Pituophis deppei deppei

UNIVERSIDAD VERACRUZANA
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
Identificación morfológica de células sanguíneas
del Cincuate (Pituophis deppei deppei) mantenido
en cautiverio en el Estado de Puebla
TRABAJO RECEPCIONAL EN LA MODALIDAD DE:
TESINA
COMO REQUISITO PARCIAL PARA OBTENER EL TÍTULO DE
MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA
PRESENTA:
JOSÉ FERNANDO AGUILERA GONZÁLEZ
ASESOR:
MVZ Edgar Reina Ponce
VERACRUZ, VER.
AGOSTO 2011
ÍNDICE GENERAL
RESUMEN…………………………………………………………………………………... ix
I. INTRODUCCIÓN………………………………………………………………………….... 10
1.1. Ubicación Taxonómica…………………………………………………...…………….. 11
1.2. Descripción de la Especie……………………………………………...………………. 11
1.3. Distribución………………………………………………………………………………. 13
1.4. Estado Actual…………………………………………………………………………….. 14
II. ANTECEDENTES…………………………………………………………………....…… 15
III. JUSTIFICACIÓN………………………………………………………………………….. 16
IV. OBJETIVOS……………………………………………………………………………...... 17
4.1. Objetivo General…………………………………………………………………………. 17
4.2. Objetivo Específico……………………………………………………………………… 17
V. MATERIALES Y MÉTODOS…………………………………………………………..... 18
5.1. Alojamiento y parámetros ambientales……………………………………………….. 18
5.2. Manejo e inmovilización……………………………………………………………….... 19
5.3. Obtención de parámetros: morfometría, peso y sexo……………………………….. 19
5.4. Toma de muestra………………………………………………………………………... 21
5.5. Manejo de la muestra…………………………………………………………………… 21
5.6. Características de tinción……………………………………………………………… 22
5.7. Tinción Wright…………………………………………….…………………………….. 22
5.8. Análisis del Frotis Sanguíneo………………………………………………………….. 23
ii
VI. RESULTADOS Y DISCUSIÒN………………………………………………………….. 24
6.1. Evaluación Citológica……….…………………………………………………………... 24
6.1.1. Características Celulares en Formato de Registro……...……………………. 25
6.2. Eritrocitos maduros, inmaduros y policromáticos…………………………….……… 27
6.3. Leucocitos……………………………………………………………………….……….. 28
6.4. Granulocitos…………………………………………………………………….……….. 28
6.4.1 .Heterófilos…………………………………………………………...…………….. 28
6.4.2. Eosinófilos……………………………………...………………………….………. 29
6.4.3. Basófilos………………………………………………………………...….……… 30
6.5. Mononucleares…………………………………………………………….………….… 30
6.5.1. Linfocitos……………………………………………………………...….……….. 30
6.5.2. Monocitos…………………………………………………………………............. 31
6.6. Trombocitos……………………………………………….………………………….… 32
VIII. LITERATURA CITADA…………………………………….…………………………..... 37
iii
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro 1. Datos morfométricos de Pituophis deppei deppei…………………………… 20
iv
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Distribución potencial de Pituophis deppei deppei, P. d. jani, Pituophis
lineaticollis lineaticollis……………………………………………………………………… 13
Figura 2. Áreas Potenciales de Distribución de la Herpetofauna de México. Especie:
Pituophis deppei. CONABIO, 2010. Portal de Geoinformación. Sistema Nacional de
Información Sobre Biodiversidad.. ………………………………………………….…….. 14
Figura 3. Terrario de exhibición…………………………………………………………... 18
Figura 4. División para iluminación y ventilación……………………………………….. 18
MONOCROMÁTICAS………………………………………………………………………. 20
Figura 5. PD1-101-2626 ♂…………………………………………………………………. 20
Figura 6. PD2-101-2632 ♀………………………………………………………………… 20
Figura 7. PD3-101-2662 ♂……………………………………………………………….... 20
Figura 8. PD4-101-2648 ♂…………………………………………………………............ 20
Figura 9. Lectura de Frotis ........................................................................................... 23
Figura 10. Distribución celular: Monocapas……………………………………………... 25
Figura 11. Distribución celular: Sábanas……………………………………………….... 25
Figura 12. Distribución celular: Aglutinadas……………………………………………... 25
Figura 13. Eritrocitos maduros…………………………………………………………….. 33
Figura 14. Eritrocito inmaduro (Rubricito basofílico) y trombocitos……………………. 33
Figura 15. Eritrocito policromático…………………………………………………….…... 33
Figura 16. Ligera anisocitosis y poikilositosis…………………………………………… 33
Figura 17. Heterófilo (PD3♂)…………………………………………………………...….. 33
Figura 18. Heterófilo (PD1♂)……………………………………………………………..... 33
Figura 19a. Eosinófilo (PD1♂)…………………………………………………………...... 33
Figura 19b. Eosinófilo (PD3♂)………………………………………………………...…... 33
Figura 20. Basófilo (PD2♂)…………………………………………………………...…..... 34
Figura 21. Linfocito (PD1♂)………………………………………………………............... 34
Figura 22. Linfocito (PD2♀.)…………………………………………………………...…... 34
Figura 23. Linfocito (PD3♂)……………………………………………………………....... 34
Figura 24. Monocito (PD1♂)……………………………………………………………….. 34
Figura 25. Azurófilo monocitoide (PD1♂)………………………………………………... 34
v
Figura 26. Trombocitos (PD2♀) y eritrocito inmaduro (Rubricito)……………………. 34
Figura 27. Trombocito (PD2♀)…………………………………………………………….. 34
COLOR……………………………………………………………………………………...... 35
Figura 28. Eritrocitos maduros……………..……………………………………………… 35
Figura 29. Eritrocito inmaduro (Rubricito basofílico) y trombocitos………………...….. 35
Figura 30. Eritrocito policromático………………………………………………………… 35
Figura 31. Ligera anisocitosis y poikilositosis…………………………………………… 35
Figura 32. Heterófilo (PD3♂)……………………………………………………………..... 35
Figura 33. Heterófilo (PD1♂)………………………………………………………………. 36
Figura 34a. Eosinófilo (PD1♂)…………………………………………………………….. 36
Figura 34b. Eosinófilo (PD3♂)…………………………………………………………….. 36
Figura 35. Basófilo (PD2♂)………………………………………………………………… 36
Figura 36. Linfocito (PD1♂)………………………………………………………………... 36
Figura 37. Linfocito (PD2♀.)……………………………………………………………….. 36
Figura 38. Linfocito (PD3♂)………………………………………………………………... 36
Figura 39. Monocito (PD1♂)………………………………………………………….......... 36
Figura 40. Azurófilo monocitoide (PD1♂)……………………………………………...… 36
Figura 41. Trombocitos (PD2♀) y eritrocito inmaduro (Rubricito)……………………. 36
Figura 42. Trombocito (PD2♀)…………………………………………………………...... 36
ANEXOS
Anexo 1. Medidas morfométricas de Pituophis deppei deppei consideradas en este
estudio.
Anexo 2. Formato: “Evaluación Citológica”.
vi
AGRADECIMIENTOS
Sin orden de importancia, agradezco a las siguientes instituciones y personas.
A la Universidad Veracruzana. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, por
brindarme una formación profesional de calidad.
Especial agradecimiento a la Dra. Dora Romero Salas, por su amistad, experiencia,
ejemplo de dedicación y motivación durante el proceso de formación académica.
Mil gracias Doctora.
A la Asociación Veterinaria de Reptiles y Anfibios A. C., por el apoyo otorgado,
pero sobre todo por dejarme participar en sus actividades cotidianas. En especial al
Presidente de la Asociación, MVZ Edgar Reina Ponce, así como también LAFS
Orlando Reina Ponce, LAFS Juan Carlos Gómez, por su amistad y compartir sus
conocimientos en el cuidado y conservación de los reptiles.
A mis amigos, Anabel, Chris, Ger, Mariel, Mila, Tomy, todos ellos Médicos
Veterinarios y Zootecnistas, ejemplos de esfuerzo, dedicación, profesionalismo,
superación y sobre todo por compartir sus conocimientos y experiencia.
A mis amigos y compañeros de generación, Alexander, Alex, Aglae, Arely, Gladys,
Luis por tantas experiencias y momentos inolvidables.
A mis amigos de toda la vida, Rodrigo y Esteban, gracias por sus consejos y
acompañarme en las buenas y en las malas.
vii
DEDICATORIAS
A mi Madre y Padre
Graciela y Gilberto
Por su amor y apoyo incondicional toda mi vida, los AMO,
son motivación, ímpetu, alegría, valor,
razón por la cual he convertido mis sueños realidad,
este es un triunfo de Nosotros.
A mis Hermanos
Gabriela y Gilberto
Lo hicimos hermanos, Ustedes son mi ejemplo a seguir
gracias por acompañarme en esta trayectoria tan importante en mi vida,
por compartir sus anhelos, logros, sueños, sonrisas
y la confianza puesta en mis hombros.
A mis Tíos
Esperanza y Rafael
Por su amor, paciencia y comprensión en mi vida estudiantil,
siempre compartieron alegría, esperanza e infinidad
de momentos tan felices en Veracruz.
Gracias por siempre tíos.
A mis Primos
Berenice y Alfonso
Por sus consejos, apoyo absoluto, atención
enseñanzas ,risas y
ganas de ser alguien en la vida.
viii
“La alegría de ver y entender, es el más perfecto don de la naturaleza”
Albert Einstein.
ix
RESUMEN
Aguilera González José Fernando. 2011. Identificación morfológica de células
sanguíneas del Cincuate (Pituophis deppei deppei) mantenido en cautiverio en el
Estado de Puebla. Tesina. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia.
Universidad Veracruzana, Veracruz, Ver. México.
Se llevó a cabo un estudio hematológico por medio de citología, en el mes de
mayo, con número de muestra de cuatro ejemplares (N=4) clínicamente sanos de
la especie Pituophis deppei deppei mantenidos en cautiverio en un encierro de
80x60x60cm, con temperatura de 24-28ºC y humedad relativa de 40-60%,
pertenecientes a la colección herpetológica de la Asociación Veterinaria de
Reptiles y Anfibios A. C., la contención física fue manual, la cantidad a colectar
dependió del peso de cada serpiente, estimando un volumen total de sangre del 5
a 8% de peso corporal, considerando que un reptil clínicamente sano puede
perder hasta un 10% sin consecuencias detrimentales (Jacobson, 2005).
Inmediatamente después de la toma, se realizaron 2 o 3 frotis sanguíneos,
empleando la tinción tipo Romanowsky-Wright, identificando los componentes
formes y describiendo las características celulares más representativas, como son:
tipo de célula a identificar, celularidad, distribución celular, tamaño, forma,
citoplasma y núcleo, gránulos, radio N:C, lobulado y patrón de cromatina nuclear.
Los tipos celulares descritos son: eritrocito maduro, inmaduro, policromáticos,
heterófilos, basófilos, eosinófilos, linfocitos, monocitos, azurófilo y trombocitos, a
cada tipo se realizó un registro fotográfico digital, generando catálogo de
imágenes digitales, con propósito de futura revisión para determinar los cambios
más representativos en base a las observaciones realizadas por medio de
citodiagnóstico.
Palabras Clave: Hematología, Pituophis deppei deppei, identificación celular,
citodiagnóstico
9
I. INTRODUCCIÓN
La Clase Reptilia comprende miles de especies clasificadas en cuatro Ordenes:
Chelonia, Crocodylia, Lepidosauria y Rincocéfalia. En la actualidad se estima que
en México existen 1627 especies de reptiles, de los cuales 581 pertenecen al
orden Serpentes, con 12 Familias y 90 Géneros (Liner, 2007), debido a esto la
herpetofauna mexicana está incluida en los primeros lugares a nivel mundial
(CONABIO, 2009), el futuro de estos vertebrados depende en gran medida de la
planificación, manejo del patrimonio natural, así como del esfuerzo que hagamos
por mantenerlos
en vida libre y
cautiverio. Los factores más importantes a
considerar para tener éxito en la conservación de estos organismos en
colecciones herpetológicas, son las condiciones ambientales, medidas de
bioseguridad y los cuidados Médicos Veterinarios orientados al entendimiento de
indicadores fisiológicos mediante la observación sistemática en busca de signos o
síndromes que revelen alguna patología, así como la toma de muestras biológicas
que permiten contar con una herramienta diagnóstica proporcionando información
referida al estado de salud de los animales. Uno de los primeros sistemas que
deben ser examinados es el sanguíneo, tejido conjuntivo cuya matriz es líquida y
sumamente especializado, cumpliendo funciones tan importantes como la
respuesta inmunitaria, transporte de gases, nutrientes y eliminación de los
desechos metabólicos (Jacobson, 2005). En reptiles, resulta de vital importancia
la correcta evaluación del hemograma, incluyendo el frotis de sangre, ya que la
morfología de los eritrocitos y leucocitos, pueden variar por estados fisiológicos
(edad,
sexo,
estado
reproductivo),
nutrición,
parasitosis,
enfermedades
inflamatorias y otros procesos patológicos o por factores ambientales (hábitat,
estación del año, altitud) (Frye, 1991).
En México, la hematología aplicada a reptiles, es practicada por muy pocos
profesionales dedicados a la medicina herpetológica, por la escasa información
referida a la morfología normal de los componentes celulares, puesto que este
grupo de vertebrados, es extremadamente diverso en términos de especies,
anatomía y fisiología.
10
1.1 .Ubicación Taxonómica
Reino:
Animalia
Phylum:
Cordata
Clase:
Reptilia
Orden:
Serpentes
Familia:
Colubridae
Género:
Pituophis
Epíteto específico:
deppei
Nombre científico:
Pituophis deppei
Nombre del Autor:
(Duméril, 1853)
(Instituto de Biología. "Pituophis deppei - IBUNAM:CNAR:AR3160". UNIBIO)
2.1. Descripción de la especie
Los nombres comunes con los que se conoce al Pituophis deppei deppei son,
Cincuate o Alicante. Su nombre proviene del náhuatl “Cin” que significa maíz y
“Coatl” que significa serpiente. El Género Pituophis, esta compuesto por cinco
especies:
Pituophis
catenifer,
once
subespecies,
Pituophis
deppei,
dos
subespecies (P. d. deppei y P. d. jani), Pituophis lineaticollis, dos subespecies,
Pituophis melanolecus, tres subespecies, y Pituophis ruthveni (Uetz, 2007).
La especie Pituophis deppei deppei, es un ofidio endémico a México, de talla
mediana, presenta una longitud promedio de 160 cm de cabeza a cola,
considerándose más delgado que otras variedades pertenecientes al Género
Pituophis.
De hábitos diurnos y terrestres, habita en una amplia variedad de
climas, desde áridos hasta templados, con una distribución en tipos de vegetación
encino y pino-encino, así como en ambientes con matorral xerófilo y chaparral, en
altitudes que van de 1524 a 2438 msnm. Se alimenta de vertebrados tales como
roedores, crías de conejos, aves y lagartijas. Serpiente ovípara cuya reproducción
es durante primavera, con una puesta a principios de verano de 4 a 24 huevos,
incubando las crías en otoño (Ramírez y Arizmendi, 2004)
11
Físicamente se observa, cabeza de forma triangular ligeramente distinguida del
cuerpo, pupila circular y escamado cefálico con las siguientes características: en
región supracefálica, escama rostral visible desde encima, presenta dos
internasales ligeramente más largas que anchas; dos prefrontales rectangulares,
característica que difiere de otros miembros pertenecientes al Género Pituophis,
los cuales presentan cuatro; frontal cuadrangular; supraoculares grandes
y
parietales de forma triangular, preocular presente, dos a cuatro postoculares,
loreal constante y ligeramente alargada; ocho (a veces nueve) supralabiales,
cuarta o quinta y sexta en contacto con el ojo, las suturas de las escamas labiales
están marcadas de negro. Hileras de escamas dorsales (medio cuerpo) 27 con un
número máximo de 31. Escamado ventral de 211 a 233 (promedio 221), caudales
52 a 79 (promedio 62), escama anal única y sin divisiones (Stull, 1940).
La región dorsal del cuerpo presenta una coloración amarilla-mostaza con
parches cuadrangulares negros (43 a 59) a lo largo del cuerpo, lateralmente tiene
manchas intercaladas negras, pequeñas y alargadas que contrasta con las
manchas dorsales del cuerpo. La región ventral es lisa de color blanco a crema
(Duellman, 1960).
12
1.3. Distribución
El Cincuate (Pituophis deppei), se distribuye por los Estados de Aguascalientes,
Chihuahua, Coahuila, Distrito Federal, Durango, Guanajuato, Hidalgo, Jalisco,
México, Michoacán, Nuevo León, Oaxaca, Puebla, San Luis Potosí, Querétaro,
Veracruz y Zacatecas (Ramírez y Arizmendi, 2004) (Figura 1 y 2). Las condiciones
de menor humedad producen un ambiente xerofítico, favoreciendo la distribución
geográfica de un mayor número de reptiles adaptados a estas condiciones
(Méndez-de la Cruz et al., 1992).
Figura 1. Distribución potencial de Pituophis deppei deppei, P. d. jani,
Pituophis lineaticollis lineaticollis. (Duellman, 1960).
13
Figura 2. Áreas Potenciales de Distribución de la Herpetofauna de México. Especie:
Pituophis deppei. CONABIO, 2010. Portal de Geoinformación. Sistema Nacional de
Información Sobre Biodiversidad.
1.4. Estado actual
De
acuerdo
a
la
Norma
Oficial
“NOM-059-ECOL-2010”
declara
como
“AMENAZADA” a la especie Pituophis deppei deppei, la cual coincide
parcialmente con la categoría “VULNERABLE” de la clasificación de la Unión
Internacional para la Conservación de la Naturaleza (IUCN).
14
II.
ANTECEDENTES
En México, la hematología aplicada a reptiles ha sido poco estudiada, a pesar de
que se cuenta con la metodología necesaria y sólo unos cuantos reportes
describen la identificación de células sanguíneas; para este estudio el trabajo
más actualizado en México es el de Mendoza et al. (2011) titulado “Morfología de
las células sanguíneas y perfil leucocitario de Crotalus polystictus (Cope1865)”,
otros como Rossini (2010) con “Descripción morfológica de células sanguíneas
para la baba (Caiman crocodilus crocodilus)” en Venezuela, Roberto et al. (2007)
“Blood cell morphology of the Moorish gecko, Tarentola mauritanica” en Italia, y
Carvahlo
et
al.
(2006)
“Morphological,
cytochemical,
and
ultrastructural
observations on the blood cells of the reptile Tupinambis merianae” en Argentina .
La mayoría de los estudios en el País, enfatizan la importancia de perfiles
hematológicos, como los realizados por Padilla (2008)
cocodrilos de pantano (Crocodylus moreletii),
y Mora (2003)
en
pero con muy poca información
relacionada a la identificación de células sanguíneas.
En Latinoamérica destacan los trabajos realizados por Rojas (2005) sobre
“Caracterización morfológica de células sanguíneas de Caimán Frente Lisa
(Paleosuchus trigonatus)”, Troiano et al. (1998; 1997) en Tortuga terrestre
argentina (Chelonoidis chilensis chilensis) Cascabel tropical (Crotalus durissus
terrificus) estableciendo los valores hematológicos de referencia.
Sin embargo, en países como Estados Unidos, Reino Unido y Australia, han
llevado a cabo grandes avances en la toma y manejo de muestra, hemoparásitos,
perfiles hematológicos, identificación de células sanguíneas; los autores más
destacados en la literatura encontrada son Campbell (2010); Campbell and Ellis
(2007a); Strik et al. (2007); Hernandez-Divers (2006); Jacobson (2005), Canfield
(1998) y Frye (1991)
Para el presente estudio, no se encontró reporte describiendo o identificando
las células sanguíneas para la especie Pituophis deppei deppei.
15
III.
JUSTIFICACIÓN
Clínica de reptiles, es sin duda, un área que pocos Médicos Veterinarios llevan a
cabo, dado la complejidad del diagnóstico y características biológicas propias del
gran número de especies pertenecientes a la Clase Reptilia.
Los estudios que se han realizado en el País son pocos, enfocándose a la
determinación de perfiles hematológicos. La identificación de la conformación
celular es de gran utilidad al comparar e interpretar el hemograma desde el punto
vista
patológico,
proporcionando
marcadores
que
favorecen
diagnósticos
específicos para determinar el estado físico. Considerando la importancia de los
componentes celulares de la sangre, el presente trabajo pretende dar a conocer la
morfología normal de células sanguíneas de la especie Pituophis deppei deppei,
por medio de tinción tipo Romanowsky (Wright), elaborando a su vez una técnica
descriptiva en base a la observación y vaciado de datos en formato de registro
“Evaluación Citológica” (Ver Anexo 2) con las características celulares más
relevantes y catálogo de imágenes digitales, con propósito de una futura revisión
para determinar los cambios más representativos por citodiagnóstico, aportando
una herramienta paraclínica que apoye al Médico Veterinario o cualquier
profesional interesado en el área de hematología aplicada a reptiles.
16
IV. OBJETIVOS
4.1. Objetivo General
Obtener información
del estado físico general de la especie Pituophis deppei
deppei mantenida en cautiverio en el herpetario de la Asociación Veterinaria de
Reptiles y Anfibios A. C., en base a identificación celular por medio de citología.
4.2. Objetivos Específicos
A) Identificar células sanguíneas del Cincuate (Pituophis deppei deppei) en
cautiverio, por medio de frotis de sangre.
B) Aportar formato de registro (Ver Anexo 2) con las características celulares
a identificar.
C) Generar catálogo de imágenes digitales, monocromáticas y color, de las
células observadas.
17
V. MATERIALES Y MÉTODOS
5.1. Alojamiento y parámetros ambientales
El encierro de las especies en estudio, es un terrario para exhibición (Figura 3)
con las siguientes medidas: 80x60x60 centímetros, estructurado con
madera
terciada (triplay), base impermeabilizada y división superior protegida por malla
para iluminación, proporcionada con focos de bajo consumo (General Electric®) y
ventilación por ventilador/extractor 50/60 Hz (Steren®)(Figura 4). Tipo de substrato
empleado, turba Sphagnum canadiense (Premier®). Temperatura mantenida en
cautiverio, entre 24-28º Celsius y humedad relativa de 40-60%, éstos parámetros
se registraron con termómetro/higrómetro digital (Steren®).
Figura 4. División superior para
iluminación y ventilación
Figura 3. Terrario de exhibición
18
5.2. Manejo e inmovilización
El método de contención física, refleja el tamaño del ejemplar, mecanismo de
defensa de la especie y experiencia del manejador. Se utilizó una toalla, saco y
gancho herpetológico, para asegurar inicialmente al organismo. Con serpientes no
venenosas, el manejo de inmovilización se lleva acabo sujetando el cuello
inmediatamente caudal a la cabeza (evitando ejercer demasiada presión, debido a
que los ofidios presentan sólo un cóndilo occipital) mientras se sujeta el cuerpo
con la otra mano. En general es requerido un segundo manejador por cada metro
de longitud de la serpiente (Bertelsen, 2007).
En todo manejo, siempre hay que considerar la seguridad del personal y
bienestar animal.
5.3. Obtención de parámetros: morfometría, peso, sexo
Para la obtención de datos morfométricos se empleó un cordel de 130cm y cinta
métrica, el vaciado de datos se llevó a cabo en una hoja de registro ex professo
con
las siguientes medidas corporales: Longitud Total (LT), Longitud Hocico
Cloaca (LHC), Longitud Cloaca Cola (LCC), Longitud Cabeza (LCb), Ancho
Cabeza (ACb), Peso (P) y Sexo (S) (Ver Anexo 1). Para el pesaje se utilizó una
balanza gramera de 3000gr (Cramry®). Además, registro fotográfico, vista dorsal
región cefálica de cada ejemplar (Figura 5 a 8) (Cuadro 1).
El sexado, se realizó empleando un estilete de punta roma y lubricante. La
técnica consiste en insertar gentilmente el estilete en dirección craneocaudal,
paramedial a la cloaca. En hembras, la profundidad aproximada varía de 2 a 6
escamas ventrales, y en machos de 7 a 12 escamas (Raiti, 2002). El sexo se
clasificó en hembras y machos, con la simbología correspondiente (♂, ♀) en base
a la profundidad descrita anteriormente.
19
Cuadro 1. Datos morfométricos de Pituophis deppei deppei
Identificación
PD1-101-2626
PD2-101-2632
PD3-101-2662
PD4-101-2648
LT
(cm)
159
113
101.5
129
LHC
(cm)
142
109
88
114.5
Figura 5. PD1-101-2626 ♂
Figura 7. PD3-101-2662 ♂
LCC
(cm)
17
4
13.5
15
LCb
(cm)
3
2.3
2.1
2.8
Acb
(cm)
2.7
2.2
2
2.5
Peso
(gr)
640
300
240
410
Sexo
♂
♀
♂
♂
Figura 6. PD2-101-2632 ♀
Figura 8. PD4-101-2648 ♂
20
5.4. Toma de muestra
La toma de muestras se llevó a cabo en base a las recomendaciones descritas por
Campbell and Ellis (2007a); Strik et al. (2007), Hernandez-Divers (2006); Jacobson
(2005) y Frye (1991). La sangre se extrajo de la vena caudal (vena coccígea),
localizándose ventral al cuerpo de las vértebras caudales, siendo el sitio común
para recolección de sangre en reptiles, especialmente en lagartos, grandes
serpientes y cocodrilos (Campbell and Ellis 2007a),
La cantidad total de una muestra sanguínea a colectar depende del peso
corporal. El volumen total de sangre varía entre especies, éste puede ser del 5-8%
del peso corporal, tomando en consideración que un reptil clínicamente sano
puede perder hasta un 10% del volumen sanguíneo (Jacobson, 2005) sin
consecuencias detrimentales.
Se utilizaron jeringas estériles de 3 mililitros (ml) y 1ml (dependiendo de la
cantidad a extraer) con aguja calibre 22 o 23. En cuanto a la técnica antiséptica,
el producto empleado, fué
iodopovidona al 10%, debido a la capacidad
microbicida tópica de amplio espectro (Strik et al., 2007).
El sitio de punción debe ser caudal a la cloaca, en un espacio que varia del 2550% LCC,
para evitar lesionar los hemipenes, en caso de machos y/o las
glándulas de almizcle, en ambos sexos (Hernandez-Divers, 2006).
5.5. Manejo de la muestra
Para la realización del frotis sanguíneo, es necesario contar con el siguiente
material: sangre periférica sin coagular, porta objetos de vidrio nuevos, colorante
tipo Romanowsky (Wright), puente de tinción, agua destilada, pipeta pasteur,
aceite de inmersión y microscopio con objetivo de inmersión (x100), éstos últimos
para la evaluación citológica. Inmediatamente después de la toma de muestra, se
procedió a realizar dos o tres frotis (dependiendo de la cantidad muestreada)
siguiendo la técnica recomendad por Campbell and Ellis (2007a), éste método
usualmente provee buena distribución celular y campos adecuados en
21
monocapas, es decir, los eritrocitos están relativamente cerca el uno del otro, sin
aglutinaciones, para una evaluación propiamente dicha.
5.6. Características de tinción
Las tinciones hematológicas son un conjunto de procesos cuya finalidad es la
coloración de las estructuras celulares dependiendo de la polaridad, facilitando el
contraste entre los elementos formes suspendidos en la matriz extracelular
(plasma)
permitiendo
que
las
células
sanguíneas
sean
visualizadas
microscópicamente con mayor facilidad. (Baines and Lewis, 2006). En el presente
trabajo la tinción empleada es de tipo Romanowsky la cual está compuesta de una
mezcla de eosina, azul de metileno y sus productos de oxidación (Azures). Los
colorantes azures tiñen estructuras ácidas, resultando en una coloración azul o
púrpura y la eosina tiñe bases, resultando en una coloración rosácea. Éstas
características de tinción dependen del potencial de hidrógeno (pH) de la tinción
y del agua de enjuague y/o destilada, así como de la naturaleza de las células
presentes (Harvey, 2001).
5.7. Tinción Wright
La tinción de Wright es un tipo de tinción usada en histología para facilitar la
diferenciación de los tipos celulares sanguíneos, consiste en azul de metileno
(C16H18ClN3S, cloruro de tetrametiltionina) colorante básico, y sus productos
derivados por desmetilación oxidativa (azures) compuesto básico que tiene
afinidad por estructuras ácidas de la célula, así como de eosina Y (C20H8Br4O5,
tetrabromofluoresceína) o eosina B (C20H8Br2N2O9, dibromodinitrofluoresceína)
(Bain and Lewis, 2006) La eosina es un compuesto ácido cuya propiedad está
basada en su polaridad negativa, lo que le permite enlazarse con constituyentes
celulares de carga positiva (Samour and Howlett, 2007). La combinación de éstos
compuestos da una coloración púrpura-azulada a los núcleos de los leucocitos y
un color rosa-anaranjado a los eritrocitos
22
PROTOCOLO:
A) Preparar un frotis con sangre fresca, sin anticoagulante y secado al aire.
B) Fijar con metanol durante 1 minuto.
C) Cubrir la película de sangre con colorante tipo Romanowsky, (1.5ml) por 2
minutos, homogenizar cuidadosamente.
D) Añadir agua destilada (1.5ml) al portaobjeto, observándose
color verde
metálico en la superficie del portaobjeto (dos minutos).
E) Lavar con agua destilada dos o tres veces.
E) Examinar el portaobjeto bajo el microscopio.
(Atlas de histología vegetal y animal, 2008)
5.8. Análisis del Frotis Sanguíneo
Los frotis sanguíneos fueron examinados inicialmente con objetivo de baja
potencia (x40), determinando la presencia de eritrocitos aglutinados, agregados
de leucocitos, plaquetas y/o microfilarias. Es importante examinar los bordes del
portaobjetos (Figura 9), dado que en esta área se puede observar leucocitos y
plaquetas. Al examinar el centro de la extensión se aprecia una concentración
elevada de células sanguíneas, imposibilitando la lectura del portaobjetos. El sitio
ideal para su análisis, deberá estar compuesto por: células en monocapas bien
teñidas, es decir, los eritrocitos están relativamente cerca uno del otro, sin
presentar aglutinaciones y por lo general, el área de estudio está situada en los
bordes del portaobjeto (Harvey, 2001). Otras características al momento de
realizar la evaluación de la muestra citológica, incluye: celularidad, distribución
celular, tamaño, forma, citoplasma y núcleo, indicando el patrón de cromatina
nuclear (Campbell and Ellis, 2007a). Para el vaciado de dichas características, se
realizó un formato de registro
“Evaluación Citológica” (Ver Anexo 2) con las
características celulares observadas para su posterior análisis.
Figura 9. Lectura de Frotis.
Tomado de: Atlas of Veterinary Hematology. p 17.
23
VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
6.1. Evaluación Citológica
Para la identificación celular se utilizó un microscopio óptico convencional marca
Nikon® de 2 obturadores con micrómetro integrado en un lente, perteneciente a la
Asociación Veterinaria de Reptiles y Anfibios A. C., el registro fotográfico se realizó
con cámara de 10.1 megapixeles, marca Sony® Cybershot Tx9.
La información recopilada mediante observación del frotis sanguíneo, fué
vaciada en el formato de registro, identificando especies muestreadas en el frotis
como PD1♂, PD2♀, PD3♂ y PD4♂ para su análisis.
El organismo PD3♂, al momento de la toma de muestra, iniciaba el proceso de
ecdysis (muda de piel); el cambio celular observado fué, aumento en el número
de eritrocitos inmaduros,
los cuales son reportados por Campbell and Ellis
(2007a) en reptiles juveniles y proceso de ecdysis.
La técnica, se basa en observaciones preliminares, identificando primero la
célula a estudiar. Para reptiles se reportan los siguientes tipos celulares de la serie
roja: eritrocito, eritrocito inmaduro, eritrocitos policromáticos; para la serie blanca
se reportan: heterófilos, basófilos, eosinófilos, monocitos, linfocito y azurófilo
(Campbell and Ellis, 2007a; Strik et al., 2007; Frye, 1991). Los reticulocitos son
detectados con tinciones vitales, como el Azul de Metileno. Estas células, como el
de las aves, presentan un halo distintivo de reticulum agregado alrededor del
núcleo celular, y corresponden a los eritrocitos policromáticos encontrados con
tinciones tipo Romanowsky
(Campbell and Ellis, 2007a).
La celularidad,
se
clasificó en: Escasa, Moderada y Marcada, identificada con objetivo de bajo
aumento (x40),
la distribución celular se clasificó en: Monocapas, Sábanas y
Aglutinadas (Figura 10 a 12).
24
Distribución Celular: Monocapas (Figura 10), Sábanas (Figura 11) y Aglutinadas
(Figura 12), dependiendo del espacio observado entre células.
Figura 10. Distribución celular: Monocapas
Figura 11. Distribución celular: Sábanas
Figura 12. Distribución celular: Aglutinadas
6.1.1. Características celulares en formato de registro
Tamaño: para los eritrocitos nucleados de la mayoría de las especies de reptiles
se reporta entre 14x8µm – 23x14µm (Campbell, 2006).
Campbell and Ellis (2007a) reportan para los leucocitos las siguientes medidas
en micra (µm): heterófilos 10-23µm, eosinófilos 11-17µm, basófilos 8-15µm y
linfocitos 5-10µm. Strik et al. (2007) reporta para los heterófilos 10-23µm,
generalmente variando entre especies e incluso individualmente en la muestra,
eosinófilos 9-20µm, basófilos 7-20µm, linfocitos con un diámetro de 5-10µm
pequeños y 15µm en los grandes y monocitos de 8-25µm (Strik et al., 2007).
25
Forma: dependiendo de la célula, se clasifica en Elíptica, Redondeada o Poligonal
(Campbell, 2007b).
Citoplasma: atendiendo a las características de coloración dada la afinidad de los
componentes celulares, se clasifica en basofílico, para las estructuras alcalinas de
la célula y eosinofílico para aquellas que fijan el colorante de naturaleza ácida
(Baines and Lewis, 2006). Además se especifica, de manera muy general, la
intensidad con la que se fijaron los colorantes en: denso, pálido u homogéneo,
proporcionando a la vez un espacio para designar otro tipo de coloración
Gránulos: para realizar la identificación y diferenciación entre las células de la
serie granulocítica y mononuclear, es importante establecer el tipo de gránulos
observables en el citoplasma y la coloración. Para su
descripción se decidió
clasificarlos en Fusiformes, Esféricos, Angular o Pleomórficos (Campbell, 2007b).
Núcleo: para comparar los hallazgos encontrados en el frotis, es necesario incluir
la forma, clasificándolo en redondo, irregular-redondeado u oval y la posición,
centrado o excéntrico (Campbell, 2007b). Este tipo descriptivo permite emplear
más de una característica seleccionada, por ejemplo: núcleo redondo a oval
excéntrico; núcleo irregularmente redondeado central.
Radio (N:C):
facilita la evaluación del tamaño, relacionando la cantidad de
citoplasma y núcleo (Campbell, 2007b). Se clasificó en alto o bajo.
Lobulado: si aplica, es importante para diferenciar entre células pertenecientes a
otras especies y Ordenes de reptiles: Los heterófilos de los saurios presentan uno
o dos lóbulos (Strik et al., 2007).
Patrón de cromatina nuclear: este patrón indica el grado de madurez celular
(Campbell, 2007b).
26
6.2. Eritrocitos maduros, inmaduros y policromáticos
A diferencia de los eritrocitos encontrados en mamíferos, los de reptiles presentan
núcleo. Los eritrocitos encontrados en extensiones de sangre periférica, se
agrupan en eritrocitos maduros, inmaduros y policromáticos (Strik et al., 2007).
Los eritrocitos maduros son típicamente más grandes que los de aves, peces y
mamíferos, pero más pequeños que los de anfibios (Campbell, 2006)
Los eritrocitos maduros identificados en este estudio (Figura 13), presentan las
siguientes características celulares; tamaño de 12.5µm a 19.5µm de forma elíptica
con citoplasma de color rosa-anaranjado (eosinofílico), núcleo redondeado
(ligeramente elongado) centrado con márgenes irregulares, bajo radio (N:C) y un
patrón de cromatina uniforme granular denso. Los eritrocitos maduros de Pituophis
deppei deppei son morfológicamente similares a los reportados para otros reptiles
(Canfield, 1998).
Otro tipo de eritrocito encontrado, es el denominado eritrocito inmaduro,
observándose en el frotis del organismo identificado como PD3♂ en proceso de
ecdysis, con la siguiente descripción: tamaño de 11.5µm, forma redondeada
ligeramente irregular con citoplasma de color púrpura-azulado (basofílico), núcleo
redondo ligeramente irregular, centrado, alto radio (N:C) y patrón de cromatina
granular fina con distribución irregular, indicando inmadurez celular, de acuerdo
con las características mencionadas por Campbell and Ellis (2007a), se concluye
que es un rubricito basofílico (Figura 14).
El último tipo de eritrocito identificado en el frotis del organismo PD3♂, es el
perteneciente a los policromáticos (Figura 15) con un tamaño de 10µm, forma
similar a los eritrocitos pero ligeramente mas redondeada, citoplasma basofílico
pálido, núcleo oval centrado, alto radio (N:C) y patrón de cromatina granular densa
con distribución irregular (Mendoza et al., 2011).
Se considera normal una ligera anisocitosis (Figura 16) y poikilositosis en las
tinciones de la serie roja de reptiles, esto puede estar asociado con tasa
metabólica lenta y el tiempo de vida esperado (600 a 800 días en algunas
especies) en eritrocitos de reptiles sanos (Frye, 1991).
27
6.3. Leucocitos
La clasificación de los leucocitos de reptiles puede ser problemática debido, en
parte, a la presencia de variaciones morfológicas dentro de Ordenes y especies.
Algunos autores clasifican a los granulocitos en tres tipos celulares – eosinófilos,
azurófilos y neutrófilos – y otras fuentes únicamente diferencian dos – eosinófilos y
heterófilos, o eosinófilos y neutrófilos (Strik et al., 2004; Frye, 1991; Canfield,
1998). En general, y para el presente estudio, se dividen en dos grupos:
granulocitos y mononucleares.
6.4. Granulocitos
La serie granulocitos, puede ser dividida en acidófilos y basófilos, en base a la
apariencia en tinciones
con colorantes tipo Romanowsky. Los acidófilos
comprenden los heterófilos y eosinófilos. Los heterófilos y los eosinófilos pueden
ser distinguidos, el uno del otro por la apariencia y color de sus gránulos
(Campbell and Ellis, 2007a). Los basófilos, linfocitos y monocitos se asemejan a
los encontrados en aves y mamíferos y se clasifican acorde a ellos.
6.4.1. Heterófilos
Los heterófilos reportados en la literatura, los describen generalmente como
células grandes de 10-23µm, redondas con citoplasma claro-transparente que
contiene numerosos gránulos rojo-rosados en forma de coma o esféricos, que
parcialmente obscurecen el núcleo, la forma del mismo, depende de la especie en
estudio y puede variar de redondo a oval, excéntrico (ofidio, chelonios y
crocodílidos) con dos o mas lóbulos (saurios), generalmente varia entre especies
e incluso en frotis individuales (Mendoza et al., 2011; Rossini y García, 2010;
Strik et al., 2007; Roberto et al., 2007; Campbell, 2006; Carvalho et al., 2006)
El heterófilo encontrado en laminilla del organismo PD3♂ (Figura 17), presenta
un tamaño de 19µm, forma redondeada con citoplasma ligeramente basofílico
pálido, con gránulos pleomórficos, basófilos y ligeramente eosinofílicos, núcleo
redondo a oval excéntrico, bajo radio (N:C) y patrón de cromatina granular densa
con distribución irregular. En laminilla de PD1♂ (Figura 18), el heterófilo tiene un
28
tamaño de
12µm, forma redondeada con citoplasma basofílico pálido, con
gránulos esféricos ligeramente visibles, núcleo oval excéntrico, bajo radio (N:C) y
patrón de cromatina granular densa. Probablemente debido a un menor tiempo de
exposición a la tinción.
6.4.2 . Eosinófilos
Campbell and Ellis (2007a) describen al eosinófilo como una célula grande de
11µm a 17µm, redonda con citoplasma ligeramente azul y núcleo redondo a oval
(lobulado en algunas especies de saurios), excéntrico y con un gran número de
gránulos eosinofílicos circulares. El tamaño varía entre especies, por ejemplo los
ofidios presentan los más grandes y los saurios los más pequeños. Strik et al.
(2007) considera un tamaño de 9µm a 20µm, casi del mismo tamaño que los
heterófilos, citoplasma claro con gránulos eosinofílicos, esféricos y núcleo redondo
elongado, lenticular o bilobulado que puede ser excéntrico o centrado. Mendoza et
al. (2011) en Crotalus polystictus, los describe como células esféricas que poseen
gránulos citoplasmáticos y núcleo esférico, con medidas de 10.2µmx8.24µm.
El eosinófilo se describe del organismo PD1♂ (Figura 19a) y PD3♂ (Figura 19b)
con un tamaño de
15µm a 18µm de forma redondeada, citoplasma eosinofílico
denso con gránulos esféricos de color rojos-rosáceos, núcleo excéntrico redondo
con márgenes irregulares, bajo radio (N:C) y patrón de cromatina granular densa
con distribución irregular. Al momento de realizar la primera evaluación de este
tipo celular, se clasificó, como heterófilo, por presentar la característica de núcleo
excéntrico, al observar detenidamente la coloración del citoplasma y compararla,
se decidió clasificarlo como eosinófilo; Strik et al. (2007) sugiere que representa un
granulocito coincidente con un segundo tipo de heterófilo.
29
6.4.3. Basófilos
Generalmente, los describen como células pequeñas de 7µm a 20µm, con
gránulos pequeños, metacromáticos que obscurecen el núcleo, localizado
centralmente (Strik et al., 2007); Campbell and Ellis (2007a), los describen de un
tamaño de 8µm a 15µm, redondos (típicamente mas pequeños que los heterófilos
y eosinófilos en el frotis) con número variable de gránulos esféricos basofílicos,
obscureciendo el núcleo. Mendoza et al. (2011) los considera células esféricas con
gránulos color violeta que cubren el citoplasma, distinguiéndose el núcleo por su
gran tamaño.
Se describe un basófilo en laminilla PD2♂ (Figura 20) con tamaño de
9µmx11µm,
forma redondeada-esférica con márgenes irregulares, citoplasma
basofílico denso, gránulos no visibles o muy condensados, núcleo oval excéntrico
con márgenes irregulares, bajo radio (N:C) y patrón de cromatina nuclear densa
con distribución irregular.
6.5. Mononucleares
Debido a que este tipo de células son congruentes con los observados en
mamíferos y aves, las consideraciones para clasificación permanecen a las
descritas en animales domésticos.
6.5.1. Linfocitos
Al igual que en los mamíferos, los linfocitos son variables en tamaño y forma, se
reportan con tamaño de 5µm a 10µm y hasta 15µm. El aspecto más importante
en el diferencial leucocitario en reptiles, es diferenciarlos de los trombocitos (Strik
et al., 2007). Los linfocitos presentan una núcleo de forma redonda, central o
ligeramente excéntrico, la cromatina nuclear está densamente condensada en los
maduros y típicamente exhiben un alto radio (N:C). El citoplasma de linfocitos
normales es homogéneo, generalmente carece de vacuolas y gránulos,
moderadamente basofílico (azul-pálido). Los linfocitos inmaduros son de mayor
tamaño, con mayor cantidad de citoplasma basofílico de moderado a intenso y en
30
algunos, cromatina con gránulos azurofílicos (Strik et al., 2007; Campbell and Ellis,
2007a).
Estos tipos celulares, se describen en laminilla PD1♂, PD2♀ y PD3♂ (Figura
21, 22 y 23) con una forma redonda irregular, citoplasma basofílico-denso, alto
radio (N:C) y cromatina uniforme granular densa. En PD1 y PD2, se observan
linfocitos de tamaño 5µm a 8µm, uno presenta abundante citoplasma, en PD3 el
núcleo excéntrico con gran cantidad de citoplasma basofílico, indica un linfocito de
talla grande.
6.5.2. Monocitos
Los monocitos, son descritos como células de mayor tamaño en sangre de
reptiles, con tamaño de 8µm a 25µm, variando en forma de ameboide a redonda y
núcleo redondo a oval;
puede presentar lobulado (forma de frijol), cromatina
menos condensada comparada con linfocitos. Abundante citoplasma ligeramente
pálido a moderado-basofílico, dependiendo del estado reactivo. Puede estar
presente material fagocitado, vacuolas o gránulos eosinófilos o azurófilos. Los
monocitos de reptiles, suelen ser referidos como monocito, azurófilo monocitoide,
monocito azurofílico o azurófilo (Campbell and Ellis, 2007a; Strik et al., 2007; Frye,
1991)
El tipo de monocito (Figura 24) observado en PD1♂, presenta forma ameboide,
citoplasma basofílico-pálido, con gránulos pleomórfos ligeramente observables de
color eosinófilo, núcleo redondo a oval con márgenes irregulares, ligeramente
centrado, alto radio (N:C) y patrón de cromatina granular densa con distribución
irregular. Se identifica otro tipo celular, compatible con las características del
denominado azurófilo monocitoide (Figura 25) presentando una forma redondeada
con citoplasma ligeramente basófilo y gránulos dispersos de color eosinófilo,
núcleo lobulado (forma de frijol) excéntrico, alto radio (N:C) y patrón de cromatina
granular denso con distribución irregular.
31
6.6. Trombocitos
Se describen de tamaño pequeño (generalmente más pequeños que los
eritrocitos), elípticos a fusiformes con núcleo oval central y cromatina densa, poco
citoplasma, sin color ó ligeramente azul-pálido y pueden contener gránulos
azurófilos. Cuando se activan, se observan agregados con citoplasma decrecido,
casi inexistente, algunos con márgenes irregulares (Strik et al., 2007). En PD2♀
(Figura 26) se observan trombocitos agregados, con menor cantidad de
citoplasma y cromatina densa y un eritrocito inmaduro, probablemente un rubricito.
El trombocito observado en laminilla PD2♀ (Figura 27) presenta forma elíptica,
con citoplasma
azul-pálido y márgenes regulares delimitados, núcleo oval
centrado en forma de riñón, alto radio (N:C) y cromatina uniforme granular densa.
32
MONOCROMÁTICAS
Figura 13. Eritrocitos maduros
Figura 15. Eritrocito policromático
Figura 14. Eritrocito inmaduro
(Rubricito basofílico) y trombocitos
Figura 16. Ligera anisocitosis y
poikilositosis (cabeza de flecha)
Figura 17. Heterófilo (PD3♂)
Figura 18. Heterófilo (PD1♂)
Figura 19a. Eosinófilo (PD1♂)
Figura 19b. Eosinófilo (PD3♂)
33
Figura 20. Basófilo (PD2♂)
Figura 22. Linfocito (PD2♀)
Figura 21. Linfocito (PD1♂)
Figura 23. Linfocito (PD3♂)
Figura 24. Monocito (PD1♂)
Figura 25. Azurófilo monocitoide (PD1♂)
Figura 26. Trombocitos (PD2♀) y
eritrocito inmaduro (rubricito)
Figura 27. Trombocito (PD2♀)
34
COLOR
Figura 28. Eritrocitos maduros
Figura 29. Eritrocito inmaduro
(Rubricito basofílico) y trombocitos
Figura 30. Eritrocito policromático
Figura 31. Ligera anisocitosis y
poikilositosis (cabeza de flecha)
Figura 32. Heterófilo (PD3♂)
Figura 33. Heterófilo (PD1♂)
Figura 34a. Eosinófilo (PD1♂)
Figura 34b. Eosinófilo (PD3♂)
35
Figura 35. Basófilo (PD2♂)
Figura 37. Linfocito (PD2♀)
Figura 36. Linfocito (PD1♂)
Figura 38. Linfocito (PD3♂)
Figura 36. Monocito (PD1♂)
Figura 37. Azurófilo monocitoide (PD1♂)
Figura 39. Trombocitos (PD2♀) y
eritrocito inmaduro (rubricito)
Figura 40. Trombocito (PD2♀)
36
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Troiano, J. C., J. C. Vidal, J. Gould et al. 1997. Hematological reference
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Launrenti, 1768) in captivity. Comp Hemat Inter 1:109-112.
Troiano, J. C., M. C. Silva. 1998. Valores hematológicos de referencia en
tortuga terrestre argentina (Chelonoidis chilensis chilensis). Analecta Veterinaria
18,1/2:47-51.
40
ANEXOS
Anexo 1
Medidas morfométricas de Pituophis deppei deppei consideradas en este estudio.
IDENTIFICACIÓN
LT
(cm)
LHC
(cm)
LCC
(cm)
LCb
(cm)
ACb
(cm)
Peso
(gr)
PD1-101-2626
159
142
17
3
2.7
640
♂
♀
PD2-101-2632
113
109
4
2.3
2.2
300
♂
♀
PD3-101-2662
101.5
88
13.5
2.1
2
240
♂
♀
PD4-101-2648
129.5
114.5
15
2.8
2.5
410
♂
♀
Sexo
MEDIDAS:
LT: Longitud Total; medida en centímetros, desde la escama rostral hasta la
punta de la cola.
LHC: Longitud Hocico Cloaca; medida en centímetros, desde la escama rostral
hasta el inicio de la escama cloacal.
LCC: Longitud Cloaca Cola; medida en centímetros, desde la escama cloacal
hasta la punta de la cola.
LCb: Longitud Cabeza; medida en centímetros, desde la escama rostral hasta la
cresta occipital.
ACb: Ancho Cabeza; medida en centímetros, desde la escama supralabial de
maxilar izquierdo a derecho en línea perpendicular a la cresta occipital.
Peso: medida en gramos.
41
Anexo 2
Formato:
“Evaluación Citológica”
ESPECIE: ________________________________________________________
SEXO: ♀ ( ) ♂ ( ) PESO: __________ Kg Longitud Total: ___________ cm
Identificación: ____________________ Tinción: _________________________
TIPO DE CÉLULA:
Eritrocito maduro ( ) Eritrocito inmaduro ( ) Eritrocito Policromático ( )
Heterófilo ( ) Basófilo ( ) Eosinófilo
()
Monocito ( ) Linfocito ( )
CELULARIDAD
ESCASA ( )
MODERADA ( )
MARCADA ( )
DISTRIBUCIÓN CELULAR:
MONOCAPAS ( ) SABANAS ( )
AGLUTINADAS ( )
TAMAÑO:
CARACTERÍSTICAS CELULARES
de _________ µ a _________ µ
FORMA:
Elíptica ( ) Redondeada ( ) Poligonal ( )
CITOPLASMA:
Basofílico “púrpura-azulado”
Eosinofílico “rosa-anaranjado”
( )
( )
GRÁNULOS:
Fusiformes ( ) Esféricos
Angular
( ) Pleomérficos
No aplica
()
()
()
Denso
Pálido
( ) Homogéneo
( )
( )
COLOR GRÁNULOS:
Púrpura-Azulado ( ) Rojo-Rosáceos ( )
Otro color_______________________
NÚCLEO:
Redondo ( ) Irregular-Redondeado ( ) Oval ( )
Púrpura-azulado ( ) Rosa-anaranjado
()
RADIO (N:C):
N:C ( )
N:C ( )
POSICIÓN:
Centrado ( ) Excéntrico ( )
LOBULADO: No aplica ( ) Bilobulado ( ) Multilobulado ( )
PATRON DE CROMATINA NUCLEAR
Cromatina Uniforme Granular Fino
Cromatina Granular Fina con Distribución Irregular
Cromatina Uniforme Granular Densa
Cromatina Granular Densa con Distribución Irregular
(
(
(
(
)
)
)
)
42