Plantilla para la elaboración de procedimientos del SGC

GUÍA 19: GUIA ESPECÍFICA PARA LA INSPECCIÓN Y
CERTIFICACIÓN DE CRUSTÁCEOS DE IMPORTACIÓN
Versión
00
Elaboró
Modificación
00
Revisó
Fecha
18/02/2013
Autorizó
Lic. Enrique Rebollar Rivera
Dirección de Programas de
Inspección Fitozoosanitaria
Ing. Pedro Macias Canales
Director de Programas
de Inspección
Fitozoosanitaria
Ing. Arturo Calderón Ruanova
Director General de
Inspección Fitozoosanitaria
CONTENIDO
CRITERIOS GENERALES DE APLICACIÓN .................................................................... 2
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
Pág. 1
CRITERIOS ESPECÍFICOS DE OPERACIÓN ................................................................... 3
CRITERIOS ESPECÍFICOS DE LOS HORARIOS Y PAGOS DEL SERVICIO OFICIAL ... 3
ETAPA I. INICIO DE TRÁMITE........................................................................................... 4
ETAPA II. REVISION DOCUMENTAL ................................................................................ 4
ETAPA III. INSPECCIÓN FÍSICA ....................................................................................... 5
ETAPA IV. CERTIFICACIÓN .............................................................................................. 6
ANEXO 78: TAMAÑO DE MUESTRA CON FINES DE CERTIFICACION Y
DIAGNOSTICO DE LOS PATOGENOS CAUSALES DE ENFERMEDADES VIRALES EN
CRUSTACEOS ACUATICOS ............................................................................................. 7
ANEXO 79: MEDIDAS Y ACCIONES PROFILÁCTICAS ................................................... 7
ANEXO 80: ENFERMEDADES QUE SON CAUSA DE RECHAZO DE CRUSTACEOS ... 9
ANEXO 81: FICHAS TECNICAS DE ENFERMEDADES DE LOS CRUSTACEOS ......... 16
CRITERIOS GENERALES DE APLICACIÓN
1. Esta Guía es complementaria de la Guía General para la inspección de mercancías
reguladas por la SAGARPA, con fines de importación comercial.
2. El propósito de esta guía es la verificación de los géneros:
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2.1. Camarones marinos del género penaeus spp. los cuales existen en aguas marinas
tropicales, subtropicales y templadas.
2.2. Camarones marinos de aguas profundas y frías del género Pandalus spp
2.3. Langostinos de agua dulce de los géneros Macrobrachium spp. y sus diferentes
especies;; a las langostas queladas del género Humarus spp. de aguas templadas
– frías.
2.4. Langostas espinosas de los géneros Palinurus spp., Panulirus spp., Jasus spp,
Justitia spp., tanto de aguas tropicales, subtropicales y templadas – frías.
2.5. Cangrejos de agua dulce o Acociles de los géneros Cherax spp Procambarus
spp., Orconectes spp, etc.
2.6. Cigalas de aguas marinas profundas de los géneros Nephrops spp.
2.7. Centollas (cangrejos de aguas marinas frías) del Atlántico Norte del género Maja
spp., de América del Sur (Chile y Argentina) Lithoides spp.; así como los
Cangrejos de Alaska de los litorales del Polo Norte de los géneros Paralithoides
spp y Lithoides spp, sin olvidar a las especies del género Artemia spp de aguas
hipersalinas. Así como las especies que se destinen al Ornato de aguas marinas y
dulceacuícolas, Hallocaridinas spp, Lysmata spp..etc.
3. Entiéndase por usuario: Agente aduanal, apoderado aduanal, tramitador y/o
personal asignado por cualquiera de los antes mencionados, que gestiona y se
encuentra durante alguna de las etapas del proceso de trámite de importación.
4. El trámite para la expedición del Certificado Acuicola de Importación será a través
de la Ventanilla Digital Mexicana; siempre y cuando en el punto de ingreso.
CRITERIOS ESPECÍFICOS DE OPERACIÓN
1. El personal de la OISA al realizar la verificación e inspección de los productos objeto
de esta guía debe vestir prendas como: bata, cofia y guantes de látex u otros que por
inocuidad y manejo debe portar para realizar la inspección, además de utilizar
termómetro para verificar la temperatura de la mercancía (excepto cuando venga
congelado), el usuario que acompañe al personal oficial deberá portar vestimenta
similar con el fin de evitar una posible contaminación del producto.
2. El personal oficial determinará el sitio de toma de la muestra y de enviar al
laboratorio que haya indicado el usuario, siempre y cuando esté autorizado.
3. La muestra testigo se tomará únicamente cuando el interesado la solicite y quedará
bajo custodia de la Secretaría, con costo al interesado.
4. Una vez que el personal oficial de la OISA reciba los resultados del los diagnósticos
solicitados, se deberá enviar copia en PDF de los resultados a los correos de
[email protected],
a
la
Subdirección
correspondiente,
[email protected] y al correo del coordinador estatal de la CPA en el
Estado destino final de la mercancía.
CRITERIOS ESPECÍFICOS DE LOS HORARIOS Y PAGOS DEL
SERVICIO OFICIAL
1. Los horarios del servicio serán los especificados en la Guía General para la
inspección de mercancías reguladas por la SAGARPA, con fines de importación
comercial.
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2. El pago se realizará en formato e5cinco o pedimento.
3. Previa a la solicitud de importación, deberán consultar en línea el MCRSAI,
localizado en el sitio del SENASICA (http://www.senasica.gob.mx), para obtener los
requisitos que deberán presentar en el punto de ingreso a territorio nacional.
ACTIVIDADES A DESARROLLAR
ETAPA I. INICIO DE TRÁMITE
1. Se realizará conforme a la GI-IF-PF-01: Guía General para la inspección y
certificación de mercancías reguladas por la SAGARPA, con fines de importación
comercial o en su caso si ya está operando dentro del Ventanilla Única de Comercio
Exterior Mexicano (Manual de Usuario Solicitud de Requisitos Zoosanitarios) .
ETAPA II. REVISION DOCUMENTAL
1. Se realizará conforme a la GI-IF-PF-01: Guía General para la inspección y
certificación de mercancías reguladas por la SAGARPA, con fines de importación
comercial o en su caso si ya está operando dentro del Ventanilla Única de Comercio
Exterior Mexicano (Manual de Usuario Solicitud de Requisitos Zoosanitarios) .
2. Confirmar en el Modulo de Requisitos de Sanidad Acuícola que la combinación y la
mercancía correspondan.
3. Verificar según corresponda a la mercancía los requisitos sanitarios, asimismo
verificar de acuerdo a la documentación presentada:
3.1. Carta Compromiso con firma autógrafa del Representante legal de la empresa
importadora en original, en la que declara bajo protesta de decir verdad (que
debe declarara bajo protesta de decir la verdad) y se deberá verificar que se
declare como se solicita en los requisitos sanitarios (domicilio del importador,
destino, cantidades, numero de organismos, etc.)
3.2. Copia de identificación oficial del custodio y de los dos testigos que serán los
responsables de Custodiar y Resguardar las mercancías acuícolas en las
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instalaciones informadas para permanecer hasta tener los resultados de los
análisis de laboratorio.
3.3. Guía prepagada de mensajería y copia del pago de análisis de laboratorio
seleccionado por el usuario, con la finalidad de enviar las muestras al
laboratorio correspondiente.
4. Remitirse a la Guía General para la inspección y certificación de mercancías
reguladas por la SAGARPA, con fines de importación comercial, para efectuar las
actividades de cancelación o rechazo, o de aceptación de continuar con el trámite
como resultado de la revisión documental.
ETAPA III. INSPECCIÓN FÍSICA
1. Se realizará conforme a la GI-IF-PF-01: Guía General para la inspección y
certificación de mercancías reguladas por la SAGARPA, con fines de importación
comercial o en su caso si ya está operando dentro del Ventanilla Única de Comercio
Exterior Mexicano (Manual de Usuario Solicitud de Requisitos Zoosanitarios) .
2. Iniciar esta etapa y desarrollar todas las actividades hasta el final,
independientemente de que se detecten incumplimientos en la parte inicial o
intermedia de la etapa, excepto cuando se detecte en la inspección física la presencia
signos de enfermedades reguladas.
3. Considerar antes de realizar la inspección física los siguientes factores:
3.1. Instalaciones adecuadas y previamente autorizadas por la DGIF para la
verificación e inspección.
4. La inspección debe realizarse en presencia del usuario:
4.1. Para la Inspección de crustáceos acuáticos muertos o procesados frescos,
congelados o enhielados:
4.1.1. Que las condiciones de transporte permitan la inspección de la mercancía.
4.1.2. Cotejar y verificar que los documentos y la mercancÍa especificados en el
Certificado Sanitario Internacional coincidan como:
4.1.2.1.
4.1.2.2.
4.1.2.3.
4.1.2.4.
País de origen.
Nombre y dirección de donde proviene el producto.
Nombre, especie y familia del producto.
Cantidad.
1.1.1. Verificar que los crustáceos acuáticos muertos o procesados
frescos, congelados o enhielados: No presenten evidencia de las
enfermedades reguladas (Anexo 80, 81 )
4.2.6. Verificar que los productos lleguen se encuentren en condiciones óptimas
para su internación al país (ver el Anexo 83 Causas de Rechazo Misceláneos)
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2. Realizar la toma de muestra crustáceos acuáticos muertos o procesados
frescos, congelados o enhielados
2.1.Se hará la toma de muestra y se enviará al laboratorio de elección del
importador, mismo que asumirá el costo del envió y diagnóstico de la muestra.
2.2.
Para la identificación de muestra, se deberá colocar etiqueta con los datos
siguientes:
2.2.1. Fecha de muestreo
2.2.2. OISA de entrada
2.2.3. Nombre y firma del inspector
2.2.4.País de origen y de procedencia cuando aplique
2.2.5. Nombre y dirección de donde proviene la mercancía
2.2.6.Número (s) de lote (s)
2.2.7. Patente del agente aduanal, nombre de éste o su representante.
2.2.8.
Número de folio del Registro de Trámite de Inspección.
2.3.
Los resultados de laboratorio deberán ser enviados en PDF escaneados a la
Dirección de Sanidad Acuícola y Pesquera ([email protected]).
2.4.
Elaborar el Acta de Guarda Custodia y Cuarentena de especies acuáticas,
sus productos y subproductos, así como de los productos biológicos, químicos,
farmacéuticos o alimenticios para el uso o consumo de dichas especies y enviar
en formato PDF a los correos: [email protected], a la
Subdirección
correspondiente
([email protected]
y
[email protected]), [email protected] y al correo del
coordinador estatal de la CPA en el Estado destino final de la mercancía (anexo
directorio).
2.5.
Se generan 2 copias originales de AGCC, una para el expediente de
importación y la segunda se entrega al usuario.
3. Aceptar continúe el trámite cuando cumpla con la normativa vigente
aplicable y continuar con lo especificado en la GI-IF-PF-01 en su etapa IV
Certificación.
4. Cancelar el trámite en caso de que no cumpla con la normativa vigente
aplicable y remitirse a la Guía General para la inspección y certificación de
mercancías reguladas por la SAGARPA, con fines de importación comercial, para
efectuar las actividades de cancelación o rechazo, o de aceptación de continuar con el
trámite, como resultado de la inspección.
ETAPA IV. CERTIFICACIÓN
1. Además de lo que se establece en la Guía General para la inspección de mercancías
reguladas por la SAGARPA, con fines de importación comercial.
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2. Al final de la Certificación se debe integrar en el expediente, Acta de Guarda
Custodia Cuarentena, copia de la remisión de las muestras al laboratorio,
comprobante de pago del análisis y en cuanto se obtenga el resultado del laboratorio
en el archivo correspondiente.
ANEXO 78: MANUAL PARA LA TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE
CRUSTÁCEOS, PECES Y MOLUSCOS
ANEXO 79: MEDIDAS Y ACCIONES PROFILÁCTICAS
NORMA Oficial Mexicana NOM-030-PESC-2000
La desinfección de instalaciones, materiales, equipos y vehículos, se llevará a cabo
mediante la aplicación de químicos, utilizando concentraciones y tiempo suficiente
de exposición para destruir los microorganismos nocivos. Antes de proceder con la
desinfección, los utensilios, equipos y estructuras deberán ser limpiados
perfectamente, sin usar detergentes ni jabones.
1. Desinfectante de tuberías e instalaciones y equipos.
Cloro (hipoclorito de sodio). Todas las tuberías y tanques se mantendrán
completamente llenos con una solución de hipoclorito de sodio a razón de 50
mg/litro (= 50 partes por millón) y esperar por lo menos 30 minutos antes de
eliminar la solución desinfectante.
2. Para paredes interiores, contenedores, techo y vehículos.
Preparar una solución de hipoclorito de sodio a razón de 50 mg/l (=50 ppm), misma
que será aplicada por aspersión sobre paredes y techo, asegurándose que estas
superficies permanezcan húmedas con esta solución por un periodo mínimo de 30
minutos.
3. Para ropa y utensilios.
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Preparar suficiente solución que contenga 50 mg/l de hipoclorito de sodio, en la que
deberán quedar perfectamente sumergidos estos artículos, por los 30 minutos que
deben permanecer en ella
4. Para pisos.
Se aplicará también una solución que contenga 50 mg/l de hipoclorito de sodio,
misma que deberá cubrir el piso, cuando menos con un tirante de 5 cm de
profundidad, el cual deberá mantenerse durante 30 minutos.
5. Para aguas residuales provenientes de las instalaciones en que se mantengan
ejemplares de langosta viva importada.
El agua utilizada deberá ser desinfectada antes de su descarga, de acuerdo al
siguiente procedimiento:
En la estructura receptora de la descarga, se efectuará el tratamiento de
desinfección, añadiendo hipoclorito de sodio en cantidad suficiente para obtener
una concentración de 50 mg/l. Esta mezcla deberá tener una permanencia mínima
de 30 minutos.
A continuación el agua clorinada será neutralizada, agregando 2.85 veces la
cantidad de hipoclorito de sodio utilizado, expresada en gramos de tiosulfato de
sodio, permaneciendo en estas condiciones durante 24 horas, a cuyo término, se
procederá a descargar.
Este método de desinfección podrá ser llevado a cabo también con:
Yodo a 200 ppm de yodo libre. Para su neutralización se aplicará una cantidad de
tiosulfato equivalente a 0.78 veces la cantidad de yodo expresada en gramos.
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ANEXO 80: ENFERMEDADES QUE SON CAUSA DE RECHAZO DE
CRUSTACEOS
Síndrome del Virus de la Mancha Blanca
Ocasionada por un virus de doble cadena de ADN, de la familia Nimaviridae.
Principalmente distribuida en Asia (China, Japón, Corea, Taiwán, Vietnam, India) y
Norte América y Sudamérica. No es común observar las manchas blancas y es difícil
detectarlas en el espécimen en etapa temprana de la enfermedad, pero en casos
avanzados es posible verla en la cutícula (cáscara) del crustáceo afectado.
Se puede observar en el camarón de
P. monodon. de la Izquierda y el de la
parte inferior manchas blancas,
signos que aparecen después de
pasar la etapa aguda de la infección.
(Tomado de: Manual para el
Diagnóstico de Enfermedades del
Camarón, United States Department
of
AgriculturePrograma
de
Reconstrucción
Huracán
Mitch.
USDA/CSREES/USAID/UAZ)
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
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Las manchas blancas son depósitos
calcáreos localizados en la porción
interna del exoesqueleto. Caparazón
de Juvenil de P. monodon. (Tomado
de: Manual para el Diagnóstico de
Enfermedades del Camarón, United
States Department of AgriculturePrograma de Reconstrucción Huracán
Mitch. USDA/CSREES/USAID/UAZ)
Caparazón juvenil de P. vannamei. No
es común encontrar los signos
clínicos de la enfermedad en
camarones peneidos americanos,
aunque se pueden llegar a presentar.
De ahí la importancia del diagnóstico
del laboratorio. (Tomado de: Manual
para el Diagnóstico de Enfermedades
del
Camarón,
United
States
Department of Agriculture- Programa
de Reconstrucción Huracán Mitch.
USDA/CSREES/USAID/UAZ)
Síndrome del Virus de la Cabeza Amarilla
Causado por un virus de ARN de cadena sencilla de la familia Coronaviridade.
Ampliamente distribuida a nivel mundial, de gran importancia en sistemas de cultivo de
P. monodon en el sureste de Asia e India. Los especímenes afectados muestran uno o
más de los siguientes síntomas: palidez corporal generalizada en combinación con una
coloración amarillenta del cefalotórax; branquias blanquecinas o de color amarillo
pálido café; hepatopáncreas de color amarillo pálido.
Los especímenes de la izquierda (P.
monodon) presentan una coloración
característica café-amarillenta del
cefalotórax en general. (Tomado de:
Manual para el Diagnóstico de
Enfermedades del Camarón, United
States Department of AgriculturePrograma de Reconstrucción Huracán
Mitch. USDA/CSREES/USAID/UAZ)
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
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Síndrome de Taura
El síndrome de Taura o enfermedad de la cola roja está ampliamente distribuida en
Centro y Sudamérica, sin embargo también se ha encontrado en México, los Estados
Unidos de América y Taiwán. Causado por un virus de la familia Picornaviridae de ARN
de una sola cadena. Normalmente se presenta durante la etapa de crianza. Durante la
fase aguda/peraguda de la enfermedad, los cromatóforos se expandan, dando una
coloración rosada a rojiza generalizada y roja en la cola (urópodos). Asimismo,
muestran una cutícula suave. En la fase crónica/recuperación, los ejemplares muestran
lesiones multifocales melanizadas
Se observa una coloración rojiza en la
cola de ambos ejemplares, aunado al
reblandecimiento de la cutícula.
(Tomado de: Manual para el
Diagnóstico de Enfermedades del
Camarón, United States Department
of
AgriculturePrograma
de
Reconstrucción
Huracán
Mitch.
USDA/CSREES/USAID/UAZ)
Aumento de los urópodos (cola) en
donde se observan irregularidades en
los bordes del epitelio cuticular,
producto de las necrosis causadas
por el virus, con una coloración rojiza.
(Tomado de: Manual para el
Diagnóstico de Enfermedades del
Camarón, United States Department
of
AgriculturePrograma
de
Reconstrucción
Huracán
Mitch.
USDA/CSREES/USAID/UAZ)
Espécimen en fase crónica o de
recuperación. Se observan múltiples
focos de melanización del epitelio
necrosado por TSV. (Tomado de:
Manual para el Diagnóstico de
Enfermedades del Camarón, United
States Department of AgriculturePrograma de Reconstrucción Huracán
Mitch. USDA/CSREES/USAID/UAZ)
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Mionecrosis Infecciosa
Enfermedad causada por un virus de la familia Totiviridae de doble cadena de RNA. Ha
sido reportada en el Sudeste Asiático y Sudamérica. Principalmente ataca musculo
estriado esquelético, pero también cardiaco. En la fase aguda de la enfermedad los
especímenes presentan áreas de tejido necrótico blanco, sean extensas o focales en el
músculo estriado esquelético que es más común ver en los segmentos distales del
segmento abdominal o la cola.
Se observan áreas necróticas de color
blanquecino en la región abdominal
en distintas fases de la enfermedad.
(Tomado de Morales, V. y J. CuéllarAnjel (Eds.) 2008. Guía TécnicaPatología
e
Inmunología
de
Camarones Penaeidos. Programa
CYTED Red II-D Vannamei, Panamá,
Rep. De Panamá, 2008, 270pp.)
En la parte superior se encuentra un
ejemplar sano, y en la parte inferior
uno con Mionecrosis infecciosa,
siendo evidentes las lesiones en
músculo estriado, deformando la
apariencia natural del camarón.
(Tomado de Morales, V. y J. CuéllarAnjel (Eds.) 2008. Guía TécnicaPatología
e
Inmunología
de
Camarones Penaeidos. Programa
CYTED Red II-D Vannamei, Panamá,
Rep. De Panamá, 2008, 270pp.)
Se observa en la parte central de la
imagen opacidad de color blanco
generada por el virus de la
Mionecrosis Infecciosa. (Tomado de
Morales, V. y J. Cuéllar-Anjel (Eds.)
2008. Guía Técnica-Patología e
Inmunología
de
Camarones
Penaeidos. Programa CYTED Red IID Vannamei, Panamá, Rep. De
Panamá, 2008, 270pp.)
Panaeus Vannamei Nodavirus
Enfermedad causada por un virus de la familia Nodaviridae. Causa lesiones necróticas
similares a las generadas por el virus de la necrosis muscular infecciosa. Se encuentra
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distribuido en Centro y Sudamérica. Los camarones infectados muestran zonas
necróticas en músculo esquelético del abdomen.
Camarones
Paneus
vannamei
mostrando puntos focales necróticos
de color blanco indicado por flechas.
(Tomado de Morales, V. y J. CuéllarAnjel (Eds.) 2008. Guía TécnicaPatología
e
Inmunología
de
Camarones Penaeidos. Programa
CYTED Red II-D Vannamei, Panamá,
Rep. De Panamá, 2008, 270pp.)
Enfermedad de la cola Blanca (Macrobrachium ronsenbergii nodavirus)
Virus de la familia Nodaviridae que afecta camarones de agua dulce. Principalmente se
encuentra distribuida en el sudeste asiático e India, causando zonas opacas blancas en
la cola de los especímenes, pudiéndose extender al cefalotórax.
Del lado izquierdo se observa un
ejemplar de M. rosenbergii sano, y del
lado derecho uno con los signos de la
enfermedad. (Tomado de Network
aquaculture Centres for Asia-Pacific
(NACA), Nodavirus: An Emergin
Threat to Freshwater Prawn Farming
Report, 2009)
Plaga del Cangrejo de Río
Causado por Aphanomyces astaci, un protista. Las familias de cangrejo de río que
normalmente presentan la enfermedad son Cambaridae, Astacidae y Parastacidae,
aunque pudiera presentarse en otras especies susceptibles. Esta enfermedad está
ampliamente distribuida en Europa y Norteamérica. Serán susceptible de muestreo
excepto cuando:
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1. Sean productos de cangrejo termo-esterilizado (121°C/3.6 min),
2. Tenga un tratamiento térmico a 100°C o más por 1 min,
3. El producto haya sido pasteurizado (90°C por 10 min o el equivalente que
demuestra la inactivación de A. astaci),
4. El producto ha estado congelado a -20°C o inferior por un periodo igual o mayor
a 72h,
5. El producto es aceite de cangrejo de río,
6. Se trata de harina de cangrejo de río,
7. El producto es quitina extraída por medios químicos.
Los signos clínicos de la enfermedad se presentan en cutícula blanda, y pueden ser
identificados visualmente:
Lesiones causadas por A. astaci en un
cangrejo de río, puntos de color café o
negro pueden presentarse como
signos de la enfermedad (centro de la
imagen), se pueden observar
segmentos en los que no se
encuentran signos de la enfermedad.
(Tomado de
http://www.daff.gov.au/animal-planthealth/pests-diseasesweeds/aquatic_animal_diseases_signif
icant_to_australia_identification_field_
guide/diseases_of_crustaceans/fungal
_diseases_of_crustaceans/crayfish_pl
ague)
Se observa el obscurecimiento de la
cutícula blanda sin calcificar de la pata
causado por A. astaci (Tomado de
http://www.daff.gov.au/animal-planthealth/pests-diseasesweeds/aquatic_animal_diseases_signif
icant_to_australia_identification_field_
guide/diseases_of_crustaceans/fungal
_diseases_of_crustaceans/crayfish_pl
ague)
Cangrejo de río (Tomado de
http://www.castlebar.ie/environment/cr
ayfish_-_protected_species.shtml
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
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Referencias
Manual of Diagnostic Tests for Aquatic Animals 2010, Organización Mundial de Sanidad Animal (OIE),
Paris, Francia. (http://www.oie.int/es/normas-internacionales/manual-acuatico/acceso-en-linea/)
Network aquaculture Centres for Asia-Pacific (NACA), Nodavirus: An Emergin Threat to Freshwater
Prawn Farming Report, 2009 (http://www.thefishsite.com/articles/618/nodavirus-an-emerging-threat-tofreshwater-prawn-farming)
Morales, V. y J. Cuéllar-Anjel (Eds.) 2008. Guía Técnica-Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos.
Programa CYTED Red II-D Vannamei, Panamá, Rep. De Panamá, 2008, 270pp
(http://es.scribd.com/doc/21275653/Guia-Patologia-e-Inmunologia-de-Camarones-Penaeidos)
Manual para el Diagnóstico de Enfermedades del Camarón, United States Department of AgriculturePrograma de Reconstrucción Huracán Mitch. Lightner, D. y Pantoja, C. USDA/CSREES/USAID/UAZ
(http://www.oirsa.org/aplicaciones/subidoarchivos/BibliotecaVirtual/DIAGNOSTICOENFCAMARONUSDA
.pdf)
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
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ANEXO 81: FICHAS TECNICAS
DE ENFERMEDADES DE LOS
CRUSTACEOS
FICHA TÉCNICA
Enfermedad de la Cola Blanca
Macrobrachium rosenbergii nodavirus
(MrNV)
1. ENFERMEDAD
La enfermedad de la cola blanca es causa
por Macrobrachium rosenbergii nodavirus
(MrNV), asociado con un virus extrapequeño causando altas mortalidades en el
langostino de agua dulce Macrobrachium
rosenbergii (OIE 2010).
El primer reporte de la enfermedad de la
cola blanca fue en 1999 en las Antillas
Francesas, posteriormente en China, India,
Tailandia
y recientemente Australia y
Taiwán (Ravi, Nazeer-Basha et al. 2009).
1.1.
entre el 70 el 100% en 4 días post-infección
, aunque no se han observado mortalidades
en adultos o reproductores, que actúan
como portadores (Wang, Chang et al. 2008;
OIE 2010). Los órganos blanco de MrNV
son las branquias, músculo abdominal,
ovarios, pleópodos y el músculo estriado de
la cola (no se ha encontrado evidencia de
su existencia en el hepatopáncreas).
Algunos vectores de la enfermedad suelen
ser Penaeus indicus, P. monodon, P.
japonicus, Artemia spp., y algunos insectos
acuáticos (Belostoma sp., Aesohna sp.,
Cybister sp., and Notonecta sp.)
2.1.
Signos
Se observa letargia, anorexia y palidez de
la cauda en postlarvas y adultos. La palidez
se extiende al cefalotórax, creando
degeneración del telsón y urópodos en
casos severos (OIE 2010).
Ubicación taxonómica
La cepa detectada en Taiwán de MrNV
pertenece a la familia Nodaviridae,
probablemente perteneciente a un nuevo
género
(con
más
afinidad
con
Alphanodavirus que Betanodavirus) (Wang,
Chang et al. 2008)
1.2.
Descripción morfológica
Virión: El agente etiológico es un virus
compuesto de 2 virus: Macrobrachium
rosenbergii nodavirus y un virus extrapequeño (su patogenicidad aún es
desconocida), que en asociación son los
causantes de la enfermedad de la Cola
Blanca (OIE 2010).
2. EPIDEMIOLOGÍA
La mortalidad MrNV es alta en larvas y
post-larvas en langostinos de agua dulce
(M. rosenbergii) alcanzando mortalidades
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Fig.1. Del lado izquierdo se observa un ejemplar de
M. rosenbergii sano, y del lado derecho uno con los
signos de la enfermedad. (Tomado de Network
aquaculture Centres for Asia-Pacific (NACA),
Nodavirus: An Emergin Threat to Freshwater Prawn
Farming Report, 2009)
El virus puede ser desencadenado por
factores externos como cambios en la
salinidad, temperatura o pH (OIE 2010).
2.2.
Mecanismos de dispersión
Se ha demostrado que la transmisión se da
de manera vertical (huevas) o a través de
vías
acuáticas
o
exposición
ante
organismos enfermos (OIE 2010).
Pág. 16
3. HOSPEDANTES
5. IMPORTANCIA DE LA PLAGA
El hospedador blanco de MrNV es el
langostino
de
río
Macrobrachium
rosenbergii.
3.1.
Distribución de hospedantes en
México.
Posicionado en el lugar 38 de la producción
pesquera, y en el 20 por su valor, el
langostino ha tenido una TMCA negativa de
-1.25
en
los
últimos
10
años
(probablemente debido a la falta de
infraestructura en los centros acuícolas y
laboratorios y a que los productores han
optado por otro tipo de especies más
rentables),
llegando a su máxima
producción en los últimos en 2004 con
4,033
toneladas
de
peso
vivo.
(CONAPESCA 2010)
La producción de langostino se encuentra
distribuida en 20 estados de la república
mexicana (además de la población natural
en ríos). Sin embargo, los estados con
mayor producción de M. rosenbergii son:
Veracruz, Tabasco, Guerrero y Campeche,
que acumulan el 87% de la producción
nacional. (CONAPESCA 2010)
5.1.
Estatus cuarentenario de la plaga
en México.
Se considera una enfermedad exótica en el
país.
5.2.
Importancia
plaga
económica
de
la
En países afectados ha causado grandes
pérdidas económicas, sin embargo no se
han encontrado publicaciones haciendo
estimaciones económicas cuantitativas.
Fig. 3. Estados productores de Langostino
Fuente: Anuario estadístico de Acuacultura
y Pesca 2012, CONAPESCA
4. DISTRIBUCIÓN MUNDIAL
Macrobrachium rosenbergii es nativo en
países
asiáticos
como
Vietnam,
Kampuchea,
Malaysia,
Myanmar,
Bangladesh, India, Sri Lanka y Filipinas; y
es producido en Israel, Japón, Taiwán, y
algunso países de África, Latiniamérica y el
Caribe (Sahul Hameed 2009). MrNV ha sido
reportado en las Antillas Francesas, China,
India, Tailandia y recientemente Australia y
Taiwán China, Taipéi, India, Indonesia,
Malaysia, Filipinas, Sri Lanka, Tailandia y
Vietnam (OIE 2010).
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
6. ESTRATEGIAS
DE
EPIDEMIOLÓGICA
VIGILANCIA
De acuerdo a lista de enfermedades
listadas en la OIE, el virus del síndrome de
la mancha blanca se vigila en los estados
productores a través de los comités de
Sanidad Acuícola (como organismos
auxiliares), tomando muestras en las
instalaciones para diagnóstico presuntivo
en laboratorios aprobados por SENASICA.
El resultado es enviado al Sistema de
Vigilancia Epidemiológica (SIVE) operado
por la Subdirección de Análisis y Vigilancia
Epidemiológica del SENASICA.
6.1.
Alerta Acuícola y Pesquera
Para reportar cualquier brote o nuevos
focos de manera oportuna, dirigirse a la
Dirección General de Sanidad Acuícola y
Pesquera mediante el correo:
Pág. 17
[email protected].
Para mayor información comunicarse al
teléfono: (55) 59 05 10 00 extensiones. 51
046 y 51 173
7. ESTRATEGIAS DE CONTROL
Se realiza la toma de muestra para la
importación de productos acuícolas, sus
productos y subproductos para su análisis
en
laboratorios
aprobados
por
el
SENASICA en Puertos, Aeropuertos y
Fronteras en donde entran los productos
acuícolas susceptibles de infección por
WSSV. Una vez que se tengan los
resultados negativos, se libera la custodia
de guardia-cuarentena del producto. En
caso de que los resultados sean positivos,
se procede al rechazo (se regresa al país
de origen), destrucción o acondicionamiento
(el agente etiológico es inactivado a 50°C
por 120 min o 60°C por más de 1 minuto
(OIE 2010).
8.
Research." The Israeli Journal of
Aquaculture 61(3): 240-247.
Wang, C. S., J. S. Chang, et al. (2008).
"Macrobrachium
rosenbergii
nodavirus infection in M. rosenbergii
(de Man) with white tail disease
cultured in Taiwan." Journal of fish
Diseases 31: 415-422.
LITERATURA CITADA
CONAPESCA (2010). Anuario Estadístico
de Acuacultura y Pesca 2010. C. N. d.
A. y. Pesca. Mazatlán, Sinaloa.
OIE (2010). Manual of Diagnostic Tests
for Aquatic Animals 2011. Paris,
France, World Organization for Animal
Health.
Ravi, M., A. Nazeer-Basha, et al. (2009).
"Studies on the occurrence of white
tail disease (WTD) caused by MrNV
and XSV in
hatchery-reared post-larvae of Penaeus
indicus
and
P.
monodon."
Aquaculture 292: 117-120.
Sahul Hameed, A. S. (2009). "Viral
Infections of Macrobrachium spp.:
Global
Status
of
Outbreaks,
Diagnosis,
Surveillance,
and
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
Pág. 18
FICHA TÉCNICA
Mionecrosis Infecciosa
Infectious Mionecrosis Virus
(IMNV)
1. ENFERMEDAD
La enfermedad de la mionecrosis infecciosa
es una enfermedad viral de reciente
aparición, detectada por primera vez en
Pernambuco, estado de Piaui, al noreste de
Brasil, en Septiembre de 2002. El virus se
expandió rápidamente en otras zonas del
noreste de Brasil, y fue detectado en
Indonesia (Java) en mayo de 2006,
Sumatra (2007), y posteriormente Tailandia
y la Provincia de Hainan en China,
atacando granjas de P. vannamei
principalmente (Walker and Mohan 2009).
1.1.
2.1.
Signos
Solo cuando los individuos se encuentra en
la fase aguda de la enfermedad, los signos
son visibles y pueden ser diagnosticados a
simple vista:
los
cambios en el
comportamiento (letargia), áreas necróticas
blancas (extendidas o focalizadas) en el
segmento abdominal y la cola que incluso
pueden tener una apariencia rojiza, muerte
repentina (OIE 2010).
Ubicación taxonómica
Estudios sobre la cepa detectada en
Pernambuco, Brasil, revelan que se trata de
un virus de la familia Totiviridae, cercano al
virus Giardia lamblia (OIE 2010).
1.2.
convertir en portadores, convirtiéndose así
en fuente de infección y probablemente en
transmisores del virus a su progenie
Descripción morfológica
Virión: Se trata de un virus en forma
icosaédrica (40nm) de doble cadena RNA
(Walker and Mohan 2009; OIE 2010).
2. EPIDEMIOLOGÍA
Fig.1. Se observan áreas necróticas de
color blanquecino en la región abdominal y
rojiza en la cauda en distintas fases de la
enfermedad. (Tomado de Morales, V. y J.
Cuéllar-Anjel (Eds.) 2008. Guía TécnicaPatología e Inmunología de Camarones
Penaeidos. Programa CYTED Red II-D
Vannamei, Panamá, Rep. De Panamá,
2008, 270pp.)
El virus puede ser desencadenado por
factores externos como la captura con red,
alimentación,
cambios
bruscos
de
temperatura, , cambios en la salinidad u
otros factores asociados (OIE 2010).
La mortalidad por IMNV está en el rango de
40-70% en cultivos de P. vannamei,
incrementándose la tasa de conversión
alimenticia de 1:1.5 a 1:4.0 o mayor. IMNV
ataca principalmente musculo estriado
esquelético (pero también cardiaco, aunque
con menos frecuencia), tejido conectivo,
hemocitos, y células del órgano linfoide
parenquimal.
Los juveniles y adultos jóvenes de P.
vannamei cultivados en agua salobre o
marina, aparecen más susceptibles antes
este virus. Los sobrevivientes se pueden
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
Fig.2. En la parte superior se encuentra un ejemplar
sano, y en la parte inferior uno con Mionecrosis
infecciosa, siendo evidentes las lesiones en músculo
estriado, deformando la apariencia natural del
camarón. (Tomado de Morales, V. y J. Cuéllar-Anjel
(Eds.) 2008. Guía Técnica-Patología e Inmunología
de Camarones Penaeidos. Programa CYTED Red
II-D Vannamei, Panamá, Rep. De Panamá, 2008,
270pp.)
Pág. 19
2.2.
Mecanismos de dispersión
Se ha demostrado que la transmisión se da
a través del canibalismo entre camarones.
La transmisión del virus a través del agua o
de manera vertical de los padres a la
progenie también puede ocurrir. Otro
mecanismo de dispersión probable debido a
la estructura física del virus, es la
transmisión a través de las heces de
gaviotas que se alimentan de camarones
moribundos por IMNV, y que pueden
mantener latente el virus en el intestino
(OIE 2010).
3. HOSPEDANTES
El hospedador blanco del IMNV es P.
vannamei,
pero se han reportado
infecciones experimentales en P.stylirostris
y P. monodon.
3.1.
Distribución de hospedantes en
México.
Los estados que cuentan con litoral en la
república mexicana se han ocupado de la
producción en de camarón en granjas,
siendo los mayores productores Sinaloa,
Sonora,
Tamaulipas
y
Nayarit.(CONAPESCA 2010).
4. DISTRIBUCIÓN MUNDIAL
El virus de la cabeza amarilla ha sido
reportado en China, Taipéi, India,
Indonesia, Malaysia, Filipinas, Sri Lanka,
Tailandia y Vietnam (OIE 2010). En 1995 un
brote
fue
detectado
en
Texas,
EE.UU.(McClennen 2004).
5. IMPORTANCIA DE LA PLAGA
La industria camaronera de México
representa el segundo lugar en volumen
(149,677 Ton.) de la producción pesquera,
y el primero en cuanto a
su valor
(6,744.121 millones de pesos). En los
últimos 10 años ha crecido a un ritmo del
4.7% (TMCA positiva). Al mismo tiempo es
el principal producto de exportación de
productos pesqueros, teniendo como
principal destino EE.UU., Japón y España.
En 2010, Sinaloa, Sonora, Tamaulipas y
Nayarit fueron los principales productores
de camarón a nivel nacional, acumulando
más del 85%. Otros estados productores
son: Campeche, B.C., B.C.S., Veracruz,
Oaxaca, Chiapas, Colima, Guerrero,
Jalisco, Michoacán, Quintana Roo, Tabasco
y Yucatán (CONAPESCA 2010).
5.1.
Estatus cuarentenario de la plaga
en México.
México fue declarado libre de la
enfermedad de Mionecrosis Infecciosa en el
camarón de cultivo el 3 de Agosto de 2012
(SAGARPA 2012).
5.2.
Importancia
plaga
económica
de
la
En Brasil, los costos aproximados por las
pérdidas generadas por IMNV ascendieron
a ~20 millones de dólares en 2004, con un
acumulado al 2008 de ~200 millones de
dólares (Pantoja, Lightnet et al. 2008).
Fig. 3. Estados productores de camarón
Fuente: Anuario estadístico de Acuacultura
y Pesca 2012, CONAPESCA
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
6. ESTRATEGIAS
DE
EPIDEMIOLÓGICA
VIGILANCIA
Pág. 20
De acuerdo a lista de enfermedades
listadas en la OIE, el virus del síndrome de
la mancha blanca se vigila en los estados
productores a través de los comités de
Sanidad Acuícola (como organismos
auxiliares), tomando muestras en las
instalaciones para diagnóstico presuntivo
en laboratorios aprobados por SENASICA.
El resultado es enviado al Sistema de
Vigilancia Epidemiológica (SIVE) operado
por la Subdirección de Análisis y Vigilancia
Epidemiológica del SENASICA.
6.1.
Alerta Acuícola y Pesquera
Para reportar cualquier brote o nuevos
focos de manera oportuna, dirigirse a la
Dirección General de Sanidad Acuícola y
Pesquera mediante el correo:
[email protected]
Para mayor información comunicarse al
teléfono: (55) 59 05 10 00 extensiones. 51
046 y 51 173
7. ESTRATEGIAS DE CONTROL
Se realiza la toma de muestra para la
importación de productos acuícolas, sus
productos y subproductos para su análisis
en
laboratorios
aprobados
por
el
SENASICA en Puertos, Aeropuertos y
Fronteras en donde entran los productos
acuícolas susceptibles de infección por
WSSV. Una vez que se tengan los
resultados negativos, se libera la custodia
de guardia-cuarentena del producto. En
caso de que los resultados sean positivos,
se procede al rechazo (se regresa al país
de origen), destrucción o acondicionamiento
(el agente etiológico es inactivado a 50°C
por 120 min o 60°C por más de 1 minuto
(OIE 2010).
McClennen, C. (2004). White Spot
Syndrome Virus. The Economic,
Environmental
and
Technical
Implications on the Development of
Latin American Shrimp Farming. The
Fletcher School, Tufts University.
Master of Arts in Law and Diplomacy:
106.
OIE (2010). Manual of Diagnostic Tests
for Aquatic Animals 2011. Paris,
France, World Organization for Animal
Health.
Pantoja, C. R., D. V. Lightnet, et al.
(2008). "Overview of Diseases and
Health Management Issues Related to
Farmed Shrimp."
Retrieved
07/08/2021,
2012,
from
http://www.worldwildlife.org/what/glob
almarkets/aquaculture/WWFBinaryite
m8256.pdf.
SAGARPA (2012). ACUERDO por el que
se declara al territorio de los Estados
Unidos Mexicanos, como zona libre
de la enfermedad de mionecrosis
infecciosa en el camarón de cultivo.
G.
Secretaria
de
Agricultura,
Desarrollo
Rural,
Pesca
y
Alimentación. Ciudad de México,
Diario Oficial de la Federación.
Walker, P. J. and C. V. Mohan (2009).
"Viral disease emergence in shrimp
aquaculture: origins, impact and the
effectiveness of health management
strategies." Reviews in Aquaculture
1(2): 125-154.
8. LITERATURA CITADA
CONAPESCA (2010). Anuario Estadístico
de Acuacultura y Pesca 2010. C. N. d.
A. y. Pesca. Mazatlán, Sinaloa.
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
Pág. 21
FICHA TÉCNICA
Paneaeus vannamei nodavirus
(PvNV)
1. ENFERMEDAD
La enfermedad de PvNV es un virus de
reciente aparición y fue identificado por
primera vez en Belice (2004) en granjas de
Penaeus vannamei, reduciendo en eso año
50% la producción (Tang, Pantoja et al.
2007).
1.1.
Ubicación taxonómica
El análisis filogenético revela que PvNV
pertenece al género Alphanodavirus, de la
familia Nodaviridae que está relacionado
con MrNV (Tang, Pantoja et al. 2011).
1.2.
Descripción morfológica
Virión: El agente etiológico es un virus de
19-27 nm de diámetro, de forma
icosaédrica, compuesto de dos moléculas
de RNA de cadena simple (Pantoja,
Lightnet et al. 2008; Tang, Pantoja et al.
2011).
2. EPIDEMIOLOGÍA
La mortalidad de PvNV se encuentra en el
rango de 50-70%.
Investigaciones demostraron que algunos
vectores que pueden transmitir la
enfermedad son: mosquitos, heces de aves
marinas que se alimentan de camarones
infectados, zooplancton y percebes, que
sugieren el mecanismo probable de
transmisión (Tang, Pantoja et al. 2011).
2.1.
Signos
Los camarones afectados presentan
lesiones opacas/blanquecinas en musculo
estriado de la cola a nivel macroscópico,
tejido conectivo y linfoide, branquias y
hematocitos en el corazón (Tang, Pantoja et
al. 2007; Tang, Pantoja et al. 2011).
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
Fig.1. Camarones Paneus vannamei mostrando
puntos focales necróticos de color blanco indicado
por flechas. (Tomado de Morales, V. y J. CuéllarAnjel (Eds.) 2008. Guía Técnica-Patología e
Inmunología de Camarones Penaeidos. Programa
CYTED Red II-D Vannamei, Panamá, Rep. De
Panamá, 2008, 270pp.)
El virus puede ser desencadenado por
factores externos como cambios en la
salinidad, temperatura o pH (Tang, Pantoja
et al. 2007; OIE 2010).
2.2.
Mecanismos
de
dispersión
Se ha demostrado que la transmisión se da
de manera vertical (huevas) o a través de
vías
acuáticas
o
exposición
ante
organismos enfermos o a través de
vectores (OIE 2010).
3. HOSPEDANTES
El hospedador blanco de PvNV es Penaeus
vannamei, aunque experimentalmente se
han reportado casos en P. monodon
(Pantoja, Lightnet et al. 2008; Tang, Pantoja
et al. 2011).
3.1.
Distribución de hospedantes en
México.
Los estados que cuentan con litoral en la
república mexicana se han ocupado de la
producción en de camarón en granjas,
siendo los mayores productores Sinaloa,
Sonora,
Tamaulipas
y
Nayarit.(CONAPESCA 2010).
Pág. 22
5.2.
Importancia
plaga
económica
de
la
Descenso en la producción del 50% (Tang,
Pantoja et al. 2007). No se ha determinado
el impacto real en granja, pues solo se han
dado episodios aislados causando muertes
súbitas o pérdidas importantes en la
producción (Pantoja, Lightnet et al. 2008).
6. ESTRATEGIAS
DE
EPIDEMIOLÓGICA
Fig. 2. Estados productores de camarón
Fuente: Anuario estadístico de Acuacultura
y Pesca 2012, CONAPESCA
4. DISTRIBUCIÓN MUNDIAL
El virus de PvNV se encuentra distrubuido
en centro y sudamérica (Tang, Pantoja et
al. 2007).
5. IMPORTANCIA DE LA PLAGA
La industria camaronera de México
representa el segundo lugar en volumen
(149,677 Ton.) de la producción pesquera,
y el primero en cuanto a
su valor
(6,744.121 millones de pesos). En los
últimos 10 años ha crecido a un ritmo del
4.7% (TMCA positiva). Al mismo tiempo es
el principal producto de exportación de
productos pesqueros, teniendo como
principal destino EE.UU., Japón y España.
En 2010, Sinaloa, Sonora, Tamaulipas y
Nayarit fueron los principales productores
de camarón a nivel nacional, acumulando
más del 85%. Otros estados productores
son: Campeche, B.C., B.C.S., Veracruz,
Oaxaca, Chiapas, Colima, Guerrero,
Jalisco, Michoacán, Quintana Roo, Tabasco
y Yucatán (CONAPESCA 2010)
5.1.
Estatus cuarentenario de la plaga
en México.
Se considera una enfermedad exótica en el
país.
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
VIGILANCIA
De acuerdo a lista de enfermedades
listadas en la OIE, el virus del síndrome de
la mancha blanca se vigila en los estados
productores a través de los comités de
Sanidad Acuícola (como organismos
auxiliares), tomando muestras en las
instalaciones para diagnóstico presuntivo
en laboratorios aprobados por SENASICA.
El resultado es enviado al Sistema de
Vigilancia Epidemiológica (SIVE) operado
por la Subdirección de Análisis y Vigilancia
Epidemiológica del SENASICA.
6.1.
Alerta Acuícola y Pesquera
Para reportar cualquier brote o nuevos
focos de manera oportuna, dirigirse a la
Dirección General de Sanidad Acuícola y
Pesquera mediante el correo:
[email protected]
Para mayor información comunicarse al
teléfono: (55) 59 05 10 00 extensiones. 51
046 y 51 173
7. ESTRATEGIAS DE CONTROL
Se realiza la toma de muestra para la
importación de productos acuícolas, sus
productos y subproductos para su análisis
en
laboratorios
aprobados
por
el
SENASICA en Puertos, Aeropuertos y
Fronteras en donde entran los productos
acuícolas susceptibles de infección por
WSSV. Una vez que se tengan los
resultados negativos, se libera la custodia
de guardia-cuarentena del producto. En
Pág. 23
caso de que los resultados sean positivos,
se procede al rechazo (se regresa al país
de origen), destrucción o acondicionamiento
(el agente etiológico es inactivado a 50°C
por 120 min o 60°C por más de 1 minuto
(OIE 2010).
8. LITERATURA CITADA
CONAPESCA (2010). Anuario Estadístico
de Acuacultura y Pesca 2010. C. N. d.
A. y. Pesca. Mazatlán, Sinaloa.
OIE (2010). Manual of Diagnostic Tests
for Aquatic Animals 2011. Paris,
France, World Organization for Animal
Health.
Pantoja, C. R., D. V. Lightnet, et al.
(2008). "Overview of Diseases and
Health Management Issues Related to
Farmed Shrimp."
Retrieved
07/08/2021,
2012,
from
http://www.worldwildlife.org/what/glob
almarkets/aquaculture/WWFBinaryite
m8256.pdf.
Tang, K. F., C. Pantoja, et al. (2011).
"Ultrastructural
and
sequence
characterization of Penaeus vannamei
nodavirus (PvNV) from Belize."
Disease of Aquatic Organisms 94:
179-187.
Tang, K. F. J., C. Pantoja, et al. (2007).
"Development of in situ hybridization
and RT-PCR assay for the detection of
a nodavirus (PvNV) that causes
muscle
necrosis
in
Penaeus
vannamei."
Disease
of
Aquatic
Organisms 75: 183-190.
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
Pág. 24
FICHA TÉCNICA
Síndrome del Virus de Taura
Taura Syndrome Virus
(TSV)
1. ENFERMEDAD
El virus del Síndrome de Taura fue descrito
por primera vez en una granja de cultivo de
P. vannamei, cerca de la desembocadura
del río Taura en Ecuador en 1992 (Walker
and Mohan 2009). El virus de Taura se
extendió rápidamente a Perú y el noreste
de Brasil, alcanzando las costas del
Pacífico y el Caribe de Centroamérica,
hasta llegar a la península de Florida y
Texas en EE.UU. en 1996 (Walker and
Mohan 2009).
Debido al incremento en la explotación de
P. vannamei a nivel mundial y al comercio
de
internacional
de
post-larvas
y
reproductores, el virus de Taura se convirtió
en una enfermedad endémica en el Este y
Sudeste asiático para 2004, alcanzando
países como China, Korea, Myanmar,
Tailandia, Vietnam, Taiwán (Walker and
Mohan 2009).
1.1.
Ubicación taxonómica
La especie del virus de Taura no se ha
clasificado
aún.
Sin
embargo,
la
clasificación se mantiene en la familia
Dicistroviridae, del orden Picornaviridae
(Walker and Mohan 2009; Walker and
Winton 2010).
1.2.
Descripción morfológica
Virión: Se trata de un virus pequeño de
RNA de cadena simple positiva, de forma
icosaédrica (31-32 nm de diámetro)
(Bonami, Hasson et al. 1997; Walker and
Winton 2010).
2. EPIDEMIOLOGÍA
TSV normalmente se presenta en
individuos juveniles de P. vannamei en los
primeros 14-40 días de cultivo, sin embargo
también se puede presentar en post-larvas
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
y adultos. Una vez infectados, lo ejemplares
mueren durante la muda (95%), el resto
entra en fase crónica de la enfermedad,
recuperándose
por
completo,
pero
permaneciendo
como
portadores
asintomáticos. Normalmente, los portadores
presentan
áreas
irregulares
de
melanización en el cefalotórax, cauda y
pleópodos,
sin
embargo,
pueden
presentarse sin ninguna alteración y con un
comportamiento normal.
El virus de Taura infecta tejidos de origen
mesodérmico
y
ectodérmico,
particularmente el epitelio, tejido conectivo
subcuticular y músculo estriado, tejido
hematopoyético, órganos linfoides y la
glándula antenal. El virus se replica en el
citoplasma, asociándose a las vesículas
citoplasmáticas y la membrana.
La transmisión de virus puede ser de
manera horizontal por el consumo de
material
contaminado,
exposición
a
individuos infectados o carcasas de
crustáceos infectados. También se ha
detectado el virus en las heces de gaviotas
(Larus atricilla) que se alimentan de
crustáceos alrededor de las granjas durante
los brotes de TSV (Texas, EE.UU.), así
como en el tracto digestivo del “patinador
de agua”. En poblaciones silvestres, esta
enfermedad parece ocurrid de manera subclínica (Trichocorixa reticulata) (Briggs,
Funge-Smith et al. 2005; Walker and Mohan
2009; Walker and Winton 2010).
Se ha demostrado que el virus se mantiene
infectivo aún después de uno o más ciclos
de congelamiento o descongelamiento. Sin
embargo esta ruta está considerada como
de bajo riesgo (Briggs, Funge-Smith et al.
2005)
2.1.
Signos clínicos
Típicamente el virus de Taura se presenta
en animales juveniles (0.05-5 gramos). Los
animales en fase aguda de la enfermedad
presentan una coloración rojiza en la cauda
y pleópodos (por ello se le conoce como
enfermedad de la cola roja), como resultado
Pág. 25
de la expansión de cromatóforos. La
cutícula se adelgaza y el intestino se vacía.
Los individuos mueren normalmente
durante la muda del exoesqueleto. (Lightner
and Pantoja 1998-2001; Walker and Mohan
2009)
Fig. 2. Espécimen en fase crónica o de recuperación.
Se observan múltiples focos de melanización del
epitelio necrosado por TSV. (Tomado de: Manual
para el Diagnóstico de Enfermedades del Camarón,
United States Department of Agriculture- Programa
de
Reconstrucción
Huracán
Mitch.
USDA/CSREES/USAID/UAZ)
Daños
2.2.
Mortalidades acumuladas del 40 al 95%.
(Pinheiro, Lima et al. 2006) Así también ,
las restricciones en el comercio y la lenta
recuperación de las granjas aparacen como
los daños más significativos además de los
económicos.(Briggs, Funge-Smith et al.
2005)
A nivel regional, la transmisión se ha
producido debido a importaciones de
animales vivos o productos congelados
(Briggs, Funge-Smith et al. 2005; Durand,
Tang et al. 2011; Owens 2012). También,
se ha demostrado que el virus se puede
encontrar en el tracto digestivo de
Mecanismos de dispersión
3. HOSPEDANTES
Fig.1. Aumento de los urópodos (cola) en donde se
observan irregularidades en los bordes del epitelio
cuticular, producto de las necrosis causadas por el
virus, con una coloración rojiza, razón por la cual
recibe el nombre común de “Enfermedad de la cola
roja”. (Tomado de: Manual para el Diagnóstico de
Enfermedades
del
Camarón,
United
States
Department
of
AgriculturePrograma
de
Reconstrucción
Huracán
Mitch.
USDA/CSREES/USAID/UAZ)
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
A pesar de que el hospedador blanco del
TSV es P. vannamei, se han detectado
infecciones naturales (signos clínicos y
mortalidad) en P.stylirostris, P. schmitti,
P.setiferus, P. monodon y M. ensis. La
virulencia difiere de acuerdo a la cepa de
TSV, así como la susceptibilidad del
hospedador (P.stylirostris aparece como
una especie resistente a la infección por
TSV) (Briggs, Funge-Smith et al. 2005;
Walker and Winton 2010).
3.1.
Distribución de hospedantes en
México.
Los estados que cuentan con litoral en la
república mexicana se han ocupado de la
producción en de camarón en granjas,
siendo los mayores productores Sinaloa,
Sonora,
Tamaulipas
y
Nayarit.(CONAPESCA 2010).
Pág. 26
Jalisco, Michoacán, Quintana Roo, Tabasco
y Yucatán (CONAPESCA 2010).
5.1.
Estatus cuarentenario de la plaga
en México.
En México apareció por primera vez en
1995, presentándose en los estados de
Sonora, Sinaloa, Chiapas y Guerrero
(Walker and Mohan 2009) .
5.2.
Importancia
plaga
Fig. 3. Estados productores de camarón
Fuente: Anuario estadístico de Acuacultura
y Pesca 2012, CONAPESCA
4. DISTRIBUCIÓN MUNDIAL
El virus de Taura se encuentra ampliamente
distribuido en el continente americano:
Ecuador, Perú, Colombia, Honduras, El
Salvador, Guatemala, Nicaragua, Belice,
Noreste de Brasil y EE.UU. (Texas, Hawaii
y Florida) (Lightner and Pantoja 1998-2001;
Walker and Mohan 2009). También en Asia
se ha constituido en una enfermedad
endémica en varios países: China, Korea,
Tailandia, Myanmar, Indonesia y Vietnam
(Walker and Mohan 2009).
5. IMPORTANCIA DE LA PLAGA
La industria camaronera de México
representa el segundo lugar en volumen
(149,677 Ton.) de la producción pesquera,
y el primero en cuanto a
su valor
(6,744.121 millones de pesos). En los
últimos 10 años ha crecido a un ritmo del
4.7% (TMCA positiva). Al mismo tiempo es
el principal producto de exportación de
productos pesqueros, teniendo como
principal destino EE.UU., Japón y España.
En 2010, Sinaloa, Sonora, Tamaulipas y
Nayarit fueron los principales productores
de camarón a nivel nacional, acumulando
más del 85%. Otros estados productores
son: Campeche, B.C., B.C.S., Veracruz,
Oaxaca, Chiapas, Colima, Guerrero,
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
económica
de
la
En Latinoamérica, el daño estimado de
1993 a 2001 se estima en 1 a 2 billones de
dólares americanos (Walker and Mohan
2009). Se estima que la producción se
redujo en un 30% (70,000 toneladas) un
año después de la aparición de la
enfermedad en Ecuador, con un valor de
400 millones de dólares de manera directa
(Briggs, Funge-Smith et al. 2005).
6. ESTRATEGIAS
DE
EPIDEMIOLÓGICA
VIGILANCIA
De acuerdo a lista de enfermedades
listadas en la OIE, el virus del síndrome de
la mancha blanca se vigila en los estados
productores a través de los comités de
Sanidad Acuícola (como organismos
auxiliares), tomando muestras en las
instalaciones para diagnóstico presuntivo
en laboratorios aprobados por SENASICA.
El resultado es enviado al Sistema de
Vigilancia Epidemiológica (SIVE) operado
por la Subdirección de Análisis y Vigilancia
Epidemiológica del SENASICA.
En los estados con programa de vigilancia
epidemiológica
fitosanitaria
se
han
establecido rutas de trampeo; cada ruta
consta de puntos de trampeo necesarios
para la detección oportuna; cada punto
consta de una trampa o conjunto de
trampas adyacentes, adicionalmente a las
rutas de trampeo se determinan áreas de
exploración en zonas establecidas con
cultivos hospedantes comerciales, las
cuales se inspeccionan con el uso de
sistemas de muestreo.
Pág. 27
6.1.
Alerta Acuícola y Pesquera
Para reportar cualquier brote o nuevos
focos de manera oportuna, dirigirse a la
Dirección General de Sanidad Acuícola y
Pesquera mediante el correo:
[email protected].
Para mayor información comunicarse al
teléfono: (55) 59 05 10 00 extensiones. 51
046 y 51 173
7. ESTRATEGIAS DE CONTROL
Se realiza la toma de muestra para la
importación de productos acuícolas, sus
productos y subproductos para su análisis
en
laboratorios
aprobados
por
el
SENASICA en Puertos, Aeropuertos y
Fronteras en donde entran los productos
acuícolas susceptibles de infección por
WSSV. Una vez que se tengan los
resultados negativos, se libera la custodia
de guardia-cuarentena del producto. En
caso de que los resultados sean positivos,
se procede al rechazo (se regresa al país
de origen), destrucción o acondicionamiento
(el agente etiológico es inactivado a 50°C
por 120 min o 60°C por más de 1 minuto
(OIE 2010).
Virus." Journal of Aquatic Animal
Health 12(2): 128-135.
Lightner, D. V. and C. R. Pantoja (19982001). Manual para el Diagnóstico de
Enfermedades del Camarón.
OIE (2010). Manual of Diagnostic Tests
for Aquatic Animals 2011. Paris,
France, World Organization for Animal
Health.
Owens, L. (2012). Diseases. Aquaculture:
Farming Aquatic Animals and Plants.
J. S. Lucas and P. C. Southgate.
Oxford, UK, Wiley-Blackwell: 199-214.
Pinheiro, A. C. A. S., A. P. S. Lima, et al.
(2006). "Epidemiological status of
Taura syndrome and infectious
myonecrosis viruses in Penaeus
vannamei reared in Pernambuco
(Brazil)." Journal of Aquaculture 10(6):
Abstract.
Walker, P. J. and C. V. Mohan (2009).
"Viral disease emergence in shrimp
aquaculture: origins, impact and the
effectiveness of health management
strategies." Reviews in Aquaculture
1(2): 125-154.
Walker, P. J. and J. R. Winton (2010).
"Emerging viral diseases of fish and
shrimp." Vet Res 41(6): 51.
8. LITERATURA CITADA
Bonami, J. R., K. W. Hasson, et al. (1997).
"Taura syndrome of marine penaeid
shrimp: characterization of the viral
agent." J Gen Virol 78 ( Pt 2): 313-319.
Briggs, M., S. Funge-Smith, et al. (2005).
Introducciones y movientos de dos
especies de camarones peneidos en
Asia y el Pacífico. Roma, FAO
Documento Técnico de Pesca No. 46.
CONAPESCA (2010). Anuario Estadístico
de Acuacultura y Pesca 2010. C. N. d.
A. y. Pesca. Mazatlán, Sinaloa.
Durand, S. V., K. F. J. Tang, et al. (2011).
"Frozen Commodity Shrimp: Potential
Avenue for Introduction of White Spot
Syndrome Virus and Yellow-Head
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
Pág. 28
FICHA TÉCNICA
Síndrome del Virus de la Mancha Blanca
White Spot Syndrome Virus
(WSSV)
1. ENFERMEDAD
El síndrome del virus de la mancha blanca
es el patógeno que causa mayores
pérdidas en el camarón de cultivo. Este
virus fue reportado por primera vez en Junio
de 1992, en la provincia de Fujian, China.
Para Marzo de 1993, se tenían reporte de
casos en granjas de Japón que importaron
P. japonicus de China. El primer reporte en
América sucedió en Texas, EE.UU. en
noviembre de 1995; las autoridades
consideraron importaciones de camarón
congelado de Asia como la fuente de
contaminación. Se ha reportado en
Nicaragua, Honduras y Guatemala (Enero,
1999); ese mismo año, alcanzo a Panamá
(Marzo), Ecuador (Mayo), y Perú (Octubre)
(Walker and Mohan 2009)
virus. La transmisión horizontal se puede
dar ya sea por ingesta de tejido (modo más
efectivo
de
transmisión)
o
agua
contaminada con el virus. Los crustáceos
son susceptibles de contraer el virus en
todas las etapas de crecimiento, desde
huevas hasta los adultos reproductores
(OIE 2010). La enfermedad se presenta
tanto en animales de agua dulce como
salada, siendo el estrés fisiológico, cambios
en la salinidad
o bajas temperaturas
catalizadores para la aparición clínica de la
enfermedad
y
altas
mortalidades
(100%)(Lightner, Hasson et al. 1998;
Lightner and Pantoja 1998-2001; PeinadoGuevara and López-Meyer 2006; Durand,
Tang et al. 2011).
El rango de temperatura en el que la
enfermedad se replica de manera más
eficaz está entre los 23 a 28°C (Walker and
Mohan 2009). Este ciclo ocurre cada 20
horas, con una temperatura óptima de 25°C
(OIE 2010)
2.1.
1.1.
Ubicación taxonómica
WSSV es un virus de doble cadena de
ADN, recientemente clasificado en el
género Whispovirus, de la familia
Nimaviridae (Walker and Mohan 2009)
1.2.
Signos clínicos
En individuos vivos se observa una
disminución en el consumo de alimento, se
vuelven letárgicos y la cutícula se
desprende con facilidad. Se presentan
manchas blancas en tejido cuticular y en el
tejido conectivo sub-cuticular (OIE 2010).
Descripción morfológica
2.2.
Virión: De forma elíptica a cilíndrica,
membrana trilaminar y los virones tienen un
tamaño de 80-120 x 250-380 nm. Uno de
los virus más complejos que afectan al
camarón (genoma aproximado de 290 kbp)
(Lightner and Pantoja 1998-2001)
2. Epidemiología
WSSV se puede encontrar en una gran
variedad de crustáceos decápodos. Sin
embargo,
otros
invertebrados
como
poliquetos, bivalvos, rotíferos, artemia,
copépodos, algunas larvas de insectos y
micro-algas, pueden fungir como vectores
mecánicos acumulando altos niveles del
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
Daños
Mortalidades acumuladas del 100% de 3 a
10 días después de que se observan los
primeros
síntomas
en
crustáceos
cultivados. Los individuos presentan
manchas blancas (depósitos anormales de
sales de calcio en el epitelio cuticular) en
exoesqueleto de 0.5 a 2.0 mm de diámetro.
(Lightner and Pantoja 1998-2001)
Fig. 1. Las manchas blancas son depósitos
calcáreos localizados en la porción interna
del exoesqueleto. Caparazón de Juvenil de
P. monodon. (Tomado de: Manual para el
Diagnóstico de Enfermedades del Camarón,
United States Department of Agriculture-
Pág. 29
Programa de Reconstrucción Huracán
Mitch. USDA/CSREES/USAID/UAZ)
2.3.
Mecanismos de dispersión
A nivel regional, la transmisión se ha
producido debido a importaciones de
animales vivos o productos congelados
(Durand, Tang et al. 2011; Owens 2012).
3.
HOSPEDANTES
La infección natural ocurre en especies
como Panaeus monodon, P. japonicus, P.
chinesis (=orientalis), P indicus, P.
merguiensis, P. setiferus, P. stylirostris y P.
vannamei; pero también han sido
reportadas infecciones experimentales en
P. aztecus y P.duorarum. (Lightner and
Pantoja 1998-2001). También se ha
demostrado que cangrejos, camarones y
langostas pueden actuar como portadores
asintomáticos (Rajendran, Vijayan et al.
1999).
3.1.
Distribución de hospedantes en
México.
Los estados que cuentan con litoral en la
república mexicana se han ocupado de la
producción en de camarón en granjas,
siendo los mayores productores Sinaloa,
Sonora,
Tamaulipas
y
Nayarit.(CONAPESCA 2010).
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
Fig. 2. Estados productores de camarón
Fuente: Anuario estadístico de Acuacultura
y Pesca 2012, CONAPESCA
4.
DISTRIBUCIÓN MUNDIAL
El virus de la mancha blanca se encuentra
ampliamente distribuido a nivel mundial en:
1.Asia. China, Japón, Taiwán, Korea,
Tailandia, Indonesia, Vietnam, Malasia e
India han reportado casos, mientras que en,
2. Centro y Sudamérica. Nicaragua,
Honduras, Costa Rica, Panamá, Ecuador y
Colombia han sido reportados con casos de
WSSV. (Lightner and Pantoja 1998-2001).
5.
IMPORTANCIA DE LA PLAGA
La industria camaronera de México
representa el segundo lugar en volumen
(149,677 Ton.) de la producción pesquera,
y el primero en cuanto a
su valor
(6,744.121 millones de pesos). En los
últimos 10 años ha crecido a un ritmo del
4.7% (TMCA positiva). Al mismo tiempo es
el principal producto de exportación de
productos pesqueros, teniendo como
principal destino EE.UU., Japón y España.
En 2010, Sinaloa, Sonora, Tamaulipas y
Nayarit fueron los principales productores
de camarón a nivel nacional, acumulando
más del 85%. Otros estados productores
son: Campeche, B.C., B.C.S., Veracruz,
Oaxaca, Chiapas, Colima, Guerrero,
Jalisco, Michoacán, Quintana Roo, Tabasco
y Yucatán (CONAPESCA 2010).
Pág. 30
5.1.
Estatus cuarentenario de la plaga
en México.
De reciente aparición en México (1999)
(Lightner and Pantoja 1998-2001; GómezGil, Roque et al. 2000),
hay casos
reportados en el estado de Sinaloa, Sonora,
Nayarit y Tabasco (2009) (INAPESCA
2012).
5.2.
Importancia
plaga
económica
de
la
Cuando se presentó por primera vez en
China (1993), devasto poblaciones de
Fenneropenaeus chinesis con un valor de
casi 1 billón de dólares (Owens 2012).
Desde entonces esa suma se ha
incrementado hasta los 10 billones de
dólares a nivel mundial (OIE 2010).
6.
ESTRATEGIAS
EPIDEMIOLÓGICA
DE
VIGILANCIA
De acuerdo a lista de enfermedades
listadas en la OIE, el virus del síndrome de
la mancha blanca se vigila en los estados
productores a través de los comités de
Sanidad Acuícola (como organismos
auxiliares), tomando muestras en las
instalaciones para diagnóstico presuntivo
en laboratorios aprobados por SENASICA.
El resultado es enviado al Sistema de
Vigilancia Epidemiológica (SIVE) operado
por la Subdirección de Análisis y Vigilancia
Epidemiológica del SENASICA.
En los estados con programa de vigilancia
epidemiológica
fitosanitaria
se
han
establecido rutas de trampeo; cada ruta
consta de puntos de trampeo necesarios
para la detección oportuna; cada punto
consta de una trampa o conjunto de
trampas adyacentes, adicionalmente a las
rutas de trampeo se determinan áreas de
exploración en zonas establecidas con
cultivos hospedantes comerciales, las
cuales se inspeccionan con el uso de
sistemas de muestreo.
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
6.1.
Alerta Acuícola y Pesquera
Para reportar cualquier brote o nuevos
focos de manera oportuna, dirigirse a la
Dirección General de Sanidad Acuícola y
Pesquera mediante el correo:
[email protected].
Para mayor información comunicarse al
teléfono: (55) 59 05 10 00 extensiones. 51
046 y 51 173
7.
ESTRATEGIAS DE CONTROL
Se realiza la toma de muestra para la
importación de productos acuícolas, sus
productos y subproductos para su análisis
en
laboratorios
aprobados
por
el
SENASICA en Puertos, Aeropuertos y
Fronteras en donde entran los productos
acuícolas susceptibles de infección por
WSSV. Una vez que se tengan los
resultados negativos, se libera la custodia
de guardia-cuarentena del producto. En
caso de que los resultados sean positivos,
se procede al rechazo (se regresa al país
de origen), destrucción o acondicionamiento
(el agente etiológico es inactivado a 50°C
por 120 min o 60°C por más de 1 minuto
(OIE 2010).
8. LITERATURA CITADA
CONAPESCA (2010). Anuario Estadístico
de Acuacultura y Pesca 2010. C. N. d.
A. y. Pesca. Mazatlán, Sinaloa.
Durand, S. V., K. F. J. Tang, et al. (2011).
"Frozen Commodity Shrimp: Potential
Avenue for Introduction of White Spot
Syndrome Virus and Yellow-Head
Virus." Journal of Aquatic Animal
Health 12(2): 128-135.
Gómez-Gil, B., A. Roque, et al. (2000).
Enfermedades
Infecciosas
más
comunes en la Camaronicultura en
México y el Impacto del Uso de
Antimicrobianos. Camaronicultura y
Medio ambiente. F. P. Osuna. Ciudad
de México, Fondo de Cultura
Económica: 315-346.
Pág. 31
INAPESCA (2012). Acuerdo mediante el
cual se aprueba la actualización de la
Carta Nacional Acuícola. G. Secretaria
de Agricultura, Desarrollo Rural,
Pesca y Alimentación Diario Oficial de
la Federación
Lightner, D. V., K. W. Hasson, et al.
(1998). "Experimental Infection of
Western Hemisphere Penaeid Shrimp
with Asian White Spot Syndrome
Virusand Asian Yellow Head virus."
Journal of Aquatic Animal Health
10(3): 271-281.
Lightner, D. V. and C. R. Pantoja (19982001). Manual para el Diagnóstico de
Enfermedades del Camarón.
OIE (2010). Manual of Diagnostic Tests
for Aquatic Animals 2011. Paris,
France, World Organization for Animal
Health.
Owens, L. (2012). Diseases. Aquaculture:
Farming Aquatic Animals and Plants.
J. S. Lucas and P. C. Southgate.
Oxford, UK, Wiley-Blackwell: 199-214.
Peinado-Guevara, L. I. and M. LópezMeyer (2006). "Detailed monitoring of
white spot syndrome virus (WSSV) in
shrimp commercial ponds in Sinaloa,
Mexico by nested PCR." Aquaculture
251(1): 33-45.
Rajendran, K. V., K. K. Vijayan, et al.
(1999). "Experimental host range and
histopathology
of
white
spot
syndrome virus (WSSV) infection in
shrimp, prawns, crabs and lobsters
from India." Journal of Fish Disease
22(3): 183-191.
Walker, P. J. and C. V. Mohan (2009).
"Viral disease emergence in shrimp
aquaculture: origins, impact and the
effectiveness of health management
strategies." Reviews in Aquaculture
1(2): 125-154.
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
Pág. 32
FICHA TÉCNICA
Síndrome de la Cabeza Amarilla
Yellow Head Virus
(YHV)
1.
ENFERMEDAD
Anteriormente, esta enfermedad era
conocida con el nombre de bacuolovirus de
la cabeza amarilla o YHB (Walker and
Mohan 2009).
YHV es el patógeno más virulento en
camarones. El virus fue reportado por
primera vez en cultivos de P. monodon
(camarón tigre) en Tailandia central en
1990. Desde entonces, el virus se ha
distribuido en países del sudeste asiático
como India, Indonesia, Malaysia, Filipinas,
Sri Lanka, Vietnam y Taiwán (Walker and
Mohan 2009; Walker and Winton 2010)
1.1.
Ubicación taxonómica
Existen 6 genotipos (GAV y cuatro
genotipos más que ocurren en P.monodon
sin que se presente la enfermedad) del
complejo vírico de la cabeza amarilla, sin
embargo, YHV (genotipo 1) es el único
agente causal de los signos del síndrome
de cabeza amarilla. En el comité
internacional de taxonomía, YHV está
clasificado como una sola especie en el
género Okavirus, familia Roniviridae, órden
Nidovirales (OIE 2010).
1.2.
2.1.
Signos
Una vez infectados con el virus, los
individuos se caracterizan por una ingesta
exacerbada de alimento, que abruptamente
se detiene, seguida de la congregación
cerca de la orilla (talud) en donde se les ve
desorientados y moribundos. Se observan
coloraciones
pálidas-amarillas
en
el
cefalotórax,
consecuencia
de
la
decoloración del hepatopáncreas, que se
inflama debido a la inclusión del virus en el
tejido linfoide y las branquias. La
decoloración del hepatopáncreas (cabeza
amarilla) no siempre es evidente en
animales enfermos.
Descripción morfológica
Virión: Se trata de un virus en forma de
barra envuelta (40-60nm x 150-200nm) de
cadena simple de RNA (positiva, 26kb) (OIE
2010).
2.
infectadas, atacando tejidos de origen
ectodérmico y mesodérmico, alterando el
núcleo (picnosis, heterocariosis y cuerpos
de inclusión citoplasmática basofílica. YHV
afecta principalmente estanques de P.
monodon en etapa juvenil (5-15g) (Walker
and Mohan 2009; Walker and Winton 2010).
EPIDEMIOLOGÍA
YHV es de una alta virulencia, alcanzando
el 100% de mortalidad en 3-5 días después
de la aparición de los primeros signos. Los
signos clínicos ocurren entre los 7-10 días
después de la exposición al virus,
alcanzando el pico de títulos a los 4 días
post-infección (OIE 2010). El virus se
replica en el citoplasma de las células
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
Fig.1. Los especímenes de la izquierda (P.
monodon)
presentan
una
coloración
característica café-amarillenta del cefalotórax en
general. (Tomado de: Manual para el
Diagnóstico de Enfermedades del Camarón,
United States Department of AgriculturePrograma de Reconstrucción Huracán Mitch.
USDA/CSREES/USAID/UAZ)
El virus puede ser desencadenado por
factores ambientales como la caída del pH
o el oxígeno disuelto u otros factores
asociados (OIE 2010).
Pág. 33
2.2.
Mecanismos de dispersión
Hay evidencia de que el virus puede
mantenerse viable en agua salada hasta
por 72hrs (OIE 2010). Sin embargo, y
debido a la alta virulencia se cree que este
virus entre en los estanques por una vía
alternativa (Walker and Winton 2010); por lo
que se cree que el mecanismo de
dispersión primario es el agua y otros
medios mecánicos, aunque también puede
ocurrir
por portadores asintomáticos o
latentes de los cuales el virus puede
dispersarse, ya sea por cohabitación o
ingestión (Briggs, Funge-Smith et al. 2005;
OIE 2010)
3. HOSPEDANTES
A pesar de que el hospedador blanco del
TSV es P. monodon, se han reportado
infecciones naturales/experimentales en
P.stylirostris, P. aztecus, P.merguiensis De
Man, P. vannamei y M. setiferus. El
camarón palemonido de agua dulce,
Macrobrachium spp., aparece como una
especie resistente a la infección por YHV1
(Briggs, Funge-Smith et al. 2005; Walker
and Mohan 2009; OIE 2010; Walker and
Winton 2010).
3.1.
Distribución de hospedantes en
México.
Los estados que cuentan con litoral en la
república mexicana se han ocupado de la
producción en de camarón en granjas,
siendo los mayores productores Sinaloa,
Sonora,
Tamaulipas
y
Nayarit.(CONAPESCA 2010).
Fig. 3. Estados productores de camarón
Fuente: Anuario estadístico de Acuacultura
y Pesca 2012, CONAPESCA
4. DISTRIBUCIÓN MUNDIAL
El virus de la cabeza amarilla ha sido
reportado en China, Taipéi, India,
Indonesia, Malaysia, Filipinas, Sri Lanka,
Tailandia y Vietnam (OIE 2010). En 1995 un
brote
fue
detectado
en
Texas,
EE.UU.(McClennen 2004).
5. IMPORTANCIA DE LA PLAGA
La industria camaronera de México
representa el segundo lugar en volumen
(149,677 Ton.) de la producción pesquera,
y el primero en cuanto a
su valor
(6,744.121 millones de pesos). En los
últimos 10 años ha crecido a un ritmo del
4.7% (TMCA positiva). Al mismo tiempo es
el principal producto de exportación de
productos pesqueros, teniendo como
principal destino EE.UU., Japón y España.
En 2010, Sinaloa, Sonora, Tamaulipas y
Nayarit fueron los principales productores
de camarón a nivel nacional, acumulando
más del 85%. Otros estados productores
son: Campeche, B.C., B.C.S., Veracruz,
Oaxaca, Chiapas, Colima, Guerrero,
Jalisco, Michoacán, Quintana Roo, Tabasco
y Yucatán (CONAPESCA 2010).
5.1.
Estatus cuarentenario de la plaga
en México.
La enfermedad en México fue reportada
recientemente (2009) en el estado de
Colima en cultivos de P. vannamei
(Sánchez-Barajas, Liñan-Cabello et al.
2009).
5.2.
Importancia
plaga
económica
de
la
En Tailandia (1990) se estima que el daño
causado por YHV ascendió a 30-40
millones de dólares; en China la
producción
cayó
10%
cada
año,
calculándose pérdidas en la industria por
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
Pág. 34
200 millones
2004).
de
dólares
6. ESTRATEGIAS
DE
EPIDEMIOLÓGICA
(McClennen
por 120 min o 60°C por más de 1 minuto
(OIE 2010).
VIGILANCIA
8. LITERATURA CITADA
De acuerdo a lista de enfermedades
listadas en la OIE, el virus del síndrome de
la mancha blanca se vigila en los estados
productores a través de los comités de
Sanidad Acuícola (como organismos
auxiliares), tomando muestras en las
instalaciones para diagnóstico presuntivo
en laboratorios aprobados por SENASICA.
El resultado es enviado al Sistema de
Vigilancia Epidemiológica (SIVE) operado
por la Subdirección de Análisis y Vigilancia
Epidemiológica del SENASICA.
6.1.
Alerta Acuícola y Pesquera
Para reportar cualquier brote o nuevos
focos de manera oportuna, dirigirse a la
Dirección General de Sanidad Acuícola y
Pesquera mediante el correo:
[email protected].
Para mayor información comunicarse al
teléfono: (55) 59 05 10 00 extensiones. 51
046 y 51 173
7. ESTRATEGIAS DE CONTROL
Se realiza la toma de muestra para la
importación de productos acuícolas, sus
productos y subproductos para su análisis
en
laboratorios
aprobados
por
el
SENASICA en Puertos, Aeropuertos y
Fronteras en donde entran los productos
acuícolas susceptibles de infección por
WSSV. Una vez que se tengan los
resultados negativos, se libera la custodia
de guardia-cuarentena del producto. En
caso de que los resultados sean positivos,
se procede al rechazo (se regresa al país
de origen), destrucción o acondicionamiento
(el agente etiológico es inactivado a 50°C
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
Briggs, M., S. Funge-Smith, et al. (2005).
Introducciones y movientos de dos
especies de camarones peneidos en
Asia y el Pacífico. Roma, FAO
Documento Técnico de Pesca No. 46.
CONAPESCA (2010). Anuario Estadístico
de Acuacultura y Pesca 2010. C. N. d.
A. y. Pesca. Mazatlán, Sinaloa.
McClennen, C. (2004). White Spot
Syndrome Virus. The Economic,
Environmental
and
Technical
Implications on the Development of
Latin American Shrimp Farming. The
Fletcher School, Tufts University.
Master of Arts in Law and Diplomacy:
106.
OIE (2010). Manual of Diagnostic Tests
for Aquatic Animals 2011. Paris,
France, World Organization for Animal
Health.
Sánchez-Barajas, M., M. A. LiñanCabello, et al. (2009). "Detection of
yellow-head disease in intensive
freshwater production systems of
Litopenaeus vannamei." Aquacultue
International 17(2): 101-112.
Walker, P. J. and C. V. Mohan (2009).
"Viral disease emergence in shrimp
aquaculture: origins, impact and the
effectiveness of health management
strategies." Reviews in Aquaculture
1(2): 125-154.
Walker, P. J. and J. R. Winton (2010).
"Emerging viral diseases of fish and
shrimp." Vet Res 41(6): 51.
Pág. 35
ACR/LMCD/ERR/RMA/JMI
Pág. 36