Ciclo de replicación viral • Introducción • Entrada en

Ciclo de replicación viral
Josep Cucurull Canosa
Servicio de Medicina Interna, Hospital de Figueres; Fundació Salut Empordà, Girona
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Introducción
Entrada en la célula
Transcripción inversa para la síntesis de ADN
Entrada en el núcleo
Integración
Transcripción
Traducción
Acoplamiento
Salida de la célula y maduración
Bibliografía
Introducción
El VIH es una partícula esférica de 80 a 100 nM de diámetro con una estructura de
tres capas, nucleoide, cápside y envoltura. La infección del huésped por el virus de la
inmunodeficiencia humana (VIH) se produce a través de la invasión de forma no
productiva de células dendríticas, incluidas las células de Langerhans y las células
epiteliales genitales, la cuales poseen en la membrana celular glucosaminoglucanos,
unos complejos a los que se adhieren con baja afinidad diferentes virus, entre ellos el
VIH (1). También se ha descrito la presencia en la superficie de las células dendríticas
de una serie de lecitinas de tipo C denominadas DC-SING y L-SIGN, que son más
específicas y tienen mayor importancia patogénica, al unirse de forma inespecífica a
diferentes virus, incluido el VIH (2); debido a ello, la membrana de las células
dendríticas queda recubierta de partículas virales. La unión del VIH a estas lecitinas
facilita la infección de los linfocitos circulantes que entran en contacto con las células
dendríticas mediante la interacción de DC-SIGN con la molécula LFA-3 presente en
los linfocitos y facilitan la interacción entre el receptor de la célula T (TcR) y los
péptidos procesados en las moléculas HLA de clase II (1). La infección del huésped
por el VIH se produce a través de la invasión de las células que expresan en su
superficie la molécula CD4 presente en los linfocitos T4 y en células de estirpe
mononuclear-fagocítica.
La molécula CD4 puede expresarse en células CD4 negativas, lo cual las convierte en
células susceptibles de ser infectadas (3). Existen dos hipótesis para explicar este
fenómeno: a) la síntesis de novo a través de una sobrerregulación de la molécula CD4,
que hace que las células naïve y los linfocitos T CD8 de memoria puedan expresar
CD4 bajo un estímulo adecuado, y también los correceptores CXCR4 y/o CCR5 (4); lo
mismo puede suceder con los eosinófilos, que al infectarse, facilitan el acceso del VIH
al tracto genitourinario y gastrointestinal (5); b) la transferencia del Ag CD4 a través de
microvesículas, también llamadas micropartículas o exosomas, que se liberan
espontáneamente de las células y que contienen componentes citoplasmáticos
envueltos dentro de la membrana de la célula original que a menudo expresa
proteínas de superficie (6); se ha demostrado que las microvesículas transferidas de
células CCR5+ a células CCR5- las convierten en vulnerables a la infección por el VIH
(7).
La expresión de la molécula CD4 en la superficie celular es necesaria pero no
suficiente para la entrada del VIH. En 1996 se caracterizaron los correceptores que
corresponden a distintos receptores de quimiocinas que pertenecen a la familia de la
proteínas G de unión (CXCR4, CCR5, CCR1, CCR2 a/b, CCR3) y son indispensables
para la fusión del VIH con la célula. Los dos correceptores principales para la infección
in vivo son CCR5 y CXCR4. Las cepas de VIH que usan el correceptor CCR5
(variantes R5) no infectan las líneas celulares de células T no activadas y son
variantes menos virulentas no productoras de sincitios. Las cepas que usan el
correceptor CXCR4 (variantes X4) tienen tropismo por las células de la línea linfoide,
son variantes inductoras de sincitios y más virulentas, con mayor capacidad de
destrucción del sistema inmunológico. Existen virus que pueden unirse a ambos tipos
de receptores (variantes mixtas R5X4). Con el desarrollo de los inhibidores del CCR5
es imprescindible conocer el tropismo del virus (8, 9). En las fases iniciales de la
enfermedad se observa un predominio de las variantes R5 (10); esto podría explicarse
por la presencia de la quimiocina factor-1 derivado del estroma (SDF-1), que regula
negativamente el receptor CXCR4 en los linfocitos de la lámina propia y de las células
dendríticas (11), los cuales expresan altas concentraciones de CCR5, confiriendo a las
variantes R5 una importante ventaja selectiva para su transmisión. Con la progresión
de la enfermedad se observa un cambio en muchos pacientes que desarrollan
variantes con tropismo mixto y en menor proporción predominio de las variantes X4
(10, 12). La evidencia más importante de la relevancia de CCR5 en la transmisión y
patogénesis del VIH es la profunda resistencia a la infección por el VIH identificada en
individuos homocigotos con la deleción 32 (CCR5-∆32) una forma no funcional del
CCR5 (13).
El ciclo de replicación del VIH se desarrolla en dos fases: la fase temprana incluye la
entrada en la célula, la desencapsidación del genoma viral, la transcripción inversa
para la síntesis de ADN, su transporte al núcleo y su integración en el genoma celular.
A partir de ese momento puede permanecer en un estado de latencia proviral, sin
replicarse, o iniciar la fase tardía con la transcripción, la síntesis y el procesamiento del
ARN mensajero, la traducción y el procesamiento de las proteínas víricas, su
acoplamiento en partículas que salen de la célula y su maduración. Estos diferentes
pasos constituyen las dianas para el tratamiento antirretroviral: bloquear la entrada del
virus en la célula con los inhibidores de la fusión y los antagonistas del correceptor
CCR5 y la inhibición de las enzimas clave, la transcriptasa inversa, la integrasa y la
proteasa.
Entrada en la célula
El VIH posee dos glucoproteínas de cubierta (Env) derivadas por endólisis de un único
precursor: la gp160; la gp120, que deriva de la porción aminoterminal, interviene en la
unión al receptor y dirige el proceso de fusión; la proteína transmembrana gp41, que
deriva de la porción carboxiterminal y media en la fusión de membranas. Estas
glucoproteínas se muestran solamente cuando el virus está lo suficientemente cerca
de la membrana celular como para iniciar la entrada, evitando la exposición de estos
dominios al sistema inmunológico (14).
La entrada en la célula se inicia con la interacción entre la gp120 y el receptor
específico de las células diana, la molécula CD4. La gp120 presenta cinco dominios
variables (V1, V2, V3, V4, V5) intercalados entre partes fijas. Las partes de la gp120
que interactúan con el receptor CD4 solamente requieren conservar un limitado
número de aminoácidos para mantener la capacidad de reconocer y de unirse con
elevada afinidad al receptor; esto permite que el VIH altere las partes residuales del
dominio de unión al CD4, cambiando su estructura antigénica, pero reteniendo su
capacidad de unión (15). La interacción entre la gp120 y el receptor CD4 inicia
cambios conformacionales de la gp120 con el despliegue de epítopos previamente
ocultos que se unen al correceptor CCR5 o CXCR4. La secuencia V3, uno de los cinco
dominios variable, además de dirigir el trofismo celular del virus, es fundamental en el
uso de los correceptores como cofactores de la fusión y determina la actividad
fusogénica del Env (16).
Después de la unión al correceptor, se produce un segundo despliegue de la gp120
para la inserción del péptido de fusión de transmembrana (gp41) y la activación del
mismo para transformarse de una forma prefusión a un estado fusogénico activo (14).
La gp41 contiene un péptido hidrofóbico rico en glicina, esencial para la fusión y
conformado en dos regiones, C-terminal y N-terminal. Con la activación se conforma
primero una preestructura que lleva a la inserción de la región N-terminal en la
membrana diana, la cual se une posteriormente a la región C-terminal, con lo cual da
lugar a una estructura en forma de arpón que facilita la aproximación y la fusión de las
membranas celular y vírica, mediante la formación conjunta de un poro de fusión (15).
En el intervalo que va desde la exposición de la preestructura hasta que se completa
la formación de la estructura de fusión, el virus es vulnerable a los inhibidores de la
fusión que actúan en los intermediarios estructurales (15).
Transcripción inversa para la síntesis de ADN
Inmediatamente después de la entrada en el citoplasma, el core del VIH empieza un
proceso de desensamblaje. La mayoría de las proteínas de la cápside del virus
maduro están libres, no asociadas al core, y su liberación en el citoplasma provoca la
disolución del core por un proceso de dilución (17), que va ligado al inicio de la
retrotranscripción iniciada al contactar el complejo ribonucleoproteínico inicial con los
desoxirribonucleótidos citoplasmáticos (18).
La transcriptasa inversa cataliza la formación de una primera cadena de ADN a partir
del ARN viral. La transcriptasa inversa posee tres actividades diferentes: ADNpolimerasa dependiente de ARN, ADN-polimerasa dependiente de ADN y ribonucleasa
H. La ADN-polimerasa dependiente de ARN sintetiza una copia de ADN de cadena
sencilla a partir del ARN, la ribonucleasa degrada parcialmente el molde ARN original
y la segunda polimerasa sintetiza una segunda cadena de ADN a partir de la primera
cadena.
La retrotranscripción se inicia cuando el extremo 3’ del ARNt se une a la región de
unión específica del primer ARNt (PBS), una secuencia de 18 nucleótidos localizada
cerca del extremo 5’ de las secuencias repetidas largas (LTR) en el ARN genómico del
virus. A continuación, en este extremo 3’ se libera un grupo hidroxilo, al que se
incorpora el siguiente nucleótido (19). Para que el ARNt pueda actuar como iniciador
necesita disponer de un grupo hidroxilo libre en el extremo 3’, lo cual sucede en las
formas no acetiladas del ARNt; las concentraciones intracelulares de ARNt no
acetilado son menores en las células latentes que en las proliferativas. Uno de los
genes reguladores del VIH, el Vpr, puede unirse e inhibir la Lys-ARNt sintetasa,
enzima involucrada en la aminoacetilación del ARNt, que aumenta las concentraciones
de ARNt no acetilado y favorece, por lo tanto, la transcripción (20).
Este proceso conduce a la generación de partículas subvíricas, los complejos de
retrotranscripción (RTC), en los que la retrotranscripción es incompleta, y los
complejos preintegración (PIC), que son los complejos competentes para integrarse
(21). Si la célula no es activada, los RTC son degradados en un breve plazo de tiempo
por las ADNasas celulares; este compartimiento de ADN proviral supone el 90% del
total y constituye un reservorio susceptible de integración si la célula es activada (22).
Los PIC contienen transcriptasa inversa, proteasa, integrasa y Vpr; en cambio, la
presencia de proteínas estructurales es más controvertida (23). Estudios recientes
revelan que las proteínas de la nucleocápside y la matriz se pierden en el proceso de
disolución (24). Por el contrario, otras proteínas celulares se acoplan a los PIC en su
tránsito hacia el núcleo (23).
La transcriptasa inversa es incapaz de corregir las incorporaciones incorrectas de
nucleótidos durante la síntesis de ADN, lo cual provoca la aparición de errores de
transcripción con tasas de error estimadas de 10 -5 a 10-4 incorporaciones incorrectas
por nucleótido copiado. Esto le confiere al VIH una de sus características más
determinantes, su elevada variabilidad genética.
Entrada en el núcleo
Los PIC se transportan hasta la cubierta celular y se trasladan al interior del
nucleoplasma, donde la doble cadena de ADN proviral se integra dentro del genoma
de la célula huésped. Una célula infectada puede integrar entre 1 y 30 copias de ADN
proviral. En el genoma celular existen unas regiones en las que la integración parece
más frecuente, y corresponden a genes que se expresan tanto en linfocitos en reposo
como activados (1). El transporte se realiza a través de un mecanismo que implica al
gen Vif, el cual tiene la capacidad de asociarse a la vimentina, que forma parte de
unos filamentos intermediarios que unen la membrana celular y nuclear (25). Vif actúa
como conector entre los PIC y las moléculas motoras del microtúbulo para el
transporte activo hacia el núcleo (26).
Los PIC de la mayoría de retrovirus son incapaces de atravesar la membrana nuclear
intacta y deben esperar hasta su ruptura durante la mitosis (27). En cambio, los PIC
del VIH son capaces de atravesar de forma activa la membrana nuclear (28). El PIC se
ancla en la membrana nuclear dirigido por la proteína accesoria Vpr (29), y entra en el
núcleo a través del complejo nucleoporina (NPC) mediante un transporte activo que
incluye la interacción de las regiones de localización nuclear (NLS) en los
componentes del PIC y los receptores nucleocitoplásmicos conocidos como importinas
(23): importina alfa e importina beta (29).
El PIC tiene cuatro componentes (matriz, Vpr, integrasa y flap central del ADN), que
pueden desempeñar un papel significativo en la entrada nuclear del VIH, aunque la
función exacta de cada uno no esta aún totalmente aclarada. A pesar de las
controversias, la entrada es un proceso complejo y sus bases moleculares pueden
diferir dependiendo del tipo de célula y las condiciones de infección (23). La matriz
contiene una NLS en la región N-terminal (necesaria para la replicación en células en
reposo) y una segunda NLS en la región C-terminal (30). Se ha visto que Vpr puede
unir el PIC al núcleo a través de una vía independiente de importinas o modificar la
maquinaria celular dependiente de las importinas (esto se basa en la capacidad in vitro
de Vpr de entrar en el núcleo en ausencia de factores solubles de entrada) y que
puede unirse directamente a las nucleoporinas (23). Se ha visto que situaciones que
reducen la unión de la integrasa al ADNc provocan una acusada reducción de la
infectividad vírica, probablemente por la afectación de la entrada del ADNc que
precede a la integración (31). Se cree que el flap central del ADN fuerza al ADN a
adoptar una conformación que facilita el paso a través de los poros nucleares;
asimismo, puede interactuar con proteínas celulares como las importinas o
componentes del NPC (23).
Integración
Después de la entrada del PIC dentro del núcleo, la integrasa cataliza la inserción del
ADNc proviral en el ADN de la célula huésped. Aún se conocen poco las bases
moleculares de la selección de los puntos de inserción; sin embargo, gracias a la
secuenciación completa del genoma humano, estudios recientes han proporcionado
una visión global sobre las preferencias de integración del VIH, revelando que la
integración tiene lugar preferentemente en genes con alta trascripción, especificidad
que puede favorecer una expresión genética más eficiente del VIH, maximizando la
propagación vírica (32). Las preferencias regionales a lo largo del genoma celular
sugieren la existencia de un mecanismo de enlace entre los componentes del PIC,
entre ellos la propia integrasa y elementos celulares como el desarrollo del ectodermo
embrionario (embryonic ectoderm development, EED) (33) y el factor de crecimiento
derivado del epitelio del cristalino (LEDGF/p75) (34), que dirigen a los PIC hacia su
destino final. Al estudiar la integración del VIH en células mermadas de LEDGF/p75,
se vio que había menos integración en las unidades de transcripción y en los genes
regulados por LEDGF/p75, aunque no una inhibición total, lo que sugiere la existencia
de otros factores adicionales (35). Cada integrasa contiene tres puntos catalíticos con
tres aminoácidos esenciales (Asp 64, Asp 116 y Glu 151), los cuales coordinan uno o
dos cationes divalentes (Mg2+ o Mn2+) que forman un puente con los sustratos de
ADNA (36). A continuación se produce una eliminación endonucleolítica específica de
un nucleótido del extremo 3’ de cada LTR y, seguidamente, una reacción de cambio
de cadena que une de forma covalente los extremos 3’ recesivos del ADN viral a los
extremos 5’ del ADN diana (37). El ADN no integrado se degrada por parte de las
ADNasas celulares en un período de 5 a 15 días.
Transcripción
A partir de la integración, el VIH puede permanecer latente, replicarse de forma
controlada o replicarse de forma masiva, con el consiguiente efecto citopático en la
célula infectada. El inicio de la transcripción depende de factores celulares y se
produce en ausencia de proteínas víricas (1).
El principal factor celular implicado en el paso de la fase de latencia a la de
reactivación en respuesta a factores mitógenos es el factor nuclear kappa B (NF-B).
Éste no se encuentra de forma activa en los linfocitos CD4 en estado de reposo y se
genera únicamente en los procesos de activación inmunológica. Esto explica que la
replicación del VIH dependa de forma absoluta de la activación de los linfocitos
infectados (38).
La LTR es el centro de control para la expresión genética del VIH. Posee tres regiones
U3, R y U5 en ambos extremos de la doble cadena de ADN proviral. La región U3 se
subdivide en tres elementos: promotor o core, región de intensificación y región
moduladora. El promotor contiene la TATA box y Sp1, ambos necesarios para el inicio
de la transcripción. La región de intensificación posee elementos de unión para NF-B,
involucrado en una amplia variedad de procesos celulares. La región moduladora
contiene locus de unión para numerosos factores celulares: la proteína de unión a
elementos de respuesta a AMP cíclico (CREB), el factor de intensificación de linfocitos
(LEF-1), el factor nuclear de células T activadas (NF-AT) y receptores de hormonas
nucleares; además, se cree que esta región contiene un elemento regulador negativo
(NRE), ya que las deleciones en este punto incrementan la transcripción y la
replicación vírica (39). La región R contiene el elemento responsable de la
transactivación (TAR), el cual se une a la proteína vírica Tat, que es esencial para la
producción de provirus viables; Tat también recluta de la LTR vírica diversos factores
de transcripción que modifican la conformación de la cromatina en el locus de
integración vírica (39). La región U5 contiene locus de unión para factores celulares de
transcripción como AP-1, de tipo AP3, y Sp1 que son importantes para la capacidad
infectiva del virus (40).
La síntesis de un ARN mensajero maduro y funcional del VIH se realiza mediante la
ARN polimerasa II (ARNPII). Este proceso se desarrolla en cinco fases: preiniciación,
iniciación, aclarado del promotor, elongación y finalización. La ARNPII se preinicia en
el promotor, donde interactúa con el ADN y con factores generales de transcripción y
forma el complejo de preiniciación. Una vez completado, se le añade ATP, lo cual
provoca la separación de las cadenas de ADN desde la posición -9 a la +2; esto
constituye la transición hacia el complejo de iniciación. Después de sintetizarse los
primeros 57 nucleótidos, éstos forman una estructura, la denominada TAR. Entonces,
se pasa de la fase de inicio a la fase de aclarado del promotor, en la cual la ARNPII
abandona el promotor basal, facilitando la entrada de una nueva polimerasa para
formar un nuevo complejo de preiniciación (41). La actividad de elongación de la
ARNPII se controla mediante la fosforilación de un heptapéptido localizado en el
dominio carboxiterminal (DCT), modificando la conformación de la ARNPII, que pierde
los factores negativos de elongación y gana factores positivos (42). Al final de este
proceso, la ARNPII se ha elongado a lo largo del ADN y se libera la plantilla de ADN
que está lista para empezar una nueva ronda de transcripción. La transcripción del
provirus genera un ARN de longitud completa que funciona como ARN mensajero y
como ARN genómico.
A pesar de la importancia de los factores celulares para la transcripción, la mayoría
finalizaría prematuramente, produciendo moléculas cortas de ARN. Para que esto no
suceda se requiere la presencia de la proteína vírica Tat, que desempeña un papel
clave en el control del proceso de transcripción, ya que lo potencia, incrementando
hasta 100 veces la producción de ARN mensajero viral, y previene la terminación
prematura de la transcripción del complejo de elongación. Tat se une directamente a la
ciclina T1 (CycT1), proteína asociada a la ciclina T dependiente de cinasa 9 (CDK9)
(42). Tat también se une a TAR a través del dominio IV o dominio de unión a TAR, y
lleva consigo el complejo CycT1-CDK9, acercándolo a la ARNPII, poniendo la CDK9
junto al DCT y provocando la hiperfosforilación de este dominio crítico, paso necesario
para el cambio de conformación de la ARNPII (43). Tat puede aumentar también la
transcripción mediante interacciones con otros componentes del complejo del ARNPII,
reclutando, por ejemplo, otras cinasas para fosforilar DCT, o inhibiendo la actividad
fosfatasa del DCT para regular la desfosforilación. Tat puede aumentar el acceso de
ARNPII a LTR por la acetilación de las proteínas de histona, que protegen al ADN
proviral integrado en el nucleoplasma, a través de la histona acetiltransferasa (42).
Además de Tat, intervienen otras proteínas víricas: Rev, Nef y Vpr. La proteína Rev,
de localización preferentemente nuclear, interviene en el transporte del ARN
sintetizado al citoplasma y en su procesamiento en ARN de distintos tamaños. Rev se
une de manera específica a una estructura de ARN llamada elemento de respuesta a
Rev (ERR), localizado en el gen Env. Nef contiene una RLN y una secuencia rica en
leucina que actúa como señal de exportación nuclear (SEN), la cual permite que Rev
se asocie a los mecanismos de exportación del núcleo, como la proteína Crm1. La
proteína Rev emplea la vía de la Crm1 para trasladar el complejo Rev/ERR al
citoplasma (44), en una unión mediada por la Ran-GTP, una GTPasa celular, una vez
el factor Ran BP1 en el citoplasma cataliza la desunión del complejo Rev/ERR/RanGTP (26). La unión Rev/ERR incrementa, asimismo, la producción de ARN mensajero
de tamaño completo o con un único sitio de unión. Estos ARN sirven para codificar las
proteínas estructurales y los de tamaño completo sirven, además, como genoma viral.
La Vpr activa la transcripción al interactuar con el factor de transcripción II D y con Sp1
en el promotor basal.
Traducción
Después de su síntesis, las proteínas víricas deben ser procesadas antes de
ensamblarse en lo que serán las partículas maduras. En este proceso participan
diversas proteínas y proteasas víricas, así como una proteasa celular que interviene
en la traducción del Env.
Las proteínas del Env gp120 y gp41 se sintetizan como una poliproteína precursora, la
gp160, a partir de un ARN subgenómico, la cual es glucosilada en el retículo
endoplásmico; se forma una estructura trimérica que contiene tres subunidades de
gp120 y tres de gp41 asociadas de forma no covalente. La secuencia del Env que
participa en este proceso parece estar contenida por completo en la secuencia
transmembrana que corresponde a la gp41. La glucosilación es esencial para un
correcto plegamiento de la proteína. En el aparato de Golgi tiene lugar la ruptura del
precursor gp160 en las dos subunidades individuales, gp120 y gp41, por la acción de
una proteasa celular (45).
En el momento en que se ha completado la oligomerización, la poliproteína ya es
competente para la interacción con el receptor CD4. Esta interacción puede inhibir el
transporte del complejo a la membrana celular para la fase de ensamblaje. El VIH
posee una proteína accesoria, Vpu, que se traduce junto con las proteínas de la
cubierta a partir de un ARN mensajero común y que produce la degradación de la
molécula CD4 y, posiblemente, de otras proteínas transmembrana desde el retículo
endoplásmico. Aunque el Env no está directamente implicado en la degradación, actúa
reteniendo la molécula CD4 en el retículo endoplásmico (26).
Las proteínas estructurales y las enzimas que componen el core se traducen a partir
de dos poliproteínas precursoras, Gag y Gag-Pol, sintetizadas en el retículo
endoplásmico a partir del ARN genómico. Durante el proceso de replicación, se
requiere un mayor número de moléculas derivadas de Gag que de las derivadas de
Pol. Ambas se solapan en la posición 3’-terminal de Gag y en la posición 5’-terminal de
Pol. La lectura de la estructura de Pol se realiza en relación a la de Gag mediante un
mecanismo de salto ribosómico que hace que se sintetice una molécula de Gag-Pol
por cada 20 moléculas de Gag (46).
Gag codifica las proteínas estructurales asociadas al core vírico: la proteína matriz que
reviste la cara interna de la membrana vírica, la proteína de la cápside que construye
la partícula del core en forma de cono, la proteína de la nucleocápside que interactúa
con la cadena simple de ARN genómico viral y la p6, una proteína que interviene en la
incorporación de la proteína Vpr y en las fases finales de la liberación del virión
naciente de la membrana celular. El gen Pol codifica varias enzimas víricas, entre ellas
la transcriptasa inversa, la integrasa y la proteasa (46). Estos precursores se trasladan
en ribosomas libres por el citoplasma hacia la membrana, donde se unen unos con
otros e interactúan con la glucoproteínas del Env a través de una serie de procesos de
ensamblaje dirigidos por Gag.
Acoplamiento
La formación de partículas VIH infecciosas y su liberación de las células infectadas es
un proceso complejo que requiere no sólo el procesamiento y la expresión coordinada
de las proteínas precursoras de Gag, Pol y Env, sino que también depende de la
actividad de varias proteínas accesorias del VIH como Vif, Nef y Vpu (26). Gag es la
proteína estructural fundamental, interviene en una serie de complejas interacciones
consigo misma y con otros factores víricos y celulares para conseguir el ensamblaje de
viriones infecciosos (47). El acoplamiento se desarrolla en varias fases: la interacción
del precursor con la membrana celular, la interacción de los precursores entre sí y la
emergencia del virión en la superficie celular. Cada uno de estos pasos se ha
relacionado con un dominio específico de Gag.
El dominio de interacción con la membrana (dominio M) está formado por las primeras
secuencias de la proteína matriz y el ácido mirístico, que está añadido a la glicina Nterminal, estabiliza la unión del precursor a la membrana por la interacción con los
fosfolípidos de ésta (48). El dominio de interacción (dominio I) se encuentra en dos
regiones discontinuas de la porción C-terminal de la proteína de la cápside e interviene
en las interacciones Gag-Gag que forman agregados proteicos cilíndricos (49); recibe
ayuda del ARN, necesario para la multimerización de Gag (50). El dominio tardío
(dominio L) está situado en la porción terminal de la secuencia p6, contiene una
secuencia rica en prolina (Pro-Tir-Ala-Pro; PTAP) en la región N-terminal y estimula la
separación final de la superficie celular de los viriones ya formados (51). Otro dominio
importante de Gag es el péptido p2, que se halla en la posición C-terminal de la
proteína de la cápside; los cambios en esta región disminuyen la liberación de
partículas y producen virus defectivos no infecciosos (49).
Para su transporte hasta la membrana, el precursor Gag se une a la actina celular
(52). El virión aparece en diferentes zonas de la membrana, distribuido de manera no
uniforme, lo que hace suponer que existen interacciones específicas entre Gag y Env
que dirigen la formación de partículas hacia puntos específicos de la membrana
plasmática. La composición fosfolipídica de la membrana vírica tiene una relación
colesterol/fosfolípido 2,5 veces superior a la de la membrana de la célula infectada
(53). Esto respalda la existencia de un mecanismo que dirige los precursores hacia
regiones de la membrana ricas en estos componentes llamadas “balsas de lípidos”
(lipid rafts). Se ha visto que al realizar una depleción de colesterol en las células
infectadas, las partículas de VIH que se producen pierden más del 90% de capacidad
infecciosa, la cual se recupera con la reposición del colesterol (54). Que el
acoplamiento y la aparición del virus tengan lugar en una determinada localización de
la membrana hace que determinadas proteínas celulares se incorporen a la superficie
de las partículas víricas. Durante el acoplamiento, Gag-Pol se incorpora a través de
interacciones con moléculas de Gag. El ARN y la membrana celulares intervienen en
la formación y estabilización de los complejos Gag/Gag-Pol en las células infectadas
(50).
La partícula vírica que emerge de este proceso mide unos 80-100 nM de diámetro,
contiene dos copias idénticas de ARN genómico viral, varias moléculas de ARNt, la
proteína de la nucleocápside, transcriptasa inversa, integrasa, proteasa y las proteínas
accesorias del VIH en una estructura densa en forma de cono denominada core (49).
El VIH surge de la superficie celular en un proceso en el que participa parte de la
membrana celular para recubrir la partícula vírica madura. Asociadas a la membrana
se encuentran las proteínas de la cubierta vírica gp41 y gp120 (46).
Salida de la célula y maduración
La liberación de la partícula vírica desde la célula huésped requiere la fisión de la
membrana, la cual no parece ligada a ninguna proteína vírica, por lo que debe de estar
implicado un componente celular. La proteína celular tumoral humana susceptible al
gen 101 (TGS101), que se une a la secuencia PTAP de la p6, parece intervenir en la
liberación del virus recién formado. Las mutaciones en la secuencia PATP bloquean el
proceso de fisión, y las modificaciones en la expresión de TGS101 bloquean la
liberación del virión, y su restitución la restaura (55).
La molécula CD4 de la superficie celular puede unirse a la gp120 recién sintetizada y
hacer que se reinfecte de forma no productiva la misma célula. Para evitar que esto
suceda, debe producirse una reducción en el número de moléculas CD4 presentes en
la membrana plasmática; Nef, Env y Vpu están involucradas en este proceso. La
proteína Nef aumenta el índice de endocitosis y la subsiguiente degradación de las
moléculas CD4, así como las moléculas de MHC de tipo I y II localizadas en la
superficie celular. En estadios más avanzados, el precursor de la envuelta gp160
atrapa las moléculas CD4 sintetizadas de novo en el retículo endoplásmico y Vpu
induce su degradación y libera las moléculas de gp160, permitiendo su maduración
(56). Vpu forma, además, poros de conducción iónica que favorecen la liberación del
virus (57).
La partícula vírica liberada contiene una cápside inmadura que experimenta una
dramática maduración morfológica mediada por la proteasa vírica, que realiza
múltiples fragmentaciones del precursor de las poliproteínas Gag y Gag-Pol,
permitiendo la liberación de sus componentes para reensamblarse y formar el core del
virión maduro (47). El proceso de fragmentación es ordenado y se rige por diferencias
en el índice de procesamiento inherente a cada punto de fragmentación. Este proceso
ordenado sugiere que es necesaria una cascada organizada de fragmentaciones para
una correcta maduración del virión (58). Una mínima inhibición de la proteasa produce
un intenso déficit en la infectividad del virus. La proteasa es sólo parcialmente activa
en la forma precursora; su activación prematura dentro de la célula huésped
provocaría la liberación temprana de los componentes de los precursores, lo cual
impediría su correcto acoplamiento. No se conoce totalmente el mecanismo de control
de la actividad autocatalítica de la proteasa que impide su activación temprana. Parece
ser que la dimerización de la proteasa vírica actúa como desencadenante del proceso
autocatalítico (45).
Bibliografía
1. Alcamí, J., Bermejo, M., García, J y cols. Inmunopatología del sida. En: Gatell,
J.M., Clotet, B., Podzamczer, D., Miró, J.M., Mallotas, J. (Eds.). Guía práctica del
SIDA, clínica, diagnóstico y tratamiento. Elsevier Doyma S.L., Barcelona 2007; 2147.
2. Van Kooyk, Y., Geijtenbeek, T.B. DC-SIGN: Escape mechanism for pathogens.
Nat Rev Immunol 2003; 3: 697-709.
3. Al-Harthi, L., Landay, A. Alternative targets of productive HIV infection: Role of CD4
up-regulation on susceptibility of cells to HIV infection. AIDS Rev 2001; 3: 67-74.
4. Kitchen, S., Korin, Y., Roth, M., Landay, A., Zack, J. Costimulation of naive CD8(+)
lymphocytes induces CD4 expression and allows human immunodeficiency virus
type 1 infection. J Virol 1998; 72: 9054-9060.
5. Weller, P., Marshall, W., Lucey, D. y cols. Infection, apoptosis and killing of mature
human eosinophils by human immunodeficiency virus-1. Am J Respir Cell Mol Biol
1995; 13: 610-620.
6. Beaudoin, A., Grondin, G. Shedding of vesicular material from the cell surface of
eukaryotic cells: Different cellular phenomena. Biochim Biophys Acta 1991; 1071:
203-219.
7. Mack, M., Kleinschmidt, A., Bruhl, H. y cols. Transfer of the chemokine receptor
CCR5 between cells by membrane-derived microparticles: A mechanism for cellular
immunodeficiency virus 1 infection. Nat Med 2000; 6: 769-775.
8. Nelson, M., Fätkenheuer, G., Konourina, I. y cols. Efficacy and safety of maraviroc
plus optimized background therapy in viremia, ART-experienced patients infected
with CCR5-tropic HIV-1 in Europe, Australia and North America: 24 weeks results.
14th CROI (25-28 febrero, Los Angeles) 2007; Abst. 104aLB.
9. Lalerazi, J., Goodrich, J., DeJesus, E. Y cols. Efficacy and safety of maraviroc plus
optimized background therapy in viremia, ART-experienced patients infected with
CCR5-tropic HIV-1: 24 weeks results of a phase 2b/3 study in the US and Canada.
14th CROI (25-28 febrero, Los Angeles) 2007; Abst. 104bLB.
10. Demarest, J., Bonny, T., Vavro, C. y cols. HIV-1 coreceptor tropism in treatment
naive and experienced subjects. 44th ICAAC (30 octubre-2 noviembre, Washington
D.C.) 2004; Abst. H-1136.
11. Agace, W.W., Amara, A., Roberts, A. y cols. Constitutive expression of stromal
derived factor-1 by mucosal epithelia and its role in HIV transmission and
propagation. Curr Biol 2000; 10: 325-328.
12. Wilkin, T., Su, Z., Kuritzkes, D. y cols. Co-receptor tropism in patients screening for
ACTG 5211, a phase 2 study of vicriviroc, a CCR5 inhibitor. 13th CROI (5-8 febrero,
Denver) 2006; Abst 655.
13. Samson, M., Libert, F., Doranz, B.J. y cols. Resistance to HIV-1 infection in
Caucasian individuals bearing mutant alleles of the CCR5 chemokine receptor
gene. Nature 1996; 382: 722-725.
14. Dietrich, U. HIV entry inhibitors. AIDS Rev 2001; 3: 89-97.
15. Esté, J. HIV resistance to entry inhibitors. AIDS Rev 2001; 3: 121-132.
16. Choe, H., Farzan, M., Sun, Y. y cols. The beta-chemokine receptors CCR3 and
CCR5 facilitate infection by primary HIV isolates. Cell 1996; 85: 1135-1148.
17. Lanman, J., Lam, T., Barnes, S. y cols. Identification of novel interactions in HIV-1
capsid protein assembly by high-resolution mass spectrometry. J Mol Biol 2003;
325: 759-772.
18. Golf, S. Intracellular trafficking of retroviral genomes during the early phase of
infection: Viral exploitation of cellular pathways. J Gene Med 2001; 3: 517-528.
19. Litvak, S., Sarih-Cottin, L., Fournier, M., Andreola, M., Tarrago-Litvak, L. Priming of
HIV replication by tRNA(Lys3): role of reverse transcription. Trends Biochem Sci
1994; 19: 114-118.
20. Stark, L., Hay, R. Human immunodeficiency virus type 1 (HIV-1) viral protein R
(Vpr) interacts with Lys-tRNA synthetase: Implications for priming of HIV-1 reverse
transcription. J Virol 1998; 72: 3037-3044.
21. McDonald, D., Vodicka, M., Lucero, G. y cols. Visualization of the intracellular
behavior of HIV in living cells. J Cell Biol 2002; 159: 441-452.
22. Pierson, T.C., Zhou, Y., Kiefler, T. y cols. Molecular characterization of
preintegration latency in HIV infection. J Virol 2002; 76: 8518-8531.
23. Lehman-Che, J., Saïb, A. Early Stages of HIV replication: How to hijack cellular
functions for a successful infection. AIDS Rev 2004; 6: 199-207.
24. Fassati, A., Golf, S. Characterization of intracellular reverse transcription
complexes of HIV type 1. J Virol 2001; 75: 3626-3635.
25. Karczewski, M., Strebel, K. Cytoskeletal association and virion incorporation of the
human immunodeficiency virus type 1 Vif protein. J Virol 1996; 70: 494-507.
26. Strebel, K., Bour, S. Molecular interactions of HIV with host factors. AIDS 1999;
13(Supl. A): S13-S24.
27. Lewis, P., Emerman, M. Pasaje through mitosis is required for oncoretrovirus but
not for the human immunodeficiency virus. J Virol 1994; 68: 510-516.
28. Bukrinsky, M., Sharova, N. Dempsey, M. y cols. Active nuclear import of HIV type 1
preintegration complexes. Proc Natl Acad Sci USA 1992; 89: 6580-6584.
29. Popov, S., Rexach, M., Zybarth, G. y cols. Viral protein R regulates nuclear import
of the HIV-1 preintegration complex. EMBO J 1998; 17: 909-917.
30. Haffar, O., Popov, S., Dubrovsky, L. y cols. Two nuclear localization signals in the
HIV-1 matrix protein regulate nuclear import of the HIV-1 pre-integration complex. J
Mol Biol 2000; 229: 359-368.
31. Ikeda, T., Nishitsuji, H., Zhou, X. y cols. Evaluation of the functional involvement of
HIV type 1 integrase in nuclear import of viral cDNA during acute infection. J Virol
2004; 78: 11563-11573.
32. Schroeder, A., Shinn, P., Chen, H. y cols. HIV-1 integration in the human genome
favors active genes and local hotspots. Cell 2002; 110: 521-529.
33. Violot, S., Hong, S., Rakotobe, D. y cols. The human Polycomb group EED protein
interacts with the integrase of HIV type 1. J Virol 2003; 77: 12507-12522.
34. Cherepanov, P., Devroe, E., Silver, P. y cols. Identification of an evolutionaryconserved domain in LEDGF/p75 that binds HIV-1 integrase. J Biol Chem 2004;
279: 33416-33445.
35. Ciuffi, A., Llano, M., Poeschla, E. y cols. A role of LEDGF/p75 in targeting HIV DNA
integration. Nature Medicine 2005; 11: 1287-1289.
36. Semenova, E., Jonson, A., Marchand, C., Pommier, Y. Integration of human
immunodeficiency virus as a target for antirretroviral therapy. Curr Opin HIV AIDS
2006; 1: 380-387.
37. Asante, E., Skalka, A. HIV-1 integrase: Structural organization, conformational
changes, and catalysis. Adv Virus Res 1999; 52: 351-369.
38. Baeuerle, P., Baltimore, D. NF-kB: Ten years after. Cell 1996; 87: 13-20.
39. Ramírez de Arellano, E., Soriano, V., Alcamí, J., Holguín, A. New findings of
transcription regulation across different HIV-1 subtypes. AIDS Rev 2006; 8: 9-16.
40. Van Lint, C., Amella, C., Emilia, S. y cols. Transcription factor binding sites
downstream of the human immunodeficiency virus type 1 transcription start site are
important for virus infectivity. J Virol 1997; 71: 6113-6127.
41. Daelemans, D., De Clerq, E., Vandamme, A. Control of RNA initiation and
elongation at the HIV promoter. AIDS Rev 2000; 2: 229-240.
42. Liang, C., Wainberg, M. The role of Tat in HIV-1 replication: An activator and/or a
suppressor? AIDS Rev 2002; 4: 41-49.
43. Garber, M., Jones, K. HIV-1 Tat: Coping with negative elongation factors. Curr Opin
Immunol 1999; 11: 460-465.
44. Fukuda, M., Asano, S., Nakamura, T. y cols. Crm1 is responsible for intracellular
transport mediated by the nuclear export signal. Nature 1997; 390: 308-311.
45. Rodés, B., Holguín, A. Retrovirus humanos y subtipos del VIH. En: Soriano, V.,
González-Lahoz, J. (Eds.). Manual de SIDA. Permanyer, Barcelona 2007; 1-19.
46. Kaplan, A. Asembly of the HIV-1 core particle. AIDS Rev 2002; 4: 104-111.
47. Salzwedel, K., Martin, D.E., Sakalian, M. Maturation inhibitors: A new therapeutic
class targets the virus structure. AIDS Rev 2007; 9: 162-172.
48. Hill, C., Worthylake, D., Bancroft, D., Christensen, A., Sundquist, W. Crystal
structures of the trimeric human immunodeficiency virus type 1 matrix protein:
Implications for membrane association and assembly. Proc Natl Acad Sci USA
1996; 93: 3099-3104.
49. Granier, L., Bowzard, J., Wills, J. Recent advances and remaining problems in HIV
assembly. AIDS 1988; 12(Supl. A): S5-S16.
50. Halwani, R., Khorchid, A., Kleiman, L. Cellular distribution of Gag/Gag-Pol
complexes in HIV-1 infected cells and the role of RNA and high density lipid rafts
“barges” in their assembly and stabilization. XIV AIDS Int Conf (7-12 julio,
Barcelona) 2002; Abst. TuPeA4380.
51. Huang, M., Orenstein, J., Martin, M., Freed, E. Gag p6 is required for particle
production from full-length human immunodeficiency virus type 1 molecular clones
expressing protease. J Virol 1995; 69: 6810-6818.
52. Rey, O., Canon, J., Krogstad, P. HIV-1 Gag protein associates with F-actin present
in microfilaments. Virology 1996; 220: 530-534.
53. Aloia, R., Tian, H., Jensen, F. Lipid composition and fluidity of the human
immunodeficiency virus type 1 envelope and the host cell plasma membrane. Proc
Natl Acad Sci USA 1993; 99: 5181-5185.
54. Liao, Z., Hildreth, E. Lipid rafts and HIV biology: Cholesterol is required for HIV-1
infection. 8th CROI (4-8 febrero, Chicago) 2001; Abst. A531.
55. Demirov, D., Ono, A., Orenstein, J., Freed, E. Overexpression of the N-terminal
domain of Tsg101 inhibits HIV-1 budding by blocking late domain function. Proc
Natl Acad Sci USA 2002; 99: 955-960.
56. Sierra, S., Kupfer, B., Kaiser, R. Basics of the virology of HIV-1 and its replication. J
Clin Virol 2005; 34: 233-244.
57. Schubert, U., Ferrer-Montiel, A.V., Oblatt-Montal, M. y cols. Identification o fan ion
channel activity of the Vpu transmembrane domain and its involvement in the
regulation of virus release from HIV-1 infected cells. FEBS Lett 1996; 398: 12-18.
58. Petit, S., Clemente, J., Jeung, J. y cols. Ordered processing of the HIV-1 Gag-Pol
precursor is influenced by the context of the embedded viral protease. J Virol 2005;
79: 10601-10607.