo máximo. Ponga
la perilla de frecuencia del estimulador en 25 pulsos/seg y estimule el músculo nuevamente
durante dos minutos. Repita el procedimiento una vez más para observar la fatiga de las
fibras musculares.
(*)Aunque es difícil definir la fatiga, suponemos que esta existe cuando la tensión ha caído
un 37% de su valor inicial.
RESULTADOS:
1. Umbral de la contracción____ voltios.
2. Voltaje del estímulo máximo____ voltios.
3. Duración del periodo de latencia____seg.
4. Duración de la sacudida simple_____seg. Duración del período
contracción_____seg. Duración del periodo de relajación ____ seg.
5. Fuerza de contracción máxima de la sacudida simple_____ g.
6. Tensión de reposo en la cual se obtuvo la fuerza de contracción máxima____g
7. *Tiempo de fatiga con estímulos aislados_____ min.
8. Fuerza máxima de la concentración tetánica______ g.
9. Relación de la sacudida simple-tétanos ______
10. *Tiempo de fatiga con el estímulo tetánico____ seg.
de
CUESTIONARIO
1.
2.
3.
4.
5.
6.
¿Qué es el umbral de contracción?
¿Qué es un estímulo máximo?
En relación con la contracción isotónica e isométrica, diga que tipo de contracción
ocurre durante la caracterización de la sacudida simple y que tipo de contracción
cuando se incrementó la tensión de reposo.
Utilizando la gráfica intensidad del estímulo-fuerza de la contracción, explique la
sumación espacial.
Describa brevemente la relación que hay entre el efecto de estímulos repetitivos con
la suma de las contracciones.
Mencione las causas de la fatiga muscular.
7.
8.
¿Que elementos del músculo esquelético se piensa que son los responsables de la
tensión pasiva?
Explique las causas del fenómeno de la escalera.
Diga porque en esta práctica se utiliza el estimulador eléctrico.
BIBLIOGRAFÍA
1) Andrew B.L. Muscle and Nerve. In: Experimental Physiology. Churchill
Livingstone. Edinburgh. pp 19-57. 1972.
2) Ganong F.W. Skeletal Muscle. In: Review of Medical Physiology. Lange Medical
Books/McGraw-Hill. New York. pp 62-74. 2001.
3) Guyton C.A. and Hall J.E. Contraction of Skeletal Muscle. In: Textbook of Medical
Physiology. Saundres. Philadelphia. pp 87-94. 2000.
4) Hoff H.E. Geddes L.A. Properties of Skeletal Muscle. In: Experimental Physiology.
Baylor University (Ed). Houston. USA. pp III-1-III-9. 1971.
5) Martin D.E. Neuromuscular Physiology. Electrical Stimulation of Nerve and
Muscle Tissues. In: Laboratory Experiments in Human Physiology. Narco Bio
System Inc. (Ed). Huston. pp 45-54. 1975.
6) Quintanar Stephano J.L. Propiedades del Músculo Esquelético. En: Manual de
Prácticas de Fisiología General. Universidad Autónoma de Aguascalientes (Ed).
México. pp 91-96. 1989.
7) Schottelius B.A. Thomson J.D. Schottelius D.D. Stimulus-Response relationships in
Skeletal Muscle. Nerve. In: Physiology Laboratory Manual. Mosby. Saint Louis. pp
31-40. 1978.
8) Schottelius B.A. Thomson J.D. Schottelius D.D. Mechanical Behaviour of Skeletal
Muscle. Nerve. In: Physiology Laboratory Manual. Mosby. Saint Louis. pp 41-52.
1978.
9) Schottelius B.A. Thomson J.D. Schottelius D.D. Capacity of the Muscle to do
Work. Nerve. In: Physiology Laboratory Manual. Mosby. Saint Louis. pp 53-57.
1978.
10) Sherwood L. Muscle Physiology. In: Human Physiology; From Cells to System.
Brooks/Cole. USA. pp 239-258. 2001.
LA PREPARACIÓN NEUROMUSCULAR
INTRODUCCIÓN
Las contracciones de un músculo pueden variar de intensidad. Un potencial de
acción único en una fibra muscular induce una contracción débil y de corta duración
llamada sacudida simple, y es incapaz de hacer un trabajo si esta ocurre en un músculo
íntegro. En el músculo íntegro, las fibras musculares están dispuestas de tal manera que al
contraerse actúan sinérgicamente produciendo contracciones de intensidad variable (mucho
más fuertes que la sacudida simple de una sola fibra). En otras palabras, la fuerza ejercida
por el mismo músculo puede variar dependiendo del peso del objeto que se quiere mover.
La gradación de las contracciones musculares dependen de 1) el número de fibras
musculares que se contraen y 2) la tensión desarrollada por cada unidad motora al activarse.
El número de fibras que se contraen dentro de un músculo depende del número de
unidades motoras activadas. Cada músculo está inervado por un cierto número de neuronas
motoras (motoneuronas). Cuando una neurona motora entra a un músculo se ramifica en
varias terminales nerviosas, y cada terminal nerviosa inerva a una fibra muscular
individual. Así, una neurona motora inerva a varias fibras musculares y cuando esta se
activa, todas las fibras musculares que inerva se estimulan y se contraen simultáneamente.
Al conjunto de una motoneurona con las fibras musculares que inerva se llama unidad
motora. Las fibras musculares de una unidad motora se distribuyen en la masa muscular,
así, al contraerse simultáneamente provocarán una contracción débil pero uniforme de todo
el músculo. Cuando se requiere de una contracción muscular débil, solo unas pocas
unidades motoras se activarán, mientras que requerimientos de mayor fuerza, requerirán de
la participación de un mayor número de unidades motoras. La manera más conveniente
para estudiar las propiedades de la unidad motora es la preparación neuromuscular.
La contracción gradual del músculo esquelético se puede lograr ya sea
incrementando el número de motoneuronas activadas simultáneamente (sumación espacial)
o incrementado la frecuencia de descarga de las motoneuronas individuales (sumación
temporal).
La unión neuromuscular. La contracción muscular esquelética está bajo el control
del sistema nervioso. El paso de la información de la terminal nerviosa al músculo ocurre
en una estructura especializada llamada unión neuromuscular, sinapsis neuromuscular o
placa motora terminal. (Fig. 1).
El mecanismo por el cual la motoneurona activa a la fibra muscular a través de la unión
neuromuscular, es el siguiente (Fig. 1):
1. Al llegar el potencial de acción a la terminal nerviosa en la unión neuromuscular, el
potencial de acción provoca un incremento en la conductancia al calcio, el cual
ingresa a la terminal nerviosa.
2. En el interior, el calcio induce la migración de las vesículas sinápticas ricas en
acetilcolina (ACh) hacia la superficie de la membrana de la terminal que ve hacia la
hendidura sináptica y se fusiona con ella. Esta fusión permite que la ACh sea
liberada al espacio sináptico, fenómeno conocido como exocitosis.
3. Desde el espacio sináptico la ACh difunde hasta la placa motora terminal en la
membrana muscular (membrana postsináptica) en donde se une a sus receptores
específicos.
4. La interacción ACh-receptor, abre canales de sodio y en menor número canales de
potasio, incrementando la entrada de sodio y la salida de potasio, lo que despolariza
localmente a la membrana de la placa motora. Si dicha despolarización alcanza el
umbral de disparo de la fibra muscular, se desencadena un potencial de acción que
viaja por el sarcoplasma hacia ambos extremos de la fibra y al interior de la misma
por los túbulos “T”.
5. A nivel de la triada, el potencial de acción en los tubulos “T” provoca que el
retículo sarcoplásmico libere al calcio almacenado, el cual difunde e interactúa con
los miofilamentos de actina de la sarcómera desencadenando el proceso de la
contracción muscular. Al mecanismo por el que el potencial de acción muscular
desencadena la contracción de la fibra, se le llama acople excitación-contracción.
La transmisión del impulso nervioso a través de la unión neuromuscular puede ser
inhibido o facilitado por ciertas drogas. El curare y el falxedil son ejemplo de drogas
bloqueadoras, las cuales actúan compitiendo por los receptores de la ACh en la membrana
de la placa motora. La prostigmina por el contrario, facilita el paso de los impulsos a través
de la unión por medio de la inactivación de la enzima acetilcolinesterasa, enzima que
degrada a la ACh, permitiendo así, que esta actúe más tiempo sobre sus receptores.
La unión neuromuscular, también es muy sensible a la fatiga y a su medio ambiente
químico. Estímulos repetidos de alta frecuencia inducen una disminución de la respuesta
contractil. A este fenómeno se le ha llamado “Inhibición de Wedensky”, y se debe a que la
velocidad de liberación y degradación de la ACh excede a la velocidad de su síntesis en las
terminales nerviosas (fatiga nerviosa).
OBJETIVOS
Caracterizar las propiedades de la unión neuromuscular esquelética de la rana,
realizando las siguientes maniobras:
1. Estimular al nervio ciático con estímulos aislados para encontrar los estímulos
subumbral, umbral, máximo y supramáximos capaces de provocar la contracción
mínima y máxima respectivamente del músculo gastrocnemio.
2. Estimular al músculo directamente con estímulos aislados para encontrar los
estímulos subumbral, umbral, máximo y supramáximo.
3. Caracterizar las contracciones musculares al estimular repetitivamente al nervio.
4. Comparar el tiempo de fatiga de la unión neuromuscular y el tiempo de fatiga del
músculo.
5. Observar el efecto del bloqueo de la unión neuromuscular sobre la actividad
muscular.
MATERIAL Y REACTIVOS
Biológico: Rana
Equipo: 1) Fisiografo (un canal) 2) Transductor miógrafo tipo “C” 3) Estimulador eléctrico
4) Canalizador de pulsos 5) Electrodos de estímulo de ganchillo y de alfiler 6) Juego de
pesas 7) Estativo 8) Tornillo de tensión 9) Estuche de disecciones 10) Disectores de vidrio
11) Estilete 12) Hilo fuerte 13) Jeringa de 3 ml.
Soluciones: 1) Ringer rana a temperatura ambiente 2) Tubocurarina (1 mg/ml) (Sigma).
Calibre el canal del fisiógrafo con un transductor miógrafo tipo “C”. Utilizando una
pesa adecuada, calibre la amplitud del registro a 2.5 cm = 50 g.
Preparación neuromuscular
Destruya el cerebro y la médula espinal de una rana y colóquela sobre la mesa de
disecciones. Corte circularmente la piel de la porción proximal de uno de los muslos. Jálela
hacia abajo para retirar toda la piel del muslo y de la pierna (sale como si fuera un caletín).
Con los disectores de vidrio diseque el músculo gastrocnemio en toda su longitud. Amarre
el tendón de Aquiles (porción distal) con un hilo doble de unos 15 cm de longitud, deje un
pequeño espacio entre el hilo y el tendón para que el hilo no se resbale durante las
maniobras experimentales. Con la solución de Ringer rana mantenga húmeda la
preparación a lo largo del experimento. Corte el tendón entre el nudo del hilo y su inserción
en el hueso calcáneo y eleve el músculo gastrocnemio. Coloque a la rana en decúbito
ventral. Con cuidado y utilizando los disectores de vidrio diseque, a todo lo largo del muslo
el nervio ciático, localizado entre los músculos semimembranoso y glúteo. Antes de fijar la
rana a la tabla del estativo, pase un hilo doble por cada uno de los orificios que la
atraviesan. Tome a la rana y pase la pata por las asas dejadas por los hilos dobles hasta
llegar a la porción proximal de la tibia (rodilla). Jale los hilos fuertemente para que la
rodilla y los huesos de la pierna queden firmemente apretados a la superficie de la tabla.
Fije los hilos a los sujetadores que se encuentran a los lados de la misma. Tome el cabo
suelto del hilo amarrado al tendón y haga un nudo dejando una pequeña asa e introdúzcala
en la palanca del transductor miógrafo. Inserte los electrodos de estímulo de alfiler en los
extremos distal y proximal de la masa muscular. Con cuidado monte el nervio ciático sobre
los electrodos de ganchillo, teniendo cuidado que el electrodo no toque ningún otro tejido
de la rana .
Establezca la velocidad del papel a 0.25 cm/seg y realice las siguientes maniobras:
1) Determinación de los estímulos de intensidad subumbral, umbral, máxima y
supramáxima del nervio a través de su efecto sobre la contracción muscular
(sumación espacial).
Con el tornillo de tensión ajuste la tensión del músculo y estimule el nervio con
estímulos únicos de 2 mseg de duración y con voltaje creciente, desde cero hasta
observar las respuestas mínima y máxima del músculo. Anote la intensidad de los
diferentes estímulos aplicados y la magnitud de las contracciones. Con los datos
llene la Tabla 1 e identifique los voltajes de los estímulos; umbral, máximo y
supramáximos.
2) Determinación de los estímulos de intensidad subumbral, umbral, máximo y
supramáximo estimulando directamente al músculo (sumación espacial).
Estimule directamente al músculo con estímulos únicos de 2 mseg de duración y
con voltaje creciente desde cero hasta observar las respuestas mínima y máxima del
músculo. Anote la intensidad de los diferentes estímulos aplicados y la magnitud de
las contracciones. Con los datos llene la Tabla 2 e identifique los estímulos umbral,
máximo y supramáximo.
3) Efecto de estímulos repetitivos (sumación temporal del músculo).
Con el estímulo máximo del nervio, estimule al nervio con frecuencias de 3, 5, 7.5,
10, 15, 20 y 25 pulsos/seg durante 3 seg en cada punto. Permita que la preparación
descanse 5 seg entre cada tren de estímulos. Note la suma de las contracciones y
determine si se han presentado el tétanos y la fatiga.
4) Fatiga de la unión neuromuscular (efecto de estímulos repetitivos):
Asegúrese de que el canalizador de pulsos este conectado al nervio
a) Seleccione en el estimulador, estímulos de 2 mseg de duración, cero de
frecuencia y el voltaje del estímulo máximo al nervio.
b) Iniciando con 0 de frecuencia, incremente gradualmente la frecuencia de los
estímulos hasta alcanzar una contracción tetánica sostenida. Mantenga el
tétanos hasta que la fuerza de la contracción del músculo haya caído a la
mitad de la amplitud máxima.
c) Rápidamente ajuste el voltaje del estímulo máximo al músculo y cambie la
palanca del canalizador de pulsos para que los estímulos pasen directamente
al músculo. Observe como se incrementa la amplitud de la contracción
tetánica. Esta mayor capacidad de respuesta del músculo a la estimulación
directa se debe a que la unión neuromuscular se ha fatigado. Para
comprobarlo, cambie al voltaje del estímulo máximo al nervio y cambie el
canalizador de pulsos para estimular al nervio y observe como la amplitud
de la contracción tetánica disminuye aún más. Pase de nueva cuenta a
estimular el músculo directamente y observe el resultado.
Con cuidado desmonte la preparación neuromuscular y vuelva a montarla en la otra pata.
Antes de continuar ajuste la tensión de reposo del músculo y encuentre el estímulo máximo
del nervio y del músculo capaces de provocar una contracción muscular máxima. Calibre el
registro de tal manera que 2.5 cm de amplitud = 50 gr. Ajuste la velocidad del papel a 0.1
cm/seg.
5) Bloqueo de la unión mioneural:
a) Con la jeringa, vierta directamente sobre la masa muscular la solución
tubocurarina y espere 2 o 3 minutos para asegurarse de que la droga se haya
difundido al interior de la masa muscular.
b) Estimule directamente al nervio con estímulos de 2 mseg. de duración y
frecuencia de 2/seg durante 3 seg cada 10 seg. Observe la respuesta
contráctil conforme avanza el tiempo y continúe estimulando hasta que ya
no haya más contracciones.
c) Con el canalizador de pulsos pase a estimular directamente al músculo con
el estímulo máximo del músculo y observe la amplitud de las contracciones.
Como un control, reestimule al nervio con el mismo voltaje usado en el
músculo. Observe el bloqueo completo de la unión neuromuscular.
RESULTADOS:
TABLA 1. Respuesta contráctil del músculo a la
estimulación nerviosa en la preparación neuromuscular.
Determinación de los estímulos: umbral, máximo y
supramáximo.
VOLTAJE
AMPLITUD DE LA
CONTRACCIÓN
Con los datos de la Tabla 1, haga una gráfica con el voltaje en las abscisas y la
amplitud de las contracciones en las ordenadas. Exprese la amplitud en gramos. Señale en
la curva los estímulos subumbrales, umbral, máximo y supramáximos.
TABLA 2. Respuesta contráctil del músculo a la
estimulación muscular directa. Determinación de los
estímulos: umbral, máximo y supramáximo.
VOLTAJE
AMPLITUD DE LA
CONTRACCIÓN
Con los datos de la Tabla 2, haga una gráfica con el voltaje en las abscisas y la
amplitud de las contracciones en las ordenadas. Exprese la amplitud en gramos. Señale en
la curva los estímulos subumbrales, umbral, máximo y supramáximos.
Complete las siguientes datos.
Fuerza de contracción (en gramos) de la sacudida simple al estimular el
nervio_____g; al estimular el músculo____g
Fuerza de la contracción máxima durante el tétanos al estimular el nervio_____g; al
estimular el músculo______g.
Relación de la fuerza de contracción en tétanos/sacudida simple al estimular el
nervio________.
Tiempo de la fatiga de la unión neuromuscular ________s.
Tiempo de la fatiga muscular ______s.
CUESTIONARIO
1) Explique porque al incrementarse la intensidad del estímulo al nervio se incrementa
la amplitud de las contracciones.
2) Explique porque al incrementarse la intensidad del estímulo al músculo se
incrementa la amplitud de las contracciones.
3) ¿A qué se debe que la intensidad del estímulo umbral sea diferente en el nervio y en
el músculo?
4) ¿Por qué al incrementarse la frecuencia de los estímulos al nervio se obtiene una
mayor fuerza de contracción en comparación con la de la sacudida simple?
5) ¿Cuales son las causas de la fatiga de la unión neuromuscular y cuales las de la
fatiga muscular?
6) Explique el mecanismo de acción del curare en el bloqueo de la unión
neuromuscular.
7) Investigue los efectos de la toxina botulínica, del veneno de la araña viuda negra y
el gas mostaza sobre la unión neuromuscular.
Investigue en que consiste la enfermedad autoinmune conocida como Mistenia
gravis.
BIBLIOGRAFÍA
1) Andrew B.L. Muscle and Nerve. In: Experimental Physiology. Churchill
Livingstone. Edinburgh. pp 19-57. 1972.
2) Ganong F.W. Neuromuscular Transmission. In: Review of Medical Physiology.
Lange Medical Books/McGraw-Hill. New York. pp 110-112. 2001.
3) Guyton C.A. and Hall J.E. Excitation of Skeletal Muscle; A. Neuromuscular
Transmission and B. Excitation-Contraction Coupling. In: Textbook of Medical
Physiology. Saundres. Philadelphia. pp 87-94. 2000.
4) Hoff H.E. Geddes L.A. The Nerve-Muscle Preparation. In: Experimental
Physiology. Baylor University (Ed). Houston. USA. pp IV-1 – IV-6. 1971.
5) Martin D.E. Neuromuscular Physiology. Electrical Stimulation of Nerve and
Muscle Tissues. In: Laboratory Experiments in Human Physiology. Narco Bio
System Inc. (Ed). Huston. pp 45-54. 1975.
6) Quintanar Stephano J.L. Características Fisiológicas de la Unión Mioneural. En:
Manual de Prácticas de Fisiología General. Universidad Autónoma de
Aguascalientes (Ed). México. pp 101-105. 1989.
7) Sherwood L. Neuromuscular Junction. The Peripheral Nervous: Efferent Division.
In: Human Physiology; From Cells to System. Brooks/Cole. USA. pp 231-236.
2001.
MOTILIDAD DEL MUSCULO LISO INTESTINAL AISLADO
INTRODUCCIÓN
En el organismo, el músculo liso se encuentra en una gran variedad de
localizaciones, entre las que destacan: 1) el tubo digestivo 2) las paredes de los vasos
sanguíneos 3) las vías aéreas, especialmente bronquíolos 4) el tracto genitourinario 5) los
músculos ciliar e iris en el ojo 6) los músculos piloerectores y 7) conductos glandulares
exocrinos.
Los músculos esquelético, cardiaco y liso tienen similitudes y diferencias
fundamentales, las cuales serán mencionadas aquí y demostradas en el curso de la práctica.
El músculo liso puede experimentar contracciones lentas y sostenidas espontáneas (sin
estimulación nerviosa); el músculo intestinal que se emplea en esta práctica se contraerá
por horas si el medio químico que lo baña semeja las condiciones del medio interno del
organismo. Todos los músculos lisos tienen un tono intrínseco o una tensión de reposo al
que se superponen las contracciones musculares. Esto contrasta con el músculo esquelético,
en el que la denervación provoca pérdida del tono. El músculo liso (al igual que el músculo
cardiaco) esta bajo el control exclusivo del sistema nervioso autónomo a través de las
divisiones simpática y parasimpática que lo inervan. Al igual que en el músculo esquelético
y cardiaco, la contracción muscular del músculo liso se basa en la interacción de los
filamentos de actina y miosina, aunque la bioquímica de la contracción en el músculo liso
es ligeramente diferente, dando lugar a algunas de las propiedades contráctiles propias del
músculo liso. El nombre de músculo liso se debe a que no presenta la organización estriada
de los filamentos de actina y de miosina en las sarcómeras típicas del músculo esquelético y
cardiaco.
Los músculos lisos se dividen en dos categorías: a) músculo liso de multiunidades y
b) músculo liso unitario (también llamado visceral o sincicial). En esta práctica
estudiaremos el músculo liso unitario, en el que la activación espontánea (intrínseca,
inherente) o la estimulación eléctrica de una pequeña área de masa muscular resulta en la
contracción de toda la masa. Los mejores ejemplos de este tipo de músculos son los
localizados en el tubo digestivo, útero y vejiga y los demás conductos genitourinarios.
Estos tejidos presentan zonas con propiedades de marcapaso (como las del corazón), que
dan lugar a las contracciones musculares rítmicas. La actividad contráctil puede ser
afectada por el sistema nervioso que se sobrepone. El músculo liso de multiunidades no se
contrae espontáneamente y depende de la inervación motora para contraerse. Un ejemplo
de esto es el músculo piloerector de la base de los pelos en la piel, el que al ser estimulado
y contraerse induce la conocida “piel de gallina”. El músculo ciliar, el iris y el músculo de
los grandes vasos sanguíneos son también ejemplos de músculo liso de multiunidades.
El músculo liso intestinal está ricamente inervado por plexos nerviosos que rodean
las capas longitudinal y circular. Una parte de este tejido exhibe contracciones circulares y
longitudinales, en adición a las contracciones peristálticas. El músculo responde al
estiramiento incrementando su longitud pero tendiendo siempre a mantener el contenido
bajo presión constante o en un estado de contracción isotónica (tono basal). El músculo liso
también responde a cambios en la temperatura, cuando esta aumenta, disminuye el umbral
eléctrico para la contracción muscular e incrementa la frecuencia (ritmicidad) y amplitud de
las contracciones. La estimulación eléctrica intensa a menudo da lugar a contracciones
sostenidas.
Los diferentes órganos viscerales reaccionan de una manera diferente a un mismo
estímulo químico. Por ejemplo, la epinefrina (adrenalina) deprime la ritmicidad del
músculo liso intestinal, provocando relajación, mientras que en otros lugares como en el
músculo liso arteriolar, induce una contracción intensa. Por otro lado la acetilcolina (ACh),
en pequeñas cantidades incrementa la amplitud de las contracciones intestinales y a
mayores cantidades produce una contracción sostenida.
OBJETIVOS
1) Observar y registrar las contracciones rítmicas espontáneas del músculo liso
intestinal aislado de conejo y b) estudiar los cambios en el tono, frecuencia y
amplitud de las contracciones rítmicas en respuesta a las siguientes condiciones:
2) Efecto de drogas que mimetizan y bloquean las acciones del sistema nervioso
parasimpático y simpático.
3) Efectos de cambiar la temperatura del medio
4) Efectos de la hipoxia
MATERIAL Y MÉTODOSUIPO
1) Fisiógrafo (un canal), 2) miógrafo tipo “B”, 3) Pesa de 5 gr, 4) estativo y tornillo de
tensión 5) hilo y estuche de disecciones, 6) llaves de paso, 7) caja de Petri, 8) solución de
ACh (1 mg/ml), 9) solución de adrenalina (1 mg/ml), 10) solución de prostigmina (0.5
mg/ml) 11) solución de atropina (1 mg/ml), 12) Sistema de perfusión para órgano aislado
de mamífero (Fig. 1) conformado por:
a) Baño María a 38º C con bomba de perfusión y mangueras de conexión
b) Termómetro
c) Refrigerante
d) Solución Ringer para mamífero a 38º C con recipiente de reserva
e) Solución de Ringer para mamífero a 4º C
f) Solución de Ringer para mamífero a 40º C
g) Sistema de oxigenación (aireación) (bomba de aire para pecera)
h) Cámara para músculo liso con tapón y tubo en Y con mangueras y pinzas
i) Recipiente para solución de desecho
PROCEDIMIENTO
Analice, identifique y estudie en la Figura 1 cada una de las partes que componen el
sistema para mantener vivo el intestino aislado de conejo (in Vitro).
Encienda y calibre un canal del Fisiógrafo con un miógrafo tipo “B”, de tal manera que
5 gr desplacen la plumilla 4 cm. Ajuste la velocidad del papel a 0.5 cm/seg. Cheque la
plumilla de tiempo y seleccione una marca por segundo. Levante la palanca de las
plumillas, pare el desplazamiento del papel y proceda o obtener el intestino delgado de
un conejo. Disponga adecuadamente del cadáver del conejo.
Obtenga un tramo de 20 cm de intestino delgado de un conejo y colóquelo
rápidamente en la caja de Petri llena de Ringer precalentado y aireado. Córtelo en tramos de
unos 3 cm de longitud. Tome un tramo y con una aguja curva pase en cada extremo y de
dentro hacia fuera de la pared intestinal un hilo delgado (10 cm de largo) teniendo cuidado
de no ocluir la luz intestinal. Con uno de los hilos haga una asa corta (0.5-1.0 cm). Después
de seguir las instrucciones de la nota*, proceda a montar rápidamente el intestino en la
cámara de órgano aislado según se ilustra en la Fig. 1. Observe como el asa de hilo se
engarza en el ganchillo del tapón del fondo de la cámara, mientras que el otro se engarza en
el ganchillo del miógrafo. Cheque continuamente que el baño tenga una temperatura de 38º
C y que el sistema de aireación trabaje adecuadamente.
*Nota: Llamaremos llave (1) a la que une al recipiente de Ringer con la cámara de
intestino y llave (2) a la que drena el paso de la cámara de intestino con el recipiente de
desecho. Con la llave 2 cerrada, abra la llave 1 y llene la cámara para músculo hasta la
marca de 50 ml. El Ringer fluirá por gravedad. Asegúrese que el sistema de aireación esté
burbujeando en el Ringer de la cámara. Proceda a montar el fragmento de intestino según se
explica en el párrafo anterior.
PRECAUCIÓN: El músculo liso es extremadamente sensible a la sobre distensión.
Si la tensión de reposo del músculo es muy grande, pierde sus propiedades contráctiles y su
ritmicidad. Asimismo, es muy sensible a cambios en la temperatura, desecación e hipoxia
de tal manera que cambios extremos de estas variables deterioran rápidamente la
preparación.
Con una velocidad del papel de 0.1 cm/seg y la plumilla de tiempo a una marca por
cada 30 segundos obtenga el registro de la actividad contráctil espontánea del músculo liso.
Reajuste la sensibilidad del Fisiógrafo si es necesario.
1) RITMICIDAD INHERENTE
Continuando con las condiciones anteriores, con el tornillo de tensión incremente
gradualmente la tensión sobre el músculo y obtenga un registro adecuado. A las
contracciones y relajaciones regulares se les llama movimientos pendulares y son
producidos por las fibras musculares mismas (miogénicos). Estos movimientos son
diferentes de los movimientos peristálticos, los cuales dependen de la inervación de la
pared intestinal (neurogénicos). Aplique tensión suficiente hasta observar contracciones de
algunos centímetros de amplitud. Centre el registro sobre el papel. Una vez estabilizado el
registro, obtenga un registro control durante 4 minutos. Determine la amplitud y la
frecuencia de las contracciones. Cheque la temperatura y la oxigenación (puede ser
necesario esperar algunos minutos para que las contracciones se estabilicen).
2) EFECTO DE LAS DROGAS SIMPATICAS Y PARASIMPATICAS:
a) Efectos de la acetilcolina (Ach)
Con la velocidad del papel a 0.1 cm/seg y la plumilla de tiempo en 1 marca cada 30
seg, obtenga un registro control de 2-3 minutos (registro basal). Cambie la velocidad del
papel a 0.5 cm/seg y la plumilla de tiempo a 1/seg. Vierta en la cámara de intestino 0.5 mg
de Ach. Al mismo tiempo que vierte el fármaco, otro compañero presionará el botón
marcador de eventos. Registre el efecto durante 2 minutos. Pare el registro y lave el
músculo cambiando la solución de Ringer abriendo primero la llave 2 para que salga la
solución de desecho. Ciérrela y abra la llave 1 hasta que se llene la cámara hasta la marca
de 50 ml, espere dos minutos y repita el lavado. Deje unos minutos para que se restablezca
la ritmicidad basal**. Cheque continuamente que el sistema de burbujeo trabaje
adecuadamente. Antes de continuar al punto b) determine en el registro lo siguiente: 1)
periodo de latencia, 2) el cambio de tono muscular, 3) amplitud de los registros y 4)
frecuencia de las contracciones.
**Nota: Se siguen las mismas indicaciones de lavado después de registrar los
efectos de cada fármaco.
b) Efectos de la adrenalina
Con la velocidad del papel a 0.1 cm/seg y la plumilla de tiempo en 1 cada 30
segundos, obtenga un registro control de 2-3 minutos. Incremente la velocidad del papel a 1
cm/seg y ponga la plumilla de tiempo en 1/segundo y vierta en la cámara de intestino 0.1
mg de la solución de adrenalina. Registre los cambios en el tono basal, amplitud y
frecuencia de las contracciones. No olvide señalar simultáneamente con el botón marcador
de eventos para determinar el período de latencia. Observe el efecto durante 6-8 minutos,
pare el fisiógrafo, proceda a lavar la preparación dos veces según se describió y cuantifique
las variables sobre el registro. Espere a que la preparación recupere la ritmicidad basal.
c) Efectos de la prostigmina
Obtenga un registro control de 2 minutos y vierta 0.05 mg de la solución de
prostigmina en la cámara de intestino y registre los cambios en el tono basal, amplitud y
frecuencia de las contracciones durante 3-4 minutos. Sin lavar el músculo agregue 0.1 mg
de la solución de Ach a la cámara de intestino. No olvide señalar simultáneamente con el
botón marcador de eventos para determinar los periodos de latencia. Determine si ocurre un
mayor incremento en el tono basal, intensidad y frecuencia de las contracciones. Lave el
músculo 3-4 veces y espere hasta que se recupere la ritmicidad basal.
d) Efectos de la atropina
Obtenga un registro control de 2 minutos y vierta en la cámara 0.05 mg de la
solución de atropina. Registre los cambios en el tono basal, amplitud y frecuencia de las
contracciones durante unos 5-8 minutos. Sin lavar el músculo agregue 0.5 mg de la
solución de Ach a la cámara de intestino. No olvide señalar simultáneamente con el botón
marcador de eventos para determinar los periodos de latencia. Registre los cambios en el
tono basal, amplitud y frecuencia de las contracciones durante unos 4-5 minutos. Lave 2-3
veces y espere a que se recupere la ritmicidad basal. Observe: a) el efecto bloqueador de la
atropina sobre la actividad muscular y b) si el efecto de la atropina es más duradero que el
de los demás fármacos.
3) EFECTO DE LA TEMPERATURA:
Obtenga un registro control de 2 minutos y anote la temperatura en la cámara para
músculo liso. Apague la bomba de perfusión, vacíe la cámara del músculo y vierta Ringer a
4º C. Anote la temperatura y registre los cambio en el tono basal, amplitud y frecuencia de
las contracciones durante unos minutos. Vacíe la cámara y llénela con Ringer a 40º C.
Anote la temperatura en la cámara y registre los cambios en el tono basal, amplitud y
frecuencia de las contracciones durante 1 minuto. Encienda la bomba de perfusión, lave la
preparación dos veces y espere a que la ritmicidad basal se restablezca.
EFECTO DE LA HIPOXIA:
Obtenga un registro control de 2 minutos y desconecte la bomba de aireación.
Observe el efecto de la hipoxia sobre el tono basal, amplitud y frecuencia de las
contracciones. Cuando el efecto se haya hecho aparente, conecte nuevamente el sistema de
oxigenación y vea si se recupera la ritmicidad basal.
Apague el fisiógrafo y desmonte el sistema del canal de registro. Apague el baño
María y la bomba de aireación. Desmonte la preparación y lave y limpie todo el material
que haya utilizado.
Con los registros obtenidos en cada objetivo, llene la siguiente tabla:
TABLA 1. RESUMEN DE LOS DATOS
PROTOCOLO
TONO BASAL
EXPERIMENTAL
RITMICIDAD
INHERENTE
BASAL
ACETILCOLINA
AMPLITUD
FRECUENCIA
BASAL
ADRENALINA
BASAL
PROSTIGMINA
BASAL
ATROPINA
BASAL
ATROPINA+Ach
BASAL (38oC)
TEMPERATURA
BASAL
HIPOXIA
CUESTIONARIO
1) Enumere los diversos lugares en donde se encuentra el músculo liso e identifique el
tipo de músculo liso que corresponde a cada uno de ellos (músculo liso unitario,
músculo liso de multi-unidades).
2) Explique en que consiste el fenómeno de plasticidad del músculo liso
3) ¿Que son los movimientos pendulares intestinales y cual es su origen?
4) ¿Cómo se producen las ondas peristálticas intestinales?
5) Describa el mecanismo de control de los movimientos intestinales por el sistema
nervioso.
6) Describa el mecanismo de acción de la Ach sobre la motilidad del músculo liso
intestinal.
7) ¿Sobre que músculos lisos se cree que la Ach tiene efecto vasodilatador?
8) Describa el mecanismo de acción de la adrenalina sobre la motilidad del músculo
liso intestinal.
9) ¿Si en el sistema nervioso simpático postganglionar solo se libera noradrenalina en
sus terminales nerviosas, como se explica el efecto de la adrenalina sobre el
músculo liso intestinal?
10) Describa el mecanismo de acción de la prostigmina
11) ¿Que es la atropina, cual es su mecanismo de acción y cuales son sus efectos a nivel
intestinal y a nivel cardiaco?
12) Explique porque es más persistente el efecto de la atropina.
Explique el objetivo que tiene el suministro de oxígeno, mantenimiento de la
temperatura, la solución Ringer y el sistema de lavado del dispositivo experimental.
BIBLIOGRAFÍA
1) Andrew B.L. Mammalian Intestinal Muscle in Vitro. In: Experimental Physiology.
Alimentary Canal and Kidney. Churchill Livingstone. Edinburgh. pp 249-250.
1972.
2) Armstrong G.G. Características del músculo liso. En: Manual de Prácticas de
Fisiología. Editorial Interamericana. México. pp 37-39. 1970.
3) Ganong F.W. Smooth Muscle. In: Review of Medical Physiology. Lange Medical
Books/McGraw-Hill. New York. pp 78-80. 2001.
4) Guyton C.A. and Hall J.E. Contraction and Excitation of Smooth Muscle. In:
Textbook of Medical Physiology. Saunders. Philadelphia. pp 87-94. 2000.
5) Guyton C.A. and Hall J.E. General Principles of Gastrointestinal Function-Motility,
Nervous Control, and Blood Circulation In: Textbook of Medical Physiology.
Saunders. Philadelphia. pp 718-723. 2000.
6) Hoff H.E. Geddes L.A. Properties of Smooth Muscle. In: Experimental Physiology.
Baylor University (Ed). Houston. USA. pp V-1 to V-8. 1971.
7) Martin D.E. Neuromuscular Physiology. Motility of Isolated Intestinal Smooth
Muscle. In: Laboratory Experiments in Human Physiology. Narco Bio System Inc.
(Ed). Huston. pp 61-65. 1975.
8) Quintanar Stephano J.L. Propiedades del Músculo Liso. En: Manual de Prácticas de
Fisiología General. Universidad Autónoma de Aguascalientes (Ed). México. pp
123-126. 1989.
9) Sherwood L. Muscle Physiology. Smooth and Cardiac Muscle In: Human
Physiology; From Cells to System. Brooks/Cole. USA. pp 270-278. 2001.
PROPIEDADES DEL MUSCULO CARDIACO
CONOCIMIENTOS PREVIOS:
Para comprender la presente práctica, es necesario que el alumno domine conceptos
teóricos como los siguientes:
1)
2)
3)
4)
Diferencias entre sincicio (sincitio) estructural y sincitio funcional
Unión comunicante del tipo Nexo
Potencial de membrana en reposo y potencial de acción
Papel de los iones Na+, K+ y Ca++ en el potencial de membrana en reposo y en el
potencial de acción del músculo cardíaco
5) Inervación y efectos del sistema nervioso autónomo sobre el corazón
6) Ritmicidad inherente o automatismo cardiaco
7) Período refractario.
INTRODUCCIÓN:
Por la disposición del sus elementos contráctiles en el sarcoplasma, los músculos
cardíaco y esquelético son de tipo estriado. En el músculo cardiaco al igual que en el
músculo liso, las fibras musculares forman un sincicio funcional. El carácter sincicial está
dado por la presencia de uniones intermembranales de tipo nexo (uniones comunicantes),
localizadas entre las membranas de los discos intercalares de dos fibras adyacentes. Las
uniones tipo nexo, son sitios de baja resistencia eléctrica que permiten el paso de la
corriente despolarizante de una fibra a otra permitiendo la conducción del potencial de
acción de una fibra a la siguiente.
Debido a lo anterior, un potencial de acción que se origine en cualquier lugar del
miocardio, viajará a las fibras adyacentes, teniendo como consecuencia la contracción de
carácter “todo o nada” de la masa muscular.
Al igual que el músculo esquelético, el músculo cardiaco también se caracteriza por
la capacidad que tiene de incrementar la fuerza de contracción de sus fibras (dentro de
ciertos límites), cuando se incrementa la longitud de reposo (diástole). A este fenómeno se
le conoce como Ley de Frank-Starling del corazón..
El músculo cardiaco posee varios tipos de fibras musculares, aquí mencionaremos
las fibras de trabajo y las fibras del sistema de excitación y conducción. Las fibras de
trabajo auriculares y ventriculares son las responsables de mover la sangre y hacerla
circular por las cavidades cardiacas y la circulación general, mientras que las del sistema de
excitación y conducción del corazón son las que se encargan de generar los impulsos
cardiacos (automatismo, ritmicidad inherente) y conducir los impulsos cardiacos a todo el
corazón de una manera tal que el corazón se contrae de una manera sincronizada,
convirtiéndolo en una bomba eficiente. Esta sincronía en la contracción del corazón,
permite distinguir dos fases de la actividad cardiaca fácilmente identificables; la sístole
(contracción) y la diástole (relajación). La propiedad del automatismo y la actividad
contráctil que la acompaña, se aprecia mejor cuando el corazón está fuera del cuerpo
siempre y cuando el corazón se encuentre inmerso en un medio ambiente adecuado. Tanto
las fibras de trabajo como del sistema de excitación y conducción del corazón están bajo el
control del sistema nervioso autónomo.
Como se mencionó, en el corazón existe un conjunto de fibras musculares
modificadas. Este sistema, tiene la propiedad de autoexcitase más frecuente que el resto de
las fibras cardiacas. Esta especialización les permite generar potenciales de acción con
mayor frecuencia que el resto de tejido cardiaco. Debido a esta propiedad, a este tejido se le
llama sistema de excitación y conducción del corazón, que se distribuye por todo el corazón
de la siguiente manera: 1) Nodo-senoauricular (Nodo S-A), 2) fibras auriculares
internodales, 3) nodo aurículoventricular (Nodo A-V), 4) haz de His y 5) fibras de
Purkinje.
De estas estructuras, el nodo S-A. es el que genera el mayor número de potenciales
de acción por unidad de tiempo, de modo que la frecuencia con la cual se contrae el
corazón, depende de la frecuencia de descarga de esta estructura, razón por la cual se le
llama marcapaso cardíaco.
El tejido marcapaso se comporta de esta manera debido a que sus fibras presentan
un potencial de membrana inestable, originada por las propiedades del sarcolema para la
conductancia iónica.
Además, la actividad de la fibras de trabajo y de las fibras del sistema de
conducción, es modulada por las características químicas y físicas del medio extracelular,
entre las que destacan diversos iones con los siguientes efectos:
1) El incremento de la concentración extracelular de potasio:
a) Disminuye la frecuencia cardiaca.
b) Disminuye la velocidad de conducción del potencial de acción especialmente
a nivel del Nodo A-V
c) Provoca arritmias y fibrilación cardíacas, ya que favorece la aparición de focos
ectópicos
d) Disminuye la fuerza de contracción
e) Provoca inexcitabilidad de las fibras y conduce al paro cardíaco en diástole
2) La disminución en la concentración extracelular de potasio:
a) Hiperpolariza a las fibras y las torna inexcitables.
3) El incremento en la concentración extracelular de calcio:
a) Disminuye la frecuencia cardiaca.
b) Incrementa la fuerza de contracción de la fibras.
c) Provoca relajación incompleta.
d) Conduce al paro cardíaco en sístole (rigor de calcio).
4) La disminución en la concentración extracelular de calcio:
a) Incrementar la excitabilidad de las células y su tendencia a descargar
espontáneamente.
b) Incrementa la frecuencia cardiaca.
Cambios en las características físicas del medio extracelular, producen los siguientes
efectos:
1) El incremento en la temperatura del líquido extracelular, incrementa la intensidad del
metabolismo celular y la cinética de los sistemas enzimáticos y en consecuencia incremento
en la frecuencia y fuerza de contracción del corazón. La disminución de la temperatura
causa efectos opuestos
Además de los factores anteriores y como se comentó anteriormente, la actividad cardiaca
es modulada por el sistema nervioso autónomo de la siguiente manera:
a) La inervación parasimpática llega al corazón por medio de los nervios vagos y su
estimulación provoca disminución de la frecuencia cardiaca y de la fuerza de contracción,
pudiendo llegar al paro cardiaco. Dicho efecto es mediado por la acetilcolina (ACh), la cual
induce hiperpolarización de las fibras cardíacas al incrementar la conductancia al ión
potasio.
b) La inervación simpática proviene de los ganglios cervicales y su estimulación
incrementa la frecuencia y la fuerza de contracción del corazón, así como la velocidad de
conducción del potencial de acción. Los efectos simpáticos son mediados por la
noradrenalina (adrenalina), la cual incrementa la conductancia del sarcolema a los iones de
sodio y de calcio.
A diferencia del músculo esquelético, las fibras cardiacas son incapaces de sufrir
tetanización; esto se debe a que los cardiocitos poseen un período refractario prolongado,
lo que constituye un factor de seguridad que protege al corazón contra la aparición de focos
ectópicos, fibrilación y tetanización.
Al período refractario se le puede definir como una fase de la actividad eléctrica de
las fibras cardiacas, durante la cual, cualquier estímulo eléctrico (o potencial de acción) no
importa cuán intenso sea, no es capaz de producir una respuesta eléctrica propagada
adicional, es decir no se producirá un nuevo potencial de acción (periodo refractario
absoluto; desde la fase 0 a la fase inicial de la fase 3 del potencial de acción). El periodo
refractario relativo es la etapa del potencial de acción durante la cual un estímulo de
intensidad mayor puede provocar un nuevo potencial de acción. Este periodo se extiende
desde el final del primer tercio, hasta casi el final del tercer tercio de la fase de
repolarización (fase 3 del potencial de acción).
OBJETIVOS:
El alumno examinará las propiedades del músculo cardíaco midiendo:
1) La duración de la sístole, la diástole y el ciclo cardiaco
2) El efecto de la carga diastólica (Ley de Frank-Starling)
3) El efecto de la estimulación del nervio vago derecho sobre la actividad cardiaca
4)
5)
6)
7)
8)
9)
El bloqueo del sistema parasimpático por la atropina
El período refractario del corazón
El efecto de la temperatura sobre la frecuencia cardiaca
El efecto de las drogas simpáticas y parasimpáticas sobre la actividad cardiaca
Efecto de los iones sobre el corazón
El automatismo en el corazón aislado
MATERIALES Y REACTIVOS:
Biológico: Tortuga
Equipo:
1)
2)
3)
4)
5)
6)
7)
8)
Fisiografo (un canal)
Transductor miógrafo tipo “B” o “C”
Estimulador electrónico
Cables: a) Principal, b) del No. 9 y c) de salida del estimulador
Electrodos de estímulo de ganchillo y de alfiler
Juego de pesas
Estativo y tornillo de tensión
Estuche de disecciones: bisturí, tijeras, tijeras finas, pinzas de disección con dientes,
pinzas de disección con dientes fina, disectores de vidrio y estilete metálico
9) Serrucho quirúrgico
10) Hilos: cáñamo doble cero e hilo delgado
11) Tabla de disecciones para tortuga
Soluciones:
1
2
3
4
5
6
Solución de adrenalina (1 mg/ml)
Solución de acetilcolina (1 mg/ml)
Solución de CaCl2 0.5 M.
Solución de KCl 0.5 M.
Ringer tyrode glucosado a 5º, 15º y 25ºC.
Solución de sulfato de atropina (1 mg/ml).
Cristalería:
1) Tres vasos de precipitado de 100 ml
2) Caja Petri
3) Cinco jeringas de 5 ml con aguja
MÉTODOS:
Calibre un canal del Fisiografo con un acoplador 7173. Con el sistema de pesas
calibre la amplitud del registro de tal manera que 10 g = 1 cm. Recuerde que dependiendo
de las características contráctiles del corazón, se puede cambiar la sensibilidad del registro.
Si esto es necesario, no olvide volver a calibrar la amplitud del registro.
Destruya el encéfalo y la médula espinal de una tortuga con el estilete. Una vez
sacrificado el animal, serruche los istmos que unen el plastrón con el caparazón. Coloque la
tortuga en decúbito dorsal y con los hilos de cáñamo doble cero fije las patas a los extremos
de la tabla de disecciones. Utilizando tijeras, bisturí y pinza de disección con dientes, con
cuidado desprenda el plastrón a partir del cuello, teniendo cuidado de no lastimar al
corazón. Una vez que ha descubierto el tórax, observe el corazón latiendo por debajo del
pericardio. Con cuidado corte el pericardio y exponga al corazón teniendo cuidado de
respetar el frenulum (ligamento que une la punta del corazón con el pericardio). Con el
corazón expuesto, observe e identifique la sístole (contracción) y la diástole (relajación) y
con su reloj cuente la frecuencia cardiaca. Anote el resultado en la hoja de respuestas.
Pase un hilo delgado de unos 20 cm de longitud por abajo del corazón y amarre
fuertemente el frenulum (deje una pequeña masa de pericardio para evitar que el hilo se
resbale cuando se aplique tensión al órgano). Corte el frenulum separándolo del pericardio
y jale el hilo hacia arriba. Sujete el otro extremo del hilo al ganchillo del miógrafo e inicie
el registro de la actividad contráctil del corazón.
Con una velocidad del papel a 0.25 cm/seg inicie el registro de la actividad
contráctil del corazón. Presione el botón de Record del amplificador del canal y con el
tornillo de tensión aplique una tensión suficiente al corazón de modo que obtenga registros
de 3–5 cm de amplitud.
Duración del ciclo cardiaco, de la sístole, de la diástole y medición de la frecuencia
cardiaca.
Ponga la unidad del desplazamiento del papel a 10 cm/seg. y haga 4 registros del
ciclo cardiaco. Pare el registro. Para evitar la desecación del corazón y mantenerlo en
buenas condiciones, humedézcalo continuamente (cada 2 min) vertiendo sobre él solución
de Ringer a temperatura ambiente. Evite tocar el hilo.
Para medir la duración de la sístole y de la diástole, identifique sobre el registro el
inicio de la contracción cardiaca y llámelo punto “A”, que es el punto donde el trazo inicia
su desplazamiento hacia arriba. Llame punto “B” al inicio de la relajación, que es el punto
más alto del registro y donde inicia el descenso de la plumilla (el punto “B” coincide con la
terminación de la sístole y el inicio de la diástole). Identifique con una “C” el punto donde
termina la diástole y que coincide con el inicio de la siguiente sístole. Proyecte los puntos
sobre el eje del tiempo y proceda a hacer la medición de:
a)
b)
c)
d)
e)
Duración de la sístole_______ seg
Duración de la diástole ______ seg
Duración del ciclo cardiaco _______seg
Frecuencia cardiaca ________ latidos/ min
Fuerza de contracción______ mm, ______ g
Haga las operaciones correspondientes
Pase los datos a la hoja de resultados.
Efecto de la carga diastólica (Ley Frank-Starling):
Disminuya la tensión sobre el corazón de tal manera que la amplitud de los registros
sean ahora de aproximadamente de 5 mm. Baje la línea basal lo más que pueda; ponga la
unidad del desplazamiento del papel a 0.2 cm/seg. Después de tomar 3 o 4 registros
empiece a incrementar la tensión sobre el corazón dando media vuelta al tornillo de tensión
entre cada latido. Observe cómo aumenta la fuerza de contracción conforme aumenta la
tensión. Invierta el proceso cuando obtenga una contracción de amplitud máxima,
disminuyendo la tensión del tornillo poco a poco hasta alcanzar la línea basal y una
amplitud de las contracciones semejantes a las primeras. Con los datos obtenidos llene la
Tabla 1 de la hoja de resultados.
Efecto de la estimulación al nervio vago derecho:
Para exponer el nervio vago derecho, haga una incisión a lo largo de la línea media
del cuello. Esta maniobra expondrá la tráquea y por abajo de ella el esófago. En paralelo
con estas estructuras, corre el nervio vago y la arteria carótida primitiva. Localice la arteria
carótida derecha y el nervio vago sin tratar de separarlos, ya que esto puede dañar el nervio.
Diseque una porción del paquete vasculo-nervioso de aproximadamente 2 cm y móntelo
sobre los electrodos de ganchillo. Con el cable estimulador conecte los electrodos al
estimulador, cuidando de que el electrodo catódico (rojo) quede hacia el corazón.
Seleccione en el estimulador un estímulo de 2 mseg de duración, y un voltaje de 10
voltios. Aplique estímulos repetitivos de frecuencia creciente iniciando con 2/seg, para
continuar con 5, 15 20 y 25 estímulos/seg. Cuide de que cada tren de estímulos sea de 3
seg, dejando descansar al nervio 10 seg entre cada tren de estímulos. Ponga la velocidad del
papel a 1.0 cm/ seg y determine el efecto de la estimulación vagal cuantificando la
frecuencia cardiaca con cada tren de estímulo. Determine con cual frecuencia se alcanzó el
paro cardiaco. Pase los datos a la hoja de resultados.
Efecto de la atropina sobre la estimulación parasimpática del corazón.
Del registro anterior, seleccione el tren de estímulos que haya tenido un efecto
importante sobre la frecuencia cardiaca y antes de estimular, vierta sobre el corazón unas
gotas de sulfato de atropina y espere unos minutos para que la droga bloquee los
receptores de ACh. Ponga la velocidad del papel a 0.5 cm/ seg, estimule nuevamente al
nervio y observe el efecto sobre la frecuencia cardiaca.
Anote los datos en la hoja de resultados
Periodo refractario:
Inserte los electrodos de alfiler en el corazón; uno un poco por arriba del centro del
corazón y el otro cerca del ápex. Por el otro extremo conéctelos al canalizador de pulsos de
la manera apropiada (asegúrese que el estimulador no esté mandando estímulos). Cheque
que la amplitud de los registros sea adecuada. Ponga la velocidad del papel a 5 cm/ seg.
Seleccione en el estimulador estímulos a 10 voltios y 2 ms de duración. Utilizando
estímulos únicos y un desplazamiento del papel a 5 cm/seg, proceda a estimular el corazón
de tal manera que un estímulo coincida con el inicio de la sístole, otros a la mitad y otros al
final de la misma, y otros más al inicio de la diástole, a la mitad y al final. Observe las
extrasístoles (latidos adicionales) y determine en que momento del ciclo cardiaco se
presentaron. Determine el periodo refractario, el cual puede ubicarse en el registro en el
momento que se logre la primera extrasístole al inicio de la diástole. Pase los datos
pertinentes a la hoja de respuestas.
Efecto de la temperatura:
El músculo cardíaco es extramadamente sensible a la temperatura y en especial el
nodo S-A. Las siguientes maniobras demostrarán lo antes mencionado.
Haga los ajustes necesarios para obtener un registro de amplitud adecuada. Ponga la
amplitud del desplazamiento del papel a 0.1 cm/seg.
Mida la temperatura de la tortuga y anótela sobre el registro.
Obtenga un registro control y determine la frecuencia cardiaca. Haga registros de 4
min en cada temperatura. Vierta sobre el corazón solución Ringer, a 5ºC. Anote la
temperatura sobre el trazo y determine la frecuencia. Ahora vierta Ringer a 15ºC. Anote
sobre el registro la temperatura y la frecuencia cardíaca. Repita los mismos pasos con
Ringer a 25ºC.
Efectos de algunas drogas y iones sobre el corazón:
Una vez que el corazón se ha recuperado y la temperatura del Ringer es la del medio
ambiente, haga los ajustes necesarios para obtener un registro adecuado. Mantenga la
velocidad del desplazamiento del papel a 0.05 cm/seg. Obtenga un registro control de dos
minutos para cada maniobra.
1) Aplique 10 gotas de una solución de ACh (1mg/ml) diluida 1:1000, observe el
efecto y lave con suficiente Ringer
2) Aplique 10 gotas de una solución de adrenalina (1mg/ml) diluida 1:100, observe el
efecto y lave con suficiente Ringer
3) Aplique 10 gotas de CaCl2 0.5 M, observe el efecto y lave con suficiente Ringer
4) Aplique 10 gotas de KC1 0.5 M, observe el efecto y lave con suficiente Ringer.
Describa los efectos de cada maniobra sobre las características contráctiles del corazón y
pase los datos a la hoja de resultados.
Automatismo del corazón in vitro:
Una vez que el corazón se ha recuperado, retire el hilo del transductor y con tijeras
finas diseque el corazón. Ya que el la tortuga el marcapaso cardiaco se encuentra en el seno
venoso, cuando extirpe el corazón respete los grandes vasos que llegan y salen del órgano.
Coloque el corazón en una caja de Petri con Ringer a temperatura ambiente y observe los
latidos cardiacos, luego con las tijeras corte un segmento auricular con el seno venoso
incluido, un segmento auricular solo y un segmento ventricular. Observe las contracciones
espontáneas y cuantifique la frecuencia cardiaca de cada segmento. Estimule
mecánicamente a los segmentos y observe si se pueden inducir extrasístoles.
Pase sus datos a la hoja de resultados.
RESULTADOS:
Frecuencia cardiaca del corazón “in situ”_____latidos por min
Duración del ciclo cardiaco, de la sístole, de la diástole y medición de la frecuencia
cardiaca:
a)
b)
c)
d)
e)
Duración de la sístole_______ seg
Duración de la diástole ______ seg
Duración del ciclo cardiaco _______seg
Frecuencia cardiaca ________ latidos/ min
Fuerza de contracción______ mm, ______ g
Haga las operaciones correspondientes
Efecto de la carga diastólica (Ley Frank-Starling):
TABLA 1. EEFECTO DE LA TENSIÓN DE REPOSO DOBRE LA FUERZA DE
CONTRACCIÓN DEL CORAZÓN (LEY DE FRANK-STARLING)
TENSIÓN DE REPOSO
AMPLITUD DE LAS CONTRACCIONES
Mm
g
mm
g
Con los datos de la Tabla, haga dos gráficas. En la primera grafique los gramos de tensión
en el eje de las abscisas y en el de las ordenadas la fuerza de contracción en gramos. En la
segunda, grafique en las abscisas número de veces que cambió de tensión y en las
ordenadas la tensión de reposo y la fuerza de contracción en cada punto. Haga las
operaciones correspondientes para convertir mm de amplitud a g de fuerza.
Efecto de la estimulación al nervio vago derecho:
1)
2)
3)
4)
5)
Frecuencia de estimulación: 5 pulsos/seg; Frecuencia cardiaca_______latidos/min
Frecuencia de estimulación: 15 pulsos/seg; Frecuencia cardiaca_______latidos/min
Frecuencia de estimulación: 20 pulsos/seg; Frecuencia cardiaca_______latidos/min
Frecuencia de estimulación: 25 pulsos/seg; Frecuencia cardiaca_______latidos/min
Frecuencia de estimulación que provocó paro cardiaco:_______pulsos/seg
Efecto de la atropina sobre la estimulación parasimpática del corazón:
Frecuencia cardiaca basal: _______latidos/min
Efecto de la atropina sobre la frecuencia cardiaca estimulando al vago_______latidos/min
Periodo refractario:
Duración del periodo refractario absoluto______seg
Duración del periodo refractario relativo_______seg
Efecto de la temperatura:
Temperatura del Ringer basal:_______oC; Frecuencia cardiaca______latidos/min
Temperatura del Ringer: 5 oC; Frecuencia cardiaca______latidos/min
Temperatura del Ringer:15 oC; Frecuencia cardiaca______latidos/min
Temperatura del Ringer: 25 oC; Frecuencia cardiaca______latidos/min
Efectos de algunas drogas y iones sobre el corazón:
1) Frecuencia cardiaca basal_____latidos/min; ACh ______latidos/min
2) Frecuencia cardiaca basal_____latidos/min; Adrenalina ______latidos/min
3) Frecuencia cardiaca basal_____latidos/min; CaCl2 ______latidos/min
4) Frecuencia cardiaca basal_____latidos/min; KCl 0.5M_______latidos/min.
Automatismo del corazón in vitro:
1)
2)
3)
4)
Frecuencia cardiaca del corazón aislado______latidos/min
Frecuencia del senovenoso______latidos/min
Frecuencia auricular______latidos/ min
Frecuencia ventricular_____latidos/min
CONTESTE LAS SIGUIENTES PREGUNTAS
1. Haga un esquema del corazón en donde incluya al sistema de excitación y
conducción del corazón con sus respectivos nombres
2. Encuentre y escriba el significado de los siguientes términos: cronotropismo,
badmotropismo, inotropismo y dromotropismo
3. ¿Que es el marcapaso cardiaco?
4. ¿A que se debe el automatismo cardiaco?
5. ¿Que área del corazón inerva el nervio vago derecho?
6. ¿Que área del corazón inerva el sistema nervioso simpático izquierdo?
7. ¿Cual es el sitio de menor velocidad del potencial de acción cardiaco?
8. Porque al incrementarse la tensión de reposo se incrementa la fuerza del corazón
(Ley de Frank-Starling)
9. ¿Cual es el mecanismo de acción de la ACh sobre el corazón? ¿y cual su efecto?
10. ¿Cual es el mecanismo de acción de la adrenalina sobre el corazón? ¿y cual su
efecto?
11. ¿Cual es el mecanismo de acción de la atropina sobre el corazón? ¿ y cual su efecto?
12. ¿Qué relación temporal hay entre la sístole auricular y la sístole ventricular?
13. Que es un foco ectópico del corazón
14. ¿Por qué el exceso de potasio produce paro cardiaco en diástole?
15. ¿Que es una extrasístole cardiaca?
Revisado: Marzo 18, 2003
Dr. Andrés Quintanar Stephano
CORRELACION ENTRE ELECTROCARDIOGRAMA, PRESION
AORTICA, PRESION AURICULAR DERECHA Y RUIDOS CARDIACOS
DURANTE EL CICLO CARDIACO
INTRODUCCION
El corazón, es una bomba cuya función consiste en mantener a la sangre en
movimiento continuo por el sistema cardiovascular. En realidad, el corazón está constituido
por dos bombas conectadas en serie, una derecha y otra izquierda. La bomba derecha
formada por la aurícula y el ventrículo derecho, impulsa la sangre a través de los pulmones
y hacia el ventrículo izquierdo. La aurícula y el ventrículo izquierdo que forman la bomba
izquierda impulsa la sangre a través de la circulación general y hacia el ventrículo derecho.
Ambos ventrículos funcionan como bombas intermitentes que dejan de bombear para
llenarse y dejan de llenarse para bombear. El sistema de excitación y conducción del
corazón esta dispuesto de tal modo que ambas bombas se llenan y vacían al mismo tiempo.
El periodo durante el cual los ventrículos se llenan se conoce como diástole, y el periodo
durante el cual los ventrículos bombean (vacían) se llama sístole. En conjunto, la sístole y
la diástole constituyen el ciclo cardiaco y es la unidad repetitiva de la función cardiaca.
De la anatomía del corazón recordará que entre las aurículas y los ventrículos se
encuentran las válvulas tricúspide y mitral, que evitan el reflujo de sangre de los ventrículos
a las aurículas durante la sístole ventricular. Asimismo, que entre las arterias aorta y
pulmonar y los ventrículos se encuentran las válvulas aórtica y pulmonar, que evitan el
reflujo de sangre de las arterias a los ventrículos durante la diástole ventricular. El cierre de
las válvulas en cada ciclo cardiaco da lugar a los ruidos cardiacos.
Electrocardiograma. El registro de la actividad eléctrica del corazón que acompaña
al latido cardíaco se conoce como electrocardiograma (ECG). Antecediendo a la
contracción de las aurículas y los ventrículos se presenta una serie de ondas eléctricas
complejas, las cuales están relacionadas con su excitación y recuperación. Las cuatro
cavidades del corazón de mamífero se contraen de una manera coordinada, como
consecuencia de la actividad eléctrica del tejido de excitación y conducción del corazón,
que inicia en el marcapaso localizado en el nodo seno-auricular (nodo S-A). Así los eventos
se inician aquí, y la onda de excitación eléctrica viaja a través de las aurículas dando lugar a
la contracción auricular. Localizado en la parte postero-inferior derecha de la pared
interauricular se encuentra el nodo aurículo-ventricular (nodo A-V). La onda de excitación
proveniente de las aurículas activa el nodo A-V, el cual enseguida propaga la onda de
excitación por las fibras especializadas del haz de His hacia los ventrículos. El haz de His
se continúa con una serie de fibras, llamadas fibras de Purkinje que se distribuyen y activan
a toda la masa del músculo ventricular. El resultado de esta onda de excitación del
ventrículo da como resultado la sístole ventricular.
Ya que el cuerpo está compuesto de líquidos conductores (conductor de volumen),
para registrar el ECG no es necesario colocar los electrodos directamente sobre el corazón.
Así, los electrodos pueden colocarse sobre la superficie del cuerpo para detectar las ondas
electrocardíacas. Es importante designar la posición de los electrodos sobre la superficie del
cuerpo, porque la dispersión de la excitación y la recuperación sobre todo el corazón,
involucra dirección. Dependiendo de la localización de los electrodos, los registros tendrán
características propias de la localización particular. En un registro empleando electrodos
estándar para la derivada bipolar D II, se pueden identificar tres ondas que se reconocen
claramente y que acompañan cada ciclo cardíaco. La primera onda, pequeña hacia arriba, se
llama onda P y es el potencial que proviene de las aurículas y que precede a la contracción
auricular. Después de la onda P, se presenta una onda en forma triangular, con pequeñas
ondas negativas en la base. Este complejo es conocido como onda o complejo QRS. La
onda QRS es el potencial que se origina en los ventrículos y precede a la contracción
ventricular. La tercer onda que se puede reconocer, llamada onda T, tiene forma de cúpula
y puede ser hacia arriba o hacia abajo, ocurre justo antes de la diástole ventricular y es la
onda característica de la repolarización ventricular. Una onda de recuperación similar
ocurre después de la sístole auricular, pero es de poca amplitud y generalmente es opacada
por la presencia de la onda QRS. Cuando se observa se le llama onda Pt u onda Ta.
De máxima importancia en el ECG, son las relaciones de tiempo entre las
diferentes ondas. Estas relaciones dependen de las condiciones del corazón y una
terminología especial ha sido aplicada a este estudio.
INTERVALOS
PR o PQ
QRS
QT
ST
RANGO DE DURACIÓN
0.12 - 0.20 seg
0.06 - 0.10 seg
0.39 - 0.43 seg
0.32 - ….
lntervalo P-R: Se mide desde el principio de la onda P hasta el principio de la onda
Q (si Q no existe se mide hasta el inicio de la onda R y si R no existe, se mide hasta el
inicio de la onda S y representa el tiempo que transcurre desde el principio de la excitación
de las aurículas, hasta el principio de la excitación ventricular.
lntervalo QRS: Se mide desde el principio de Q hasta el final de S y representa el
tiempo que tardan los ventrículos en despolarizarse.
Intervalo Q-T: Se mide desde el principio de la onda Q hasta el final de la onda T y
representa el tiempo total de la despolarización y repolarización ventricular.
Presión arterial. La presión sanguínea resulta de la acción de bomba del corazón
contra una resistencia periférica variable, así como de un reservorio elástico. La presión
sanguínea varía en relación con el volumen sanguíneo relativo, la elasticidad del sistema
arterial, la resistencia periférica, la frecuencia cardiaca y el volumen sistólico, siempre y
cuando el volumen sanguíneo relativo permanezca constante. La importancia del reservorio
elástico radica en que cierta cantidad de la energía de la contracción cardiaca se convierte
en energía almacenada cuando parte de la sangre expulsada durante la sístole es retenida
bajo presión en el reservorio arterial expandido. Durante la diástole, la sangre es impulsada
a través de las arterias para mantener el flujo capilar durante todo el ciclo cardiaco. A causa
de esto, la presión en el árbol arterial es máxima durante la sístole (120 mmHg), pero no
caerá a cero durante la diástole (80 mmHg), debido al rebote elástico de los vasos y cierre
de la válvula aórtica. La magnitud de la caída en la presión, dependerá de la diferencia entre
la oposición al flujo por la resistencia periférica y la frecuencia y volumen de sangre
bombeada al sistema arterial. El final de la eyección queda señalada por una muesca
pasajera en la curva de presión producido por el cierre súbito de las válvula aórtica. A esta
muesca se le llama muesca dicrótica, y es seguida por la onda dicrótica. La diferencias
entre la presión sistémica y la pulmonar radican en la menor magnitud del sistema
pulmonar: sistólica 25 mmHg y diastólica 10 mmHg.
Presión auricular derecha. La presión auricular se eleva durante la sístole auricular
y continúa elevándose durante el periodo de contracción isovolumétrica ventricular, cuando
las válvulas A-V protruyen hacia la aurícula. Cuando las valvas de las válvulas A-V se
jalan hacia abajo por la contracción ventricular, las presión cae rápidamente y luego se
eleva cuando la sangre del retorno venoso llena las aurículas antes de que abran las válvulas
A-V en la fase temprana de la diástole ventricular. El regreso de las válvulas A-V a su
posición relajada también contribuye a esta elevación de la presión al reducir la capacidad
auricular. Los cambios de presión auricular se transmiten a las grandes venas en donde se
pueden reconocer las tres ondas características en el registro de la curva de presión
auricular. La onda a, que se debe a la sístole auricular. La onda c que se debe a la presión
causada por el abultamiento de la válvula tricúspide hacia la aurícula durante la contracción
isovolumétrica del ventrículo derecho. La onda v se debe al flujo sanguíneo continuo hacia
la aurícula durante la diástole auricular y termina cuando la válvula tricúspide se abre al
inicio de la diástole ventricular.
Ruidos cardiacos. Normalmente en cada latido del corazón se pueden distinguir dos
sonidos o ruidos cardiacos distintos. El primero es de tono bajo y de relativa larga duración.
El segundo es de un tono más agudo y de menor duración. Usualmente ambos se pueden
distinguir claramente con un estetoscopio o un recolector de sonidos adecuado (micrófono
de contacto), colocado en el quinto espacio intercostal izquierdo. Estos ruidos se escuchan
de manera parecida a lo siguiente: “pon” y “tac”. El primer sonido (pon) se debe
principalmente a las vibraciones que resultan del cierre de las válvulas aurículoventriculares (A-V). Se cree que este ruido también se debe la contracción muscular. El
segundo ruido (tac) esta dado principalmente por las vibraciones que resultan del cierre
súbito de las válvulas aórtica y pulmonar.
Los ruidos cardiacos están directamente relacionados con la acción de bomba del
corazón. Con una frecuencia cardiaca lenta, se puede mostrar que el segundo ruido es
coincidente con la muesca dicrótica de la curva de presión aórtica. La onda “c” del registro
de la presión auricular nos permite demostrar que el primer ruido cardiaco se asocia
primeramente con el cierre de las válvulas A-V. También, el ECG nos permite relacionar
más fácilmente el momento del primer ruido cardiaco durante el ciclo cardiaco. Debe
recordarse que los eventos eléctricos del corazón preceden a los eventos mecánicos. Así, la
onda P precede a la sístole auricular dando lugar a la onda “a” de la curva de presión
auricular, mientras que el complejo QRS, es inmediatamente seguido de la sístole
ventricular y la onda T ocurre justo antes de la diástole ventricular. Resumiendo; El
complejo QRS coincide con la sístole ventricular y el cierre de las válvulas A-V con la
contracción temprana ventricular. Por lo tanto, el primer ruido cardiaco se asocia con la
onda R del ECG. Al final de la sístole las válvulas aórtica y pulmonar se cierran dando
lugar al segundo ruido cardiaco. Ya que la onda T precede a la diástole ventricular el
segundo ruido se asocia con la onda T. De esta manera, el registro de la muesca dicrótica de
una arteria cercana al corazón, estará cronológicamente relacionada con el segundo ruido
cardiaco y la onda T.
OBJETIVOS
General:
Establecer las relaciones más importantes entre el ECG, la presión arterial, la
presión auricular derecha y los ruidos cardiacos durante el ciclo cardiaco.
Particulares:
1. Registrar la actividad eléctrica del corazón (electrocardiograma) reconocer las
diferentes ondas electrocardiográficas, medir los intervalos indicados y establecer
las relaciones que hay entre las ondas del ECG con las otras variables durante el
ciclo cardíaco.
2. Registrar la presión arterial directamente de la aorta, medir la presión sistólica y
diastólica, reconocer la muesca dicrótica y relacionar los cambios de la curva de
presión con el resto de las variables durante el ciclo cardíaco.
3. Registrar y medir directamente la presión auricular derecha, reconocer las ondas a, c
y v y relacionarlos con las otras variables del ciclo cardíaco.
4. Registrar los ruidos cardíacos (fonocardiograma), reconocer el 1º y 2º ruido y
establecer su relación con el cierre de las valvulas A-V, la muesca dicrótica y las
demás variables registradas.
5. Observar y palpar los latidos cardíacos directamente del corazón (tórax abierto).
6. Inducir y observar directamente el aleteo y fibrilación cardiaca
MATERIAL Y EQUIPO
Biológico: Perro
Equipo:
1. Fisiógrafo (4 canales)
2. 2 transductores de presión P 1000 A
3. 2 cables conectores # 9
4. 2 acopladores 7173
5. 2 acopladores DC-AC
6. Estimulador con electrodos de ganchillo
7. Ventilador pulmonar
8. Cable para ECG
9. Selector de derivadas
10. Micrófono para ruidos cardíacos
11. Mesa de cirugía para perro
12. Estetoscopio
13. Pentobarbital sódico
14. Solución salina isotónica heparinizada
15. 2 catéteres
16. 3 Jeringas de 10 ml
17. Cánula traqueal
18. Hilo cáñamo del cero
19. Gasa
20. Instrumental cirugía
21. Segueta
22. Tijera para costillas
23. Solución de KCI 0.5 M.
NOTA: Conforme vaya obteniendo el registro calibrado de cada canal, apague el botón de
RECORD y no lo encienda hasta que tome el registro de todas las variables
simultáneamente.
PROCEDIMIENTO
1. De su práctica del ECG prepare el canal 1 del fisiógrafo y conecte los cables para
obtener un registro electrocardiográfico en DII. Utilice electrodos de aguja. Una vez
logrado el registro apague el botón de RECORD.
Antes de pasar al procedimiento quirúrgico para el registro directo de la presión arterial
y la presión auricular, calibre los canales 2 y 3 del Fisiógrafo utilizando los transductores de
presión P100 A.
Los siguientes puntos explican el procedimiento para utilizar el transductor de
presión LINEAR CORE P1000A unido a un acoplador TRANSDUCTOR COUPLER
7173, y un amplificador CHANNEL AMPLIFIER 7070.
Calibre el canal 2 del Fisiógrafo (ver práctica del Fisiógrafo). Una vez calibrado el
acoplador con el amplificador y el reproductor, gire la perilla de MV/CM del amplificador
a 20 MV/CM, apague el botón de RECORD del amplificador y proceda a calibrar el canal
con el traductor de presión P100A.
NOTA: El transductor es muy sensible por lo que hay que asegurarse de que el
transductor esté sobre una superficie firme y así evitar las vibraciones que puedan
modificar la señal.
1. Conecte las válvulas A y B en el transductor (válvulas de tres vías) (Figura 1).
2. Asegúrese de que ambas válvulas estén abiertas a la atmósfera.
3. Conecte la salida lateral de la válvula A a una jeringa de 10 ml llena de solución
salina heparinizada sin burbujas de aire. Conecte un catéter de unos 40 cm de
longitud a la otra salida de la llave A. Gire la llave de control del flujo de la válvula
A de tal manera que se conecten la jeringa con el transductor.
4. Inyecte suavemente la solución haciéndola pasar por el transductor hasta que
escurra por la llave B que esta abierta a la atmósfera. Inyectando suavemente,
golpee ligeramente el transductor para asegurar que no queden burbujas de aire en
el transductor. Cierre la válvula B.
5. Gire la llave del control del flujo de la válvula A para conectar la jeringa con el
catéter. Purgue el catéter con la solución heparinizada.
6. Gire la llave del control del flujo de la válvula A para que se conecten directamente
el catéter con el transductor. De esta manera el transductor está abierto a la
atmósfera. Asegúrese que la punta del catéter este a la altura del transductor. De lo
contrario no se podrá calibrar el transductor adecuadamente.
7. Con el botón de RECORD del amplificador apagado, conecte el transductor al
Fisiógrafo con un cable conector del # 9.
NOTA: El acoplador, el amplificador y el reproductor deben estar calibrados, asegúrese
de que el transductor esté abierto a la atmósfera y que no esté conectado con el sujeto de
experimentación (NO DEBE HABER PRESION SOBRE EL TRANSDUCTOR).
8. Usando la perilla de POSITION del amplificador, lleve la plumilla de registro a 2.5
cm por abajo de la línea central.
9. Gire el control de AMPLITUDE del transductor, completamente en contra del
sentido de las manecillas del reloj.
10. Prenda el botón de RECORD del amplificador.
11. Con el botón de BALANCE del acoplador regrese la plumilla a la línea escogida en
el paso 8.
12. Gire el control de AMPLITUDE del transductor completamente en favor de las
manecillas del reloj.
13. Gire el control ZERO ADJUST del transductor para regresar la plumilla de registro
a la línea basal del paso 11. La perilla de ZERO ADJUST se encuentra situada en la
parte posterior del transductor.
NOTA: Asegúrese de que no se esté ejerciendo ninguna presión sobre el transductor.
14. Coloque la palanca de PULSATILE-MEAN en posición PULSATILE.
15. Active la palanca de CALIBRATE 100 mmHg del transductor y manteniéndola
presionada gire la perilla de AMPLITUDE para regresar la plumilla de registro a 3
cm por arriba de la línea basal.
16. Suelte la perilla de CALIBRATE y asegure que la plumilla de registro regrese a la
línea basal. Repita el procedimiento si es necesario. El registro está ahora calibrado
de tal manera que 100 mmHg equivalen a 3 cm de desplazamiento de la plumilla.
17. En la válvula A, gire la llave del control del flujo para que se conecten la jeringa y
el catéter y púrguelo haciendo pasar solución salina heparinizada.
18. Apague el botón de RECORD del amplificador.
Cateterización de la artéria carótida.
1. Pese al animal y anestésielo con pentobarbital sódico utilizando una dosis de 40
mg/kg de peso/vía endovenosa.
2. Inserte una cánula traqueal y asegúrela en su lugar llenando el manguito con agua.
3. Rasure la cara anterior del cuello y haga una incisión en la línea media de
aproximadamente 15 cm. Localice a ambos lados de la traquea las carótidas
primitivas y diséquelas. Localice el nervio vago derecho localizado en la vaina de la
arteria carótida. Utilizando una pinza roma, separe al nervio de la arteria en una
longitud de unos 4-5 cm aproximadamente, coloque una ligadura sin apretar
alrededor de la arteria y otra alrededor del nervio vago derecho y déjela como
referencia.
4. Localice la arteria carótida primitiva izquierda y separe el nervio de la arteria en una
longitud semejante a la anterior.
Inserción del catéter arterial.
1. Una vez disecada y expuesta la arteria carótida izquierda, coloque tres ligaduras sin
anudar alrededor de la misma. Cuide de no lesionar la arteria. La ligadura cefálica
(distal), se anuda fuertemente para ocluir la arteria completamente. Las ligaduras
media y proximal, se anudan sin apretar y servirán para fijar el catéter intra arterial
una vez que se haya insertado.
2. La longitud del catéter debe ser del tamaño suficiente para que al desplazarlo por la
arteria la punta quede a nivel del cayado de la aorta.
3. El ayudante aplica tracción a las ligaduras cefálicas y proximal para ocluir el flujo
de sangre en el pequeño segmento de carótida que queda entre las ligaduras. Con
unas tijeras pequeñas, el cirujano hace una pequeña incisión en la arteria, apenas
suficiente para introducir en dirección del corazón el catéter.
4. Una vez que la punta del catéter ha quedado en el cayado de la aorta, amarre las
ligaduras central y proximal. Lo apretado de los nudos no deben ocluir ni
parcialmente el catéter ya que si esto ocurre el registro de la presión no se podrá
realizar adecuadamente. Cuide que no haya escurrimiento de sangre. Si esto ocurre
apriete un poco más las ligaduras.
5. Antes de conectar el catéter con el transductor, inyecte un poco de solución salina
heparinizada al animal para remover cualquier coágulo que se haya formado en el
catéter. Esta maniobra se repite cuantas veces sea necesario para desprender y evitar
la formación de coágulos.
6. Gire la llave de la válvula A para conectar el catéter con el transductor y encienda el
borón de RECORD del amplificador para iniciar el registro de la presión arterial.
7. Ajuste la perilla de FILTER del amplificador si la plumilla no está registrado con un
trazo claro.
NOTA: Si la plumilla de registro no responde adecuadamente, la cánula puede estar pegada
a la pared arterial o puede estar tapada con un coágulo. Cheque que la posición del catéter
sea la correcta, así como la orientación de la llave de la válvula A.
NOTA: Cuando no este haciendo registro eleve las plumillas y la palanca del motor del
papel.
8. Apague el botón de RECORD del amplificador.
Una vez que ha calibrado el canal 3 del Fisiógrafo, proceda a calibrar el transductor
de presión P1000A siguiendo las indicaciones anteriores.
Cateterización de la vena yugular externa para registrar la presión venosa central
Para cateterizar la aurícula derecha se procede a localizar la vena yugular externa derecha.
1. Tomando como referencia el borde derecho de la herida del cuello, con una tijera
fuerte separe los músculos adheridos a la piel del cuello. Haciendo esto llegará a la
vena yugular externa adherida a la cara interna de la piel.
2. Diséquela en una longitud de unos 4-5 cm y pase dos ligaduras por debajo.
3. Una vez anudada la ligadura cefálica, haga un orificio en la vena y pase el catéter en
dirección del corazón.
4. Anude el hilo para fijar el catéter a la vena.
5. Asegúrese de que la longitud del catéter sea el adecuado para que la punta del
mismo quede justo en la luz de la aurícula derecha.
6. Proceda a registrar la presión auricular encendiendo el botón de RECORD del
amplificador.
7. Si es necesario reajuste la sensibilidad del amplificador para observar mejor el
registro.
Fonocardiograma
Una vez calibrado el canal 4 del Fisiógrafo proceda a colocar al sujeto el micrófono para
los ruidos cardiacos de la siguiente manera:
1. Pase una banda de hule (perforada) alrededor del tórax del animal
2. Identifique la proyección del corazón sobre el tórax y coloque el micrófono sobre el
área de la pared que corresponde al ápex del corazón.
3. Teniendo cuidado de no apretar excesivamete el micrófono (se puede romper o bien
no se podrán captar los ruidos cariacos), proceda a fijarlo con la banda de hule.
4. Conecte el enchufe del micrófono a la entrada del preamplificador DC-AC 7170.
También se puede utilizar el preamplificador Hi-Gain Coupler 7171. Para cualquier
preamplificador que se use, deberá ponerse la ganancia en X10 y la constante de
tiempo en 0.3.
5. Mueva la palanca de ON OFF/CAL del preamplificador a la posición ON
6. Antes de encender el amplificador ponga la perilla de sensibilidad en 100 MV/CM y
el FILTER en 100Hz.
7. Encienda el botón de RECORD del amplificador y proceda a registrar los ruidos
cardiacos.
Estimulación del nervio vago derecho.
1. Con la ligadura de referencia del nervio vago jale al nervio y coloque sobre el los
electrodos de estímulo de ganchillo cuidando que el electrodo negativo quede hacia
el corazón.
2. Conecte los cables de los electrodos al estimulador respetando su polaridad.
3. Con la ayuda del ECG, seleccione en el estimulador pulsos de 0.2 ms de duración y
un voltaje y frecuencia tales que solo induzcan bradicardia.
PROCEDIMIENTO
Medición de la presión arterial
Ponga el papel a 0.25 cm/seg y encienda el botón de RECORD del canal 2 para
registrar la presión arterial. Observe la subida y la caída de la presión sanguínea. Con una
velocidad de papel de 2.5 cm/seg tome otro registro. Identifique la muesca dicrótica y mida
las presiones sistólica y diastólica.
Registro simultáneo del ECG, presión arterial, presión auricular derecha y ruidos cardiacos
durante el ciclo cardiaco
1. Ponga la plumilla de tiempo en 1/seg y la velocidad del papel en 0.5 cm/seg.
2. Encienda el botón de RECORD de los 4 canales para obtener el registro simultáneo
de las variables.
3. Una vez que las variables se están registrando adecuadamente, incremente la
velocidad del papel a 2.5 cm/seg y obtenga unos 20 registros.
4. Continuando con las mismas condiciones de registro incremente la velocidad del
papel a 10 cm/seg y obtenga unos 20 registros.
5. Continuando con las mismas condiciones de la velocidad del papel, estimule al
nervio vago para disminuir la frecuencia cardiaca. Obtenga otros 20 registros y pare
el registro.
RESULTADOS
1. Identifique en el registro electrocardiográfico las ondas electrocardiográficas P, Q,
R, S y T, y la duración de los intervalos PQ, QRS, QT y ST en el registro tomado a
2.5 cm/seg.
2. Identifique en el registro de presión arterial: a) la presión sistólica, b) la presión
diastólica, c) la muesca dicrótica, d) la sístole y e) la diástole. Correlacione con el
registro electrocardiográfico el momento en que ocurre: a) el complejo QRS y el
inicio de la elevación de la presión la presión diastólica, b) la onda T y el inicio de
la caída de la presión y la muesca dicrótica.
Una. vez calibrado el canal 2 del fisiógrafo y dispuestos los cables para registrar el
EKG, obtenga 10 registros en la derivación II y proceda a identificar las ondas P, Q, R, S y
T, mida los voltajes de cada una y los intervalos antes mencionados. Establezca las
relaciones que hay entre las ondas electrocardiográficas y las variables de los objetivos
anteriores durante el cielo cardíaco.
OBJETIVO 3
Una vez calibrado el canal No. 4 del fisiógrafo y el micrófono colocado
adecuadamente en el animal, proceda a registrar los ruidos cardíacos. Identifique el ler. y
2o. ruido ayudándose con los "fono" y los estetoscopios, y establezca la relación que hay
entre las demás variables registradas.
OBJETIVO 4
Después de haber analizado y medido cada una de las variables aisladamente y
hecho la correlación entre ellas, se procede a abrir el tórax y exponer el corazón para que
puedan ser apreciados los movimientos cardíacos así como los movimientos de expansión y
retracción pulmonares.
Inyecte 10 ml de solución de KCI 0.7 M por vía endovenosa y observe el aleteo y
después la fibrilación ventricular.
RESULTADOS:
PRESION AORTICA:
Calibración cm
Presión sistólica
Presión diastólica
Presión media
Presión diferencial
mm/Hg.
mm/Hg.
mm/Hg.
mm/Hg.
mm/Hg.
Identifique la apertura de las válvulas sigmoideas aórticas. Identifique el cierre de
las válvulas sigmoideas aórticas.
PRESIÓN VENOSA CENTRAL:
Presión sistólica:
Presión distólica:
Identifique en el registro las ondas a, c y v y relacione la onda a con la onda P del
ECG, la onda c con la contracción isovolumétrica y el primer ruido cardiaco y la onda v con
el segundo ruido cardiacoicular y, la sístole auricular, al mismo tiempo que observa el
registro de ambas curvas de presión. Establezca la relación de los cambios de presión
auricular en el EKG.
EKG.
Identifique las ondas Q, R, S, T, y P. Mida la frecuencia cardíaca. Mida el voltaje de cada
onda.
Onda P
Onda Q
Onda R
Onda S
Onda T
Establezca la relación de la onda "a" de la presión auricular, con la onda P del EKG.
El complejo QRS con la sístole aórtica.
Mida los intervalos PQ QRS, y QT y diga qué significa cada uno de ellos.
FONOCARDIOGRAMA:
En el registro de los ruidos cardíacos identifique el lo. y 2o. ruidos, ayudándose con
el estetoscopio. Ahora relacione el primer ruido, con la sístole aórtica y la muesca dicrótica
con el 2o. ruido. Asimismo, identifique el primer ruido con la onda C auricular.
PRESIÓN SANGUÍNEA Y SU CONTROL SIMPÁTICO Y PARASIMPÁTICO
INTRODUCCIÓN
La presión sanguínea (PS) es la fuerza que la sangre ejerce contra las paredes de los
vasos sanguíneos, y resulta de la acción de bomba del corazón contra una resistencia
periférica variable así como de un reservorio elástico. La PS varía en relación con el
volumen sanguíneo relativo, la elasticidad del sistema arterial, la resistencia periférica, la
frecuencia cardiaca y el volumen sistólico, siempre y cuando el volumen sanguíneo relativo
permanezca constante. La importancia del reservorio elástico radica en que cierta cantidad
de la energía de la contracción cardiaca se convierte en energía almacenada cuando parte de
la sangre expulsada durante la sístole es retenida bajo presión en el reservorio arterial
expandido. Durante la diástole, la sangre es impulsada a través de las arterias para mantener
el flujo capilar durante todo el ciclo cardiaco. A causa de esto, la presión en el árbol arterial
es máxima durante la sístole, pero no caerá a cero durante la diástole debido al rebote
elástico de los vasos y al cierre de la válvula aórtica. La magnitud de la caída en la presión,
dependerá de la diferencia entre la oposición al flujo (resistencia periférica), el volumen de
sangre bombeado al sistema arterial cada latido y la frecuencia cardiaca. Si la presión
arterial se está registrando, el final de la eyección sanguínea al sistema arterial, queda
señalada por una muesca pasajera en la curva de presión producido por el cierre súbito de la
válvula aórtica. A esta muesca se le llama muesca dicrótica.
La PS esta bajo el control del sistema nervioso autónomo. La activación de la
división parasimpática, reduce la presión sanguínea por disminución de la frecuencia
cardiaca. Por otro lado, la activación de la división simpática aumenta la presión sanguínea
al incrementar: a) la fuerza de contracción, b) la frecuencia cardiaca y c) la resistencia
periférica. Aunque existen otros factores humorales (hormonales) que participan en la
regulación de la PS, el sistema nervioso autónomo es el más importante.
El centro nervioso más importante para el control de la PS se localiza en la
protuberancia y el bulbo raquídeo y se le denomina centro vasomotor o cardiorregulador.
Aquí se integran los reflejos cardiovasculares más importantes como el reflejo del seno
carotídeo en el que impulsos aferentes desde los presorreceptores (receptores de presión)
del seno carotídeo y del arco aórtico, mandan en cada sístole impulsos por los nervios
glosofaríngeos y nervios vagos respectivamente, hasta el bulbo. Después de ser integrados,
los impulsos son trasmitidos desde el centro vasomotor por las ramas cardiacas del sistema
parasimpático (nervios vagos) o simpático al corazón, al que inhibirán o excitarán
respectivamente. Al estimular mecánicamente al seno carotídeo se mimetiza un incremento
de la presión sanguínea, la señal nerviosa viaja por los nervios correspondientes hasta el
centro cardiorregulador el cual responde por un lado, activando al sistema nervioso
parasimpático, que disminuye de la frecuencia cardiaca, y por el otro inhibiendo el tono
simpático, que disminuye la resistencia periférica.
Cuando el nervio vago es estimulado directamente la frecuencia cardiaca disminuye
y si la intensidad del estímulo es lo suficientemente grande puede producir paro cardíaco.
Cuando esto ocurre, la presión sanguínea comenzará a caer. La rapidez con la que la
presión sanguínea cae refleja el grado de la resistencia periférica. Por otro lado, si la
frecuencia cardiaca disminuye, la fuerza de contracción en cada latido será mayor debido al
mayor volumen diastólico final (Ley de Starling). Con una frecuencia cardiaca disminuida,
la muesca dicrótica es más claramente visible.
Ya que el sistema parasimpático es colinérgico, sus efectos pueden ser mimetizados
por drogas que inhiben a la enzima acetilcolinesterasa, permitiendo que la acetilcolina
(ACh) permanezca actuando por más tiempo, prolongando así, sus efectos en el sitio de
liberación. Por lo tanto, la administración de prostigmina (un inactivador de la enzima
acetilcolinesterasa), remedará un incremento de la actividad vagal, lo que se traduce en una
disminución de la frecuencia cardiaca y caída de la presión arterial. La administración de la
ACh u otras drogas colinérgicas producirán efectos similares. Por otro lado, también
existen drogas que pueden bloquear las acciones de la ACh, como la atropina, alcaloide
derivado de la planta llamada bella dona, la cual tiene una gran afinidad por los receptores
colinérgicos post ganglionares, localizados en los órganos efectores de la división
parasimática del sistema nervioso autónomo. De esta manera, se dice que la atropina es un
bloqueador por competencia de la ACh.
La actividad periférica del sistema nervioso simpático es mediada por los
neurotransmisores noradrenalina (norepinefrina) y adrenalina (epinefrina), de tal manera
que drogas que alteren su síntesis, secreción, recaptura, o bien, compitan con los receptores
simpáticos correspondientes, alterarán los efectos de este sistema sobre la presión arterial.
Efectos muscarínicos y nicotínicos de la ACh. Históricamente se observó que la
administración de muscarina (extraída del hongo amanita muscaria) a un sujeto de
experimentación, mimetiza las acciones del sistema nervioso parasimpático a nivel de sus
efectores periféricos (efectos colinérgicos). Por otro lado, también se sabe que la nicotina
mimetiza los efectos de la ACh al actuar específicamente a nivel de los receptores
colinérgicos de las neuronas post ganglionares simpáticas y parasimpáticas del sistema
nervioso autónomo. En base a lo anterior, los efectos de muchas drogas se clasificaron
como muscarínicos o nicotínicos. Actualmente estos términos se utilizan poco, pero una
demostración de la acción muscarínica y nicotínica de la ACh es de interés fisiológico
debido a que pone en evidencia el papel de la ACh en el mecanismo de la transmisión
sináptica de la neurona pre a la post ganglionar en ambas divisiones del sistema nervioso
autónomo (la división simpática como parasimpática) y del nervio post ganglionar
parasimpático al efector.
Hay que recordar que el sistema nervioso parasimático es totalmente colinérgico, es
decir la ACh es el neurotransmisor tanto a nivel ganglionar como periférico, mientras que
el simpático es colinérgico en la sinápsis de la neurona pre a la post ganglionar, y
noradrenérgico (adrenérgico) en las terminales post ganglionares (periferia). Si la ACh se
administra a un animal normal, la PS sanguínea cae. Sin embargo si el animal es
previamente atropinizado, bloqueando así el efecto periférico de la ACh, esta no tendrá
efecto a nivel de los efectores post ganglionares parasimpáticos. Así, poco efecto se
observará en la presión arterial (PA) y en la frecuencia cardiaca, es decir, los efectos
muscarínicos de la ACh se han bloqueado.
Si se utilizan grandes dosis de ACh en un animal atropinizado, las sinápsis de las
neuronas ganglionares de ambos sistemas seguirán siendo sensibles a la ACh. Sin embargo,
ya que los receptores colinérgicos de los efectores de la división parasimpática han sido
bloqueados con la atropina, el efecto de la ACh se observará solo en la división simpática,
es decir un incremento de la PA y de la frecuencia cardiaca, provocada por la activación de
los ganglios simpáticos, que a su vez inducen libración de noradrenalina y adrenalina a
nivel de las terminales nerviosas post ganglionares. Esta respuesta demuestra los efectos
nicotínicos (ganglionares) de la acetilcolina.
OBJETIVOS
1)
2)
3)
4)
5)
6)
Registrar en un perro la presión arterial (PA) directa (cateterización arterial)
Determinar las presiones arterial sistólica, diastólica y media
Reconocer en el registro la muesca dicrótica
Inducir el reflejo del seno carotídeo
Describir los efectos de la estimulación vagal sobre la PS
Estudiar el efecto de drogas parasimpáticas (ACh y prostigmina) y simpáticas
(adrenalina) sobre la presión arterial
7) Reconocer el efecto bloqueador de la atropina sobre el nervio vago
8) Observar los efectos nicotínicos de la ACh
MATERIAL Y EQUIPO
Material Biológico: Perro
Equipo:
1) Fisiógrafo (1 canal), 2) Transductor de presión P 1000-A con llaves de 3 vías, 3)
Cable conector # 9, 4) Acoplador 7173, 5) Estimulador con electrodos de estímulo de
ganchillo, 6) Mesa de cirugía para perro, 7) Pentobarbital sódico, 8) Solución salina
isotónica heparinizada, 9) Dos catéteres (para arteria y vena), 10) Jeringas de 10 y 3 ml, 11)
Cánula traqueal, 12) Hilo cáñamo del cero, 13) Gasa, 14) Instrumental cirugía, 15)
Solución ACh (1 mg/ml), 16) Adrenalina (1 mg/ml), 17) Prostigmina (1 mg/ml), 18)
Atropina (1mg/ml), 19) Solución de KCI 0.5 M.
PROCEDIMIENTO
Antes de pasar al procedimiento quirúrgico calibre un canal del Fisiógrafo (ver práctica
del Fisiógrafo). Una vez calibrado el acoplador, con el amplificador y el reproductor,
gire la perilla de MV/CM del amplificador a 20 MV/CM, apague el botón de RECORD
del amplificador y proceda a calibrar el canal con el traductor de presión P1000-A.
Calibración del transductor P1000-A
NOTA: El transductor es muy sensible por lo que hay que asegurarse de que el
transductor esté sobre una superficie firme y así evitar las vibraciones que puedan
modificar la señal.
1. Conecte las válvulas A y B en el transductor (llaves de tres vías) (Figura 1).
2. Asegúrese de que ambas válvulas estén abiertas a la atmósfera.
3. Conecte la salida lateral de la válvula A a una jeringa de 10 ml llena de solución
salina heparinizada sin burbujas de aire. Conecte un catéter de unos 40 cm de
longitud, a la otra salida de la misma llave A. Gire la llave de control del flujo de la
válvula A de tal manera que se conecten la jeringa con el transductor.
4. Para purgar el transductor inyecte suavemente la solución salina haciéndola pasar
por el mismo hasta que escurra por la llave B que esta abierta a la atmósfera.
Inyectando suavemente, golpee ligeramente el transductor para asegurar que no
queden dentro burbujas de aire. Cierre la válvula B.
5. Gire la llave del control del flujo de la válvula A para conectar la jeringa con el
catéter. Purgue el catéter con la solución salina heparinizada.
6. Gire la llave del control del flujo de la válvula A para que se conecten directamente
el catéter con el transductor. De esta manera el transductor está abierto a la
atmósfera. Asegúrese que el catéter y la punta estén a la altura del transductor ya
que de lo contrario no se podrá calibrar el transductor adecuadamente.
7. Con el botón de RECORD del amplificador apagado, conecte el transductor al
Fisiógrafo con un cable conector del # 9.
NOTA: El acoplador, el amplificador y el reproductor deben estar previamente
calibrados. Asegúrese de que el transductor esté abierto a la atmósfera (NO DEBE
HABER PRESION SOBRE EL TRANSDUCTOR).
8. En el transductor, mueva la palanca de PULSATILE-MEAN a la posición
PULSATILE.
9. Usando la perilla de POSITION del amplificador, lleve la plumilla de registro a 2.5
cm por abajo de la línea central.
10. Gire el control de AMPLITUDE del transductor, completamente en contra del
sentido de las manecillas del reloj.
11. Prenda el botón de RECORD del amplificador.
12. Con el botón de BALANCE del acoplador regrese la plumilla a la línea escogida en
el paso 9.
13. Gire el control de AMPLITUDE del transductor completamente en favor de las
manecillas del reloj.
14. Gire el control ZERO ADJUST del transductor para regresar la plumilla de registro
a la línea basal del paso 9. La perilla de ZERO ADJUST se encuentra situada en la
parte posterior del transductor.
15. Active la palanca de CALIBRATE 100 mmHg del transductor y manteniéndola
presionada gire la perilla de AMPLITUDE para regresar la plumilla de registro a 3
cm por arriba de la línea basal.
16. Suelte la perilla de CALIBRATE y asegure que la plumilla de registro regrese a la
línea basal. Repita el procedimiento si es necesario. El registro está ahora calibrado
de tal manera que 100 mmHg equivalen a 3 cm de desplazamiento de la plumilla.
17. En la válvula A, gire la llave para que se conecten la jeringa con el catéter arterial.
18. Apague el botón de RECORD del amplificador.
Cateterización de la artéria carótida.
1. Pese al animal y anestésielo con pentobarbital sódico (Anesesal) utilizando una
dosis de 40 mg/kg de peso/vía endovenosa.
2. Inserte una cánula traqueal y asegúrela en su lugar llenando el manguito con agua.
3. Rasure la cara anterior del cuello y haga una incisión en la línea media de
aproximadamente 15 cm de longitud. Localice a ambos lados de la traquea las
carótidas primitivas y diséquelas. Localice el nervio vago derecho localizado en la
vaina del paquete arteriovenoso (vago-carótida). Utilizando una pinza roma, separe
al nervio de la arteria en una longitud de unos 4-5 cm, coloque una ligadura sin
apretar alrededor de la arteria y otra alrededor del nervio vago derecho y déjelas
como referencia.
4. Localice la arteria carótida primitiva izquierda y separe el nervio de la arteria en una
longitud semejante a la anterior.
Inserción del catéter arterial
1. Una vez disecada y expuesta la arteria carótida izquierda, coloque tres ligaduras sin
anudar alrededor de la misma. Cuide de no lesionar la arteria. La ligadura cefálica
(distal), se anuda fuertemente para ocluir la arteria completamente. Las ligaduras
media y proximal, se anudan sin apretar y servirán para fijar el catéter arterial una
vez que este se haya insertado en la carótida.
2. La longitud del catéter debe ser del tamaño suficiente para que al desplazarlo por la
arteria la punta quede a nivel del cayado de la aorta.
3. El ayudante aplica tracción a las ligaduras cefálica y proximal para ocluir el flujo de
sangre en el pequeño segmento de carótida que queda entre las ligaduras. Con unas
tijeras pequeñas, el cirujano hace una pequeña incisión en la arteria, apenas
suficiente para introducir en dirección del corazón el catéter.
4. Una vez que la punta del catéter ha quedado en el cayado de la aorta, amarre las
ligaduras central y proximal. Lo apretado de los nudos no deben ocluir ni
parcialmente el catéter ya que si esto ocurre el registro de la presión no se podrá
realizar adecuadamente. Cuide que no haya escurrimiento de sangre. Si esto ocurre
apriete un poco más las ligaduras.
5. Antes de conectar el catéter con el transductor, inyecte un poco de solución salina
heparinizada al animal para remover cualquier coágulo que se haya formado en el
catéter. Esta maniobra se repite cuantas veces sea necesario para desprender y evitar
la formación de coágulos en el sistema.
6. Gire la llave de la válvula A para conectar el catéter con el transductor y encienda el
botón de RECORD del amplificador para iniciar el registro de la PA.
7. Ajuste la perilla de FILTER del amplificador si la plumilla no está registrando con
un trazo claro.
NOTA: Si la plumilla de registro no responde adecuadamente, la cánula puede estar
pegada a la pared arterial, puede estar tapada con un coágulo o los nudos quedaron
muy apretados. Cheque que la posición del catéter sea la correcta, así como la
orientación de la llave de la válvula A.
NOTA: Cuando no este haciendo registro eleve las plumillas y pare el movimiento
del papel.
Catetrización de la vena femoral
1. Rasure la cara interna de un muslo del animal.
2. Por palpación identifique el curso de la arteria femoral y por encima de ella haga
una incisión en la piel de unos 5-6 cm.
3. Con disección roma separe la arteria de la vena femoral en una longitud de unos 4-5
cm y pase dos ligaduras por debajo de la vena.
4. Una vez anudada la ligadura distal y haciendo tracción suave con la ligadura
proximal para exponerla, haga un orificio en la vena y pase el catéter en dirección
del corazón unos 10-15 cm.
5. Anude el hilo para fijar el catéter a la vena.
6. Utilizando un equipo de venoclisis, inicie la perfusión de una solución de cloruro de
sodio al 0.9% a razón de 30 gotas por minuto. La administración de la drogas será
por esta vía.
7. Cubra la herida con una gasa y cheque continuamente que el animal esté respirando
regularmente. Identifique el plano de anestesia probando los diferentes reflejos y
observando las características del animal como se describen en la tabla de Guedel.
Con el sistema registrando la PA, inicie el protocolo experimental
1) Medición de la PS sanguínea y la frecuencia cardiaca (FC)
a) Ponga el papel a 0.25 cm/seg. Observe la subida y la caída de la presión. Con una
velocidad de papel de 5 cm/seg, tome unos 10 registros y determine la frecuencia
cardiaca. Tomando coma base la calibración de 3 cm de desplazamiento de la
plumilla=100 mmHg, determine las presiones sistólica, diastólica y del pulso. Si es
necesario ajuste los controles de AMPLITUD y POSITION para obtener un mejor
registro. Si hacen ajustes, la recalibración es necesaria.
b) Identifique en el registro la muesca dicrótica. Con una pinza hemostática haga
presión gradual sobre el catéter que conduce el transductor. Note la disminución en el
tamaño de la muesca dicrótica, luego una disminución en la amplitud del pulso.
Utilizando la fórmula para la presión arterial media (PAM) determínela y pase sus
resultados a la hoja de respuestas (PAM= presión diastólica +1/3 de la presión del
pulso).
c) Mueva en el transductor la palanca a la posición MEAN y mida la presión arterial
media. Compare y diga si hay diferencias en las mediciones calculada y registrada.
Regrese la palanca a la posición de PULSATILE. Pase sus resultados a la hoja de
respuestas
2) Reflejo del seno carotídeo
El reflejo del seno carotídeo generalmente se deprime por las sustancias anestésicas y
en ocasiones es difícil observarlo en la anestesia profunda.
a) Con la velocidad del papel 0.25 cm/seg tome un registro control. Un compañero
indicará con el botón marcador de eventos el momento en que inicia la inducción del
reflejo.
b) Para inducir el reflejo, aplique presión a ambos senos carotídeos del perro
presionando fuertemente con los dedos índice y medio hacia dentro y hacia arriba y
abajo en el punto del cuello donde se juntan la rama horizontal y vertical del hueso
mandibular inferior. Simultáneamente, con los dedos pulgares presione fuertemente
hacia adentro los glóbulos oculares para obtener acción vagal adicional (reflejo
óculo–vagal). Si no se obtuvo el reflejo, repita el procedimiento después de la
administración de prostigmina.
c) Mida la frecuencia cardiaca y las presiones sistólica, diastólica y media antes y
después de la estimulación de los senos. Identifique las características de la muesca
dicrótica. Pase sus resultados a la hoja de respuestas.
3) Efectos de la estimulación vagal
a) Exponga el nervio vago derecho y móntelo sobre los electrodos de ganchillo.
Asegúrese de que el polo negativo (negro) quede del lado cercano al corazón. En el
estimulador, elija los siguientes parámetros: Voltaje, 10 voltios. Duración del
estímulo, 2 msg. Frecuencia, 10 estímulos/seg.
b) Con la velocidad del papel a 0.25 cm/seg, tome un registro control de 1 minuto y
luego estimule el nervio vago por unos pocos segundos. Modifique la intensidad del
estimulo para obtener una disminución de la presión arterial y la frecuencia
cardiaca.Determine el periodo de latencia entre la estimulación vagal y los cambios
en el registro. Repita la maniobra varias veces y determine los cambios en las
presiones sistólica, diastólica y media. Observe la mayor claridad con la que se
registra la muesca dicrótica. Determine si se produce escape ventricular.
4) Efectos de las drogas parasimpáticas
El sistema nervioso parasimpático es colinérgico y como se observó al estimular el
nervio vago, uno de sus efectos es disminuir la frecuencia cardiaca y en consecuencia la PS
(aunque también existen vasodilatadores colinérgicos).
a) Efecto de la ACh. Ponga el desplazamiento del papel a 0.5 cm/seg y después de
obtener un registro control, administre 5 µg de ACh por Kg de peso del animal/vía
endovenosa. Determine la frecuencia cardiaca y las presiones sistólica, diastólica y
media. Compárelas con el registro control. Pase sus observaciones a la hoja de
resultados.
b) Efectos de la prostigmina La prostigmina es un fármaco parasimpaticomimético que
actúa bloqueando la acción de la enzima acetilcolinesterasa. Del objetivo 3,
seleccione un estimulo de intensidad y frecuencia que hayan producido bradicardia e
hipotensión moderada. Repita el procedimiento varias veces para obtener un registro
control adecuado.
Inyecte 1 mg de prostigmina por cada 8 kg de peso y observe los efectos sobre la FC
y la PS.
Observe también los efectos de la prostigmina sobre el diámetro pupilar, salivación,
motilidad intestinal, flatulencia y defecación.
Repita las maniobras para observar el reflejo del seno carotídeo-oculovagal. Observe
como en estas condiciones es más fácil su inducción. Vierta sus observaciones en la
hoja de resultados.
c) Efectos sinérgicos de la prostigmina y la Ach. Inyecte 2 µg de ACh/Kg de peso del
animal/vía endovenosa y observe como se potencia el efecto de ambas drogas sobre
la FC, PA, miosis, salivación, motilidad intestinal, flatulencia y defecación. Compare
la magnitud de los efectos inducidos por la aplicación de ambas drogas cuando se
administraron aisladamente. Observe como se requiere de menor dosis de ACh para
obtener un efecto mayor sobre las diversas variables.
Repita la estimulación vagal usando la intensidad de estimulo que previamente
disminuyó la frecuencia cardíaca y determine si el efecto hipotensor es mas intenso.
Vierta sus observaciones en la hoja de resultados.
5) Efectos de la adrenalina sobre la PA y la FC
Recalibre su sistema de registro de tal manera que 2 cm de deslazamiento de la
plumilla equivalgan a 100 mmHg.
Incremente la velocidad del registro a 0.5 cm/seg
Obtenga un registro control e inyecte 0.5 mg de adrenalina por vía endovenosa.
Observe y cuantifique los efectos sobre la FC, PA y PAM. Vierta sus observaciones
en la hoja de resultados.
Antes de continuar, permita que la presión arterial y la frecuencia cardiaca regresen
a los valores basales.
Recalibre el registro a 3cm = 100 mmHg
6) Efectos de la atropina
a) Con la velocidad del papel a 0.5 cm/seg obtenga un registro control
b) Con una intensidad de estimulo adecuada, estimule el nervio vago por algunos
segundos para encontrar el efecto hipotensor y bradicadizante de la estimulación
vagal.
c) Inyecte por vía intravenosa 1 mg de atropina por cada 8 Kg de peso del animal y
espere algunos minutos.
d) Con los parámetros de estimulación anteriores, estimule el nervio vago cada 15
segundos hasta que observe el efecto bloqueador de la atropina sobre la
estimulación vagal.
7) Efectos muscarínicos y nicotínicos de la Ach
a) Con la velocidad del papel a 0.5 cm/seg, inyecte 500 µg de acetilcolina por vía
endovenosa y registre los cambios sobre la PA y FC (note que esta dosis de
acetilcolina es 100 veces mayor que la empleada para inducir bradicardia e
hipotensión).
Terminación del experimento
1) Sacrifique al animal inyectando 30 ml de solución de KCl 0.5M por vía
endovenosa.
2) Desprenda el papel de registro y apague el Fisiógrafo.
3) Destinte las plumillas, desconecte los cables del equipo y regréselo a su lugar
4) Retire del animal la cánula traqueal y los catéteres arterial y venoso
5) Disponga del animal adecuadamente
6) Recoja el material, lávelo y regréselo al personal responsable
7) Limpie la superficie de trabajo
RESULTADOS
1. Frecuencia cardiaca:______________ latidos por minuto.
2. Frecuencia respiratoria:_______________respiraciones por minuto.
3. Presión sanguínea: Sistólica_____ mm Hg; Diastólica________mmHg; Presión
arterial media: a) del registro_______ mm Hg, b) calculada________mm Hg.
4. Efecto máximo del reflejo del seno carotídeo sobre la PA_________mmHg,
FC________ latidos por minuto. Periodo de latencia ________seg.
5. Efecto de la estimulación vagal sobre la FC, PA y PAM:
a) FC________latidos/min.
Presión
sistólica________mmHg,
Presión
diastólica________mmHg. Presión media_________mmHg.
b) Escape ventricular: Si_________ No________
c) Describa las diferencias en la muesca dicrótica entre el registro control y el
efecto del vago.
d) Determine el periodo de latencia (intervalo de tiempo entre la aplicación del
estímulo y la aparición de la respuesta).
6. Efectos de la ACh sobre la FC, PA y PAM
a) Frecuencia cardiaca: Control______latidos/min. Efecto máximo de la
ACh_______latidos/min.
b) Presión arterial sistólica: Control________mmHg; Efecto máximo de la
ACh______mmHg.
c) Presión arterial diastólica: Control________mmHg; Efecto máximo de la
ACh______mmHg.
d) PAM: Control________mmHg; Efecto máximo de la Ach________mmHg
e) Periodo de latencia_____seg.
7. Efectos de la atropina sobre la FC, PA y PAM
a) Frecuencia cardiaca: Control________latidos por minuto; Efecto de la
atropina________latidos por minuto
b) Presión arterial sistólica: Control________mmHg; Efecto de la atropina
_______mmHg.
c) Presión arterial diastólica: Control________mmHg; Efecto de la
atropina_______mmHg.
d) PAM: Control________mmHg; Efecto de la atropina________mmHg
e) Periodo de latencia_____seg.
8. Efectos nicotínicos de la ACh sobre la FC, PA y PAM en el animal atropinizado:
FC________latidos/min. PA: Sistólica_______mmHg, Diastólica_______mmHg.
PAM_______mmHg
Conteste las siguientes preguntas:
1) Explique a que se debe la muesca dicrótica.
2) Explique la relación que hay entre la PA, gasto cardiaco, resistencia periférica
3) Diga porque disminuye la presión arterial cuando disminuye la frecuencia cardiaca.
4) Haga un esquema de las vías nerviosas que median el reflejo del seno carotídeo.
5) Haga un esquema del sistema nervioso autónomo con sus divisiones simpática y
parasimpática. Indique el tipo de neurotransmisor que se libera en cada uno de sus
segmentos y donde se localizan los receptores muscarínicos y donde los nicotínicos.
6) Describa los efectos de ACh sobre la presión arterial y la frecuencia cardiaca y
explique el mecanismo de acciones de la ACh sobre las células cardíacas.
7) Describa brevemente el mecanismo de acción de la atropina
8) Describa: a) los efectos de la atropina sobre la presión arterial y la frecuencia
cardiaca y b) diga que ocurrió cuando se estimuló el nervio vago del animal
atropinizado.
9) Describa los efectos de la adrenalina sobre la presión arterial y la frecuencia
cardiaca
10) Describa el mecanismo de acción de la adrenalina sobre las células cardíacas.
11) Describa el mecanismo por el cual se produjo incremento de la frecuencia cardiaca
y la presión arterial en el animal atropinizado cuando se administraron 500 µg de
ACh.
Dr. Andrés Quintanar Stephano
Mayo 2006
ALGUNOS FACTORES QUE DETERMINAN LA FORMACIÓN
DE ORINA EN EL PERRO
INTRODUCCIÓN
Los riñones son órganos reguladores y excretores. Gracias a su capacidad excretora
de agua y solutos (orina), los riñones son capaces de regular el volumen y composición de
los líquidos corporales dentro de limites muy estrechos, esto a pesar de una amplia
variación en la ingesta de agua y alimento. Como una consecuencia de su papel
homeostático, los tejidos y células del cuerpo son capaces de llevar a cabo sus funciones
normales en un medio ambiente relativamente constante. Las funciones más importantes de
los riñones incluyen las siguientes: 1) La regulación del volumen y osmolalidad de los
líquidos corporales, 2) regulación del balance electrolítico, 3) regulación del equilibrio
ácido-base, 4) excreción de productos del metabolismo y substancias extrañas y 5)
producción de hormonas.
Los riñones regulan la composición de los líquidos corporales por los siguientes
procesos: a) filtración, b) reabsorción y c) secreción y excreción. Muchos factores afectan
el volumen y la composición de la orina. El flujo sanguíneo arterial entra a los glomérulos
bajo presión haciendo que el agua y ciertos solutos sean filtrados hacia el espacio de
Bowman (filtrado glomerular) y al sistema tubular de la nefrona, en donde ocurren los
procesos mencionados. Así, el filtrado experimenta cambios conforme fluye por el sistema
tubular. Cambios en la presión arterial y en la cantidad de líquido y concentración de los
solutos en la sangre modifican la cantidad y concentración de solutos de la orina formada a
través del tiempo. Algunas de estos cambios ocurren en respuesta a la presencia de
hormonas, tales como la aldosterona, encargada de reabsorber de Na+ y secretar K+ y la
hormona antidiurética (también llamada vasopresina) encargada de reabsorber el agua de
los túbulos colectores.
Se entiende por excreción a la eliminación de una sustancia del cuerpo, en este caso,
en la orina. Una sustancia es excretada si pasa al sistema tubular formando parte del filtrado
glomerular y no es reabsorbida, o bien, es excretada por secreción activa del espacio
peritubular a la luz tubular.
Existen muchos factores que determinan el volumen y la composición de la orina y
que invariablemente actúan sobre la intensidad de filtración glomerular, o sobre la
intensidad de reabsorción tubular. Por lo tanto, cualquier factor que altere la intensidad de
filtración glomerular o de resorción tubular, serán los mismos factores que desempeñan
papel importante en el establecimiento del ritmo de eliminación de volúmenes líquidos.
Entre los factores que determinan la tasa de filtración glomerular está la presión
arterial, que aumenta la presión de filtración, con el consecuente aumento del filtrado
glomerular y del volumen líquido eliminado. Por otro lado, un aumento en la presión
coloidosmótica del plasma disminuirá la presión de filtración, lo que a su vez producirá una
disminución del filtrado glomerular y una disminución del volumen líquido eliminado.
Por otro lado, cambios en la capacidad del epitelio tubular para reabsorber
sustancias desde el líquido tubular, también afectará el volumen de orina formado. Así, en
condiciones normales toda la glucosa es reabsorbida, por lo que no se detectará en la orina;
sin embargo, cuando la carga tubular de glucosa aumenta más allá de cierto límite
(transporte máximo), esta aparecerá en la orina (glucosuria), además, al aumentar su
concentración en el sistema tabular ejercerá presión osmótica, lo que retiene agua en el
sistema tubular, teniendo como resultado final un aumento en la excreción de agua (diuresis
osmótica).
La presencia de hormona antidiurética (ADH o vasopresina, sintetizada en los
núcleos supraópticos y paraventiculares del hipotálamo y secretada por la neurohipófisis),
induce un incremento en la permeabilidad al agua del epitelio de los túbulos colectores,
dando lugar a la producción de una orina concentrada y de poco volumen. La ausencia de
ADH tendrá el efecto opuesto (diabetes insípida).
OBJETIVOS:
1. Determinar los efectos de cambios en la presión sanguínea sobre el flujo urinario
(formación de orina)
2. Determinar los efectos de la adrenalina sobre la presión y el flujo urinario
3. Observar el efecto de un incremento del volumen sanguíneo sobre la formación de
orina
4. Observar el efecto de incrementar la presión osmótica del plasma y del líquido
tubular sobre la intensidad de formación de orina
5. Inducir diuresis osmótica
6. Observar el efecto de la hormona antidiurética sobre la intensidad de formación de
orina
7. Observar el efecto diurético de la droga furosemide
MATERIAL:
Biológico: Perra
1) Fisiógrafo (2 canales), 2) Dos acopladores 7173, 3) Transductor de presión P1000-A, 4) Transductor cuentagotas, 5) Estimulador electrónico, 6) Cables del estimulador,
7) Canalizador de estímulos, 8) Electrodos de ganchillo, 9) Cable de línea principal, 10)
Dos cables conectores del # 9, 11) Cánula traqueal, 12) Tres jeringas de 10 ml con aguja,
13) Tres jeringas de 2.5 ml, 14) Tres jeringas de 1 ml, 15) Estuche de disecciones, 16)
Hilos cáñamo del doble cero, 17) Gasas, 18) Cuatro catéteres (2 para ureteros, 1 para arteria
y 1 para vena), 19) Tres vasos de precipitado; de 20, 50 y 100 ml, 20) Tubos de ensayo de 5
y 10 ml, 21) Tres goteros, 22) Equipo de venoclisis, 23) Estuche para la determinación de
la glucosuria 24) Tubo en Y
Soluciones:
1) Pentobarbital sódico, 2) Mil ml de solución de NaCl al 0.09%, 3) Adrenalina (1
mg/ml), 4) ADH (10 neurohipófisis de rata), 5) Solución salina al 10%, 6) Solución de
glucosa al 25%, 7) Furosemide (20 mg/2 ml), 8) Estuche para determinación de cloruros
(Nitrato de plata al 2.9%. Dicromato de potasio al 20%).
PROCEDIMIENTO:
Calibre 2 canales del Fisiógrafo; en un canal monte el sistema para registrar la
presión arterial directa utilizando el Trasnductor P-1000-A). En el otro canal monte el
sistema para el Trasnductor cuentagotas.
Antes de pasar al procedimiento quirúrgico para el registro directo de la presión arterial,
calibre un canal del Fisiógrafo utilizando un transductor de presión P1000-A.
Calibre un canal del Fisiógrafo (ver práctica del Fisiógrafo). Una vez calibrado gire
la perilla de MV/CM del amplificador a 20 MV/CM, apague el botón de RECORD del
amplificador y proceda a calibrar el canal con el traductor de presión P1000-A.
Calibración del transductor P1000-A
NOTA: El transductor es muy sensible por lo que hay que asegurarse de que el
transductor esté sobre una superficie firme y así evitar las vibraciones que puedan
modificar la señal.
1. Conecte las válvulas A y B en el transductor (válvulas de tres vías) (Figura 1).
2. Asegúrese de que ambas válvulas estén abiertas a la atmósfera.
3. Conecte la salida lateral de la válvula A a una jeringa de 10 ml llena de solución
salina heparinizada sin burbujas de aire. Conecte un catéter arterial, de unos 40 cm
de longitud, a la otra salida de la misma llave A. Gire la llave de control del flujo de
la válvula A de tal manera que se conecten la jeringa con el transductor.
4. Inyecte suavemente la solución salina haciéndola pasar por el transductor hasta que
escurra por la llave B que esta abierta a la atmósfera. Inyectando suavemente,
golpee ligeramente el transductor para asegurar que no queden burbujas de aire en
el transductor. Cierre la válvula B.
5. Gire la llave del control del flujo de la válvula A para conectar la jeringa con el
catéter. Purgue el catéter con la solución salina heparinizada.
6. Gire la llave del control del flujo de la válvula A para que se conecten directamente
el catéter con el transductor. De esta manera el transductor está abierto a la
atmósfera. Asegúrese que el catéter y la punta estén a la altura del transductor ya
que de lo contrario no se podrá calibrar el transductor adecuadamente.
7. Con el botón de RECORD del amplificador apagado, conecte el transductor al
Fisiógrafo con un cable conector del # 9.
NOTA: El acoplador, el amplificador y el reproductor deben estar previamente
calibrados. Asegúrese de que el transductor esté abierto a la atmósfera y que no esté
conectado con el sujeto de experimentación (NO DEBE HABER PRESION
SOBRE EL TRANSDUCTOR).
8. En el transductor mueva la palanca de PULSATILE-MEAN a la posición
PULSATILE.
9. Usando la perilla de POSITION del amplificador, lleve la plumilla de registro a 2.5
cm por abajo de la línea central.
10. Gire el control de AMPLITUDE del transductor, completamente en contra del
sentido de las manecillas del reloj.
11. Prenda el botón de RECORD del amplificador.
12. Con el botón de BALANCE del acoplador regrese la plumilla a la línea escogida en
el paso 9.
13. Gire el control de AMPLITUDE del transductor completamente en favor de las
manecillas del reloj.
14. Gire el control ZERO ADJUST del transductor para regresar la plumilla de registro
a la línea basal del paso 9. La perilla de ZERO ADJUST se encuentra situada en la
parte posterior del transductor.
15. Active la palanca de CALIBRATE 100 mmHg del transductor y manteniéndola
presionada gire la perilla de AMPLITUDE para regresar la plumilla de registro a 3
cm por arriba de la línea basal.
16. Suelte la perilla de CALIBRATE y asegure que la plumilla de registro regrese a la
línea basal. Repita el procedimiento si es necesario. El registro está ahora calibrado
de tal manera que 100 mmHg equivalen a 3 cm de desplazamiento de la plumilla.
17. En la válvula A, gire la llave del control del flujo para que se conecten la jeringa
con el catéter arterial.
18. Apague el botón de RECORD del amplificador.
Cateterización de la artéria carótida.
1. Pese al animal y anestésielo con pentobarbital sódico utilizando una dosis de 40
mg/kg de peso/vía endovenosa.
2. Inserte una cánula traqueal y asegúrela en su lugar llenando el manguito con agua.
3. Rasure la cara anterior del cuello, del abdomen y de una ingle
4. Haga una incisión en la línea media del cuello de aproximadamente 15 cm. Localice
a ambos lados de la traquea las carótidas primitivas y diséquelas. Localice el nervio
vago derecho localizado en la vaina de la arteria carótida. Utilizando una pinza
roma, separe al nervio de la arteria en una longitud de unos 4-5 cm
aproximadamente, coloque una ligadura sin apretar alrededor de la arteria y otra
alrededor del nervio vago derecho y déjela como referencia.
5. Localice la arteria carótida primitiva izquierda y separe el nervio de la arteria en una
longitud semejante a la anterior.
Inserción del catéter arterial
1. Una vez disecada y expuesta la arteria carótida izquierda, coloque tres ligaduras sin
anudar alrededor de la misma. Cuide de no lesionar la arteria. La ligadura cefálica
(distal), se anuda fuertemente para ocluir la arteria completamente. Las ligaduras
media y proximal, se anudan sin apretar y servirán para fijar el catéter intra arterial
una vez que se haya insertado.
2. La longitud del catéter debe ser del tamaño suficiente para que al desplazarlo por la
arteria la punta quede a nivel del cayado de la aorta.
3. El ayudante aplica tracción a las ligaduras cefálicas y proximal para ocluir el flujo
de sangre en el pequeño segmento de carótida que queda entre las ligaduras. Con
unas tijeras pequeñas, el cirujano hace una pequeña incisión en la arteria, apenas
suficiente para introducir en dirección del corazón el catéter.
4. Una vez que la punta del catéter ha quedado en el cayado de la aorta, amarre las
ligaduras central y proximal. Lo apretado de los nudos no deben ocluir ni
parcialmente el catéter ya que si esto ocurre el registro de la presión no se podrá
realizar adecuadamente. Cuide que no haya escurrimiento de sangre. Si esto ocurre
apriete un poco más las ligaduras.
5. Antes de conectar el catéter con el transductor, inyecte un poco de solución salina
heparinizada al animal para remover cualquier coágulo que se haya formado en el
catéter. Esta maniobra se repite cuantas veces sea necesario para desprender y evitar
la formación de coágulos.
6. Gire la llave de la válvula A para conectar el catéter con el transductor y encienda el
botón de RECORD del amplificador para iniciar el registro de la presión arterial.
7. Ajuste la perilla de FILTER del amplificador si la plumilla no está registrado con un
trazo claro.
NOTA: Si la plumilla de registro no responde adecuadamente, la cánula puede estar
pegada a la pared arterial o puede estar tapada con un coágulo. Cheque que la
posición del catéter sea la correcta, así como la orientación de la llave de la válvula
A.
NOTA: Cuando no este haciendo registro eleve las plumillas y la palanca del motor
del papel.
Catetrización de la vena femoral
1. Rasure la cara interna de un muslo del animal.
2. Por palpación identifique el curso de la arteria femoral y por encima de ella haga
una incisión en la piel de unos 5-6 cm.
3. Con disección roma separe la arteria de la vena femoral en una longitud de unos 4-5
cm y pase dos ligaduras por debajo.
4. Una vez anudada la ligadura distal y haciendo tracción suave con la ligadura
proximal para exponerla, haga un orificio en la vena y pase el catéter en dirección
del corazón unos 10-15 cm.
5. Anude el hilo para fijar el catéter a la vena.
6. Utilizando un equipo de venoclisis, inicie la perfusión de una solución de cloruro de
sodio al 0.9% a razón de 30 gotas por minuto. La administración de la drogas será
por esta vía intravenosa (IV).
7. Cubra la herida con una gasa y cheque continuamente que el animal esté respirando
regularmente. Identifique el plano de anestesia probando los diferentes reflejos y
observando las características del animal como se describen en la tabla de Guedel.
Cateterización de los ureteros
Abra la cavidad abdominal desde el apéndice xifoides hasta la sínfisis del pubis,
rechace las visceras con una gasa e identifique la vejiga, riñones y ureteros. Aísle uno de
los ureteros y pase dos ligaduras por debajo. Anude la ligadura más distal del uretero y
proceda ha hacer una pequeña incisión en el uterero e inserte un catéter en dirección del
riñón. Una vez que el catéter ha sido introducido, sujételo con la ligadura proximal. Repita
la maniobra en el uretero opuesto. Disponga los catéteres ureterales de tal manera que
desemboquen en un tubo en Y (Fig. 1) y colecte la orina en un vaso de precipitado de 500
ml. Interponga la malla del transductor cuentagotas entre el tubo en Y y el vaso de
precipitado y proceda a registrar en el Fisiógrafo el flujo urinario midiendo el número de
gotas de orina por minuto
Si el flujo de orina es muy lento o no hay, inyecte lentamente solución salina al
0.9% a través de la vena, para estabilizar el flujo urinario.
Con el registro simultáneo de la presión arterial y el flujo urinario inicie el protocolo
experimental. Una vez que ambos sistemas estén trabajando, mantenga la velocidad del
papel a 0.05 cm/seg, durante todo el experimento
MANIOBRAS EXPERIMENTALES:
1. Efecto de la presión sanguínea (P.A.) sobre el flujo urinario (F.U.)
NOTA. Dado que lo que en esta práctica lo que importa son los cambios en la presión
arterial media, mueva la palanca del transductor para medir la presión media
Cuente el número de gotas de orina durante 5 minutos y saque el promedio por
minuto. Este es el flujo urinario por minuto control. Determine la presión sistólica,
diastólica y media.
a) Efecto del estímulo vagal sobre la P.S. y el F.U.
Estimule el nervio vago con una frecuencia de pulsos de 25/seg y 2 mseg de
duración; ajuste el voltaje para obtener una caída de presión de aproximadamente 50
mmHg, mantenga el estímulo durante 2 minutos. Cuente el número de gotas por
minuto. Pase los datos a la hoja de resultados.
b) Efecto de la adrenalina sobre el flujo urinario
Una vez que se ha estabilizado la presión arterial y el flujo urinario, tome un
registro control durante 5 minutos e inyecte por vía venosa 0.5 ml de adrenalina.
Determine los cambios de presión arterial y el número de gotas de orina por minuto.
Pase los datos a la hoja de resultados
2. Efecto del volumen sanguíneo sobre el flujo urinario
Tome un registro control de la presión arterial y del flujo urinario y proceda a
prefundir a chorro 100 ml de solución salina isotónica. Determine los cambios en la presión
arterial y el flujo urinario y anótelos en la hoja de resultados.
3. Efecto de cambiar la presión osmótica de la sangre sobre el flujo urinario
Tome un registro control de la presión arterial, del flujo urinario y determine la
concentración urinaria de NaCl.
Determinación de los cloruros. Considerando que 20 gotas equivalen
aproximadamente a 1 ml, con un gotero vierta 10 gotas de orina en un tubo de ensaye. Con
otro gotero añada una gota de dicromato de potasio al 20%. Con otro gotero añada gota a
gota solución de nitrato de plata al 2.9% y agitando el tubo de ensayo cuente el número de
gotas de nitrato de plata que se tienen que añadir hasta que el color de la solución vire de
color amarillo claro a un color pardo.
Cada gota de nitrato de plata que tuvo que añadir equivale aproximadamente a 1 g
de NaCl por litro de orina. La cantidad total de NaCl en una muestra de orina se calcula de
la siguiente manera:
NaCl (g) = volumen de la muestra de orina por el número de gotas de nitrato de
plata que se añadieron/1000.
Inyecte 100 ml de solución NaCl al 10%, determine los cambios en la presión
arterial, el flujo urinario y la concentración urinaria de NaCl.
4. Diuresis osmótica
Determine la presión sanguínea y el flujo urinario basal y la presencia de glucosa en
la orina control (utilice el equipo de Clinitest).
Inyecte lentamente 25 ml de glucosa al 25% y determine los cambios en la presión
arterial y en el flujo urinario. Cuando el flujo de orina sea más intenso, repita la prueba de
glucosa en orina. En la hoja de resultados describa los cambios de presión y del flujo
urinario ocurridos a través del tiempo. Determine la concentración de glucosa en la orina.
5. Efecto de la hormona antidiurética sobre la formación de orina
Determine la presión sanguínea y el flujo urinario basal e inyecte el homogenizado
de neurohipófisis de rata (homogenizar 4 neurohipófisis de rata en 1 ml de solución salina
isotónica). Determine los cambios en la presión arterial y flujo urinario. Pase los resultados
a la hoja de respuestas.
6. Efectos del furosemide
Una vez restablecido el flujo urinario basal, determine la presión arterial y el flujo
urinario y proceda a inyectar por el catéter venoso 20 mg de furosemide. Determine los
cambios en la presión sanguínea y el flujo urinario. Pase los resultados a la hoja de
respuestas.
Sacrifique al animal con una sobredosis de pentobarbital sódico, y disponga de el
adecuadamente. Recoja, lave y limpie el material utilizado y la superficie de trabajo.
RESULTADOS:
1. Efecto de la presión sanguínea sobre el flujo urinario
CONTROL
P.A.________ F.U.________
ESTÍMULO VAGAL
P.A._______ F.U.______
Observaciones
2. Efecto de la adrenalina sobre el flujo urinario
CONTROL
P.A.________ F.U.________
ADRENALINA
P.A._______ F.U.______
Observaciones
3. Efecto del volumen sanguíneo sobre el flujo urinario
CONTROL
P.A.________ F.U.________
↑ VOLUMEN SANGUINEO
P.A._______ F.U.______
Observaciones
4. Efecto de cambiar la presión osmótica de la sangre sobre el flujo urinario
CONTROL
↑PRESIÓN OSMÓTICA (NaCl)
P.A.________ F.U.________
P.A._______ F.U.______
NaCl en orina________g
NaCl en orina_________g
Observaciones
5. Diuresis osmótica
GLUCOSURIA CONTROL
________________mg
DIURESIS OSMÓTICA (GLUCOSA 25%)
______________mg
Observaciones
6. Efecto de la hormona antidiurética sobre la formación de orina
CONTROL
P.A.________ F.U.________
ADH
P.A._______ F.U.______
Observaciones
7. Efectos del furosemide
CONTROL
P.A.________ F.U.________
FUROSEMIDE
P.A._______ F.U.______
Observaciones
8. Conteste lo siguiente:
1)
2)
3)
4)
5)
6)
Haga el esquema de una nefrona
Señale en la nefrona las diferentes presiones que determinen la presión de filtración
Qué factores determinan la intensidad de filtración glomerular
Cómo se determina experimentalmente la intensidad de filtración glomerular
Explique el significado de aclaramiento renal
Describa la cadena de eventos que ocurren después de inyectar intravenosamente un
gran volumen de líquido
7) Explique las características de la diuresis después de la inyección de NaCl al 10%
8) Explique la diuresis osmótica producida por la glucosa
9) Por qué ocurre glucosuria en la diabetes mellitus no tratada
10) Explique la regulación del equilibrio hídrico por el sistema de la hormona
antidiurética.
11) Que es el transporte tubular máximo
12) Describa la regulación de las concentraciones plasmáticas de sodio y de potasio por
el sistema renina-angiotensina-aldosterona
Revisado: Mayo 8, 2003
Dr. Andrés Quintanar Stephano
MODELO MECÁNICO DEL APARATO RESPIRATORIO;
LA VENTILACIÓN PULMONAR
INTRODUCCIÓN
Ventilación pulmonar significa intercambio de aire entre la atmósfera y los alveolos
pulmonares. Este intercambio de aire se lleva a cabo gracias a los gradientes de presión que
se crean entre los alveolos y la atmósfera durante la inspiración y espiración pulmonar.
Normalmente los pulmones tienen una tendencia a colapsarse (retraerse), esta
tendencia está dada por las propiedades elásticas del pulmón y por la tensión superficial de
los líquidos que recubren a los alveolos. En condiciones normales, en el espacio
intrapleural existe una presión negativa (con respecto a la atmosférica) que distiende y evita
el colapso pulmonar; a esta presión se le denomina presión intrapleural. En los alveolos
también existe una presión llamada presión intraalveolar o intrapulmonar que
precisamente antes de la inspiración y antes de la espiración es igual a la atmosférica.
Durante la inspiración, la actividad de los músculos inspiratorios distiende la
cavidad torácica; las presiones intrapleural e intrapulmonar disminuyen paralelamente, de
tal manera que la presión intrapulmonar se hace negativa con respecto a la atmosférica,
estableciendo un gradiente de presión que permite que el aire entre a los pulmones
Al dejar de actuar los músculos inspiratorios los pulmones tienden a colapsarse,
creando un aumento en la presión intrapulmonar, lo que invierte el gradiente de presiones,
provocando que el aire se desplace ahora de los alveolos hacia la atmósfera.
El modelo mecánico del pulmón (Fig.1) está constituido por un recipiente rígido
transparente (frasco de vidrio sin fondo) que representa al tórax. El extremo ancho del
frasco se aísla del medio con una membrana elástica que representa al músculo diafragma.
En la boca del frasco se inserta un tapón de hule con dos orificios por el que se atraviesan
dos tubos; en el extremo intratorácico de uno de ellos se ata un globo que representa a los
pulmones, mientras que el resto del tubo incluyendo el extremo que queda por fuera,
representa a las vías respiratorias (nariz, tráquea, bronquios, bronquiolos, etc.). El otro tubo
(intratorácico) que queda entre el globo y la pared del recipiente (cavidad pleural) nos
permitirá extraer el aire intrapleural y medir los cambios de presión durante la respiración.
En el extremo exterior de cada tubo se conectan sendos tubos en Y con sus
respectivas mangueras. En el tubo que conecta al globo, una de las mangueras se utiliza
para modificar la resistencia de las vías aéreas, mientras que la otra se conecta a un
transductor de presión. En el tubo que conecta con la "cavidad pleural", una de las
mangueras nos servirá para crear presión negativa en dicha cavidad y la otra, conectada a
un transductor de presión, para medir los cambios de presión intrapleural (Fig. 1)
OBJETIVOS
1) Conocer las estructuras del sistema respiratorio y su funcionamiento durante la
ventilación pulmonar
2) Medir los cambios de presión intrapleural e intrapulmonar durante un ciclo
respiratorio normal
3) Comprender cómo afecta a la ventilación pulmonar un aumento en la resistencia de
las vías respiratorias
4) Medir la presión máxima que puede alcanzar un sujeto normal en inspiración y
espiración forzada.
MATERIAL
1) Fisiógrafo 2) dos transductores de presión P-1000-A 3) mangueras de plástico 4) llaves
de 3 vías 5) frasco de vidrio de 3.5 litros sin fondo 6) membrana de hule 7) globo 8) tubos,
9) tubos en Y 10) ligas 11) tapón de hule con dos orificios, 12) estativos.
MANIOBRAS EXPERIMENTALES
Calibre dos canales del fisiógrafo con sendos transductores de presión (P-1000-A),
de tal manera que 1 cm = 10 mm de Hg. Conecte uno de los transductores con una de las
mangueras del tubo en Y que corresponde a la vía aérea. El otro transductor se conecta con
el tubo en Y del espacio intrapleural. Identifique sobre el papel a que presión corresponde
cada uno de los registros.
Abra la pinza del tubo que va al espacio intrapleural y aspire el aire, esto hará que el
globo se infle. Ínflelo hasta que llene la cuarta parte de la cavidad torácica. Cierre la pinza
para separar el espacio intrapleural de la atmósfera. Lea y anote la presión intrapleural en
reposo. Observe el tamaño del globo y la posición que ha adoptado el diafragma.
Lentamente proceda a jalar (inspiración) y a empujar (espiración) el diafragma hacia
fuera y hacia adentro del tórax. Observe los cambios de volumen del globo durante la
inspiración y la espiración. Lea y anote los cambios en las presiones intrapulmonar e
intrapleural. Mueva el diafragma en ambos sentidos, un poco más rápido que antes. Anote
los cambios de presión intrapulmonar e intrapleural a esta nueva velocidad. Explique las
diferencias que se observan en las presiones intrapulmonares e intrapleural cuando se
respira con una frecuencia frecuencia.
EFECTO DE AUMENTAR LA RESISTENCIA EN LAS VÍAS AÉREAS
Mueva lentamente el diafragma en ambos sentidos y cierre gradualmente las pinzas
de tornillo sobre el tubo que une el pulmón con la atmósfera.
Con ello se intenta simular el aumento de la resistencia al paso del aire como ocurre
en las enfermedades de las vías respiratorias, como ocurre durante la obstrucción parcial de
la nariz en el resfriado. Lea y anote los cambios que produce el aumento de resistencia de
las vías aéreas sobre las presiones intrapulmonar e intrapleural durante el ciclo respiratorio.
PRESIONES INTRAPULMONARES E INTRAPLEURALES DURANTE EL
CICLO RESPIRATORIO
Inspiración. Abra completamente la pinza de la vía respiratoria y deje que el
modelo adopte su posición respiratoria normal de reposo. Cierre completamente la vía
respiratoria y saque el diafragma lo más posible sin romper el modelo (inspiración forzada
máxima). Manteniendo el diafragma en esta posición se leen y anotan las presiones
intrapulmonar e intrapleural. Dejando el diafragma en esta posición de inspiración máxima,
abra un poco la pinza para dejar entrar un poco de aire al globo y ciérrela inmediatamente.
Repita la maniobra 5 veces de tal manera que en la quinta etapa la presión intrapulmonar se
vuelva igual a la atmosférica. Leas y anote las presiones intrapulmonar e intrapleural
después de cada admisión de aire.
Espiración. Cuando las presiones intrapulmonar y la atmosférica se han
equilibrado, cierre otra vez la vía respiratoria y empuje el diafragma para provocar una
espiración forzada máxima. Se observan y anotan las presiones intrapulmonar e intrapleural
que ahora corresponden al principio de una espiración contra una vía aérea cerrada. De
nuevo y también por etapas, abra y cierre la pinza rápidamente para permitir la espiración.
Procure también que sean 5 las etapas hasta que se alcance la presión de reposo, es decir,
que la presión intrapulmonar sea igual a la atmosférica. Observe y anote las presiones, tanto
intrapulmonar como intrapleural en cada una de las etapas.
En la hoja de resultados grafique los cambios de presión intrapulmonar e
intrapleural de tal manera que el eje de las ordenadas corresponda a las presiones
intrapulmonar (línea contínua) e intrapleural (línea punteada). En el eje de las abscisas se
ponen las 5 etapas en que se dividió la inspiración y la espiración. Note el paralelismo de
los cambios de las presiones intrapulmonar y la intrapleural en cada una de etapas en que se
dividió el ciclo respiratorio.
MEDICIÓN DE LA PRESIÓN
INSPIRACIÓN FORZADA
DURANTE UNA
ESPIRACIÓN Y
UNA
Desconecte del modelo pulmonar la manguera de uno de los transductores y
colóquela en la boca de uno de los estudiantes. Indíquele que haga una espiración máxima
teniendo cuidado de no hacer presión con las mejillas, es decir, se debe mantener la glotis
abierta. Determine en el registro la presión espiratoria máxima alcanzada. Se le indica
ahora que realice una inspiración forzada máxima. Mida y anote las presión máxima
alcanzada durante la espiración y la inspiración forzada. ¿Fueron iguales las presiones
durante la inspiración y espiración máximas? Compare los resultados con los datos del libro
de texto.
RESULTADOS
MECÁNICA DE LA REPIRACIÓN
ESTADO DEL MODELO
PRESIÓN
PRESIÓN
DEL PULMÓN
INTRAPULMONAR
INTRAPLEURAL
Reposo (pulmón distendido)
Inspiración lenta
Espiración lenta
Inspiración rápida
Espiración rápida
EFECTO DEL AUMENTO EN LA RESISTENCIA DE VÍAS RESPIRATORIAS
PRESIÓN
PRESIÓN
INTRAPULMONAR
INTRAPLEURAL
Reposo (mayor resistencia)
Inspiración
Espiración
PRESIÓN INTRAPULMONAR E INTRAPLEURAL
DURANTE EL CICLO RESPIRATORIO
PRESIÓN
PRESIÓN
INTRAPULMONAR
INTRAPLEURAL
Inspiración máxima (vías
respiratorias cerradas)
Etapa 1
Etapa 2
Etapa 3
Etapa 4
Etapa 5 (vías respiratorias
abiertas
Espiración máxima (vías
respiratorias cerradas)
Etapa 1
Etapa 2
Etapa 3
Etapa 4
Etapa 5 (vías respiratorias
abiertas)
Presiones intrapulmonar e intrapleural en las diferentes etapas del ciclo respiratorio
Comparación de las presiones intrapulmonar e intrapleural del modelo con las del humano
(compare con los datos del libro de texto)
EXPERIMENTAL
TEXTO
Esfuerzo inspiratorio máximo:
Presión intrapulmonar
_____________________mm Hg _______________mm Hg
Esfuerzo expiratorio máximo:
Presión intrapulmonar
___________________mm Hg _________________mm Hg
En el estudiante las presiónes espiratoria e inspiratoria máximas fueron:
Espiración máxima _______mmHg
Inspiración máxima _______mmHg
CUESTIONARIO
1) Cuando se saca el aire del espacio intrapleural, el pulmón ______________
y el diafragma _______________ Explique la causa de este fenómeno.
2) Durante la inspiración, la presión intrapulmonar es __________ la presión
atmosférica; pero el final de la inspiración, cuando ya no fluye aire, la
presión intrapulmonar es ___________________ la presión atmosférica.
3) Durante la espiración, la presión intrapulmonar es __________________ la
atmosférica; pero al final de la espiración, cuando ya no fluye aire, la
presión intrapulmonar es _______________ la presión atmosférica.
4) La presión intrapleural siempre es ____________ respecto a la
intrapulmonar.
5) La diferencia absoluta de presiones intrapulmonar e intrapleural permanece
constante o varía durante el ciclo respiratorio.
6) Si el espacio intrapleural no fuera independiente de la atmósfera, ¿qué le
pasaría a la cantidad de aire que entra y sale de los pulmones?
BIBLIOGRAFÍA
1) Armstrong G.G. Modelo Mecánico del Pulmón. En: Manual de Prácticas de
Fisiología. Editorial Interamericana. México. pp 159-164. 1970.
2) Ganong W.F. Pulmonary Function. In: Review of Medical Physiology. Lange
Medical Books/McGraw-Hill. New York. pp 617-634. 2001.
3) Guyton C.A. and Hall J.E. Pulmonary Ventilation. In: Textbook of Medical
Physiology. Saunders. Philadelphia. pp 432-443. 2000.