1. Recolección y conservación de muestras en campo
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INSTITUTO DEL MAR DEL PERÚ SEDE REGIONAL DE TUMBES ÁREA DE ESTUDIOS AMBIENTALES CURSO TALLER “RECOLECCIÓN Y CONSERVACIÓN DE MUESTRAS EN CAMPO DESPUÉS DE ORIGINADO ALGÚN DAÑO O PERJUICIO SOBRE UN CUERPO DE AGUA Y SU ENTORNO” 12 Y 13 DE MARZO DEL 2009 DISEÑADO Y EXPUESTO POR: Percy A. Montero Rodríguez Biólogo Pesquero Karina L. Agurto Romero Química TUMBES PERÚ Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un cuerpo de agua y su entorno. ______________________________________________________________________________________________ 1. FUNDAMENTO: Debido a los accidentes ocurridos el año 2008 y especialmente a fines de enero del presente año, en que se avistaron peces muertos (Mugil cephalus, “lisa” en su mayoría) en un canal de marea llamado “Nicasio”, ubicado a la margen izquierda del río Zarumilla, y cercano a la zona Puerto 25, han quedado algunas dudas por aclarar a cerca de las posibles causas que originaron tal accidente, tanto en la población extractiva artesanal de la zona, como de las instituciones encargadas del cuidado, administración y estudio del ecosistema de manglar ubicado dentro del Santuario Nacional Los Manglares de Tumbes (SNLMT), muestra única de este tipo ecosistema en nuestro país. Una de las razones por la que no se pueden realizar investigaciones científicas que resuelvan o esclarezcan las posibles causas de mortandad de organismos acuáticos, derrames o presencia de agentes extraños y contaminantes en los cuerpos de agua naturales, es la falta o inoportuna comunicación. Dicho de otro modo, debido a una comunicación poco eficiente y muchas veces no veraz de los hechos. También influye la falta de acción anticipada, con conocimiento y nociones básicas de muestreo, y coordinación conjunta frente a una eventualidad de este tipo. En tal sentido, y para poder tener una respuesta eficaz y eficiente luego de ocurrir un futuro accidente ecológico en los ecosistemas acuáticos de la Región Tumbes, el personal del IMARPE, Sede Regional Tumbes, Área de Estudios Ambientales, en coordinación con MEDA, DESA, PRODUCE y SERNANP realizarán el Taller de capacitación para el personal de campo y guarda parques del Santuario Nacional Los Manglares de Tumbes (SNLMT) y Zona de Amortiguamiento (ZA), el cual se titula: “Recolección y conservación de muestras en Campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un cuerpo de agua y su entorno”, el cual se enfocará y brindará algunas pautas básicas de muestreo al público interesado en participar. 2. PARTES DEL TALLER: Este taller está diseñado para brindar un conocimiento básico de muestreo en campo y también para brindar algunas nociones acerca de las variables físicas, químicas y biológicas que influyen en la calidad de un cuerpo de agua. El taller constará de dos partes; una teórica (12 de marzo), la que se dictará en el auditorio de conferencias del IMARPE, Sede Regional de Tumbes, en donde que se dará a conocer: 2.1. Las fases de acción de las instituciones o involucrados directos ante un eventual accidente. 2.2. Las etapas de un muestreo en campo frente al eventual accidente. 2.3. Los materiales de campo necesarios para un recolector de información y muestras en campo. 2.4. Los instructivos de muestreo de las variables ambientales y agentes contaminantes. 2.4.1. Instructivo para recolección de muestras Biológicas. 2.4.2. Instructivo para recolección de muestras Microbiológicas y para análisis Químicos. 2.4.3. Instructivo para recolección de muestras para determinar Agentes Contaminantes. 2.4.4. Instructivo para recolectar muestras para análisis Físicos. 2.5. Anexos, que brindan información complementaria. Y la segunda parte del taller (13 de marzo) constará de una simulación de recolección de información y de muestras de campo en un canal de marea específico en el SNLMT y ZA. _________________________________________________________________________________ IMARPE, Sede Regional de Tumbes, Área de Estudios Ambientales. 2 Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un cuerpo de agua y su entorno. ______________________________________________________________________________________________ 2.1. FASES DE ACCIÓN ANTE UN EVENTUAL ACCIDENTE: DIAGRAMA DE FLUJO CONOCIMIENTO DEL ACCIDENTE ¡Debe ser oportuno! TRASLADO A LA ZONA DEL ACCIDENTE ¡Debe ser oportuno! AVISTAMIENTO Y VERIFICAIÓN DEL ACCIDENTE VERAZ NO VERAZ ¡Debe ser imparcial! IDENTIFICACIÓN DEL ACCIDENTE Por ejemplo: MORTANDAD DE ORGANISMOS DERRAME O PRESENCIA DE AGENTES EXTRAÑOS HCP, AyG COMUNICACIÓN INMEDIATA DE LO OBSERVADO ¡Debe ser oportuna y eficaz! AUTORIDAD INMEDIATA SUPERIOR COORDINACIÓN CONJUNTA CON INSTITUCIONES INVOLUCRADAS COMPAÑEROS DE TRABAJO MÁS CERCANOS RECOLECCIÓN Y CONSERVACIÓN ADECUADA DE MUESTRAS TRASLADO DE LAS MUESTRAS HACIA LOS LABORATORIOS DE ANÁLISIS ¡Deben ser oportunos! _________________________________________________________________________________ IMARPE, Sede Regional de Tumbes, Área de Estudios Ambientales. 3 Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un cuerpo de agua y su entorno. ______________________________________________________________________________________________ 2.2. ETAPAS DE UN MUESTREO EN CAMPO FRENTE A UN EVENTUAL ACCIDENTE: EN EL LUGAR DEL HECHO VERAZ: A. Registrar de la hora del avistamiento e identificación de la zona y del cuerpo de agua afectado. B. Registrar de algunas variables meteorológicas, tales como: temperatura ambiental, cobertura, vientos (escala de Beaufort), presencia o no de precipitación o humedad en el entorno. C. Verificar la presencia de organismos, vegetales o animales, muertos o moribundos, cercanos o en el cuerpo de agua supuestamente afectado. D. Identificar a nivel de especie y/o nombre común (en la zona) de los organismos muertos o moribundos. E. Reconocer en lo posible, según la accesibilidad, la zona del accidente para estimar su extensión (usar GPS) y la cantidad aproximada de organismos muertos o afectados. A su vez, tomar nota de algunas características físicas del agua tales como el color aparente, presencia de turbidez, estado de la marea; así como también si se avistaron o no algunos organismos vivos. Si no hubiese agua por efecto de las mareas, observar el sedimento, tomando nota de su apariencia y color aparente. F. Observar y reconocer la presencia de algún agente extraño sobre o en el agua, así como en el sedimento (aceites y grasas e hidrocarburos). G. Recolectar organismos, de los grupos o especies identificados. Si estuvieran muertos, recolectar (según instructivo 1) los de menor grado de descomposición, aquellos que presenten señales externas como: lesiones corporales (mordidas o falta de miembros o apéndices), presencia de hidrocarburos o aceites (visualizar y oler). Si estuvieran moribundos recolectar los más saludables y dividirlos en dos grupos; uno en un balde con agua del canal afectado y otro en un balde con agua de algún otro canal aparentemente no afectado. También recolectar algunos peces muertos (frescos) para luego extraerles las branquias (laboratorio de análisis) y descartar la posibilidad de muerte por barbasco. H. Recolectar una muestra representativa de agua y de sedimento, en un balde previamente enjuagado (10 a 20 L) y bolsa de polietileno limpia respectivamente. Realizar un análisis organoléptico de ambas muestras, determinando el olor y color aparente de las mismas. I. Recolectar y conservar muestras de agua para determinación (en laboratorio) de variables microbiológicas (también en sedimentos) y químicas, entre ellas se considerarán: coliformes totales y termotolerantes, oxígeno disuelto, DBO5, nutrientes (nitritos, nitratos y fosfatos) y amonio (según instructivo 2). J. Recolectar y preservar muestras de agua para la determinación (en laboratorio) de algunos agentes contaminantes, entre ellos: sulfuros, aceites y grasas, hidrocarburos y pesticidas. También recolectar sedimentos para la determinación de hidrocarburos (según instructivo 3). K. Medir algunas variables físicas en agua, entre ellas: temperatura y pH; también recolección y conservación adecuada de una muestra de agua para determinación (en laboratorio) de sólidos suspendidos totales (SST) y sedimento para determinación del pH (según instructivo 4). _________________________________________________________________________________ IMARPE, Sede Regional de Tumbes, Área de Estudios Ambientales. 4 Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un cuerpo de agua y su entorno. ______________________________________________________________________________________________ RECOLECCIÓN DE MUESTRAS EN CAMPO DIAGRAMA DE FLUJO: CANAL DE MAREA O CUERPO DE AGUA AFECTADO ORGANISMOS AGUA MUERTOS (Frescos) MICROBIOLÓGICOS QUÍMICOS COLIFORMES HIDROCARBUROS (Peces e invertebrados) O.D. FIJAR CONGELAR REFRIGERAR DBO5 BARBASCO (Branquias) NUTRIENTES Y AMONIO REFRIGERAR ORGANISMOS MORIBUNDOS FIJAR Y CONGELAR FÍSICOS SEDIMENTO SST CONSERVAR EN AGUA CONGELAR COLIFORMES pH HIDROCARBUROS REFRIGERAR REFRIGERAR CONGELAR TEMPERATURA MEDICIÓN IN SITU pH CONTAMINANTES HIDROCARBUROS ACEITES Y GRASAS REFRIGERAR O CONGELAR FIJAR FIJAR Y REFRIGERAR SULFUROS PESTICIDAS REFRIGERAR _________________________________________________________________________________ IMARPE, Sede Regional de Tumbes, Área de Estudios Ambientales. 5 Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un cuerpo de agua y su entorno. ______________________________________________________________________________________________ 2.3. MATERIALES DE CAMPO NECESARIOS PARA UN RECOLECTOR DE INFORMACIÓN Y MUESTRAS EN CAMPO: Entre los materiales esenciales con que deberán contar aquellas personas de trabajo continuo en campo (guarda parques y personal de las instituciones involucradas), previamente capacitadas con los conocimientos básicos de muestreo, podemos mencionar: - Una libreta o cuaderno de notas. Lápiz de preferencia o bien un lapicero. Un plumón de tinta indeleble. Un teléfono celular. Un GPS. Una cámara fotográfica o filmadora. Una tabla de mareas actualizada. Máscara con filtro para solventes volátiles. Botas de caucho. También existen materiales, instrumentos y algunos insumos (reactivos y preservantes) de medición para la recolección de muestras de organismos, agua y sedimentos, entre ellos tenemos: Materiales de campo: - Un cooler o caja de tecnoport de capacidad media o grande para conservación al frío de algunas muestras. Dos baldes plásticos de 10 a 20 litros. Dos baldes plásticos de 4 litros. Cabo o cuerda de unos 5 metros de longitud. Bolsas chequeras grandes y chicas. Bolsas de polietileno grandes. Bolsas de plástico de 5x10 cm. Un plumón de tinta indeleble. Cinta maskin. Guantes quirúrgicos. Papel aluminio. Equipo de disección de acero inoxidable. Jeringas de 1 mL nuevas. Cinta de teflón. Una probeta de 100 mL. Un vaso de precipitación de 100 mL. Espátula de acero inoxidable. Pipeta de vidrio de 10 mL. Pipeta de vidrio de 5 mL. Bombilla de absorción, o pipetor. Frascos de vidrio de 120 mL y tapa esmerilada, para oxígeno disuelto y DBO5. Frascos de vidrio de 250 mL y tapa rosca ancha, esterilizados (autoclavables), para coliformes. Frascos plásticos de 250 mL y tapa rosca, limpios, para nutrientes, amonio y SST. Frascos de vidrio ámbar, de 120 mL y con tapa esmerilada, para sulfuros. Botellas de vidrio ámbar, de 2,5 a 4 litros y con tapa rosca, para hidrocarburos. Botellas de vidrio ámbar, de 1 litro y con tapa rosca, para aceites y grasas. Botellas de vidrio ámbar o topacio de 1 litro y con tapa rosca, para pesticidas. Papel toalla. _________________________________________________________________________________ IMARPE, Sede Regional de Tumbes, Área de Estudios Ambientales. 6 Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un cuerpo de agua y su entorno. ______________________________________________________________________________________________ Instrumentos para medición en campo: - Termómetro de mercurio o alcohol. Rango 10 – 50º C, sensibilidad mínima 0,1º C; con protección de PVC. Potenciómetro portátil. Oxímetro portátil. Anemómetro. Insumos y reactivos químicos de campo: - - Formol bufferado al 10%, como conservante de organismos. Reactivos Winkler para oxígeno disuelto: Cloruro manganoso tetrahidratado o Sulfato manganoso monohidratado, yoduro de potasio o de sodio e hidróxido de potasio o de sodio; fijan el oxígeno en la muestra. Cinta indicadora de pH. Rangos de 1 a 7 y de 7 a 14. Acetato de Zinc dihidratado, para fijar sulfuros. Diclorometano o Hexano, para fijar hidrocarburos. Ácido clorhídrico 1:1 ó ácido sulfúrico 1:1, para fijar aceites y grasas en aguas. Agua destilada. Hielo molido. 2.4. INSTRUCTIVOS: 2.4.1. INSTRUCTIVO PARA RECOLECCIÓN DE MUESTRAS BIOLÓGICAS. A) ORGANISMOS MUERTOS: Los organismo muertos en mejor estado, es decir, los de menor grado de descomposición, son recolectados usando guantes quirúrgicos, para que no ocurra una contaminación cruzada entre el recolector y el espécimen muerto. Debe hacerse un análisis organoléptico del ejemplar, anotando: El estado de frescura (fresco, con mal olor, en rigor mortis, etc,) La apariencia de la piel (húmeda, seca o muy seca) si se tratase de un pez; o del exoesqueleto (entero, roto o con pérdida de apéndices), si se tratase de un invertebrado. Anotar, si presentara o no sobre el cuerpo, algún residuo extraño (oler de ser necesario). La apariencia de los ojos (normal, hundido, roto o sin él). La apariencia de las branquias. La presencia de mordidas o lesiones causadas por depredadores. Luego de anotar los datos anteriores en la libreta, el ejemplar debe ser envuelto en varias capas de papel aluminio hasta quedar totalmente cubierto, el cual debe ser reforzado con cinta adhesiva; se colocará una etiqueta, grande y clara sobre el ejemplar cubierto, donde se especifique: el lugar de recolección, la fecha y hora de recolección, especie y/o nombre común del ejemplar, nombre del recolector e institución a la que pertenece. Para finalizar, se deberá cubrir el ejemplar envuelto dentro de una bolsa plástica de polietileno, sellándola adecuadamente con cinta adhesiva para luego conservarla en refrigeración a 4º C. Congelar integralmente hasta su traslado al laboratorio de análisis. _________________________________________________________________________________ IMARPE, Sede Regional de Tumbes, Área de Estudios Ambientales. 7 Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un cuerpo de agua y su entorno. ______________________________________________________________________________________________ B) ORGANISMOS MORIBUNDOS: La finalidad de esta recolección, es poder concluir en la verdadera o falaz eficacia de algún supuesto contaminante dentro de un cuerpo de agua natural. Es decir, comprobar si es efectivamente en el agua donde se encuentra el agente mortífero. Para ello se deben recolectar ejemplares moribundos con una red especial (chinchorro o atarraya), tratando de no estresarlos demasiado, luego se deben escoger los más saludables y dividirlos en dos grupos; uno (A) deberá conservarse en un recipiente grande con agua del canal de marea o cuerpo de agua de donde se extrajeron, y el otro grupo (B) en un recipiente de igual capacidad, pero con agua de otro canal de marea. La intensión, es brindarles oxigenación por circulación o difusión para observar sus comportamientos. Anotar la forma e intensidad de natación, el movimiento de las aletas o apéndices y opérculos (en peces). Luego de 1 a 6 horas anotar la cantidad de ejemplares muertos en ambos casos. C) BRANQUIAS: Esta recolección se realizará para posteriormente poder aceptar la posibilidad de envenenamiento de peces por “barbasco” o “rotenona”. Para ello se deberán recolectar las branquias de los peces muertos más frescos; la extracción se deberá hacer con guantes quirúrgicos y con la ayuda de una pinza y tijeras de acero inoxidable (equipo de disección limpio y esterilizado). Las branquias extirpadas deberán alcanzar un peso total máximo de unos 20 g y deben ser envueltas en el papel aluminio, luego colocar en una bolsita de plástico sellada con cinta adhesiva y etiquetada; en la etiqueta colocar los siguientes datos: cantidad de branquias, nombre científico y/o común del ejemplar muerto; lugar, hora y fecha de recolección, nombre del recolector y de la institución a la que representa. Colocar las bolsitas en refrigeración a 4º C ó congelar hasta su envío al laboratorio de análisis. 2.4.2. INSTRUCTIVO PARA RECOLECCIÓN DE MUESTRAS PARA ANÁLISIS QUÍMICOS. 2.4.2.1. MICROBIOLÓGICAS Y EN AGUA: A) COLIFOMES TOTALES Y TERMOTOLERANTES: Con los guantes puestos, (a fin de evitar contaminación cruzada), tomar la muestra directamente del cuerpo de agua, para ello se utilizan frascos de vidrio de 250 – 500 mL, boca ancha, con tapa rosca, los cuales han sido previamente lavados, secados , esterilizados y cubiertos con papel kraft para su mejor conservación. Una vez obtenida la muestra se colocará en un cooler, a una temperatura menor a 10° C hasta llegar al laboratorio. La muestra deberá ser analizada dentro de las 24 horas luego de haber sido recolectada. B) OXÍGENO DISUELTO: Tomar la muestra en un balde de plástico, esperando que el agua este calmada. El frasco debe estar previamente enjuagado por lo menos con un volumen igual al de la botella. Llenar totalmente la botella, evitando las burbujas de aire. Tan rápido como sea posible, se agregará 1 mL de cada uno de los reactivos R1 y R2, en ese orden (R1: cloruro manganoso / sulfato manganoso y R2: Solución alcalina de yoduro de potasio – hidróxido de potasio/ yoduro de sodio – hidróxido de sodio). _________________________________________________________________________________ IMARPE, Sede Regional de Tumbes, Área de Estudios Ambientales. 8 Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un cuerpo de agua y su entorno. ______________________________________________________________________________________________ Las pipetas o jeringas de 1 mL tocarán la superficie de la solución en el cuello de la botella, (es normal que no se introduzcan burbujas de aire e invertir cuidadosamente para homogenizar la solución y distribuir uniformemente el precipitado formado. Medición de OD por método sensores de membrana: Se requerirá de un Oxímetro digital. Con el equipo calibrado y la sonda correctamente instalada; insertar la sonda en la muestra que se medirá, agitándola continuamente. Permitir que las lecturas de temperatura y oxígeno disuelto se estabilicen. Observar/ Registrar las lecturas. Luego del uso enjuagar la sonda con agua limpia (destilada). C) DEMANDA BIOQUÍMICA DE OXÍGENO (DBO): Las muestras se recolectan en frascos de vidrio o plástico limpios, de 500 mL, llenándolos completamente. Estas muestras se deben analizar con prontitud; si no es posible, refrigerarlas a una temperatura cercana al punto de congelación, ya que se pueden degradar durante el almacenamiento, dando como resultado valores bajos (erróneos). Sin embargo, pueden mantenerse por un máximo de 24 horas antes de su análisis. Si el análisis se emprende en el intervalo de 2 h después de la recolección no es necesario refrigerarlas; de lo contrario, guardar la muestra a 4º C o menos; reportar junto con los resultados el tiempo y la temperatura de almacenamiento. Bajo ningún concepto iniciar el análisis después de 24 h de haber tomado la muestra. D) NUTRIENTES: a) Fosfatos: Para la recolección de esta muestra se deberá usar botellas de polietileno de 100 mL, las que deberán ser previamente enjuagadas por lo menos 2 veces con el agua que será analizada. Las muestras deberán ser guardadas en un lugar frío y oscuro y solo serán calentadas a temperatura ambiente hasta que sean analizadas. Deberán ser refrigeradas a 0° C o menos si los análisis serán realizados luego de 1 ó 2 horas. Del mismo modo, acidificar a pH menor a 2 con acido sulfúrico, logrando mantener por un periodo de 48 horas. b) Silicatos: Las muestras deberán ser recolectadas en botellas de vidrio o polietileno de 100 mL y guardadas en la oscuridad para prevenir la multiplicación de diatomeas, las cuales pueden consumir silicatos. Las muestras podrán ser guardadas en una congeladora a -20° C. c) Nitratos: Las muestras deberán ser recolectadas en botellas de vidrio o polietileno de 100 mL, son estables por muchas horas si son guardadas frías y en la oscuridad, pero el análisis no debe demorar más de 12 horas. Si se piensan guardar mayor tiempo, deberán ser congeladas a 4° C. d) Nitritos: Las muestras deberán ser recolectadas en botellas de vidrio o polietileno de 100 mL, por un periodo no mayor a 1 a 2 horas. Si se piensan guardar mayor tiempo, deberán ser congeladas a 4° C, por un período máximo de 72 horas. En caso de querer realizar la toma de muestra de los 4 nutrientes, es recomendable tomar 500 mL de muestra, los que deberán ser congeladas a 4° C. No olvidar de rotular debidamente las muestras. E) Amonio: La muestra se recolectará en un recipiente de plástico o vidrio de volumen 500 mL aproximadamente. Es necesario añadir ácido sulfúrico para llevar a pH menor que 2, para lo cual se agregarán 0,8 mL de ácido sulfúrico concentrado y manteniéndolas a 4º C. El pH de las muestras conservadas con ácido debe estar comprendido entre 1,5 y 2. _________________________________________________________________________________ IMARPE, Sede Regional de Tumbes, Área de Estudios Ambientales. 9 Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un cuerpo de agua y su entorno. ______________________________________________________________________________________________ 2.4.2.2. EN SEDIMENTO: A) COLIFOMES TOTALES Y TERMOTOLERANTES: Recolectar unos 100 g (usar guantes) y colocarlos en bolsas plásticas nuevas, sellarlas con cinta adhesiva y etiquetar debidamente. Conservar en refrigeración a 4º C y trasladar las muestras antes de las 18 horas al laboratorio de análisis. 2.4.3. INSTRUCTIVO PARA RECOLECCIÓN AGENTES CONTAMINANTES. 2.4.3.1. DE MUESTRAS PARA DETERMINAR EN AGUA: A) HIDROCARBUROS: Si se cree distinguir, visualmente o por olor residuos de hidrocarburos formando una película sobre la superficie del agua, entonces se deberá proceder de la siguiente manera. Primero se deberá sumergir en el agua una botella de vidrio ámbar de 2,5 a 4 litros de capacidad, previamente lavada y tratada con solución ácida y nuevamente enjuagada con abundante agua destilada. Luego de la recolección, desechar unos 100 mL de la muestra y por medio de un vaso de precipitación o probeta verter 50 mL de diclorometano (usar guantes quirúrgicos y máscara antigases), luego sellar la boca de la botella con cinta de teflón, recubriendo varias veces; tapar fuerte y agitar vigorosamente hasta que el diclorometano se disgregue en bolitas muy pequeñas. Etiquetar y rotular la muestra, especificando: el lugar de recolección, hora y fecha, colocar HCP para diferenciar, número de la estación de muestreo, nombre del recolector y de la institución que representa. Conservar las muestras en un lugar fresco hasta su envío al laboratorio de análisis. El tiempo máximo de almacenaje debe ser 72 horas. B) ACEITES Y GRASAS: La muestra se recolectará en frascos de vidrio de 500 a 1000 mL, agregándole inmediatamente 2,5 mL de ácido clorhídrico (HCl, 1:1) o también ácido sulfúrico (H2SO4, 1:1) por 0,5 L de muestra colectada, llevando el pH a un valor menor a 2. Homogenizar bien la muestra y mantener en refrigeración a 4º C hasta su análisis. Etiquetar y rotular la muestra como en el caso de hidrocarburos. Trasladar al laboratorio de análisis antes de los 15 días. C) SULFUROS: Tomar la muestra en un balde de plástico, recolectándola en un frasco de vidrio oscuro de 115 mL de capacidad con boca y tapa esmerilada, evitando la formación de burbujas de aire. Preservar con 1 mL de acetato de zinc y almacenar a temperatura ambiente. Trasladar al laboratorio de análisis antes de los 4 días. D) PESTICIDAS: Las muestras se recolectarán en botellas de vidrio ámbar o topacio de 1 L de capacidad cerradas con tapa rosca y refrigerar a 4º C en el campo. Conservar las muestras en oscuridad hasta su traslado al laboratorio de análisis, la cual no debe exceder de las 12 horas desde su recolección. Etiquetar y rotular la muestra como en el caso de hidrocarburos. _________________________________________________________________________________ 10 IMARPE, Sede Regional de Tumbes, Área de Estudios Ambientales. Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un cuerpo de agua y su entorno. ______________________________________________________________________________________________ 2.4.3.2. EN SEDIMENTO: A) HIDROCARBUROS: Al igual que con el agua se debe poder distinguir visualmente o por olor residuos de hidrocarburos sobre la superficie del sedimento; si fuera así entonces proceder de la siguiente manera. Primero recolectar una cantidad aproximada de 300 g con la ayuda de una espátula de acero inoxidable limpia; la muestra debe ser extraída de los primeros 5 cm de la superficie del sedimento y colocados sobre una lámina de papel de aluminio. Luego envolver bien hasta quedar completamente cubierta. Colocar la muestra en una bolsita plástica que debe ser sellada con cinta adhesiva y finalmente etiquetar y rotular la muestra, especificando: el lugar de recolección, hora y fecha, colocar HCP para diferenciar, número de la estación de muestreo, nombre del recolector y de la institución que representa. La muestra debe refrigerarse o congelarse si el envío al laboratorio de análisis tomará tiempo. Tiempo máximo de almacenaje 72 horas. 2.4.4. INSTRUCTIVO PARA RECOLECTAR MUESTRAS PARA ANÁLISIS FÍSICOS. 2.4.4.1. EN AGUA: A) SÓLIDOS SUSPENDIDOS TOTALES (SST): La muestra se recolectará en envases de vidrio o plástico, de 300 – 500 mL, evitando el ingreso de arena o material grueso que sedimente. Se recomienda refrigerar a 4° C, por un periodo máximo de 7 días. Etiquetar y rotular la muestra debidamente. B) TURBIDEZ: La muestra debe de ser colectada en frascos de 100 mL, de vidrio o polietileno de boca ancha, cierre hermético y tapa inerte. Las muestras deben etiquetarse y rotularse debidamente y mantenerse en la oscuridad y en refrigeración durante el transporte al laboratorio, a una temperatura de 4º C. Las muestras deben de analizarse lo antes posible y en un periodo no mayor de 24 h. La determinación también puede realizarse en el sitio de muestreo empleando un turbidímetro portátil. C) PH: La muestra será tomada en un balde plástico, introduciendo en él el electrodo del potenciómetro. Esperar que la medida se estabilice, anotar el valor observado. También se puede usar una cinta indicadora de pH para tener un valor referencial de este parámetro. Y aunque no es recomendable, recolectar 100 mL en un frasco de plástico, etiquetar y rotular la muestra debidamente, almacenar en refrigeración a 4º C, y trasladar lo antes posible al laboratorio de análisis. D) TEMPERATURA: La temperatura en una variable de medición in situ, así que se deberá recolectar una muestra de agua en un balde plástico en donde se sumergirá un termómetro de mercurio o de alcohol protegido con una coraza de PVC y con una cámara de recepción del líquido, o también puede utilizarse un sensor electrónico o digital. Esperar el tiempo adecuado, entre 3 a 5 minutos; el encargado de hacer la lectura de la temperatura debe posicionar el termómetro verticalmente y ubicarlo alineadamente en frente de sus ojos u horizonte. Registrar este dato con un decimal, haciendo los correctos cálculos de redondeo. _________________________________________________________________________________ 11 IMARPE, Sede Regional de Tumbes, Área de Estudios Ambientales. Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un cuerpo de agua y su entorno. ______________________________________________________________________________________________ 2.4.4.2. EN SEDIMENTOS: A) PH: Esta medición puede hacerse in situ, a través de un potenciómetro de campo. Pero, para recolectar esta muestra de sedimento, sólo es necesario verter a una bolsita plástica nueva y limpia, aproximadamente unos 200 a 250 g con la ayuda de una espátula de acero inoxidable también limpia. Luego atar la bolsita, etiquetar y rotular la muestra, especificando: el lugar de recolección, hora y fecha, colocar pH para diferenciar, número de la estación de muestreo, nombre del recolector y de la institución que representa. Luego conservar en refrigeración a – 4º C o congelación si el traslado al laboratorio de análisis tendrá mayor demora. Tiempo máximo de almacenamiento, 10 días. 2.5. ANEXOS: 2.5.1. CONCEPTOS GENERALES: A) Ecosistema: El ecosistema es un sistema formado por una comunidad natural que se estructura con los componentes bióticos (seres vivos) del ecosistema, y los componentes abióticos (el ambiente físico). B) Canal de marea o estero: Estero o estuario es un canal angosto y somero por donde ingresan y salen las mareas a un río. Los esteros discurren en general en forma paralela o subparalela a la línea de costa y los de varios ríos pueden estar encadenados por un mismo estero. Los esteros constituyen un biotopo mixto de aguas dulces y saladas y anfibio de áreas terrestres y acuáticas. En la zona intertropical, los esteros son hábitat de los manglares de borde. C) Muestreo: Recoger una porción de material lo suficientemente pequeña como para ser fácilmente transportada al Laboratorio de Análisis para su investigación. La muestra debe ser homogénea y representativa de las características medias del total del material muestreado. Esto supone que la concentración de cualquier componente en la muestra será idéntica (o razonablemente idéntica) a la existente en la masa global. Un adecuado muestreo es sumamente importante para garantizar la representatividad de las muestras y la seguridad de los resultados. Podemos distinguir tres etapas en el proceso de muestreo: a) Pre muestreo: Comprende las actividades que se dan previamente a la recolección de la muestra, aquí se definen: Equipos e instrumentos: Los equipos e instrumentos de medición in situ deben estar limpios y calibrados antes de ir al campo, dejándolos en el mismo estado al finalizar el muestreo. Tipo de botella o recipiente de muestreo: El material de los envases debe ser químicamente inerte, fácil de lavar, resistente al calor y al congelamiento. Pueden usarse botellas de polietileno, vidrio o algún material especial, aunque por _________________________________________________________________________________ 12 IMARPE, Sede Regional de Tumbes, Área de Estudios Ambientales. Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un cuerpo de agua y su entorno. ______________________________________________________________________________________________ seguridad se prefieren las botellas de plástico. Las botellas de vidrio se usan en mayor medida para análisis microbiológicos, aceites y grasas o en el caso que se desee evitar alguna reacción entre el plástico y el agua. Volumen de muestra: Generalmente se toma de 1 a 2 litros para el análisis fisicoquímico, de 0.25 a 1 litro para análisis bacteriológicos y 1 litro para análisis de metales. Método de preservación: Cuando es imposible realizar los análisis inmediatamente, las muestras deben preservase en frío y/o con un preservante químico. La conservación es imprescindible a fin de garantizar la certeza de los resultados analíticos, siendo sumamente importante en los análisis microbiológicos y de DBO5. Tiempo máximo de almacenamiento: Los análisis inmediatos constituyen la mejor forma de eliminar errores, sin embargo, si las muestras llegan a almacenarse de manera adecuada deberá que ser por un tiempo limitado. b) Recolección de la muestra: Comprende las actividades que se dan durante a la recolección de la muestra, aquí se definen: Mediciones in situ: Las mediciones de algunos parámetros se realizan in situ mediante instrumentos o equipos portátiles, aunque gran parte de los parámetros requieren de equipos precisos y sofisticados, por lo que solo pueden medirse en el laboratorio. Estos parámetros deben analizarse en campo ya que es posible que varíen durante el transporte hacia el laboratorio. Parámetros que deben ser registrados in situ: Parámetros Conductividad oxigeno Disuelto pH Temperatura Instrumentos de Medición Conductímetro Oxímetro Papel indicador, Potenciómetro o pHmetro Termómetro Recolección de muestras: La muestra debe ser recolectada directamente en el frasco, para lo cual debe ser enjuagado previamente por lo menos 3 veces a fin de asegurarnos que el frasco esta completamente “saturado” con la muestra. Tipos de muestras: • Puntual o simple: muestra recolectada en un sitio específico durante un periodo corto, de minutos a segundos. Las muestras puntuales discretas son aquellas que corresponden a un sitio seleccionado, a una profundidad y tiempo definidos. Una muestra puntual integrada en profundidad corresponde a la que es recolectada a profundidades definidas de la columna de agua, en un sitio y tiempo seleccionados. Compuesta o balanceada: provee un muestreo representativo, pudiendo combinar porciones de varias muestras simples, tomadas cada cuatro horas durante una misma jornada de trabajo, ellas indican las características promedio del ambiente. Para aguas superficiales, las muestras deben ser tomadas a media profundidad. Si se tratase de alcantarillas o canales profundos, el muestreo debe ubicarse en un punto _________________________________________________________________________________ 13 IMARPE, Sede Regional de Tumbes, Área de Estudios Ambientales. Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un cuerpo de agua y su entorno. ______________________________________________________________________________________________ situado a un tercio de la profundidad media. En canales anchos, el punto de recolección variara de acuerdo al ancho del canal. Antes de obtener muestras de agua es necesario que el personal que muestreara cuente con todos los implementos de seguridad: lentes, guantes, mascarilla, casco, mandil, botas, etc. Rotulado de muestras: Es importante que cada muestra cuente con una identificación o etiqueta numerada. Al número o código de la muestra debe corresponder un registro. Los frascos y bolsas deberán ser rotulados correctamente, consignándose la información en el frasco y no en la tapa. Cada etiqueta debe tener la siguiente información: Ejemplo para Rotulado de frascos y bolsas de muestras Nombre del cuerpo de agua Fecha de muestreo: 10/01/2007 Hora: 07:45:00 Estación de muestreo: E36 – Nº de muestra: 23254 Canal Nicasio Preservación: H2SO4 Código de análisis Iniciales de muestreador RPP Conservación y preservación de la muestra: La preservación más usada es la refrigeración de la muestra a 4º C, además de los preservantes propios de cada parámetro. Transporte y almacenamiento: El transporte puede hacerse en cajas térmicas aislantes, coolers, refrigeradoras eléctricas o en cajas de madera cubiertas internamente con un material aislante, conteniendo hielo o material refrigerante. El uso de material esponjo durante el embalaje de muestras ayudara a la prevención de rupturas. Las muestras deberán ser remitidas al laboratorio lo mas pronto posible, manteniéndose en el contenedor fresco y oscuro, en posición vertical, en la que deberán ser transportadas. c) Post – muestreo: El laboratorio elegido: El laboratorio debe garantizar la precisión y exactitud de los datos del muestreo, para ello debe utilizar los procedimientos estándar dados en: - “Métodos Estándar para el Análisis de Agua y Aguas residuales” 18th edición APHA 1998 (Asociación Americana de Salud Pública de EEUU) - “Métodos para análisis químicos de Agua y Aguas residuales” EPA.1983 (Agenda de Protección Ambiental de EEUU) - o sus equivalentes Normas Técnicas Peruanas (NTP/ INDECOPI) El laboratorio debe estar acreditado por INDECOPI y/o contar con un sistema de calidad otorgado por una organización de garantía como la EPA u otra agencia similar, debiendo adjuntar las hojas de calibración y chequeo respectivo. _________________________________________________________________________________ 14 IMARPE, Sede Regional de Tumbes, Área de Estudios Ambientales. Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un cuerpo de agua y su entorno. ______________________________________________________________________________________________ A fin de garantizar la calidad del laboratorio, se deberá mandar muestras repetidas, para ello se muestreara dos veces una misma estación. A esta muestra se le conoce como “muestra doble” o muestra “repetida”. D) Coliformes totales y termotolerantes: La denominación genérica coliformes designa a un grupo de especies bacterianas que tienen ciertas características bioquímicas en común e importancia relevante como indicadores de contaminación del agua, ya que están asociados a fuentes de patógenos. E) Oxígeno disuelto (OD): El OD es la cantidad de oxígeno que está disuelta en el agua y que es esencial para los cuerpos de agua saludable. El nivel de oxígeno disuelto puede ser un indicador de cuán contaminada está el agua y cuán bien puede dar soporte a la vida vegetal y animal. Generalmente, un nivel más alto de oxígeno disuelto indica agua de mejor calidad. Si los niveles de oxígeno disuelto son demasiado bajos, algunos peces y otros organismos no pueden sobrevivir La determinación de OD se puede realizar por medio de una titulación redox (método de Winkler) o electrodos apropiadamente calibrados. F) Demanda Bioquímica de Oxígeno (DBO): La DBO es una prueba usada para la determinación de los requerimientos de oxígeno para la degradación bioquímica de la materia orgánica. Su aplicación permite calcular los efectos de las descargas de los efluentes domésticos e industriales sobre la calidad de las aguas de los cuerpos receptores. G) Fosfatos: Al igual que los nitratos son sustancias solubles en agua que las plantas necesitan para su desarrollo, pero si se encuentran en cantidad excesiva inducen el crecimiento desmesurado de algas y otros organismos provocando la eutrofización de las aguas. Cuando estas algas y otros vegetales mueren, al ser descompuestos por los microorganismos, se agota el oxígeno y se hace imposible la vida de otros seres vivos. El resultado es un agua maloliente e inutilizable. Las masas de agua con altos niveles de fosfatos generalmente tienen niveles altos de DBO5 debido a las bacterias que consumen los desechos orgánicos de las plantas y posteriormente a los niveles bajos de OD. Del mismo modo, los fosfatos se encuentran en los fertilizantes y los detergentes y pueden llegar al agua con el escurrimiento agrícola, los desechos industriales y las descargas de aguas negras. H) Silicatos: La presencia de silicatos en el agua se debe a la disolución de sales minerales, principalmente de los aluminosilicatos, pero también de la degradación del silicio orgánico en particular. Concentraciones elevadas de este parámetro se traduce en el crecimiento de diatomeas, ya que el silicio es importante para la estructuración de su pared celular; por ello la importancia de mantener controlado este nutriente. I) Nitratos: Los nitratos constituyen el último eslabón en el ciclo de nitrógeno. Ellos se producen durante la fase del nitrato, en el curso de que las bacterias del género degradan los nitritos. En concentraciones muy altas, puede ser tóxico para los peces. Así mismo, un exceso de niveles de nitrato nos indica contaminación agrícola. J) Nitritos: Los nitritos, constituyen un paso intermedio en el ciclo del nitrógeno, por lo que el contenido es variable. Son indicadores de contaminación fecal a medio- _________________________________________________________________________________ 15 IMARPE, Sede Regional de Tumbes, Área de Estudios Ambientales. Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un cuerpo de agua y su entorno. ______________________________________________________________________________________________ corto plazo, ya que desde que se produce la contaminación hasta que aparecen los nitritos debe pasar un tiempo no excesivamente largo. K) Amonio: El amonio es el primer paso en el ciclo del nitrógeno, por ello constituye probablemente el mejor indicador químico indirecto de contaminación fecal en las aguas, pues el cuerpo los expulsa en esta forma, lo que supone que indica una contaminación reciente. L) Hidrocarburos derivados del Petróleo: Hidrocarburos son compuestos orgánicos que contienen carbono e hidrógeno. Son los compuestos orgánicos más simples y pueden ser considerados como las sustancias principales de las que se derivan todos los demás compuestos orgánicos (i).El petróleo es un líquido oleoso bituminoso de origen natural compuesto por diferentes sustancias orgánicas. Se encuentra en grandes cantidades bajo la superficie terrestre y se emplea como combustible y materia prima para la industria química. El petróleo y sus derivados se emplean para fabricar medicinas, fertilizantes, productos alimenticios, objetos de plástico, materiales de construcción, pinturas o textiles y para generar electricidad (ii). M) Aceites y Grasas: Grupo de compuestos orgánicos existentes en la naturaleza que consisten en ésteres formados por tres moléculas de ácidos grasos y una molécula del alcohol glicerina. Son sustancias aceitosas, grasientas o cerosas, que en estado puro son normalmente incoloras, inodoras e insípidas. Las grasas y aceites son más ligeros que el agua e insolubles en ella; son poco solubles en alcohol y se disuelven fácilmente en éter y otros disolventes orgánicos. Las grasas son blandas y untuosas a temperaturas ordinarias, mientras que los aceites fijos (para distinguirlos de los aceites esenciales y el petróleo) son líquidos (iii). N) Sulfuros: Los sulfuros se encuentran a menudo en aguas subterráneas, su presencia se debe en parte a la descomposición de la materia orgánica presente en los residuos industriales, pero procedentes casi siempre de la reducción bacteriana de sulfatos, produciendo olores molestos. O) Pesticidas: La contaminación del medioambiente por pesticidas se produce por aplicaciones directas en los cultivos agrícolas, derrames accidentales, lavado inadecuado de tanques o contenedores, filtraciones en los depósitos de almacenamiento y residuos descargados o depositados en el suelo. P) Sólidos Suspendidos Totales (SST): Los SST son el residuo no filtrable de una muestra de agua. Se definen como la porción de sólidos retenidos por un filtro de fibra de vidrio que posteriormente se seca a una temperatura estándar hasta peso constante. Q) Turbidez: Se entiende por turbidez a la falta de transparencia de un líquido, debido a la presencia de partículas en suspensión. Cuantos más sólidos en suspensión haya en el líquido, generalmente se hace referencia al agua, más sucia parecerá ésta y más alta será la turbidez. La turbidez es considerada una buena medida de la calidad del agua, cuanto más turbia, menor será su calidad. R) pH: El pH determina el grado de acidez o alcalinidad (basicidad). Valores de pH mayores a 7 indican basicidad del agua y valores de menores indicarían acidez. Por lo general el pH más recomendado para el pleno desarrollo de especies de vida acuática es el que se encuentra entre 6,8 y 8,5 (Según ECAS, para aguas de Categoría 4: Conservación del _________________________________________________________________________________ 16 IMARPE, Sede Regional de Tumbes, Área de Estudios Ambientales. Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un cuerpo de agua y su entorno. ______________________________________________________________________________________________ ambiente acuático, ecosistemas marino costeros, y Categoría 2: actividades marino costeras, extracción y cultivo de otras especies hidrobiologicas) 2.5.2. TABLAS: Recolección, Preservación y Almacenamiento de muestras PARAMETROS FISICOQUIMICOS Temperatura pH Conductividad Alcalinidad Total Sólidos Disueltos VOLUMEN MÍNIMO (mL) 25 100 500 100 100 RECIPIENTE PRESERVACIÓN TIEMPO DE ALMACENAMIENTO PoV PoV PoV PoV PoV Refrigerar Refrigerar Refrigerar inmediato análisis inmediato 28 días 14 días 2 - 7 días Sólidos Sedimentables 100 PoV Refrigerar 2 - 7 días Sólidos Totales Suspendidos 100 PoV Refrigerar 2 - 7 días DBO5 1000 PoV Refrigerar 48 horas DQO 100 PoV Refrigerar H2SO4 pH<2 28 días Oxigeno Disuelto 300 V - análisis inmediato Sodio 200 PoV HNO3 pH<2 6 meses Potasio 200 PoV HNO3 pH<2 6 meses Calcio 200 PoV HNO3 pH<2 6 meses Sulfato Cianuro Cloro residual 100 50 200 PoV PoV PoV Refrigerar - 28 días 28 días análisis inmediato Fenol 500 PoV Refrigerar H2SO4 pH<2 28 días Grasas y Aceites 500 V Refrigerar H2SO4 pH<2 28 días Detergentes 250 PoV Refrigerar 48 horas Hidrocaburos 500 Vidrio ámbar Refrigerar H2SO4 pH<2 28 días P: Polietileno V: Vidrio _________________________________________________________________________________ 17 IMARPE, Sede Regional de Tumbes, Área de Estudios Ambientales. Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un cuerpo de agua y su entorno. ______________________________________________________________________________________________ VOLUMEN MINIMO (mL) RECIPIENTE PRESERVACION TIEMPO DE ALMACENAMIENTO Nitrógeno Total 500 PoV Refrigerar H2SO4 pH<2 28 días Nitrógeno Amoniacal 100 PoV Refrigerar H2SO4 pH<2 28 días Nitrógeno Orgánico 500 PoV Refrigerar H2SO4 pH<2 28 días Nitrato 100 PoV Refrigerar H2SO4 pH<2 28 días Nitrito 100 PoV Refrigerar 28 días Fósforo Total 100 PoV Refrigerar H2SO4 pH<2 28 días Fósforo Hidrolizable 100 PoV Fosfato 100 PoV NUTRIENTES Refrigerar H2SO4 pH<2 Refrigerar H2SO4 pH<2 28 días 48 horas PARAMETROS MICROBIOLOGICOS VOLUMEN MINIMO (mL) RECIPIENTE PRESERVACION TIEMPO DE ALMACENAMIENTO Coliformes Totales 100 - 500 PoV Refrigerar Tiosulfato de sodio* máx. 24 horas Coliformes Fecales 100 - 500 PoV Refrigerar Tiosulfato de sodio* máx. 24 horas Recuento Total (Bacterias Heteroficas) 100 - 500 PoV Refrigerar Tiosulfato de sodio* máx. 24 horas RECIPIENTE PRESERVACION TIEMPO DE ALMACENAMIENTO PoV refrigerar 48 horas PoV refrigerar 48 horas Solo si el agua tiene cloro residual Color VOLUMEN MINIMO (mL) 500 Olor 100 EXAMEN ORGANOLEPTICO REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS: Manual de Análisis Químico y Productividad Primaria en el Agua de mar. Instituto del Mar del Perú. 1973. Protocolo de Monitoreo de Efluentes y Cuerpo Marino Receptor. Ministerio de la Pesquería, 2001. WEB SITE: http://www.fagro.edu.uy/agrociencia/VOL5/1/P10-22.pdf ftp://tesis.bbtk.ull.es/ccppytec/cp263.pdf http://www.bvsde.ops-oms.org/eswww/laborato/requisit.html (i)http://es.encarta.msn.com/encyclopedia_761579268/Hidrocarburos.html (ii)http://www.monografias.com/trabajos10/petro/petro.shtml (iii) http://es.encarta.msn.com/encyclopedia_761552502/Grasas_y_aceites.html PAMR/Responsable del Área de Estudios Ambientales. KLAR/Analista de laboratorio. _________________________________________________________________________________ 18 IMARPE, Sede Regional de Tumbes, Área de Estudios Ambientales.
