recogida, transporte y procesamiento general de las muestras en el
Anuncio
Universidad Nacional del Nordeste - Facultad de Medicina - Microbiología e Inmunología Recogida, transporte y procesamiento general de las muestras en el laboratorio de Microbiología INTRODUCCIÓN La actividad que desarrolla el laboratorio de microbiología está orientada esencialmente al diagnóstico de las enfermedades infecciosas. Una parte importante de esa actividad consiste en el aislamiento, la identificación y la determinación de la sensibilidad a los antimicrobianos de los microorganismos causales de estas enfermedades. Otra parte importante de la actividad de un laboratorio de microbiología consiste en la detección de anticuerpos, antígenos y ácidos nucleicos en diversas muestras (sangre, líquidos estériles, orina, etc.), técnicas que resultan muy útiles en el diagnóstico precoz de determinadas enfermedades infecciosas. La gran diversidad de muestras clínicas y de métodos diagnósticos aplicables, son dos aspectos que diferencian el laboratorio de microbiología de otros laboratorios clínicos. CONSIDERACIONES CLÍNICAS El primer paso del diagnóstico microbiológico comienza con la obtención de la muestra clínica adecuada. Para ello es preciso conocer los posibles agentes etiológicos de las enfermedades infecciosas y los mecanismos patogénicos de los mismos. La muestra debe ser representativa del proceso infeccioso que se pretende diagnosticar, teniendo siempre en cuenta que en determinadas infecciones, muestras no relacionadas directamente con la focalidad clínica, pueden tener también un buen rendimiento microbiológico. El síndrome clínico y los posibles agentes etiológicos implicados condicionan no sólo el tipo de muestra a enviar sino también su procedimiento de obtención y el transporte al laboratorio. En la tabla 1 se resumen los distintos tipos de muestras adecuadas en función de las infecciones más comunes. Igualmente, la información clínica es la que permite al laboratorio aplicar las técnicas diagnósticas disponibles de manera más eficiente. Por ello es fundamental que el microbiólogo esté en estrecha comunicación con los médicos clínicos y que participe activamente en el proceso diagnóstico del paciente. A su vez, el laboratorio de microbiología debe poner a disposición de los clínicos toda la información necesaria sobre las posibilidades diagnósticas que el laboratorio ofrece. Para ello, debe elaborar y distribuir la cartera de servicios disponible. Al tomar una muestra para estudio microbiológico hay que tener en cuenta si la misma proviene de una zona superficial con flora normal o de una profunda con o sin conexión con el exterior. En estos dos últimos casos hay que evitar la contaminación con flora normal. Tabla 1.- Muestras clínicas recomendadas para el diagnóstico microbiológico de las infecciones más comunes Tipo de infección Muestra Bacteriemia Hemocultivos Comentarios Infecciones cardiovasculares y asociadas a dispositivos intravasculares (IV) Endocarditis Hemocultivos/Válvula/Verrugas Infección del catéter Catéter IV, piel pericatéter, conexión del catéter Pericarditis Líquido pericárdico Sistema nervioso central Meningitis LCR Abscesos cerebrales Aspirados de abscesos 1 Universidad Nacional del Nordeste - Facultad de Medicina - Microbiología e Inmunología Tabla 1 (Continuación).- Muestras clínicas recomendadas para el diagnóstico microbiológico de las infecciones más comunes Tipo de infección Muestra Comentarios Tracto respiratorio Faringoamigdalitis Exudado faríngeo A todo niño con síntomas Sinusitis Aspirado sinusal No válidos los exudados nasales Otitis media Timpanocentesis Otitis crónica y falla de tratamiento Otitis externa Exudado oído externo Poco recomendado Neumonia Esputo, muestras obtenidas por El esputo es la muestra mefibrobroncoscopia, punción transto- nos representativa excepto rácica aspirativa, punción transtra- en micosis y tuberculosis queal, broncoaspirado Empiema y abscesos pulmonares Líquido pleural, aspirados de abscesos Coqueluche Virosis respiratorias Nasofaríngeo Portación Hisopado nasal Detección de S. aureus Infecciones oculares Conjuntivitis Exudado conjuntival/raspado Queratitis Raspado corneal Endoftalmitis Líquido intraocular Infecciones gastrointestinales Diarrea Heces/Biopsia intestinal/ Aspirado duodenal Infecciones intraabdominales Peritonitis Líquido peritoneal Abscesos intraperitoneales y abscesos viscerales Aspirados de abscesos Colecistitis Líquido biliar Tracto urinario Infección urinaria Orina (micción media, sonda) Orina obtenida mediante punción suprapúbica Diagnóstico de bacte-riuria por anaerobios y de ITU en niños Tracto genital Úlceras genitales Raspado de la úlcera Nódulos genitales Aspirado del nódulo Uretritis Exudado uretral Vulvovaginitis Exudado vaginal Cervicitis Exudado endocervical Prostatitis Secreción prostática 2 Detección de S.agalactiae (también exudado rectal ) Acompañada de orina pre y post masaje prostático Universidad Nacional del Nordeste - Facultad de Medicina - Microbiología e Inmunología Tabla 1 (Continuación).- Muestras clínicas recomendadas para el diagnóstico microbiológico de las infecciones más comunes Tipo de infección Muestra Comentarios Piel y tejidos blandos Impétigo, foliculitis, erisipela, celulitis, úlceras, infecciones gangrenosas, abscesos cutáneos, heridas y quemaduras Preferiblemente aspirados tomados No se recomien las muestras con jeringa y biopsias de tejido. tomadas con hisopos Hueso y articulaciones Artritis Líquido sinovial Acompañar de hemocultivo Osteomielitis Biopsia ósea o exudado de fístula Acompañar de hemocultivo RECOGIDA Y TRANSPORTE DE LAS MUESTRAS Toda la información diagnóstica que puede generar el laboratorio de microbiología depende en gran medida de la muestra enviada. Esta no sólo tiene que ser la adecuada, sino que además debe cumplir unos requisitos que aseguren su idoneidad y en consecuencia la calidad de nuestro trabajo. La idoneidad de las muestras enviadas depende del cumplimiento de una serie de medidas o reglas referentes a: procedimiento de obtención, cantidad enviada y transporte rápido y adecuado al laboratorio. Todas las normas y recomendaciones sobre estos aspectos se encuentran detalladas en el documento técnico. Las consecuencias de una muestra mal tomada y/o mal enviada pueden suponer un fracaso en el aislamiento del agente etiológico o el aislamiento de posibles microorganismos contaminantes que pueden generar tratamientos innecesarios o inadecuados. Para asegurar la idoneidad de las muestras que recibe, el laboratorio de microbiología debe elaborar un manual claro y conciso de las normas de recogida y transporte de las mismas. Dicho manual debe distribuirse en controles de enfermería, consultas y demás dependencias hospitalarias y ambulatorias en las que se asista a los pacientes. Las muestras deben estar correctamente identificadas con el nombre del paciente y tipo de muestra y se acompañará siempre de una hoja de solicitud de análisis microbiológico. Se debe comprobar siempre que el contenedor de la muestra es adecuado y en caso contrario se procederá a rechazarla. Sería deseable que se hicieran constar en la petición datos clínicos de interés. TOMA DE MUESTRAS MAS FRECUENTES EN LA PRÁCTICA CLINICA HEMOCULTIVO. A. MATERIAL NECESARIO: ¾ Frascos de hemocultivo. ¾ Ligadura de goma. ¾ Jeringas y agujas de punción endovenosa. ¾ Gasas estériles. ¾ Guantes de goma estériles. ¾ Alcohol etílico o isopropílico al 70%. ¾ Solución Yodada. B. OBTENCION DE LA MUESTRA. ¾ Retirar los tapones externos de los frascos. ¾ Desinfectar los tapones de goma con alcohol iodado o con iodóforo, dejándolo secar al menos un minuto. ¾ Localizar por palpación la vena que se va a puncionar. Debe utilizarse una vena distinta para cada extracción. ¾ Realizar la desinfección con alcohol una zona de piel de unos 10 cm de diámetro. Se comenzará por el centro y se irán haciendo círculos concéntricos hacia el exterior. ¾ Repetir el paso anterior pero con el alcohol iodado, dejándolo secar durante un minuto. 3 Universidad Nacional del Nordeste - Facultad de Medicina - Microbiología e Inmunología ¾ Extraer la sangre sin tocar en ningún momento el campo desinfectado. Si fuera necesario palpar nuevamente la vena se utilizarán guantes de goma estériles o se desinfectarán los dedos de la misma manera que la piel del paciente. ¾ Introducir la sangre en los frascos evitando que entre aire en el frasco para cultivo en anaerobiosis. La ventilación se realizará en el laboratorio de Microbiología. Mover los frascos para que la sangre y el medio de cultivo se mezclen. Introducir los frascos a 37ºC. C. VOLUMEN DE LA MUESTRA. La cantidad de sangre a introducir en cada frasco viene determinada por el modelo utilizado en cada hospital, entre 15-20 ml por toma en adultos (A) y 1-5 ml en niños (B). Como norma general es adecuado que la sangre mantenga una proporción 1:10 con el medio de cultivo. Es decir, para un frasco de 100 ml, introducir 10 ml de sangre. En caso de neonatos y niños pequeños en que no se pueden obtener volúmenes grandes de sangre es suficiente una cantidad de 1-3 ml, que se introduce en un solo frasco (C). C B A D. NÚMERO DE MUESTRAS. Tres hemocultivos por paciente, previos al tratamiento antimicrobiano. El intervalo entre las extracciones debe ser superior a una hora cuando sea posible, pero cuando exista una gran urgencia en iniciar el tratamiento, este intervalo puede acortarse hasta 15 minutos, utilizando diferentes venas o arterias para la extracción. En caso de bacteriemia y endocarditis subaguda las extracciones se reparten en 24 horas y en caso de que sean los hemocultivos negativos, obtener tres muestras más al día siguiente. E. TRANSPORTE. Deben enviarse al laboratorio lo antes posible. Hasta su envío mantener a 35-37ºC; cuando esto no sea posible, mantener a temperatura ambiente. Nunca debe refrigerarse ni congelarse. F. OBSERVACIONES. Cuando no haya venas accesibles puede realizarse la extracción de sangre arterial. No son adecuadas las muestras procedentes de catéter, solamente en caso de que se sospeche infección del propio catéter y se complica su retirada; se recomienda tomas del brazo opuesto y otras del brazo del catéter, para saber si es intra o extraluminal. En caso de sospecha de determinados microorganismos (Brucella spp, Neisseria gonorrhoeae, etc) ponerse en contacto con el laboratorio de Microbiología. UROCULTIVOS 1. ORINA OBTENIDA POR MICCIÓN MEDIA. A. MATERIAL NECESARIO. ¾ Gasas estériles. ¾ Jabón neutro. ¾ Recipiente de boca ancha con tapa de cierre hermético y estéril. ¾ Bolsas de plástico o colectores estériles para niños. B. OBTENCION DEL PRODUCTO. La muestra idónea es el chorro medio de la primera micción de la mañana, ya que permite la multiplicación de bacterias durante la noche. Técnicas para mujeres. ¾ La paciente debe quitarse la ropa interior. ¾ Se lavará las manos cuidadosamente con agua y jabón, las enjuagará con agua y las secará con una toalla limpia. 4 Universidad Nacional del Nordeste - Facultad de Medicina - Microbiología e Inmunología ¾ Se separarán los labios mayores y menores, y los mantendrá separados en todo momento hasta que se haya recogido la orina. ¾ Con una gasa enjabonada se lava bien la vulva pasándola de delante hacia atrás, se repetirá el proceso un total de 4 veces. ¾ Enjuagar cuidadosamente con agua hervida y enfriada para eliminar los restos de jabón. ¾ Se indicará a la paciente que orine desechando los 20-25 primeros mililitros, tras lo cual y sin interrumpir la micción, se recogerá el resto de la orina en el recipiente. ¾ El frasco debe sujetarse para que no tome contacto con pierna, vulva o ropa del paciente. Los dedos no deben tocar el borde del frasco o su superficie interior. Técnica para hombres. ¾ Lavado de las manos con agua y jabón. ¾ Retraer completamente el prepucio, que se mantendrá así en todo momento, hasta que se haya recogido la orina. ¾ Limpiar el glande con jabón neutro. ¾ Eliminar los restos de jabón enjuagándolo con agua hervida y enfriada. ¾ Se pedirá al paciente que orine desechando los primeros 20-25 mililitros para, sin interrumpir la micción, recogerse el resto de la orina en el recipiente estéril. Técnica para niños. ¾ En niños y niñas mayores la orina se recoge de forma similar a los adultos, al acecho, esperando que el paciente orine y descartando la primera y la última porción de la orina y recogiendo el chorro medio. ¾ Aunque no es lo recomendado, en niños y niñas más pequeños, la orina podrá recogerse en colectores o bolsas estériles especialmente diseñadas para ellos de la siguiente forma: ¾ Lavado cuidadoso de los genitales y área perineal igual que en los adultos. ¾ Colocar la bolsa de plástico o el colector. ¾ Vigilar la bolsa cada 30 minutos y tan pronto como el niño haya orinado, deben retirarse y enviarse al laboratorio para su procesamiento. ¾ Si la micción no se ha realizado en una hora, se repite la operación colocando una nueva bolsa. C. VOLUMEN MÍNIMO DE LA MUESTRA. Es suficiente un volumen de orina de 5-10 ml. D. TRANSPORTE. La orina debe llegar al laboratorio en el plazo de una hora. Cuando esto no sea posible debe refrigerarse a 4ºC durante un tiempo máximo de 24 horas. El laboratorio debe controlar el transporte, garantizándose el que las muestras han sido refrigeradas desde el momento de su toma. E. OBSERVACIONES. ¾ En pacientes ingresados con imposibilidad de recoger la muestra por sí mismos, se realizará sondaje vesical por personal sanitario experto con las medidas asépticas oportunas. ¾ Para la investigación de anaerobios es necesario que la orina se obtenga por punción suprapúbica. ¾ Para la búsqueda de micobacterias, la orina se recoge de la forma descrita anteriormente durante tres días consecutivos. En este caso el volumen de orina debe ser 100150 ml. y se elegirá preferentemente la primera micción de la mañana. Cuando se sospecha la presencia de hongos y virus, el volumen de orina será superior a 20 ml. y en el caso de parásitos se recogerá la orina de 24 horas. 2. ORINA VESICAL. Es la orina obtenida por punción suprapúbica o por citoscopia. La punción suprapúbica requiere un buen conocimiento de la técnica y de las precauciones que hay que adoptar, con rigurosa asepsia, descartando problemas de hemostasia y con la vejiga palpable y previa desinfección y anestesia local; se punciona ésta a 1,5 cm. de la sínfisis pubiana, en la 5 Universidad Nacional del Nordeste - Facultad de Medicina - Microbiología e Inmunología línea media, estando el paciente en decúbito supino, con una jeringa de 10 ml. y con aguja larga (calibre 19) se aspira el contenido vesical. En caso de orina obtenida por punción suprapúbica se enviará al laboratorio lo antes posible en la misma jeringa de la extracción, tras expulsar el aire de su interior y con la aguja pinchada en un tapón de goma estéril, indicando en volante adjunto, procedencia de la muestra o técnica empleada para su recogida (dato importante a la hora de valorar el recuento de colonias). Indicaciones. Evidencia clínica del cuadro urinario con recuentos bajos o nulos, neonatos y lactantes, cateterización contraindicada o dificultosa, búsqueda de anaerobios y urocultivos repetidos con dos o más bacterias. HECES A. MATERIAL NECESARIO. ¾ Recipiente de boca ancha para recoger las heces, tipo orinal, bacín o chata. No es necesario que esté estéril, sólo es preciso que esté limpio. No contendrá restos de jabones, detergentes, desinfectantes o iones metálicos. ¾ Recipiente estéril de boca ancha y cierre hermético para enviar la muestra. Puede ser válido el empleado para recoger orinas, aunque es preferible utilizar un recipiente que tenga espátula para tomar la muestra de las heces. ¾ Medios o sistemas de transporte para heces. Se emplean sólo si la remisión de la muestra se retrasa y los distribuye el laboratorio de Microbiología. Existen sistemas comerciales para bacterias (Cary-Blair o modificaciones o solución de glicerol tamponado) o para parásitos con el fin de fijarlos [PVA (alcohol polivinílico /10% de formalina), SAF (acetato sódico/ácido acético/formalina), MF]. ¾ Espátulas, cucharillas o depresores. B. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA. ¾ Si son formadas o pastosas se toma una porción del recipiente donde hayan sido emitidas y se transfieren al sistema elegido para el envío al laboratorio. Se seleccionan zonas donde haya sangre, moco o pus. ¾ No son válidas las muestras contaminadas con orina. No debe utilizarse para la recogida papel higiénico, porque suelen tener sales de bario que inhiben algunas bacterias enteropatógenas. C. VOLUMEN MÍNIMO. Heces formadas o pastosas: al menos 1 ó 2 gr. para virología, añadir de 2 a 4 gr. más. Muestras del tamaño de una nuez son muy adecuadas pues permiten realizar la mayoría de las investigaciones posibles. Heces líquidas: entre 5 y 10 ml. D. TRANSPORTE. Para el estudio bacteriológico es suficiente enviar la muestra en un recipiente estéril si se va a procesar en el plazo de 1 ó 2 horas después de su emisión. En caso contrario se remite en un sistema de transporte para bacterias. En ambos casos se mantiene en refrigeración hasta el procesamiento, para evitar el sobrecrecimiento de la flora normal que puede enmascarar o destruir a los enteropatógenos. El frío puede afectar la viabilidad de Shigella spp. Es preferible enviar las muestras para estudio virológico sin medio de cultivo, pues este diluye las partículas virales disminuyendo la sensibilidad. Si su envío se retrasa mucho es necesario utilizar un medio de transporte. Se enviarán en recipientes colocados en hielo. Para el estudio de parásitos es útil además, enviar una muestra pequeña en un medio fijador. Una parte en dos de fijador de alcohol polivinílico. E. OBSERVACIONES. ¾ Las muestras para coprocultivo, deberán tomarse antes de la administración de antimicrobianos o agentes antidiarreicos. Es conveniente también evitar, sobre todo para estudios parasitológicos la utilización previa de antiácidos y laxantes oleosos, así como de los compuestos habitualmente utilizados para estudios radiológicos digestivos (bario, bismuto). 6 Universidad Nacional del Nordeste - Facultad de Medicina - Microbiología e Inmunología ¾ Indicar siempre el juicio diagnóstico de presunción y si el paciente es menor de un año. ¾ Solicitar las investigaciones especiales explícitamente (C. difficile, C. perfringens, S. aureus, etc.). ¾ Si con la primera muestra no se detecta la presencia de enteropatógenos, es necesario enviar en los días siguientes, dos tomas adicionales. En general, para los estudios parasitológicos, se deben enviar tres muestras tomadas en diferentes días. HISOPADO FARINGO-AMIGDALINO A. MATERIAL NECESARIO. ¾ Bajalenguas. ¾ Hisopo de algodón con o sin medio de transporte B. TÉCNICA. Bajo visión directa, con la ayuda de un depresor lingual, se tocará con el hisopo en todas las partes con exudado, membranas o inflamación. Se deben frotar las criptas tonsilares y la faringe posterior. No tocar nunca la mucosa oral, lengua o úvula. C. NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN. Basta con un hisopo. D. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN. No requiere medidas especiales para su transporte y conservación. E. OBSERVACIONES. Se investigará rutinariamente la presencia de estreptococos beta-hemolítico del grupo A (S. pyogenes). En las sospechas de difteria deberán mandarse porciones de membrana, un hisopo faríngeo y un hisopo nasofaríngeo por vía pernasal. ESPUTO En las condiciones habituales de la clínica diaria, no es una muestra representativa de la situación existente en el tracto respiratorio inferior por su mezcla con secreciones procedentes de todo el árbol traqueo-bronquial y con la flora saprófita de la orofaringe. No obstante es un método fácil y rápido cuya utilidad o relación entre resultado obtenido y verdadera etiología depende en gran medida de su correcta obtención, control de calidad antes de iniciar su procesamiento, tipo de agente que se pretenda detectar y valoración adecuada del resultado. A. MATERIAL NECESARIO. ¾ Frasco estéril de boca ancha y cierre hermético. ¾ Suero fisiológico estéril y nebulizador. B. TÉCNICA O METODOLOGÍA DE LA OBTENCIÓN DEL PRODUCTO. ¾ Enjuagar la boca con agua destilada estéril o solución salina. ¾ Obtener el esputo tras una expectoración profunda, preferentemente matinal. ¾ De no producirse expectoración espontánea, puede inducirse el esputo con nebulizaciones de suero fisiológico estéril (15 ml durante 10 minutos), siendo útil además realizar un drenaje postural o fisioterapia respiratoria. C. VOLUMEN MÍNIMO. De 2 a 10 ml, si es posible. D. TRANSPORTE Y CONSERVACION. Envío inmediato al laboratorio (no superior a 2 horas). Si no es posible, conservar en heladera a 4ºC. E. OBSERVACIONES. ¾ Es preferible realizar la toma antes de instaurar el tratamiento antibiótico. 7 Universidad Nacional del Nordeste - Facultad de Medicina - Microbiología e Inmunología ¾ No es útil para anaerobios. ¾ No son inoculables las secreciones de sospechosa procedencia. ¾ La expectoración debe rechazarse hasta obtener un esputo de calidad suficiente (más de 25 leucocitos polimorfonucleares por campo de 100X, y de 10 células epiteliales por campo de 100X). LÍQUIDO CEFALORRAQUIDEO A. MATERIAL NECESARIO. ¾ Paños estériles. ¾ Guantes estériles. ¾ Gasas estériles. ¾ Alcohol etílico o isopropílico al 70%. ¾ Povidona yodada. ¾ Anestésico local. ¾ Jerinas de 5-10 ml. ¾ Agujas de punción IM. ¾ Trócares de punción lumbar de varios tamaños. ¾ Tubos limpios y estériles. ¾ Sistemas de presión de LCR de un solo uso. B. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA. Se obtendrá antes de instaurar cualquier terapéutica antibiótica. ¾ Se localiza la zona elegida para la punción lumbar mediante palpación de los espacios intervertebrales una vez colocado el paciente en la posición adecuada. ¾ Se desinfecta con alcohol al 70% una zona de uso 10 cm de diámetro en el área elegida, la aplicación del antiséptico se hace de forma concéntrica del centro a la periferia. Se repite la operación con povidona yodada que se deja secar durante un minuto. ¾ Realizar la punción entre los espacios intervertebrales L3-L4, LA-L5 o L5-S1, siguiendo las normas de la más estricta asepsia. ¾ Al llegar al espacio subaracnoideo retirar el estilete y dejar salir libremente el líquido cefalorraquídeo que se recogerá en tres tubos sin conservantes con tapón de rosca. Generalmente el primero para el estudio bioquímico, el segundo para el estudio microbiológico y el tercero para investigación de células (este suele ser el más transparente aunque la punción haya sido traumática). No obstante, el tubo más turbio se enviará a Microbiología. C. VOLUMEN MÍNIMO. ¾ Para el estudio bacteriológico rutinario es suficiente 1 ml, aunque es preferible disponer de volúmenes superiores. ¾ Para hongos o micobacterias se necesitan al menos 2 ml adicionales más por cada uno de los estudios, siendo deseable llegar a los 10 ml. Para estudio de virus se necesita al menos 1 ó 2 ml más. D. TRANSPORTE. El producto debe enviarse inmediatamente al laboratorio, pues alguno de los agentes etiológicos como S. pneumoniae, pueden lisarse rápidamente a partir de una hora tras su recogida. Si no es posible se mantendrá en estufa a 35-37ºC y una parte se incubará en un frasco de hemocultivo que se mantendrá en idénticas condiciones hasta su procesamiento en el laboratorio. Si no se dispone de estufas se mantendrá a temperatura ambiente. Nunca deberá refrigerarse pues se puede afectar la viabilidad de N. meningitidis y H. influenzae. En el LCR no se estudian rutinariamente anaerobios. En caso de solicitar una investigación se enviará en un medio de transporte de líquidos para estudio de anaerobios o en hemocultivo de anaerobios. Las muestras para el estudio de virus se enviarán en hielo, si el envío se retrasa más de 24 horas, se deberá de conservar a -70ºC. 8 Universidad Nacional del Nordeste - Facultad de Medicina - Microbiología e Inmunología E. OBSERVACIONES. Como la meningitis suele surgir por un proceso bacteriémico se solicitarán simultáneamente hemocultivos, pudiendo ser así mismo estudiadas las posibles lesiones metastásicas cutáneas. Es necesario que el médico señale claramente las investigaciones solicitadas (bacterias habituales, micobacterias, anaerobios, hongos o virus). EXUDADOS VAGINALES A. MATERIAL NECESARIO. ¾ Camilla ginecológica. ¾ Espéculo estéril. ¾ Hisopos de alginato cálcico o Dacrón, con medio de transporte. B. TÉCNICA. ¾ Con la paciente en posición ginecológica se introducirá un espéculo "sin lubricante" (si es necesario para lubricar utilizar agua templada). ¾ Recoger la muestra, bajo visión directa, con un hisopo, de la zona con mayor exudado, o en su defecto, del fondo del saco vaginal posterior. (Véase figura) ¾ Repetir la operación con el segundo hisopo. C. NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN. Se obtendrán dos hisopos, uno destinado al estudio microscópico y otro al cultivo. D. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN El envío de la muestra debe ser inmediato siempre que sea posible. Cuando la muestra pueda procesarse antes de 15 minutos deberán emplearse hisopos con medio de transporte tipo Stuart-Amies, que se mantendrán a temperatura ambiente, o preferentemente, en estufa 3537ºC hasta su procesamiento, que deberá ser antes de 36 horas. E. OBSERVACIONES. Cuando se sospeche la infección por Neisseria gonorrhoeae, Chlamydia trachomatis, Mycoplasma hominis o Ureaplasma urealitycum, deberá enviarse muestra endocervical. Para completar el diagnóstico de vaginosis si la toma no se realiza en el servicio de Microbiología, es imprescindible realizar en el momento de la misma, la determinación del pH vaginal, la producción de aminas volátiles por la adición de KOH al 10% y observar características del flujo, todos estos datos se consignarán en el informe. No deben utilizarse en los días previos a la recogida de la muestra, soluciones antisépticas vaginales, óvulos ni pomadas. EXUDADOS ENDOCERVICALES A. MATERIAL NECESARIO. ¾ Camilla ginecológica. ¾ Espéculo estéril. ¾ Hisopos secos sin medio de transporte (para limpieza de exocérvix). ¾ Hisopos de alginato cálcico o Dacron con medio de transporte tipo Stuart-Amies. ¾ Hisopos con medios de transporte específicos para Mycoplasma y Chlamydia. B. TÉCNICA. ¾ Con la paciente en posición ginecológica introducirá suavemente el espéculo sin lubricar (o lubricado con agua templada). ¾ Se limpiará el exocérvix de secreciones vaginales, con un hisopo seco. 9 Universidad Nacional del Nordeste - Facultad de Medicina - Microbiología e Inmunología ¾ Bajo visión directa se comprimirá cuidadosamente el cérvix con palas del espéculo y se introducirá un hisopo en el canal endocervical con un suave movimiento de rotación. ¾ Se repetirá la operación con el segundo hisopo. C. NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN. Deberán recogerse dos hisopos, uno destinado al examen microscópico y otro al cultivo. Para investigación de Mycoplasma y Chlamydia se recogerán dos hisopos más con medios de transporte específicos. D. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN. El envío de la muestra debe ser inmediato siempre que sea posible. Cuando la muestra no pueda procesarse antes de 15 minutos, deberán emplearse hisopos con medio de transporte tipo StuartAmies, que se mantendrán a temperatura ambiente o, preferentemente, en estufa a 35-37ºC hasta su procesamiento, que será siempre que sea posible antes de 3 horas. No puede garantizarse la viabilidad de Neisseria gonorrhoeae transcurridas 6-8 horas. E. OBSERVACIONES. Debe evitarse el uso de hisopos de algodón ya que contienen ácidos grasos instaurados que pueden inhibir el crecimiento de Neisseria gonorrhoeae. EXUDADOS URETRALES. A. MATERIAL NECESARIO. ¾ Hisopos uretrales finos, con varilla de alambre no excesivamente flexible, de alginato cálcico o Dacron con medio de transporte tipo Stuart-Amies. ¾ Gasas estériles. B. TÉCNICA. ¾ Limpiar cuidadosamente la mucosa circundante con gasas estériles. ¾ Introducir el hisopo suavemente con un movimiento de rotación hasta penetrar unos 2 cm dentro de la uretra (3-5 cm para la investigación de Chlamydia trachomatis). ¾ Repetir operación con un segundo hisopo. ¾ Cuando no haya suficiente exudado, puede estimularse mediante un masaje suave de la uretra contra la sínfisis del pubis, a través de la vagina. C. NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN. Deberán enviarse dos hisopos, uno destinado al examen microscópico y otro al cultivo. D. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN. Debe ser inmediato. Cuando no puedan procesarse las muestras antes de 15 minutos, se utilizarán hisopos con un medio de transporte Stuart-Amies que se mantendrán a temperatura ambiente o, preferentemente, en estufa a 35-37ºC. Las muestras se procesarán siempre que se pueda antes de 3 horas, y como máximo en un plazo de 6-12 horas. E. OBSERVACIONES. La muestra ha de recogerse preferentemente antes de la primera micción de la mañana, si no es posible, se deberá esperar al menos una hora tras la última micción para recogerla. RECEPCIÓN Y PROCESAMIENTO DE LAS MUESTRAS EN EL LABORATORIO DE MICROBIOLOGÍA Una vez que la muestra se recibe en el laboratorio de microbiología, el manejo de la misma incluye: 1. Recepción de la muestra: consiste básicamente en determinar si la muestra cumple o no los requisitos de calidad necesarios para ser procesada. Estos requisitos incluyen: la correcta identificación de la muestra, la valoración sobre si existe una cantidad adecuada para el estudio solicitado y la 10 Universidad Nacional del Nordeste - Facultad de Medicina - Microbiología e Inmunología comprobación de las condiciones adecuadas de transporte y conservación. Cada laboratorio debe elaborar y distribuir los criterios de aceptación y rechazo de las muestras. 2. Procesamiento: consiste en la preparación de las muestras, la realización de tinciones, y la inoculación en los medios de cultivo para su posterior incubación. En este proceso es preciso considerar: a) el tipo de muestra enviada, b) el diagnóstico clínico del paciente y c) la petición solicitada. El tipo de muestra enviada determina si requiere o no pretratamiento (centrifugación, homogeneización) previo a la inoculación de los medios de cultivo. La información clínica del paciente es fundamental para la selección de los medios de cultivo a inocular y su posterior incubación. De modo general, en función del tipo de muestra, el laboratorio utiliza unos medios de cultivo primarios que permiten el aislamiento de la mayoría de los agentes etiológicos más frecuentes de los distintos procesos infecciosos. Sin embargo, en ocasiones el síndrome clínico puede estar causado por microorganismos poco frecuentes cuyo aislamiento requiere el uso de medios de cultivo específicos y/o selectivos no habituales. La sospecha de la participación de alguno de estos microorganismos poco habituales, debe comunicarse al laboratorio. Igualmente, el laboratorio debe dar a conocer a los clínicos de su institución qué microorganismos investiga rutinariamente y cuáles debe especificar en la petición (cartera de servicios o catálogo de pruebas). Todo el trabajo de un laboratorio de microbiología se convierte en inútil si las muestras clínicas que se reciben para el diagnóstico no son de calidad, es decir, no están correctamente recogidas y transportadas al laboratorio en las condiciones adecuadas para la determinación que se solicita. El laboratorio de microbiología debe proporcionar esta información a los servicios solicitantes para que tanto la recogida como el transporte y la conservación se hagan de manera apropiada. En la tabla 2 se puede consultar con más detalle la muestra de elección para cada determinación microbiológica, recipientes, transporte y conservación de cada muestra. Como reglas generales cabe indicar las siguientes: 1. Antes de recoger la muestra, considerar el riesgo/beneficio de la recogida de la muestra para el paciente. 2. La muestra debe transportarse en envases adecuados con cierres a prueba de fugas. La recogida de la muestra deberá realizarse en condiciones de máxima asepsia, evitando contaminaciones ambientales del personal y del propio enfermo a la muestra y viceversa. 3. La muestra debe etiquetarse con el nombre del paciente, el servicio solicitante, el tipo de muestra y la fecha de recogida. En determinados casos será importante precisar la hora de recogida. 4. Se recomienda que cada muestra se introduzca en una bolsa de plástico que a su vez se introducirá en otra donde se incluya el volante. Así se evita que los posibles derrames de la muestra invaliden el volante de petición. 5. Se debe recoger una cantidad de muestra adecuada a la petición. En ocasiones una escasa cantidad de muestra puede ser la causa de falsos negativos. 6. El material destinado a cultivo no debe estar en contacto con sustancias desinfectantes o anestésicas, siempre que sea posible. 7. La muestra se debe recoger, siempre que sea posible, antes de iniciar cualquier terapia antimicrobiana. 8. Se debe evitar, siempre que sea posible, el contacto de la muestra con microbiota normal del paciente, con el objeto de asegurar que la muestra refleje lo mejor posible el lugar de la infección. 9. El envío al laboratorio de microbiología debe ser lo más rápido posible con objeto de asegurar la supervivencia de microorganismos de difícil crecimiento y de evitar el sobrecrecimiento de la microbiota normal, acortar el tiempo de contacto con anestésicos locales o con otras sustancias con acción antimicrobiana utilizadas en la recogida de la muestra. 11 Universidad Nacional del Nordeste - Facultad de Medicina - Microbiología e Inmunología Tabla 2.- Transporte y conservación de muestras para diagnóstico microbiológico Muestra Determinación Envases Tiempo y temperatura TRANSPORTE CONSERVACIÓN <2 h, TA <24 h, TA Abscesos/heridas quemaduras/mordeduras Bacterias Biopsias Bacterias/Hongos Estéril <15 min, TA <24 h, TA Catéter/material protésico Bacterias/Hongos Estéril <15 min, TA <24 h, 2-8°C Genital (Secreción prostática) Bacterias/Hongos Estéril <2 h, TA <24 h, TA Genital (cervical/uretral/rectal) Chlamydia trachomatis Medio transporte chlamidia (cultivo). Hisopo seco (fluorescencia) Genital (cervical/rectal/uretral) Bacterias (N. gonorrhoeae) Inoculación directa sobre medios de cultivo Hisopo con medio transporte Genital (líq. amniótico) Bacterias/Hongos Transporte de anaerobios Genital (úlcera) (cualquier localización) Treponema pallidum Campo oscuro Inmediata visualización Genital (Uretral) M. hominis U. urealyticum Hisopo de dacrón Inocular en medio transporte de micoplasmas <8 h, TA <36 h, 2-8°C Genital (vaginal) Bacterias/Hongos Hisopo con medio transporte (cultivo) Hisopo seco para Gram <2 h, TA <24 h, TA Heces Bacterias Estéril con Cary Blair <2 h, TA <24 h, 2-8°C Lesiones fúngicas (piel, pelo, uñas) Hongos Inoculación directa sobre medios de cultivo <24 h, TA Líquidos estériles Bacterias Frascos de hemocultivos /transporte para anaerobios <15 min, TA <24 h, TA Hongos Estéril <15 min, TA <24 h, 2-8°C Virus Estéril <15 min, 2-8°C <72 h, 2-8°C jeringa sin aguja Inoculación inmediata <2 h, TA <24 h, TA <15 min, TA <24 h, TA Médula ósea Bacterias/Hongos Estéril/botellas de hemocultivos <24 h, TA <24 h, TA Ocular (Conjuntival) Bacterias/Hongos Hisopo con medio de transporte <2 h, TA <24 h, TA Ocular (Raspado corneal) Bacterias/Hongos Inoculación directa en medios de cultivo <15 min, TA <24 h, TA Oído interno Bacterias/Hongos Hisopo con medio de transporte Transporte para anaerobios Tubo estéril <2 h, TA <24 h, TA 12 Universidad Nacional del Nordeste - Facultad de Medicina - Microbiología e Inmunología Tabla 2 (Cont.).- Transporte y conservación de muestras para diagnóstico microbiológico Muestra Orina Determinación Envases Bacterias/Hongos Estéril Tiempo y temperatura TRANSPORTE CONSERVACIÓN <2 h, TA (sin conservante) <24 h, 2-8°C <8 h, TA M. hominis/ U. urealyticum Estéril Inocular en medio transporte de micoplasma Leptospira Estéril <1 h, TA Orina suprapúbica Bacterias Transporte para anaerobios <2 h, TA <24 h, 2-8°C Rectal Bacterias Hisopo con medio de transporte <2 h, TA <24 h, TA Sangre Hemocultivo Botellas de hemocultivos <2 h, TA <24 h, TA Transporte para anaerobios/Estéril <15 min, TA <24 h, TA Tracto respiratorio supe- Bacterias/Hongos Hisopo con medio de rior (faríngeo) transporte <2 h, TA <24 h, TA Tracto respiratorio supe- Bacterias/Hongos Hisopo con medio de rior (nasal) transporte <2 h, TA <24 h, TA Tracto respiratorio supe- Bacterias rior (sinusal) Tracto respiratorio supe- Bordetella perrior (nasofaríngeo) tussis Tracto respiratorio inferior*/esputo Hisopo seco de alginato Bacterias/Hongos Estéril Virus Estéril Inmediato/2-8°C <2 h, TA <24 h, 2-8°C Transferir a TV, <24 h, 2-8°C +24 h, -60/-80ºC *Muestras del tracto respiratorio inferior: aspirado bronquial, lavado broncoalveolar, cepillado por telescopado, aspirado traqueal, punción transtorácica aspirativa con aguja ultrafina. Abreviaturas: TA: temperatura ambiente, TV: medio de transporte de virus; SAF: acetato sódico-formalina, FOR: 10% formalina, MIF: mertiolato-ioduro-formalina; pref.: preferentemente. Tabla 3.- Sistemas de transporte para la investigación de microorganismos anaerobios Sistema de transporte Comentarios Hisopos con sistemas de transporte específicos para anaerobios Viales y tubos con atmósfera anaerobia Contienen un medio de transporte semisólido con un agente reductor y un indicador. Cualquier coloración azul de dicho medio indica exposición al aire. Bolsas de anaerobiosis La muestra se introduce en el interior de una bolsa impermeable en cuyo interior se introduce un catalizador y un generador de hidrógeno y CO2. Jeringa para la obtención de aspirados (no recomendado por problemas de bioseguridad) Cuando no se dispone de ninguno de los sistemas anteriores o bien la cantidad de muestra es mínima, puede utilizarse la misma jeringa con la que se ha obtenido. Para ello hay que eliminar el aire y taponar la aguja con un tapón de goma. 13 Universidad Nacional del Nordeste - Facultad de Medicina - Microbiología e Inmunología TOMA DE MUESTRAS PARA ESTUDIO MICOLÓGICO La eficacia con la que se realice un diagnóstico micológico correcto está vinculado al grado de perfección con el que se conjuguen algunas de las siguientes premisas. El primer lugar, es el médico clínico (médico general, internista, infectólogo, hematólogo, dermatólogo entre otros especialistas) quien sospecha la presencia de una micosis, por lo cual debe conocer los síntomas y signos de la misma, para solicitar al laboratorio la realización de los estudios micológicos pertinentes. El micólogo va a ser decisivo en el diagnóstico, dado que si éste deja de realizar la observación directa de las muestras (con fresco y coloraciones), o no selecciona para el cultivo los medios apropiados para el aislamiento de ciertas especies de hongos, sea por omisión o por no haber sido informado de la impresión clínica del médico solicitante, la posibilidad de establecer un diagnóstico final correcto puede perderse o quedar gravemente comprometida. La micosis planteada, así como el estudio micológico y la selección de la muestra a examinar, estará guiada por la forma de presentación clínica. Clásicamente según su localización anatómica, las micosis se pueden dividir en: superficiales, dermohipodérmicas, profundas localizadas y sistémicas. Según el grado de patogenicidad del hongo se pueden dividir en: micosis causadas por agentes oportunistas, por patógenos primarios con comportamiento oportunista o por patógenos primarios. Actualmente no debe olvidarse que hongos que no se consideraban patógenos o se encontraban limitado a un solo órgano pueden causar enfermedad diseminada en el inmunodeprimnido. En este contexto se debe tener en cuenta que el aislamiento de algunos hongos en piel, mucosas u otros sectores, puede no significar una afección localizada, sino que por el contrario ser la manifestación de una micosis sistémica diseminada. Conceptos generales. · Las muestras deben estar acompañadas de su respectiva solicitud, en la que deben constar todos los datos solicitados por el laboratorio y los que el médico considere relevante para el estudio. · El tipo de muestra recogida dependerá de la micosis sospechada y de su localización anatómica. · Los tubos, viales, frascos (vidrio o plástico) donde se recolecten las muestras deben ser estériles y con tapón hermético y correctamente identificadas Tipos de muestras más usuales. Las muestras en las que se realiza estudio micológico con mayor frecuencia son: · Escamas de piel. · Uñas. · Pelos. · Exudados de lesiones mucosas. · Exudados de heridas, nódulos subcutáneos, absceso subcutáneos, entre otros. · Hemocultivos · Lavado bronquioloalveolar. · Expectoración. · LCR y otros fluidos biológicos. · Biopsias de órganos. · Secreciones vaginales · Córnea. Muestras para estudio de micosis superficiales Este examen se solicita habitualmente para el diagnóstico de micosis superficiales tales como: dermatofitosis, candidiasis, pitiriasis versicolor, dermatitis seborreica, entre otras. Las dermatofitosis corresponden al parasitismo de la piel y sus anexos causada por un grupo de hongos queratinofílicos y queratinolíticos denominados dermatofitos. Las candidiasis superficiales corresponden a las afecciones de piel y mucosas causadas por especies de levaduras del género Candida. 14 Universidad Nacional del Nordeste - Facultad de Medicina - Microbiología e Inmunología La pitiriasis versicolor es una afección de la piel causada por levaduras del género Malassezia que se caracteriza por la aparición de máculas hipohiperpigmentadas con descamación furfurácea en dicho sector. Es ideal que la toma de muestra para este estudio se realice en el laboratorio, siendo el especialista quien selecciona la zona mas representativa de la afección para realizar la toma. En todos los casos el paciente sdeberá concurrir sin la colocación de cremas o talco, ya que esto dificulta la observación de los elementos fúngicos. Muestras de escamas de piel A.- MATERIAL NECESARIO: Placas de Petri estéril, hoja de bisturí. B.- TÉCNICA: Se realizará intenso raspado de la piel, con hoja de bisturí en la zona afectada. En lesiones topografiadas en piel glabra (cara, cuello, brazos, piernas, pies, entre otros); se seleccionará preferentemente, las zonas en la que se observen bordes sobreelevados, eritematosos y descamantes, o en la periferia de las lesiones y en aquellos casos en los que presenten ampollas se seccionará el techo de la misma. Las escamas de piel recolectadas, se colocarán en Placas de Petri estériles. C.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Es recomendable la recolección de material suficiente para la realización de láminas para examen directo y para un mínimo de 2 tubos de cultivo. D.- TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN: Si la toma de la muestra no se realiza en el laboratorio, debe enviarse dentro de las 24 horas, manteniéndose a temperatura ambiente. E.- OBSERVACIONES: Se deberá tener en cuenta que la sensibilidad del estudio micológico está directamente relacionado con la cantidad de material obtenido; por lo cual la muestra a estudiar debe ser abundante. Muestra de uñas A.- MATERIAL NECESARIO: Placas de Petri y portaobjetos estériles, bisturí de punta fina, B.- TECNICA: La toma de material se realizará colocando la punta del bisturí por debajo de la lámina ungueal y raspando firmemente; tratando de llegar al límite entre la zona sana y la afectada visualizado clínicamente. El material se recogerá sobre Placas de Petri y portaobjetos estériles. En las onixis en las que predomine la afectación de la lámina externa de la uña, se obtendrá la muestra mediante raspado intenso de dicha zona. C.- NUMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Las mismas consideraciones que en el item anterior. D.- TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN: Si la toma de la muestra no se realiza en el laboratorio, debe enviarse dentro de las 24 horas, manteniéndose a temperatura ambiente. E.- OBSERVACIONES: El paciente deberá concurrir con las uñas previamente higienizadas mediante cepillado ya que los restos de polvo ambiental dificulta la visualización de los elementos fúngicos y favorece la contaminación con hongos ambientales. Cuero cabelludo A.- MATERIAL NECESARIO: Placas de Petri estéril, hojas de bisturí estéril y pinzas sin dientes, estériles. B.- TÉCNICA: Para realizar la toma de material en las tiñas de cuero cabelludo, se recolectarán escamas de la zona alopécica (con pérdida de cabellos) , mediante raspado intenso con hoja de bisturí; luego se 15 Universidad Nacional del Nordeste - Facultad de Medicina - Microbiología e Inmunología observarán los pelos que estén clínicamente afectados y se extraerán los mismos utilizando las pinzas. En los casos en los que se observen exudados purulentos, se realizará la recolección del mismo con ansa bacteriológica y se colocará en una lámina de vidrio limpia, extendiendo suavemente el material evitando los acúmulos; luego se recolectará material con jeringa estéril si es abundante o con hisopo estéril, sin medio de transporte. C.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Las mismas consideraciones que en el ítem anterior. D.- TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN: Si la toma de la muestra no se realiza en el laboratorio, debe enviarse dentro de las 24 horas, manteniéndose a temperatura ambiente. Lesiones mucosas A.- MATERIAL NECESARIO: Láminas de vidrio limpias, hoja de bisturí, hisopo estéril, ansa bacteriológica (descartable o tradicional), suero fisiológico. B.- TÉCNICA: Se realizará raspado de la zona afectada con hoja de bisturí, el material así obtenido se colocará sobre la lámina de vidrio y se extenderá suavemente con movimientos concéntricos, se repetirá el procedimiento hasta realizar unas 3-4 láminas promedio, éstas se destinarán para coloraciones; si el material es abundante se colocará entre lámina y laminilla para observación en fresco, si es escaso se puede agregar una gota de suero fisiológico para la realización del mismo. Por último se raspará enérgicamente con ansa bacteriológica estéril y se cultivará en los medios adecuados. En el caso de que la toma se realice fuera del laboratorio, o que no se cuente con alguno de los materiales antes mencionados (medios de cultivos, ansas bacteriológicas, laminillas); se procederá de igual forma para la obtención de láminas para coloraciones y luego se tomarán 2 hisopos estériles humedecidos con suero fisiológico estéril, se pasará 2- 3 veces por la lesión; uno de ellos se destinará para cultivos y el otro para el examen en fresco. C.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Es recomendable la realización de varias láminas para aumentar las posibilidades diagnósticas. D.- TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN: Si la toma de la muestra no se realiza en el laboratorio, debe enviarse dentro de las 2-4 horas siguientes, manteniéndose la muestra refrigerada a 4ºC en este lapso de tiempo. E.- OBSERVACIONES: La desecación de los hisopos impide el procesamiento de la muestra CRITERIOS DE ACEPTACIÓN Y RECHAZO DE LAS MUESTRAS/TOMA DE DECISIONES El laboratorio de microbiología debe determinar, una vez recibida la muestra en el laboratorio, si esta cumple con los requisitos para ser procesada. Estos requisitos incluyen entre otros, una correcta identificación, tipo de muestra adecuada para la petición, y condiciones adecuadas de transporte y conservación. Es necesario que cada laboratorio establezca y difunda a los servicios peticionarios sus propios requisitos de la aceptación de una muestra para estudio microbiológico. El laboratorio de microbiología debe disponer también de un sistema de registro de estas incidencias en el que figure la muestra implicada, la persona que la recepciona, el tipo de incidencia, la persona con la que se contacta del servicio solicitante y la resolución de la incidencia (si la muestra no se procesa, si finalmente se decide su procesamiento y en qué condiciones, etc.). Las incidencias más frecuentes en la llegada de una muestra al laboratorio de microbiología y las acciones a realizar (toma de decisiones) ante cada caso son las siguientes: - Muestra deficientemente identificada: no se aceptará una muestra sin identificar, mal identificada o en la que no coincidan la identificación del volante de petición con la de la muestra. En cualquier caso se contactará con el servicio peticionario haciéndole conocer la necesidad de que procedan a la correcta identificación de la muestra. Si se puede recoger otra muestra, se solicitará nuevamente. Dependiendo de la importancia de la muestra, se puede optar a su procesamiento antes de la correcta identificación con el objeto de que no se deteriore la misma. - Muestras derramadas: no se aceptarán muestras claramente derramadas y se solicitará una nueva muestra. Se procederá como en el caso anterior solicitando una nueva muestra. En el caso de no ser 16 Universidad Nacional del Nordeste - Facultad de Medicina - Microbiología e Inmunología posible la recogida de una nueva muestra, desinfectar externamente el envase o trasvasar la muestra a un contenedor estéril. En este caso, se indicará en el informe que la muestra estaba derramada y que los resultados deben ser interpretados con la debida precaución. - Transporte/conservación inadecuados: si no se cumplen los requisitos de la tabla 2, se solicitará nueva muestra. En el caso de muestras que no se puedan volver a recoger (por ejemplo: muestras quirúrgicas) se puede optar por procesarlas informando por escrito al servicio solicitante de la incidencia en la recogida/transporte de la muestra y alertando de que los resultados obtenidos deben ser interpretados con la precaución correspondiente. En el caso de que el transporte deficiente invalide totalmente el estudio microbiológico (por ejemplo, muestras en formol), no se aceptarán estas muestras y se informará al servicio solicitante de la inadecuación de la muestra. MANTENIMIENTO DE MUESTRAS TRAS EL PROCESAMIENTO Es recomendable mantener las muestras conservadas (dependiendo de la muestra/petición: a temperatura ambiente, en estufa de 35-37°C, en nevera de 2-8°C, o congeladas a -20°C ó a -70°C) un tiempo tras su procesamiento. El tiempo de conservación debe ser aquel que garantice que un problema en el procesamiento o en la interpretación de los cultivos pueda ser solucionado recuperando la muestra para un nuevo procesamiento. El tiempo mínimo oscila entre 1-3 días. Se recomienda guardar tanto las muestras procesadas como las rechazadas (no procesadas). TRANSPORTE DE MUESTRAS POR SUPERFICIE Y POR VÍA AÉREA Cada vez es más frecuente la realización de procedimientos microbiológicos en lugares distantes al de la toma de muestra. Aunque es obvio que las muestras biológicas, sean infecciosas o no, deben estar correctamente empaquetadas y etiquetadas para su transporte y envío, se ha hecho necesario el desarrollo de legislaciones o guías específicas, tanto a nivel nacional como internacional, debido al aumento del transporte de muestras fuera de los recintos hospitalarios y entre los distintos centros sanitarios. El Sistema básico de embalaje para el traslado terrestre o aéreo de muestras se compone de: ¾ Recipiente primario estanco, a prueba de filtraciones, etiquetado, que contiene la muestra. El recipiente debe envolverse en material absorbente. ¾ Recipiente secundario estanco, a prueba de filtraciones, que encierra y protege el recipiente primario. Se pueden colocar varios recipientes primarios envueltos en un recipiente secundario. Se debe usar suficiente material absorbente para proteger a todos los recipientes primarios y evitar choques entre ellos. ¾ Recipiente externo de envío. El recipiente secundario se coloca en un paquete de envío que protege al recipiente secundario y su contenido de los elementos externos, tales como daño físico y agua, mientras se encuentra en tránsito. Sistema básico de embalaje para transporte terrestre o aéreo de muestras biológicas 17
