“el papel de las citocininas en la senescencia foliar

“EL PAPEL DE LAS CITOCININAS EN LA
SENESCENCIA FOLIAR DURANTE EL LLENADO
DE FRUTOS EN GIRASOL”.
M. A. Mangieri, A. J. Hall, G. Striker y C. A. Chimenti
IFEVA, Facultad de Agronomía, Universidad de Buenos Aires, CONICET Avda. San Martín 4453
(C1417DSE) Buenos Aires, Argentina. [email protected]; [email protected]
INTRODUCCIÓN
Las citocininas regulan diversos aspectos del crecimiento de las plantas y el desarrollo, como la senescencia foliar (Lim et al., 2007). La zeatina es la
citocinina libre natural más abundante. Los principales sitios de síntesis de citocininas libres en las plantas son los meristemas apicales de la raíz (Taiz y
Zeiger, 2002). En girasol y durante la etapa de llenado de frutos, la densidad longitudinal de raíces vivas (DLRV) disminuye antes que comience la
senescencia foliar (Lisanti et al., 2013). Este evento posiblemente sea uno de los desencadenantes del proceso de senescencia foliar durante esta etapa.
OBJETIVO
Realizar un seguimiento de las dinámicas de los niveles de citocininas (trans-zeatina) en hojas durante el llenado de
granos, de la funcionalidad radical y de la senescencia foliar, en híbridos con patrones de senescencia foliar contrastante:
“Stay- Green” (SG mantiene por más tiempo después de floración, el área foliar verde), y “Fast Dry-Down” (FDD que
presenta una tasa de senescencia foliar acelerada).
Las dinámicas del IAF y de DLRV durante el llenado de frutos, fueron similares a los encontrados
por Lisanti et al. (2013), confirmando que el inicio de la senescencia radical precede al inicio de la
senescencia foliar (Fig. 1 y 2). Para ambos híbridos la senescencia foliar, estimada a partir de
observaciones directas, se inició a partir del día 31 después de antesis, mientras que la senescencia
radical se inició el día 20 después de antesis.
0.5
8
IAF
6
DLRV (cm/cm3)
FDD
SG
4
2
FDD
SG
0.4
0.3
0.2
0.1
0
0
20
40
60
A
0.0
80
0
DDA (Días desde inicio de antesis)
20
40
60
80
DDA (Días desde inicio de antesis)
Fig. 1. Valores promedios (n = 12) de la dinámica del Fig. 2. Valores promedios (n = 6) de la densidad longitudinal de
área foliar para el híbrido FDD y SG. las barras indican raíces vivas (DLRV) ,de 0-60 cm de profundidad, para el híbrido
FDD y SG. Las barras indican +/- 1 SE. Flecha azul indica inicio de
+/- 1 SE). Flecha azul indica inicio de senescencia.
senescencia.
Los valores tanto de radiación, como de calidad de luz (R/RL) no presentaron diferencias
significativas (p = 0.05) en tres momentos diferentes a lo largo de la etapa de llenado de fruto en las
dos posiciones medidas para ambos híbridos (posición 22 y 24) . Esto demuestra que tanto la
radiación como la calidad de luz no participan como factores desencadenantes del proceso de la
senescencia foliar para estas posiciones. En R8 las dos posiciones del FDD y la posición 22 del SG ya
habían iniciado el proceso de senescencia mientras que la posición 24 del SG todavía no. En el
estado R7 no se había iniciado la senescencia en ninguna de las posiciones
e híbridos.
B
Tabla 1. Valores promedios (n=4)
para: A) Radiación y B) Relación
Rojo/ Rojo lejano, para las
posiciones 22 y 24 para los
híbridos FDD y SG, en tres
estadios ontogénicos diferentes
(R6, R7 y R8). Letras distintas,
indican diferencias significativas
(p=0.05). Referencia: valores
fuera del canopeo.
A
RADIACIÓN R6
R7
(µmol.m-2.s-1)
Referencia:
3154 3070
R8
FDD H22
FDD H24
SG H22
SG H24
590 a
890 b
460 a
630 a
500 a
913 b
416 a
648 a
2840
604 a
920 b
438 a
594 a
RELACIÓN ROJO/
ROJO LEJANO
Referencia
R6
R7
R8
1.11
1.12
1.08
FDD H22
0.45 a 0.48 a 0.67 a
FDD H24
0.64 a 0.62 a 0.56 a
SG H22
0.28 b 0.27 b 0.27 b
SG H24
0.65 a 0.67 a 0.67 a
Respecto al contenido de clorofila total, la disminución de la misma es significativa (p=0.05) para
ambos híbridos y posiciones a partir del inicio de la senescencia de la hoja (Fig. 3 A y B). Se
encontraron diferencias significativas (p=0.05), en el tiempo térmico acumulado desde máxima
expansión al inicio del proceso de senescencia, en ambos híbridos: posición 22 (494ºC día y 513ºC día
FDD y SG respectivamente) (Fig. 3 A) y posición 24 (489ºC día y 511ºC día FDD y SG
respectivamente) (Fig. 3 B).
H 24
3.0
FDD
SG
2.5
2.0
1.5
300 350 400 450 500 550 600 650 700
TT (ºC día) acumulado desde máxima expansión
Clorofila Total (mg/g peso fresco)
Clorofila Total (mg/ g peso fresco)
H 22
A
En relación al contenido de ZT (ng/g peso fresco), se encontraron diferencia signifcativas ( p
= 0,05) en los valores iniciales entre el SG y el FDD, el SG presentó 4,8 veces más de ZT
que el FDD. La caída en contenido de contenido de ZT (ng/g peso fresco) fue significativa
(p<0.05) para ambos híbridos y posiciones foliares aquí informadas a partir del inicio de
senescencia. Se encontraron diferencias significativas (p< 0.05) para el híbrido FDD a partir
de 494 ºC día (posición 22) y 489 ºC día (posición 24) (Fig. 4 A) (Tiempo térmico
acumulado desde máxima expansión). En el híbrido SG se encontraron diferencias
significativas (p< 0.05) respecto del máximo a partir de los 513 ºC día (posición 22) y 511 ºC
día (posición 24) (Fig.4 B). Las reducciones del nivel inicial de ZT fueron en promedio para
el SG en las dos posiciones del 6% día-1 del valor inicial (Fig. 4 B), mientras que en el FDD
fueron del 10% día-1 (Fig.4 A). Claramente, la diferencia en el comportamiento del SG
respecto del FDD en el patrón de la senescencia durante el llenado de frutos, están asociados
a las diferencias en los niveles iniciales y a la tasa de caída de la ZT en las hojas.
3.0
B
FDD
SG
2.5
2.0
1.5
350
400
450
500
550
600
TT (ºC día) acumulado desde máxima expansión
Fig. 3. Valores promedios (n = 10) para la dinámica del contenido de clorofila total (mg/g peso fresco) para: A) posición 22 y B)
posición 24 , para los híbridos FDD y SG. Las barras indican +/- 1 SE. Flechas indican inicio de senescencia.
200
FDD H 22
FDD H 24
150
100
50
0
300
400
500
600
700
Zeatina (ng/g peso fresco)
RESULTADOS
Zeatina (ng/g peso fresco)
MATERIALES
Y
MÉTODOS
Se llevaron adelante experimentos cuyo foco de análisis fue el contraste entre ambos híbridos para las variables de respuesta elegidas. Los materiales
utilizados fueron el híbrido Paraíso 75 (SG), y el híbrido Paraíso 65 (FDD) (ambos suministrados por Nidera Semillas) . Los cultivos fueron conducidos a
campo, a una densidad de 7,5 plantas m-2. El diseño fue de bloques completos al azar (DBCA) con cinco repeticiones. Las mediciones comenzaron en
inicio de floración (cuando comenzó la apertura de los primeros círculos de primordios florales del capítulo) y finalizaron cuando los frutos alcanzaron la
madurez fisiológica (su peso seco máximo). Cada 7 días se sacaron muestras de suelo en los estratos de 0-20, 20-40 y de 40-60 cm de profundidad (hasta
los 60 se encuentra más del 70 % del sistema radical en girasol, Sadras et al., 1989, Angadi y Entz, 2002) para determinar la densidad longitudinal de raíces
vivas (DLRV) según la metodología descripta por Sturite et al. (2005). Se siguió semanalmente la dinámica del crecimiento y de la senescencia de las hojas
ubicadas desde la posición 12 en sentido acrópeto, porque son las que reflejan más fuertemente la senescencia foliar producida durante la etapa de llenado
de frutos (Lisanti et al., 2013). El inicio de la senescencia se determinó a través de las disminuciones en el contenido de clorofila en la hoja. Para ello se
realizaron mediciones del contenido de clorofila, utilizando un medidor portátil de clorofila (SPAD 502, Minolta) en forma diaria, a partir del momento en
que el 50% del capítulo había completado la floración (estadio R5.5 según Schneiter y Miller, 1981). Los valores de Spad fueron transformados a valores
de clorofila siguiendo la metodología descripta por Inskeep et al. (1985). Las mediciones se realizaron desde el ápice hasta la base de cada hoja, en 8
posiciones y se trabajó con el promedio del conjunto. Se consideró el inicio de senescencia como el momento en el que los valores de contenido de
clorofila se modificaban (comenzaban a decrecer) entre dos mediciones contiguas. Previo a este momento, durante y a posteriori del mismo, se
muestrearon hojas para cuantificar los niveles de trans- Zeatina (ZT). También se realizaron mediciones de radiación y de la relación rojo/rojo lejano para
las posiciones 22 y 24 en R6, R7 y R8 (Schneiter and Miller, 1981) para verificar si estas variables tienen influencia en disparar el proceso de senescencia
foliar. El tiempo térmico acumulado desde máxima expansión fue calculado utilizando como temperatura base 4ºC (Villalobos y Ritchie, 1992).
800
B
SG H 22
SG H 24
600
400
200
0
300
400
500
600
700
TT (º C día) acumulado desde máxima expansión
TT (ºC día) acumulado de sde máxima expansión
Fig. 4. Valores promedios ( n= 3) para el contenido de trans- zeatina (ng/g peso fresco) para el híbrido: A) FDD y B)
SG para las posiciones 22 y 24. Las barras indican +/- 1SE. Flecha indica inicio de senescencia.
CONCLUSIONES
• Los presentes resultados, demuestran que el inicio de la senescencia foliar
está asociada a la disminución de la concentración de ZT en hoja. Además,
esta observación podría estar relacionada a una menor síntesis a nivel radical
asociada a la disminución de DLRV.
• Las reducciones en las concentraciones de citocininas (ZT) en hojas van
acompañadas con disminuciones en las concentraciones de clorofila. Ello
sería un indicio de alteraciones en el proceso de fotosíntesis con la
consecuente disminución en la producción de hidratos de carbono soluble.
• La diferencia en el comportamiento del SG respecto del FDD en el patrón
de la senescencia durante el llenado de frutos, están asociados a las
diferencias en los niveles iniciales y a la tasa de caída de la ZT en las hojas.
• Las mediciones de intensidad y calidad de luz para ambos híbridos y
posiciones no arrojaron diferencias significativas (p>0.05) entre R6, R7 y
R8, lo que demuestra que estás señales no participan como factores que
inician el proceso de senescencia foliar en las posiciones estudiadas.
BIBLIOGRAFÍA
•Angadi, S.V., and Entz, M.H. 2002. Agronomy Journal, 94:136-145.
•Inskeep, W. P., and Bloom, P.R. 1985. Plant Physiology, 77: 483-485.
•Lisanti, S ., Hall A.J., Chimenti C.A. Field Crops Research 154 : 1–11, 2013
• Lim, P.O., Kim, H.J., and Nam, H.G. 2007. The Annual Review of Plant Biology, 58: 115-36.
•Sadras, V.O., Hall, A.J., Trapani, N., and Vilella, F. 1989. Field Crops Research 22:45-57.
•Schneiter, A.A. and Miller, J. F. 1981. Crop Science 21:901-903.
•Sturite L, Henriksen TM, and Breland TA. 2005.. Plant and Soil 271: 75-82.
•Taiz, L., and Zeiger. July 15, 2002. E. Plant Physiology 3rd edition.
•Villalobos, F. J., and Ritchie, J. T., 1992. Field Crops Research 29 : 37-46.