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UNIVERSIDAD RICARDO PALMA
FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
ESCUELA ACADÉMICO PROFESIONAL DE BIOLOGÍA
Evaluación microbiológica del sustrato de los galpones en granja y la
problemática sanitaria existente con la crianza de aves en la zona
Santa Rosa-Huaral
TESIS PARA OPTAR EL TÍTULO PROFESIONAL DE
LICENCIADO EN BIOLOGÍA
Carlos Alberto Heredia Valdivia
Lima – Perú
2013
DEDICATORIA
Mi tesis se la dedico a mis padres ya que sin su
amor paciencia y apoyo nada podría haber
logrado.
Ellos son mi fuerza, mi alegría y siempre están a
mi lado para brindarme su afecto, su
comprensión y uno que otro regaño que bien me
lo merezco.
-2-
AGRADECIMIENTOS
Agradezco a la vida por permitirme hoy poder tener el gusto de presentar mi tesis.
Agradezco a mi Catín y mi Chona por darme la vida.
Agradezco a Juanca mi amigo y asesor así como a todos aquellos que me estiman.
-3-
RESUMEN
El presente estudio tuvo como objetivo la evaluación microbiológica del
sustrato de galpones en granja y la problemática sanitaria existente en la
crianza de aves. Se realizaron muestreos de la cama de las aves en las
semanas (1; 6; 10; 15; 21) y dividiendo el galpón en 3 transeptos (A; B; C).
En cada una de las semanas se tomaron 3 muestras de sustrato, en frascos
estériles en cantidades de 50g. que fueron trasladados la laboratorio para
hacer el análisis microbiológico para obtener el recuento de UFC/g de
coliformes, Escherichia coli, Staphylococcus aureus, Aerobios mesófilos,
Levaduras y Hongos.
Se tomó como base una muestra patrón del sustrato de la cama antes de que
se instalen las aves en su galpón, en la cual se obtuvo solo la presencia de
hongos y levadura. El análisis microbiológico de las semanas en estudio
revelan que
Staphylococcus aureus y las levaduras son los únicos
microorganismos que presentaron crecimiento progresivo. Los
coliformes,
Escherichia coli, Aerobios mesófilos, presentaron el mejor promedio de
crecimiento microbiano hasta la semana 10, el cual fue decayendo luego
notablemente. Al final solo cabe mencionar que el desarrollo de los
microorganismos no afectó la calidad sanitaria de las aves, ya que el
crecimiento microbiano forma parte de la reacción que sufrió el sustrato en el
tiempo de uso.
-4-
ABSTRACT
This study aimed at evaluating microbial substrate in farm sheds and existing
health problems in poultry. Samples were taken from the bed of the birds in
the weeks (1, 6, 10, 15, 21) and dividing the warehouse in 3 transects (A, B,
C).
In each of the samples were taken 3 weeks substrate in sterile vials in
amounts of 50g. who were taken to the laboratory for microbiological analysis
counting CFU / g of coliforms, Escherichia coli, Staphylococcus aureus,
Aerobic mesophilic bacteria, yeasts and fungi.
It was based on a standard sample substrate bed before the birds are
installed in their barn, which was obtained only the presence of fungi and
yeast.
Microbiological
testing
of
the
weeks
in
study
reveal
that
Staphylococcus aureus and yeasts are the only organisms that grew
progressively. Coliforms, Escherichia coli, Aerobic mesophilic, had the best
average microbial growth until week 10, which was then decline sharply. In
the end only be mentioned that the development of microorganisms did not
affect the health quality of the birds, since microbial growth is part of the
reaction suffered by the substrate at the time of use.
-5-
ÍNDICE
Pág.
ÍNDICE
I.
I. INTRODUCCIÓN
1.
II. ANTECEDENTES
3.
III.
MÉTODOLOGIA
12.
3.2 Recolección de las muestras
12.
3.3 Procesamiento
13.
3.4
Preparación y dilución de las muestras.
13.
3.5
Recuento de Aerobios mesófilos totales.
14.
3.6
Recuento de Coliformes Totales.
15.
3.8 Método de presencia de Staphylococcus aureus
18.
3.9 Método de presencia de hongos y levadura
20.
IV.
RESULTADOS
21.
V.
DISCUSIÓN
24.
VI.
CONCLUSIONES
26.
VII.
RECOMENDACIONES
27.
VIII.
REFERENCIA BIBLIOGRÁFICA
28.
XV.
ANEXOS
35.
-6-
INTRODUCCIÓN
La industria avícola está orientada a la producción de pollos de carne y
huevos, los factores nutricionales, sanitarios y genéticos son estudiados para
optimizar la producción y crianza de aves a fin de obtener resultados a
menores costos.
El manejo del sustrato de los galpones es tan importante como la ventilación,
la nutrición, el programa de luz, la calidad del agua y la eficiencia del
programa sanitario en la producción avícola. Pero, existe poca información
sobre el tema. La industria avícola desea producir más kilogramos de peso
vivo por metro cuadrado, por ello la calidad del sustrato
es un factor
importante con relación al estado sanitario de las aves y su eficiencia
productiva.
En el Perú, la viruta de madera y la pajilla de arroz son los materiales más
utilizados como sustrato de los galpones. Estos tienen un recambio al
finalizar cada campaña, siendo requeridos en todas las épocas del año.
El amoniaco, proveniente de las excretas de las aves, en altas
concentraciones y por períodos prolongados de almacenamiento puede
producir serios problemas, convirtiéndose en una fuente potencial de
transmisión de patógenos como los virus de las enfermedades de Gumboro,
Anemia infecciosa, Reovirus, y Adenovirus.
-7-
Otros patógenos que se diseminan fácilmente en los sustratos contaminados
son los agentes etiológicos de la Influenza aviar, Laringotraqueitis, Bronquitis
infecciosa, Dermatitis gangrenosa, Botulismo y Salmonelosis, además de
hongos y parásitos (coccidias). Recomendándose la limpieza, desinfección,
cuidado y remoción total del sustrato después de cada campaña.
El sustrato de los galpones tiene gran influencia en la variedad de
enfermedades que se presentan
en la crianza de pollos, afectando los
parámetros productivos en el área avícola.
La presente investigación está orientada a estudiar la calidad microbiológica
del sustrato de los galpones, resaltando el valor e importancia de los análisis
microbiológicos en la mejora de la crianza avícola, para poder determinar de
qué manera afectarían a la sanidad de las aves los índices de
microorganismo encontrados.
-8-
II. ANTECEDENTES

Nunes, S. (1986) relató que el sustrato de la cama no debe ser tóxico,
adicionalmente puede servirnos como fertilizante o para el insumo
alimenticio del ganado bovino.

Rojas, E. (1986) manifestó que otros productos utilizados como
sustrato para la cama son, la paja de trigo cortada, panca de maíz
trozado, cáscara de maní, aserrín, lino molido, papel picado, coronta
picada de maíz y diversos materiales alternativos de origen vegetal,
tales como hojas de yuca, cáscara de café y gramíneas. También se
pueden usar materiales de origen mineral tales como yeso refinado y
cenizas.

Vest, L. (1986) hace mención de que el sustrato de la cama debe tener
bajo peso y partículas de tamaño mediano sugiriendo un tamaño
promedio de 0.6 a 1.2 cm, aunque
también se ha probado que
partículas de tamaño de 0.20 a 0.35 cm no afectan las características
productivas de las aves.

Wyatt, R. (1987) informó que se aislaron cepas patógenas de
Salmonella spp. y Escherichia coli provenientes de aves con
infecciones subclínicas que siembran la cama por medio de las
excretas.
-9-

Nagaraja, K. (1992) manifestó que el microambiente en los galpones
están compuestos por una combinación de diversos factores que
interactúan dentro de un sistema complejo y dinámico que ejercen
influencia sobre la viabilidad o infectividad de algunos patógenos
bacterianos y sobre la patogenia de algunas enfermedades.

Noll, S. (1992) indicó que la mala calidad del sustrato de la cama puede
afectar la salud de las aves de varias maneras, a su vez la cama debe
ser manejada para controlar el nivel de humedad, el polvo, amoniaco y
para prevenir la proliferación de insectos.

Rally, N. (1992) relató que al estar húmedo el sustrato de la cama se
convierte en un buen medio de crecimiento para hongos como
Aspergillus fumigatus, en aquellos galpones con una temperatura
templada.

Cervantes, H. (1994) indicó que científicamente, los escarabajos y
otros insectos sirven de reservorio para la salmonella y otros agentes
infecciosos. Los roedores también actúan como vectores biológicos,
amplificado la infección al esparcir sus excretas en el alimento.

Butcher, G.; Miles R. (1996) mencionaron que las micotoxinas causan
diarreas, irritando el tracto digestivo y produciendo marcados cambios
patológicos en los riñones. Las Ocratoxinas, Oosporeina y Citrinina son
micotoxinas que incrementan el consumo de agua y por lo tanto
producen deyecciones húmedas.
- 10 -

Shocken, R. (1996) manifestó que al realizar estudios sobre muestras
de galpones, pudo aislar diferentes patógenos entre los cuales se
mencionan:
Staphylococcus
aureus,
Salmonella
sp,
Clostridium
perfringes, Clostridium botulinum, Clostridium chauvoei, Campylobacter
sp, Escherichia coli, y Corynebacterium sp.

De Angelo, J. (1997) mencionó que el sustrato de la cama de las aves
está compuesto por sus deyecciones mezclados con plumas,
descamaciones de la piel y restos de alimento caídos de los
comederos.

Donald, J. (1997a) puso en conocimiento que cuatro de los principales
gases liberados por las excretas de las aves son el amoniaco, dióxido
de carbono, sulfuro de hidrógeno y metano, por ello lo ideal es
introducir aire fresco y extraer los gases de desecho.

Donald, J. (1997b) argumentó que las aves poseen un deficiente
mecanismo de enfriamiento, por lo que dependen de la transferencia
directa de calor del cuerpo al aire circulante para poder refrescarse, si
su temperatura corporal empieza a subir, reducen su actividad y su
nivel de ingesta de alimento.

Bland, M.; Ghazikhanian, Y. (1998) hacen mención que los tipos de
sustrato para cama de pollos más usados son, la viruta de madera,
cáscara de arroz o la combinación de éstos, debe de evitarse el uso de
viruta de gran tamaño porque su capacidad de absorber la humedad es
bastante baja y puede causar daño en la piel del las aves.
- 11 -

Federación Nacional de Avicultores de Colombia. (1999) hace mención
que la bioseguridad es un medio para reducir los costos de producción
avícola y contribuir a alcanzar la competitividad que tanto se necesita
para garantizar, primero, la calidad del pollo, el huevo y segundo, la
inocuidad de estos alimentos, en la mesa del consumidor.

Garlich, J. (1999) manifestó que el tracto digestivo de las aves puede
contener más de 200 especies de bacterias. Así, en una cama de
pollos podemos encontrar cerca de 1 billón de microorganismos viables
por gramo. Conocer su origen y patogenicidad dentro del sistema es
fundamental para diseñar los programas de manejo y control más
adecuados de acuerdo a cada necesidad en particular.

Ross Tech. (1999) expresó que la enteritis necrótica es una
enfermedad de los pollos de engorde, producida por bacterias, que
produce mortalidad y disminuye los niveles de producción de avícola.

Clementino E. (2000) manifestó que el tamaño de las partículas del
sustrato de la cama es muy importante para la compactación, la
absorción de humedad y la disminución de ulceraciones en el pecho de
las aves, las partículas muy pequeñas pueden causar problemas
digestivos y respiratorios en las aves.

Kristensen, H.; Wathes, C. (2000) informaron que una ventilación
adecuada permite lograr las condiciones ambientales que conduzcan a
óptimos resultados productivos, a medida que las aves crecen es
necesario intensificar la ventilación, introduciendo aire externo dentro
del galpón y extrayendo aire del interior, en el momento adecuado y la
cantidad correcta, de manera tal que se mantenga la temperatura,
humedad y otras variables ambientales en los valores óptimos para el
desarrollo de las aves.
- 12 -

Tabler, T. (2000) señaló que el sustrato de la cama tiene muchas
funciones como: ayudar a la evaporación de la humedad y de los gases
procedentes de las excretas, ya que promueven la sequedad del piso,
la dilución de las excretas, evitando así el contacto de las aves con sus
desechos, lo que permite aislar a las aves de la humedad del frío del
suelo, actuando a manera de colchón.

Castillo, M. (2001) manifestó que el sustrato de la cama es un material
biológicamente activo compuesto por bacterias, virus e insectos. El
estado del sustrato se caracteriza por tener propiedades físicas y
químicas muy específicas que nos determinan la cantidad y tipo de
microorganismos presentes en él.

Lacy, M. (2002a) relató que el sustrato de los galpones no debe ser
demasiado seco ni tampoco muy húmedo. Tiene que tener un bajo
nivel de amoniaco y una mínima cantidad de carga microbiana.

Lacy, M. (2002b) mencionó que un nivel adecuado de humedad del
sustrato de la cama es de 25 a 30%, si este disminuye a 20% se crea
polvo, y si aumenta a 40% o más genera una cama húmeda o
apelmazada.

Dossier, W. (2002) reportó que el amoniaco es otro problema que
afecta la calidad de la cama y es causado por la descomposición
microbiana de componentes de nitrógeno, principalmente ácido úrico.

Barnes, et al. (2003) informaron que Escherichia coli es habitante
normal del tracto intestinal de las aves, y se pueden encontrar en
concentraciones de 106 g. de sustrato de los galpones entre 105-106
Escherichia coli /g.
- 13 -

Servicio Nacional de Sanidad Agraria (2003) mencionó que la
micoplasmosis es una enfermedad dependiente de varios factores. El
desencadenamiento de la enfermedad no depende exclusivamente del
agente etiológico, sino que la favorece la disminución de la capacidad
de resistencia a consecuencia de estados de "stress”.

Czarick, M. (2004); señaló que el sustrato de la cama de las aves debe
ser seco y altamente absorbente.

Paganini, F. (2004) manifestó que la microbiología del sustrato de los
galpones es diversa, como consecuencia del continuo aporte fecal y
secreciones, de las aves durante el ciclo de crianza.

Ceccom, et al. (2005) mencionaron que el Olphitobius diaperinus, es un
insecto que afecta a las instalaciones avícolas produciendo daños
físicos así como la transmisión directa de diversas enfermedades
teniendo entre las ya demostradas a la enfermedad de Marek,
salmonelosis y coccidiosis.

Cumpa, et al. (2005) informaron que la coccidiosis es uno de los
problemas sanitarios que más riesgos económicos trae en la crianza
avícola, causando un deterioro en su performance y retrasando así su
salida al mercado.

Ricaurte, S. (2005.) mencionó que la bioseguridad es el conjunto de
prácticas de manejo diseñadas para prevenir la entrada y transmisión
de agentes patógenos que puedan afectar la sanidad en granjas
avícolas.
- 14 -

Fernández, C. (2007) mencionó que el reconocimiento temprano de los
problemas que ocasionan las enfermedades
ha prevenido grandes
pérdidas en muchas parvadas de aves. Después de todo, la prevención
es el enfoque más lógico para controlar las enfermedades; el
tratamiento cuando es requerido usualmente no es económico.

Houriet, J. (2007) manifestó que las enfermedades que afectan a las
aves de corral son uno de los temas más importantes en el manejo
avícola, principalmente por el desconocimiento del productor a la hora
de identificar las mismas a través de la observación en el
comportamiento y sintomatología clínica y subclínica de las aves.

López, J. (2007)
señaló que desde hace tiempo que los hongos
provocan enfermedades en las aves. En los últimos años las pérdidas
ocasionadas por los hongos y toxinas parecerían ir en aumento y de allí
que se les de mayor importancia a estos organismos.

Pachón, L. (2007) expresó que la producción de pollitos de calidad es
un proceso complejo que involucra a las reproductoras en aspectos de
nutrición, manejo y el nivel de anticuerpos contra las enfermedades
prevalentes.

Ardila, L. (2008) informó que las enfermedades que afectan
a la
sanidad avícola son generadas por bacterias, virus y hongos que
influyen directamente al tracto respiratorio y digestivo del ave.

Castro, X. (2008) señaló que las infecciones respiratorias son las casas
número 1 de mortalidad en pollos de carne, ponedoras comerciales y
pavos.
- 15 -

Cobb. (2008) expresó los factores críticos que pueden afectar el
desempeño del lote de aves y hace parte del servicio de información
técnica para la crianza de pollos de engorde.

Cobian, A. (2009) señaló que la laringotraqueitis es una infección de las
vías respiratorias de los pollos y se caracteriza por signos de depresión
respiratoria, expectoración de moco sanguinolento y alta mortalidad.

Pulido, M. (2009) informó que el control de la micoplasmosis aviar es
realmente difícil, más si se tiene en cuenta que esta enfermedad es
quizás uno de los problemas de mayor ocurrencia y que realmente no
existe un método mágico totalmente efectivo que lleve al control y
erradicación de esta enfermedad.

Santin, E. (2009) señaló que la frecuencia y la gravedad de las
enfermedades están directamente relacionadas con el nivel de
contaminación del ambiente y una práctica muy común en el campo es
aplicar desinfectantes sobre las aves.

Zaviezo, D. (2009) mencionó que las micotoxinas son compuestos
orgánicos, de bajo peso molecular, capaces de producir efectos
tóxicos, teratogénicos, mutagénicos, carcinogénicos y depresión del
sistema inmune.

Gibert, M. (2010) mencionó que el Escherichia coli se encuentra
comúnmente en el tracto intestinal de las aves y produciendo diversas
enfermedades, como la enteritis y la coliseptisemia.
- 16 -

Ldarwich. (2011) manifestó en sus estudios que cuando el sustrato de
la cama se humedece demasiado puede contener microorganismos
que por sus características patogénicas afectan negativamente al
desarrollo de las aves, generando lesiones a nivel de las articulaciones,
las cuales se hinchan postrando al ave, la cual muchas veces muere
por falta de alimento e infección generalizada.
- 17 -
IX.
METODOLOGIA
3.2 Recolección de las muestras
La colecta de las muestras se realizó en una granja ubicada en la zona de
Santa Rosa-Huaral, la recolección se realizo de un solo galpón en
diferentes fechas, para poder evaluar la calidad del sustrato con respecto
al crecimiento de las aves.
Se dividió el galpón en 3 transeptos (A; B; C) siendo el transepto C un
área en la que se encontraban aves enfermas o con deformidades, se
extrajo una muestra de cada uno de los transeptos en frascos estériles
obteniendo 3 muestras en cantidades de 50g. cada una mediante el
siguiente esquema:
Tr.
Tr.
Tr.
C
B
A
3
3
3
3
3
muestras muestras muestras muestras muestras
muestras
C
C
Galpón
C
1
6
10
15
21
semana
semana
semana
semana
semana
- 18 -
3.3 Procesamiento
Las 3 muestras del sustrato colectadas en cada mes, fueron ingresadas al
laboratorio de microbiología de la Facultad de Ciencias Biológicas de la
Universidad Ricardo Palma, para ser analizadas de acuerdo a los
protocolos establecidos para el recuento y aislamiento bacteriano. Figura
Nº 1; 2; 3; 4; 5 y 6.
3.4 Preparación y dilución de las muestras.
Se tomó la muestra, 50 gramos, la cual se trituró por medio físico en un
mortero, se incorporó el agua peptonada 450mL y el resultado que
obtuvimos fue una muestra diluida de 10-1; seguidamente se midió 10 mL
de la dilución 10-1 y se traspaso a un frasco que contenía 90 mL de
diluyente y obteniendo una nueva dilución de 10-2.
Las muestras recolectadas de las semanas 1 y 2 se diluyeron en agua
peptonada a una concentración de 10-4, mientras que las muestras de las
semanas 10, 15, 21 se diluyeron en una concentración de 10-7. Figura Nº
7 y 8.
- 19 -
3.5 Recuento de Aerobios mesófilos.
Las Placas Petrifilm 3M para Recuento de Aerobios (Aerobic Count AC)
son un medio de cultivo listo para ser empleado, que contiene nutrientes
del Agar Standard Methods, un agente gelificante soluble en agua fría y
un tinte indicador de color rojo que facilita el recuento de las colonias. Las
Placas Petrifilm AC se utilizan para el recuento de la población total
existente de bacterias aerobias en productos, superficies, etc.
Procedimiento de análisis:

Preparar una dilución de 1:10 de la muestra.

Pesar la muestra en un frasco estéril.

Adicionar la cantidad apropiada en agua peptonada.

Mezclar y homogenice la muestra.

Colocar la Placa Petrifilm
3M
en una superficie plana y levantando la
lámina semitransparente superior colocar 1 mL de la muestra en el
centro de la película cuadriculada inferior.

Incubar las placas cara arriba en grupos de no más de 20 piezas, a
35°- 37° por 24 horas, se realiza el conteo de las colonias
directamente o con ayuda de un contador de colonias.

Las colonias pueden ser aisladas para su identificación posterior
levantando la película superior y recogiendo con ayuda de un asa de
siembra la colonia que está en el gel. Figura Nº 09.
- 20 -
3.6 Recuento de Coliformes Totales.
El grupo de los coliformes incluye bacterias en forma de bacilo, gram
negativos, con las siguientes propiedades bioquímicas: oxidasa negativo y
capacidad de fermentar lactosa, con producción de gas en 48 horas a una
temperatura de 37 °C. diferenciándose de los coliformes termotolerantes
que son capaces de fermentar la lactosa a 44º C dentro de 24 horas,
teniendo como mayor representante a la Escherichia coli.
Las Placas Petrifilm 3M para el Recuento de Escherichia coli / Coliformes
totales (Placa Petrifilm EC) contienen nutrientes de Bilis Rojo Violeta
(VRB), un agente gelificante soluble en agua fría, un indicador de
actividad de la glucuronidasa y un indicador que facilita la enumeración de
las colonias. La mayoría de las Escherichia coli (cerca del 97%) produce
beta-glucuronidasa, la que a su vez produce una precipitación azul
asociada con la colonia. La película superior atrapa el gas producido por
Escherichia coli y Coliformes totales fermentadores de lactosa. Cerca del
95% de las Escherichia coli producen gas, representado por colonias
entre azules y rojo-azules asociadas con el gas atrapado en la Placa
Petrifilm EC (dentro del diámetro aproximado de una colonia).
La AOAC Internacional y el Manual de Análisis Bacteriológico de la FDA
de los Estados Unidos definen a los coliformes como colonias de
bastoncillos gram negativos que producen ácido y gas de la lactosa
durante la fermentación metabólica de la lactosa. Las colonias de
coliformes totales que crecen en la Placa Petrifilm EC, producen un ácido
que causa el oscurecimiento del gel por el indicador de pH. El gas
atrapado alrededor de las colonias rojas de Coliformes totales confirma su
presencia.
Procedimiento de análisis:

Preparar una dilución de 1:10 de la muestra.

Pesar la muestra en un frasco estéril.
- 21 -

Adicionar la cantidad apropiada en agua peptonada.

Mezclar y homogenice la muestra.

Colocar la Placa Petrifilm
3M
en una superficie plana y levantando la
lámina semitransparente superior colocar 1 mL de la muestra en el
centro de la película cuadriculada inferior.

Incubar las placas cara arriba en grupos de no más de 20 piezas, a
35°- 37° por 24 horas, se realiza el conteo de las colonias
directamente o con ayuda de un contador de colonias.

Las colonias pueden ser aisladas para su identificación posterior
levantando la película superior y recogiendo con ayuda de un asa de
siembra la colonia que está en el gel. Figura Nº 10.
3.7 Método de presencia de Staphylococcus aureus
Las Placas Petrifilm
3M
Staph Express para Recuento de Staphylococcus
aureus son un medio de cultivo listo para ser empleado, que contiene un
agente gelificante soluble en agua fría. El medio modificado cromogénico
Baird-Parker en la Placa es selectivo y diferencial para el Staphylococcus
aureus.
Las colonias rojo-violeta en la Placa son Staphylococcus aureus. Cuando
solamente se aprecien colonias rojo-violeta, cuente las colonias y la
prueba se habrá completado. Si encuentra flora de acompañamiento en el
fondo de su prueba de Staphylococcus aureus, el Disco Staph Express
Petrifilm
3M
se debe utilizar para diferenciar el Staphylococcus aureus del
resto de las colonias sospechosas. El Disco Staph Express Petrifilm
3M
se
debe utilizar cuando la placa presente colonias que no sean color rojovioleta; por ejemplo, colonias negras o azul-verdosas. El Disco Staph
Express Petrifilm
3M
contiene un indicador y ácido desoxirribonucleico
(DNA). El Staphylococcus aureus produce desoxirribonucleasa (DNasa) y
- 22 -
la DNasa reacciona con el indicador para formar zonas rosadas. Cuando
el Disco se inserta en la placa, el Staphylococcus aureus (y
ocasionalmente
el
Staphylococcus
hyicus
y
el
Staphylococcus
intermedius) produce una zona rosada. Otros tipos de bacteria no
producen zonas rosadas. El Staphylococcus aureus, Staphylococcus
hyicus y Staphylococcus intermedius integran la mayoría del grupo de los
organismos comúnmente conocidos como Staphylococcus coagulasa
positiva.
Procedimiento de análisis:

Preparar una dilución de 1:10 de la muestra.

Pesar la muestra en un frasco estéril.

Adicionar la cantidad apropiada en agua peptonada.

Mezclar y homogenice la muestra.

Colocar la Placa Petrifilm
3M
en una superficie plana y levantando la
lámina semitransparente superior colocar 1 mL de la muestra en el
centro de la película cuadriculada inferior.

Incubar las placas cara arriba en grupos de no más de 20 piezas, a
35°-37° por 24 horas, se realiza el conteo de las colonias
directamente o con ayuda de un contador de colonias.

Las colonias pueden ser aisladas para su identificación posterior
levantando la película superior y recogiendo con ayuda de un asa de
siembra la colonia que está en el gel. Figura Nº 11.
- 23 -
3.8 Método de presencia de hongos y levaduras
La Placa Petrifilm
3M
para Recuento de Hongos y Levaduras es un medio
de cultivo listo para ser empleado, contiene nutrientes de “Sabhi”, dos
antibióticos (clorotetraciclina y cloramfenicol), indicador de fosfatos
(BCIP), un agente gelificante soluble en agua fría y un tinte indicador que
facilita la enumeración de las colonias.
Procedimiento de análisis:

Preparar una dilución de 1:10 de la muestra.

Pesar la muestra en un frasco estéril

Adicionar la cantidad apropiada en agua peptonada.

Mezclar y homogenice la muestra.

Colocar la Placa Petrifilm en una superficie plana y levantando la
lámina semitransparente superior colocar 1 mL de la muestra en el
centro de la película cuadriculada inferior.

Incubar las placas cara arriba en grupos de no más de 20 piezas, a
25°- 27° por 5 días, se realiza el conteo de las colonias directamente
o con ayuda de un contador de colonias.

Las colonias pueden ser aisladas para su identificación posterior
levantando la película superior y recogiendo con ayuda de un asa de
siembra la colonia que está en el gel. Figura Nº 12.
- 24 -
X.
RESULTADOS
El crecimiento microbiano en general fue muy variado en las distintas
especies de microorganismos creciendo y decreciendo paulatinamente
demostrandonos asi que estos microorganismos no resultaron ser un
problema sanitario para las aves. Tabla Nº 1 y Grafico Nº 1.
El análisis microbiológico de la muestra control arrojo el crecimiento solo de
Hongos y levadura, se analizaron 2 muestras de control teniendo resultados
casi parecidos. Con respecto a las levaduras se obtuvo entre 29 - 34 UFC/g
y los Hongos entre 26 – 30 UFC/g. Lo que nos aseguro que la cama estaba
desinfectada y sin presencia de cualquier otro microorganismo. Tabla Nº 1 y
Grafico Nº 2.
El desarrollo de los Coliformes totales, Escherichia coli, aerobios mesófilos,
resulta ser muy notorio desde las primeras semanas de vida de las aves,
esto se debe a que ellas viven encerradas con ciertas restricciones que
generan que hasta la
semana 10 se obtenga el mayor promedio de
crecimiento microbiano (Coliformes totales 42 x 108 UFC/g; Escherichia coli
42 x 108 UFC/g; aerobios mesófilos 42 x 108 UFC/g y mohos 19 x 107
UFC/g), va ir decayendo luego notablemente y esto gracias a los cambios
que se van a ir dando en su crianza como son la remoción de las camas, el
manejo de las cortinas y la liberación de la oscuridad a la que ellas estaban
sometidas, esto genera cambios muy importantes que evitan el desarrollo de
estos microorganismos. Tabla Nº 1 y Grafico Nº 3.
- 25 -
El crecimeinto de las levaduras resulta ser muy irregular, en el periodo de
análisis microbiologico llega a tomar su mayor crecimiento en las
semanas 15 : 12 x 108 – la semana 21 : 15 x 108 UFC/g. Tabla Nº 1 y
Grafico Nº 4.
El crecimiento de los Staphylococcus aureus es proporcional y progresivo
alcanzando su crecimiento más alto en la semana 21 con promedios de (9
x 108) – (13 x 108) – (18 x 108) UFC/g. Tabla Nº 1 y Grafico Nº 5.
El Transepto A nos muestra que el crecimeto es poco significativo, Ello se
debe a que este transepto toma contacto con las aves a partir de la cuarta
semana. Por otra parte podemos observar el mayor punto de crecimiento
de Staphylococcus aureus 18 x 108 UFC/g. A su vez observamos los
promedios en la semana 10 de (Coliformes totales 38 x 108 UFC/g;
Escherichia coli 38 x 108 UFC/g y aerobios mesófilos 36 x 108 UFC/g).
Tabla Nº 2 y Grafico Nº 6.
En el Transepto B podemos apreciar que el crecimiento mas significativo
lo tienen los areobios mesofilos, entre la semana 10 : 42 x 108 UFC/g. Por
otra parte se aprecia el promedio de desarrollo (Coliformes totales 32 x
108 UFC/g; Escherichia coli 32 x 108 UFC/g). En el transepto B las aves
pasan la mayor parte de su vida, ya que a su llegada a los galpones
pasan en ella por el tiempo de 1 mes, el cual les sirve de adaptacion,es
por ello que en este trnsepto se marca el inicio de la mayoria de
microorganismos. Tabla Nº 3 y Grafico Nº 7.
- 26 -
El Transepto C podemos apreciar que en la semana 10 el crecimiento
mas significativo lo tienen los aerobios mesófilos 42 x 108 UFC/g;
Coliformes totales 42 x 108 UFC/g; Escherichia coli 42 x 108 UFC/g. El
transepto C es una zona de descarte en la cual se encuentra aves
enfermas o con algún tipo de deformidad y las condiciones de cuidado
son menores que la se los transeptos A – B. Tabla Nº 4 y Grafico Nº 8.
- 27 -
XI.
DISCUSIÓN
El desarrollo de todos los microorganismos analisados fue muy variado,
obteniendo promedios de: Coliformes totales 42 x 108 UFC/g; Escherichia
coli 42 x 108 UFC/g; aerobios mesófilos 42 x 108 UFC/g; Staphylococcus
aureus 18 x 108 UFC/g.; hongos 19 x 107 y levaduras 84 x 107, observando
al final que el desarrollo de estos microorganismos no resulto ser un
problema sanitario para las aves. Barnes et al, (2003). mencionaron que en
la
crianza
avícola
el desarrollo
de
coliformes,
Escherichia
coli
,
Staphylococcus aureus y otros microorganismos es muy variable ya que son
habitantes del tracto intestinal de las aves y de su entorno, pudiéndose
encontrar en un galpón Escherichia coli en concentraciones 106 – 108 UFC/g
sin causar problemas en su crianza.
El desarrollo microbiano de Coliformes totales y Escherichia coli tuvo un
crecimiento acelerado hasta la semana 10 el cual podemos apreciarlo en el
Grafico Nº 3, debido a que hasta esta semana las aves viven encerradas,
generándose mayor humedad y poca ventilación, creándose las condiciones
propicias que permiten el desarrollo elevado de Coliformes totales 42 x 108
UFC/g. Escherichia coli 42 x 108 UFC/g. Posteriormente a la semana 10 los
niveles de desarrollo van decreciendo obteniendo Coliformes totales 2 x 107
UFC/g. Escherichia coli ausencia de UFC/g. y ello se debe a que las aves
sufren cambios en su proceso de crianza, como son la remoción de las
camas y la liberación del encierro al que estaban sometidas, teniendo una
mejor ventilación y exposición a la luz, lo que genera
que cambien las
condiciones propicias para el desarrollo de los microorganismos. Paganini,
F. (2004). Sostuvo que en la cama de viruta se observaron poblaciones de
coliformes creciendo rápidamente a partir del 17vo día después de su
- 28 -
instalación, alcanzando un pico entre el 24vo y 40vo día. Luego
este
crecimiento decrece rápidamente, debido al equilibrio microbiológico que se
establece, por la limitación de los sustratos del medio y la liberación de los
productos de su metabolismo.
En el caso de Staphylococcus aureus
desarrollo progresivo
se observó mayor resistencia y
pudiendo llegar hasta los 18 x 108 UFC/g. en la
semana 21, coincidiendo con la presencia de cojera en algunas aves, esto
se debe a que a esta edad se tornan muy hiperactivas mojando el sustrato
de sus camas y asiendo que el trabajo de remoción sea más tedioso para el
galponero, generando así el desarrollo microbiano. Hernández, E. (2005);
manifestó que el Staphylococcus aureus, se transmite principalmente
cuando las aves se lastiman, actuando la herida como vía de invasión que
aprovecha el microorganismo, el cual también puede penetrar al ser ingerido
por las aves, padeciendo de diarrea, depresión e hinchazón de las
articulaciones, el microorganismo causa mayores daños cuando las aves
sufren algún stress cojeando con frecuencia y siendo reacias para moverse.
El crecimiento de hongos y levaduras resultó ser poco regular y notorio,
alcanzando durante la semana 21 su promedio más alto de crecimiento de
15 x 108 UFC/g. Aloisi, G. (1996) manifiesto que el calor, la humedad y la
materia orgánica crean el ambiente más apropiado para el desarrollo del
Aspergillus fumigatus.
- 29 -
XII.
CONCLUSIONES
De los resultados obtenidos podemos concluir que:

El desarrollo de los microorganismos analizados en el sustrato de los
galpones en granja durante las 21 semanas no afectó
la calidad
sanitaria de las aves.

El desarrollo de Coliformes totales, Escherichia coli y Aerobios
mesófilos, se relaciona con las condiciones de crianza a la que es
sometida el ave hasta la 10ma semana.

La humedad permanente en el sustrato de los galpones, determino el
crecimiento progresivo de Staphylococcus aureus y levaduras.
- 30 -
XIII.
RECOMENDACIONES
• Se recomienda la desinfección de los galpones y el material que sirve de
sustrato un mes antes de que lleguen las aves para evitar que se pueda
generar un crecimiento microbiano severo que pueda afectarlas.
• El manejo de la remoción de la cama y la ventilación debe ser más
dinámico para evitar que se generen mayores condiciones de crecimiento
de microorganismos.
• Es importante controlar el nivel de humedad de las camas ya que si se
tiene mucha humedad la cama se apelmaza y genera crecimiento no solo
de bacterias sino también de otro tipo de organismos que pueden afectar
a las aves.
• Se recomienda un análisis microbiológico en las zonas de descarte ya que
esta es un área de aves enfermas y puede afectar a las otras aves.
- 31 -
XIV.
REFERENCIA BIBLIOGRÁFICA
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- 37 -
XV. ANEXOS
ANEXO 1. Figuras
Figura N° 1. Muestra control
Figura N° 2. Sustrato de la semana 1
- 38 -
Figura N° 3. Sustrato de la semana 6
Figura N° 4. Sustrato de la semana 10
- 39 -
Figura N° 5. Sustrato de la semana 15
Figura N° 6. Sustrato de la semana 21
- 40 -
Figura N° 7. Dilución 10-4
Figura N° 8. Dilución 10-7
- 41 -
Aerobios mesófilos
Figura N° 9. Muestra positiva de Aerobios mesófilos
Escherichia coli
Coliformes Totales
Figura N° 10. Muestra positiva de Coliformes Totales y Escherichia coli
- 42 -
Staphylococcus aureus
Figura N° 11. Muestra positive de Staphylococcus aureus
Hongos
Levadura
Figura N° 12. Muestra positive de Hongos – Levadura
- 43 -
ANEXO 2. Tablas
Coliformes Totales
Escherichia coli Staphylococcus aureus Aerobios mesófilos
Hongos
Levadura
Control 1
0
0
0
0
26
34
Control 2
0
0
0
0
30
29
S1- A
0
0
2 x 104
10 x 103
21 x 104
7 x 106
S1- B
0
71 x 104
3 x 104
46 x 105
23 x 104
5 x 105
S1- C
10 x 105
4 x 106
0
42 x 105
15 x 104
24 x 104
S6- A
38 x 104
71 x 104
6 x 104
28 x 105
12 x 104
16 x 105
S6- B
7 x 104
5 x 105
13 x 104
36 x 105
10 x 104
22 x 104
S6- C
57 x 104
11 x 105
29 x 104
32 x 105
18 x 104
24 x 104
S10- A
38 x 108
38 x 108
26 x 107
36 x 107
18 x 107
24 x 107
S10- B
32 x 108
32 x 108
2 x 108
42 x108
15 x 107
77 x 107
S10- C
42 x 108
42 x 108
34 x 107
32 x 108
19 x 107
0
S15- A
2 x 108
7 x 108
38 x107
17 x 107
0
0
S15- B
53 x 107
12 x 108
52 x 107
23 x 107
0
12 x 108
S15- C
2 x 108
84 x 107
65 x 107
18 x 107
0
0
S21- A
2 x 10
7
8
7
0
84 x 107
S21- B
S21- C
0
18 x 10
19 x 10
6 x 107
10 x 107
9 x 108
21 x 107
0
15 x 108
14 x 108
12 x 108
13 x 108
22 x 107
0
11 x 108
Tabla N° 1. Crecimiento microbiano – 21 semanas
- 44 -
Control 1
Control 2
S1- A
S6- A
S10- A
S15- A
S21- A
Coliformes Totales
0
0
0
38 x 104
38 x 108
2 x 108
2 x 107
Escherichia coli
0
0
0
71 x 104
38 x 108
7 x 108
0
Staphylococcus aureus Aerobios mesófilos
0
0
0
0
2 x 104
10 x 103
6 x 104
28 x 105
26 x 107
36 x 107
38 x107
17 x 107
18 x 108
19 x 107
Hongos
26
30
21 x 104
12 x 104
18 x 107
0
0
Levadura
34
29
7 x 106
16 x 105
24 x 107
0
84 x 107
Hongos
26
30
23 x 104
10 x 104
15 x 107
0
0
Levadura
34
29
5 x 105
22 x 104
77 x 107
12 x 108
15 x 108
Hongos
26
30
15 x 104
18 x 104
19 x 107
0
0
Levadura
34
29
24 x 104
24 x 104
0
0
11 x 108
Tabla N° 2. Crecimiento microbiano – Transepto A
Control 1
Control 2
S1- B
S6- B
S10- B
S15- B
S21- B
Coliformes Totales
0
0
0
7 x 104
32 x 108
53 x 107
6 x 107
Escherichia coli
0
0
71 x 104
5 x 105
32 x 108
12 x 108
10 x 107
Staphylococcus aureus Aerobios mesófilos
0
0
0
0
3 x 104
46 x 105
13 x 104
36 x 105
2 x 108
42 x108
52 x 107
23 x 107
9 x 108
21 x 107
Tabla N° 3. Crecimiento microbiano – Transepto B
Control 1
Control 2
S1- C
S6- C
S10- C
S15- C
S21- C
Coliformes Totales
0
0
10 x 105
57 x 104
42 x 108
2 x 108
14 x 108
Escherichia coli
0
0
4 x 106
11 x 105
42 x 108
84 x 107
12 x 108
Staphylococcus aureus Aerobios mesófilos
0
0
0
0
0
42 x 105
29 x 104
32 x 105
34 x 107
32 x 108
65 x 107
18 x 107
13 x 108
22 x 107
Tabla N° 4. Crecimiento microbiano – Transepto C
- 45 -
NUMERO DE UFC
ANEXO 3. Gráficos
5 x 10
9
4 x 10
9
3 x 10
9
2 x 10
9
1 x 10
9
SEMANAS DE CRECIMIENTO
Coliformes totales
Escherichia coli
Hongos
MICROORGANISMOS
Grafico N° 1. Resultado del crecimiento microbiano en general
Hongos
Staphylococcus aureus
Escherichia coli
Coliformes totales
NUMERO DE UFC
Gráfico N° 2. Resultado del análisis microbiológico de la muestra control
- 46 -
Desarrollo en la semana 10
NUMERO DE UFC
9
4.5 x 10
9
4 x 10
9
3.5 x 10
9
3 x 10
9
2.5 x 10
9
2 x 10
9
1.5 x 10
9
1 x 10
SEMANAS DE CRECIMIENTO
Coliformes totales - Escherichia
E. coli coli
Hongos
Gráfico N° 3. Crecimiento de Coliformes totales, Escherichia coli, aerobios
mesófilos y hongos
NUMERO DE UFC
9
1.6 x 10
9
1.4 x 10
9
1.2 x 10
9
1 x 10
SEMANAS DE CRECIMIENTO
Gráfico N° 4. Crecimiento irregular de la levadura
- 47 -
NUMERO DE UFC
2 x 10
9
1.5 x 10
9
1 x 10
9
SEMANAS DE CRECIMIENTO
Gráfico N° 5. Resultado del crecimiento de los Staphylococcus aureus
9
NUMERO DE UFC
4 x 10
9
3 x 10
9
2 x 10
9
1 x 10
SEMANAS DE CRECIMIENTO
Coliformes totales
Escherichia coli
Hongos
Grafico N° 6. Resultado del crecimiento según Transepto A
- 48 -
9
NUMERO DE UFC
4 x 10
9
3 x 10
9
2 x 10
9
1 x 10
SEMANAS DE CRECIMIENTO
Coliformes totales
Escherichia coli
Hongos
Gráfico N° 7. Resultado del crecimiento según Transepto B
9
NUMERO DE UFC
4 x 10
9
3 x 10
9
2 x 10
9
1 x 10
Coliformes totales
SEMANAS DE CRECIMIENTO
Escherichia coli
Hongos
Gráfico N° 8. Resultado del crecimiento según Transepto C
- 49 -