ALGUNOS ASPECTOS EPIDEMIOLOGICOS DEL MOHO BLANCO

ALGUNOS ASPECTOS EPIDEMIOLOGICOS DEL MOHO BLANCO DE LA LECHUGA
(Lactuca sativa) EN DOS MUNICIPIOS PRODUCTORES DE CUNDINAMARCA
ZEIDY ALEJANDRA MARTÍNEZ PÉREZ
TRABAJO DE GRADO
Presentado como requisito parcial para optar al título de
MICROBIÓLOGA INDUSTRIAL
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA
FACULTAD DE CIENCIAS
CARRERA DE MICROBIOLOGÍA INDUSTRIAL
Bogotá D.C.
ENERO DEL 2008
1
ALGUNOS ASPECTOS EPIDEMIOLOGICOS DEL MOHO BLANCO DE LA LECHUGA
(Lactuca sativa) EN DOS MUNICIPIOS PRODUCTORES DE CUNDINAMARCA
ZEIDY ALEJANDRA MARTÍNEZ PÉREZ
APROBADO
Carlos Andrés Moreno Velandia M.Sc
Camilo Rubén Beltrán Acosta B.Sc
Director
Codirector
María Clemencia Forero La Rota M.Sc
Juan Clímaco Hio Adm Agropecuario
Jurado
Jurado
2
ALGUNOS ASPECTOS EPIDEMIOLOGICOS DEL MOHO BLANCO DE LA LECHUGA
(Lactuca sativa) EN DOS MUNICIPIOS PRODUCTORES DE CUNDINAMARCA
ZEIDY ALEJANDRA MARTÍNEZ PÉREZ
APROBADO
Angela Umaña Muñoz M.Phil.
Janeth del Carmen Arias Palacios
Decana Académica
Director de Carrera
3
NOTA DE ADVERTENCIA
Artículo 23 de la Resolución N° 13 de Julio de 1946
“La Universidad no se hace responsable por los conceptos emitidos por sus alumnos en
sus trabajos de tesis. Solo velará porque no se publique nada contrario al dogma y a la
moral católica y porque las tesis no contengan ataques personales contra persona alguna,
antes bien se vea en ellas el anhelo de buscar la verdad y la justicia”.
4
A mi familia, su confianza y respaldo
hizo posible culminar con éxito este trabajo
5
AGRADECIMIENTOS
A
los financiadores de éste trabajo La Corporación Colombiana de Investigación
Agropecuaria (Corpoica), La Asociación Colombiana de Productores de Hortalizas y
Frutas (Asohofrucol) y El Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural (MADR).
A la doctora Alba Marina Cotes por brindarme la oportunidad de trabajar junto a su
excelente grupo de investigadores durante todo este tiempo.
A Carlos Andrés Moreno Velandia por su dirección, apoyo y paciencia durante la
ejecución de este trabajo.
A Camilo Beltrán Acosta por sus valiosos aportes y sugerencias durante el desarrollo de
este trabajo.
A Jorge Argüelles por su oportuna asesoría en el análisis estadístico de este trabajo.
A todos los investigadores, estudiantes y auxiliares de laboratorio de control biológico por
su amistad, colaboración y momentos agradables que me brindaron durante el desarrollo
del trabajo.
6
TABLA DE CONTENIDO
RESUMEN....................................................................................................................... 12
ABSTRACT...................................................................................................................... 14
1. INTRODUCCIÓN ......................................................................................................... 15
2. MARCO TEÓRICO Y REVISIÓN DE LITERATURA .................................................... 19
2.1. Cultivo de la lechuga................................................................................................. 19
2.1.1. Origen ................................................................................................................ 19
2.1.2. Clasificación taxonómica.................................................................................... 19
2.1.3. Morfología. ......................................................................................................... 20
2.1.4. Condiciones agroecológicas............................................................................... 20
2.1.4.1. Temperatura y humedad relativa................................................................. 20
2.1.4.2. Suelo........................................................................................................... 20
2.1.5. Siembra.............................................................................................................. 21
2.1.5.1. Transplante ................................................................................................. 21
2.1.5.2. Desarrollo de la planta................................................................................. 22
2.1.5.3. Riegos......................................................................................................... 23
2.1.6. Situación actual del cultivo de la lechuga en Colombia. ..................................... 24
2.2. Plagas y enfermedades ............................................................................................ 25
2. 3. Moho blanco de la lechuga ...................................................................................... 27
2.3.1. Sclerotinia minor Jagger..................................................................................... 27
2.3.1.1. Taxonomía .................................................................................................. 27
2.3.1.2. Características generales............................................................................ 27
2.3.1.3. Rango de huéspedes .................................................................................. 28
2.3.1.4. Etiología y epidemiología ............................................................................ 28
2.3.2. Sclerotinia sclerotiorum De Bary ........................................................................ 29
2.3.2.1. Taxonomía .................................................................................................. 29
7
2.3.2.1. Características Generales ........................................................................... 29
2.3.2.2. Rango de huéspedes .................................................................................. 30
2.3.2.3. Etiología y epidemiología ............................................................................ 30
2.3.2.4. Fisiología..................................................................................................... 31
2.3.3. Biología del esclerocio ....................................................................................... 31
2.3.4. Mecanismos de patogénesis de Sclerotinia spp. ................................................ 32
2.3.4.1. Enzimas de la patogénesis.......................................................................... 32
2.3.4.2. Acido oxálico ............................................................................................... 33
2.4. Métodos de Control................................................................................................... 35
2.4.1. Métodos físicos y culturales ............................................................................... 35
2.4.2. Métodos Químicos ............................................................................................. 38
2.4.3. Control biológico. ............................................................................................... 40
2.5. Técnicas de análisis del desarrollo de epidemias...................................................... 42
2.5.1. Incidencia de plantas enfermas.......................................................................... 45
2.5.2. Geoestadística ................................................................................................... 47
2.5.2.1. Semivariograma. ......................................................................................... 47
2.5.2.2. Kriging......................................................................................................... 48
3. FORMULACIÓN DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN ............................................... 49
4. OBJETIVOS................................................................................................................. 51
4.1. Objetivo General. ...................................................................................................... 51
4.2. Objetivos Específicos................................................................................................ 51
5. MATERIALES Y MÉTODOS........................................................................................ 52
5.2. Métodos.................................................................................................................... 53
5.2.1. Determinación del agente causal del moho blanco de la lechuga....................... 53
5.2.2. Determinación de la población de esclerocios en el suelo.................................. 54
5.2.3. Seguimiento de la enfermedad del moho blanco de la lechuga en el tiempo.... 55
5.2.4. Análisis de Datos. .............................................................................................. 57
8
5.2.5. Prueba de patogenicidad in planta ..................................................................... 57
6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN..................................................................................... 59
6.1. Determinación del agente causal del moho blanco de la lechuga. ............................ 59
6.2. Prueba de patogenicidad in planta............................................................................ 63
6.3. Población de esclerocios. ......................................................................................... 67
6.4. Seguimiento a la enfermedad moho blanco de la lechuga ........................................ 71
6.5. Dinámica espacial de la incidencia del moho blanco................................................. 74
6.5.1. Semivariogramas. .............................................................................................. 74
6.5.2. Mapas en contorno ............................................................................................ 77
7. CONCLUSIONES ........................................................................................................ 86
8. RECOMENDACIONES ................................................................................................ 87
9. REFERENCIAS BIBLIOGRAFÍAS................................................................................ 88
10. ANEXO ...................................................................................................................... 98
10.1. Anexo 1. Valores promedio de la temperatura y de la humedad relativa registrados
por la estación meteorológica Tibaitatá............................................................................ 98
10.2. Anexo 2. Análisis geoestadístico de la incidencia para el municipio de Mosquera.
Parámetros del semivariograma ...................................................................................... 99
10.3. Anexo 3. Análisis geoestadístico de la incidencia para el municipio de Funza
Parámetros del semivariograma ...................................................................................... 99
9
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Diseño del toma muestra de suelo.................................................................... 54
Figura 2. Diagrama de cuadrantes para determinar incidencia de la enfermedad............ 56
Figura 3. Aislamiento de Sclerotinia minor proveniente del cultivo de lechuga del municipio
de Mosquera ............................................................................................................ 59
Figura 4. Hifas de Sclerotinia minor vista a 40X. A. Granulaciones.................................. 60
Figura 5. Aislamiento de Sclerotinia sclerotiorum proveniente del cultivo de lechuga del
municipio de Funza.. ................................................................................................ 60
Figura 6. Hifas de Sclerotinia sclerotiorum. Vista a 40X................................................... 61
Figura 7. Esclerocios de Sclerotinia minor provenientes de aislamientos del cultivo del
municipio de Mosquera ............................................................................................ 61
Figura 8. Esclerocio de Sclerotinia sclerotiorum proveniente de aislamientos del cultivo del
municipio de Funza .................................................................................................. 61
Figura 9. Prueba de patogenicidad de Sclerotinia minor en hojas de lechuga tipo batavia
........................................................................................................................................ 63
Figura 10. Prueba de patogenicidad de Sclerotinia sclerotiorum en hojas de lechuga tipo
batavia.. ................................................................................................................... 65
Figura 11. Tejido foliar infectado 15 días después de la inoculación................................ 66
Figura 12. Cultivo de lechuga en la finca de Mosquera a los 88 días después del
transplante. .............................................................................................................. 68
Figura 13. Incidencia de la enfermedad moho blanco de la lechuga en el cultivo de
Mosquera................................................................................................................. 71
Figura 14. Incidencia de la enfermedad moho blanco de la lechuga en el cultivo de
Funza....................................................................................................................... 72
Figura 15. Semivariogramas de isotropía y a 0º, 45º,90º y 135º de la incidencia de la
enfermedad causada por Sclerotinia minor los 42 días después del transplante en el
cultivo de lechuga Mosquera.................................................................................... 75
Figura 16. Semivariogramas de isotropía y a 0º, 45º, 90º y 135º de la incidencia de la
enfermedad a los Sclerotinia minor a los 72 días después del transplante en el cultivo
de lechuga en Mosquera.......................................................................................... 75
Figura 17. Semivariogramas de isotropía y a 0º, 45º,90º y 135º de la incidencia de la
enfermedad causada por Sclerotinia sclerotiorum a los 36 días después del
transplante en el cultivo de lechuga en Funza.......................................................... 76
Figura 18. Semivariogramas de isotropía y a 0º, 45º,90º y 135º de la incidencia de la
enfermedad causada por Sclerotinia sclerotiorum a los 74 días después del
transplante en el cultivo de lechuga Funza............................................................... 76
Figura 19. Mapa de contorno de la incidencia de la enfermedad causada por Sclerotinia
minor para el cultivo de Mosquera............................................................................ 78
Figura 20. Mapa de contorno de la mortalidad causada por Sclerotinia minor para el
cultivo de Mosquera. ................................................................................................ 79
Figura 21. Mapa de contorno de la incidencia de la enfermedad causada por Sclerotinia
sclerotiorum para el cultivo de Funza. ...................................................................... 80
Figura 22. Mapa de contorno para la mortalidad causada por Sclerotinia sclerotiorum en
el cultivo de Funza. .................................................................................................. 81
10
LISTA DE TABLAS
Tabla 1. Clasificación taxonómica de la lechuga.............................................................. 19
Tabla 2. Fases de crecimiento de la lechuga ................................................................... 22
Tabla 3. Enfermedades en el cultivo de la lechuga causada por hongos. ........................ 26
Tabla 4. Clasificación taxonómica de Sclerotinia spp....................................................... 27
Tabla 5. Fungicidas recomendados para el control de Sclerotinia spp............................. 38
Tabla 6. Producción de esclerocios de Sclerotinia minor. ................................................ 64
Tabla 7. Producción de esclerocios de Sclerotinia sclerotiorum. ...................................... 65
Tabla 8. Densidad de esclerocios de Sclerotinia minor en las muestras de suelo tomadas
a los 42 días después del transplante en Mosquera................................................. 67
11
RESUMEN
La enfermedad moho blanco de la lechuga, es causada por dos especies estrechamente
relacionadas Sclerotinia sclerotiorum y S. minor, las cuales causan pérdidas hasta del
70% en el cultivo. Las dos especies presentan dinámicas de infección diferentes, mientras
S. sclerotiorum infecta principalmente por ascosporas, S. minor lo hace por esclerocios. El
objetivo de este trabajo fue determinar algunos aspectos epidemiológicos de la
enfermedad moho blanco de la lechuga. En los municipios de Funza y Mosquera (Cund.)
se seleccionaron dos fincas hortícolas y en lotes cultivados con lechuga tipo batavia
variedad coolguard, con antecedentes previos de la enfermedad, se estableció una red de
muestreo en un área de 1000m2. Se determinó la densidad de esclerocios del patógeno
en el suelo y el patrón de distribución espacial de la enfermedad en el cultivo. En los dos
campos comerciales se tomaron muestras de plantas de lechuga con los síntomas y
signos característicos de la enfermedad, a partir de éste material se realizaron
aislamientos de Sclerotinia spp. Mediante el estudio de rasgos macro y microscópicos se
determinó la especie predominante en cada lote, también se efectuaron pruebas de
patogenicidad in planta para determinar la correspondencia de los síntomas y signos de la
enfermedad observados en campo con los reproducidos en laboratorio. Se determinó que
la especie predominante en el lote comercial en el municipio de Mosquera fue S. minor,
mientras que en el municipio de Funza fue S. sclerotiorum; en el primer caso la
enfermedad presentó una incidencia del 52%, mientras que en el segundo el patógeno
afectó el 32% de la población de plantas en el área demarcada. La densidad de
esclerocios en las muestras de suelo fue baja. En las pruebas de patogenicidad las dos
especies de Sclerotinia causaron infección en las hojas de lechuga en condiciones
12
controladas y sobre éste material vegetal se produjeron esclerocios con igual morfología a
los esclerocios utilizados para la inoculación. El análisis geoestadístico determinó que el
modelo espacial de la enfermedad moho blanco en los dos campos comerciales presentó
alta dependencia espacial y permitió localizar los focos de infección. La información
generada en el presente estudio constituye una herramienta útil para aumentar la
eficiencia de las estrategias de control de la enfermedad moho blanco.
13
ABSTRACT
Lettuce white mold is a disease caused by S. minor and S. sclerotiorum two species
slightly related and they are one of limitants on this hortalize production. Two species have
diferents sources of infection, while S. sclerotiorum infects lettuce primarily by ascospores
from the carpogenic germination of sclerotia, S. minor infects exclusively by mycelium
from eruptively germinating sclerotia.
Specific objective of this work were to determine some epidemiologic aspects of lettuce
white mold disease in two comertial field of two municipalities of Cundinamarca. Initially
localized two lettuce batavia var coolguard producers fields with previous antecedents of
the disease for the municipalities of Mosquera and Funza for each one used a grid system
for density inoculum and disease incidence determination for geostatistic analysis. In
addition for each field samples of plants with sings and simptoms characteristics of the
disease were taken and several isolates were made until obtain pure isolates to determine
predominat specie for macro and microscopic details and after that patogenicity in planta
test was made to comprobe sings and simpthoms of the disease observed in field were
similar as the laboratory reproduced.
The predominant specie was S. minor for Mosquera field with an incidence 52% and S.
sclerotiorum for Funza field with 32%, also the inoculum density was poor for each field. In
planta pathogenicity tests reflected accurancy with sings and simptoms that observed in
field. Geostatistic analysis determined
indidence
model presented high
spatial
dependence for S. Sclerotiorum and S. minor and the foci localization.
14
1. INTRODUCCIÓN
La horticultura en Colombia ha venido adquiriendo gran importancia en los últimos años
por presentarse como uno de los sectores que ha contribuido en la generación de cerca
de 500 mil empleos directos en áreas rurales (Ministerio de Medio Ambiente, 2002) y
quizás porque se ha venido consolidando como una de las áreas más promisorias en
materia de exportaciones.
Debido al incremento del consumo de hortalizas y a la demanda de alimentos libres de
sustancias que representan un riesgo para la salud del hombre y para el ambiente, surge
la necesidad de implementar herramientas tecnológicas que permitan a los agricultores
adquirir competitividad y cumplir con las exigencias de inocuidad en el mercado.
Actualmente la lechuga es una de las hortalizas con mayor área sembrada en el
departamento de Cundinamarca ocupando el 72% de ésta, es uno de los productos de
mayor importancia en materia de oferta hortícola, pero su rendimiento promedio de 14,75
Ton/Ha es muy bajo, debido a la alta incidencia de enfermedades e insectos plaga
(Ministerio de agricultura, 2003 citado por Arias, 2006).
Las enfermedades se constituyen como parte importante de la problemática fitosanitaria
en la producción de lechuga. Sclerotinia spp. produce la enfermedad moho blanco
causada por el hongo y es responsable de pérdidas por encima del 70% (Ministerio de
agricultura, 2003 citado por Arias, 2006).
15
Para el control del moho blanco se han utilizado principalmente fungicidas de síntesis
química, lo cual representa cerca del 20% de los costos directos de producción. Sumado
a esto, su uso inadecuado conduce al detrimento en la calidad y la competitividad del
producto de consumo provocando el rechazo en los mercados (Ministerio de agricultura,
2006).
Los agentes causales del moho blanco de la lechuga son dos especies estrechamente
relacionadas, Sclerotinia minor Jagger y Sclerotinia sclerotiorum (Lib) de Bary (Abawi y
Grogan, 1979; Subbarao, 1998). Aunque los síntomas generales de la enfermedad
causados por las dos especies en la lechuga son
similares, varios estudios han
demostrado diferencias inherentes a la infección de cada especie. Estas diferencias son el
resultado de diferentes modos de acción empleados por las dos especies para la
infección, así se ha reportado que S. minor infecta exclusivamente por micelio proveniente
de la germinación eruptiva de los esclerocios que están localizados cerca a las raíces o a
la corona de la planta (Imolehim et al. 1980; Dillard y Grogan, 1985; Melzer y Boland,
1994; Subbarao et al. 1995; Subbarao et al. 1996), por lo cual se afirma que éste es un
patógeno típicamente de suelo. Las infecciones primarias causadas por S. sclerotiorum en
lechuga son ocasionadas por ascosporas (Newton y Sequeira. 1972; Ritterson y Grogan,
1985; Ben-Yephet et al. 1993) mientras que las infecciones por micelio germinado de
esclerocios se presenta en baja frecuencia (Abawi y Grogan ,1979). Las infecciones por
ascosporas generan áreas acuosas sobre la cabeza de la planta, la formación de una
capa de micelio y con el tiempo desarrollo de esclerocios (Ben-Yephet et al. 1993). La
infección por la germinación directa de esclerocios de S. sclerotiorum es similar a la
causada por S. minor pero diferenciándose fácilmente por el tamaño de los esclerocios
formados sobre las plantas.
16
Debido a que S. sclerotiorum y S. minor poseen ciertas diferencias en los modos de
infección, se esperaría que la enfermedad causada por estas dos especies presente un
patrón de distribución espacial diferente en el tiempo (Marois y Adams, 1985; Nelson y
Campbell, 1993; Subbarao et al. 1996). Sin embargo, Hao y Subbarao (2005) encontraron
el mismo patrón de distribución de la incidencia de la enfermedad para los dos tipos de
infección antes descritos. Del mismo modo, dado que S. minor es considerado
típicamente un patógeno de suelo, se esperaría que la incidencia de la enfermedad refleje
la distribución de esclerocios en el suelo, debido a la alta correlación que existe entre la
densidad de inóculo y la incidencia de la enfermedad (Campbell y Noe, 1985; Dillard y
Grogan, 1985; Hao et al. 2003). El patrón de distribución de la enfermedad causado por
S. sclerotiorum no sólo depende de las distribución de los esclerocios, sino también de la
temperatura y de la humedad del suelo, que afectan la producción de apotecios y de la
velocidad y dirección del viento que afectan la descarga y dispersión de las ascosporas
(Schwartz y Steadman, 1978; Abawi y Grogan, 1979).
Aunque estos aspectos epidemiológicos han sido ampliamente estudiados en diferentes
países, en Colombia son pocas las investigaciones que se han realizado al respecto, al
igual que no se conoce con certeza cuales son las especies de Sclerotinia predominantes
en los campos productores de lechuga ni de la fuente de inóculo primario. El trabajo de
Smith (2007) fue uno de los primeros que abordó el tema de distribución espacial de
esclerocios en el suelo. Dilucidar estos aspectos en las condiciones de producción del
país, contribuiría al desarrollo de estrategias de muestreo y de control más eficientes a las
que existen actualmente. Por tal motivo, el presente estudio pretendió determinar el
agente causal del moho blanco de la lechuga predominante en dos campos comerciales
de lechuga en dos municipios productores de Cundinamarca, determinar el patrón de
17
distribución espacial de la enfermedad y describir la relación entre la densidad de inóculo
y la incidencia de la enfermedad del moho blanco de la lechuga.
18
2. MARCO TEÓRICO Y REVISIÓN DE LITERATURA
2.1. Cultivo de la lechuga
2.1.1. Origen
La lechuga como cultivo se originó probablemente en la cuenca mediterránea, una prueba
evidente es la existencia de una forma primitiva de lechuga, casi silvestre a partir de la
lechuga silvestre Lactuca serviola L., comúnmente llamada lechuga espinosa (Davis et al,
2002). Los primeros informes escritos referentes al cultivo de la lechuga se atribuyen a
Herodoto, en el que menciona que la lechuga aparecía en las mesas reales de Persia en
el año 550 (a. C.) Posteriormente fue descrita por autores griegos como Hipócrates, quien
en el año 430 (a. C.) le atribuyó propiedades medicinales; Aristóteles en el año 356 (a.C.)
y Galeno, quien en el año164 después de J.C. la describió como una hortaliza popular. La
lechuga fue popular en la antigua Roma y se cultivaron varias formas (Davis et al, 2002).
2.1.2. Clasificación taxonómica.
La lechuga es una planta anual, autógama, perteneciente a la familia Asteraceae y cuyo
nombre botánico es Lactuca sativa L. (Tabla 1). Diploide con 2n=18 cromosomas
Tabla 1. Clasificación taxonómica de la lechuga.
Plantae – Plantas
Reino
Subreino
Superdivisión
División
Clase
Subclase
Orden
Tracheobionta – Plantas Vasculares
Spermatophyta – Plantas con semilla
Magnoliophyta – Plantas con flores
Magnoliopsida – Dicotiledóneas
Asteridae
Asterales
Asteraceae
Lactuca L.
Especie Lactuca sativa L.
Familia
Genero
Tomado de USDA, NRCS. 2006
19
2.1.3. Morfología.
La plante de lechuga se caracteriza porque la raíz no sobrepasa los 25cm de profundidad,
es pivotante y con ramificaciones. Las hojas están dispuestas en roseta, desplegadas al
principio en unos casos siguen así durante todo su desarrollo (variedades romanas) y en
algunos casos acogollan mas tarde. El borde de los limbos puede ser liso, ondulado o
aserrado. Su tallo es cilíndrico. La inflorescencia presenta capítulos florales amarillos
dispuestos en racimos o corimbos. Las semillas están provistas de un vilano plumoso
(Chávez y Medina, 2003).
2.1.4. Condiciones agroecológicas
2.1.4.1. Temperatura y humedad relativa
La temperatura media óptima para el desarrollo normal de la planta de lechuga es de 15 a
18ºC con máximas de 21ºC y mínimas de 7ºC. Las temperaturas extremas inducen la
emisión prematura de los tallos florales y afectan la calidad del producto de consumo,
debido a la acumulación de látex en las venas (Osorio y Lobo, 1983).
La humedad relativa conveniente para el cultivo de la lechuga es de 60 a 80%. La
humedad ambiental excesiva favorece el desarrollo de enfermedades (Chávez y Medina,
2003).
2.1.4.2. Suelo
En general todos los suelos son buenos para el cultivo de la lechuga, sin embargo se
desarrolla muy bien en suelos con alto contenido de materia orgánica (Osorio y Lobo,
1983). Teniendo en cuenta que el sistema radicular de la lechuga no es muy extenso los
20
suelos que retienen la humedad y que a la vez presentan buen drenaje son los mejores;
las mejores texturas son las franco-arcillosas y franco-arenosas. El pH más apropiado es
de 5.2 a 5.8 en suelos orgánicos y de 5.5 a 6.7 en suelos minerales. En general, si el
suelo mineral tiene un pH menor de 6.0, es recomendable aplicar cal (Osorio y Lobo,
1983).
2.1.5. Siembra.
La lechuga es una hortaliza típicamente de transplante, aunque también puede sembrarse
en forma directa (Valades, 1994; Lucero, 2000). Tradicionalmente la siembra se hace en
semilleros, en épocas frías en las que son ligeramente protegidos. Como el tamaño de la
semilla es muy pequeño, suele cubrirse con una capa delgada de suelo (Corpoica, 1992;
Ortiz, 2001).
Toda la semilla que se consume para siembra en Colombia es importada, especialmente
la producida por las casas de Norte América, tales como Morse y Asgrow (CCI, 2007). La
semilla de la lechuga germina mejor en suelos con temperatura entre 20 y 26ºC con
óptimas de 24ºC. En estas condiciones las plántulas emergen a los dos o tres días
después de sembradas. La semilla de un año de edad germina mejor que la nueva a una
temperatura del suelo de 30ºC (Osorio y Lobo, 1983).
2.1.5.1. Transplante
El transplante se realiza cuando las plántulas han alcanzado una altura de 8 a 12cm.
También se puede transplantar cuando las plántulas hayan desarrollado de 4 a 6 hojas
verdaderas (Sarli, 1980 citado por Jiménez y Rodas, 1996;).
El trasplante se puede
21
realizar en hileras separadas de 40 a 50cm y entre plantas 25cm, en camas de 1 a 1.2m
de ancho.
2.1.5.2. Desarrollo de la planta
Las plantas de lechuga pasan por tres fases de desarrollo; plántula, un periodo de roseta
y formación de cogollo (Tabla 2).
Tabla 2. Fases de crecimiento de la lechuga
Fase
Germinación
Cotiledón
Aumento de las hojas verdaderas
Roseta
Formación del Cogollo
Madurez
Sobremadurez
Formación del tallo floral
Floración
Producción de Semillas
Observaciones
La radícula emerge de la semilla
Los cotiledones emergen y se expanden
Las hojas emergen y se expanden
Hojas con estructura aplanada a erguida (todavía
no curvada)
Comienza cuando emerge una hoja curvada y se
expande. Hojas sucesivas más curvadas hasta
que son completamente envueltas por las hojas
exteriores
Se han desarrollado un gran número de hojas en
el interior de modo que se forma un cogollo
esférico cada vez más firme. Requiere de 60-120
días dependiendo de la estación
Las hojas del cogollo continúan expandiéndose
hasta que se forman grietas por la presión
El punto de crecimiento se alarga y emerge a
través de la parte superior del cogollo
Se inicia con la formación de la yema terminal y la
apertura de la flor. Continúan formándose nuevas
flores diariamente durante 50-70 días
Empieza con la flor terminal, el involucro se seca y
se abre en unos 12-14 días
Traducido de Davis et al. 2002
Durante el desarrollo de la plántula, desde la germinación hasta el momento de
transplante, las condiciones de germinación son críticas para una producción adecuada
de lechugas. Para la germinación de las semillas se requiere unas condiciones adecuadas
de humedad y oxígeno y unas temperaturas favorables. Una vez que la semilla de
lechuga embebe agua, germina rápido; la emergencia depende de las temperaturas. Las
22
raíces jóvenes se alargan típicamente hasta unos 25cm en la primera etapa de desarrollo.
Las primeras hojas verdaderas emergen inmediatamente después de los cotiledones y se
inicia la fotosíntesis, aunque la lechuga desarrolla una raíz principal, existe un
considerable crecimiento de las raíces laterales. La mayor parte de las raíces tiene menos
de 0,5mm de diámetro. La profundidad real de enraizamiento está en función del tipo de
suelo, del suministro de oxígeno y del drenaje. El transplante se realiza generalmente en
la fase de tres a cuatro hojas, que aproximadamente tiene lugar 3 a 4 semanas después
de realizado el semillero (Davis et al. 2002).
Durante la fase de roseta, se forman continuamente hojas en el punto de crecimiento del
tallo relativamente corto, que raramente excede los 10cm en la lechuga acogollada. Las
hojas de esta lechuga tienen pecíolos cortos y se expanden normalmente durante el
primer crecimiento. El acogollamiento comienza cuando las hojas de la roseta comienzan
a curvarse hacia dentro. Las hojas nuevas se forman continuamente y llenan el interior
hasta que se forma un cogollo sólido y maduro. Las lechugas se recolectan cuando
alcanzan la madurez, formando un cogollo sólido después de 120 a 160 días. La lechuga
se cosecha manualmente (Davis et al. 2002).
2.1.5.3. Riegos
La frecuencia y cantidad de riegos depende del tipo de suelo, del tamaño de la planta y
del clima. Se debe tener cuidado de no aplicar agua en exceso. La lechuga requiere de
300 a 600mm de agua durante todo su ciclo, para su normal desarrollo (Osorio y Lobo,
1983).
23
El momento oportuno para el riego es en las primeras horas de la mañana o en las
últimas de la tarde; si se riega cuando el suelo y la planta tienen una temperatura elevada,
pueden originarse desequilibrios que den lugar al amarillamiento de las hojas y al cese de
la vegetación (Cervantes y Alvarado, 1996).
2.1.6. Situación actual del cultivo de la lechuga en Colombia.
En Colombia se siembran más de 65 especies hortícolas, las cuales en el año 2004 se
cultivaron en 119 mil hectáreas y produjeron 1’348 811 toneladas (Corpoica, 2005). Las
especies más cultivadas son la arveja (28,8% del área sembrada), las aliáceas (cebollas y
ajo, 23,9%) y el tomate (15,9%). Otras especies importantes son la zanahoria (7%), las
hortalizas de hoja (2,1%), las crucíferas (repollo, brócoli, coliflor, etc., 3,8%) y el pimentón.
Tanto el área sembrada como la producción aumentaron en 3% como promedio anual
entre el año 2001 y el 2004 (Corpoica, 2005).
La lechuga es una de las hortalizas de hoja de
mayor consumo en Colombia. Es
producida en los departamentos de Antioquia, Boyacá, Norte de Santander, Valle del
Cauca y Cundinamarca, este último posee el 72% del área total sembrada a nivel nacional
debido a las condiciones agroecológicas óptimas (Ministerio de Agricultura, 2003).
Los resultados del censo hortícola realizado por el Departamento Administrativo Nacional
de Estadística (2002) efectuado en el departamento de Cundinamarca, muestran que en
la sabana de Bogotá se consideran 11 cultivos por su importancia dentro de la canasta
hortícola, en el que se destaca la lechuga como el cultivo con mayor área sembrada, 383
Ha aproximadamente, con un área cosechada bastante reducida de 189 Ha y ocupa el
quinto lugar en rendimiento con 21,59 Ton/Ha.
24
2.2. Plagas y enfermedades
La resistencia de un cultivo o susceptibilidad en los cultivares de la lechuga y la virulencia
o avirulencia de un patógeno, son consideradas fundamentales en el desarrollo de las
enfermedades de la lechuga. Las enfermedades infecciosas pueden ser causadas por
agentes como lo son bacterias, virus, fitoplasmas, hongos y nematodos (Davis et al.
2002).
Dentro de las enfermedades causadas por bacterias la más común es la pudrición
bacteriana que se caracteriza por la aparición de un color verde oscuro en las hojas que
se torna a negro, los haces vasculares se encuentran ennegrecidos. En la sabana de
Bogotá se ha presentado esta enfermedad con una incidencia del 20% donde el agente
causal presenta algunas características de Erwinia carotovora (Ávila et al. 1996).
Algunos insectos plaga que atacan el cultivo son Copitarsia sp. (Muque de la papa)
considerado como el principal insecto plaga del cultivo. Actúa como trozador de plántulas
sin consumirlas, como raspador en los primeros instares y comedor de follaje en los dos
últimos instares. Un áfido de importancia económica es Myzus persicae o más conocido
como pulgón verde de la papa, es un insecto chupador (Sanchez y Moreno, 2004).
Los virus de alto impacto que se presentan en el cultivo son el Virus de la clorosis de la
lechuga que causa el amarillamiento, enrollamiento, raquitismo, subsecuente aclareo
nerval y fragilidad de las hojas; también se encuentra el Potyvirus del mosaico de la
lechuga que se caracteriza por el desarrollo de moteado o mosaico verde pálido, aclareo
nerval, motas necróticas y el rizado hacia abajo de las hojas exteriores (Davis et al. 2002).
25
A continuación se presenta una tabla que resume las enfermedades causadas por los
diferentes hongos patógenos del cultivo de lechuga (Tabla 3).
Tabla 3. Enfermedades en el cultivo de la lechuga causada por hongos.
Enfermedad
Organismo causal
Antracnosis
Microdochium panattonianum
Pudrición de las
plántulas
Rhizoctonia solana
Mildeo Velloso
Bremia lactucae
Moho blanco de
la lechuga
Sclerotinia minor
S. sclerotiorum
Fusariosis
Fusarium oxysporum
F. lactucum
Moho gris
Botrytis cinerea
Mancha foliar por
Septoria
Septoria lactucae
Marchitez
southern
Sclerotium rolfsii
Mancha foliar por
Stemphyllium
Stemphyllium botryosum
f. sp.lactucum
Verticiliosis
Verticillum dahliae
Síntomas
Pequeñas manchas marrones y acuosas
en el follaje exterior. Pobre desarrollo del
cogollo.
La planta puede ser destruida antes de
la germinación. Cuando las plántulas se
hacen mayores destruyen la capa
adyacente del tallo.
Lesiones de color verde pálido o
ligeramente cloróticas en las hojas,
volviéndose amarillas o necróticas
Marchitamiento en la capa exterior de las
hojas, pudrición blanda acuosa.
Formación de esclerocios.
Las plantas presentan una raya de color
pardo rojizo que se extiende desde la
raíz principal hasta el cortex de la corona
Pudrición blanda, acuosa y de color gris
parduzco en las hojas y tallo dañados o
senescentes
Pequeñas manchas
irregulares y
cloróticas, que están algo delimitadas
por los nervios. Necrosis extensivas.
Áreas acuosas alrededor del tallo, cierre
de la copa y pudrición de los pecíolos.
Toda la planta colapsa. Desarrollo de
esclerocios.
Aparecen como pequeñas manchas
redondas, pardas, hundidas en el centro
debido a la necrosis del tejido
Formación de estrías verticales de color
verde o negro en la corona y raíz
principal. Decoloración verde pardusca
del
tejido
vascular.
Forma
microesclerocios en las nervaduras.
Tomado de Plagas y enfermedades de la lechuga, Davis et al (2002)
26
2. 3. Moho blanco de la lechuga
La enfermedad del moho blanco ocurre a nivel mundial y causa pérdidas significativas en
los cultivos de lechuga, cuyo agente causal son dos especies estrechamente
relacionadas, S. minor Jagger y S. sclerotiorum de Bary (Hao y Subbarao, 2005).
2.3.1. Sclerotinia minor Jagger
2.3.1.1. Taxonomía
Es un patógeno cuya clasificación taxonómica aparece en la tabla 4
Tabla 4. Clasificación taxonómica de Sclerotinia spp.
Reino
Filum
Clase
Orden
Familia
Genero
Especie
Fungi
Ascomycota
Ascomycetes
Helioteliales
Scleriotiniaceae
Sclerotinia
S.minor.
S. sclerotiorum.
Tomado de Globalbiodiversity information, 2006
2.3.1.2. Características generales
Se caracteriza por producir esclerocios esféricos con un diámetro entre 0.5mm a 2mm
aproximadamente (Melzer et al. 1994). Infecta primariamente la lechuga por la
germinación de esclerocios, los cuales producen masas de hifas que entran en contacto
con las raíces, corona y hojas senescentes de la planta. Las condiciones óptimas para la
germinación de los esclerocios es a una temperatura de 15ºC y una humedad del suelo
correspondiente a -0.03MPa a -1,5MPa (Hao et al. 2003). Los esclerocios presentan
germinación carpogénica, aunque rara vez ha sido observada en la naturaleza,
27
presentando ascosporas que se caracterizan por contener cada una 4 núcleos (USDA,
2006).
2.3.1.3. Rango de huéspedes
Este índice contiene 21 familias, 66 géneros y 94 especies de plantas. Todos los
huéspedes de S. minor se encuentran dentro de la clase Angiospermae de la division de
plantas Espermatófita. Dos de las plantas huéspedes, cada una de las familias Liliaceae
como el espárrago y Musaceae como el banano pertenecientes a la subclase
Monocotiledoneae. Todos los otros huéspedes se encuentran en 19 familias de la
subclase Dicotiledoneae. Las familias Asteraceae, plantas como la lechuga y el girasol; en
Fabaceae alfalfa, fríjol, soya y arveja; en Brassicaceae como el coliflor, la col y el rábano;
en Apiaceae como apio, zanahoria y perejil y en Cariofiliaceae flores como la calabacilla y
el clavel (Melzer et al. 1997).
2.3.1.4. Etiología y epidemiología
La infección ocurre principalmente por la emergencia de micelio cerca a la planta
infectada. Las plantas pueden ser atacadas desde la etapa de semillero hasta la madurez
(Willets y Wong, 1980). Bajo condiciones de frío y alta humedad, el patógeno invade
rápidamente los tejidos del hospedero, en los cuales se desarrolla una pudrición acuosa
de color café claro y crece micelio blanco de aspecto algodonoso sobre el tejido infectado.
Después de varios días de crecimiento miceliar, se desarrollan agregados de micelio
sobre la superficie y en las cavidades del huésped, siendo estructuras vegetativas jóvenes
resistentes denominados esclerocios. Al inicio se presentan de color blanco pero cuando
maduran su color es negro. Un gran número de esclerocios se acumulan en los restos de
plantas y en el suelo, donde permanecerán dormanes por largos períodos de tiempo,
28
hasta 11 años (Willets y Wong, 1980). Bajo condiciones óptimas los esclerocios germinan
produciendo masas de hifas que entran en contacto con raíces, tallos y hojas senescentes
de las plantas iniciando un nuevo ciclo de infección (Wu y Subbarao, 2003).
La incidencia de la enfermedad esta correlacionada con el número de esclerocios en el
suelo, aunque un sólo esclerocio viable dentro de una zona de competencia puede causar
infección (Subbarao et al. 1996). La zona de competencia está definida como la máxima
distancia y profundidad a las cuales el esclerocio puede causar infección. La mayoría de
infecciones de la pudrición de la lechuga, causadas por la germinación eruptiva de los
esclerocios de S. minor, ocurren cuando éstos están ubicados a 8 cm de la superficie del
suelo y localizados a 2 cm de la corona de las plantas (Subbarao et al. 1996).
2.3.2. Sclerotinia sclerotiorum De Bary
2.3.2.1. Taxonomía
La taxonomía se puede observar en la tabla 4.
2.3.2.1. Características Generales
Se caracteriza por producir esclerocios de textura suave, de forma alargada y con un
tamaño que oscila entre 2mm a 10mm aproximadamente. Infecta primariamente la
lechuga por ascosporas provenientes del aire, las cuales se caracterizan por ser
binucleadas (Young et al. 2004). La infección por esclerocios aunque rara vez es
observada se presenta en condiciones de temperatura de 10ºC y una humedad del suelo
en un rango de 0 a -0,6MPa (Hao et al. 2003), lo que equivale a una mayor tolerancia a la
saturación del suelo 0MPa, como condiciones de baja de humedad -0,6MPa el cual es un
29
rango de tolerancia mucho más amplio que el presentado por S. minor el cual es de
-0,3MPa (Subbarao et al. 1996).
2.3.2.2. Rango de huéspedes
Incluye 408 especies, 278 géneros y 75 familias de plantas. La mayoría de las especies
reportadas están en las plantas herbáceas de la subclase Angiospermae de las
Dicotiledóneas. Familias que contienen un gran número de huéspedes que incluyen
Asteraceae, Fabaceae, Brassicaceae, Solanaceae, Apiaceae y Ranunculaceae, en orden
decreciente. Dentro de las monocotiledóneas hay por lo menos 25 huéspedes clasificados
dentro de las familias Dipsacaceae, Iridaceae, Liliaceae, Musaceae y Poaceae (Boland y
Hall, 1994).
2.3.2.3. Etiología y epidemiología
La infección puede ocurrir por la germinación carpogénica o miceliogénica, dependiendo
de las condiciones del ambiente. Los esclerocios que germinan carpogenicamente
producen ascosporas que infectan la superficie de los tejidos de la planta. Las ascosporas
requieren de alta humedad y tejido senescente que sirve como fuente de nutrientes para
que se produzca la germinación e infección de los tejidos de la superficie (Bardin y Huang,
2000). La infección se caracteriza por formar lesiones acuosas, en las cuales se
desarrolla tejido necrótico con subsecuente aparición de micelio blanco que forma
esclerocios. Estos últimos pueden germinar carpogénica o miceliogenicamente y así
iniciar un nuevo ciclo de infección (Bolton et al. 2006).
La incidencia de la enfermedad depende no sólo de los esclerocios, sino también de las
condiciones tales como la temperatura del suelo y la humedad, que afectan la producción
30
de apotecios, y de la dirección y velocidad de viento que afecta la descarga y dispersión
de ascosporas.
2.3.2.4. Fisiología
El crecimiento de éste hongo presenta un rango óptimo de temperatura de 20 a 30ºC y pH
entre 3,4 a 4. En cuanto a los requerimientos nutricionales de S. sclerotiorum, presenta
un mayor crecimiento en fuentes de nitrógeno dentro de las que se encuentra y 12
aminoácidos, sales de amonio, nitrato, urea, peptona y caseína hidrolizada; como fuentes
de carbono se encuentran la sacarosa, manitol, almidón y celobiosa. En concentraciones
de 2,7% de oxígeno se ve fuertemente inhibido el crecimiento del hongo (Willets y Wong,
1980).
2.3.3. Biología del esclerocio
Son estructuras duras y resistentes, formadas por agregación de hifas, usualmente
consisten en continuas capas de células pseudoparenquimatosas melanizadas conocidas
como corteza, las cuales se forman en la superficie externa y encapsulan la hifa. El
desarrollo del esclerocio comprende tres etapas: iniciación, en la que la hifa comienza a
agregarse; desarrollo o crecimiento a un tamaño determinado y maduración la cuál
involucra la delimitación de la superficie y pigmentación de la hifa periférica (Willetts y
Bullock et al. 1992). Durante el desarrollo del esclerocio se acumulan reservas endógenas
de trehalosa, manitol y arabinol, además de pequeñas cantidades de glucosa, fructosa y
manosa que le sirven de sostén durante el período de latencia y eventualmente durante la
germinación. Entre las mayores reservas citoplasmáticas que han sido detectadas están
el glicógeno y los polifosfatos, los cuales son depositados como gránulos en el
31
citoplasma. La composición de la pared de las hifas del esclerocio contiene quitina como
el mayor componente junto con ß-glucanos de uniones 1-3 y 1-6 (Willetts y Bullock et al.
1992).
La longevidad de los esclerocios en el suelo por lo general es de 2 años, algunos estudios
sugieren que el amplio rango de las condiciones del suelo exhiben rangos de viabilidad
esclerotial menores de dos años hasta once años (Vannacci et al. 1988).
2.3.4. Mecanismos de patogénesis de Sclerotinia spp.
2.3.4.1. Enzimas de la patogénesis
La patogénesis puede ser facilitada en sus huéspedes por la producción de un amplio
rango de enzimas degradadoras de la pared celular, en las que se incluyen pectinasas, β1,3-glucanasas, glicosidasas, celulasas, xilanasas y cutinasas, dando una gran flexibilidad
al patógeno para la penetración y colonización del huésped (Bolton et al. 2006)
Las proteínas extracelulares secretadas por el hongo son capaces de degradar el tejido
vegetal, al igual que los componentes de la pared celular especialmente los polisacáridos
(Riou et al. 1991). La pectina es el mayor constituyente de la pared celular, cuenta con un
esqueleto conformado por residuos del acido D-galacturonico con enlaces α-1,4 con
varios grados de metil-esterificación, por lo que su degradación requiere la combinación
de varias pectinasas (Juge, 2006).
S. sclerotiorum posee un complejo de enzimas exocelulares pécticas, dentro de las que
se encuentran las exopoligalacturonas y las exopolimetilgalacturonasas (Riou et al. 1992),
las cuales se encargan de fragmentar los grupos de dímeros o monómeros glicosilados de
32
los polisacáridos de la pared celular péctica, resultando en la fragmentación del sustrato y
obtención potencial de nutrientes (Kars y van Kan, 2004 citados por Bolton et al. 2006).
Las endopoligalacturonasas han sido ampliamente estudiadas, debido a que su acción
aleatoria en el ataque del sustrato que esta estrechamente relacionado con la
degradación del tejido (Riou et al. 1991), en un estudio realizado por Kasza et al. (2004)
citado por Bolton et al. (2006), mediante el análisis de PCR-TR se identificó el gen pg5,
que codifica para la expresión de endopoligalacturonasas las 48 y 72 horas después de la
inoculación del tejido de plantas sanas, el cuál se relaciona con la fase de degradación del
tejido.
Otro grupo de enzimas líticas que juegan un papel importante en la patogénesis son las
proteasas, no sólo en la degradación de proteinas de la planta hospedera que son la
principal fuente de nitrógeno para el hongo, sino también porque degradada enzimas
antifúngicas producidas como defensa por la planta infectada (Billon-Grand et al. 2002).
2.3.4.2. Acido oxálico
El ácido oxálico es un compuesto que se puede encontrar como ácido libre, en forma
soluble como oxalato de sodio o potasio e insoluble como oxalato de calcio, el cual es
frecuentemente asociado a desordenes metabólicos como enfermedades infecciosas
(Guimarães y Stotz, 2004). Una amplio número de hongos fitopátogenos secreta ácido
oxálico incluyendo a S. sclerotiorum y S minor (Malcom et al. 2005).
La capacidad de sintetizar ácido oxálico se ha considerado un factor determinante para la
patogénesis, estudios previos realizados por Noyes y Haoncock (1981); Marciano et al.
33
(1983) citados por Dias et al. (2005) en el que se trataron plantas de fríjol común y girasol
con ácido oxálico sintético y el filtrado de un cultivo fúngico de S. sclerotiorum, obteniendo
como resultado los mismos síntomas exhibidos por las plantas naturalmente infectadas en
campo. Otro estudio realizado por Godoy et al. (1990) en el que se trataron pétalos de
girasol con micelio de S. sclerotiorum tipo silvestre (OA+) y mutantes deficientes en la
biosíntesis de ácido oxálico (OA-),
los cuales resultaron ser menos patogénicos,
presentar un crecimiento de un 19 a 28% más bajo (OA+) y la incapacidad de formar
esclerocios.
Aunque el mecanismo específico del ácido oxálico durante la infección no es muy claro,
todavía se valida la propuesta de su papel se centra en tres modos de acción: Primero, la
secreción del ácido oxálico causa un descenso apoplástico del pH, que favorece la
actividad de varias enzimas fúngicas secretadas durante la invasión de tejidos de la planta
como las poligalacturonasas que cuya máxima expresión es posible a pH bajo (Bateman y
Beer, 1965 citados Cessna et al. 2000), del mismo modo las condiciones de bajo pH
favorecen la formación de esclerocios (Rollins y Dickman; Chen et al. 2003). Segundo, el
ácido oxálico puede ser directamente tóxico a las plantas hospederas debido a la acidez
debilitando la planta y haciéndola más susceptible al subsecuente crecimiento fúngico
(Bolton et al. 2006). Tercero, la quelación del calcio (Ca2+) de la pared celular por parte
del anión oxalato, comprometiendo las respuestas de defensa de la planta dependientes
de Ca2+ (Dias et al. 2005), al igual que debilita la pared celular ya que las
poligalacturonasas son incapaces de hidrolizar péctato de calcio (Bolton et al. 2006).
34
2.4. Métodos de Control
La incidencia de la enfermedad se puede reducir si se previene la formación de los
esclerocios en el suelo y en los residuos de plantas. Muchos estudios de la biología de
Sclerotinia spp. han brindado información para la implementación de métodos de control
(Willetts y Wong, 1980).
2.4.1. Métodos físicos y culturales
Dentro de estos métodos se encuentran prácticas culturales como el arado y el riego que
afectan enormemente la distribución de los esclerocios (Wu y Subbarao, 2003). El riego
puede ser uno de los factores de mayor impacto en la pudrición de la lechuga, ya que
condiciona la temperatura y humedad del suelo, los cuales son factores críticos para la
germinación de los esclerocios y subsecuente infección de la lechuga; varios sistemas de
riego han sido empleados, como el riego por goteo subsuperficial el cual sólo requiere la
mitad del volumen del agua necesitada en el riego por aspersión y donde la humedad bajo
el suelo es significativamente baja (Wu y Subbarao, 2003).
El arado profundo ha sido empleado como una estrategia para el manejo de la
enfermedad, éste busca enterrar los esclerocios a profundidades de 25 a 30cm de la
superficie del suelo, de ésta forma se reduce la viabilidad de los esclerocios (Subbarao et
al. 1996).
En un estudio realizado por Wu y Subbarao (2003), en lotes comerciales de lechuga del
estado de California en los años de 1993 a 1995 en las épocas de primavera y otoño, se
probó el efecto combinado del arado y el sistema de riego sobre la incidencia y la
producción de esclerocios de S. minor. Estos autores encontraron que al emplear un
35
arado mínimo, combinado con riego subsuperficial, la incidencia registro valores menores
al 20% durante los tres años para la época de primavera y menor a 30% para otoño de
1993 llegando a reducirse a un 10% para el año 1995. En contraste el tratamiento que
incluía arado convencional y riego por aspersión presentó los porcentajes de la incidencia
del 40% para la época de primavera y para otoño del 50%. Con respecto a la producción
de esclerocios, la cual se determinó tomando 100cm3 de suelo, en un sistema de 24
cuadrantes de 1m2 cada uno y posterior cernimiento húmedo de las muestras, en los lotes
donde se combinó riego subsuperficial y arado mínimo, no superó una densidad superior
a los 9 esclerocios por 100cm3 de suelo para los tres años, en las diferentes épocas del
estudio, mientras que el tratamiento de riego por aspersión y arado convencional se
encontró densidades de 24 hasta superiores a 74 esclerocios por 100cm3 de suelo. De
este modo se puede corroborar que el empleo del riego subsuperficial es un método
apropiado no sólo en la reducción de la incidencia de la enfermedad, sino que reduce la
formación de esclerocios.
La rotación de cultivos con plantas supresivas del patógeno, ha venido adquiriendo
atención en años recientes como una importante herramienta de manejo sostenible de la
enfermedad. Estudios internacionales han reportado que un gran número de especies del
género Brassica como el brócoli y el coliflor son candidatos para la rotación de cultivos,
debido a las propiedades supresivas de sus componentes químicos especialmente
glucosinolatos, los cuales mediante el rompimiento enzimático se transforman en
isotiocianatos, tiocianatos, nitrilos e isonitrilos en el suelo, que resultan ser tóxicos para
los hongos, además de su consecuente habilidad para reducir la viabilidad de los
propágulos y la incidencia de la enfermedad causada por S. minor (Hao y Subbarao,
36
2006). Una limitación al usar este método es el número de candidatos para la rotación,
debido al amplio rango de huéspedes del patógeno (Hao y Subbarao, 2003).
Un estudio realizado por Hao y Subbarao (2006) en el que se evaluó el brócoli como un
candidato para la rotación en cultivos de lechuga con el fin de disminuir la incidencia de la
pudrición de la planta causada por S. minor, donde emplearon 4 tratamientos con la
siguiente secuencia de cultivos: lechuga-lechuga-lechuga-lechuga (LLLL), brócolilechuga-brócoli-lechuga (BLBL), brócoli-brócoli-lechuga-lechuga (BBLL) y lechuga-sin
cultivo-lechuga-sin cultivo (LFLF), se determinó que al emplear las secuencias de rotación
de cultivo que incluían al brócoli, se disminuyó la incidencia de la enfermedad, con
respecto a los otros tratamientos, encontrándose valores de 30% a 48% para BBLL y
BLBL, mientras que para LLLL fue del 60% y para LFLF fue del 50%.
Otro método disponible es la solarización del suelo éste es un método físico para la
desinfección del suelo que resulta por el calentamiento de las capas superficiales del
mismo, por lo tanto mata o inhibe el desarrollo de microorganismos fitopatógenos,
además de controlar las malezas (Patricio et al. 2005). Es bien conocido que la
solarización reduce el inóculo de hongos formadores de esclerocios (Vannacci et al.
1988).
En un estudio realizado por Swaminathan et al. (1999) se determinó que la solarización
reduce la viabilidad de los esclerocios de S. sclerotiorum en un 52% con respecto a lotes
de suelo sin solarizar en el cual la viabilidad fue del 90%. Otro estudio realizado por
Patricio et al. (2005) éste autor demostró una reducción de la incidencia de la pudrición de
la lechuga por S. minor en un suelo sin solarizar del 50%, a una incidencia del 5 % en los
37
suelos solarizados. En contraste un estudio realizado por Arias (2006), para determinar el
efecto de tres tratamientos en los que incluía la solarización sobre la incidencia de
Sclerotinia sclerotiorum en lechuga, en el cual el tratamiento de solarización no redujo la
incidencia del hongo con respecto al tratamiento químico empleado.
2.4.2. Métodos Químicos
Es el principal método aplicado para el control de Sclerotinia spp. Existe gran variedad de
sustancias químicas que han sido desarrollados. Entre ellos, el dicloran, la ipridona y el
vinclozolin han sido reportados eficaces en la reducción de la incidencia de la enfermedad
cuando se aplican inmediatamente después del arado y el transplante en otros países
(Matheron y Porchas, 2004). Los fungicidas recomendados para control de Sclerotinia spp
se presentan en la tabla 5.
Tabla 5. Fungicidas recomendados para el control de Sclerotinia spp.
Ingrediente
Activo
GRUPO QUÍMICO
MECANISMOS DE ACCIÓN
Benomil
Benzimidazoles
Mitosis: ensamble de la b-tubulina
Ipridona
Vinclozolin
Procimidona
Dicarboximidas
NADH citocromo C reductasa en la
peroxidación de lípidos
Tebuconazole
Triazoles
Boscalid
Carboximidas
Fluazinam
2,6-dinitroanilinas
Fenhexamida
Hidroxianilidas
Demetilación del C14 en la
biosíntesis del esterol
Complejo II en la respiración del
hongo (succinato-deshidrogenasa)
Desacoplador de la fosforilación
oxidativa
3-keto reductasa durante la
demetilación del C4 en la
biosíntesis del esterol
Tomado de FRAC, 2006.
Debido al uso continuo de éstas sustancias, se ha reportado el desarrollado de resistencia
por parte del hongo a fungicidas específicos. Ésta resistencia aparece como
38
consecuencia de los largos períodos y frecuencias de la exposición del patógeno como lo
mencionan reportes tempranos como el realizado por Porter y Phipps, (1985) quienes
proveen evidencia de la resistencia de S.minor a los fungicidas cuyo ingrediente activo
era benomil, dicloran y procimidona.
Otros estudios como el de Walter et al. (2005) probaron la inhibición del crecimiento
miceliar para S. sclerotiorum y S. minor adicionando al medio PDA ingredientes activos
empleados en varios fungicidas en partes por millón (ppm), obteniendo valores de
inhibición miceliar mayores del 90% en S. minor para los ingredientes activos ipridona,
procimidona a una concentración de 0.5ppm, seguido de tebuconazol, carbendazim y
dicloran a 5ppm, mientras que para S. sclerotiorum fueron procimidona al 0.5 ppm,
tebuconazol, carbendazim e ipridona al 1ppm y dicloran a 5ppm. Para ambas especies el
trifloxitrobin presentó baja actividad en la inhibición del crecimiento miceliar. Matheron y
Porchas, (2004) en un estudio de campo en lotes de lechuga infestados artificialmente
con esclerocios de S. sclerotiorum y S. minor tratados con diferentes ingredientes activos
de fungicidas, con el fin de comprobar su eficiencia en el control de la enfermedad en
donde los lotes infestados con esclerocios de S. minor, ingredientes activos como el
boscalid y el fluazinam presentaron los porcentajes más altos de control de la enfermedad
del 60,5% y 55,5% respectivamente en contraste los porcentajes más bajos de control
fueron para el fludioxonil, vinclozolin y fenhexamida con porcentajes del 37.4%, 34.9% y
27.3% respectivamente. En los lotes infestados con esclerocios de S. sclerotiorum,
ingredientes activos como vinclozolin, fludioxonil y fluazinam presentaron los porcentajes
más altos de control de la enfermedad con valores del 52.4, 47.2, y 43.8 %
respectivamente, mientras que el valor más bajo de control de la enfermedad fue del
13.8% para fenhexamida.
39
2.4.3. Control biológico.
Muchos programas de manejo de Sclerotinia spp., se han enfocado en la aplicación de
agentes biocontroladores en la lechuga, fríjol y canola (Bardin y Huang, 2000). Los
agentes ampliamente estudiados han sido hongos micopárasitos, cepas hipovirulentas de
Sclerotinia spp, bacterias e insectos micófagos (Bardin y Huang, 2000).
El control y/o supresión de la enfermedad ejercida por agentes biocontroladores se ha
basado en competición por fuentes de nutrientes y espacio, antibiosis, inducción de
resistencia en las plantas huésped, reducción de la habilidad saprofítica, reducción de la
diseminación de esporas, restricción de los factores de patogenicidad del patógeno y
micoparasitismo (Bardin y Huang, 2000). Además enzimas degradadoras de la pared
tales como quitinasas y B-1,3 glucanasas han sido implicadas en el control de Sclerotinia
spp. (El-Tara Bari et al. 2000). Giczey et al. (2001) mediante la expresión del gen CMG1
que codifica para la expresión de la enzima eso-β-1,3-lucanaza de Coniothyrium minitans
en cultivos miceliares de S. sclerotiorum, encontró que al aplicar concentraciones de 300
y 600ug de cmg1 causaban la inhibición del crecimiento en un 35% y 85%
respectivamente.
Dentro de los hongos micopárasitos de Sclerotinia spp., se encuentran Coniothyrium
minitans Campbell, Clonostachys rosea (sin. Glicocadium roseum) y Trichoderma spp., los
cuales son capaces de parasitar y degradar esclerocios de Sclerotinia spp. (Rabeedran et
al. 2006; Bolton et al. 2006).
40
Se ha reportado que Coniothyrium minitans crecido en el sustrato sólido de crecimiento y
aplicado al suelo controla el moho blanco de la lechuga causado por S. sclerotiorum en
experimentos bajo invernadero (Bardin y Huang, 2000). También ha sido probado en
ensayos con aplicaciones en suelos durante múltiples años en cultivos comerciales de
maní para reducir la infección causada por S. minor al reducir la viabilidad de los
esclerocios en un rango del 23 al 67% pero contrastando con lotes
en los que la
reducción de la viabilidad llegó tan solo al 5% (Partridge et al. 2006). Clonostachys rosea
ha sido reportado como parásito de esclerocios de S. sclerotiorum. Igualmente el género
Trichoderma spp. ha sido evaluado en tratamientos aplicados en semillas para reducir la
enfermedad causada por S. minor y S. sclerotiorum en el girasol (Rabeedran et al. 2006).
Burgess y Hepworth (1995), lograron disminuir la incidencia de la enfermedad causada
por S. minor en girasol del 58,8% al 17.7% mediante el tratamiento de las semillas las
cuales fueron sumergidas en una suspensión de conidios de T. virens a una
concentración de 2x108 conidios/mL por 2 horas. Especies como T. koningii y
T. harzianum han demostrado ser eficientes degradadoras de esclerocios de
S. sclerotiorum en tratamientos en los que se inocularon 110 esclerocios a 2 cm de
profundidad en bandejas con suelo previamente esterilizado y posterior inoculación de 20
gramos de medio a base de salvado donde crecieron las especies de Trichoderma, al
cabo de 90 días la cantidad de esclerocios degradados por T. koningii fue de 68, mientras
que T. harzianum logro degradar 80 por lo que la población de esclerocios presentó un
descenso del 63 y 82% respectivamente (Mónaco et al. 1998).
A nivel comercial, para el control de Sclerotinia spp. en campo se encuentran varios
productos a base de hongos antagonistas registrados por la EPA (Agencia de protección
Ambiental de los Estados Unidos) como Primastop ® y Prestop ® biofungicidas que tienen
41
como principio activo G. catenulatum cepa J1446; Contans WG® cuyo principio activo es
Coniothyrium minitans cepa CON/M/91-08; WRC-AP-1® cuyo principio activo es T. virens
cepa G-21; T-22 PLANTER BOX® cuyo ingrediente activo es T. harzianum Rifai cepa T22 (EPA, 2006).
2.5. Técnicas de análisis del desarrollo de epidemias
Desde los trabajos de Vaderplank (1963), el análisis epidemiológico principalmente ha
hecho referencia a la fluctuación de la enfermedad en el tiempo. Sin embargo, la
naturaleza espacial de las enfermedades cada vez gana más relevancia y obliga a definir
y describir el concepto de foco (Castaño, 2002). Considerando que una epidemia es el
desarrollo extenso y destructivo de la enfermedad sobre una o varias poblaciones de
plantas obteniendo como consecuencia en la mayoría de los casos la pérdida de los
cultivos por lo que conocer el potencial epidemiológico de los patógenos, permite diseñar
y optimizar las estrategias para lo protección integrada del cultivo (Llácer, 2000).
El estudio de modelos espaciales incluye para un fitopatógeno las características
específicas del mismo (agresividad, fecundidad, motilidad); asociaciones interespecíficas
y factores biológicos; influencia ambiental, y numerosas interacciones complejas de todos
estos factores (Campbell y Noe, 1985), determinaron que por ejemplo al tratar de modelar
a Blumeria graminalis en cereales, se debe tener en cuenta que tres componentes en lo
que a inóculo se refiere que son esporas, micelio y cleistotecio, (Mannen y Xu, 2003); en
la modelación de enfermedad en frambuesa causado por Monillia vaccinii-comborosi el
aumento de la enfermedad está estrechamente ligado a de forma linear al aumento de la
temperatura y este factor es determinante en la germinación de los pseudoesclerocios
(Lovell et al. 2004) .
42
Los cambios en el modelo espacial deben ser considerados con los cambios en el tamaño
de la población (densidad de propágulo o incidencia de la enfermedad/severidad) cuando
se interpreta el comportamiento de la población (dinámica), del mismo modo que provee
información cuantitativa de la influencia de labores culturales, biología y factores
ambientales sobre la conducta de la población del patógeno (Goodell y Ferris, 1980
citados por Campell y Noe, 1985). En S. sclerotiorum el patrón de distribución espacial no
sólo depende de los esclerocios sino de la temperatura y humedad del sustrato que
influyen sobre la viabilidad de apotecios, al igual que la velocidad y dirección del viento la
afectan la descarga y deposición de ascosporas (Hao y Subbarao, 2005).
Las técnicas para describir los modelos espaciales pueden ser clasificadas en dos
grandes categorías de acuerdo al tipo de dato adquirido; la primera basada en cuadrantes
o recuento de terreno y el otro basado en la medición de la distancia (Campell y Noe,
1985).
El análisis del modelo espacial basado en el conteo de datos por cuadrante pueden ser
divididos en cuatro métodos básicos de acuerdo a su base estadística y contenido de
información en:
•
Mapeo: Consiste en el mapeo de la población en dos o tres dimensiones para la
evaluación e interpretación visual. Es un método manual en el que se emplea un
número variado de puntos de muestreo, este proceso también puede ser asistido por
computador, en el que las plantas enfermas y la densidad de la población del
43
patógeno son representadas por un patrón de matices de color en una cuadrícula, por
picos tridimensionales. Ha sido empleado para demostrar
mediante mapas de
incidencia de la enfermedad causada por S. rolfsii presenta un modelo de distribución
agrupado de la población (Hau et al. 1982 citados por Campell y Noe, 1985).
•
Distribución de frecuencias: Los datos por analizar a través de este método
frecuentemente consisten en una colección de altos provenientes de un sistema de
cuadrantes contiguos como en el mapeo. La más empleada es la distribución binomial
negativa, la cual ha sido empleada para comprobar el modelo espacial de la densidad
de inóculo de Cylindrocladium crotalariae, Pythium aphanidertmatum en el que se
encontró estabilidad de la población a través del tiempo (Campell y Noe, 1985).
•
Cálculo de índices de dispersión: Proveen una medida del grado de agregación o
agrupación en una población. Estos índices pueden ser comparados con los efectos
evaluados con las prácticas de manejo cultural y variables ecológicas. Entre estos
índices encontramos el índice de Lloyd y Morisita. El índice de Lloyd ha sido usado
para describir el modelo espacial de la densidad de inóculo agregada para
Cylindrocladium spp (Campell y Noe, 1985).
•
Autocorrelación espacial: Incluye técnicas como el análisis espectral y correlación lag.
Este método ha sido empleado para determinar los modelos espaciales directamente,
suministrando información en el tamaño físico y orientación en los grupos de
poblaciones. El análisis espectral es usado en la medición de escalas de periodicidad
44
de los datos proveniente de una secuencia de observaciones espaciales o temporales
(Campell y Noe, 1985).
2.5.1. Incidencia de plantas enfermas
La evaluación de la intensidad de la enfermedad es requerida en todo estudio
epidemiológico, sin la cuantificación de la enfermedad, no sería posible la evaluación de
las pérdidas en los cultivos y el desarrollo de los estudios epidemiológicos (Madden y
Hughes, 1995).
La incidencia es el número o proporción de plantas enfermas y que generalmente ha sido
basada por la expresión visual de la enfermedad (Madden y Hughes, 1999). El
conocimiento de su distribución es necesario al evaluar los efectos de los tratamientos
apropiados para el control de la enfermedad, para describir los modelos espaciales y
determinar la eficiencia del plan de muestreo (Madden y Hughes, 1995). A continuación
se mencionan algunos métodos estadísticos de distribución
en la incidencia de la
enfermedad:
•
Distribución Binomial: Cuando hay un modelo de dispersión de individuos
enfermos (plantas u hojas), la distribución binomial es generalmente apropiada
para representar la frecuencia de individuos por unidad de muestra. En este
contexto la aleatoriedad significa que todos los individuos tienen igual y
constante probabilidad de presentar la enfermedad (Madden y Hughes, 1999).
45
•
Distribución Beta-Binomial: La probabilidad de que una planta pueda estar
enferma no es constante en un modelo de distribución aleatorio de individuos
enfermos (Madden y Hughes, 1999).
•
Distribución de Poisson: Apropiada para un modelo de distribución aleatorio de
individuos enfermos, incluye una simple fórmula matemática y se requiere que
la media y la varianza sean iguales (Madden y Hughes, 1995).
•
Frecuencias: Cuando no se puede determinar la distribución de la incidencia
por distribución binomial es apropiado el uso de frecuencias, sí los datos son
recolectados con una aleatoriedad ilimitada en la muestra de plantas
individuales, debido a que la información es insuficiente para la distribución
observada (Madden y Hughes, 1995).
La caracterización de la incidencia de la enfermedad a través del tiempo es de
fundamental importancia para entender y describir el curso de la enfermedad. Los datos
de la incidencia generalmente se recolectan a través del tiempo y donde se espera el
aumento de la enfermedad durante una época de cultivo o de una estación a otra. El
análisis de ésta cuantificación se hace frecuentemente a través de las curvas del progreso
de la enfermedad que son una secuencia ordenada de los valores de la enfermedad en el
tiempo (Madden y Hughes, 1995).
46
2.5.2. Geoestadística
En general los estudios epidemiológicos que describen patrones espaciales han hecho
uso de diferentes metodologías estadísticas, las cuales se limita a determinar si la
característica de distribución de la enfermedad es aleatoria, agregada o uniforme,
ignorando la localización espacial. Es así como la geoestadística considera la localización
y el grado de dependencia espacial a través de variables regionalizadas (densidad de la
enfermedad en un tiempo y espacio determinado), en diferentes direcciones (Willem,
2002).
2.5.2.1. Semivariograma.
Se encarga de la descripción del proceso espacial en términos de grado de dependencia
(correlación espacial; capacidad de diseminación de la epidemia) y de la dependencia de
la distancia en los puntos muestreados (rango de correlación; distancia de la diseminación
de la epidemia). Matemáticamente hablando se calcula a partir de la ecuación
y(h)=∑(Z(x+h)-Z(x)2/ 2n(h) donde y(h) se denomina la función de semivarianza (mitad del
variograma) o de la correlación espacial; Z es el valor de la variable medida en el espacio,
ya sea en la posición de origen Z(x) o en la posición Z(x+h), es decir h unidades más allá
del punto de origen; n corresponde al número de parejas de puntos tomados. Los
parámetros del semivariogramas caracterizan tres elementos importantes en la
variabilidad del atributo que son: la discontinuidad del origen (efecto pepita), el valor
máximo de la variabilidad (meseta), y el área de la influencia de la correlación (alcance o
rango) (Willem, 2002).
47
2.5.2.2. Kriging
Opera a partir de la información que provee el semivariograma para las realizar las
predicciones del modelo espacial en lugares no muestreados y dentro de las aplicaciones
se destacan la simulación y el diseño de redes optimas de muestreo (Willem, 2002).
Algunos trabajos destacados en geoestadística están el de Orum et al. (1997) quien
empleó el uso del kriging en el estado de Arizona para obtener mapas que predijeran la
ubicación de Aspergillus flavus, un hongo altamente toxigénico por la producción de
aflatoxinas, lo que permitió
mejorar las estrategias de control de la enfermedad en
campo.
En los trabajos de Nelson et al. (1994 y 1999), citados por Willem, (2002) en un programa
para el manejo del virus del tomate en el Valle de Sinaloa, México en el que relacionaron
la estructura espacial del paisaje, con el progreso de la epidemia, generando de este
modo mapas de valoración de riesgo que orientan al agricultor sobre las estrategias de
manejo que debe aplicar de acuerdo a las características de riesgo que presenta el lote
antes de iniciar el transplante del cultivo.
Esto demuestra que a través de las metodologías empleadas en la geoestadística no sólo
se pude caracterizar el modelo de la epidemia de un patógeno, sino proveer una
herramienta útil de predicción que constituye un recurso sólido en la elaboración de
planes adecuados para el manejo de las enfermedades.
48
3. FORMULACIÓN DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN
La enfermedad moho blanco es una de las problemáticas más persistentes no solo para el
cultivo de lechuga, sino en general para muchos productos vegetales actualmente
cultivables, debido a su alta permanencia en el suelo mediante la producción de
esclerocios como estructuras de resistencia del patógeno y a que los sistemas de control
implementados han presentado resultados poco eficientes.
Se conoce que la enfermedad moho blanco puede ser causada por las especies S. minor
y S. sclerotiorum. Una vez se han desarrollado un gran número de esclerocios sobre el
tejido colonizado de la lechuga, son liberados al suelo y sirven como inóculo para el
siguiente ciclo de cultivo (Patterson y Grogan, 1985). La incidencia de la enfermedad al
finalizar el cultivo se ha correlacionado con la densidad de esclerocios en el suelo al
momento del transplante y durante el desarrollo del cultivo se puede presentar la
dispersión de la enfermedad por contacto planta a planta (Subbarao, 1998). La incidencia
de la enfermedad puede estar afectada por la distribución espacial de los esclerocios en
el suelo, ya que se ha demostrado que aquellos esclerocios ubicados en los primeros 8cm
de profundidad y a una distancia horizontal de 2cm de la corona de la planta puede
causar infección (Imolehin et al. 1980).
En la sabana de Bogotá la enfermedad ha causado pérdidas del 20% en los rendimientos
de la Lechuga llegando a incrementarse en ocasiones hasta el 50% y 70% (Pérez, 2003).
Gran parte del incremento de estas pérdidas surge como consecuencia del uso
inadecuado de productos químicos para su control, la aplicación de ingredientes áctivos
que no están recomendados para el cultivo, ni para el control del patógeno blanco; altas
49
dosis de aplicación; mezclas de productos incompatibles; y el uso de productos para el
control de plagas con categoría toxicológica I y II en un cultivo, cuyo producto esta
destinado para el consumo fresco, son frecuentes en los sistemas de producción de
lechuga del país (Sánchez y Moreno, 2004).
Otros métodos de control reportados para el moho blanco de la lechuga son: la
solarización del suelo cuyo fin es la inactivación de plagas y patógenos por el incremento
de la temperatura en el suelo, a causa de la captura de energía de la radiación solar
cuando se coloca una lámina de polietileno sobre éste suelo (Braicovich, 2004 citado por
Arias, 2006); la remoción de residuos vegetales infectados y de residuos de cosecha con
el fin de reducir la producción de inóculo secundario y de estructuras de resistencia y el
control biológico usando microorganismos antagonistas. Sin embargo, ninguno de estos
métodos ha sido ampliamente utilizado, debido quizás a altos costos en la mano de obra
que pueden generar, al escaso desarrollo y mínima difusión con que ellos cuentan.
De esta forma, no solamente la incidencia de la enfermedad y la densidad espacial de los
esclerocios viables, sino también los patrones espaciales de las plantas enfermas y de
los esclerocios en el suelo tienen gran importancia epidemiológica. A pesar de la
importancia socioeconómica que representa la producción de lechuga en Colombia, estos
aspectos no han sido estudiados en las condiciones de los sistemas de producción en
Cundinamaca; el conocimiento del agente causal predominante y de los patrones
espaciales de los esclerocios puede aplicarse para mejorar los métodos de muestreo y
para proporcionar un mejor entendimiento de las epidemias de la enfermedad, a su vez
también puede utilizarse para mejorar la eficacia de las estrategias de manejo.
50
4. OBJETIVOS
4.1. Objetivo General.
∗
Estudiar algunos aspectos epidemiológicos de la enfermedad moho blanco de la
lechuga causada por Sclerotinia spp. en dos municipios productores de
Cundinamarca.
4.2. Objetivos Específicos
∗
Determinar por características morfológicas la especie de Sclerotinia predominante
∗
Estudiar los patrones de distribución espacio-temporal de la enfermedad moho
blanco de la lechuga.
∗
Establecer la relación entre la densidad de inóculo de esclerocios y la incidencia
de la enfermedad moho blanco de la lechuga.
51
5. MATERIALES Y MÉTODOS
5.1. Localización
El trabajo de laboratorio se llevó a cabo en el Laboratorio de Control Biológico del Centro
de
Biotecnología
y
Bioindustrias
de
CORPOICA
(Corporación
Colombiana
de
Investigación Agropecuaria), ubicado en el centro de investigación Tibaitatá Km 14 vía
Mosquera, Cundinamarca.
La investigación de campo se realizó en lotes comerciales, en los que se cultivó lechuga
(Lactuca sativa) tipo Batavia, variedad Coolguard localizados en los municipios de Funza
y Mosquera, (Cundinamarca) respectivamente. Funza cuenta con una altitud de 2548
msnm y una temperatura media de 13ºC, con una precipitación media anual de 713 mm.
Mosquera cuenta con una altitud de 2516 msnm y una temperatura de 14 ºC, con una
precipitación media anual de 640 mm.
El trabajo comprendió un periodo desde agosto del 2006 hasta enero del 2007 y se llevó a
cabo para el municipio de Mosquera en la finca La Fragua ubicada en el Km 14 de la
carretera central de occidente sobre la vía que comunica la ciudad de Bogotá con el
municipio de Mosquera, con un área total del cultivo de lechuga de 6400m2, mientras que
en el municipio de Funza fue en la finca Lagunilla, la cual contaba con un área total de
cultivo de lechuga tipo batavia de 51200m2 ubicada en el sector de tres esquinas. Los
lotes comerciales se seleccionaron por sus antecedentes históricos de la incidencia de la
enfermedad moho blanco de la lechuga causado por Sclerotinia spp (Anexo 1).
52
5.2. Métodos
5.2.1. Determinación del agente causal del moho blanco de la lechuga
Para el aislamiento de Sclerotinia spp. se recolectaron hojas de plantas de lechuga que
presentaron síntomas característicos de la enfermedad, en los cultivo y se llevaron al
laboratorio donde se desinfectaron con hipoclorito de sodio al 2.5% por 2 minutos,
ejerciendo agitación constante, tratando de cubrir las hojas con el desinfectante.
Posteriormente se realizaron dos lavados consecutivos con agua destilada estéril. Se
permitió el secado de las hojas, colocándolas sobre toallas de papel absorbente y luego
se ubicaron en una cámara húmeda, que consistió en un recipiente plástico con tapa con
dos toallas de papel absorbente humedecido con 10ml de agua destilada ésta se llevó a
incubación por 5 días a una temperatura promedio de 18ºC.
De la parcela experimental del municipio de Mosquera, se tomaron 5 muestras al azar de
tejido foliar dentro del cultivo de lechuga, para cada muestra se realizaron dos
aislamientos en medio PDA (agar papa dextrosa) a pH 5 e incubados a 24ºC, tomando
con un asa recta micelio color blanco crecido sobre el material vegetal. Para la parcela
experimental del municipio de Funza, se realizaron en total 8 aislamientos del hongo. Los
aislamientos obtenidos se cultivaron en medio de cultivo PDA. Después de 8 días de
crecimiento todas las cepas aisladas fueron críoconservadas en tubos ependorf (2ml) con
1.5mL de una solución de glicerol al 10% y agua peptonada al 0,1%, para lo cual se
tomaron 4 trozos de agar de 1cm2 los cuales se depositaron en dichos tubos.
La diferenciación de la especie predominante en cada cultivo, se realizo mediante el
registro de las características microscópicas y macroscópicas durante el crecimiento del
53
patógeno en los diferentes aislamientos, para lo cual se tuvo como referencia las
características descritas por Willets y Wong (1980).
5.2.2. Determinación de la población de esclerocios en el suelo
Se demarcó un área de 1000m2 aproximadamente, para cada uno de los lotes del
respectivo municipio. Dentro de ésta área se tomaron muestras de suelo para determinar
la densidad de inóculo entendido como el número de esclerocios por 100cm3 de suelo.
Los análisis se efectuaron a los 43 días del transplante de las plántulas de lechuga para el
lote del municipio de Mosquera y de 37 días para el Municipio de Funza.
Para el muestreo de suelo el área experimental se dividió en una cuadricula de 136
cuadrantes de un tamaño de 3m de largo por 2m de longitud para el cultivo de Mosquera,
mientras para el cultivo de Funza fue de 3,6m de largo por 2m de longitud.
En cada cuadrante se tomó una muestra de suelo de 100cm3 de acuerdo con la
metodología descrita por Subbarao y Hao (2005). La muestra estuvo compuesta por 4
submuestras tomadas al azar con ayuda de un toma muestra para el monitoreo que
consistió en un tubo de PVC de 2cm de diámetro y 8cm de largo (Figura 1), el cual fue
diseñado para tomar 25cm3 de volumen de suelo.
Figura 1. Diseño del toma muestra de suelo
54
Cada muestra se depositó en una bolsa de polietileno debidamente etiquetada con la
coordenada respectiva (número de cama y número de cuadrante).
Para la recuperación de esclerocios del suelo se empleó la metodología de flotación
descrito por Dhingra et al. (1987) modificada para este estudio. Dicha metodología que
consistió en pasar la muestra de suelo por una batería de tamices de 2,8; 2; 1 y 0,85mm
de tamaño de poro. Las fracciones retenidas en cada tamiz se transfirieron a un beaker de
250mL con 100mL de una solución de sacarosa (5%). Se agitó y se recolectaron las
partículas flotantes en un tiempo máximo de 10 minutos, empleando una tela muselina de
7cm2.
Las partículas recuperadas se observaron al estereoscopio, los esclerocios encontrados
se recuperaron con pinzas y su viabilidad se probó en agar agua, para lo cual los
esclerocios se desinfectaron sumergiéndolos en hipoclorito de sodio al 2.5% durante 2
minutos y dos lavados posteriores en agua destilada estéril.
5.2.3. Seguimiento de la enfermedad del moho blanco de la lechuga en el tiempo.
Se empleó una cuadricula de 272 cuadrantes con un tamaño de 1,3m de ancho por 2m de
largo para el cultivo de Mosquera y de 1,50m de ancho por 2m de largo para el cultivo de
Funza (Ver Figura 2).
55
Figura 2. Diagrama de cuadrantes para determinar incidencia de la enfermedad enumerado de izquierda a
derecha cada cama del 1 al 16 y de abajo hacia arriba cada cuadrante del 1 al 17.
En cada cuadrante se contaron el número de plantas de lechuga con síntomas y signos
de la enfermedad moho blanco, con una periodicidad de semanal. También se registró el
número de plantas muertas por la misma causa.
Para este análisis se tuvo en cuenta los siguientes parámetros:
a. Densidad total de plantas de lechuga en cada cuadrante.
b. Plantas enfermas con los síntomas característicos causados por Sclerotinia
spp. (hojas con pérdida de turgencia, presencia de micelio de color blanco,
hojas cloróticas y pudrición acuosa de la cabeza).
c. Plantas muertas por la enfermedad (tejido necrótico y pudrición generalizada)
56
5.2.4. Análisis de Datos.
Para cada parcela se construyó una curva del progreso de la enfermedad a partir de los
datos obtenidos del seguimiento de la enfermedad del moho blanco de la lechuga. Para
caracterizar el modelo espacial de la incidencia se aplicaron herramientas del análisis
geoestadístico como los mapas de contorno y los semivariogramas proporcionado por el
programa GS plus versión 8.0.
Adicional a esto se determinó la relación entre la incidencia de la enfermedad y la
densidad de inóculo mediante una regresión lineal (Hao y Subbarao, 2006).
5.2.5. Prueba de patogenicidad in planta
Este bioensayo se realizó con el fin de determinar la habilidad de los aislamientos de
Sclerotinia spp. para causar infección en el tejido foliar de lechuga y de esta misma forma
corroborar la morfología de los esclerocios producidos in vitro.
Para esto se tomaron trozos de hojas sanas de lechuga tipo batavia variedad coolguard
de 12cm de largo por 12cm de ancho, las cuales se desinfectaron previamente
sumergiéndolas en hipoclorito de sodio (2,5%) durante dos minutos y posteriormente se
lavaron con agua destilada estéril dos veces consecutivas. Se ubicó un trozo de hoja en
una cámara húmeda, la cual consistió en un recipiente plástico con dos toallas de papel
absorbente en el fondo humedecidas con 20ml de agua destilada estéril. Las hojas de
lechuga se inocularon con 1 y 2 esclerocios provenientes de los aislamientos de
Sclerotinia spp. de los lotes comerciales de Funza y Mosquera, los cuales fueron crecidos
en medio PDA durante 8 días en condiciones de 24ºC y luz constante. Después de la
inoculación las cámaras húmedas se llevaron a incubación en un cuarto oscuro con
57
temperatura promedio de 18ºC. Se incluyó un testigo sin inóculo. La unidad experimental
consistió en una cámara húmeda, se utilizó un diseño experimental completamente al
azar con tres repeticiones. Con el fin de observar la consistencia de los resultados todo el
experimento se repitió una vez.
Se registraron los síntomas y los signos de la enfermedad en las hojas inoculadas cada
48h durante 8 días y se contaron los esclerocios producidos después de 15 días de la
inoculación.
58
6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
6.1. Determinación del agente causal del moho blanco de la lechuga.
Se determinó que en el cultivo de lechuga ubicado en la parcela experimental de
Mosquera, la especie predominante que causó la enfermedad moho blanco de la lechuga
fue S. minor, ya que todos los aislamientos del material vegetal muestreado presentaron
las características macroscópicas como micelio blanco, tanto en anverso como reverso de
la caja de petri con medio PDA, la formación de esclerocios con un tamaño promedio de
0,87± 0,1mm de diámetro, y distribución concéntrica a uniforme de los mismos en el
medio de cultivo (Figura 3) Estas características concuerdan con las descripciones para
ésta especie realizadas por autores como Willets y Wong (1980); Melzer (1994) y
Subbarao et al. (2003).
A
B
Figura 3. Aislamiento de Sclerotinia minor proveniente del cultivo de lechuga del
municipio de Mosquera, obsérvese la distribución concéntrica de esclerocios (A) y
distribución uniforme de esclerocios (B).
Con respecto a las características microscópicas del hongo, se observó que éste presentó
hifas septadas, hialinas y con granulaciones (Figura 4), las cuales se deben al
almacenamiento de sustancias como polífosfatos y glicógeno (Willetts y Bullock ,1994).
59
Figura 4. Hifas de Sclerotinia minor vista a 40X. A. Granulaciones
Para la parcela experimental de Funza se determinó que la especie predominante
causante de la enfermedad en el cultivo fue S. sclerotiorum, ya que los aislamientos
presentaron micelio blanco tanto en anverso como en reverso en cajas de petri con medio
PDA, de aspecto algodonoso y esclerocios de forma irregular, con un tamaño promedio
de 3,6 ± 0,44mm de largo por 2,47± 0,32mm de ancho dispuestos en su mayoría hacia el
borde de la caja de petri (Figura 5), características previamente descritas para ésta
especie por Domsch y Gams (1980), Boland et al. (1994) y Bolton et al. (2006).
Figura 5. Aislamiento de Sclerotinia sclerotiorum proveniente del cultivo de lechuga del
municipio de Funza. Obsérvese la distribución de esclerocios en su mayoría hacia el borde de
la caja.
60
Dentro de las características microscópicas, se observó que éste hongo presentó hifas
septadas y hialinas, aunque con poca presencia de granulaciones (Figura 6), en
comparación con las observadas en las hifas de S. minor. Esto se debe a que las
características microscópicas de las especies pertenecientes al género Sclerotinia
presentan las mismas particularidades, por lo cual éste es un parámetro poco confiable
para diferenciar las especies (Willets y Wong, 1980).
Figura 6. Hifas de Sclerotinia sclerotiorum. Vista a 40X.
Dentro de los rasgos de crecimiento observados, se encontró que los aislamientos de
S. minor incubados a 24ºC en medio PDA, presentaron la formación de micelio de 3 a 5
días después de la inoculación y se observaron agregaciones de micelio que
posteriormente conformaron los esclerocios, esto ocurrió entre 6 a 8 días después de la
inoculación. Los aislamientos de S. sclerotiorum presentaron la formación de micelio de 4
a 6 días después de la inoculación y la formación de esclerocios desde la compactación
de micelio hasta la formación total del esclerocio, con la corteza consistente y de color
negro tuvo una duración de 8 a 10 días después de la inoculación.
61
La morfología de los esclerocios es el principal parámetro para diferenciar las especies de
Sclerotinia (Ekins et al. 2005 citado por Smith, 2007). Los reportes científicos mencionan
que para la especie de S. sclerotiorum los esclerocios presentan forma irregular y con un
diámetro de 2 a 10mm (Gams y Domsch1980; Young et al. 2004), mientras que en el caso
de los esclerocios de S. minor tienen forma ovalada con un diámetro de 0,5 a 2mm
(Subbarao et al. 1996). Teniendo en cuenta la información citada, las características que
presentaron los aislamientos de Sclerotinia spp, obtenidos de los dos cultivos de lechuga
en el presente estudio, permitieron determinarlos como S. minor en el caso de los
aislamientos del municipio de Mosquera y de S. sclerotiorum en el caso de los
aislamientos del municipio de Funza (Figuras 7 y 8).
0,5mm
Figura 7. Esclerocios de Sclerotinia minor de
aislamientos provenientes del cultivo de
lechuga del municipio de Mosquera. Vista en
.
estereoscopio a 3X.
0,5mm
Figura 8. Esclerocio de Sclerotinia
sclerotiorum de aislamientos provenientes
del cultivo de lechuga del municipio de
Funza. Vista en estereoscopio a 3X.
Cabe destacar que el presente estudio es uno de los pocos trabajos en los que se reporta
a la especie de S. minor, como agente causal de la enfermedad moho blanco de la
lechuga en cultivos comerciales de Cundinamarca. El reporte de Pardo (1990) fue uno de
los primeros en mencionar a S. minor como fitopatógeno de la lechuga en Colombia.
Smith (2007) reportó que S. minor fue uno de los agentes causales de la enfermedad en
lechuga batavia var. Capitata en el municipio de Cota, (Cundinamarca), mientras que la
62
especie S. sclerotiorum fue reportada como agente causal de la enfermedad en el cultivo
de lechuga en el municipio de Mosquera (Cundinamarca) por Torres (2006) y por Arias
(2006).
6.2. Prueba de patogenicidad in planta
En el caso de S. minor los síntomas de la enfermedad se evidenciaron entre 3 a 4 días
después de la inoculación de los esclerocios, en donde se observó un halo de color
marrón en la zona de la inoculación; seis días después de la inoculación se presentó
emergencia de micelio desde los esclerocios inoculados y pudrición acuosa generalizada
del tejido foliar, lo cuál coincide con lo reportado por Willets y Wong (1980), Hao et al.
(2003) y Wu y Subbarao (2003) (Figura 9).
Figura 9. Prueba de patogenicidad de Sclerotinia minor en hojas de lechuga tipo batavia. A.
Hoja sin síntomas. B. Halo de infección. C. Producción de micelio. D. Producción de esclerocios
63
Se observó que el hongo colonizó completamente el tejido vegetal hacia los 10 días
después de la inoculación de los esclerocios; la formación de agregaciones de micelio
hasta el desarrollo de esclerocios maduros, que presentaron una corteza consistente de
color negro, ocurrió en el período de 8 a 15 días después de inoculación, tiempo en el que
se cuantificó la producción de esclerocios sobre el tejido vegetal (Tabla 6).
Tabla 6. Producción de esclerocios de Sclerotinia minor.
Tratamiento
Promedio de esclerocios en
2
144cm de área foliar
1
14,34± 14,5
2
167 ± 6
Tratamiento 1: Inoculación con 1 esclerocio.
Tratamiento 2: Inoculación con 2 esclerocios.
En el caso de S. sclerotiorum se observaron los síntomas de la enfermedad entre 4 a 5
días después de la inoculación, éstos se caracterizaron por presentar lesiones también de
color marrón en la zona de inoculación; posteriormente se apreció la emergencia de
micelio color blanco de aspecto algodonoso desde los esclerocios. Durante el período de
6 a 12 días después de la inoculación se observó el tejido foliar completamente
colonizando por el hongo, mostrando el aspecto de pudrición generalizada tal como lo
referenciaron Boland y Hall (1994), Hao et al. (2005) y Bolton et al. (2006) (Figura10).
La formación de esclerocios demoró ente 10 a 15 días después de la inoculación tiempo
en el cual se realizó la determinación de inóculo secundario (Tabla 7).
64
Tabla 7. Producción de esclerocios de Sclerotinia sclerotiorum.
Tratamiento
Promedio de esclerocios en
2
144cm de área foliar
1
7,16± 2,17
2
16,17 ± 5,17
Tratamiento1: Inoculación con 1 esclerocio.
Tratamiento 2: Inoculación con 2 esclerocios.
Figura 10. Prueba de patogenicidad de Sclerotinia sclerotiorum en hojas de lechuga tipo
batavia. A. Hoja sin síntomas. B. Halo de infección. C. Producción de micelio. D. Producción de
esclerocios.
Cabe destacar que el modo de infección de las especies de Sclerotinia aisladas de campo
presenta diferencias en la expresión de los síntomas y signos de la enfermedad; S. minor
logra la degradación del tejido, dando un aspecto de macerado con poca producción de
micelio mientras que S. sclerotiorum logró la pudrición del tejido vegetal sin la
degradación del tejido pero con la emergencia abundante de micelio blanco y algodonoso
que cubre todo el tejido, el cual perdura hasta el final de las observaciones (Figura 11).
65
A
B
Figura 11. Tejido foliar infectado 15 días después de la inoculación. A. S. minor B. S. sclerotiorum
La producción de esclerocios fue mayor para S. minor comparado con lo ocurrido en el
caso de S. sclerotiorum. Tal como se presentó en el tratamiento 2, con un promedio de
1,16 esclerocios/cm2 de área foliar, mientras que en el caso de S. sclerotiorum ésta
producción fue de 0,11 esclerocios/cm2 de área foliar para el mismo tratamiento. Estos
resultados concuerdan con lo reportado por la literatura científica, en la que S. minor se
caracteriza por producir numerosos esclerocios mientras que S. Sclerotiorum produce
pocos esclerocios (Mihail, 1992), además que los esclerocios constituyen la fuente de
inóculo primario de la enfermedad causada por S. minor mientras que en el caso de
S. sclerotiorum el inóculo primario lo constituyen las ascosporas (Hao et al. 2003, Porchas
et al. 2004).
Por medio de esta prueba se comprobó el postulado 3 de Koch, el cual menciona que
cuando se tiene el aislamiento puro del agente causal de la enfermedad y éste al ser
inoculado en el huésped susceptible del que fue aislado, debe reproducir la enfermedad
específica (Agrios, 2006). El ensayo de patogenicidad en el cual se inocularon esclerocios
de las dos especies de Sclerotinia aisladas, mostró que éstas causaron infección en el
tejido vegetal y se presentaron síntomas y signos de la enfermedad observada en campo.
66
Las características morfológicas de los esclerocios producidos sobre el material vegetal
fueron las mismas del inóculo empleado inicialmente, por lo que esta prueba permitió
confirmar la identidad de las especies de Sclerotinia de los dos campos comerciales de
Funza y Mosquera.
6.3. Población de esclerocios.
En la finca de Mosquera el primer muestreo se realizó a los 42 días después del
transplante y se encontró una densidad de inóculo bastante baja, la cual se presenta en la
tabla 8, mientras que para las muestras de suelo tomadas a los 185 días después del
transplante no se detectaron esclerocios del hongo.
Tabla 8. Densidad de esclerocios de Sclerotinia minor en las muestras de suelo tomadas a los 42 días
después del transplante en Mosquera.
Cama
Cuadrante
Tamaño de Poro
en tamiz (mm)
Esclerocios
recuperados (No.)
1
1
1
1
1
1
3
1
1
2
3
4
14
4
1
2
2
0,85
0,50
0,85
0,50
1
1
1
1
1
1
1
En la finca del municipio de Funza el primer muestreo se realizó a los 36 días después del
transplante mientras que el segundo muestreo fue a los 130 días después del transplante,
sin embargo, en los dos tiempos de muestreo no se detectaron esclerocios en las
muestras de suelo.
La baja densidad de inóculo presente en los campos muestreados se pudo presentar
debido a que la enfermedad fue un evento reciente para los cultivos anteriores en éstos
67
lotes, lo cual se ve reflejado en una baja acumulación de esclerocios en el suelo. Cabe
destacar que las muestras de suelo se tomaron a los 42 días después del transplante
para la finca del municipio de Mosquera y de 36 días después del transplante para el
municipio de Funza, tiempo en el cual se evidenció la enfermedad, a través de la
presencia de síntomas y signos en las plantas, lo cual sugiere que para este tiempo ya
habría ocurrido la germinación de los esclerocios presentes en el suelo (Subbarao et al.
1996), por lo cual no fue posible detectarlos. La germinación del micelio ocasiona la
fragmentación del esclerocio, tal como lo describieron Wiletts y Bullock (1992) donde
comprobaron que durante la germinación eruptiva de esclerocios de Sclerotinia minor,
éstos se desintegran debido a que la emergencia del micelio rompe la corteza.
En el caso del segundo muestreo, se dificultó la detección de esclerocios en el suelo
debido a que en la fase final del ciclo de cultivo se presentó una época de invierno, lo cual
proporcionó alta humedad en el campo (Figura 12), condición que pudo afectar la
sobrevivencia de los esclerocios en el suelo (Hao et al. 2003).
Figura 12. Cultivo de lechuga en la finca de Mosquera a los 88 días después del transplante.
Obsérvese la inundación de las calles durante la época de invierno.
68
En suelos saturados los esclerocios sobreviven cortos periodos, hasta de 2 meses (Hao et
al. 2003). Matheron y Porchas (2005), estudiaron el efecto de la humedad y la
temperatura en suelo sobre la integridad y la germinación de esclerocios de
S. sclerotiorum y S. minor y determinaron que los esclerocios enterrados en suelos bajo
riego, a 0, 5 y 10cm de profundidad con un potencial de agua en un rango de -0,02 a
-2MPa, presentaron germinaciones inferiores del 22% a partir de la segunda semana,
detección de esclerocios en estado de descomposición desde la cuarta semana e
inhibición de su viabilidad para el final del estudio en las dos especies, mientras que en el
suelo sin riegos con un potencial de agua mayor de -100Mpa a las mismas profundidades,
el porcentaje de germinación de los esclerocios fue del 50% al 70% para S. minor y del
68% al 40% para S. sclerotiorum después de 8 semanas. Lo que sugiere que la humedad
como un factor determinante para la cuantificación de la densidad de inoculo presente en
el suelo.
La actividad de la flora edáfica es otro de los factores que se debe considerar en la
detección de esclerocios en el campo. Duncan et al. (2006) determinaron que el descenso
de la viabilidad de los esclerocios esta estrechamente relacionada con que el aumento de
la población microbiana, ya que al realizar un estudio en parcelas experimentales en
donde sometieron esclerocios de S. sclerotiorum a profundidades de 0, 5 y 10cm, y
evaluaron su porcentaje de germinación y colonización bacteriana durante 12 meses,
encontrado que la viabilidad para el primer mes fue del 100% para las profundidades 0 y
5cm y del 85% para 10cm, mientras que para el final del estudio la germinación descendió
al 60%, 15% y 5% para 0, 5 y 10cm de profundidad. La población bacteriana inicial fue de
3,98 log10 UFC/mL·esclerocio y aumentó 5.5 log10 UFC/mL·esclerocio para las tres
profundidades al finalizar el estudio. Entre la población bacteriana se identificaron
69
especies de los géneros Bacillus, Hafnia y Pseudomonas, con marcado efecto inhibitorio
de crecimiento miceliar de S. sclerotiorum del 77% por parte de B. amyloliquefaciens en
pruebas in vitro, por lo que la actividad de la flora edáfica propia de cada campo pudo
influenciar en el proceso de detección de esclerocios.
Otras causales como las labores culturales tales como el arado pudieron afectar la
ubicación de esclerocios en el perfil del suelo para el presente estudio, dificultando su
detección, puesto que el muestreo se realizó posterior a la ejecución de esta práctica a
una profundidad de 8cm del perfil del suelo. Al respecto Muller et al. (2002), reportaron
que el arado del suelo destinado para el cultivo soya redujo la densidad de los esclerocios
de S. sclerotiorum de 2,9 a 0,4 esclerocios·L-1 a una profundidad entre 2 y 10cm; Kurle et
al. (2001) reportaron una reducción de la densidad de los esclerocios de S. sclerotiorum
de 4,5 a 2,5 esclerocios·L-1 a 10cm de profundidad del perfil del suelo después del arado.
Sin embargo, en un estudio realizado por Smith (2007), para determinar la abundancia de
esclerocios en suelos agrícolas en el municipio de Cota, (Cundinamarca), este autor
encontró las especies de S. sclerotiorum y S. minor con predominancia de S. minor con
una densidad de inóculo de 1-31 esclerocios por 1000g de suelo mientras que para
S. sclerotiorum la densidad fue de 1-3 esclerocios por 1000g de suelo posterior a la
cosecha y después de la labranza con rastrillo, tomando 96 muestras de 1000g a 10cm de
profundidad cada 5m y aplicando la técnica de cernimiento húmedo en la detección de
esclerocios. En contraste para este estudio, se recolectó un total de 136 de muestras
100g a 8cm de profundidad de acuerdo a lo sugerido por Subbarao et al. (1996), quienes
proponen como distancia efectiva para infección de plantas de lechuga y aplicando la
técnica de cernimiento y flotación para la detección de esclerocios. Posiblemente la
70
cantidad de muestra tomada en los campos pudo influir en la detección de esclerocios en
suelo al igual que el arado efectuado por el agricultor, que para los dos cultivos
muestreados en este estudio se empleó un arado de disco, el cual hace un volteo de la
tierra a 25cm de profundidad, mientras que con el arado de rastrillo no se hace un volteo
de la tierra pero si puede afectar la distribución del inóculo presente en la superficie del
suelo.
6.4. Seguimiento a la enfermedad moho blanco de la lechuga
Para la finca de Mosquera el registro de la incidencia de la enfermedad y la proporción de
plantas muertas por la enfermedad comenzó a los 42 días después del transplante y
culminó a los 72 días, encontrándose un 10,30% de plantas enfermas al inicio del
muestreo y aumentó progresivamente hasta el 51% al finalizar el muestreo, mientras que
la población de plantas muertas fue del 1,16% al inicio del muestreo y aumentó hasta el
5,12% al finalizar el muestreo (Figura 13).
50
S. minor (%)
Plantas afectadas por
60
40
30
20
10
0
42
49
56
64
72
Tiempo depués del transplante (días)
I
M
Figura 13. Incidencia de la enfermedad moho blanco de la lechuga en el cultivo de Mosquera.
I. Incidencia (Proporción de plantas enfermas). M. Mortalidad (proporción de plantas muertas).
71
Para la finca de Funza el seguimiento de la enfermedad comenzó a los 36 días después
del transplante y culminó a los 74 días, encontrándose un 2.67% de plantas enfermas al
inicio del muestreo y del 33.32% al finalizar el seguimiento, mientras que la población de
plantas muertas fue del 0,88% al inicio del monitoreo y aumentado al 6,54% al finalizar el
seguimiento (Figura 14).
Plantas afectadas por
S. sclerotiorum (%)
60
50
40
30
20
10
0
36
42
49
56
66
74
Tiempo después del transplante (días)
I
M
Figura 14. Incidencia de la enfermedad moho blanco de la lechuga en el cultivo de Funza.
I. Incidencia (Proporción de plantas enfermas). M. Mortalidad (proporción de plantas muertas).
Al finalizar el ciclo productivo, en la finca de Mosquera se presentó una incidencia de 18%
superior al presentado en la finca de Funza, mientras que el porcentaje de mortalidad no
presentó diferencias significativas para los dos campos.
Posiblemente las diferencias en la incidencia se presentó debido a la especie
predominante para cada campo, ya que S. minor tiene una mayor capacidad de
producción de esclerocios que S. sclerotiorum, tal como lo sugieren Subbarao et al.
(1996) y Wu y Subbarao (2003). Por lo cual aumenta la probabilidad de que S. minor de
infecte una mayor cantidad de plantas que S. sclerotiorum.
72
Dentro de las actividades agronómicas empleadas por los agricultores, que pudieron
influir en el desarrollo de la enfermedad, esta la aplicación de fungicidas. En el cultivo de
Mosquera el agricultor hizo una aplicación foliar después del transplante del fungicida
Validacin® (1L·Ha), mientras que para el cultivo de Funza se hicieron dos aplicaciones
foliares del fungicida Sumilex® (0,5Kg ·Ha), la primera después del transplante y la
segunda 30 días después del transplante. El fungicida Validacin® cuyo ingrediente activo
es la validamicina, que impide la descomposición de la trehalosa, disminuyendo la
producción de glucosa, vital en el proceso de respiración y generación de energía del
patógeno, esta recomendado para el control de Rhizoctonia solani, Peronospora sparsa,
Sphaerotheca panosa y Cladosporium echinulatum en cultivos de arroz, papa, rosa y
clavel (Fedearroz, 2007). Según el International Rice Research Institute (2007) su
actividad ha reducido la incidencia de R. solani en el cultivo de arroz del 25%, mientras
que Lai et al. (2001) registraron una disminución de la incidencia del 40% para R. solani
en el cultivo de arroz. Sumilex® cuyo ingrediente activo es la procimidona perteneciente al
grupo de las dicarboximidas, actúa sobre el NADH de la C reductasa en la peroxidación
lípidica, que es uno de los mecanismos de defensa al estrés oxidativo (FRAC, 2006), su
actividad en la reducción de la incidencia del moho blanco
ha sido descrita por Arias
(2003), quien determinó que la incidencia de la enfermedad causada por S. sclerotiorum
en lechuga desciende considerablemente del 18,33% en el testigo no tratado a 3.33%
cuando se aplica 0,5 Kg·Ha-1 de procimidona; Matheron y Porchas (2004) al aplicar otra
dicarboximida como el vinclozolin a una dosis de 1,12 Kg· Ha-1 logró un control de la
enfermedad causada por S. sclerotiorum en lechuga del 52.2%, Bradley et al. (2006) al
aplicar vinclozolin a una dosis de 4,2 Kg· Ha-1 reduce la incidencia de la enfermedad en el
cultivo de canola ocasionado por S. sclerotiorum del 19% en comparación con el testigo
no tratado el cual presentó el 59%.de incidencia Posiblemente la incidencia de la
73
enfermedad en el cultivo de Funza fue menor en comparación al cultivo de Mosquera ya
que se empleó un fungicida que no tiene actividad sobre Sclerotinia spp.
Al finalizar la cosecha, 92 días después del transplante para el cultivo de Mosquera y de
96 días para el cultivo de Funza, se realizó un último muestreo para determinar la pérdida
de plantas causada por las especies de Sclerotinia, y se determinó mediante el conteo de
las cabezas de lechuga no cosechadas, magnitud que se sumó con el número de las
plantas muertas a lo largo del ciclo de crecimiento. Encontrándose que para el cultivo de
Mosquera la pérdida de plantas debida a S. minor fue del 16,22% mientras que para el
cultivo de Funza la pérdida de plantas debida a S. sclerotiorum fue del 17,61%.
Las pérdidas en rendimientos aunque no fueron considerablemente altas, para este
estudio fueron inferiores en comparación con pérdidas reportadas por Pérez (2003), quien
menciona que los porcentajes de pérdidas para los municipios de Cota y Mosquera
(Cundinamarca) registran pérdidas del 20% llegando a incrementarse hasta el 50 y 70%
en el cultivo de lechuga a causa de S. sclerotiorum, mientras que Arias (2003) reportó
pérdidas del orden del 36,7% por la misma especie en el cultivo de lechuga en la vereda
de San José en el municipio de Mosquera.
6.5. Dinámica espacial de la incidencia del moho blanco.
6.5.1. Semivariogramas.
El comportamiento de la enfermedad moho blanco para el municipio de Mosquera
presentó para todas las fechas dependencia espacial, la variable fue autocorrelacionada
espacialmente con un modelo de semivariograma ajustado a la función exponencial. Los
rangos para los semivariogramas del modelo se presentaron entre 96 y 176m. El rango
74
más bajo ocurrió a los 49 y 56 días después del transplante (Figura 15, 16 y anexo 2). La
variable en los semivariogramas direccionales (0º, 45º, 90º y 135º) para los diferentes
tiempos presentó una tendencia similar al semivariograma de isotropía.
Figura 15. Semivariogramas de isotropía y a 0º, 45º,90º y 135º de la incidencia de la enfermedad
causada por Sclerotinia minor los 42 días después del transplante en el cultivo de lechuga Mosquera.
Figura 16. Semivariogramas de isotropía y a 0º, 45º, 90º y 135º de la incidencia de la enfermedad a los
Sclerotinia minor a los 72 días después del transplante en el cultivo de lechuga en Mosquera.
El comportamiento de la incidencia de la enfermedad moho blanco para el municipio de
Funza a los 36 días después del transplante no presentó dependencia espacial tanto en el
semivariograma de isotropía como en los semivariogramas direccionales, ajustándose el
modelo del semivariograma a una función de tipo lineal (Figura17), para las posteriores
fechas seguimiento de la enfermedad, la variable fue autocorrelacionada espacialmente y
el modelo del semivariograma se ajustó a la función exponencial. Los rangos efectivos
para los semivariogramas del modelo se presentaron entre 64 y 208m. El rango más bajo
75
se dio a los 42 días después del transplante (Figuras 18, 19 y anexo 2). La variable en los
semivariogramas direccionales para los diferentes tiempos del seguimiento de la
enfermedad presentó una tendencia similar al semivariograma de isotropía (Figuras17, 18
y anexo3).
Figura 17. Semivariogramas de isotropía y a 0º, 45º,90º y 135º de la incidencia de la enfermedad
causada por Sclerotinia sclerotiorum a los 36 días después del transplante en el cultivo de lechuga en
Funza.
Figura 18. Semivariogramas de isotropía y a 0º, 45º,90º y 135º de la incidencia de la enfermedad
causada por Sclerotinia sclerotiorum a los 74 días después del transplante en el cultivo de lechuga Funza.
El modelo espacial determinado para las dos especies presentó un alto grado de
correlación espacial, lo cual concuerda con lo reportado por Hao y Subbarao (2003),
quienes determinaron que el modelo de la incidencia de la enfermedad de S. minor fue
agregado, al realizar un muestreo bajo un sistema de cuadrantes y aplicado el índice de
dispersión de Lloyd, Mueller et al. (1998) reportan que la incidencia en cultivo de soya
causado por S. sclerotiorum presenta un modelo espacial agregado mediante el índice de
dispersión de Lloyd. Hao y Subbarao (2005) en un estudio comparativo de la incidencia
76
S. sclerotiorum y S. minor en cultivo de lechuga bajo un sistema de cuadrantes
determinando su grado de agregación mediante el índice de Lloyd, encontraron que para
las dos especies se presentó agregación espacial. En contraste con el índice de
dispersión Lloyd, los semivariogramas permitieron determinar la máxima distancia de
influencia de la enfermedad para cada tiempo expresado por el rango efectivo, además de
direccionalidad de la variable constituyendo al semivariograma en una herramienta de
importancia para el agricultor en el control de la enfermedad en los cultivos estudiados.
6.5.2. Mapas en contorno
Mediante el kriging se elaboraron los mapas en contorno permitiendo hacer predicciones
de los sitios no muestreados, además de representar rasgos espaciales particulares de la
epidemia de las dos especies de Sclerotinia para los dos campos evaluados.
Para el cultivo de Mosquera se presentaron 3 focos de la enfermedad a los 42 días
después del transplante, que gradualmente aumentó de tamaño y se localizó hacia el
norte del área de cultivo muestreada, los focos observados en los mapas de la incidencia
de la enfermedad coincidieron con las áreas en el mapa de contorno donde se
presentaron los porcentajes de mortalidad mas altos para cada fecha de muestreo
(Figuras 19 y 20). Para el cultivo de Funza se presentó un foco de la enfermedad hacia
el noreste
con 7 parches de menor tamaño adyacentes al mismo para los 36 días
después del transplante, para las épocas posteriores el foco aumentó de tamaño, pero su
posición se concentró en la parte media del campo hacia el oriente de área en estudio.
Del mismo modo, las áreas con altos valores de la incidencia en los mapas de contorno
concordaron con las áreas en el campo altos valores de la mortalidad (Figuras 21 y 22).
77
D
B
E
C
78
Figura 19. Mapa de contorno de la incidencia de la enfermedad causada por Sclerotinia minor para el cultivo de Mosquera. A. 42 días después del transplante
(ddt) y escala de incidencia (EI) 6,9 a 14,7. B.49ddt y EI de12 a 23,3. C. 56ddt y EI de 12 a 23,3. D. 64ddt y EI de 23,7 a 41,1. E. 72ddt y EI de 42,1 a 52,6.
A
D
B
E
C
79
Figura 20. Mapa de contorno de la mortalidad causada por Sclerotinia minor para el cultivo de Mosquera. A. 42 días después del transplante (ddt) y escala de
incidencia (EI) 0,26 a 3,86. B.49ddt y EI de 0,31 a 4,59. C. 56ddt y EI de 0,53 a 7,54. D. 64ddt y EI de 1 a 14,3. E. 72ddt y EI de 1,2 a 16,3.
A
E
D
Figura 21. Mapa de contorno de la incidencia de la enfermedad causada por Sclerotinia sclerotiorum para el cultivo de Funza. A. 36 días después del
transplante (ddt) y escala de incidencia (EI) de 1,21 a 4,81. B. 42 ddt y EI de 3,3 a 12,6. C. 49ddt y EI de 8 a 20. D. 56 ddt y EI de 12 a 25,6. E. 66 ddt
y EI de 21 a 38,1. F. 74 ddt y EI de 27,3 a 43,9.
B
A
F
C
80
E
D
F
C
81
Figura 22. Mapa de contorno para la mortalidad causada por Sclerotinia sclerotiorum en el cultivo de Funza. A. 36 días después del transplante (ddt) y escala d
de incidencia (EI) de 0,14 a 2,09. B. 42 ddt y EI de 0,34 a 2,64. C. 49ddt y EI de 0,85 a 4,45. D. 56 ddt y EI de 1,16 a 6,11. E. 66 ddt y EI de 2,4 a 10,6. F. 74ddt
y EI de 2,8 a 11,7.
B
A
A pesar de que el estudio se llevó a cabo en dos municipios diferentes con diferentes
especies de Sclerotinia, estas presentaron no sólo la tendencia de dependencia espacial,
sino que la dirección de los puntos más altos de la incidencia se ubicaron al sur-oriente
del área evaluada sobre los 17m de distancia, fenómeno que se conservó a través del
tiempo. Una de las causas por las cuales la alta correlación espacial de la incidencia de
la enfermedad se presentó sin diferir en la especie, posiblemente se debe al origen del
inóculo, que para ambos casos fueron esclerocios, ya que durante el tiempo de
evaluación de la enfermedad no se observó la presencia de apotecios y los síntomas de la
enfermedad manifestados en la planta se presentaron en las hojas en contacto con el
suelo y no sobre la superficie de la corona para el caso de S. sclerotiorum en el cultivo de
Funza, que quizás sería uno de los factores que podría influir en el hallazgo diferencias
espaciales en los modelos tal como lo han reportado Hao y Subbarao (2005), que el
inóculo proveniente del aire como son las ascosporas generan modelos de distribución
con baja dependencia espacial de la enfermedad.
Condiciones como las precipitaciones presentadas en campo pudieron influenciar en la
orientación de los focos hacia un solo costado debido a que el movimiento del agua pudo
arrastrar esclerocios hacia ésta dirección generando la localización de la enfermedad en
este punto tal como lo menciona Gumpertz (2000), citado por Murcia y Huertas (2002) que
la forma del foco para un patógeno de suelo puede estar influenciada por el agua lluvia.
Además que la inclinación de los campos ocasionó que el recorrido del agua se dirigiera
hacia el sureste de los campos. Otro factor importante es el arado de la tierra previo al
transplante de las plantas, es cual pudo influir en la distribución de inóculo presente en
suelo, tal como lo reporta Subbarao y colaboradores (1996) mediante la aplicación de un
arado profundo el modelo de distribución de esclerocios de S. minor cambia de un modelo
agregado a un modelo uniforme.
82
Cabe destacar que la información proporcionada por los semivariogramas en cuanto a la
direccionalidad de la enfermedad y las distancias máximas de correlación espacial para
los respectivos campos, en conjunto con los mapas de contorno, son una herramienta útil
que permite identificar en campo los focos o agrupación de la enfermedad. Es claro que
no existe un método de control contundente para el tratamiento de la enfermedad moho
blanco, de esta forma con la modelación espacial es posible establecer estrategias para
un control eficiente de la enfermedad en campo y la reducción de costos a causa de la
aplicación de grandes cantidades de fungicidas en campo, principal método de control
empleado por los agricultores. Sin embargo es indispensable aplicar estrategias de control
integrado ya que la acción de sólo el fungicida en campo no garantiza la supresión del
patógeno, debido al potencial de Sclerotinia spp de desarrollar resistencia a los fungicidas
aplicados por el agricultor.
El control biológico combinado con la acción del fungicida es una de las alternativas para
la reducción de inóculo en campo que conlleva a la reducción en la incidencia y
producción de nueva fuente de inóculo
quienes
al
combinar
la
acción
tal como lo reportan Kartthabi et al. (2001)
del
ingrediente
activo
Himexasol
con
T. harzianum obtuvieron un porcentaje del 67 al 90% de esclerocios no viables de
S. rolfsii., mientras que la acción del fungicida como único método de control logra una
inhibición de la viabilidad de los esclerocios del 19,82% al 57,5%. Cotes et al. (2007), al
emplear un sistema de manejo integrado de la enfermedad causada por S. sclerotiorum
en un cultivo de lechuga, que incluyó la aplicación de T. koningii cada 15 días, combinada
con la solarización y la remoción de plantas logró la reducción de la enfermedad en un
91% en contraste con el tratamiento químico (Benomil 200 g·Ha-1 y Mancozeb 1kg·Ha-1)
que tuvo una reducción de la enfermedad del 28%.
83
Actividades culturales como el arado y la rotación de cultivos en el lugar del foco podrían
contribuir a disminuir la densidad de inóculo presente y la generación de inóculo
secundario.
84
85
7. CONCLUSIONES
• De acuerdo a las características macroscópicas y pruebas de patogenicidad in planta
se determinó que la especie predominante para la finca de Funza correspondió a la
especie de S. sclerotiorum y para la finca del municipio de Mosquera S. minor.
• Se estableció que la enfermedad presenta alta correlación espacial para las dos
especies aisladas, a través de los semivariogramas de isotropía y que el atributo se
conserva a 0º, 45º, 90 y 135º del punto de origen
• No se determinó la relación entre la incidencia de la enfermedad y la densidad de
inóculo debido a la escasa presencia de esclerocios en campo.
86
8. RECOMENDACIONES
• Evaluar volúmenes de muestra de suelo mayores de 100cm3
• Determinar la densidad de inóculo con la toma de muestras del suelo antes y después
de las prácticas de labranza a profundidades de 8cm, 10cm y 20cm del perfil del
suelo.
• Comprobar la influencia de la humedad en suelo con respecto a la viabilidad e
integridad de los esclerocios, a través de pruebas en invernadero en suelos con un
sistema de riego convencional, suelos saturados y suelos sin riego.
• Evaluar el control de la enfermedad mediante el tratamiento de focos.
• Realizar estudios del modelo espacial de la enfermedad moho blanco en otros
campos comerciales de lechuga de diversos municipios
87
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97
10. ANEXO
10.1. Anexo 1. Valores promedio de la temperatura y de la humedad relativa
registrados por la estación meteorológica Tibaitatá.
Agosto-Noviembre
20
Temperatura (ºC)
18
16
14
12
10
8
6
1
7
13
19
25
31
37
43
49
55
61
67
73
79
85
91
97 103 109 115 121
Período de los estudios en campo (días)
Agosto-Noviembre
100
Humedad Relativa (%)
95
90
85
80
75
70
65
60
55
50
1
7
13 19 25
31 37 43 49
55 61 67 73
79 85 91
97 103 109 115 121
Período de los estudios en campo (días)
98
10.2. Anexo 2. Análisis geoestadístico de la incidencia para el municipio de Mosquera.
Parámetros del semivariograma
Muestreos (días
después del
transplante
42
49
56
64
72
Nugget (Co)
Silla (Co+C)
Rango Efectivo
R2
24,5900
26.9500
26.9500
24,5900
117,3000
78,1790
76.1269,09
76.1269,09
78,1790
298,8377
107,400
96.0000
96.0000
107,400
176,1000
0,439
0,632
0,632
0,439
0,515
10.3. Anexo 3. Análisis geoestadístico de la incidencia para el municipio de Funza
Parámetros del semivariograma
Muestreos (días
después del
transplante
36
42
49
56
66
74
Nugget (Co)
Silla (Co+C)
Rango Efectivo
R2
7,2000
7,1100
21,6300
32,2000
28,6100
43,4300
15,6049
32,7994
55,2717
79,3114
106, 0109
125,1116
45,9000
64,7800
149,3000
208,9000
80,4000
113,5000
0,263
0.804
0,439
0,541
0,501
0,386
99