07 PBM_4-04-2011_

El control de la transcripción tenía lugar gracias a la actuación de unas proteínas que se unían a
secuencias específicas en la región reguladora de los genes que era el promotor regulador en los
eucariotas y mediante esta unión de alguna manera trasladaban a la maquinaria de transcripción
general o basal que se encontraba sobre el promotor, el centro promotor o núcleo promotor.
En los eucariotas las secuencia pueden estar muy alejadas del centro promotor por lo que la única
manera de que el efecto de las proteínas que se hayan unido a esta secuencia se traslade a la
maquinaria de transcripción basal, es que haya una serie de proteínas “conectoras o comunicadoras”
que se denominan co-activadores o co-represores, y mediadores.
Además, hay otras proteínas que “doblan” el DNA y otras que van remodelando la cromatina para
permitir que las proteínas necesarias accedan al DNA, como por ejemplo, algunas alejadas en la
secuencia de nucleótidos se encuentren más cercanas en el espacio y puedan las proteínas contactar
con el complejo de transcripción basal o general.
¿Cómo es el DNA al que se unen las proteínas?
• Las secuencias que contribuyen a controlar la velocidad de transcripción de un gen se encuentran
casi siempre en 5´ desde el núcleo o centro promotor (formado por las secuencias TATA Y NS)
• Las secuencias que tienen un papel en el control de la transcripción se denominan “elementos de
respuesta”, ya que permiten controlar la transcripción en respuesta a un efector determinado.
• En organismos procariotas, dichas secuencias casi siempre son palindrómicas. En los eucariotas
no tienen porque ser estrictamente palindrómicas, porque con la evolución parece que se pierde
parte de la simetría de las secuencias, pero, lo importante, es que las posibilidades de interacciones
atómicas entre el DNA y las proteínas, permanece.
Las secuencias de nucleótidos concretas, que forman el promotor regulador de cada gen, median la
velocidad de su transcripción regulada. Entre otras, pueden mediar:
‐Expresión del gen específica de un tejido: En algunas secuencias de nucleótidos podemos
observar elementos de respuesta que están en la región reguladora de los genes, en ellos se
puede mediar la expresión de un gen especifica de un tejido, es decir, no todo el genoma se
expresa de igual manera en todos los tipos celulares porque sino solo habría un tipo celular,
que daría lugar a las mismas proteínas los mismos genes... de manera que un gen se expresa
en un tejido si y en otro no porque hay una secuencia que lo provoca. ¿Como es posible que
en un tejido un elemento puede ejercer un papel, y ese mismo elemento en otro tejido no
tenga ninguna función?
Porque obviamente para que exista un efecto tiene que haber una secuencia y una proteína
que se una a la secuencia, y esa proteína solo se va a expresar en un tejido determinado.
-Expresión del gen en respuesta a choque térmico,
-Expresión del gen en respuesta a la presencia de un metal
‐Expresión del gen en respuesta a una hormona
‐Expresión del gen en respuesta a un factor del suero
‐Expresión del gen en respuesta a un metabolito, etc.
La región reguladora de los genes lo que tiene es un conjunto de secuencias, un conjunto de
elementos, no todos los genes tienen el mismo conjunto de elementos, cada gen tiene un conjunto
de elementos distinto y se regula en respuesta a efectores.
Algunos de estos elementos son los que aparecen en la tabla, cuando estas secuencias aparecen
sobretodo los nucleótidos que están subrayados es un elemento de respuesta, y el factor o la
proteína que reconoce este elemento es un conjunto de factores que son una familia ( las proteínas
de unión al DNA se agrupaban en familias cuando tenían homología de secuencia de aa) en este
caso la secuencia de la izquierda es reconocida por secuencias de la familia C/EBP.
Otra de las secuencias, la segunda, cuyo factor es el NF 1 (factor nuclear 1) es una de las primeras
proteínas que se descubrió. La primera de todas las proteínas que se descubrió que se unía a una
secuencia de DNA, la secuencia GGGCGG, es un factor que se llama Sp 1, lo descubrió R. Tjian en
1983 y describió la primera proteína en eucariotas que se unía a un elemento de respuesta en el
DNA.
Después tenemos otra secuencia en la cual hay nucleótidos específicos y nucleótidos que están
como n minúscula ya que podría ser cualquier nucleótido, los importantes son los que aparecen en
mayúsculas. Entre ellos si que se observa palindromía, por lo que en la ebra complementaria habría
esta misma secuencia pero en el otro sentido. A esta secuencia se une el factor de transcripción de
choque térmico, (media la respuesta al choque térmico). Para que haya respuesta a un choque
térmico, tiene que haber esta secuencia y también es necesario el factor.
Había una estructura proteica que eran los Dedos de Zinc que eran características del receptor de
glucocorticoides, pues en esta tabla podemos observar que este receptor ademas de unirse a los
glucocorticoides (receptor intracelular) es también, un factor regulador transcripcional.
Podemos ver a la izquierda las secuencias a las cuales se unen los factores proteicos que están a la
derecha, en esta secuencia podemos observar mayúsculas un poco más grandes (nucleótidos que son
palindrómicos), además hay 3 nucleótidos que pueden ser cualquiera, pero vemos una cierta
simetría, aunque la palindromía no es perfecta. Esta indicado con flechas, que estas secuencias su
eje binario de simetría estaría ahí pero hay que contar también con la ebra complementaria que no
esta escrita en la tabla.
Esta secuencia, o elementos de respuesta a hormonas, lo llamamos con las siglas GRE (elementos
de respuesta a glucocorticoides) PRE (elemento de respuesta a progesterona), MRE (elemento de
respuesta a mineralocorticoides) ARE (elemento de respuesta a andrógenos) estrógenos, hormonas
tiroideas TRE (tenía receptores intracelulares porque ellas encuentran al receptor intracelular se
unen a el, después se localizan en el núcleo y encuentran las secuencias en los promotores
reguladores de genes, se unen a ellas y después se produce la transcripción de los genes
determinados que contengan estas secuencias.
El receptor del Ácido Retinoico, RRE, molécula parecida a la Vit A, un poco más oxidada, y es una
molécula que tiene también un efecto sobre la transcripción de genes.
Por último, CREB, que es un elemento de respuesta al AMPc, porque aunque el AMPc es una
molécula que se produce cuando hay una hormona que se une al receptor de membrana y de esta
unión sigue un aumento en la actividad de la adenilato ciclasa y un aumento en la síntesis del AMPc
y este es mediador intracelular en la respuesta a muchas hormonas. Se pensaba que esa respuesta
intracelular a hormonas que iban a través del AMPc tenían efectos citosólicos y no nucleares, se ha
demostrado que el AMPc puede tener un efecto a nivel nuclear y puede controlar la transcripción de
genes a través del elemento CRE y de la proteína de unión a ese elemento que lo llamaríamos
CREB (elemento de respuesta al AMPc y binding protein).
A cada secuencia le corresponde una proteína, hay varias secuencias y todas ellas son reconocidas
por varios receptores distintos. La especificidad ocurre cuando en un tejido se da la expresión de
uno de esos receptores, y en otros tejidos se da la expresión de cualquier otro receptor, por ejemplo
un tejido en el cual hay receptor de progesterona. Este receptor cuando se une la progesterona se va
a unir a esa secuencia, si fuera el receptor de glucocorticoide, el glucocorticoide se uniría al receptor
y posteriormente a la secuencia correspondiente.
El efecto en el control de la transcripción de genes depende de que exista la secuencia en el gen y en
segundo lugar de que haya una proteína que reconozca una de estas secuencias.
IDENTIFICACIÓN EXPERIMENTAL DE ELEMENTOS DE RESPUESTA
A nivel experimental, cuando nostras estamos estudiando un gen, y queremos saber como se
controla ese gen, hay una serie de análisis que podemos hacer entre ellos están los siguientes:
1‐ Ensayos de huella o ¨footprinting¨: consisten en la identificación de secuencias,
contenidas en promotores, que unan proteínas nucleares in vitro e in vivo.
Dos reacciones, una que llevaba DNAasa y la otra que llevaba DNA con la proteína de unión
y la DNAasa cortaba el DNA pero no lo podría cortar en los sitios donde hubiera DNA unido
a proteínas. Así podemos saber si en una región concreta el DNA esta unido a proteínas o no.
La parte del DNA que tiene un papel regulador, 5' y por tanto tiene proteínas, sabemos que
esa parte tiene un papel regulador.
2‐ Comparación de la secuencia en estudio con las ya conocidas, recogidas en bases de
datos. Secuenciamos la parte reguladora de un gen, marcamos esa secuencia y la analizamos,
en una base de datos que analiza que elementos de respuesta tiene, dentro de los que ya
conocemos, así podemos saber si ese gen es potencialmente regulable, y nos da una idea de
como se puede controlar.
3‐ Ensayo de retraso en la movilidad electroforética de un oligonucleótido (radiactivamente
marcado) sintético con la secuencia de nucleótidos del elemento de respuesta potencial.
La secuencia de la región reguladora, con un elemento de respuesta potencial, diseñamos un
oligonucleótido que tenga esa secuencia de nucleótidos del elemento que es regulador
potencial y entonces lo marcamos radiactivamente, lo sometemos a electroforesis en
presencia o en ausencia de proteínas nucleares, y si hay alguna proteína nuclear que
específicamente reconozca y se una a ese oligonucleótido, lo que va a pasar es que la
movilidad electroforética se va a desplazar. Porque no migra el oligonucleótido solo en el
gen sino que migra unido a la proteína, migra como una molécula más grande. Es decir, las
moléculas más pequeñas se separan más hacia el extremo exterior del gen, y las moléculas
más grandes al pocillo.
Ha aumentado el tamaño y da una banda de
un tamaño mucho mayor que si el DNA
estuviera solo.
Aquí lo que observamos es el resultado de la unión
de la proteína Sp1 a la secuencia correspondiente.
Podemos ver las concentraciones crecientes de ese
factor de izquierda a derecha, a los dos lados hay
carriles delimitando este gel y vemos que las
bandas son las mismas en el carril de la izquierda y
la derecha. Abajo pone 0 por lo que el control es sin
proteína Sp1. En los demás carriles intermedios va
aumentando de izquierda a derecha la cantidad de
proteína Sp 1 que se añade al DNA. Esta proteína
se une a 6 regiones que hay en el DNA que estamos
analizando. Lo que vemos es lo que
denominábamos huella, han desaparecido
determinados fragmentos, y esta desaparición va en
aumento según aumentamos la cantidad de proteína
Esto se produce porque no todas las secuencias tienen la misma afinidad por este elemento (Sp1).
Este sería el resultado del ensayo de la huella.
En un conjunto de células, (in vivo) en un cultivo, podemos saber si una determinada proteína esta
unida a la parte reguladora de un gen.
Para ello existe un ensayo que se llama inmunoprecipitación de la cromatina lo primero que
hacemos es meter las células humanas en un cultivo, después añadimos una sustancia que en ese
momento sorprende a todo lo que hay y lo que hace es unir las proteínas, provocando que no se
puedan separar (eso es formo aldehído) y de alguna manera es como sacar la foto instantánea.
Después el DNA se rompe con DNAasa se inmunoprecipita utilizando anticuerpos específicos
contra ese factor que queremos analizar, o que queremos saber si in vivo esta unido al DNA.
Posteriormente separamos la proteína del DNA, (ese DNA unido a la proteína precipitado utilizando
un anticuerpo contra la proteína que queremos ver si esta unida al gel), ese fragmento de DNA ya
separado de la proteína lo utilizamos para hacer una PCR.
Aumentamos mucho su cantidad para después poderlo ver y analizar.
La proteína frente a la cual tenemos un anticuerpo, que ha inmunoprecipitado por ese anticuerpo, si
ha inmunoprecipitado conjuntamente con un DNA que luego hemos amplificado al separarlo, es que
esa proteína estaba unida in vivo (en la célula viva que teníamos en el incubador) a ese DNA.
Ensayos de actividad transcripcional in vitro
Si queremos saber si una proteína se une no solo a un elemento de respuesta en una determinada
célula, sino además que efecto tiene, y si amplifica mucho la transcripción o reduce mucho la
velocidad de transcripción, para saber eso, normalmente:
1. Cogemos el gen, aislamos la secuencia reguladora de ese gen.
2. Subclonar la región reguladora del gen problema y la región codificadora de un gen
testigo (reportero) en un vector o plásmido.
3. Si ese gen en la parte codificadora es una proteína, una enzima, después podemos ver
actividad enzimática. Metemos en un vector la región reguladora, y la codificadora
de la enzima y hacemos que el vector llegue a la célula eucariota, esto lo hacemos
mediante transfección.
4. Una vez que esta dentro de la célula eucariota, cuantificamos la expresión del gen
testigo o reportero en las células eucariotas, bajo distintas condiciones.
Hay que esperar un tiempo para que el gen se transcriba, se traduzca en una proteína,
y después rompemos las células y medimos las cantidades de enzima que hay.
Cuanta más cantidad de enzima haya, más se a expresado, y más se a transcrito.
Si hay muy poca actividad enzimática quiere decir que el vector que habíamos puesto no tiene un
papel en la regulación del gen.
Como ejemplo vemos un gen trimérico, y podemos saber si el gen cuya parte reguladora estamos
estudiando se controla en respuesta a la hormona dependiente de AMPc.
Tenemos que hacer llegar el vector a las células eucariotas, para que un plásmido se meta dentro de
una célula eucariotica, teniendo en cuenta que la membrana es una bicaba lipidica y que el DNA es
una molecula cargada negativamente. La técnica mediante la cual se consigue se denomina
transfección, así el plásmido entra en la célula eucariótica, y continúa el proceso, transcribiéndose
el gen que se encuentra en el plásmido, para lo cual este plásmido debería llegar al núcleo.
Después sale del núcleo y se traduce en el citoplasma, traduciéndose en una proteína, que se pliega,
adoptando una estructura y termina teniendo una actividad.
Si medimos esta actividad, si la cuantificamos podemos relacionar la región reguladora del gen con
la cantidad de proteína que se ha expresado. Entonces sabremos si la región reguladora a
funcionado en respuesta al factor que hayamos puesto a la célula o no.
Mapa de un vector, un plasmido que se llama pCAT-Basic y tiene el gen de resistencia a antinsulina:
Sitios de restricción para clonación de promotores a estudiar, en 5´del gen CAT
Un vector necesita 3 cosas para poder ser utilizado en clonación:
– Gen de resistencia a antibiótico
– Origen de replicación
– Región de subclonación, donde hubiera sitios de rotura para cualquier enzima de
restricción.
En la imagen podemos observar todos ellos.
Este vector, en la región que esta por delante de 5' en la secuencia codificadora de una enzima que
se llama cloranfenicol acetil transferasa, delante de la región codificadora (donde hay un triplete de
AUG que es de inicio de replicación) delante de esto podemos meter la región reguladora.
Utilizamos esa enzima, porque si pusiéramos como gen reportero una enzima que se encontrara
normalmente en las células eucariotas el resultado sería muy confuso, esta enzima es de procariotas
(solamente es de bacterias), por lo que si se expresa en una célula eucariótica solamente puede
proceder de la expresión de un plásmido.
Esta imagen resume como hacemos posible que el DNA entre en la célula, mediante tranfección:
Hacemos que el DNA precipite en
cloruro de calcio, así muchas de las
cargas negativas de los fosfatos del
DNA se compensan con el Ca.
Luego este precipitado del DNA con
CaCl 2 se deposita en el medio de
incubación de las células.
Tenemos una placa donde están
creciendo las células eucariotas,
añadimos el DNA en el medio del
cultivo, esperamos, la temperatura
del incubador es como la de las
células eucariotas.
Añadimos medio fresco, lavamos el
medio, retirando el DNA sobrante,
esperamos un día a 37º. En ese
tiempo tiene que haberse dado ya
todo el proceso de traducción y transcripción del gen que estaba dentro del plásmido. Después
retiramos las células de la placa, las ponemos en un tubo, lisiamos las células y hacemos el ensayo
de la actividad enzimática que tuviera el gen que hemos puesto.
En el caso de la cloranfenicol acetil transferasa, se puede hacer mediante cromatografía en capa
fina.
La única diferencia es que el cloranfenicol esta radiactivamente marcado. Y el cloranfenicol se
acetila, una acetil transferasa une el acetil al cloranfenicol y tanto el cloranfenicol solo como el
cloranfenicol acetilado estan radiactivamente marcados.
En la cromatografía por capa fina
vemos una mancha sola, y en el
otro caso vemos una mancha de
cloranfenicol y dos manchas que
corresponden al cloranfenicol
acetilado.
Haciendo un escaneo de las
manchas podemos cuantificar la
actividad de la cloranfenicol
acetil transferasa.
Cuanta más cloranfenicol acetil
transferasa encontremos, cuanto
más producto de la reacción
encontremos, más actividad de la
cloranfenicol acetil transferasa habría, más cantidad de enzima habría, y más activo es el promotor
que hemos puesto controlando la transcripción del gen.
Si este experimento le hacemos en presencia de determinado efectores, en presencia por ejemplo de
hormonas tiroideas, es decir, a las células del cultivo añadimos hormonas tiroideas y vemos la
cantidad de cloranfenicol acetil transferasa y asi sucesivamente. Añadimos hormonas
glucocorticoides a otra placa, que también tiene células, y vemos la cantidad de cloranfenicol acetil
transferasa.
Y vemos si la región reguladora del gen que estamos estudiando responde a estas hormonas, y si
responde más a unas que a otras.
BIOSÍNTESIS DE PROTEÍNAS
ELEMENTOS MOLECULARES y MAQUINARIAS
Una vez que los RNAs de transferencia están maduros, vamos a ver como se produce la traducción.
La traducción es un proceso complejo, que le lleva a cabo una maquinaria determinada que es capaz
de traducir cualquier mensajero, lo primero que tiene que hacer es buscar un RNA que sea
mensajera, por lo que hay que determinar cuales son las señales para que un RNA sea mensajero
para que pueda ser reconocido por el ribosoma.
• Consume el 80-90% de la energía de biosíntesis celular, es uno de los procesos mas caros que
tiene la célula
• Más de 100 moléculas implicadas (50% peso seco) no solo se utiliza en la biosíntesis de proteínas
sino tambien en sintetizar toda la maquinaria proteica.
• Paul Zamecnik (1950) diseñó los experimentos que le permitieron afirmar que las proteínas se
sintetizan en partículas riboproteicas, que, posteriormente, se denominaron ribosomas.
• Mas adelante, Zamecnik y Hoagland demostraron, que los aminoácidos han de estar activados
como aminoacil-tRNA (unidos). Esta unión es muy especifica y tenia que ser llevada a cabo de
manera catalizada.
• Se descubrieron Aminoacil-tRNA-sintetasas: enzimas específicas que reconocen y unen
específicamente tRNAs y aminoácidos.
• El conocimiento de la composición molecular de los ribosomas ha merecido el premio Nobel de
Química 2009 (59 años después de la descripción de su existencia).
www.nobelprize.org
Es muy importante las estructuras y las características de los ribosomas, ya que gracias a ellos,
hemos podido diseñar nuevos antibióticos que se opongan a la vida de las bacterias y que no
ataquen a la síntesis de proteínas de las células eucariotas.
El ribosoma traduce el código de DNA en vida
El premio Nobel de Química de 2009 reconoce los estudios de uno de los procesos centrales para
la vida: la traducción de la información del DNA en vida por los ribosomas. Los ribosomas
producen proteínas, las cuales, a su vez, controlan la química en todos los organismos vivos. Como
los ribosomas son cruciales para la vida, son también una diana principal para nuevos antibióticos.
El premio Nobel de 2009 galardona a Ventraman Ramakrishnan, Thomas A. Steitz y Ada E. Yonath
por haber mostrado cómo aparecen los ribosomas y cómo funcionan a nivel atómico. Los tres
han utilizado un método llamado cristalografía de rayos X para mapear la posición de todos y cada
uno de los cientos de miles de átomos que forman el ribosoma.
Entidades moleculares:
El ribosoma no tiene forma de hamburgesa,
hay una parte más grande y una más pequeña y
tienen un peso molecular muy alto.
Cada una de las dos partes esta compuesta de RNA
y proteínas, una cantidad de polipéptidos que
aumenta mucho desde los procariotas en la
evolución hasta los eucariotas.
El peso molecular casi se duplica en eucariotas, es
una maquinaria ribonucleoproteica muy precisa y
muy bien estructurada de manera que todos los
polipéptidos y todos los RNA tienen una forma
espacial y están todos ellos integrados unos con
otros para dar lugar a la maquinaria activa.
1. Formación de ribosomas
RIBOSOMAS: Formados por dos subunidades, y ambas por polipéptidos y rRNAs
Las dos subunidades se forman en el núcleo, y se ensamblan en el citoplasma,
al encontrar otros componentes.
Los ribosomas reconocen y traducen cualquier mRNA:
no tienen selectividad.
Criomicroscopía electrónica del ribosoma
Este es uno de los métodos utilizados para conseguir todos los
datos que tenemos del ribosoma. Alrededor de 73.000
proyecciones del ribosoma 70S de E. coli unido a formil‐metionil
tRNAf(Met) iniciador se utilizaron para obtener un mapa del
complejo, a 11.5 Angstrom de resolución. (Con ME)
Llegamos a la figura que tenemos arriba que se diferencia en dos partes, una un poco más azul, que
queda como por arriba, y otra más tenue que queda por abajo.
También la ultrasonografía de Rayos X nos ha proporcionado mucha de la información que tenemos
ahora.
Podemos observar en esta imagen, una estrictura del ribosoma bastante más realista, cada parte
representada de un color. Cuando se juntan todas las partes tenemos la estructura completa.
La estructura de cada uno de los RNAs, tanto la estructura de nucleótidos como la secuencia en el
espacio, se conoce y se sabe el número de bucles.
Forman estructuras secundarias por enganchamiento intracatenario antiparalelo, gracias a que se
establecen bucles en la secuencia primaria.
A esta estructura ribosomal de 16 S es a la que se va a unir una secuencia del RNA ribosomal es al
que se va a unir una parte de la secuencia del RNAm que lo identifica como tal, y por lo que el
ribosoma va a poder traducirlo.
El ribosoma tiene que poder encontrar y reconocer ese mensajero.
La señal de reconocimiento en los procariotas:
Señal de reconocimiento para el ribosoma:
En Procariotas: 5´GGAGG 3´‐N (una serie de nucleótidos) 3‐9‐AUG (Shine‐Dalgarno)
esta secuencia es complementaria dirigida en sentido antiparalelo con la secuencia en 3´de rRNA
16 S. El RNA de 16 S entre otras cosas tiene el papel de reconocer identificar y unir los RNAs
mensajeros que va a traducir.
La señal de reconocimiento en los eucariotas:
En Eucariotas: El capuchón en 5´ se identificaba como molécula a traducir por los ribosomas.
Además del capuchón hay una secuencia : 5´‐G/ANAAUGG‐3´(Kozak) aumenta la eficiencia de
traducción (unión a tRNAi)
Si alineamos la secuencia de muchos promotores, para ver que cosas tenían en común, en la
proximidad del sitio mas 1 de inicio de transcripción.
Aquí podemos hacer lo mismo, alineamos la secuencia de nucleótidos en la proximidad del sitio de
inicio de traducción AUG y observamos que muchos genes que se traducen tienen la secuencia
Kozak, por lo que esta secuencia aumenta de alguna manera la eficiencia de la traducción, porque se
a visto que se une al RNA iniciador. Un RNA que lleva metionina.
No todos los mensajeros contienen secuencia Kozak.
Si cogemos un gen in vitro y le ponemos la secuencia Kozak por delante del AUG estamos
aumentando la eficiencia de la traducción. Es una manera de manipular y aumentar la eficiencia de
la traducción in vitro.
Lo que se traduce de un RNAm es la región codificadora, es decir la hilera de codones.
Se traduce la región codificadora u ORF=hilera de codones no superpuestos contiguos que
comienza y termina en sitios internos del mRNA:
5´AUG 3´ (UUG en algunos procariotas):
codón de inicio que, además, especifica el primer aminoácido, metionina (formil‐metionina en
procariotas).
Esto quiere decir que todo el transcrito no es
codificador, la parte que se traduce del
transcrito empieza por el triplete de inicio de
AUG, continua por todos los tripletes leídos
uno a uno sin saltar ni repetir ninguno, en el
orden en el que están colocados en el RNAm y
por tanto en el gen del que procede ese RNA, y
termina cuando aparecen secuencias de
terminación, tripletes de terminación. Hay 3:
5´UGA 3´, 5´UAG 3´, 5´UAA 3´: codones de
terminación y fin de ORF (Open Reading
Frame).
Estas 3 secuencias serán reconocidas por un
factor de terminación.
El transcrito del RNAm ya maduro tiene el ORF dentro de una secuencia más larga que continua
tanto hacia 5' como hacia 3', estas secuencias no son ORF sino que son 5' UTR (regiones que no se
traducen) generalmente están en los dos lados, 5' UTR o 3' UTR.
Van a tener un importante papel regulador.
Traducción en mitocondrias y cloroplastos
Los efectos secundarios de algunos antibióticos que actúan a nivel de la traducción, se deben a que
la traducción que ocurre en las mitocondrias se parece por la maquinaria y por el mecanismo a la
que ocurre en los procariotas.
Como hay muchos antibióticos y el efecto trata de inhibir la traducción en las bacterias, y las
mitocondrias tienen un mecanismo parecido de traducción, pues también inhiben la traducción en
los eucariotas, lo que da lugar a los efectos secundarios en el organismo humano de algunos
antibióticos.
Sintetizan las proteínas codificadas en su genoma.
La maquinaria es heredada de procariotas, pero su existencia
dentro del organismo eucariota ha hecho que se modifique
hacia sistemas híbridos o intermedios.