CARRERA MICROBIOLOGÍA INDUSTRIAL

PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA
FACULTAD DE CIENCIAS
CARRERA MICROBIOLOGÍA INDUSTRIAL
DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN MINIMA INHIBITORIA DE
FORMALDEHÍDO CAPAZ DE DISMINUÍR EL CRECIMIENTO BACTERIANO DE
CEPAS OBTENIDAS EN PISCINAS DE CONSERVACIÓN CADAVÉRICA.
JESSICA ANDREA PULIDO GUERRERO
JEIMMY ASTRID VALDERRAMA SANDOVAL
DIRECTOR
Mic. Rodrigo Fabián Calderón Muñoz
ASESOR
MSc. Luis David Gómez Méndez
PROYECTO DE TRABAJO DE GRADO
Presentado como requisito parcial
Para optar al tíulo de Microbiólogo Industrial
MICROBIOLOGÍA INDUSTRIAL
BOGOTA, D.C
DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN MINIMA INHIBITORIA DE
FORMALDEHÍDO CAPAZ DE DISMINUÍR EL CRECIMIENTO BACTERIANO DE
CEPAS OBTENIDAS EN PISCINAS DE CONSERVACIÓN CADAVÉRICA.
JESSICA ANDREA PULIDO GUERRERO
JEIMMY ASTRID VALDERRAMA SANDOVAL
____________________________
RODRIGO FABIÁN CALDERÓN MUÑOZ
DIRECTOR
_____________________________
LUIS DAVID GÓMEZ MÉNDEZ
ASESOR
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA
FACULTAD DE CIENCIAS
CARRERA DE MICROBIOLOGÍA INDUSTRIAL
BOGOTÁ, D.C.
2007
DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN MINIMA INHIBITORIA DE
FORMALDEHÍDO CAPAZ DE DISMINUIR EL CRECIMIENTO MICROBIANO DE
CEPAS OBTENIDAS EN PISCINAS DE CONSERVACIÓN CADAVERICA.
JESSICA ANDREA PULIDO GUERRERO
JEIMMY ASTRID VALDERRAMA SANDOVAL
APROBADO
________________________
________________________
Rodrigo Fabián Calderón
Luis David Gómez
Microbiólogo Industrial
Director
Microbiólogo Msc
Asesor
_______________________
Janeth Arias Palacios
Bacterióloga Msc.
Jurado
_______________________
Clara Santafé M
Bióloga Msc.
Jurado
DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN MINIMA INHIBITORIA DE
FORMALDEHÍDO CAPAZ DE DISMINUIR EL CRECIMIENTO BACTERIANO DE
CEPAS OBTENIDAS EN PISCINAS DE CONSERVACIÓN CADAVÉRICA.
JESSICA ANDREA PULIDO GUERRERO
JEIMMY ASTRID VALDERRAMA SANDOVAL
APROBADO
_______________________
_______________________
Ángela Umaña
Decana Académica
Luis David Gómez
Microbiólogo MSC
Director de Carrera
“La universidad no se hace responsable por los conceptos emitidos por sus
alumnos en sus trabajos de tesis. Solo velará por que no se publique nada
contrario al dogma y a la moral católica y por que las tesis no contengan ataques
personales contra persona alguna, antes bien se vea en ellas el anhelo de buscar
la verdad y la justicia”
Articulo 23 de la Resolución Número 13 de julio de 1946.
AGRADECIMIENTOS
Queremos expresar nuestros más sinceros agradecimientos a:
La Facultad de Biología de la Universidad El Bosque por permitirnos utilizar sus
Laboratorios de Microbiología y su Anfiteatro para llevar a cabo el desarrollo de
nuestra investigación. Así mismo por el material de laboratorio que nos brindaron
para hacer posible este estudio.
Al Departamento de Ciencias de la Universidad Central
por colaborarnos
brindándonos la asesoría, los materiales y medios de cultivo necesarios para el
desarrollo de este proyecto. En especial a Fabián Calderón, Director de Tesis, por
creer en nuestras capacidades, dándonos la oportunidad de llevar a cabo esta
investigación.
A la Universidad Javeriana, en especial a Maria Mercedes Martínez, quien nos
apoyo en todo momento y nos oriento de manera que pudiéramos ver de forma
más clara y sencilla lo que en realidad queríamos hacer.
A la persona encargada del cuidado del anfiteatro de la Universidad Javeriana,
Don José Fiesco, quien muy amablemente nos abrió las puertas del Anfiteatro.
A mi hija por ser la razón de mi vida, por darle sentido a todo lo que hago, por
brindarme sus sonrisas cada vez que siento desfallecer, por que sin darse cuenta
le da alegría a mi vida.
A mis padres por enseñarme el valor de las cosas, por enseñarme a luchar por lo
realmente quiero, por ser un apoyo incondicional en mi vida, por guiarme día a día
sin descanso, por su paciencia, su comprensión pero en especial por su entrega
incondicional.
A Andrés por acompañarme y apoyarme en todo lo que quiero hacer, por su ayuda
y por su gran amor.
A mi familia en especial a mi Hermano, por creer en mí, por acompañarme durante
toda mi vida.
Pero principalmente a Dios, por darme la posibilidad de estar hoy aquí, por
brindarme tantas oportunidades, por llenarme de alegrías, por permitirme estar
rodeada de personas admirables, por permitirme luchar y crecer cada día más
pero sobretodo por estar a mi lado.
Jeimmy Valderrama S.
A Dios, por darme la oportunidad de disfrutar esta maravillosa meta, estar al lado
de tantos seres queridos, de haberme guiado por el mejor camino y por llenarme
de valor para continuar en los momentos más difíciles.
A mi hijo, por ser la motivación mas grande que tengo para salir adelante, por
tenerme toda la paciencia del mundo al no poderle dedicar todo el tiempo que
necesitaba, por ser el centro de mi existencia y apoyarme en todos los pasos de
mi vida.
A mis padres, porque a ellos les debo todo lo que soy y lo que seré, porque fueron
los encargados de ponerme en este camino y en ningún momento me dejaron
sola, pusieron toda su fe en mí y me apoyaron siempre.
A Javier, por su amor y constante apoyo, por compartir mis ideales y aceptarme tal
cual soy, por ser la fuerza que me alienta y por su inigualable comprensión.
A mi hermano solamente quiero decirle un gracias de aquellos que solamente
alcanzan para agradecer uno de los tantos momentos en los que me ha ayudado y
de saber que parte de lo que soy se lo debo a él.
A todas y cada una de las personas que me han rodeado y que han girado en
torno a mi vida, dando por hecho que tanto las buenas como las malas
experiencias son las que enriquecen el diario vivir.
Jessica Pulido G
TABLA DE CONTENIDO
RESUMEN
17
ABSTRACT
19
1.
INTRODUCCIÓN
21
2.
MARCO TEÓRICO
23
2.1.
HISTORIA DE LAS TÉCNICAS DE CONSERVACIÓN.
23
2.2
PUTREFACCIÓN
26
2.3
PROCESO DE PUTREFACCIÓN
26
2.4.
ANFITEATROS
28
2.5.
MEDICIÓN DE LA ACTIVIDAD ANTIMICROBIANA
30
2.6.
FORMALDEHÍDO (FORMOL)
32
2.6.1
PROPIEDADES FÍSICAS DEL FORMALDEHÍDO .
32
2.6.2
PROPIEDADES QUÍMICAS DEL FORMALDEHÍDO
33
2.6.3
ANTECEDENTES DEL FORMALDEHÍDO
33
2.6.4.
DISOLUCIONES ACUOSAS: FORMALINA.
34
2.6.5.
BIOQUÍMICA Y METABOLISMO DEL FORMALDEHÍDO.
37
2.6.6.
TOXICIDAD DEL FORMALDEHÍDO
39
2.6.7.
DESVENTAJAS DEL USO DE FORMALDEHÍDO
40
2.6.8.
APLICACIONES DEL FORMALDEHÍDO
42
2.6.9.
MITIGACIÓN DE LOS EFECTOS DEL FORMALDEHÍDO
42
2.6.9.1
Actuaciones sobre el entorno
43
2.6.9.2
Actuación sobre la persona expuesta
43
2.6.9.3
Actuaciones sobre la fuente de riesgo
44
3.
JUSTIFICACIÓN
45
4.
OBJETIVOS
47
4.1.
OBJETIVO GENERAL
47
4.2.
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
47
5.
MATERIALES Y MÉTODOS
48
5.1.
ÁREA DE ESTUDIO
48
5.2.
BÚSQUEDA Y REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA
48
5.3.
VISITA ANFITEATRO A Y B
48
5.3.1.
DESCRIPCIÓN DEL ÁREA DE MUESTREO
49
5.3.2.
TOMA DE MUESTRAS
49
5.3.2.1.
Material utilizado para la toma de muestras
49
5.3.2.2.
Procedimiento para toma de Muestras
49
5.3.2.3.
Transporte de las muestras
50
5.3.3.
ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO
50
5.3.3.1.
Prueba de ambientes por sedimentación
50
5.3.3.2
Cultivo, Aislamiento e Identificación de microorganismos
5.3.3.2.1
nativos del formol utilizado en las piscinas de conservación
53
Sistema de identificación (API 20E)
54
5.3.3.2.1.1. Procedimiento
5.4.
54
DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN MÍNIMA
INHIBITORIA DE FORMALDEHÍDO
55
5.4.1.
PROCEDIMIENTO
55
5.5.
EVALUACIÓN DE LA PERSISTENCIA DEL EFECTO DEL
FORMALDEHÍDO EN EL TIEMPO
56
5.6.
ANÁLISIS ESTADÍSTICO
59
5.7.
FILTRACIÓN POR MEMBRANA MUESTRA DE
6.
FORMALDEHÍDO DEL ANFITEATRO A.
60
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
61
6.1.
DESCRIPCIÓN DEL ÁREA DE MUESTREO
61
6.1.1.
ANFITEATRO A.
61
6.1.1.1.
Iluminación del anfiteatro.
63
6.1.1.2.
Ventilación Del Anfiteatro
63
6.1.1.3.
Instalaciones en general del anfiteatro
64
6.1.2.
ANFITEATRO B.
64
6.1.2.1.
Iluminación del anfiteatro.
65
6.1.2.2.
Ventilación del Anfiteatro
66
6.1.2.3.
Instalaciones en general del anfiteatro.
66
6.2.
DENSIDAD POBLACIONAL DEL AMBIENTE DE LOS
ANFITEATROS.
66
6.3.
MUESTREO DIRECTO DE FORMALDEHÍDO.
69
6.3.1.
ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO
69
6.3.2.
AISLAMIENTO DE MICROORGANISMOS
70
6.3.2.1.
Recuperación de microorganismos
70
6.3.3.
PROCEDIMIENTO ANFITEATRO B
70
6.3.3.1.
Caracterización macroscópica y microscópica de los
microorganismos.
72
6.3.3.2.
Identificación bioquímica.
74
6.3.3.3.
Determinación de la concentración mínima inhibitoria
75
6.3.3.4.
Evaluación de la persistencia del efecto del formaldehído
en el tiempo.
80
6.3.3.5.
Análisis estadístico
81
6.3.4.
PROCEDIMIENTO ANFITEATRO A.
86
6.3.4.1.
Determinación de la concentración mínima inhibitoria
86
6.3.4.2.
Filtración por membrana
87
6.4.
COMPARACIÓN Y ANÁLISIS DE RESULTADOS
7.
ANFITEATRO A Y ANFITEATRO B.
87
CONCLUSIONES
93
8.
RECOMENDACIONES
BIBLIOGRAFÍA
ANEXOS
94
ÍNDICE DE TABLAS
TABLA 1.
Principales agentes químicos antimicrobianos
33
TABLA 2.
Propiedades físicas del formaldehído
34
TABLA 3.
Determinación del porcentaje de inhibición por medio de la
lectura del método de estrías.
TABLA 4.
Número de Bacterias presentes en la prueba de
ambientes provenientes del anfiteatro A
TABLA 5.
59
67
Número de Bacterias presentes en la prueba de ambientes
provenientes del anfiteatro B
67
TABLA 6.
Crecimiento de microorganismos por siembra masiva
71
TABLA 7.
Caracterización de los microorganismos hallados.
72
TABLA 8.
Recuentos de microorganismos encontrados
Concentración 1 %.
TABLA 9.
76
Recuentos de microorganismos encontrados
Concentración 5 %.
76
TABLA 10.
Medida de los halos de inhibición. Salmonella choleraesuis
77
TABLA 11.
Medida de los halos de inhibición. Cromobacterium violaceum
78
TABLA 12.
Medida de los halos de inhibición. Aeromonas salmonicida
79
TABLA 13.
Crecimiento de microorganismos por siembra masiva
86
TABLA 14.
Comparación de las sustancias utilizadas en las muestras
provenientes de ambos anfiteatros
91
INDICE DE FIGURAS
FIGURA 1.
Formula química del formaldehído
33
FIGURA 2.
Formalina. Disolución acuosa
34
FIGURA 3.
Metabolización del formaldehído
38
FIGURA 5.
Anfiteatro A. Prueba de Ambientes
51
FIGURA 6.
Piscinas de conservación cadavérica anfiteatro A
52
FIGURA 7.
Piscinas de conservación cadavérica anfiteatro B
52
FIGURA 8.
Método de siembra por estrías.
57
FIGURA 9.
Evaluación de la persistencia del efecto del formaldehído
en el tiempo
58
FIGURA 10.
Rampa ingreso de cadáveres al anfiteatro
61
FIGURA 11.
Piscinas de conservación de cadáveres
61
FIGURA 12.
Estante de productos de aseo
62
FIGURA 13.
Amasijo tejidos blandos en descomposición
62
FIGURA 14.
Área de investigación estudiantil
62
FIGURA 15.
Iluminación artificial y natural en el anfiteatro
63
FIGURA 16.
Ventilación artificial por medio de extractores
63
FIGURA 17.
Museo Anatomía
65
FIGURA 18.
Área de mesas de disección
65
FIGURA 19.
Piscina de Conservación de cadáveres
65
FIGURA 20.
Crecimiento de microorganismos mesofilos. Prueba de
FIGURA 21.
Ambientes
68
Crecimiento de microorganismos en la siembra masiva
71
FIGURA 22. Tipos de colonias encontradas
73
FIGURA 23. Crecimiento de las colonias en Agar Mac Conkey
73
FIGURA 24. Identificación bioquímica de los microorganismos. Método
API 20E.
75
FIGURA 25. Foto de los halos inhibición microorganismo tipo 1.
Salmonella choleraesuis
FIGURA 26.
Foto de los halos inhibición microorganismo tipo 2.
Cromobacterium violaceum
FIGURA 27.
77
78
Foto de los halos inhibición microorganismo tipo 3.
Aeromonas salmonicida
79
FIGURA 28. Media del Porcentaje de inhibición vs tiempo de exposición
al formaldehído frente a Aeromonas salmonicida,
Cromobacterium violaceum y Salmonella choleraesuis
81
ÍNDICE DE ANEXOS
ANEXO A.
Agar Nutritivo (g/L). Merck 2000.
ANEXO B.
Sistema de Identificación API 20E
ANEXO C.
Procedimiento API 20 E. Biomerieux
ANEXO D.
Ficha de Datos de Seguridad FORMALDEHÍDO
ANEXO E.
Ficha de Datos de Seguridad FENOL.
ANEXO F.
Principales agentes antimicrobianos
ANEXO G.
Porcentaje de inhibición microbiano.
ANEXO H.
Tabla Análisis Estadístico.
RESUMEN
Durante variadas investigaciones post – mortem se han encontrado diversos
efectos negativos que posee el formaldehído frente al medio ambiente y
principalmente frente a la salud de las personas que lo manipulan continuamente,
presentando un alto nivel de toxicidad, lo cual puede generar diversas
complicaciones.
Se evaluó indirectamente la efectividad del formaldehído como método de
conservación con el propósito de aislar los microorganismos presentes y
determinar la Concentración Mínima Inhibitoria de
formaldehído capaz de
disminuir el crecimiento bacteriano de estas cepas. El estudio se realizó partiendo
de muestras de formaldehído proveniente de los anfiteatros A y B.
Inicialmente se midió la carga microbiana presente en los ambientes de los
anfiteatros, encontrando una densidad poblacional de 54 UFC / 15 min.
de
exposición en el Anfiteatro B y 9 UFC / 15 min. de exposición en el Anfiteatro A.
Se realizaron diversos estudios con el fin de analizar los diferentes factores que
influyen en el hecho de que se genere un mayor lapso de tiempo de la adecuada
conservación y preservación de los cadáveres.
En el anfiteatro A, no se evidenció crecimiento a ninguna concentración; se realizó
el método de filtración por membrana para descartar la presencia de algún
microorganismo, reafirmándose la ausencia de crecimiento.
Tres cepas de microorganismos nativos fueron aisladas a partir de muestras de
formaldehído de las piscinas de conservación cadavérica del anfiteatro B,
Aeromonas
salmonicida,
Salmonella
choleraesuis
y
presuntivamente
Chomobacterium violaceum. Con las cuales se determinó que la concentración
Mínima Inhibitoria es 1 %, 2 % y 3 % respectivamente.
De igual forma se evaluó la persistencia de las tres cepas en el tiempo frente a la
acción del formaldehído, encontrando que la cepa que más resiste las condiciones
evaluadas fue Salmonella choleraesuis; lo cual se reafirmó mediante el uso de una
regresión lineal con estimación de mínimos cuadrados ordinarios.
Palabras
claves:
Formaldehido,
persistencia, toxicidad.
Concentracion
Minima
inhibitoria
(CMI),
ABSTRACT
During varied investigations post-mortem have been diverse effects negative that it
as opposed to has formaldehyde the environment and mainly as opposed to the
health of the people who manipulate it continuously, presenting/displaying a high
level of toxicity, which can generate several complications.
In this study the effectiveness of formaldehyde like method of conservation with the
purpose of isolating the present microorganisms was evaluated indirectly and
determining the Inhibiting formaldehyde Harassing concentration able to inhibit the
microbial growth of these native stocks. The investigation we made dividing of
formaldehyde originating samples of the amphitheatres A and the B.
Initially the microbial load was moderate present in atmospheres of the
amphitheatres, finding a population density of 54 UFC/ 15 min. of exhibition in the
Amphitheatre B and 9 UFC / 15 min. of exhibition in the Amphitheatre A. Diverse
studies with the purpose of analyzing the different factors were made that influence
in the fact that it is generated a greater time interval of the suitable conservation
and preservation of corpses.
In the Amphitheatre A, we are not demonstrate growth some to any concentration;
we made the method of filtration by membrane to discard the presence of some
microorganism, reaffirming itself the growth absence.
Three stocks of native microorganisms were isolated from formaldehyde samples
of the swimming pools of deathly pale conservation of the Amphitheatre B,
Chromobacterium spp, Salmonella choleraesuis, Aeromonas salmonicida. With
which one determined that the Inhibiting Harassing concentration is 3%, 2% and
1% respectively.
Similarly evaluo the persistence of the three stocks in the time as opposed to the
action of formaldehyde, being that the stock that more resists the evaluated
conditions was Salmonella choleraesuis; which we reaffirm myself by means of the
use of a linear regression with estimation of ordinary square minimums.
Key words: Formaldehyde, Inhibiting Minima Concentration (CMI), persistence,
toxicity
1. INTRODUCCIÓN
El proceso para llevar a cabo la conservación de los cadaveres no se encuentra
establecido bajo ningún criterio en Colombia, por ende mucho menos se encuentra
estandarizado. De hecho los avances en el área de la Microbiología Forense son
bastante escasos.
El control eficaz de las condiciones de conservación de los cadaveres juega un
papel relevante no solo en las condiciones de durabilidad y mantenimiento del
cadaver para su estudio; sino también en el sostenimiento de las condiciones de
salud de las personas que se encuuentran directamente involucradas en el
proceso de conservación.
Para analizar a fondo estos procedimientos es necesario tener en cuenta
condiciones que influyen directa o indirectamente en la acción antimicrobiana;
como la temperatura, clase y estado fisiológico de los microorganismos y su
ambiente; de igual manera el modo de acción de los agentes antimicrobianos
determinando el posible daño que estos pueden causar.
Uno de los métodos más utilizados para llevar a cabo la conservación de
cadáveres es el uso del formaldehído, en algunas ocasiones mezclado con otro
tipo de sustancias de caracter antimicrobiano con el único objetivo de maximizar el
tiempo de mantenimiento de los cadáveres ya que comunmente éstos son
utilizados para su estudio en diversas Universidades y Centros Cientificos.
Con el objeto de evaluar la efectividad del formaldehído como método de
conservación de cadáveres se realizarón análisis del mismo, en las piscinas de
conservación cadavérica de los anfiteatros A y B, determinando la Concentración
Mínima Inhibitoria, así como los microorganismos capaces de resistir distintas
concentraciones de formaldehído con el fin de evaluar si las concentraciones
usadas actualmente son las apropiadas.
A través del estudio se evidenciaron diferencias bastante significativas en las
condiciones de conservación de los cadáveres en ambos anfiteatros. En uno de
ellos se utiliza la formalina (formaldehído al 25 - 30 % de concentración) con
adición de otras sustancias como el fenol, la glicerina, el cloruro de sodio y agua,
mientras en el otro solo se utiliza una mezcla de formalina (formaldehído al 25 - 30
% de concentración), cloruro de sodio y agua, en ambos casos con el único fin de
deshidratar los tejidos celulares blandos, preservándolos con el fin de llevar a cabo
investigaciones post – mortem.
2. MARCO TEORICO
2.1. HISTORIA DE LAS TÉCNICAS DE CONSERVACIÓN.
Los procedimientos modernos de embalsamamiento siguen la línea de los
métodos preparados por Jean-Nicolás Gannal en el siglo pasado: antiguo oficial
del Gran Ejército; se consagró a investigaciones cuyo valor fue reconocido en los
medios científicos, cuando, hacia 1840, numerosas exhumaciones revelaron la
eficacia de su técnica revolucionaria. Hasta entonces se utilizaban métodos
artesanales más o menos inspirados en los métodos antiguos que consistían en
untar, espolvorear, hacer macerar y, a veces envolver los cadáveres eviscerados.
Jean-Nicolás Gannal describe en su histoire des embaumements (1841) las
preparaciones heteróclitas que se utilizaron para tratar a los reyes de Francia o a
miembros de su familia: vinagre, trementina, aguardiente, sal y sustancias
aromáticas de toda clase se utilizaban en cantidades abundantes y en forma
anárquica. (Louis, 1989)
Jean-Nicolás Gannal tuvo la idea de reemplazar estas fastidiosas manipulaciones
por una sencilla inyección arterial que seria “evacuante, repletiva, antiséptica y
conservadora”. Ya en el siglo anterior, los hermanos Hunter, sabios ingleses,
habían procedido de la misma manera para preparar piezas
anatómicas. La
composición del fluido que se inyecta fue modificada varias veces luego de
muchos intentos: fosfato de calcio, nitrato de potasio, cloruro de sodio, alumbre,
ácido de arsénico y, después de 1848, cuando Luis Felipe prohibió la utilización
del arsénico, se retuvo la mezcla de acetato de aluminio a 10% y cloruro de
aluminio a 20% en partes iguales. Más tarde cuando Jean-Nicolás Gannal vendió
su patente a varios estados, su técnica fue mejorada y otros productos se pusieron
de moda. En Estados Unidos, durante la guerra de secesión, se perfeccionó el
tratamiento trabajando con soldados muertos en acción y enviados a sus
familiares: la inyección que practicaba en la arteria femoral y en la carótida y se
complementaba luego con drenaje venoso. Reformo también la formula del líquido
inyectado, adoptando finalmente una mezcla de fenol, sulfato de creosota,
alumbre, acetato de plomo y sulfato o cloruro de cinc. (Louis, 1989)
Las técnicas actuales que designamos con el nombre de tanatopraxia, están
inspiradas directamente en Jean-Nicolás Gannal. En Francia, en 1963 se creó el
Instituto Francés de Tanatopraxia, que se encarga de la enseñanza, difusión y
control de las técnicas designadas en los medios profesionales con el término de
procedimiento IFT. Comprenden un doble tratamiento destinado a suspender la
putrefacción y la autólisis cadavérica; la primera fase concierne a los vasos
sanguíneos: inyección arterial y drenaje venoso; la segunda fase a las cavidades:
desagüe e inyección del tórax y del abdomen. Además hay cuidados
complementarios de índole estética destinados a corregir los efectos aparentes de
la tanatomorfosis.
El tratamiento de los vasos sanguíneos se lleva a cabo después de haber
manipulado las articulaciones para hacer cesar la rigidez cadavérica que
dificultaría la irrigación de los músculos. Puesto que el éxito está supeditado al
grado de permeabilidad, la tarea del tanatopráctico se dificulta en algunos casos
particulares: en los obesos, el fluido se difunde mal en el tejido adiposo, que oculta
además la infiltración, las infecciones agudas que provocan microtrombosis. En
principio, la inyección puede hacerse por incisiones de las arterias carótidas,
axilares y femorales, pero a veces ocurre que es suficiente con una sola vía de
acceso, elegida en forma indiferente. Al mismo tiempo se abre la vena
correspondiente para facilitar el drenaje y la sangre es expulsada en forma
progresiva por el fluido inyectado a presión. Esta debe ajustarse a las condiciones
de la circulación, pero por lo general se tarda un cuarto de hora para la perfusión
de los diez litros que constituyen la cantidad requerida para un adulto de 70 Kg.
Los masajes en la cara y en los miembros favorecen la difusión del líquido que
restituye gradualmente la coloración y tonicidad a la piel. El fluido que se inyecta
en el procedimiento IFT se conoce como Thanatyl A; se trata de una solución que
contiene 2.5% de formaldehído, a lo que se agregan elementos como glicerina
para facilitar la progresión y
una solución de amaranto para impedir la
decoloración de los tegumentos. (González, 1986)
El tratamiento de las cavidades que siguen al tratamiento arterial incluye
manipulaciones mucho más brutales, pues utiliza un trocar de metal de (50 a 60
cm. de largo y 1.5 cm. de diámetro) conectado a una gran bomba. Una vez
introducido en el abdomen vacía todos los órganos de gases, líquidos y materia
fecal, que constituyen un medio altamente séptico. Luego, por el mismo trocar se
inyecta alrededor de un litro de fluido de cavidad, que también hay que inyectar
directamente en el hígado. Este líquido, con una fuerte concentración de
formaldehído, tiene un gran poder antiséptico. El thanatyl C se somete a un control
riguroso, al igual que el thanatyl A. Luego del desagüe y la inyección, se
impregnan los tapones de algodón hidrófilo destinados a obturar los orificios
naturales. (González, 1986)
El tratamiento de las arterias y las cavidades, realizado en buenas condiciones
(estado del cadáver y rapidez de la intervención), permite un tiempo de
conservación que se extiende de una semana a varios meses. (Louis, 1989)
Al retrasar la putrefacción se limita el deterioro visible y se suprimen los malos
olores; la inyección arterial, por sus efectos rehidratantes y colorantes, otorga a la
piel un aspecto tranquilizante, infla los globos oculares y limita el hundimiento; el
masaje de la cara y de las orejas durante el tratamiento hace desaparecer o
atenúa las livideces.
2.2 PUTREFACCIÓN
La putrefacción es la descomposición de las materias albuminoideas con
producción de gases pútridos como ácido carbónico, ácido sulfihídrico, amoniaco e
hidrógeno; es la desintegración de la materia orgánica por la acción de ciertos
microorganismos aerobios y anaerobios, influenciada por condiciones de
temperatura, humedad y aire. (Montiel, 1994)
El inicio de la putrefacción de un cadáver se manifiesta en los intestinos y se
detecta con la aparición de la llamada “mancha verde” que aparece situada en el
abdomen, la cual se extiende progresivamente al resto de los tegumentos y va
adquiriendo un tinte mas oscuro, por otra parte la acumulación de gases en el
intestino y en la cavidad peritoneal aumenta las dimensiones del tronco y una
especie de edema subcutáneo le imprime a las fracciones proporciones
exageradas al grado de dificultar su identificación.
Dos cadáveres no se pudren jamás de la misma manera, aún cuando la
putrefacción tenga lugar en el mismo medio. Dicha putrefacción es un proceso
muy complejo, en el que intervienen multitud de influencias, difíciles de precisar o
conocer en muchos casos. El estudio que se realice de la fauna y de la flora
cadavérica, auxiliará para determinar el tiempo transcurrido después de la muerte.
(Montiel, 1994)
2.3 PROCESO DE PUTREFACCIÓN
Los agentes destructores de la carne tienen dos orígenes: unos ya estaban
albergados en el ser
vivo, otros provienen del medio. Los primeros son las
bacterias de la muerte, se liberan súbitamente y proliferan con rapidez, sin otras
limitaciones que las del medio nutritivo y el oxigeno: se trata de la flora digestiva
(Escherichia coli, Bacillus, Megatherium, Lactobacilos, Proteus, Klebsiella,
Pseudomonas, Estreptococos y Enterococos y pulmonar, Estafilococo blanco,
Pseudomonas, Klebsiella pneumonae) sin dejar de lado la del tracto genital, en
especial la de la vagina (Clostridium Goñi). Si bien predomina la flora aerobia,
también interviene cuando el cadáver esta al descubierto, o si hay fisuras en la
tumba que permitan las infiltraciones de agua. Son las bacterias del orden de los
Clostidios y las enzimas las principales responsables de la putrefacción y de la
posterior mineralización de los componentes orgánicos. (Louis, 1989)
Se resume de la siguiente manera los procesos que allí ocurren: la fermentación
de los glúcidos sintetiza los ácidos orgánicos complejos y produce eliminación de
agua y de gas carbónico. La de los lípidos se convierte en ácidos grasos y en
carburos de hidrógeno, también con la liberación de agua y de gas carbónico. Los
prótidos, bajo la acción de las enzimas proteolíticas bacterianas, se ven
“recortadas” en aminoácidos que, a raíz de la intervención de las descarboxilasas
bacterianas que se sirven del sulfato de piridoxina como coenzima, pierden su
función ácida y
nos dan las ptomaínas o sustancias amíneas tóxicas: la
cadaverina, la putrescina, las ptomaínas oxigenadas (betaína) o cíclicas (tiramina);
el escátolo y el éndolo son el resultado del mismo proceso.
Luego las
monoaminas oxidasas bacterianas, por desaminación oxidativa o por perdida de la
función amínea, descomponen las ptomaínas en aldehídos y en amoniaco.
Finalmente la metabolización de la parte carbonada (los aldehídos) convierte a
estas últimas en gas carbónico, agua y en formol, siempre a través del vector
bacteriano. (Louis, 1989)
La duración de la putrefacción depende de tres variantes. En primer lugar de la
edad del difunto, de su peso y de su estado en el momento del deceso; la
gangrena, la peste, el cólera y la ingestión de ciertos venenos aceleran la
velocidad de la descomposición. Después están las condiciones del medio
ambiente. Los cadáveres abandonados en un medio acuoso presentan, en primer
lugar manchas verdosas en la cara y el esternón; luego aparecen los gases que
distienden la carne y hacen que el cuerpo salga a flote. Posteriormente, los
cadáveres se hunden poco a poco; entonces se produce la saponificación de las
grasas (producción de adipoceras, jabón amoniacal denominado ”grasa de
cadáver”) que acompañadas por una impregnación calcarea, aseguran una
conservación mas larga, siempre que el cadáver no sea devorado por animales
marinos. En caso de inhumación, las propiedades nutritivas del medio ambiente, la
naturaleza del suelo, su pH, su grado de sequedad o de humedad y su
temperatura ejercen una influencia indiscutible. (González, 1986)
Así, en un terreno arenoso, seco y calido, donde se encuentran tuberías frías y
húmedas, se prolonga la conservación; pero en un medio nutritivo, rico que
favorece la reproducción bacteriana y el desarrollo de los insectos necrófagos
encontramos un poder de aceleración de la destrucción. (Louis, 1989)
2.4. ANFITEATROS
Durante las prácticas funerarias se ha mencionado durante muchos años las
casas de los muertos, sitio donde todo está preparado para su tránsito y el último
adiós. La legislación francesa había previsto, desde 1889, la creación de cámaras
mortuorias. Solamente existían en la forma de depósitos de cadáveres más o
menos siniestros, a veces relacionados con los hospitales hasta que en 1962 se
construyó el ateneo de Mentón, reproduciendo el modelo de los funeralhomes
estadounidenses. Los complejos funerarios que se construyeron después fueron
llamados ocasionalmente funerariums: pero el término ataneo es el que por lo
general se prefiere utilizar: el prefijo privativo a, asociado a la raíz griega thanatos
(la muerte). (Louis, 1989)
Actualmente el anfiteatro está considerado como un laboratorio de morfología
microscópica, cuenta con una sala de disección y demostración en donde se hace
énfasis en la correlación anatomo-clínica. A la vez se hace gran énfasis en la
correlación anatómico-radiológica, contando con un extenso archivo de diversas
imágenes
diagnósticas
permanentemente
el
y
varios
negatoscopios
conocimiento
de
donde
morfología
se
complementa
macroscópica
con
su
visualización en las diversas modalidades de imágenes.
Cuando el cadáver ingresa al anfiteatro, se emplean dos tipos de identificación:
indiciarios y fehacientes. Primero se hace una descripción de las características
físicas (indiciarias) del individuo, como color de la piel, contextura física, talla,
cabello, ojos, boca, facciones, señales particulares, pertenencias y vestuario,
después se toman fotografías y, en algunos casos, un registro de video. (Castaño,
2003).
Luego se llevan a cabo los métodos fehacientes: dactiloscopia, carta dental y
ADN. En la primera, conocida como necrodactilia, se toman las diez huellas de las
manos del difunto, para cotejarlas con las de la tarjeta de preparación de la cédula
en la Registraduría Nacional. Para ello se les solicita a los familiares la cédula, o
en su defecto, el número o cualquier documento que contenga las impresiones
dactilares. Después se toma la carta dental, un método adoptado por la Ley 38 de
1993 como obligatorio junto a la dactiloscopia y la información indiciaria. Esta
técnica describe las características de los tejidos duros y blandos de la cavidad
oral como la posición de los dientes, prótesis, mal posiciones, malformaciones,
enfermedades periodontales y rugosidades del paladar. Finalmente quedan los
dientes, cuyo esmalte es el tejido más duro del organismo y puede resistir hasta 3
mil grados centígrados. (Spencer, 1997)
En casos especiales se hace una prueba de ADN, que consiste en tomar una
muestra ósea, dental o de sangre para compararla con la del presunto familiar en
primer o segundo grado de consanguinidad, o algún estudio genético previo a la
muerte del individuo. Sólo se lleva a cabo bajo la orden de un fiscal para efectos
judiciales o cuando existen muchas dudas. Además de costoso es un proceso muy
lento y aún no hay en Colombia un banco de información de ADN que permita
hacer la comparación como podemos hacerlo con las huellas.
Existen además, como métodos complementarios, manejados en su mayoría por
el grupo de Identificación Especializada del CTI de la Fiscalía, que cuenta con el
Laboratorio de Investigación Científica –Labici-, conformado por antropólogos,
odontólogos, médicos, morfólogos, lofoscopistas y genetistas. Este grupo opera
fundamentalmente cuando los cadáveres no son recientes, o son víctimas de
masacres, accidentes o catástrofes naturales que requieren de técnicas más
avanzadas.
A pesar de que la mayoría de los cadáveres son identificados, cerca del 5%
quedan en la morgue como N.N. porque no tienen información para realizar
comparaciones. En ese caso las instituciones universitarias se responsabilizan de
la custodia y la conservación del cadáver; dada la circunstancia de que el cuerpo
necesite ser inhumado o sus familiares lo reclamen. (Castaño, 2003)
2.5. MEDICIÓN DE LA ACTIVIDAD ANTIMICROBIANA
La actividad antimicrobiana se mide determinando la cantidad más pequeña del
agente que se necesita para inhibir el crecimiento de un organismo control, valor
que se conoce como concentración mínima inhibitoria (MIC). (Brock, y Madigan,
1991)
Para determinar la MIC se prepara una serie de tubos, cada uno de los cuales
contiene medio con una concentración diferente del agente, y se inoculan todos
los tubos de la serie. Después de la incubación, se observa en que tubos no ha
habido crecimiento (lo indica la ausencia de turbidez visible) y se determina así la
MIC. Este sencillo y eficaz procedimiento se denomina con frecuencia técnica de
la dilución en tubo. La MIC no es una constante de un determinado agente porque
se ve afectada por la naturaleza del organismo utilizado como control en la
prueba, el tamaño del inoculo, la composición de! medio de cultivo, el tiempo de
incubación y las condiciones de incubación tales como la temperatura, el pH, y la
aireación. Cuando todas las condiciones están rigurosamente estandarizadas, es
posible comparar entre sí distintos agentes antimicrobianos y determinar cuál de
ellos es el más efectivo frente a un determinado organismo o valorar la actividad
de un agente frente a una variedad de organismos. (Brock y Madigan, 1991)
Otro procedimiento comúnmente utilizado para estudiar la acción antimicrobiana
es el método de difusión en agar. Se prepara una placa que contenga un medio
con agar y se inocula de forma uniforme con el organismo control. Se añaden
cantidades conocidas del agente antimicrobiano a pequeños discos de papel de
filtro que luego se colocan sobre la superficie del agar. Durante la incubación, el
agente difunde desde el papel de filtro al agar; cuanto más se aleja del papel de
filtro, menor es la concentración del agente. Se ha creado por tanto una zona de
inhibición y el diámetro de esta zona es proporcional a la cantidad de agente
antimicrobiano añadida al disco y a la efectividad total del agente. (Brock
y
Madigan, 1991)
Los distintos procedimientos y sustancias antimicrobianas, manifiestan su forma
de acción de distinto modo. Una célula viva normal, posee múltiples enzimas
indispensables para los procesos metabólicos. Una membrana, la citoplásmica,
mantiene la integridad del contenido celular; ésta membrana regula el paso de
sustancias entre la célula y el medio externo e incluso es el sitio donde reaccionan
algunas enzimas. La pared celular proporciona a la célula una cubierta protectora,
además, de participar en procesos fisiológicos. El daño en algunas de éstas
estructuras inicia las alteraciones que llevan a la célula a la muerte. Es necesario
tener en cuenta que hay muchos sitios vulnerables de la célula y que el daño lo
causa una, o más de una, variedad de agente. (Pelczar, 1994). Anexo F.
Principales agentes químicos antimicrobianos
2.6. FORMALDEHIDO (FORMOL)
Algunos aldehídos poseen un amplio espectro de actividad frente a las bacterias,
hongos, micobacterias esporas y virus. El formaldehído es, entre ellos el mejor
conocido y seguramente el más introducido en la desinfección. Requiere que el
valor de la humedad relativa sea alto para conseguir una eficacia óptima.
(Rodríguez, 2002)
El formaldehído o metanal es un compuesto de carbono, hidrógeno y oxígeno de
fórmula HCHO o CH2O. (P.M. 30,03), es un gas incoloro de olor sofocante, muy
soluble en agua. Su solución acuosa, habitualmente del 37 al 50%, es conocida
como formol, formalina, aldehído fórmico o metanal, siendo esta solución la
utilizada como conservante; es el primer miembro de las series de los aldehídos
alifáticos. (Cobo, 2003). Anexo D. Ficha de Datos de Seguridad Formaldehído.
El formaldehído actúa sobre las proteínas por desnaturalización y sobre los ácidos
nucleicos (y también proteínas) mediante alquilación: Alteran grupos que forman
parte de los centros activos de enzimas y otras proteínas. (Camargo, 2003)
A elevada concentración, este compuesto provoca la lisis de las membranas.
(Foye W, 1984).
2.6.1 PROPIEDADES FÍSICAS DEL FORMALDEHÍDO.
A temperaturas y presión ordinaria es un gas incoloro, de olor picante e irritante a
concentraciones superiores a 1 ppm. Es soluble en el agua y los disolventes
orgánicos usuales, pero insoluble en el éter de petróleo. Se comercializa
principalmente en forma de solución acuosa (por lo general con 37% de HCHO en
peso) y del polímero sólido hidratado, para-formaldehído (CH2O)n.H2O. (Cobo,
2003)
2.6.2 PROPIEDADES QUÍMICAS DEL FORMALDEHÍDO
El formaldehído es un compuesto extremadamente reactivo. Se polimeriza muy
fácilmente, incluso en frío, dando polímeros insolubles que enturbian las
soluciones acuosas. Para evitar este inconveniente se les añaden estabilizantes,
particularmente alcohol metílico.
Los oxidantes reaccionan enérgicamente con el formol. La mayoría de las
reacciones de oxidación conducen a la formación de ácido fórmico, y la oxidación
completa da lugar a anhídrido carbónico y agua.
A pesar de su fuerte reactividad, es un compuesto relativamente estable. El calor
no lo descompone sensiblemente más que por encima de 300 ºC, con formación
de óxido de carbono e hidrógeno. (Cobo, 2003)
2.6.3 ANTECEDENTES DEL FORMALDEHÍDO
El arreglo de los muertos anunciaba la preocupación por proteger el cadáver, por
que era importante retrasar la putrefacción y para ello hacer desaparecer las
primeras manifestaciones, y era usado también como protección simbólica para
lavar el muerto de su impureza, según los ingredientes y las recetas rituales, se
logra una preservación más o menos prolongada.
La desecación por el sol o por el fuego es igualmente un procedimiento que
encontramos todavía en el Tíbet, en guinea y en Benin, en Papuasia (Nueva
Guinea), al noroeste de Australia.
También se recurre a la fumigación en
Indonesia y en ciertas regiones de África.
La legislación europea, por medio del decreto del 31 de diciembre de1941, ha
estipulado las condiciones legales del “embalsamamiento” de forma restrictiva en
cuanto a la decisión del acto, a las condiciones del transporte del cadáver y a los
posibles controles de las técnicas utilizadas. Los decretos del 2 de enero de 1968
y del 21 de marzo de 1975 (completados por la circular del 5 de junio de1975), por
un lado alargan el procedimiento y por otro lo simplifican. La autorización depende
de tres condiciones previas: la expresión por escrito de la ultima voluntad de la
persona muerta o de un pedido de la persona que tenga autoridad para ordenar
los funerales; una declaración que indique “la forma operativa”, el producto que se
va a utilizar, el lugar y el momento de la operación, el nombre y el organismo (o
del sujeto) ejecutor; el certificado del médico encargado por el oficial de estado
civil de asegurarse del deceso y de comprobar que éste no presenta problemas
medico-legales. (Louis, 1989)
2.6.4. DISOLUCIONES ACUOSAS: FORMALINA.
El formaldehído gaseoso se disuelve fácilmente en agua, con la cual, reacciona
para formar una mezcla en equilibrio del monohidrato disuelto, metanodiol, y una
serie de hidratos polímeros de peso molecular bajo. (Cobo, 2003)
La reactividad del compuesto con agua propicia la obtención de concentraciones
elevadas, habiéndose obtenido disoluciones del 95% en peso, aunque las más
comunes están comprendidas entre 30 y 55%; en todos los casos, se produce una
lenta polimerización que puede conducir a la formación de precipitados, cuya
secuencia se indica mediante las reacciones de equilibrio siguientes:
Figura 2. Formalina. Disolución acuosa (González, 1986)
Resulta de interés destacar:
1.
La concentración del monómero libre CH2O es muy pequeña, inferior al
0.1%.
2.
Como cabria esperar por la reversibilidad de las reacciones anteriores a
bajas concentraciones se favorece la presencia de metilenglicol, mientras
que conforme aumenta ésta, predominan los glicoles polioximetilenicos.
3.
La solubilidad de los polímeros decrece al aumentar el peso molecular de los
mismos, y por lo anterior, crece la precipitación al incrementarse la
concentración.
4.
Al aumentar
la temperatura se desplazan a la izquierda las reacciones
anteriores, dado el carácter exotérmico de las mismas, y como consecuencia
de ello, crece la solubilidad; así, disoluciones al 30 % pueden almacenarse a
20 ° C sin observarse precipitaciones durante periodos de 6 a 12 meses,
mientras que las disoluciones al 37% deben mantenerse al menos a 35 ° C.
5.
La adición de alcoholes conduce a reacciones análogas a las anteriormente
indicadas:
O bien:
Estos productos resultan más estables y solubles que los hidratos, por ello,
las disoluciones acuosas se estabilizan con metanol que propicia la
formación de hemiacetales, disminuyendo la concentración de los glicoles
polioximetilenicos. (González, 1986)
6.
Durante el almacenamiento, además de la formación de los polímeros
citados pueden verificarse las reacciones siguientes:
•
Dismutación del formaldehído mediante la reacción de Cannizaro:
Este proceso que aumenta con la temperatura y esta catalizado por la
presencia de iones metálicos, explica el aumento de acidez en ausencia de
oxigeno.
7.
•
Oxidación a ácido fórmico:
•
Formación de metilal:
•
Reacciones de condensación que originan hidroaldehidos y polialcoholes.
El carácter ligeramente ácido de las disoluciones propicia la corrosión de
algunos metales, por lo que se recomienda su almacenamiento en
recipientes de acero inoxidable 347, 316 o 304 ELC.
Debe evitarse el
contacto directo con cobre, níquel, hierro y aleaciones de cinc; el aluminio es
atacado inicialmente pero llega a formarse una película impermeable; no
obstante, tampoco se recomienda su utilización a temperaturas superiores a
las normales.
Las propiedades del formaldehído acuoso dependen de que en el estado disuelto
esté polimerizado e hidratado. Puesto que suele manejarse como solución la
composición y las propiedades del sistema formaldehído-agua tiene especial
importancia. Las investigaciones realizadas han demostrado que el formaldehído
disuelto es esencialmente una mezcla en equilibrio. Sin embargo, el espectro de
absorción ultravioleta indica que hay pequeñas cantidades del monómero no
hidratado en algunas condiciones de temperatura y concentración. (Cobo, 2003)
En estado de equilibrio depende de la concentración y temperatura. En
concentraciones del 2% o menos el formaldehído está prácticamente como glicol
metilénico, en concentraciones mayores, la solución contiene proporciones
crecientes de polímeros hidratados, y aumenta el grado de polimerización al
aumentar la concentración del formaldehído disuelto. La rapidez con que se
alcanza el equilibrio, después de un cambio de temperatura o concentración, es
pequeña a temperaturas bajas y exige más de dos días a 0 ºC.
Las soluciones concentradas (más de 30% de HCHO) tienen que conservarse
calientes si se quiere evitar la precipitación. Los alcoholes, como el metanol
aumentan la estabilidad de la solución, por la formación de hemiacetales. La
presión parcial del formaldehído en equilibrio con la solución es baja y es una
función de la concentración del glicol metilénico más que del contenido total del
formaldehído.
2.6.5. BIOQUÍMICA Y METABOLISMO DEL FORMALDEHÍDO.
El formaldehído es un producto metabólico producido en la mayoría de los seres
vivos, siendo, además, un precursor o ingrediente vital
en la síntesis de
sustancias bioquímicas esenciales para los mamíferos y, por ende, para el
hombre, entre las que destacan:
1. Síntesis de purina, timina, histidina y serina.
2. Esta implicado en el metabolismo de los lípidos.
En pequeñas dosis no está considerado como un producto tóxico ya que es
rápidamente metabolizado, en el hígado y por eritrocitos, estimándose un tiempo
medio de reacción no superior a 1.5 minutos. Luwak – Man y Kendal observaron
que la metabolización puede realizarse “in Vitro” con preparados de hígado,
produciéndose la dismutación del compuesto en metanol y ácido fórmico. Según
Malorny Y cols., los eritrocitos “in vitro” oxidan rápidamente el compuesto, no
descartando la capacidad metabólica de otros tejidos. (González, 1986).
El mecanismo bioquímico más aceptado esta constituido por las etapas siguientes:
•
Formación de un hemiacetal con la glutationa – GSH-
•
Oxidación del anterior con la enzima formaldehído – deshidrogenada
actuando el NAD como aceptor de hidrogeno.
•
Hidrólisis, que conduce a la formación del ácido fórmico.
•
Eliminación de ácidos como formiato por la orina y oxidación de éste a
dióxido de carbono, eliminándose por la vía respiratoria.
Figura 3, Metabolización del formaldehído
Además de lo indicado, el formaldehído reacciona con los grupos aminos de las
proteínas, DNA y RNA:
2.6.6. TOXICIDAD DEL FORMALDEHÍDO
Las propiedades del formaldehído (HCHO) en los procesos de preservación y
conservación de los tejidos se descubrieron en 1893, no obstante, para ese
momento se desconocía su alto potencial tóxico.
Las manifestaciones clínicas determinadas por la exposición al formaldehído
dependen, por lo general, de las concentraciones elevadas del compuesto; los
síntomas son inmediatos y severos. En los casos graves, la muerte ocurre
generalmente dentro de las primeras 10 horas de exposición al aldehído. Cuando
las concentraciones a las que se estuvo expuesto no son tan altas; en el 50% de
estos casos la recuperación es rápida y el pronóstico es bueno, aunque en
algunos pacientes y de modo muy excepcional, se detecta la presencia de úlceras
gástricas. Entre los síntomas de intoxicación se encuentran: fuerte olor de
formaldehído en el aire aspirado, vómitos, irritación de los ojos, edema pulmonar,
disnea y en ocasiones se observa la aparición de una neumonía secundaria.
Posteriormente se puede presentar irritación y constricción de la garganta, piel
pegajosa, vértigo, dolor abdominal, diarrea, convulsiones, daño renal, hematuria,
anuria y en casos extremos: colapso cardiovascular, shock secundario, acidosis
metabólica, coma y muerte. Si el paciente muestra una mejoría de su
sintomatología en las primeras 48 horas, el pronóstico es bueno.
En la exposición al HCHO a concentraciones entre 0.1-5ppm., las manifestaciones
son principalmente de tipo ocular y se caracterizan por una sensación quemante y
de lagrimeo profuso. Cuando accidentalmente se salpica una solución acuosa del
compuesto, se produce una severa irritación de los ojos y ocasionalmente puede
presentarse un daño permanente de los mismos. Estas concentraciones, además
irritan la garganta. Con 10 ppm se produce una sensación de asfixia, mientras que
las concentraciones a 50 ppm pueden causar daños severos.
Se ha comprobado que las personas expuestas habitualmente al HCHO toleran
mayores concentraciones del mismo, con pérdida de su capacidad para percibir
los olores. La mucosa nasal comienza a engrosarse a concentraciones de 0.16
ppm del aldehído y con 1.2 ppm se produce tos y constricción en el pecho.
Además, el HCHO puede ser un " facilitador " para otros agentes oncogéneos.
Opinión compartida por Olsen y cols. (1984), Keiger (1983), Jensen (1980), y
Sterling (1986).Sin embargo, numerosos trabajos realizados en humanos no han
demostrado este efecto cancerígeno de HCHO descrito en animales de
experimentación. (Moret, 1990)
2.6.7. DESVENTAJAS DEL USO DE FORMALDEHÍDO
Aunque las manifestaciones clínicas determinadas por la exposición al
formaldehído dependen de varios factores principalmente se generan desventajas
como:
• Riesgos sobre la salud, sus propiedades fisicoquímicas lo convierten en un gas
incoloro y soluble en agua, cuya emisión a la atmósfera afecta no sólo a las
personas que manipulan el producto sino también a todo el personal presente
en las instalaciones, determinando:
-
Sobre la mucosa ocular los vapores son irritantes y las salpicaduras pueden
causar quemaduras cornéales graves.
-
Su inhalación produce a bajas concentraciones irritación de la mucosa nasal
y del tracto respiratorio superior, que puede llegar a procesos pulmonares
tipo asmático, bronquítico e incluso edema de pulmón y muerte, si las
concentraciones son muy elevadas y el tiempo de exposición prolongado.
-
También es irritante de los tejidos cutáneos; así, el contacto repetido con los
tegumentos da lugar a eczemas y, a veces, verdaderas úlceras, pudiendo
motivar cuadros de sensibilización y dermatitis de tipo alérgico.
• Rigidez de estructuras, que en la disección anatómica no es del agrado ni del
docente ni del discente.
Pero sin duda, la gran polémica del formol surge a partir de 1979, con la
publicación por el Instituto de Toxicología Química Industrial de EE.UU. de uno de
los primeros trabajos relacionados con la toxicidad del formaldehído, concluyendo
que éste, en elevadas concentraciones y períodos de exposición prolongados, es
capaz de inducir carcinoma escamoso en la mucosa nasal de ratas, alertando al
mismo tiempo del posible riesgo que podría representar para la salud humana.
Estos resultados fueron confirmados por múltiples autores. (Complucad, 1997)
En la actualidad, la información toxicológica disponible ha llevado a la Agencia
Internacional para la Investigación del Cáncer de Lyón y a la Conferencia
Gubernamental
Americana
de
Higienistas
Industriales
a
considerar
al
formaldehído como probable genotóxico y carcinógeno humano. A ello debemos
unir que en las múltiples fórmulas para embalsamamiento de cadáveres se
adicionan una serie de alcoholes como el etanol o el fenol, con efectos
fundamentalmente depresores del Sistema Nervioso Central SNC.
2.6.8. APLICACIONES DEL FORMALDEHÍDO
El formaldehído es uno de los compuestos orgánicos básicos más importantes de
la industria química. Se utiliza en la producción de diversos productos desde
medicamentos hasta la melamina, la baquelita etc. Antiguamente se utilizaba una
disolución del 35% de formaldehído en agua como desinfectante y en la
conservación de muestras biológicas y cadáveres.
Otro uso es la fabricación de textiles libres de arrugas. En éstas el contenido en
formaldehído libre podía alcanzar hasta el 2% del peso total del textil. Actualmente
se ha bajado el contenido y si supera el 0,15% este debe ser declarado en la
etiqueta con la recomendación de lavar la prenda antes de usarla. (Complucad,
1997)
Aún se utiliza como conservante en la formulación de algunos cosméticos y
productos de higiene personal como champúes. Además se usa en síntesis
orgánica, para producir abonos, papel, madera contrachapada, resinas de ureaformaldehído, colorantes y explosivos, entre otros usos. (Cobo, C. 2003)
2.6.9. MITIGACIÓN DE LOS EFECTOS DEL FORMALDEHÍDO
No debemos olvidar que el formaldehído es uno de los productos químicos de
mayor utilización industrial, no sólo en cuanto a su producción, sino, además, por
su diversidad de aplicaciones.
Estas consideraciones han motivado que una serie de Organismos Nacionales e
Internacionales
del
ámbito
de
la
Salud
Ocupacional
y
de
protección
medioambiental hayan dictado una serie de normas y restricciones legislativas
para su uso.
En la Sala de Disección, para mitigar los efectos de su exposición, podemos
realizar varios tipos de actuaciones, esquematizadas en las siguientes líneas:
2.6.9.1. Actuaciones sobre el entorno
CONDICIONES AMBIENTALES:
1.- Humedad ambiental inferior al 50 %
2.- Temperatura ambiental de 10,5 ºC
SISTEMAS DE VENTILACIÓN:
1.- Apertura de ventanas
2.- Ventilación mecánica: renovación del aire 20-30 veces 1 hora.
FILTRADO QUÍMICO DEL AIRE:
1.- De la sala de disección en su totalidad
2.6.9.2. Actuación sobre la persona expuesta
A) INFORMACIÓN Y FORMACIÓN DE LOS RIESGOS VERDADEROS
B) RESTRINGIR LA PERMANENCIA EN LA SALA
- 20 a 30 minutos máximo
C) USO DE EQUIPOS DE PROTECCIÓN PERSONAL
- Trajes protectores de goma
- Respiradores y/o máscaras con filtros
2.6.9.3. Actuaciones sobre la fuente de riesgo
A) REDUCIR LA FUENTE DE RIESGO
Reducir cantidad o concentración de formol:
1.1En el método de embalsamamiento:
a) Procedimiento universidad de cambrigde
b) Técnica de plastinación
1.2 En el tipo de almacenamiento:
a) Fenoxietanol
b) Bolsas de polietileno
B) ELIMINAR LA FUENTE DE RIESGO
3. JUSTIFICACIÓN
La muerte involucra una serie de procesos que pueden llevar a la descomposición
parcial o total de un organismo y abarca todo lo relacionado con la transformación,
preservación, transporte, desgaste e infiltración de los restos humanos.
Todos los procesos que surgen posteriores a la muerte de un individuo involucran
agentes bióticos como los microorganismos y su interrelación con condiciones
ambientales, los cuales son los más involucrados en la degradación cadavérica y
al mismo tiempo los menos estudiados.
Los cambios " post-mortem " en células y tejidos se pueden retardar y/o prevenir
mediante fijadores químicos. El formaldehído es el componente principal de la
sustancia de embalsamiento de los cadáveres y hace parte de las
técnicas
histológicas, las cuales se basan en el uso de estos agentes, para procurar que
los tejidos tratados permanezcan tan semejantes a los vivos, como sea posible.
Aunque los primeros histólogos utilizaron como fijador el alcohol etílico, sin
resultados satisfactorios, desde hace aproximadamente 100 años, el formaldehído
se considera como el "Fijador clásico" y actualmente es el más usado con estos
fines, en los laboratorios de Anatomía Humana Normal y Patológica, a nivel de
Anfiteatros y Hospitales.
El hecho de evidenciar que no existen métodos y procedimientos estandarizados
para la conservacion de tejidos y la preservacion de los muertos, nos exije estudiar
el comportamiento de los microorganismos en diferentes condiciones en las que
se esta llevando a cabo el proceso de conservación cadavérica. Es claro que la
informacion que se maneja en los anfiteatros para llevar a cabo el proceso de
conservacion es mínima, se tiene entendido que se debe manejar una
concentración mayor de 10 % de formaldehído con el único fin de evitar la
proliferación de microorganismos. Sin embargo no existe ningún documento que
indique que tanto se debe superar o minimizar esta concentración para lograr la
adecuada conservación de los cadaveres.
Este tipo de estudios generaría un aporte interesante en cuanto a la efectividad del
formaldehído como método de preservación y conservación de cadáveres para
estudios posteriores, ya que éste es considerado el mejor preservante a pesar de
que tiene la capacidad de generar efectos adversos en la salud de las personas
que lo manipulan.
4. OBJETIVOS
4.1 OBJETIVO GENERAL
•
Determinar la Concentración Mínima Inhibitoria de formaldehído capaz de
disminuir el crecimiento de cepas bacterianas obtenidas a partir de piscinas
de conservación cadavérica.
4.2 OBJETIVOS ESPECIFICOS
•
Aislar cepas bacterianas a partir de muestras de formaldehído tomadas de
las piscinas de conservación cadavérica de los anfiteatros A y B.
•
Determinar la concentración mínima inhibitoria de formaldehído según las
concentraciones usadas en el anfiteatro A y B.
•
Evaluar si las concentraciones de formaldehído utilizadas actualmente en
los anfiteatros A y B son las pertinentes a la conservación de piezas.
•
Definir si
las concentraciones de formaldehído utilizadas actualmente
disminuyen el riesgo ocasionado en la salud de las personas que están
involucradas en el proceso de conservación debido a la alta toxicidad del
mismo.
5. MATERIALES Y MÉTODOS
5.1. ÁREA DE ESTUDIO
Durante el desarrollo de este trabajo se evaluaron diferentes concentraciones de
formaldehído con microorganismos nativos con el fin de determinar la
Concentración Mínima Inhibitoria (MIC) de dicho conservante; este procedimiento
se llevo a cabo en los anfiteatros A y B; el estudio se realizó en el Laboratorio de
Microbiología Ambiental del Departamento de Microbiología de la Universidad El
Bosque.
5.2. BÚSQUEDA Y REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA
Se llevo a cabo una revisión de los aspectos más relevantes del formaldehído, lo
cual fue muy importante para comprender su metabolismo en el organismo, la
razón o razones por las cuales es utilizado como conservante y el mecanismo de
resistencia que poseen los microorganismos frente a éste. Gracias al presente
estudio se determino que aunque el tamaño de muestra a utilizar es reducido,
puede arrojar resultados que pueden contribuir a prolongar la conservación de
cadáveres en anfiteatros. Para cumplir con este objetivo se decidió determinar la
MIC de formaldehído utilizado para la conservación cadavérica con el fin de
evaluar los microorganismos nativos.
5.3. VISITA ANFITEATROS A Y B.
Se llevo a cabo una visita inicial a los anfiteatros, con el fin de llevar a cabo un
reconocimiento del lugar y realizar los muestreos superficiales de las piscinas de
conservación cadavérica.
5.3.1. DESCRIPCIÓN DEL ÁREA DE MUESTREO
Para este estudio es muy importante hacer un análisis profundo de todos los
factores que podrían intervenir en los posibles hallazgos; por lo cual se decidió
hacer una descripción detallada del área de muestreo. Se analizaron factores
claves como la iluminación, la humedad y la ventilación, entre otros.
5.3.2. TOMA DE MUESTRAS
5.3.2.1. Material utilizado para la toma de muestras
Las muestras para los estudios microbiológicos se recogieron en frascos de vidrio
de fácil esterilización, de capacidad de 200 ml, lavados y aclarados, debidamente
tapados y rotulados (la información que contenía el rótulo era: fecha, nombre de la
encargada, lugar del muestreo, número de muestra)
5.3.2.2.
Procedimiento para toma de Muestras
Las cajas de Petri utilizadas para realizar las pruebas de ambientes se
mantuvieron refrigeradas, cerradas y envueltas en papel vinipel, con el objeto de
evitar posible contaminación con ambientes diferentes a los de los anfiteatros. Las
cajas se mantuvieron expuestas al medio ambiente por 15 minutos para tomar la
muestra por sedimentación, una vez cumplido el tiempo, éstas se cerraron y se
envolvieron nuevamente en papel vinipel, con sus respectivos rótulos.
Para tomar las muestras de formol se tomó el frasco por la base con una mano, y
con la otra se retiró la tapa. Luego el frasco se sumergió en las piscinas con la
boca hacia arriba y se llenó dejando un espacio de aproximadamente 3 cm para
facilitar la agitación antes de proceder a realizar las diluciones y las siembras.
5.3.2.3.Transporte de las muestras
Las muestras tanto de ambientes como del formol fueron almacenadas y
transportadas en neveras plásticas mantenidas con pilas de hielo a 4 °C
aproximadamente hasta su procesamiento en el laboratorio de Microbiología
Ambiental de la Universidad del Bosque.
5.3.3. ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO
Con las muestras por sedimentación realizadas en el Anfiteatro A y B se determinó
la flora presente en dichos ambientes.
A partir de las muestras de formol tomadas de las piscinas de conservación de
cadáveres en ambos anfiteatros, se realizó la recuperación de las cepas presentes
en dicho preservante a una concentración del 25 – 30%.
Para permitir mayor grado de confiabilidad en los resultados obtenidos, los análisis
se realizaron por triplicado.
5.3.3.1. Prueba de ambientes por sedimentación
Se realizó una visita a los anfiteatros durante la cual se llevo a cabo una prueba de
ambientes con el fin de evaluar la densidad poblacional de microorganismos en el
ambiente de las diferentes áreas de los mismos.
Para la realización de este estudio se tomaron muestras de ambientes en los
puntos cercanos a posibles fuentes de contaminación dentro del anfiteatro A
(figura 5 – Pruebas de Ambientes). Se recolectaron muestras de formol de cada
una de las cuatro piscinas de conservación cadavérica del anfiteatro A, teniendo
en cuenta que en la piscina No.1 no estaba inmerso el cadáver; en la piscina No. 2
había solo un cadáver inmerso, en la piscina No. 3 se encontraban dos cuerpos en
proceso de conservación y en la piscina No. 4 se encontraban vísceras, y algunos
órganos del cuerpo. (Figura 6 – Piscinas de conservación cadavérica anfiteatro A).
En la misma fecha se tomaron muestras de ambientes en el anfiteatro B.
Adicionalmente se muestreo el formol de la única piscina de conservación utilizada
en el anfiteatro, la cual tenía inmersos 6 cadáveres con fines de estudios
universitarios. (FIGURA 7 – Piscinas de conservación cadavérica anfiteatro B)
Figura 5. Foto Anfiteatro A. Prueba de ambientes
Figura 6. Foto Piscinas de conservación cadavérica anfiteatro A
Figura 7. Foto Piscinas de conservación cadavérica anfiteatro B
5.3.3.2 Cultivo, Aislamiento e Identificación de microorganismos nativos
del formol utilizado en las piscinas de conservación
Para obtener las colonias de microorganismos nativos del formol utilizado en la
conservación de cadáveres se efectuaron diluciones seriadas de 10, 15, 20 y 25 –
30% (dependiendo del anfiteatro del cual provenían las muestras). Se procedió a
sembrar masivamente en agar nutritivo ya que proporciona los nutrientes
indispensables en forma que los microorganismos de interés puedan utilizarlos,
reconociendo desde un principio aquellos que se encuentran involucrados con el
deterioro de los restos óseos y la contaminación del espacio de custodia.
(Calderon, 2004). Las placas se incubaron a 37 °C por 48 horas.
Los
microorganismos que crecieron en las cajas de Petri fueron aislados y purificados
por pases consecutivos en agar nutritivo. Anexo A. Agar nutritivo.
A partir de las colonias obtenidas se realizó caracterización morfológica por medio
de coloración de Gram; posterior a esto se hizo recuento en placa de las colonias
presentes. De las morfologías microscópicas obtenidas se utilizó como medio
selectivo el Agar Mac Conkey el cual contiene sales biliares y colorantes como el
Cristal Violeta, los cuales actúan como inhibidores de la flora Gram positiva;
además posee lactosa, junto con el indicador de pH Rojo neutro, los cuales sirven
para la comprobación de la degradación de dicho azúcar. (Merck, 2000)
La identificación de los microorganismos por las características de las colonias en
medios sólidos selectivos conlleva limitaciones inherentes a las variaciones
biológicas de determinados organismos y no puede ser fiable para una
identificación provisional por lo que las colonias que crecieron en éste medio
sólido selectivo fueron purificadas y caracterizadas mediante un sistema de
identificación.
5.3.3.2.1 Sistema de identificación (API 20E)
Una vez obtenido el crecimiento de las colonias bacterianas se procedió a realizar
identificación bioquímica por medio del montaje de una batería de pruebas API
20E, el cual es un sistema de identificación rápida para bacterias de la familia
Enterobacteriaceae y otras bacterias Gram(-). Básicamente consta de 23 tests
bioquímicos estandarizados y miniaturizados y una base de datos. (Mateos, 2004).
Anexo B. Sistema de identificación API20 E.
Se utilizó el método de identificación API 20E, debido a que las colonias se
obtuvieron en medio selectivo MacConkey y mostraron morfología Gram. negativa,
con lo cual se asumió presuntamente que las colonias halladas pertenecían a la
familia de enterobacterias.
Las galerías API 20 E se presentan en una bolsa de aluminio con bolsitas
deshidratantes. La galería API 20 E no debe ser utilizada directamente a partir de
muestras de origen clínico o de otro tipo. (BioMerieux, 2007)
5.3.3.2.1.1. Procedimiento
Inicialmente se tomo un tubo que contenía 5 mililitros de agua destilada estéril.
Con una pipeta se extrajo una sola colonia bien aislada sobre un medio agar, se
recomienda utilizar preferiblemente cultivos jóvenes. Posterior a esto se llenaron
los tubulos y las cúpulas como es recomendado por la casa comercial, en los
casos necesarios se adiciona parafina o aceite mineral para crear anaerobiosis.
Se cierra la cámara y se lleva a incubar a 36 º C +/- 2 ºC durante 18 a 24 horas.
Pasado el tiempo se hace la lectura del test remitiéndose a la tabla de lectura de la
casa comercial. (Anexo C. Procedimiento API 20 E)
La lectura de los resultados se llevo a cabo por comparación de reacciones y
como resultado se obtuvo un perfil numérico de 9 cifras, el cual se introdujo en un
programa de datos dando como resultado la identificación de los microorganismos.
5.4. DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN MÍNIMA INHIBITORIA DE
FORMALDEHÍDO
Esta prueba se realizo con el fin de determinar la sensibilidad in Vitro de los
microorganismos frente a diferentes concentraciones de formaldehído y esta
definida como la concentración mínima de sustancia en la cual no se observa
desarrollo bacteriano tras su incubación. (San Martín, 1996).
5.4.1. PROCEDIMIENTO
Para realizar esta prueba se llevo a cabo la técnica de la placa en el agar; en la
cual se inocula una placa que contenga medio de cultivo solido con el
microorganismo utilizado como prueba. El agente químico se coloca en el centro
de la placa, impregnado en un disco de papel filtro. Al cabo de 24 a 48 horas se
observan halos de inhibición (crecimiento negativo) alrededor del agente químico.
Una modificación de esta técnica es la incorporación del agente químico en el
medio de cultivo antes de verterlo sobre la placa. Una vez solidificado se inocula
con el microorganismo utilizado como prueba, se incuba y se examina el
crecimiento microbiano. (Gerhald, 2000)
Para determinar la CMI se prepararon concentraciones de 5, 10, 15, 25 y 30% con
el formol utilizado en los anfiteatros. Cada una de estas soluciones a diferentes
concentraciones se incorporo al medio de cultivo nutritivo, una vez adicionado se
sirvió en placas de Petri, a las cuales al estar solidificadas se les inoculó cada uno
de los microorganismos hallados anteriormente,
con el fin de determinar el
crecimiento microbiano a las diferentes concentraciones y establecer la CMI.
Posterior a esto al disminuir el rango de concentraciones en las cuales se
evidenciaba poco o nada de crecimiento, se utilizo la técnica de discos
impregnados con el nuevo rango de concentraciones (0.5, 1.0, 2.0, 3.0, 4.0, 5.0,
6.0 y 7.0 %). Se utilizo agua destilada como control negativo, al mismo tiempo
como control positivo de crecimiento se inoculó el microorganismo en una caja de
agar nutritivo para evidenciar que las condiciones de crecimiento del mismo fueran
adecuadas.
Estos cultivos se llevaron a incubar a 37°C +/- 0.2 durante 48 horas. Se determino
la Concentración Mínima inhibitoria.
5.5.
EVALUACIÓN
DE
LA
PERSISTENCIA
DEL
EFECTO
DEL
FORMALDEHÍDO EN EL TIEMPO
Se tomaron 10 mililitros de cada una de las concentraciones inhibitorias
determinadas anteriormente para cada uno de los microorganismos; las cuales se
ubicaron en tres beakers, cada una con la concentración hallada.
Se preparo una suspensión de cada microorganismo, equivalente a 60 * 10
7
células / mililitro; lo cual se midió comparándolo con el tubo número 2 de Mac
Farland.
Con la suspensión de cada uno de los microorganismos se llevo a cabo la siembra
en una caja de Petri con agar Nutritivo, utilizando el método de estrías, en el cual
se llevaba a cabo la siembra con asa calibrada; con el fin de verificar las
condiciones de crecimiento de cada uno; al igual que tener un punto de
comparación para evaluar el crecimiento a los diferentes tiempos de exposición
del formaldehído.
Figura 8. Método de siembra por estrías.
Posteriormente, se adiciono un mililitro de la suspensión de cada microorganismo
a los 100 mililitros de la concentración mínima inhibitoria de cada uno del ellos, las
cuales fueron determinadas anteriormente. Se procedió a agitar constantemente,
y de manera inmediata se tomo una caja de Petri pequeña con Agar Nutritivo, en
la cual se realizaron cinco estrías de la suspensión preparada anteriormente; esta
caja fue marcada como tiempo cero y se llevo a incubar a 37º +/- 0.2 ºC por 24 a
48 horas.
Posterior a esto se evaluaron tiempos de contacto cada cuatro horas para evaluar
el efecto que presentaba el formaldehído frente a cada uno de los
microorganismos utilizados; hasta evidenciar el tiempo en el cual el porcentaje de
inhibición encontrado fuera del 100 %.
A continuación se puede observar un esquema del procedimiento llevada a cabo:
Suspensión de
microorganismo
Concentración de
Formaldehído
Caja control
de crecimiento
Siembra por método de
estría por triplicado a
diversos tiempos
Tiempo de persistencia del microorganismo
frente a la concentración mencionada de formaldehído
Figura 9. Evaluación de la persistencia del efecto del formaldehído en el tiempo
La lectura de las cajas se hizo teniendo en cuenta como patrón evaluador la caja
control del microorganismo sembrada inicialmente; se busco evaluar la misma
densidad microbiana presente en la caja control.
Se asigno un valor representativo a cada una de las estrías elaboradas en la caja
con el fin de evaluar más fácilmente el porcentaje de inhibición del formaldehído a
las diferentes concentraciones establecidas, frente a cada uno de los
microorganismos evaluados.
El valor de las estrías se interpreto de la siguiente manera:
Numero de estrías que presentan
Porcentaje de inhibición
crecimiento
correspondiente
5
No hubo inhibición
4
20 % de inhibición
3
40 % de inhibición
2
60 % de inhibición
1
80 % de inhibición
0
100 % de inhibición
Tabla 3. Determinación del porcentaje de inhibición por medio de la lectura del método de estrías.
Es importante hacer mención, de que en algunos casos se evidencio la presencia
de crecimiento microbiano, solamente en una pequeña parte de la estría, lo cual
fue también tenido en cuenta otorgando en estos casos el valor intermedio
correspondiente.
5.6. ANÁLISIS ESTADÍSTICO
Se realizó un análisis estadístico de tipo descriptivo para la mayoría de los datos
teniendo en cuenta que el numero de valores hallados es muy pequeño (valor n)
por lo cual no es recomendable aplicar un modelo estadístico mas complejo ya
que la exactitud del modelo disminuiría considerablemente.
Con los datos obtenidos a partir de la evaluación de la persistencia del efecto del
formaldehído en el tiempo; se llevo a cabo un análisis estadístico mediante el uso
de una regresión lineal con una estimación de mínimos cuadrados ordinarios; con
el fin de demostrar matemáticamente que existe diferencia significativa de que los
tres microorganismos se comportan de manera diferente frente al efecto del
formaldehído. Hallando un valor denominado índice de letalidad por hora; el cual
varia según la persistencia que tenga cada microorganismo frente al efecto que le
causa el formaldehído por la acción del tiempo de exposición.
5.7. FILTRACIÓN POR MEMBRANA DE LA MUESTRA DE FORMALDEHÍDO
DEL ANFITEATRO A.
De la muestra de formol tomada de las piscinas de conservación cadavérica se
tomaron 100 mililitros para ser filtrados en un equipo de filtración por membrana.
Se realizó este procedimiento por triplicado.
Se utilizaron filtros de nitrocelulosa con el fin de determinar la presencia de algún
microorganismo, los filtros se ubicaron en el equipo y se llevo a cabo la filtración
de la muestra; posterior a esto se tomaron los filtros y se colocaron en una caja de
petri con agar nutritivo para favorecer el crecimiento de cualquier tipo de
microorganismo. Se incubo por 48 horas a 37 +/- 0.2 ºC, revisando el crecimiento
diariamente.
6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
6.1. DESCRIPCIÓN DEL ÁREA DE MUESTREO
Se hizo una visita inicial los anfiteatros con el fin de verificar las condiciones de los
mismos, analizando factores como la iluminación, la humedad y la ventilación
entre otros. A continuación se mencionaran los hallazgos más importantes.
6.1.1. ANFITEATRO A.
El anfiteatro se encuentra divido en tres áreas, la primera de ellas consta de una
rampa por la cual ingresan los cadáveres (Figura 10) que pasan inmediatamente a
cualquiera de las cuatro piscinas de conservación (Figura 11) donde se conservan
por un espacio de tiempo de cuatro meses aproximadamente. Pasado este tiempo
son ubicados en la tercer área, que es donde se lleva a cabo la etapa de
investigación por parte de los estudiantes de medicina. (Figura 14)
Figura 10. Rampa ingreso de cadáveres
al anfiteatro
Figura 11. Piscinas de conservación de cadáveres
En frente de las piscinas de conservación cadavérica se encuentran dos estantes,
uno de ellos cuenta con todos los recipientes de aseo y productos de conservación
(Figura 12) y el otro con variados instrumentos para llevar a cabo el adecuado
manejo del cadáver. Se observa también una mesa con amasijo de tejido blando
en descomposición (Figura 13).
Analizando el ambiente en general de esta área se puede decir que cumple en
aspectos tales como iluminación, humedad y ventilación debido a que no se
presentó acumulación de malos olores y no se imposibilitó la observación de los
cadáveres presentes en las piscinas de conservación.
Figura 12. Estante de productos de aseo
Figura 13. Amasijo tejidos blandos en
descomposición
La tercer área que se encuentra en el anfiteatro es propia para el estudio de los
cadáveres, dentro de ella se encuentran quince mesones con cadáveres para
diferentes estudios fisiológicos y morfológicos (Figura 14).
Figura 14. Área de investigación estudiantil
6.1.1.1. Iluminación del anfiteatro.
El anfiteatro cuenta con suficiente iluminación, presenta iluminación de tipo natural
y de tipo artificial; la natural se evidencia por la presencia de amplias ventanas y
cuatro claraboyas ubicadas en algunas secciones del anfiteatro
y la de tipo
artificial en los que se cuenta con quince lámparas ubicadas en la parte superior
de cada una de las camillas de experimentación cadavérica, las cuales aclaran
aún más el ambiente de trabajo.
Figura 15. Iluminación artificial y natural en el anfiteatro.
6.1.1.2. Ventilación Del Anfiteatro
El anfiteatro cuenta con ventilación adecuada, cuenta con extractores ubicados en
cada una de las camillas de experimentación cadavérica, con el fin de evitar
cualquier tipo de olor desagradable y que pueda ser perjudicial para la salud de
las personas que se encuentran alrededor del mismo.
Al mismo tiempo la
arquitectura del lugar ubica diez ventanas al fondo del anfiteatro que permiten el
ingreso de aire por la parte superior.
Figura 16. Ventilación artificial por medio de extractores.
6.1.1.3. Instalaciones en general del anfiteatro.
Los pisos se encuentran enchapados en baldosín, al igual que las paredes,
quienes a su vez se encuentran unidas al techo por redondeles que no permiten la
presencia de contaminación ni la proliferación de microorganismos. El lavamanos
se encuentra ubicado a la entrada del salón, alejado de los cadáveres evitando así
posibles infiltraciones o la presencia de algún tipo de humedad en el lugar.
6.1.2. ANFITEATRO B
El anfiteatro B se encuentra divido en tres áreas, en la primer área se encuentra
ubicado el museo de anatomía (Figura 17 – Museo Anatomía), en la segunda área
están ubicadas las mesas de disección, en las cuales no se mantienen los
cadáveres de manera permanente, es decir, cada cuerpo que se requiere para un
estudio determinado, se retira de la piscina de conservación y una vez culminada
la investigación el cadáver vuelve a la misma (Figura 18 – Área de mesas de
disección).
En la tercer área está ubicada la piscina de conservación, la cual está construida
con baldosín y tiene una capacidad de almacenamiento de 8 cadáveres
aproximadamente. (Figura 19 – Piscina de conservación de cadáveres) No cuenta
con ningún área especial para la entrada de cadáveres, éstos deben atravesar el
salón de estudio para llegar finalmente a la piscina de conservación. Frente a esta
piscina se encuentran unos estantes en los cuales se almacenan una gran
cantidad de órganos y vísceras.
Figura 17. Museo Anatomía
Figura 18. Área de mesas de disección
Figura 19. Piscina de Conservación de cadáveres
El área en realidad es oscura, presenta cierto nivel de humedad por lo cual es un
área muy fría y no cuenta con mucha ventilación, cuenta con unos anjeos que
permiten la entrada de aire.
6.1.2.1. Iluminación del anfiteatro.
El anfiteatro cuenta con muy poca iluminación, presenta iluminación de tipo natural
y de tipo artificial; la natural se evidencia por la presencia de pequeñas ventanas
en la parte superior y la de tipo artificial en los que se cuenta con lámparas
ubicadas en la parte superior de cada una de las áreas.
6.1.2.2. Ventilación del Anfiteatro
El anfiteatro no cuenta con extractores sin embargo no se presenta ningún tipo de
olor desagradable. La única posibilidad de ventilación son unos anjeos en la parte
superior que permiten la entrada de aire
6.1.2.3. Instalaciones en general del anfiteatro.
Los pisos se encuentran cubiertos por un tapete plástico de color azul, lo cual
puede permitir la contaminación o la proliferación de microorganismos. No se
cuenta con un lavamanos en el área. Se evidencia bastante desorden en el área
de almacenamiento de las partes de los cadáveres.
6.2. DENSIDAD POBLACIONAL DEL AMBIENTE DE LOS ANFITEATROS.
Para obtener una idea inicial de la carga microbiana presente en los anfiteatros, se
llevaron a cabo cuatro pruebas de ambientes en cada uno de ellos. Estos fueron
ubicados en diferentes puntos de los anfiteatros, cada prueba constaba de dos
cajas de Petri, una con medio nutritivo para permitir la proliferación de
microorganismos mesofilos y la otra con medio YGC para permitir el crecimiento
de hongos o levaduras.
Cada una de las cajas estuvo expuesta al ambiente por un lapso de tiempo de 15
minutos, permitiendo que durante ese lapso de tiempo los microorganismos se
adhirieran al agar por el método de sedimentación. Pasado este tiempo la caja se
cerraba y era transportada debidamente al laboratorio de Microbiología de la
Universidad El Bosque, donde se ubicaban en las incubadoras, para generar las
condiciones
adecuadas
para
permitir
el
óptimo
crecimiento
de
los
microorganismos allí presentes; las cajas de agar nutritivo a 37 +/- 0.2 ºC por 2
días y las cajas de YGC a 22 +/- 0.2 º C durante 5 días. Posterior al tiempo de
incubación no se evidencio el crecimiento de hongos ni de levaduras.
El crecimiento de microorganismos mesofilos en el agar nutritivo se dio de la
siguiente manera:
ANFITEATRO A
Número de Bacterias presentes en
Agar nutritivo
Caja 1
Caja 2
Caja 3
Caja 4
MEDIA X
4
2
1
2
2.25
Tabla 4. Número de Bacterias presentes en la prueba de ambientes provenientes del anfiteatro A
ANFITEATRO B
Número de Bacterias presentes en
Agar nutritivo
Caja 1
Caja 2
Caja 3
Caja 4
MEDIA X
56
48
49
51
51
Tabla 5. Número de Bacterias presentes en la prueba de ambientes provenientes del anfiteatro B
Se evidencio una mayor presencia de unidades formadoras de colonia en los
ambientes que se tomaron en el anfiteatro B, en ambos casos se observa un nivel
alto de concordancia con los datos, ya que en cada una de las caja de los
diferentes anfiteatros se evidencio el crecimiento de un número similar de
Unidades Formadoras de Colonia, encontrándose todos los datos arrojados dentro
de un rango cercano como se muestra en la siguiente figura:
PRUEBA DE AMBIENTES
MICROORGANISMOS MESOFILOS
60
50
40
NÚMERO DE
30
20
UFC/ 15 MIN
10
0
CAJA 1 CAJA 2 CAJA 3
CAJA 4
Anfiteatro A
CAJA DE PRUEBA
Anfiteatro B
Figura 20. Crecimiento de microorganismos mesofilos. Prueba de Ambientes
Se pudo evidenciar, al comparar el comportamiento de los microorganismos en
cada uno de los anfiteatros por medio de la prueba de ambientes que existe una
diferencia bastante significativa en la cantidad de microorganismos que se
encuentra en un anfiteatro, ya que este valor es casi nulo; totalmente diferente a la
cantidad que se encuentra en el otro anfiteatro, el cual presenta un recuento
medio de 51 UFC/ 15 minutos de exposición.
En los ambientes tomados en el anfiteatro A se evidencia una presencia muy baja
de microorganismos, lo cual posiblemente se debe a las diferentes condiciones
ambientales que se manejan en ambos anfiteatros.
El anfiteatro A cuenta con un gran numero de extractores que permiten generar un
ambiente casi limpio de cualquier tipo de impurezas y aromas desagradables, el
anfiteatro B es un lugar mas abierto, poco ventilado, por lo cual es probable que se
genere un notable aumento en la proliferación de microorganismos, incluso no
nativos, sino pertenecientes al ambiente de forma transitoria por la concurrencia y
la falta de control de las personas al lugar.
6.3. MUESTREO DIRECTO DE FORMALDEHÍDO.
Durante cada una de las visitas que se llevaron a cabo a los anfiteatros se
tomaron muestras procedentes de las piscinas de conservación cadavéricas, con
las cuales se realizaron diluciones seriadas teniendo en cuenta la concentración a
la cual estaba preparada la solución de las piscinas de conservación, (llamada
concentración inicial), ésta fue diferente en ambos anfiteatros, esta concentración
fue llamada la concentración inicial. En el anfiteatro B se utilizó una concentración
inicial del 25 % de formaldehído; el cual esta preparado con agua, glicerina y
Cloruro de Sodio; este ultimo con el fin de preservar de mejor forma los cadáveres.
En el anfiteatro A se maneja una concentración inicial de formaldehído del 30 %;
además de utilizar otras sustancias adicionales para la conservación de los
cadáveres como lo son el Cloruro de Sodio mencionado anteriormente, una
solución de fenol a una concentración aproximada de 12 %, una solución de
glicerina liquida con el fin de disminuir la rigidez cadavérica causada por los
fenómenos post mortem, alcohol para evitar la deshidratación de los tejidos y
sintronela, la cual brinda un aroma agradable disimulando los olores fuertes
generados por las demás sustancias implicadas en la conservación.
6.3.1. ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO
A partir de la muestra inicial de formaldehído tomada en las piscinas de
conservación de ambos anfiteatros se realizaron diluciones seriadas al 25, 15, 10,
5 y 1 % de concentración de formaldehído. Estas concentraciones se realizaron
mediante la adición de agua destilada estéril determinando la cantidad necesaria
para llegar a la dilución esperada.
6.3.2. AISLAMIENTO DE MICROORGANISMOS
Es importante hacer mención que el presente estudio se realizo en la ciudad de
Bogotá, manteniendo un clima relativamente estable, variable que puede influir en
el proceso de degradación cadavérica con respecto a otra altura, ya que este
proceso bajo diferentes condiciones, podría llevarse a cabo aceleradamente o
todo lo contrario podría verse seriamente retardado.
6.3.2.1. RECUPERACIÓN DE MICROORGANISMOS
Se llevo a cabo una siembra masiva mediante el uso de escobillones estériles en
agar nutritivo a partir de un mililitro de la solución inicial y de todas las diluciones
seriadas preparadas para permitir la proliferación de diversos microorganismos en
el medio.
Con el fin de aumentar la probabilidad de recuperar los microorganismos
presentes en la solución inicial de formaldehído se llevo a cabo la siembra masiva
por triplicado.
6.3.3. PROCEDIMIENTO ANFITEATRO B
A partir de las muestras tomadas en el anfiteatro B se evidenció la presencia de
microorganismos en las concentraciones menores como se puede observar a
continuación en la siguiente tabla:
ANFITEATRO B
CONCENTRACIÓN
NUMERO DE UFC PRESENTES/ ml
(%v/v)
CAJA 1
CAJA 2
25
0
0
0
0
15
0
0
0
0
10
0
0
0
0
5
1
0
1
0,66
1
6
4
6
4
CAJA 3 PROMEDIO
Tabla 6. Crecimiento de microorganismos por siembra masiva
Se evidencio el crecimiento de tres morfologías diferentes de colonias microbianas
en las concentraciones del 5 % y del 1 %, presentándose una mayor proliferación
de colonias microbianas en la menor concentración, es decir al 1 %.
SIEMBRA MASIVA ANFITEATRO B
NUMERO DE UFC/ml
4,5
4
3,5
3
2,5
2
1,5
1
0,5
0
0
5
10
15
CONCENTRACIONES
20
25
30
Unidades Formadoras de
colonia (UFC / ml)
Figura 21. Crecimiento de microorganismos en la siembra masiva
6.3.3.1. CARACTERIZACIÓN MACROSCÓPICA Y MICROSCÓPICA DE LOS
MICROORGANISMOS.
Como se mencionó anteriormente en ambas concentraciones se observo
crecimiento, aunque se presento en distintas proporciones, se obtuvieron tres tipos
de colonias con características macroscópicas y microscópicas diferentes. (Tabla
– Caracterización morfológica de los microorganismos hallados)
CARACTERIZACIÓN DE LOS MICROORGANISMOS ENCONTRADOS.
MICROORGANISMO
TIPO 1
TIPO 2
TIPO 3
CARACTERIZACIÓN
MACROSCÓPICA
MICROSCÓPICA
Colonias color crema,
brillantes, de borde
regular, forma
redondeada y de tamaño
mediano
Son bacilos pequeños,
cortos, de coloración Gram
negativos.
Colonias color amarillo,
brillantes, de borde
regular, forma
redondeada, de tamaño
pequeño.
Son bacilos largos,
delgados, esporulados, de
coloración Gram negativa.
Colonias color rosado,
brillantes, de borde
regular, puntiformes.
Son bacilos delgados, de
coloración Gram negativa.
Tabla 7. Caracterización de los microorganismos hallados.
A continuación se muestra la caracterización macroscópica.
Figura 22. Tipos de colonias encontradas
Circulo rojo: Colonias Rosadas. Circulo Amarillo: colonias amarillas. Circulo crema: colonias crema
Figura 23
Crecimiento de las colonias en Agar Mac Conkey
6.3.3.2. IDENTIFICACIÓN BIOQUÍMICA.
Debido a la presencia de tres tipos de colonias se hace necesario evaluar como
reacciona cada una de ellas ante las diversas concentraciones de formaldehído.
Para esto se inicia un proceso de purificación de los tres tipos de
microorganismos, haciendo pases continuos a medio nutritivo; además de
conservarlas en medio liquido tripticasa soya.
Posterior a esto se llevo a cabo la identificación metabólica de los tres
microorganismos, por medio del uso de la Batería API 20E, el cual es un sistema
estandarizado que permite la identificación de Enterobacteriaceae y otros bacilos
Gram Negativos no exigentes, que incluye 21 test bioquímicas miniaturizados, así
como una base de datos.
Se llevo a cabo el procedimiento con los tres microorganismos encontrados, como
lo indicó la casa comercial, se llevo a incubar durante el tiempo necesario,
posterior a esto se hizo la lectura de resultados y los datos arrojados fueron
examinados en la base de datos, por medio de la cual se evidencio la presencia
de microorganismos como Chomobacterium violaceum, Aeromonas salmonicida y
Salmonella choleraesuis.
Colonias Amarillas
Colonias Rosadas
Colonias Crema
Figura 24. Identificación bioquímica de los microorganismos. Método API 20E.
6.3.3.3. DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN MÍNIMA INHIBITORIA
A partir de las concentraciones realizadas inicialmente, se obtuvieron tres tipos
diferentes de colonias, adicional a esto se evidencio crecimiento solo en las
concentraciones de 5 % y 1 %, las colonias con mayor densidad poblacional
fueron las de color crema, según los recuentos citados a continuación:
RECUENTOS DE MICROORGANISMOS ENCONTRADOS
CONCENTRACIÓN 1 %.
CAJA 1
CAJA 2
CAJA 3
PROMEDIO
COLONIAS TIPO I
(CREMA)
4
3
3
3.33
COLONIAS TIPO II
(AMARILLA)
1
1
2
1.33
COLONIAS TIPO III
(ROSADA)
1
0
1
0.66
Tabla 8. Recuentos de microorganismos encontrados concentración 1 %.
RECUENTOS DE MICROORGANISMOS ENCONTRADOS
CONCENTRACIÓN 5 %.
CAJA 1 CAJA 2
COLONIAS TIPO I
(CREMA)
COLONIAS TIPO II
(AMARILLA)
COLONIAS TIPO III
(ROSADA)
CAJA 3
PROMEDIO
0
2
0
0.66
0
0
0
0
0
0
0
0
Tabla 9. Recuentos de microorganismos encontrados concentración 5 %.
Teniendo en cuenta que no se evidencio crecimiento en la concentración del 10 %,
se hacen diluciones nuevamente desde 7 %, hasta 0.5 % consecutivamente de
uno en uno, es decir, 7%, 6%, 5%, 4%, 3%, 2%, 1% hasta 0.5 % con el fin de
evaluar como es el comportamiento de los tres microorganismos encontrados a
estas concentraciones y poder determinar la concentración mínima inhibitoria de
formaldehído con cada uno de los microorganismos aislados. Para esto se llevo a
cabo la técnica de la placa de agar; en la que se hizo una siembra masiva en la
placa de petri con el microorganismo utilizado como prueba, se colocaron discos
impregnados con el formaldehído a las diferentes concentraciones.
Se realizaron varias combinaciones de las concentraciones de formaldehído en
cada caja con el fin de determinar la concentración mínima inhibitoria con cada
microorganismo.
ANFITEATRO B
MICROORGANISMO TIPO 1. Salmonella choleraesuis
CONCENTRACIÓN
(% v/v)
7
6
5
4
3
2
1
0,5
MEDIDA DE LOS HALOS DE INHIBICIÓN
CAJA 1 (cm)
CAJA 2 (cm)
CAJA 3 (cm)
PROMEDIO (cm)
0
0
0
0
0
0.6
0.3
0
0
0
0
0
0
0.3
0.1
0.2
0
0
0
0
0
0.7
0.5
0
0
0
0
0
0
0.53
0.3
0.06
Tabla 10. Medida de los halos de inhibición. Salmonella choleraesuis
3%
2%
4%
control
Figura 25. Foto de los halos inhibición microorganismo tipo 1. Salmonella choleraesuis
ANFITEATRO B
MICROORGANISMO TIPO 2. Chromobacterium violaceum
MEDIDA DE LOS HALOS DE INHIBICIÓN
CONCENTRACIÓN
(% v/v)
CAJA 2
CAJA 3
7
6
5
4
3
2
1
0,5
CAJA 1 (cm)
(cm)
(cm)
PROMEDIO (cm)
0
0
0
0
6.5
3.5
3.0
1.8
0
0
0
0
7.0
4.2
3.5
2.1
0
0
0
0
6.8
3.5
0.5
2.2
0
0
0
0
6.76
3.73
2.17
2.03
Tabla 11. Medida de los halos de inhibición. Chromobacterium violaceum
1%
0.5 %
2%
3%
control %
Figura 26. Foto de los halos inhibición microorganismo tipo 2. Chromobacterium violaceum
ANFITEATRO B
MICROORGANISMO TIPO 3. Aeromonas salmonicida
CONCENTRACIÓN
MEDIDA DE LOS HALOS DE INHIBICIÓN
(% v/v)
CAJA 1 (cm)
CAJA 2 (cm)
CAJA 3 (cm)
PROMEDIO (cm)
7
0
0
0
0
6
0
0
0
0
5
0
0
0
0
4
0
0
0
0
3
0
0
0
0
2
0
0
0
0
1
1
1.1
1.6
1.23
0,5
0
0.8
1.5
0.76
Tabla 12. Medida de los halos de inhibición. Aeromonas salmonicida
2%
4%
1%
3%
5%
control
Figura 27. Foto de los halos inhibición microorganismo tipo 3. Aeromonas salmonicida
Como se pudo evidenciar en cada una de las tablas mostradas anteriormente se
determinó la concentración mínima capaz de inhibir el crecimiento de los
microorganismos aislados de las muestras de formaldehído utilizadas en las
piscinas de conservación cadavérica.
Encontrando que el microorganismo
3%
Salmonella choleraesuis, fue inhibido a una concentración de 2 %. El
5%violaceum, fue inhibido a una concentración de
microorganismo Chromobacterium
3 %. Y el microorganismo Aeromonas salmonicida, fue inhibido a una
concentración de 1 %.
6.3.3.4.
EVALUACIÓN
DE
LA
PERSISTENCIA
DEL
EFECTO
DEL
FORMALDEHÍDO EN EL TIEMPO.
Se utilizó una suspensión de cada uno de los microorganismos, en adición de los
10 mililitros de formaldehído a las diferentes Concentraciones Mínimas Inhibitorias,
determinadas anteriormente, se llevo a cabo la siembra en una caja de Petri con
agar Nutritivo, utilizando el método de estrías, mediante el uso de un asa
calibrada; se evaluaron tiempos de contacto cada cuatro horas para evaluar el
efecto que presentaba el formaldehído frente a cada uno de los microorganismos
utilizados; hasta evidenciar el tiempo en el cual el porcentaje de inhibición
encontrado fuera del 100 %.
Como se menciono anteriormente la lectura de las cajas se elaboró teniendo en
cuenta como patrón evaluador la caja control del microorganismo sembrada
inicialmente buscando la misma densidad microbiana.
Durante la lectura se otorgo un valor representativo a cada una de las estrías; el
cual fue del 20 % de inhibición, ya que se realizaron 5 estrías por caja.
Pasado el tiempo de incubación se fueron anotando los resultados obtenidos
durante todo el proceso; hasta encontrar los tiempos a los cuales no se
presentaba ningún tipo de crecimiento microbiano. Ver Anexo G Porcentaje de
inhibición microbiano determinado mediante el método de estrías.
Por medio de los datos mostrados en el Anexo G, se puede evidenciar que los
tres microorganismos presentan un porcentaje de inhibición diferente frente a las
concentraciones de formaldehído.
De los microorganismos encontrados, Aeromonas Salmonicida, es el primer
microorganismo que es totalmente inhibido; presentando un porcentaje de 100 %
de inhibición pasadas 24 horas de su contacto con la solución de formaldehído.
Mientras que Salmonella choleraesuis, es el microorganismo que presenta un
mayor nivel de resistencia a la acción del formaldehído ya que presenta una
inhibición del 100 %, hasta llegar a la hora 108; por lo cual es considerado el
microorganismo más resistente y es importante tener una mayor serie de
precauciones y procedimientos para contrarrestar a este microorganismo. A
continuación se muestra el comportamiento de cada uno de los microorganismos
estudiados frente a la acción del formaldehído:
PORCENTAJE DE
INHIBICIÓN
MEDIA DEL PORCENTAJE DE INHIBICIÓN DE
FORMALDEHIDO FRENTE A LOS
MICROORGANISMOS ENCONTRADOS
0%
20%
40%
60%
80%
100%
0
8
16
24
32
40
48
56
TIEMPO (horas)
64
72
80
88
96
104
Aeromonas salmonicida
Chromobacterium violaceum
Salmonella choleraesuis
Figura 28. Media del Porcentaje de inhibición vs tiempo de exposición al formaldehído frente a
Aeromonas salmonicida, Chromobacterium violaceum y Salmonella choleraesuis
6.3.3.5.
ANÁLISIS ESTADÍSTICO
Se llevo a cabo un análisis estadístico utilizando una regresión lineal con una
estimación de mínimos cuadrados ordinarios para reafirmar que los tres
microorganismos evaluados presentan
acción del formaldehído.
comportamientos diferentes frente a la
La ecuación a estimar:
Porcentaje de inhibición = (a)*(número de horas que han pasado) +
(b)*(termino interactivo del número de horas por la variable Aeromonas) +
(d)*
(termino
interactivo
del
número
de
horas
por
la
variable
Chromobacterium). Anexo F. Tabla Análisis Estadístico.
De forma sencilla las constantes estimadas (a), (b) y (d) se encuentran en la tabla
(Anexo F), donde según como se estimo el modelo las interpretaciones de cada
una de ellas es de la siguiente manera:
a
= El cambio en la concentración que presentan las Salmonellas por
cada hora que pasa (0.91 %)
b
= el cambio adicional respecto a las Salmonellas que presentan las
Aeromonas por cada hora que pasa (3.13 %)
c
= el cambio adicional respecto a las Salmonellas que presentan las
Chromobacterias por cada hora que pasa (0.44 %)
Con lo que adicionalmente se puede concluir:
a
= El cambio en la concentración que presentan las Salmonellas por
cada hora que pasa (0.91 %)
a+b= El cambio en la concentración que presentan las Aeromonas por
cada hora que pasa (4.03 %)
a+d= El cambio en la concentración que presentan las Chromobacterium
por cada hora que pasa (1.35 %)
Los datos anteriormente mencionados pueden ser entendidos como el porcentaje
de letalidad microbiana por cada hora que pasa; con lo que se demuestra que la
especie Aeromonas salmonicida
presenta una valor mayor de letalidad por
hora(4.03 %), mientras que Salmonella choleraesuis presenta un porcentaje de
letalidad por hora menor (0.91 %); por lo cual se esperaría estadísticamente que el
microorganismo que mas prevalencia presente en el tiempo sea Salmonella
choleraesuis; tal como se muestra en los resultados encontrados.
Adicionalmente se prueba la hipótesis de que no hay diferencia estadística de que
las tres bacterias se comporten diferente, lo que en términos del modelo, es decir
que b=0 y d=0. Una prueba estadística llamada t se hace para cada una de esas
restricciones (se muestra en la tabla) donde se rechaza esa hipótesis y se
encuentra evidencia estadística a un nivel de significancia del 1% que
efectivamente las tres bacterias se comportan diferentes.
Es importante mencionar que el tiempo de persistencia bajo las condiciones
estudiadas puede estar determinado por diversos factores entre los cuales
podemos mencionar:
El género Aeromonas está compuesto por bacilos Gram negativos, aerobios o
anaeróbios facultativos, oxidasa positivos y generalmente son móviles por
flagelación polar. (Gavín, 2003)
El genero Aeromonas se caracteriza por encontrarse en variados ambientes; son
microorganismos que se encuentran generalmente suspendidos en el ambiente;
en su mayoría son aerobios; por lo cual su tiempo de permanencia en un ambiente
puede disminuir debido a que se ven enfrentados a condiciones más complejas;
una piscina de conservación cadavérica no es un ambiente ideal para su
persistencia; debido a que la piscina presenta condiciones más de tipo anaerobio
que aerobio; sin embargo su presencia se puede deber a que este
microorganismo puede ser bastante predominante en el ambiente del anfiteatro;
de hecho en los últimos tiempos se considera que las Aeromonas mesófilas están
emergiendo como importantes patógenos humanos ya que se encuentran
actualmente implicadas como agentes etiológicos en numerosos casos clínicos,
afectando no sólo a pacientes inmunodeprimidos o de corta edad sino también a
individuos inmunocompetentes. (Gavín, 2003).
Por otro lado la presencia de Chromobacterium, indica la presencia de
microorganismos de tipo Gram-negativo; son bacilos o coco bacilos pequeños,
que exhiben manchas variadas. Son móviles. Son aerobios y anaerobios
facultativos. Son oxidasa positivos y catalasa positivos.
Hay actualmente solamente una especie reconocida dentro de este género;
Chromobacterium violaceum. Es móvil con un solo flagelo polar y hasta cuatro
antigénicos y estructuralmente los flagelos laterales
son distintos. Es un
anaerobio facultativo con una gama del crecimiento de 15-40°C. Cuyo crecimiento
óptimo se alcanza en los 30-35°C.
Es una parte pequeña de la flora normal del agua y de los suelos, jugando un
importante rol en la rizosfera. De hecho diversos estudios hacen mención de su
presencia en las aguas de los manglares de San Andrés Isla donde se registró por
primera vez en los bosques de mangle Smith Channel de la isla; la cual puede ser
toxica para los seres humanos si es ingerida en grandes cantidades y también si
se mantiene un contacto con ella durante un prolongado periodo de tiempo.
(SIGAM , 2004). Esta bacteria es aislada comúnmente de suelos, aguas y algunos
tipos de comidas. Son organismos relativamente sensibles a la temperatura por lo
cual se encuentra un numero limitado en las muestras estudiadas. Se ha
encontrado que mueren rápidamente a temperaturas de refrigeración. (Koburger,
1982)
La bioquímica de Chromobacterium violaceum incluye la producción de ácido de la
glucosa, de N-acetilglucosamina y del gluconato, pero no L-l-arabinosa, Dgalactosa o D-maltosa. Pueden producir el cianuro, utilizar el lactato, hidrolizar la
caseína, decarboxilar la arginina, reducir el nitrato al nitrito y fermentan los
carbohidratos. Son oxidasa-positivos y catalasa-positivos.
Su presencia en el ambiente del anfiteatro es bastante extraña de hecho se podría
considerar inusual; ya que es un microorganismo que según algunos reportes
puede llegar a ser bastante patógena generando diversas complicaciones en la
salud de las personas que estén en contacto; sin embargo tenemos que hacer
referencia a que esta bacteria no es predominante en nuestro estudio; no presenta
una densidad poblacional alta por lo cual puede presentarse debido a que le
brindamos todas las condiciones propicias para su optimo desarrollo.
La densidad poblacional más alta que se evidencio en nuestro estudio fue con las
colonias del género Salmonella, estas son bacilos Gram negativos, intracelulares,
capaces de resistir diversas condiciones ambientales. Es el grupo más complejo
de la familia Enterobacteriaceae, con más de 2.300 serótipos, definidos de
acuerdo a sus antígenos somáticos, capsulares y flagelares. Sin embargo, solo
pocos serótipos están adaptados a huéspedes específicos, entre los que figuran
S. tiphy , paratiphy, hirschfeldii, sendai
(humanos), S. dublin (bovinos), S.
gallinarum y pullorum (aves), S. abortusequi (equinos), S. abortusovis (ovinos),. El
resto de los serótipos tienen la capacidad de adaptarse a huéspedes variados que
pueden diseminar eficazmente la bacteria por las heces (Pineda, 2005).
Es un microorganismo que se caracteriza por ser relativamente resistente a varios
factores ambientales en comparación con otros bacilos Gram negativos; crece a
temperaturas que oscilan entre los 8 y 45º C, es sensible al calor y no sobrevive a
temperaturas superiores de 70º C, es resistente a la deshidratación por años,
sobre todo en heces, polvos y otros materiales secos como algunos alimentos
para consumos humano y animal. (Talavera, M. 2004)
Es un microorganismo de origen gastrointestinal por lo cual su presencia en este
ambiente puede considerarse como normal; hace parte de la flora intestinal
presente en alguno o varios de los cadáveres que están en contacto con el
formaldehído. Aunque se considera que la presencia de esta especie (S.
choreraesuis) es más común en cerdos, se puede adaptar a diversos huéspedes.
A través de la investigación se pudo demostrar que bajo las condiciones
estudiadas, este microorganismo es más persistente en este ambiente, ya que a
una CMI de 2 %, este microorganismo persiste un poco más de 100 horas, hasta
lograr su inhibición por completo; por lo cual es recomendable hacer un manejo
cuidadoso de los cadáveres con miras a evitar cualquier tipo de propagación de
algún microorganismo; ya que su tiempo de persistencia es alto.
6.3.4. PROCEDIMIENTO ANFITEATRO A
6.3.4.1. DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN MÍNIMA INHIBITORIA
A partir de las siembras masivas del formaldehído tanto en su concentración inicial
como en las concentraciones seriadas preparadas se obtuvieron los siguientes
resultados:
ANFITEATRO A
NUMERO DE UFC PRESENTES/ ml
CONCENTRACIÓN
CAJA CAJA CAJA
(%v/v)
1
2
3
PROMEDIO
25
0
0
0
0
15
0
0
0
0
10
0
0
0
0
5
0
0
0
0
1
0
0
0
0
Tabla 13 . Crecimiento de microorganismos por siembra masiva
A través de la grafica se puede observar que aunque se disminuyo la
concentración inicial de formaldehído no se evidencio crecimiento ni siquiera a una
concentración tan baja como es el 1 % de formaldehído, por lo cual se hace
necesario establecer diluciones menores con el fin de encontrar la concentración
mínima inhibitoria, es decir, la concentración mínima de sustancia en la cual no se
observa desarrollo bacteriano tras su incubación. (San Martín, 1996).
Se llevaron a cabo diluciones menores al 1 % de concentración de formaldehído,
iniciando por concentraciones como 0.8 %, 0.6 %, 0.4 % y 0.2 %, sin encontrar la
presencia de algún microorganismo. Posterior a esto se decidió probar con la
dilución 1 / 1000, sin obtener resultado alguno.
6.3.4.2. FILTRACIÓN POR MEMBRANA
Como última medida se llevo a cabo el proceso de filtración por membrana. El
principio de acción de esta técnica es bastante simple. La membrana funciona
como una pared de separación selectiva. De esta forma, algunas sustancias
pueden atravesar la membrana, mientras que otras quedan atrapadas en ella.
(Rodríguez, 2006).
6.4. COMPARACIÓN Y ANÁLISIS DE RESULTADOS ANFITEATROS A Y B
Como se evidencio en los resultados obtenidos en el anfiteatro B, los tres
microorganismos encontrados presentaron una concentración mínima inhibitoria
de 2 %, 3 % y 1 % respectivamente; las colonias que mas predominaron durante
los análisis fueron las de color crema, los cuales fueron bacilos cortos Gram
negativos; y correspondieron al microorganismo Salmonella choleraesuis; estos
presentaron una MIC de 2 %.
Teniendo en cuenta que los valores de las MIC encontradas son relativamente
muy bajos (menores del 5 % de formaldehído); es importante mencionar que los
componentes que se están utilizando actualmente para llevar a cabo la
conservación cadavérica están siendo eficientes al evitar la proliferación de
microorganismos mesófilos; los cuales son considerados comúnmente como los
primeros microorganismos en aparecer en el proceso de degradación; además de
los microorganismos propios del cadáver, los cuales normalmente llevan a cabo
un metabolismo anaerobio; y los cuales no hicieron parte de nuestro estudio.
Es importante mencionar el papel de cada uno de los componentes de la mezcla
actual de conservantes usada en el anfiteatro B y A; en el primero se utiliza el
formaldehído a una concentración del 25 %, la cual es bastante alta teniendo en
cuenta los resultados obtenidos; y partiendo de que en diversos estudios se ha
determinado que se debe usar una concentración mayor al 10 % para evitar la
presencia de hongos en las piscinas de conservación cadavérica; lo cual según los
encargados de los anfiteatros, es común observar de vez en cuando, al utilizar
concentraciones muy bajas del formaldehído. Sin embargo es importante recalcar
que las personas encargadas en ambos anfiteatros hacen un cálculo no muy
exacto de las cantidades usuales de químicos que agregan a las piscinas.
Normalmente el dato primario; es decir al llenar la piscina de conservación
inicialmente es el mas exacto con el que se cuenta; son concientes de la cantidad
de agua que adicionan, la cantidad de formaldehído y de los otros componentes;
sin embargo, tiempo después se genera el proceso de evaporación del
formaldehído y la absorción del mismo por los tejidos del cadáver, por lo cual el
volumen de liquido disminuye notablemente y empiezan a adicionar cantidades no
muy exactas de los químicos utilizados. Si en algún momento del proceso de
conservación cadavérica, el cual dura alrededor de 4 meses, se evidencia la
proliferación de hongos en la piscina de conservación se adiciona una suma
importante de formaldehído para contrarrestar su presencia.
En algunos casos según el estado en el cual lleguen los cadáveres, es necesario
adicionar una concentración más alta de formaldehído para acelerar el proceso de
conservación cadavérica, dado a que un cadáver que llegue con un mayor nivel de
degradación necesitará una mayor cantidad de formaldehído para conseguir
mejores efectos de conservación. Normalmente en estos caso se utiliza una
concentración del 50 %, 70 % o hasta al 95 – 100 % según el estado del cadáver.
La adición de Cloruro de Sodio, es de alrededor del 0.8 - 1 %; este aditivo es
comúnmente utilizado con el único fin de preservar los especimenes post –
mortem. Diverso estudios han publicado en detalle la efectividad del Cloruro de
Sodio para prevenir la formación de etanol en la sangre y en la orina; los tejidos de
especimenes en la etapa post – mortem son generalmente expuestos a
numerosas especies microbianas capaces de producir etanol. (Russell, 2004)
A través de diverso estudios sobre la formación de etanol en tejidos en su etapa
post – mortem, se pudo afirmar que utilizando una concentración del 1.00 % de
Cloruro de Sodio no se genera un incremento significativo en la concentración de
etanol a diversas temperaturas. (Russell, 2004) por lo cual se aumenta
significativamente el tiempo de vida útil, del cadáver conservado para ser utilizado
en Universidades y Centros de estudios.
La adición de glicerina se lleva acabo debido a que esta es considerada como
conservante cadavérico; y también a que es una sustancia que presenta un alto
nivel higroscópico por lo cual capta constantemente agua desde la atmósfera que
rodea la pieza, tal como la misma se encontrará sumergida en un medio líquido,
por lo que la misma no pierde peso, conserva su volumen y toma consistencia
blanda, evitando de esta manera el fenómeno conocido como la rigidez cadavérica
(Correa, 2005)
Generalmente el uso de estas sustancias es comúnmente utilizado para llevar a
cabo el proceso de conservación cadavérica; cada componente que se adiciona,
genera una acción diferente en el proceso, por lo general cada uno de estos
compuestos
presenta
actividad
antimicrobiana
frente
a
un
grupo
de
microorganismos diferentes.
Precisamente debido a la diferencia de las sustancias utilizadas en ambos
anfiteatros, se generan diferentes resultados a través del desarrollo de este
estudio. En el anfiteatro A se utiliza una adición de los componentes mencionados
anteriormente, es decir, formaldehído (aunque en este caso a una concentración
mayor, 30 % de formaldehído); glicerina fundamentalmente para evitar la rigidez
microbiana y generar un aspecto mas blando a los cadáveres, Cloruro de Sodio
por su actividad antimicrobiana, al igual que por la efectividad para evitar la
formación de etanol, y por ende de microorganismos productores del mismo: pero
adicional a esto se adicionan otras sustancias como fenol, el cual se encuentra
entre las sustancias desinfectantes activas mas antiguas. Se caracteriza por
desnaturalizar las proteínas; y a elevadas concentraciones provoca la lisis de la
membrana; posee poder bacteriostático, bactericida y fungicida. Se utiliza
normalmente como desinfectante y antiséptico.
Adicionalmente se incorpora a la mezcla un porcentaje de 15 % de alcohol, el cual
desorganiza la estructura lipídica; genera desnaturalización de proteínas y
adicional a esto tiene poder deshidratante. También se utiliza la Sintronela, la cual
es una planta de la cual no existe una amplia referencia, sin embargo se menciona
su uso como desinfectante.
Haciendo un paréntesis de las sustancias con las cuales se lleva a cabo la
conservación cadavérica en ambos anfiteatros se puede encontrar que en el
anfiteatro A se utiliza una mayor cantidad de sustancias con alta actividad
microbiana; por lo cual es mucho más difícil evidenciar la presencia de algún
microorganismo en este medio; por lo cual durante el estudio se realizaron
diversas variaciones en la metodología para tratar de identificar la presencia de
algún microorganismo en las muestras de formaldehído del anfiteatro A. A
continuación se muestra una tabla comparativa de las sustancias utilizadas en
ambos anfiteatros:
GRUPO
DESINFECTANTE
O SUSTANCIA
UTILIZADA
ALDEHÍDOS
FENOLES
ALCOHOLES
HALÓGENOS
(Cloros y
compuestos
clorados)
GLICERINA
MODO DE ACCIÓN
Lisis celular por cambios de
pH en el ambiente.
El formaldehído se combina
con los grupos amino libres
de las proteínas
protoplasmáticas, daña el
núcleo y coagula las
proteínas
Desnaturalización de
proteínas
Desorganización de la
estructura lipídica.
Desnaturalización de
proteínas.
Deshidratante.
Halogenación de las
unidades de tirosina de las
enzimas y otras proteínas
celulares que necesitan de
tirosina para su actividad.
Lisis celular debido al
desprendimiento de O2 al
reaccionar el cloro con el
agua.
Conservante cadavérico.
Presenta un alto nivel
higroscópico
Disminuye la rigidez
cadavérica
ANFITEATRO
B
ANFITEATRO
A
X
X
X
X
X
X
X
X
Tabla 14. Comparación de las sustancias utilizadas en las muestras provenientes de ambos
anfiteatros
Como se mencionó anteriormente fue necesario realizar ciertas modificaciones en
el proceso llevado a cabo a partir de la muestra del anfiteatro A; inicialmente se
hicieron diluciones de la muestra inicial más pequeñas con el fin de encontrar la
presencia de algún tipo de microorganismo; posterior a esto se aumentaron las
diluciones; llegando por ultimo a llevar a cabo el método de filtración por
membrana, tomando 100 mililitros de la muestra y haciéndolos pasar por el filtro;
sin encontrar la proliferación de algún microorganismo; por lo cual se descarto la
presencia de microorganismos aerobios mesofilos en la muestra proveniente del
anfiteatro A.
Es necesario hacer énfasis en que según los resultados que arrojo este estudio,
no se hace necesaria la adición de tantos compuestos para mantener una
adecuada acción antimicrobiana y así mismo aumentar el periodo de conservación
de los cadáveres; ya que al utilizar solo algún tipo de compuesto como es el caso
del anfiteatro B; se logra un alto porcentaje de inhibición de la flora bacteriana que
puede verse involucrada en procesos de degradación. Es importante resaltar que
las concentraciones de formaldehído utilizadas actualmente en ambos anfiteatros
son altas, teniendo en cuenta que según la Comisión Europea, debe haber un
control límite de exposición de 0.37 mg/m3, por lo cual es recomendable generar
algún tipo de solución conservante, en la cual no se tenga que recurrir a usar
diversas sustancias, sino por lo contrario, tratar de elegir una, que presente un alto
poder antimicrobiano y no requiera altas concentraciones de forma tal, que se
logren retardar los procesos post-mortem y que no se vea involucrada la salud de
las personas encargadas de la manipulación de dichos productos dada su alta
toxicidad; además, es importante hacer énfasis que al aumentar el uso de otros
productos conservantes, se aumentan los costos de manutención del mismo
anfiteatro, ya que los volúmenes de liquido que se debe utilizar son
considerablemente altos; debido a que cada piscina de conservación cadavérica,
según el diseño, puede tener un área de 5.0 a 7.0 metros cúbicos.
7. CONCLUSIONES
¾ Se aislaron tres cepas de microorganismos nativos provenientes de la muestra
de formaldehído de la piscina de conservación cadavérica del anfiteatro B;
Aeromonas
salmonicida,
Salmonella
choleraesuis
y
presuntivamente
Chromobacterium violaceum
¾ Se determinó la concentración mínima inhibitoria de formaldehído, encontrando
que para A. salmonicida el valor fue de 1%, para S. choleraesuis fue de 2% y
para el presuntivo de C. violaceum fue de 3%. Se pudo afirmar
matemáticamente que Salmonella choleraesuis presenta mayor resistencia (su
coeficiente de letalidad es menor) o prevalencia en el tiempo bajo las
condiciones evaluadas.
¾ Las concentraciones usadas actualmente en ambos anfiteatros no son las
adecuadas, debido a que así prolonguen la durabilidad y mantenimiento de los
cadáveres, son elevadas, teniendo en cuenta que bajo las condiciones
evaluadas, se obtiene alta disminución bacteriana a bajas concentraciones,
además de lograr disminuir los efectos adversos que se generan en las
personas involucradas.
8. RECOMENDACIONES
¾ Es necesario hacer mención de la importancia que puede brindar la
Microbiología, al ser utilizada como una herramienta a nivel forense, ya que
cada uno de los datos que esta área de estudio arroje, puede contribuir
enormemente a llevar a cabo descubrimientos que permitan mejorar y llegar
a simplificar
las técnicas actualmente usadas para los estudios post
mortem.
¾ Realizar un estudio exhaustivo, alterando diversas variables como las
concentraciones de formaldehído y los tiempos de contacto del mismo; con
el fin de evaluar si a largo plazo se puede generar algún tipo de mutación
que permita que estos microorganismos puedan resistir concentraciones
mayores; lo cual podría generar problemas graves de contaminación
microbiana.
¾ Para llevar a cabo el proceso de conservación cadavérica se deben tener
en cuenta aspectos como Protocolos de la Legislación Europea y la
Sociedad Anatómica Española, la ficha técnica y la hoja de seguridad de los
productos a usar con el fin de disminuir las cantidades, concentraciones y
uso, de productos altamente tóxicos y que puedan generar problemas en la
salud de las personas que lo manipulan.
¾ Es necesario hacer énfasis en la labor de cada una de las personas que
esta involucrada en el funcionamiento del anfiteatro, resaltar que hay
microorganismos prevalentes en el tiempo, por lo cual es importante brindar
capacitación al personal sobre los procedimientos que se deben llevar a
cabo y los cuidados en todo lo concerniente con la Salud Ocupacional;
haciendo divulgación de este estudio para lograr un mayor conocimiento
sobre el manejo del formaldehído y los microorganismos a los cuales se
están enfrentando.
¾ Para no generar un nivel alto de gastos en las materias primas necesarias
para llevar a cabo los procesos de conservación cadavérica, es necesario
hacer un análisis completo de las materias primas utilizadas actualmente, si
en realidad se hace necesario utilizar las todas las sustancias, o es posible
prescindir del uso de alguna de ellas disminuyendo al mismo tiempo los
riesgos humanos que éstas pueden causar.
BIBLIOGRAFÍA
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Valle de Toluca, México. Tesis Postgrado interinstitucional en ciencias
pecuarias. Universidad de Colima
¾ Vincent, D. 1941. Forensic pathology. Second Edition. CRC Press.
ANEXOS
ANEXO A.
Agar Nutritivo (g/L). Merck 2000.
Peptona de carne ………………………....
5.0 g
Extracto de carne ………………………....
3.0 g
Agar- agar ……………………………........
12.0 g
pH 7.0 +/- 0.2
Esterilizar en autoclave 15 minutos a 121 °C
ANEXO B.
Sistema de Identificación API 20E
Bioquímicas
Código
ONPG
ONPG
Arginina deshidrolasa
ADH
Lisina descarboxilasa
LDC
Ornitina descarboxilasa
ODC
Citrato de Simmons
CIT
Producción de sulfuro de hidrógeno
H 2S
Urea
URE
Indol
IND
Voges-Proskauer
VP
Gelatina
GEL
Glucosa
GLU
Manitol
MAN
Inositol
INO
Sorbitol
SOR
Rhamnosa
RHA
Sacarosa
SAC
Melodiosa
MEL
Arabinosa
ARA
ANEXO C.
Procedimiento API 20 E. Biomerieux
ANEXO D
Ficha de Datos de Seguridad
Según Directiva 2001/58/CE
211328 Formaldehído 35-40% p/v estabilizado con metanol QP
1. Identificación de la sustancia/preparado y de la sociedad o empresa
1.1
1.2
1.3
Identificación de la sustancia o del preparado
Denominación:
Formaldehído 30-40% estabilizado con metanol
Uso de la sustancia o preparado:
Para usos de laboratorio, análisis, investigación y química
fina.
Identificación de la sociedad o empresa:
PANREAC QUIMICA, S.A.U. C/Garraf, 2 E-08211 Castellar
del Vallès
(Barcelona) España Tel.:(+34) 937 489 400
Urgencias:
Número único de teléfono para llamadas de urgencia: 112
(UE)
Tel.:(+34) 937 489 499
2. Composición/Información de los componentes
Formaldehído 30-40% estabilizado con metanol
CAS [50-00-0]
Fórmula: CH2O M.=30,03
Número CE (EINECS): 200-001-8
Número de índice CE: 605-001-00-5
R: 23/24/25-34-40-43
Metanol 11-14%
CAS [67-56-1]
Fórmula: CH3OH M.=32,04
Número CE (EINECS): 200-659-6
Número de índice CE: 603-001-00-X
R: 11-23/24/25-39/23/24/25
3. Identificación de los peligros
Tóxico por inhalación, por ingestión y en contacto con la piel.
Provoca quemaduras. Posibles efectos cancerígenos.
Posibilidad de sensibilización en contacto con la piel.
4. Primeros auxilios
4.1
4.2
4.3
4.4
4.5
Indicaciones generales:
En caso de pérdida del conocimiento nunca dar a beber ni
provocar el vómito.
Inhalación:
Trasladar a la persona al aire libre.
Contacto con la piel:
Lavar abundantemente con agua. Quitarse las ropas
contaminadas.
Ojos:
Lavar con agua abundante (mínimo durante 15 minutos),
manteniendo los párpados abiertos. En caso de irritación,
pedir atención médica.
Ingestión:
Beber agua abundante. Provocar el vómito. Pedir atención
médica.
5. Medidas de lucha contra incendio
5.1
5.2
5.3
5.4
Medios de extinción adecuados:
Polvo seco. Espuma. Dióxido de carbono (CO2). Agua.
Medios de extinción que NO deben utilizarse:
----Riesgos especiales:
Combustible. Mantener alejado de fuentes de ignición. En
caso de incendio pueden formarse vapores de CH2O. Puede
formar mezclas explosivas con aire.
Equipos de protección:
----6. Medidas a tomar en caso de vertido accidental
6.1
6.2
6.3
Precauciones individuales:
No inhalar los vapores.
Precauciones para la protección del medio ambiente:
No permitir el paso al sistema de desagües. Evitar la
contaminación del suelo, aguas y desagües.
Métodos de recogida/limpieza:
Recoger con materiales absorbentes (Absorbente General
Panreac, Kieselguhr, etc.) o en su defecto arena o tierra
secas y depositar en contenedores para residuos para su
posterior eliminación de acuerdo con las normativas
vigentes. Limpiar los restos con agua abundante. Neutralizar
con solución de bisulfito sódico en exceso.
7. Manipulación y almacenamiento
7.1
7.2
Manipulación:
Las bajas temperaturas (por debajo de 15°C) favorecen la
polimerización del producto, formándose paraformaldehído.
Almacenamiento:
Recipientes bien cerrados. Protegido de la luz. En local bien
ventilado. Alejado de fuentes de ignición y calor.
Temperatura ambiente. Acceso restringido, sólo autorizado a
técnicos. No almacenar en recipientes metálicos.
8. Controles de exposición/protección personal
8.1
8.2
8.3
8.4
8.5
Medidas técnicas de protección:
Asegurar una buena ventilación y renovación de aire del
local.
Control límite de exposición:
VLA-EC ( Formaldehído): 0,3 ppm ó 0,37 mg/m3
VLA-EC (metanol): 250 ppm ó 333 mg/m3, resorción dermal
Protección respiratoria:
En caso de formarse vapores/aerosoles, usar equipo
respiratorio adecuado. Filtro B. Filtro P3.
Protección de las manos:
Usar guantes apropiados
Protección de los ojos:
8.6
8.7
Usar gafas apropiadas.
Medidas de higiene particulares:
Quitarse las ropas contaminadas. Usar equipo de protección
completo. Lavarse manos y cara antes de las pausas y al
finalizar el trabajo.
Controles de la exposición del medio ambiente:
Cumplir con la legislación local vigente sobre protección del
medio ambiente.
El proveedor de los medios de protección debe especificar el
tipo de protección que debe usarse para la manipulación del
producto, indicando el tipo de material y, cuando proceda, el
tiempo de penetración de dicho material, en relación con la
cantidad y la duración de la exposición.
9. Propiedades físicas y químicas
Aspecto: Líquido transparente e incoloro.
Olor: Picante
3-4
Punto de ebullición :96-98°C
Punto de fusión : -118°C
Punto de inflamación : 62°C
Temperatura de auto ignición : 300°C
Límites de explosión (inferior/superior): 7 / 73 vol %
Densidad (20/4): 1,08
Solubilidad: Miscible con agua y etanol
10. Estabilidad y reactividad
10.1
10.2
10.3
Condiciones que deben evitarse:
Temperaturas elevadas.
Materias que deben evitarse:
Iniciadores de polimerización (p.ej. Metales alcalinos.).
Acidos. Oxidos de nitrogeno. Peróxido de hidrógeno (agua
oxigenada). Agentes oxidantes. Acido perfórmico.
Productos de descomposición peligrosos:
Vapores de formaldehído (en caso de incendio).
10.4
Información complementaria:
Higroscópico. Se polimeriza con facilidad. Los gases /
vapores pueden formar mezclas explosivas con el aire.
11. Información toxicológica
11.1
11.2
Toxicidad aguda:
DL50 oral rata: 100 mg/kg ( referido a la sustancia pura)
DL50 dermal conejo: 270 mg/kg ( referido a la sustancia pura)
CL50 inh rata: 203 mg/m3 ( referido a la sustancia pura)
Toxicidad subaguda a crónica:
No se preveen perjuicios para el feto, en el supuesto de
respetar los Valores Límite Ambientales.
Efectos peligrosos para la salud:
Atendiendo a los componentes del preparado, las
características peligrosas probables son las siguientes:
Por inhalación de vapores: edemas en el tracto respiratorio
En contacto con la piel: quemaduras, reacción alérgica.
Por contacto ocular: quemaduras. Los vapores pueden
originar irritación de los ojos.
Por ingestión: Irritaciones en mucosas de la boca, garganta,
esófago y tracto intestinal. Riesgo de perforación intestinal y
de esófago.
Efectos sistémicos: narcosis, ceguera (lesión irreversible del
nervio óptico).
No hay conclusiones objetivas definitivas sobre el efecto
cancerígeno de esta sustancia.
12. Información Ecológica
12.1
12.2
Movilidad :
Reparto: log P(oct)= 0,00
Ecotoxicidad :
12.2.1 - Test EC50 (mg/l) :
Bacterias (Photobacterium phosphoreum) = 8,5 mg/l ;
Clasificación : Extremadamente tóxico.
Bacterias (Ps. putida) = EC0 14 mg/l ; Clasificación :
Extremadamente tóxico.
Algas (M. aeruginosa) = EC0 0,4 mg/l ; Clasificación :
Extremadamente tóxico.
Crustáceos (Daphnia Magna) = 42 mg/l ; Clasificación :
Extremadamente tóxico.
Peces (Salmo gairdneri) = 214 mg/l ; Clasificación :
12.3
12.4
12.5
Altamente tóxico.
12.2.2 - Medio receptor :
Riesgo para el medio acuático = Alto
Riesgo para el medio terrestre = Alto
12.2.3 - Observaciones :
Extremadamente tóxico. Inhibe los lodos activos. Efecto
bactericida. Tóxico en general para organismos acuáticos.
Tóxico protoplasmático.
Degradabilidad :
12.3.1 - Test :COD= 1,06 g/g
ThOD= 1,068 g/g
DBO5= 0,728 g/g
12.3.2 - Clasificación sobre degradación biótica :
DBO5/DQO Biodegradabilidad = Alta, más de 1/3
12.3.3 - Degradación abiótica según pH : ----12.3.4 - Observaciones :
Producto biodegradable.
Acumulación :
12.4.1 - Test :
----12.4.2 - Bioacumulación :
Riesgo = ----12.4.3 - Observaciones :
Producto no bioacumulable.
Otros posibles efectos sobre el medio natural :
Producto corrosivo incluso en forma diluida. No permitir su
incorporación al suelo ni a acuíferos.
13. Consideraciones sobre la eliminación
13.1
Sustancia o preparado:
En la Unión Europea no están establecidas pautas
homogéneas para la eliminación de residuos químicos, los
cuales tienen carácter de residuos especiales, quedando
sujetos su tratamiento y eliminación a los reglamentos
internos de cada país. Por tanto, en cada caso, procede
contactar con la autoridad competente, o bien con los
gestores legalmente autorizados para la eliminación de
residuos.
2001/573/CE: Decisión del Consejo, de 23 de julio de 2001,
por la que se modifica la Decisión 2000/532/CE de la
Comisión en lo relativo a la lista de residuos.
Directiva 91/156/CEE del Consejo de 18 de marzo de 1991
13.2
por la que se modifica la Directiva 75/442/CEE relativa a los
residuos.
En España: Ley 10/1998, de 21 de abril, de Residuos.
Publicada en BOE 22/04/98.
ORDEN MAM/304/2002, de 8 de febrero, por la que se
publican las operaciones de valorización y eliminación de
residuos y la lista europea de residuos. Publicada en BOE
19/02/02.
Envases contaminados:
Los envases y embalajes contaminados de sustancias o
preparados peligrosos, tendrán el mismo tratamiento que los
propios productos contenidos.
Directiva 94/62/CE del Parlamento Europeo y del Consejo,
de 20 de diciembre de 1994, relativa a los envases y
residuos de envases.
En España: Ley 11/1997, de 24 de abril, de Envases y
Residuos de Envases. Publicada en BOE 25/04/97.
Real Decreto 782/1998, de 30 de abril, por el que se aprueba
el Reglamento para el desarrollo y ejecución de la Ley
11/1997, de 24 de abril, de Envases y Residuos de Envases.
Publicado en BOE 01/05/98.
14. Información relativa al transporte
Terrestre (ADR):
Denominación técnica: FORMALDEHÍDOS EN SOLUCIÓN
con un mínimo del 25% de formaldehído
ONU 2209 Clase: 8 Grupo de embalaje: III
Marítimo (IMDG):
Denominación técnica: FORMALDEHÍDOS EN SOLUCIÓN
con un mínimo del 25% de formaldehído
ONU 2209 Clase: 8 Grupo de embalaje: III
Aéreo (ICAO-IATA):
Denominación técnica: Formaldehído en solución
ONU 2209 Clase: 8 Grupo de embalaje: III
Instrucciones de embalaje: CAO 820
PAX 818
15. Información reglamentaria
15.1
Etiquetado según Directiva de la CE
Símbolos:
Indicaciones de peligro: Tóxico
Frases R: 23/24/25-34-40-43 Tóxico por inhalación, por
ingestión y en contacto con la piel. Provoca quemaduras.
Posibles efectos cancerígenos. Posibilidad de sensibilización
en contacto con la piel.
Frases S: 26-36/37/39-45-51 En caso de contacto con los
ojos, lávense inmediata y abundantemente con agua y
acúdase a un médico. Usense indumentaria y guantes
adecuados y protección para los ojos-la cara. En caso de
accidente o malestar, acuda inmediatamente al médico (si es
posible, muéstrele la etiqueta). Usese únicamente en lugares
bien ventilados.
Número de índice CE: 605-001-00-5
16. Otras informaciones
Respecto a la revisión anterior, se han producido cambios en
los apartados: 3, 15.
Información de los componentes:
Formaldehído 30-40% estabilizado con metanol
CAS [50-00-0]
CH2O M.=30,03
200-001-8 605-001-00-5
R: 23/24/25-34-40-43
Tóxico por inhalación, por ingestión y en contacto con la piel.
Provoca quemaduras. Posibles efectos cancerígenos.
Posibilidad de sensibilización en contacto con la piel.
Metanol 11-14%
CAS [67-56-1]
CH3OH M.=32,04
200-659-6 603-001-00-X
R: 11-23/24/25-39/23/24/25
Fácilmente inflamable. Tóxico por inhalación, por ingestión y
en contacto con la piel. Tóxico: peligro de efectos
irreversibles muy graves por inhalación, contacto con la piel
e ingestión.
Número y fecha de la revisión:2 18.12.02
Los datos consignados en la presente Ficha de Datos de
Seguridad, están basados en nuestros conocimientos
actuales, teniendo como único objeto informar sobre
aspectos de seguridad y no garantizándose las propiedades
y características en ella indicadas.
ANEXO E.
Ficha de Datos de Seguridad
Según Directiva 2001/58/CE
141323 Fenol 90% solución acuosa (USP) PRS-CODEX
1. Identificación de la sustancia/preparado y de la sociedad o empresa
1.1
1.2
1.3
Identificación de la sustancia o del preparado
Denominación:
Fenol 90% solución acuosa
Uso de la sustancia o preparado:
Para usos de laboratorio, análisis, investigación y química
fina.
Identificación de la sociedad o empresa:
PANREAC QUIMICA, S.A.U.
C/Garraf, 2
Polígono Pla de la Bruguera
E-08211 Castellar del Vallès
(Barcelona) España
Tel. (+34) 937 489 400
Urgencias:
Número único de teléfono para llamadas de urgencia: 112
(UE)
Tel.:(+34) 937 489 499
2. Composición/Información de los componentes
Denominación: Fenol 90% solución acuosa
CAS [108-95-2]
Fórmula: C6H5OH M.=94,11
Número CE (EINECS): 203-632-7
Número de índice CE: 604-001-00-2
3. Identificación de los peligros
Tóxico por inhalación, por ingestión y en contacto con la piel.
Nocivo: riesgo de efectos graves para la salud en caso de
exposición prolongada por inhalación, contacto con la piel e
ingestión. Provoca quemaduras. Posibilidad de efectos
irreversibles.
4. Primeros auxilios
4.1
4.2
4.3
4.4
4.5
Indicaciones generales:
En caso de pérdida del conocimiento nunca dar a beber ni
provocar el vómito.
Inhalación:
Trasladar a la persona al aire libre. En caso de que persista
el malestar, pedir atención médica.
Contacto con la piel:
Lavar abundantemente con agua. Quitarse las ropas
contaminadas. Extraer el producto con un algodón
impregnado en polietilenglicol 400.
Ojos:
Lavar con agua abundante (mínimo durante 15 minutos),
manteniendo los párpados abiertos. Pedir inmediatamente
atención médica.
Ingestión:
Beber agua abundante. Evitar el vómito (existe riesgo de
perforación). Pedir inmediatamente atención médica. No
neutralizar.
5. Medidas de lucha contra incendio
5.1
5.2
5.3
5.4
Medios de extinción adecuados:
Agua. Espuma.
Medios de extinción que NO deben utilizarse:
----Riesgos especiales:
Inflamable. Mantener alejado de fuentes de ignición. Los
vapores son más pesados que el aire, por lo que pueden
desplazarse a nivel del suelo. Puede formar mezclas
explosivas con aire. En caso de incendio pueden formarse
vapores tóxicos.
Equipos de protección:
-----
6. Medidas a tomar en caso de vertido accidental
6.1
6.2
Precauciones individuales:
Evitar el contacto con la piel, los ojos y la ropa.
Precauciones para la protección del medio ambiente:
6.3
No permitir el paso al sistema de desagües. Evitar la
contaminación del suelo, aguas y desagües.
Métodos de recogida/limpieza:
Recoger con materiales absorbentes (Absorbente General
Panreac, Kieselguhr, etc.) o en su defecto arena o tierra
secas y depositar en contenedores para residuos para su
posterior eliminación de acuerdo con las normativas
vigentes. Limpiar los restos con agua abundante.
7. Manipulación y almacenamiento
7.1
7.2
Manipulación:
Sin indicaciones particulares.
Almacenamiento:
Recipientes bien cerrados. Ambiente seco. Protegido de la
luz. En local bien ventilado. Mantener alejado de sustancias
inflamables, fuentes de ignición y calor. Temperatura
ambiente. Acceso restringido, sólo autorizado a técnicos. No
almacenar en recipientes metálicos.
8. Controles de exposición/protección personal
8.1
8.2
8.3
8.4
8.5
8.6
8.7
Medidas técnicas de protección:
----Control límite de exposición:
VLA-ED: 2 ppm ó 8 mg/m3, resorción dermal
Protección respiratoria:
En caso de formarse vapores/aerosoles, usar equipo
respiratorio adecuado. Filtro A. Filtro P3.
Protección de las manos:
Usar guantes apropiados
Protección de los ojos:
Usar gafas apropiadas.
Medidas de higiene particulares:
Quitarse las ropas contaminadas. Usar equipo de protección
completo. Lavarse manos y cara antes de las pausas y al
finalizar el trabajo. No comer, beber ni fumar en el lugar de
trabajo.
Controles de la exposición del medio ambiente:
Cumplir con la legislación local vigente sobre protección del
medio ambiente.
El proveedor de los medios de protección debe especificar el
tipo de protección que debe usarse para la manipulación del
producto, indicando el tipo de material y, cuando proceda, el
tiempo de penetración de dicho material, en relación con la
cantidad y la duración de la exposición.
9. Propiedades físicas y químicas
Aspecto:
Líquido transparente e incoloro.
Olor:
Característico.
Punto de ebullición :182°C
Temperatura de auto ignición : 605°C
Densidad (20/4): 1,07
Solubilidad: 90 g/l en agua a 20°C
10. Estabilidad y reactividad
10.1
10.2
10.3
10.4
Condiciones que deben evitarse:
----Materias que deben evitarse:
Aluminio. Aldehídos. Halógenos. Nitritos. Nitratos. Peróxido
de hidrógeno (agua oxigenada). Compuestos férricos.
Halogenatos. Peróxidos. Goma.
Productos de descomposición peligrosos:
----Información complementaria:
Higroscópico.
11. Información toxicológica
11.1
Toxicidad aguda:
DL50 oral rata: 317 mg/kg
11.2
DLLo oral hombre: 140 mg/kg
DL50 dermal rata: 669 mg/kg
DL50 intraperitoneal ratón: 180 mg/kg
Toxicidad subaguda a crónica:
Ensayos sobre animales: ----Efectos peligrosos para la salud:
En contacto con la piel: quemaduras. Riesgo de absorción
cutánea.
Por contacto ocular: quemaduras. Riesgo de ceguera (lesión
irreversible del nervio óptico)
Efectos sistémicos: efectos en el sistema nervioso central,
transtornos cardiovasculares, alteraciones sanguíneas,
sensibilización, reacción alérgica.
Por inhalación de vapores: Irritaciones en mucosas, tos,
dificultades respiratorias.
No se descartan otras características peligrosas. Observar
las precauciones habituales en el manejo de productos
químicos.
12. Información Ecológica
12.1
12.2
12.3
Movilidad :
Reparto: log P(oct)= - 1,46
Ecotoxicidad :
12.2.1 - Test EC50 (mg/l) :
Bacterias (Photobacterium phosphoreum) = 25 mg/l ;
Clasificación : Extremadamente tóxico.
Crustáceos (Daphnia Magna) = 100 mg/l ; Clasificación :
Extremadamente tóxico.
Peces (C. auratus) = 44,5 mg/l ; Clasificación :
Extremadamente tóxico.
12.2.2 - Medio receptor :
Riesgo para el medio acuático = Alto
Riesgo para el medio terrestre = Alto
12.2.3 - Observaciones :
Elevada toxicidad.
Degradabilidad :
12.3.1 - Test : DQO 2,3 g/g
ThOD= 2,26 mg/g
DBO5 = 1,88 g/g
12.3.2 - Clasificación sobre degradación biótica :
DBO5/DQO Biodegradabilidad = Alta, más de 1/3
12.3.3 - Degradación abiótica según pH : -------
12.4
12.5
12.3.4 - Observaciones :
Producto biodegradable.
Acumulación :
12.4.1 - Test :
------12.4.2 - Bioacumulación :
Riesgo = ----12.4.3 - Observaciones :
Producto no bioacumulable.
Otros posibles efectos sobre el medio natural :
Producto contaminante del agua. Efecto bactericida. No
permitir su incorporación al suelo ni a acuíferos.
13. Consideraciones sobre la eliminación
13.1
13.2
Sustancia o preparado:
En la Unión Europea no están establecidas pautas
homogéneas para la eliminación de residuos químicos, los
cuales tienen carácter de residuos especiales, quedando
sujetos su tratamiento y eliminación a los reglamentos
internos de cada país. Por tanto, en cada caso, procede
contactar con la autoridad competente, o bien con los
gestores legalmente autorizados para la eliminación de
residuos.
2001/573/CE: Decisión del Consejo, de 23 de julio de 2001,
por la que se modifica la Decisión 2000/532/CE de la
Comisión en lo relativo a la lista de residuos.
Directiva 91/156/CEE del Consejo de 18 de marzo de 1991
por la que se modifica la Directiva 75/442/CEE relativa a los
residuos.
En España: Ley 10/1998, de 21 de abril, de Residuos.
Publicada en BOE 22/04/98.
ORDEN MAM/304/2002, de 8 de febrero, por la que se
publican las operaciones de valorización y eliminación de
residuos y la lista europea de residuos. Publicada en BOE
19/02/02.
Envases contaminados:
Los envases y embalajes contaminados de sustancias o
preparados peligrosos, tendrán el mismo tratamiento que los
propios productos contenidos.
Directiva 94/62/CE del Parlamento Europeo y del Consejo,
de 20 de diciembre de 1994, relativa a los envases y
residuos de envases.
En España: Ley 11/1997, de 24 de abril, de Envases y
Residuos de Envases. Publicada en BOE 25/04/97.
Real Decreto 782/1998, de 30 de abril, por el que se aprueba
el Reglamento para el desarrollo y ejecución de la Ley
11/1997, de 24 de abril, de Envases y Residuos de Envases.
Publicado en BOE 01/05/98.
14. Información relativa al transporte
Terrestre (ADR):
Denominación técnica: FENOL EN SOLUCIÓN
ONU 2821 Clase: 6.1 Grupo de embalaje: II
Marítimo (IMDG):
Denominación técnica: FENOL EN SOLUCIÓN
ONU 2821 Clase: 6.1 Grupo de embalaje: II
Aéreo (ICAO-IATA):
Denominación técnica: Fenol en solución
ONU 2821 Clase: 6.1 Grupo de embalaje: II
Instrucciones de embalaje: CAO 611
PAX 609
15. Información reglamentaria
15.1
Etiquetado según Directiva de la CE
Símbolos:
Indicaciones de peligro: Tóxico
Frases R: 23/24/25-48/20/21/22-34-68 Tóxico por inhalación,
por ingestión y en contacto con la piel. Nocivo: riesgo de
efectos graves para la salud en caso de exposición
prolongada por inhalación, contacto con la piel e ingestión.
Provoca quemaduras. Posibilidad de efectos irreversibles.
Frases S: 24/25-26-28a-36/37/39-45 Evítese el contacto con
los ojos y la piel. En caso de contacto con los ojos, lávense
inmediata y abundantemente con agua y acúdase a un
médico. En caso de contacto con la piel, lávese inmediata y
abundantemente con agua. Usense indumentaria y guantes
15.2
adecuados y protección para los ojos-la cara. En caso de
accidente o malestar, acuda inmediatamente al médico (si es
posible, muéstrele la etiqueta).
Número de índice CE: 604-001-00-2
Disposiciones particulares en el ámbito comunitario:
-----
16. Otras informaciones
Número y fecha de la revisión:3 13.07.06
Respecto a la revisión anterior, se han producido cambios en
los apartados: 3, 15.
Los datos consignados en la presente Ficha de Datos de
Seguridad, están basados en nuestros actuales
conocimientos, teniendo como único objeto informar sobre
aspectos de seguridad y no garantizándose las propiedades
y características en ella indicadas.
ANEXO F.
Principales agentes químicos antimicrobianos
(Martindale, 1993)
ANEXO G
Porcentaje de inhibición microbiano determinado mediante el
método de estrías
Tiempo
(horas)
0
4
8
12
16
20
24
28
32
36
40
44
48
52
56
60
64
68
72
76
80
84
88
92
96
100
104
108
Aeromonas
Chromobacterium
salmonicida
violaceum
CONCENTRACIÓN : CONCENTRACIÓN :
1%
3%
0%
0%
0%
0%
0%
0%
10% 10% 20%
0%
0%
0%
20% 20% 30%
10%
0%
0%
40% 50% 40% 10% 10% 20%
60% 70% 60% 20% 20% 20%
80% 90% 90% 20% 30% 30%
100% 100% 100% 40% 40% 40%
40% 40% 40%
40% 50% 40%
50% 50% 40%
60% 60% 60%
60% 60% 60%
60% 70% 60%
70% 70% 60%
70% 70% 70%
70% 80% 80%
90% 90% 90%
100% 100% 100%
Salmonella
choleraesuis
CONCENTRAC :2
%
0%
0%
0%
0%
0%
0%
0%
0%
0%
0%
0%
0%
0%
20% 10%
20% 20% 20%
20% 20% 20%
20% 20% 20%
20% 30% 20%
20% 40% 40%
40% 40% 40%
40% 40% 40%
40% 50% 40%
40% 60% 50%
50% 60% 60%
60% 60% 60%
60% 60% 60%
60% 60% 70%
60% 70% 70%
80% 80% 70%
80% 80% 80%
80% 80% 80%
80% 80% 80%
80% 90% 80%
80% 90% 80%
90% 90% 80%
90% 90% 90%
100% 100% 100%
ANEXO H
TABLA DE ANÁLISIS ESTADÍSTICO
ANÁLISIS ESTADÍSTICO
Source
SS
df
Model
Residual
MS
Number of obs
F( 3, 156)
Prob > F
R-squared
Adj R-squared
Root MSE
510446,485 3 170148.828
5253,51481 156 33.676377
Total
515700 159 3243.39623
concentrac
Coef.
Std. Err.
t
horas
intaerohoras
intchromoh~s
a=
b=
c=
.0100618
.08838
.0222326
91.24
35.51
19.84
0.9179894
3.138787
0.4410209
P>t
[95% Conf.
0
0
0
159
5052,47
0
0,9898
0,9896
5,8031
Interval]
0,8981145
2,964211
0,3971051
0,9378644
3,313363
0,4849366
El metodo utilizado fue una regresión lineal, con una estimación de minimos cuadrados ordinarios.
La ecuación a estimar fue:
% de inhibición= (a)*(número de horas que han pasado) + (b)*(termino interactivo del número de horas por la variable aeromonas) +
(d)* (termino interactivo del número de horas por la variable chromobacterias)
La variable aeromonas se define como una variable que toma el valor de 1 si son aeromonas y 0 en otro caso
La variable chromobacterias se define como una variable que toma el valor de 1 si son chromobacterias y 0 en otro caso
123
De forma sencilla las constantes estimadas (a), (b) y (d) se encuentran en la tabla, donde según como se estimo el modelo
las interpretaciones de cada una de ellas son:
a= El cambio en la concentración que presentan las salmonellas por cada hora que pasa (0.91 %)
b= el cambio adicional respecto a las salmonelas que presentan las aeromoras por cada hora que pasa (3.13 %)
c= el cambio adicional respecto a las salmonelas que presentan las chromobacterias por cada hora que pasa (0.44 %)
Con lo que adicionalmente se puede concluir:
a= El cambio en la concentración que presentan las salmonellas por cada hora que pasa (0.91 %)
a+b= El cambio en la concentración que presentan las aeromonas por cada hora que pasa (4.03 %)
a+d= El cambio en la concentración que presentan las chromobacterias por cada hora que pasa (1.35 %)
Adicionalmente se prueba la hipótesis de que no hay diferencia estadística de que las tres bacterias se comporten diferente,
lo que en términos de modelo es decir que b=0 y d=0. una prueba estadística llamada t se hace para cada una de esas
restricciones (se observa en la tabla) donde se rechaza esa hipótesis y se encuentra evidencia estadística a un nivel de
significancia del 1% que efectivamente las tres bacterias se comportan diferentes.
124