electroforesis en gel de poliacrilamida con sds “sds

ELECTROFORESIS EN GEL DE POLIACRILAMIDA CON SDS
“SDS-PAGE”
FUNDAMENTO TEÓRICO
La electroforesis es una técnica de separación de moléculas cargadas por
migración en un campo eléctrico. Las moléculas se separan en función de su carga
eléctrica, desplazándose al electrodo de carga contraria y a mayor velocidad cuanto
mayor es la carga de la molécula.
Cada molécula se desplaza en el campo eléctrico alcanzando una velocidad
constante. En el estado estacionario, la fuerza impulsora (fuerza del campo eléctrico) se
equilibra con la resistencia al avance (fuerza de fricción hidrodinámica) en el medio en
que se desplaza.
Se define la movilidad electroforética como la velocidad de desplazamiento por
unidad de campo eléctrico. En unas condiciones determinadas de electroforesis, la
diferente movilidad de cada molécula define su comportamiento y separación en el
espacio. Diferentes moléculas tendrán diferente movilidad electroforética en un medio
determinado.
Hay tres tipos de electroforesis:
De frente móvil.
Zonal.
Continua.
Se pueden utilizar diferentes medios de soporte para evitar perturbaciones
mecánicas y los efectos de las corrientes de convección en la separación. Como medios
de soporte se pueden utilizar papel, acetato de celulosa, geles de almidón, geles de
agarosa o geles de poliacrilamida.
Los geles de poliacrilamida son el resultado de la polimerización química de una
mezcla de acrilamida y bisacrilamida. Controlando la concentración de ambas
obtenemos geles de diferente grado de reticulación (diferente diámetro de poro).
Uno de los métodos de electroforesis más comúnmente aplicado para proteínas
es el que emplea geles de poliacrilamida (PAGE = polyacrylamide gel electrophoresis)
en presencia del detergente aniónico dodecilsulfato sódico (SDS). Esta técnica es
conocida como SDS-PAGE. Para ello se prepara un gel en placa vertical.
En la preparación del gel, la polimerización de los monómeros de acrilamida
produce cadenas lineales. Al incluir bisacrilamida, ésta da lugar a puntos de
ramificación en el polímero, lo que permite formar una matriz tridimensional, dando
lugar al gel de poliacrilamida. El tamaño de los huecos o poros que forma la retícula del
polímero depende de la concentración de acrilamida y del grado de entrecruzamiento (es
decir, de la proporción de bisacrilamida con respecto al total). Así, variando la
concentración de acrilamida y bisacrilamida en la preparación del gel se consiguen
distintos grados de porosidad y, por tanto, distintos intervalos de separación de
proteínas. También se añade un tampón (comúnmente Tris-HCl). Además, se añade un
agente iniciador de la polimerizacón como el persulfato amónico, que al disolverse en
agua genera radicales libres que transforman la acrilamida en radical libre y se inicia
la polimerización. También se añade al medio TEMED (N,N,N’,N’-tetrametil-etilenodiamina) como catalizador porque puede existir en forma de radical libre. Las muestras
proteicas se tratan, previamente a su fraccionamiento, con SDS a 100 ºC. Como
consecuencia de este tratamiento y de la presencia posterior de SDS durante toda la
separación (tanto en el tampón de electroforesis como en la composición del gel), las
proteínas se mantienen desnaturalizadas. El SDS tiene la propiedad de unirse a las
cadenas polipeptídicas en una proporción masa:masa constante (1.4 g SDS/g de
proteína), de modo que en el complejo SDS-proteína la carga de la proteína queda
enmascarada por la de las múltiples moléculas de SDS y ésta es proporcional al
tamaño (nº de aminoácidos).
Esta electroforesis es discontinua pues utiliza dos geles:
Un gel concentrador con bajo grado de reticulación y pH 6,8 ( gel acumulador o
“stacking gel”).
Un gel separador con grado de reticulación mayor con valores entre 6% y 15%,
pudiéndose también utilizar gradientes de concentración de acrilamida (gel separador).
En la electroforesis en gel de poliacrilamida con SDS, la separación de proteínas
se hace en función de la masa molecular. Tanto es así que la representación del
logaritmo de la masa molecular frente a la distancia migrada obedece a una línea recta
para gran número de proteínas. Para que esta dependencia sea correcta, es preciso
romper los puentes disulfuro intra- e intercatenarios, para lo cual es frecuente añadir
durante la preparación de la muestra un agente reductor, generalmente 2mercaptoetanol. De este modo, la masa molecular observada corresponde a la de cada
subunidad de una proteína, no a la proteína completa, al existir una relación lineal.
Para aplicar la muestra al gel, se le suele añadir un agente que la haga más
densa, generalmente glicerina o sacarosa. Además, para seguir el avance de la
separación, se añade un colorante, como azul de bromofenol, que sirve como referencia
(tracking dye). Éste tiene una movilidad mayor que la de cualquier macromolécula y,
por tanto, si se aplica corriente hasta que el colorante esté a poca distancia del extremo
inferior del gel, se tiene la seguridad de que ninguna macromolécula se ha salido del gel
por avance excesivo.
MATERIAL Y REACTIVOS
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Fuente de electroforesis.
Baño de incubación
Cubeta de electroforesis con cristales, peines y separadores.
Formador de geles
Pipetas
Solución de acrilamida/bisacrilamida: Contiene 30 % acrilamida + 0.8 %
bisacrilamida preparada en agua destilada
Disolución de SDS: 10 % en agua destilada
Disolución de persulfato amónico: 100 mg/mL en agua destilada
TEMED (solución comercial)
Tampón del gel separador: Tris 1M; pH = 8,8
Tampón del gel acumulador: Tris 0,5 M; pH = 6,8
Tampón de Ruptura 5X que contiene: 2,5 ml de solución de SDS 10%; 0,2 ml de
2-mercaptoetanol; 0,5 ml de azul de bromofenol 0,05%; 0,3 ml de tampón de
electroforesis; 1 ml de glicerol y 0,5 ml de Tris 0,5 M pH 6,8.
Tampón de electroforesis: contiene 14,4 g/l de glicina, 3 g/l de Tris (base) y 10
ml/l de SDS 10%.
Marcadores preteñidos de peso molecular
PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL
MONTAJE DEL SISTEMA DE ELECTROFORESIS
Se utilizará un gel plano de 1,5 mm de grosor.
• Montar el “sandwich” con dos placas de vidrio (uno tiene un rebaje) y los dos
“separadores” en vertical entre ellas y a ambos lados.
• Introducirlo en el soporte formador de geles. Sujetar el conjunto.
• Se empleará un gel separador con un 7,5 % de acrilamida y un gel acumulador con un
4,8% de acrilamida. Los geles se preparan mezclando, en un vaso de precipitados,
los componentes indicados en la tabla (el persulfato y el TEMED inician la reacción de
polimerización, por lo que se deben añadir en último lugar) y rápidamente proceder
al llenado con la mezcla (las cantidades indicadas dan para dos geles). La solución de
acrilamida/bisacrilamida se debe utilizar con guantes y pipetear con propipeta.
Primero se polimeriza el gel separador (ver tabla). Para ello se rellena, con la
mezcla todavía líquida, el espacio entre las dos placas hasta unos 3 cm del borde
superior del cristal corto, usando una pipeta pasteur. Añadir encima una pequeña
cantidad de agua destilada (esto hace que la superficie del gel quede recta). Esperar a
que polimerice el gel (entre 30 y 60 min, observar la mezcla sobrante en el vaso).
Volcar para retirar el agua destilada. Secar con un papel de filtro. Añadir sobre este gel
separador la mezcla (ver tabla) del gel “acumulador” y antes de que polimerice
introducir en la parte superior el “peine”, que formará en el gel acumulador los pocillos
para luego poder aplicar las muestras. Se guarda el gel en la cámara fría hasta el día
siguiente.
Gel separador (7,5%):
Agua destilada
Acrilamida/Bisacrilamida
Tris 1 M pH 8,8
SDS 10%
TEMED
Persulfato amónico (100 mg/1 ml)
12 mL
6,25 mL
6,25 mL
250 µL
12,5 µL
200 µL
Gel concentrador :
Agua destilada
Acrilamida/Bisacrilamida
Tris 0,5 M pH 6,8
SDS 10%
TEMED
Persulfato amónico (100 mg/ 1 ml)
5,8 mL
1,65 mL
2,5 mL
100 µL
6,5 µL
94 µL
SEPARACION DE LAS PROTEINAS POR SDS-PAGE
PREPARACION DE LAS MUESTRAS
Una vez polimerizado el gel concentrador se aplica la muestra.
Las muestras deben de contener una masa proteica en torno a 24-30 µg. Como
todas las muestras tienen que tener la misma cantidad de proteína, se toma el
volumen que se necesite de cada una de las proteínas problema.
• Para ello, se toman 24 µl de la solución con la proteína problema y se añade a la
muestra tampón de ruptura 5X en una relación 4:1 (volumen:volumen) (por
tanto, 6 µl).
• Utilizar un tubo con 10 µL de patrones preteñidos de peso molecular conocido.
Esta mezcla ya contiene el tampón de ruptura.
• Las patrones preteñidos contienen las siguientes proteínas. Se recoge el peso
molecular aparente.
Proteína patrón preteñida Peso molecular aparente (daltons)
Miosina
198.840
β-Galactosidasa
115.700
Albúmina sérica
96.740
Ovoalbúmina
53.540
Anhidrasa carbónica
37.130
Inhibidor de tripsina
29,130
Lisozima
19.540
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Nota: El peso molecular aparente de la proteína patrón preteñida no se
corresponde con el peso molecular real de la proteína utilizada.
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Mantener las muestras durante 5 minutos a 100 ºC. Centrifugar los tubos a baja
velocidad durante un minuto para concentrar toda la muestra en el fondo del
tubo.
Retirar con cuidado el peine al gel preparado el día anterior. Sacar del formador
de geles el “sandwich” de placas de vidrio, separadores y gel y sujetarlo
en vertical en la cubeta de electroforesis.
Llenar las cámaras superior e inferior de la cubeta de electroforesis que
contienen los electrodos con tampón de electroforesis, de modo que entre en
contacto con ambos extremos del gel.
Se aplican las muestras y los patrones de peso molecular en los pocillos
del gel, usando micropipetas con puntas finas.
Se completa cada pocillo con tampón de ruptura 1X preparado diluyendo el
tampón de ruptura 5X en tampón de electroforesis. Se añade al pocillo.
Es conveniente anotar el orden de aplicación de las muestras, así como
identificar el gel en el que están las muestras que corresponden a cada taquilla.
DESARROLLO DE LA ELECTROFORESIS
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Conectar los cables de la cubeta a una fuente de corriente continua (comprobar
la polaridad: rojo (+), negro (-)).
Aplicar 80 V hasta que el frente (visible por la banda azul de bromofenol) entre
en el gel separador; después subir a 120 V.
Cuando el frente, se acerce al extremo inferior del gel, desconectar la corriente y
sacar el sandwich (tarda aproximadamente una hora y cuarto).
Separar las placas de vidrio con ayuda de una espátula y sacar el gel (usar
guantes para evitar tocar el gel con los dedos) con cuidado de no invertir su
orientación.
Una vez finalizada la transferencia, se tiñe el gel de electroforesis mediante su
inclusión en solución de tinción que contiene Azul de Coomassie, ácido acético,
metanol durante 2 horas a temperatura ambiente.
Posteriormente, se pasa el gel a solución de destinción que contiene ácido
acético 10% y metanol 10% en agua, destiñendo el gel durante toda la noche.
CUESTIONES:
1.- En una electroforesis en gel de poliacrilamida en presencia de SDS, ¿qué proteínas
presentan mayor movilidad electroforética en el gel separador?
2.-¿Qué sustancia se usa como marcador de frente?
3.- ¿Por qué se utilizan dos geles (concentrador y separador) en la electroforesis en gel
de poliacrilamida en presencia de SDS?
4.- ¿Qué posibles aplicaciones presenta este método?
5.- ¿Qué patrón de bandas se obtiene en la muestra de marcadores?
6.- Representar las movilidades electroforéticas de los patrones de peso molecular
preteñidos frente al logaritmo del peso molecular de cada patrón (en papel milimetrado).
7.- Calcular la movilidad electroforética de la proteína problema (a partir de la banda
que aparece en el gel tras tinción y distinción del mismo).
8.- Calcular el peso molecular de la proteína problema.