guía de t.p. parasitología - Facultad de Medicina

GUIA DE TRABAJOS PRACTICOS
PARASITOLOGIA
DEPARTAMENTO
DE MICROBIOLOGIA, PARASITOLOGIA E INMUNOLOGIA
FACULTAD DE MEDICINA
UNIVERSIDAD DE BUENOS AIRES
2010
OBJETIVOS
Al terminar los Trabajos Prácticos, se pretende que los estudiantes estén en condiciones de:
1) Relacionar las estructuras observadas en el Práctico con características biológicas, localización en
el huésped, mecanismos patogénicos y condiciones de transmisión de los parásitos correspondientes.
2) Identificar aquellos parásitos de mayor prevalencia en nuestro país.
3) Comprender la mecánica del diagnóstico de las parasitosis (toma de muestra, procesamiento e
identificación del parásito).
4) Adquirir destrezas mínimas en técnicas elementales de diagnóstico parasitológico.
5) Respetar prácticas de higiene y bioseguridad en el laboratorio.
REQUISITOS PARA ASISTIR A LOS TP
-Haber leído previamente la guía.
-Llevar guardapolvo y guantes.
MATERIAL DE CONSULTA
-PARASITOSIS HUMANAS. Botero D, Restrepo M. (Cap.17: Técnicas de laboratorio en Parasitología
Médica).
-Centers for Disease Control & Prevention (imágenes y metodología diagnóstica)
http://www.dpd.cdc.gov/dpdx/Default.htm
-Swiss Tropical Institute, Basel, April 2005- Methods in Parasitology
http://www.tropeduweb.ch/diagnostics/Methods_in_Parasitology.htm
CONTENIDOS COMUNES A LOS TP 1 Y 2 DE PARASITOLOGIA
NORMAS DE TRABAJO Y BIOSEGURIDAD EN LABORATORIO
Con el objeto de cumplimentar el objetivo de visualizar en tiempo y forma los preparados
microscópicos y de minimizar accidentes de laboratorio y/o posibles contaminaciones se indican las
siguientes precauciones:
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No coloque los libros, carteras y ropa sobre las mesadas de laboratorio donde se realizarán
procedimientos diagnósticos.
No se siente sobre las mesadas de laboratorio.
No apoye sus libros o apuntes al lado de los microscopios, ya que moverá los elementos
parasitarios enfocados y éstos son frecuentemente difíciles de volver a encontrar en el
preparado.
Por la misma razón expuesta en el punto anterior, no recorra el preparado, al menos sin el
permiso y/o supervisión del docente.
No coma, beba, fume, maquille o manipule sus lentes de contacto en el área de trabajo.
Utilice guantes y guardapolvo cuando maneje los especimenes.
Si usted tiene cortadas o raspaduras en la piel o en sus manos, cubra estás con una cinta
adhesiva.
Evite salpicaduras de materia fecal, especialmente en la cara, siguiendo las precauciones que
le indique su docente.
Descarte los elementos de laboratorio empleados de la forma y en el lugar que su docente le
indique.
Decontamine la superficie de trabajo al finalizar la actividad o ante cualquier derrame de
material potencialmente infeccioso.
Sáquese los guantes y lávese las manos después de completar cualquier tarea involucrada en
el manejo de material biológico. Descarte los guantes en bolsa roja.
Nota: Estas medidas de seguridad deben acatarse aún cuando los especimenes estén fijados o estén
en conservadores, puesto que pueden seguir siendo infectantes.
(Adaptación de las medidas de bioseguridad para especímenes fecales y sanguíneos del sitio del CDC)
CRITERIOS DE IDENTIFICACIÓN DE ELEMENTOS PARASITARIOS
El diagnóstico de los enteroparásitos es habitualmente morfológico y la observación microscópica
también tiene relevancia en diagnóstico de hemoparásitos como Trypanosoma cruzi y Plasmodium
spp. La observación de la morfología de los parásitos permite también relacionar estructuras con
mecanismos patogénicos.
Para búsqueda e identificación de elementos parasitarios, se tomarán en cuenta las siguientes
características:
a) Muestra donde se encuentra el elemento: materia fecal, material perianal, sangre, adulto liberado
espontáneamente, etc.
b) Forma: redonda, oval, elongada.
c) Color.
d) Tamaño: Es muy importante tanto a nivel macro como microscópico. En el microscopio se aprecia
mejor con un ocular graduado, pero si no está disponible realizar una estimación comparando el
tamaño del elemento parasitario observado con otros elementos del preparado (por ej.leucocitos).
Registrar el aumento del microscopio con el que se observa el elemento parasitario. Tener en
cuenta que para la observación de protozoarios habitualmente se necesitan aumentos mayores a
100x.
e) Contenido: blastomerado, embrión hexacanto, esporozoítos en ooquistes, etc.
f) Elementos característicos: opérculo, núcleos, kinetoplasto, flagelos, placas cortantes. etc.
En base a las características mencionadas se identifica el elemento parasitario con estadío, género y
de ser posible especie (por ej. quistes de Giardia intestinalis o huevo de Ascaris lumbricoides).
TRABAJO PRACTICO Nº 1: ENTEROPARASITOS
CONTENIDOS


PROTOZOARIOS Y HELMINTOS INTESTINALES.
Estadíos parasitarios característicos y su morfología.
Ciclos biológicos y de transmisión-relación con profilaxis.
Relación de estructuras morfológicas con biología y mecanismos patogénicos.
Estadíos parasitarios que realizan diagnóstico habitual.
METODOLOGIA DE DIAGNOSTICO DE ENTEROPARASITOS.
 Diagnóstico presuntivo y de certeza.
 Toma de muestra y su relación con el ciclo biológico.
 Metodología habitual de diagnóstico y sus fundamentos.
 Interpretación de los resultados.
ACTIVIDADES
Observación microscópica de estadíos parasitarios:
 Protozoarios intestinales (heces):
 Trofozoítos de Entamoeba histolytica (tinciones permanentes).
 Quistes de Entamoeba coli.
 Quistes de Giardia intestinalis.
 Ooquistes de Cryptosporidium spp (Kinyoun).
 Helmintos intestinales:
 Huevos de Hymenolepis nana, Trichuris trichiura, Ascaris lumbricoides (heces).
 Larvas rhabditoides de Strongyloides stercolaris (heces).
 Huevos de Enterobius vermicularis (Test de Graham).
 Corte histopatológico de adulto de Enterobius vermicularis en apéndice.
 Corte histopatológico de larva de Ascaris lumbricoides en pulmón.
Observación de preparados macroscópicos (formol):
 Intestinos con lesiones por Entamoeba histolytica: úlceras en botón de camisa,
epitelio necrosado (colitis fulminante), masas pseudotumorales (ameboma).
 Adulto y proglótides grávidos de Taenia saginata.
 Adultos de Ascaris lumbricoides y de Trichuris trichiura.
 Obstrucción intestinal por Ascaris lumbricoides.
Realización del método de enriquecimiento de materia fecal por sedimentación
Los estudiantes guiados por su docente realizarán en forma grupal el método tal está
descripto en “Método de enriquecimiento de materia fecal por sedimentación“, cumpliendo con
las “Normas de trabajo y bioseguridad en laboratorio”. Durante le realización del método se
repasarán las condiciones de toma de muestra (ver “Recolección, transporte, conservación y
procesamiento de muestras para estudios de enteroparasitos”)
Realización de montajes húmedos y observación microscópica con y sin lugol de materia fecal
de acuerdo a los “Criterios de identificación de elementos parasitarios”.
ACTIVIDAD TP ENTEROPARASITOS
METODO DE ENRIQUECIMIENTO DE MATERIA FECAL POR SEDIMENTACION
OBSERVACION MICROSCÓPICA CON Y SIN LUGOL
El método de enriquecimiento por sedimentación es el procedimiento más empleado para concentrar
quistes de protozoos, huevos y larvas de helmintos de la materia fecal. Las distintas variantes del
método reciben distintos nombres (Ritchie, Telemann, Carlés Barthelemy). El objetivo general del
método es concentrar mediante sedimentación los elementos de interés diagnóstico y eliminar
mediante centrifugación y partición de fases, la mayor proporción de materia orgánica constituyente
de la materia fecal. El uso de acetato de etilo (menos tóxico y volátil que el éter etílico) permite
eliminar grasas (que contribuyen significativamente a la masa de materia fecal) y pigmentos biliares
(que oscurecen el preparado) que dificultan la observación.
El uso de formalina (formol 10% en solución fisiológica) es convencional en este tipo de
preparaciones. Dado que destruye los trofozoítos, se puede emplear alcohol polivinílico como
alternativa.
El lugol se emplea en tinciones semipermanentes, para resaltar vacuolas ricas en glucógeno, que
muchas veces tienen carácter diagnóstico.
Materiales:
-Materia Fecal fijada con 10% Formol
-10% Formol en solución fisiológica
-Acetato de Etilo
-Solución Lugol (Iodo 1% / Ioduro de Potasio 2% en agua destilada)
-Gasa
-Embudos de plástico
-Varillas de vidrio
-Tubos cónicos con tapa a rosca
-Gradillas
-Pipetas Pasteur de plástico
-Portaobjetos
-Cubreobjetos
-Centrífuga clínica
-Balanza para equilibrar tubos
-Microscopio óptico
-Elementos de limpieza y bioseguridad:
Lavandina diluída
Alcohol 70º
Servilletas o rollo de papel
Guantes
Frascos de descarte
Bolsa roja de descarte
Procedimiento:
1) Disgregar la materia fecal con varilla de vidrio o madera.
2) Filtrar a través de gasa (3 pliegues de gasa)
3) Centrifugar a 1300 rpm durante 3 minutos
4) Descartar el sobrenadante en frasco con hipoclorito de sodio al 0.5% (1/10 de lavandina
comercial)
5) Resuspender con 10 ml de solución salina
6) Agregar 2 ml de acetato de etilo
7) Tapar y agitar por inversión (4-5 veces)
8) Centrifugar a 1300 rpm durante 3 minutos
Durante los pasos de centrifugación se repasarán las condiciones de toma de muestra de materia fecal
y material perianal.
Al finalizar este paso, si el procedimiento fue correctamiente realizado deberá observarse lo siguiente:
Fase
orgánica
(éter)
Grasa extraída
(debris)
Fase
acuosa
Sedimento o
precipitado
9)
10)
11)
12)
Con una varilla de vidrio separar el tapón graso.
Descartar el sobrenadante por inversión
Resuspender el sedimento en el escaso líquido remanente
Colocar una gota entre porta y cubreobjetos. Opcionalmente agregar una gota de Lugol y
observar a 100X en el microscopio recorriendo el preparado en guarda griega.
13) Si se observan elementos sospechosos pasar a 400X inmediatamente. Si al terminar la búsqueda
no se observaron elementos parasitarios, repetir la búsqueda a 400x para identificar
protozoarios.
14) Anotar las características del supuesto elemento parasitario observado según lo descripto en
“Criterios de identificación de elementos parasitarios” y determinar estadío parasitario, género y
de ser posible especie (por ejemplo huevos de Hymenolepis nana).
CONTENIDOS ADICIONALES TP ENTEROPARASITOS
IMAGENES- A MODO DE ATLAS DE (NO EXCLUYE LA CONSULTA DE TEXTOS Y
ATLAS ESPECÍFICOS)
A continuación se indican las características morfológicas salientes de los estadios de los
parásitos más frecuentemente hallados en exámenes coproparasitológicos de la población
pediátrica del conurbano bonaerense.
Quiste de Giardia intestinalis. Método de Charles-Barthelemy. Se distingue
la forma oval, la pared gruesa, birrefringente (flecha hueca) y la presencia de
restos del citoesqueleto (flecha). Aumento original: 400x.
*
Huevo de Hymenolepis nana. Se distingue la cutícula refringente (flecha)
rodeando el espacio hialino periembrionario, el embrióforo (flecha hueca),
los filamentos polares (flechas punteadas) y el embrión hexacanto con
ganchos (asterisco), dentro del embrióforo. Método de CharlesBarthelemy. Aumento original: 400x.
Huevo de Ascaris lumbricoides. Se distingue la cutícula mamelonada
(flecha) y el embrión (flecha hueca). A la izquierda, un huevo decorticado de
la misma especie. Método de Charles-Barthelemy. Aumento original: 400x.
Huevos de Enterobius vermicularis. Se distingue su aspecto
hialino y morfología plano-convexa. En el interior se observa la
larva desarrollada (flecha). Método de Graham. Aumento original:
100x.
RECOLECCION, TRANSPORTE, CONSERVACION Y PROCESAMIENTO DE MUESTRAS PARA
ESTUDIOS DE ENTEROPARASITOS
La correcta obtención de muestras es un prerrequisito fundamental para arribar a un
diagnóstico adecuado. Para tal fin, deben considerarse los factores que contribuyen al diagnóstico
presuntivo de las parasitosis, la preparación física y emocional del paciente para la toma de las
muestras, los procedimientos requeridos para su obtención, transporte y preservación y, finalmente,
su procesamiento e identificación del agente etiológico.
En el caso de la toma de muestra para diagnóstico de enteroparasitosis se deben considerar
cuatro abordajes posibles: la obtención de materia fecal, la obtención de muestras perianales, la
obtención de biopsias y la obtención de suero o plasma (esto último aplica sólo al diagnóstico
serológico de amebosis extraintestinal).
Para una mejor orientación con respecto a los posibles agentes etiológicos responsables de la
infección intestinal se requiere la elaboración de una ficha tipo. con antecedentes epidemiológicos y
clínicos, accesible al laboratorio de diagnóstico parasitológico. Esta ficha debe incluir precisiones sobre
los siguientes datos:
1. Nombre y apellido. Edad. Sexo.
2. Lugar de nacimiento. Residencia actual. Residencias anteriores. Viajes.
3. Ocupación laboral.
4. Motivo de la consulta.
5. Sistemas de provisión de agua, de eliminación de excretas y de gestión de residuos en el
domicilio. Piso de tierra o material.
6. Hábitos (preparación y consumo de alimentos, geofagia, contacto con el suelo, lavado de
manos, etc.).
7. Presencia de animales domésticos y de vectores mecánicos.
8. Familiares/convivientes/contactos con parasitosis actuales o pasadas.
9. Medicación específica administrada actualmente o en forma reciente.
10. Síntomas dominantes (digestivos, prurito, respiratorios, etc.).
11. Evidencias de parasitosis ( antecedente de expulsión de parásitos).
12. Antecedentes de desnutrición e inmunodepresión.
1 . Preparación del paciente
El paciente debe someterse a una preparación correcta, mínima e indispensable para evitar
exámenes falsamente negativos o positivos. Por eso se recomienda evitar, por lo menos tres días
antes y durante la recolección de las muestras, la administración
oral o rectal de medicamentos
que:
i. Sean empleados como medio de contraste radiológico (P.ej., compuestos baritados).
ii. Alteren el tránsito intestinal (P.ej., carbón vegetal, sales de bismuto, laxantes)
iii. Aumenten el contenido lipídico de la materia fecal (P.ej., vaselina líquida)
Asimismo, se recomienda suspender, por lo menos tres días antes y durante la recolección de
las muestras, la ingestión de alimentos que produzcan abundante residuo no digerible, tales como:
i. Fibras vegetales (P.ej., legumbres, frutos de cutícula gruesa)
ii. Granos (P.ej., frutas con semillas abundantes y pequeñas, tales como la frutilla u otros frutos del
bosque).
iii. Polen.
2 . Recolección, preservación y transporte de las muestras habituales
2.1
Método recomendado por la OMS para estudios coproparasitológicos
2.1.1
Recolección
Se debe recolectar la materia fecal recién emitida en un frasco con fijador en forma seriada
(las muestras únicas tienen una sensibilidad de alrededor del 60%). En casos de que las deposiciones
sean formes o blandas se recomienda recolectar 3 muestras en días alternos en un lapso de 7 días,
siempre de aquellas zonas más llamativas. En aquellos pacientes con diarrea aguda se recomiendan
tomar 3 muestras seriadas, y aquellos con diarrea crónica 6 muestras alternas en un lapso de 12 días.
Las materias fecales tienen que ser homogeneizadas por el paciente con una espátula o elemento
similar. En todos los casos la cantidad de muestra a recoger será de una cucharita del tamaño de las
de té.
En caso de emitir heces mucosanguinolentas se recomienda enviarlas en fresco (sin fijador) al
laboratorio inmediatamente después de emitidas o conservarlas a 4 ºC y enviarlas dentro de las 24hs.
Si se observan estructuras similares a parásitos adultos, se deben recoger en frascos con agua
o fijador y remitirlas al laboratorio.
2.1.2
Preservación
Los fijadores habitualmente empleados para la preservación de muestras coproparasitológicas
incluyen: formol al 5% en agua o solución fisiológica; alcohol polivinílico, PVA; fenol-alcohol-formol,
PAF; acetato de sodio-ácido acético-formol. SAF o; merthiolate-iodo-formol, MIF) en una proporción
de 1 parte de heces por cada 3 partes de fijador (aproximadamente el volumen final no debe exceder
la mitad del volumen del fijador). No debe estar mezclado con orina u otro líquido.
2.1.3
Transporte
Las muestras fijadas pueden ser transportadas y permanecer utilizables para el diagnóstico
por meses a temperatura ambiente o refrigeradas a 4 ºC. Se recomienda dividir la muestra y
recogerla por un lado en Formol 5% y por el otro en PVA y/o SAF, debido a que estos fijadores
presentan ventajas y desventajas complementarias. El formol preserva mejor morfología de huevos de
helmintos y larvas; PVA y SAF son en general más adecuados para realizar coloraciones permanentes
de trofozoítos y quistes de protozoarios. El formol, fijador habitual empleado en el diagnóstico
coproparasitológico, tiene la ventaja adicional de desodorizar las muestras.
2.2
Examen de heces seriado de 6 muestras con técnica de Deschiens
En un frasco de boca ancha con solución de formol al 5% se recolecta una muestra (una
cucharadita) de materia fecal por día, de las porciones que llamen más la atención (con moco, pus,
sangre, etc.), hasta completar las 6 muestras. No es necesario que sean en días consecutivos.
Ventajas del método:
i. El formol desodoriza y fija el material.
ii. Puede enviarse a distancia.
iii. Al ser seriado pone a cubierto las fases negativas de protozoarios (descargas cíclicas de
quistes).
Desventajas del método:
i.
El formol no preserva los trofozoítos de protozoarios (en este caso puede reemplazarse por
PVA).
2.3
Examen de heces frescas: técnica de Neghme
Se recolecta una sola muestra de materia fecal en solución fisiológica; debe remitirse
rápidamente al laboratorio y procesarse en el día (observación inmediata o fijación para ulterior
observación).
Ventajas: Se pueden reconocer las formas vegetativas de los protozoarios.
Desventajas: No es seriado.
2.4
Métodos especiales de diagnóstico-Enterobius vermicularis y Taenia spp
2.4.1
Método de Graham-Garaguso para E.vermicularis
2.4.1.1 Preparación del enfermo
En todos los casos debe evitarse:
i. El aseo de la región anal y perianal antes de la realización de la obtención de la muestra;
esto reduce la sensibilidad del método.
ii. El uso de talcos, aceites o cremas en la región afectada durante el período que abarque la
recolección de las muestras.
2.4.1.2 Recolección, preservación y transporte de la muestra.
Se entregan 6 portaobjetos con cinta adhesiva de celofán adherido a estos, y 6 espátulas
bajalenguas. El método que se describe es adecuado para el diagnóstico de enterobiosis en niños. Se
deben tomar 6 muestras seriadas por las mañanas sin previa higiene del margen anal, de la siguiente
manera:
i. Despegar la cinta adhesiva del portaobjetos y enrollarla en la espátula bajalenguas. La faz
adhesiva debe quedar expuesta hacia afuera. El paciente en decúbito ventral, debe separar los
glúteos.
ii. Se debe aplicar repetidamente la faz adhesiva en la región anal y perianal.
iii. Pegar la cinta adhesiva sobre el portaobjetos, a modo de cubreobjetos.
En adultos se recomienda reemplazar el procedimiento previo por el que se describe a
continuación, para el cual se entregan al paciente 5 gasas dobladas de 5x5 cm, aproximadamente, y
un frasco de formol al 5%. Las muestras se toman seriadamente durante 5 días:
i. El paciente en decúbito ventral, debe separar los glúteos.
ii. Pasar la gasa, previamente humedecida en agua o solución fisiológica, por el ano y la región
perianal en forma repetida.
iii. Colocar todas las gasas en el mismo frasco de formol.
Debe tenerse en cuenta que los huevos de E. vermicularis son altamente infecciosos, por lo
que deben extremarse las precauciones de higiene durante y después de la toma de muestra.
2.4.2
Recolección y preservación de proglótides y adultos de nematodes
Ante la sospecha de infección por adultos de nematodes y de proglótides de cestodes
intestinales del género Taenia debe proveerse al paciente un frasco con formalina o solución salina. No
deben emplearse fijadores como el etanol (frecuentemente empleado en estos casos), ya que opacan
la cutícula y dificultan la identificación de la especie. Eventualmente, el paciente puede emplear agua
corriente. Si se emplea agua o solución salina la muestra debe ser refrigerada y enviarse sin demora
al laboratorio. Debe tenerse en cuenta que el mantenimiento de adultos de nematodes o proglótides
en solución fisiológica preserva la viabilidad de los huevos, siendo altamente infecciosos para el
humano en el caso de T. solium, H. nana y E. vermicularis.
3 . Recolección, transporte y procesamiento de muestras para estudios especiales
3.1
Recolección de fluidos y tejidos
De acuerdo al cuadro clínico y al diagnóstico presuntivo, las formas evolutivas de los parásitos
intestinales pueden ser investigadas en:
i. Líquido duodenal.
ii. Biopsias de intestino delgado o colon obtenidas mediante endoscopía.
iii. Esputo.
iv. Filtrado de materia fecal.
La obtención de estas muestras, complementarias a los estudios habituales, requiere la
intervención del médico especialista, generalmente un gastroenterólogo. Se reservan para situaciones
clínicas particulares (P.ej., coproparasitológicos negativos en pacientes con sospecha fundada de
giardiosis, amebosis, estrongiloidosis).
En el caso de aspirados de líquido duodenal o esputo, estos deben colocarse en un tubo de
vidrio o plástico transparente, limpio y seco. La cantidad de la muestra es de 2-5 ml y deberá
transportarse de modo inmediato al laboratorio o, en su defecto, refrigerarse a 4 ºC por un tiempo no
mayor a las 4 horas.
Las biopsias se recogerán en solución fisiológica o paraformaldehído al 4% para su ulterior
preparación histológica con fines de microscopía de campo claro, fluorescencia o electrónica.
3.2
Método de la cápsula de Beal o Enterotest
Consiste en hacerle tragar al paciente una cápsula con gelatina unida a una cuerda de nylon.
La cápsula llega al duodeno y después se la retira y se observa el material mucoso duodenal. Se
emplea para identificar trofozoítos de Giardia intestinalis y larvas de Strongyloides stercoralis.
3.3
Recolección de material y detección de antígenos y/o ácidos nucleicos en materia fecal
(recomendaciones del CDC)
3.3.1
Detección de antígenos de protozoarios en materia fecal: Por regla general deben consultarse
las condiciones de recolección y preservación sugeridas por el fabricante del equipo que se
empleará para el diagnóstico (materia fecal fresca, fijada o congelada). La detección de
coproantígenos parasitarios se realiza tanto mediante ELISA como por inmunocromatografía.
Antígenos particulados (p.ej., quistes de protozoarios intestinales) pueden detectarse
mediante inmunofluorescencia directa. Se desaconseja el uso de PVA y los métodos de
concentración, en el caso de detección de antígenos de Giardia intestinalis mediante ELISA.
3.3.2
Detección de ácidos nucleicos: Las muestras deben recogerse en ausencia de fijadores y
enviarse refrigeradas o congeladas (hielo seco). Como alternativa, las muestras se pueden
mezclar en proporción 1:1 con dicromato de potasio o etanol absoluto y enviarse
refrigeradas. Para protozoarios intestinales, se recomienda previamente hacer tinciones y
examinarlas microscópicamente; en caso de identificar al parásito por morfología, la PCR no
se realiza. Es necesario realizar la extracción del ADN de la muestra de materia fecal previo a
la realización de la PCR.
TRABAJO PRACTICO Nº 2: PARASITOS DE SANGRE Y TEJIDOS-ARTROPODOS
CONTENIDOS

PROTOZOARIOS DE SANGRE Y TEJIDOS-HELMINTOS TISULARES-ARTROPODOS DE
IMPORTANCIA MEDICA
Estadíos parasitarios característicos y su morfología.
Ciclos biológicos y de transmisión-relación con profilaxis.
Relación de estructuras morfológicas con biología y mecanismos patogénicos.

METODOLOGIA DE DIAGNOSTICO DE HEMOPARASITOS.
 Toma de muestra y metodología y su relación con el ciclo biológico y período de infección.
ACTIVIDADES
Observación microscópica de estadíos parasitarios:
 Protozoarios de sangre y tejidos:
 Tripomastigotes de Trypanosoma cruzi (frotis sanguíneo-gota gruesa-Giemsa).
 Epimastigotes de T. cruzi (material cultivo axénico-Giemsa).
 Amastigotes de T. cruzi (miocardio o músculo esquelético-H-E).
 Promastigotes de Leishmania spp (material cultivo axénico-Giemsa).
 Estadíos intraeritrocitarios de Plasmodium falciparum.
 Taquizoítos de Toxoplasma gondii (Inmunoperoxidasa).
 Helmintos tisulares:
 Membrana cuticular y vesículas prolígeras de quiste hidatídico
 Huevos de Fasciola hepatica (heces).
 Corte histopatológico de adulto de Fasciola hepatica en hígado.
 Larvas de Trichinella spiralis en corte histopatológico.
 Artrópodos:
 Adultos de Phlebotomus spp
 Adultos de Sarcoptes scabiei.
Observación de preparados macroscópicos y elementos diagnósticos
 Protozoarios de sangre y tejidos-artrópodos:
 Capilares con sangre normal centrigugada (método del microhematocrito)
 Cajitas para realizar xenodiagnóstico
 Huevos, ninfa y adulto de Triatoma infestans (Vector biológico de Trypanosoma cruzi)
 Helmintos tisulares:
 Quistes hidatídicos-Hidatidosis ósea (formol)
 Cisticercos de Taenia solium (formol)
 Adultos de Fasciola hepatica libres y en hígado (formol)
Caracoles de Limnaea spp (huésped intermediario de Fasciola hepatica)
Observación en video de estadíos móviles de:
 Tripomadtigotes de T. cruzi (sangre periférica)
 Epimastigotes de T. cruzi (cultivo axénico).
 Promastigotes de Leishmania spp (cultivo axénico).
 Estadíos móviles de Trypanosoma brucei (cultivo axénico)
Tinción de frotis con sangre con tripomastigotes con Giemsa y observación microscópica de los
mismos con aceite de inmersión.
Los estudiantes guiados por su docente seguirán las indicaciones de la guía. Por razones de
bioseguridad los extendidos de sangre parasitada estarán previamente fijados para que no
representen riesgo de infección. Se revisarán en clase las condiciones de toma de muestra de
sangre y los métodos de realización de frotis y gota gruesa descriptos en el anexo adjunto.
ACTIVIDAD HEMOPARASITOS
TINCION DE EXTENDIDOS DE SANGRE PERIFERICA CON GIEMSA Y OBSERVACION
MICROSCOPICA
La coloración de metanol-Giemsa se emplea en diagnóstico parasitológico para identificación de
hemoparásitos: tripomastigotes de Trypanosoma cruzi y estadíos intraeritrocitarios de diversas
especies de Plasmodium en frotis y gota gruesa (sangre periférica), se usa para identificar
amastigotes de Leishmania app en material de lesión cutánea o aspirado de médula ósea. La tinción
de Giemsa también nos es útil para observar los detalles morfológicos diferenciales (posición del
kinetoplasto con respecto al núcleo) de tripomastigotes, epimastigotes (T. cruzi) y de promastigotes
(Leishmania spp).
Fundamento: El metanol-Giemsa es una tinción tipo Romanowsky que fue diseñada originalmente
para idenficar células sanguíneas. Otras coloraciones tipo Romanowsky son Giemsa combinado con
May-Grünwald, Wright, Leishman y Field; se diferencian entre sí por la distinta proporción de
colorantes que emplean. Las tinciones de tipo Romanowsky emplean un colorante ácido (eosina) y
colorantes básicos (tiacinas): Las tiacinas son el azul de metileno y sus derivados obtenidos por
desmetilación oxidativa (colorantes tipo azur). La eosina se fija a los agrupamientos básicos de las
moléculas de hemoglobina y a las proteínas básicas da una coloración rosa a los eritrocitos y
citoplasma de leucocitos. Los colorantes tiacínicos tiñen estructuras ácidas de color azulado; la
cromatina nuclear de los leucocitos reacciona con el azul de metileno siendo el color resultante distinto
al habitual, de color azul violáceo o púrpura; este efecto metacromático de cambio de color recibe la
denominación de efecto Romanowsky o efecto Giemsa.
Materiales:
-Extendidos de sangre periférica de ratones con infección aguda por Trypanoaoma cruzi
Por razones de bioseguridad los extendidos de sangre parasitada ya han sido fijados previamente.
-Colorante de Giemsa (solución de Azur eosina-azul de metileno según Giensa) diluído 1/10 en agua a
pH neutro (preparado diariamente y fraccionado en tubos cónicos de 15ml))
-Gradillas
-Pipetas Pasteur de plástico
-Bandejas de coloración
-Frascos con agua corriente para lavar los extendidos (opcional)
-Aceite de inmersión
-Eter de petróleo para limpiar objetivos
-Microscopio óptico
-Elementos de limpieza y bioseguridad:
Lavandina diluída
Alcohol 70º
Servilletas o rollo de papel
Guantes
Frascos de descarte
Bolsa roja de descarte
Procedimiento:
A los extendidos de sangre periférica que se emplean en el TP ya se les hizo el paso previo de fijación
con metanol 5 min .previo a la coloracíón con Giemsa. Discutir por qué en el caso de la gota gruesa la
coloración de Giemsa se realiza sin fijación previa.
1) Agregar al extendido colorante de Giemsa diluído, cubriendo toda la superficie del preparado. Teñir
de 15 a 30 min.
Durante la tinción se revisarán la toma de muestra de sangre punción digital y venosa y los métodos
de realización de frotis y gota gruesa.
2) Volcar el colorante, lavar con agua corriente.
3) Dejar secar al aire los preparados en forma vertical.
4) Colocar una gota de aceite de inmersión y realizar observación microscópica a 1000x. Verificar
calidad de la tinción y realizar búsqueda de tripomastigotes.
Si la tinción fue correctamente realizada, los preparados no deben tener manchas de colorante o
precipitados, la coloración debe tener la intensidad adecuada (ni muy pálida ni muy intensa), los
eritrocitos deben estar teñidos de color rosado y los núcleos de los leucocitos de color púrpura. Los
tripomastigotes tienen un tamaño aproximadamente equivalente a los eritrocitos; se observarán con
un citoplasma azul claro, un núcleo rosado y el kinetoplasto de color púrpura; puede o no llegar a
observarse la membrana ondulante. Se discutirá con el docente las posibles causas de defectos en la
tinción.
5) Al finalizar la observación, limpiar los objetivos con éter de petróleo. Los preparados se limpian
aplastando los portaobjetos sobre papel, SIN FREGAR y SIN APLICAR SOLVENTE: Los estudiantes
pueden conservar los preparados teñidos.
Recomendaciones.
-Aunque los extendidos fueron fijados previamente, por razones de bioseguridad se aconseja su
manipulación CON GUANTES.
-Verificar tanto antes de agregar el colorante como antes de poner la gota de aceite de inmersión que
se esté trabajando sobre el lado del portaobjetos en que se realizó el extendido.
-Al teñir, tratar que el colorante cubra uniformemente toda la superficie del preparado.
-Manipular el material de forma tal de minimizar salpicaduras de colorante; limpiar la mesada
manchada con alcohol 70º.inmediatamente.
CONTENIDOS ADICIONALES TP DE PARASITOS DE SANGRE Y TEJIDOS
IMAGENES- A MODO DE ATLAS DE (NO EXCLUYE LA CONSULTA DE TEXTOS Y
ATLAS ESPECÍFICOS)
A continuación se indican las características morfológicas salientes de los dos hemoparásitos
endémicos de Argentina.
Tripomastigotes de Trypanosoma cruzi. Se observa el flagelo que
emerge por el extremo anterior (flecha), el kinetoplasto (flecha
punteada) y el núcleo en posición media (flecha hueca). La membrana
ondulante se distingue particularmente en el ejemplar de la izquierda.
May-Grünwald-Giemsa. Aumento original: 1000x.
Estadios sanguíneos de Plasmodium vivax. May-Grünwald-Giemsa. Aumento original: 1000x
Gametocito (flecha) y trofozoíto joven (flecha hueca) en eritrocitos de
sangre periférica de un paciente infectado con Plasmodium vivax.
Aumento original: 1000x.
Trofozoíto maduro de Plasmodium vivax. Se observa acumulación de
hemozoína (gránulos de Schüffner) en el citoplasma del eritrocito
infectado. Aumento original: 1000x
Esquizonte de Plasmodium vivax (flecha). Se observan claramente los
múltiples núcleos resultantes de la esquizogonia. Aumento original:
1000x.
RECOLECCION, TRANSPORTE, CONSERVACION Y PROCESAMIENTO DE MUESTRAS PARA
ESTUDIOS DE PARÁSITOS DE SANGRE Y TEJIDOS
Ficha tipo: Nombre y apellido. Edad. Lugar de nacimiento. Residencia actual y anteriores Tipo de
vivienda y características de los alrededores. Viajes recientes. Animales domésticos. Personas
parasitadas en la vivienda (si es niño, es de especial interés conocer los antecedentes maternos).
Ingesta de carnes mal cocidas. Origen del agua. Reconocimiento de vectores y su presencia en el
domicilio o alrededores. Fecha de comienzo de la enfermedad y diagnóstico clínico presuntivo.
Preparación del paciente
Para la preparación del enfermo que va a ser investigado, ante la sospecha de infección de
parásitos de sangre y tejidos. deben cumplirse las normas generales de higiene y antisepsia relativas
a la obtención de muestras de sangre y biopsias. Sin embargo, se justifican algunas precisiones:
En el caso de muestras de sangre para serología se aplica el requisito de un ayuno mínimo
para evitar el exceso de lípidos que pudieran interferir en los métodos de inmunodiagnóstico. Sin
embargo, este requisito no es necesario si se obtuviera la muestra de sangre para realizar un
diagnóstico directo (P.ej., para tripanosomosis americana, malaria o filariosis).
En el caso de biopsias cutáneas o transcuáneas, la piel debe ser adecuadamente lavada con
agua y jabón y desinfectada con iodo-povidona o etanol 70 %, antes de realizar el procedimiento
quirúrgico (o aspirado en el caso de biopsia de médula ósea o ganglios linfáticos).
1 . Recolección, preservación y transporte de las muestras
1.1 Sangre
1.1.1 Recolección
1.1.1.1 Punción digital
Limpiar del pulpejo del dedo medio (mano izquierda si el paciente es diestro o viceversa), con
alcohol 70%, dejar evaporar y punzar el pulpejo con lanceta o aguja estéril (de preferencia en la cara
lateral del dedo). En casos pediátricos se puede emplear el mismo procedimiento para punzar el talón
1.1.1.2 Punción venosa
Se recogen dos muestras, una sin anticoagulante para estudios serológicos y otra con
anticoagulante en condiciones estériles, esta última muestra se empleará para realizar estudios de
diagnóstico directo (inocular medios de cultivo o animales), y realizar el examen microscópico en
fresco con o sin previa concentración. Las muestras para la determinación directa de un hemoparásito
deberán ser remitidas al laboratorio de manera inmediata, a temperatura ambiente (22-25 ºC). Los
materiales necesarios incluyen: Agujas y jeringas descartables estériles, algodón, alcohol, capilares
heparinizados, tubos de ensayo, heparina, portaobjetos y cubreobjetos, plastilina, centrífuga para
microcapilares y/o centrífuga clínica.
1.1.2 Procesamiento
En el caso de investigación de la muestra en fresco, ésta debe ser estudiada de modo
inmediato para limitar la pérdida de sensibilidad, debido a la muerte de parásitos. Por el contrario, las
muestras fijadas y coloreadas pueden ser enviadas con tiempo al laboratorio de referencia para su
evaluación.
1.1.2.1 Gota fresca (si se sospecha una tripanosomosis o filariosis)
Colocar una gota entre porta y cubre-objeto y revisar microscópicamente el preparado
recorriéndolo totalmente en guarda griega. Si la muestra no se observara de manera inmediata,
conviene recoger sangre con heparina u otro anticoagulante en un tubo y preparar la gota fresca en el
momento de realizar la observación. El reconocimiento de los parásitos se basa en su morfología y
movimientos. Los preparados deben ser observados únicamente con objetivos secos (4x-10x-40x). La
sensibilidad es baja porque la muestra no está concentrada.
1.1.2.2 Extendidos o frotis (para tripanosomosis, filariosis, paludismo y babesiosis)
Sobre un extremo de un portaobjeto seco, previamente desengrasado con una mezcla de
alcohol-acetona, se coloca una pequeña gota de sangre. La misma se extiende, ayudándose con un
segundo portaobjeto que se colocará por delante, pero contactando la gota de sangre en un ángulo de
45° aproximadamente y que servirá para deslizarla formando una fina película. Dejar secar y
transportar al laboratorio para su fijación y tinción con colorantes adecuados (May-Grünwald-Giemsa o
Wright-Giemsa). Al igual que la gota fresca, esta técnica tiene baja sensibilidad. Sin embargo, permite
visualizar detalles morfológicos de los parásitos y ser mantenida como registro permanente.
1.1.2.3 Gota gruesa (para tripanosomosis, filariosis y paludismo)
Colocar sobre el centro del porta una gota de sangre bastante grande; sobre ella se
agregarán 1 a 3 más, según el espesor de las gotas que se extraigan. Con el ángulo de otro
portaobjetos efectuar sobre las gotas un movimiento espiral desde el centro hacia la periferia
raspando la superficie del portaobjeto. Extender la superficie de las gotas durante uno a dos minutos.
De esta manera se desfibrinará la sangre y se extenderá la gota con un diámetro de 2 a 2,5 cm. Dejar
secar y enviar al laboratorio para su tinción con Giemsa diluído sin fijación previa. Es una técnica de
sensibilidad mayor que las anteriores, pero tiene peor definición de las estructuras parasitarias.
1.1.2.4 Microhematocrito
Tomar sangre del pulpejo del dedo (o del talón) y cargar varios capilares heparinizados (en
general se emplean seis microcapilares por paciente). Sellar un extremo con plastilina o calor y
centrifugar a 1500-2500 rpm por 5 minutos. Si no se puede proceder a centrifugar inmediatamente,
conviene tomar una muestra de sangre heparinizada en tubo y preparar con ella los
microhematocritos en el momento de procesarlos. Luego de centrifugado se obtienen 3 fases: plasma,
leucocitos y eritrocitos. Los tripomastigotes sedimentan junto con los leucocitos. Se observa
microscópicamente la fase leucocitaria entre portaobjetos y cubreobjetos. Es la técnica de elección
para el diagnóstico directo de transmisión congénita de enfermedad de Chagas. Tiene una sensibilidad
de 90-95% en la infección aguda.
1.1.2.5 Xenodiagnóstico (se utiliza para T. cruzi)
Se emplean 40 ninfas de T. infestans de tercer estadio, con ayuno previo de 15 días,
repartidas en 4 cajas (10 insectos por caja). Las cajas se cubren con una gasa bien fijada y se colocan
simultáneamente durante 30 min. en antebrazos y/o muslos del paciente. Se investigará el contenido
intestinal de los insectos durante un lapso de 45-60 días. Este método sólo es usado en casos
especiales en los centros de referencia, pues es laborioso y caro, pero su sensibilidad es cercana al
100% en la fase aguda de la infección.
1.1.2.6 Detección de antígenos en sangre mediante inmunocromatografía
Se emplea para identificar género y especie de Plasmodium (P. vivax y P. falciparum). Sangre
obtenida por punción digital es lisada en solución hipotónica, liberando antígenos parasitarios. Los
antígenos reaccionan en fase líquida con anticuerpos específicos marcados con oro coloidal. Los
complejos inmunes migran en una tira de papel (o dentro de un cassette) y se unen a anticuerpos
específicos de captura, unidos covalentemente a la tira de papel. La reacción es positiva si se
observan bandas coloreadas, aparte de la correspondiente al control positivo.
1.1.2.7 QBC (Quantitative buffy coat o método de naranja de acridina)
Es una técnica para detectar infección por Plasmodium y Babesia en muestras de sangre. La
sangre se recoge en un tubo capilar con sus paredes internas recubiertas del fluorocromo naranja de
acridina. Este fluorocromo se intercala en el ADN. Luego de centrifugar el capilar en una
microcentrífuga, se observan los parásitos fluorescentes en los eritrocitos que se concentran debajo de
la interfase leucocitaria, empleando un microscopio provisto de luz UV. Esta prueba tiene como
ventajas ser más rápida y más sensible que la gota gruesa.
1.2 Tejidos sólidos
1.2.1 Recolección
1.2.1.1 Obtención por punción con agujas finas
Esta técnica se utiliza habitualmente para el diagnóstico de leishmaniosis visceral, para la cual
se obtiene muestras por punción-aspiración generalmente de médula ósea (esternón o cresta ilíaca) y
excepcionalmente de bazo, ganglios o hígado.
1.2.1.2 Mediante acto quirúrgico a partir de órganos
Se pueden obtener muestras de todo tipo de órganos (pulmón, ganglios, hígado, bazo, piel,
tejido celular subcutáneo, etc), dependiendo del parásito sospechado.
1.2.2 Procesamiento
1.2.2.1 Frotis
Con los aspirados de médula ósea, ganglio o bazo se pueden realizar extendidos. En estos es
posible identificar Leishmania donovani mediante microscopía de campo claro, con los colorantes
habituales para hematología, o microscopía de fluorescencia, empleando anticuerpos conjugados con
fluorocromos.
1.2.2.2 Improntas
El material obtenido mediante cirugía (p.ej., ganglios, bazo, hígado) puede emplearse para
realizar improntas. Luego de obtener la pieza, se elimina la sangre superficial por aposición sobre
papel de filtro. Las improntas se tiñen con colorantes habituales para hematología.
1.2.2.3 Cortes histológicos
Para microscopia óptica (de campo claro o de fluorescencia) o electrónica. Actualmente,
algunos laboratorios también realizan técnicas de biología molecular sobre el material de biopsia (PCR
e hibridización in situ), pero su empleo aún no está normatizado.