universidad nacional autónoma de méxico - Biblioteca, FES-C

UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES
CUAUTITLÁN
MANUAL DE PRÁCTICAS PARA LA ASIGNATURA DE CLÍNICA DE
ANIMALES DE ZOOLÓGICO.
ACTIVIDAD DE APOYO A LA DOCENCIA
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE:
MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA.
PRESENTA:
JESÚS TOMÁS ESPINOZA VEGA
ASESOR: M. EN MVZ GERARDO LÓPEZ ISLAS
COASESOR: MVZ RODOLFO CÓRDOVA PONCE
CUAUTITLÁN IZCALLI, ESTADO DE MÉXICO. 2012
AGRADECIMIENTOS:
Primeramente a Dios por haberme puesto en este camino y ayudarme a llegar
al final de esta carrera, gracias a Él, un sueño más hecho realidad.
A mi familia por estar siempre conmigo, apoyándome en todo momento,
haciendo posible la realización de este trabajo.
A mis asesores y sinodales, que sin su colaboración no hubiera sido posible
finalizar este manual, brindándome sus conocimientos los cuales me sirvieron a
crecer en el campo profesional, así como su amistad. Gracias MVZ Gerardo
López Islas, MVZ Rodolfo Córdova Ponce, MVZ Tiziano Santos Morín, QFB
Juana Alicia Alquicira, MVZ Ma. Del Consuelo Álvarez y MVZ Hugo Cesar
López.
Al personal del zoológico de Chapultepec y Biol. Juan Alfonso Delgadillo
responsable del herpetario, al personal del zoológico San Juan de Aragón y
MVZ Eduardo Cid del Vivario de la FES Iztacalla por abrirme sus puertas,
brindarme su apoyo y permitirme la oportunidad de realizar practicas y
aprender de ellos.
Descripción del material producido.
El presente material que lleva como título “Manual de Prácticas para la
Asignatura de Clínica de Animales de Zoológico” esta compuesto de nueve
capítulos y su programación esta basada en prácticas de contención física y
química de mamíferos, aves y reptiles, en donde se describen las diferentes
técnicas en relación a la especie.
En el primer capítulo titulado “Práctica de captura y contención física de
animales, reptiles y aves”, se describen las técnicas de sujeción e
inmovilización de ejemplares, en donde dichas técnicas son solamente físicas,
mediante el uso de materiales y equipos especializados para la sujeción. El
segundo capítulo titulado “Práctica de captura química de mamíferos
ungulados”, describe las técnicas de contención utilizando diferentes fármacos,
en donde el objetivo es lograr la sedación o analgesia, esto en base al tipo de
manejo y objeto de la contención del ejemplar. El tercer capítulo llamado
“Práctica de captura química de carnívoros”, hace mención de la importancia
de la seguridad del manejador, el conocimiento previo de cada especie a tratar,
así como la seguridad del ejemplar, ya que son especies que implica un mayor
riesgo. Se mencionan las técnicas de captura química mediante el uso de
dardos, ya que actualmente es un método frecuente y funcional para la captura
química de los ejemplares, tanto en vida libre como en cautiverio, así mismo se
describen los grupos de fármacos que se pueden utilizar para lograr el objetivo
de la captura. El cuarto capítulo denominado “Práctica de captura química de
primates”, describe los riesgos que implica éste tipo de captura, así como las
técnicas a utilizar asegurando el bienestar del manejador y del ejemplar,
también se mencionan los diferentes fármacos que podemos utilizar para lograr
la contención. El quinto capítulo titulado “Práctica de exámen clínico de
reptiles”, menciona las técnicas de evaluación comenzando desde el terrario
donde se aloja al reptil hasta el exámen clínico del ejemplar, esto con la
finalidad de obtener un diagnóstico preciso, de igual manera se describe la
importancia y elaboración de la historia clínica y las diferentes técnicas a utilizar
según la especie para la sujeción. El sexto capítulo llamado “Práctica de
exámen clínico en aves”, describe las técnicas de exploración para cada grupo
de aves, la importancia de la historia clínica, observación y evaluación del
hábitat de las aves, con la finalidad de obtener un diagnóstico y poder corregir
los problemas que causen enfermedad. El séptimo capítulo denominado
“Práctica de exámen clínico de mamíferos”, comprende las técnicas a seguir
para lograr una correcta exploración de los ejemplares, desde pequeños a
grandes mamíferos, en donde se hace mención de los riesgos que implica
dicha práctica, así como la importancia de la historia clínica, evaluación del
hábitat, observación y manejo. El octavo capítulo comprende la “Práctica de
necropsia y toma de muestras en animales silvestres en condiciones de
campo”, menciona la importancia de obtener un diagnóstico así como el
protocolo y anamnesis, de igual manera se describen los medios de fijación y
las técnicas de toma y envío de muestras. Por último, el noveno capítulo se
describe en forma de anexo, el cual comprende las técnicas de administración
de medicamentos, menciona la importancia de una adecuada dosificación
según la especie, se describen las vías de administración de fármacos y los
factores a considerar antes de la medicación en mamíferos, aves y reptiles.
Forma en que deberá ser utilizado en la práctica docente.
El manual de prácticas para la asignatura de Clínica de Animales de Zoológico,
tiene como objeto proporcionar al alumno información adicional que sirva como
apoyo para el desarrollo de la parte práctica del curso. El presente manual
estará disponible en las instalaciones de la Facultad para su fácil obtención. El
alumno podrá leer cada capítulo antes de cada clase con el profesor, con el
objetivo de adquirir y reforzar sus conocimientos. Así mismo, se tomará en
cuenta la información de cada práctica comprendida en éste manual para la
evaluación del estudiante inscrito en la Asignatura.
Relación con los temas de la Asignatura.
1. Farmacología, Toxicología y Terapéutica Medica Veterinaria
El presente manual se relaciona con la Asignatura de Farmacología puesto que
en la mayoría de los capítulos se menciona el uso de fármacos, sus
combinaciones y administración, principalmente anestésicos y tranquilizantes.
También se describen las diferentes formas de dosificación según la especie,
desde mamíferos, aves y reptiles, así como las complicaciones a considerar
antes y después de una contención química.
2. Patología Sistémica
La relación con esta Asignatura esta basada en la práctica de necropsias y
obtención de muestras. En la mayoría de los casos en los que se realiza una
contención tanto física como química, es de interés clínico tomar algún tipo de
muestra del ejemplar para ser analizado en el laboratorio con el fin de obtener
un diagnóstico certero. De igual manera es importante seguir un protocolo en el
caso de necropsia en las diferentes especies de fauna silvestre descritas en
este manual.
3. Fauna Silvestre I
Es importante que el alumno obtenga los conocimientos de Fauna Silvestre I,
ya que dicha Asignatura comprende diferentes temas que sirven como base
para el estudiante. La relación de esta basada en las diferentes especies de
fauna silvestre en el ámbito clínico, así como enfermedades de cada ejemplar,
su diagnóstico y tratamiento. El manual de prácticas de Clínica de Animales de
Zoológico, brinda un conocimiento útil para reforzar y complementar los
conocimientos obtenidos en Fauna Silvestre I.
Impacto que tendrá en la enseñanza de la Asignatura.
El manual de prácticas para la Asignatura de Clínica de Animales de Zoológico
representa el esfuerzo por reunir en un solo volumen información actualizada
sobre los temas que comprende para llevar a cabo una adecuada contención y
manejo de animales silvestres, así como una correcta evaluación clínica, uso
de fármacos y necropsias de ejemplares.
Desafortunadamente, existen casos en donde la muerte de un ejemplar
silvestre, ya sea mamífero, ave o reptil, se debe a un incorrecto manejo y
captura (física y química), así como una técnica inapropiada para poder
diagnosticar con certeza una enfermedad de interés que pone en riesgo al
ejemplar, de igual manera es de suma importancia conocer las técnicas
apropiada de administrar algún fármaco o tratamiento para evitar iatrogenias en
este tipo de ejemplares.
La importancia de brindar al alumno un material de apoyo para el estudio de
dicha
Asignatura
consiste
en
proporcionar
información
actualizada
comprendida en cada capítulo, para que así el estudiante tenga acceso a dicha
información y que podrá poner en práctica durante el curso de la Asignatura,
reforzando sus conocimientos en el estudio de las diferentes especies. De igual
manera el alumno podrá hacer uso de la información descrita en el manual
para que en su futuro pueda acceder a ella cuando se encuentre frente a un
caso clínico de un animal silvestre.
Crítica del programa de la Asignatura.
Dentro del contenido y desarrollo de cada capítulo mencionado en el programa
de la Asignatura, se describe de manera teórica práctica los casos más
comunes y frecuentes que suceden en algún centro de investigación, unidad de
manejo animal o en un parque zoológico, en donde es importante que el
manipulador cuente con la información
requerida antes de realizar algún
manejo, sujeción o captura de un ejemplar. El desarrollo de la información que
comprende el programa de dicha Asignatura, brinda el conocimiento requerido
para realizar un manejo según la especie a tratar. Aunque cabe mencionar que
para lograr con los objetivos requeridos en el programa de la Asignatura, el
tiempo en que se estudia cada capítulo no es suficiente para conocer a detalle
los aspectos de cada especie, por lo que el alumno interesado en la clínica de
fauna silvestre deberá enriquecer sus conocimientos de manera particular,
realizando estancias en zoológicos,
así como su asistencia a cursos
relacionados en la Asignatura. Por lo tanto el contenido del programa logra
reunir la información básica que todo alumno puede adquirir para su iniciación
a la clínica de animales de zoológico y que además, pueda contar con una
referencia bibliográfica extra para su estudio.
ÍNDICE GENERAL
CAPÍTUO 1. PRÁCTICA DE CAPTURA Y CONTENCIÓN FÍSICA DE ANIMALES,
REPTILES Y AVES. ..................................................................................................... 3
1.1 Contención física en animales de zoológico............................................................ 4
1. 2 Tipos de sujeción. .................................................................................................. 4
1. 3 Herramientas para la contención manual. .............................................................. 5
1.4 Medidas de seguridad para la contención física. ..................................................... 8
1.5 Manejo y contención de reptiles. ........................................................................... 11
1.6 Características de los organismos que debemos conocer y saber predecir. ......... 13
1.7 Equipo básico para la manipulación de reptiles .................................................... 14
1.7.1 Botes y cajas de plástico con tapa ............................................................. 14
1.7.2 Cajas de madera. ....................................................................................... 15
1.7.3 Transportadoras o jaulas. ........................................................................... 15
1.7.4 Sacos o costales de tela. ........................................................................... 16
1.7.5 Guantes de piel. ......................................................................................... 16
1.7.6 Redes. ....................................................................................................... 17
1.7.7 Tubos de plástico translúcidos. .................................................................. 17
1.7.8 Tong y ganchos herpetológicos. ................................................................ 18
1.7.9 Cuerdas y laza perros ................................................................................ 18
1.7.10 Otros ......................................................................................................... 18
1.8 Técnicas de contención por grupos específicos de reptiles. ................................. 19
1.9 Serpientes (ofidios) .............................................................................................. 19
1.9.1 Contención mediante el gancho herpetológico. ........................................... 19
1.9.2 Doble gancho. ............................................................................................ 20
1.9.3 Contención mediante sacos o costales. ..................................................... 20
1.9.4 Gancho – guante........................................................................................ 21
1.9.5 Sujeción de la cabeza. ............................................................................... 21
1.9.6 Entubado.................................................................................................... 22
1.10 Lagartos (saurios) ............................................................................................... 23
1.10.1 Equipo requerido: ..................................................................................... 23
1.10.2 Técnicas de sujeción: ............................................................................... 23
1.11 Tortugas (quelonios) ......................................................................................... 24
1.11.1 Equipo requerido: ..................................................................................... 24
1.11.2 Técnicas de sujeción: ................................................................................ 24
1.13 Cocodrilos. ......................................................................................................... 25
1.13.1 Equipo requerido: ...................................................................................... 25
1.13.2 Técnica de sujeción:.................................................................................. 25
1.14 Contención física en aves. ................................................................................. 26
1.14.1 Contención y manejo................................................................................... 28
1.14.2 Técnica de sujeción. ................................................................................... 28
1.14.3 Contención física de aves medianas y psitácidos. ...................................... 29
1.14.4 Contención física de paseriformes. ............................................................ 29
1.14.5 Contención física de aves rapaces. ............................................................ 30
1.14.6 Contención física de gallináceas. ............................................................... 31
1.14.7 Contención de Fenicopteriformes, Gruiformes y Ciconiidae. ...................... 31
1.14.8 Liberación de un ave. ................................................................................. 32
CAPÍTULO 2. PRÁCTICAS DE CAPTURA QUÍMICA DE MAMÍFEROS
UNGULADOS…………………………………………………………………………………33
2.1 Principales fármacos utilizados en la inmovilización de animales silvestres. ........ 35
2.1.1 Bloqueadores Neuromusculares (curariformes) ............................................ 35
2.1.2 Tranquilizantes / Sedantes. .......................................................................... 35
2.1.3 Anestésicos Generales. ............................................................................... 36
2.1.4 Anestésicos locales. ..................................................................................... 37
2.1.5 Anestésicos inhalados.................................................................................. 37
2.1.6 Adyuvantes y drogas de emergencia. .......................................................... 37
2.2 Combinación de fármacos para efecto de potencialización: ................................. 38
2.2.1 Ventajas de combinar fármacos: ................................................................... 38
2.2.2 Desventajas de las combinaciones: .............................................................. 38
2.2.3 Combinaciones de drogas más frecuentemente utilizadas: .......................... 39
2.3 Dosificación. ........................................................................................................ 39
2.4 Determinación del peso. ...................................................................................... 39
2.5 Ruta de inyección. ............................................................................................... 40
2.6 Factores que alternan la respuesta del fármaco................................................... 40
2.7 Captura e inmovilización química. ........................................................................ 42
2.8 Consideraciones médicas ................................................................................... .45
2.8.1 Precauciones primarias-signos vitales. ........................................................ 45
2.8.2 Precauciones secundarias-confort. .............................................................. 47
2.8.3 Seguridad de los fármacos. ........................................................................... 48
2.8.4 Estrés y miopatía por captura. ...................................................................... 49
CAPÍTULO 3. PRÁCTICA DE CAPTURA QUÍMICA DE CARNÍVOROS. .................. 51
3.1 Medidas de seguridad. ......................................................................................... 51
3.2 Contención........................................................................................................... 52
3.3 Métodos de contención física. .............................................................................. 53
3.4 Métodos de contención química. .......................................................................... 54
3.5 Fármacos utilizados para la contención química. ................................................. 54
3.5.1 Hidrocloruro de etorfina. ............................................................................... 54
3.5.2 Carfentanil................................................................................................... 55
3.5.3 Ketamina. .................................................................................................... 55
3.5.4 Tiletamina/Zolacepam. ................................................................................ 56
3.5.5 Xilacina. ....................................................................................................... 56
3.5.6 Acepromacina. ............................................................................................ 56
3.5.7 Diacepam. ................................................................................................... 56
3.6 Cálculo de la dosis. .............................................................................................. 57
3.7 Herramientas de contención química. ................................................................. 59
3.7.1 Inyección manual. ........................................................................................ 59
3.7.2 Vara de inyección/telecisto. ......................................................................... 60
3.7.3 Dardos. ........................................................................................................ 60
3.8 Manejo durante la anestesia. ............................................................................... 64
3.9 Controles de seguimiento para una contención química. ..................................... 65
3.9.1 Manejo del animal anestesiado. .................................................................. 65
3.9.2 Monitoreo de constantes fisiológicas. .......................................................... 66
3.10 Toma de muestras biológicas ........................................................................... .67
3.11 Emergencias anestésicas más comunes ......................................................... 69
3.11.1 Arresto o depresión respiratoria. ............................................................... 69
3.11.2 Arresto/paro cardíaco. ............................................................................... 70
3.11.3 Hipertermia. ............................................................................................... 72
3.11.4 Vómito y su aspiración. ............................................................................. 73
3.11.5 Choque. .................................................................................................... 74
3.11.6 Convulsiones.............................................................................................. 74
3.11.7 Heridas....................................................................................................... 75
3.11.8 Deshidratación. ......................................................................................... 76
3.11.9 Miopatía de captura.................................................................................... 77
CAPÍTULO 4. PRÁCTICA DE CAPTURA QUÍMICA EN PRIMATES. ........................ 79
4.1 Definición. ............................................................................................................. 79
4.2 Características generales de los primates............................................................. 80
4.3 Conservación. ....................................................................................................... 80
4.4 Fisiología. ............................................................................................................. 82
4.5 Examen físico. ...................................................................................................... 82
4.6 Contención............................................................................................................ 82
4.7 Manejo físico......................................................................................................... 83
4.8 Constantes fisiológicas. ........................................................................................ 87
4.9 Inyección remota................................................................................................... 87
4.10 Contención química. ........................................................................................... 88
4.10.1 Benzodiacepinas. .................................................................................... 87
4.10.2 Anestesia disociativa. .............................................................................. 90
4.10.3 Ketamina ................................................................................................ .90
4.10.4 Combinación de ketamina/medetomina................................................... 90
4.10.5 Tiletamina/zolacepam. ............................................................................ 90
4.10.6 Alfa 2 agonistas....................................................................................... 91
4.10.7 Xilacina ................................................................................................... 91
4.10.8 Medetomidina.......................................................................................... 91
4.10.9 Propofol................................................................................................... 93
4.11 Anestesia inhalada. ............................................................................................. 93
4.12 Intubación. .......................................................................................................... 93
4.13 Anestesia Local.................................................................................................. 93
4.14 Anestesia General. ............................................................................................. 94
4.15 Vías de administración. ....................................................................................... 94
CAPÍTULO 5. PRÁCTICA DE EXÁMEN CLÍNICO EN REPTILES. ............................ 96
5.1 Recibimiento del reptil. .......................................................................................... 97
5.2 Historia clínica. ..................................................................................................... 98
5.2.1 Reseña. ……………………………………………………..................................99
5.2.2 Datos sobre la especie. ............................................................................... 100
5.2.3 Anamnesis. ................................................................................................ 101
5.3 Exámen físico. .................................................................................................... 101
5.4 Especies. ............................................................................................................ 102
5.5 Edad……………………………………………………………………………………..103
5.6 Peso y tamaño……………………………………………………………………… … 103
5.7 Temperatura cloacal. .......................................................................................... 104
5.8 Técnicas especiales. ........................................................................................... 104
5.8.1 Contención. ................................................................................................. 104
5.8.2 Transiluminación. ......................................................................................... 105
5.8.3 Auscultación................................................................................................ 106
5.8.4 Percusión. .................................................................................................. 106
5.8.5 Palpación. ................................................................................................... 106
5.8.6 Exámen de la cavidad bucal........................................................................ 107
5.8.7 Comprobación del tono muscular. ................................................................ 107
5.8.8 Inspección oftalmológica. ............................................................................. 108
5.9 Técnicas alométricas en la evaluación clínica de reptiles. ................................... 108
5.9.1 Control de la relación peso - tamaño en quelonios. .................................... 108
5.9.2 Cálculo de la temperatura y el pulso de un reptil. ....................................... 109
5.10 Técnicas para la determinación del sexo en reptiles……………………………...110
5.10.1 Ofidios........................................................................................................ 110
5.10.2 Quelonios ................................................................................................... 112
5.10.3 Saurios y crocodílidos……………………………………………………………113
5.11 Exámen clínico de ofidios.................................................................................. 115
5.11.1 Contención física........................................................................................ 115
5.11.2 Exámen físico. ........................................................................................... 116
5.12 Exámen clínico de saurios. ........................................................................... 119
5.12.1 Contención física........................................................................................ 119
5.12.2 Exámen físico. ........................................................................................... 120
5.13 Exámen clínico de quelonios......................................................................... 122
5.13.1 Contención física........................................................................................ 123
5.13.2 Exámen físico. ........................................................................................... 124
CAPÍTULO 6. PRÁCTICA DE EXÁMEN CLÍNICO EN AVES. ................................. 128
6.1 Evaluación del ave en el medio ambiente. .......................................................... 129
6.2 Observación........................................................................................................ 130
6.3 Anamnesis. ......................................................................................................... 131
6.4 Exploración física. ............................................................................................... 133
6.5 Peso y medidas morfológicas. ............................................................................ 133
6.6 Exploración sistémica. ........................................................................................ 135
6.7 La piel y plumaje. ................................................................................................ 136
6.8 Cabeza y cuello. ................................................................................................. 137
6.9 Pico..................................................................................................................... 137
6.10 Ojos y zona periorbitaria. .................................................................................. 138
6.11 Oído. ................................................................................................................. 139
6.12 Cuello. .............................................................................................................. 139
6.13 Extremidades. ................................................................................................... 140
6.14 Cuerpo. ............................................................................................................. 141
CAPÍTULO 7. PRÁCTICA DE EXÁMEN CLÍNICO EN MAMÍFEROS. ..................... 146
7.1 Evaluación del mamífero en su medio ambiente inmediato. ................................ 147
7.2 Observación........................................................................................................ 149
7.3 Evaluación del dolor............................................................................................ 150
7.4 Manejo para el exámen físico. ............................................................................ 150
7.5 Manipulación....................................................................................................... 151
7.6 Peso y Condición Corporal. ................................................................................ 152
7.7 Temperatura. ...................................................................................................... 153
7.8 Frecuencia cardiaca y respiratoria. ..................................................................... 154
7.9 Cabeza y cuello. ................................................................................................. 154
7.10 Ojos y zona periorbitaria. .................................................................................. 155
7.11 Conducto auditivo. ............................................................................................ 156
7.12 Nariz. ................................................................................................................ 157
7.13 Cavidad oral...................................................................................................... 157
7.14 Cuello. .............................................................................................................. 159
7.15 La piel. .............................................................................................................. 159
7.16 Nodos Linfáticos. .............................................................................................. 160
7.17 Zona pectoral. ................................................................................................... 161
7.18 Sistema cardiovascular. .................................................................................... 161
7.19 Sistema respiratorio. ......................................................................................... 161
7.20 Auscultación. .................................................................................................... 162
7.21 Abdomen. ......................................................................................................... 162
7.22 Sistema gastrointestinal. ................................................................................... 163
7.23 Hígado y el bazo. .............................................................................................. 163
7.24 Sistema urogenital. ........................................................................................... 164
7.25 Genitales externos. ........................................................................................... 164
7.26 Sistema músculo esquelético. ........................................................................... 165
7.27 Sistema neurológico. ........................................................................................ 166
CAPÍTULO 8. PRÁCTICA DE NECROPSIA Y TOMA DE MUESTRA EN ANIMALES
SILVESTRES, EN CONDICIONES DE CAMPO. ...................................................... 168
8.1 Razones para realizar una necropsia. ................................................................. 168
8.2 Necropsia como método diagnóstico. ................................................................. 168
8.3 Equipo necesario para la necropsia. ................................................................... 159
8.4 Precauciones. ..................................................................................................... 171
8.4.1 Seguridad del personal: ................................................................................... 171
8.4.2 Enfermededades zoonóticas: ........................................................................... 172
8.5 Lugar de la necropsia. ........................................................................................ 172
8.6 Selección del lugar para hacer necropsias en campo. ........................................ 173
8.7 Preparacion de los envaces con muestras. ......................................................... 174
8.8 Historia clínica. ................................................................................................... 174
8.9 Diagnóstico clínico. ............................................................................................. 175
8.10 Cambios postmortem. ....................................................................................... 175
8.11 Selección, toma y envío de material para diagnóstico. ...................................... 175
8.12 Selección de muestras. ..................................................................................... 176
8.13 Consideraciones generales de toma y envío de muestras. ............................... 176
8.14 Técnica de necropsia en mamíferos. ................................................................ 178
8.14.1 Inspección externa. ................................................................................. 178
8.14.2 Incisión primaria. ...................................................................................... 179
8.14.3 Incisión secundaria. ................................................................................. 180
8.14.4 Extracción de vísceras. ............................................................................ 180
8.14.5 Inspección de aparatos y sistemas. .......................................................... 181
8.14.6 Aparato respiratorio. ................................................................................. 181
8.14.7 Aparato circulatorio. ................................................................................. 181
8.14.8 Bazo......................................................................................................... 182
8.14.9 Aparato digestivo. .................................................................................... 182
8.14.10 Aparato urinario y glándulas adrenales. ................................................. 182
8.14.11 Aparato genital de la hembra. ................................................................ 183
8.14.12 Aparato genital del macho. ..................................................................... 183
8.14.13 Sistema músculo esquelético. ................................................................ 183
8.14.14 Encéfalo. ................................................................................................ 184
8.14.15 Ojos. ...................................................................................................... 184
8.15 Técnica de necropsia en aves. ......................................................................... 185
8.15.1 Inspección externa. ................................................................................... 185
8.15.2 Incisión primaria. ....................................................................................... 185
8.15.3 Incisión secundaria. .................................................................................. 185
8.15.4 Extracción de vísceras abdominales. ........................................................ 186
8.15.5 Inspección del corazón.............................................................................. 186
8.15.6 Aparato respiratorio. .................................................................................. 187
8.15.7 Aparato digestivo. ..................................................................................... 187
8.15.8 Aparato reproductor. ................................................................................. 188
8.15.9 Aparato urinario......................................................................................... 188
8.15.10 Sistema nervioso..................................................................................... 188
8.15.11 Sistema músculo-esquelético. ................................................................. 188
8.16 Técnica de necropsia en tortugas. .................................................................... 189
8.16.1 Anatomía de la tortuga. ............................................................................. 190
8.16.2 Incisión primaria. ....................................................................................... 191
8.16.3 Incisión secundaria. .................................................................................. 191
8.16.4 Extracción e inspección de vísceras. ......................................................... 192
8.16.5 Toma de muestras para histología. ........................................................... 193
8.17 Técnica de necropsia en serpientes. ............................................................ 193
8.17.1 Historia clínica. .......................................................................................... 193
8.17.2 Inspección externa. ................................................................................... 193
8.17.3 Incisión primaria. ....................................................................................... 195
CAPÍTULO 9. ANEXO .............................................................................................. 198
9.1 Técnicas de administración de medicamentos. ................................................... 198
9.2 Definiciones que debemos conocer antes de la administración de fármacos. ….199
9.3 Pautas para el buen uso de los Medicamentos. .................................................. 200
9.4 Vías de administración de fármacos en mamíferos silvestres. ............................ 200
9.4.1 Clasificación. ............................................................................................. 201
9.4.2 Parenteral. ................................................................................................. 201
9.4.3 Cutánea. .................................................................................................... 201
9.4.4 Vía oral. ..................................................................................................... 202
9.4.5 Vía intravenosa. ......................................................................................... 202
9.4.6 Vía intramuscular. ...................................................................................... 202
9.4.7 Vía subcutánea. .......................................................................................... 203
9.4.8 Vía intraperitoneal. ...................................................................................... 203
9.5 Vías de administración de fármacos en reptiles. ................................................. 203
9.5.1Víaoral…………………………………………………………………………………..204
9.5.2 Vía parenteral…………………………………………………………………………204
9.5.3 Vía intramuscular……………………………………………………………………..205
9.5.4 Vía subcutánea……………………………………………………………………….205
9.5.5 Vía intracelómica……………………………………………………………………..205
9.5.6 Vía epicelómica ............................................................................................... 205
9.6 Vías de administración en aves. ......................................................................... 206
9.6.1 Medicación en el agua de bebida. ............................................................... 206
9.6.2 Alimento medicado...................................................................................... 207
9.6.3 Medicación vía oral. .................................................................................... 208
9.6.4 Técnica de sondaje esofágico ..................................................................... 209
9.6.5 Inyección subcutánea.................................................................................. 209
9.6.6 Inyección intramuscular................................................................................ 210
9.6.7 Inyección intravenosa. ................................................................................. 211
9.6.8 Inyección intraósea. ..................................................................................... 212
9.6.9 Inyección intraperitoneal/intracelómica. ........................................................ 213
9.6.10 Inyección intranasal. .................................................................................. 213
9.6.11 Inyección intrasinusal. ................................................................................ 213
9.6.12 Medicación vía inhalatoria. ......................................................................... 213
9.6.13 Medicación vía intratraqueal....................................................................... 214
9.6.14 Medicación tópica/oftálmica. ...................................................................... 214
Conclusión …………………………………………………………………………………. 216
Bibliografía…………………………………………………………………………………...217
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Guantes para sujeción física. ........................................................................ 6
Figura 2. Red para contención física. ............................................................................ 7
Figura 3. Domador para manejo físico. ......................................................................... 7
Figura 4. Jaula de contención para manejo. ................................................................. 8
Figura 5. Jaula de contención para manejo. ................................................................. 8
Figura 6. Bote de plástico para manejo de reptiles. .................................................... 15
Figura 7. Caja de plástico translúcida para reptiles. .................................................... 15
Figura 8. Transportadora tipo Kennel.......................................................................... 16
Figura 9. Costal de tela para transportar serpientes. .................................................. 16
Figura 10. Guates de piel para sujeción de reptiles. ................................................... 17
Figura 11. Tubos translucidos para contención de serpientes. .................................... 17
Figura 12. Tong para contención de serpientes. ......................................................... 18
Figura 13. Gancho herpetológico. .............................................................................. 18
Figura 14. Manejo de serpiente con gancho herpetológico. ........................................ 20
Figura 15. Manejo de serpiente con doble gancho ...................................................... 20
Figura 16. Manejo de serpientes mediante el uso de un costal. .................................. 21
Figura 17. Sujeción de la cabeza de una serpiente. .................................................... 22
Figura 18. Contención de serpiente en tubo ............................................................... 23
Figura 19. Sujeción de saurio con ambas manos ........................................................ 24
Figura 20. Sujeción de una tortuga ............................................................................. 25
Figura 21. Contención de un cocodrilo de talla mediana ............................................. 26
Figura 22. Sujeción correcta de un psitácido. ............................................................. 29
Figura 23. Sujeción correcta de un paseriforme. ......................................................... 30
Figura 24. Contención de un ave de presa. ................................................................ 31
Figura 25. Ungulados.................................................................................................. 33
Figura 26. Carga del agente anestésico en el dardo. .................................................. 43
Figura 27. Llenado de aire en la cámara posterior del dardo. ..................................... 43
Figura 28. Introducción del dardo en cerbatana. ......................................................... 44
Figura 29. Introducción del dardo en rifle anestésico. ................................................. 44
Figura 30. Monitorización de constantes fisiológicas de un macho montés. ................ 45
Figura 31. Vendaje para protección de ojos de un macho montés .............................. 48
Figura 32. Dardos para contención química. ............................................................... 54
Figura 33. Dardos para cerbatana. ............................................................................. 60
Figura 34 Aguja para dardo. ....................................................................................... 60
Figura 35.Pistola para dardos. .................................................................................... 61
Figura 36. Rifle para dardos....................................................................................... 62
Figura 37. Felino anestesiado mediante el uso de dardos. ......................................... 63
Figura 38. Colocación de un paño para cubrir los ojos de un felino ............................ 64
Figura 39. Toma de constantes fisiológicas. ............................................................... 66
Figura 40. Grupo de primates en cautiverio. ............................................................... 80
Figura 41. Primate en albergue. .................................................................................. 82
Figura 42. Método indirecto de captura física. ............................................................ 84
Figura 43. Sujeción de primates de talla chica usando red de aro. ............................. 85
Figura 44. Sujeción física de primates pequeños. ....................................................... 86
Figura 45. Sujeción de extremidades anteriores de un primate ................................... 87
Figura 46. Posición de un primate bajo anestesia. ...................................................... 89
Figura 47. Técnica de sexado mediante uso de catéter en ofidios. ........................... 111
Figura 48. Sondas para sexar ofidios. ....................................................................... 111
Figura 49. Engrosamiento de la base de la cola en saurios machos. .. …………
114
Figura 50. Poros femorales de una iguana ............................................................... 114
Figura 51. Anatomía de un ofidio. ............................................................................. 117
Figura 52. Evaluación de la cavidad oral................................................................... 119
Figura 53. Tegumento sin anormalidades de un saurio............................................. 121
Figura 54. Cavidad oral de un saurio. ....................................................................... 122
Figura 55. Anatomía interna de una tortuga. ............................................................. 123
Figura 56. Cavidad oral de una tortuga ..................................................................... 124
Figura 57. Edema de parpados en tortugas. ............................................................. 125
Figura 58. Absceso subcutáneo en tortugas. ............................................................ 126
Figura. 59 Prolapso del aparato reproductor en una tortuga hembra. ....................... 127
Figura 60. Observación de un ave para exploración. ................................................ 131
Figura 61. Sujeción de un loro con ayuda de una toalla ............................................ 133
Figura 62. Obtención del peso de un ave mediante la bascula. ................................ 134
Figura 63. Sujeción con guantes de un ave de presa................................................ 134
Figura 64. Infestación de piojos en aves. .................................................................. 136
Figura 65. diferentes picos de las aves. .................................................................... 137
Figura 66. Exploración de la cavidad oral de un ave. ................................................ 138
Figura 67. Irritación de membranas conjuntivas en aves. ......................................... 138
Figura 68. Anatomia interna del oido de un ave. ....................................................... 139
Figura 69 Esofago y buche de un ave. ...................................................................... 140
Figura 70. Exploración de las alas de un ave. ........................................................... 141
Figura 71. Lesión de una extremidad en un ave. ...................................................... 141
Figura 72. Sujeción física de un ave rapaz para exploración. ..................................... 143
Figura 73. Observación de un felino para evaluación................................................ 148
Figura 74. Exploración de un venado con los ojos cubiertos ..................................... 151
Figura 75. Evaluación de la condición corporal en un lobo ártico. ............................. 152
Figura 76. Ulcera corneal superficial en un mamífero. .............................................. 155
Figura 77.Carcinoma afectando la nariz de un felino. ............................................... 157
Figura 78. Exploración de la dentición de un grande felino.. ..................................... 157
Figura 79. Sarna en un erizo..................................................................................... 159
Figura 80. Palpación del abdomen de un grande felino. ........................................... 162
Figura 81. Exposición de viseras abdominales. ........................................................ 180
Figura 82. Extracción del bazo para revisión. ........................................................... 182
Figura 83. Insicion secundaria, superficie ventral expuesta. ..................................... 186
Figura 84. Extracción de vísceras de un ave. ........................................................... 186
Figura 85: Sistema musculo esqueletico de un ave. ................................................. 189
Figura 86. Anatomia de una tortuga .......................................................................... 190
Figura 87. Incision primaria de una tortuga. .............................................................. 191
Figura 88. Incision secundaria de una tortuga........................................................... 191
Figura 89. Revisión de la cavidad oral de una serpiente. .......................................... 195
Figura 90. Revisión de la cavidad celómica. ............................................................. 195
Figura 91. Incisión del estomago. ............................................................................. 196
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro 1.Combinaciones anestésicas empleadas con más frecuencia en las diferentes
especies de ungulados: .............................................................................................. 45
Cuadro 2. Fármacos utilizados para inmovilización:.................................................... 57
Cuadro 3. Dosis recomendadas de fármacos para lograr la inmovilización química de
algunos pequeños mamíferos: ................................................................................... 59
Cuadro 4. Toma de muestras para laboratorio: ........................................................... 68
Cuadro 5. Fármacos más comunes que se utilizan preventivamente para resolver
emergencias durante inmovilizaciones:....................................................................... 78
Cuadro 6. Dosis recomendadas para primates: .......................................................... 91
Cuadro 7. Características para sexar tortugas: ......................................................... 112
Cuadro 8. Anticoagulantes utilizados frecuentemente para hacer estudios de sangre….
………………………………………………………………………………………...177
Cuadro 9. Vía de toma de muestra sanguínea en tortugas, serpientes y lacértidos: . 197
INTRODUCCIÓN
El Médico Veterinario Zootecnista debe preocuparse por la correcta aplicación
de métodos y técnicas para lograr una contención o captura tanto física como
química, así como la exploración clínica de ejemplares de fauna silvestre para
obtener un diagnóstico.
Las características deseables que se atribuyen en la Asignatura de Clínica de
Animales de Zoológico, identifican necesariamente como eje principal, el
estudio tanto etológico como clínico de ejemplares silvestres en diversas
condiciones, los cuales pueden estar en vida libre, en cautiverio y parques
zoológicos, así como reforzar el conocimiento y manejo de la metodología
práctica que se pueden emplear en diferentes especies de fauna silvestre.
El manual de prácticas para la Asignatura de Clínica de Animales de Zoológico
ha sido elaborado para ofrecer a los estudiantes de Medicina Veterinaria y
Zootecnia dentro de la Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán un material
de apoyo para el desarrollo de las prácticas de dicha asignatura, así como en
alguna situación que requieran información sobre algunos ejemplares de vida
silvestre teniendo como guía la información comprendida en este manual.
En donde se reúne las técnicas para la evaluación, exploración de mamíferos,
aves y reptiles, técnicas de contención física para la correcta valoración del
ejemplar y contención química de estos ejemplares, según sea el objetivo de la
captura, de igual manera se describen las vías de administración de
medicamentos que podemos emplear para animales silvestres así como las
técnicas de necropsia, toma y envío de muestras a laboratorio.
Cabe señalar la importancia sobre el conocimiento etológico de las especies
descritas en este manual, en donde actualmente forma parte del manejo
conductual, aplicando un entrenamiento previo en especies que se encuentran
en cautiverio, evitando
el estrés y el desarrollo de eventos que se tornen
perjudiciales en la vida de estos ejemplares.
La elaboración de este manual, así como la información comprendida en cada
capítulo, tiene por objeto contribuir al mejoramiento del proceso de enseñanza
teórico-práctico de la asignatura de Clínica de Animales de Zoológico.
1
OBJETIVOS
Objetivo general:
El alumno contará con un material de apoyo para profundizar el conocimiento
durante el estudio de la Asignatura de Clínica de Animales de Zoológico.
Objetivos particulares:
1. Reforzará los conocimientos adquiridos durante el curso teórico práctico
de la Asignatura.
2. Conocerá los métodos de sujeción para reptiles, aves
y mamíferos
silvestres.
3. Conocerá las técnicas de exploración física de reptiles, aves y
mamíferos silvestres con la finalidad de llegar a un diagnóstico.
2
CAPÍTULO 1. PRÁCTICA DE CAPTURA Y CONTENCIÓN FÍSICA DE
ANIMALES, REPTILES Y AVES.
La contención de los animales salvajes puede resultar necesaria debido a una
variedad de razones. La contención es necesaria en procesos tales como el
transporte, la colocación de marcas de identificación (aretes o bandas) o para
el exámen médico y el tratamiento de algunas enfermedades 18
La contención causa mucha tensión (estrés) y de no realizarse adecuadamente
puede resultar peligrosa tanto para el animal como para el operario. El éxito
depende de una planificación cuidadosa y de una preparación adecuada antes
de cada sesión de contención. Es indispensable el conocer la conducta normal
del animal, así como el tener un conocimiento práctico de las herramientas ha
utilizar.17, 28.
El manejo de las especies de animales, ya sea en cautiverio o en libertad,
esencialmente requiere de lo siguiente:
Que ofrezca la seguridad necesaria para el personal que interviene en el
manejo y contención.
Que sea inofensivo para el animal.
Que sea posible completar el procedimiento mediante el método
propuesto.
Que sea posible observar al animal hasta que éste se haya recuperado
por completo.28
El manejo adecuado e inofensivo, no nada más ofrece condiciones de
seguridad y supervivencia para los animales, sino que además, permite que
éstos conserven indemnes todas las características que lo catalogan como
ejemplares representativos de su especie y sin defectos físicos. Existen
ejemplares que por causa del mal manejo, han perdido características físicas,
perdiendo gran parte de su valor. El Médico Veterinario debe disponer de todos
los medios, tanto físicos como químicos, para conseguir que su labor sea
eficiente y reúna las exigencias de seguridad, tanto para el animal como para
el personal que va ha realizar la contención.52, 58.
3
1.1 Contención física en animales de zoológico.
El conocimiento del comportamiento de un animal es muy importante. Un
animal joven puede tolerar manejos que un animal más maduro no sería capaz
de permitir.28.
Una hembra con cría se comporta distinto que en otras situaciones. Los
machos usualmente se vuelven más agresivos cuando las hembras se
encuentran en celo. Los cérvidos machos se vuelven muy agresivos durante la
época de celo de las hembras. Aunque los cuidadores puedan entrar al recinto
el resto del año, ello puede resultar peligroso durante la época de celo.28.
La mayoría de animales son territoriales y establecen órdenes jerárquicos. Una
persona tratando de capturar a un animal en un recinto puede ser atacado por
otros miembros del grupo. Los machos dominantes son los que más
frecuentemente cuidan de los grupos. Con frecuencia resulta más fácil y seguro
el separar a un animal de su grupo y de su recinto habitual.17, 28.
En fauna silvestre, el manejo o sujeción se puede estudiar desde un punto de
vista esquemático, basándose en el nivel de profundidad o a la intensidad de
esa sujeción que se desea lograr. 18.
1. 2 Tipos de sujeción.
 Sujeción conductual: es el primer manejo que debe aplicarse. Esta basado
en el conocimiento de la conducta de la especie, del individuo que se trate
y aprovecha las características de comportamiento. En ocasiones es
realizado sin necesidad de sujetar físicamente al animal o bien, se realiza
un previo entrenamiento para realizar el procedimiento que nos interesa. 17
 Contención física: este nivel aprovecha al manejo conductual y profundiza
la sujeción mediante instrumentos y fuerzas físicas para inmovilizar y
someter al animal; por ejemplo a través del uso de cuerdas, redes, jaulas
de compresión, costales y sujeción manual. La combinación de estos tipos
de sujeción hacen más eficientes el manejo. Con la sujeción física el
animal esta a nuestra disposición pero aun así sufre estrés y dolor, debido
4
a que físicamente este imposibilitado para huir, no se deben aplicar en
procedimientos prolongados.83.
 Contención Química: este tipo de manejo implica el uso de anestésicos y
tranquilizantes, su estudio se describe en el siguiente capítulo.
Los métodos, equipos y sistemas que se adopten, deberán seleccionarse y
adaptarse siempre a las características de la especie animal por contener, ya
sea que se trate de mamíferos, aves, reptiles o anfibios.18
Existe una amplia variedad de técnicas de captura (tanto físicas como
químicas) para animales silvestres, pero es importante destacar que el punto
que debe priorizar en la selección del método es, provocar la mínima alteración
posible del individuo en cuestión, es decir que una de las pautas que debe
respetarse es tratar de estresar lo menos posible al animal y evitar bajo todo
aspecto lesionarlo durante la maniobra.18 El estado de salud del ejemplar es
una consideración importante antes de la contención. Los animales
recientemente transportados resultan malos candidatos para cualquier
procedimiento y debe permitírseles un
período de aclimatación antes de
contenerse.17, 52
Incluso los animales sanos pueden morir durante la captura. Los animales con
heridas o enfermedades obvias corren un riesgo todavía mayor. La decisión de
capturar a un animal para examinarlo puede resultar difícil. La experiencia
clínica frecuentemente resulta la mejor guía.28
1. 3 Herramientas para la contención manual.
Las técnicas manuales pueden utilizarse como técnica única o en combinación
para facilitar la administración de un fármaco. Las herramientas para la
contención física son: bozales, guantes, redes, domadores y jaulas de
contención.18
5
 Guantes. Las manos son utilizadas en toda técnica manipulativa y resulta
conveniente protegerlas. Existe una gran variedad de guantes. Idealmente,
estos deben de ser plegables, pero lo suficientemente gruesos para
proteger. Entre más larga sea la manga mayor protección.52Los guantes
excesivamente gruesos hacen que sea difícil determinar la presión que se
está aplicando y es posible apretar a un animal hasta el punto de sofocarlo.
Los guantes también pueden resultar una protección insuficiente ante la
presión de una mordedura fuerte.18 (Figura 1)
Figura 1. Guantes para sujeción física.
(Foto: tomada por el autor, 2010)
 Redes. Existe una gran variedad de presentaciones y tamaños de redes. El
tipo de red, el tamaño de la malla y la fuerza de tensión de la cuerda deben
de ser apropiados para la especie sometida al manejo. Simplemente
colocando una red sobre el animal pueden llevarse a cabo muchos
procedimientos simples tales como el inyectar, obtener una muestra de
laboratorio o el exámen clínico.17, 18 (Figura 2)
6
Figura 2. Red para contención física.
(Foto: tomada por el autor, 2010)
Es importante conocer las características de los materiales con los cuales se va
ha construir una red, por ejemplo, el nylon, el algodón y el yute, cada uno
posee cierta capacidad de carga y desgaste. Los carnívoros y los primates son
capaces de morder el material y escapar.17
La red debe inspeccionarse antes de cada contención para evitar accidentes
que puedan permitir al animal escapar o lastimar al manejador.17
 Domadores. Los domadores o también llamados vara de control son
considerados extensiones de los brazos, estos son utilizados para capturar
y contener reptiles, mamíferos pequeños y mamíferos de talla mediana. 17 El
lazo se coloca por encima del cuello del animal y se aprieta lo suficiente
para contenerlo, estirando de la punta opuesta del cable. Los domadores
fabricados comercialmente tienen un seguro que mantiene el cable
asegurado automáticamente en la misma posición hasta que es liberado por
el manejador. Los domadores de fabricación casera son eficientes y fáciles
de hacer.18 (Figura 3)
Figura 3. Domador para manejo físico.
(Foto tomada por el autor, 2010)
7
 Tabla de barrera. Este tipo de tablas se fabrican en madera de triplay y
tienen manijas o agarraderas en la parte posterior. Actúan a modo de
barrera para proteger al manejador y resultan particularmente útiles al
formar una manga de manejo o para arrinconar a un animal a un área en la
que resulte más manejable. 52, 83
 Jaula de contención. Son herramientas sumamente valiosas en el manejo
de animales salvajes. Es importante reconocer que no hay una sola jaula
que pueda adaptarse a un uso universal.28 (Figura 4 y 5)
Figura 4. Jaula de contención para manejo.
(Foto: tomada por el autor, 2010)
Figura 5. Jaula de contención para manejo.
(Foto: tomada por el autor, 2010)
1.4 Medidas de seguridad para la contención física.
-
Evitar cercos con esquinas angulares, prefiriendo las circulares, no hay que
olvidar que cuando los animales corren, buscan una salida o escape, corren
siguiendo el muro limitante.17
-
Evitar las causas de excitación de los animales
movimientos
desconocidas.
-
bruscos,
los
ruidos
como pueden ser los
inesperados
y
aun
personas
18
Actuar con seguridad en el trabajo que se va a efectuar, haciéndolo con
rapidez pero con el tacto y delicadeza necesarios.17
Para el caso del personal que maneja a los animales, las medidas de seguridad
deberán ser muy estrictas, puesto que tienen un contacto más estrecho con los
animales. El diseño de las puertas que separan al animal del trabajador tiene
un papel muy importante.
8
Las puertas no deben permitir que el animal saque las extremidades o la
cabeza y así evitar que dañe el trabajador. Aún cuando estas puertas deben
correr fácilmente, al quedar cerradas no debe poder abrirlas ni el más fuerte o
hábil de los animales.52, 83
Para mayor seguridad deben contar con cerraduras bien construidas, firmes y
con candados, no confiarse en una simple varilla o alambre por segura o fuerte
que parezca. 18
Una vez cerrada, no deben tener movimientos en falso, ni balanceo, ya que
esto deteriora la puerta y sería factible que se rompa o permita crear “rendijas”
por donde podrían caber las extremidades.18
Todas las puertas en el albergue deben de ser de guillotina, la cual se
accionará por medio de un cable y polea en la parte superior de la guillotina y
de una manera que el animal no pueda colgarse del cable y accionar la subida
de la misma. El material de dicha guillotina será de placa de acero de 6 mm de
grosor. 17,18
El buen estado de las jaulas de contención es un factor muy importante. Hay
que considerar que se puede poseer un animal que al sentirse “estrechado” por
el manejo y el cautiverio puede causar graves daños a las instalaciones.52
A pesar de trabajar con animales que han sido mantenidos en cautiverio, se
debe recordar que son animales silvestres que nunca perderán su instinto
natural, por lo que es importante considerar lo siguiente:
 Un animal puede presentar confianza para una persona, pero eso no
significa que cualquier persona pueda acercarse igual, ya que la relación
hombre animal es individualmente particular.17,18
 Demostrar firmeza y seguridad en el manejo.17
 No permitir que gente sin experiencia realice cualquier actividad o manipule
al ejemplar.17
 Evitar el uso de la fuerza física con los animales, tener paciencia y procurar
hacer uso de métodos indirectos como: cajas, trampas, domadores y redes.
Recordar que el método más seguro para el manejador significará menos
estrés para el animal. 17, 52
9
Antes de comenzar con la sujeción de un ejemplar, el manejador debe asumir
la responsabilidad sobre la vida y bienestar del animal. Durante la práctica
diaria en el zoológico, el Médico Veterinario se enfrenta a gran variedad de
especies y métodos de manejo, lo cual lo obliga a ejecutar una técnica especial
para cada animal respecto al objetivo de la contención y de la conducta,
fisiología y patología del animal.17, 18
La termorregulación puede ser un factor crítico en algunos casos de
contención. El animal puede sobrecalentarse o sufrir hipotermia. Si la
temperatura ambiental es elevada y la humedad relativa alta, se debe planear
la contención para la hora de temperatura más baja del día. Se debe colocar al
animal contenido en la sombra. Posiblemente resulte necesario utilizar
ventiladores o aplicaciones de agua fría al animal. Si la hipotermia es problema,
se debe planear el procedimiento para la hora de temperatura más elevada. En
general, se debe evitar llevar a cabo procedimientos innecesarios o de rutina
durante los extremos de temperatura o humedad ambientales.17, 28, 52
El manejo de los animales produce aparentemente un ligero estrés y cuando
este se acompaña de convulsiones, sobreviene la muerte. La poca actividad
impuesta por el cautiverio hace disminuir las reservas de glucógeno en algunos
organismos. Esto aumenta la producción de catecolaminas, epinefrina y
norepinefrina, aumentando también la temperatura con pérdida rápida de la
glucosa que resulta en hipoglucemia con convulsiones y muerte. 52,28
El manejo violento de los animales produce hipertensión, y altos niveles de
epinefrina y norepinefrina, después de una excitación acompañada de
movimientos defensivos, el animal se detiene y aparenta haber recuperado la
tranquilidad para enseguida caer muerto. Por lo tanto para prevenir la muerte
súbita durante el manejo de animales de zoológico, debemos evitar la
excitación de los mismos y preferir la aplicación de sedantes en caso que sea
necesario. 18, 52
10
1.5 Manejo y contención de reptiles.
Se puede definir como manejo al conjunto de formas y técnicas por medio de
las cuales tenemos contacto directo con los animales con la finalidad de
modificar su postura, desplazamiento, ubicación y conducta.17, 18
La contención física en reptiles es el nivel que implica más riesgo ya que
requiere de un contacto entre el ejemplar y el manejador, aunque podemos
apoyarnos de equipo especializado para manejo como son: ganchos
herpetológicos, guantes de piel, tongs y costales.58
Cualquier tipo de manejo afecta física y emotivamente a los animales, por lo
que se considera un manejo adecuado a aquel que permite la obtención del
ejemplar, no pone en peligro la seguridad de quien lo realiza y el ejemplar se
mantiene lo mas tranquilo posible; es decir, un manejo suave, seguro y
eficiente con la finalidad de lograr un adecuado manejo de contención según la
especie. 58
Manejo de contención: es aquel que permite limitar el apoyo, desplazamiento
o movilidad de los ejemplares.17 Existen tres diferentes grados de manejo:
1. Sostener:
Es un manejo que proporciona apoyo al organismo sin limitar su movilidad o
desplazamiento. Es el manejo más conveniente y el más utilizado cuando no es
necesario inmovilizar alguna parte del ejemplar, ya que le proporciona puntos
de apoyo móviles sobre los cuales se puede desplazar; por lo general para
reptiles inofensivos este manejo se realiza sosteniendo al ejemplar sobre las
manos, ejerciendo una mínima presión con los dedos. Para reptiles venenosos
nos auxiliamos con uno o dos ganchos herpetológicos. 22, 58
Para que un reptil se sienta tranquilo al ser sostenido, es necesario
proporcionarle el mayor número de puntos de apoyo posible y con la mayor
superficie de contacto, de tal forma que le proporcione seguridad y comodidad.
Mientras mas tranquilo esté el animal, más podemos prolongar su manejo en
caso de ser necesario. Se debe tomar en cuenta que al levantar a los animales
del suelo, ellos muestran inseguridad y mantienen contraídos muchos
músculos de su cuerpo, por lo que es un evento agotador para los reptiles.22, 25
11
En el caso de los reptiles, como son individuos con corazón tricavitario (excepto
crocodilidos), esto tiene severas implicaciones en cualquier tipo de manejo, ya
que los reptiles se agotan rápidamente. Además, la temperatura corporal del
animal tiende a igualarse con la del material que lo sostiene, por lo que no es
recomendable prolongar excesivamente el manejo.25, 58
2. Sujetar:
Se considera como un mecanismo de contención que le permite cierta
movilidad al animal, pero limita su desplazamiento en un punto fijo o de apoyo.
Se
utiliza
principalmente
cuando
es
necesario
contener
ejemplares
potencialmente peligrosos, o bien, inofensivos a los que es necesario
realizarles algún tipo de manejo o tratamiento que puede alterarlos y tornarlos
agresivos. Este tipo de manejo es mas invasivo que el anterior, altera más al
ejemplar y es potencialmente más peligroso para el organismo si no se hace
con el debido cuidado; ya que es fácil provocar desgarres musculares,
luxaciones e incluso fracturas al sujetar excesivamente al miembro o
articulaciones del reptil en cuestión.22, 58
Recurrimos a este tipo de manejo al realizar labores como alimentación
forzada, problemas de disecdisis, aplicación de medicamentos, sondas,
pomadas, inyecciones, trabajos bucales, extracción de veneno y sexado.58
3. Inmovilizar:
Es un mecanismo que limita la movilidad y el desplazamiento de un individuo.
En la inmovilización se sujeta al ejemplar mediante diferentes elementos como
cuerdas, tubos, cajas de contención, vendajes, entre otros mas, se le mantiene
al ejemplar inmóvil y fijo. Este tipo de inmovilización se utiliza para realizar
labores como revisión de ejemplares, traslado, obtención de muestras para
diagnóstico, radiografías, etc. El manejo de reptiles venenosos, en particular
debe ser lo mas suave posible para mantener tranquilo al ejemplar, pero
además, para garantizar la seguridad de quien lo realiza. 52
12
1.6 Características de los organismos que debemos conocer y saber
predecir.
 Hábitos, tipo de locomoción y sujeción: es necesario conocer la biología de
la especie a manipular, por ejemplo en ofidios existen tres diferentes tipos
de movimiento al desplazarse, lo cual implica un manejo diferente entre una
especie y otra.22, 58
 Velocidad de desplazamiento: en ocasiones el sustrato influye en el
desplazamiento de los reptiles ya que necesitan de puntos de apoyo, por lo
que si el lugar es muy liso se les dificulta el movimiento, pero si el sustrato
en intricado, favorecerá los movimientos rápidos y por lo tanto un ataque
inesperado.58
 Fuerza: debemos tomar en cuenta la fuerza del ejemplar a manejar,
evidentemente no es lo mismo manejar un pitón reticulado de mas de tres
metros de longitud que manejar una culebra ratonera adulta, por lo que
debemos considerar la fuerza del animal y del mismo modo nuestra fuerza
para no excedernos, ya que podemos causar lesiones al ejemplar.58
 Movimientos espontáneos: algunos reptiles son capaces de sostener casi la
mitad de su cuerpo suspendida en el aire, mientras la otra mitad permanece
recargada en el suelo, por lo que tienen un gran alcance al tirar su mordida,
otros son capaces de tirar la mordida hacia arriba con la trayectoria hacia
atrás.22, 58
 Posturas: normal de reposo, de alerta, en defensa, de ataque, de captura de
alimento, de sumisión o timidez.18, 58
 Armas que poseen: debemos saber si el reptil a manejar es venenoso como
por ejemplo, víboras de cascabel, cobras, nauyacas, identificar si es
especie constrictora como anacondas y boas, por su fuerza y tamaño son
13
capaces de asfixiar a un ser humano o si el reptil se defiende con las garras
y la cola como las iguanas y varanos.18, 58
 Áreas de riesgo y áreas seguras: en todo lugar en donde se manejen
animales debemos establecer las áreas de seguridad para que en caso que
un animal escape o nos ataque podamos recurrir a dichas áreas para
resguardarnos del peligro que el ejemplar implique, y una vez seguros,
planear la estrategia para dominar al animal y resguardarlo.22, 58
 Conductas persuasivas e intimidatorias: como el sonido del cascabel, falso
alejamiento, fuerte siseo, despliegue de capucha, apertura de la boca
emitiendo sonidos de amenaza.18,
Manipular cualquier reptil debe realizarse por alguien que se sienta totalmente
seguro de hacerlo y siempre teniendo en mente que la principal preocupación
en ese momento es la seguridad e integridad de la persona involucrada y
después la del animal sujeto al manejo. Siempre que trabajemos con animales
es importante recordar que estos son capaces de causar daño, ya sea una
serpiente o una tortuga y en particular si se tratan de animales venenosos, los
cuales es preferible dejar en manos de gente experimentada.18, 22, 58
En lo posible, se recomienda que el manejo sea realizado entre mínimo dos
personas que se cuente con ayuda y apoyo en todo momento, para así evitar
accidentes o eventualidades difíciles de abordar por un solo individuo. 58
Con los anteriores conocimientos en mente, y conocedores también de
nuestras propias capacidades y limitaciones, nos será fácil elegir un método de
manejo suave y seguro.18
1.7 Equipo básico para la manipulación de reptiles
1.7.1 Botes y cajas de plástico con tapa
Los contenedores sirven como un sitio para resguardar a los ejemplares,
protegiéndolos del exterior y a la vez evitando el contacto del personal con los
mismos, actuando como una barrera física entre ambos. Se recomienda que
14
estos sean del tamaño apropiado para el ejemplar que se requieran contener,
que cuente con una amplitud suficiente para que el animal pueda estar cómodo
y en caso de utilizarse para observar al ejemplar, con una altura suficiente para
evitar que se pueda salir fácilmente, se recomienda que los contenedores sean
translúcidos con el fin de poder ubicar al reptil y tener control visual del mismo.
No deben ser herméticos y deben tener perforaciones que permitan la
respiración y ventilación de los animales en su interior. 18, 22, 5 (Figura 6 y 7)
Figura 6. Bote de plástico para manejo de reptiles.
(Foto: tomada por el autor, 2008)
Figura 7. Caja de plástico translúcida para reptiles.
(Foto: tomada por el autor, 2008)
1.7.2 Cajas de madera.
Tradicionalmente se han empleado para la movilización y traslado de especies
animales de todo tipo y tamaño, pero presentan el inconveniente de no poder
ser lavadas y desinfectadas para su reutilización, con lo que de manera estricta
solo deberían ser usadas una sola vez y destruirlas, ya que pueden servir como
reservorio de agentes infecciosos.18, 58
1.7.3 Transportadoras o jaulas.
Estas han venido a suplir hasta cierto punto las cajas de madera, al estar
hechas de material que puede ser lavable, pudiéndose utilizar más de una vez,
los que las hace más prácticas, además de ser fáciles de conseguir en distintos
tamaños. 18 (Figura 8)
15
Figura 8. Transportadora tipo Kennel
(Foto: tomada por el autor, 2010)
1.7.4 Sacos o costales de tela.
Los sacos o costales de tela son contenedores ideales para la gran mayoría de
especies de reptiles, dado que les permiten respirar perfectamente, son
seguros en base a su fabricación y tipo de material así como la manera de
cerrar (nudo directo, con cuerda o cinchos). 58 (Figura 9)
Es importante que siempre vayan dentro de un contenedor para proteger su
contenido y evitar accidentes por mordeduras a través de la tela.
58
Figura 9. Costal de tela para transportar serpientes.
(Foto: Adrián Reuter, manipulación y manejo de reptiles, 2009)
1.7.5 Guantes de piel.
Existe una amplia variedad de guantes de piel que pueden ser utilizados para
manipular reptiles y que tienen como objetivo evitar que nos lesionen con
garras o dientes, esto solo aplica para animales de talla mediana a pequeña. 18,
58
(Figura 10)
16
Figura 10. Guates de piel para sujeción de reptiles.
(Foto: tomada por el autor, 2010)
1.7.6 Redes.
El tamaño y material de las redes que se utilicen debe ser proporcional al
individuo que pretendemos sujetar, pudiéndose utilizar redes empleadas en
acuarios para reptiles pequeños, o redes marinas para envolver a un
cocodrilo.25
1.7.7 Tubos de plástico translúcidos.
Se utilizan para el manejo principalmente de serpientes venenosas, impidiendo
que puedan morder a su manejador durante la manipulación. Estos tubos
deben tener un extremo cerrado y contar con perforaciones para permitir la
respiración del animal y ser de un tamaño ligeramente mayor al de la cabeza
de la serpiente que se pretende manejar. 22 (Figura 11)
Se recomienda que al menos una cuarta parte del cuerpo esté dentro del tubo
a la hora del manejo, y dejar este tipo de procedimientos a los expertos. 58 Esta
maniobra se describe mas adelante.
Figura 11. Tubos translucidos para contención de serpientes.
(Foto: tomada por el autor)
17
1.7.8 Tong y ganchos herpetológicos.
Los tongs (Figura 12) y ganchos herpetológicos (Figura 13) están diseñados y son
comercializados específicamente para el mercado de mascotas o para
investigación. Cumplen con la función de mantener una distancia segura con
respecto al reptil y su uso es indispensable en el caso de serpientes y saurios
venenosos.18, 58
Figura 12. Tong para contención de serpientes.
(Foto: tomada por el autor, 2010)
Figura 13. Gancho herpetológico.
(Foto tomada por el autor, 2010)
1.7.9 Cuerdas y laza perros
Estas herramientas se utilizan principalmente para el manejo de cocodrilos y
lagartos de tamaño mediano a grande. Lo ideal es que sean de un material
resistente y durable como el nylon, su diámetro debe ser proporcional al
tamaño del animal a sujetar; su función es impedir que se aleje el animal en
cuestión y posicionarlo en un punto determinado teniendo control de sus
movimientos o intentos de huida.18
Se recomienda que su utilización se realice por gente con experiencia, ya que
algunas especies reaccionan rápidamente y pueden causar lesiones al
manejador.58
1.7.10 Otros
Tapabocas, guantes de látex, caretas o lentes transparentes y lámpara de
mano. El personal que realice el manejo de reptiles deberá hacer uso
obligatorio de guantes de látex, cubre bocas y lentes o caretas transparentes
18
con la finalidad de evitar el riesgo biológico-infeccioso, así como desinfectar el
equipo utilizado entre cada manejo de ejemplares.22, 25
1.8 Técnicas de contención por grupos específicos de reptiles.
Con el fin de brindar sugerencias prácticas para la manipulación de estos
ejemplares y dadas la gran diversidad existente entre los animales exóticos que
ocurren dentro de la práctica profesional en zoológicos y herpetarios se
describen sugerencias y recomendaciones para manipular cada uno de los
grupos principales. 58
1.9 Serpientes (ofidios)
Dado las características anatómicas de las serpientes, la percepción general es
que su manipulación es complicada y difícil, sin embargo, puede llevarse a
cabo aplicando las diferentes técnicas de manejo y aplicando los conocimientos
que se tengan del ejemplar.22, 25
El único inconveniente real es que algunas serpientes presentan glándulas
productoras de veneno por lo cual es importante saber diferenciarlas de las no
venenosas.58
1.9.1 Contención mediante el gancho herpetológico.
El principio básico de la manipulación será siempre mantener una distancia
adecuada con respecto al animal y así evitar sus intentos de agresión. Este tipo
de manejo se utiliza para mover al animal de un sitio a otro sin lastimarlo y de
forma segura, para higienizar su terrario en donde es necesario sacar al
ejemplar el cual se coloca en otro recipiente. Es importante estar atentos, dado
que en ocasiones las serpientes pueden intentar moverse a lo largo del gancho
en nuestra dirección. Esta técnica se realiza sujetando el gancho con la mano y
se procede a sujetar al reptil en el segundo tercio del cuerpo y levantarlo para
que así el animal pierda equilibrio y posteriormente colocarlo rápidamente en
un bote u otro recipiente seguro. 18, 22, 58 (Figura 14)
19
Figura 14. Manejo de serpiente con gancho herpetológico.
(Foto: Adrián Reuter, manipulación y manejo de reptiles, 2009)
1.9.2 Doble gancho.
Es similar al anterior, el manejador sujeta un gancho en cada mano
sosteniendo al ejemplar en dos puntos de apoyo, de preferencia el primer
gancho se coloca en el primer tercio del cuerpo del animal y el segundo gancho
se coloca a la mitad del cuerpo o en el último tercio del animal evitando así la
huida; recurrimos a esta técnica cuando es necesario manejar serpientes
venenosos o cuando son animales pesados. (Figura 15)
Figura 15. Manejo de serpiente con doble gancho
(Foto: Adrián Reuter, manipulación y manejo de reptiles, 2009)
1.9.3 Contención mediante sacos o costales.
Este tipo de manejo se utiliza básicamente para transportar al ejemplar hacia
otro lugar por un tiempo prolongado, por ejemplo el traslado del reptil hacia un
zoológico o hacia un herpetario. Se realiza la técnica de contención mediante el
20
gancho herpetológico y posteriormente se introduce el ejemplar en un saco o
costal de tela y anuda firmemente manteniendo a la serpiente en el extremo
contrario del saco (esto se puede hacer usando el gancho como tope mientras
se anuda el otro extremo). Lo anterior es importante, pues estos animales
pueden morder a través del saco, en ningún momento se debe sostener con la
mano el saco del lado donde se encuentra el animal, siempre se realiza del
lado después del nudo. 17,25, 58 (Figura 16)
Figura 16. Manejo de serpientes mediante el uso de un costal.
(Foto: Adrián Reuter, manipulación y manejo de reptiles, 2009)
1.9.4 Gancho – guante.
Esta técnica se realiza solo cuando “no” vamos a sujetar directamente la
cabeza del ejemplar. Se realiza sujetando la cola del animal con la mano
enguantada y sosteniendo el peso del cuerpo con el gancho, tratando de
mantener lejos la cabeza del ejemplar del cuerpo del manejador. También
puede utilizarse para manipular serpientes pequeñas o para dar alimentación
forzada ayudándonos de una pinza de disección grande de 30 cm o más.18, 58
1.9.5 Sujeción de la cabeza.
Es un manejo de tipo directo en donde surgen situaciones en las que tenemos
que realizar una revisión más detallada del ejemplar y para la cual debemos
saber cómo sujetar directamente con las manos a un reptil. El primer paso es
restringir el movimiento de la serpiente, por lo general fijando la parte posterior
de la cabeza con un gancho herpetologico contra una superficie firme,
rápidamente la sujetaremos con una mano de la parte inmediatamente
posterior a la cabeza, con el dedo índice y el pulgar a cada lado de la misma y
el resto de los dedos alrededor del cuello, y con la otra mano sujetamos el resto
21
del cuerpo controlando sus movimientos. Para liberarla se tendrá mayor
cuidado pues es en este punto donde se presentan la mayoría de las
accidentes, se coloca a la serpiente en su contenedor sin soltar la cabeza,
rápidamente se fija la cabeza con el gancho herpetologico aparte de la mano, y
después se suelta con cuidado en forma rápida y controlada primero la mano y
después el gancho. 25, 58 (Figura 17)
Figura 17. Sujeción de la cabeza de una serpiente.
(Foto: tomada por el autor, 2007)
1.9.6 Entubado.
Este es otro tipo de contención para serpientes en donde se requiera de otro
tipo de revisión que requiera la sujeción del animal. Se puede utilizar tubos
transparentes de plástico de un diámetro ligeramente mayor que el diámetro de
la serpiente. La idea es que la serpiente introduzca la cabeza y parte de su
cuerpo en el tubo, esto se realiza manejando a la serpiente sobre una
superficie, con una mano sujetamos el gancho y con la otra mano sujetamos el
tubo de manera que con el gancho impulsemos a la serpiente para introducirla
en el tubo y una vez que el primer tercio del animal ya este adentro del tubo se
deja el gancho y se coloca la mano entre el tubo y el cuerpo de las serpiente
evitando que retroceda. Para liberar a la serpiente, se lleva al ejemplar a hacia
una superficie plana y se deja retroceder lentamente del tubo, ya que solo falte
la cabeza para liberarla, se toma nuevamente el gancho para controlar el
primer tercio del cuerpo y así retirar el tubo por completo. 18, 22, 25, 58 (Figura 18)
22
Figura 18. Contención de serpiente en tubo
(Foto: Adrián Reuter, 2009)
1.10 Lagartos (saurios)
Los lagartos representan un grupo muy amplio y variado dentro de los reptiles,
entre las especies encontramos dos que son venenosas y que naturalmente
habitan en nuestra región: el escorpión y el monstruo de gila (Heloderma
horridum y H. suspectum). Lo cual requieren un manejo específico. En el caso
de los lagartos que no son venenosos, al manipularlos se debe tener en cuenta
que muchos de ellos, en especial los de mayor tamaño, pueden dañarnos
seriamente con dientes, garras y golpes con la cola, lo que se puede evitar
aplicando la técnica de sujeción apropiada y utilizando el equipo adecuado.
18,
58
1.10.1 Equipo requerido:
Guantes de piel, redes de diversos tamaños, sacos de tela, contenedores de
plástico.58
1.10.2 Técnicas de sujeción:
Para la sujeción de un saurio se recomienda la utilización de guantes de piel,
con una mano se inmoviliza la cabeza y miembros anteriores y con la otra
mano inmovilizamos miembros posteriores, de manera suave pero firme. (Figura
19)
25, 58
La mayoría de saurios no se recomienda sujetarlos de la cola, ya que muchas
especies pueden desprenderla y así podrían escapar, excepto saurios
venenosos. Una vez sujeto se puede colocar al animal en un contenedor
adecuado o en un saco de tela. 58
23
Figura 19. Sujeción de saurio con ambas manos
(Foto: Adrián Reuter, manipulación y manejo de reptiles, 2009)
1.11 Tortugas (quelonios)
Las tortugas son animales muy tranquilos y no peligrosos, pero la realidad es
que dentro del amplio rango de especies de tortugas existentes, muchas son
capaces de causar heridas con sus garras al sentirse sujetadas, como es el
caso de la tortuga lagarto (Chelidra sepentina), tortuga caimán (Macrochlemys
teminqui) y tortuga de concha blanda (Apalone) propinando mordidas muy
fuertes, particularmente si se trata de animales muy grandes ya que también
presentan un cuello largo o que pueden extender bastante ampliando
significativamente su alcance para morder.18, 22, 58
1.11.1 Equipo requerido:
Redes,
guantes
transportadoras).
de
piel,
contenedores
(botes,
cajas
de
plástico,
58
1.11.2 Técnicas de sujeción:
La forma más sencilla y común para manipular una tortuga es por medio de la
sujeción de su caparazón, siendo en la mayoría de los casos sujetada por la
parte media (Figura 20), pero en las especies de cuello largo se hace de la región
posterior o de la cola. Una vez sujetas, se pueden colocar directamente en
contenedores rígidos del tamaño adecuado, y cerrar de manera segura. 58
24
De igual manera, la colocación de una toalla o franela en la parte anterior
resulta significativo para evitar estrés y mordidas del animal al manejador. 18
Figura 20. Sujeción de una tortuga
Foto: Adrián Reuter, manipulación y manejo de reptiles, 2009)
1.13 Cocodrilos.
El manejo de cocodrilos, es el más complicado debido a que animales de talla
mediana a grande representan cierto peligro para el manejador, debido que
estos animales presentan ciertas armas para defenderse de manera
considerable, además de una dentadura muy filosa y diseñada para someter
animales de tallas medianas a grandes. En el caso de los cocodrilos, una
característica a tomar en cuenta es su habilidad para morder y rotar sobre si
mismos con el fin de arrancar grandes trozos de carne de sus presas, lo que
puede hacer con mucha facilidad y por ejemplo, arrancar una extremidad
humana. Sin embargo una vez cerrado el hocico y sujeto en esa posición,
carecen de suficiente fuerza para abrirlo, lo que se aprovecha cuando se
requiere manipularlo o transportarlo de manera segura.18, 25, 58
1.13.1 Equipo requerido:
Redes, cuerdas, laza- perros, cinta adhesiva, toallas o tela.18
1.13.2 Técnica de sujeción:
Los cocodrilos pequeños (de menos de medio metro) pueden contenerse
agarrándolos por detrás del cuello y estabilizando la cola. Animales de más de
medio metro, bastará sujetar y encintar el hocico una vez cerrado, y pueden ser
sujetados con redes pequeñas, cuerdas o laza-perros.18, 58
25
Para animales de mayor tamaño, el procedimiento recomendado cambia: éstos
deberán ser lazados de la mandíbula superior, se le cubrirán los ojos con una
toalla mojada (para disminuir el estrés) y se aplicará peso para que cierren el
hocico y se le encinte el mismo; en este tipo de animales el uso de laza perros
esta contraindicado, puesto que al sentirse sujetos darán vueltas sobre si
mismos y se llevaran consigo el aparato pudiendo golpear al manejador.
También se les puede envolver en una red de pesca y contenerlos, pero lo
primordial siempre será cerrarles perfectamente el hocico con la cinta. (Figura
21)
Es importante mencionar que la contención y sujeción de la cola en estos
animales es fundamental, pues ésta es extremadamente fuerte y puede causar
lesiones muy graves. 18, 22, 58
Figura 21. Contención de un cocodrilo de talla mediana
(Foto: cortesía Zoológicos de la Cuidad de México, 2008)
1.14 CONTENCIÓN FÍSICA EN AVES.
Anteriormente solo algunos veterinarios en el mundo tenían la experiencia en
tratar aves. Ahora su número es mayor. Este incremento en la experiencia
clínica se debe a una mayor profesionalización y especialización de la medicina
veterinaria. Las aves exóticas a su vez, se han convertido en mascotas y
continúan ganando popularidad día con día. El resultado de esta evolución se
ha convertido en una especialización terapéutica y de protocolos diagnósticos,
contribuyendo en el desarrollo e invención de equipo especializado. 54, 83
El número de especies mantenidas en cautiverio, en general están dentro de
los siguientes grupos:
 Passeriformes: aves canoras como cuervos, pinzones, golondrinas,
mosqueros, vireos, entre otros.
 Psittasiformes: pericos, guacamayas.
26
 Falconiformes: halcones y águilas.
 Stringiformes: rapaces nocturnas,
 Galliformes: gallináceas como gallinas, pavos, chachalacas.
 Tinamiformes: perdices, martinetas y quiulas,
 Columbiforme: palomas, tórtolas y formas afines,
 Ratites: aves no voladores como el Emú común (Dromaius
novaehollandiae) y Ñandú común (Rhea americana). 54, 83
Existen grandes diferencias entre cada uno de los grupos y de otras especies
animales, en primer lugar una diferencia importante es el comportamiento. La
sujeción manual de un ave frecuentemente es muy estresante para esta y
pudiera resultar en la muerte del animal. 83
El Médico Veterinario que realice la contención física de las aves, deberá
conocer los siguientes factores: Las aves carecen por completo de diafragma y
los pulmones se encuentran en contacto con la pared torácica. El movimiento
del aire a través de los pulmones y de los sacos aéreos depende del
movimiento del esternón y las costillas, por lo que éste no deberá impedirse
durante la contención. La localización de narinas u orificios nasales es variable.
Algunas especies pueden respirar a través de la boca mientras que otras son
incapaces de ello. Se debe observar el ave antes de contenerla para verificar la
localización de las narinas y que no se encuentren obstruidos.18, 54, 83
Los huesos de las aves poseen modificaciones que los aligera y facilita el
vuelo. Algunos huesos se encuentran neumatizados, es decir, contienen aire y
están comunicados con los sacos aéreos y forman parte del tracto respiratorio
mientras que otros son huecos y de corteza delgada.28
Estas características incrementan la fragilidad de los huesos y la posibilidad de
fracturarlos durante la manipulación. 28
27
1.14.1 Contención y manejo.
Las aves deberán ser manejadas en el menor tiempo posible para completar
cualquier procedimiento. La adecuada técnica de contención y manejo es
esencial para el bienestar de dichos ejemplares. El objetivo principal es realizar
cualquier procedimiento sin dañar en absoluto al ave o al asistente dando la
terapia adecuada. El clínico especializado no podrá realizar un examen físico
adecuado sin manejar directamente al paciente. Es bastante complicado
sujetar al ave y al mismo tiempo realizar el examen físico, por ello es
recomendable la ayuda de un asistente. 28, 54
Cuando los procedimientos de rutina son necesarios, tales como corte de uñas,
exámen físico, toma de muestras o tratamiento, la contención física es vital. Por
ejemplo, un psitácido se defiende principalmente con el pico; por lo tanto es de
vital importancia sujetar apropiadamente la cabeza. El manejo adecuado es el
primer requisito en la medicina aviar.54
1.14.2 Técnica de sujeción.
Algunos procedimientos que pueden utilizarse durante la contención de
cualquier ave son:
1) Controlar la cabeza en aves de gran tamaño.
2) La mayoría de las aves pueden contenerse aproximándose por detrás,
sujetando la cabeza, el cuerpo y luego sosteniendo las extremidades.
3) Las redes resultan útiles en muchas especies pero deben utilizarse con
cuidado para evitar fracturas de alas o patas. Debe evitarse atrapar a las
aves con la red mientras estén volando. Se debe procurar controlar la
cabeza del animal antes de sacarlo de la red.28, 83
Los polluelos deben de sostenerse con mucho cuidado, dando pleno apoyo a
las alas y el cuerpo. 18
Todas las aves acuáticas pueden capturarse con red. Después de quitarle la
red de encima, el ave puede contenerse sosteniendo la parte proximal de las
dos alas con una sola mano.83
28
1.14.3 Contención física de aves medianas y psitácidos.
Las aves psitacinas pueden causar lesiones al manipulador con sus fuertes
picos. Incluso los guantes gruesos pueden resultar insuficientes para proteger
al manejador de las grandes cacatúas que son capaces de fracturar un dedo de
una mordida.54, 67
Inicialmente puede arrojarse una toalla sobre el animal aunque algunos
prefieren contener al animal utilizando guantes. En cualquier caso, es
importante controlar la cabeza del ave sosteniéndola desde atrás, a nivel de la
base del cuello. Es recomendable contener las patas con la otra mano para
evitar que el ave nos pueda hacer daño con las garras. 28 (Figura 22)
Las psitacinas de pequeño tamaño no son tan peligrosas y pueden
contenerse adecuadamente con una toalla ligera o con las manos. 67
Figura 22. Sujeción correcta de un psitácido.
(Foto: tomada de diagnostico veterinario.com, 2012)
Se deberá asegurar que la región pectoral se encuentre libre. Se debe
examinar al ave y monitorear la respiración vigilando que el ave no sufra de un
sobrecalentamiento. 67
1.14.4 Contención física de paseriformes.
Las aves pequeñas que están en aviarios pueden capturarse con una red
ligera. Cuando vaya a capturarse un ave en una jaula, lo primero que hay que
hacer es sacar todos los objetos que puedan molestar y dañar al animal tales
como el bebedero y el comedero. Luego hay que acorralar el ave en una
esquina de la jaula con una toalla o con la mano y agarrarla con las manos.54, 83
Las aves pequeñas que son capaces de picar o morder deben contenerse
sosteniendo la cabeza entre los dedos índice y pulgar y el resto del cuerpo en
29
la palma de la mano. Debe tenerse mucho cuidado de no retorcer la cabeza ya
que el animal podría tener problemas para respirar. 83 (Figura 23)
Con el resto de los dedos se sujeta el resto del cuerpo por el dorso de la
cavidad celómica, procurando que la región pectoral se encuentre libre. 28
Debido a que la mayoría de las paseriformes o aves de jaula son tímidas y
retraídas, debe de prevenirse el lastimarlas. La mayoría de los tratamientos se
pueden realizar con una sola mano, (corte de uñas, muestreos, etc.) 54, 83
Figura 23. Sujeción correcta de un paseriforme.
(Foto: tomada de diagnostico veterinario.com, 2010)
1.14.5 Contención física de aves rapaces.
La mayoría de aves de presa se defiende principalmente con sus poderosas
garras y con el pico, por lo que son capaces de causar serias lesiones en las
manos y los dedos del manejador si la contención no se realiza
adecuadamente. Los buitres, los búhos y los halcones utilizan estos
mecanismos para defenderse. 18, 28
* Con ayuda de guantes de carnaza, se abordará el ave con una toalla (según
sea el tamaño del ave) o red.
* Primero se inmovilizan las patas, sujetándolas de los tarsos.
* Se disminuye el campo visual con ayuda de una franela, si no se cuenta con
caperuzas.
* Dependiendo de la especie, no se debe perder de vista el pico, ya que
algunas aves hacen uso de él como defensa.
* Cuando se tiene que realizar la exploración física entre una sola persona, se
deberá colocar el ave de espaldas apoyada en el pecho del explorador.
(Figura 24)
30
54, 83
Figura 24. Contención de un ave de presa.
(Foto: cortesía Procuraduría Federal de Protección al Ambiente, 2011)
1.14.6 Contención física de gallináceas.
* Regularmente este tipo de aves son de temperamento nervioso.
* Se aborda al ave por la espalda, se sujetan sus piernas, de ser posible sus
alas también.
* Se deberá reducir el campo visual para que el animal se tranquilice y los
manejos a los que sea sometido deben ser rápidos. 54
1.14.7 Contención de Fenicopteriformes, Gruiformes y Ciconiidae.
Las aves de extremidades y picos largos como los flamencos, las grullas, las
cigüeñas y las garzas se defienden con el pico. Con estos animales no suelen
utilizarse las redes ya que el riesgo de fracturas en las extremidades es
elevado. Este tipo de ave puede acorralarse en una esquina, donde el
manejador puede agarrar el pico o el cuello primero y las alas inmediatamente
después. Con las aves de mayor tamaño esto resulta más fácil entre dos
personas. Las patas deberán mantenerse siempre dobladas bajo el cuerpo y
no dejarlas colgando. No hay que forzar nunca las patas de estos animales y
siempre hay que manejarlas con mucho cuidado.18, 54, 83
La cabeza puede mantenerse bajo el brazo opuesto para evitar que el animal
nos pique. Para mayor seguridad, los picos largos y puntiagudos pueden
asegurarse con cinta y se les puede colocar un corcho en la punta siempre y
cuando se tenga cuidado de no tapar los orificios nasales.83
31
1.14.8 Liberación de un ave.
La liberación cuidadosa de las aves después de la contención también resulta
crítica ya que puede encontrarse desorientada y lastimarse. Lo mejor es poner
el ave sobre el suelo y permitir que se siente, asegurándose de que las uñas o
garras y el pico no estén enganchadas en la red o en los guantes. 28, 54
32
CAPÍTULO 2. PRÁCTICA DE CAPTURA QÍIMICA DE MAMÍFEROS
UNGULADOS
Pertenecen a este grupo los mamíferos que tienen un número par de pezuñas
en cada una de sus extremidades, apoyan el extremo de los dedos revestidos
de una uña adaptados a la carrera. (Figura 25) Para ello el número de dedos
sobre los que se apoya el peso del cuerpo se ha reducido a uno
(Perisodáctilos) o dos (Artiodáctilos), si bien pueden existir otros dedos poco o
nada funcionales. En este apartado nos basaremos a la tercera técnica de
manejo descritas en el capitulo anterior,
“contención química”, en donde se
hace mención de la utilización de fármacos para llevar a cabo la inmovilización
y captura de animales. 6
Figura 25. Ungulados.
(Foto: tomada de mamiferosungulados.blogspot.com, 2004)
Los fármacos utilizados para calmar (tranquilizar) y para capturar (inmovilizar)
animales silvestres o de zoológico son similares a los de uso común. Estos
narcóticos y sus combinaciones actúan en sitios diversos en el cerebro para
producir efectos de calma (tranquilización), depresión (sedación), pérdida de
dolor (analgesia).6, 32
También existen drogas con efectos similares al curare, las cuales producen
parálisis a través del bloqueo de la transmisión de mensajes neuromusculares
(succinilcolina y galamina). Estos narcóticos son frecuentemente llamados
paralíticos o relajantes musculares. Debido a que los fármacos anestésicos
actúan sobre el sistema nervioso, estas primero son absorbidas en el sitio de
inyección, se disuelven en la sangre a fin de alcanzar el sistema nervioso
33
central (o nervios periféricos) en concentración suficiente para ocasionar el
efecto deseado.32, 41
Hay una ventaja en usar combinaciones que permiten reducción de la dosis.
Las drogas más recientes, y las mezclas de tranquilizantes y disociativos son
cada vez mucho más seguras ya que éstas tienen un índice terapéutico (IT)
alto. 32, 41
Muchos de estos narcóticos tienen antídotos (sustancias que neutralizan la
influencia de un narcótico o un veneno, haciéndolo ineficaz) y/o antagonistas
(substancias que compiten con el narcótico inmovilizador por sitios receptores
en oposición directa a la acción de este).
Estos antagonistas permiten tener un mayor control durante situaciones
anestésicas y de inmovilización cuando se requiere una inversión o
recuperación rápida por seguridad del animal y el investigador.3, 41
Los conocimientos de farmacología, además de destreza y experiencia, son
prerrequisitos para la combinación exitosa de agentes inmovilizadores. La
combinación del narcótico varía de especie a especie; y también se relaciona
con el propósito de la inmovilización.41
La dosis más segura y útil de un narcótico o la combinación de narcóticos se
considera como aquella que produce una inmovilización rápida sin ocasionar
efectos adversos.41
Anteriormente, el curare (d-tubocurarina), clorhidrato de succinilcolina y el
alcaloide de la nicotina fueron drogas utilizadas en el desarrollo temprano de la
contención química de fauna silvestre.32
Los anestésicos y tranquilizantes utilizados en fauna silvestre, generalmente
provienen de la farmacología veterinaria convencional, sin embargo para
utilizar dichos medicamentos los criterios de decisión para elegir la droga, la
dosificación, la forma de administración y el efecto deseado, son diferentes
debido a las distintas reacciones que los animales silvestres tienen a los
fármacos. 32, 41
34
Algunas
drogas
como
los
narcóticos
y
algunos
tranquilizantes
son
consideradas "Substancias Controladas" en México y otros países, por lo que
su uso esta limitado a profesionales de la salud con registros especiales y
legalmente autorizados para el ejercicio de su profesión. 32
2.1 Principales fármacos utilizados en la inmovilización de animales
silvestres.
2.1.1 Bloqueadores Neuromusculares (curariformes)
 succinil colina (buena inmovilización, pero se mantiene la sensibilidad al
dolor y estrés, alta mortalidad, económico) 3, 6
2.1.2 Tranquilizantes / Sedantes.
 Tranquilizantes Mayores o Neurolépticos (Fenotiazinas, y Butiroferonas) por
ejemplo acepromazina,
promazina
y azaperona. Son
considerados
neurolépticos, pues causan la supresión de movimientos espontáneos, pero
retienen los reflejos espinales y sienten dolor. Se deben usar con
analgésicos potentes (neulopetoanalgesia) 3,41
 Tranquilizantes Menores (Benzodiazepinas: Valium) usado como relajante
muscular cuando se presentan convulsiones por ciclohexaminas, se usa
endovenoso. Nunca mezclar en el mismo dardo con otro medicamento.
41
 Agonistas alfa 2 adrenérgicos (Xilacina, Detomidina, Medetomidina) son
muy potentes y tienen Antagonistas Específicos (Yohimbina, Tolazolina), se
usan con opiáceos y ciclohexaminas para facilitar y suavizar la inducción.
Pueden sedar profundamente a ciertos ungulados hasta el punto de permitir
manejarlos con cierta seguridad, pero pueden ser reanimados fácilmente
con casi cualquier estímulo y se pueden volver peligrosos, aunque minutos
antes hayan estado con apariencia inofensiva.
35
3,6, 41
2.1.3 Anestésicos Generales.
 Barbitúricos: (Uso endovenoso, se requiere previa inducción con otro
agente o una adecuada técnica de sujeción física) causan anestesia
quirúrgica y buena miorelajación, también depresión cardiorrespiratoria.
Buenos eutanásicos. 6, 41
 Propofol: Anestésico inyectable endovenoso. Se administra en bolos de
6.6 mg/kg. En animales previamente inmovilizados mediante contención
física o química, produce anestesia general de corta duración, también
se utiliza como inductor para anestesia inhalada. 41
 Opiáceos: (Etorfina, Fentanil, Carfentanil) 41
Tienen Antagonistas Específicos (Diprenorfina, Naloxona, Naltrexona)
Potentes analgésicos capaces de inmovilizar grandes animales, su gran
potencia permite el uso de pequeños volúmenes de droga lo cual
favorece la utilización de sistemas de inyección remota para grandes
animales pero su desventaja principal es la toxicidad en humanos donde
muy pequeños volúmenes son letales, incluso por contacto accidental
como una gota que salpique el rostro del operador o puncionarse con
una
aguja
contaminada.
Se
debe
estar
familiarizado
con
los
procedimientos de emergencia en caso de exposición accidental a
opiáceos, que incluyen reanimación cardiopulmonar y aplicación del
antagonista. El uso de los antagonistas específicos por vía endovenosa,
permite que el animal se incorpore en cuanto nuestro procedimiento
termina, pero existe el riesgo de "renarcotización" por lo cual se debe
aplicar parte del antagonista mediante una vía de absorción lenta como
la intramuscular o subcutánea.3, 6, 41
 Ciclohexaminas:
(Ketamina,
Tiletamina)
Anestésicos
Disociativos,
provocan un estado de catalepsia en que los ojos permanecen abiertos
con sus reflejos luminosos y corneal intactos, también se conserva el
36
reflejo deglutorio y palplebral. Para compensar la tendencia a causar
convulsiones se usan con tranquilizantes. El más usado es la Ketamina
principalmente en pequeños mamíferos, carnívoros y primates pero es
útil y seguro en grandes mamíferos. La tiletamina solo se consigue en
una preparación comercial combinada con un tranquilizante, el
zolazepam. 6, 41
2.1.4 Anestésicos locales.
 Lidocaína: se usan para lograr anestesia local o regional por infiltración o
por bloqueo epidural. Para realizar procedimientos dolorosos o cirugías
en animales previamente inmovilizados. 41
2.1.5 Anestésicos inhalados.
 (Halotano;
Isofluorano,
Sevofluorano)
Se
emplea
en
animales
previamente inducidos, ya sea por inmovilizantes químicos, propofol, o
bien sujetos físicamente.
Se pueden administrar en cámaras de anestesia, por mascarilla, por
casco o si el animal está inducido por intubación endotraqueal. Es la
anestesia más segura para cirugía. Pero siempre requiere una previa
captura e inmovilización. Requiere equipo especializado para su
aplicación, con modificaciones para el tamaño y anatomía de diferentes
tipos de animales. 3, 41
2.1.6 Adyuvantes y drogas de emergencia.
-
Se requiere contar con los medicamentos de emergencia para atender los
problemas que se pueden presentar durante la contención química.3, 6
Ejemplos de fármacos a utilizar:
 Atropina: parasimpaticolítico
 Adrenalina: cardiotónico
 Analépticos respiratorios: doxapram, heptaminol-diprofilina (Frecardyl)
regularizan y estimulan la respiración.
37
 Hialuronidasa:
facilita
la
absorción
de
la
droga
y acelera
la
inmovilización. 3, 41
2.2 Combinación de fármacos para efecto de potencialización:
La combinación de varias drogas es una práctica común en el manejo de
animales silvestres y nos aporta varios beneficios:
2.2.1 Ventajas de combinar fármacos:
 Reducción de la dosis de todas las drogas en la combinación con un
aumento en el índice terapéutico (mayor seguridad y mejor efecto).
 Reducción de efectos indeseables (convulsiones, rigidez muscular).
 Disminución del tiempo y mayor suavidad de inducción, mejor
recuperación.3, 37,41
2.2.2 Desventajas de las combinaciones:
 Dificultad para evaluar el efecto de una droga en particular
 Mayor complejidad al calcular las dosis iniciales
 Confusión al calcular las redosificaciones
 En algunos casos se prolonga la recuperación y algunos efectos
adversos se pueden potencializar.43
La combinación se realiza utilizando primero el componente primario y después
el secundario o complementario. Puede haber dos o mas complementarios.
Los componentes primarios son capaces de inmovilizar al animal por si
mismos, si se administra la suficiente dosis. Son por lo general anestésicos, ya
sea narcóticos opiáceos o anestésicos disociativos del grupo de las
ciclohexaminas.
45
Los componentes secundarios generalmente no logran la
inmovilización a ninguna dosis, solamente ayudan al componente primario a
reducir efectos indeseables y a disminuir la dosis, para incrementar el índice
terapéutico. Los componentes primarios suelen ser anestésicos generales,
mientras que los secundarios generalmente son tranquilizantes o sedantes.3,
37,43
38
2.2.3 Combinaciones de drogas más frecuentemente utilizadas:
37, 43
ketamina - xilacina
ketamina - detomidina
tiletamina - zolacepam (zoletil; telazol)
tiletamina/zolacepam - xilacina
etorfina - acepromazina (immobilon)
carfentanil – medetomidina.
2.3 Dosificación.
Para cada droga se tienen diferentes dosis para las diferentes especies, incluso
hay variaciones en la dosis de la misma especie según el sexo, edad, estado
fisiológico, la época del año y hora del día. Cuando se llevan registros de otras
sujeciones de animales de la misma especie e incluso del mismo individuo, se
pueden tomar como punto de comparación basado en los resultados del
manejo anterior. 28
Además del peso y la especie se deben considerar las diferencias en el estado
general del paciente, como pérdida o ganancia de peso, estado de excitación,
enfermedades concomitantes y estado fisiológico, lo cual afecta la respuesta
del animal al medicamento.28, 32
2.4 Determinación del peso.
Los registros del peso corporal de ejemplares pueden ser utilizados para
estimar el peso de otro animal por comparación en base a la edad, sexo y
tamaño.28 El cálculo del peso del paciente es importante, cuando no se cuenta
con el peso exacto este se puede hacer entre varias personas con experiencia
en calcular pesos y luego comparar entre sí para ver si coinciden. Después de
calcular un peso y sujetar al animal es recomendable pesarlo para verificar la
exactitud de nuestros cálculos y eso nos va dando parámetros para calcular
pesos con exactitud. 28, 37
39
Las dosis recomendadas se pueden revisar en las bibliografías, recordando
siempre que es responsabilidad del Médico Veterinario la selección de la droga
o drogas a usarse y la dosis que se suministre. 28, 37
Durante la planeación del manejo se deben considerar además de la droga y
dosis, el método de administración, la hora y lugar para el procedimiento, el
equipo a usar y el personal con se apoyará. Pero sobretodo la decisión de sí se
hará o no el manejo considerando el interés del paciente y la seguridad de los
operadores. 28
2.5 Ruta de inyección.
El tiempo requerido de un narcótico determinado para producir un efecto es
influenciado enormemente por la ruta de administración. La ruta de inyección
también influye la calidad de droga requerida; por ejemplo, una inyección
intravenosa puede requerir sólo la mitad de la cantidad necesaria por cualquier
otra ruta de administración para alcanzar una concentración determinada en el
cerebro. Tales generalizaciones no son ciertas para todos los narcóticos que se
pueden utilizar.28, 41
Los narcóticos con bajo peso molecular (hidrosolubles) son absorbidos más
rápidamente.
Generalmente, todas las inyecciones iniciales serán intramusculares. Sin
embargo, una vez que el animal está a la mano, pueden aplicarse inyecciones
consecutivas requeridas. 28
2.6 Factores que alternan la respuesta del fármaco.
Existen variaciones individuales de reacción al narcótico que van desde
cambios de tolerancia a sensibilidad. La mayoría de los individuos reaccionarán
en manera típica o promedio, pero las reacciones atípicas ocurrirán, por lo que
se debe de estar preparado para tales ocasiones.43
40
Entre los factores que pueden ocasionar diferencias individuales encontramos:
 Peso: El tejido adiposo no está involucrado en el metabolismo y
distribución de la mayoría de los narcóticos, sino que algunos narcóticos
liposolubles son almacenados en la grasa. Es importante considerar si
el narcótico es inyectado en la grasa subcutánea, ya que la absorción
puede ser
demorada y el efecto deseado no es producido o es
retardado.37, 43
 Edad: Animales de la misma especie muy jóvenes o viejos pueden
mostrar reacciones diferentes a animales de edad promedio. 43
 Sexo: Pocas diferencias son esperadas. Machos durante el período de
celo o las hembras gestantes pueden mostrar respuestas alteradas.43

Hora del día: Las drogas depresoras son más efectivas al final del día,
conforme la fatiga normal del animal se manifiesta y como sus
actividades diurnas transcurren.3, 43
 Idiosincrasia del narcótico: Poco se sabe sobre reacciones inusitadas de
un narcótico, tales como alergia. No obstante, tales reacciones pueden
ocurrir.3, 43
 Si bien muchos animales han sido exitosamente inmovilizados con una
droga particular, el próximo animal a ser inyectado puede responder
inesperadamente.43
 Temperamento: Animales excitados o altamente temperamentales
comúnmente requieren dosis más altas que animales normales y
tranquilos. Animales en cautiverio pueden ser profundamente afectados
por dosis de narcóticos que no producen un efecto visible en animales
silvestres de la misma especie.3, 43
41
 Tolerancia al narcótico: La tolerancia a un narcótico, inducida o
adquirida, puede ser producida si los animales son narcotizados
repetidamente.
Esto
ocurre
porque
estas
inyecciones
repetidas
ocasionan que el hígado del animal produzca más enzimas de lo
necesario para detoxificar el narcótico. Tal tolerancia inducida puede ser
reversible después de períodos extendidos de la ausencia del
narcótico.37, 43
 Alimento: Un estómago lleno puede demorar el tiempo de absorción de
la droga. Si es posible se debe internar al ejemplar antes de que se
alimente. La presencia de un estómago lleno con alimento ingerido
recientemente puede provocar problemas si es regurgitado.3, 37, 43
 Condiciones patológicas: Los animales enfermos pueden reaccionar a
narcóticos en una manera inusitada. Si se puede detectar que un animal
es afectado por alguna enfermedad, se deben considerar todos los
factores mencionados anteriormente antes de intentar la captura. 43
2.7 Captura e inmovilización química.
El resultado de un estado de inmovilización y anestesia, es de suma
importancia en los estudios y trabajos con los ungulados silvestres, que
requieran su manipulación para la aplicación de sistemas de identificación y
seguimiento (collares de radiofrecuencia, microchips, etc.), la toma de muestras
biológicas (sangre, heces, semen, biopsias), o la aplicación de tecnologías
reproductivas (ecografía, laparoscopia, electroeyaculación).37, 43
El uso de la teleanestesia mediante dardos es el método más usualmente
utilizado. El dardo está constituido por una cámara anterior con émbolo, donde
se dispone el fármaco anestésico (Figura 26) y una cámara de aire con pistón. 37
42
Figura 26. Carga del agente anestésico en el dardo.
(Foto: cortesía Dirección General de Zoológicos, 2010)
Una vez depositado el volumen de anestésico requerido, se coloca una aguja
con un orificio pequeño al cual se añade un anillo de silicona.
37
El último paso
en la preparación del dardo, consiste en llenar la cámara posterior con aire,
ayudándonos de una jeringa de 20 ml, y poner el estabilizador en la parte
posterior del dardo.37 (Figura 27)
Figura 27. Llenado de aire en la cámara posterior del dardo.
(Foto: cortesía Dirección General de Zoológicos, 2010)
Posteriormente, el dardo esta preparado para cargarse en la cerbatana o rifle
dependiendo del ejemplar, el tamaño y lugar en donde se realizara la
contención química. 37 (Figura 28 y 29)
43
Figura 28. Introducción del dardo en cerbatana.
(Foto: tomada de Monografías INIA, 2010)
Figura 29. Introducción del dardo en rifle anestésico.
(Foto: tomada de Monografías INIA, 2010)
En el caso de los rumiantes silvestres, dadas las complicaciones de la
inmovilización anestésica como la timpanización del rumen y regurgitación al
estar el ejemplar en una posición decúbito lateral por tiempo prolongado, es
recomendable revertir el estado anestésico lo antes posible, por lo que se
recomiendan agentes anestésicos que posean antagonistas específicos, como
es el caso de los agonistas adrenérgicos. El primer agonista alfa
2
adrenérgico
utilizado en la práctica veterinaria ha sido la xilacina, que puede ser empleada
sola o en combinación con otros fármacos, para conseguir buenos estados de
relajación y anestesia. Como antagonista de la xilacina se utiliza el clorhidrato
de yohimbina a dosis de 0.4 - 0.7 mg/kg vía intravenosa. El desarrollo de
agonistas alfa 2adrenérgico más potentes y específicos, como la medetomidina
y detomidina, junto a la aplicación de antagonistas específicos como el
atipamezol, ha incrementado el valor potencial del uso de este tipo de agentes
para la inmovilización de especies silvestres.3, 37,74
Los agonistas alfa 2–adrenérgico suelen inducir una moderada a profunda
sedación, pero la inmovilización es usualmente incompleta. Sin embargo, su
uso combinado con agentes disociativos, como la ketamina o tiletamina, o bien
con benzodiacepinas (ej. diacepam o zolacepam) permite obtener un buen ó
excelente estado de miorrelajación, siendo pocos los efectos secundarios
asociados con el uso de estas combinaciones. 74, 77
Si bien las dosis reflejadas en el cuadro 1, pueden servir de referencia, tener en
cuenta las posibles variaciones en la respuesta, derivadas del punto de
inyección del dardo, el sexo, la edad, el estado fisiológico reproductivo, la
temperatura ambiental y la alimentación.37
44
Cuadro 1. Combinaciones anestésicas empleadas con más frecuencia en las
diferentes especies de ungulados:
ESPECIE
DOSIS
Cabra
150 mg/kg detomidina + 1.5 mg/kg ketamina + 1.5 mg/kg
montéz
tiletamina-zolacepam
Muflón
100 mg/kg medetomidina + 2 mg/kg ketamina
Ciervo
0.8 mg/kg xilacina + 2mg/kg ketamina
Gamo
2.5 mg/kg tiletamina/zolacepam
Corzo
2 mg/kg xilacina + 4 mg/kg ketamina
Jabalí
4.3 mg/kg tiletamina/zolacepam + 4.3 mg/kg xilacina
Gómez F. New anesthetic combination for use in Iberian wild goat (Capra pyrenaica). World Conference
on mountain ungulates,,2009.
2.8 Consideraciones médicas.
2.8.1 Precauciones primarias-signos vitales.
Una vez que el animal está a nuestra disposición, se debe de efectuar un
exámen físico rápidamente para determinar los signos vitales.
La primera preocupación, en este momento, debe ser la vida del animal. Se
deben registrar los signos vitales, temperatura rectal, frecuencia cardiaca y
respiratoria.43 (Figura 30)
Figura 30. Monitorización de constantes fisiológicas de un macho montés.
(Foto: tomada de Monografías INIA, 2010)
45
Respiración: El movimiento del tórax, se debe observar, sentir, o
escuchar (el oído o una mano en las ventanas nasales del animal,
pueden detectar el más pequeño intercambio de aire). Si hay
demasiadas secreciones nasales, o si fluido sanguíneo o ruminal está
siendo inhalado, se podrán oír sonidos de rallado y gorgoriteo. Hay
cambios característicos en el valor y profundidad de respiración con
relación al nivel de sedación. A menudo, tanto la frecuencia como la
profundidad respiratoria son reducidas conforme la sedación es
incrementada.6, 43
Frecuencia Cardiaca: Se puede ver o sentir el latido del corazón o
escucharlo
con
un
estetoscopio.
La
frecuencia
cardiaca
debe
generalmente estar arriba de 50/ min y debajo de 150/min para la
mayoría de los animales. Frecuencias arriba de 200 son demasiado
rápidas para contarse. Se puede sentir frecuentemente el pulso delante
de la vena yugular o en el triángulo femoral.43
Circulación Sanguínea: Si la presión sanguínea está dentro de los
límites normales, las membranas mucosas son de color rosado.
En muchas especies, las comisuras labial o palpebral son un lugar
conveniente para observar estas membranas. Si el oxígeno es
inadecuado en estos tejidos, estos se vuelven azulosos; si la presión
sanguínea es baja, estos se tornan de color blanquecino. Ambas
situaciones son de emergencia. Con el fin de determinar la presión
sanguínea, se realiza la medición del tiempo de llenado capilar, definido
como el tiempo, en segundos, que toma a la circulación sanguínea para
tornar de blanco a rosado después de que el tejido es presionado con la
punta de los dedos por 1-2 segundos. Un tiempo de llenado capilar de
más de 2-3 segundos indica hipotensión y por lo tanto, perfusión
inadecuada de los tejidos.6,43, 77
46
Respuesta a Estímulos: Entre más sedado esté el animal la respuesta a
diferentes estímulos es menor. Las respuestas reflejas involuntarias,
tales como el parpadeo, se pierden en una sucesión predecible, y la
presencia o la ausencia de estas respuestas nos permite estimar la
profundidad de sedación. La repuesta a estímulos visuales es el primer
signo que se pierde; esto puede ser verificado si los ojos del animal
siguen el movimiento de la mano conforme se acerca a la cabeza y cara.
La pérdida de sensibilidad al dolor, se puede ser verificada con un
pellizco en un dedo de la pata, en la nariz o en una oreja, esto ocurre
con una buena anestesia profunda.
6, 32,43
Temperatura Corporal: Esta es crítica con algunos fármacos y en
muchas situaciones de captura donde no se usan narcóticos. La
temperatura rectal arriba de 41°C es de riesgo, especialmente si la
temperatura sigue subiendo. El uso de agua fría o hielo sobre la cabeza,
el cuello y la zona inguinal es recomendable para enfriar el cuerpo del
animal. Temperaturas corporales arriba de 42.3°C en la mayoría de
ungulados, indican que el tratamiento de emergencia se debe iniciar y si
el animal fue inmovilizado químicamente, el narcótico debe de ser
revertido. 32, 43
2.8.2 Precauciones secundarias-confort.
La segunda preocupación debe ser el confort del animal. Se deben proteger
sus ojos del daño solar, rasguños, basura y otros objetos extraños. Para esto
se requiere cubrir los ojos con un vendaje. La eliminación de estímulos
oculares frecuentemente calma al animal. (Figura 31). Si el vendaje se deja por
varias horas, estos pueden irritar la córnea causando nublamiento y dolor por
varios días después de la captura.37, 43
47
Figura 31. Vendaje para protección de ojos de un macho montés
(Foto: tomada de Monografías INIA, 2010)
Se debe asegurar que la sujeción física no sea demasiado fuerte, que las
cuerdas no estén cortando la piel, que la presión excedente sobre el pecho no
restringa la respiración.
La exposición a cambios bruscos de temperatura es un grave problema con
mamíferos pequeños ya que estos tienen tasas metabólicas altas, y radios de
superficie y de volumen altos. Se debe mantener el tiempo de manejo al
mínimo. 43, 77
2.8.3 Seguridad de los fármacos.
Cada vez que se utilicen agentes anestésicos potentes, existe un alto riesgo de
que ocurra un accidente siendo ésta fatal para el manipulador. 43
Los humanos pueden inyectarse accidentalmente mientras se manejan dardos
o jeringas por no tener cuidado en el manejo que se da al equipo usado.43
Todas las jeringas deberán ser marcadas y desechadas en forma adecuada
según la Norma Oficial Mexicana NOM-087-ECOL-SSA1-2002.64
Mientras
se
manejan
fármacos,
deben
evitarse
las
distracciones
(acompañantes curiosos, etc), Las salpicaduras de los fármacos pueden ser
absorbidas a través de los ojos, membranas de la mucosa oral o heridas en las
manos. Es necesario utilizar guantes para cirugía mientras se cargan dardos o
jeringas con narcóticos fuertes. Se debe de manejar los dardos cargados y los
ya utilizados con precaución; pueden ser guardados en una caja o en envases
cilíndricos. El sitio de inyección del dardo en el animal puede tener residuos de
fármaco escurriendo de él.37, 41,43
48
Antes de usar un fármaco peligroso es necesario tener a la mano el antídoto,
en caso de que este exista. Los fármacos modernos que se utilizan para la
captura de animales, no se absorben a través de la piel intacta. 43
El manejo violento de los animales produce estrés y cuando se acompaña de
convulsiones, puede sobrevenir la muerte. La poca actividad impuesta por el
cautiverio hace disminuir las reservas de glucógeno en algunos órganos
(hígado y músculo). Esto aumenta la producción de catecolaminas, epinefrina y
norepinefrina, aumentando también la temperatura con pérdida rápida de la
glucosa que resulta en hipoglucemia con convulsiones y muerte. El proceso
sigue la siguiente secuencia: después de una excitación acompañada de
movimientos defensivos, se detienen y aparentan haber recuperado la
tranquilidad para enseguida morir. 30, 43, 37
2.8.4 Estrés y miopatía por captura.
Fatalidades relacionadas a la captura son sucesos perturbadores en proyectos
de contención tanto en animales silvestres como en animales de zoológico.
Esfuerzos son efectuados rutinariamente para minimizar estas fatalidades.
El conocimiento de los mecanismos patofisiológicos de algunas de estas
condiciones ha mejorado al igual que se tiene la capacidad para prevenir y
tratar esto problemas.30, 32
Equipos diestros de captura conjuntamente con herramientas y técnicas de
captura mejoradas han contribuido también al descenso de mortalidad
asociada con la captura. Heridas traumáticas, hemorragias masivas, asfixia, y
sobredosis de medicamentos son las causas obvias de muertes agudas
relacionadas a la captura y pueden comúnmente ser evitadas con una
preparación cuidadosa. El estrés severo en ungulados, puede iniciar fácilmente
mecanismos fisiológicos que pasan a ser irreversibles con el tiempo.32
Choque, hipertermia, y falla cardíaca, pueden ocurrir y están correlacionadas
probablemente en la mayoría de los casos a muerte aguda (0-24 horas).32, 77
49
A diferencia de los animales domésticos, la fauna silvestre carece del
temperamento de confinamiento o la falta de miedo a los seres humanos. Por
consiguiente, estos animales reaccionan de acuerdo a las circunstancias de la
captura y pueden atacar violentamente al personal o estresarse en exceso y
enfermar o morir.30, 74
La respuesta de estrés en el ejemplar es importante para mantenerlo con vida,
pero si se prolonga demasiado, puede ser fatal para la vida del animal. 30
50
CAPÍTULO 3. PRÁCTICA DE CAPTURA QUÍMICA DE CARNÍVOROS.
En la actualidad, la captura e inmovilización de los animales se ha convertido
en una herramienta de suma importancia no sólo para el traslado de animales,
sino también para ciertos estudios etológicos y ecológicos.26
Desde los tiempos más remotos el hombre se ha dedicado a cazar animales,
en los comienzos, para alimentación, pero posteriormente comenzó a
capturarlos con el fin de preservarlos en cautiverio en parques zoológicos, para
tal fin, lo más importante es que en el momento de la captura, el animal se
mantenga vivo y sano, motivo por el cual se comenzó a desarrollar técnicas y
mecanismos de sujeción y captura. 26, 28
Para el manejo, contención física y química así como para el traslado
de
carnívoros silvestres, es importante tomar en cuenta que cualquier actividad de
manejo deberá contar con las autorizaciones requeridas por la Dirección
General de Vida Silvestre (DGVS) y con la participación obligada de un Médico
Veterinario especialista en Fauna Silvestre, con experiencia en la captura,
anestesia y manejo de carnívoros silvestres.26, 28
A pesar de trabajar con animales que han sido mantenidos en cautiverio, se
debe recordar que son animales silvestres que nunca perderán su instinto
natural, por lo que es importante considerar las medidas de seguridad y
contención para cada ejemplar.26, 38
3.1 Medidas de seguridad.
 Un animal puede presentar confianza para una persona, pero eso no
significa que cualquier persona pueda acercarse igual, ya que la
relación hombre animal es individualmente particular
 Demostrar firmeza y seguridad en el manejo.
 No permitir que gente sin experiencia realice cualquier actividad de
contención.
 Evitar el uso de la fuerza física con los animales, tener paciencia y
procurar hacer uso de métodos indirectos como: cajas, trampas,
51
domadores ó redes. Recordar que el método más seguro para el
manejador significará menos estrés para el animal.26, 38
El conocimiento del comportamiento individual según la especie es de suma
importancia ya que la mayoría de carnívoros poseen comportamientos
individuales por especie. 38
3.2 Contención.
Se entiende por contención a la inmovilización total o parcial de los animales
para su manejo. La contención química de los animales salvajes, nerviosos o
agresivos, siempre ha constituido riesgos tanto para los veterinarios, los
manejadores de animales y los ejemplares, estos últimos pueden ser
lastimados físicamente e incluso pueden llegar a morir, si no son manejados
adecuadamente. Antes de intentar inmovilizar a cualquier animal salvaje o
administrar una droga, la primera preocupación debe ser la seguridad del ser
humano y la segunda asegurar la buena salud animal.
26, 38
La toma de decisiones sobre el tipo de anestésicos debe realizarse únicamente
por personal capacitado (Médicos Veterinarios especialistas en Fauna
Silvestre) y debe ser en función del tiempo que se pretende manejar y trasladar
sedado al carnívoro, las condiciones generales en las que se encuentra el
animal y considerando siempre el lugar de la captura, lugar donde se encuentre
la jaula, así como el medio de transporte.
38, 48
Los requerimientos de una droga anestésica ideal, para anestesiar carnívoros
son:
Índice terapéutico ideal para compensar los errores de estimación de
peso y la ausencia de valoración preanestésica del paciente.
Alta concentración que permita una única aplicación con dardos.
Tiempo rápido de inducción.
Larga duración (según el procedimiento).
Gran compatibilidad si se mezcla con otras drogas.
Buen sedante, relajante muscular y calidad analgésica.
Mínimos efectos colaterales locales y sistémicos.
52
Seguro para administrar por vía intramuscular mediante aplicadores
remotos.
Disponibilidad de antagonistas. 15, 28
La siguiente sección sobre contención química, tiene como finalidad
recomendar el uso de una técnica estandarizada para la mayoría de los casos,
ya que el protocolo descrito es considerado como una técnica de contención
segura para estas especies y bajo condiciones regulares; sin embargo, podrá
ser modificado por el Médico Veterinario que participe con base en su criterio
clínico y cuando se presenten situaciones irregulares.28
Es importante señalar que el manejo y la captura debe hacerse lo más
apegado posible y de preferencia en las primeras horas de la mañana (cuando
el sol aún no sale) o por la tarde (cuando el sol ya se esta metiendo). La
temperatura debe ser la menor posible, ya que de lo contrario el animal puede
presentar problemas graves como un choque térmico.28, 38
3.3 Métodos de contención física.
La captura de carnívoros podrá realizarse mediante el uso de lazos y cajas
para trampa. Los lazos tienen la ventaja de ser baratos, fáciles de transportar y
se pueden colocar prácticamente en cualquier área para tener mayor éxito de
captura. El uso de lazos solo será manejado por personal capacitado y deberá
ser muy riguroso en la revisión. 26, 62
Evitar colocar las trampas cerca de árboles, plantas o cualquier objeto que
representen un peligro para los carnívoros, ya que en su esfuerzo por escapar
pueden resultar seriamente lastimados. Los carnívoros pequeños tales como
los zorros, mapaches o algunos lobos pueden contenerse utilizando un
domador como parte del equipo de sujeción.62
El uso de un bozal como el que se utiliza en la practica de pequeñas especies
maximiza nuestra seguridad en el manejo. Los cachorros de felino s y los
ejemplares jóvenes suelen permanecer inmóviles si se les sujeta por la piel del
cuello, al igual que hacen las madres para transportarlos. 34, 62
53
Los felinos de tamaño pequeño o mediano pueden atraparse en una red. La
malla debe de ser lo suficientemente fina para evitar que saque una garra o
una pata a través de las oberturas. Puede utilizarse una jaula de contención en
el caso de felinos de mayor tamaño. 40
Para el manejo de grandes carnívoros es necesaria la inmovilización química,
sobre todo cuando se pretende realizar un procedimiento largo o complicado.40
3.4 Métodos de contención química.
Debido a que los carnívoros capturados con lazos por lo regular tienen libertad
de movimiento, puede ser peligroso tanto para el ejemplar como para el
personal si no se tiene la capacitación adecuada. Para realizar la contención
química se puede usar una jeringa de extensión (telecisto) y cerbatanas. 72
La inyección o dardo (Figura 32) debe aplicarse en zonas donde los músculos
son grandes, como en los muslos y los tríceps para evitar daños en tejidos
internos suaves o huesos. 16, 38
Figura 32. Dardos para contención química.
(Foto: tomada de diagnostico veterinario.com, 2006)
3.5 Fármacos utilizados para la contención química.
Los anestésicos sugeridos son: Una combinación de Ketamina-Xilacina o
Tiletamina-Zolazepam por la vía intramuscular. Los agentes reversibles de
anestesia son: Yohimbina para la Xilacina en caso de usar (Xilacina/ketamina).
Para Tiletamina-Zolazepam no hay antagonista. 28, 62
3.5.1 Hidrocloruro de etorfina.
El Hidrocloruro de etorfina es un derivado sintético de un alcaloide del opio. Es
un narcótico 10.000 veces más potente que la morfina. Causa depresión
respiratoria, reducción en la motilidad del tracto respiratorio y cambios en la
conducta. La depresión o el estímulo del sistema nervioso central varían
54
dependiendo de la especie. La dosis es más variable de acuerdo a la especie
que al peso del animal. El Hidrocloruro de etorfina es rápidamente absorbido
desde cualquier lugar de inyección intramuscular. La anestesia se induce en 10
a 20 minutos. Posee la ventaja de ser reversible mediante la administración de
su antagonista, (Hidrocloruro de diprenorfina). Los animales por lo general son
capaces de incorporarse en cuestión de minutos. La desventaja principal es
que es peligroso para los seres humanos. La dosis letal para un humano es de
0,1 ml, por lo que debe manipularse con mucho cuidado.28, 34, 62
3.5.2 Carfentanil.
Es un potente opioide sintético. Su efecto puede revertirse mediante la
utilización de Hidrocloruro de diprenorfina u otro agente antagonista de
narcóticos. Aunque resulta más caro que el Hidrocloruro de etorfina, el
carfentanil requiere de un volumen menor. De igual manera debe ser manejado
por personal capacitado, ya que también implica riesgos para la salud humana.
34, 62
3.5.3 Ketamina.
Es un derivado de la fenciclidina. Es un agente disociativo, término que se
originó en base a su actividad en humanos ya que causa que los pacientes se
sientan disociados de su medio ambiente durante la inducción. La ketamina
causa la interrupción funcional del sistema nervioso central y produce un
estado cataléptico. 34, 62
Durante la anestesia con ketamina las pupilas permanecen dilatadas y puede
observarse una expresión fija. El reflejo de deglución se conserva y con ello se
reduce el riesgo de aspiración de líquidos o comida sólida. Puede administrarse
por vía intramuscular, subcutánea o intravenosa. Hay que tener en cuenta que
la solución quema al ser inyectada. La ketamina no produce una buena
relajación muscular, lo que no supone ningún problema si se utiliza en
combinación con un agente tranquilizante como la acepromacina. Puede
provocar convulsiones en un pequeño número de felinos salvajes aunque éstas
pueden controlarse con diacepam. 28, 34, 62
55
3.5.4 Tiletamina/Zolacepam.
Esta combinación de un anestésico con un tranquilizante produce un mejor
grado de relajación que la ketamina sola. Ha sido utilizado en carnívoros
silvestres observándose mejor resultado en pequeños carnívoros.62
3.5.5 Xilacina.
Es un agente sedante. Tiene un marcado efecto depresor sobre el sistema
cardiopulmonar y el tiempo de recuperación es de varias horas. Funciona bien
en combinación con la ketamina. El hidrocloruro de doxapram puede
contrarrestar algunos de los efectos de depresión respiratoria pero no es un
antagonista específico.62
La yohimbina es el agente utilizado para revertir el efecto de la xilacina. Es
capaz de revertir la depresión cardiorespiratoria y del sistema nervioso
central.62
3.5.6 Acepromacina.
Potente tranquilizante que deprime el sistema nervioso central, produce
relajación muscular, reduce la presión sanguínea y previene la emesis. Se
utiliza en combinación con otros agentes debido a su efecto sedante. 28, 62
3.5.7 Diacepam.
Es utilizado debido a sus efectos sedantes, tranquilizantes y anticonvulsivos.
Puede administrarase oralmente, por vía endovenosa o intramuscular. Se
utiliza clínicamente en el control de las convulsiones en carnívoros
anestesiados con ketamina y para modificar el comportamiento. 28
56
Cuadro 2. Fármacos utilizados para inmovilización:
NOMBRE
NOMBRE
PRESENTACIÓN
COMERCIAL
Etorfina
TIPO DE
AGENTE
M-99; Wildlife
Frasco 20 ml, 1
Narcótico
Pharmaceuticals
mg/ml
Fentanil-
Innovar-vet;
Frasco de 20 ml;
Narcótico,
Droparidol
Pitman-Moore
0.4 mg/ml fentanil
tranquilizante
20 mg/ml droperidol
Carfentanil
Ketamina
Wildnil, Wildlife
Frasco 10 ml; 3
Pharm.
mg/ml
Vetalar/Ketalar;
Frascos de 10 a 100
Park Davis
ml;
Ketaset; Bristol
Frasco de 10 ml; 100
Genérico; varios
mg/ml
Narcótico
Cyclohexamina
(disociativo)
laboratorios
Tiletamina-
Telazol; Aveco
Frasco 5 ml;
Cyclohexamina
Zolazepam
Company
100mg/ml
Cloruro de
Sucostrin;
Frasco 10 ml; 100
Bloqueador
Succinilcolina
Squibb
mg/ml
neuromuscular
Richard K. Stroud and William J. Forensic Investigational Techniques for Wildlife Law, Enforcement
Investigations, 1996.
3.6 Cálculo de la dosis.
Para cada droga tienen diferentes dosis para las diferentes especies, incluso
hay variaciones en la dosis de la misma especie según el sexo, edad, estado
fisiológico, la época del año y hora del día. No se debe jugar a memorizar las
dosis, es preferible contar con referencias escritas con las dosis recomendadas
y realizar cálculos cuidadosos por escrito que se deben verificar antes de
aplicarlas. 23, 62
El cálculo de la dosis se basa generalmente en la relación miligramos de
sustancia activa por kilogramo de peso del animal: mg x kg.
57
Si por ejemplo se quiere calcular la cantidad de la combinación Ketamina Xilacina para inmovilizar a un jaguar de 60 kg de peso:
Se sabe que usando esta combinación la dosis de Ketamina para un jaguar el
de: 4 mg / kg mas 2 mg / kg de Xilacina.23
En este caso primero se calcula la cantidad del componente primario:
Ketamina: 4 mg/kg
Peso del Jaguar: 60 kg
4 X 60 =240 mg de Ketamina
Xilacina: 2 mg/kg
Peso del Jaguar: 60 kg
2 X 60 = 120 mg de Xilacina.
Según el cálculo anterior, la cantidad de droga a aplicarse es: 240 mg de
Ketamina más 120 mg de Xilacina, ahora corresponde saber que volumen del
medicamento se va a aplicar.23
La concentración de los medicamento se expresa generalmente en miligramos
por mililitro (mg/ml), en miligramos por 100 mililitros (mg/100ml) o en porcentaje
(%). La concentración en porcentaje representa la cantidad de gramos de la
sustancia activa por cada 100 mililitros de producto comercial: por ejemplo en
un producto al 10% tendremos:
10 gramos (g) en 100 mililitros = 10,000mg en 100 ml = 100mg en 1 ml.23
En
nuestro
ejemplo,
la
Ketamina
se
presenta
comercialmente
en
concentraciones del 10% lo que significa que tiene 100 mg en 1 ml si
necesitamos 240 mg de Ketamina usaremos 2.4 ml del producto comercial.23
La Xilacina se consigue en presentaciones del 2% o del 10 %. Si usamos la
presentación nacional de 2% necesitaremos 6 ml. pero si usamos la
presentación (importada) al 10% solo necesitaremos 1.2 ml.23, 34
58
En conclusión: para sujetar un Jaguar de 60 Kg con Ketamina -Xilacina se
requiere mezclar en un dardo 2.4 ml de Ketamina al 10% mas 1.2 ml de
Xilacina al 10%. 23
Cuadro 3. Dosis recomendadas de fármacos para lograr la inmovilización
química de algunos pequeños mamíferos:
ESPECIE
KETAMINA XILACINA TILETAMINA/ZOLAZEPAM
Zorro Rojo
22-23
6.6-11
(Vulpes vulpes)
mg/kg
mg/kg
Zorro Gris
11-18
6.6-11
(Urocyon
mg/kg
mg/kg
Coyote
11-33
4.4-11
(Canis latrans)
mg/kg
mg/kg
Hurón
15-22
(Mustela putorius)
mg/kg
Mapache
11-33
(Procyon lotor)
mg/kg
4-8 mg/kg
8.8 mg/kg
cinereoargenteus)
11 mg/kg
2-9 mg/kg
Richard K. Stroud and William J. Forensic Investigational 1996.
3.7 Herramientas de contención química.
3.7.1 Inyección manual.
La inyección manual puede utilizarse en animales que son fácilmente
contenidos físicamente, o en conjunto con otras técnicas tales como redes,
jaulas de contención, mangas de manejo o domadores. Debe utilizarse una
aguja de gran calibre para depositar el medicamento rápidamente.23
59
3.7.2 Vara de inyección/telecisto.
Se trata de una vara modificada en uno de sus extremos para poder colocar
una jeringa. Funciona como una extensión del brazo.23, 40
Las varas de inyección obtenibles comercialmente tienen una barrera
protectora que evita que se rompa la aguja. Es necesario un movimiento brusco
de empuje del animal para administrar el fármaco. La desventaja de este
método es que la mayoría de los animales se mueven rápidamente y que
pueden intentar morder la vara antes de poder administrársele el medicamento.
23, 34
3.7.3 Dardos.
Las culturas primitivas han utilizado variantes de la cerbatana y los dardos con
drogas para la recolección de alimentos y la guerra durante siglos. 21, 23
El dardo para cerbatana es una jeringa de dos cámaras separadas por un
émbolo (Figura 33). El fármaco es colocado dentro de una cámara y le inyecta
aire a la otra. El aire inyectado es forzado a pasar alrededor del émbolo de la
cámara posterior. El émbolo mismo se ve presionado contra la salida posterior
de forma que sella la propia cámara. La aguja tiene el bisel en un lado y no en
la punta y se sella esta salida con un pequeño anillo de plástico (Figura 34).
En el momento del impacto el anillo es empujando hacia atrás y el
medicamento se inyecta a presión. Una pequeña cola completa el dardo. 21,
Figura 33. Dardos para cerbatana.
(Foto: tomada por el autor, 2010)
23
Figura 34 Aguja para dardo.
(Foto: tomada por el autor, 2010)
Las agujas que se utilizan en los dardos son variadas, algunas de superficie
lisa y otras con anillos o bárbulas. Las de anillo permiten que el dardo caiga por
si solo después de la inyección y se utilizan para administrar medicamentos.
Los dardos con agujas con bárbulas (o punta de arpón) deben de extraerse
manualmente y solamente se utilizan para la inmovilización ya que puede
recuperarse el dardo.21, 23
60
Los dardos también pueden utilizarse con bombas de presión de pie y pistolas.
En este caso la propulsión del dardo depende de un fuerte soplido en el tubo o
de la aplicación de aire comprimido por una bomba de presión de pie disparado
a través de una pistola. Los dardos tienen la ventaja de ser silenciosos y de
causar un mínimo trauma al tejido.23
Entre las desventajas se incluyen su corto alcance (13 metros), el fallo
frecuente del equipo y su capacidad limitada (3 mm 3 es la carga máxima en
caso de dardos de soplido. Existen dardos de 5 y 10 mm 3 pero requieren la
bomba de pie y la pistola para desplazarlos.) 21, 23, 48
Existen dos tipos de sistemas de proyección de alta potencia para animales de
zoológico y silvestres: la pistola de carga (Figura 35) y el rifle. 21, 40
Figura 35.Pistola para dardos.
(Foto: Tomada de las memorias del curso de contención,
Zoológico de Chapultepec, 2010)
El primer sistema utiliza dióxido de carbono (CO2) para la propulsión de los
dardos. La pistola tiene un alcance de 14 metros mientras que con el rifle
pueden alcanzarse de forma certera hasta 30 metros. En estos casos el dardo
está compuesto de un barril, una cola estabilizadora, en émbolo, un cartucho
de carga y una aguja. Cuando el dardo da sobre el blanco, la presión sobre la
base de la aguja provoca que una pequeña pieza de plomo avance contra un
resorte. La punta afilada de esta pieza de plomo rompe el sello de la carga, lo
cual la hace estallar, y ello impulsa el émbolo que desplaza al líquido hacia
adelante. 21, 23
El segundo sistema consiste en un rifle proyector de muy largo alcance con un
adaptador de calibre 22 (Figura 36). Tiene un alcance efectivo de 10 a 70 metros.
61
Estas variaciones en el alcance se obtienen mediante el uso de diferentes
potencias de carga dentro del adaptador de salvas.
21
Las ventajas de la pistola y el rifle de carga sobre los dardos de cerbatana son
su mayor alcance y su mayor capacidad de carga. Las desventajas son el ruido
y que producen un mayor traumatismo en la zona del impacto. 21, 23
Figura 36. Rifle para dardos.
(Foto: Tomada de las memorias del curso de contención,
Zoológico de Chapultepec, 2010)
La movilización exitosa de los animales requiere de habilidad. Cada animal y
situación son diferentes y deben de considerarse muchos factores. Cada
evento debe planearse cuidadosamente. Todo el personal que participa en la
contención debería asistir a la sesión donde se elaborará el protocolo para el
manejo. Cada persona debe de estar familiarizada con su papel en el proceso
así como con las medidas de precaución que protegen tanto al animal como al
personal. Las inmovilizaciones fallidas se deben a la falta de organización en el
equipo, errores del operador o a condiciones ambientales adversas.21, 23, 34, 40
Los impactos a alta velocidad pueden romper la base de la aguja. La carga
puede fallar o la fuerza del impacto puede resultar insuficiente para hacer
estallar la carga. La presión de CO2 puede resultar insuficiente para la
propulsión adecuada del dardo. La aguja de gran calibre puede obstruirse con
tejido al penetrar en el animal, impidiendo que se descargue el medicamento.
Si la jeringa no ha sido cargada adecuadamente, o si la cola está mal puesta, el
dardo puede desviarse durante la trayectoria. El equipo debe de mantenerse
adecuadamente para que funcione de forma correcta. 21, 40
62
El fallo más común del operario es errar el blanco por completo o fallar el sitio
de inyección adecuado. Los sitios de inyección apropiados son las grandes
masas musculares de la extremidad posterior,
la grupa, y
la región del
hombro.40, 21
Las drogas utilizadas en la contención no se ven absorbidas a la misma
velocidad en todos los tejidos. La inyección en depósitos adiposos, fascias,
nervios, en el tórax o en la piel pueden resultar en un periodo de inducción
prolongado (Figura 37) o en la ausencia de un efecto adecuado.40, 21
La inyección en un sitio inadecuado también puede llegar a lesionar un órgano
interno en un ejemplar pequeño. Con un impacto suficientemente fuerte, el
dardo es capaz de atravesar el animal por completo. Esto puede ocurrir si no
se calcula correctamente la distancia., 21, 23, 40
Figura 37. Felino anestesiado mediante el uso de dardos.
(Foto: tomada por el autor, 2010)
Aunque en algunos casos la persecución resulta inevitable, es mejor evitar
disparar a un blanco móvil.
Es importante que la aguja penetre perpendicularmente. Si el ángulo es
demasiado agudo, el dardo puede no descargar o rebotar sobre el animal. Si la
carga se coloca a la inversa, puede estallar prematuramente. El clima afecta la
efectividad del equipo y la trayectoria de los dardos. El viento puede tener un
efecto marcado, sobre todo en el caso de dardos ligeros.68
El clima caluroso aumenta el alcance de los sistemas de gas al aumentar su
presión, mientras que el clima frío lo reduce. 21, 68
63
3.8 Manejo durante la anestesia.
En cuanto el animal se encuentre bajo el efecto del anestésico, deberá
colocarse en posición decúbito lateral con el cuello estirado (no flexionado) y en
caso de que se encuentre en terreno inclinado, la cabeza debe colocarse hacia
abajo de forma que se evite la broncoaspiración en caso de regurgitación o
vómito.68
El ejemplar deberá ser examinado por un Médico Veterinario experimentado y
capacitado para conocer el estado de profundidad de la anestesia. 68
En base al protocolo de anestésicos que se haya utilizado, deberán aplicarse
gotas y/o gel lubricante en los ojos, o bien se puede también mantener los ojos
tapados por medio de una venda o paño, esto es con la finalidad de evitar la
resequedad de la córnea e infecciones (Figura 38). 21, 68
Monitorear las constantes fisiológicas. Frecuencia cardiaca (rango normal entre
70-140/min). Frecuencia respiratoria (rango normal entre 8–24/ min).
Temperatura (rango normal entre 37-39.5°C). 68
Figura 38. Colocación de un paño para cubrir los ojos de un felino
bajo anestesia.
(Foto: tomada por el autor, 2010)
En todos los casos es muy importante revisar la temperatura del animal al inicio
del procedimiento anestésico y durante todo el tiempo que dure el manejo, ya
que algunos fármacos, la actividad física previa o las condiciones ambientales
pueden provocar hipertermia. Es un enorme riesgo para la salud del animal una
hipertermia de 40ºC dado que estando inconsciente el animal no puede regular
64
su temperatura, es una emergencia médica y debe bajarse la temperatura
inmediatamente.38, 28
En cuanto se tenga acceso al animal anestesiado, se deberá contar con una
vía endovenosa abierta y administrar solución salina fisiológica (SSF), con
goteo lento (10-20 ml/kg IV). Esto permitirá contar con una vía endovenosa
fácilmente accesible en caso de alguna complicación y facilitará una mejor
eliminación del anestésico utilizado y una recuperación tranquila del animal. 26
Lavar y desinfectar heridas por pequeñas que sean y aplicar cicatrizante local.
En caso de ser necesario y a juicio del Médico Veterinario responsable,
administrar un antibiótico de amplio espectro y larga acción en caso de heridas.
En caso de que al realizar el exámen físico se encuentren lesiones o
padecimientos importantes (como pérdida de varias piezas dentales, heridas
extensas o cualquier otra que así sea catalogada por el médico veterinario) que
pongan en riesgo la supervivencia del ejemplar en condiciones silvestres se
evaluará la conveniencia de transportarlo a cautiverio de manera temporal (en
caso de que las lesiones puedan ser tratadas) o permanente.28, 62
3.9 Controles de seguimiento para una contención química.
3.9.1 Manejo del animal anestesiado.
Inmediatamente después de que el animal ha sido disparado con el dardo, se
debe llevar un control de la respiración y el estado de conciencia del animal.
Una vez que se tenga acceso al animal se deberá verificar la profundidad
anestésica y cuando el animal permita un manejo seguro es importante evaluar
inmediatamente la frecuencia respiratoria, cardiaca y temperatura del animal
para asegurarse de que están dentro de los parámetros normales. El dardo
debe de ser extraído del animal (evitar tocar la aguja) y debe de ponerse en un
sitio seguro donde nadie pueda pincharse (lo mejor es tener a una persona
tomando los parámetros fisiológicos mientras otra persona se encarga del
dardo). 15, 21
No se debe tocar la parte del cuerpo del animal en donde se disparó el dardo.
De esa forma se evita tener contacto con la droga, los residuos de la misma y
65
con la sangre. Las personas que tocarán al animal deberían utilizar guantes de
latex, para evitar la transmisión de enfermedades infecciosa entre los
manipuladores y los animales que se inmovilicen (especialmente si no hay
agua corriente para lavarse las manos).15, 21
Se puede aplicar solución de iodo tópico o un repelente de moscas en el sitio
donde el dardo penetró la piel. Todo el equipo utilizado en un animal debe de
ser desinfectado y esterilizado antes de trabajar con el próximo, de esta forma
se previenen la diseminación de enfermedades e infecciones
15
3.9.2 Monitoreo de constantes fisiológicas.
Durante todas las inmovilizaciones se deben tomar parámetros fisiológicos
(Figura 39).
Si estos valores llegaran a estar fuera de los parámetros normales,
podría haber una potencial emergencia y la persona responsable debe de estar
preparada/o para una respuesta adecuada. Los parámetros fisiológicos
normales de temperatura, frecuencia cardíaca (pulso) y frecuencia respiratoria
en un carnívoros silvestre son: Temperatura (T) 37-39.5°C (98.6 – 103.1°F),
Frecuencia respiratoria (FR) 8-24 respiraciones/minuto, Frecuencia cardíaca
(FC) 70-140 latidos/minuto. 15, 28
Figura 39. Toma de constantes fisiológicas.
(Foto: cortesía dirección general de zoológicos, 2009)
La frecuencia cardiaca y respiratoria debe ser tomada cada 5 minutos y la
temperatura cada 10 minutos.28
Para monitorear la temperatura se debe usar un termómetro rectal, debe ser
untado previamente con vaselina para su fácil inserción y así evitar daños a la
mucosa rectal. Actualmente existen termómetros digitales, los cuales son los
66
más prácticos en condiciones de manejo. Usando uno de estos termómetros
es fácil medir la temperatura cada 10 minutos.26
Para monitorear la respiración en caso de no contar con estetoscopio, se debe
observar la expansión del tórax, la respiración se cuenta viendo los
movimientos torácicos del animal cuando inhala aire.26, 28
La forma más fácil de establecer la frecuencia respiratoria es contando las
respiraciones por minuto. Se puede contar los movimientos del tórax durante
quince segundos y multiplicar ese número por cuatro.28
Para monitorear la frecuencia cardiaca se debe auscultar el corazón con un
estetoscopio colocándolo directamente sobre la parte lateral y craneal del tórax
(debajo del codo) y contar los latidos por minuto, si no se cuenta con un
estetoscopio, se puede ejercer presión digital (con los dedos) en la arteria
femoral (esta arteria se encuentra en la cara interna de la pierna) al sentir el
pulso se podrá determinar la frecuencia cardiaca.28, 38
Si es posible, también debe utilizarse un oximetro de pulso, ya que proporciona
información más completa sobre la condición del animal durante el proceso
anestésico (ventilación y saturación de oxígeno). 28
Los carnívoros
que fueron inmovilizados con Tiletamina/Zolacepam o con
ketamina generalmente tendrán un aumento en la salivación, ojos abiertos,
rigidez muscular en todo el cuerpo (incluyendo la mandíbula), reflejos intactos
(ej. el reflejo palpebral). Estos ejemplares deben mantener el reflejo de la tos y
de la deglución, y no deben de tener temblores ni convulsiones.
28, 34
3.10 Toma de muestras biológicas.
El siguiente cuadro describe el tipo de muestras y las pruebas diagnósticas de
rutina en carnívoros en cautiverio.28 (Cuadro 4)
67
Cuadro 4. Toma de muestras para laboratorio:
MUESTRA
COLECTA DE MUESTRA
PRUEBAS DE
LABORATORIO
Sangre
1 Tubo vacutainer de
Biometría Hemática
1 ml con EDTA (tapón
morado)
Sangre
2 Tubos vacutainer de 8 ml con
gel acelerador
Química sanguínea
de la coagulación
+
.Centrifugar y congelar suero
análisis tiroideo,
en tubos Ependorf de 1 ml
ELISA
y/o PCR para
Pelo con raiz
Heces
diversas
Tubo ependorf con alcohol al
enfermedades.
70%
DNA
Hisopo estéril en tubo de vidrio
Parásitos
con SSF/
refrigeración
Heces
Hisopo bacteriológico/ congelado
AGID o PCR para
micobacterias
Ectoparásitos
Tubo ependorf con
Identificación de
alcohol al 70%
Ectoparásitos
1 gota sangre
Leishmania/
Frotis
Anaplasma
J. and Fowler M. Chemical Immobilization of North American Wildlif, Wisconsin, 1982
68
3.11 Emergencias anestésicas más comunes.
3.11.1 Arresto o depresión respiratoria.
Produce una hipoxia del tejido causada por una oxigenación inadecuada de la
hemoglobina en la sangre. Probablemente sea la causa más común de
emergencia en inmovilizaciones de campo.
61
Diagnóstico:
1) Un carnívoro que tiene pocas o ninguna respiración por minuto (menos de 4)
(no hay expansión del tórax).
2) Las membranas mucosas del paladar se tornan de color azul o gris.
3) La saturación de oxígeno medida por el pulsoxímetro es menor del 80% (si
hay un oxímetro de pulso).61, 72
Durante una inmovilización de campo hay numerosas razones por las cuales
puede haber una depresión respiratoria o arresto: 61
a) Puede ser inducida por el fármaco en uso, deprimiendo los centros
respiratorios a nivel del sistema nervioso central.
b) Puede haber obstrucción de las vías respiratorias por una mala posición de
la cabeza o el cuello (debido a una excesiva salivación o regurgitación de
ingesta estomacal, o debido a un edema laríngeo).
c) Presión sobre el diafragma por el contenido intestinal.
d) Una acumulación de dióxido de carbono (CO2) que altera la respiración
normal. 61, 72
Tratamiento:
1. Evitar el pánico (esto es importante en todas las emergencias anestésicas)
2. No administrar más drogas anestésicas
3. Asegurarse de que la cabeza y el cuello estén en posición adecuada
(extendida y que no haya ningún objeto haciendo compresión) de forma que el
aire se pueda mover libremente a través de la tráquea y la boca. Asegúrese de
que no haya vómito u objetos extraños bloqueando la tráquea.61
69
4. Intubar inmediatamente si se dispone de una sonda endotraqueal (SET).
Administrar oxígeno a través de la SET usando una bolsa respiratoria de
emergencia o un tanque de oxígeno (O2).61
5. Puede ocurrir que no se cuente con una SET u oxígeno, entonces se deberá
ejercer presión intermitentemente sobre el tórax tratando de mover aire a través
de los pulmones. Un carnívoro en estas circunstancias ya debe estar en
decúbito lateral. Presionar el tórax a intervalos regulares (ejercer presión por un
segundo, luego esperar otro segundo y así sucesivamente). 16, 61
6. Administrar 1-2 mg/kg de Doxapram endovenoso (o aplicarlo en el músculo
de la lengua si no es capaz de encontrar una vena rápidamente). Esa dosis es
aproximadamente 80-160 mg (4-8 ml) para un jaguar adulto que pese unos 80
kg Nota: Doxapram puede causar que el carnívoro se despierte, especialmente
si ha sido anestesiado con Tiletamina-Zolazepam. Si se escoge esta droga
como un estimulante respiratorio, debe de considerar la seguridad del personal.
Algunos veterinarios anestesiólogos ya no recomiendan esta droga. Si el
arresto respiratorio no se ha podido corregir con los pasos 1 a 5, se
recomienda el uso de doxapram para tratar de resucitar al animal. Si el usuario
debe de inyectar la droga en la lengua, debe tener mucho cuidado de no
causar daño en la cavidad oral.16, 61,29
7. Administrar un antagonista apropiado (Yohimbina o Atipamezole). Sin
embargo, es recomendable que esto se haga con mucho cuidado. El
antagonista revertirá el efecto de una de las drogas usadas (el ejemplar podrá
estar semi anestesiado y podrá ser muy difícil manipularlo después de que se
haya inyectado el antagonista).16, 61
3.11.2 Arresto/paro cardíaco.
Usualmente ocurre después del paro respiratorio. Se define como la pérdida de
la función cardíaca efectiva, disminuyendo o parando la circulación de sangre.
Esta es la emergencia anestésica más seria que puede ocurrir durante una
inmovilización en el campo.61, 72
70
Diagnóstico:
1) Un pulso o latido cardíaco débil o ausente
2) Membranas mucosas cianóticas (azules o grises, observar las encías)
3) Perfusión capilar pobre. Se evalúa ejerciendo presión sobre la mucosa de
las encías hasta que éstas se tornen pálidas. Se quita la presión y se cuenta el
número de segundos que las mucosas tardan en adquirir su color normal (el
tiempo de llenado capilar debe ser menor de 2 segundos).72
4) Pupilas dilatadas.
5) Extremidades frías.61
Causas:
1) Inducidas por la droga usada.
2) Paro respiratorio que produce hipoxia.
3) Desbalance en el equilibrio ácido-básico de un organismo.61, 72
Tratamiento:
1. No administrar ninguna droga anestésica adicional.
2. Asegurarse de que el animal puede respirar antes de empezar a hacer
ningún masaje cardíaco.
3. Comenzar un masaje cardíaco externo. El ejemplar ya debe de estar en
recumbencia lateral. Aplicar presión firme sobre el corazón. Hacer períodos de
60- 100 ciclos/minuto. 16, 72
Si se contara con un asistente a su disposición, él deberá palpar la arteria
femoral para asegurarse de que suficiente presión está siendo aplicada para
movilizar la sangre cuando se aplican los masajes cardíacos.72
4. Administrar 0.02 mg/kg de una solución de epinefrina 1:1.000 (1.0 mg/ml)
endovenosa o intracardíaca y continuar con el masaje externo. Esta dosis es
aproximadamente 1.6 mg (1.6 ml) para un carnívoro adulto que pese unos 80
kg. Sólo un veterinario deberá dar una inyección intracardíaca.16, 72
5. Administrar 20 ml/kg de solución de ringer lactato preferiblemente fresca por
vía endovenosa en bolos (un bolo es una sola inyección rápida).72
6. Si no hay respuesta, repetir el paso 4 a intervalos de 5 minutos,
indefinidamente.72
71
3.11.3 Hipertermia.
Se define como un aumento de la temperatura en donde la demanda de
oxígeno es mayor que el suministro, debido a un aumento en el metabolismo.
72
Diagnostico:
Se diagnostica obteniendo la temperatura del ejemplar mediante el uso de un
termómetro rectal. Una temperatura mayor de 41° C (105.8° F) debe ser
considerada una emergencia grave.16, 72
Causas:
1) Producción de calor interno por ejercicio excesivo.
2) Absorción de calor externo (si se hace la inmovilización al sol).
3) Compromiso del centro termoregulatorio debido a los fármacos.
4) Comportamiento termoregulatorio inhibido por la anestesia.23, 72
Tratamiento:
1. Asegúrese que el ejemplar está en la sombra
2. Usar compresas frías (bolsas de hielo portátiles), que pueden ser colocadas
en la ingle y sobre el cuerpo.72
3. Mojar el cuerpo con agua fría y/o colocar alcohol en las extremidades
delanteras, traseras, las ingles y las axilas. 72
4. Administrar un enema de agua fría si dispone de los implementos
necesarios. 72
5. Administrar 20 ml/kg de solución de ringer lactato preferiblemente fresca por
vía endovenosa en bolos (un bolo es una sola inyección rápida). 72
6. Medirla temperatura cada 5-10 minutos para determinar si está
disminuyendo. Continuar mojando al animal si la temperatura sigue alta.72
7. Administrar el antagonista endovenoso (o IM, si no puede canalizar una
vena). 72
Hacer esto con cuidado. El antagonista revertirá el efecto de una de las drogas
usadas (el ejemplar podrá estar semi anestesiado y podrá ser muy difícil
manipularlo después que se haya inyectado el antagonista). 61, 72
72
8. Si se piensa que la hipertermia es causada por la rigidez muscular y un
plano superficial de anestesia, se puede administrar diazepam a una dosis de 5
– 10 mg/jaguar como dosis total Debe ser administrada lentamente por vía
endovenosa, para reducir la actividad muscular.23, 72
3.11.4 Vómito y su aspiración.
El vómito se define como la eyección de contenido estomacal a través del
esófago a la cavidad oral. Puede ocurrir que durante la inspiración el material
sea aspirado, llenando las vías respiratorias. El diagnóstico de la aspiración del
vómito no es siempre fácil. 21, 72
Signos clínicos que sugieren aspiración:
1) Mucosas cianóticas (especialmente las de la encía).
2) Tos y asfixia.
3) Murmullos durante la respiración.
4) Presencia de material en la laringe y en la tráquea.
5) Arresto respiratorio. 16, 72
Causas:
-
vómito inducido por el uso de los anestésicos.
-
tensión de la captura.
-
excitación y posición de la cabeza (más abajo que el estómago).72
Tratamiento:
1. No administrar ningún agente anestésico adicional
2. Mantener las vías respiratorias sin ninguna obstrucción superior
3. Si se sabe que la región de la laringe está obstruida irreversiblemente con el
vómito, se puede intentar realizar una traqueotomía. Se perfora la parte distal
de la tráquea para permitir el pasaje de oxígeno (ésto solo debe ser realizado
por un veterinario/a que este familiarizado/a con la intervención quirúrgica). 16, 72
4. Administrar antibióticos de larga duración (ej. penicilina G benzatínica 40.000
UI/kg por vía intramuscular).16
73
La aspiración del vómito es una condición que puede poner en peligro la vida
del animal. Produce bloqueo de las vías respiratorias y asfixia. Los efectos de
una aspiración pueden hacerse crónicos (como el desarrollo de una neumonía
por aspiración, que también pone en peligro la vida del animal). 72
3.11.5 Choque.
Se define como una perfusión sanguínea inefectiva de los tejidos que produce
hipoxia celular.72
Diagnóstico:
1) ritmo cardíaco rápido (taquicardia) y débil.
2) Aumento en el tiempo de perfusión capilar.
3) Hiperventilación.
4) Depresión del sistema nervioso en animales que no están anestesiados.21, 72
Causas que producen shock pueden ser: ejercicio físico prolongado,
prolongada tensión fisiológica; prolongada tensión psíquica;
hemorragia
severa.21, 72
Tratamiento:
1. No administrar ningún agente anestésico adicional.
2. Administrar 4 mg/kg de dexametasona por vía endovenosa .
3. Administrar 30 ml/kg de una solución de ringer lactato por vía endovenosa.21
3.11.6 Convulsiones.
Se definen como disturbios de la función cerebral, caracterizados por
contracciones violentas e involuntarias (o series de contracciones) de los
músculos voluntarios.16, 21
Diagnóstico:
1) Espasmos incontrolados de todo el cuerpo o músculos.
2) Rigidez y extensión de las extremidades.21
74
Causas:
Inducción de convulsiones debido a drogas anestésicas (Ketamina y
Tiletamina); trauma, e hipoglicemia.21
Tratamiento:
1. Administre 10 mg de diazepam por vía endovenosa lentamente por un
período de 10-15 segundos.21
2. Repetir el tratamiento anterior si no se observa mejoría.
3. Tomar la temperatura corporal y determinar si hay hipertermia secundaria
resultado de la actividad muscular convulsiva.21, 23
3.11.7 Heridas.
Muchas veces se encuentran asociadas a la zona de impacto del dardo,
heridas ocasionadas por las trampas o la persecución (es necesario estar
atento a las heridas dentro de la boca, especialmente dientes caninos
partidos).16, 72
Diagnóstico:
Se basa en signos clínicos. La severidad de la herida determinará la
modalidad de tratamiento a emplear.72
1) Hacer un examen físico para evaluar laceraciones y lesiones traumáticas.
2) Examinar la cavidad oral para cerciorarse de que ningún canino esté
partido.72
Tratamiento:
1. Limpieza de la herida con Iodo povidona o una solución al 2% de
clorhexidina. Si no se tiene ninguna de las dos a su disposición, se puede usar
agua con jabón.
2. Si se encuentra que hay tejido necrosado, se debe limpiar la herida del tejido
necrótico y proceder al punto 1.
3. Solamente suturar las heridas que son recientes (ej. Aquéllas causadas por
el dardo) o que tengan una tendencia a abrirse más.
75
4. Untar cada herida con antibiótico y repelente de moscas tópico.
5. Administrar antibióticos de larga duración por vía intramuscular (por ejemplo
Penicilina G benzatínica 40.000 UI/kg)
6. Administrar Ivermectina 200 mcg/kg por vía subcutánea (para evitar el
desarrollo de larvas de moscas en las heridas). 16, 21, 72
Tratamiento de dientes fracturados:
Es imperativo que un diente fracturado (ocurre con frecuencia que un canino se
parta durante una captura e inmovilización) sea reparado para minimizar el
dolor y la infección asociada con este accidente. Productos que contengan
hidróxido de calcio
pueden ser usados para proteger la pulpa, y tapar la
cavidad dental expuesta.72
3.11.8 Deshidratación.
Se define como una reducción de los fluidos corporales, frecuentemente
asociada con las inmovilizaciones. 16, 72
Diagnóstico:
Un pulso débil, membranas mucosas secas, la elasticidad de la piel se pierde,
los pliegues permanecen más tiempo de lo adecuado y depresión del sistema
nervioso en animales que no están anestesiados. 72
Causas:
Disminución en la ingesta de agua, hipertermia y pérdida de fluidos crónica (ej.
diarrea, poliuria, vómito).72
Tratamiento:
1. No administrar ninguna droga anestésica adicional.
2. Administrar una solución de ringer lactato a una dosis de 20 ml/kg
preferiblemente por vía endovenosa. Si no puede canalizar una vena, se puede
usar la vía subcutánea como segunda alternativa. Lo ideal sería calcular el
volumen de fluido que necesita el animal basado en el nivel de deshidratación
que presenta. 16, 72
76
El nivel de deshidratación se evalúa de la siguiente manera: un animal tiene un
5% de deshidratacion si presenta membranas mucosas secas, y falta de
plegabilidad de la piel; un animal tiene un 8% de deshidratación si presenta
membranas mucosas rojas y secas y un pliegue persistente cuando se pellizca.
16, 21
3.11.9 Miopatía de captura.
Se define como una alteración metabólica compleja que causa un desbalance
electrolítico ácido-básico hiperagudo. Este desbalance produce necrosis del
músculo cardíaco y de los músculos estriados. Rara vez ocurre en carnívoros. 29
Diagnóstico:
- Ataxia (caminar anormal) y debilidad
- Paresia y Parálisis
- Orina de color marrón
- Muerte
Causas:
Ejercicio físico, estrés fisiológico y psicológico prolongado.21, 29
Tratamiento:
Generalmente es insatisfactorio, por lo que la base del tratamiento es la
prevención.
-
Minimizar el estrés que pueda producirse en cualquier captura.
-
Administrar 5 meq/kg de bicarbonato de sodio por via endovenosa.
-
Administrar 30 ml/kg de solución de ringer lactato por vía endovenosa. 21, 29
La miopatía por captura puede ser prevenida reduciendo el estrés de la
captura, miedo, y ejercicio. Limitar la persecución o el tiempo de inyectar el
dardo a 2 minutos y abstenerse de proceder hasta las 24 horas. Llevar al
mínimo la estimulación visual y auditiva, manipulación, y control del animal
capturado o inmovilizado. Una dieta con vitamina E y selenio puede ser de
utilidad para prevenir la miopatía por captura. 21, 28
77
Cuadro 5. Fármacos más comunes que se utilizan preventivamente para
resolver emergencias durante inmovilizaciones:
FÁRMACO
DOSIS
Diazepam
0.1 mg/kg
Atropina
0.04 mg/kg
Doxapram
1.5 mg/kg
Dexametasona
Epinefrina
Bicarbonato de
2 mg/kg
0.02 mg/kg
1 mg/kg
sodio
Solutiones
20 ml/kg
(Ringer)
José M. Martín L. Manual básico de manipulación de
fauna silvestre. Nicaragua, 2009.
78
CAPÍTULO 4. PRÁCTICA DE CAPTURA QUÍMICA EN PRIMATES.
La primatología ha sido una de las ciencias que ha generado mayor interés en
un esfuerzo por entender nuestro rápido proceso evolutivo dentro del reino
animal, al igual que por comprender de manera objetiva las raíces de nuestro
comportamiento. Los primates no humanos son especies silvestres que durante
siglos el hombre las ha utilizado para cubrir necesidades de alimentación,
medicina tradicional, decoración y animales de compañía. La crianza en
cautiverio de especies silvestres ha ido en aumento de manera significativa en
las últimas décadas, entre estas especies encontramos a los primates no
humanos. 7, 45
Aunque no podemos considerar a los primates como mascotas propiamente
dichas, la demanda de alguna de estas especies (marmosetas, mono araña,
mono aullador, mono ardilla, mono capuchino) han alcanzado tal interés en el
mercado que no es raro que sean presentadas al Medico Veterinario en busca
de orientación y tratamientos.7, 49
Los requerimientos nutricionales, de manejo, así como sus necesidades
psicológicas y susceptibilidad enfermedades varían de manera importante de
una especie a otra, por ello que el Médico Veterinario debe contar con un
mínimo de conocimientos y experiencias antes de decidir el tratamiento de
alguna de ellas. Es importante mencionar que muchas de estas especies se
encuentran amenazadas en su lugar de origen y por lo tanto están reguladas
por la Ley General de Vida Silvestre y la NOM-059-SEMARNAT-2010, tanto a
nivel nacional como internacional. 45, 63
4.1 Definición.
Los primates son mamíferos placentarios, su cerebro presenta siempre un
lóbulo posterior, orbitas oculares rodeadas de hueso, cuentan con un ciego
bien definido y presentan dos glándulas mamarias pectorales. Los primates
cuentan con buena agudeza visual, la mayoría presentan conos y bastones por
lo que pueden distinguir colores. Presentan buena capacidad olfatoria
(moderada en comparación con los carnívoros).
79
Las dimensiones y peso de los primates varían significativamente entre
especies que van de menos de 200 gramos en las marmosetas pigmea a un
gorila en cautiverio que puede llegar a los 200-250kg. 7, 45
4.2 Características generales de los primates.
Son gregarios, presentan una compleja estructura social (Figura 40), con
excepción de los orangutanes y prosimios nocturnos que presentan un
comportamiento solitario. La mayoría son arborícolas. Para su comunicación
emplean vocalizaciones, gestos, pilo-erección, miradas de amenaza y
secreciones glandulares (esta última sobre todo en los prosimios y primates del
nuevo mundo).7, 49
Figura 40. Grupo de primates en cautiverio.
(Foto: tomada de asociación veterinarios de vida silvestre, 2007)
Algunas de las especies mas evolucionadas como el chimpancé ha
desarrollado la capacidad de transmitir conocimientos aprendidos a lo largo de
su vida de una generación a otra por medio de la observación directa,
cambiando así el concepto que se tenia que la cultura es una característica del
ser humano.7
4.3 Conservación.
Los primates habitan mas de 90 países en América, Asia y África pero su
conservación se ha visto afectada debido a la adquisición de ejemplares para la
industria farmacéutica, investigación biomédica, (polio, hepatitis, SIDA,
paludismo) y comercio ilegal.45
Es por ello que ahora podemos encontrar especies de primates en parques
zoológicos con el objetivo de mantener y conservar la especie.
80
45
En México, las especies que se mantienen mas frecuente en condiciones de
cautiverio fuera de los zoológicos, circos y centros de investigación son las
siguientes: saraguato o mono aullador de manto (Alouatta palliata), saraguato o
mono aullador negro (Alouatta pigra), mono araña (Ateles geoffroyi), mono
ardilla ( Saimire sciureus), mono capuchino cara blanca (Cebus olivaceus),
mono capuchino cara café (Cebus apella), mono capuchino garganta blanca
(Cebus capacinus), marmoseta orejas de algodón (Callithris jacchus),
marmoseta orejas de pincel (Callithrix penicillata) y tamarin de manos rojas
(Saguinus midas).45, 49
De estas diez especies, solo el mono aullador y el mono araña existen en el
territorio nacional. La NOM-059-SEMARNAT-2010, establece que tanto el
mono araña como las dos especies de mono aullador se encuentran en peligro
de extinción, por lo tanto están protegidas y su comercialización es ilegal.7, 63
Los primates aprenden rápidamente por observación, es importante tener
cuidado con las medidas de seguridad, como es el abrir y cerrar candados,
puertas, ventanas, seguros, etc. Debido a su desarrollo evolutivo, este orden
llega a presentar fácilmente problemas de comportamiento (conductas
estereotipadas) en cautiverio si su medio es austero y poco interesante. El
aislamiento y la falta de estímulos ambientales dentro de un albergue son las
dos principales causas de patologías psicológicas. Estas se ven reflejadas en
la automutilación, coprofagia, regurgitación, ingestión de orina, lamido de
jaulas, caminar en círculos, saltos constantes. Es necesario conocer la historia
natural de la especie y su origen (zoológico, mascota, vida libre) para adaptar
el albergue de acuerdo a las necesidades de cada individuo y del grupo. 45, 49
Los primates son animales fuertes, inteligentes y curiosos. El material para la
construcción de sus albergues debe ser resistente, no corrosivo, de fácil aseo y
que permita un adecuado control de plagas. 7 (Figura 41)
81
Figura 41. Primate en albergue.
(Foto: tomada de asociación veterinarios de vida silvestre, 2007)
4.4 Fisiología.
Es importante conocer que gran parte de los fármacos empleados en la
anestesia experimental, se metabolizan en el hígado por mecanismos de
inducción enzimática.
La respiración de los primates es esencialmente abdominal, por lo que no se
puede contar con la expansión de la caja torácica para valorar la efectividad de
la misma. 7
4.5 Examen físico.
Se debe realizar una exploración
procedimiento
completa
del
animal
antes del
anestésico, fijándonos en el aspecto general, color de las
mucosas, ojos y oídos, no obstante, puesto que el simio es una especie
difícil de examinar correctamente, parte de este examen se tendrá que hacer
por mera observación. El animal debe ser activo, espabilado y ruidoso.4, 7
Los
primates
son
especialmente
susceptibles
a
determinadas
enfermedades contagiosas e infecciosas, sobre todo de los aparatos digestivo
y respiratorio. Esta predisposición infecciosa, debe tenerse en cuenta a la
hora de programar un manejo.7, 10
4.6 Contención.
La mayor parte de los primates son gregarios, el separar del grupo a un
individuo sobre todo si es el macho o hembra dominante puede causar peleas
dentro del mismo grupo, o el animal puede ser agredido al reintegrarlo. Entre
menos tiempo de separación transcurra, se tendrán menos complicaciones.
82
7
Es indispensable que el animal se encuentre perfectamente recuperado antes
de ser devuelto con su pareja o su grupo.7, 10
Los primates reconocen y recuerdan fácilmente una experiencia de
inmovilización sobre todo si se utilizo rifle o cerbatana, lo recordara el animal,
una segunda captura se volverá más compleja y angustiosa.10
La capacidad de contener a los primates físicamente dependerá de:
La talla del animal a máximo 10-12 kg)
Temperamento y conocimiento del individuo
Tipo de instalaciones y material de captura
Experiencia y seguridad del propietario o cuidador. 18, 10
Antes de realizar una contención ya sea física o química, el Médico Veterinario
debe estar conciente del riego que implica el manejo tanto para el animal como
para el manejador. La situación de estrés en un animal enfermo o debilitado
puede ocasionarle la muerte con simplemente atraparlo o someterlo a una
situación estresante en el que la combinación de tensión, enfermedad y el
anestésico pueden comprometer la vida del individuo.10
Debido al riesgo potencial de zoonosis, es necesario que durante todo manejo
físico o químico el Médico Veterinario y ayudantes utilicen guantes de
exploración, cubre bocas y en ciertas especies lentes de protección para evitar
la transmisión de enfermedades por vía de la saliva, orina, sangre o
aerosoles.7, 10
4.7 Manejo físico.
Los primates por lo general son animales nerviosos que evitan el contacto con
los humanos, incluso animales que han vivido algún tiempo con personas
suelen tener reacciones de huida ante movimientos bruscos o súbitos de gente
conocida, salvo los individuos neonatos, los demás se resisten a la
manipulación huyendo en primera instancia o tornándose agresivos como
reacción de defensa, por lo que los procedimientos que requieran de contacto
físico deberán realizarse bajo sedación o inmovilización química, prefiriendo
83
para la captura métodos indirectos como el uso de jaulas. Si se requiere de
manipulación, esta debe ser firme y segura, ya que la mordida es dolorosa,
causando lesiones al manejador, pero de mayor consideración cuando se
restringe a los animales de talla mediana y grande, o cuando se trabaja con
grupos números, en cuyo caso el nivel de riesgo puede ser mayor, ya que las
lesiones pueden ser mas serias.7, 18, 80
Otra consideración importante es que sin manejo adecuado, los primates
suelen lesionarse fácilmente debido a su tamaño y la intensidad de sus
ataques, resultando ocasionalmente en perdida o ruptura de piezas dentarias,
fracturas óseas (particularmente los huesos de los brazos, piernas, dedos y
cola), laceraciones y traumas externos múltiples.18, 80
Para la captura física, se recomienda el uso de métodos indirectos, a través de
jaulas y trampas, además del empleo de cajas con puestas de restricción
procurando que la captura se realice en el menor tiempo posible. Se realiza
una estimulación mostrando el alimento que le interese al animal y se coloca
dentro de la jaula, una vez que el primate haya entrado a la jaula, se cierra la
puerta en un movimiento rápido. 7, 80 (Figura 42)
Figura 42. Método indirecto de captura física.
(Foto: tomada de asociación veterinarios de vida silvestre, 2007)
Cuando se intenta atrapar un animal dentro de un grupo, es aconsejable que
alguien se encargue del primate a restringir, mientras otras personas evitan el
ataque al manejador, el cual es dirigido principalmente por los miembros
dominantes del grupo. Cuando se intenta capturar el grupo completo, es
aconsejable empezar por los individuos de mayor jerarquía.
80
En el caso de mascotas, se sugiere que el propietario sujete al mono, siempre
y cuando esté conciente del riesgo que esto implica y tenga seguridad en
realizar el manejo. 18
84
Esto se facilita en monos tranquilos, enfermos o de talla chica, como las
marmosetas y monos ardilla, en los que el dueño puede presentarlo para la
revisión, inyección de algún sedante o anestésico. Otras especies de animales
juveniles o adultos entre los 3 y 8 kg se pueden contener sin mucho problema
utilizando redes con aro de aluminio y guantes gruesos de piel (Figura 43).
Cuidadores de zoológicos con experiencia que conocen el temperamento de
cada individuo llegan a contener primates de 12-15 kg con estos mismos
métodos, pero debe remarcarse que el riesgo de recibir una mordida o rasguño
es muy alto. 7, 10, 80
Primates que superan los 10 kg es recomendable el utilizar jaulas de
contención o la inmovilización química por medio de un dardo.80
1.
2.
3.
Aproximación a la captura
sujetando la red con ambas manos
Captura del primate en un
movimiento rápido
Levantamiento de la red.
Figura 43. Sujeción de primates de talla chica usando red de aro.
(Foto: tomada de asociación veterinarios de vida silvestre, 2007)
El uso de las redes con aro de metal en monos medianos llega a ser
complicado y cansado, pues los animales se sujetaran a ella con cuatro
miembros y la cola volviendo la captura prolongada y se corre el riesgo de
llegar a golpear seriamente con el aro al animal lacerando la cabeza, cara y
hocico. Durante la contención siempre deben estar dos personas como mínimo.
De preferencia solo deben capturarse animales aislados. Si se llega a tomar la
decisión de capturar al animal dentro de un grupo (lo cual no es
recomendable), un segundo ayudante debe vigilar la espalda de la persona que
lleva la red del posible ataque del resto de los miembros 10, 18, 80
Al atrapar un primate mediante una red una vez teniendo al mono dentro de
ella, se procede a presionar al animal contra el suelo o la pared para poder
sujetar el cuello y los brazos del animal a través de la red, tener cuidado de que
85
el animal no pueda girar la cabeza y alcanzarnos con sus dientes a través de la
red antes de haberlo sujetado. Una ves inmovilizado la base del cuello, se
llevan los brazos del animal hacia la espalda de manera que queden sus
muñecas a la altura superior de la cadera (otra persona puede ayudar a realizar
este paso),
se sacan ambos brazos de la red procurando sujetar los dos
brazos del mono por arriba de los codos y colocando uno de los dedos del
manejador en medio de los dos brazos del mono para obtener mejor control. 10
En el caso de la contención física de primates pequeños, se debe utilizar
guantes de piel delgados los cuales permitan un fácil movimiento de los dedos
y al mismo tiempo permitan controlar nuestra presión sobre el cuerpo del
animal. Los guantes deben ser lo suficientemente resistentes a los colmillos de
los machos que son de mayor talla que los de las hembras.
7, 10
Se coloca la mano rodeando la espalda de manera que los dedos queden
sobre su pecho, el tronco debe quedar entre el pulgar y el resto de los dedos.
El pulgar o el segundo dedo es colocado bajo la mandíbula para evitar que
muerda.
7, 18, 10
(Figura 44)
Figura 44. Sujeción física de primates pequeños.
(Foto: tomada de asociación veterinarios de vida silvestre, 2007)
En el caso de primates de talla mediana como el mono araña o aullador, estos
tenderán a enrollar su cola alrededor de nuestro brazo, lo cual no tiene mayor
problema y dará mayor seguridad al mono a menos de que esté sumamente
nervioso y trate de agredirnos con la cola, pero mas que lesionar pondrá
nervioso al manejador si no tiene suficiente experiencia.7, 10
86
Una vez que se tiene seguro al individuo con los brazos en su espalda, se
suelta el cuello y se utiliza la mano libre para sujetar las piernas, en este
momento es práctico para algunas personas el sujetar la cola junto con las
piernas.10 (Figura 45)
Figura 45. Sujeción de extremidades anteriores de un primate
(Foto: tomada de asociación veterinarios de vida silvestre, 2007)
Una vez el animal sujeto, se puede realizar diversos procedimientos, tales
como tomar temperatura, auscultación, inyección, muestra de sangre,
evaluación de órganos, palpación, entre otros.10
4.8 Constantes fisiológicas.
La temperatura rectal en especies pequeñas va de 38.5 a 40ºC y en especies
grandes por lo regular es de 38 °C. 45
La frecuencia cardiaca en especies chicas va de 165-240/min y en las
medianas y grandes especies va de 95 a 112/min.
45
La frecuencia respiratoria en las especies pequeñas va de 20-50/min y en
especies grandes va de 12 a 20/min. 45
4.9 Inyección remota.
Se utilizan cerbatanas, rifles, pistolas. En primates lo más utilizado es la
cerbatana pues los dos últimos métodos causan mayor grado de traumatismo
al impacto del dardo. El rifle y la pistola solo se recomiendan para medianas y
grandes especies. El disparo debe realizarse a nivel de los muslos, hombros y
piernas, la zona muscular que rodea las escapulas es otra buena opción. 18
87
Las marmosetas así como otras especies pequeñas o crías se deben contener
físicamente y posteriormente ser inyectadas manualmente a nivel de los
muslos. 18, 80
4.10 Contención química.
Se utiliza ampliamente como el mejor método para el manejo de primates
debido a que permite una manipulación más cómoda, realizar procedimientos
médicos con mayor facilidad y disminuir los factores que causan estrés.80
Muchos autores recomiendan que los primates de más de 10 kg sólo sean
manejados bajo tranquilización o anestesia general para evitar accidentes. 80
Algunos monos del viejo mundo como el mandril y macaco japonés presentan
sacos a nivel de los cachetes para almacenar comida, si existe alimento
durante la inmovilización química esto puede provocar la aspiración del
material.10, 80
Los gibones, siamang y los simios presentan sacos guturales laríngeos los
cuales se extienden ventralmente desde la laringe, estos pueden llegar a
complicar la intubación endotraqueal para la anestesia de primates. Si se
encuentran infectados pueden ocasionar la bronco aspiración, o pueden inferir
con la inhalación del anestésico. 7, 80
Algunas especies de primates folívoros como el langur y monos colobos
presentan el estómago dividido en compartimientos lo cual puede predisponer
a una distensión y vómito al momento de la anestesia.7, 80
Una vez bajo anestesia es recomendable colocar al paciente en recumbencia
lateral con el fin de permitir un adecuado intercambio de aire (Figura 46).
Especialmente en grandes simios se debe mantener el cuello extendido y las
vías aéreas abiertas. Siempre que sea posible se debe canalizar al paciente e
intubarlo. Para la intubación en especies pequeñas como marmosetas se
pueden adaptar catéter de alimentación para humanos recién nacidos, catéter
IV o catéter urinario a manera de tubo endotraqueal.80
88
Figura 46. Posición de un primate bajo anestesia.
(Foto: tomada de asociación veterinarios de vida silvestre, 2007)
Por lo regular en todas las especies de primates se tiene un efecto y respuesta
muy similar a los anestésicos. Las especies pequeñas requieren de mayor
dosis que las especies de mayor talla y peso. El temperamento, grado de
estrés, y estado de salud influirán en el periodo de inducción, efecto,
recuperación y complicación durante la anestesia. 7, 10
Dentro de los fármacos empleados con mayor frecuencia en primates no
humanos tenemos:
4.10.1 Benzodiacepinas.
Diazepam y zolacepam.
El diazepam por lo regular se utiliza como preanestéico ansiolítico, sedativo,
anticonvulsivo. Se combina con la ketamina para contrarrestar la falta de
relajación muscular.45
El zolacepam se presenta en combinaciones con la tiletamina. Los efectos se
pueden revertir parcial o totalmente con flumazenil.45
Combinaciones: 1mg/kg diazepam +5 - 15 mg/kg de ketamina IM.
0.5 mg/kg diazepam + 10 - 20 mg/kg de ketamina IM.
En chimpancés se utiliza el diazepam como preanestesico a una dosis de 0.5
mg/kg vía oral seguido de la inyección con ketamina 6 - 10 mg/kg IM. 24, 45
La atropina puede utilizarse a dosis de 0.02 - 0.07 mg/kg IM o IV para prevenir
la salivación excesiva.24
89
4.10.2 Anestesia disociativa.
Son los anestésicos utilizados con mayor frecuencia en primates.24
4.10.3 Ketamina.
Es uno de los fármacos más prácticos, económicos y seguros utilizados en
primates no humanos. Sus inconvenientes son: llega a provocar convulsiones,
su inyección es dolorosa, no brinda relajación muscular, tiene bajo grado de
analgesia.24
Dosis general: de 5 a 20 mg/kg
Primates medianos a grandes simios: 8-10mg/kg
Primates pequeños: 20 mg/kg. Procedimientos cortos.
Existen datos de anestesia reportados para mono capuchino usando ketamina
de 4.8 mg/kg. 24
4.10.4 Combinación de ketamina/medetomina:
5 - 7 mg/kg de ketamina + 0.05 - 0.1 mg/kg de medetomina.
4.10.5 Tiletamina/zolacepam.
Buena relajación muscular, no es dolorosa su inyección, su presentación es
liofilizada pudiendo concentrarse en poco volumen de diluente. Es un
anestésico con un margen alto de seguridad. La dosis general va de 2 a 10
mg/kg.24, 49
Primates grandes y medianos por lo regular es de 4 a 6 mg/kg. Dando buen
resultado en chimpancés y gorilas. En especies medianas y grandes tiene el
inconveniente de una recuperación prolongada. En mono aullador negro se han
usado dosis de 2.2 a 3 mg/kg.49
En gorilas y chimpancés, las dosis de 4mg/kg dan buenos resultados para
procedimientos de 40 minutos. 49
90
Cuadro 6. Dosis recomendadas para primates:
ESPECIE
TILETAMINA/ZOLAZEPAM
KETAMINA (mg/kg)
(mg/kg) IM
IM
Mono aullador
2.8 – 4.4
8 – 10
Mono araña
2.2 – 8.8
8 – 10
Marmoseta
7–8
10-15 + mg/kg xilacina
Mono capuchino
2.8 – 7.2
5 + 1 mg/kg xilacina
Mono ardilla
4.4 – 6.6
12 - 15
Flecknell P. Anestecia y reanimación de primates. Franc. XI, Editorial Comunidades Europeas,
London.1970.
4.10.6 Alfa 2 agonistas.
4.10.7 xilacina:
Se usa a dosis de 0.5 – 2mg/kg IM cuando se combina con ketamina, ambas
por vía IM. Cuando se emplea por vía IV la dosis individual de ketamina no
suele superar los 5mg/kg y 0.5mg/kg para xilacina, salvo que se requiera de
mantenimiento para un proceso quirúrgico.
Dosis de xilacina/ketamina: 10 mg/kg de xilacina + 0.5 mg/kg de ketamina
(esta combinación es poco usada).
La xilacina puede revertirse con yohimbina a 0.125 - 0.2 mg/kg. IM.24, 49
4.10.8 Medetomidina:
Por lo general se combinan con ketamina. Produce buena relajación muscular,
puede causar depresión respiratoria sobre todo en animales enfermos o
deprimidos, puede provocar vómito.45
La combinación de medetomidina/xilacina tiene la ventaja que se puede revertir
con atipamezol a dosis de 0.15 - 0.3 mg/kg, media dosis IM y media dosis IV, o
dosis completa vía IM.45
Dosis de medetomidina/ketamina:
Marmosetas: 0.10 - 0.15 mg/kg de medetomidina + 5-7 mg/kg de ketamina IM.
Simios: 0.03 - 0.04 mg/kg de medetomidina + 3 – 4 mg/kg de ketamina IM.45
91
En un estudio de mono aullador rojo en vida libre se utilizó una dosis de 0.15
mg/kg de medetomidina con 4 mg/kg de ketamina con buenos resultados.
Como antagonista se utilizo atipamezol 5 veces la dosis de medetomidina. 45, 49
En gorilas y chimpancés en condiciones de cautiverio se ha utilizado la
medetomidina a dosis de 0.075mg/kg a través de la absorción de la mucosa
oral seguida de la inyección IM de ketamina 3 – 4 mg/kg. 45
Medetomidina vía oral:
El utilizar la medetomidina como preanestésico en animales acostumbrados al
manejo y de temperamento tranquilo, nos da la oportunidad de realizar
evaluación física, de inyectar un anestésico manualmente o de utilizar la
cerbatana generando menos estrés en el animal. Se ha visto que el efecto
inicial de la medetomidina oral esta influenciado directamente por el grado de
excitación en que el animal se encuentre al ser ofrecido el medicamento (lo
mejor es que el cuidador o propietario ofrezca el fármaco) y al tiempo que se
mantiene la droga en contacto con la mucosa oral.24, 45
Para su administración lo mejor es aplicar la medetomidina por goteo por medio
de una jeringa sin aguja en el labio inferior a través de la jaula. Si no es
aceptada, se puede utilizar la miel, crema de avellana y chocolate o crema de
cacahuate para diluir el medicamento. El objetivo es que el fármaco este en
contacto con la mucosa oral durante el mayor tiempo posible para que sea
absorbido antes de pasar al estómago, donde los jugos gástricos inactivarán en
gran medida los efectos del fármaco. La medetomidina tiene un sabor menos
desagradable que la ketamina (tanto en su forma líquida como en polvo) por lo
que a los animales llegan a ingerirlos con menor problema. Los efectos son
vistos a los 30-40 minutos después de la administración. 45, 49
Si después de 50 minutos no se ve un efecto, es poco probable que el animal
quede sedado y se tendrá que recurrir a otra técnica. El primer signo que
aparece es la caída del labio inferior y el cierre parcial de los parpados. 45
92
4.10.9 Propofol.
Dosis de 1-2 mg/kg en bolo IV. Otros autores reportan bolos a una dosis de 210mg/kg después de la inmovilización con ketamina o una infusión constante
de 0.3 - 0.4mg/kg/min.24
4.11 Anestesia inhalada.
El isofluorano y halotano son los agentes anestésicos de uso mas frecuente en
medicina veterinaria. De estos dos el isofluorano es el anestésico inhalado que
se recomienda en primates ya que tiene una inducción suave, con mínimos
efectos cardiacos y su costo es menor que el sevofluorano. En especies de
primate pequeñas se pueden utilizar una cámara de acrílico para la inducción,
o colocar la jaula dentro de una bolsa de plástico conectada al isofluorano. 24, 49
Se debe mantener un sistema abierto, empleando halotano a 0.5 – 1.5%,
isofluorano a 0.5 – 1.5% o a sevofluorano 2 – 2.5% en combinación con
oxigeno. Estos agentes se pueden emplear incluso para la inducción mediante
mascara o campana a dosis de 1-3% para halotano e isofluorano y hasta 8%
para sevofluorano.45
4.12 Intubación.
La bifurcación bronquial en primates se encuentra mas alta si se compara con
carnívoros por lo que se debe tener cuidado al colocar la sonda endotraqueal
para evitar entrar a un bronquio, sobre todo en grandes simios. 45
En lo referente a procedimientos. Hay que recordar que algunos principios
anestésicos aplicados en el hombre pueden ser extrapolables a los primates. 45
4.13 Anestesia Local.
Los anestésicos locales (procaína, lidocaína,
hexilcaína) interfieren
en la
conducción de los impulsos a lo largo de un tronco nervioso, por lo que si se
depositan en el nervio o cerca del nervio, dichos fármacos anulan
sensibilidad en la región inervada.24
93
la
La anestesia local
no es recomendable, pues el animal puede moverse
durante la intervención; sólo deberemos emplearía si el animal ha sido sedado
profundamente.45
4.14 Anestesia General.
La anestesia general en los primates al igual que en el hombre, se asocia a
una depresión del sistema activador reticular, y no hay duda de que la pérdida
de conciencia y el sueno que producen las drogas correspondientes se
deben a dicha depresión. El inconveniente de esta técnica radica, por un lado
en que la recuperación depende de la capacidad del animal para redistribuir,
metabolizar o excretar el agente anestésico, lo que adquiere importancia
especial en animales enfermos o debilitados.24, 49
4.15 Vías de administración.
 Oral. No es recomendable por su dificultad de control, pero sí puede
servir para la premedicación del animal.24
 Intramuscular. Tiene el mismo inconveniente que la anterior. Se puede
aplicar en la parte lateral del muslo o en los músculos de la espalda
(deltoides).24
 Endovenosa. Es una técnica fácil pero puede ser de difícil abordaje si el
animal no está previamente sedado. Requiere fármacos de rápida
solubilidad. Las técnicas endovenosas
perfusión continua o en bolo. 24
Las venas de mejor acceso son: 24
-vena radial, lejos de la flexura
-vena femoral
-vena safena
-vena tarsal en la zona posterior de la pata.
-vena mamaria externa en el animal no obeso.
94
se pueden administrar en
Los primates suelen mostrar pocas reacciones
a los procedimientos
quirúrgicos o a heridas traumáticas. No se observan signos obvios de dolor. Sin
embargo, éstos pueden incluir: 24, 49
• Reducción del apetito y/o reducción del interés en alimentos especiales
• Evitación de compañeros
• Espulgamiento reducido o nulo
• Mayor atención a los compañeros de jaula
• Contorsiones del rostro, dientes apretados
• Inquietud y agitación acompañados de gruñidos y gemidos
• Automutilación
• Agazaparse, presionar la cabeza, tocar, presionar o rascar la zona afectada,
proteger una extremidad, movimientos reducidos, agresividad aumentada o
reducida hacia los cuidadores, y otros cambios conductuales.
La elección del medicamento más apropiado queda en manos del veterinario.
El veterinario debe proporcionar al personal de investigación las directrices y
consejos acerca de la elección y el uso de estos medicamentos. Los relajantes
musculares o drogas paralizantes no son anestésicos y no se deben usar
solos para la restricción quirúrgica. 10, 49
Las sustancias paralizantes (curariformes) no se deben usar sin anestesia
total. 10
95
CAPÍTULO 5. PRÁCTICA DE EXÁMEN CLÍNICO EN REPTILES.
En el conocimiento general del cuidado y medicina aplicada a reptiles, tiene un
enfoque diferente a la clínica que se realiza en pequeñas especies. Para el
caso de los centros de recepción y rehabilitación de fauna silvestre es muy
importante adquirir este conocimiento, por cuanto permite estimar mejor cual
será el futuro de un reptil que llega a esas instalaciones. 53
La clase reptilia contiene cerca de 6500 especies, sólo algunas especies son
extraídas del medio natural para ser usadas como mascotas. El clínico, sin
embargo, debe estar preparado para recibir y tratar a cualquier especie. La
diversidad dentro de la clase reptilia necesita de la descripción de
generalidades y algunos aspectos específicos. El número de especies
comúnmente encontradas en el mercado de mascotas y en las colecciones de
zoológicos dicta un rango de conocimiento de la nutrición y varios sistemas de
cuidado aplicables en los centros de rehabilitación de estos animales. 19, 53
Las características esenciales de todos los reptiles es que son ectotermos, en
otras palabras, los reptiles dependen del calor medioambiental y se comportan
para mantenerse en una Temperatura Corporal Preferida (TCP o PBT por sus
siglas del inglés Preferred Body Temperature). La TCP varía con la especie, la
edad, época del año y el día, es la temperatura con la que el metabolismo del
animal es óptimo. LA TCP es diferente para los distintos procesos metabólicos;
por ejemplo la TCP para la gametogénesis y reproducción es probablemente
diferente de la TCP para la producción de leucocitos e inmunocompetencia. 19
La Zona de Temperatura Óptima Preferida (ZTOP o POTZ del inglés Preferred
Optimum Temperature Zone) es el rango de temperatura que permite a los
reptiles alcanzar la TCP, y por tanto, ésta debe ser provista a los animales
durante hospitalización por el gradiente térmico en el vivario o terrario del
centro. Es imperativo que desde el principio el clínico sepa que el
comportamiento, fisiología, patología y respuesta a las terapias instauradas son
afectadas significativamente por la temperatura en estos animales.
96
19, 55
Se comienza con la recepción del animal, proceso durante el cual se intentará
averiguar la mayor cantidad de datos para que cuando el reptil ingrese al centro
se tengan ya los detalles previos a la atención veterinaria, la historia clínica,
una breve referencia, records de atención (si los ha habido antes), y cualquier
otra información que sea de ayuda para evaluar al animal. Posteriormente, en
la historia clínica se consignarán los datos agrupados en reseña, anamnesis y
examen físico y luego se enlistan los problemas, diagnósticos diferenciales,
planes diagnósticos y planes terapéuticos.
19, 55
En un apartado especial para la especie a tratar se realiza el exámen clínico,
con los datos biológicos del animal. Es importante determinar la especie, edad,
peso y tamaño y la temperatura cloacal, la cual en ciertas ocasiones es
recomendable medirla.
Las técnicas especiales utilizadas en la evaluación incluyen la restricción,
transiluminación, auscultación, percusión, palpación, exámen de la cavidad
bucal, comprobación del tono muscular y la inspección oftalmológica.
30, 55
Las técnicas alométricas en la evaluación clínica de reptiles incluyen
ecuaciones que relacionan el peso y tamaño de los quelonios y la temperatura
y pulso del reptil. 55
Existen además, técnicas y métodos complementarios para la determinación
del sexo. Todos los animales de la familia Crocodylidae y algunos ofidios
venenosos, están sometidos bajo unas reglas de manejo diferentes a otros
animales silvestres o domésticos debido al peligro que implican, además el
practicante deberá tener un equipo de manejo especial para este tipo de
animales como se mencionó en el capítulo de captura y contención física.
97
30
5.1 Recibimiento del reptil.
Cuando una persona o institución hace una llamada inicial, pide ayuda a quien
le contesta sobre si allí se interesan o tienen experiencia en el manejo de
reptiles; es aquí donde comienza el proceso de recepción del animal, puesto
que esto permite hacer una apreciación sobre la urgencia del problema, si es
que lo hay. Las especies pueden ser identificadas antes de llegar al centro. Si
es posible, es importante conocer el nombre científico y común con la especie
a tratar, esto para recordar o identificar requerimientos de manejo en cautiverio
y la nutrición que se debe proporcionar.55
En este punto, lo que concierne a la persona que llama es identificar los
detalles que él provee para el manejo de ese o esos animales y,
posteriormente emitir una serie de recomendaciones para que lo lleve a ser
atendido; con ello, para cuando el animal arribe, se tendrán ya los detalles
previos a la atención veterinaria, la historia clínica, una breve referencia,
records de atención
evaluar al animal.
y cualquier otra información que sea de ayuda para
53, 55
Las clínicas en donde se atienden este tipo de pacientes usualmente son para
animales de talla mediana a pequeña y así corresponden los espacios allí
dispuestos, sin embargo, en ocasiones llegan animales como anacondas o
crocodílidos que son de tamaño mayor (4 metros o más), lo que dificulta la
evaluación dentro del recinto. Otro problema es tener diferentes especies, tales
como aves o primates pequeños que puedan ver a estos animales, entrando en
pánico ocasionalmente (cuando permanecen juntos por más de 20 a 30
minutos.). 55
Debe tenerse cuidado especial con animales que sean venenosos, porque
peligran en este caso la seguridad y vida de todos los presentes, incluyendo el
animal. El transporte de estos animales puede hacerse en guacales
correspondientes a la talla del animal, o en cajas que permitan la entrada de
aire para que el animal respire. 55
98
5.2 Historia clínica.
El veterinario consigna todos los datos posibles sobre un animal, esto con el
fin de tener una visión lo más completa posible sobre el mismo. En ésta se
deben consignar datos agrupados como son: 19
5.2.1 Reseña.
La Fecha de revisión Clínica, se debe dar un número de historia clínica con el
que el animal será reconocido dentro del centro, es conveniente que el número
o identificación lleve las siglas que representen al centro en donde se atiende a
ese animal. Se anota el nombre científico y vernáculo de la especie en
cuestión, el sexo y el método de sexado, la edad y el estado de desarrollo
biológico (EDB). 19
A menudo, se encuentra que muchas especies son alojadas con otros reptiles
no pertenecientes al mismo grupo taxonómico; estos datos deben recogerse en
la historia médica. 19, 27
El recopilar una historia detallada puede ser de gran ayuda en este periodo de
la consulta, pero además provee una base clínica importante para dar una lista
tentativa de diagnósticos diferenciales examinando los cambios cualitativos, y
cuando es posible cuantitativos, de la temperatura, luminosidad, humedad,
condiciones del encierro, consumo de agua y alimento, heces, orina, uratos,
ecdisis, y comportamiento. Los cambios específicos asociados con cría e
hibernación son frecuentemente asociados con problemas de enfermedad, y
por tanto, la pregunta sobre la atención prestada en estos casos es necesaria
(pero también en muchos casos desconocida).
19, 55
Continuando con el procedimiento, posteriormente al exámen físico se
consignan los datos o hallazgos anormales que han sido identificados en el
animal, estos datos deben estar antecedidos por el numeral del sistema al que
corresponde la anormalidad; el dato además debe dar una descripción concisa
de la misma alteración.
99
Posteriormente se elabora una tabla en la que se enlistan:
♦ Problemas. Se anotan de manera priorizada los problemas (anormalidades)
que son importantes para la calidad de vida del animal o el objetivo de la
rehabilitación.
♦ Diagnósticos Diferenciales. Se anotan posibles patologías, enfermedades o
causas de los problemas enlistados.
♦ Planes Diagnósticos. Son los planes que se ejecutarán para tratar de llegar a
un diagnóstico final o el más probable.
♦ Planes Terapéuticos. Son los planes o acciones a ejecutar en el animal y su
entorno para mejorar su calidad de vida, solucionar los problemas descritos y,
mejorar las probabilidades de supervivencia.
19, 27
5.2.2 Datos sobre la especie.
Es un registro donde se obtienen los datos biológicos de la especie en la que
se realiza el exámen clínico, a continuación se mencionan algunos datos:
- Nivel de Seguridad para el manejador, catalogado de acuerdo a: Familia a la
que pertenece. EDB, temperamento, capacidad corporal de agresión, tamaño,
grado de impronta y estado general (va de 1 a 4, siendo 1 extremadamente
peligroso y 4 no peligroso).
- Nivel trófico al que pertenece el animal: Se anota también el período del día
de mayor actividad.
- Tipo de alimentación: aquí se consigna además el tipo de alimentos que
consume la especie en el medio natural.
- Tipo de hábitat, distribución geográfica y grado de impronta: puede ser
irreversible cuando el animal depende totalmente de las personas y se
comporta como una mascota; medianamente reversible cuando no se comporta
como una mascota pero su alimentación depende de las personas; reversible
cuando conserva su capacidad de búsqueda de alimento y le teme a las
personas.
100
- Estado de Conservación: que se da de acuerdo con las disposiciones del
CITES (Convención sobre el Comercio Internacional de Especies Amenazadas
de Fauna y Flora Silvestre) y la reglamentación nacional. 63
Por último, en el documento también se deberá consignar si el animal ingresa o
no a un período de aislamiento o cuarentena y el tiempo en que deberá estar
en ella (comúnmente 30 días para reptiles). 19, 55, 63
5.2.3 Anamnesis.
Describe la procedencia del animal, se debe incluir el tiempo que ha estado en
ésta, la temperatura ambiental y la humedad relativa en ese lugar.
Se consignan los nombres de otras especies con que el animal ha estado en
contacto y las enfermedades que esos otros animales hayan podido presentar.
Se anotan también las características del cautiverio, las características del tipo
de transporte que debe incluir en qué elemento es o fue transportado el
animal.19
Se describe también si el ejemplar ha estado anteriormente en períodos de
aislamiento con fines sanitarios y por cuánto tiempo. La dieta suministrada en
ese lugar, la frecuencia de alimentación y el consumo de la misma. Se anotan
los signos de enfermedad y la duración de los mismos reportados por la
persona que trae el animal, en caso de que los tenga. El tratamiento y la
respuesta al mismo, y las observaciones importantes y evidentes en el animal o
datos complementarios a alguna de las categorías anteriores.
19
5.3 Exámen físico.
Este ha sido dividido en dos fases, no invasiva e invasiva.
a) No Invasiva: en la que se relacionan datos como actitud, temperamento,
estado general, la actividad motriz y la respiración, esta última cuando
sea posible.
b) Invasiva: en la que se procede a tomar más datos del animal, pero en
este caso ejecutando algún tipo de contención física o química. En esta
fase se recolectan datos como son temperatura (T) en grados
101
centígrados °C. pulso (P) en pulsaciones por minuto (p/min) y la
respiración (R) en respiraciones por minuto (r/min). Complementando
además los datos tomados en la fase no Invasiva. También se registra el
color de las membranas mucosas (MM) y el peso del animal en gramos
(g).19, 27
Posteriormente el exámen clínico debe ser dirigido de manera especial a
cualquier manifestación de alteración de algún sistema que nos indique que la
vida del animal peligra de no actuar de inmediato; ejemplo de ello puede ser el
caso de un trauma craneal, una hemorragia masiva o una perforación celómica.
27
En caso de que no haya alteraciones incompatibles con la vida del animal se
puede hacer un examen clínico básico y/o completo, según sea el caso. El
exámen clínico completo incluye todo lo que es el exámen clínico básico y
además la evaluación del sistema digestivo, respiratorio, cardiovascular,
urinario, reproductivo, linfoide, nervioso, ojos y oídos.
19, 27, 55
Complementariamente se realiza un exámen clínico especializado que se
denomina así porque se especializa en el sistema o aparato que se ha
identificado como anormal con antelación, pero que necesita de una revisión
más profunda.
19,27
La mayoría de las enfermedades en los reptiles son
causadas directa o indirectamente por cuidados deficientes a los que necesita
el animal; por tanto, una investigación sobre el cuidado, higiene, y nutrición que
se ha tenido con estos animales son esenciales para el exámen clínico. Sin
embargo, en la práctica esto es en la mayoría de ocasiones imposible debido a
que quienes presentan a los animales a revisión clínica no conocen el manejo
que se ha dado a éstos; sobre todo en los casos de decomisos.19, 27, 55
5.4 Especies.
La importancia de identificar las especies (y subespecies) no debe
subestimarse. En ciertos casos localmente los animales tienen preferencias por
algunos elementos de una dieta o medio ambiente.
102
Especies de diferentes regiones geográficas no pueden ser puestas en un
mismo lugar. Idealmente sólo especies similares pueden mezclarse con
semejantes, sin embargo, éstas pueden competir por los recursos del lugar en
que se mantienen, como alimentos, áreas de soleado y descanso.
19
Muchos animales no se alimentan cuando están con otro animal, aunque sea
de su misma especie. La agresión también puede presentarse. Los saurios
machos son territoriales y muy agresivos con otros machos maduros de la
misma especie por ejemplo las
iguanas (Iguana iguana). En general los
reptiles son individuos solitarios. 19, 55
5.5 Edad.
En la mayoría de especies de reptiles no se ha determinado la longevidad, sin
embargo en condiciones de cautiverio y sin predadores, los reptiles viven por
muchos años. Solo se considera lo siguiente: 58
Crías: 1 – 12 meses
Juveniles:1 – 4 años
Adultos: mayores de 4 años
5.6 Peso y tamaño.
El peso de los reptiles aún no es estándar a una edad determinada, sin
embargo el peso se puede correlacionar al estado corporal de un animal, la
respuesta a un manejo determinado, y progresión de una enfermedad
determinada. La pérdida de peso en los reptiles se manifiesta principalmente
alrededor de la pelvis y áreas de los miembros posteriores en saurios. En
algunos de estos animales se pueden apreciar depósitos grasos alrededor de
la cola. En ofidios, las reservas de grasa tienden a ser más difusas y se alojan
principalmente en la cavidad celómica, sin embargo, la pérdida de peso se
manifiesta en que las costillas se hacen más prominentes y la columna muy
pronunciada. 19, 55
103
Los quelonios presentan más de un problema, la musculatura de los
miembros puede ser apreciada, pero una mejor estimación de la condición
corporal es la relación entre el peso y el largo del caparazón, sin embargo
debe tenerse en cuenta que esta relación puede ser alterada por condiciones
como retención de huevos, cálculos, ascitis y tumores.9
5.7 Temperatura cloacal.
El medir la temperatura de animales ectotermos puede parecer poco
significativo, pero en ciertas situaciones medirla es recomendable. 55
Obviamente, reptiles pequeños o reptiles mantenidos fuera de su ambiente
por períodos prolongados experimentan un cambio significativo en su
temperatura.
Sin
embargo,
grandes
reptiles
(especialmente
tortugas
terrestres, crocodílidos y ofidios) pueden mantener por cierto tiempo la
temperatura del ambiente en que inicialmente estaban, mientras son
transportados. 19, 55
Esta temperatura puede entonces indicar la temperatura del medio ambiente
en donde estuvo ese reptil, por ejemplo en una tortuga de 10 Kg de peso con
una temperatura cloacal de 15° C, es poco probable que haya estado en un
ambiente de 30° C en las últimas horas.19
La temperatura corporal de un reptil puede medirse insertando un termómetro
de tamaño apropiado en la cloaca. Los termómetros de mercurio suelen ser
demasiado grandes y poco sensibles a las variaciones térmicas en estas
especies. Existen siempre diferencias notables de temperatura entre las
diferentes partes del cuerpo, por eso la selección del lugar de medición se ha
estandarizado en la cloaca.19, 53
5.8 Técnicas especiales.
5.8.1 Contención.
En muchos casos es posible hacer una evaluación preliminar del animal sin
sujetarlo o restringirlo manualmente, se observa entonces la conducta del
animal, las características de su locomoción y desórdenes neurológicos
104
moderados o severos, cojeras, parálisis, debilidad, e inclinaciones de la
cabeza. 53
En pocas ocasiones es posible valorar el medio ambiente en que habitan
estos reptiles. Especies agresivas o nerviosas deben ser restringidas con
técnicas apropiadas, incluyendo toallas, ganchos para ofidios, contenedores
plásticos y tubos de restricción. En ocasiones con grandes reptiles como los
cocodrilos deben usarse cuerdas y guantes de protección. Animales difíciles
de manejar deben ser sedados para la seguridad de los manejadores, y poder
hacer un mejor exámen. El uso apropiado de sedantes, incluyendo agentes
disociativos como Ketamina puede requerirse, pero su uso debe ser
cauteloso. 53
La dirección del exámen clínico, luego de un exámen básico debe localizarse
en cualquier lesión o síntoma y debe formularse posteriormente una serie de
diagnósticos diferenciales.
Una evaluación por sistemas es indicada cuando el animal presenta síntomas
de enfermedad inespecíficos, cuando ha sufrido traumatismo externo múltiple
o para un posterior abordamiento prequirúrgico. Los sentidos del clínico
deben agudizarse para encontrar anormalidades en estos animales ya que
usualmente no los manifiestan hasta que son inmanejables.53
Una respuesta común al estrés por manipulación es la micción con uratos en
las excreciones, este es un buen momento para colectar una muestra para
investigación en laboratorio. 27
5.8.2 Transiluminación.
La transiluminación de la cloaca con una luz intensa es particularmente útil
para visualizar estructuras internas en pequeños saurios y ofidios,
especialmente para confirmar casos de impactación o cuerpos extraños en el
tracto digestivo, pero hay que tener cuidado de no causar daño térmico por el
calor de la lámpara. 55
105
Una luz halógena o endoscopio de luz neón son ideales. Si la fuente es
pequeña puede lubricarse e introducirse dentro del esófago o la cloaca y el
colon. La sombra del corazón también puede verse, esto último es muy útil
para hacer cardiocentesis en pequeños saurios anestesiados.55
5.8.3 Auscultación.
La auscultación en los reptiles es posible, pero requiere de silencio en la sala
de exámen clínico. Se puede auscultar el corazón y la respiración por medio
de fonendoscopio esofágico o con un estetoscopio de campana. La
auscultación cardíaca es una práctica de poca utilidad puesto que el corazón
tiene un ritmo lento y termodependiente. Además los sonidos de las válvulas
cardíacas son inaudibles. La auscultación sí que tiene utilidad en el
diagnóstico de procesos respiratorios que afectan al correcto llenado de los
pulmones o varíen el diámetro bronquial se recomienda envolver al animal en
un paño para evitar el sonido producido por el roce del estetoscopio con las
escamas o el caparazón del reptil. 19, 55
5.8.4 Percusión.
El valor de la percusión en reptiles es muy limitado. Con la práctica suficiente
pueden distinguirse los espacios pulmonares y los sacos aéreos con sonidos
timpánicos o vísceras como el hígado y la masa intestinal con sonidos mates.
Así, en ocasiones pueden encontrarse neumonías locales en quelonios. Sin
embargo, este método sólo es verdaderamente útil a partir de cierto tamaño
del reptil y es poco útil en especies pequeñas. 55
5.8.5 Palpación.
En los quelonios la palpación de los tejidos blandos es muy difícil y sólo
puede realizarse en los espacios inguinales y axilares. Mediante una cierta
práctica puede diagnosticarse la existencia de huevos si están calcificados,
cálculos urinarios, procesos que consoliden los pulmones, u obstrucciones
intestinales, entre otras. 55
106
En caso de edema, los tejidos blandos de las extremidades pueden notarse
más flácidos, de mayor volumen y con una consistencia líquida, factor que
ayudará a discernir si se trata de obesidad, puesto que en este último caso la
consistencia será mayor. En los procesos que provocan nefromegalia pueden
palparse los riñones incrementados de tamaño en la parte superior y posterior
del espacio inguinal.55
En el resto de reptiles pueden hacerse palpaciones con mayor facilidad pero
existen dos dificultades que son la existencia de escamas queratinizadas y, el
hecho de que pueden tener en ese momento un tono muscular elevado y
firme. En general pueden diagnosticarse hematomas y abscesos, entre otros,
esto según la consistencia del abultamiento. Los hematomas tienden a ser
fluidos mientras que la formación de abscesos en los reptiles provoca áreas
concéntricas en las que la más externa suele ser material purulento fluido y
las internas tienen una consistencia y aspecto caseoso.19, 55
En las serpientes puede palparse el corazón y las vísceras como el hígado,
masa intestinal y vejiga urinaria (estas últimas se palpan más fácilmente si
hay contenido en su interior, de consistencia pastosa en el intestino y arenosa
en la vejiga urinaria). 19, 55, 58
5.8.6 Exámen de la cavidad bucal.
La apertura de la cavidad bucal es difícil en reptiles. Una espátula plástica
usada a modo de abrebocas es especialmente útil en saurios y ofidios. En
especies venenosas pueden usarse espátulas largas asegurando que la
cabeza esté bien inmovilizada. En casos dudosos siempre puede recurrirse a
algún método de contención química. 55, 59
En quelonios puede resultar difícil, aunque se puede aprovechar la
agresividad que demuestran para que abran la boca y ponerles en ella un
tubo o material plástico que servirá para mantenerla abierta y poder
inspeccionar. 9
107
5.8.7 Comprobación del tono muscular.
Todos los reptiles sanos tienen un tono muscular elevado. El animal con un
tono bajo o atonía muscular puede considerarse enfermo o en estado anormal
de salud. Algunos procesos fisiológicos pueden provocar cierta atonía
muscular y también puede ser de origen iatrogénico a causa del uso de
antibióticos aminoglicósidos. 55, 59
5.8.8 Inspección oftalmológica.
La inspección de los ojos en los reptiles es muy parecida al resto de los
animales. Los reptiles tienen musculatura estriada en el iris lo que les permite
adaptarlo bajo control voluntario. Una midriasis completa se suele observar
bajo anestesia general, la inyección de tubocurare en la cámara anterior de
los saurios permite una midriasis duradera (entre 30 minutos y algunas
horas). La inexistencia de una respuesta paralela en los dos ojos ante un
estímulo lumínico unilateral no debe considerarse como un problema puesto
que es fisiológico en estos animales. 19, 59
5.9 Técnicas alométricas en la evaluación clínica de reptiles.
5.9.1 Control de la relación peso - tamaño en quelonios.
Esta relación se estableció en un principio para las especies Testudo graeca y
T. hermanni según la denominada Proporción de Jackson. Dicha relación
corresponde a un cálculo alométrico que relaciona la masa con la longitud del
caparazón, esta es una herramienta útil como indicador del estado de salud
de un individuo. Además, si se relaciona con la edad del mismo, puede
orientar acerca del peso satisfactorio que debería tener un animal de cierto
tamaño, con lo que también se pueden descartar posibles procesos
patológicos. 19, 58
108
Por ejemplo:58
En una tortuga de orejas rojas (Trachemys scripta) la relación es:
- 0,36 ± 0,01
X = 15.25 x Y
X = longitud del caparazón en milímetros (mm)
Y = masa corporal en gramos (g). 55
Para tortugas terrestres también existe la siguiente formula para determinar el
peso corporal:
PC= Lp3 X (0.191)
PC= peso corporal.
Lp= longitud del plastrón elevado al cubo y se multiplica por 0.191 (como
constante).58
5.9.2 Cálculo de la temperatura y el pulso de un reptil.
El metabolismo de los reptiles funciona de un modo efectivo cuando la
temperatura interna está dentro del margen de su TCP, un reptil con una
temperatura cloacal cerca de 34 - 36ºC puede considerarse que está en una
temperatura interna adecuada.
A esta temperatura el pulso del reptil puede ser tomado ya que un valor más
bajo o más alto provocaría bradicardia o taquicardia respectivamente.
55, 58
La siguiente ecuación determina el pulso adecuado de un reptil con relación a
su peso corporal:
- 0.25
X = 34 x Y
34 es constante
X = pulso en latidos por minuto (p/min)
Y = peso en kilogramos (Kg)
Dicha ecuación debe ser interpretada como orientadora dada la gran
diversidad de especies y estados fisiológicos existentes.
109
55, 58
Otra ecuación para obtener el pulso es: X= (33.4)W - 0.25
Donde: 33.4 es constante.
X= pulso en latidos por minuto
W= peso en Kg. 55, 58
5.10 Técnicas para la determinación del sexo en reptiles.
Todas las especies de reptiles poseen distintas adaptaciones a su medio y al
modo de apareamiento que llevan a diferentes sistemas de dimorfismo
sexual. En algunos reptiles es muy sencillo reconocer el sexo del animal y en
otros sólo es posible mediante el uso de técnicas especiales. Además, en los
reptiles existe la capacidad de formar individuos intersexuales en los que
puede observarse conjuntamente estructuras masculinas y femeninas.
19, 58
5.10.1 Ofidios
Es posible realizar una diferenciación únicamente visual en algunas especies
puesto que, por lo general, las hembras suelen ser mayores que los machos y
éstos suelen tener un engrosamiento en la base de la cola para albergar los
hemipenes, al igual que en los saurios. Además, en la familia Boidae,
presentan vestigios femorales formando pequeñas estructuras con aspecto de
unguícula laterales a la cloaca, estos vestigios son de mayor tamaño en
machos. 53, 58
Un sistema más seguro es la determinación mediante sonda o catéter.
Consiste en introducir una sonda lubricada a nivel de la cloaca y lateralmente
a la salida del conducto excretor común en dirección hacia la punta de la cola.
58
En machos el practicante se encuentra con los hemipenes invertidos, factor
que permitirá que la sonda pueda penetrar profundamente (entre 8 a 15
escamas subcaudales) mientras que en hembras no se podrá penetrar más
de 3 o 4 escamas. 19, 55 (Figura 47)
110
Figura 47. Técnica de sexado mediante uso de catéter en ofidios.
(foto: tomada de Vet-uy, revista veterinaria, 2008)
Debe destacarse que los hemipenes de cada especie son distintos así como
la anatomía de la cola con lo que deben usarse sondas apropiadas a cada
especie. Así pues, para una Piton regius de 150 cm se utilizará una sonda de
4 mm de diámetro, mientras que en una Lampropeltis getulus de 90 cm será
más conveniente usar una de 2 mm. 55 (Figura 48)
Este sistema puede verse complementado mediante el conteo de escamas
caudales ventrales, que por regla general suele presentarse en mayor número
en los machos por tener la cola más larga.
53
Figura 48. Sondas para sexar ofidios.
(foto: tomada por el autor, 2010)
111
5.10.2 Quelonios
Cuadro 7. Características para sexar tortugas:
REFERENCIA
Nº 1 Tamaño corporal
SEXAJE
Mayor en hembras
EJEMPLOS
Trachemys sp
Pseudemmys sp
Podocnemis sp
Mayor en machos
Caretta caretta
Variable (distribución y
Kinosternon sp
alimentación)
Nº 2 Ancho de cabeza
Mayor en machos
Kinosternon sp
Mayor en hembras
Graptemys sp
Nº 3 Forma y longitud
Larga y ancha en machos,
Fam Emydidae
de la cola
con abertura distal
Podocnemis
unifilis
Nº 4 Forma del
Cóncavo en machos,
Geochelone sp
plastrón
uniforme en hembras
Podocnemis sp
Nº 5 Proyección gular
Placas gulares alargadas en
Geochelone sp
machos
Nº 6 Glándulas
En mandíbula, más
Familia
sexuales
desarrollada en machos
Emydidae
Familia
Platisternidae
Nº 7 Longitud de las
Mayores en machos
uñas
Trachemys sp
Chrysemys sp
Pseudemmys sp
Nº 8 Color corporal
Cabeza oscura en machos y
Podocnemis sp
clara en hembras
nº 9 Variación
Cabeza y nariz rojizas en
estacional del color
machos en época de cría
Martínez A. Manual Clínico de Reptiles.
112
Geochelone sp
Métodos Complementarios:
Los individuos que no presentan dimorfismo sexual claro pueden sexarse
según los siguientes métodos:
-
Exteriorización del pene: con el quelonio escondido dentro del caparazón
se provoca manualmente un incremento de la presión en el interior del
mismo, con lo que el macho protruye el pene y la hembra suele orinar. Se
observa bien en galápagos aunque es poco útil en otros quelonios.53
-
Exploración radiográfica: Puede servir en caso de que la hembra esté
grávida y con los huevos suficientemente calcificados. 53
-
Exploración endoscópica: Por vía intracelómica se visualizan las gónadas
en la zona lumbar del caparazón. 53
5.10.3 Saurios y crocodílidos.
La gran mayoría de saurios está constituida por especies con separación
morfológica de machos y hembras, y sólo en algunas ocasiones el practicante
encuentra que existen únicamente hembras y se reproducen por procesos
partenogénicos, como es el caso de la Lacerta caucasica. 1, 58
Rasgos diferenciales:
El color es generalmente mucho más intenso en el macho que en la hembra.
La cola del macho tiene un ensanchamiento en la base provocada por el
volumen que ocupan los hemipenes (Figura 49). La cabeza suele ser más
ancha y grande en el macho que en la hembra. Durante el acoplamiento se
puede observar un comportamiento mucho más agresivo por parte de los
machos. 1
113
También pueden observarse los siguientes rasgos anatómicos:
♦ Existencia de poros femorales, más visibles y desarrollados en los machos
(Figura 50).
♦ Apéndices y formaciones anatómicas diferenciadas, como las crestas y
barbas de las iguanas. 1, 19
Figura 49. Engrosamiento de la base de la cola en saurios machos.
(foto: tomada de Vet-uy, revista veterinaria, 2008)
Figura 50. Poros femorales de una iguana
(foto: tomada de foro reptiles, 2010)
Métodos complementarios:
En algunos iguánidos puede medirse la distancia de penetración de los
catéteres o sondas de sexaje cloacal. De esta manera en iguanas jóvenes por
ejemplo, en las que es difícil determinar el sexo con precisión, se considera
macho cuando la sonda puede penetrar un mínimo de 1.25 cm (a causa de
los hemipenes). 1, 58
114
En cocodrilianos puede realizarse una palpación rectal con un dedo de guante
lubricado, así en los machos se puede localizar una pequeña estructura semicónica correspondiente al pene. 58
5.11 EXAMEN CLÍNICO DE OFIDIOS.
5.11.1 Contención física.
La parte del cuerpo para restringir un ofidio agresivo o del que no conocemos
su actitud, es la cabeza, pues es ésta su principal arma. Los ofidios
venenosos deben ser manejados en tubos plásticos transparentes, deben ser
además anestesiados mediante el uso de agentes inhalados para su posterior
examen. 19
La decisión de examinar una serpiente venenosa debe ser considerada sólo
cuando el veterinario ya ha tenido experiencia y tiene todos los elementos de
seguridad y tratamiento contra accidentes.19
Las especies no venenosas pueden ser sujetadas con las manos de una sola
persona, dependiendo de la talla. En general la cabeza debe sujetarse por
detrás del occipucio, con el primer y tercer dedo a los lados y el segundo dedo
por encima, la posición es importante ya que con estos dedos deben limitar
los movimientos laterales de la mandíbula. La mano restante es usada para
sujetar el cuerpo de la serpiente. 19, 55
La contención también puede hacerse en la unión cérvico craneal, pero puede
causarse dislocación si el manejo no es adecuado. Grandes ofidios como las
anacondas de más de 6 m y 100 Kg de peso pueden ser peligrosas para un
solo manejador. En estos casos debe haber más de un manejador, como
regla debe haber un manejador por cada metro de longitud del ofidio.
Animales de este tamaño son difíciles de mantener quietos, por lo que en
ocasiones será necesario anestesiarlos. 19
115
5.11.2 Exámen físico.
Debe evaluarse la actitud antes de tratar de sujetar al animal, posteriormente
debe incitárseles a reptar sobre las manos, la mesa de examen, y las pértigas
para evaluar el tono muscular, la propiocepción y la motricidad. Los ofidios
son flexibles y lentos, pero en determinados casos pueden desarrollar mucha
fuerza hasta hacerse rígidos o bien ser muy rápidos. Debe evaluarse la
postura de la cabeza, la postura corporal, el tono cloacal, ver la elasticidad de
la piel, reflejo de huida, y reflejo pupilar, todos éstos en conjunto pueden ser
usados para evaluar la función neuronal.19, 55
El tegumento, particularmente la cabeza y las escamas ventrales deben
evaluarse para evidenciar si hay disecdisis, trauma, parasitismo, o infección
microbiana. Las líneas agudas de la piel en la columna pueden indicar
caquexia o deshidratación. Debe ponerse especial atención a porciones de
piel engrosadas o tumefactas ya que pueden deberse a retención local de piel
o descargas. Los ojos son un lugar de principal importancia en la disecdisis.
La córnea no está expuesta normalmente, está cubierta por un especulo
transparente que cambia con la ecdisis. Antes de la muda de piel, se produce
entre la córnea y el especulo un líquido blanquecino que ayuda a que el
especulo viejo se libere más fácilmente.19, 58
El especulo debe ser liso, pero si es rugoso, puede indicar retención del
mismo. El fluído subespecular puede descender por el conducto nasolagrimal.
Cuando este conducto se tapona, el líquido se puede acumular, resultando en
absceso subespecular; esto puede causar lesión sobre la córnea, resultando
en panoftalmitis y opacidad ocular, mientras que la abscedación retrobulbar
resulta en protrusión ocular. Otras patogénesis oculares resultan en uveítis,
lipidosis ocular o cuerpos extraños oculares. 19, 53
Debe palparse todo el cuerpo en busca de tumefacciones, heridas u otras
irregularidades. Anormalidades internas pueden ser indicadas por la posición
del animal, además de un cambio en la longitud ventral (LV), que es la medida
116
por la parte ventral desde la parte más craneal de la boca hasta la punta de la
cola y referida la totalidad como porcentaje 100; así los órganos internos se
localizan a un determinado porcentaje: corazón, 22 - 35%; Pulmones, 25 60%; sacos aéreos, 45 - 85%; hígado, 35 - 60%; estómago, 45 - 65%; bazo,
páncreas y vesícula biliar, 60 - 70%; intestino delgado, 65 - 80%; riñones, 65 90%; y colon, 80 - 100%. (Figura 51) 19, 53, 55
Figura 51. Anatomía de un ofidio.
(foto: tomada de foro reptiles 2008)
Dependiendo de la musculatura y de las reservas de grasa de los ofidios, es
posible palpar el corazón y las heces. Es posible que se palpe una masa
grande cuando el animal ha comido recientemente, en algunos animales
palpar demasiado en esta zona puede causar regurgitación. Los huevos y los
folículos preovulatorios pueden palparse en ocasiones.
19
El exámen clínico podría diferenciar entre masas celómicas o extracelómicas.
La mayoría de las masas subcutáneas son abscesos, pero quistes
parasitarios, ampollas y neoplasias pueden verse ocasionalmente.19, 58
Masas internas pueden representar abscesos, neoplasias, granulomas,
cuerpos extraños, órganos hipertrofiados, huevos postovulatorios o folículos
preovulatorios. La cloaca tiene siempre tono muscular, y siempre debe estar
libre de materia fecal.
Serpientes nerviosas, especialmente las colúbridas, tienden a expeler el
contenido de sus sacos anales. 19, 55
117
La auscultación de la cloaca se puede hacer suavemente con un otoscopio o
endoscopio rígido. La palpación digital es una buena técnica poco utilizada.
En ofidios de tamaño pequeño a medio, se deben usar guantes de
exploración lubricados.58
La palpación induce en la mayoría de casos a defecación y micción, es este el
momento para tomar muestras para laboratorio. Debe también examinarse la
cloaca para explorar la presencia o ausencia de hemipenes para saber el
género del animal o confirmarlo.58
El largo de la cola (y el número de escamas subcaudales) indica si el animal
es macho o hembra, pero este método requiere de información publicada
sobre la longitud de los hemipenes con relación al número de escamas
contadas. 19, 58
En general los sacos de los hemipenes en machos son más profundos que en
las hembras. Para saber su profundidad es necesario utilizar un hisopo o
catéter delgado de punta roma no cortante lubricado, que se deberá introducir
dentro de éstos, debe entrar primero perpendicular y luego caudal y paralelo
hacia la cola del animal (dirección caudal). En los machos la profundidad es
de 6 a 14 escamas subcaudales, mientras que en las hembras la profundidad
es de sólo 2 a 6 escamas. 53, 55
El exámen de la cavidad oral es importante, esto porque muchos ofidios
sufren de estomatitis debida a traumatismo por manipulación, al capturar sus
presas o por enfermedades microbianas y nutricionales.
58
La boca puede abrirse con un abatelenguas de madera, una espátula o tarjeta
plástica (Figura 52). Debe examinarse allí el color de la membrana mucosa,
buscar evidencias de edema, ptialismo, hemorragias, necrosis o presencia de
exudado fibrinoso. Depósitos blancos pueden indicar acumulación de ácido
úrico causados por gota visceral.58
118
Figura 52. Evaluación de la cavidad oral
(foto: tomada por el autor, 2010)
La glotis y la faringe deben ser examinadas para ver si hay presencia de
hemorragias, cuerpos extraños y descarga. 19
Es importante observar la glotis durante a respiración en un intento por
diferenciar entre descargas originadas de los tractos respiratorio o digestivo. 19
Infortunadamente, el animal se estresa mucho durante el exámen, por lo que
la tasa de respiración se eleva en reptiles normales, perdiendo esto como
indicador de enfermedad o alteración del aparato respiratorio; así la taquipnea
en este caso no es un buen indicador de enfermedad respiratoria.
19
Durante la exploración de la cavidad oral debe evaluarse que las fosas
nasales (narinas) estén patentes y debe evaluarse el estado de polifiodontia.
5.12 EXÁMEN CLÍNICO DE SAURIOS.
5.12.1 Contención física.
Los saurios son un grupo de animales muy variados con respecto a talla,
largo y temperamento, por lo que las técnicas de manipulación deben
ajustarse a cada animal en una situación práctica. El contenedor de transporte
de estos animales debe ser amplio o tener una zona de acceso directo,
puesto que si la entrada es estrecha, sacar al animal puede resultar peligroso.
Animales grandes deben ser restringidos limitando el movimiento de sus
miembros, siendo dirigidos estos contra el cuerpo del mismo animal,
procurando alejar las manos y el cuerpo del manejador de la boca del animal.
119
Debe restringirse por completo el movimiento de la columna vertebral puesto
que se puede causar dislocación vertebral.1, 58
Saurios de talla pequeña pueden ser restringidos con una sola mano, los
dedos pulgar e índice deben sujetar la cabeza por la mandíbula, mientras que
los dedos anular y meñique sujetan la pelvis del animal. Nunca deben
sujetarse estos animales por la cola, ya que muchos de ellos pueden hacer o
practicar la autotomía para escapar de un predador o del manejador.1, 58
Esta es una adaptación fisiológica para la supervivencia, pero es indeseable
que sea causada por el manejador o veterinario. La restricción de la visión en
estos animales es fácil, se hace arrojando una toalla sobre la cabeza, durante
el exámen esto facilita mucho el manejo, así como la inspección del cuerpo y
los miembros. Una técnica de restricción en los iguánidos es el uso de la
respuesta vagovagal, ésta se realiza mediante una suave a moderada presión
sobre la órbita de los ojos por 5 a 25 segundos, en muchos casos, estos
animales entran en un estado de sopor que puede durar hasta 45 minutos,
esto produce una disminución leve del ritmo cardíaco y la presión sanguínea,
este estado puede ser interrumpido por un estímulo como el ruido o el dolor. 55
Esta técnica puede ser empleada para calmar iguánidos nerviosos, y puede
así examinarse la boca sin necesidad de emplear fuerza excesiva. En ofidios
puede conseguirse un resultado similar presionando la región dorsal del cuello
durante unos instantes.1, 53, 55
5.12.2 Exámen físico.
El tegumento debe examinarse por si hay presencia de parásitos, traumas por
golpes o peleas y heridas. Los saurios cuidan su piel y la retiran contra
objetos en los períodos de ecdisis, quedando una piel flexible y transparente.1,
58
(Figura 53)
De manera frecuente, la retención de la piel ocurre en los dedos y la cola, lo
que puede en estos casos llevar a necrosis isquémica.
120
La exfoliación excesiva de piel puede ser indicador de caquexia y posible
deshidratación. 1
Figura 53. Tegumento sin anormalidades de un saurio.
(foto: tomada por el autor, 2010)
Las escamas del rostro, alrededor de los ojos y las escamas timpánicas
deben ser limpias y libres de descargas, la presencia de materiales
blanquecinos puede ser normal, pues algunas iguanas tienen en estas zonas
glándulas de sal (glándulas nasales especializadas). En el rostro puede haber
heridas debidas a repetitivos intentos de fuga del lugar donde habita, y esto
es signo de que el animal no gusta de ese ambiente.1, 19
Masas de tejido suave son indicio de absceso, pero cuando son más difusas y
repartidas en zonas cerca de los huesos de la mandíbula y huesos largos
pueden ser indicio de enfermedad metabólica del hueso. Los saurios sufren
de hipocalcemia severa e hiperfosfatemia causados por hiperparatiroidismo
nutricional secundario o enfermedad renal crónica, lo que puede relacionarse
con tremores periódicos y fasciculación muscular. 1, 19
En un animal normal, el alimento y la materia fecal dentro del tracto
gastrointestinal, depósitos grasos, el hígado, los folículos preovulatorios y los
huevos pueden palparse.1, 19, 55
Cálculos vesicales, fecalitos, riñones agrandados, pueden también palparse;
además deben confirmarse con endoscopía. En las iguanas (Iguana iguana),
la nefromegalia puede ser apreciada por palpación cloacal.
121
1, 58
La boca puede ser abierta igual que en los ofidios, sujetando al animal de la
barbilla y la cabeza, allí debe tratar de evidenciarse traumas, infección,
neoplasias y edemas (especialmente edema faríngeo), además se debe
examinar la glotis rutinariamente, algunos saurios al igual que ofidios, abren la
boca por si mismos como defensa al manejo.58 (Figura 54)
La alta incidencia de distocia en saurios indica la necesidad e importancia de
la identificación del sexo en estos animales. 1
Muchos saurios presentan dimorfismo sexual, pero esto no se presenta en
animales jóvenes.1
Figura 54. Cavidad oral de un saurio.
(foto: tomada de foro reptiles 2008)
En general los machos adultos tienen colores más intensos, exhiben más
comportamientos de territorialidad y cortejo y tienen prominentes poros
femorales o preanales. El medir la profundidad de los hemipenes o su
eversión son técnicas empleadas en estos animales pero con mayores
dificultades. 58
5.13 EXÁMEN CLÍNICO DE QUELONIOS.
En los quelonios el caparazón es una estructura para su defensa que dificulta
el exámen clínico. De igual manera es necesario conocer su anatomía para
realizar una correcta evaluación.9 (Figura 55)
122
Figura 55. Anatomía interna de una tortuga.
(foto: tomada de infovisual 2009)
5.13.1 Contención física.
Las tortugas de talla pequeña o mediana no son difíciles de manipular, pero
son
fuertes
y por
naturaleza
poco
cooperativas
para
el
examen,
obstaculizando el mismo. Hay que tener mucha paciencia para poder
persuadir a estos individuos a salir del caparazón, cuando han sacado la
cabeza debe sujetárseles por los cóndilos occipitales con el dedo pulgar e
índice, esto para impedir que el animal retraiga la cabeza de nuevo dentro del
caparazón. Los miembros deben ser traccionados firmemente.9, 58
El espacio celómico dentro del caparazón es restringido, por tanto, los
miembros deben jalarse suave pero firmemente al tiempo que la cabeza.58
Muchas especies poseen "bisagras" con las que de cierta forma cierran el
caparazón con lo que se dificulta aún más el examen, debe evitarse que
cierren el caparazón colocando un gancho de metal, pero sin causar heridas
en el animal. (Ejemplo: Kinosternon spp). 9
Cuando los individuos son muy agresivos y se esconden para atacar dentro
del caparazón, o cuando se hace imposible su control físico será necesario
usar una dosis de sedación ligera de un agente de bloqueo neuromuscular.
123
58
5.13.2 Exámen físico.
Aplicando una presión firme en las extremidades posteriores logramos que la
tortuga asome la cabeza, debemos sujetarla con los dedos por ambos lados
evitando lesionarla,
cuando este ya sujeta la cabeza, con ayuda de un
abatelenguas abrir la boca de la tortuga y una vez abierta, podemos dejarlo
insertado para evitar que la cierre.58
Con la mano libre se puede examinar la cabeza y tomar muestras. En
tortugas agresivas, al abrir la boca para amenazar, se da el momento
oportuno para evaluar la cavidad bucal con un manejo mínimo (Figura 56). La
cavidad bucal siempre debe examinarse, particularmente para evidenciar
estomatitis, que en estos animales puede convertirse en una esofagitis
generalizada rápidamente. 58
Figura 56. Cavidad oral de una tortuga
(foto: tomada de foro reptiles 2010)
El exámen esofágico se puede hacer con un endoscopio rígido o con un
otoscopio de cono largo, la inflamación submandibular o la automutilación del
miembro anterior que roza con la boca suele acompañar la estomatitis. Se
debe evaluar el color de la mucosa, que es normalmente rosada, la hiperemia
se asocia con septicemia o toxemia, la ictericia puede verse en casos de
hepatitis severa y la membrana pálida en casos de anemia verdadera. Los
depósitos pálidos dentro de las membranas orales pueden deberse a
infección o uratos asociados a gota visceral. 30, 55, 58
124
La glotis puede ser difícil de visualizar, se ubica atrás de la lengua; es
importante examinarla para ver si hay descargas coincidentes con
enfermedad respiratoria. 19
El exámen de la cabeza debe incluir las fosas nasales por cualquier descarga
y el pico por daño (fractura) o crecimiento excesivo. Los párpados deben estar
abiertos, nunca distendidos ni inflamados, mientras que los ojos deben ser
brillantes. 9
La conjuntivitis, las úlceras corneales y opacidades son frecuentes (Figura 57).
La retina puede degenerarse como consecuencia de congelación durante la
hibernación, y el examen oftálmico es necesario en tortugas anoréxicas.
Deben examinarse las placas timpánicas en busca de signos de inflamación
asociados con abscedación timpánica. El tegumento no debe tener ningún
tipo de daño, el cual puede causarse por machos agresivos en cortejo e
inflamaciones subcutáneas, que son abscesos usualmente o por personas
que los perforan para poder amarrar a estos animales.
9, 55
Figura 57. Edema de parpados en tortugas.
(foto: tomada por el autor, 2009)
Las tortugas de agua dulce (Trionix) son más susceptibles a dermatitis
micóticas superficiales y profundas, en especial alrededor de cabeza, cuello y
miembros. Deben buscarse parásitos, disecdisis, traumas e infecciones
debidas al ataque de roedores, perros o gatos. Los conflictos agresivos y el
trauma de cortejo se consideran si los quelonios viven en grupo.58
125
La fractura de miembros se reporta poco, comparado con los lagartos, pero se
presenta comúnmente por pisos duros e individuos con hiperparatiroidismo
nutricional secundario. Las inflamaciones subcutáneas usualmente son
abscesos (Figura 58), pero las articulaciones inflamadas pueden indicar
fractura, osteomielitis o artritis séptica.30
Figura 58. Absceso subcutáneo en tortugas.
(foto: tomada de foro reptiles, 2008)
La fosa prefemoral se palpa con el quelonio cabeza arriba. La agitación del
quelonio permite al clínico palpar huevos, cálculos vesicales u otras masas
celómicas. El caparazón se examina para ver su dureza, pobre conformación,
trauma e infección. Si el caparazón es suave, puede ser debido a pobre
mineralización como resultado de hiperparatiroidismo nutricional secundario
por deficiencia de calcio en la dieta, exceso de fósforo y carencia de luz de
amplio espectro.9, 58
La forma de pirámide del caparazón se asocia con exceso de proteína en la
dieta, aunque puede ser multifactorial, las infecciones se presentan con
pérdida y reblandecimiento de las placas, acompañado de eritema, petequias,
descargas purulentas o caseosas y mal olor. Las infecciones profundas
involucran al hueso causando osteomielitis. 9, 19
Los prolapsos son obvios, pero se debe determinar la estructura involucrada.
Pueden incluir tejido cloacal, oviducto, colon, vejiga o pene. 58 (Figura 59)
126
Se recomienda exámen interno con palpación digital y otoscopio o
endoscopio. Generalmente los machos se diferencian de las hembras por sus
colas largas y la posición del orificio cloacal caudal al borde del caparazón. 58
Figura. 59 Prolapso del aparato reproductor en una tortuga hembra.
(foto: tomada por el autor, 2009)
Otras características dimórficas son obvias, como la concavidad en el plastrón
de algunos machos, o en estos mismos las uñas largas en los miembros
anteriores. 9, 30, 58
127
CAPÍTULO 6. PRÁCTICA DE EXÁMEN CLÍNICO EN AVES.
Las aves son una clase de vertebrados amniotas con sangre caliente, entre
cuyas principales características figuran poseer el cuerpo recubierto de plumas,
con pico, extremidades anteriores en forma de alas y ausencia de dientes (en
casi la totalidad de los casos). Las aves son ovíparas, es decir que su ciclo
reproductivo se realiza a través de huevos y se conocen más de 9000 especies
en todo el mundo, las que han sido clasificadas en 29 órdenes, todos ellos
subdivididos en familias (165) y luego en géneros (alrededor de 2000). 76
El exámen físico de un ave es una parte útil de la investigación de un problema
y también puede ser una parte del control de la enfermedad de rutina, por
ejemplo, controles sanitarios anuales y el exámen de las aves nuevas entrando
en una colección. 18
Para llevar a cabo un exámen físico es beneficioso para estar al tanto de la
apariencia normal y las características anatómicas de las especies en estudio,
dicho exámen se utiliza como guía para poder detectar aves que pueden estar
enfermas, heridas, con malformaciones o defectos de funcionamiento. Se trata
de un procedimiento completo de largo alcance que puede detectar una amplia
gama de enfermedades y condiciones en múltiples sistemas del organismo.
Los resultados de un exámen físico del ave o las aves se deben utilizar en
conjunción con la historia del ave o las aves, la consideración de su entorno
inmediato (por ejemplo, la jaula o caja), la aparición de excrementos y las
pruebas adicionales necesarias.18
La historia clínica es una parte vital de la investigación sobre la enfermedad, ya
se trate de un individuo o de un grupo. Los hallazgos de la historia se deben
utilizar junto con la evaluación del entorno inmediato del animal afectado, el
exámen de los individuos afectados en vivo y el examen post mortem si fuera
necesario. El uso de las formas estándar de la historia de los individuos y de
los problemas del grupo reduce el riesgo de que se omite información
importante y siempre debe haber una sección para notas y comentarios a cubrir
la información no estándar.18, 76
128
En los parques zoológicos, el cuidador también observa a los animales y ellos
están en mejor posición para proporcionar la mayor parte de la historia del
animal y el grupo. Para los animales en un grupo, puede ser difícil confirmar si
un individuo come o bebe más o menos de lo normal, o para determinar que
animal esta enfermo. Es mejor recoger "demasiada" información en el
momento de un incidente que muy poca, volver atrás y recoger la información
que falta sería complicado. Esto es particularmente cierto cuando se trata de
eventos de vida silvestre, así como en animales en cautiverio. Si un animal se
presenta fuera de su entorno habitual, entonces la información sobre su
entorno normal, o la zona en la que se encuentran, deben ser descritos como
parte de la historia. 18, 76
6.1 Evaluación del ave en el medio ambiente.
Cuando sea práctico transportar un ave dentro de su jaula, para su exploración
física, la jaula debe ser presentada, con sustrato o suelo de la jaula u otra
cubierta, así como los excrementos producidos por las aves.76
Si la jaula normal no se puede traer, el aviario, caja o medio ambiente, los
detalles de estos deben formar parte de la historia clínica y el dueño o el
encargado debe presentar una muestra de excrementos típicos. 76
Los excrementos deben ser examinados visualmente, tomar nota de la
cantidad, el color y la consistencia de ambos componentes fecales y ácido
úrico. Si la sangre está presente, se debe hacer una evaluación de la cantidad
de sangre, teniendo en cuenta la capacidad de un pequeño volumen de sangre
para cubrir un área grande. La sangre puede provenir de una lesión externa
(por ejemplo, una laceración o una pluma sanguíneos dañados) o de la
cloaca.76
Las aves acuáticas pasan la mayor parte de su tiempo en el agua o en el suelo
y por lo tanto en íntimo contacto con el sustrato y el agua que componen su
entorno inmediato. Los Detalles del sustrato (por ejemplo, hormigón, barro,
pasto), agua (construcción de piscinas, la profundidad, el flujo de agua, etc.) y
otras características ambientales en las que el ave se ha mantenido o que se
encuentran pueden ser muy importantes en el diagnóstico de la enfermedad.
129
Los Excrementos de color verde brillante son característicamente vistos en las
aves acuáticas con envenenamiento por plomo. 39, 76
La exploración clínica es una parte fundamental de diagnóstico de los
trastornos de las aves. Implica manejar y sujetar al ave con el fin de poder
realizar las investigaciones necesarias. Antes de manejar un ave hay que tener
en cuenta unos requisitos previos importantes. El primero de ellos es
asegurarse de tener una anamnesis tan completa como sea posible. Esto debe
incluir información no solo de las aves, sino también del entorno en donde
viven y su manejo. Puede ser recomendable que el veterinario visite las
instalaciones o como mínimo vea la jaula antes de intentar hacer una
exploración clínica.18, 76
Antes de la exploración clínica puede ser útil realizar pruebas complementarias
como examinar las heces o los alimentos que quedan en la caja o analizar el
posible material toxico que indican que investigaciones serian necesarias.
Después de la anamnesis deben de observarse a las aves, la observación
implica mirar al ave cuidadosamente sin tocarla ni sujetarla. Existen muchas
formas de observar a las aves y el método elegido depende de las
circunstancias, instalaciones y la finalidad de la intervención.
76
6.2 Observación.
La primera etapa en la exploración física de un ave es la observación, de
preferencia que el ave no se entere que está siendo observado. 18
En términos generales la observación puede dividirse en dos grupos:
1. Cuando el ave es consciente de la presencia del observador.
2. Cuando el ave no es consciente de la presencia del observador.
Idealmente debe de realizarse los dos tipos de observación, puesto que
ninguno de los dos proporciona toda la información importante. Así un ave
puede mostrar determinados rasgos de conducta cuando esta sola y el
observador no esta cerca, pero puede que no los muestre cuando ve al
observador, en cuyo caso puede suprimir los rasgos conductuales, a la inversa
130
algunos rasgos se observan cuando hay una persona cerca. Por lo tanto,
siempre que sea posible, el ave debe observarse primero sin que sea
consciente de la presencia del observador y luego siendo consciente de ella.18
La observación siendo el paciente consciente es mucho más fácil de realizar,
pero aun así debe de realizarse de forma sistémica y lógica. Al principio el ave
debe observarse a distancia y solo hay que aproximarse a ella posteriormente.
Debe observarse la respuesta del ave frente a la presencia de una persona o a
estímulos como los sonidos, también deben de registrarse la actitud general o
la tranquilidad del ave. 39, 76
Un ave puede incluso intentar disminuir los signos clínicos, durante la
observación, también se pueden medir otros parámetros, como la frecuencia
respiratoria, estos suelen apreciarse mediante un balanceo de la cola, se
puede incluso usar como referencia comparando la respiración antes de la
captura y después de la captura. En general la observación debe realizarla un
veterinario solo sin que haya más personas presentes, sin embargo la
presencia del dueño en ocasiones puede ser útil. 39 (Figura 60)
Figura 60. Observación de un ave para exploración.
(Foto: tomada por el autor, 2010)
6.3 Anamnesis.
Generalmente, en la clínica de aves, los cirujanos veterinarios se enfrentan a
una sola ave doméstica en su clínica, pero suele ser necesario hacer visitas
para observar a un ave o una bandada en el lugar donde se alojan con es el
caso de parques zoológicos. En ambos casos es esencial obtener una
anamnesis exhaustiva y bien detallada, del dueño o del personal de
131
mantenimiento o cuidador para realizar el diagnóstico preciso, para ello es
importante realizar las preguntas de forma sistémica y metódica. La obtención
de la anamnesis clínica en la práctica aviaria es muy parecida y tiene muchos
aspectos en común con la obtención de información en la práctica veterinaria
general, por lo tanto es esencial hacer preguntas cuidadosas, metódicas y
lógicas cuando se trata de aves. 18, 39
Al principio es importante obtener información básica del dueño y del paciente
a partir de la hoja clínica: 39
 Datos del dueño: nombre, dirección, número de contacto, dirección de
correo electrónico.
 Datos del paciente: especie, sexo, edad, identificación, origen y desde
cuando pertenece al cliente.
 Detalles clínicos generales: signos clínicos, duración de la enfermedad,
actitud del ave, comportamiento, alimentación, regurgitaciones, vaciado
(falconiformes), consistencia. y aspecto de heces, muda, peso corporal,
estado reproductor y tratamientos que se hayan empleado antes.
 Alojamiento: tipo de jaula, cercado o exhibidor, tamaño, materiales,
vegetación, localización de la jaula, mobiliario, suelo, comederos y
bebederos, contacto con otras aves.
 Alimentación: tipo de dieta, cambio de dieta, almacén de alimentos,
apetito y consumo de agua.
Las aves acuáticas saludables deben aparecer con los ojos brillantes y alertas,
con plumaje liso. Si se observa dentro de un recinto o medio natural,
enfermedad en las aves acuáticas, puede ser difícil de encontrarse ya, que se
oculta dentro de la vegetación, o puede ser encontrado sentado inmóvil cerca
del borde del agua.18, 39, 76
El sobrecalentamiento puede ser visible con la boca abierta para respirar y la
garganta constante, aleteo, lo que también puede verse en algunas aves como
una señal de estrés. 76
132
6.4 Exploración física.
La exploración física implica manejar o sujetar al ave, el manejo o sujeción
pueden, a su vez ser diferentes. El manejo
implica tocar al ave, pero no
necesariamente limitarla físicamente por lo que no se inhiben sus movimientos
ni su actividad. 42
Cuando más restringida esta el ave, menos normal estará lo que puede
complicar la exploración y la interpretación de los resultados. Sin embargo
cuando el ave esta envuelta en una toalla para poder explorarla, puede intentar
picar al explorador, pueden aumentar sus frecuencias tanto respiratorias y
cardiacas y es posible que no responda a estímulos visuales, u otros estímulos
(Figura 61).
Por lo tanto la magnitud de la inmovilización debe limitarse sobre
todo al principio de la exploración, para poder obtener datos relativamente
fiables.18, 42
El impacto del manejo y de la inmovilización puede reducirse de muchas
formas, por ejemplo utilizando una luz suave o poniéndole una caperuza o una
bolsa de tela en la cabeza. En algunos casos es necesario sedar al ave, pero
hay que tener en cuanta el efecto de la sedación, especialmente en lo que se
refiere a parámetros a los que puede afectar, como la frecuencia cardiaca, los
valores hematológicos y la respuesta a estímulos. 39, 42
Figura 61. Sujeción de un loro con ayuda de una toalla
(Foto: cortesía Dirección General de Zoológicos, 2009)
6.5 Peso y medidas morfológicas.
Cuando se maneja o se sujeta a un ave siempre hay que pesarla (Figura 62). El
peso proporciona datos importantes (especialmente cuando se combina con las
medidas morfológicas, como las medidas de las alas o de las patas) que
pueden utilizarse para evaluar la salud, seguir la respuesta al tratamiento y
133
para otras finalidades, como determinar el sexo, la taxonomía o proporcionar
información para posteriores casos judiciales. 76
Figura 62. Obtención del peso de un ave mediante la bascula.
(Foto: tomada de Avian Medicine, 2010)
En ocasiones es posible pesar las aves fácilmente, por ejemplo se pude poner
una caperuza a un halcón y colocarlo sobre la balanza o la bascula sin
dificultad.18
Los psitácidos generalmente permiten que el dueño las coloque en una báscula
o se le puede sujetar suspendidas en una bolsa de tela en una balanza de
resorte. Sin embargo, en muchos casos, el ave debe pesarse durante la
inmovilización física. En este caso, el ave se coloca en una bolsa de tela
pequeña o se le envuelve en una toalla y después se le pesa en una báscula o
balanza. Cuando se registra el peso de ave, hay que tener en cuenta si ha
comido recientemente y en especial si el buche contiene alimento.18, 76
El uso de guantes puede ser apropiado en algunas especies, como aves de
rapiña (Figura 63). En particular, el uso de guantes debe ser evitado en la
manipulación de aves pequeñas.18
Figura 63. Sujeción con guantes de un ave de presa.
(Foto: cortesía Dirección General de Zoológicos)
134
Las aves pequeñas, en particular las aves enfermas, pueden llegar a morir
repentinamente por insuficiencia cardiaca ocasionada por el estrés de la
contención.18
6.6 Exploración sistémica.
Consiste en seguir un método adecuado y reducir el riesgo de omitir una parte
determinada de la exploración o una intervención en especial. Estas omisiones
pueden producir complicaciones o diagnósticos erróneos en las aves cautivas,
e incluso tienen repercusiones más negativas cuando se explora un ave que
vive en libertad que posteriormente se va a liberar cuando no existe la
posibilidad de volver a capturarla para rectificar las omisiones.76
Por lo tanto es necesario que el clínico realice un método lógico sistémico, ya
establecido, o debe seguir un protocolo escrito o un diagrama de flujo.
76
El abordaje preferido para la exploración clínica sistémica es comenzar por la
cabeza del ave y después ir bajando por el cuerpo, explorando las alas, el
propio cuerpo, la cola, las patas y los pies. En todas estas fases, es importante
comparar y contrastar la parte derecha con la izquierda. Así, lo que puede
parecer una inflamación de la articulación del codo izquierdo puede ser una
característica anatómica normal si se observa la misma inflamación en la
articulación del codo derecho. 39, 76
Sin embargo, siempre hay que tener cuidado, porque las anomalías
esqueléticas bilaterales no son infrecuentes. En esta fase pueden realizarse
pruebas estándar sobre la parte determinada
del organismo que se esta
explorando. Así, por ejemplo, cuando se exploran los ojos debe tenerse la
oportunidad de comprobar los reflejos pupilares y posiblemente también de
explorar la cámara anterior, el cristalino, la cámara posterior y la retina con un
oftalmoscopio. En el caso de las extremidades (alas y patas) deben flexionarse
y extenderse todas las articulaciones, así como realizar movimientos de
abducción y aducción. 76
El aspecto de un órgano o de una estructura suele relacionarse con la función,
lo que puede suponer una dificultad para la exploración clínica. Distintos
autores tienen sus propios abordajes; por ejemplo, algunos veterinarios
135
exploran la visión del ave, en especial comprobando que no hay deterioro
visual evidente, durante la observación, y exploran el ojo cuando el ave esta
inmovilizada. Otras pueden retrasar la evaluación de la función visual hasta
después e la exploración física. Generalmente, el rendimiento locomotor se
evalúa durante la exploración o al final de la exploración.
42, 76
Las superficies plantares de las patas siempre deben observarse con cuidado,
porque las lesiones pequeñas, como los cambios degenerativos tempranos,
pueden ser un signo importante del estado de salud del ave o proporcionar
información básica útil sobre su manejo y cuidados.
42
6.7 La piel y plumaje.
Las plumas deben ser de color uniforme. Es necesario tener en cuenta que
ninguna de las áreas delgadas en las plumas individuales, es indicativos de
enfermedad o problemas de nutrición durante el crecimiento de las plumas. Un
área de plumas mate puede indicar una lesión subyacente. La presencia de un
pequeño número de parásitos externos pueden ser una coincidencia. Un gran
número de piojos de las plumas indican un ave debilitada.42 (Figura 64)
Figura 64. Infestación de piojos en aves.
(Foto: tomada de ehowenespanol.com, 2009)
También se debe observar la glándula uropigial, ver el grado de enrojecimiento,
hinchazón y secreción anormal. 76
136
6.8 Cabeza y cuello.
Tener en cuenta que ninguna de las heridas de músculo, perforaciones,
laceraciones, desprendimiento de tejido subcutáneo, sean indicadores de algún
tipo de neoplasia. La palidez general de las membranas, mucosas y la piel se
puede observar en la pérdida de sangre y anemia. La cianosis puede ser vista
con la piel engrosada y la pérdida de plumas puede indicar infección por tiña.
76
6.9 Pico.
Se evalua el aspecto normal, cosnsistencia, simetria, pruebas de daños o
lesiones. La morfologia normal varia mucho según la especie del ave y sus
hábitos de almentación. 42 (Figura 65)
Figura 65. diferentes picos de las aves.
(Foto: tomada de infovisual.info, 2008)
La evaluación se debe realizar de manera detallada, el ave puede estar en mal
estado con problemas nutricionales o de enfermedad parasitaria. Es necesario
considerar que no siempre las lesiones en piel con característica escamosa se
deben a infección de ácaros como el Cnemidocoptes, el color marrón y
crujiente se relaciona con la infección por viruela aviar, así como algún daño
hepático. 42
La nariz debe estar limpia y abierta, comprobando la descarga. La boca se
debe abrir y comprobar la presencia de placas, decoloración, área necrótica
(raspar suavemente cualquier lesión y preparar frotis para el examen bajo el
microscopio). 42, 71
Nota: revisar todas las áreas, incluyendo debajo de la lengua, la coana y la
glotis.18 (Figura 66)
137
Figura 66. Exploración de la cavidad oral de un ave.
(Foto: cortesía Dirección General de Zoológicos, 2009)
A los orificios nasales se les observa el tamaño y aspecto y la presencia o
asusencia de exudados. La mucosa bucal se evalua de acurdo a el color y
presencia de lesiones, aspecto normal de las estructuras asociadas, como la
glotis. Esta varia según la especie, pero pueden tomarse muestras cuando el
ave abre el pico. 42
6.10 Ojos y zona periorbitaria.
Los ojos deben ser redondos y brillantes, depende la especie, puede aparecer
hundido en las aves deshidratada, sombras alrededor de los ojos puede indicar
presencia de epífora. 42
Es necesario comprobar si hay inflamación de los párpados y conjuntiva, o
presencia de cuerpos extraños. 42 (Figura 67)
Figura 67. Irritación de membranas conjuntivas en aves.
(Foto: tomada de aviario picaflor, 2009)
138
También se debe comprobar si hay hinchazón (unilateral o bilateral) justo por
encima o debajo del ojo, por ejemplo, la sinusitis se ah visto asociada con
varias infecciones respiratorias, puede ser examinado en las lesiones
superficiales con fluoresceína. Se debe evaluar alguna diferencia en tamaño.
Los parásitos (sanguijuelas, duela los ojos, afectación ocular) puede estar
presentes. Puede llevarse a cabo una exploración oftalmológica completa. 18, 71
6.11 Oído.
Son raros los problemas de oído, debe ser revisado en base a su anatomía
(Figura 68)
en busca de pólipos, lesiones neoplásicas, infección. Se evalua la
presencia de exudados, cuerpos extraños y miasis.71
Figura 68. Anatomia interna del oido de un ave.
(foto: tomada de blogspot.mx, 2006)
6.12 Cuello.
Se debe palpar cuidadosamente cualquier anomalía generalizada o inflamación
localizada en el esófago. Se evalua que no haya inflamacion o impactación.71
Es necesario palpar el esófago y buche (Figura 69). Un examen más detallado
del esófago y buche puede ser realizado por endoscopia, esto puede requerir
anestesia general. El esofago y buche pueden explorarse con un endoscopio y
pueden obtenerse muestras.71
139
Figura 69 Esofago y buche de un ave.
(foto: tomada de blogspot.com, 2006)
6.13 Extremidades.
A las alas se deben evaluar lesiones, heridas, fracturas, dislocaciones, plumas
primarias y secundarias y cobertoras normales (Figura 70). Se combina con
pruebas de funcionalidad como el vuelo. Se debe explorar y manipular las alas
y las piernas con cuidado para las fracturas o dislocaciones. 71
Revisar toda la longitud de cada hueso largo, palpar y manipular cada
articulación. Las alas deben ser examinadas una a una, mientras que la otra
ala se mantiene sujeta con el cuerpo.71
Las piernas deben palparse y explorarse de una en una, mientras que la otra
pierna se mantiene contenida, en particular en las aves de patas largas. se
evalua igual que las alas. Tambien se raliza pruebas de la funcion, capacidad
del ave para quedarse de pie, caminar, correr, etc. Las piernas también se
extienden entre sí respecto a la simetría.71
Es necesario inspeccionar las áreas sin plumas, comprobar
que no haya
trauma asociado. Observar cualquier área descolorida (pálida y fría,
enrojecidos e hinchados o secos y con necrosis). En los pies se explora si hay
heridas, inflamacion u otras lesiones, especialmente infeccion de patas u otras
lesiones asociadas.71 (Figura 71)
Inspeccionar cuidadosamente la superficie plantar de los pies, observar que no
existan lesiones. Comprobar si hay hinchazón conjunta indicativos de la gota
articular y artritis. 42
140
Figura 70. Exploración de las alas de un ave.
(Foto: tomada de diagnostico veterinario.com, 2008)
Figura 71. Lesión de una extremidad en un ave.
(Foto: tomada de diagnostico veterinario.com, 2008)
6.14 Cuerpo.
Palpar el cuerpo suavemente para cualquier anomalía localizada, se debe
comprobar que los músculos pectorales sean simétricos.42
Se evalua el cuerpo anterior craneal, observando que no haya heridas,
lesiones, inflamaciones. Se combina con la auscultacion, palpacion y percicion.
Se debe examinar el abdomen en busca de signos de distensión generalizada
(por ejemplo, ascitis, obesidad) o masas localizadas (por ejemplo, retención de
huevo, neoplasia, absceso). 42
Los riñones y el proventrículo pueden ser palpables en un ave normal. Un
agrandamiento del hígado (hepatomegalia) puede ser palpable.
42
La palpación del abdomen a través de la cloaca es posible dependiendo del
tamaño del ave y especie. La auscultación puede ser ineficaz, el ritmo cardíaco
es muy rápido en la mayoría de las aves, la detección de anomalías en el
141
electrocardiograma puede exigir a una velocidad de papel 100cm/minuto. Un
ruido corto, inspiratorio leve puede ser normal.
42
El ruido excesivo de las vías respiratorias puede estar asociado con un
problema que afecta al tracto respiratorio superior (por ejemplo, infestación de
nematodos , granuloma traqueal por Aspergillus o enfermedad grave de los
sacos aéreos (por ejemplo, aspergilosis, clamidiasis / psitacosis , e infección
respiratoria bacteriana).18, 42
Esperar una mayor frecuencia respiratoria en un ave restringida que en el
mismo individuo antes de la restricción. El cuepo posterior caudal se evalua
igual que el anterior. Tambien se incluye la exploracion de la cloaca. La cloaca
se explora observando que no haya inflamacion, infiltracion de uratos y heces.
Tambien se puede realizar endoscopia. Las plumas de la cola deben estar
intactas, sin lesiones, marcadas por estrés, u otras lesiones.42, 71
La clínica de las aves rapaces no difiere excesivamente de la realizada en el
resto de aves, pero su manejo requiere unos conocimientos específicos. Las
rapaces que se suelen ver en la consulta son aves entrenadas para la cetrería,
es decir, a la caza y suelen ser aves adiestradas por el propietario y por tanto
de más fácil manejo que las rapaces salvajes.18
Para el adiestramiento de estas aves se juega en cierta manera con la
restricción del alimento hasta lograr un delicado equilibrio entre las
necesidades nutricionales del animal y el comportamiento natural para la caza,
de manera que si mantenemos al ave al límite de su peso garantizamos una
mayor predisposición para cazar o simplemente para que regrese.18
En primer lugar es necesario conocer las características biológicas del ave,
saber con qué especie estamos tratando, la alimentación y las conductas en
estado salvaje, el ecosistema donde viven, ya que no todas tienen los mismos
requerimientos y éstos serán de vital importancia para el manejo clínico. Se
debe conocer también los aspectos legales del animal, la documentación
necesaria, protección de la especie y la legislación vigente.18, 76
La consulta empieza con la elaboración una buena anamnesis; donde vive, qué
come, donde y como está ubicada. Contar con un banco o posadero de madera
en la consulta es necesario, ya que estos animales cuando están domesticados
142
suelen permanecer relajados y tranquilos parados en estos palos o perchas. El
ambiente en la consulta debe ser tranquilo para no exaltar al ave.
18, 76
Para el exámen clínico se observará primero al ave en reposo y se pesará. La
respiración, la postura y el plumaje son aspectos que se pueden valorar en el
posadero. El peso nos da mucha información del estado físico y de la gravedad
de la enfermedad.39
Para la manipulación se coge al ave por la espalda, inmovilizando las alas y las
patas, posteriormente puede envolverse el cuerpo en una toalla para mayor
seguridad. Se requiere tener especial atención en las garras de la rapaz, ya que
son su principal defensa, nunca deben soltarse antes de soltar el cuerpo.
39
(Figura 72)
.
Figura 72. Sujeción física de un ave rapaz para exploración.
(Foto: tomada de diagnostico veterinario.com, 2008)
El pico también puede lesionarnos en algunas especies, conviene tener la
cabeza bien asegurada en todo momento. Durante la manipulación de la rapaz
es necesario colocarle la caperuza para impedirle la visión, ella se queda más
tranquila y nos permite un mejor manejo, y así nos aseguramos que el ave no
sufre un estrés excesivo, ya que si está en mal estado físico un sobresalto
innecesario puede agravar mucho la situación.18
En algunos casos se puede usar la anestesia para el exámen clínico, sobre todo
en aquellos casos donde el ave sea extremadamente estresable o grande para
la manipulación. Cuidadosamente examinaremos las plantas de los pies para
143
comprobar que no existan rozaduras, ulceras o desgaste, ya que en cautividad
permanecen mucho tiempo descansando en bancos y esto favorece las lesiones
en estas zonas.18, 39
La palpación de la musculatura pectoral puede ser de gran ayuda para hacernos
una idea dela forma física en la que se encuentra el animal.
Comprobaremos minuciosamente el estado de las plumas, que no estén
rozadas o rotas. Revisaremos también los oídos, el pico y las narinas, que no
tengan heridas, traumatismos y surcos.39
Al igual que en otras aves se realizará la auscultación a nivel de pulmones y sacos
aéreos, la exploración de la cavidad bucal y el exámen ocular.
Para la toma de muestras de sangre se suele usar la vena cubital o basílica. Se
extiende el ala y en su cara medial, muy superficial, se localiza la vena. La
compresión digital posterior es importante para evitar la formación de
hematomas.38, 71
La hospitalización de las aves rapaces requiere de instalaciones que pueden
ser sencillas pero aisladas dentro de lo posible del resto de animales, ya que
muchos de ellos son por naturaleza la presa de la rapaz, así evitaremos
situaciones de estrés. Cuando el ave está muy debilitada, el soporte de
temperatura mediante incubadoras será importante. Algo recomendable es
proteger las plumas de la cola mediante una funda hecha con una placa de
radiografía, ya que es fácil que durante el manejo diario puedan estropearse
las plumas.18
Una vez que el exámen físico se ha completado de manera general en
cualquier ave, y el ave ya esta en libertad, hay que observar su capacidad para
recuperarse. Las aves con algún grado de debilitamiento tardarán más en
recuperarse. 18, 39
Esto puede ser visto como una incapacidad de las aves para restablecer su
respiración. La mayoría de las aves sanas se recuperan en menos de 5
minutos. 76
144
Los resultados de un exámen físico sólo debería ser una parte de una
evaluación de la salud. Es una buena opción reunir y evaluar algunos
parámetros de laboratorio. Esto no tiene que ser amplia o costosa. 76
La observación directa y los exámenes de excretas son rápidos y económicos a
comparación de otros procedimientos que pueden completar la evaluación. Un
montaje húmedo o directo fecal es una gran pantalla para los parásitos
protozoarios y levaduras. 76
La mayoría de los psitácidos deben tener las bacterias fecales que son en su
mayoría bacilos Gram positivos y cocos. Al igual que con cualquier protocolo
de evaluación de la salud los resultados pueden variar con la experiencia del
examinador y la cantidad de información disponible. 71
145
CAPÍTULO 7. PRÁCTICA DE EXÁMEN CLÍNICO EN MAMÍFEROS.
El exámen físico es una parte integral de la investigación de un problema de la
enfermedad y también debe ser parte de la rutina de control de enfermedades,
por ejemplo, los controles de cuarentena, de salud anual, los animales que
participan en programas de reintroducción y translocación. El exámen físico
completo utiliza los sentidos de la vista, oído, olfato y el tacto del examinador.
Para llevar a cabo un exámen físico, es beneficioso ser consciente de la
apariencia normal y las características anatómicas de las especies en estudio.
Los resultados de un exámen físico de los mamíferos se deben utilizar en
conjunción con su historia clínica, el exámen de su entorno inmediato si
alcance o en cautividad, la gestión de la apariencia de las heces
(excrementos), y otras pruebas libres según corresponda. 66, 78
Al examinar a un individuo de una especie desconocida, cada esfuerzo se debe
hacer para obtener información de su anatomía, fisiología y condiciones
clínicas.78
El exámen físico debe realizarse de manera sistemática, progresando desde la
cabeza hasta la cola o en todos los sistemas del cuerpo, dependiendo de la
preferencia del operador. Es importante desarrollar un enfoque metódico para
evitar omitir el exámen de cualquier parte del cuerpo o sistemas.
78
Las estructuras bilaterales siempre deben compararse entre sí por la asimetría.
Se recomienda no centrarse en la zona o sistema donde se percibe el
problema que hay desde el principio. Esto reduce el riesgo de no reconocer los
problemas importantes y alienta a la identificación de los problemas
concurrentes. La detección de anomalías no debe distraer al examinador de
completar el exámen clínico completo a menos que esto puede complicar el
proceso de la enfermedad o causa de dolor excesivo.46, 78
Para los animales, excepto cuando hay una condición que amenaza la vida
(por ejemplo, hemorragia , obstrucción de la respiración), no debe llevarse a
cabo un exámen físico completo hasta que el animal ha tenido la oportunidad
de descansar en silencio y estabilizar la condición después del transporte.
146
46
Los resultados del exámen clínico deben ser utilizados para preparar el plan de
diagnóstico para los mamíferos. El acrónimo "SOAP" puede ser utilizado como
una guía para el exámen. 46
S = Evaluación subjetiva. Se refiere al comportamiento del animal (brillante,
alerta, en respuesta, receptivo, se derrumbó, en estado de coma).
O = Evaluación objetiva. Tomar nota de los resultados del exámen clínico en un
formato estándar.
A = Evaluación. Hace referencia a las conclusiones de los exámenes subjetivos
y objetivos, detallando los problemas clínicos en orden de prioridad.
P = Plan. Formular un plan de diagnóstico y tratamiento para el manejo de
casos.
Se debe tomar siempre una historia clínica detallada antes de proceder al
exámen físico. Antes de iniciar el exámen físico, siempre se pregunta al
cuidador sobre el temperamento de los animales. La exploración física debe
realizarse de manera coherente que incluya todos los sistemas del cuerpo. El
examinador debe estar familiarizado con los signos vitales y signos de la salud
y la enfermedad del ejemplar a evaluar. 78
Se recomienda observar al mamífero desde lejos y desde múltiples direcciones,
posteriormente, realizar un exámen detallado desde la cabeza y continuar
hasta el cuerpo del animal. Se deben observar y palpar todas las áreas del
cuerpo.78
El exámen físico de un gran mamífero debe seguir la misma rutina que para el
exámen físico de mamíferos pequeños. Se debe tomar siempre una historia
clínica detallada de cualquier especie a tratar antes de proceder al exámen
físico.
14
Es importante realizar un exámen a fondo, ya que los mamíferos
pequeños rara vez muestran signos evidentes de enfermedad.
2
7.1 Evaluación del mamífero en su medio ambiente inmediato.
La información puede ser obtenida mediante el exámen de los alrededores
inmediatos de los mamíferos La capacidad de examinar los alrededores
inmediatos de los mamíferos puede variar considerablemente dependiendo si
147
el individuo está en libertad (vida silvestre, translocación o estudio de campo) o
en cautividad (zoológico, colección privada, animales de compañía).
36
Los mamíferos silvestres con frecuencia se presentan en un hospital de fauna
o
clínica veterinaria. En este caso, el examinador debe tomar una historia
completa como sea posible, incluyendo la descripción del entorno local donde
se encontró el mamífero. Permitir al examinador la visita del hábitat local si es
necesario, sobre todo si la investigación de un problema afecta a varios
individuos.
36
Cuando se realiza el exámen del hábitat local y observación del
entorno para los mamíferos en libertad, es necesario tener en cuenta todos los
aspectos que pueden indicarnos enfermedad en el ejemplar, tales como la
presencia de heces pegadas por la parte trasera del animal puede indicar
prolongada postración o un mal hábitat. 36
Para los problemas de un grupo en particular, el exámen de la jaula, caja o el
medio ambiente local, donde está ocurriendo el problema puede ser vital. Para
el exámen de los mamíferos salvajes en un entorno en cautividad, es
importante la observación del alojamiento del ejemplar para su evaluación. 36, 78
(Figura 73)
Figura 73. Observación de un felino para evaluación
(Foto: tomada del manual de dirección general de vida silvestre, 2001)
Los factores físicos como la temperatura, humedad relativa, ventilación, drenaje
y la condensación dentro del recinto para la especie, son de suma importancia
para la exploración. Un fuerte olor a amoniaco dentro del alojamiento puede
indicar sustrato contaminado con la orina y las heces, también puede ser
indicativo de una ventilación inadecuada en el caso de pequeños mamíferos.
148
La
naturaleza
irritante del amoníaco puede aumentar el riesgo
de
enfermedades respiratorias. Se debe tomar en cuenta la presencia de vómito o
alimentos regurgitados.4, 46
Evaluar los métodos de suministro de alimentos y agua, así como la altura y
número de sitios en relación con el tamaño del grupo, la forma
de los
contenedores, métodos de disposición para la especie y la presencia de
depósitos de alimentos. 4
Se deben evaluar las áreas de refugio dentro del recinto para que los animales
contenidos puedan escapar de los individuos dominantes, lo que reduce los
niveles de estrés y los riesgos de agresión física y trauma. Los excrementos
deben ser examinados visualmente, teniendo en cuenta la cantidad, color y
consistencia. 4, 46
Las causas mas comunes de diarrea se pueden deber a enteritis bacteriana
(colibacilosis, salmonelosis, enfermedad de Tysser en pequeños mamíferos),
infecciones por rotavirus y enteritis por clostridium y enterotoxicosis en
pequeños mamíferos.18
La orina puede variar en color desde el amarillo pálido al naranja, marrón o rojo
oscuro. La hematuria es vista con urolitiasis y en trastornos uterinos. 66
7.2 Observación.
La primera etapa en la exploración física de un mamífero es la observación,
preferiblemente sin que el mamífero se entere que está siendo observado. La
observación es particularmente valiosa para los mamíferos silvestres cuando la
exploración física consciente no es posible y por lo tanto la contención química
es esencial para llevar a cabo un exámen físico completo.78 Tomar en cuenta
que algunos mamíferos depredadores pueden tratar de ocultar su enfermedad,
lo que es una táctica de supervivencia. Se debe describir el comportamiento
general del animal (brillante, alerta, en calma, receptivo, se derrumbó, en
estado de coma). Tener en cuenta cualquier cambio en el comportamiento. 78
Observar los patrones de comportamiento anormales, por ejemplo, en círculos
o movimientos repetitivos estereotipados.
Es necesario considerar la
interacción entre el individuo y otros miembros del grupo, teniendo en cuenta lo
149
que es normal para esa especie. Los cambios en las interacciones sociales
pueden indicar enfermedad. Los signos generales de la enfermedad incluyen la
calidad del pelaje, aspecto encorvado, ojos parcialmente cerrados, posición de
la
cabeza,
postración
prolongada,
vocalizaciones pueden indicar dolor.
esfuerzo
y
escalofríos.
Algunas
46, 66
El sobrecalentamiento (Insolación, golpe de calor y fiebre) puede estar
asociado con signos tales como respiración de boca, sudor, que el ejemplar
esté descansando lo más lejos de fuentes de calor artificial como sea posible y
descansando en la sombra. 18, 46
La hipotermia (enfriamiento) puede estar asociada con signos tales como,
escalofríos y piloerección (pelos de punta).46
7.3 Evaluación del dolor.
Puede ser difícil evaluar el dolor en los animales, especialmente en las
especies de presa. Es necesario comprender la conducta normal para la
especie con el fin de interpretar correctamente los signos conductuales de
dolor. La hiperactividad frecuentemente se relacionada con el estrés. 4, 31
7.4 Manejo para el exámen físico.
Es necesario anticipar una planificación y contar con los recursos necesarios
para la exploración física y pruebas complementarias. Una preparación
adecuada significa que el período de restricción física o química puede ser
reducido al mínimo.18, 31
Con el fin de llevar a cabo un exámen físico adecuado, el animal deberá estar
debidamente restringido. Un buen sistema de seguridad debe evitar lesiones al
mamífero, al manipulador o la persona que lleva a cabo el exámen. Cubrir los
ojos del ejemplar puede ayudar a mantener a muchos mamíferos en calma
durante el exámen físico y también reduce su capacidad de ataques directos a
los manipuladores (Figura 74). La seguridad de las personas debe ser de suma
importancia cuando se considera el manejo para realizar la exploración física.18,
46
150
Antes de comenzar el exámen, es importante considerar el potencial de armas
que poseen los mamíferos y que pueden utilizar en su defensa, tales como
cuernos, astas, espuelas, cascos, garras y dientes.46
Figura 74. Exploración de un venado con los ojos cubiertos
(Foto: tomada por el autor, 2011)
Es necesario minimizar el tiempo durante el cual el animal debe ser restringido,
antes de la captura para el tratamiento, asegurar la preparación de todos los
procedimientos que deben llevarse a cabo y que todos los equipos y
medicamentos
necesarios
estén
listos. Esto
minimizará
el
tiempo
de
manipulación y reducirá el grado de estrés. 46
Algunos animales están entrenados para permitir la exploración física
sin restricciones. Esto es cuando se ha entrenado al animal usando un manejo
de tipo conductual.46 El riesgo de miopatía por captura varía entre las especies
de mamíferos, pero debe tenerse en cuenta al planificar un manejo para
exploración. La restricción física prolongada aumenta el riesgo del desarrollo de
la miopatía por captura .
31, 78
Cuando se utilizan dardos para sedación del
ejemplar, se debe tener en cuenta el tamaño de la aguja, el volumen,
viscosidad del fluido y la cantidad de energía utilizada para proyectar el dardo,
debe ser adecuada al tamaño de la masa muscular y el espesor de la piel. El
uso inadecuado de los equipos y materiales puede causar serios daños al
animal. 46, 78
7.5 Manipulación.
El estrés de la manipulación puede resultar en la liberación excesiva de
catecolaminas y los esteroides endógenos, los cuales pueden causar
taquicardia, hipertensión, hiperglucemia y perfusión renal reducida y algunos
151
cambios que pueden comprometer aún más un individuo enfermo. En
pequeños mamíferos se debe tener cuidado en no obstruir las fosas nasales,
recordar que un movimiento brusco por el animal durante un procedimiento
clínico, tales como la punción venosa, puede resultar en iatrogenia y lesionar
tejidos (laceración y formación de hematoma). En pequeños mamíferos es
recomendable contenerlos en una toalla, esto puede ser útil si el mamífero se
estresa demasiado. 31, 36, 46
7.6 Peso y Condición Corporal.
La medición del peso corporal es una parte importante de la exploración física.
Los cambios en el peso (por lo general la pérdida de peso) son comunes en los
mamíferos enfermos. Se puede medir observando al mamífero en las aéreas
de grandes masas musculares o de igual manera realizando palpación de las
masas musculares de cada extremidad. También es útil la observación y
palpación de vertebras dorsales y lumbares como se realiza en las especies
domesticas. En pequeños mamíferos se puede obtener el peso exacto del
ejemplar a través de una báscula. 36, 78 (Figura 75)
Figura 75. Evaluación de la condición corporal en un lobo ártico.
(Foto: tomada por el autor, 2009)
El
peso
normal
y
la
condición
corporal
puede
ser
visto
de
manera hiperaguda o aguda. La pérdida de peso corporal y la condición puede
ser causa de alguna enfermedad crónica. El peso normal puede variar en gran
medida con la temporada, sobre todo en los mamíferos que hibernan. La
pérdida de peso se puede observar de forma natural en las hembras lactantes
o cuando se produce un período de ayuno prolongado debido a la búsqueda
de alimento. 82
152
El estudio de la condición corporal se debe realizar en base a la especie de
mamífero, teniendo en cuenta la variación con la edad, sexo, estación del año y
región. 82
7.7 Temperatura.
La temperatura normal del cuerpo para las especies de mamíferos varía con el
tamaño de su cuerpo, en general, la temperatura corporal es mayor en las
especies con un peso corporal bajo y con alta tasa de metabolismo basal. 46, 66
La temperatura normal del cuerpo es generalmente más bajo para mamíferos
marsupiales que los mamíferos euterios (placentarios).46
Se puede observar una variación en la temperatura del cuerpo en las especies
que pueden sufrir períodos de letargo, hibernación o estivación. Los mamíferos
son habitualmente homeotermicos.78
La temperatura corporal se incrementará en un animal que recientemente ha
estado haciendo ejercicio, en comparación con un individuo en reposo. El
aumento de la temperatura corporal puede producirse como consecuencia del
golpe de calor, hipertermia asociada con miopatía de captura y fiebre con la
inflamación o infección.78
Es importante recordar que puede haber una variación significativa diurna de la
temperatura corporal. La temperatura corporal puede aumentar debido a la
manipulación, a la mayor actividad y el estrés que el procedimiento puede
implicar. 18
La observación del comportamiento de los animales pueden proporcionar una
guía útil para determinar si la temperatura esta en aumento (respiración con la
boca abierta, si el ejemplar está descansando lo más lejos de fuentes de calor
artificial como sea posible y descansando en la sombra) o reducido, por
ejemplo, animales acurrucados en grupos y con escalofríos. 18, 66
La evaluación aproximada de la temperatura corporal se puede medir a través
de la palpación de la superficie del cuerpo (por ejemplo, extremidades frías). La
temperatura se puede obtener mediante un termómetro de mercurio o digital, la
mayoría de los casos se obtiene vía rectal, pero también puede ser tomada en
153
diferentes áreas, como en la axila o zona inguinal, depende la especie de
mamífero. 82
7.8 Frecuencia cardiaca y respiratoria.
La frecuencia respiratoria, el carácter y la profundidad se miden mejor cuando
el mamífero está tranquilo, se recomienda medirse antes de comenzar el
exámen físico. La frecuencia cardíaca se puede medir por auscultación
mediante el estetoscopio. 82
El pulso se puede medir mediante la colocación de los dedos sobre la arteria
carótida, femoral interno (lado posterior de la pierna), coccígea (debajo de la
cola) y facial (en la mandíbula). La frecuencia del pulso y la frecuencia cardiaca
deben coincidir si el corazón está funcionando correctamente para bombear
sangre a todo el cuerpo. El pulso suele ser mayor en los animales más
pequeños que en las especies más grandes y puede ser muy rápido en los
pequeños mamíferos.66, 82
Se debe considerar cualquier anomalía, por ejemplo, déficit de pulso y calidad
variable. Así mismo es importante obtener el registro de la frecuencia
respiratoria de los mamíferos, considerando al animal en un estado tranquilo,
ya que los movimientos bruscos y el estrés, aceleran tanto el pulso como la
frecuencia respiratoria. 82
7.9 Cabeza y cuello.
Examinar cuidadosamente la cabeza y el rostro del ejemplar, así como los
signos de dolor, inflamación o asimetría.66
Tener
en
cuenta
la
presencia
de
heridas
(pinchazos,
laceraciones,
desprendimiento del cuero cabelludo, neoplasias, lesiones, cicatrices y
parásitos externos. Comprobar si hay fracturas. Examinar la piel sobre la
cabeza como parte del exámen general y la piel en todas las zonas del
cuerpo.46, 66
Una piel
escamosa, blanca, engrosada y la pérdida de pelo en el rostro,
pueden indicar infección por tiña (hongos de la piel). Las áreas de pérdida de
pelo en un área en particular pueden indicar un problema de enfermedad que
causa el mamífero al lamer o rascar la zona. Esto debe dirigir el examinador a
154
una inspección más cercana de la zona. Realizar percusión sobre los senos
paranasales (maxilar y frontal) de manera adecuada para las diferentes
especies de mamíferos, con el objetivo de detectar líquido en las cavidades. 66
7.10 Ojos y zona periorbitaria.
Se deben examinar de cerca los ojos, la evidencia de la asimetría en términos
de posición de los ojos (estrabismo), tamaño de los ojos, párpados caídos
(ptosis), tamaño de las pupilas (anisocoria) e inflamación local.4
La inflamación alrededor de los ojos puede ser causada por una serie de
problemas (abscesos, tumores, infección de los tejidos, infección en los ojos o
enfermedad de las glándulas salivales). Cuando existan anomalías en la
posición de los párpados, posición del ojo o tamaño de la pupila, es necesario
realizar un exámen neurológico completo, incluida la evaluación de todos los
nervios craneales. En los mamíferos, la forma normal del iris y la pupila varía
con la especie. El ojo puede parecer hundido en animales deshidratados.4, 46
Se debe tener en cuenta la forma del globo ocular, que sea similar para ambos
ojos. La ruptura del globo ocular ocurre comúnmente después de un
traumatismo, el prolapso del globo ocular (proptosis) es particularmente común
en los mamíferos pequeños, por ejemplo los erizos.4
Es importante observar en ambos ojos la evidencia de la nubosidad o la
opacidad que puede ser debido a traumas, úlceras e infecciones. Los ojos
normales deben ser transparentes, brillantes y húmedos, pero sin epifora. 4, 66
Es necesario observar la presencia de lesiones superficiales, rasguños y
úlceras cornéales, las cuales pueden ser identificados con fluoresceína (Figura
76).
El pelaje alrededor de los ojos puede indicar aumento de la secreción
ocular (epifora) causada por la irritación, trauma o infección.4, 78
Figura 76. Ulcera corneal superficial en un mamífero.
(Foto: tomada de diagnostico veterinario.com, 2006)
155
Se debe examinar cuidadosamente la esclera, párpados (incluyendo el tercer
parpado) o la membrana nictitante, así como las membranas conjuntivales en
ambos ojos, tener en cuenta su color y apariencia. Aplicar una suave presión
digital en el globo ocular sobre el párpado superior para facilitar la exploración
del tercer párpado.4
El Aumento de enrojecimiento de la conjuntiva puede indicar inflamación o
infección local. Los cambios de color rosa a amarillo, puede indicar ictericia. Se
debe tomar en cuenta la presencia de parásitos y la presencia de huevos de
mosca. 4, 18
Es necesario evaluar cuidadosamente el reflejo palpebral en ambos ojos.
Aplicar suavemente una ligera presión en los ojos para evaluar si existe alguna
masa o líquido detrás del globo ocular. La exploración oftalmológica completa
se debe llevar a cabo en caso de que sea necesaria o si existe alguna
anomalía en la exploración. 4
7.11 Conducto auditivo.
Examinar cuidadosamente y palpar alrededor de cada pabellón auricular
observando que no exista molestia o inflamación, así como la presencia de
lesiones en el oído externo (por ejemplo, mordeduras o hematomas).Observar
que no haya algún olor anormal o secreción del oído en caso necesario
describir la apariencia, la cantidad y volumen (cera, pus, marrón, negro).
Observar
la
conformación
del
canal
auditivo,
si
existen
signos
engrosamiento del tejido local, podría sugerir una enfermedad crónica.
de
66
El exámen otoscópico del conducto auditivo externo y la membrana timpánica,
se debe realizar cuando se detecta una anormalidad a la exploración. Tener en
cuenta que se debe requerir un exámen minucioso lo cual es necesario sedar
al ejemplar, también es útil en mamíferos silvestres o para aquellos en los que
el exámen sería doloroso. El exámen otoscópico es particularmente importante
para los mamíferos que muestra una inclinación de la cabeza o ataxia. Se
debe comprobar que no haya infecciones de ácaros en el canal auditivo,
examinar si hay pólipos neoplásicos, lesiones o alguna infección.4, 66
156
Observar que no exista la presencia de huevos de mosca causada por alguna
miasis. Se debe evaluar la audición, evaluar la respuesta al sonido (por ejemplo
un aplauso) y la capacidad de detectar la dirección de la fuente del sonido.
18, 66
7.12 Nariz.
Se deben explorar las fosas nasales, descargas, (ya sea unilateral o bilateral),
cambios de color y neoplasias (Figura 77). Las fosas nasales deben estar limpias
y abiertas. Revisar la simetría, flujo de aire y olores anormales. Palpar el área
y observar la evidencia de inflamación o dolor.66
Figura 77.Carcinoma afectando la nariz de un felino.
(Foto: tomada de diagnostico veterinario.com, 2006)
7.13 Cavidad oral.
La boca y los dientes deben ser examinados cada vez que se presenta un
mamífero para su exámen físico (Figura 78). Se debe tener cuidado al examinar
la boca de todos los mamíferos para evitar las heridas por mordedura al
examinador. La salud humana y la seguridad del ejemplar debe ser una
consideración primordial. 66
Figura 78. Exploración de la dentición de un grande felino..
(Foto: tomada por el autor, 2011)
157
La técnica de sedación o anestesia general puede ser útil para realizar un
exámen detallado o prolongado de la cavidad oral. La mandíbula debe
aparecer simétrica, con los dientes de manera uniforme. La asimetría o
desigualdad puede ser indicativo de fractura de mandíbula o dislocación. Se
debe examinar la lengua observando que no existan anormalidades. Examinar
las membranas, mucosa oral, observando su color y el tiempo de llenado
capilar (medida del suministro de sangre local con el tiempo necesario para que
el color vuelva a la zona de la mucosa después de realizar una ligera presión
con un dedo). El tiempo normal de llenado capilar es de aproximadamente uno
a dos segundos. 66, 82
La palidez general de las mucosas y tiempo de llenado capilar aumentado, se
puede ver asociado a la pérdida de sangre, anemia y shock.18
Se debe examinar la dentición, observar la fórmula dentaria y cualquier
anormalidad, esta varía según la especie de mamífero. Se Puede buscar
cualquier evidencia de mala oclusión de los incisivos y molares. Se debe
comprobar que no haya fracturas dentales, en los animales silvestres es común
encontrarlas después de un accidente. En los animales de zoológico, las
fracturas se asocian a las accidentes durante la captura, morder objetos duros
en
recintos, en el exhibidor o la competencia con otros animales. Las
patologías conductuales como el mascar en las barras de metal, alambres u
otros objetos duros, pueden debilitar los dientes y predisponen a fracturas. 18, 46
Evaluar la condición dental de los signos de desgaste excesivo. Observar la
evidencia de caries o enfermedad periodontal (gingivitis). Se debe tenerse en
cuenta la presencia de halitosis y olores anormales. Los signos de la salivación
excesiva pueden indicar dolor o malestar de la cavidad oral.66
La exploración de la cavidad oral se debe realizar con cuidado y sin demasiada
fuerza, abrir la boca completamente permitiendo una breve inspección visual
del paladar duro y blando, así como la parte posterior de la garganta como sea
posible. Las anomalías deben ser investigadas con un exámen neurológico
completo, incluida la evaluación de todos los nervios craneales. 78
Se debe palpar sobre las áreas de las glándulas salivales observando cualquier
inflamación o asimetría. 66
158
7.14 Cuello.
Palpar con cuidado a lo largo de la longitud del cuello observando la asimetría,
inflamación, dolor, rigidez y espasmos musculares. Palpar cuidadosamente de
manera generalizada y detectar cualquier inflamación localizada en el esófago.
Tener en cuenta el rango de movimiento en la flexión del cuello del ejemplar. 66
Es necesario palpar sobre la tráquea, longitud y huesos hioides, observando si
se produce el reflejo de tos o náuseas. Revisar cuidadosamente las lesiones
ocultas debido a las trampas o captura, así como la presencia de laceraciones
y heridas punzantes. El exámen del pulso yugular puede formar parte del
exámen cardiovascular, especialmente en artiodáctilos y perisodáctilos.
Se
debe auscultar sobre la tráquea para la detección de ruidos procedentes de las
vías respiratorias superiores que deben ser diferenciadas de las de los
pulmones. Se debe palpar la glándula tiroides para determinar si existe alguna
evidencia de la ampliación unilateral o bilateral, sobre todo si la historia clínica
es sugestiva de un problema endocrino. 66, 78
7.15 La piel.
Es importante tener en cuenta el aspecto general de la capa (piel,
espinas, vibrisas) y la condición, por ejemplo, que se encuentre mojada, sucia,
limpia, con sangre o con infección (Figura 79). El aspecto de la piel proporcionará
una guía útil para determinar si el animal está en buenas condiciones o en un
estado debilitado. Las manchas pueden estar relacionadas con las heridas,
parásitos y evidencia de prurito. Observar que no existan heridas presentes y
caracterizar los términos de tamaño, ubicación y grado de infección.66, 78
Figura 79. Sarna en un erizo.
(Foto: tomada de diagnostico veterinario.com, 2008)
159
Comprobar la presencia de parásitos externos como las pulgas, piojos y
garrapatas. Tener en cuenta la especie, número
(indicación exacta o
aproximada) y la distribución. Se debe prestar especial atención a la
exploración de los sitios preferidos para los parásitos externos como las axilas,
la ingle, periné, fisuras del casco, ojos y oídos. 66, 78
Un gran número de parásitos como los piojos puede ser un indicio de debilidad
general. La presencia de un pequeño número de parásitos externos puede ser
accidental.66
Cuando las larvas están presentes en la superficie también pueden estar
presentes en la piel y profundamente en el animal. Si los huevos o larvas de
mosca desarrollados se encuentran en la piel del animal, es sumamente
importante explorar todos los orificios (ojos, oídos, boca y perineo). Se revisa
sistemáticamente el pelo sobre múltiples áreas del cuerpo al examinar la piel,
en busca de lesiones tales como mordeduras, pápulas, máculas y pústulas. 4, 66
Se examinan todos los orificios del cuerpo, incluyendo el ano, la vulva, el
prepucio, la evidencia de hemorragia , secreción, parásitos y crecimientos
anormales. También se observa el perineo y los cuartos traseros para pruebas
de heces. Se evalúa la "persistencia del pliegue cutáneo" como una medida del
estado de hidratación de los mamíferos. Se debe levantar suavemente un
pliegue de piel entre el pulgar y el dedo índice y liberarlo, teniendo en cuenta el
tiempo que se tarda en recuperar su posición normal, en un mamífero sano,
tarda de uno a dos segundos.18, 66
7.16 Nodos Linfáticos.
Explorar sistemáticamente todos los nodos linfáticos superficiales, así como la
asimetría que puede indicar que existe inflamación, infección o neoplasia . Se
deben examinar los ganglios linfáticos superficiales, progresando desde la
cabeza hacia atrás. Los nodos que se observan pueden depender de las
especies de mamíferos que se examina por ejemplo, submandibular,
preescapular, axilares, inguinales, poplíteo y ganglios retrofaríngeos. 66, 78
160
Los ganglios linfáticos mamarios deben ser examinados con cuidado,
particularmente en mamíferos lactantes. La Inflamación de los ganglios
linfáticos puede deberse a infección o lesiones.66, 78
7.17 Zona pectoral.
Palpar suavemente en todas las zonas del cuerpo en busca de evidencia de
inflamación, observar la asimetría. Examinar la caja torácica así como las áreas
de dolor en caso de que estén presentes, deformidad o fracturas. Tener mucho
cuidado al modificar la posición de los mamíferos que muestran dificultad con la
respiración. 46, 66
7.18 Sistema cardiovascular.
Palpar ambos lados del pecho y detectar la zona donde el latido del corazón es
más fuerte. Tener en cuenta el conocimiento de la anatomía normal de la
especie en estudio, se pueden detectar las anomalías en la posición y el
tamaño del corazón.2, 66
Examinar que no existan soplos cardíacos los cuales son detectables a la
exploración. La auscultación del corazón se debe realizar en ambos lados del
pecho colocando el estetoscopio sobre varias áreas, así como las válvulas del
corazón. Examinar los sonidos del corazón, que sean claros y distintos.
Combinar el examen del tórax con la evaluación de los pulsos periféricos. El
corazón debe ser auscultado por un breve período, mientras que al mismo
tiempo se examina el pulso. 2, 66, 78
7.19 Sistema respiratorio.
Se debe auscultar ambos lados del pecho en sus múltiples áreas y observar
que no haya ruidos respiratorios anormales, por ejemplo, sonidos, sibilancias,
crepitaciones. Auscultar sobre la tráquea y la entrada torácica para la detección
de ruidos que se refiere en el tracto respiratorio superior.36
Percutir sistemáticamente sobre los campos pulmonares para detectar áreas
de opacidad que puede indicar la consolidación del tejido subyacente (por
161
ejemplo neumonía). Combinar el examen del tórax con la observación de la
frecuencia respiratoria, profundidad y carácter.36
7.20 Auscultación.
Auscultar
el
corazón
y
los
pulmones
como
en
otros
mamíferos.
Preferiblemente utilizar un estetoscopio adecuado para la especie de mamífero
a examinar. Auscultar el tórax en conjunto, que abarca los cuatro cuadrantes.
2, 36
7.21 Abdomen.
Palpar suavemente en todas las zonas del cuerpo en busca de evidencia de
inflamación, observar la asimetría, calor, dolor y tumores. 4
Examinar el abdomen en busca de signos de distensión generalizada, por
ejemplo ascitis, obesidad y hemorragia o masas localizadas, tales como un
derrame peritoneal, neoplasia y abscesos (Figura 80). En los mamíferos
lactantes huérfanos, el abdomen puede ser dilatado debido a la presencia de
orina retenida y heces. Observar si hay evidencia de hernia umbilical o inguinal,
se debe realizar percusión sistemáticamente sobre el abdomen. En un
mamífero normal los riñones pueden ser palpables. El agrandamiento del
hígado (hepatomegalia) puede ser palpable y es un hallazgo anormal.
4, 66, 78
Figura 80. Palpación del abdomen de un grande felino.
(Foto: tomada por el autor, 2010)
Evaluar si el sistema gastrointestinal se siente vacío, lo que indica que el
animal no se ha alimentado durante algún tiempo. Palpar la zona del intestino
grueso para evaluar el volumen y la consistencia de sus contenidos.
162
Auscultar el abdomen para escuchar la evidencia de mayor disminución de los
ruidos intestinales. 66
El conocimiento de la anatomía y la fisiología del tracto gastrointestinal de la
especie en cuestión, es elemental para predecir la frecuencia normal de los
sonidos intestinales, sobre todo en los rumiantes. Examinar las glándulas
mamarias, así como el calor, inflamación, dolor, secreción del pezón
o neoplasias. Examinar alrededor del ano, vagina o prepucio, para detectar la
presencia de hemorragia, secreción, tumores o parásitos. Palpar los testículos
de los mamíferos en los que descienden a una posición escrotal y observar si
hay asimetría en tamaño, forma y consistencia.36, 66, 78
Palpar el cuerpo y el hueso del pene, observar la evidencia de inflamación,
dolor, forma anormal o tumores. Se puede realizar un exámen rectal para la
exploración de los sacos anales, la próstata y el recto.36
7.22 Sistema gastrointestinal.
Se requiere conocer la anatomía de la especie a explorar para evaluar el
sistema gastrointestinal. El estómago se palpa como una estructura suave, en
forma de “C” a la derecha de la línea media, inmediatamente caudal a la caja
torácica. Su consistencia no debe ser firme o timpánico y debe ser compresible
a la palpación suave.2, 14
El estómago no puede ser palpable con facilidad si es normal, en caso de
inflamación, se palpa fácilmente. En estasis gástrica, se puede palpar a la
derecha una masa redondeada de consistencia dura inmediatamente caudal a
las
costillas.
En
caso
de
obstrucción
intestinal,
el
estómago
es
extremadamente distendido con líquido y gas. Así mismo se deben palpar los
intestinos y observar que no haya signos de dolor.2, 14, 66
7.23 Hígado y el bazo.
El bazo normalmente no es palpable. El hígado no suele ser palpable cuando
es normal, en caso de alguna patología, se puede detectar fácilmente.36
163
7.24 Sistema urogenital.
Se debe evaluar mediante la palpación, la cual revela el tamaño, contorno o
textura de uno o ambos riñones y comparar si es anormal. Los uréteres
normalmente no son palpables, excepto en casos que se presente cálculo
uretral.
La vejiga se encuentra caudal al abdomen, no siempre se puede
palpar. Explorar con cuidado la vejiga, ya que tiene una pared delgada y puede
romperse si se manipula de manera inadecuada, sobre todo si la uretra está
parcialmente obstruida. Los urolitos pueden ser palpables. La vejiga se puede
sentir pastosa con hipercalciuria, turgente en caso de bloqueo de la uretra. La
vejiga puede llegar a ser muy distendida. El útero normalmente no es palpable
en los individuos que no están gestantes. La forma difusa o focal indica la
ampliación del útero lo cual se evalúa como una patología uterina.4, 14, 66
7.25 Genitales externos.
Para evaluar los genitales externos es necesario conocer la anatomía de la
especie a explorar, se deben evaluar los genitales externos y las glándulas
mamarias. En pequeños mamíferos es necesario confirmar el sexo del
ejemplar para realizar el exámen físico. 4, 36
Tanto en hembras como en machos, hay glándulas odoríferas en los pliegues
de la piel a cada lado de los genitales. Se puede detectar una pequeña
cantidad de secreción glandular (cera marrón), lo cual es normal. Los testículos
pueden ser contraídos en el abdomen si el mamífero está estresado o enfermo.
Es necesario observar que no haya dolor a la palpación o alguna secreción o
inflamación.36, 46
La inflamación testicular puede indicar orquitis, epididimitis, mixomatosis,
neoplasias testiculares y espiroquetosis venérea. El prepucio puede mostrar
signos de trauma o infección secundaria después de una mordedura. El
prepucio puede estar inflamado, con pápulas, úlceras o con hiperqueratosis.36
En las hembras, es necesario tener en cuenta cualquier inflamación o
secreción vulvar de manera anormal. La vulva es normalmente seca y de color
rosa pálido, pero cuando la hembra es sexualmente receptiva, se observa
húmeda, inflamada y de color rojo púrpura.46
164
Después del apareamiento, vuelve al color rosado normal.
El flujo
vaginal puede ser relacionado con metritis o piometra. A la exploración de las
glándulas mamarias, se debe evaluar
que no haya inflamación y
secreciones.46, 66
7.26 Sistema músculo esquelético.
El exámen se debe combinar con una evaluación de la marcha y la postura a
través de la observación, la cual se mencionó anteriormente para el inicio del
exámen físico. Se deben examinar los miembros y detectar evidencias de
fractura, luxación, inflamación, deformidad, laceraciones,
heridas (incluyendo las heridas de la trampa para captura).
inestabilidad y
78
Se deben examinar todas las extremidades. Se puede usar la otra extremidad
como una comparación de referencia para ayudar a identificar anormalidades.
Palpar la masa muscular de cada extremidad. La masa muscular se puede
utilizar como un indicador de la condición corporal.18, 46
El desgaste muscular (atrofia) que afecta a uno o varios grupos de músculos en
un solo miembro pueden indicar falta de actividad, posiblemente debido a una
lesión. Manipular cada miembro y articulación a través de su de movimiento,
comparando cada uno con el otro miembro y de forma sistemática, evaluar la
parte inferior y superior de la extremidad.2, 46
Es importante palpar la pelvis, observar que no exista fractura y dislocación.
Palpar las alas del ilion y tubérculos del isquion así como la simetría. Después
de un traumatismo pélvico en hembras, se deben considerar las probabilidades
de que existan dificultades en el parto (distocias).18, 46
En grandes mamíferos, el exámen rectal puede ser útil para la palpación y la
detección de fracturas de pelvis. Se debe realizar una palpación suave de la
columna vertebral para detectar deformidad o dolor. Es importante para los
mamíferos con una historia clínica de trauma y signos neurológicos presentes.
Se debe realizar un exámen radiográfico
palpación.18, 82
165
si se detecta una anomalía a la
7.27 Sistema neurológico.
Se debe realizar la evaluación del comportamiento, la conducta y el grado de
alerta del ejemplar. Evaluar la postura, locomoción y la marcha. Se debe
detectar si existe evidencia de problemas neurológicos como por ejemplo
ataxia, tortícolis, dando vueltas o montaje.36, 66,78
La evaluación del sistema neurológico debe realizarse cuando el ejemplar se
encuentra en reposo y posteriormente en movimiento. La exploración del
sistema neurológico se puede utilizar para ayudar a localizar el área del
sistema nervioso periférico o central afectado.66
Realizar un exámen detallado de cada uno de los nervios craneales, según sea
necesario, sobre todo si se sospecha de alguna enfermedad nerviosa. 66, 78
I - Olfatorio: Respuesta a oler (no irritante).
II - Óptica: Amenaza de respuesta, reacción visual, fijación visual, reflejo de luz.
III - Oculomotor: Posición de los ojos, estrabismo, reflejo de luz.
IV - Tróclea: Posición de los ojos, estrabismo.
V - Trigémino: Reflejo palpebral, reflejo corneal, sensación facial, tono de la
mandíbula.
VI - Motor ocular externo: Posición de los ojos, estrabismo.
VII - Facial: Reflejo palpebral, amenaza de respuesta, reflejo corneal.
VIII - Vestibulococlear: Movimientos oculares anormales, nistagmo, respuesta
al sonido.
IX - Glosofaríngeo: Reflejo de deglución.
X - Vago: Reflejo de deglución.
XI - Espinal accesorio: Palpar el hombro y los músculos del cuello para pruebas
de desuso, atrofia (trapecio).
XII - Hipogloso: Lengua retirada.
Evaluar el tono muscular en cada una de las extremidades y la cola en busca
de flacidez, rigidez, paresia o parálisis.4
Evaluar el componente y consciente del reflejo de retracción de pellizcos de
los dedos en cada extremidad es decir, la capacidad de sentir dolor.
166
4, 66
Debemos recalcar la fundamental importancia del exámen físico, de aprender a
detectar lo que el ejemplar expresa a través de alteraciones fisiológicas y
signos clínicos, de tomarnos nuestro tiempo en revisar completamente a
nuestro paciente, con dedicación, paciencia, en un ambiente tranquilo y a partir
de nuestros hallazgos confirmar el diagnostico con el exámen complementario
adecuado. 4, 78
Probablemente,
todavía
no
existe
una
complementarios, pero en un futuro esto
sobreutilización
de
exámenes
podría acontecer en Medicina
Veterinaria, sobre todo si dejamos de lado la herramienta más útil y económica
que poseemos: un correcto exámen físico. 2
167
CAPÍTULO 8. PRÁCTICA DE NECROPSIA Y TOMA DE MUESTRA EN
ANIMALES SILVESTRES, EN CONDICIONES DE CAMPO.
8.1 Razones para realizar una necropsia.
Cada vez que un animal muere y no esta claro el proceso patológico que causo
la muerte, es necesario realizar una necropsia, ya sea a un ejemplar silvestre
como mascota o de algun zoologico o en vida libre, asi se podrá determinar la
causa de muerte y con el diagnóstico se tomaran medidas correctivas para
evitar daños. Etimológicamente, necropsia significa ver lo muerto (del griego
necros, muerto, y ops, ver); dicho en otras palabras es el examen sistemático
de un cadáver y la abertura de sus cavidades para conocer el estado de los
aparatos y órganos que lo conforman, determinar las lesiones macroscópicas y
microscópicas, integrar diagnósticos morfológicos e investigar las causas de la
muerte con fines diagnósticos.11, 60, 70
La necropsia ayudara a determinar los posibles riesgos que enfrentan otros
individuos de una poblacion. La evaluacion de riesgos incluye tambien el
analisis comprensivo de la historia natural de las enfermedades infecciosas en
un determinado ambiente, incluyendo epidemias previstas. Es importante tener
en cuenta que la necropsia no se lleva a cabo simplemente para exponer
lesiones y tomar muestras, sino que en cada necropsia se deben de establecer
las relaciones estructurales y funcionales relevantes de los cambios
encontrados. 70
8.2 Necropsia como método diagnóstico.
La necropsia o exámen post mortem es un análisis profundo de un animal una
vez que ha muerto. Debe ser realizado para obtener la causa segura de la
muerte y para realizarla debe observarse el animal en su totalidad desde su
piel y pelaje pasando por cada uno de sus órganos y sistemas que componen
su anatomía. Lo que permitirá tomar muestras de tejido o secreciones que
luego se envian al laboratorio de diagnóstico para realizar estudios más
específicos. 5, 70
168
Mientras que lo ideal es transportar animales recientemente muertos a un
laboratorio de patologia, esto no es posible en la mayoría de los casos y por lo
tanto se realiza la necropsia en condiciones de campo, de todos modos los
Médicos
Veterinarios deben
estar capacitados en
necropsias y toma de muestras necesarias.
procedimientos de
70
La necropsia debe ser realizada lo más cercana a la hora de muerte del animal,
ya que los cambios post mortem comienzan a ocurrir alrededor delos 20
minutos, pero estos cambios tambien pueden ser acelerados o retardados por
factores ambientales y del propio animal. Es importante no confundir las
lesiones de una patología con los cambios post mortem al momento de tomar
muestras de tejido del cadáver. Si no es posible realizar inmediatamente la
necropsia, se ha de mantener al cadaver en frío hasta el momento del examen
post mortem.5, 11, 60
En muchas oportunidades hay evidencia claras que la muerte fue provocada
por trauma severo o la signología clínica es clara para algunas enfermedades,
pero muchas veces la etiologia y el proceso patologico pueden ser
desconocidos o poco claros en algun individuo o mas aun, podrian ser
comunes a muchas enfermedades, es en estos casos que sea necesario
examinar más profundo al individuo en cuestión. 60
En algunos casos se debe recolectar muestras completas de tejidos y sangre
de los cadáveres. Si solo se muestran determinados tejidos porque se
sospeche de una enfermedad particular y si el animal luego es negativo a esa
enfermedad, las muestras tomadas serán inadecuadas para el diagnóstico de
otras enfermedades posiblemente causales de la muerte. 11, 60
8.3 Equipo necesario para la necropsia.5, 60, 70
1. Vestimenta protectora
 Guantes de goma o latex
 Botas de plástico o similar
 Delantal de plástico
 Mascara (que cubra nariz y boca) o protección facial
169
2. Material de registros y dosumentacion
 Cámara fotográfica o de video
 Libreta de campo
3. Equipo de necropsia
 Cuchillo bien afilado
 Tijeras pequeñas y grandes
 Pinzas de distintos tamaños
 Hilo
 Hacha pequeña
 Serrucho o sierra para huesos
 Sogas o cuerdas
 Mango y hojas de bisturi
 Mechero de alcohol o gas para esterilizar instrumental
 Cinta métrica
4. Envaces para la conservación de muestras y equipo de toma de
muestras
 Envases de plástico duro con tapa de rosca hermético (de
aproximadamente un litro)
 Envases pequeños herméticos
 Envases estériles y tubos para sangre
 Bolsas de plástico con cierre hermético
 Papel aluminio
 Jeringas y agujas estériles
 Hisopos estériles con medio de transporte
 Marcadores
 Portaobjetos y caja para transporte de portaobjetos
5. Materiales para el transporte
 Hielera o conservadores de campo
 Envaces herméticos
170
 Material para envolver absorvente
 Cinta de empaquetar
 Glicerina esteril bufferada (50%)
6. Fijadores
 Formalina bufferada al 10%
 Acetona 100% para citología
 Alcohol etilico 70% para parásitos
7. Materiales de desinfección
 Cepillo
 Detergente
 Cuaternarios de amonio
 Hipoclorito de sodio
 Alcohol etílico al 70%
8.4 Precauciones.
8.4.1 Seguridad del personal:
Debido a que numerosas enfermedades de los animales silvestres pueden
causar problemas graves en el ser humano, todos los cadáveres deben ser
tratados como si contuvieran una enfermedad potencialmente peligrosa y se
deben tomar medidas de protección personal. La vestimenta protectora mínima
consiste en un overol, guantes y una mascarilla que cubra la nariz y boca,
ademas de botas de plástico, cuando se realice la necropsia de un primate, se
debe usar una mascarilla facial completa, overol y guantes dobles. También se
recomienda el uso de un delantal de plástico lavable. 65, 70
Antes de realizar la necropsia de una animal se debe considerar lo siguiente:
8.4.2 Enfermededades zoonóticas:
Algunas enfermedades como la rabia o la equinococosis en los carnivoros,
rabia en ungulados, psitacosis en aves, pueden producir enfermedades graves
171
y fatales en el ser humano. Muchas enfermedades de los primates pueden
causar enfermedades en el hombre. Por esta razón la persona que realiza la
necropsia debe protegerse con una máscara y vestimenta protectora.
El uso de la máscara es particularmente importante también para la necropsia
en aves y carnivoros sospechosos de rabia o equinococosis. Ademas todas la
muestras deben ser manipuladas con cuidado y las muestras no fijadas deben
ser colocadas en envases para evitar el derrame de material infeccioso durante
el transporte. 65, 75
8.5 Lugar de la necropsia.
La necropsia es un procedimiento que implica un alto peligro de contaminación
del ambiente (agua, locales, alimentos, praderas), otros animales y al hombre.
En base a esto se debe escoger un lugar donde el peligro de contaminación
pueda reducirse a un mínimo, considerando al lugar elegido siempre como una
zona séptica o contaminada.75
Lo ideal para realizar una necropsia es una sala diseñada con este propósito y
deberia contar con mesas de acero inoxidable que disponga de drenaje, pisos y
muros lavables, buena iluminación y ventilación, ademas de contar con
camaras de frío, materiales de disección y recolección de muestras.11, 75
Si bien es dificil contar con un lugar descrito anteriormente cercano al lugar
donde se solicita una necropsia, o muchas veces no es viable enviar un animal
al centro de necropsia dado por su tamaño o distancia, esto no es motivo ni
excusa para no realizar una necropsia en forma optica y segura, por lo tanto, es
necesario realizar la necropsia en campo, en donde se deben considerar los
siguientes puntos: 11, 60, 75
Lejos de otros animales, bebederos, comederos o trabajadores del area
En un area que pueda ser facilmente limpiada o desinfectada, de no ser
asi, el animal se pondrá sobre abundante paja (si lo es posible), la que
debera ser quemada una vez terminada la necropsia.
De facil acceso y que no interrumpa con las labores del predio.
172
Sobre una superficie de concreto rugoso y no liso, para evitar
accidentes, ya que la sangre y el agua hacen resbaladizo el area.
Aislar el área posterior a la necropsia en condiciones de campo.
En los animales pequeños, por la facilidad de transportarlos se puede hacer
una selección muy rigurosa del lugar, sobre todo si hay necesidad de
improvisarlo.60
8.6 Selección del lugar para hacer necropsias en campo.
1. En el caso de adaptar o construir un lugar específico para hacer
necropsias, se debe observar lo siguiente:60, 75
 Que haya el menor contacto posible entre el paso de animales y
personas, que no estén en contacto con bodegas de alimentos o
medicamentos; pero sin que este lugar esté demasiado alejado de los
corrales.
 Que el desagüe no se comunique con los canales de agua comunes.
 Que el piso y las paredes estén hechos de un material que permita la
limpieza y desinfección fácil.
 Que haya agua.
2. Si no hay un lugar específico asignado para hacer necropsias, se debe
observar lo siguiente: 60, 75
 Si posteriormente a la necropsia, van a entrar animales sanos al lugar
donde se efectuó, preparar una buena cama de paja para colocar el
cadáver, ya que es fácil eliminarla quemándola; o en su defecto se
puede usar algún material plastificado o una bolsa de plástico
dependiendo del tamaño del animal.
 Que exista una forma sencilla y cercana de eliminar el cadáver.
 Que el lugar esté lo más alejado posible del tránsito de animales.
173
 Que haya agua, pero vigilar que si ya está contaminada no afecte
arroyos, lagos, pozos etc.
 Que el piso sea de superficie dura y lisa.
 Que haya sombra en el lugar.
Todas estas recomendaciones son difíciles de llevar a cabo cuando se trabaja
en el campo, sin embargo el Médico Veterinario debe de aplicar su criterio para
seleccionar de la manera más adecuada el lugar donde efectuará la
necropsia.11 De igual manera deberá seguir los establecimientos de la NOM087-ECOL-SSA1-2002 en el caso de manipular residuos peligrosos de tipo
biológico infecciosos así como las especificaciones para su manejo.64, 75
Un residuo peligroso biológico infeccioso se clasifica como todo aquel que
contiene bacterias, virus u otros microorganismos con capacidad de causar
infección o que contiene o puede contener toxinas productivas por
microorganismos que causan efectos nocivos a seres vivos y al ambiente. 64
8.7 Preparacion de los envaces con muestras.
Todos los envaces, tubos y bolsas deben ser identificados usando un marcador
indelible. Para mayor seguridad se puede colocar una segunda etiqueta en una
bolsa y luego pegarla al envase con la muestra. Identificar también los tejidos
fijados con formalina.75
8.8 Historia clínica.
La historia clínica constituye un elemento básico e importante para poder llegar
al diagnóstico de los diferentes síndromes y enfermedades, debe dar una idea
clara y amplia de las condiciones de vida y del proceso morboso de un
individuo o de un grupo de animales.75
Los datos que integran a una historia clínica se obtienen a partir del
interrogatorio (anamnesis) al dueño y/o al encargado de la explotación y de la
observación directa del Médico Veterinario que está trabajando en el caso. 11, 75
174
En forma muy general la historia clínica debe de abarcar los siguientes
aspectos: 75
1.- La condición individual de los animales y la del ambiente.
2.- Los antecedentes patológicos y/o hereditarios.
3.- La signología de los animales en su estado actual.
8.9 Diagnóstico clínico.
A partir de todos los datos anteriores y con ayuda del Veterinario que está
atendiendo el problema se debe de emitir un diagnóstico clínico y a su vez uno
diferencial.
Si no hay un Veterinario atendiendo a los animales, se le debe de pedir la
opinión al encargado de los mismos.
El diagnóstico clínico se confirmará o descartará posteriormente en base a los
hallazgos a la necropsia y los resultados de otros laboratorios.50, 75
8.10 Cambios postmortem.
Son todas aquellas alteraciones físicas, químicas o combinaciones de ambas
que sufren los órganos y tejidos de un animal cuando muere.
Estos cambios se deben principalmente al efecto de la acción bacteriana
(putrefacción) y de las enzimas celulares de los tejidos (autólisis); no se
presentan al mismo tiempo en las distintas partes del animal, sino que hay
ciertos órganos que por su composición química o por existir en ellos bacterias
como habitantes normales sufren cambios postmortem antes que otros.50, 75
8.11 Selección, toma y envío de material para diagnóstico.
Es importante recalcar que la necropsia es una herramienta para detectar los
problemas que existen en el grupo de animales, por lo tanto, el diagnóstico que
se elabora a partir de la misma es de tipo presuntivo y es necesario muchas
veces tomar muestras para los diferentes laboratorios (bacteriología, virología,
parasitología, análisis clínicos, toxicología), los cuales darán los resultados
175
para que tomando en cuenta todos los hallazgos, se emita un diagnóstico final,
el cuál no siempre es definitivo.11, 50, 75
8.12 Selección de muestras.
El resultado rápido y efectivo del laboratorio, depende en gran medida de la
selección y tratamiento adecuado del material y de las condiciones en que
lleguen las muestras.
La selección adecuada de las muestras necesarias para obtener el diagnóstico
de las enfermedades, requiere de conocimientos y experiencia. 75
Las muestras escogidas y pruebas solicitadas de cada caso deben de estar
orientadas a ahorrar tiempo, material, dinero y esfuerzo, tanto para el
laboratorio como para el interesado, para lo que es necesario haber realizado
un buen diagnóstico clínico presuntivo.51, 75
8.13 Consideraciones generales de toma y envío de muestras.
En la mayoría de los casos las muestras deben de considerarse como
materiales potencialmente infecciosos. El medio más eficaz y seguro para el
envío de muestras al laboratorio es el mensajero directo; pero en algunas
condiciones se requiere del servicio postal, cuando esto último es lo que se
usa, las muestras deben de reunir los siguientes requisitos:
1.- Deben estar colocadas en recipientes dobles: dos cajas o una hielera de
preferencia y bolsas de plástico; ya que se mejora el aislamiento y aumenta la
resistencia del recipiente. Entre la bolsa o frascos que contienen las muestras y
la caja externa se coloca un material que amortigüe los golpes y absorba la
humedad (papel, aserrín).75
Para realizar el exámen histopatológico es esencial que el material sea
preservado rápidamente después de la muerte del animal. Es importante
seleccionar adecuadamente la muestra de tejido, que en el aspecto
macroscópico debe ser representativo del área afectada o de un sitio específico
176
para un exámen. Si el tejido está afectado en forma general, conviene incluir
una porción del tejido aparentemente normal que esté adyacente a la zona de
lesión para reconocer fácilmente el órgano que se trata.65, 75
Para realizar exámenes histológicos, se requiere fijar el tejido en formalina
amortiguada al 10% (1 parte de formalina mas 9 de agua) y se amortiza con 4
gr de fosfato de sodio dibásico en 900 ml de agua destilada; en el caso de no
contar con los fosfatos, se puede adicionar un pedazo de gis o en su defecto
agua corriente en lugar de agua destilada en proporción de una parte de
órgano por diez de formol. Los cortes no deben ser más gruesos de 0.5 cm y
debe existir poco tejido conjuntivo (cápsula) en la superficie para que el fijador
pueda penetrar. 12, 75
Para un estudio hemográfico el anticoagulante de elección es el ácido
etilendiaminotetracético (EDTA), cuando no se emplea en concentraciones
altas, la muestra es útil para todos los estudios, excepto la determinación de
calcio, potasio y sodio. La morfología celular no se altera en 24 hrs si la
muestra se conserva en refrigeración.12
Cuadro 8. Anticoagulantes utilizados frecuentemente para hacer estudios de
sangre:
ANTICOAGULANTE
CANTIDAD
CONSERVACION
E.D.T.A.
2.0 - 3.0 mg/ml
Refrigeración
Oxaláto de Sodio
2.0 mg/ml
Refrigeración
Citrato de Sodio
2.0 - 4.0 mg/ml
Refrigeración
Heparina
0.1 - 0.2 mg/ml
Refrigeración
Munson L. Necropsy of animals, Handbook, Interscience publisher, London,2006
8.14 TÉCNICA DE NECROPSIA EN MAMÍFEROS.
Se realiza un exámen sistemático del cadáver y la abertura de sus cavidades
para conocer el estado en el cual se encontraba el animal, se deben determinar
las lesiones macroscópicas y microscópicas, integrar diagnósticos morfológicos
e investigar las causas de la muerte con fines diagnósticos.11
177
Comienza realizando la reseña del animal en donde se incluye: 11, 12
a) Especie
f) Color
b) Raza
g) Señas particulares
c) Sexo
h) Identificación
d) Edad
i) Procedencia
e) Peso
La necropsia del cadáver se divide en cinco partes: 60, 70
1. Inspección externa.
2. Incisión primaria.
3. Incisión secundaria.
4. Extracción de vísceras.
5. Inspección de órganos
8.14.1 Inspección externa.
Se inicia con el exámen de la piel revisando su continuidad, color, elasticidad,
consistencia y aspecto. Se examina el pelo tomando en cuenta su distribución,
cantidad, implantación, aspecto; se revisa si existe presencia de parásitos
externos. Subsecuentemente se revisan uñas, espacios interdigitales y
cojinetes plantares, comprobando su integridad física; por último se revisan los
orificios naturales en el siguiente orden: 11, 60, 70
1.- Cavidad oral: la cual incluye lengua, paladar, dientes y encías.
2.- Mucosa nasal.
3.- Mucosa ocular.
4.- Pabellón auricular.
5.- Mucosa vaginal o prepucial.
6.- Mucosa anal.
178
8.14.2 Incisión primaria.
Posición del cadáver: Se coloca al animal en decúbito dorsal. Se hace una
incisión sobre la línea media desde la sínfisis mandibular hasta la sínfisis
púbica; en caso de machos se rodea el prepucio, pene y testículos por ambos
lados, para retraerlo caudalmente, si se trata de una hembra se deberá seguir
por línea media. 50
Para fijar en posición al animal, la piel se separa del tejido subcutáneo y se
cortan los músculos pectorales que fijan los miembros torácicos, para que así
éstos descansen sobre la mesa (desmembrado). Los miembros pelvianos se
desarticulan a nivel coxofemoral, cortando los músculos de la pierna de craneal
a caudal tratando de no cortar las arterias y venas femorales para evitar que la
cavidad acetabular se llene de sangre e impida la adecuada observación de las
superficie articular, ya incidida la cápsula articular se corta el ligamento
redondo y se expone completamente la cabeza del fémur inspeccionándola al
mismo tiempo.
50, 70
Una vez en posición, se revisa el tejido subcutáneo, tejido
muscular y linfonodos explorables (mandibulares, cervicales superficiales o
preescapulares, subescapulares o axilares, inguinales en machos, mamarios
en hembras y popliteos); estos quedarán expuestos fácilmente, excepto cuando
los animales tienen mucha grasa por lo que es importante localizarlos por
medio de la palpación, desplazando la grasa para sentir la consistencia firme
del linfonodo. 50, 60
El popliteo, en general es fácil de identificar sabiendo que se encuentra
incidiendo
la
piel
de
la
parte
caudal
de
la
rodilla
(articulación
femorotibiopatelar), en donde se encontrará un acumulo de grasa, dentro de la
cual se localiza el linfonodo.50, 70
8.14.3 Incisión secundaria.
Se separa el músculo esternotirohioideo de la tráquea iniciando el corte delante
de la laringe y tratando de no lesionar la tráquea, la cual queda en su lugar; se
sigue el corte hacia la parte caudal llegando a la entrada del tórax. Se levantan
los músculos para ubicar la unión costocondral (cartílago de la costilla) y con el
179
cuchillo se inciden estas articulaciones para levantar el esternón y exponer la
cavidad torácica. 50
Se continúa el corte a través de los músculos abdominales hasta la región
inguinal, quedando una unión a la parte caudal de la región inguinal, la cual no
se corta, quedando expuestas las viseras abdominales. 50 (Figura 81)
Figura 81. Exposición de viseras abdominales.
(Foto: tomada por el autor, 2009)
8.14.4 Extracción de vísceras.
Para la extracción del aparato respiratorio y corazón, se hacen dos cortes
paralelos al cuerpo de la mandíbula en su cara medial sobre los músculos del
espacio intermandibular para extraer la lengua sacando la punta de la misma
por un lado y cortando el frenillo, se exponen las tonsilas, las cuales se revisan
externa e internamente. Se revisan además paladar y cavidad oral.50, 70
Posteriormente se inciden las articulaciones del hueso hioides, se sujeta la
lengua y se retrae caudalmente desprendiendo esófago y tráquea juntos.
Se cortan los paquetes carotídeos y ligamentos mediastínicos y por tracción se
extrae todo el paquete (esófago, tráquea, pulmones y corazón).50, 60
La extracción del hígado se efectúa seccionando los ligamentos que lo fijan a
otras estructuras como: diafragma, riñón, estómago e intestino, así como la
vena cava caudal y la vena porta.50
180
8.14.5 Inspección de aparatos y sistemas.
Una vez extraídos los pulmones y el corazón, se procede a revisar el sistema
respiratorio sin desprender el corazón ya que es importante para tener una
relación anatómica y por lo tanto observar lesiones en los vasos sanguíneos
que salen o llegan a los pulmones.50, 60
8.14.6 Aparato respiratorio.
Para revisar la tráquea se realiza una incisión por la parte dorsal iniciando
desde la laringe la incisión se realiza por la parte membranosa, hasta llegar a la
bifurcación de la misma, de aquí se continúa por los bronquios principales
hasta donde la tijera pueda llegar, de esta manera se podrá revisar la mucosa
de éstos órganos tubulares y su contenido. Finalmente se hacen cortes
sagitales de aproximadamente un centímento de grosor en todo el parénquima
pulmonar (todos los lóbulos). Siempre se debe hacer palpación conforme se
hacen los cortes ya que gracias a esto se pueden encontrar zonas duras o
irregulares que pueden cortarse para utilizarse como muestras para laboratorio
de histopatología.50, 60, 70
8.14.7 Aparato circulatorio.
El exámen del corazón se inicia con la revisión externa del saco pericárdico,
posteriormente se hace una pequeña incisión en el pericardio a nivel del ápice,
para revisar el líquido pericárdico, su consistencia, color y si el pericardio está
adherido al epicardio, luego se expone el epicardio y se revisa su superficie,
donde algunas veces se pueden ver algunas hemorragias. 50
8.14.8 Bazo.
Se revisan algunas características como son: forma, volumen, el aspecto de la
cápsula, sus bordes, igualmente se realizan cortes transversales para revisar el
parénquima.50 (Figura 82)
181
Figura 82. Extracción del bazo para revisión.
(Foto: tomada por el autor, 2009)
8.14.9 Aparato digestivo.
Para la inspección del tracto gastrointestinal se sigue como rutina la revisión
exterior de mesenterios, linfonodos mesentéricos, páncreas y cada segmento
intestinal. En el páncreas se separa del duodeno, se revisa externamente
checando su color, consistencia y aspecto, posteriormente se hacen varios
cortes transversales en todo el parénquima. El esófago se abre a todo lo largo
hasta llegar al estómago, el cual se incide siguiendo su curvatura mayor hasta
llegar al píloro, se retira el contenido, se lava la mucosa y se revisan las
diferentes regiones gástrícas (cárdica, fúndica y pilórica). El hígado se revisa
externamente por su cara parietal y visceral observando los bordes de los
lóbulos hepáticos. En la vesícula biliar se ve el aspecto externo de la pared,
después se incide a todo lo largo de la misma y del conducto biliar, aquí se
observarán las características de la bilis y la superficie de la vesícula. 50, 60, 70
8.14.10 Aparato urinario y glándulas adrenales.
Las adrenales se revisan "in situ" incidiéndolas por su eje longitudinal para la
revisión de corteza y médula El aparato urinario se revisa desprendiendo los
riñones de la fascia subperitoneal y cortando tanto la vena como la arteria
renal, teniendo la precaución de no romper los ureteres, los cuales se disecan
hasta llegar a la vejiga. La revisión de cada riñón se efectúa haciendo un corte
por su curvatura mayor para retirar la cápsula fibrosa hasta el hilio.50
182
8.14.11 Aparato genital de la hembra.
En la inspección de rutina cuando no se observa una lesión aparente del
aparato reproductor, se extrae cortando los ligamentos suspensorios del ovario
y ancho del útero que fijan a los ovarios con la pared abdominal y se retraen
junto con oviductos y útero.
Después se corta la vagina lo más caudal posible al pubis.
La inspección comprende: la observación y anotación de las estructuras
presentes en ovarios (folículos, cuerpos lúteos, etc.), después se realiza una
incisión longitudinal para revisar su parénquima. 50, 60, 51
8.14.12 Aparato genital del macho.
La glándula accesoria que se revisa en este caso es la próstata, de ella se
revisa su tamaño, simetría, consistencia y superficie de corte.
Para la revisión de la uretra, se corta el piso de la pelvis (ramas del pubis y las
tablas y ramas del isquion), se diseca el tejido conjuntivo adyacente y se retira
revisando hasta el meato (orificio uretral externo).
Los testículos se revisan “in situ” retirando las envolturas testiculares y
revisando su grosor, se inspecciona el cordón espermático y finalmente el
propio testículo valorando su volumen, diámetro y consistencia. Por último se
hace un corte que abarque epidídimo y parénquima testicular revisando la
coloración y la superficie del corte.11, 50
8.14.13 Sistema músculo esquelético.
En forma rutinaria solo se inspeccionan las articulaciones de los miembros
torácicos y pelvianos además de las costillas, las costillas se revisan en forma
general por la superficie medial y especialmente en la unión costo-condral.50
8.14.14 Encéfalo.
Si se ha observado un cuadro clínico nervioso, se podrá tomar muestras de
líquido cefalorraquídeo por medio de una jeringa introduciéndola en la
articulación atlanto-occipital, de ésta manera se observará la cantidad, el color
y consistencia del mismo, se puede hacer un frotis con éste para observar
183
células inflamatorias e inclusive cuerpos de inclusión en las células presentes.
50, 75
Para extraer el encéfalo, se puede efectuar una incisión por línea media sobre
la piel de la cabeza, desde la región frontal hasta el tercio craneal del cuello, se
separa la piel hasta exponer el arco cigomático. Se retiran los músculos
temporales y se desarticula la cabeza por medio de un corte transversal sobre
los músculos dorsales a la articulación atlanto-occipital. Posteriormente se
hacen tres cortes sobre los huesos del cráneo para exponer el encéfalo. El
primer corte se hace transversal a nivel de una línea imaginaria que comunica
las comisuras palpebrales laterales, paralelo al arco cigomático. El segundo
corte se hace del foramen magno a la comisura palpebral lateral. El tercer corte
es similar al anterior pero del lado contrario.50, 60
8.14.15 Ojos.
Los cambios postmortem se presentan con gran rapidez en los ojos, de manera
que éstos deben colocarse lo más pronto posible en un fijador adecuado (Bouin
o el de Zenker con ácido acético). Cuando se requiere un estudio de ojos, éstos
deben extraerse antes de iniciar los demás pasos de la necropsia.
Primero se separa la piel, por medio de una incisión oval alrededor de los
párpados, empezando por la comisura lateral del ojo y exponiendo así la orbita.
Con pinzas se fija la conjuntiva, jalándola hacia abajo y cortándola a lo largo del
hueso. 50, 65
Cuando el tamaño del orificio producido lo permite, se introduce una tijera curva
de punta roma para separar músculos y el nervio óptico. Se extrae el globo
ocular con todas sus estructuras anexas (tercer párpado, glándulas, músculos y
una fracción del nervio óptico).65
184
8.15 TÉCNICA DE NECROPSIA EN AVES.
8.15.1 Inspección externa.
Se revisa la piel y plumas; de éstas se revisa su implantación, distribución,
color, posición, si existe presencia de parásitos; también se revisan patas,
uñas, alas; por último se realiza la revisión de orificios naturales. A continuación
se procede a mojar el ave con agua y jabón con el fin de evitar que las plumas
no se queden pegadas en la mano del prosector, una vez que las plumas ya
están húmedas, se procede a retirar las que se encuentran en la pechuga
hasta la cloaca sin mojar la cabeza.44
8.15.2 Incisión primaria.
Como primer paso se desarticulan los muslos a nivel de la articulación
coxofemoral, con el fin de darle colocación al cadáver y revisar si existe o no
necrosis de la cabeza femoral; posteriormente se remueve la piel con un bisturí
o cuchillo de la región abdominal, para inspeccionar el tejido subcutáneo y la
musculatura. 44
En casos de no tener material para efectuar la necropsia, se pueden utilizar las
uñas de las aves para incidir tejidos.44
8.15.3 Incisión secundaria.
Se separa la pechuga de caudal a craneal para dejar expuestas las vísceras
abdominales y torácicas, (recordar que estas especies no tienen diafragma). Al
levantar la pechuga se deben revisar los sacos aéreos sobre todo los torácicos
y los abdominales para observar cualquier alteración como la presencia de
exudado u opacidad de los mismos (Figura 83). Al hacer este corte se debe tener
cuidado de no romper la ingluvia (buche).44, 50
185
Figura 83. Insicion secundaria, superficie ventral expuesta.
(foto: tomada de medicina aviaria 2010)
8.15.4 Extracción de vísceras abdominales.
Se extrae hígado sin lesionar la vesícula biliar, posteriormente el bazo; como
siguiente paso se liga el esófago (en su unión con el proventrículo) y el recto,
para así extraer las vísceras fuera de la cavidad (Figura 84). En hembras
sexualmente adultas, se remueve el ovario en su base; el oviducto es
extendido para cortar los ligamentos dorsales y ventrales del mesenterio y
luego es cortado antes de llegar a la cloaca. 44
Figura 84. Extracción de vísceras de un ave.
(Foto: tomada de medicina aviaria 2010)
8.15.5 Inspección del corazón.
Se revisa “in situ” iniciando la revisión por el saco pericárdico. El primer corte
se hace sobre el ventrículo derecho hasta la aurícula derecha, revisando en
este corte el endocardio, válvulas, endotelio de la vena pulmonar, vena cava y
miocardio. El segundo corte se hace desde el ápice del ventrículo hasta la
186
aurícula izquierda. En este corte se revisa endocardio, válvulas, endotelio de la
aorta y el miocardio. Después se remueve el corazón de su base. 44
8.15.6 Aparato respiratorio.
Los pulmones son extraídos por medio de una disección cuidadosa
separándolos de las costillas ya que en las aves los pulmones están pegados a
la pared torácica; estos se inspeccionan realizando cortes transversales sobre
todo el parénquima pulmonar.44
8.15.7 Aparato digestivo.
El pico es cortado transversalmente para exponer las conchas nasales. Luego
se abre el pico y se corta por su ángulo derecho, continuando esta incisión a
través de la faringe hasta el esófago e ingluvia (buche), éste mismo
procedimiento se utiliza para revisar tráquea que en el caso de las aves tiene
anillos completos.44, 60
Se inspeccionan todas las vísceras abdominales fijando mayor atención en el
proventrículo y el ventrículo (molleja), éste se debe cortar por una de sus
curvaturas y se procede a despegar la cutícula gástrica (capa queratinizada)
para observar alguna lesión en el epitelio como erosiones o hemorragias,
posteriormente se realiza la inspección de páncreas en el cual se realizan
cortes transversales para revisar el parénquima.44
Por ultimo se inciden los intestinos por su borde antimesentérico para así
revisar su contenido y su mucosa se debe tener cuidado en revisar los sacos
ciegos y en especial las tonsilas cecales localicadas a nivel del orificio cecal
(comunicación con el recto). 44, 60
8.15.8 Aparato reproductor.
En el caso de machos se revisan los testículos “in situ” (estos se encuentran
craneoventrales a los riñones), se realiza un corte longitudinal para revisar el
187
parénquima, posteriormente se extraen los testículos para realizar la inspección
de riñones.44
En caso de hembras se extrae el paquete formado por ovario, oviducto
(infundíbulo, magnum, istmo), útero y vagina, ya extraído el paquete se revisa
externamente en busca de hemorragias o alguna otra lesión presente. 44
8.15.9 Aparato urinario.
Los riñones se revisan “in situ” debido a que se encuentran adheridos a la
cavidad y abarcan a toda la región abdominal dorsal, se debe observar que no
exista ningún tipo de sustancia sobre ellos (como los uratos, que se observan
como polvo de gis sobre los riñones). 44
8.15.10 Sistema nervioso.
Se exponen los nervios isquiáticos, separando los músculos del muslo en su
cara medial y caudal. Se comparan en textura y tamaño. Como siguiente paso
se coloca el ave en posición decúbito ventral; se quitan las plumas de la región
de la escápula y se corta con cuidado la piel que está entre la columna
vertebral y la escápula, para así localizar el plexo braquial en el cuál se revisa
la textura y tamaño de los nervios braquiales.11, 44
Para la extracción de encéfalo primero se quita la piel de toda la región de la
cabeza, posteriormente el encéfalo se puede extraer con una tijera ya que el
hueso es muy delgado, este corte va de la órbita ocular hasta desembocar en
el foramen magno, repitiendo este corte del lado contrario. 11, 44
8.15.11 Sistema músculo-esquelético.
Se revisan las masas musculares, se cortan las articulaciones para revisar
todas las estructuras y ver si no contienen algún tipo de exudado (Figura 85); es
importante
para
poder
diagnosticar
Mycoplasmosis.11, 12, 44
188
algunas
enfermedades
como
Figura 85: Sistema musculo esqueletico de un ave.
(foto: tomada de medicina aviaria 2010)
8.16 TÉCNICA DE NECROPSIA EN TORTUGAS.
Se recomienda realizar la necropsia en cadáveres frescos que no estén en un
avanzado estado de descomposición y anotar todas las observaciones. 33
Para establecer tendencias de mortalidad en poblaciones, necesitamos la
siguiente información: 33
1. Especie de tortuga.
2. Tamaño (ancho y largo del caparazón).
3. Lugar de ubicación.
4. Fecha de ubicación.
5. Marcas externas extraordinarias.
6. Estado de descomposición.
Colectar todas las muestras de tejido en formalina bufferada (10%) en una
proporción de una parte de tejido por 10 de formol para permitir una adecuada
fijación. 11, 33
Es importante que las muestras se guarden en frascos perfectamente
identificados con el número de la tortuga y la clave que el prosector haya
decidido asignar para evitar errores de traslape de la muestra. 12, 58
189
Herramientas para la necropsia: 20, 33
• Guantes de hule
• Frascos
• Lápiz
• Pinzas de dientes de ratón
• Hoja de protocolo
• Formol al 10%
• Frascos de plástico para tomar las muestras
• Tabla de cortar
• Sierra
• Bisturí
• Cuchillo
• Chaira
• Piedra de afilar
• Tijeras
La tortuga se coloca en decúbito dorsal y se realiza el exámen externo, se
deben anotar las anormalidades del caparazón, piel y plastrón, por ejemplo la
presencia de ectoparásitos indica un estado anormal y que la tortuga estaba
enferma. 33, 58
8.16.1 Anatomía de la tortuga.
Antes de realizar una necropsia en este tipo de ejemplares, es necesario
recordar la anatomía para la ubicación de órganos. 20 (Figura 86)
Figura 86. Anatomia de una tortuga
(Foto: tomada de turtle. com, 2006)
190
8.16.2 Incisión primaria.
Los objetivos de la incisión primaria son: 33
• Poner en posición al cadáver.
• Revisar la posición de las vísceras “in situ”.
• Revisar la presencia de líquido o adherencias en la cavidad celómica.
Se corta a lo largo de la línea que junta el plastrón al caparazón (puede
hacerse con un bisturí en tortugas pequeñas). Una vez que el plastrón ha sido
removido, pueden verse los músculos pectorales. 33 (Figura 87)
Figura 87. Incision primaria de una tortuga.
(Foto: tomada demanual de necropsias UNAM 2010)
8.16.3 Incisión secundaria.
Se cortan los músculos alrededor de las aletas y se retuercen las aletas
anteriores desarticulándolas de su unión con el caparazón. Esto permite ver el
corazón, la tiroides, el hígado, los intestinos, una porción de los pulmones y la
pelvis. Se corta la piel sobre la línea central del cuello para observar el esófago
y la tráquea. 11, 33 (Figura 88)
Figura 88. Incision secundaria de una tortuga.
(Foto: tomada de manual de necropsias. UNAM 2010)
191
8.16.4 Extracción e inspección de vísceras.
Se extrae el corazón e hígado; ya extraído el corazón se realiza un corte sobre
la línea media de éste para poder observa el ventrículo y los dos atrios, se
revisa externamente por su cara parietal y visceral observando sus bordes,
también se realizan cortes en forma transversal.33
El hígado se revisa externamente su coloración y consistencia en animales
jóvenes el hígado es friable no tanto en los animales adultos, se revisa vesícula
biliar y se hacen cortes seriados de aproximadamente 0.5 a un cm
dependiendo del tamaño del hígado.
Posteriormente se procede a realizar la inspección del tracto gastrointestinal, el
cual comienza con la cavidad oral y el esófago. Cuando las tortugas se
alimentan, ingieren gran cantidad de agua que expelen a través de las fosas
nasales.
Durante este proceso, las espinas del esófago ciernen el alimento del agua,
estómago, intestinos y termina con la cloaca, durante el exámen del tracto
intestinal, es una buena oportunidad para tomar muestras de estómago para
saber el tipo de dieta que consumió dicho animal. Algunas cosas a buscar
incluyen la presencia de materiales extraños así como, úlceras en la mucosa o
sangre en la luz del órgano; también la presencia de heces muy duras en el
intestino, incluyendo la presencia de parásitos o texturas arenosas en la
mucosa. 11, 20, 33
Una vez extraído el tracto gastrointestinal, se pueden observar los pulmones
los cuales se encuentran adheridos al caparazón en ellos se revisa su color y
consistencia, éstos deben ser esponjosos, lisos y rosados; posteriormente se
continúa la revisión de la aorta descendente, la vejiga urinaria, los riñones, las
gónadas y la grasa inmediatamente debajo del caparazón.33
El cerebro es el último órgano a revisar; para esto es necesario cortar la
cabeza con una sierra. El encéfalo es relativamente pequeño en relación a la
glándula salina que es la otra porción mayor de la cabeza; la glándula es usada
para osmoregulación (eliminación de sal del cuerpo) ésta es lobular y de
192
coloración rosada a café pálido homogéneo. Las anormalidades incluyen
manchas pálidas o textura arenosa.33, 58
8.16.5 Toma de muestras para histología.
Para la fijación adecuada, es importante colocar las muestras de un tamaño
adecuado con una proporción adecuado de formol bufferado (1 parte de
muestra por 10 de formol), ya que si se toma demasiado tejido se pone en
riesgo la penetración adecuada de la formalina y si es demasiado pequeño se
puede perder la lesión; de manera ideal el tejido no debe ser más grueso de
0.5 cm y de largo puede ser 1 a 3 cm según lo considere el prosector.12, 33
Si hay una lesión en el tejido, es importante tomar una porción de tejido normal
para poder reconocer el órgano del que se trata.
Vale la pena mencionar que en el caso de fauna silvestre donde se tienen
pocas oportunidades de efectuar la necropsia es importante recolectar un poco
de todos los tejidos para poder hacer un banco de datos y así saber si lo que
vemos es normal en alguna especie o es un trastorno patológico. 11, 33
8.17 TÉCNICA DE NECROPSIA EN SERPIENTES.
8.17.1 Historia clínica.
El interrogatorio que se le hace al propietario del animal es muy importante ya
que con estos datos se realiza la historia clínica, y se puede empezar a formar
un diagnóstico preliminar. El clínico debe tener conocimientos básicos de
biología y fisiología de los reptiles solo así apreciara las condiciones anormales
del estado del animal. 20, 58
8.17.2 Inspección externa.
Como primer paso se determina el sexo de la serpiente, esto se logra
inyectando solución salina caudalmente a la cloaca, produciendo el prolapso de
los hemipenes en el caso de machos, en el caso de hembras solamente se
produce el prolapso de la cloaca (bordes).20
193
Las serpientes son un grupo fácil de evaluar. Como en otros animales, el
sistema tegumentario da magnífica información acerca de la condición interna.
Normalmente, la piel de la serpiente (dependiendo de la especie) está de lisa a
rugosa (escamas alzadas o aquilladas).
En algunas especies, la piel está muy enrollada y pierde su apariencia, dando a
la serpiente una apariencia deshidratada. Para la mayoría de las especies, la
piel es brillante y reluciente después de la ecdisis. La piel debe ser examinada
dorsalmente y centralmente, los márgenes de las escamas ventrales deben ser
inspeccionadas para detectar lesiones, particularmente congestión y necrosis.
El cuerpo del animal puede ser palpado por un simple movimiento con las
manos, por ambos lados a todo lo largo. Las masas y abultamientos dentro y
bajo de la piel son fácilmente identificables por este método. 11, 20, 58
La revisión de ojos tiene el fin de encontrar espéculos retenidos después de la
muda, ácaros (por ejemplo Ophionyssus natricis) o traumatismos. 20
En la cavidad oral se revisan los dientes (la mayoría de las especies de
serpientes tienen 4 filas de dientes en la arcada superior y 2 filas en la
mandíbula inferior todos los dientes son curvados caudalmente), la mucosa oral
es más pálida que la de los mamíferos, en estado normal, las mucosas deben
ser brillantes y lisas, la glotis de las serpientes se localiza en el tercio rostral de
la cavidad oral y la lengua es localizada en un divertículo bajo la glotis en esta
hay que revisar si existiese una infección local o traumatismos, cuando se
realiza una auscultación de la cavidad oral, se pueden observar las narinas
internas, las serpientes con estomatitis y/o neumonía pueden tener
acumulaciones masivas de detritus caseosos dentro de las narinas, para
inspeccionar estas, se utiliza una jeringa llena con solución salina y con la
cabeza de la serpiente hacia arriba, la punta de la jeringa es puesta firmemente
sobre la abertura de las narinas externas y la solución salina es dirigida a
través de los pasajes nasales (puede ser necesario repetir esto varias veces).
11, 20, 58
194
La cavidad nasal y el órgano vomeronasal, esta situado en el techo de la
cavidad oral, caudal a las escamas rostrales y dentro de los márgenes de la
arcada superior, estos se deben revisar en busca de secreciones y
traumatismos (Figura 89). Por último es necesario realizar la inspección de la
cloaca, se deben buscar rastros de defecación y secreción de las glándulas
anales. 20, 58
Figura 89. Revisión de la cavidad oral de una serpiente.
(Foto: tomada del manual de necropsias UNAM 2010)
8.17.3 Incisión primaria.
Posición del cadáver: El animal se coloca decúbito dorsal, posteriormente se
realiza una incisión sobre toda la línea media del cadáver, iniciando ésta a
partir de la terceraera escama ventral, todo esto evitando penetrar a la cavidad
celómica y no perforar los órganos, ya incidida la piel se corta la serosa con
tijeras de punta roma; posteriormente se evalúa el estado nutricional del
animal, observando las reservas de grasas y el estado de las masas
musculares además se debe tomar nota si existiese la presencia de líquidos
dentro de la cavidad celómica. 20, 58 (Figura 90)
Figura 90. Revisión de la cavidad celómica.
(Foto: tomada por e autor, 2008)
195
Se deben tomar muestras estériles de los pulmones, hígado y bazo para cultivo
antes de manipular los demás órganos. Como siguiente paso se ubica la
glándula tiroides por delante del corazón (este es un órgano único ubicado en
la línea media en algunas especies y un órgano pareado en otras) y tomar
muestras para histología.20, 58 Se extraen los órganos iniciando desde cavidad
oral, se extrae la tráquea, corazón y pulmones. Posteriormente se separa la
tráquea y pulmones del esófago, estómago e intestinos Se incide la tráquea
(recordar que los anillos son completos)
y posteriormente se realiza la
inspección de los pulmones en busca de zonas firmes o nódulos.20 Como
siguiente paso se incide el corazón (únicamente con dos cortes en forma de
“v”). Posteriormente se extrae el tracto intestinal completo, comenzando en la
cavidad oral. Se incide el estómago e intestinos para revisar su contenido y
mucosa (Figura 91). Ya extraído este paquete se extrae el hígado, bazo y
páncreas, evaluando su estado.
58
Por último se extraen los órganos
reproductores y las glándulas adrenales (ubicadas en la línea media por
delante de los órganos reproductores).20, 58
Figura 91. Incisión del estomago.
(Foto: tomada por el autor, 2008)
En las hembras, se retira el oviducto y los ovarios, se procede a realizar la
disección de los riñones de la cavidad celómica, posterior a esto se toman las
muestras pertinentes.20 En el caso de requerir el cerebro, es necesario cortar el
cráneo, introduciendo la tijera por el foramen magno y dirigir la punta hacia el
ojo, (esto se tiene que hacer con cuidado para no destruir el cerebro), ya hecho
este corte se realiza el mismo procedimiento del lado contrario para así
levantar el techo del cráneo y extraer el cerebro. 20
196
Cuadro 9. Vía de toma de muestra sanguínea en tortugas, serpientes y
lacértidos:
ESPECIE
VÍA DE LA
SITIO DE LA TOMA
TOMA
CALIBRE DE
LA AGUJA
Vena coccígea ventral,
Tortugas,
intravenosa
vasos linfáticos.
serpientes y
Vena yugular, vena
lacértidos
braquial, poplítea.
Tortuga,
21-22G
intracardiaca
En serpientes y lacértidos
18-25G
Plexo venoso
Con un tubo microcapilar,
Tubo
orbital
introducir en círculos en el
microcapilar
serpientes y
lacértidos
lacértidos
apéndice del ojo.
En serpientes de cualquier
Tortugas,
serpientes y
lacértidos
vertebra de preferencia la
interósea
occipital, en tortugas y
lacértidos del fémur o
humero.
Kielbach., Necropsy of veterinary, ed. Mosby, EE.UU. 1995
197
18-25G
CAPÍTULO 9. ANEXO
9.1 Técnicas de administración de medicamentos.
A nivel mundial existen grandes problemas que afectan al ambiente,
por
ejemplo la acelerada pérdida de la diversidad biológica, el cambio climático, la
ampliación de la frontera agropecuaria, la pérdida de los ecosistemas
naturales, así como la extinción de especies, el tráfico de fauna y ejemplares
silvestres como mascotas; esto impulsó el nacimiento de la Biología de la
Conservación, multidisciplinaria por definición, en la cual la Ciencia Veterinaria
juega un rol preponderante e ineludible. No cabe duda que la participación de
los Médicos Veterinarios en la temática en cuestión viene incrementándose y lo
seguirá haciendo en los próximos años, de la misma manera que crecen los
problemas referidos a la conservación de la fauna. Se necesita superar el
debate que se ha dado por décadas sobre la importancia relativa para la
conservación de la salud de la vida silvestre. 73
En este sentido la Medicina Veterinaria especializada en fauna silvestre y la
adecuada medicación de animales de compañía no convencionales, debe ser
fundamental en la preparación académica veterinaria, pretende propiciar en el
estudiante un manejo médico crítico para enfrentarse a esta problemática; en
primera instancia con los instrumentos que brindan la clínica general y la
patología quirúrgica y siempre utilizando los recursos que proporciona la
Medicina de la Conservación.
73
Por lo general, en la clínica de fauna silvestre, la selección de vía y técnica de
administración de fármacos se basa en diversos factores, de los cuales los mas
importantes incluyen las propiedades fisicoquímicas del compuesto a usarse y
de su fórmula; la indicación terapéutica, fisiopatología de la enfermedad, la
especie del ejemplar, condición fisiológica, facilidad de manejo y control del
animal y factores económicos. 8
Para una adecuada medicación de ejemplares silvestres, es necesario
apoyarnos de la farmacología, la cual es la ciencia que nos enseña las
características, virtudes y métodos en que actúan de los medicamentos. 79
198
En el mercado existen fármacos con diferente nombre y precio, pero el principio
activo es el mismo. 73
9.2 Definiciones que debemos conocer antes de la administración de
fármacos.
 Amplio espectro: Este concepto es aplicado especialmente a los
antibióticos y antiparasitarios. El espectro de acción se determina de
acuerdo a la cantidad de especies de microorganismos infecciosos o
parásitos que controla, por lo tanto un antibiótico o un antiparasitario son
de amplio espectro cuando controlan gran cantidad de microorganismos o
parásitos. 8, 79
 Larga acción: Este concepto tiene que ver con el tiempo que dura el efecto
de un medicamento en el cuerpo del animal y se usa comúnmente para los
antibióticos y algunos antiparasitarios de efecto prolongado.79
 Corto espectro: Este concepto se aplica también a los antibióticos y
antiparasitarios, significa lo contrario del amplio espectro, es decir que hay
antibióticos
que
controlan
pocos
tipos
de
microorganismos
antiparasitarios que combaten pocos tipos de parásitos.
y
79
 Corta acción: Es cuando el efecto de un fármaco es corto (un día como
máximo). Por ejemplo; complejos vitamínicos cuyo efecto máximo es
durante
un
día.
La
mayoría
de
antibióticos,
antiinflamatorios,
antiparasitarios, son de corta acción.79
 Dosis: Es la cantidad de medicamento que se debe aplicar a un animal. La
dosis de medicamento depende del peso vivo del animal (PV) y de la
gravedad del problema que queremos resolver.8, 79
199
 Presentación: Es la forma en que el medicamento viene listo para usarlo.
Algunos medicamento vienen en forma de polvo soluble en agua, solución
inyectable, solución vía oral, pomada, etc. 79
 Definición: Es el sitio donde se aplica un fármaco o medicamento. 8
9.3 Pautas para el buen uso de los Medicamentos.
El buen uso de los medicamentos es una responsabilidad que debemos
asumir, el empleo inapropiado de estos productos veterinarios nos puede
conducir al fracaso en nuestro intento por querer ayudar. Es necesario tener
presente las siguientes pautas antes de usar y durante el uso de un
medicamento. Una vez establecido el posible diagnóstico, se procede a la
aplicación del tratamiento. 79
Antes de aplicar el tratamiento es necesario leer las instrucciones que
aparecen en la etiqueta de cada producto: Indicaciones del producto,
precauciones para su uso y la dosis que se debe usar. La dosificación para
fauna silvestre, en la mayoría de los casos se dosifica en base a tasa
metabólica, lo cual implica conocer mas en base a posología para realizar una
adecuada medicación. 35, 79
9.4 Vías de administración de fármacos en mamíferos silvestres. 35, 57
Factores a considerar para la elección del sitio de aplicación:
• Especie a dosificar.
• Factores inherentes al fármaco.
• Tipo de acción.
• Diferencias anatómicas y fisiológicas entre especies.
• Carácter y comportamiento del ejemplar.
• Edad.
• Sexo.
• Raza.
• Estado del paciente.
• Patologías existentes.
200
• Propiedades fisicoquímicas del medicamento.
• Solución, suspensión y emulsión: limitan la vía de administración.
• pH del medio – pK de la droga.
9.4.1 Clasificación. 57
 Parenteral.
 Cutánea.
 Mucosas: Conjuntival
Canal galactóforo
Vaginal o uterina
 Oral o enteral.
 Inhalable.
 Inyectable: Intravenosa
Intramuscular
Subcutánea
Intraperitoneal
Intradérmica
Intraarticular
Epidural
9.4.2 Parenteral.
Es el procedimiento que se realiza para administrar medicamentos en solución
o suspensión por medio de una inyección. 57
9.4.3 Cutánea.
Acción: Local y sistémica
La capacidad del fármaco
para ser absorbido depende de dos procesos
consecutivos:
1.- debe disolverse y liberarse del vehículo
2.- penetrar a través de la capa de queratina y células epidérmicas
Técnica: a través de la aplicación local, baños de inmersión y aspersión.
Contraindicaciones: Falta de extracto corneo o inflamación y lamido. 8, 81
201
9.4.4 Vía oral.
Es el procedimiento en el que se introduce el medicamento para que se
absorba a través de la mucosa gastrointestinal o produzca efectos locales en el
tubo digestivo.
Indicaciones: Siempre que el ejemplar pueda retener el fármaco en el
estomago.
Contraindicaciones: Presencia de vómito, usuarios sometidos a aspiración
gástrica o intestinal, estado de inconsciencia, dificultades de deglución.
Factores a considerar: pK de la droga, solubilidad, tamaño de la partícula,
enzimas digestivas, presencia o ausencia de alimento, degradación ruminal o
intestinal, enfermedades del tracto digestivo. 8, 57, 81
Ventajas: Comodidad, seguridad, bajo costo.
Desventajas: de acción lenta, predispone a neumonía por aspiración, presencia
de vómito y diarrea. 57
9.4.5 Vía intravenosa.
Es de rápida acción, acompañada o no de una corta duración, con cierto
control sobre la velocidad de administración la cual es lenta generalmente,
admite grandes volúmenes, puede administrarse sustancias de amplio rango
de pH, es muy importante el cálculo de la dosis: mg/kg. Así como la velocidad
de infusión. 81
Técnica:
En pequeños mamíferos, los sitios de acceso con: vena cefálica antebraquial,
safena externa, yugular, femoral, mamaria y coccígea. 81
9.4.6 Vía intramuscular.
Es la inyección del fármaco en la profundidad del tejido muscular.
Indicaciones: Cuando se requiere una absorción del medicamento mas rápida
que por vía oral o subcutánea, aplicación de cantidades relativamente mayores,
cuando la sustancia es muy irritante para el tejido celular, subcutáneo, mucosa
202
masticas y endotelio; cuando el medicamento puede ser modificado por los
jugos gástricos. 57
Técnica:
Se utilizan las grandes masas musculares, alejadas de vasos y nervios, admite
suspensiones acuosas, soluciones y compuestos de liberación sostenida.
Sitios de aplicación en mamíferos:
Región lumbar, cara posterior del muslo en el tercio medio a superior.
Músculos: Dorsal largo, semi-membranoso y tendinoso
Tabla del cuello
Cara interna del muslo
Contraindicaciones: Irritación y necrosis, infecciones, depósito inadecuado,
Subcutánea. 57, 81
9.4.7 Vía subcutánea.
El fármaco es depositado por debajo de la piel del dorso, levantando la piel con
una mano e introduciendo la aguja con la otra.35
9.4.8 Vía intraperitoneal.
Tomando en cuenta la rápida absorción por esta vía y el fácil acceso a la
misma, es una de las vías más utilizadas en la clínica. En el caso del pequeños
mamíferos, se toma por el dorso, se vuelve hacia arriba presentando la región
abdominal, se sujeta firmemente de los miembros posteriores y se inyecta en la
parte alta del cuadrante inferior izquierdo del área abdominal, insertando la
aguja con una inclinación de 45 grados con respecto al plano corporal.
57, 81
9.5 Vías de administración de fármacos en reptiles.
Las vías de administración de fármacos en reptiles son similares a las que se
usan en aves, sin embargo la vía intracelómica y epicelómica son específicas
para reptiles.58
203
El sistema portal renal de muchas especies de reptiles hace que la sangre
procedente de la zona caudal y pélvica, pase por riñón antes de llegar a la
circulación general, por esta razón deben tomarse precauciones al administrar
medicamentos en la zona caudal. Por esta razón, siempre que sea posible se
usarán lugares de administración ubicados en la mitad craneal del reptil.
17, 56, 57
Esto es especialmente importante cuando se usan fármacos potencialmente
nefrotóxicos como los aminoglucósidos.
58
Cuando se usan este tipo de
fármacos, se recomienda la administración simultánea de fluidos por vía oral o
parenteral,
así
como
una
adecuada
hidratación
del
ejemplar.58
9.5.1 Vía oral.
La vía de administración oral es poco usada en quelonios, principalmente
debido a las dificultades que se presentan para colocar las sondas estomacales
en este grupo, sin embargo es posible y simple administrar fármacos
mezclados con el alimento, siendo así ingeridos en forma voluntaria. En
serpientes y lagartos la vía oral es relativamente y la introducción de la sonda
hasta el estómago se logra con facilidad, debido a la ubicación de la glotis en la
cavidad oral. No se deben administrar volúmenes grandes para evitar la
regurgitación.47, 56
9.5.2 Vía parenteral.
En reptiles, la mayor parte de los fármacos inyectables se administran por las
siguientes vías:
-Intramuscular (IM)
-Subcutánea (SC)
-Intracelómica (equivalente a la Intraperitoneal) (IC ó IP)
-Epicelómica (EC)
Para la toma de muestras sanguíneas se emplean las vías intracardíaca (IC),
intravenosa (IV) o ambas según la especie.47
204
Estas dos vías rara vez se usan en reptiles para la administración de fármacos,
prefiriéndose las citadas anteriormente, pero pueden ser usadas con fines
experimentales.47
9.5.3 Vía intramuscular (IM)
En quelonios, se emplean las masas musculares de los miembros anteriores,
según el tamaño del animal. En lagartos y caimanes se administra en los
miembros anteriores y en los músculos dorsales de la cola. Alternativamente se
pueden usar las masas musculares dorsales, ubicadas a ambos lados de la
columna vertebral.56 ,81
En ofidios se emplea el musculo largo dorsal, que se encuentra localizado a
ambos lados de la columna vertebral. 47, 58
9.5.4 Vía subcutánea (SC)
En quelonios se administra en la piel laxa que rodea los miembros, en saurios o
lagartos en la piel laxa de los flancos y en ofidios se hace un pliegue en la piel
de los flancos (menos laxa que en lagartos) pellizcando con los dedos.
47
En todos los casos, si el volumen a administrar es grande (en relación al
tamaño del animal), se fraccionará la dosis total, inyectándola en lugares
diferentes.47
9.5.5 Vía intracelómica (IC ó IP)
En la mayoría de las especies de reptiles no existe un diafragma que divida el
tórax del abdomen, por esa razón se habla de cavidad celómica y de vía
intracelómica. En quelonios se administra a través de la piel de la zona iliaca
abordando así a la cavidad intracelómica, en saurios se realiza sobre la cara
ventral, por delante de los miembros posteriores y en ofidios, sobre la cara
ventral, se introduce la aguja entre escamas en el tercer tercio posterior.47
9.5.6 Vía epicelómica (EC)
Los quelonios la cavidad epicelómica la cual se localiza entre los músculos
pectorales, el pleuroperitoneo y el plastrón.47
205
9.6 Vías de administración en aves.
La quimioterapia en aves silvestres presenta un desafío al Médico Veterinario,
muchas veces difícil de resolver. Los fármacos que se utilizan para dichas
especies no han sido elaborados específicamente para éstas, por lo que se
desconoce su efectividad en muchas de las
especies. La elección de la
mayoría de los fármacos está basada en datos obtenidos de la farmacopea
humana
o veterinaria, de estudios en animales de laboratorio o de
experimentos in vitro y de la experiencia clínica de profesionales en el tema. 13
Las dosis, frecuencias, duración del tratamiento y las vías de administración de
medicamentos fueron extrapoladas de otros estudios. Actualmente, todos los
ensayos se están cotejando con estudios de farmacocinética realizados en
diferentes
especies de
aves. Posteriormente, éstos van a tener que ser
ampliados para obtener información sobre el uso de fármacos en cada especie,
es conveniente tener en cuenta la seguridad, la relación con la edad, sexo,
estado nutricional y estado fisiológico. 13, 69
Antes de elegir la vía de administración para un fármaco, se debe considerar lo
siguiente: 69
- Gravedad del proceso a tratar.
- Número de individuos a tratar.
- Existencia y disponibilidad de un producto adecuado y accesible.
- Frecuencia de administración del fármaco y duración total del tratamiento.
- Grado requerido de participación y colaboración del propietario.
9.6.1 Medicación en el agua de bebida.
Ventajas:
- Aconsejable para tratar gran número de aves.
- Fácil de preparar y de administrar.
- La dosificación no necesita ser tan exacta como por vía parenteral.
- No provoca estrés por captura ni por sujeción.
- El ave puede ser tratada en su domicilio.
- La presencia del producto en el agua puede disminuir la transmisión de
ciertas enfermedades a través del agua de bebida. 13, 57, 69
206
Desventajas:
- Muchos medicamentos tienen mal sabor, mal olor o colorean el agua, motivo
por el cual la mayoría de las aves deja de beber, pudiendo deshidratarse y
empeorar.
- Contraindicada en aves de áreas desérticas como periquitos australianos,
aves rapaces y psitácidos en general. Éstas son capaces de utilizar el agua
metabólica y sospechan de cualquier líquido distinto del agua natural.
- No es segura la cantidad de agua
consumida, por lo que raramente se
alcanzarán los niveles deseados del fármaco en sangre.
- Muchos productos no son estables o solubles en agua.
- Los niveles deseados del fármaco en sangre son alcanzados lentamente, por
lo que esta vía no es adecuada para tratar pacientes en estado grave.
- Algunos fármacos no se absorben por el tracto gastrointestinal o lo hacen muy
lentamente.
- El fármaco debe gozar de un amplio margen de seguridad por si el ave bebe
en exceso. 13, 69
9.6.2 Alimento medicado.
Generalmente se medican los alimentos blandos, se impregnan semillas
descascarilladas con el fármaco.
Ventajas:
- Puede aplicarse a un gran número de aves.
- Útil para medicar aves que toman poca agua.
- No se provoca estrés por captura ni sujeción.
- Indicado para medicar aves pequeñas al mezclar el producto en el alimento.
13, 57
Desventajas:
- El sabor, el aspecto o el olor del producto pueden provocar una disminución
de la ingesta de alimento y del fármaco.
- Es incierta la cantidad de medicamento ingerida.
207
- Las aves enfermas consumen menos
alimento, por lo que tampoco
conseguirán un nivel adecuado del fármaco en sangre.
- Los niveles deseados del fármaco en sangre se alcanzan lentamente.
- Puede existir interferencia de ingredientes de la dieta con la absorción del
fármaco.
- En aves que descascarillan las semillas con el pico, no pueden utilizarse
semillas enteras medicadas. 13
9.6.3 Medicación vía oral.
Permite administrar dosis precisas con relativa facilidad según sea la
aceptación del ave. Para la administración oral de un medicamento se podrán
utilizar: golosinas medicadas, goteros de plástico, comprimidos o sonda
esofágica. 13, 69
Ventajas:
- Fácil de administrar.
- Los implementos requeridos son fáciles de conseguir e higienizar.
- Se conoce la cantidad de medicamento consumido.
- Las dosis no tienen que ser tan exactas como por la vía parenteral.
- Buen procedimiento para infecciones del tracto digestivo.
Desventajas:
- Normalmente, el ave debe ser capturada y sujetada, lo que ocasiona estrés.
- La lengua de los loros es muy móvil y con frecuencia se niegan a deglutir. Se
suele perder algo de medicamento.
- Son inciertos los niveles del fármaco obtenidos en sangre y éstos se alcanzan
lentamente.
- Se puede provocar neumonía por aspiración, al administrarse por una vía
falsa.
- El ave puede regurgitar si se llena rápidamente su buche.
- Dificultad de administración por parte del propietario, incluso en aves mansas
(conforme pasa el tiempo, el ave asocia y rechaza la administración).13, 69
208
9.6.4 Técnica de sondaje esofágico:
Se utilizan sondas metálicas rígidas de extremo romo, o en su defecto, las que
se emplean para lavados óticos. También pueden utilizarse sondas flexibles de
goma o polipropileno como las usadas para sondaje uretral o alimentación
naso-gástrica. Las primeras no son aconsejables para psitaciformes, debido a
que sus fuertes picos suelen cortarlas. 69, 73
El grosor dependerá del tamaño del ave. Se debe sujetar la cabeza del ave y
extenderla suavemente con el fin de estirar el cuello. La sonda se introduce
del lado izquierdo del pico (en psitaciformes, de no utilizar sondas rígidas, es
necesario el uso de abrebocas) y con suavidad se cruza horizontalmente hacia
el lado derecho del ave, por la parte dorsal y caudal de la lengua, evitando así
introducirla en la glotis. Posteriormente se coloca verticalmente y se introduce
en el esófago y buche. Si se siente alguna resistencia al paso de la sonda, será
necesario reubicar la sonda o empezar de nuevo. Nunca se debe forzar; las
paredes del esófago y del buche son muy finas y
pueden lacerarse y
perforarse. Antes de administrar el fármaco, los fluidos o el alimento, se debe
cerciorar por palpación de que la sonda se encuentre en el buche. Administrar
lentamente los fluidos o el alimento, observando el fondo de la cavidad oral, por
si éstos son regurgitados o el buche se llena. En estos casos, es necesario
suspender inmediatamente la administración y colocar al ave boca abajo para
que los elimine, evitando que entren en las vías respiratorias. El volumen
máximo a administrar por esta vía no debe exceder los tres ml/100 g de peso
corporal. Esta técnica es usualmente utilizada para realizar fluidoterapia o
alimentación forzada. 13, 69, 57, 73
9.6.5 Inyección subcutánea.
Los sitios de inoculación
son la
zona
posterior del
cuello, el
área
interescapular (no introducir fármacos en el saco aéreo cérvico-cefálico), los
pliegues inguinal y axilar. 13
Ventajas:
- Permite administrar volúmenes grandes del producto.
- Una vez sujeta el ave, el medicamento se administra con facilidad.
209
- Se sabe con certeza la cantidad exacta que recibe el animal.
- Es utilizada principalmente para rehidratar aves en casos de poca gravedad.
Desventajas:
- El ave debe ser capturada, sujetada e inmovilizada, lo que le ocasiona estrés.
- Algunas drogas no se absorben al máximo por esta vía.
- Como la piel de las aves es poco elástica, el fármaco administrado sale con
frecuencia al exterior por el punto de inyección.
- los productos irritantes pueden provocar necrosis y ulceración de la piel.
13, 73
9.6.6 Inyección intramuscular.
Es el método parenteral más sencillo y preferible. Deben utilizarse jeringas de
tuberculina y con divisiones en décimas de ml. El punto de inyección son los
músculos pectorales, preferentemente en los 2/3 caudales. El fármaco debe ser
administrado lentamente para evitar hematomas en el punto de inoculación.57
Normalmente, los músculos del muslo no se utilizan debido a la existencia del
sistema portarrenal, que podría provocar una pobre distribución sistémica del
fármaco a
causa
de su rápida excreción o de la acumulación de niveles
tóxicos en el riñón. La inyección en este sitio está indicada en caso de aves
severamente emaciadas, con una disminución importante de los músculos
pectorales o en el caso de las ratites (ñandú, avestruz, emú), donde éstos se
encuentran poco desarrollados. En tratamientos prolongados, se deberán
alternar los puntos de inyección. 13, 69
Ventajas:
- Una vez sujeta el ave, el medicamento se administra con facilidad.
- Se sabe con certeza la cantidad exacta que recibe el animal.
- Se alcanzan rápidamente los niveles deseados en sangre
Desventajas:
- El ave debe ser capturada y sujetada, lo que le ocasiona estrés.
- No todos los productos pueden ser administrados por esta vía.
210
- Debe conocerse el peso exacto del ave.
- Es necesario controlar el volumen máximo a administrar por punto de
inoculación.
- Inyecciones múltiples, muy rápidas, o la administración de drogas irritantes
suelen causar
dolor, inflamación o necrosis muscular, que pueden impedir el
vuelo, por lo que no está indicada en aves de deporte (palomas mensajeras,
rapaces para caza).
- No indicada en neonatos, por falta de masa muscular.
13, 69, 73
- Deben esterilizarse los implementos si van a ser utilizados más de una vez.
13
9.6.7 Inyección intravenosa.
Se utiliza en aves gravemente enfermas, para intervenciones de urgencia, o
con drogas que no puedan darse por otra vía. Las venas de elección para la
administración de fármacos o fluidos son: la cutánea cubital y la braquial (aves
de más de 100 g de peso), metatarsal medial (aves de más de 500 g de peso)
y la vena yugular derecha (aves iguales o menores a un periquito australiano).
13, 73
Ventajas:
- Permite administrar dosis exactas.
- Rápida absorción y distribución del fármaco por el organismo.
Desventajas:
- Difícil de aplicar en aves pequeñas.
- Se requiere de una sujeción e inmovilización precisa (sedación).
- Deberá conocerse el peso exacto del ave.
- No permite muchas administraciones continuadas.
- Aparecen hematomas y hemorragias con facilidad, que pueden provocar
shock en aves pequeñas. 73, 69
211
9.6.8 Inyección intraósea.
Es la vía de elección para rehidrataciones prolongadas. Por ella podemos
administrar tanto fluidos como suplementos de nutrición parenteral y varios
tipos de medicamentos. 13, 69
Tiene la ventaja sobre la cateterización endovenosa debido a la suma fragilidad
de las venas de las aves, por su poco soporte por los tejidos circundantes y a
causa de la dificultad de mantener un catéter endovenoso en su sitio. La
técnica intraósea utiliza trocares y catéteres de punción medular pediátricos o
para pequeños animales (de diámetro adecuado). Esta técnica requiere de
anestesia. 13, 73
En primer lugar se retiran las plumas del área, se limpia y desinfecta el punto
de entrada, porción lateral y distal de la ulna o porción craneal y proximal del
tibiotarso (ambos huesos no neumáticos de fácil acceso). Una vez que el trocar
atraviesa la cortical del hueso, el catéter debe ser introducido paralelamente a
su eje longitudinal, para cerciorarse de que la cánula se encuentre en la
cavidad medular del hueso, se aspira la médula ósea con una jeringa. Una vez
introducido el catéter, se sujeta su boquilla al carpo mediante un punto
quirúrgico o tela adhesiva y se realiza un vendaje para soporte a éste, evitando
su desplazamiento. La administración de sustancias podrá realizarse mediante
un sistema de goteo.13, 69, 73
Ventajas:
- Indicada para administraciones continuas en situaciones de urgencia.
- Rápida absorción y distribución del fármaco por el organismo.
- La técnica es fácil y no produce estrés una vez que la cánula ha sido
colocada.
Desventajas:
- Difícil de aplicar en aves pequeñas.
- Se requiere de sujeción, inmovilización y sedación del ave.
- Deberá conocerse el peso exacto del ave.
- Requiere técnica e instrumentos estériles, para evitar osteomielitis.
212
- No pueden utilizarse productos irritantes.
- La cánula no es tolerada por los psitácidos. 73, 69
9.6.9 Inyección intraperitoneal/intracelómica.
Esta tecnica no se recomienda, debido a que puede inyectarse el fármaco en
un saco aéreo. 13
9.6.10 Inyección intranasal.
Es utilizada para administrar antibióticos (en caso de rinitis o sinusitis) y
descongestivos.13
Antes de administrar el fármaco, es necesario cerciorarse de que su viscosidad
es reducida y no ocluirá las narinas. Se administra el fármaco en las narinas.
Para lavado nasal: se presiona la jeringa (sin aguja) contra la abertura de las
narinas y se inyecta de 0.25 a 1 ml (según el tamaño del ave) de una mezcla
de solución salina y antibiótico, la que deberá fluir por la coana, el orificio
nasal opuesto y el ojo lateral. Los lavados se alternarán en cada narina hasta
que se utilice toda la mezcla indicada o no exista más eliminación de exudados.
13, 73
9.6.11 Inyección intrasinusal.
Es una vía útil para el tratamiento de procesos inflamatorios localizados en el
seno infraorbitario. Se accede introduciendo una aguja a través de la piel en la
zona caudal a la comisura del pico, por debajo del arco zigomático, sin penetrar
en él más de dos milímetros.73
9.6.12 Medicación vía inhalatoria.
Requiere de aerosoles de 1 a 7 µm de diámetro que penetran en el tracto
respiratorio para vehiculizar fármacos o humidificarlo. Se aplica con éxito para
tratar tanto sinusitis como infecciones respiratorias bajas (neumonía y
aerosaculitis). La técnica consiste en colocar al ave
en un recipiente con
mínima ventilación o tapar su jaula con una bolsa de polietileno transparente y
colocar en el interior el vaporizador. En caso de utilizar bolsa de polietileno, se
213
debe proveer la de ventilación a través de orificios para evitar que la presión se
eleve. Esta vía produce poco estrés al ave. Las sesiones de nebulización se
administran de 10 a 30 minutos cada 4 horas.13
Ventajas:
- Indicada para tratar vías respiratorias altas y bajas.
- La técnica es fácil y no produce demasiado estrés al ejemplar.
Desventajas:
- Difícilmente se consiguen niveles terapéuticos del fármaco en sangre.
- Se requieren tamaños de partículas pequeñas (ideal 3 µm).
- Su uso es un complemento de las terapias sistémicas. 13
9.6.13 Medicación vía intratraqueal.
Esta indicada para el tratamiento de granulomas por Aspergillus en la tráquea,
siringe o bronquios. El ave debe ser sujetada firmemente e inmovilizada en
posición vertical. (8)
La técnica consiste en abrir el pico utilizando tiras de gasa o un abrebocas, se
introduce en la glotis un catéter con orificio en la punta, unido a una jeringa y se
administra el medicamento. Para realizar un lavado traqueal, se aplican de 1 a
2 ml. de solución salina fisiológica por kg. de peso corporal y aspirarla
inmediatamente. 13
9.6.14 Medicación tópica/oftálmica.
Reservada para la administración de pomadas, cremas, geles y colirios
oftálmicos. Es útil para el tratamiento de dermatitis, quemaduras, conjuntivitis y
queratitis. 13
Ventaja:
- La delgada piel de las aves favorece una rápida y completa absorción del
fármaco.
214
Desventajas:
- La mayoría de la superficie corporal está cubierta por plumas, lo que dificulta
el fácil acceso a la piel.
- Se debe evitar que el exceso de producto pueda manchar las
plumas,
disminuyendo su efecto aislante y termorregulador. Por este motivo son
preferibles las preparaciones hidrosolubles.
- Se debe evitar la ingestión del producto por parte del ave, debido a que puede
resultar tóxico.
- Los colirios oculares retardan menos la cicatrización corneal que las
pomadas, pero requieren ser administrados con más frecuencia. 13, 73
215
CONCLUSIÓN
La información comprendida en este manual será de utilidad para el estudio de
la Asignatura de Clínica de Animales de Zoológico, la cual se podrá tener a la
mano como una guía que le brinde al alumno los conocimientos necesarios
sobre el cuidado que requiere cada especia para su exploración, desde el
aspecto legal, procedimientos para la recepción y evaluación medica. .
El presente manual permitirá al estudiante de Medicina Veterinaria enfocado a
la clínica de fauna silvestre resolver las preguntas mas frecuentes sobre
contención física y química de especies en condiciones de vida libre, en
cautiverio o en parques zoológicos. También será de utilidad para que pueda
realizar un exámen físico completo para llegar a un diagnóstico certero así
como poder realizar una necropsia según la especie.
De igual manera brinda información para los Veterinarios que quieran
introducirse en la clínica de mascotas silvestres como fuente de consulta
rápida, ya que contiene los puntos básicos para dar la atención adecuada a un
ejemplar y su correcta medicación.
216
BIBLIOGRAFÍA
1. Anderson N. Husbandry and Clinical Evaluation of Iguana iguana.
Compendium of continuing education for the Practicing Veterinarian,
North America, 1991.
2. Andreu R. Curso de manejo y clínica de animales exóticos y de
zoológico, AVAFES, Universidad de las Palmas, Canaria, 1997.
3. Baha F. Malbert C. Physio-pharmacologie de l’immobilisation de
ruminants, In: Actes du symposium sur les techniques de capture et de
marquage des ongulés sauvages. Ministere Charge de L’environnement.
France, 1990.
4. Baker R, Greer K. Mammals of the Mexican state of Durango. Museum
of Michigan State University, Biological Series 25-154. USA, 1962.
5. Blowey. R. Weaver D. Diseases, Color Atlas of Diseases and Disorders
of Cattle, 2nd. Ed. Mosby Inc.: St. Louis 2003.
6. Bogue G. Garcelon D. The Wildlife Rehabilitation. Walnut Creek, CA.
Lindsay Junior Museum, California, 2001.
7. Burroughs R. Chemical capture of primates, ed. McKenzie, Wildlife
decision support services and the south African veterinary foundation,
Republic of South Africa , 1993.
8. Campbell and Ellis. Avian and Exotic Animal Hematology and Cytology,
3rdEdition. Wiley- Blackwell, 2007.
217
9. Chrisman C; Walsh M; Meeks J; Zurawka H; Larock R; Herbst L;
Schumacher J. Neurologic examination of sea turtles.
Journal of the
American Veterinary Medicine Association. 1997.
10. Colleen McCann. Directrices Internationales para la adquisición, el
cuidado y la reproducción de primates no humanos, Ed. Pavlov, segunda
edición, Madrid, España. 2007.
11. Contreras P, Ruiz V, Wittwer F. For articles and proceedings published in
regular series, Congress of Veterinary Medicine and necropsy, Valdivia,
Chile, 1998.
12. Cowell R, Tyler R and Meinkoth J. Diagnostic cytology and hematology.
Second edition. Editorial Mosby. St. Louis. 1999.
13. Curso de medicina de aves de compañía, Revista electrónica de
Veterinaria 1695-7504,
Volumen IX Número 4, REDVET, México,
2008.
14. Davidson W, Nettles F. Field manual of wildlife diseases in the
Southeastern, Cooperative Wildlife Disease Study. Ed. Georgia, United
States, 1988.
15. Deem S and Karesh W.
The veterinarian’s role in species-based
conservation: the jaguar (Panthera onca) as an example.
Proc. Am.
Assoc. Zoo Vet. Milwaukee, Wisconsin, 2002.
16. Deem S. &. Karesh W. Health Program Manual of wild Wildlife, ed.
Journal American Veterinary Medicine Association, New York, USA,
2005.
218
17. Dirección General de Zoológicos de la Ciudad de México. Métodos de
inmovilización en fauna silvestre. Memorias DGVZ, México, 2006.
18. Dirección General de Zoológicos y Vida Silvestre, Métodos de
contención y manejo de animales de zoológico, Servicios Médicos
Veterinarios, México, 2010.
19. Divers S. Clinical evaluation of reptiles. The veterinary clinics of North
America. Exotic animal practice. 1999.
20. Douglas M.
Reptile Medicine and Surgery, second edition, editorial
Saunders, Florida, 2006.
21. Evans R. Restraint and Anesthesia, Raccoons and Relatives (Carnivora,
Procyonidae), ed. Ithaca, New York, USA. 2002, Pp 239-242.
22. Fanti E. Memorias del tercer congreso de Reptiles y anfibios.
Universidad de Guadalajara, México 2008.
23. Feldhamer G, Drickamer L, Vessey S. Carnivora In Mammalogy. Boston,
McGraw-Hill, Nueva York, EE.UU, 1999; Pp 256-270.
24. Flecknell P. Anestecia y reanimación de primates. Franc. XI, Editorial
Comunidades Europeas, London.1970.
25. Fontanillas J. Los reptiles, biología, comportamiento y patología. Editorial
Mundiprensa. México. 2002.
26. Fowler M, Nielsen H. Delivery systems for chemical immobilization.
Wisconsin Humane Society, eds Milwaukee. 1982.
219
27. Fowler M. and Miller E. Zoo and Wild Animal Medicine. Current therapy.
4ª Ed. W.B. Saunders Company. United States of America. 1999.
28. Fowler M. Restraint and handling of Wild and Domestic Animals, Iowa
State University Press, Wiley-Blackwell, 1978 pg 35-52, 73-91.
29. Fowler M. Zoo and Wild Animal Medicine, 2a edición., ed. W B
Saunder, 1986, pg 38-50.
30. Fowler M. Zoo and Wild Animal Medicine. 2ª Ed. W.B. Saunders
Company. United States of America.1986.
31. Fowler, M. Zoo and Wild Animal Medicine (first edition and second
editions), W.B. Saunders.1978.
32. Galvin C. Wildlife Avian Drugs and Dosages, Wildlife Rehabilitation
Council. Walnut Creek, Foundation in Veterinary, California. 1977.
33. Gardner S. and Nichols W. Assessment of sea turtle mortality rates in the
Bahia Magdalena region, Baja California Sur, México, Chelonian
Conservation and Biology. 4: 197. Georgia USA, 2001.
34. Gary W. Darryl H. Zoo animal and wildlife inmovilization and anesthesia,
Wiley, Florida, 2007.
35. Gertner A. y Rubinstein Y. Aparato y Técnicas para la administración de
medicamentos veterinarios. Editorial Dermam. España. 2006.
36. Gibson C, Pijoan R. Animales Salvajes, primera edición, Editorial
Omega, S.A, Barcelona, 2006.
220
37. Gómez F. Santiago J. Coloma M. Bárcenas M. Marín A. New anesthetic
combination for use in Iberian wild goat (Capra pyrenaica). World
Conference on mountain ungulates, España, 2009.
38. Green H. Wildl Man J, Anesthesia of Exotic Animals, New techniques for
using the cap-chur gun, ISPUB, University of Zurich 1963.
39. Harrison G. Clinical Avian Medicine and Surgery. W.B. Saunders,
Philadelphia, USA, 1986.
40. Hector J, Wiesner H. Recent studies on ballistics of remote injection
systems. Proceedings of the first meeting of the European Assoc of Zoo
Vets. Ed Blackwell, 1996.
41. Herbert, D. McFetridge R. Chemical Immobilization of North American
Game Animals, Recreation, Parks, and Wildlife. 1977.
42. Hunter D. Wildlife and the veterinarian, Wildlife rehabilitation. Canadian
Veterhary Journal, 1989.
43. Jacobson, E. and Kollias G. Contemporary Issues in Small Animal
Practice, Exotic Animals. Churchill Livingstone, New York, 1988.
44. Jacques A. Maunal de Anatomia y Necropsia de las Aves, editorial
continental, México, 1986.
45. Jalanka, H. and Roken B. The use of medetomidina, medetomidinaketamine combinations and atipamezole in nondomestic mammals: a
review. Jornal of zoo and wildlife medicine. vol. 21: 259–282. Fort
Collins, Colorado, 1990.
221
46. Jiménez J. Manual clínico de animales exóticos, primera edición, ed.
multimedia, España.2009,
47. José A. Speroni. VII Congreso de Ciencias Veterinarias, vías de
Administración de Fármacos en reptiles, investigaciones herpetológicas,
Buenos Aires. 1994
48. José M. Martín L. Manual básico de manipulación de fauna silvestre
decomisada, Nicaragua, USAID, 2009.
49. Kearns K, Ramsay S. Oral anaesthesic induction of chimpanzees whit
droperidol and carfentanil citrate. Proceedings of the American
association of zoo veterinarians, vol. 41:1, USA, 1996.
50. Kielbach S. “A programme to control taeniasis-cysticercosis (Taenia
solium): experiences in a Mexican village”, Acta Leidensia 57:181, 1989.
51. Kielbach, Carlton and McGabin, Necropsy of veterinary, ed. Mosby, 5ta
edition, EE.UU. 1995.
52. Lilian P. Robert W. Wendy T. Manual del curso taller internacional sobre
técnicas aplicadas a la conservación y manejo de fauna silvestre. Ed.
USAI. México, 2005.
53. Mader D. Reptile Medicine and Surgery. Ed. W.B. Saunders Company.
United States of America. 1996.
54. Marcela M. Manual de prácticas y aves no convencionales, Ed. Birdlife,
Buenos Aires, 2005.
222
55. Martinez A. Manual Clínico de Reptiles. Ed. Antiquaria, Grass Iatros
Ediciones, Barcelona, 1994.
56. Martínez A. Enfermedades de los reptiles. Ediciones Reptilia. Barcelona,
2003.
57. Memorias del curso de Farmacología y vías de administración de
fármacos, Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán, UNAM. México,
2008.
58. Memorias del Herpetario del Zoológico de Chapultepec, Manipulación y
manejo de reptiles, consideraciones básicas de herpetología, México,
2006.
59. Millichamp N. and Jacobson E. Diseases of the eye and ocular adnexae
in reptiles. Wolf Ed. J Am Vet Med Assoc. 1986.
60. Munson L. Necropsy of animals, Handbook, Interscience publisher,
London,2006.
61. Nielse, J. and Fowler M. Chemical Immobilization of North American
Wildlif, Wisconsin Humane Society, 1982, pg 83-136.
62. Nielsen L. Lumb & Jones.
Chemical immobilization of free-ranging
terrestrial mammals. eds.. Veterinary Anesthesia. Williams&Wilkins,
Baltimore, Philadelphia, 1996 Pp. 736-764.
223
63. Norma Oficial Mexicana NOM O59-SEMARNAT-2010. Proteccion
Ambiental-Especies nativas de México de flora y fauna silvestresCategorias de riesgo y especificaciones para su inclusion, exclusion
o cambio-Lista de especies en riesgo.
64. Norma
Oficial
Mexicana
NOM-087-ECOL-SSA1-2002.
Protección
ambiental - Salud ambiental - Residuos peligrosos biológico-infecciosos Clasificación y especificaciones de manejo.Productiva en el Sector Rural
1998. México. 207 pp.
65. Radostitis O. Veterinary Medicine, 9th edition, WB Sunders, London,
2000.
66. Radostits O. Exámen y diagnostico clínico veterinario, primera edición,
ed. Harcourt, , España. 2002.
67. Revista científica de psitácidos, ISSN 0798-2259, versión impresa
(Maracaibo), v. 18, núm. 6, 2008.
68. Richard K. Stroud and William J. Forensic Investigational Techniques for
Wildlife Law Enforcement Investigations, Second Edition, Hoff Editors,
USA, 1996.
69. Ritchie B. & Harrison G. Avian Medicine: Principles and application.
Wingers, Publishing, Inc., Lake Worth, Florida, USA. 1994.
70. Robbins S. Patologia estructural y funcional, sexta edicion, Mc Graw-Hill
Interamericana, Madrid, 2002.
71. Robert D. Avian Medicine and Surgery in Practice: Companion and
Aviary Birds. Ed Manson Publishing, London, 2010.
224
72. Rodrigo N, Juan Q. Conservación y manejo sustentable del jaguar y
otros felinos, editado por la Dirección General de Vida Silvestre, México,
2005.
73. Rosana M. XVIi Congreso de Veterinaria. Emergencias en aves de
compañía y silvestres. Facultad de Ciencias Veterinarias-UBA,
Argentina.2002
74. Ruckebuch and Allal C. Depression of reticulo-ruminal motors function
through the stimulation of alpha2-adrenorecertors. Journal Veterinaire,
Pharmacologie et Thérapeutique. 1987.
75. Russei D, Umpleby M, Microbial pathogenesis: Genomics and beyond,
ed. Board, Academy of Science, USA, 2007.
76. Samour J. Avian Medicine, second edition, ed. Mosby, London.2000.
77. Santiago M, González B, Gómez A. Procedure for successful
interspecific embryo transfer between mouflon (Ovis gmelini musimon)
and Spanish Merino sheep (Ovis aries). J ZooWild. 2001.
78. Secretaría de Medio Ambiente, Recursos Naturales
(SEMARNAT) e
Instituto Nacional de Ecología (INE). Programa de Conservación de la
Vida Silvestre y Diversificación, 1998.
79. Sturkie G. Avian Physiology, 5 edition, Publisher Academic Press. USA,
2000.
80. Varela N. Bases para el Manejo, Atención Medico Veterinaria y
Rehabilitación de Primates, ed. Corpocaldas, segunda edición,
Corporación Autónoma Regional, Colombia, Bogotá, 2007.
225
81. Velazco M. Farmacología clínica y terapéutica medica, Farmacia
veterinaria. 2ª. Edición. Editorial. Mac Graw Hill.2005.
82. Wobeser G. Fundamentos de las enfermedades de los animales
silvestres, primera edición, editorial Acribia, España. 2009.
83. Zúñiga A. Curso cordados. Técnicas de captura para aves y mamíferos.
Lima Perú, 2010.
226