Informe Final - Instituto Nacional de Ecología y Cambio Climático

Dirección General de Investigación sobre la Contaminación Urbana y
Regional
Dirección de Investigación sobre Sustancias Químicas y Riesgos
Ecotoxicológicos
Estudio
“Monitoreo ambiental, determinantes de la exposición y efectos de
contaminantes críticos en humanos y biota en Coatzacoalcos,
Veracruz”
Número de convenio: INE/A1-047/2007
Informe Final
Dr. Jesús Mejía Saavedra
M. en C. Miguel Ángel Martínez Cordero
Fernando Díaz-Barriga Martínez
Responsable técnico por parte del
Investigadores
responsables
por
la Instituto Nacional de Ecología
Universidad Autónoma de San Luis Potosí
Autores:
Guillermo Espinosa-Reyes
César A. Ilizaliturri Hernández
Donaji J. González Mille
Nadia A. Pelallo
Arturo Torres-Dosal
Jesús Mejía Saavedra
Rogelio Costilla Salazar
Antonio Trejo Acevedo
Iván N. Pérez-Maldonado
Fernando Díaz-Barriga Martínez
Diciembre 2007
1
ÍNDICE
1 INTRODUCCIÓN..................................................................................................................................4
2 GUÍA DE MONITOREO Y BIOMONITOREO, Y DEL PROGRAMA DE MONITOREO..................................................6
2.1 CONVENIOS INTERNACIONALES EN MATERIA AMBIENTAL........................................................................6
2.2 COMPROMISOS ADQUIRIDOS POR MÉXICO...........................................................................................7
2.3 SITUACIÓN DE LOS COPS EN MÉXICO..................................................................................................7
2.4 LOS NUEVOS COP.........................................................................................................................7
2.5 INDUSTRIA QUÍMICA........................................................................................................................8
2.6 INDUSTRIA MINERA.........................................................................................................................9
2.7 ASPECTOS SOBRE LA INFORMACIÓN GENERAL DEL SITIO DE ESTUDIO......................................................11
2.7.1 GENERALIDADES.......................................................................................................................11
2.7.2 HISTORIA DEL SITIO...................................................................................................................12
2.7.3 INFORMACION BIÓTICA Y ABIÓTICA...............................................................................................13
2.7.4 INFORMACIÓN DEMOGRÁFICA.......................................................................................................17
2.7.5 VIVIENDA.................................................................................................................................18
2.7.6 ÁREAS DE RECREACIÓN..............................................................................................................18
2.7.7 ESPACIOS EDUCATIVOS...............................................................................................................18
2.7.8 VULNERABILIDAD DE LA COMUNIDAD............................................................................................19
2.7.9 FUENTES DE ALIMENTOS.............................................................................................................19
2.7.10 ASPECTOS MIGRATORIOS...........................................................................................................19
2.7.11 PREOCUPACIONES DE LA COMUNIDAD..........................................................................................20
2.8 MONITOREO AMBIENTAL................................................................................................................21
2.8.1 RUTAS DE EXPOSICIÓN................................................................................................................21
2.8.2 IDENTIFICACIÓN DE LAS RUTAS DE EXPOSICIÓN...............................................................................21
2.8.3 MATRICES AMBIENTALES ...........................................................................................................22
2.8.4 METALES Y METALOIDES............................................................................................................24
2.8.4.1 ANTECEDENTES GENERALES SOBRE COMPORTAMIENTO AMBIENTAL..................................................24
2.8.4.2 MÉTODO DE MUESTREO ..........................................................................................................25
2.8.4.3 CUANTIFICACIÓN DE METALES EN SUELO, SEDIMENTO Y POLVO.......................................................25
2.8.4.4 PROCEDIMIENTO DE DIGESTIÓN DEL SUELO, SEDIMENTO Y POLVO....................................................25
2.8.5 COMPUESTOS ORGÁNICOS PERSISTENTES Y STPB...........................................................................27
2.8.5.1 ANTECEDENTES GENERALES SOBRE COMPORTAMIENTO AMBIENTAL..................................................27
2.8.5.2 MÉTODO DE MUESTREO ..........................................................................................................28
2.8.5.3 CUANTIFICACIÓN DE STPB EN SUELO Y SEDIMENTO....................................................................28
2.8.6 COMPUESTOS ORGÁNICOS VOLÁTILES (BTEX)..............................................................................29
2.8.6.1 ANTECEDENTES GENERALES SOBRE COMPORTAMIENTO AMBIENTAL..................................................29
2.8.6.2 MÉTODO DE MUESTREO Y DE CUANTIFICACIÓN............................................................................30
2.8.6.3 MÉTODO ANALÍTICO................................................................................................................31
2.8.6.4 PREPARACIÓN DE LA MUESTRA..................................................................................................31
2.8.6.5 CALIBRACIÓN........................................................................................................................32
2.8.6.6 CUANTIFICACIÓN....................................................................................................................32
2.8.6.7 REPORTE DE RESULTADOS........................................................................................................32
2.8.6.8 CONDICIONES CROMATOGRÁFICAS RECOMENDADAS .....................................................................34
2.9 MONITOREO BIOLÓGICO.................................................................................................................36
2.9.1 EVALUACIÓN DE LA EXPOSICIÓN POBLACIÓN HUMANA......................................................................36
2.9.1.1 METALES Y METALOIDES.........................................................................................................36
2.9.1.2 SUSTANCIAS TÓXICAS PERSISTENTES BIOACUMULABLES STPBS EN PLASMA..................................37
2.9.1.3 COMPUESTOS ORGÁNICOS VOLÁTILES.......................................................................................37
2
2.9.1.4 MÉTODOS DE ANÁLISIS DE BTEXS EN MUESTRAS BIOLÓGICAS NORMADOS EN MÉXICO. ....................39
2.9.2 EVALUACIÓN DE LA EXPOSICIÓN BIOTA..........................................................................................42
2.9.2.1 MÉTODO DE MUESTREO...........................................................................................................42
2.9.2.2 METALES Y METALOIDES.........................................................................................................43
2.9.2.3 SUSTANCIAS TÓXICAS PERSISTENTES BIOACUMULABLES STPBS EN TEJIDOS...................................43
2.9.3 EFECTOS BIOLÓGICOS Y CONSIDERACIONES EN SU EVALUACIÓN..........................................................47
2.9.4 BIOMARCADORES ......................................................................................................................47
2.9.4.1 TIPOLOGÍA Y CARACTERÍSTICAS GENERALES DE LOS BIOMARCADORES DE EFECTO..............................47
2.9.4.2 CRITERIOS DE SELECCIÓN DE LOS BIOMARCADORES DE EFECTO.......................................................49
2.10 EFECTOS BIOLÓGICOS DE LOS CONTAMINANTES................................................................................52
2.10.1 EFECTOS GENOTÓXICOS............................................................................................................53
2.10.2 EFECTOS ENDOCRINOS..............................................................................................................55
2.10.3 RESPUESTAS HEMATOLÓGICAS Y FISIOLÓGICAS..............................................................................56
2.11 REFERENCIAS DE LA GUÍA DE MONITOREO Y BIOMONITOREO, Y DEL PROGRAMA DE MONITOREO...............58
3 RESULTADOS DEL ESTUDIO................................................................................................................63
3.1 SEDIMENTO Y SUELO.....................................................................................................................63
3.2 RESULTADOS EN ESPECIES SILVESTRES..............................................................................................75
3.2.1 IGUANAS..................................................................................................................................75
3.2.2 CANGREJOS..............................................................................................................................79
3.2.3 PECES......................................................................................................................................79
3.2.4 ANFIBIOS.................................................................................................................................82
3.2.5 PLOMO EN SANGRE DE NIÑOS.......................................................................................................90
3.2.6 METODOLOGÍAS DE LABORATORIO................................................................................................92
4 CONCLUSIONES Y DISCUSIÓN ............................................................................................................94
5 REFERENCIAS..................................................................................................................................96
6 ANEXO........................................................................................................................................102
3
1 INTRODUCCIÓN
El Instituto Nacional de Ecología (INE) y la Universidad Autónoma de San Luis
(UASLP) elaboraron, durante 2005, una metodología de evaluación de riesgo
integrado que permitiera el análisis de riesgos tanto para la salud humana como
para los componentes ecológicos. Dicha metodología fue diseñada con la
participación de instituciones de reconocido prestigio y experiencia en el tema, a
través de dos talleres de expertos, haciéndose énfasis en la necesidad de
considerar limitaciones financieras y de recursos humanos propios de países con
economías en desarrollo (INE, 2005a).
Durante 2005, la propuesta metodológica se aplicó en el municipio de Villa de la
Paz, en el estado de San Luis Potosí, localidad en la que la actividad minera
desarrollada por más de 200 años ha dejado residuos de tipo terreros y jales que
contienen concentraciones elevadas de arsénico y plomo. Esta primera aplicación
de la propuesta metodológica mostró el riesgo potencial, tanto para la población
humana como para la biota del sitio, al evaluar el daño al ADN en los niños
habitantes del lugar y en roedores (Dipodomys merriami) (INE, 2005b).
En 2006, el INE y la UASLP desarrollaron el estudio “Diseño y aplicación de una
metodología para la evaluación integrada de riesgos ambientales en sitios
contaminados de México - caso de estudio Coatzacoalcos, Veracruz.”
(INE,
2006) aplicando la propuesta metodológica de evaluación integrada de riesgos en
la población infantil y en la biota de Coatzacoalcos. Los contaminantes evaluados
fueron algunos metales y compuestos orgánicos. Con el biomonitoreo realizado
en el plasma de niños incluidos en el estudio se encontró que éstos habían estado
expuestos a lindano, DDE, mirex (cuyo uso no está autorizado en México), y
varios congéneres de bifenilos policlorados (PCB). Cabe destacar que se
encontró que la concentración de plomo en sangre en más del 80% de los niños,
de dos localidades, superaba los 10 µg/dl, es decir, la categoría I de la NOM-199SSA1-2000. En lo que se refiere a la biota, se detectó exposición a lindano, DDT,
DDE, mirex, aldrín y varios congéneres de PCB como mostraron los
biomarcadores de exposición en el plasma de peces, anfibios, iguanas, sapos y
cocodrilos. Se encontró también daño genotóxico evidenciado por el ensayo
cometa en lombrices, anfibios y en distintas especies de peces.
El presente informe integra los resultados de la evaluación de la presencia y
exposición de Compuestos Orgánicos Persistentes (COP) y metales pesados en
diferentes matrices ambientales como sedimento y suelo y muestras biológicas de
anélidos, crustáceos, peces, anfibios, reptiles y humanos, en la región de
Coatzacoalcos, Veracruz. En esta zona se ubica una de las principales zonas
industriales del país, la cual ha estado impactando el ambiente desde sus
orígenes en la década de los 70. En la actualidad, el Río Coatzacoalcos y las
zonas aledañas a los complejos industriales están considerados por diversos
autores como uno de los sitios más contaminados del país debido a una gran
cantidad de mezclas de diferentes agentes tóxicos registrados en diversos
estudios ambientales y biológicos.
2 GUÍA DE MONITOREO Y BIOMONITOREO, Y DEL PROGRAMA DE MONITOREO
Hasta principios de la década de los setenta, se pensaba que la
contaminación era un fenómeno circunscrito a las zonas en que se generaban los
contaminantes. Por ello, en cada país la preocupación se limitaba a las regiones
en que la concentración de los contaminantes era más alta o mayor su
peligrosidad. Sin embargo, poco a poco se ha cobrado conciencia de que la
contaminación es un problema que a todos afecta y que, por lo mismo, su control
es responsabilidad de todos, independientemente de la distancia de los sitios en
donde se producen los contaminantes. Por lo tanto, el problema de la
contaminación se ha vuelto un fenómeno global (Flores, 2004). Estos problemas
son actualmente de tal magnitud que la Organización de las Naciones Unidas ha
realizado varias reuniones de sus países miembros para lograr una disminución
de las causas y efectos de la contaminación global.
2.1
Convenios internacionales en materia ambiental
Entre los convenios y convenciones internacionales sobre sustancias
químicas y residuos peligrosos más importantes están: La Convención de
Basilea que establece el control transfronterizo de residuos y su disposición; esta
se realizó en 1989, como respuesta a la incertidumbre de que los residuos tóxicos
de los países desarrollados se enviaran para su disposición a países en vías de
desarrollo o con economías en transición (Interim, 2002); La Convención de
Rótterdam que se estableció en 1998, que constituye el procedimiento de
consentimiento para el manejo de ciertas sustancias químicas peligrosas y
plaguicidas, objeto del comercio internacional. Los esfuerzos de la convención se
concentraron en los países carentes de infraestructura adecuada y suficiente para
el monitoreo y uso de estas sustancias (Interim, 2002); El Convenio de
Estocolmo establecido en mayo de 2001 en Estocolmo, Suecia; 127 países
adoptaron el tratado de las Naciones Unidas para prohibir o minimizar el uso de
doce de las sustancias tóxicas más utilizadas en el mundo, mismas que están
consideradas como causantes de efectos adversos tanto en humanos como en
biota. Las doce sustancias establecidas en el convenio incluyen ocho plaguicidas
(Aldrina, Clordano, DDT, Dieldrina, Endrina, Heptacloro, Mirex, Toxafeno), dos
productos industriales (Bifenilos Policlorados y Hexaclorobenceno) y dos
subproductos de diversos procesos de combustión (Dioxinas y Furanos). El
objetivo de la Convención de Estocolmo es eliminar o restringir la producción y
uso
de
los
Contaminantes
intencionalmente.
Además,
se
Orgánicos
busca
Persistentes
minimizar
la
que
se
generación
fabrican
de
los
contaminantes producidos de manera no intencional (Yarto et al., 2003).
2.2
Compromisos adquiridos por México
En el Artículo 7 de la Convención de Estocolmo se establece que los
países signatarios deberán preparar Planes Nacionales de Implementación (PNI).
Estos PNI deberán definir las líneas de acción para iniciar actividades tendientes
a proteger la salud humana y del ambiente de los efectos de los Contaminantes
Orgánicos Persistentes (COPs). Así como, construir un marco de referencia para
desarrollar e implementar de forma sistemática y participativa una reforma
regulatoria y establecer prioridades de política y finalmente, promover el
fortalecimiento de capacidades y programas de inversión.
2.3
Situación de los cops en méxico
Con la finalidad de cumplir con los convenios internacionales adquiridos
por México se han realizado estudios sobre COPs, también se han negociado
acuerdos en el seno de la Comisión de Cooperación Ambiental de América de
Norte, con la finalidad de implementar Planes de Acción Regionales (PARAN) y
se iniciaron diversas acciones de gestión y regulación. Actualmente México
cuenta con un avance significativo en el control de varios de los compuestos
establecidos en Estocolmo, sin embargo, aún quedan acciones por realizar,
mismas que pueden formar parte de los Planes Nacionales de Implementación de
la Convención de Estocolmo, que se encuentra en proceso de elaboración con la
participación de diversas dependencias.
2.4
Los nuevos COP
Debido a que se han venido realizando diversas investigaciones las cuales
han revelado diferentes efectos atribuidos a contaminantes que no forman parte
de la “docena sucia”, pero que tienen características similares en la Convención
de Estocolmo se establece que cualquier gobierno puede, mediante una
argumentación adecuada, proponer la adición de uno o mas contaminantes. Por
lo tanto, es fundamental el desarrollo de actividades de investigación con la
finalidad de identificar las sustancias candidatas y establecer cuales de ellas son
de mayor importancia para México, determinar sus usos y lugares de acceso al
país, así como definir mecanismos para lograr la disminución de su uso y el
control de las otras sustancias tóxicas persistentes que no puedan ser sustituidas
por alternativas menos riesgosas. Para lograr esto es necesario reunir suficiente
evidencia científica que permita proponer una o mas de estas sustancias para su
incorporación a la Convención de Estocolmo sobre contaminantes orgánicos
persistentes.
2.5
Industria química
Este es uno de los sectores más dinámicos de la economía nacional, esta
incluida en el sector de la transformación. La competencia internacional, propia de
una economía abierta, exige una industria con alto grado de tecnificación,
eficiente en el uso de recursos y energía, con un mínimo impacto ambiental. El
calentamiento global, la deforestación, la perdida de biodiversidad y otros
problemas ambientales preocupan a la sociedad. En este sentido, se reconoce
que los problemas de la protección ambiental, que gradualmente surgieron en los
siglos anteriores, se agudizaron bruscamente en la segunda mitad del siglo XX a
causa de la Revolución Científica y Tecnológica.
Una de las causas mas importantes que va alterando nuestro medio de
manera silenciosa y constante, es la presencia de diversos grupos de
contaminantes como las Sustancias Tóxicas Persistentes y Bioacumulables
(STPBs) que comprenden a los pesticidas (Aldrin, Clordano, DDT, Dieldrina,
Endrina, Hexaclorobenceno, Heptacloro, Mirex, Toxafeno); Bifenilos Policlorados
(PCBs); los compuestos no intencionales: Dioxinas (PCDD) y Furanos (PCDF);
otras sustancias candidatas a la inclusión al convenio de Estocolmo como:
Hidrocarburos
Aromáticos
Policíclicos
(HAPs);
Hexaclorociclohexanos;
compuestos polibromados, compuestos organometálicos (plomo y mercurio) entre
otros (Yarto et al., 2003; INE, 2004) son químicos muy estables propensos a viajar
distancias considerables y resistentes a los procesos de degradación natural, la
mayoría de ellos se producen para su uso como plaguicidas y algunos para ser
usados como químicos en procesos industriales, y otros como subproductos que
se generan de manera no intencional a partir de ciertas actividades humanas,
tales como los procesos de combustión o generación de energía (PNUMA, 2005).
En los países donde se han utilizado estos compuestos es frecuente encontrar
residuos de ellos en alimentos, debido a su persistencia en el ambiente y a sus
características de bioacumulación y biomagnificación a lo largo de la cadena
alimentaría. Lo cual es preocupante debido a que se ha demostrado que varios de
estos compuestos tóxicos generan efectos adversos tanto en población humana
como en biota (ATSDR, 2002).
2.6
Industria minera
La industria minera es una de las actividades que contribuye en mayor
medida a la contaminación del ambiente. Esta actividad libera principalmente
metales y metaloides como: As, Cd, Cr, Mg, Pb, Zn; no obstante, esta contribuye
de manera significativa a la economía nacional de 158 países (UNEP, 2000), sin
embargo, millones de personas están expuestas a los efectos adversos
ocasionados por metales en las regiones mineras, por ejemplo, se estima que los
mineros representan el 1% de la mano de obra global, esto es aproximadamente
30 millones de trabajadores (Joyce, 1998). Además, hay que tener en cuenta que
entre 11 y 13 millones de personas practican la minería de forma tradicional
(UNEP, 2000). La salud ocupacional se ha estudiado de manera intensa (Fisher,
1998), sin embargo, existen pocos estudios referentes a la salud de las personas
que viven en sitios mineros, especialmente la de los niños. La mayoría de los
trabajos que se han realizado con niños en sitios mineros u hornos de fundición
evalúan la exposición (Díaz-Barriga et al., 1993, 1997; Hwang et al., 1997;
Murgueytio et al., 1998; Yáñez et al., 2003) y se han registrado pocos efectos
biológicos (Counter 1997; Calderón et al., 2001; Yáñez et al., 2003). Por lo tanto,
si tomamos en cuenta que aproximadamente 40 millones de personas se dedican
a la minería, una gran cantidad de niños podrían estar expuestos de manera
directa a los impactos asociados a la industria minera, por lo que resulta
necesario realizar estudios que evalúen los efectos biológicos en población infantil
que habite en sitios mineros.
Debido a los compromisos internacionales adquiridos por México en
materia ambiental, la preocupación mundial y la necesidad de generar evidencia
científica, este documento tiene como objetivo fungir como una guía de monitoreo
ambiental que sea referencia para asistir en el cumplimiento de los tratados y
convenios internacionales que México ha suscrito en materia de contaminación
por sustancias tóxicas.
Cabe mencionar que la presente guía no pretende ser un manual
exhaustivo o ser aplicable a todos los contextos, sino que busca ser un elemento
de apoyo para las partes interesadas y que son el resultado de nuestra
experiencia en el estudio de sitios contaminados. Esta tiene un especial énfasis
en el abordaje metodológico de nuestros trabajos previos realizados en la región
de Coatzacoalcos, Veracruz.
La estructura general del documento comprende cuatro grandes secciones:
1) Aspectos sobre la información general del sitio.- En esta sección se
pretende enlistar aspectos y consideraciones importantes para el abordaje inicial
del sitio de estudio, tomando en cuenta desde factores bióticos y abióticos hasta
socioculturales.
2) Monitoreo ambiental.- Se describe de manera general el proceso
metodológico desde la obtención de la muestra hasta la cuantificación de
diferentes
compuestos
[(Metales,
Sustancias
Tóxicas
Persistentes
Bioacumulables (STPBs) y Compuestos Orgánicos Volátiles (COVs)] en varias
matrices ambientales.
3) Monitoreo biológico.- Se describe de manera general el proceso
metodológico desde la obtención de la muestra hasta la cuantificación de
diferentes
compuestos
[(Metales
y
Sustancias
Tóxicas
Persistentes
Bioacumulables (STPBs)] en varias matrices biológicas.
4) Información sobre algunos efectos biológicos y consideraciones en
su evaluación. Esta sección comprende definiciones y consideraciones
generales sobre el uso de biomarcadores así como la descripción general de
algunos efectos biológicos (genotoxicidad, disrupción endocrina y respuestas
fisiológicas) útiles para el biomonitoreo.
2.7
Aspectos sobre la información general del sitio de estudio
La información debe buscarse en diversas fuentes, incluyendo las oficiales,
las universitarias, las de consultorías privadas, etc. Durante la visita al sitio (ver
más adelante), podrá corroborarse o completarse la información obtenida.
2.7.1 Generalidades
Nombre del sitio. Deben incluirse el nombre oficial y la denominación
popular.
Ubicación del sitio. La información de este punto deberá complementarse
anexando un mapa donde claramente se señale la localización y el área de
influencia del sitio. Además de las coordenadas (georeferencia en unidades UTM
y geográficas), siempre es importante referir la ubicación a un punto geográfico
conocido, como una ciudad, un río, lago, etc.
Tipo de sitio. Exponer la descripción que mejor se acerque a la realidad
del sitio. Por ejemplo: campo agrícola; zona minera; área industrial; microindustria
(especificando el tipo); depósito no controlado (de residuos sólidos o líquidos, de
residuos
industriales,
urbanos,
hospitalarios,
etc.);
área
impactada
por
contaminación natural (especificando); etc.
Información oficial sobre los tóxicos presentes en el sitio. Para la
mayoría de los sitios, es poco probable que exista este tipo de información; sin
embargo, en caso de que la hubiere, es de suma importancia que incluya datos
que permitan establecer la calidad y por ende, la confiabilidad de la misma. En
caso de no contarse con esta información, el evaluador deberá anotarlo en su
reporte.
Descripción
del
proceso
contaminante
ó
del
origen
de
la
contaminación. En muchos casos será factible la identificación de la fuente
contaminante y por ende, podrá establecer el proceso que da lugar al problema
ambiental; sin embargo, es importante considerar que en algunos casos el origen
de la contaminación se encuentra alejada del sitio. Por ejemplo, el origen de la
contaminación de un lago puede estar gradiente arriba de algún río afluente de él.
Actividades que se desempeñan en el sitio. Deberán incluirse todas las
actividades que pudieren afectar de alguna manera el escenario de exposición,
así por ejemplo, dentro de las económicas, habría que apuntar las actividades
industriales, comerciales, agropecuarias, etc. Entre las actividades recreativas se
pueden incluir natación en ríos, cacería, presencia de campos deportivos, etc.
Para la evaluación de la exposición se requiere que las actividades incluyan
temporalidad (por ejemplo, en épocas de vacaciones, sólo los fines de semana,
ocho horas diarias, etc.). A fin de estimar el riesgo de la exposición, es necesario
describir los usos del suelo pasados, presentes y futuros (zona industrial,
residencial, comercial, recreativa, agrícola, etc.).
Descripción de barreras que impidan el acceso al sitio. El libre acceso
al área contaminada permite la exposición de la población a las sustancias
químicas. Por ejemplo, en un lugar donde hubiese residuos industriales
almacenados en
tambos, los pobladores podrían entrar en contacto con los
residuos al utilizar dichos tambos para almacenar agua potable.
2.7.2 Historia del sitio
Esta sección tiene
como objetivo la recopilación de información para
contestar cuatro preguntas:
¿ Cuál es el origen de la contaminación ?
¿ Desde cuándo existe la contaminación en el sitio ?
¿ La contaminación ha sido siempre la misma ?
¿ Desde cuándo ha ocurrido la exposición humana a los contaminantes ?
Inicio
de
operaciones
de
la
fuente
contaminante
o
de
la
contaminación. Probablemente en algunas ocasiones, la fecha de los eventos
deberá obtenerse de entrevistas efectuadas con pobladores del lugar; en caso de
que así ocurra, deberá verificarse la fecha mediante entrevistas con dos o más
personas independientes.
Eventos desde el inicio de operación (y de la contaminación). Deberán
registrarse todos los acontecimientos significativos que hayan determinado el tipo
de contaminación a través del tiempo. Por ejemplo: ¿La contaminación ha sido
siempre del mismo tipo? ¿Han existido otras fuentes contaminantes, ahora
clausuradas o abatidas? ¿El sitio ha tenido siempre el mismo uso de suelo?
¿Dónde almacenaban los residuos décadas atrás? ¿Han existido fugas del
contaminante?
Historia
de
actividades
humanas
relacionadas
con
el
área
contaminada. Deberán registrarse todos los acontecimientos que determinen el
tipo de exposición humana a los contaminantes del sitio. Por ejemplo: ¿Existían
áreas de recreación en las zonas contaminadas? ¿Había campos agrícolas en las
áreas ahora urbanizadas?
Acciones realizadas para remediar el problema de contaminación. En
algunos sitios podrían haberse llevado a cabo acciones de restauración parcial o
total que fueren importantes para definir el actual riesgo del sitio. Por ejemplo,
pavimentación de zonas sobre suelo contaminado, confinamiento de tambos con
material peligroso, etc. Las acciones de restauración deben tomarse en cuenta ya
que pudieron haberse dado en situaciones de emergencia y por lo tanto, podrían
no ser las más adecuadas. En uno de los anteriores ejemplos, el almacenamiento
de los tambos en las celdas podría haberse dado en condiciones no controladas ó
pudiera ocurrir que las celdas estuviesen construidas con material permeable que
en el futuro facilitara la lixiviación de los residuos.
2.7.3 Informacion biótica y abiótica
Para esta sección es de suma utilidad la información que pueda obtenerse
de las Instituciones Oficiales (por ejemplo, en México sería el caso del Instituto
Nacional de Estadística, Geografía, e Informática).
Fisiografía. Deberá recopilarse información topográfica del sitio e
información relevante para el transporte y destino de los contaminantes. Por
ejemplo: presencia de fracturas geológicas que pudiesen conectar a la superficie
con cuerpos de agua profunda; cavernas o deformaciones del terreno donde
pudiese haber almacenamiento clandestino de residuos peligrosos o basura
municipal; características del terreno que posibilitaran la generación de corrientes
de agua en épocas de lluvia, etc.
Se deberá hacer una descripción de las principales unidades fisiográficas y
geomorfológicas. Las unidades deben de describir el tipo de geoforma (cerros,
depresiones, laderas, etc.); ubicación, extensión, altitud, pendiente, factores
erosivos predominantes, etc. El evaluador deberá realizar cartografía con la
finalidad de sintetizar y contextualizar la información que ayudará a la realización
del modelo conceptual.
Geología. De forma general debe realizarse una descripción geológica del
área, en la cual se deberán tomar en cuenta aspectos de geología: a) histórica –
origen, desarrollo y procesos a través del tiempo que dieron forma a la geología
local-, b) estratigráfica (composición, edad, profundidad, dureza y permeabilidad
de los estratos, presencia de fallas y fracturas) y c) estructural (descripción
litológica, composición mineralógica, etc.). Otro aspecto que debe presentarse en
esta parte es la susceptibilidad de la zona a: sismos, deslizamientos, derrumbes u
otros movimientos de suelo o roca y posible actividad volcánica.
Suelo. Se deberán describir los tipos de suelo de acuerdo con la
clasificación de FAO-UNESCO, así como sus principales características físico
químicas como: la estructura, textura, materia orgánica, profundidad, fases, pH,
bases intercambiables, porosidad, conductividad térmica e hidráulica, salinización
y capacidad de saturación. Se deberá describir su susceptibilidad a la: erosión,
acidificación, compactación, etc. Así como la estabilidad edáfica. El evaluador
deberá realizar cartografía con la finalidad de sintetizar y contextualizar la
información que ayudará a la realización del modelo conceptual.
Hidrología. Se deben describir los aspectos geohidrológicos e hidrológicos
de la(s) cuenca(s) en la(s) que se encuentra localizado el sitio. Se deben incluir
aspectos de recarga de acuíferos, transporte y aprovechamiento de aguas
subterráneas así como datos relativos a: profundidad de acuíferos, nivel freático,
porosidad, tasas de infiltración, de calidad de agua subterráneas, presencia de
fallas y fracturas, localización de pozos y norias.
En cuanto a la hidrología superficial se deben señalar los cuerpos de aguas
superficiales que puedan ser afectados por los contaminantes. Señalar además la
calidad del agua de acuerdo a parámetros fisicoquímicos (pH, conductividad,
sólidos suspendidos totales, DQO, y coliformes totales) y metales como Pb, Cd,
Cu, Zn. Se deben de tomar en cuenta para esta descripción: la capacidad de
transporte, migración y acumulación de los contaminantes hacia otras áreas,
superficies o ecosistemas. Para la hidrología subterránea se deben describir
aspectos como profundidad y dirección de acuíferos, principales usos y calidad
del agua.
En el caso de que el sitio se localice en una zona marina se deben de
tomar en cuenta para la descripción: tipo de costa, ambientes, fisiografía y
batimetría. Se debe hacer además la caracterización física de las masas de agua
(salinidad, temperatura, oxígeno disuelto, características generales del ambiente
abiótico). Si el sitio se localiza en una zona costera se deben de tomar en cuenta
los márgenes del sistema lagunar, batimetría, calidad del agua (salinidad, oxígeno
disuelto, nitritos, nitratos, fosfatos y amonio) Para ambos casos se deben
considerar las condiciones generales y las variaciones estacionales.
Agua Superficial. Se requiere su clasificación (arroyo intermitente, río,
lago, etc.). Información sobre sus usos (consumo humano, agrícola, abrevadero,
pesca, recreación, lavado de ropa, etc.). Datos sobre descargas industriales,
agrícolas, urbanas, etc. Antecedentes sobre inundaciones en los últimos años. En
caso de que las inundaciones sean frecuentes: ¿El sedimento ha contaminado el
suelo?
Agua Subterránea. Clasificación (acuífero no confinado, semiconfinado ó
confinado). Dirección de la corriente subterránea. Antigüedad, localización,
profundidad y usos de los pozos ubicados en la región. ¿Puede contaminarse el
acuífero por el material presente en la superficie? ¿Existen datos de
sobreexplotación del acuífero? ¿El acuífero superficial podría estar en contacto
con el acuífero profundo a través de los pozos? En caso de que no hubiere
antecedentes en la zona del sitio, habrá que examinar la información oficial que
hubiere sobre la región. La dirección de la corriente subterránea puede estimarse
con base al nivel del agua en los pozos profundos del área.
Recursos Naturales. ¿Puede existir contaminación de la flora y fauna?
¿Pueden llegar los contaminantes a través de la cadena alimentaria hacia el
hombre? ¿El recurso contaminado es fuente de alimento de la comunidad? ¿El
recurso contaminado se emplea como cocción para las actividades del hogar
(cocción de alimentos, baño diario)?
Vegetación. Describir los tipos de vegetación terrestre y/o acuática y su
distribución geográfica, de acuerdo con el sistema de clasificación INEGI (o a su
sistema de clasificación) así como su estado de conservación. Se deberá de
elaborar un listado de las especies presentes en el área de estudio así como
resaltar las que estén bajo algún estado de protección (de acuerdo a la normativa
nacional e internacional), así como aquellas que se puedan considerar de
relevancia ecológica, cultural, científica o comercial. Es muy importante describir
en este punto el uso de suelo y vegetación que represente las principales
actividades productivas como ganadera, agricultura, minería.
Fauna. Se deberá realizar un inventario de las especies o comunidades
faunísticas terrestres, acuáticas y de humedal reportadas o avistadas en el sitio;
se deberá indicar su distribución espacial, abundancia, así como aspectos
fenológicos. Se identificarán aquellas especies que estén bajo algún estado de
protección (de acuerdo a la normativa nacional e internacional), así como aquellas
que se puedan considerar de relevancia ecológica, cultural, científica o comercial.
Se deberán identificar los radios de actividad para aquellos grupos considerados
como vulnerables, así como de las áreas sensibles como corredores biológicos,
zonas de anidación, refugio, alimentación y crianza. También es relevante
identificar y mencionar sucesos biológicos únicos como migraciones en masa,
zonas de presencia de juveniles.
Datos meteorológicos relevantes. Promedio anual de precipitación
pluvial, época de máxima precipitación y época de estiaje (secas). Temperatura
promedio anual, época de frío y época de calor. Dirección de vientos
predominantes (rosa de vientos). Cambios de vientos según las épocas del año.
Otros datos relevantes del sitio. Se deberán describir los principales tipos de clima
según la clasificación de Köppen (o de acuerdo a su clasificación local o regional).
Así como los principales datos meteorológicos del sitio como: precipitación-
temperatura mensual, anual y extremas, humedad relativa y absoluta, balance
hídrico (evaporación-evotranspiración), radiación e incidencia solar, vientos
predominantes (dirección y velocidad) mensual y anual, época de estiaje, lluvia
etc. El evaluador deberá realizar cartografía, diagramas ombrotérmicos y rosas de
vientos, con la finalidad de resumir y contextualizar la información. Mientras más
información histórica se recabe del área, se tendrá una mayor comprensión de los
ciclos climáticos de la zona de estudio. Es importante describir fenómenos
meteorológicos
extremos
como
huracanes,
nortes,
tormentas
tropicales,
inundaciones, heladas y nevadas.
2.7.4 Información demográfica
La información de esta sección debe obtenerse a partir de los datos
censales. Sin embargo, siempre que sea posible, durante la visita al sitio habrá
que verificar la información obtenida. Los objetivos de la información demográfica
son: (1) definir la magnitud de la población mayormente expuesta; y (2) establecer
con detalle la distribución por edades, sexo y grupos étnicos. En el Censo
Mexicano la información demográfica está vertida en áreas denominadas AGEBs
(Áreas Geoestadísticas Básicas), por lo tanto, es factible establecer la cantidad de
individuos que viven a diferentes distancias de la fuente contaminante.
Un hecho particularmente importante es el conocimiento de los grupos
étnicos. Diversos factores toxicológicos afectan más a unos grupos que a otros
(por ejemplo, el efecto endocrino del plomo se presenta más en mujeres
afroamericanas (Selevan et al., 2003), en tanto, la excreción de creatinina por
orina, un factor muy empleado para ajustar las concentraciones urinarias de
tóxicos, es diferente entre grupos de edad, géneros y etnicidad (Canfield et al.,
2003). Basten estos dos ejemplos para puntualizar la importancia de este tipo de
conocimiento.
2.7.5 Vivienda
Debe obtenerse conocimiento sobre: i) tipo de vivienda (material de
construcción, tipo de piso, contar con patio doméstico de tierra, etc.); ii)
localización del área residencial con respecto a la fuente (distancia, localización
con respecto a la dirección de vientos predominantes, etc.); iii) antigüedad del
área residencial; iv) presencia de contaminantes interiores (fumigación de
insecticidas en zonas palúdicas, empleo de leña para la cocción de alimentos,
etc.); v) proyectos de crecimiento del área residencial; vi) localización del
dormitorio y del área de preparación de alimentos; vii) industria familiar localizada
en la misma dirección de la vivienda (carpinterías, ladrilleras, invernaderos, etc.),
viii) tiempo que pasa la mujer cocinando, el niño en interiores (cualquier
información útil para establecer patrones de comportamiento en el interior de la
vivienda) ; ix) otros.
2.7.6 Áreas de recreación
Sobre las áreas donde juegan los niños es importante conocer: i) el
material con el cual están construidos los juegos (en algunos casos de juegos de
madera, la madera está tratada con insecticidas organoclorados o en base a la
mezcla cromo-cobre-arsénico); ii) el tipo de piso del área de recreación (pasto,
tierra, material sintético, trozos de llanta, etc.); iii) localización del área con
respecto a la fuente (distancia, localización con respecto a la dirección de vientos
predominantes, etc.); iv) antigüedad del área; v) eventos de restauración en el
área (por ejemplo, cambio de suelo, plantar pasto, poner cemento, etc.); vi)
frecuencia de juego (importantísimo para el momento de estimar el riesgo); vii)
otros. Es muy importante establecer si los niños juegan donde existen tóxicos
(residuos mineros, áreas agrícolas con plaguicidas, ríos contaminados, etc.).
2.7.7 Espacios educativos
Debe obtenerse una información similar a la que se recopile para la
vivienda, enfatizando tiempo de recreo y características del área de recreación.
¿Los niños tienen que caminar para llegar a la escuela, por dónde, a qué hora?
2.7.8 Vulnerabilidad de la comunidad
Puede consultarse el índice de marginación de la CONAPO (Consejo
Nacional de Población) que incluye entre otros a factores como el nivel
socioeconómico, los tipos de vivienda, el nivel académico, el acceso a drenaje y
agua potable, etc. Además, el evaluador podrá advertir otros factores como
acceso a servicios médicos, disposición y manejo de basura doméstica (el
quemar basura puede ser fuente de dioxinas, hidrocarburos aromáticos
policíclicos, etc.), hacinamiento, consanguinidad, etc. Es decir, cualquier factor
que pudiera incrementar la exposición a las sustancias químicas o que pudiere
aumentar el número de tóxicos a los cuales pudieran estar expuestos los
individuos de la comunidad.
2.7.9 Fuentes de alimentos
¿Los alimentos pudieran estar contaminados con los plaguicidas que se
emplean en la zona (áreas agrícolas), o con polvo rico en metales (zonas mineras
o metalúrgicas), etc.? ¿Los alimentos lácteos podrían estar contaminados con
compuestos organoclorados, bromados, etc? ¿Preparan sopas, bebidas, alimento
de bebé, etc., con el agua contaminada (áreas con fuentes de agua
contaminada)? ¿Emplean barro vidriado (plomo)? ¿El pescado podría traer
metales, contaminantes orgánicos persistentes u otros tóxicos? En fin, hay que
obtener información sobre los alimentos, la procedencia, la variedad, la cantidad y
la frecuencia de consumo.
2.7.10 Aspectos migratorios
En México, en zonas marginadas es común que se presenten altos índices
de migración, bien dentro del país para ir a trabajar a zonas urbanas o a campos
agrícolas, bien fuera del país. Es importante considerar la migración porque abre
opciones a cambiar patrones de exposición, pero además, puede incrementar la
cantidad de basura compleja (empaques de material eléctrico, computadoras
obsoletas, piezas de coches antiguos, etc.). En otro sentido, los materiales
(bienes) que los trabajadores migrantes llevan a sus comunidades podrían ser
materiales tratados con sustancias químicas producidas en el mundo desarrollado
(por ejemplo, los retardantes de flama).
2.7.11 Preocupaciones de la comunidad
La interacción con la comunidad es clave para el buen desarrollo del
estudio. Los miembros de la comunidad afectada deben estar enterados de los
trabajos que se realizarán en el sitio. Para ello, deberán buscarse las mejores
estrategias de comunicación de riesgo; incluyendo desde luego, la honestidad y el
uso de un lenguaje claro y franco. El evaluador debe establecer un listado de las
preocupaciones
comunitarias
relacionadas
con
el
sitio,
en
materia
de
contaminación, salud y estrategias de limpieza. Se recomienda la recopilación de
la información publicada en los medios locales de comunicación (editando el
amarillismo y las noticias sin sustento). Asimismo, deben efectuarse entrevistas
con miembros de la comunidad, autoridades locales y personal médico de la
región (poner atención en las clínicas rurales de salud). Si el evaluador realizó
una buena labor en este punto, al final deberá contar con un listado de las
preocupaciones de la comunidad en lo referente a los riesgos en salud asociados
al sitio contaminado y con una visión clara del sentir comunitario sobre cómo debe
manejarse la problemática del área en estudio.
2.8
Monitoreo ambiental
2.8.1 Rutas de exposición
El concepto de ruta de exposición se refiere al camino que sigue el
contaminante desde su fuente hasta la población. Toda ruta se constituye
entonces de cinco componentes:
1. Fuente de contaminación. Fuente que emite contaminantes al ambiente.
2. Medio ambiental. Medio responsable de transportar los contaminantes desde
la fuente hasta el punto de exposición: aire, agua, suelo, polvo, alimento, etc.
3. Punto de exposición. Lugar donde la población (humana o biota) entra en
contacto con los contaminantes (pozos profundos, área de recreación infantil,
grifos caseros, cuerpos de agua, madrigueras, etc.).
4. Vía de exposición. Inhalación (aire, partículas finas), ingesta (agua, suelo,
alimento, polvo), absorción dérmica, etc.
5. Población receptora. Poblaciones (humanas o biota) que están expuestas a
los contaminantes, la población receptora es entonces la población expuesta.
2.8.2 Identificación de las rutas de exposición
La identificación de las rutas de exposición es un punto medular del
método ya que, la ruta es el camino que utiliza el contaminante para llegar al
receptor; por consiguiente, cualquier programa de restauración deberá centrarse
en el abatimiento de las rutas más importantes. Identificando a los componentes
de las rutas de exposición, pueden diseñarse barreras que impidan la exposición
a los contaminantes críticos.
El evaluador deberá identificar a las rutas por un nombre que claramente
las distinga. En algunos casos, el nombre puede ser el medio del ambiente
involucrado en la ruta, pero esto no es siempre aconsejable, ya que como se verá
en el siguiente párrafo, dos rutas podrían compartir el mismo medio (por ejemplo:
suelo superficial en una ruta dentro de un centro escolar y suelo superficial en una
ruta en un patio casero).
Dos ó más rutas pueden compartir elementos. Por ejemplo, es común que
diferentes rutas compartan la misma fuente de contaminación. Pero de mayor
importancia son las rutas que comparten idéntica población receptora. Un
individuo podría estar expuesto a un mismo contaminante a través de diversas
rutas. En este caso, la dosis total de exposición sería la sumatoria de la
exposición a todas las rutas y dicha sumatoria podría llegar a superar el nivel
tóxico del contaminante, lo cual entonces representaría un riesgo en salud para
dicho individuo.
Aunado a lo anterior, debe considerarse la posibilidad de que en algunos
casos los elementos de una ruta pudiesen no estar bien definidos. Cuando a una
ruta le falte alguno de sus elementos se le denominará ruta potencial y quedará a
criterio del evaluador si debe considerarse como una ruta importante. Por
ejemplo, el suelo contaminado en una zona sin población expuesta al momento
del estudio es una ruta potencial. La importancia de su identificación es que esta
zona contaminada no debiera tener vocación residencial (hecho que en un
ejercicio real debería mencionarse en la sección de recomendaciones).
Una vez seleccionados los contaminantes críticos en cada uno de los
medios ambientales, el evaluador deberá señalar todas las rutas de exposición
completas o potenciales con importancia, que pudieran existir en el sitio o fuera
de él.
2.8.3 Matrices ambientales
El suelo es un compartimiento ambiental que puede funcionar como
depositario y fuente secundaria de diversos contaminantes. Es importante resaltar
que el suelo representa una fuente importante de exposición para la población
humana sobre todo para los niños que son quienes, por sus actividades de juego,
se encuentran en contacto directo con este compartimiento ambiental. Aunado a
lo anterior es importante resaltar el hecho de que por acción de la lluvia, los
contaminantes presentes en suelo pueden ser arrastrados por escorrentía a los
cuerpos de agua (lagos, lagunas, ríos, esteros e incluso llegar al mar).
La contaminación del sedimento se ha convertido en un problema
ambiental complejo y puede potencialmente ser una amenaza para los
ecosistemas acuáticos. El sedimento es el depositario ambiental de diferentes
sustancias tóxicas y es el hábitat natural de muchos organismos acuáticos, por lo
que estos compuestos pueden ser biodisponibles para estos organismos y entrar
así a la cadena alimentaria. Por tal razón, es importante determinar las
concentraciones de los contaminantes en este compartimiento ambiental.
La elección de la profundidad del sedimento a muestrear varía de acuerdo
a los intereses del estudio. Para riesgo humano es suficiente el sedimento
superficial (primeros diez centimetros desde la superficie del sedimento). Sin
embargo, si lo que se quiere evaluar es el riesgo ecológico, preferentemente se
debe recolectar el sedimento de las partes más profundas del cuerpo de agua.
Para una mejor caracterización del sitio, la muestra de sedimento marino, de
manglar y/o de río, debe ser recolectada de los mismos sitios donde se recolecten
muestras de agua y en los puntos de captura de fauna (bivalvos, crustáceos,
peces, etc.).
El polvo representa una vía de exposición a metales importante en la
población infantil, debido a que las partículas que lo forman podrían estar
constituidas por el metal mismo o este estar adherido a ellas. Dependiendo el
tamaño de partícula el riesgo podría incrementarse por vía inhalatoria y dérmica
Se deberán tomar dos tipos de muestras de polvos, una en el interior de la
vivienda y otra en el exterior de la misma. El procedimiento para la toma de las
muestras depende del lugar que se elija. Sin embargo se deberán tomar muestras
de superficies donde se acumula más polvo: piso de la entrada de la casa,
recamaras, corredores, cornisas de las ventanas, muebles, etc.
Como referencias finales y aplicando a todas las matrices descritas, las
muestras deberán ser recolectadas de los puntos donde exista un riesgo potencial
de exposición humana o ecológica. Se deben recolectar muestras representativas
de la zona buscando un gradiente de contaminación o zonas con diferente grado
de exposición.
Una vez seleccionados los puntos de muestreo, se deberán georeferenciar
y ubicar en un mapa para su localización exacta. En todos los casos se deberá
realizar un registro de los principales datos de la zona y puntos de muestreo (ej.
nombre de la comunidad, fecha y hora, tipo de muestra, etc.).
2.8.4 Metales y metaloides
2.8.4.1 ANTECEDENTES GENERALES SOBRE COMPORTAMIENTO AMBIENTAL
Los metales son elementos conductores de la electricidad, flexibles y con
brillo. Algunos de ellos son esenciales para los seres vivos ya que se utilizan
como cofactores en moléculas biológicamente activas. Sin embargo pueden llegar
a ser tóxicos en función de la concentración y de la forma química del metal.
Algunos de los metales y metaloides considerados importantes desde el punto de
vista del riesgo ambiental son: mercurio, plomo, cadmio, cromo, arsénico, cobre,
níquel, plata, selenio, manganeso y zinc (Depledge et al., 1994).
Los metales se encuentran en forma natural en la corteza terrestre. Estos
se pueden convertir en contaminantes si su distribución en el ambiente se altera
mediante actividades humanas. En general esto puede ocurrir durante la
extracción minera, el refinamiento de productos mineros o por la liberación al
ambiente de efluentes industriales y emisiones vehiculares. Además, la
inadecuada disposición de residuos metálicos también ha ocasionado la
contaminación del suelo, agua superficial y subterránea y de ambientes acuáticos
(ibid).
Los metales pueden bioacumularse, pero típicamente no se biomagnifican
(excepto el mercurio). Los factores que controlan la biodisponibilidad de los
metales son la cantidad del carbono orgánico, la salinidad, la cantidad de
carbonatos y sulfuros, el pH y la temperatura (ibid). La acumulación de metales en
biota puede ser resultado del contacto directo con el cuerpo –dérmico- o de las
estructuras respiratorias –inhalatorio- y a través del consumo de alimento –oral(ibid).
2.8.4.2 MÉTODO DE MUESTREO
Suelo
Las muestras de suelo deberán ser recolectadas con una pala o espátula
de plástico (aproximadamente 1 kg de suelo) y deben depositarse en una bolsa
de plástico. Estas muestras deben mantenerse a 4°C hasta su análisis.
Sedimento
Las muestras se deben recolectar en bolsas de plástico (aproximadamente
1 kg), extraerle la mayor cantidad de agua posible y se deben mantener a
temperatura baja (4°C) hasta su análisis.
Polvo
El área mínima de muestreo debe ser de 30 cm x 30 cm. En cada punto se
recolectará la muestra “barriendo” el polvo superficial o con una toallita húmeda.
En ambos casos la muestra se colocará en bolsas de platico. Las muestras deben
mantenerse a 4° C hasta su análisis.
2.8.4.3 CUANTIFICACIÓN DE METALES EN SUELO, SEDIMENTO Y POLVO
La cuantificación de metales en suelo, sedimento y polvos se realizará
mediante espectrofotometría de absorción atómica. Para Pb y Cd se utiliza el
horno de grafito, mientras que para As, Cu y Zn se utiliza generación de hidruros.
2.8.4.4 PROCEDIMIENTO DE DIGESTIÓN DEL SUELO, SEDIMENTO Y POLVO
Se debe pesar 0.5 g de suelo, sedimento ó polvo, además se pesa 0.1 g
del estándar de referencia (NIST 2710). Las muestras y estándares se colocarán
en vasos de teflón del horno de microondas, y se le agregan 10 ml de ácido nítrico
al 25%. Los vasos se taparán utilizando membranas de ruptura, se introducen en
las camisas correspondientes, se colocan en la tornamesa para llevar a cabo la
digestión. Para los estándares y muestras problema se procederá de la misma
manera. Es necesario esperar que se enfríen los vasos y el contenido se filtra con
papel filtro Watman No 1 cada tubo se etiqueta. Se lava el vaso con 5 ml de
HNO3 al 25% y se guarda para su lectura. Se debe verificar que el volumen final
sea de 15 ml. Como control de calidad se debe utilizar el Estándar de referencia
2710 del NIST (National Institute of Standards and Technology) Montana Soil.
Concentración, 62600 ± 38 µg/g.
2.8.5 Compuestos orgánicos persistentes y STPB
2.8.5.1 ANTECEDENTES GENERALES SOBRE COMPORTAMIENTO AMBIENTAL
De manera general, este es un grupo de compuestos que se caracterizan
por ser: a) Persistentes. Resistentes en grado variable a la descomposición
biológica, química y fotolítica, así como de mantenerse en el ambiente por
grandes periodos de tiempo. Estos compuestos pueden alcanzar una vida media
de hasta más de 2 meses en el agua y más de 6 meses en el sedimento. Son
bioacumulables y biomagnificables, los factores de bioconcentración (BAF)
pueden llegar a ser mayores de 5000 y con valores de Kow >5. Tienen la
capacidad de transportarse por efecto saltamontes a lugares remotos de la fuente,
principalmente por sus características fisicoquímicas y la vida media de estos
compuestos, que en el aire, pueden llegar a ser superiores a los 2 días; b)
Orgánicos. Su estructura esta basada en cadenas de carbono, típicamente en
moléculas complejas y; c) Contaminantes. Tóxicos y presentes a niveles
superiores a los naturales. Existe evidencia sobre los efectos (o potenciales
efectos) de estos compuestos en humanos y en el ambiente (Albert, 2004).
Los agentes tóxicos contemplados dentro de este grupo son: 1)
Plaguicidas. Aldrin, dieldrin, endrin, heptaclor, hezaclorohexano, clordano,
toxafeno y mirex;
2) Químicos industriales: Bifenilos policlorados (PCB´s) 3)
Derivados de la producción: Policloro dibenzo-dioxinas y Policloro dibenzofuranos; 4) otros de creciente preocupación.: Compuestos polibromados e
hidrocarburos aromáticos policíclicos.
La distribución de estos compuestos en el ambiente esta determinada por
las
características
fisicoquímicas
del
compuesto,
las
propiedades
del
compartimiento ambiental en donde esta presente, la susceptibilidad a la
degradación y las características de la biota (o receptor).
En general, en estos compuestos el número de cloros en su estructura
molecular
determina
de
forma
directa
la
estabilidad,
liposolubilidad,
bioacumulación, solubilidad, volatilización, adsorción a partículas y lixiviacion del
suelo y el sedimento. A causa de la baja polaridad y estabilidad en su estructura,
estos compuestos son poco reactivos y muy resistentes a la degradación
biológica y fotoquímica, sin embargo los productos de resultado del metabolismo
pueden ser de mayor peligrosidad que el compuesto original (Albert, 2004).
La absorción de los COP´s ocurre principalmente por vía inhalatoria,
dérmica y oral. Los principales sitios de deposito son lo tejidos ricos en grasa,
como el hígado, el sistema nervioso, la medula ósea y los riñones. La excreción
de COP´s es lenta lo que contribuye a su acumulación.
2.8.5.2 MÉTODO DE MUESTREO
Suelo
Las muestras de suelo deberán ser recolectadas con una pala o espátula
de metal (aproximadamente 1 kg de suelo) y deben depositarse en frasco de
vidrio color ámbar de boca ancha de 250 ml, se debe colocar un pedazo de
aluminio entre el frasco y la tapa. Estas muestras deben mantenerse a 4°C hasta
su análisis.
Sedimento
Las muestras se deben recolectar (aproximadamente 1 kg), en frascos de
vidrio color ámbar de boca ancha de 250 ml y extraerle la mayor cantidad de agua
posible. Se debe colocar un pedazo de aluminio entre el frasco y la tapa asi como
mantener a temperatura baja (4°C) hasta su análisis.
Polvo
El área mínima de muestreo debe ser de 30 cm x 30 cm. En cada punto se
recolectará la muestra “barriendo” el polvo superficial o con una toallita húmeda.
En ambos casos la muestra se colocará en aluminio. Las muestras deben
mantenerse a 4° C hasta su análisis.
2.8.5.3 CUANTIFICACIÓN DE STPB EN SUELO Y SEDIMENTO
Se deberá pesar un gramo de muestra (suelo o sedimento) y ésta se
coloca en vasos de teflón, se añaden 14 ml de diclorometano para su posterior
digestión en un horno de microondas. Se adiciona un estándar interno. Después
de la extracción las muestras se evaporarán con una corriente de nitrógeno en un
evaporador, durante el proceso las muestras se resuspenden con
hexano.
Finalmente, el extracto se limpiará a través del paso por una columna de Fluorisil
añadiendo dietil-eter (6%), posteriormente mediante una corriente de nitrógeno se
concentra a 1 ml. El análisis cuantitativo se realizará mediante un cromatógrafo de
gases acoplada a un detector de masas.
2.8.6 Compuestos orgánicos volátiles (BTEX)
2.8.6.1 ANTECEDENTES GENERALES SOBRE COMPORTAMIENTO AMBIENTAL
Hacia finales de los años 40, tiene lugar en EEUU, la primera obtención de
hidrocarburos aromáticos procedentes del petróleo al inventarse el reformado
catalítico de naftas; con esta tecnología se buscaba elevar el número de octano
que existía en las gasolinas de aviación. Había nacido la moderna petroquímica
basada
en
aftas
del
petróleo
y
procesos
catalíticos
(www.alcion.es/DOWNLOAD/ArticulosPDF/iq/gratis/11articulos.pdf). Las fuentes
para la obtención de Benceno, Tolueno y Xileno (BTXs) básicamente son:
1. Crackers de etileno/propileno
2. El reformado catalítico de naftas en refinería
3. La desproporcionación y desalquilación del tolueno.
Actualmente, la petroquímica basada en naftas de petróleo aporta más del
96% de la producción mundial de BTXs y permite soportar una muy diversificada y
en constante crecimiento la industria petroquímica. En Europa juega un papel muy
importante la producción industrial de BTXs con 20% de la capacidad mundial
instalada, lo que significa una producción prevista para el 2002 de 18 millones de
t/año y con un crecimiento previsto del 40% sobre su capacidad actual.
La nafta es la materia prima para el proceso de manufactura de xileno es
típicamente una corriente con punto de ebullición entre 120°C y 230°C. La nafta
se carga en el reactor químico (reformer) a elevadas temperaturas y presión, en
donde gran parte de la nafta ampliamente parafínica se convierte en moléculas
aromáticas. Los productos aromáticos son una mezcla de benceno, tolueno,
isómeros
del
xileno
y
aromáticos
superiores.
(www.temoq1unal.tripod.com/Introducción.pdf).
En nuestro país existen cerca de 4,500 empresas que manejan disolventes
orgánicos del tipo de benceno, tolueno y xileno, en las que laboran
aproximadamente 300 mil trabajadores cuyo contacto con estos compuestos
aumenta cada año, pues mientras en 1985 el volumen anual de benceno fué de
178,372 toneladas, el volumen de tolueno fue de 220,084 y el de xileno de
154,271, para 1987 el consumo de benceno fue de 281,842 toneladas, el de
tolueno 313,745 y el de xileno de 255,193 toneladas, amén de que
aproximadamente 92% de los xilenos mixtos son incorporados a las gasolinas.
Debido a que estos disolventes, cuya vía de entrada es la respiratoria y la
cutánea, representan un riesgo para la salud de los trabajadores pues son
capaces de atravesar la barrera hematoencefálica y producir daño orgánico
cerebral por su acción neurotóxica, es necesario proteger a las poblaciones
especialmente susceptibles, tales como las mujeres en las primeras etapas del
embarazo, los trabajadores menores de 18 años y los mayores de 65 años, pues
en los primeros los mecanismos de defensa aún no están completamente
desarrollados y en los segundos ya se encuentran muy deteriorados, así como las
poblaciones en mal estado general, la mala nutrición, las enfermedades crónicas,
la obesidad y la sensibilización por afecciones previas. Con base en lo anterior,
resulta necesario identificar, evaluar y controlar el contacto y la exposición a estos
agentes tóxicos (NOM-047-SSA1-1993).
2.8.6.2 MÉTODO DE MUESTREO Y DE CUANTIFICACIÓN
Para el análisis de BTXs en muestras ambientales se cuenta con dos
normas:
1.
NORMA
OFICIAL
MEXICANA
NOM-138-SEMARNAT/SS-2003,
LÍMITES MÁXIMOS PERMISIBLES DE HIDROCARBUROS EN SUELOS Y LAS
ESPECIFICACIONES PARA SU CARACTERIZACIÓN Y REMEDIACIÓN.
Los recipientes deben ser nuevos o libres de contaminantes. La muestra se
debe tomar en recipientes independientes del resto de las fracciones. El recipiente
debe ser de vidrio boca ancha, con tapa y sello de teflón (cartucho con sello que
asegura la representatividad de la muestra hasta su análisis), La temperatura de
conservación debe ser 4°C. El tiempo máximo de conservación es de 14 días
(desde el muestreo hasta la extracción del analito).
2.8.6.3 MÉTODO ANALÍTICO
La determinación cuantitativa de benceno, tolueno, etilbenceno y xilenos
(como la suma de los isómeros orto-, meta- y para-) se debe realizar en un equipo
de cromatografía de gases con columnas capilares adecuadas. Pueden utilizarse
cualquiera de los siguientes sistemas de detección: espectrometría de masas, o
detectores de fotoionización y conductividad electrolítica colocados en serie o si
no están en serie, el análisis con doble columna de polaridad diferente en forma
simultánea, para la cuantificación y confirmación de los analitos de interés.
El método de referencia es el EPA 8260B 1996 o versiones posteriores
para Compuestos Orgánicos Volátiles por Cromatografía de gases de alta
resolución con detector de espectrometría de masas (CGAR/EM) y Purga y
Trampa o el EPA 8021B 1996 o versiones posteriores para Compuestos Volátiles
Aromáticos y Halogenados por Cromatografía de Gases usando Detectores de
Fotoionización y Conductividad Electrolítica y Concentrador de Purga y Trampa.
2.8.6.4 PREPARACIÓN DE LA MUESTRA
Para el análisis es necesario extraer previamente los BTXs que están
presentes en la muestra de suelo homogeneizada y cribada. Debe utilizarse un
sistema de Purga y Trampa, el cual esta acoplado al cromatógrafo de
gases/espectrómetro de masas con la finalidad de introducir los hidrocarburos
directamente a la columna de separación, inmediatamente después de haber sido
purgados del suelo y concentrados en una trampa especial, con lo cual se reduce
la manipulación de la muestra y los tiempos entre la extracción y el propio
análisis.
La técnica de Purga y Trampa consiste en hacer pasar una corriente de
gas inerte a temperatura ambiente, a través de la muestra suspendida en agua
reactivo y calentado a 40°C. Los hidrocarburos ligeros se desorben del suelo,
pasan a la fase gaseosa y son entonces captados por un material adsorbente en
la trampa del equipo. Posteriormente, este material se calienta y se le hace pasar
a contracorriente, un gas inerte que desorbe los hidrocarburos, arrastrándolos
hacia la columna del cromatógrafo donde son separados y transferidos al
espectrómetro de masas donde son identificados y cuantificados.
2.8.6.5 CALIBRACIÓN
Para la calibración del equipo se deberán utilizar: benceno, tolueno,
etilbenceno y xilenos (isómeros orto, meta y para) puros certificados o una mezcla
de materiales de referencia con certificado de análisis. Se deberán cumplir con los
requisitos de calidad para métodos analíticos establecidos por la normatividad
correspondiente.
La curva de calibración debe iniciar para cada compuesto en una
concentración 10 veces menor al límite máximo permisible más bajo de la NOM138-SEMARNAT-2003 y hasta el rango lineal de trabajo del método.
2.8.6.6 CUANTIFICACIÓN
No se debe utilizar el TIC para cuantificar, la cuantificación deberá
realizarse considerando la técnica de Perfil de Extracto de Iones con el área bajo
la curva del ión principal de cada compuesto a partir de la línea base. Se deberá
confirmar la identidad de cada compuesto por medio de la comparación del
espectro de masas con la biblioteca de espectros del equipo.
2.8.6.7 REPORTE DE RESULTADOS
Se deberá reportar la concentración de los hidrocarburos de manera
individual, benceno, tolueno, etilbenceno y xilenos (suma de isómeros), en mg/kg
base seca, por lo cual será necesario determinar también la humedad de la
muestra. Se deberán anexar los TIC de cada uno de los BTX identificados
comparados con la biblioteca de espectros del equipo.
2.
NMX-AA-141-SCFI-2007
SUELOS
–
BENCENO,
TOLUENO,
ETILBENCENO Y XILENOS (BTEX) POR CROMATOGRAFÍA DE GASES CON
DETECTORES DE ESPECTROMETRÍA DE MASAS Y FOTOIONIZACIÓN –
MÉTODO DE PRUEBA.
Esta norma mexicana describe el método para determinar BTEX en suelos.
Los compuestos a determinar son los siguientes: Benceno, Tolueno, Etilbenceno
y Xilenos (Suma de isómeros). A) Para realizar este método se deben utilizar las
siguientes técnicas de introducción de muestra, acopladas al sistema de
cromatografía de gases con espectrometría de masas (CG/EM) o la cromatografía
de gases con detector de fotoionización (CG/DFI): Purga y Trampa por sistema
abierto y sistema cerrado. B) El método para determinar concentraciones bajas de
BTEX en suelo, se aplica en el intervalo de 0,5 µg/kg a 200 µg/kg. El método para
determinar concentraciones altas de BTEX en suelo se aplica a concentraciones
mayores a 200 µg/kg. C) El límite de cuantificación estimado del método (LCM)
para un compuesto individual depende del instrumento. Usando la técnica de PT
acoplada a CG /EM cuyo analizador de masa es de tipo cuadrupolo, los límites
deben aproximarse a 5 µg/kg (masa húmeda) para muestras de suelo. Pueden
obtenerse límites menores utilizando un analizador de trampa iónica.
Los contenedores de muestras específicos que se requieren para el
muestreo de los compuestos orgánicos volátiles en suelos, dependerán del
sistema de purga y trampa que vaya a ser empleado. Existen sistemas que
utilizan viales de vidrio de 40 mL con tapa especial, equipados con septum de
silicón y recubiertos con PTFE. Otros sistemas permiten el uso de cualquier vial
de vidrio de buena calidad, que sea lo suficientemente largo para contener al
menos 5 g de suelo o de material sólido y 10 mL de agua y que puedan ser
sellados con tapa de rosca y con septum de silicón y recubiertos con PTFE.
Consultar las instrucciones del sistema de purga y trampa referente al tipo de
viales, de septa, tapas específicas y de dispositivos de agitación mecánica
adecuados. También, puede emplearse una gran variedad de contenedores
incluyendo viales de vidrio de 60 ml con taparosca y septum. Trampas para el
sistema abierto y cerrado. La trampa sugerida para el desarrollo de este método
es de 25 cm de longitud con un diámetro interno de 0,267 mm, y compuesta con
las siguientes cantidades de adsorbentes: 1/3 del polímero óxido de 2,6difenileno, 1/3 de sílica gel, y 1/3 de carbón de coco. Para extender la vida de la
trampa es recomendable insertar 1,0 cm de material de empaque recubierto con
metil-silicona (malla 30/60, Davison grado 15 o equivalente) en la entrada (inlet).
Sino es necesario analizar diclorodifluorometano u otros fluorocarbonos de
volatilidad similar, el carbón se puede eliminar e incrementar el polímero a 2/3 de
la trampa. Si sólo se van a analizar compuestos con puntos de ebullición arriba de
35°C, tanto la sílica gel como el carbón, pueden eliminarse y llenar la trampa
completamente con el polímero. Antes de iniciar los análisis, la trampa deberá
acondicionarse toda la noche a 180°C retrolavando ó venteando con un flujo de
gas inerte de al menos 20 mL/minuto. Previo al uso rutinario, la trampa deberá ser
acondicionada por 10 minutos a 180°C con venteo. La trampa debe ventearse a la
columna analítica durante el acondicionamiento diario, no obstante, debe
programarse una rampa de temperatura para la columna antes del análisis de las
muestras. El dispositivo para la desorción debe ser capaz de calentar
rápidamente la trampa a 180°C o a la temperatura recomendada por el fabricante.
La sección del polímero en la trampa no deberá ser calentada por arriba de
180°C, y las secciones remanentes no deberán exceder los 220°C durante el
modo de calentamiento.
Inyección por purga y trampa. Este método se recomienda para muestras
líquidas y muestras sólidas. La extracción se realiza con metanol (y otros
disolventes miscibles en agua) para muestras de suelos y residuos de aceites de
alta concentración. Tradicionalmente el sistema de purga y trampa para muestras
líquidas es utilizado a temperatura ambiente, mientras que para muestras sólidas
es purgada a 40 °C para mejorar la eficiencia de la purga. Las muestras líquidas o
sólidas pueden ser purgadas por arriba de las temperaturas recomendadas. Las
muestras líquidas purgadas a temperaturas elevadas (arriba de 40°C) pueden
mejorar la purga de muchos de los compuestos solubles en agua, los cuales
tienen baja eficiencia de purgado a temperatura ambiente. Es necesario que los
estándares de calibración, muestras y muestras de control de calidad sean
purgadas a la misma temperatura, usando materiales apropiados para manejar el
exceso de agua y demostrar el aceptable desempeño del método en el
laboratorio.
2.8.6.8 CONDICIONES CROMATOGRÁFICAS
RECOMENDADAS
Condiciones generales. Temperatura del inyector: 125 – 225 °C.
Temperatura de la línea de transferencia: 250 – 300 °C. 10.2.1 Interfase directa
con división: Columna 4: DB-624 (6% cianopropilfenil / 94% dimetil polisiloxano)
de 60m x 0,32mm D.I., 1.8 µm de espesor de película o equivalente. Flujo del gas
acarreador: 1,5 ml/min Temperatura inicial: 35 °C durante 2 min Programa de
temperatura: 4 °C/mínimo hasta 50°C, después 10 °C/min hasta 220 °C, hasta
que todos los compuestos esperados hayan eluído. Relación de split: 100:1
Temperatura del inyector: 125 °C 10.2.2 Inyección directa Columna 2:DB -624
(6% cianopropilfenil / 94% dimetil polisiloxano) de 75m x 0,53mm D.I., 3 µm de
espesor de película o equivalente. Flujo del gas acarreador: 2,0 ml/minuto
Temperatura inicial: 40 °C durante 3 minutos. Programa de temperatura:
8°C/minuto hasta 260 °C, hasta que todos los compuestos esperados hayan
eluído Relación de split: 100:1 Temperatura del inyector: de 200 a 225 °C
Temperatura de la línea de transferencia: de 250°C a 300 °C.
Es posible determinar la concentraciones de otras matrices, como agua, y
aire u otras matrices, para lo cual se tiene que apoyar en los métodos
estandarizados
por
la
EPA
(http://www.epa.gov/epaoswer/hazwaste/test/9_series.htm), que para estos casos
el método base sería el Método 8260b, con los respectivos métodos de
preparación de muestra: Método 5035 (Suelo y Residuos sólidos), Método 5032
(aceites, tejidos, residuos acuosos), Método 5041 (aire), y el Método 5021 (suelos
y matrices sólidas).
2.9
Monitoreo biológico
Cuando se registra la presencia de contaminantes en matrices ambientales
(suelo, sedimento, polvo, agua), definitivamente los organismos (población
humana y biota) que ahí habiten estarán expuestos a éstos contaminantes, sin
embargo, estas sustancias pueden no estar biodisponibles, por lo tanto la mejor
forma de determinar si los contaminantes presentes son biodisponibles o no es
cuantificarlos directamente en diversos tejidos (plasma, músculo, hepático,
adiposo, etc.) de los organismos que se están estudiando.
2.9.1 Evaluación de la exposición población humana
2.9.1.1 METALES Y METALOIDES
Cuantificación de plomo en sangre. El muestreo se realiza en ayuno. En
un tubo Vacutainer® con EDTA como anticoagulante tomar sangre venosa.
Etiquetar el tubo con los datos necesarios para su posterior identificación y anotar
éstos mismos en la bitácora de campo. Las muestras se deben conservar a una
temperatura de 4°C hasta su análisis. La concentración de plomo en sangre se
determinará de acuerdo al método descrito por Subramanian (1987). Se debe
preparar un blanco y una curva de calibración a partir de una solución stock de
1ppm de plomo. El contenido de plomo en las muestras se determina por
espectrofotometría de absorción atómica, en un aparato Perkin Elmer 3110
acoplado a un horno de grafito. Todas las muestras se analizarán por duplicado.
Cuantificación de arsénico en orina. Se debe recolectar la primera orina
de la mañana en frascos de polietileno lavados previamente con HNO3 al 10% y
enjuagados con agua desionizada. De la orina recolectada se tomarán alicotas en
tubos de polipropileno de 5 ml y se congelarán a – 20°C hasta el momento de su
análisis. La muestra se somete a digestión ácida para eliminar la materia orgánica
presente en la muestra añadiendo ácidos concentrados (HNO3 y HClO4) y
sometiendo a reflujo para finalmente llevar a sequedad. La muestra se
resuspende en un volumen conocido en HCl al 10%. La concentración de
arsénico en orina se cuantificará de acuerdo al método descrito por Cox (1980).
Las muestras se analizarán con un espectrofotómetro de absorción atómica con
generador de hidruros. El valor obtenido se debe corregir por el volumen de orina
digerida y por la concentración de creatinina para eliminar el factor de dilución.
Todas las muestras deben analizarse por duplicado.
2.9.1.2 SUSTANCIAS TÓXICAS PERSISTENTES BIOACUMULABLES STPBS EN PLASMA
Se deben obtener por lo menos 5 ml de sangre completa en tubos
Vacutainer® con heparina para evitar su coagulación. De ser posible las muestras
de sangre se deben centrifugar de inmediato a 3000 rpm durante 10 min para
separar el paquete globular del plasma, el cual se coloca en un vial de 4 ml. De
preferencia se deben congelar las muestras de plasma hasta su análisis, sin
embargo, para su traslado al laboratorio bastará con mantenerlas a una
temperatura no mayor a 4°C.
A partir de 2 ml de plasma se realiza una extracción de lípidos mediante
una mezcla de sulfato de amonio/etanol/hexano (1:1:3). El extracto lipídico se
limpia mediante una columna de fluorisil y se concentra a 1 ml. El volumen final
del extracto es de 100 µl para posteriormente inyectar 1 µl en un cromatógrafo de
gases acoplado a un detector de masas. A todas las muestras se les debe añadir
un estándar interno.
2.9.1.3 COMPUESTOS ORGÁNICOS VOLÁTILES
Benceno.- Los análisis de benceno en aire exhalado, fluidos
y tejidos
corporales se realiza principalmente por cromatografía de gases (CG) acoplado a
detector de ionización de flama (DIF), detector de fotoionización (DFI) o de masas
(SM). Se siguen rigurosos métodos para la recolección y preparación de la
muestra para prevenir su contaminación. Existen métodos para determinar
metabolitos de benceno en orina; los métodos más ampliamente utilizados son la
cromatografía de gases con detector de ionización de flama (CG/DIF) o de
espectrometría de masas (SM) y la cromatografía líquida de alta resolución
(CLAR). Para determinar benceno en el aire (ambiente, ocupacional e industrial),
agua, sedimento, suelo, alimentos, humo de cigarro, gasolina, en combustibles
para avión; esencialmente se realiza por CG con DIF, DFI, SM, además de
CLAR/UV y espectrometría. (ASTDR, 2005a).
Tolueno.- El tolueno puede determinarse en fluidos y tejidos biológicos y
en aire exhalado usando una variedad de métodos analíticos. La mayoría de los
métodos para fluidos biológicos usan técnicas de cromatografía de gases. El
aliento usualmente se recolecta en trampas adsorbentes o en bolsa para muestra
o contenedores y se analizan por cromatografía de gases (CG). Se puede medir
tolueno en sangre, en orina, en aire exhalado como un biomarcador de
exposición, pero también se pueden determinar los metabolitos de tolueno para
monitorear la exposición de la población a tolueno. El ácido hipúrico se forma en
sangre como metabolito del tolueno y el conjugado de glicina se trasforma en
ácido benzoico. La cromatografía líquida de alta resolución con detector de
ultravioleta (CLAR/UV) se emplea para determinar la presencia de ácido hipúrico
en orina. Además, se pueden determinar el o-Cresol, ácido bencilmercapturico o
el ácido S-p-toluilmercapturico. También existen métodos disponibles para
matrices como aire, agua, y residuos sólidos (ASTDR, 2000).
Existe un numero limitado de métodos utilizados para determinar las
concentraciones traza de xileno en tejidos y fluidos biológicos, estos incluyen la
cromatografía de gases acoplado a espectrometría de masas (CG/SM),
espectrometría de gases acoplado a un detector de ionización de flama con
nitrógeno (CG/DIF) y la cromatografía líquida de alta resolución (CLAR).
Básicamente la cromatografía de gases equipado con el detector adecuado es el
instrumento analítico usado para la determinación de xileno en muestras
ambientales.
Se debe realizar con precaución el aislamiento, recolección y
almacenamiento del xileno para evitar las perdidas del compuesto en el aire
(ASTDR, 2005b)
2.9.1.4 MÉTODOS DE ANÁLISIS DE BTEXS EN MUESTRAS BIOLÓGICAS NORMADOS EN MÉXICO.
Actualmente en México se cuenta con la Norma NOM-047-SSA1-1993, que
Establece los Limites Biológicos Máximos Permisibles de Disolventes Orgánicos
en
el
Personal
Ocupacionalmente
Expuesto
(www.salud.gob.mx/unidades/cdi/nom/047ssa13.html).
Límites biológicos de exposición industrial
Benceno.- Fenoles totales en orina al final del turno de trabajo: 50 mg/g
creatinina.
Tolueno.- Acido hipúrico en orina al final del turno de trabajo: 2.5 g/g de
creatinina. Tolueno en sangre venosa al final del turno de trabajo 1 mg/l
Xileno.- Acido metilhipúrico en orina al final del turno de trabajo: 1.5 g/g de
creatinina.
Los métodos propuestos para el muestreo, tratamiento de la muestra y
análisis de estos metabolitos son los publicados por el Instituto Nacional de Salud
y Seguridad Ocupacional (NIOSH) (http://www.cdc.gov/niosh/nmam/).
Método 8300 ácido hipúrico en orina (exposición a tolueno).
Método 8301 ácido hipúrico y metilhipúrico en orina (exposición a tolueno y
xileno).
Método 8305 fenol p-Cresol en orina (exposición a fenol, benceno y pcresol).
La vida media biológica del benceno es de 12 h, por lo que es importante
tomaren cuenta el tiempo de toma de muestra en relación con la exposición. Es
posible determinar benceno en aire exhalado, en sangre o en orina, además de
los metabolitos: ácido S-fenilmercapturico (SPMA) y ácido t, t-mucónico en orina
(www.estrucplan.com.ar/Producciones/imprimir.asp?IdEntrega=301).
Ácido t, t- mucónico
1. Medir en 20 ml de orina emitida espontáneamente.
2. La muestra se colecta inmediatamente después de la jornada laboral y
se refrigera a 4°C.
3. La orina se recolecta en envase de polietileno sin necesidad de previo
tratamiento.
4. Método sugerido CLAR
5. Índice biológico de exposición: 500µ g/g de creatinina
Ácido S-fenilmercapturico
1. Medir en 50 ml de orina emitida espontáneamente.
2. La orina se recolecta en envase de polietileno sin necesidad de previo
tratamiento.
3. Método sugerido CLAR.
4. Índice biológico de exposición: 25µ g/g de creatinina.
Ácido metil hipurico
1. Medir en 20 ml de orina emitida espontáneamente.
2. La muestra se recolecta media hora después de cesada la exposición al
finalizar la jornada de trabajo del día. Debe ser recolectada en envases de
polietileno limpio, luego se refrigera o se congela hasta su análisis.
3. Evitar tomar la muestra en lunes dado que los valores son
significativamente más bajos que otros días.
4. Como técnica se sugiere la CLAR.
Se acidifica la orina a pH 1.0 con HCl y se pasa a través de un cartucho
Sep-Pak C18. Los cartuchos lavados con HCl diluido y una mezcla de
agua/metanol/ácido ácetico y luego se eluye con cloroformo acidificado. El eluido
se evapora y se reconstituye con un tampón fosfato, luego se pasa a través de un
cartucho de intercambio aniónico (SAX), el cual es lavado con tampón y HCl
diluido. El ácido S-fenilmercapturico es recuperado eluyendo con tampón
concentrado y es transformado en S-fenilcisteína. Se derivativa con oftaldehído
(OPA) y 2-mercaptoetanol (MCE).
Se utiliza una columna Supelcosil C18, 150x 4.6 mm, 3µ m
Con detector de fluorescencia: Longitud de onda de excitación 330nm,
Longitud de onda de emisión 440 nm.
Límite de detección: 0.5µ g/L
5. Índice biológico de exposición: 1.5g/g de creatinina.
2.9.2 Evaluación de la exposición biota
Se deberán georeferenciar los sitios de captura en unidades Geográficas y
en unidades UTM (Universal Transverse Mercator) con ayuda de un GPS (Global
Positioning System). Los puntos registrados se habrán de ubicar en un mapa con
la localización exacta del sitio de muestreo, así como también su registro en
bitácora. Se deberá incluir en el registro de captura los datos como el nombre
común y científico de la especie, el método de colecta. También se deberá tomar
diversas medidas morfométricas de los especimenes como talla, peso, etc. Es
importante identificar el estadio de desarrollo del organismo (cría, juvenil, adulto) y
lo hábitos alimenticios de las especies muestreadas, la importancia de la especie
analizada en su relación con la dieta humana o como especie típica de la zona de
estudio. También se requiere de información sobre su abundancia a lo largo del
año.
En cuanto al tamaño de la muestra ATSDR solicita al menos 20 individuos
de cada especie en el sitio de estudio y 20 individuos controles para obtener
niveles basales. La colecta de 20 individuos no siempre es posible y al menos se
deberá de buscar contar con un número de 10 organismos por especie por sitio.
Los vertebrados muestreados serán aquellos que se consideran como
especies útiles desde el punto de vista de riesgo (por ejemplo los peces que
deben ser muestreados son aquellos que forman parte de la dieta normal de la
comunidad en estudio o desde el punto de vista de riesgo ecológico, es
importante colectar diversos vertebrados de acuerdo a su posición en la cadena
trófica. Es de suma importancia contar con una licencia oficial de captura en
especial cuando se desee trabajar con especies con algún estatus de protección
especial o con especies en peligro de extinción.
2.9.2.1 MÉTODO DE MUESTREO
Los métodos de captura para organismos silvestres variarán de acuerdo al
grupo animal que se desee evaluar. Por ejemplo, los peces deben ser capturados
con tarraya o electropesca; los anfibios se pueden capturar con la mano o con
trampas de embudo y barrera; los reptiles con ganchos herpetológicos y pértigas;
los pequeños mamíferos con trampas sherman ó tomahawk; sin embargo, cuando
se va ha realizar un muestreo destructivo se pueden utilizar rifles de diábolos. En
caso de no tener experiencia en la captura y manejo de organismos silvestres se
recomienda asesorarse con biólogos de campo.
2.9.2.2 METALES Y METALOIDES
Cuantificación de metales en tejido
De ser posible se deben recolectar 3 g. de muestra y se colocan en frascos
de vidrio color ámbar de 50 ml. Los organismos deberán sacrificarse y se
obtendrán los órganos que sean de interés (hígado, riñón, cerebro, etc.) se
prefundirán con una solución Tris 10mM a un pH de 7.2. Las muestras de tejido
se colocarán por lo menos 9 horas en vasos de vidrio que contendrán una mezcla
de solución ácida (ácidos nítrico y perclórico) para eliminar toda la materia
orgánica. La cuantificación de metales se realizará por espectofotometría de
absorción
atómica.
El
metaloide
arsénico
se
determinará
usando
un
espectrómetro Perkin Elmer Analyst 100 por generación de hidruros. El plomo y
cadmio se analizarán usando un espectrómetro Perkin Elmer modelo 3110
acoplado a un horno de grafito. Como control de calidad se debe utilizar un
estándar de referencia (National Bureau of Standards bovine liver 1577a). Para
cuantificar plomo en sangre se sigue el mismo método utilizado en humanos.
La cuantificación de plomo en sangre se determina utilizando el mismo
método que se mencionó en la sección de humanos.
2.9.2.3 SUSTANCIAS TÓXICAS PERSISTENTES BIOACUMULABLES STPBS EN TEJIDOS
Colecta de la muestra de tejido
Obtener la máxima cantidad de tejido (aproximadamente 10 g) y colocarlo
en un frasco de vidrio color ámbar de boca ancha de 50 ml, al cual se le coloca
papel aluminio entre la boca del frasco y la tapa del mismo, colocar otra capa mas
de papel aluminio cubriendo la parte superior del frasco y sellar con parafilm.
Etiquetar con los datos necesarios para su posterior identificación. Las muestras
deben mantenerse frías durante el periodo de colecta y transporte. La muestra
deberá congelarse a -15°C hasta su análisis.
Método analítico para cuantificar COPs en tejido
El método de extracción de COPs en tejido se basa en el método
desarrollado y validado por Jensen et al., (2003), el cual se divide en tres etapas:
1) Extracción de los lípidos del tejido; 2) Extracción de los analitos de los lípidos;
3) Limpieza de la muestra.
1. Extracción de los lípidos del tejido.
Se pesan 10 gramos de la muestra que son colocados en un embudo de
vidrio, con filtro de vidrio (embudo de separación de fondo plano No. 1). Se
adiciona el estándar interno (PCB-141) y se procede a la primera extracción
líquido-líquido adicionando 25 ml de isopropanol y 10 ml de dietileter. Enseguida
la muestra se muele durante 1 minuto y se deja reposar otro minuto.
Posteriormente se abre la llave de paso del embudo No.1 y el solvente es
colectado en un segundo embudo (de vidrio sin filtro) que contiene 50 ml de
H3PO4 0.1 M disuelto en NaCl al 0.9 %.
Se realiza una segunda extracción líquido-líquido del embudo No.1
adicionando 10 ml de isopropanol y 25 ml de una mezcla de hexano:dietileter
(9:1), moler nuevamente por un minuto y reposar por otro minuto. El solvente es
colectado en el embudo No. 2.
Una tercera extracción se lleva a cabo añadiendo al embudo No. 1, 25 ml
de hexano:dietileter (9:1), agitando con varilla de vidrio durante un minuto y dejar
reposar por otro minuto mas. Finalmente se permite que el solvente baje al
embudo No. 2.
El embudo No. 2 se agita suavemente durante un minuto y se deja reposar
hasta obtener dos fases, la orgánica (superior) y la acuosa (inferior). La fase
acuosa se transfiere a un vaso de precipitado. La fase orgánica se colecta en un
vaso de precipitado de 100 ml, previamente pesado.
La fase acuosa se transfiere de nueva cuenta al embudo No. 2 para
realizar una segunda extracción con 10 ml de una mezcla de hexano:dietileter
(9:1). Se agita suavemente y se deja reposar hasta obtener las dos fases. Se
vuelve a descartar la fase acuosa (inferior) y nuevamente se colecta la fase
orgánica (superior) al vaso de precipitado que contiene el material obtenido en la
primera extracción.
Para determinar la cantidad de lípidos, se deja evaporar el solvente del
vaso de precipitado que contiene las fases orgánicas (el vaso puede dejarse toda
la noche en una campana de extracción y al día siguiente, si aún no se evapora el
solvente, puede colocarse en baño de agua a 37°C por períodos de 30 minutos
hasta alcanzar un peso constante). Cuando el solvente se ha evaporado se
determina entonces el peso y por diferencia de pesos se obtiene el peso de los
lípidos.
2. Extracción de los analitos de los lípidos.
Los lípidos se disuelven con 1 ml de hexano y son transferidos a un tubo de
ensaye (tubo No. 1). El vaso donde estaban los lípidos se lava tres veces con
hexano empleando 0.5 ml cada vez. Los lavados son transferidos al tubo No. 1. Al
final se ajusta el volumen de hexano hasta tener una proporción de 1 ml de
solvente por cada 100 mg de lípidos. Adicionar al tubo de ensaye, el mismo
volumen de H2SO4 concentrado que se haya adicionado de hexano y mezclar por
inversión durante 2 minutos. Centrifugar a 3,000 rpm por 5 minutos. La fase
orgánica (superior) se transfiere a un segundo tubo. La fase ácida (inferior) se
lava con 3 ml de hexano, se agita por inversión durante dos minutos y se
centrifuga a 3,000 rpm durante 5 minutos. La fase orgánica es transferida al
segundo tubo. Las fases orgánicas colectadas en el segundo tubo son
evaporadas hasta aproximadamente 0.5 ml empleando corriente de nitrógeno y
calentamiento (37 °C) para posteriormente realizar la limpieza.
3. Limpieza de la muestra.
a) Activación de la sílica gel.
La sílica gel se activa en una estufa a 280°C durante 24h, se deja enfriar a
temperatura ambiente y se transfiere a un frasco de vidrio ámbar, éste se coloca
en un desecador para conservar la sílica activada. Ésta debe usarse por un
periodo de no más de 7 días.
b) Preparación de las columnas.
Se preparan las columnas de la siguiente manera: en una pipeta Pasteur
de punta larga se coloca un tapón de lana de vidrio silanizada, se agrega 0.1 g de
una mezcla de SiO2act:KOH 1M (2:1), 0.9 g de una mezcla de SiO2act:H2SO4
conc. (2:1) y 0.1 g de sulfato de sodio anhidro.
c) Limpieza de la muestra.
La columna se acondiciona con 8 ml de una mezcla de DCM (dicloro
metano):hexano (3:1). Se adiciona el extracto obtenido del segundo tubo y los
analitos se eluyen con 8 ml de una mezcla de DCM:hexano (3:1). Se realiza un
cambio de solvente de DCM a hexano por medio de una corriente suave de
nitrógeno a 37°C en un evaporador y la muestra se concentra a 100 µ l, la cual se
transfire a un vial para su posterior análisis cromatográfico.
En biota la determinación de STPBs en plasma se realiza mediante el
mismo método descrito para población humana.
2.9.3 Efectos biológicos y consideraciones en su evaluación
2.9.4 Biomarcadores
Cuando el contaminante o grupo de contaminantes son biodisponibles para
los organismos (población humana y biota) y se ha encontrado su presencia en
tejidos o fluidos biológicos, es importante evaluar si se presentan efectos
biológicos asociados a la exposición. Cabe señalar que además existen otros
factores relacionados con la distribución por los tejidos, el metabolismo, los
mecanismos de desintoxicación celulares y la excreción, que habrán de influir en
la toxicidad del contaminante y por lo tanto en la aparición de efectos biológicos.
Las respuestas biológicas hacia los contaminantes pueden ser observadas
a través de la medición de biomarcadores. Shugart et al., (1992) define a los
biomarcadores como “una alteración inducida por un xenobiótico en componentes
o procesos, estructuras o funciones celulares o bioquímicas, que es susceptible
de medición en un sistema o muestra biológica”. En toxicología existen tres
diferentes tipos de biomarcadores: 1) Exposición.- se usan para predecir la dosis
recibida por un individuo, el cual puede estar relacionado a cambios como
resultado de una enfermedad, 2) Efecto.- son medidas bioquímicas, fisiológicas,
etológicas, o alteraciones en el organismo, que dependiendo de su magnitud
pueden ser reconocidas como deterioro de la salud o una enfermedad y; 3)
Susceptibilidad.- indican el deterioro del estado fisiológico o bioquímico que puede
predisponer al individuo a impactos de agentes químicos, físicos o infecciosos.
2.9.4.1 TIPOLOGÍA Y CARACTERÍSTICAS GENERALES DE LOS BIOMARCADORES DE EFECTO
En general, los biomarcadores de efecto pueden ser considerados como
medidas funcionales de exposición a un agente estresante (entre ellos la
exposición a contaminantes), las cuales usualmente se expresan a nivel de
organización molecular, celular y de organismo. Adams et al., (2001) sugiere que
en general lo usos de los biomarcadores son: A) caracterizar los mecanismos de
toxicidad implicados en las repuestas biológicas a altos niveles de organización,
B) ayudar a establecer relaciones entre causa (agente estresante) y efecto
(respuesta), C) indicar la presencia o ausencia de grupos específicos de
contaminantes, D) establecer la ausencia de efectos biológicos o ecológicos
significativos en las poblaciones, comunidades y ecosistemas, E) predecir
respuestas de alto nivel (para biomarcadores que han sido relacionados semicuantitativamente con altos niveles de organización), F) como una señal para
monitorear si se han excedido los umbrales fisiológicos o los límites de tolerancia,
G) proporcionar un intervalo y diversidad de respuestas biológicas que pudieran
ser la evidencia de peso para el proceso de evaluación de riesgo y; H) para
monitorear la salud del ambiente y darle seguimiento a las mejoras resultantes de
la evaluación de riesgo o mitigación.
Los biomarcadores varían de los generales a los específicos, de los de
relativamente poca sensibilidad a los de alta sensibilidad y desde los de nivel de
organización molecular a los de nivel individual. Pueden ser clasificados de forma
general en: A) biomarcadores moleculares, que miden las respuestas en los
ácidos nucleicos como daños o alteraciones en el DNA, RNA, así como cambios
en la expresión de los genes, B) biomarcadores bioquímicos, que miden la
afectación de la estructura o función de las proteínas a través de la variación
especifica de la actividad enzimática, de los niveles de proteínas específicas y por
la presencia de proteínas de estrés, C) biomarcadores histocitopatológicos, que
miden los cambios gruesos en la estructura y desarrollo de las células, tejidos,
órganos y de organismos, D) biomarcadores fisiológicos, que miden las funciones
fisiológicas básicas tales como la respiración, el crecimiento, la alimentación y la
excreción, E) biomarcadores etológicos, que miden el cambio de comportamiento
en los organismos, bajo el supuesto de que el organismo representa el resultado
integral final de los procesos bioquímicos y fisiológicos.
De acuerdo con su estado de validación, los biomarcadores más usados en
la toxicología ambiental son: las proteínas de “shock” calórico o de estrés (HSP,
por sus siglas en inglés), actividades enzimáticas como la oxigenasa de función
mixta (MFO) o el citocromo P450, niveles de metalotioneínas, etc. También se
analizan biomarcadores de genotoxicidad (ej. aducciones de ADN, aberraciones
cromosómicas,
fragmentación
de
ADN,
micronúcleos,
inmunotóxicas (ej. proliferación de linfocitos) y;
etc.),
respuestas
medidas reproductivas (ej.
vitelogenina y hormonas esteroideas en plasma). Finalmente, también son útiles
las respuestas fisiológicas, los marcadores de expresión de ciertos genes, la
integridad de la membrana lisosomal, etc. En general todos estos biomarcadores,
buscan relacionar el grado de modificación del biomarcador con el grado del
efecto adverso (Chambers et al., 2002).
Es sumamente importante en este punto aclarar que la gran mayoría de los
efectos biológicos no son específicos y por lo tanto, el análisis de confusores es
útil para reducir la incertidumbre de la inespecificidad. Los efectos biológicos que
pueden ser evaluados potencialmente son muchos. Por lo tanto, aquellos efectos
que sean seleccionados para el estudio, deberán contar con antecedentes
científicos de estar asociados con la exposición al contaminante presente en el
sitio. Es muy importante que el trabajo incluya el análisis de una población control,
apareada con la población del sitio contaminado en cuanto a los confusores, pero
sin la exposición al contaminante o tener antecedentes bibliográficos de otras
poblaciones que muestren valores “normales”.
2.9.4.2 CRITERIOS DE SELECCIÓN DE LOS BIOMARCADORES DE EFECTO
De acuerdo con Chambers et al., (2002) existen una serie de criterios en la
selección de biomarcadores y se enlistan continuación.
a) Elección de sitios de muestreo.- Además del muestrear el área
contaminada de interés, en algunas ocasiones será necesaria la evaluación de
sitios de referencia o a lo largo de un gradiente de disturbio, la información
permitirá la comparación apropiada de resultados y la eliminación de factores
confusores.
b) Selección de la especie o población a estudiar.- para el caso de biota, el
organismo deberá de ser nativo y representativo (que no sea una especie rara)
del área de estudio, además que la mayor parte, o toda su historia de vida la haya
pasado en el sitio de interés. En el caso de elegir especies migratorias se debe de
conocer muy bien sus patrones migratorios y su biología. El organismo debe de
ser receptor de las principales rutas de exposición para ser considerado. Deben
tomarse en cuenta las características de la historia de vida del organismo, como
el sexo, edad, estado reproductivo, estrategia reproductiva; factores como estos
pueden afectar la medida del biomarcador y complicar la interpretación de
resultados (Ej. los organismos con tiempos generacionales cortos y altas tasas
reproductivas son útiles para muestras grandes mientras que los de tiempos
generacionales largos y tasas reproductivas cortas pueden ser utilizados para
estudios de exposición crónica). Finalmente es mejor seleccionar una especie
para la cual exista información sobre los efectos de los contaminantes que deseen
evaluarse (absorción distribución, metabolismo, toxicidad y eliminación).
En el caso de población humana, se deberá de escoger el grupo que se
considere en mayor susceptibilidad (ej. mujeres embarazadas, niños, adultos
mayores), que dependerá de factores como: la edad, sexo, estado de crecimiento,
estado
nutricio,
enfermedades
coadyuvantes
(enfermedades
crónicas
degenerativas), hábitos de juego, periodo gestante, habitación en la cercanía de
las fuentes, tiempos de residencia, exposición laboral, etc. La población de
estudio deberá estar expuesta por lo que se es necesario realizar biomarcadores
de exposición acordes a la toxicodinámica del contamínate, ya que esto
determinará la medición en alguna matriz biológica especifica (ej. pelo, sangre,
orina, heces, uña, leche materna). Al igual que la biota, es preferible utilizar
biomarcadores con los que se cuenta con suficiente información disponible y se
haya probado su relación con un toxico o grupos de tóxicos según sea el caso.
c) Selección del biomarcador.- Además de los criterios descritos a
continuación, se sugiere elegir un set jerárquico de biomarcadores, los primeros
de fácil medición, rentables y generales para probar una gran cantidad de sitios;
posteriormente en las siguientes etapas utilizar biomarcadores más específicos
para profundizar en los sitios con resultados significativos en la etapa anterior.
•
Indicadores generales.- Algunos biomarcadores son indicadores en general
y sólo sugieren el estrés en la población, pueden emplearse para identificar
a los individuos o poblaciones afectadas por el agente estresante. Tales
biomarcadores son de utilidad limitada para su uso en la evaluación de
riesgo, ya que no identifican el grado de tensión que podría atribuirse a los
tóxicos bajo los procedimientos de la evaluación de riesgo.
•
Sensibilidad relativa.- Un biomarcador altamente sensible podría ser útil en
identificar rápidamente los cambios en la exposición.
•
Especificidad biológica.- La especificidad y por lo tanto la utilidad de un biomarcador puede existir solamente en ciertas especies o tejidos, porque las
características fisiológicas o bioquímicas de esa especie o tejido son únicas.
•
Especificidad química.- Los biomarcadores que son específicos a un químico, a una clase de químicos, o por lo menos están muy limitados a cierto
número de clases pueden ser de gran valor.
•
Claridad en la interpretación.- Los biomarcadores que respondan solamente a los tóxicos de interés y no a otros cambios en la fisiología o en el ambiente son de gran valor para la evaluación de riesgos.
•
Tiempo de la manifestación del efecto.- Un tiempo relativamente corto de
respuesta de la exposición al cambio en el biomarcador será el más útil,
aunque la evaluación de riesgo puede necesitar tratar efectos crónicos, tales como desarrollo del cáncer.
•
Permanencia de la respuesta.- Si la respuesta del biomarcador es transitoria, ésta puede limitar su utilidad en la evaluación de riesgo; sin embargo,
con biomarcadores persistentes el curso de tiempo de cambio y recuperación del biomarcador tendrá que ser bien entendida.
•
Variabilidad inherente (confiabilidad).- La variabilidad puede resultar del
grado inherente de respuesta del organismo o de los factores externos al
organismo que influyen en su grado de respuesta. Si el biomarcador es demasiado susceptible a la variabilidad interna o externa, puede ser de poca
utilidad para la evaluación de riesgo.
•
Acoplamiento a efectos de un nivel más alto de organización.- Un biomarcador ideal correlacionaría cambios directamente en una manera cuantitativa al efecto nocivo (ej. aberraciones cromosómicas -alteraciones reproductivas o patologías, etc.). Si el acoplamiento no puede ser hecho, el biomarcador sólo tendrá valor como índice de exposición y no de los efectos.
•
Aplicabilidad a las condiciones de campo.- Si el biomarcador no puede ser
monitoreado en poblaciones verdaderas no es útil para la evaluación de
riesgo.
•
Validación en el campo.- Se entiende como el establecimiento del mecanismo o relación causal entre la exposición al agente estresante y el cambio
biológico o ecológico. Obviamente se requiere la validación antes de que el
biomarcador pueda ser usado de manera oficial.
•
Consideraciones metodológicas.- La facilidad en la medición, la reproducibilidad de las medidas y el costo deben de ser considerados, a fin de establecer la utilidad del biomarcador en varios sitios.
•
Estado de la utilidad del método.- El biomarcador debe ser establecido y
documentado lo suficiente para generar una base de datos amplia que indique consistencia y confiabilidad; esto inspirará confianza sobre la significación de los resultados al usarlo.
•
Metodología de muestreo y análisis.- El diseño del muestreo dependerá de
las características fisicoquímicas y biológicas del contaminante, así como
de la biología de la especie de prueba o población receptora, de la sensibilidad y persistencia de respuesta del biomarcador. También, deben considerarse factores abióticos que pudieran interferir con la respuesta del biomarcador (Ej. salinidad, estacionalidad, pH, etc.). El muestreo, la recolección, el almacenaje y el análisis pueden afectar la validez del resultado, por
lo tanto deben seguirse las consideraciones y procedimientos analíticos
para cada biomarcador, los aspectos importantes varían por tipo de prueba, por lo que tal vez sea necesario recoger muestras diferentes para cada
biomarcador y también puede ser posible medir el biomarcador por diferentes métodos.
2.10 Efectos biológicos de los contaminantes
Existe una gran variedad de efectos reportados en biota y población humana
(Figura 1) asociados a la exposición de una amplia gama de contaminantes, la
elección de los efectos a evaluar dependerá del objetivo del estudio, del contexto
ambiental en el que este trabajando, el tipo o mezcla de contaminantes que se
haya encontrado en el monitoreo ambiental, el presupuesto destinado y de las
consideraciones antes mencionada en la selección de biomarcadores. A
continuación se describen de forma general sólo algunos ejemplos de los más
comúnmente evaluados por su relevancia en toxicología ambiental.
Figura 1. Diversidad de efectos tóxicos
2.10.1 Efectos genotóxicos
El genoma es el conjunto de información genética necesaria para el
funcionamiento de un ser vivo, dicha información esta codificada en moléculas de ADN.
Estas moléculas están constituidas por la integración de estructuras físicas denominadas
cromosomas. Todos los componentes básicos del ADN (bases nitrogenadas, azucares y
grupos fosfodiesteres) son posibles blancos de alteraciones químicas por agentes
genotóxicos como compuestos orgánicos persistentes -ej. DDT, lindano-, hidrocarburos
aromáticos policíclicos -ej. hidroxipireno- y metales -ej. cadmio- (Albert, 2004). La teoría
de la mutación somática del cáncer establece que los daños del genoma que producen
mutaciones son la base para el desarrollo de varios tipos de cáncer. De manera tal, que
el ADN es el blanco para los cancerígenos y de que un sólo impacto en el ADN, en el sitio
adecuado y que no sea reparado correctamente, puede tener consecuencias severas
para la célula (Beringola, 1996). De manera general el daño genotóxico se puede
subdividir en: 1) Mutagenesis puntual; 2) Roturas y aberraciones cromosómicas y, 3)
daño y fragmentacion del ADN.
Existe una gran variedad de parámetros genotóxicos que pueden ser evaluados
en biota y población humana. Las cuantificaciones de daño genotóxico mas comúnmente
usadas son: ensayo cometa, micronúcleos y aberraciones cromosómicas, entre otras.
Para fines de ejemplificación se describirán continuación el ensayo cometa y los
micronucleos.
El ensayo cometa es una prueba capaz de detectar daños en el ADN y es
aplicable a estudios de biomonitoreo (Lebailly et al. 1997). Se caracteriza por ser un
método sensible, rápido, sencillo, de bajo costo y aplicable a varios tipos de células
eucariotas (Mckelvey-Martin et al., 1993). La técnica de Singh et al., (1988) bajo
condiciones de lisis y electroforesis alcalina (pH>13) permite analizar la migración del
ADN debido a rupturas en la hebra simple del ADN y sitios álcalilábiles (Speit y Hartmann
1999). El ensayo cometa se utiliza ampliamente para detectar en células individuales, el
daño in vitro o in vivo causado al ADN por agentes genotóxicos, ya sean químicos o
físicos (Fairbairn et al., 1995, Rojas et al., 1999, Tice et al., 2000). La técnica ha sido
principalmente utilizada en el estudio del daño genético inducido por plaguicidas y otros
mutágenos ambientales en humanos, auque su uso en especies silvestre ha sido una de
sus actuales aplicaciones (Fairbairn et al., 1995, Rojas et al., 1999). Con algunas
modificaciones, esta técnica puede evaluar la inducción de enlaces cruzados, los
mecanismos de reparación celular y de apoptosis (Fairbairn et al., 1995; Speit y
Hartmann, 1999).
Los micronúcleos son fragmentos de cromosomas o cromosomas completos que
condensan y permanecen rezagados durante la anafase del ciclo celular; en las celulas
hijas, estos toman forma de núcleos más pequeños que el núcleo principal, y de ahí su
nombre de “micronúcleos” (Zúñiga y Gómez, 2006). Estos fragmentos son causados de
manera espontánea o por causa de agentes tóxicos (agentes que se denominan
clastógenos). Los micronúcleos son conocidos en el campo de la hematología como
cuerpos de Howell-Jolly y su forma es generalmente redonda o almendrada, con un
diámetro que varía desde 0.4 a 1.6 micras (Decordier y Kirsch-Volders, 2006).
La prueba se realiza en diferentes tipos celulares como: eritrocitos policromáticos
de la médula ósea, cultivos de linfocitos de sangre periférica, eritrocitos jóvenes y
maduros de la sangre periférica, queratinocitos, células de la mucosa bucal, hepatocitos
de rata, células germinales y células de descamación de la vagina de la rata, entre otros.
El ensayo de micronúcleos es capaz de detectar indirectamente ruptura o pérdida
cromosómica y actualmente se encuentra en gran auge dada su utilización en líneas de
investigación sobre mutagénesis, también es útil para conocer in vitro el efecto
genotóxico de nuevos agentes químicos tanto a nivel ambiental con nuevos plaguicidas y
pesticidas, como en el ámbito sanitario con la utilización de nuevas drogas citostáticas en
los tratamientos antitumorales (Kirsch-Volders y Fenech, 2001).
Muller y Streffer (1994) propusieron cuatro diferentes modelos para la formación
de micronúcleos, en los cuales se involucran clastogenicidad o rompimiento de ADN: 1)
fragmentos acéntricos. 2) cromosomas multicéntricos. 3) daño al cinetocoro y 4) daño al
aparato mitótico.
2.10.2 Efectos endocrinos
Un disruptor endocrino es una sustancia o mezcla de ellas que altera una
función del sistema endocrino y causa efectos en la salud del organismo, o a su
progenie o a su población (IPCS, 2002). De acuerdo con Rendón (2005) el modo
de acción de los moduladores o disruptores endocrinos no esta bien establecido,
pero existen varios mecanismos propuestos como: 1) ser estructuralmente
similares a las hormonas e interaccionar con receptores celulares “blanco” como
las hormonas naturales, causando una actividad celular anormal e impredecible,
2) pueden bloquear los sitios de enlace impidiendo la unión con las hormonas
naturales, 3) pueden inducir la creación de receptores extra, amplificando el
efecto de las hormonas naturales, 4) pueden interactuar directa o indirectamente
con las hormonas naturales cambiando su mensaje y; 5) pueden alterar el patrón
natural de la síntesis hormonal y el metabolismo cambiando la cantidad de
hormona circundante.
El IPCS (2002) ha recopilado una gran cantidad de información sobre
efectos endocrinos en fauna silvestre y población humana que están asociados o
posiblemente asociados a la exposición a contaminantes. En vida silvestre
destacan los casos de adelgazamiento del cascaron en aves de presa por
exposición a DDT, anormalidades en el desarrollo en cocodrilos por exposición a
compuestos organoclorados, declinamiento en las poblaciones de anfibios y
masculinización en gasterópodos marinos expuestos a TBT y feminización en
peces. Aunque en la población humana las relaciones causales no están bien
esclarecidas, posiblemente el declinamiento de la calidad del esperma humana en
varios países, el desajuste en la proporción de sexos, el aumento en la frecuencia
de endometriosis y varios tipos de cáncer (endometrio, testicular, próstata, y
tiroides) pueden ser resultado de la exposición a disruptores endocrinos.
Además de lo presentado anteriormente es frecuente tanto para la
población humana como para biota evaluar las concentraciones de diversas
hormonas (ej. testosterona, estradiol, T3/T4, cortisol, etc), además para el caso
particular en vida silvestre (vertebrados no mamíferos) la presencia de proteínas
reguladas por control hormonal (ej. vitelogenina).
La vitelogenina es una proteína regulada por control del estradiol en las
hembras y es precursora de las proteínas de reserva del huevo. Es utilizada
principalmente como biomarcador de efecto por exposición a compuestos
estrogénicos en peces (principalmente evaluado machos); sin embargo se ha
aplicado en otros taxas como reptiles y anfibios. El cambio en los niveles de
vitelogenina en peces se ha asociado con la presencia de DDE, PCB’s, mirex,
cadmio, nonilfenol y diversos farmacéuticos entre otros.
2.10.3 Respuestas hematológicas y fisiológicas
La evaluación de este tipo de respuestas son más comúnmente utilizadas
en biomonitoreos de la vida silvestre (en especial peces), sin embargo en
población humana se ha demostrado causalidad entre este tipo de respuestas y
contaminantes como el lindano, benzeno y plomo entre otros (para referencias en
detalle se recomienda a lector los perfiles toxicológicos realizados por el ATSDR).
Como
respuestas
hematológicas
se
incluyen
medidas
de
hematocrito,
concentración de hemoglobina, conteos diferenciales de células (eritrocitos,
leucocitos, trombocitos, etc). Los procedimientos para la cuantificación de estos
parámetros están bien estandarizados, son fáciles para aplicar en campo y
requieren de poca cantidad de muestra biológica. Las respuestas hematológicas
tienen poca influencia al estrés del manejo y diversos estudios han demostrado
que existen ciertos contaminantes causan anemia o supresión del sistema inmune
en los organismos (ej. Cadmio, plomo, plomo, cobre, aldrin, clordano, etc.) y,
también han sido útiles en discriminar entre sitios de referencia y sitios
contaminados (Heath,1995).
En biota también es común el uso de índices somáticos y de condición, que
podrían reflejar alteraciones sobre el crecimiento y desarrollo de los organismos.
Los mas comúnmente usados son el índice gonadosomático, el hepatosomatico y
el de condición (generalmente es una relación talla-peso), sin embargo cualquier
órgano podría ser susceptible de evaluación (Heath, 1995).
2.11 Referencias de la guía de monitoreo y biomonitoreo, y del programa
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Disolventes Orgánicos En El Personal Ocupacionalmente Expuesto.
3 RESULTADOS DEL ESTUDIO
El método de cuantificación de COP que se aplicó en el presente estudio,
permite la detección los siguientes compuestos (para una descripción completa de los
métodos analíticos ver INE, 2006):

Hexaclorobenceno (HCB)

Hexaclorocicohexanos (HCH) como alfa-HCH, beta-HCH y lindano
(isómero gama)

aldrín, mirex

heptaclorohepóxido

oxiclordano, gamaclordano, alfaclordano, trans-nonaclor, cisnonaclor

DDT, DDE

Bifenilos Policlorados congéneres: PCB 52, PCB 49, PCB 44, PCB
74, PCB 70, PCB 95, PCB 101, PCB 99, PCB 87, PCB 110, PCB
151, PCB 82, PCB 149, PCB 118, PCB 153, PCB 132, PCB 105,
PCB 138, PCB 158, PCB 187, PCB 183, PCB 128, PCB 177, PCB
171, PCB 156, PCB 180, PCB 191, PCB 169, PCB 170, PCB 201,
PCB 208, PCB 195, PCB 194, PCB 205, PCB 206, PCB 209, PCB
18, PCB 17, PCB 31, PCB 28, PCB 33.
3.1
Sedimento y suelo
En los Cuadros 1 y 2 se presentan los resultados de COP en sedimento y suelo
respectivamente, obtenidas en los muestreos en época de lluvias y en época de
estiaje. En los Cuadros 3 y 4 se presentan los resultados de metales en suelo y
sedimento respectivamente, obtenidas en el primer muestreo (época de estiaje). En el
muestreo realizado en época de lluvias no se recolectaron muestras de suelo y
sedimento para analizar metales debido a que los resultados obtenidos del primer
muestreo no revelaron concentraciones importantes de metales (ej. en suelo ningún
metal rebasó la NOM-147-SEMARNAT/SSA-2004 (ver INE, 2006). Para el caso de las
concentraciones de COP en suelo únicamente lindano y HCB rebasaron los límites
establecidos por la guía canadiense de calidad ambiental (Canadian Environmental
Quality Guidelines [CEQG]). En sedimento, un mayor número de compuestos: HCB,
lindano, DDT, DDE, mirex y PCB totales rebasaron los niveles de protección al
ambiente establecidos por estas mismas Guías (ver figuras 1 a 6).
Cuadro 1. Concentraciones de COP en sedimento para los dos muestreos realizados en Coatzacoalcos, Veracruz.
Sitio
Pajaritos
Isla Copalapa
Intersección
Punta Brava
Terranova
Ixhuatlán
Puente II
E. del Pantano
L. del Ostión 1
L. del Ostión 2
B. Huatzutlán
L. del Tepache 1
L. del Tepache 2
L. del Tepache 3
HCB
1er
2do
38.9
179.0
34.4
163.2
153.3
447.5
111.8
33.4
345.2
756.6
239.5
--260.2
48.6
1299.2
--125.3
--77.0
--134.4
----44.4
--119.9
--252.1
α-HCH
1er
2do
161.6 297.5
112.8 643.8
558.3 252.1
467.2 272.2
780.5 281.8
761.3
--226.0 305.7
541.9
--309.9
--184.4
--107.5
----367.7
--445.3
--379.4
β-HCH
1er
2do
N.D. 27.5
25.4 62.5
N.D. 29.2
80.0 86.4
N.D. 31.8
63.2
--33.1 37.7
N.D.
--57.8
--N.D.
--N.D.
----71.1
--55.0
--30.5
Lindano
1er
2do
124.4 65.0
3.5
N.D.
122.5 33.6
91.6
N.D.
77.5
41.6
75.9
--2.3
N.D.
96.1
--42.9
--76.9
--78.1
----46.2
--90.0
--37.8
DDT
1er
2do
N.D. N.D.
7.1
N.D.
N.D. 85.6
N.D. N.D.
N.D. N.D.
N.D.
--N.D. N.D.
82.7
--N.D.
--N.D.
--50.7
----N.D.
--N.D.
--N.D.
DDE
1er
2do
4.2
3.9
6.2
N.D.
6.4
18.7
4.2
N.D.
N.D. N.D.
N.D.
--5.8
N.D.
19.1
--3.7
--N.D.
--8.5
----4.0
--3.2
--2.8
Mirex
PCB´s totales
1er
2do
1er
2do
N.D. N.D. 2129.0 103.4
3.1
N.D.
85.6
N.D.
N.D.
2.9 8337.2 636.1
N.D. N.D. 995.0 495.0
N.D. N.D. 121.6 1787.1
N.D.
--76.7
--N.D. N.D.
N.D.
90.3
N.D.
--532.4
--N.D.
--N.D.
--N.D.
--N.D.
--N.D.
--N.D.
----N.D.
--268.3
--N.D.
--218.4
--N.D.
--79.2
Cuadro 2. Concentraciones de COP en suelo para los dos muestreos realizados en Coatzacoalcos, Veracruz.
Localidad
Isla Copalapa
Intersección
Punta Brava
Terranova
Puente II
E. del
Pantano
L. del Ostión
1
HCB
α-HCH
1er
2do
1er
2do
335.7
--98.9
----225.9
--255.4
830.9
--464.4
--56.8
--508.3
--16.0
--110.3
---
β-HCH
1er 2do
N.D ----- 24.4
64.1 --57.2 --25.2 ---
Lindano
DDT
1er 2do 1er 2do
88.2
--N.D
----73.1 --N.D
84.2
--N.D
--2.8
--- 10.3 --4.1
--8.0
---
DDE
Mirex
1er 2do 1er 2do
6.7
--- N.D ----3.1
--- N.D
4.5
--3.4
--3.4
--3.8
--5.0
--3.4
---
PCB´s totales
1er
2do
389.5
----78.6
1261.4
--162.7
--383.8
---
---
240.6
---
237.9
---
27.8
---
33.1
---
43.2
---
4.2
---
N.D
---
12702.6
28.8
---
209.6
---
N.D
---
N.D
---
N.D
---
N.D
---
N.D
---
12.7
---
B. Huatzutlán 208.3
--Mundo Nuevo
--373.9
94.3
---
--N.D --- 120.6 --238.2 --- 28.7
--55.7
N.D
---
--- N.D --- N.D --N.D. --- N.D. --- N.D.
140.7
---
--137.6
Cuadro 3.- Niveles de metales (mg/kg) de muestras de suelo obtenidas del primer muestreo en Coatzacoalcos, Veracruz.
2
4
6
7
9
11
Sitio
Terranova
Punta Brava
Isla Copalapa
Puente II
Laguna del Ostión 1
Brazo Huatzutlán
NOM-Uso agrícola/residencial*
NOM-Uso industrial*
Al%
1.26
0.47
1.63
2
0.91
3.4
NR
NR
As
5
<2
6
4
7
4
22
260
Be
0.5
<0.5
0.6
0.7
<0.5
<0.5
150
1900
Cd
<0.5
<0.5
<0.5
<0.5
<0.5
<0.5
37
450
Cr VI
22
10
29
33
13
100
280
510
Cu
26
6
26
29
4
74
NR
NR
Hg
0.18
0.05
0.12
0.08
<0.01
0.24
23
310
Mn
78
45
230
491
162
115
Ni
10
4
16
25
11
35
1600
20000
Pb
13
6
11
19
2
6
400
750
Se
NA
NA
NA
NA
NA
NA
390
5100
Tl
V
10 44
<10 15
<10 43
<10 52
<10 19
10 186
5.2 550
67 7200
Cuadro 4.- Niveles de metales (mg/kg) de muestras de sedimento obtenidas del primer muestreo en Coatzacoalcos, Veracruz.
Sitio
Al% As Be Cd Cr VI Cu Hg
Mn
Ni
Pb
V
Estero del pantano
0.31 <2 <0.5 <0.5 9
10 0.05
86
7
10
15
Terranova
0.43 <2 <0.5 <0.5 11
7 0.03 205
5
5
17
Intersección
0.39 <2 <0.5 <0.5 11
3 0.01 154
5
3
19
Punta Brava
0.4 <2 <0.5 <0.5 9
5 0.04 116
5
4
14
Ixhuatlán
1.21 <2 0.5 <0.5 23 19 0.05 283
15
9
36
Isla Copalapa
1
<2 <0.5 <0.5 22 14 0.09 272
12
10
34
Puente II
1.2
3 <0.5 <0.5 37 19 0.03 455
138
22
45
Pajaritos
0.32 10 <0.5 <0.5 9
7 0.04 146
5
16
14
Laguna del ostión 1
1.01 5 <0.5 <0.5 24 12 0.03 362
16
5
35
Laguna del ostión 2
2.93 7
0.6 <0.5 73 43 0.09 1625
37
7
122
Brazo Huatzutlán
3.09 7
0.6 <0.5 93 52 0.06 1180
42
4
169
Guía Canadiense
NR 5.9 NR 0.6 37.7 NR 0.17
NR
35
NR
PEL**
NR 17.9 NR 3.5 197 NR 0.486
NR
91.3
NR
NOM-Uso agrícola/residencial* NR 22 150 37 280 NR 23
1600
400
550
NOM-Uso industrial*
NR 260 1900 450 510 NR 310
20000 750
7200
ISQG**
NR 5.9 NR 0.6 37.7 NR 0.17
NR
35
NR
PEL**
NR 17.9 NR 3.5 197 NR 0.486
NR
91.3
NR
* Norma Oficial Mexicana NOM-147-SEMARNAT/SSA1-2004, que establece criterios para determinar las concentraciones de
remediación de suelos contaminados por As, Be, Cd, Cr VI, Hg, Ni, Pb, Se, Tl, V.
** Guías ambientales de Canadian Sediment Quality Guidelines for the protection of Aquatic Life.
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
***NOAAs National Ocean Service Office Of Response and Restauration Screening Quick Reference Tables of Inorganic in Solids
NR: No referencias NA: No analizado para ese metal.
En las Figuras 1 y 2 se presentan las concentraciones de metales en suelo y sedimento en cada uno de los sitios de
muestreo. En las Figuras 3 - 6 se muestran las concentraciones de COP en suelo y sedimento en cada uno de los sitios de
muestreo, del primer y segundo monitoreo.
Metales en suelo
1er muestreo
Valores se presentan en mg/kg
As
22 mg/kg *
Cr
280 mg/kg *
Cu
63 mg/kg **
Hg
23 mg/kg*
Ni
1600 mg/kg *
Pb
400 mg/kg*
V
78 mg/kg*
Zn
200 mg/kg**
* NOM-147-SEMARNAT/SSA-2004.
** CEQG: Canadian Sediment Quality Guidelines for the Protection of Aquatic Life
Figura 1.- Concentraciones de metales en suelo para cada uno de los puntos de muestreo.
1er muestreo
Metales en sedimento
Valores se presentan en mg/kg
As
5.9 mg/kg *
Cr
37.3 mg/kg *
Cu
35.7 mg/kg *
Hg
0.17 mg/kg*
Ni
NR
Pb
35.0 mg/kg*
V
NR
Zn
123.0 mg/kg*
* CEQG: Canadian Sediment Quality Guidelines for the Protection of Aquatic Life
Figura 2- Concentraciones de metales en sedimento para cada uno de los puntos de muestreo
1er. Muestreo
COP´s en suelo
Valores se presentan en ng/g
HCB
50 ng/g *
α-HCH
β-HCH
Lindano
10 ng/g *
DDT
700 ng/g *
DDE
Mirex
PCBs tot
500.ng/g *
* CEQG: Canadian Sediment Quality Guidelines for the Protection of Aquatic Life
Figura 3.- Concentraciones de COP en suelo para cada uno de los puntos del primer muestreo realizado en Coatzacoalcos, Ver.
2do. Muestreo
COP´s en suelo
Valores se presentan en ng/g
HCB
50 ng/g *
α-HCH
β-HCH
Lindano
10 ng/g *
DDT
700 ng/g *
* CEQG: Canadian Sediment Quality Guidelines for the Protection of Aquatic Life
DDE
PCBs tot
500.ng/g *
Figura 4.- Concentraciones de COP en suelo para cada uno de los puntos del segundo muestreo realizado en Coatzacoalcos, Ver.
1er. Muestreo
COP´s en
sedimento
Valores se presentan en ng/g
HCB
100 ng/g **
α-HCH
β-HCH
Lindano
0.94 ng/g *
* CEQG: Canadian Sediment Quality Guidelines for the Protection
of Aquatic Life
DDT
1.19 ng/g *
DDE
1.42 ng/g *
Mirex
1.19 ng/g **
PCBs tot
34.1ng/g *
** NOAA: National Oceanic and Atmospheric Administration Screening Quick Reference
Figura 5.- Concentraciones de COP en sedimento para cada uno de los puntos del primer muestreo realizado en Coatzacoalcos,
Ver.
2do. Muestreo
COP´s en
sedimento
Valores se presentan en ng/g
HCB
100 ng/g **
α-HCH
β-HCH
Lindano
0.94 ng/g *
* CEQG: Canadian Sediment Quality Guidelines for the Protection
of Aquatic Life
DDT
1.19 ng/g *
DDE
1.42 ng/g *
Mirex
1.19 ng/g **
PCBs tot
34.1ng/g *
** NOAA: National Oceanic and Atmospheric Administration Screening Quick Reference
Figura 6.- Concentraciones de COP en sedimento para cada uno de los puntos del segundo muestreo realizado en Coatzacoalcos,
Ver
En los cuadros 5 y 6 se presenta un análisis estadístico comparativo entre los niveles de COP cuantificados en las muestras de
suelo y sedimento obtenidas en el primer (estiaje)
y segundo muestreo (lluvias). Los resultados obtenidos de este análisis
sugieren que no hay una variación en las concentraciones ambientales asociadas a la época del año.
Cuadro 5.- Comparación de muestras de sedimento entre el primer y segundo muestreo
COP
HCB
a-HCH
ß-HCH
Lindano
DDT
DDE
PCB totales
Suma de
rangos Sitio 1
115
113
40
115
Suma de rangos
Sitio 2
95
97
65
56
67
61
38
59
Mann-Whitney U
test
49
47
20
28
0
17
23
n 1er
muestreo
11
11
5
11
3
8
7
n 2o
muestreo
9
9
9
7
1
6
8
p
0.97
0.85
0.74
0.34
1.00
0.37
0.56
Cuadro 6.- Comparación de muestras de suelo entre el primer y segundo muestreo
COP
HCB
a-HCH
ß-HCH
Lindano
DDT
DDE
Mirex
PCB totales
Suma de
rangos Sitio 1
26
27
13
24
Suma de
rangos Sitio 2
19
18
8
12
17
4
31
14
Mann-Whitney
U test
5
6
2
6
0
1
0
8
n 1er
muestreo
6
6
3
5
2
4
3
6
n 2o muestreo
p
3
3
3
3
1
2
0
3
0.30
0.44
0.28
0.65
1.00
0.16
1.00
0.80
3.2
Resultados en especies silvestres
3.2.1 Iguanas
En la Figura 7 se muestran los valores de COP en ng/ml encontradas en el
plasma de iguanas verde y negra (Iguana iguana y Ctenosaura pectinata). Se
encontraron cuatro congéneres de PCB 52, 153, 180 y 170. No se han encontrado
valores de referencia ni trabajos relacionados con estos contaminantes en estas
especies para comparación en la literatura científica.
Figura 7.- Valores de COP (ng/ml) en plasma registrados en iguanas capturadas en
Coatzacoalcos Veracruz.
En la Figura 8 se muestran las concentraciones de diferentes COP ajustados por
gramo de lípido en tejido muscular, hepático y adiposo de iguanas. En la mayoría de
los casos se observa mayor concentración de COP en el tejido muscular con respecto
a los tejidos hepático y adiposo. Se compararon las concentraciones de los diferentes
tejidos para determinar si existe diferencia estadísticamente significativa. La
comparación se hizo con la prueba de Kruskall-Wallis (ANOVA no paramétrica). Los
resultados se muestran en la Figura 9, se registraron diferencias estadísticamente
significativas entre el tejido muscular y el tejido adiposo para los siguientes
compuestos: alfa-HCH, lindano, DDE y mirex.
Figura 8.- Concentración de COP (ng/g lip) en diversos tejidos de iguana.
a
b
600
1 06 00 0
*
500
80
500
60
400
b-HCH (ng/g lip)
a-HCH (ng/g lip)
a-HCH (ng/g lip)
400
300
40
300
20
200
200
0
*
100
0
M ú s c u lo
H e p á tic o
M Mú sú cs uc l uo l o
Kruskall-Wallis p<0.05
*
H eH pe áp t ái ct oi c o
4 6. 50 0
4 .0
40
500
*
500
3 .5
35
*
3 .0
400
DDE (ng/g lip)
a-HCH (ng/g lip)
3 04 0 0
25
300
20
1 52 0 0
2 .5
2 3. 00 0
1 .5
200
1 .0
*
10
0 .5
100
100
5
0
A dA i dp iop so os o
T eT j ei dj i od o
d
4 56 0 0
Lindano (ng/g lip)
a-HCH (ng/g lip)
M ean
±SE
± 1 .9 6 * S E
-4 0 0
A d ip o s o
T e jid o
c
100
-2 0
M ean
±SE
± 1 .9 6 * S E
M ean
±SE
± 1 .9 6 * S E
0
M ú Ms cú us lco u l o
H e Hp eá pt i ác ot i c o
T e Tj i ed joi d o
A dAi pd oi ps oo s o
M ean
±SE
± 1 .9 6 *S E
0 .0
-0 .5 0
Kruskall-Wallis p<0.05
Figura 9.- Comparación de COP en diversos tejidos de iguana.
* Diferencia estadísticamente significativa
M Mú sú cs uc luo l o
H He pe áp tái ct ioc o
T eT jei dj i od o
A dA i dp iop so os o
Kruskall-Wallis p<0.05
e
f
1 46 00 0
*
2 26 0 0
20
120
500
1 85 0 0
16
400
80
Suma PCB (ng/g lip)
a-HCH (ng/g lip)
Mirex (ng/g lip)
a-HCH (ng/g lip)
100
63 00 0
40
200
*
14
400
12
10
300
8
6
4
20
200
2
*
100
0
01 0 0
M ean
±SE
± 1 .9 6 * S E
-2 0 0
M Mú sú cs uc l uo l o
H eH pe áp t ái ct oi c o
T eT j ei dj iod o
M ean
±SE
± 1 .9 6 * S E
-2
-4
0
A dA i dp iop so os o
Kruskall-Wallis p<0.01
Figura 9 (continuación).- Comparación de COP en diversos tejidos de iguana.
* Diferencia estadísticamente significativa
M ú Ms cú us lco u l o
H e Hp eá pt i ác ot i c o
T e Tj i ed joi d o
A dAi pd oi ps oo s o
3.2.2 Cangrejos
En el Cuadro 7 se muestran las concentraciones de COP ajustadas por
gramo de lípido de cangrejos. En la Figura 10 se presenta el promedio de
diferentes COP ajustadas por gramo de lípido en muestras compuestas de
cangrejos (Uca rapax).
Cuadro 7.- Concentraciones de COP (ng/g lip) en muestras compuestas
de cangrejos (Uca rapax).
Cangrejos
Pool 1
Pool 2
a-HCH
23.88
38.68
b-HCH
103.21
ND
Lindano
11.31
5.72
DDE
6.98
4.73
DDT
3.49
2.61
Mirex
100.28
92.79
PCB 170
ND
11.19
Figura 10.- Promedio de COP (ng/g lip) en “muestras compuestas” de
cangrejos (Uca rapax).
3.2.3 Peces
Se realizó el análisis de 38 muestras de tejido de peces y jaibas (Cuadro 8).
Los resultados obtenidos se muestran en la Figura 11. Estos resultados no
muestran un patrón general en las especies por lo que se realizó una
clasificación de las especies de acuerdo a su hábito alimenticio. De esta
manera se tiene al chucumite como carnívoro, la lisa y el bagre como
detritívoros, la tilapia y la mojarra como omnívoros y la jaiba como omnívorodetritívoro (Figura 12). De acuerdo con esto se encontró una tendencia en las
concentraciones de COP que señala que las especies carnívoras son las que
cuentan con menores concentraciones y las detritívoras son las que presentan
mayores concentraciones. Esto indica una posible asociación entre la
exposición y los hábitos alimenticios de las especies.
Cuadro 8. Número de muestras recolectadas para cada especie del sistema
acuático.
Grupo
Especie
Chucumite
Tilapia
Lisa
Bagre
Mojarra
Peces
Crustáceo
s
30
Jaiba
No. Muestras
9
6
7
3
7
6
muestras compuestas
350
a
b
300
250
20
a-HCH
ng/g lípido
HCB
ng/g lípido
200
150
100
10
50
Mean
±SE
±1.96*SE
0
Chucumite
Tilapia
Lisa
Bag re
Mojarra
Jaiba
0
-50
Mean
±SE
±1.96*SE
Chucumite
Tilapia
Lisa
Bag re
Mojarra
Jaiba
100
d
c
600
80
60
Lindano
ng/g lípido
b-HCH
(ng/g lípido)
400
40
200
20
0
Mean
±SE
±1.96*SE
0
Chucumite
Tilapia
Lisa
Bag re
Mojarra
Mean
±SE
±1.96*SE
-20
Jaiba
Chucumite
Tilapia
Lisa
Bag re
Mojarra
Jaiba
Figura 11.- Concentraciones de COP en tejido muscular de las especies
capturadas en el sistema acuático. a) HCB, b) α-HCH, c) β-HCH.
50
e
20
f
45
40
35
30
DDE
ng/g lípido
DDT
ng/g lípido
15
10
25
20
15
10
5
Mean
±SE
±1.96*SE
5
Mean
±SE
±1.96*SE
Chucumite
Tilapia
Lisa
Bagre
Mojarra
0
Chucumite
Jaiba
180
Tilapia
Lisa
Bagre
Mojarra
Jaiba
120
g
160
h
100
140
80
100
Suma PCB
ng/g lípido
Mirex
ng/g lípido
120
80
60
40
60
20
40
0
20
0
Mean
±SE
±1.96*SE
Chucumite
Tilapia
Lisa
Bagre
Mojarra
Jaiba
-20
Mean
±SE
±1.96*SE
Chucumite
Tilapia
Lisa
Bag re
Mojarra
Jaiba
Figura 11(continuación).- Concentraciones de COP en tejido muscular de las
especies capturadas en el sistema acuático. e) DDT, f) DDE, g) Mirex y
h) PCB totales.
b
a
40
12
DDE ng/g lípido
DDT ng/g lípido
30
8
20
10
4
M ean
±SE
± 1 .9 6 * S E
M ean
±SE
± 1 .9 6 * S E
D e tr itív o r o
240
D e t r it í v o r o
C a r n ív o r o
O m n ív o ra
O m n ív o ra
C a rn ív o ro
In v . D e tr-O m n
In v . D e tr- O m n
d
c
PCB´s totales ng/g lípido
α-HCH ng/g lípido
40
160
80
20
M ean
±S E
± 1 .9 6 * S E
0
D e t r it í v o r o
C a rn ív o ro
O m n ív o ra
M ean
±SE
± 1 .9 6 * S E
0
In v . D e tr-O m n
D e tritív o ro
O m n ív o ra
C a rn ív o ro
In v . D e tr-O m n
Figura 12.- Concentraciones de COP en tejido muscular de las especies del
sistema acuático tomando en cuenta su hábito alimenticio. a) DDT, b)
DDE, c) α-HCH, d) PCB's totales.
3.2.4 Anfibios
Para el caso de anfibios se seleccionaron 17 individuos para la toma de
muestras de sangre y 12 individuos (seis por sitio de muestreo) para la toma de
muestras de tejidos, de los cuales se obtuvo: músculo (12 muestras); hígado
(seis muestras compuestas, cada muestra proviene de dos organismos); tejido
graso (seis muestras compuestas cada muestra proviene de dos individuos).
Los valores de COP en plasma de anfibios se muestran en la Figura 13.
12
8
a
10
7
b
6
8
DDE (ng/ml)
Lindano (ng/ml)
5
6
4
4
3
2
2
1
0
0
-2
-1
EP
MN
EP
SITIO
7
6
8
c
7
5
d
6
PCB tot (ng/ml)
4
DDT (ng/ml)
MN
SITIO
3
2
5
4
3
1
2
0
Mean
±SE
±1.96*SE
-1
EP
MN
SITIO
1
EP
MN
SITIO
e
Figura 13.- Valores de COP (ng/ml) en plasma registrados en sapos capturados
en Coatzacoalcos Veracruz. Subfiguras: a) Lindano, b) DDE, c) DDT, d)
PCB’s totales y; e) Clorados totales. EP= Estero del Pantano (Baja
exposición, n= 8); MN= Mundo Nuevo (Alta exposición, n= 9).
Los valores de COP en tejido muscular de anfibios se muestran en la
Figura 14.
90
40
a
80
b
35
30
70
β-HCH (ng/g lip)
α-HCH (ng/g lip)
25
60
50
40
20
15
10
30
5
20
0
10
-5
EP MUS
MN MUS
EP MUS
Sitio
70
240
c
60
d
220
200
50
180
160
DDE (ng/g lip)
40
Lindano (ng/g lip)
MN MUS
Sitio
30
20
140
120
100
80
10
60
40
0
20
-10
0
-20
-20
EP MUS
MN MUS
EP MUS
Sitio
12
MN MUS
Sitio
42
e
40
10
f
38
36
34
Mirex (ng/g lip)
DDT (ng/g lip)
8
6
4
32
30
28
26
24
2
22
20
0
18
-2
16
EP MUS
MN MUS
Sitio
EP MUS
MN MUS
Sitio
Figura 14.- Valores de COP (ng/g de lípido) en tejido muscular registrados en
sapos capturados en Coatzacoalcos Veracruz. Subfiguras: a) α HCH, b)
β HCH, c) Lindano, d) DDE, e) DDT, f) Mirex, EP= Estero del Pantano
(Baja exposición, n= 6); MN= Mundo Nuevo (Alta exposición, n= 6).
7
10
h
5
6
PCB´s tot (ng/g lip)
8
4
3
2
4
2
0
1
-2
EP MUS
MN MUS
EP MUS
Sitio
MN MUS
Sitio
340
320
300
i
280
260
Clorados tot (ng/g lip)
HCB (ng/g lip)
g
6
240
220
200
180
160
140
120
100
80
60
EP MUS
MN MUS
Sitio
Figura 14. (Continuación)- Valores de COP (ng/g de lípido) en tejido muscular
registrados en sapos capturados en Coatzacoalcos Veracruz.
Subfiguras: g) Hexaclorobenceno, h) PCB’s totales y; i) Clorados totales.
EP= Estero del Pantano (Baja exposición, n= 6); MN= Mundo Nuevo
(Alta exposición, n= 6).
Los valores de COP en tejido hepático de anfibios se muestran en la Figura 15.
160
50
140
a
b
40
120
30
β-HCH (ng/g lip)
α-HCH (ng/g lip)
100
80
60
40
20
10
20
0
0
-10
-20
-40
-20
EP HEP
MN HEP
EP HEP
Sitio
MN HEP
Sitio
16
1400
c
14
d
1200
1000
12
DDE (ng/g lip)
Lindano (ng/g lip)
800
10
8
6
600
400
200
0
4
-200
2
-400
0
-600
EP HEP
MN HEP
EP HEP
Sitio
MN HEP
Sitio
40
180
e
f
160
30
140
120
Mirex (ng/g lip)
DDT (ng/g lip)
20
10
0
100
80
60
40
-10
20
-20
0
EP HEP
MN HEP
Sitio
EP HEP
MN HEP
Sitio
Figura 15.- Valores de COP (ng/g de lípido) tejido hepático registrados en
sapos capturados en Coatzacoalcos Veracruz. Subfiguras: a) α HCH, b)
β HCH, c) Lindano, d) DDE, e) DDT, f) Mirex, EP= Estero del Pantano
(Baja exposición, n= 3); MN= Mundo Nuevo (Alta exposición, n= 3).
12
100
g
h
10
80
PCB´s tot (ng/g lip)
60
6
4
40
20
2
0
0
-20
-2
-40
EP HEP
MN HEP
EP HEP
Sitio
MN HEP
Sitio
1800
i
1600
1400
1200
Clorados tot (ng/g lip)
HCB (ng/g lip)
8
1000
800
600
400
200
0
-200
-400
-600
EP HEP
MN HEP
Sitio
Figura 15 (continuación).- Valores de COP (ng/g de lípido) tejido hepático
registrados en sapos capturados en Coatzacoalcos Veracruz.
Subfiguras: g) Hexaclorobenceno, h) PCB’s totales y; i) Clorados totales.
EP= Estero del Pantano (Baja exposición, n= 3); MN= Mundo Nuevo
(Alta exposición, n= 3).
Los valores de COP en tejido adiposo de anfibios se muestran en la Figura 16.
120
14
a
b
100
12
10
β-HCH (ng/g lip)
α-HCH (ng/g lip)
80
60
8
40
6
20
4
0
2
EP ADI
MN ADI
EP ADI
Sitio
60
500
450
c
50
d
400
350
40
300
DDE (ng/g lip)
Lindano (ng/g lip)
MN ADI
Sitio
30
20
250
200
150
10
100
50
0
0
-10
-50
EP ADI
MN ADI
EP ADI
Sitio
70
16
e
60
f
14
50
12
40
10
Mirex (ng/g lip)
DDT (ng/g lip)
MN ADI
Sitio
30
20
10
8
6
4
0
2
-10
0
EP ADI
MN ADI
Sitio
EP ADI
MN ADI
Sitio
Figura 16.- Valores de COP (ng/g de lípido) tejido adiposo registrados en sapos
capturados en Coatzacoalcos Veracruz. Subfiguras: a) α HCH, b) β
HCH, c) Lindano, d) DDE, e) DDT, f) Mirex, EP= Estero del Pantano
(Baja exposición, n= 3); MN= Mundo Nuevo (Alta exposición, n= 3).
16
45
g
14
35
12
30
PCB´s tot (ng/g lip)
10
8
6
4
25
20
15
10
2
5
0
0
-2
-5
EP ADI
MN ADI
EP ADI
Sitio
MN ADI
Sitio
700
i
600
500
Clorados tot (ng/g lip)
HCB (ng/g lip)
h
40
400
300
200
100
0
EP ADI
MN ADI
Sitio
Figura 16 (continuación).- Valores de COP (ng/g de lípido) tejido adiposo
registrados en sapos capturados en Coatzacoalcos Veracruz.
Subfiguras: a g) Hexaclorobenceno, h) PCB’s totales y; i) Clorados
totales. EP= Estero del Pantano (Baja exposición, n= 3); MN= Mundo
Nuevo (Alta exposición, n= 3).
Una primera integración en cuanto a exposición de los grupos de
especies evaluados en cada uno de los ambientes (tomando en cuenta los
resultados presentados tanto en el presente informe así como en el Informe
(INE, 2006) permite una clasificación preliminar de acuerdo al nivel trófico al
que pertenecen (ver Figura 17). Se pueden observar los niveles de COP en los
herbívoros: iguanas; carnívoros: peces; omnívoros: sapos y peces; detritívoros:
peces, jaibas y cangrejos. De acuerdo con esto, las especies herbívoras son
las que presentan menores concentraciones y en las especies omnívoras se
encontraron las mayores concentraciones. Esto refleja una posible asociación
entre el nivel trófico y la exposición a estos compuestos.
600
500
COP´s (ng/g lip)
400
300
200
100
0
Herbívoros
Detritívoros
Carnívoros
Omnívoros
Mean
±SE
±1.96*SE
Clasif icacion por Nivel Tróf ico
Figura 17. Concentraciones de COP en tejido considerando el nivel
trófico de las especies recolectadas en Coatzacoalcos, Ver.
3.2.5 Plomo en sangre de niños
Se obtuvieron un total de 58 muestras de sangre de niños que habitaban
en las localidades de Allende, Coatzacoalcos y Mundo Nuevo que
fueron
analizadas para Plomo (Pb). En la etapa anterior al presente estudio, uno de
los resultados de mayor preocupación fueron los niveles de Pb encontrados en
la sangre de los niños muestreados en la zona de Coatzacoalcos. En la Figura
18 se presentan estos resultados. Se puede observar que el 100% de los niños
muestreados presentan valores de plomo en sangre superiores a 5 µg/dl,
concentración a la cual son posibles efectos neurológicos adversos (ATSDRd,
2004). Además más del 50% de los valores registrados de Pb en sangre de
niños son superiores al límite de intervención (10 µg/dl)
recomendado por el
“Center for Disease Control” (CDC) de Atlanta.
No se observó diferencia estadísticamente significativa (p>0.05) entre
las poblaciones de los tres diferentes sitios de los cuales provenían los niños
muestreados (Figura 18). En Mundo Nuevo casi el 96% de los niveles de Pb en
sangre están por encima del límite de intervención de la CDC (10 µg/dl). Estas
concentraciones están, además por encima de la media encontrada (4.64 µg/
dl) en un estudio previo realizado por el Instituto Nacional de Ecología y la
Universidad Autónoma de San Luis Potosí (INE, 2004).
14.5
14.0
13.5
Pb (microg/dl)
13.0
12.5
12.0
11.5
11.0
10.5
10.0
9.5
9.0
1
2
Localidad
3
Mean
±SE
±1.96*SE
Figura 18. Medias geométricas de Pb en sangre de niños en las localidades
muestreadas. 1) Allende (n=12) , 2) Coatzacoalcos (n=22), 3) Mundo
Nuevo (n=24)
Sin embargo, lo que se puede observar es una ligera tendencia en la
distribución del Pb en sangre entre las tres localidades. La Figura 19 muestra
que existe una tendencia a incrementar las concentraciones en sangre en las
localidades en el sentido de la dirección de los vientos (Figura 19a). Por otra
parte, la distribución de los PCB totales tiene un patrón inverso, es decir hay
una tendencia a disminuir los niveles de PCB’s en plasma en las tres
localidades en la dirección de los vientos (figura 19b). No obstante la
confirmación de estas tendencias tendría que realizarse incrementando la
población de niños muestreados en cada uno sitios.
Figura 19. a) Concentraciones de PCB’s totales en plasma (μg/l) b)
Concentraciones de Pb en sangre (μg/dl) en las tres localidades (1. Allende,
Ver.; 2. Col. Adolfo López Mateos, Coatzacoalcos, Ver.; 3. Mundo Nuevo Ver.)
Por lo anterior, es necesario incrementar la n. Se recomienda además
evaluar la exposición de los biomarcadores empleados anteriormente,
determinar la exposición a otros contaminantes tales como Hidrocarburos
Aromáticos Policíclicos (HAP) y Benceno, Xileno, Tolueno (BETX). Además,
es recomendable el aplicar encuestas dirigidas que permitan elucidar las
posibles rutas de cada uno de los contaminantes en las tres localidades.
3.2.6 Metodologías de laboratorio
Uno de los objetivos del trabajo de evaluación de la exposición en
humanos es implementar metodologías adicionales para la determinación de
metabolitos de Benceno, Xileno y Tolueno en el sitio de estudio. Se han
establecido las condiciones para la determinación de metabolitos de Xileno
(ácidos metil-hipúrico y 2-metil hipúrico) y Tolueno (ácido hipúrico) así como
para la cuantificación de ácido trans-trans mucónico, como biomarcador de
exposición a Benceno. Se presentan los resultados obtenidos en el Anexo.
Con los resultados obtenidos hasta el momento para los biomarcadores
de exposición en niños son posibles efectos tales como: afecciones al sistema
hematológico, neurológico, inmunológico, endocrinológico y daño al ADN,
(Schwart y Landrigan, 1990; Jacobson y Mc Lean, 2003; Winn, 2003; ATSDRa,
2004; ATSDRb, 2004; ATSDRc, 2004; ATSDRd, 2004; ATSDRe, 2004;
ATSDRf, 2004; ATSDRg, 2004; ATSDRh, 2004; Avogbe et al., 2005; Gaskell et
al., 2005; Perez-Maldonado, 2005).
El Cuadro 9 presenta de manera resumida los efectos asociados a cada
uno de los contaminantes previamente cuantificados y los que se postulan para
evaluación.
Cuadro 9. Efectos relacionados con compuestos presentes en la zona de
estudio
4 CONCLUSIONES Y DISCUSIÓN
Los resultados obtenidos hasta el momento demuestran que en la zona
de estudio existe la presencia de compuestos orgánicos y metales en matrices
ambientales como son suelo y sedimento. Sin embargo, lo más relevante es la
presencia de esos mismos compuestos en los organismos seleccionados que
habitan en la zona. Se detectaron niveles de estos contaminantes en plasma y
tejidos de los diferentes organismos estudiados incluido el ser humano.
Con
respecto
a
los
resultados
en
matrices
ambientales,
las
concentraciones cuantificadas para la mayoría de los contaminantes como αHCH, β-HCH, Lindano, DDE y DDT no permiten establecer patrones claros de
diferenciación entre los sitios de menor exposición y los de mayor exposición,
por lo que el área de Coatzacoalcos puede ser considerada como una zona
generalizada de exposición a estos contaminantes. Sin embargo, existe un
patrón muy claro de diferenciación entre sitios para los niveles de
Hexaclorobenceno (HCB) en suelo y sedimentos, ya que tienden a ser más
altos en las zonas cercanas a los complejos industriales. Este patrón podría
deberse principalmente a que este contaminante está fuertemente asociado a
la actividad industrial (principalmente a la producción de cloro), lo que ya ha
sido observado en otras partes del mundo donde existe actividad petroquímica
(ATSDRc, 2004).
Los niveles de COP encontrados en suelos y sedimentos para las dos
temporadas de muestreo (estiaje y lluvias), no mostraron diferencias
estadísticamente significativas lo que podría explicarse porque estas dos
temporadas presentan características ambientales similares.
Respecto a la población infantil se recomienda evaluar la exposición de
los biomarcadores empleados anteriormente (ver INE,2006) y determinar la
exposición a otros contaminantes tales como HAP y Benceno, Xileno, Tolueno
(BETX). Además, es recomendable aplicar encuestas dirigidas que permitan
elucidar las posibles rutas de cada uno de los contaminantes, incluyendo al
plomo, en las tres localidades estudiadas.
Los resultados registrados en el presente estudio muestran de manera
clara la existencia de contaminación por COP, y de algunos metales como Pb.
Además la evidencia muestra que estos contaminantes se encuentran
biodisponibles ya que se detectaron en los organismos seleccionados. En
algunas especies se registró daño al ADN (ver INE, 2006.) Los resultados
mencionados y resumidos en el Cuadro 10 son evidencia clara del riesgo
ambiental que se está presentando en la región de Coatzacoalcos, Veracruz, y
que se evidencia implementando la evaluación integrada de los riesgos
ambientales propuesta en la realización del presente estudio.
Cuadro 10.- Matriz de medición
EXPOSICIÓN
Metales
COP
Suelo
Sedimento
√
√
√
√
HUMANOS Niños
Cangrejos
Iguanas
Lombrices
Sapos
BIOTA
Tortugas
Cocodrilos
Peces
Jaibas
√
√
√
√
AMBIENTE
√
√
√
√
√
√
EFECTO
Daño al ADN
√
√
√
Cabe resaltar que las condiciones meteorológicas prevalecientes en la
zona del golfo han retrasado algunas campañas de muestreo y su
correspondiente trabajo de campo en la región. Se han tomado las medidas
necesarias para reagendar dichos trabajos en espera de que las condiciones
del sitio lo permitan y asegurar la confiabilidad de los resultados.
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Substances and Diseases Registry. Toxicological profile for Benzene.
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Substances and Diseases Registry. Toxicological profile for DDT,DDE.
ATSDRc, 2006 Department of Health and Human Services. Agency for Toxic
Substances
and
Diseases
Registry.
Toxicological
profile
for
Hexachlorobenzene.
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Substances and Diseases Registry. Toxicological profile for Lead.
ATSDRe, 2004. Department of Health and Human Services. Agency for Toxic
Substances and Diseases Registry. Toxicological profile for
Policyclic
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Substances and Diseases Registry. Toxicological profile for Polichorinated
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Winn L. M. (2003) Homologous Recombination Initiated by Benzene
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(72) 143–1
6 ANEXO
Implementación y validación de metodologías de Laboratorio
Metodología de evaluación de exposición a Benceno
El ácido trans-trans mucónico, es un metabolito menor
del benceno en
animales y humanos (figura 1). Sin embargo, es un indicador sensible para
evaluar la exposición a bajas dosis de benceno (ATSDR, 2004a; Boogard y
van Sittert, 1996: Bee-Lan. et. al., 1993; Weaver et al, 2000; S. de Paula, et al,
2003)
Figura 1. Metabolismo del Benceno en humanos (Ross, 1996)
Para la cuantificación en el Laboratorio de Toxicología Ambiental de la Facultad
de Medicina de la UASLP se han establecido las condiciones de laboratorio
para el análisis de ácido trans-trans mucónico por la Técnica de Cromatografía
de Líquidos de Alta Resolución (HPLC, por sus siglas en inglés). Se ha
establecido lo siguiente:
a) El protocolo de la toma de muestra
b) Manejo de la muestra (condiciones de almacenamiento)
c) Metodología de extracción de ácido trans-trans mucónico con sorbentes de
intercambio aniónico
d) Condiciones de análisis en el HPLC
a) Protocolo de la toma de muestra
Se colectará la primera orina de la mañana en botes de polipropileno (PP)
previamente lavados con ácido. Se debe indicar a los participantes que no
deberán ingerir jugos, bebidas embotelladas ni productos enlatados y/o
envasados (mayonesas, margarinas, aderezos, frituras, pastelillos) que
contengan ácido sórbico 48 horas previas a la toma de muestra. El ácido
sórbico puede interferir en las mediciones de ácido trans, trans mucónico.
b) Manejo y almacenamiento de la muestra
La muestra se preserva a 4°C durante su traslado al laboratorio. Se deberá
acidificar con ácido clorhídrico (HCl) 6 M añadiendo 100 μl por cada 10 ml de
muestra colectada.
Una vez en el laboratorio se centrifuga a 3000 rpm durante 15 minutos y
deberá ser separada en alícuotas de 5 ml. Estas serán preservadas a -30°C
hasta su análisis.
c) Metodología de extracción de ácido trans-trans mucónico: Extracción
con sorbentes de intercambio aniónico
Fundamento:
N+ (CH3) (SAX) es un intercambiador aniónico usado para la adsorción de
ácidos. Las condiciones óptimas para la extracción requieren que el sorbente
(intercambiador iónico) y el analito deben tener cargas opuestas, además de
que la concentración del analito deber ser baja.
El pH de la muestra deberá favorecer la forma ionizada del analito (dos
unidades arriba del pKa) Lo cual favorece la completa adsorción del analito.
Para la elusión, deberá emplearse un solvente que neutralice el ácido y
compita con el analito en los sitios de intercambio.
La selectividad en una columna de intercambio aniónico está relacionada a los
siguientes factores:
•
pH
•
Counter ion
•
Fuerza iónica
•
Solventes orgánicos
•
Velocidad de flujo
pH
El pH debe ser bajado en el caso de analitos de comportamiento básico y
aumentado para los ácidos en solución acuosa. El pH óptimo para la ionización
está dado en función del pKa.
Para un compuesto ácido, el pH se deberá ajustar dos unidades arriba del pKa.
De esta manera se consigue el 99% de ionización. Cada unidad de pH cambia
en % de las moléculas cargadas a no cargadas por un factor de 10. Para la
elusión de un ácido en una columna SAX el pH deberá ajustarse dos unidades
de pH abajo del pKa del ácido, para pasar a la forma no ionizada.
Counter ion
Para intercambiadores SAX:
OH-, F- C2H3O2- son más fácilmente desplazables.
H2PO4-, HCO3- son moderadamente desplazables
Fuerza iónica
La fuerza iónica mide la concertación total de especies iónicas en la matriz.
Una fuerza iónica baja favorece la retención, mientras que una fuerza iónica
alta facilita la elusión
Solvente orgánico
En algunos casos la solubilidad de la forma neutra del ácido o de la base es
más baja en agua comparada con la forma iónica. Por o cual es útil utilizar un
solvente orgánico miscible en agua para hacer más efectiva la elusión del
compuesto.
Estándar Interno:
Se emplea como estándar interno el ácido Vanílico (figura 3) el cual es añadido
a la orina en solución a una concentración conocida y con esto se estima si
hubo pérdida o no del analito.
O
HO
OH
O
Figura 2. Estructura Química del ácido trans-trans mucónico (pKa: 4.7)
Figura 3. Estructura Química del ácido vanílico (pKa: 6.5)
Soluciones:
•
Metanol, grado HPLC
•
Agua desionizada
•
Ácido Acético 1%
•
Ácido acético/Metanol al 20%
•
Solución buffer trisma 0.2 M pH: 8.5 + 15 ppm de ácido vanílico
•
Solución buffer trisma 0.05M pH: 8.5
Acondicionamiento de las columnas
Columnas: SAX 500 mg; 6 ml; Strata; phenomenex.
•
Las columnas se colocan en la cámara de vacío. Se les agrega 4 ml de
metanol. Durante 10 minutos.
•
Añadir 3 ml de agua desionizada
•
Añadir 2 ml de buffer trisma 0.05
Es importante que durante todo el procedimiento de acondicionamiento el
material de la columna se mantenga húmedo.
Extracción del analito
•
1 ml de orina, se añaden 2 ml de buffer trisma 0.2M
•
Agitar
•
La muestra se hace pasar por las columnas previamente acondicionadas
como se señaló anteriormente.
•
Se hacen pasar 2 ml de agua desionizada
•
Pasar 3 ml de ácido acético al 1%
•
Aplicar vacío durante 15 min. hasta secar las columnas
•
Eluir con 3 ml de ácido acético/metanol al 20%. La elusión se realiza en
dos partes, aplicando 1.5 ml cada vez.
•
Aplicar vacío durante 20 minutos.
•
Filtrar el eluato
•
Inyectar 20 µl en el HPLC.
Condiciones de análisis en el HPLC
En la siguiente tabla se describen las condiciones del equipo bajo las cuales se
realiza el análisis del ácido t-t mucónico. El Cromatógrafo es Hewlett Packard.
Agilent serie 1100 el cual está equipado con una bomba cuaternaria.
Cuadro 1 Condiciones del equipo para la determinación de ácido trans, trans
mucónico
Parámetro
Matriz
Condiciones
Orina
Pre-tratamiento:
Acidificadas, sometidas a extracción en columnas
de intercambio aniónico y filtrada (0.45 µm Ø)
Detector
UV-Vis (259 nm)
Columna
C-18 (Zorbax)
Fase móvil
Metanol/Acido acético al 1% (20:80)
Flujo
1 ml/min
Temperatura Columna
30°C
Parámetros de validación del método.
Se realizaron curvas de calibración en solvente y en matriz, para estas últimas
se aplicó el método de extracción anteriormente descrito. Los resultados a
continuación muestran los parámetros obtenido a partir de curvas preparadas y
analizadas por triplicado analizadas bajo las condiciones de equipo descritas
anteriormente. Los parámetros de linealidad: pendiente (m); intercepto (b);
coeficiente de correlación (r); el rango lineal; los límites de detección (LDD) y
Límites de cuantificación (LDC) se presentan en el cuadro 2 para la curva en
solvente y el cuadro 3 para la curva en muestra de orina fortificada. Las figuras
4 y 5 muestran las curvas en solvente (validación de sistema) y en orina
(validación de método), respectivamente.
Cuadro 2 Parámetros de linealidad de curva de aguametanol
m
252.44
b
2.42
r
1.00
Rango lineal (mg/L)
0.05-5.0
LDD (mg/l)
0.03
LDC (mg/l)
0.09
Cuadro 3. Parámetros de linealidad de en orina fortificada
m
b
r
Rango lineal (mg/L)
LDD (mg/l)
LDC (mg/l)
235.40
16.70
0.9999
0.05-5.0
0.03
0.10
Figura 4. Gráfica de ácido trans, trans mucónico en metanol-agua. Los puntos
corresponden al promedio de una curva preparada por triplicado
Figura 5. Gráfica de ácido trans, trans mucónico en orina fortificada. Los puntos
corresponden al promedio de una curva preparada por triplicado
Las condiciones establecidas en el laboratorio permiten evaluar la exposición a
Benceno a concentraciones ambientales, pues el límite de detección nos
permite cuantificar y detectar estas concentraciones en población posiblemente
expuesta a benceno que habita en la zona industrial de Coatzacoalcos Ver.
Metodología de evaluación de exposición a Xilenos y Tolueno
Por otra parte, se han logrado obtener las condiciones para la determinación de
metabolitos de Xilenos: ácido 2-metil hipúrico y ácido 4-metil hipúrico (Figura
6) y el metabolito de Tolueno: ácido hipúrico (Figura 7) por HPLC
(Cromatografía de Líquidos de Alta Resolución, por sus siglas en inglés). En un
Equipo: Hewlett Packard. Agilent serie 1100 con Bomba cuaternaria. Es posible
la determinación de metabolitos para ambos compuestos en un solo análisis
bajo las condiciones descritas a continuación
Figura 6. Metabolismo del Xileno en humanos (IPCS, 1997).
Figura 6. Metabolismo del Tolueno en humanos (IPCS, 1986)
El cuadro 4 especifica las condiciones del cromatógrafo, la composición de la
fase móvil y el pre-tratamiento de la muestra.
Cuadro 4. Condiciones de análisis de metabolitos de Xilenos y Tolueno por
HPLC
Matriz:
Pre-tratamiento:
Centrifugada y filtrada (0.22µm Ø)
Detector:
UV-Vis (254 nm)
Columna
C-18 (Sorbax)
Fase móvil:
Metanol/Acido acético al 2.5%
Gradiente lineal:
De mayor polaridad a menor polaridad
Flujo:
1 ml/min
Temperatura Columna:
40°C
Bajo estas condiciones se han logrado obtener los picos de elusión de los
estándares de los tres metabolitos tanto en solvente como en muestras de
orina fortificada.
Se han construido además curvas de calibración tanto en solvente como en
muestras de orina fortificada. Los resultados de los parámetros de las curvas
se presentan en los cuadros 5 y 6.
Cuadro 5. Parámetros de linealidad de curvas de calibración de metabolitos de
Xilenos y Tolueno en agua metanol.
Ác. hipúrico Ác. 2m-hipúrico Ác. 4m-hipúrico
m
10.369
4.186
31.1169
b
690.313
-230.669
1995.75
r
Rango lineal
(mg/L)
0.9995
0.9988
0.9978
15-1000
15-3000
15-1000
Cuadro 6. Parámetros de linealidad de curvas de calibración de metabolitos de
Xilenos y Tolueno en orina.
Ác. hipúrico Ác. 2m-hipúrico Ác. 4m-hipúrico
m
10.361
4.237
22.701
b
4056.1
222.3304
4739.3
r
Rango lineal
(mg/L)
0.9999
0.99954
0.9947
100-1000
100-2000
100-1000
La metodología aún está en fase de estandarización para la cuantificación de
muestras problema, así como en la evaluación de la recuperación y exactitud.
Con estos resultados de las condiciones establecidas para el análisis de
metabolitos de Xilenos y Tolueno, es factible analizar la exposición a BETX
(Benceno, Xileno, Tolueno) En el laboratorio de Toxicología Ambiental de la
Facultad de Medicina de la UASLP.
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