Protocolo de muestreo de partes duras para estudios de

Protocolo de muestreo de partes duras para estudios de crecimiento de
atún rojo (Thunnus thynnus)
Preparado por M. Ruiz, E. Rodríguez-Marín y J. Landa
Instituto Español de Oceanografía. Centro Oceanográfico de Santander. Apdo. 240, 39080 Santander, Spain.
Introducción
Existen distintas técnicas para estimar las edades, una de ellas es por medio de la lectura de anillos de
crecimiento en estructuras calcificadas. Estos anillos presentan una periodicidad estacional en su
formación, normalmente durante el invierno crecen lentamente por lo que forman una estrecha zona en
forma de banda translucida y en el verano se forman zonas más anchas y opacas a la luz,
correspondiendo a periodos favorables de crecimiento. La formación y biomineralización de estas
bandas de crecimiento dependen de factores metabólicos y ambientales, como el clima, migraciones,
nutrición, etc. Las estructura calcificadas que tradicionalmente se utilizan en el estudio del crecimiento
del atún rojo son: espinas, otolitos y vértebras. Es recomendable, si es posible, recoger las tres
estructuras de cada ejemplar muestreado.
Estrategia de muestreo
Se suelen emplear dos estrategias de muestreo, o bien se hace un muestreo al azar, o bien se realiza un
muestreo estratificado por tallas, en el cual se recoge un número determinado de muestras por grupo
de talla. Es preferible este segundo método para que este bien muestreado todo el rango de tallas y se
pueda estimar la curva de crecimiento.
Muestreo estratificado por tallas. Con periodicidad anual constante (cada mes) se deberá recoger un
número de espinas (3) por cada rango de tallas de 5 cm de longitud a la horquilla (por ejemplo: 3
espinas del rango de tallas 60-64, 3 espinas del rango 65-69, etc.). El muestreo se realizará en
diferentes días a lo largo del mes hasta recoger espinas que permita completar, en lo posible, el rango
de tallas desembarcadas. Además, las muestras deberán proceder de diferentes áreas de captura del
stock estudiado de forma que se pueda cubrir, de la mejor forma posible, la mayoría de las zonas de
captura. Para ello deberán distribuirse los muestreos en diferentes barcos y puertos de desembarco.
Información sobre los ejemplares muestreados
Es necesario recoger información del pez cuyas partes duras se van a extraer y de su captura. Hay dos
tipos de datos: unos que son imprescindibles y otros accesorios.
Datos necesarios e imprescindibles.
1) Tamaño del ejemplar, la medida más utilizada es la longitud a la horquilla.
- Longitud a la Horquilla (LH): es la línea recta desde la punta de la mandíbula superior (extremo
del hocico) al extremo posterior del radio caudal mas corto (horquilla de la aleta caudal) (Figura 1). Se
puede realizar con calibre (es mas adecuado) o con cinta métrica (intentando mantener la cinta recta).
Para ello se coloca el pez sobre una superficie lisa, en posición horizontal. En el caso de ejemplares
muy grandes, donde esta medida sea muy difícil de tomar, se puede sustituir por una de estas otras dos
longitudes:
- Longitud Predorsal (LD1): es la línea recta desde la punta de la mandíbula superior (extremo del
hocico) a la base de la primera espina dorsal (comienzo de la primera aleta dorsal) (Figura 1).
- Contorno del pez (LC): es la longitud de la mandíbula superior (extremo del hocico) a la horquilla,
a través de una línea longitudinal imaginaria, con la correspondiente curvatura del pez (Figura 1).
1
Es necesario especificar claramente que tipo de medida de la longitud que se está utilizando y la
unidad (cm). La LH y LC se miden al centímetro inferior (un ejemplar de 70,8 cm o 70,2 cm
corresponderá al rango de 70 cm), la LD1 se mide al medio centímetro inferior (un ejemplar de 30,4
cm es 30 cm y uno de 30,7 cm corresponderá a 30,5 cm).
LH
LD1
LC
Figura 1. Tipos de medidas del tamaño de atún rojo: Longitud a la Horquilla (LH), Longitud Predorsal
(LD1), Contorno del pez (LC)
2) Fecha de captura del ejemplar (día, mes y año)
3) Área de pesca.
Es el lugar donde se obtuvo la captura de la cual se extrae la muestra, y no se refiere al lugar donde se
lleva a cabo el muestreo. Es necesario establecer una precisa delimitación geográfica. Lo más exacto
es una latitud y longitud donde fue capturado. Como esto no es posible en muchas ocasiones o bien
los ejemplares muestreados se capturaron en distintas operaciones de pesca, se anotará la latitud y
longitud de un área (entre 44º - 45ºN y 5º - 7º W, por ejemplo) o se detallará un área geográfica más o
menos definida como por ejemplo, Golfo de Vizcaya o Mar de Alborán.
4) País al que corresponden los muestreos, organización y persona responsable del muestreo.
Otros datos
5) Fecha de muestreo (día, mes y año)
6) Peso del ejemplar vivo y/o eviscerado (kg)
7) Sexo
8) Arte de pesca utilizado
9) Nombre del barco que realizó la captura y puerto de desembarco del ejemplar
10) Otras observaciones relevantes: visualización de ectoparásitos a simple vista en piel, agallas,
aletas, etc.; anomalías u otras.
Control periódico de las estructuras recogidas
Las estructuras recogidas de cada periodo (mes) deberán anotarse en un estadillo, para llevar un
control tanto de las que están recogidas como para conocer las que faltan de recoger (Anexo 1)
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RECOGIDA DE PARTES DURAS:
1. Muestreo de espinas
1.1. Recolección de la espina
Se recogerá la primera espina de la primera aleta dorsal de cada ejemplar. La espina debe
arrancarse desde la base y en su totalidad. Se procederá del siguiente modo:
Cortar con un cuchillo la membrana que une el 1º y 2º radio espinoso de la primera aleta
dorsal (Figura 2).
Empujar la espina hacia delante avanzando progresivamente (Figura 3B) hasta que rompamos
el ligamento (Figura 3C). Girar la espina a derecha e izquierda alternativamente hasta que
quede suelta y tirar de ella para extraerla (Figura 3D).
Primera espina dorsal
Membrana
Cuchillo
Cuerpo del Atún
Figura 2. Inserción del cuchillo en la membrana que separa las 2 primeras espinas de 1ª aleta dorsal.
(Figura tomada de Panfili et al., 2002)
Figura 3. Técnica de extracción de la primera espina de la aleta dorsal del atún rojo. (Figuras tomadas
de Compeán-Jiménez, 1980).
3
1.2. Conservación de la espina. Lo más idóneo es conservarla en seco en un sobre de papel. Es
conveniente guardarla en un lugar fresco (refrigerada). Si la espina recogida no cabe en el sobre
porque su tamaño es superior al mismo, se puede cortar por la mitad o en tres trozos y se guardan
todos ellos en el sobre, recordando que el trozo donde está la base de la espina es la parte más
importante pues es la que se utiliza para la interpretación de la edad. En el sobre deben aparecer los
datos del ejemplar muestreado o el código correspondiente establecido.
2. Muestreo de otolitos
Los otolitos sagitales son pequeñas estructuras calcificadas que se encuentran en las cavidades
semicirculares del oído interno, situadas en la base del cerebro. Se forman por la acumulación de
carbonato cálcico y proteína. El otolito sagital es el mayor de los tres encontrados en cada oído interno
en el atún rojo. Existen fundamentalmente dos técnicas de extracción: sección transversal y sección
frontal de la cabeza. Este último consiste en seccionar la parte superior del cráneo pasando por encima
del ojo y en paralelo al eje horizontal del pez. Vamos a explicar con más detalle la primera técnica.
2.1. Recolección de los otolitos
Sección transversal de la cabeza. Consiste en realizar un corte en la parte superior o dorsal de la
cabeza a la altura de una línea imaginaria que se establece del siguiente modo: Se traza una línea
imaginaria perpendicular al pez, que pase por la mitad de la distancia que hay entre la comisura de la
boca y el pre-opérculo (Figura 4A). Lo mejor es coger una regla y dividir la distancia antes
mencionada por dos. A continuación se hará un corte en la parte superior del pez proyectando esta
línea imaginaria. Una vez marcado el punto de corte, utilizar una sierra de metal y cortar la cabeza
hacia abajo en sentido perpendicular al eje horizontal del pez.
La parte seccionada de la cabeza contiene los otolitos. Si se ha realizado un corte según lo indicado,
los otolitos deben buscarse en las cavidades que hay por debajo del cerebro, en la parte superior de la
cabeza (Figura 4B), si no los localizamos en este lugar, puede deberse a que han quedado en la parte
del tronco del pez. Con unas pinzas de punta fina y mucha delicadeza, ya que estos son muy frágiles,
extraeremos cada otolito. Debemos sacar los otolitos de una cápsula transparente muy fina que los
recubre. El tamaño de los otolitos está entre 7 y 20 mm, aproximadamente. Se deben recoger los dos
otolitos de cada ejemplar. Si algún otolito se ha roto trataremos de recuperar los trozos y guardarlos
todos juntos. Aclararlos con agua o alcohol rebajado y dejar secar al aire.
Pre-opérculo
1/2
Opérculo
A
B
Figura 4. A. Esquema para localizar la línea imaginaria (discontinua) por la que realizar el corte. B.
Visualización de las cavidades donde se encuentran el par de otolitos en la parte posterior de la cabeza.
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2.2. Conservación de los otolitos.
Guardar en seco, en un tubo o en un sobre sin hacer presión para no romperlos. En el sobre o tubo
deben aparecer los datos del ejemplar muestreado o el código correspondiente establecido.
3. Muestreo de vértebras caudales
El atún rojo tiene 39 vértebras de ellas 18 son precaudales y 21 caudales. En el estudio del crecimiento
se utiliza la vértebra 35 (Berry et al. 1977; Farber and Lee 1981), no obstante, es conveniente recoger
las vértebras 35 y 36 juntas y sin separar. De esta forma tendremos dos vértebras para poder comparar
las lecturas por el método de la “vértebra completa” o el método de la “vértebra seccionada”, y
además, al no separar las vértebras 35 y 36, nos aseguramos que la superficie entre ambas se conserve
mejor y no sufra el efecto deshidratante del refrigerador.
3.1. Recolección de la vértebra
Para localizar la vértebra 35 se realiza un corte transversal en la zona caudal, entre la 4º y la 5º pínula
(contándolas empezando por el final de la cola, de atrás para delante, es decir, deben quedar 4 pínulas
más por detrás de la señalada). Al realizar el corte, nos encontraremos con la vértebra 35. Si tenemos
suerte y el corte coincide con el espacio intervertebral, se cortará la cola fácilmente. Si no tenemos
suerte, hay que buscar el espacio intervertebral hacia la parte anterior del pez para cortar la cola. La
vértebra 35 es la primera que se encuentra en la parte seccionada, procederemos a separar las dos
primeras vértebras (35 y 36) del resto de las vértebras caudales, pero dejándolas unidas entre sí, y a
limpiarlas, pelando o quitando la carne adherida.
5ª 4ª
3ª 2ª 1ª
Figura 5. Línea de corte para localizar la vértebra 35. La foto muestra el corte transversal y se ha
pelado la cola para dejar al descubierto las vértebras (manchas blancas).
3.2. Conservación de las vértebras.
Guardar las vértebras 35 y 36 juntas y sin separar en seco, en un sobre y refrigeradas (siempre queda
algo de carne adherida). Las vértebras se pueden guardar junto con la espina en el mismo sobre.
Referencias:
Berry, F. H., D. W. Lee, and A. R. Bertolino. 1977. Progress in Atlantic bluefin tuna ageing attempts.
Collective Volume of Scientific Papers, ICCAT, 6(2): 305-317.
Compeán-Jiménez, G. 1980. Comparaison de techniques de détermination de l´age chez les
principales espéces de thonidés atlantiques (Tesis doctoral). Univ. Aix Marseille II, 153 pp.
Farber, M. I., and D. W. Lee. 1981. Ageing western Atlantic bluefin tuna, Thunnus thynnus, using
tagging data, caudal vertebrae and otoliths. Collective Volume of Scientific Papers, ICCAT, 15(2):
288-301.
Panfili, J., H. De Pontual, H. Troadec and P.J. Wright (Editors). 2002. Manual of Fish
Sclerochronology. Brest, France: Ifremer-IRD coedition, 464 p.
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Anexo 1. Estadillo con el número de muestras recogidas cada mes.
MUESTREO
Atún rojo
LH
(Thunnus thynnus )
LD1
estructura:
medidor:
1ª espina dorsal
vertebra 35 y 36
otolitos
calibre
cinta métrica
País:
LH / LC
(al cm. inferior)
40 - 44
45 - 49
50 - 54
55 - 59
60 - 64
65 - 69
70 - 74
75 - 79
80 - 84
85 - 89
90 - 94
95 - 99
100 - 104
105 - 109
110 - 114
115 - 119
120 - 124
125 - 129
130 - 134
135 - 139
140 - 144
145 - 149
150 - 154
155 - 159
160 - 164
165 - 169
LD1 (cm)
(al 1/2 cm inferior)
26.0 - 27.5
28.0 - 29.5
30.0 - 31.5
32.0 - 33.5
34.0 - 35.5
36.0 - 37.5
38.0 - 39.5
40.0 - 41.5
42.0 - 43.5
44.0 - 45.5
46.0 - 47.5
48.0 - 49.5
50.0 - 51.5
52.0 - 53.5
nº
nº
Año:
Mes:
Latitud - Longitud:
Área:
Muestreador:
Organización:
LC
LH / LC
(al cm. inferior)
170 - 174
175 - 179
180 - 184
185 - 189
190 - 194
195 - 199
200 - 204
205 - 209
210 - 214
215 - 219
220 - 224
225 - 229
230 - 234
235 - 239
240 - 244
245 - 249
250 - 254
255 - 259
260 - 264
265 - 269
270 - 274
275 - 279
280 - 284
285 - 289
290 - 294
295 - 299
nº
Total: ______
LD1 (cm)
54.0 - 55.5
56.0 - 57.5
58.0 - 59.5
60.0 - 61.5
62.0 - 63.5
64.0 - 65.5
66.0 - 67.5
68.0 - 69.5
70.0 - 71.5
72.0 - 73.5
74.0 - 75.5
76.0 - 77.5
78.0 - 79.5
80.0 - 81.5
82.0 - 83.5
nº
Total: ______
Observaciones:
6