Conservación de piezas anatómicas para la enseñanza en carreras

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Gaceta de Ciencias Veterinarias Vol 17 N°1 pp 5-10 Julio 2012
Revisión
Conservación de piezas anatómicas para la enseñanza en
carreras médicas
Preservation of anatomical pieces for teaching in medical careers
Fonseca-Matheus J.1
Área de Anatomía de los Animales Domésticos. Profesor Agregado. Dirección postal: Cabudare estado Lara, Núcleo
Héctor Ochoa Zuleta, Decanato de Ciencias Veterinarias, Área de Anatomía de los Animales Domésticos, CP.: 3023.
Teléfono 0251-2592468, e-mail: [email protected].
1
RESUMEN
El estudio de la anatomía ha sido el pilar fundamental de las ciencias médicas desde sus inicios. No es
posible formar a un profesional de la salud desde un punto de vista estrictamente teórico, por esta razón
la disección de los tejidos de cadáveres juega un papel fundamental en el proceso de enseñanzaaprendizaje. Esta práctica, considerada por muchos como irremplazable, permite al estudiante desarrollar
habilidades y destrezas al manipular los tejidos, a la vez que le confiere una mejor percepción de las
características que presentan las estructuras que componen el cuerpo. El rápido deterioro de los tejidos
que ocurre tras la muerte, así como el riesgo de contagio de enfermedades a partir del material anatómico,
han promovido el desarrollo de técnicas de conservación. El fin de éstas es conservar el material anatómico
por lapsos variables, además de inhibir o destruir los microorganismos que pudieran estar presentes en
el espécimen a conservar. Este artículo se enfoca en la importancia de la conservación de ejemplares
para disección, el uso del formaldehído como fijador por excelencia y una breve revisión de las técnicas
utilizadas actualmente.
Palabras clave: Anatomía, disección, conservación, formaldehído.
ABSTRACT
The study of anatomy has been the corner stone of medical sciences from the beginnings. It is not possible
to train a health care professional from a strictly theoretical point of view; therefore dissecting of corpse
tissues plays a key role in the teaching-learning process. This practice, considered by many to be
irreplaceable, allows students to develop skills by handling tissues, while giving it a better perception of the
features of the structures of the body. The rapid deterioration of the tissues that occurs after death, and the
risk of disease transmission from body material, has promoted the development of preservation techniques.
The purpose of these is to preserve body material for variable periods of time, but also to inhibit or destroy
microorganisms that may be present in the specimen to be preserved. This article focuses on importance
of preserving specimens for dissection, the use of formaldehyde as an excellent fixative and a brief review
of techniques currently used.
Key words: Anatomy, dissection, preservation, formaldehyde, toxicity, plastination.
Recibido: 11-03-2013
Aceptado: 10-04-2013
5
Fonseca-Matheus J.
Estas técnicas también tienen como finalidad disminuir
el riesgo de exposición del personal a los agentes
infecciosos presentes en el espécimen a conservar
[11]. Desde tiempos remotos se han creado y aplicado
diversas técnicas de conservación, las más utilizadas
en la actualidad se basan en la perfusión intraarterial
de soluciones fijadoras-conservadoras [12, 13, 14,
15], la composición de éstas varía en función de las
necesidades generadas por diferentes factores como
condiciones climáticas del sitio donde está ubicado el
laboratorio [9], disponibilidad de recursos [16], uso
al que estará destinada la pieza y hasta la preferencia
del facultativo. Al revisar la literatura podemos
observar que existe una gran variedad de técnicas
orientadas a la conservación de piezas anatómicas, el
objetivo principal de esta comunicación es revisar las
técnicas más utilizadas en la conservación del cadáver
para disección y entrenamiento en determinadas ramas
de la medicina, principalmente en Medicina
Veterinaria, así como una breve descripción de los
aspectos más resaltantes de la plastinación como
técnica vanguardista en la enseñanza de la anatomía.
INTRODUCCIÓN
El estudio de la anatomía en las ciencias biomédicas
ha sido tradicionalmente el pilar fundamental para la
formación de profesionales de la salud [1]. Los
conocimientos adquiridos a partir de ella son
indispensables para el desempeño profesional. Entre
otras cosas, el hecho de que sus aplicaciones clínicas
faciliten el diagnóstico y confieran una gran precisión
tanto al clínico como al cirujano al realizar su trabajo,
resalta su importancia para la enseñanza en carreras
médicas.
La disección de cadáveres ha sido la base para la
enseñanza de la anatomía en carreras médicas desde
hace más de 400 años [2] y es la piedra angular del
curriculum para la educación médica [3], esta práctica
le permite al estudiante aproximarse a la realidad
mediante la observación y manipulación de las
estructuras anatómicas con características muy
similares a las del organismo vivo [4]. El uso de
cadáveres es aún en nuestros días la mejor manera
de proporcionar una visión tridimensional de la
anatomía a los estudiantes de medicina [5]. La
interacción con el cadáver permite tener una mejor
percepción de las dimensiones, relaciones,
consistencia, tamaño y forma de todas las estructuras
que conforman el cuerpo del paciente, por esta razón
constituye un elemento de incalculable valor para la
formación del profesional de la salud [6, 7]. El estudio
de la anatomía macroscópica no escapa a las nuevas
tecnologías, existen reportes sobre la aplicación de
técnicas de enseñanza basadas en el uso de
herramientas informáticas, con las que se han obtenido
buenos resultados [4]. No obstante, la disección le
permite al estudiante desarrollar una apreciación de
la anatomía que no puede ser alcanzada por métodos
computarizados por sí solos [8]. Cada año se publican
nuevos libros de anatomía con ilustraciones bien
elaboradas, entre los que se incluyen los textos
dedicados a la anatomía macroscópica veterinaria,
pero aún no existe un sustituto ideal para el cadáver
en el estudio del cuerpo. El simple hecho de ver, tocar
e incluso oler repetidas veces las partes del cuerpo en
una sala de disección refuerzan los conocimientos y,
en el caso de los cirujanos, incrementa su confianza y
precisión durante el acto quirúrgico [9]. El uso de
cadáveres en la enseñanza de la anatomía ha creado
la necesidad de conservar los tejidos durante periodos
de tiempo prolongado, lo que permite su manipulación
y disección sin que ocurra la descomposición de los
mismos. Para lograr este objetivo se han creado
diferentes técnicas de fijación y conservación. El fin
último de éstas es mantener por tiempo prolongado
las características los tejidos, en un estado similar al
del individuo vivo [10], para que las estructuras que
componen el cuerpo sean visibles durante la disección.
USO DEL FORMALDEHÍDO EN LA FIJACIÓN Y
CONSERVACIÓN DE LOS TEJIDOS
Antes de la aparición del formaldehído se
implementaron diferentes técnicas para conservar los
cadáveres. Éstas comprendían el uso de sustancias
como aceites, resinas y hasta vino, que retardaban el
proceso de descomposición de los tejidos [5]. Sin
embargo, la mayoría no permitía mantener
adecuadamente las características de los tejidos para
el estudio anatómico. El proceso de conservación de
los tejidos se basa en el principio de la fijación, ésta
consiste en un proceso fisicoquímico gradual que
implica la difusión del fijador hacia el interior de los
tejidos, así como una serie de reacciones químicas
[17]. Como resultado se producen cambios
estructurales que alteran la composición de las
proteínas y otras moléculas que finalmente impiden
la descomposición [18]. Un fijador ideal debe producir
cierto endurecimiento de los tejidos, mínima
distorsión de su morfología y prevenir la
descomposición [17]. El formaldehído cumple con estos
requisitos, por esta razón ha sido la sustancia fijadora
más utilizada y estudiada durante décadas [19]. Esta
sustancia fue descubierta por Butlerov en 1859, pero
fue el químico Wilhelm Von Hofmann en 1868 quien
desarrolló el método para obtenerlo a partir del
metanol. Esta sustancia química de nobles propiedades
y gran versatilidad fue utilizada por primera vez como
fijador de tejidos por Ferdinand Blum en 1893, quién
descubrió sus propiedades fijadoras de manera
ocasional, durante un ensayo destinado a estudiar su
6
Conservación de piezas anatómicas
efecto antiséptico [5, 20, 21]. El formaldehído es un
gas muy soluble en agua, su forma comercial se conoce
como formalina o formol, la composición química de
esta presentación es 37 ó 40% de formaldehído y 10%
de metanol diluidos en agua [18]. Esta sustancia se
utiliza generalmente diluida al 10% para la fijación de
los tejidos, lo que corresponde a una concentración
final de 4% de formaldehído [21]. El formaldehído en
presencia de oxígeno tiende a oxidarse a ácido fórmico
y pierde su efecto fijador, éste proceso de
transformación ocurre con mayor frecuencia cuando
es diluido al 10%, por esta razón una vez preparado no
debe ser almacenado durante largos periodos de
tiempo. Una alternativa para disminuir su oxidación
es añadir sales de fosfato a la preparación, a fin de
mantener un pH adecuado [20]. Cuando se realiza la
fijación de los tejidos con formol diluido en agua, éstos
deberán permanecer a temperatura ambiente durante
al menos 24 horas para permitir que ocurra la reacción
entre el químico y los componentes de la pieza hasta
alcanzar el estado de equilibrio [20].
las vías respiratoria y ocular, se ha reportado desde
rinitis e irritación ocular hasta cáncer nasofaríngeo
[21, 25, 26]. La exposición crónica a esta sustancia
produce genotoxicidad y sensibilización cutánea [27].
SOLUCIONES FIJADORAS-CONSERVADORAS PARA
PERFUSIÓN ARTERIAL
Como norma general las soluciones fijadorasconservadoras son mezclas compuestas por sustancias
con diferentes propiedades, estas pueden ser fijadoras
de tejidos, conservadoras de humedad,
antibacterianas o fungicidas. Entre las sustancias
fijadoras la más ampliamente utilizada es el
formaldehído, seguido por el alcohol etílico e
isopropílico. Otra sustancia que se ha utilizado como
fijador de tejidos, que además presenta buenas
propiedades conservadoras por su actividad
antimicrobiana, es el glutaraldehído [9, 28]. En lo que
respecta a la conservación de la humedad de los tejidos
se emplea la glicerina o el polietilenglicol y como
agente fungicida se utiliza el fenol [16]. El efecto
antibacteriano de estas soluciones se debe al
formaldehído y a los alcoholes, si se requiere puede
ser coadyuvado por sustancias antisépticas. El uso de
sustancias con propiedades germicidas es necesario
para controlar los microorganismos que causan la
descomposición de los tejidos y que representan un
riesgo para la salud del personal que utiliza las piezas
anatómicas [29, 30]. Adicionalmente, existen reportes
de ensayos en los que se ha utilizado sal común y sales
de nitrato como componentes principales, el objetivo
de incorporar este tipo de sustancias a las soluciones
fue reemplazar el efecto fijador y conservador del
formaldehído [11, 31, 32].
ALGUNOS EFECTOS ADVERSOS DEL FORMALDEHÍDO
SOBRE LA SALUD
Un aspecto importante a considerar en la práctica
de conservación y disección de cadáveres es el efecto
nocivo del formaldehído sobre la salud humana. Debido
a que esta sustancia es la más utilizada en éste oficio
y que su elevada toxicidad ha sido demostrada, existen
normas que regulan su uso y manejo en la mayoría de
los países. Los estudios para determinar los efectos
adversos del formaldehído sobre la salud se han
realizado desde hace mucho tiempo. Desde el año
2006, en que la Agencia Internacional para la
Investigación sobre el Cáncer (IARC) lo clasificó como
cancerígeno para los seres humanos [22], la
preocupación sobre éste tema ha promovido el incremento del número de trabajos científicos orientados
a establecer estrategias de prevención y control de la
exposición de las personas a esta sustancia [23]. Un
ensayo realizado en ratas para estudiar el efecto de la
exposición al formaldehído sobre el riñón reveló que
produce daño renal. Este efecto adverso del
formaldehído fue evaluado mediante la observación
de cambios morfológicos de la nefrona; pero también
por la medición de diferentes marcadores como la NAcetyl-b-(D)-Glucosaminidasa, que determina el daño
en el túbulo contorneado proximal, los anticuerpos
antidesmina, que aumentan cuando existe daño en
los podocitos, la nefrina y podocina cuya distribución
y expresión se ve alterada cuando existe injuria en
los podocitos y la membrana basal, así como la
desoxinucleotidil transferasa dUTP terminal, que
determina la presencia de apoptosis celular [24]. El
formaldehído tiene efecto tóxico sobre la mucosa de
SOLUCIONES FIJADORAS-CONSERVADORAS
UTILIZADAS ACTUALMENTE EN LA PREPARACIÓN DE
EJEMPLARES PARA DISECCIÓN Y ENTRENAMIENTO
PROFESIONAL EN MEDICINA HUMANA
Y MEDICINA VETERINARIA
Actualmente existe una tendencia hacia la
reducción de la cantidad de formaldehído utilizado en
las soluciones fijadoras-conservadoras [14, 31]. Se
han reportado ensayos con diferentes mezclas de
sustancias que permiten conservar de manera óptima
los tejidos, éstas contienen pequeñas cantidades de
formaldehído acompañado de sustancias que
coadyuvan o reemplazan su función como fijador. Se
han reportado algunos estudios en los que las fórmulas
de las soluciones fijadoras-conservadoras no contienen
formaldehído. Una de estas soluciones está compuesta
por vinagre blanco, glicerina, etanol, citrato de sodio
y verde malaquita. Los tejidos de los animales
7
Fonseca-Matheus J.
preparados con esta solución mantienen características
muy similares al tejido vivo, durante la disección no
se observan diferencias con respecto a las piezas de
animales preparados con soluciones que contienen
formaldehído [15]. Otra fórmula reportada está
compuesta por nitrito de sodio, etanol, polietilenglicol,
aceite de orégano y agua destilada. Con esta última
se observó que los tejidos pueden ser disecados con
mayor facilidad que cuando se utilizan soluciones a
base de formaldehído y agua [11]. En un estudio
realizado en humanos se aplicó una fórmula con bajas
concentraciones de formaldehído (1,43%), fenol,
glicerina, alcohol isopropílico, grandes cantidades de
sal y agua destilada, los resultados fueron buenos desde
el punto de vista macroscópico y microscópico [31].
Sin embargo, también existen reportes recientes sobre
el uso de fórmulas con altas concentraciones de
formaldehído, en algunos casos combinado con fenol
[16]. La existencia de una gran diversidad de cursos
de entrenamiento para profesionales de la salud ha
establecido una creciente demanda de ejemplares con
características similares al individuo vivo. Estos cursos
en su mayoría se relacionan con cirugía y endoscopia
[12, 13, 33, 34]. Entre los requisitos más importantes
se encuentran la flexibilidad y coloración de los tejidos,
lo que representa un reto para los anatomistas
encargados de preparar estos ejemplares, ya que los
principales efectos del formaldehído son el
endurecimiento y cambio de coloración de los tejidos.
La técnica de Thiel se utiliza con frecuencia para
preparar piezas destinadas al entrenamiento quirúrgico
en medicina humana, entre sus bondades podemos
mencionar que los cadáveres no despiden olor, el tejido
subcutáneo, la fascia, las vísceras y los músculos
mantienen su coloración natural, su consistencia y
flexibilidad son muy parecidas a las del tejido vivo.
La fórmula que se emplea en esta técnica (Tabla I) es
una mezcla de sales y pequeñas cantidades de
formaldehído [13, 35, 36]. En Medicina Veterinaria
algunas facultades también han optado por el uso
Solución de Thiel
[35]
Agua destilada 100 ml
Ácido bórico 3 g
(Mono-)Etilenglicol 30g
Nitrato de amonio 20 g
Nitrato de potasio 5 g
Solución de clorcresol
+ (Mono-)Etilenglicol 10 g
4-Chlor-3-Metilfenol 1g
cadáveres para el entrenamiento quirúrgico de sus
estudiantes. Entre las soluciones fijadorasconservadoras adecuadas para este tipo de
procedimiento podemos mencionar la solución
modificada de Larssen y la solución de Laskowski (Tabla
I). Ambas soluciones permiten conservar los cadáveres
con características similares al animal vivo, esto es
particularmente importante en la enseñanza de
técnicas quirúrgicas. No obstante, un estudio
comparativo demostró la preferencia de los estudiantes
por la solución modificada de Larssen [37].
PLASTINACIÓN
La constante preocupación respecto a la exposición
al formaldehído y al limitado tiempo de vida útil de
las preparaciones anatómicas para la enseñanza de la
anatomía, condujo a los anatomistas en la búsqueda
de técnicas que permitieran obtener preparaciones
más duraderas y con menos riesgos para la salud de
los usuarios [38]. Fue por esta razón que el doctor
Gunther von Hagens creó la técnica de plastinación
en 1977 [39]. El desarrollo de esta técnica comenzó
mientras buscaba un método para mejorar la calidad
de las preparaciones renales en el laboratorio. Luego
de experimentar con diferentes tipos de plástico logró
crear las bases del método de plastinación utilizado
en la actualidad [40]. En esta técnica el agua y los
lípidos de los tejidos son reemplazados por polímeros,
éstos luego son sometidos a un proceso de
endurecimiento para dar como resultado una pieza
seca, sin olor y perdurable. Básicamente, esta técnica
consta de los siguientes pasos: 1. fijación (formol al
5%), 2. deshidratación, 3. impregnación forzada y 4.
curado o endurecimiento de los polímeros. Las
propiedades finales de la pieza dependen del tipo de
polímero utilizado. La silicona proporciona piezas
flexibles y aporta buenos resultados con requerimientos
mínimos de equipamiento. Por su parte, el copolímero
silicona-epoxi genera piezas rígidas que pueden ser
Solución Modificada
de Larssen [37]
Formol al 10% 100 ml
Glicerina 400 ml
Hidrato de cloral 200 g
Sulfato de sodio 200 g
Bicarbonato de sodio 200 g
Cloruro de sodio 180 g
Agua destilada 2 l
Solución de Laskowski
[37]
Glicerina 800 ml
Etanol 200 ml
Ácido fénico 50 g
Ácido bórico 50 mg
Diluir una parte de esta
mezcla en tres partes de
agua antes de usarla.
Tabla I. Fórmulas utilizadas en la preparación de cadáveres para entrenamiento
quirúrgico.
8
Conservación de piezas anatómicas
pulidas pero son susceptibles de sufrir fracturas [41].
La desventaja de esta técnica es su alto costo, esto
se debe a que requiere de un equipamiento y de
reactivos especiales como acetona, polímeros,
catalizadores para el curado del polímero,
refrigeradores y cámara de vacío [42]. No obstante,
ya existen reportes de ensayos en los que se han
utilizado sustancias alternativas y de menor costo como
la glicerina entre otros [38, 43], así como
procedimientos que no requieren el uso de todo el
equipamiento que se emplea en la técnica original
descrita por von Hagens [43].
[5] Saeed M, Rufai A, Elsayed S. Mummification to
plastination. Saudi Med J 2001; 22 (11):956-959.
[6] Parker LM. Anatomical dissection: why are we
cutting it out? Dissection in undergraduate teaching.
ANZ J Surg 2002; 72(12):910-2.
[7] Cornwall J, Stringer MD. The wider importance
of cadavers: educational and research diversity from
a body bequest program. Anat Sci Educ 2009; 2(5):234237.
[8] Rath G, Garg K. Inception of cadaver
dissection and its relevance in present day scenario
of medical education. J Indian Med Assoc 2006;
104(6):331-333.
[9] Tolhurst DE, Hart J. Cadaver preservation and
dissection. Eur J Plast Surg 1990; 13:75-78.
CONCLUSIONES
Existe una amplia variedad de técnicas útiles para
la conservación de cadáveres con fines didácticos. La
tendencia actual de éstas es la reducción del uso del
formaldehído en su composición, debido a los efectos
nocivos reportados para esta sustancia. Dado que las
condiciones climáticas afectan la conservación del
material anatómico, el personal de cada laboratorio
deberá determinar qué técnica de conservación se
adapta mejor a sus condiciones, si es necesario
deberán realizar modificaciones que permitan una
fijación y conservación eficiente de los cadáveres. Para
lograr este objetivo se deben realizar ensayos con
diferentes soluciones y procedimientos de manejo del
material anatómico, evaluar aspectos como el grado
de fijación, cambios de los tejidos, resistencia a la
desecación, flexibilidad, emisión de vapores irritantes
y por último, pero no menos importante, la inhibición
del crecimiento de microorganismos que afecten la
salud del personal y ocasionen el deterioro de las piezas.
La técnica de plastinación permite obtener material
anatómico perdurable a largo plazo, su uso permite
reducir eficientemente la cantidad de cadáveres que
se deben preparar en los laboratorios de anatomía para
atender la demanda de las prácticas docentes, la única
desventaja de esta técnica es su alto costo.
[10] Gage GJ, Kipke DR, Shain W. Whole animal
perfusion fixation for rodents. J Vis Exp 2012; 30:(65).
pii: 3564.
[11] Janczyk P, Weigner J, Luebke-Becker A,
Kaessmeyer S, Plendl J. Nitrite pickling salt as an
alternative to formaldehyde for embalming in
veterinary anatomy-A study based on histo- and
microbiological analyses. Ann Anat 2011; 193(1):7175.
[12] Guimarães da Silva RM, Matera JM, Ribeiro
AA. Preservation of cadavers for surgical technique
training. Vet Surg 2004; 33(6):606-608.
[13] Kerckaert I, Van Hoof T, Pattyn P, D'Herde K.
Endogent: centre for anatomy and invasive techniques.
Anatomy 2008; 2:28-33.
[14] Whitehead MC, Savoia MC. Evaluation of
methods to reduce formaldehyde levels of cadavers in
the dissection laboratory. Clinical Anatomy 2008; 21:7581.
[15] Muñetón GC, Ortiz JA. Conservación y
elaboración de piezas anatómicas con sustancias
diferentes al formol en la Facultad de Ciencias
Agropecuarias de la Universidad de La Salle. Rev Med
Vet 2011; 22: 51-55.
BIBLIOGRAFÍA
[16] Ajayi IE, Shawulu JC, Ghaji A, Omeiza GK,
Ode OJ. Use of formalin and modified gravity-feed
embalming technique in veterinary anatomy
dissection and practicals. Journal of Veterinary
Medicine and Animal Health 2011; 3(6):79-81.
[17] Thavarajah R, Mudimbaimannar VK, Elizabeth
J, Rao UK, Ranganathan K. Chemical and physical
basics of routine formaldehyde fixation. J Oral
Maxillofac Pathol 2012; 16(3):400-405.
[1] Korf HW, Wicht H, Snipes RL, Timmermans JP,
Paulsen F, Rune G, et al. The dissection course necessary and indispensable for teaching anatomy to
medical students. Ann Anat 2008; 190(1):16-22.
[2] Aziz MA, McKenzie JC, Wilson JS, Cowie RJ,
Ayeni SA, Dunn BK. The human cadaver in the age of
biomedical informatics. Anat Rec 2002; 269(1):20-32.
[3] Rizzolo LJ, Stewart WB. Should we continue
teaching anatomy by dissection when ...? Anat Rec B
New Anat 2006; 289(6):215-218.
[18] Kiernan JA. Formaldehyde, formalin,
paraformaldehyde and glutaraldehyde: What they are
and what they do. Microscopy Today 2000; 8(1):8-12.
[4] Collipal LE, Silva MH. Estudio de la anatomía
en cadáver y modelos anatómicos. Impresión de los
estudiantes. Int J Morphol 2011; 29(4):1181-1185.
[19] Dixit D. Role of standardized embalming fluid
9
Fonseca-Matheus J.
in reducing the toxic effects of formaldehyde. Indian
Journal of Forensic Medicine & Toxicology 2008; 2(1):
(2008-01 - 2008-06).
Veterinary Sciences 2010; 24(1):53-58.
[33] Anderson SD. Practical light embalming
technique for use in the Surgical fresh tissue
dissection laboratory. Clin Anat 2006; 19(1):8-11.
[20] Fox CH, Johnson FB, Whiting J, Roller PP.
Formaldehyde fixation. J Histochem Cytochem 1985;
33(8):845-853.
[34] Jaung R, Cook P, Blyth P. A comparison of
embalming fluids for use in surgical workshops.
Clinical Anatomy 2011; 24:155-161.
[21] Duque JE, Díaz JJ. El formol. Su génesis,
normas, aplicaciones e incidencia sobre la salud
humana. Medicina UPB. Medellín (Colombia) 1999;
18(1):35-46.
[35] Wolff Kd, Kesting M, Mücke T, Rau A, Hölzle F.
Thiel embalming technique: a valuable method for
microvascular exercise and teaching of flap raising.
Microsurgery 2008; 28:273-278.
[36] Boaz NT, Anderhuber F. The uses of soft
embalming for cadaver-based dissection, instruction
in gross anatomy, and training of physicians. FASEB J
2009; 23:480-483.
[22] International Agency for Research on Cancer
(IARC). Formaldehyde, 2-Butoxyethanol and 1-tertButoxypropanol-2-ol. IARC monographs on the
evaluation of carcinogenic risks to humans 2006;
88:39-325.
[23] Bolt HM., Morfeld P. New results on
formaldehyde: the 2nd International. Formaldehyde
Science Conference (Madrid, 19-20 April 2012). Arch
Toxicol 2013; 87:217-222.
[37] Silva RM, Matera JM, Ribeiro AA. New
alternative methods to teach surgical techniques for
veterinary medicine students despite the absence of
living animals. Is that an academic paradox? Anat Histol
Embryol 2007; 36(3):220-224.
[24] Qin W, Xu Z, Lu Y, Zeng C, Zheng C, Wang S,
et al. Mixed organic solvents induce renal injury in
rats. PLoS One 2012; 7(9):e45873.
[38] Muñetón GC, Ortiz JA. Plastinación: un
instrumento complementario para el desarrollo del
proceso enseñanza-aprendizaje de la anatomía. Rev
Med Vet 2012; 23: 111-117.
[25] Njoya HK, Ofusori DA, Nwangwu SC, Amegor
OF, Akinyeye AJ, Abayomi TA. Histopathological
effect of exposure of formaldehyde vapour on the
trachea and lung of adult wistar rats. IJIB 2009;
7(3):160-165.
[39] Pashaei S. A brief review on the history,
methods and applications of plastination. Int J Morphol
2010; 28(4):1075-1079.
[40] Jones DG, Whitaker MI. Engaging with
plastination and the Body Worlds phenomenon: A
cultural and intellectual challenge for anatomists. Clin
Anat 2009; 22:770-776.
[26] Hisamitsu M, Okamoto Y, Chazono H, Yonekura
S, Sakurai D, Horiguchi S, et al. The influence of
environmental exposure to formaldehyde in nasal
mucosa of medical students during cadaver
dissection. Allergol Int 2011; 60(3):373-379.
[27] Viegas S, Ladeira C, Nunes C, Malta-Vacas J,
Gomes M, Brito M, et al. Genotoxic effects in
occupational exposure to formaldehyde: A study in
anatomy and pathology laboratories and formaldehyderesins production. J Occup Med Toxicol 2010; 5(1):25.
[41] von Hagens G, Tiedemann K, Kriz W. The
current potential of plastination. Anat Embryol 1987;
175:411-421.
[42] Valdés F, Vega E, Valenzuela M. Estudio
comparativo de dos técnicas de plastinación. Int J
Morphol 2010; 28(3):783-786.
[28] Russell AD. Bacterial spores and chemical
sporicidal agents. Clinical Microbiology Reviews 1990;
3(2):99-119.
[43] Bravo H. Plastinación, una herramienta
adicional para la enseñanza de la anatomía. Int J
Morphol 2006; 24(3):475-480.
[29] Vardaxis NJ, Hoogeveen MM, Boon ME, Hair
CG. Sporicidal activity of chemical and physical tissue
fixation methods. J Clin Pathol 1997; 50:429-433.
[30] Demiryürek D, Bayramoglu A, Ustaçelebi S.
Infective agents in fixed human cadavers: a brief
review and suggested guidelines. Anat Rec 2002;
269(4):194-197.
[31] Coleman R, Kogan I. An improved
low-formaldehyde embalming fluid to preserve
cadavers for anatomy teaching. J Anat 1998;
192(3):443-446.
[32] Al-Saraj A. Use of saturated sodium chloride
solution as a tissue fixative. Iraqi Journal of
10
Descargar