UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR FACULTAD DE CIENCIAS QUIMICAS Laboratorio de Biotecnología

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS QUIMICAS
Laboratorio de Biotecnología
Nombre: Gabriela Pita
Fecha: 04-04-2011
Tema: “Producción de biomasa”
Las técnicas de ingeniería genética sin duda permitirán avances espectaculares en la
eficiencia y rendimiento en la producción de los más variados productos microbianos.
Sin embargo, es necesario recalcar que estos microorganismos, naturales o
manipulados genéticamente, deben colocarse en un ambiente favorable tanto para su
crecimiento como para la óptima expresión del producto buscado a fin de poder
producirlo a nivel industrial. En efecto, el crecimiento microbiano depende tanto del
genotipo como del medio ambiente en que éste se desarrolla. Este ambiente
controlado y propicio al crecimiento microbiano se logra, ya sea en el laboratorio o en
la industria, gracias a un instrumento especial, llamado fermentador
En los últimos años se han logrado avances significativos en el diseño de los
fermentadores así como en el grado de control que se ejerce durante el proceso de
fermentación. El fermentador no es más que un instrumento que permite al operador
controlar el estado del medio de cultivo, el cual determina el crecimiento y producción
de un microorganismo. De ahí que este artículo tratará, en primer término, sobre
algunas características fisiológicas generales de los microorganismos que deben ser
consideradas durante la fermentación. Luego nos referiremos a los nutrientes
necesarios para sostener el crecimiento y, finalmente, a los medios tecnológicos para
lograr la óptimainteracción entre nutrientes y microorganismos, con el fin de obtener el
metabólico
deseado
con
la
máxima
eficiencia.
Requerimientos
fisiológicos
del
crecimiento
microbiano
Para su crecimiento, los microorganismos utilizados en los procesos tecnológicos,
requieren
estrictas
condiciones
del
medio
ambiente,
tales
como:
Medio acuoso. Todas las reacciones biológicas se realizan en presencia de agua.
Esta última es por lo general el principal componente del medio de cultivo. Incluso
aquellos microorganismos que crecen en un medio sólido como granos de cereales,
pajas a heno, necesitan que estos sustratos estén humedecidos para poder
colonizarlos.
Temperatura de crecimiento. Las temperaturas entre las cuales se puede desarrollar
una célula microbiana varía entre 10 y 600C. Según el rango de temperatura en el cual
el crecimiento es posible podemos distinguir microorganismos sicrófilos (4-25 0C),
mesófilos
(30-40
0C)
y
termófilos
(40-65
0C
y
más).
La temperatura del medio de cultivo dentro de un fermentador es medida en forma
continua gracias a una termocupla inmersa en él. Esta última está conectada a un
sistema de calentamiento-enfriamiento del fermentador, el cual permite mantener la
temperatura
constante
durante
toda
la
operación.
Acidez. El pH de crecimiento de los microorganismos varía entre 3.0 y 8.0. En forma
general, las bacterias crecen a pH cercanos a la neutralidad (pH 7.0), con la
importante excepción de las bacterias lácticas que resisten pH ácidos. Por el contrario,
la mayoría de los hongos filamentosos y levaduras prefieren pH ácidos, de alrededor
de 5.0. Esta ácido-tolerancia otorga una ventaja importante a las fermentaciones con
hongos, ya que el riesgo de contaminación bacteriana es bajo.
Durante la fermentación, hay producción o consumo de ácido en el medio según el
microorganismo, lo cual produce una variación del pH. Este último es detectado
gracias a un electrodo inmerso en el medio. Este electrodo acciona dos bombas (una
con ácido y otra con álcali) que equilibran constantemente este parámetro.
Presión parcial de oxígeno. Se distinguen dos tipos de microorganismos en función
de su requerimiento en oxígeno: Los microorganismos aerobios, para los cuales la
disponibilidad del oxígeno es indispensable; y los microorganismos anaerobios, para
los cuales el oxígeno es tóxico. Existen, por último, algunos microorganismos capaces
de adaptar su metabolismo a las condiciones de oxigenación imperantes en el medio y
que son por lo tanto aerobios facultativos (éste es el caso de Escherichia coli y
Saccharomyces
cerevisae,
entre
otros).
La fermentación aerobia es hasta hoy la más utilizada ya que el crecimiento es mucho
más rápido en aerobiosis que en anaerobiosis. Sin embargo, los microorganismos
anaerobios son capaces de sintetizar una serie de compuestos únicos (metano, etanol,
solventes, etc), lo que ha provocado un nuevo interés en su cultivo y estudio, en
particular para la industria química. Por otra parte es necesario mencionar dos
limitantes
que
presentan
las
fermentaciones
aerobias:
a) Muy baja solubilidad del oxígeno en el agua, lo que hace necesario airear y agitar
fuertemente
el
medio
de
cultivo.
b) Producción elevada de calor que debe ser constantemente removida a fin de
mantener
estable
la
temperatura.
Las concentraciones de oxígeno y CO2 disueltos en el medio son controladas por
sondas
de
O2
y
CO2,
respectivamente.
Nutrientes
requeridos
para
el
crecimiento
de
microorganismos
En primer lugar, el microorganismo requerirá de una fuente de carbono de la cual
extraer la energía necesaria para su metabolismo. Las fuentes de carbono más
comunes son los hidratos de carbono, tales como almidón y azúcares.
Durante los años sesenta, algunos hidrocarburos derivados del petróleo fueron
intensamente estudiados como fuentes de carbono de bajo costo. Esta situación
cambió radicalmente en la década del 70, debido al alza del precio del petróleo y hoy
en día, por el contrario, se investiga la conversión biológica de hidratos de carbono en
combustibles. En la búsqueda de nuevas fuentes de carbono, se está estudiando,
desde hace poco, la utilización de recursos lignocelulósicos (pajas de cereales,
árboles y sus residuos, etc.), principal fuente de biomasa renovable.
Muchas de estas fuentes de carbono requieren un pretratamiento previo a su
utilización; es el caso, por ejemplo, del almidón que debe ser cocido e hidrolizado
hasta glucosa antes de ser trasformado en etanol por los microorganismos que
realizan esta transformación. Es también el caso de la celulosa y de los substratos
lignocelulósicos en general, los cuales necesitan drásticos tratamientos físicos y/o
químicos
antes
de
ser
utilizables
con
este
fin.
Otros nutrientes que son necesarios en cantidades importantes para el crecimiento
microbiano son el nitrógeno, el fósforo y el azufre. Estos elementos son incorporados
en las moléculas estructurales y funcionales de la célula. El nitrógeno, en particular,
debe ser provisto en proporciones variables bajo la forma de nitrógeno proteico
obtenidos a partir de subproductos de la industria del maíz, extracto de levadura u
otros, y no proteico (sales de amonio, urea, etc.). Los otros dos elementos son
entregados
como
sales
de
fosfato
y
sulfato,
respectivamente.
Por último, una serie de micronutrientes (vitaminas, hierro, cobalto, cobre, zinc, etc.),
deben
ser
suministrados
al
medio.
La determinación de varios de estos nutrientes en forma continua durante la
fermentación permitirá en un futuro próximo espectaculares avances en el control de
los procesos. Esto ha sido posible gracias al reciente desarrollo de sensores o
electrodos biológicos (enzimáticos y microbianos). Esta tecnología, novedosa y
específica, promete un gran desarrollo en un futuro próximo, ya que tiene grandes
ventajas en materia de análisis, tales como respuesta rápida, aplicación en muestras
coloreadas, uso repetido de los biocatalizadores, etc. El principal problema para su
puesta en operación es la dificultad de esterilizar el biosensor sin inactivarlo.
Etapas
para
la
obtención
de
un
producto
microbiano
La secuencia de etapas envueltas en la obtención de un producto o de células enteras,
por
fermentación,
son
las
siguientes:
a) Producción del biocatalizador (célula o enzima) o starter. EL costo de los
catalizadores que hay que agregar puede ser elevado, en particular cuando se trata de
enzimas purificadas. En efecto, en este último caso, el costo de muchas de ellas es tal,
que el proceso solo es económico si éstas pueden ser utilizadas varias veces. Por lo
tanto, durante los últimos días se han realizado grandes esfuerzos por recuperar la
mayor
cantidad
de
catalizador
de
cada
ciclo.
Una forma de realizar este objetivo es reciclar las células microbias a las enzimas.
Esto resulta muy difícil de operar con las enzimas y provoca a menudo lesiones en las
células
y
contaminación
con
organismos
foráneos
del
reactor.
Otra manera de reducir las pérdidas del catalizador, es manteniéndolo dentro del
fermentador, inmovilizado. Esto se logra gracias a la transformación de la enzima
soluble o de la célula microbiana, en una nueva forma de catalizador, una forma fija
sobre
un
soporte
sólido.
El primer método de inmovilización que fue desarrollado y el más simple, es la
adsorción: Las enzimas o células se adhieren por atracción física a la superficie de un
material inerte como celulosa, carbón, arcilla, entre otros. Una unión más estrecha y
estable puede resultar de la formación de un enlace químico, covalente, entre el
catalizador y el soporte. Este último puede ser de celulosa, perlas de vidrio, plásticos o
polímeros sintéticos. En estos dos tipos de inmovilización, el soporte se encuentra bajo
la forma de partículas de pequeño tamaño lo que permite una gran superficie de
contacto entre el sustrato y el catalizador. Un tercer tipo de inmovilización consiste en
atrapar el catalizador en una matriz formada por un polímero como almidón, sílica u
otros. Otro tipo de atrapamiento es la microencapsulación. Esta consiste en encerrar el
biocatalizador en una cápsula de un diámetro muy pequeño, del orden de los 100
micrones. La cápsula funciona como una membrana semi-permeable: deja pasar las
pequeñas moléculas de sustrato y producto libremente, pero retiene las más grandes
(enzimas
o
células).
Estos biocatalizadores inmovilizados, pueden tener varias formas (cilindros, hojas,
partículas, etc.) y han sido utilizados en todo tipo de reactores.
Las potencialidades de la inmovilización de enzimas y en particular de células enteras
son considerables, ya que se ha demostrado que no sólo se puede reutilizar el
biocatalizador, sino que, muchas veces, los rendimientos y la vida media de éste
aumentan en forma significativa. Sin embargo, muchos problemas deberán ser
resueltos, como la elección del mejor soporte, asegurar un control adecuada del pH,
suplementar adecuadamente con oxígeno en los casos que sea necesario, etc., para
asegurar
el
óptimo
funcionamiento
de
estos
biocatalizadores.
b) Preparación del medio de cultivo (pretratamiento de la materia prima, adición de
nutrientes,
ajuste
de
pH).
c) Esterilización del medio de cultivo. Para evitar la contaminación del medio por
microorganismos indeseables, es necesario esterilizarlo y mantener condiciones
asépticas durante la fermentación (aireación estéril, adición de nutrientes estériles,
etc.). Esto se debe a que la mayoría de los productas biológicos obtenidos hasta hoy
son producidos en cultivo puro, es decir, por un solo microorganismo. La
contaminación de este cultivo por otros microorganismos puede resultar en la
destrucción del catalizador, en su inhibición o en la destrucción del producto. Por
último, pueden introducirse sustancias tóxicas difíciles de separar del producto que
nos interesa (como en el caso de un antibiótico, por ejemplo).
d) Síntesis del producto. En función del producto y del catalizador empleado se
determina la modalidad de funcionamiento del fermentador: Continua a discontinua.
En los procesos discontinuos o tipo batch, el aporte de nutrientes es único, el tiempo
de fermentación es limitado y el producto es recuperado íntegramente al final de la
fermentación por vaciado de la cuba del fermentador. Este método es actualmente el
más utilizado para los productos que necesitan condiciones de esterilidad muy
estrictas.
En los procesos continuos, en cambio, el aporte de nutrientes es renovado
regularmente y el producto es removido al mismo tiempo. Este tipo de procesos
presenta varias ventajas con respecto a los procesos discontinuos. Así, por ejemplo,
los volúmenes de producción por unidad instalada son muy superiores en un sistema
continuo. Por otra parte, el catalizador no es eliminado en este tipo de proceso, lo cual
permite economías sustanciales, ya que se considera que el precio del biocatalizador
es, por lo menos, igual al de los nutrientes empleados en su crecimiento. Por último y
sobre todo, este tipo de cultivo abierto permite una versatilidad inherente de operación,
en el cual todos los parámetros (concentración microbiana velocidad de crecimiento,
concentración de sustratos y productos) pueden ser controlados indefinidamente.
Existen dos tipos principales de fermentadores continuos: El quemostato, en el cual el
crecimiento está controlado por uno o más sustratos que son limitantes, y el
turbidostato, que opera a tasas máximas de crecimiento, gracias al ajuste del flujo de
nutrientes a una velocidad tal que el crecimiento no se encuentre en ningún momento
limitado
por
ningún
sustrato.
La máxima velocidad de crecimiento de un microorganismo es el resultado de las
características inherentes de éste, más que la consecuencia de la disponibilidad de
nutrientes. En las mejores condiciones, el crecimiento es exponencial. Una
disminución en la velocidad de crecimiento puede operarse limitando la disponibilidad
de cualquier nutriente esencial. En esta nueva situación el crecimiento se encuentra
desequilibrado y los nutrientes divergen hacia otras rutas metabólicas que no son
aparentemente indispensables para el crecimiento. Aquellos metabolitos que son
producidos cuando el microorganismo se encuentra en fase exponencial de
crecimiento, se llaman primarios (ácido cítrico, aminoácidos, alcoholes, etc.), por
oposición a los metabolitos secundarios (vitaminas, antibióticos, etc.), los cuales son
sintetizados en condiciones de crecimiento sub-óptimas. El tipo de metabolito
secundario que será sintetizado dependerá del microorganismo involucrado y del
nutriente limitante en el medio de cultivo (carbono, nitrógeno, fósforo, azufre, etc.).
Según el tipo de metabolito requerido, la estrategia de fermentación a seguir deberá
en primer lugar tomar en cuenta en qué momento del crecimiento éste se expresa. Así,
por ejemplo, en el caso de un metabolito secundario, muchas veces convendrá utilizar
un sistema doble de fermentación. En el primer recipiente, Se hará crecer el
microorganismo en condiciones óptimas a fin de obtener el máximo de biomasa
microbiana. Luego, esta biomasa se trasladará al segundo recipiente donde la
limitación de un nutriente particular permitirá la síntesis del metabolito. Este sistema
permite también el óptimo aprovechamiento de la materia prima utilizada, la cual sería
de
otra
manera
en
gran
parte
desperdiciada.
e) Separación del medio y del catalizador. El producto puede encontrarse dentro de
la célula (producto intracelular), como en el caso de la vitamina B12 o la enzima
glucosa isomerasa, por ejemplo; también es la situación de los productos obtenidos
por transformación genética en Escherichia coli.. O bien puede ser liberado al medio
de cultivo (extracelular), como es el caso de la penicilina, amilasa, aminoácidos y
otros.
f) Purificación del producto. Si el producto es extracelular, es decir, es excretado al
medio por la bacteria, se encontrará relativamente puro, pero diluido en un gran
volumen de agua. Si es intracelular (no excretado al medio) estará mezclado con todos
los
constituyentes
celulares
y
habrá
que
separarlo
de
ellos.
En el caso de E. coli, por ejemplo, los productos son intracelulares. En primer término
hay que concentrar las bacterias, lo que se logra por filtración o centrifugación.
Para obtener el producto, hay que romper las bacterias, quedando éste mezclado con
todos los constituyentes celulares. Para separarlo se utilizan diversos métodos, tales
como precipitación con sales o alcohol y/o técnicas cromatográficas, (que separan las
moléculas de acuerdo a tamaño, carga eléctrica o por su afinidad por algún reactivo
químico).
En cada caso, hay que adaptar las diversas alterativas de purificación y extracción.
Dentro de estos procesos, especialmente para los productos de alto valor comercial,
los anticuerpos monoclonales están comenzando a ser de gran utilidad (ver capítulo
12). Ella se debe a su tremenda especificidad y sensibilidad. Sin embargo,
paradojalmente, esta última propiedad trae problemas en el caso de productos lábiles,
ya que la separación final del complejo antígeno-anticuerpo es difícil de romper y
requiere de tratamientos drásticos y muchas veces denaturantes.
La relación entre el crecimiento celular y la utilización del sustrato puede ilustrarse con
un simple reactor batch, empleando una botella tipo Winkler de las que se usan en el
laboratorio para la determinación de la DBO. Supóngase que se vierte una cantidad de
sustrato en la botella, y se inocula con un cultivo mezclado de microorganismos. Si S
representa la cantidad de sustrato soluble (en miligramos por litro) y X representa la
cantidad de biomasa (en miligramos por litro), la rapidez de consumo de sustrato es
dS/dt, y la rapidez de crecimiento de biomasa es dX/dt.
El método más común para la cuantificación de biomasa es la prueba de sólidos
suspendidos.
Cuando el agua residual contiene solamente material orgánico, esta prueba debe ser
bastante representativa, aunque no hay distinción entre células vivas y muertas. La
prueba de sólidos suspendidos volátiles es una prueba más adecuada cuando la
muestra de agua residual contiene una fracción medible de materiales inorgánicos
suspendidos. Ninguna de las dos pruebas exhibe la diferencia entre sólidos biológicos
y partículas orgánicas originalmente presentes en el agua residual.
Durante la fase de crecimiento logarítmico, la biomasa se incrementa de acuerdo con
la siguiente expresión:
dX
dt
kX
donde:
dX/dt = rapidez de crecimiento de la biomasa, mg l -1t -1
X = concentración de biomasa, mg/l
k = constante de rapidez del crecimiento, t-1
La evaluación directa de la constante de rapidez de crecimiento es imposible para
cultivos mezclados de microorganismos metabolizantes de materiales orgánicos
mezclados. Sin embargo, se han desarrollado varios modelos para establecer en
forma indirecta un valor de k.
De estos modelos, el más ampliamente aceptado es el de Monod.
Modelo matemático de Monod
Si en un cultivo uno de los requerimientos esenciales para el crecimiento (sustrato y
nutrientes), estuviera presente sólo en cantidades limitadas, se agotaría primero y el
crecimiento cesaría. El modelo matemático de Monod (1942, 1949) asume que la
rapidez de asimilación del sustrato, y en consecuencia la rapidez de producción de
biomasa, está limitada por la rapidez de reacción de las enzimas involucradas en el
compuesto alimenticio que está en menor cantidad con respecto a sus necesidades.
La ecuación de Monod es
k'
koS
Ks..S
donde:
ko = constante de rapidez máxima de crecimiento; t -1
S = concentración en la solución del sustrato limitante del crecimiento, mg/l de DBO,
DQO o COT
Ks = constante media de saturación, esto es, la concentración del sustrato limitante
cuando k = 0.5ko, mg/l
Cuando hay exceso de alimento limitante, esto es, S>>Ks, la constante de rapidez de
crecimiento k es aproximadamente igual a la rapidez de crecimiento máximo k o de la
ecuación, y se dice que el sistema es limitado en enzimas. Dado que las enzimas son
suministradas por la masa microbiana, se dice que el sistema es esencialmente
limitado en biomasa, y la ecuación es una ecuación de primer orden en la biomasa;
esto es, la rapidez de crecimiento rx es proporcional a la primera potencia de la
biomasa presente.
Cuando S<<Ks, el sistema es limitado en sustrato, y en este caso rx = constante y la
constante de rapidez de crecimiento es de orden cero en la biomasa; esto es, la
constante de rapidez del crecimiento es independiente de la biomasa presente.
Cuando S = Ks, la constante de rapidez del crecimiento es la mitad del máximo.
La rapidez de producción de biomasa se transforma en
rx
dX
dt
koSX
Ks..S
BIOMASA MICROBIANA POR LOS MÉTODOS REACTIVO NITRÓGENO
NINHYDRINA YABSORBANCIA ULTRAVIOLETA (UV280) EN DISTINTOS
SISTEMAS DE CULTIVO.
En un modelo simple que describe la MOS se consideran dos fracciones: una fracción
lábil y una fracción estable (Tate, 1987). La primera está formada por la denominada
fracción liviana de C, biomasa C-microbiano y materia orgánica soluble en agua
(Haynes, 2000), La segunda es más estable, está formada por sustancias húmicas y
se relaciona con procesos físico-químicos que afectan la estructura e intercambio de
iones del suelo (Stevenson y Cole, 1999).
Los cambios inducidos por el manejo en el estado de la MOS que ocurren en períodos
cortos de tiempo (1 a 5 años) son difíciles de medir debido a las grandes cantidades
presentes, relativamente estables en el suelo (Gregorich et al., 1994). En contraste,
por su naturaleza dinámica, las fracciones lábiles de la MOS pueden responder
rápidamente a los cambios en la disponibilidad de C. Tales componentes han sido
sugeridos como indicadores tempranos de los efectos del manejo del suelo (Powlson,
1994; Pankhurst et al., 1995; Haynes, 1999; Haynes, 2000).
La BMS es un agente catabólico de procesos biogeoquímicos y también un reservorio
de energía y nutrientes muy susceptible a cambios de acuerdo al manejo agronómico
y las características físico-químicas del medio y determina el equilibrio de la
productividad del ecosistema, ya que es un medio de transformación de todos los
materiales orgánicos del suelo. La estimación de este parámetro contribuye al
conocimiento del estado de la calidad y fertilidad del suelo y al mantenimiento de esta
característica en el tiempo (Powlson, 1994; Pankhurst et al., 1995; Fliebbach y Mäder,
2000; Haynes, 2000).
Uno de los métodos para cuantificar la BMS es el conocido como fumigaciónextracción (FE) (Brookes et al., 1985; Vanee et al., 1987). Un prendimiento rápido que
puede estimar C, N, P, S y que puede ser usado en suelos con pH ácidos, e incluso
después de la adición de sustratos. El principio de la técnica es realizar una lisis
celular microbiana mediante fumigación con cloroformo (CHCl3), extraer con sulfato de
potasio u otro extractante químico los contenidos celulares liberados y hacer un
análisis de los elementos recuperados, principalmente C y N (Powlson, 1994). Para
estimar la BMS, el C en el extracto puede ser determinado por digestión húmeda
(Vanee et al., 1987) o procedimientos automatizados (Wu et al., 1990). En el caso del
N solubilizado como aminoácidos y amonio éste es estimado por la reacción con
ninhydrina (Amato y Ladd, 1988; Joergensen y Brookes, 1990).
El principio del método de la ninhydrina se basa en que ésta forma un complejo
púrpura con moléculas que contienen α-amino-nitrógeno, como amonio y otros
compuestos con grupos α-amino libres: aminoácidos, péptidos y proteínas. La
presencia de ninhydrina reducida (hydrindantin) es esencial para obtener un desarrollo
cuantitativo del color con amonio. De acuerdo con Amato y Ladd (1988), las
cantidades de compuestos ninhydrina-reactivos y liberados desde los
microorganismos durante la fumigación con CHCl3 y extraídos posteriormente, están
relacionadas al contenido inicial de C de la BMS. La ventaja de este método es que los
compuestos liberados desde el suelo fumigado provienen principalmente de la
biomasa, más bien que de otras fuentes de C. Además, el N reactivo, principalmente
aminoácidos y amonio, es fácilmente determinado mediante métodos colorimétricos
(Carter, 1991).
Un método reciente utiliza la absorción ultravioleta (UV)a 280 nm en suelos fumigados
y no-fumigados extraídos previamente con K2SO4 0,5 M, para estimar de manera
rápida las concentraciones de C, N, P presentes en la BMS. Esta técnica permite
medir el incremento de absorción de compuestos nitrogenados, principalmente
aminoácidos a una longitud de onda de 280 nm. En esta longitud, la absorción por
aminoácidos aromáticos (tirosina y triptofano) está cercana al máximo (260-280 nm), y
hay una reducción en la absorción por compuestos fenólicos de origen vegetal
(longitud máxima principalmente 250 - 270 nm).
El principio de este método se basa en que compuestos que tienen electrones π
débilmente unidos o electrones n no enlazantes, pueden absorber energía en la región
cercana al ultra violeta (200-380 nm) del espectro electromagnético. En general, los
compuestos que absorben una cantidad apreciable en la región UV tienen estructuras
conjugadas, donde los electrones π están adyacentes uno al otro.
Relaciones obtenidas en numerosos estudios entre el incremento de absorción ultra
violeta y los métodos más tradicionales para medir biomasa C, N y N-ninhydrina,
resultan ser muy significativas, especialmente las que consideran biomasa C. Sin
embargo, los valores de las pendientes en los modelos de regresión varían entre
estudios, por las características físicas y químicas de los suelos, especialmente
cuando se refiere al contenido de carbono orgánico en el suelo.
Nunann et al., (1998), en una comparación del método UV280 y el de la ninhydrina para
estimaciones de la BMS, usando suelos con contenidos de C menores al 3% encontró
valores de pendiente para biomasa microbial C de 21 747 (r = 0,94; p ≤ 0,001 y n =
17). Por otro lado Turner et al., (2001), trabajando en suelos con contenidos de C más
amplios (2,9-8,0%) encontró valores de pendientes para biomasa C y N de 36 670 y
4567, respectivamente (r = 0,92 p ≤ 0,001 y n = 46). Los objetivos de este estudio
fueron: a) determinar la biomasa microbiana en un suelo de origen volcánico sometido
a distintas rotaciones e intensidad de uso b) estimar la BMS utilizando FE y mediante
el uso del reactivo N-ninhydrina y Absorbancia Ultravioleta (UV280), c) verificar la
utilidad de estos parámetros como indicadores de cambios en la fertilidad y calidad del
suelo, según el manejo agronómico.
BIBLIOGRAFIA
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