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CARACTERIZACIÓN DE LA β-QUITINA DE TRES ESPECIES DE TRIATOMA
José Luis Imbert-Palafox1, Yolanda Marmolejo2 y Carmen Rincon-Cruz3. 1*Área Académica de Medicina. Instituto
de Ciencias de la Salud. Universidad Autónoma del Estado de Hidalgo (UAEH). 2Área Académica de Química.
Instituto de Ciencias Básicas. UAEH. 3Hospital General de Zona, Pachuca, Hidalgo. IMSS. [email protected];
[email protected]; [email protected].
RESUMEN. La quitina es el principal polisacárido estructural de los insectos. Se presenta en forma química como α-, β- y γquitina, caracterizadas por la orientación de sus cadenas. Actualmente se desconoce el tipo de quitina que constituye a los insectos
hematófagos. Por ello, el objetivo del trabajo fue identificar la molécula que se presenta en las chinches del género Triatoma,
(Laporte 1833). Se empleo la digestión química y exámenes de infrarrojo para analizar muestras pertenecientes a tres especies.
Los resultados mostraron que el tipo β-quitina es la molécula que constituye a estas especies de triatominos, ya que se observó en
todas las muestras una banda de la amida II. También se reporta que en adultos hay un alto contenido de esta molécula en áreas
dorsales denominadas pliegues y que existe una mayor concentración en las hembras. Probablemente la mayor concentración de
la β-quitina en áreas dorsales, podrían ayudar a la expansión general del exoesqueleto cuando el insecto ingiere sangre.
Palabras clave: triatoma, β-quitina, FTIR.
ABSTRACT. Chitin is the principal structural polysaccharide in insects. It is present in chemical form as α-, β- and γ-chitin, and
is characteristic the chains orientation. Actually, the chitin composition in haematophagous insects is unknown. The objective of
the work is the identification of the chitin molecule in the three species of the genera Triatoma, (Laporte, 1833). We used
chemical digestion and FTIR spectra analysis in the samples of the species studied. The results obtained demonstrated that βchitin is the principal component. In all samples were observed an amide II band. In adult insects we reported a high content of βchitin present in folds of dorsal areas and with more concentration in females. The high content of β-chitin in these insects may be
allows general expansion of exoskeleton when the insect ingest a blood meal.
Key words: triatoma, β-chitin, FTIR.
Introducción
La quitina, es un homopolímero lineal de β-1,4-N-acetilglucosamina y es el segundo
biopolímero más abundante después de la celulosa. Es el principal polisacárido estructural de la
cutícula de los insectos, que constituye el exoesqueleto y delinea la membrana peritrófica en
estomago e intestinos, confiriendo un alto grado de fortaleza y estabilidad. Las cadenas
individuales de quitina están unidas por enlaces de hidrogeno entre los carbonilos y los grupos
amino de la N-acetilglucosamina, y se presenta en tres formas conocidas como α-, β- y γ-quitina.
Las cadenas adyacentes de α-quitina se orientan antiparalelamente, mientras que en la βquitina son paralelas. En la tercera, las cadenas forman grupos de tres pero dos son paralelas y la
que resta es antiparalela. La α-quitina está fuertemente empacada y estabilizada por un gran
número de enlaces de hidrógeno intercatenarios, es termodinámicamente más estable y también la
más abundante (Hogenkamp, 2006).
En insectos hematófagos de géneros como Aedes (Meigen, 1818), Anopheles (Theobald,
1901), Lutzomia, (Townsend, 1913) y Triatomas (Laporte, 1833), vectores transmisores de
importantes enfermedades, se desconoce el tipo de quitina que los constituye. Parece probable
que sea α-quitina o bien una modificación de ésta. Resulta interesante determinar el tipo de
quitina presente en estos insectos ya que permitirá entender procesos como la metamorfosis de
las ninfas de triatomas en donde durante el crecimiento aumentan de tamaño varias veces y en
cada alimentación que efectúan pues hay un aumento de volumen y de superficie tanto del
exoesqueleto como del estómago. En estos organismos la ingesta de sangre llega a ser hasta cinco
veces su peso cambiando de forma oval y plana “como una hojuela” a circular y esférica “como
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un globo” (Darwin, 1839). Por lo anterior se requieren de propiedades mecánicas tisulares
diferentes a la fuerza y la estabilidad que posee la α-quitina.
La β-quitina está asociada con proteínas de tipo del colágeno, propiedad que confiere
tenacidad, flexibilidad y movilidad (Shirai et al., 1996). Tiene gran potencial en la industria
alimentaria y farmacéutica, por sus características de alta reactividad, afinidad por disolventes
orgánicos y retención de agua (Kurita et al., 1993; Rocha-Pino et al, 2008). En contraste a la αquitina, la β- y γ-quitinas están menos densamente empacadas y forman un gran número de
enlaces de hidrógeno con agua resultando en un grado más alto de hidratación (Chen et al, 2003).
Debido a su estructura abierta, la β-quitina es más fácil de modificar enzimáticamente. La
β-quitina y la γ-quitina forman por tanto una estructura quitinosa más flexible y blanda.
Debido a lo anterior, el objetivo de este estudio fue identificar el tipo de quitina que
constituye tanto a los insectos como a los exoesqueletos (exuvias) de Triatoma y establecer una
metodología adecuada para su obtención, la cual no ha sido reportada para estos.
Materiales y Método
Cultivo de los insectos. Los Triatomas de las especies Meccus longipennis (M.l.),
Triatoma barberi (T.b.) y Triatoma dimidiata (T.d.) se cultivaron en el laboratorio en recipientes
de plástico a 27-30ºC y 70-80% de humedad relativa.
Obtención y preparación del material biológico.
Obtención de la quitina de Triatomas Meccus longipennis. Los insectos adultos se
disecaron para obtener las regiones tórax-cefalica, abdominal y la dorsal (Figs 4a y c). Después se
recortaron de los dorsos los pliegues e interpliegues (Figs. 4d y f). Finalmente se pesaron los
sectores que corresponden respectivamente a hembras y machos, abdomen 0.2924 y 0.1565
gramos (g); interpliegues 0.1667 y 0.1223g; pliegues 0.1102 y 0.0639g y toráx-cefalica 0.8886 y
0.6126g.
Obtención de la quitina de las exuvias de ninfas de Triatoma. Se emplearon los
exoesqueletos de cinco estadios de Meccus longipennis, contando y pesando solo dos estadios,
siendo 145 de 2° (0.0659g) y 68 de 3° (0.0922g). De la especie Triatoma barberi, fueron de
cuatro estadios, y solo en tres se contaron, siendo 30 del 4°; 18 del 5° y 100 del 1°. De la especie
Triatoma dimidiata fueron del 5° estadio.
Tratamiento de la quitina. La digestión tanto de las muestras de adultos como de las
exuvias se inició al desproteinizar con 100 ml de NaOH 5M, pH>13, 5 horas a 64°C y 200 rpm;
después se lavaron con 10 cambios de 100 ml de agua por 5 minutos. Para desmineralizar se
añaden 100 ml de HCl 1M, pH<2, 2 horas a 26°C y 200 rpm y enseguida se lavan como esta
descrito. Para extraer los pigmentos restantes se añaden 50 ml de Etanol absoluto por 24 horas a
28°C. Finalmente se desmenuzan en mortero, se agregan otros 50 ml de etanol absoluto, y ya
pulverizados se secan a 35°C por 3 a 5 días (Battisti y Campana, 2008).
Con las muestras de hembras y machos de la región toráx-cefalica se añadió un paso
consistente en pulverizar previamente con 0.5g de Silica gel® de Aldrich Chemical Company,
grado 12 y mesh 28-200 antes de digerir, este material no interfiere pues se degrada en medio
alcalino. Con el material preparado se hicieron los espectros de FTIR.
Caracterización química de la quitina por FTIR. La quitina y los polisacáridos
empleados como controles, se secaron para obtenerlos en forma sólida. Después se pulverizaron y
empacaron con KBr, las lecturas se realizaron en el rango de 370 a 4000cm 1 con Horizontal
Attenuated Reflectance Transmittance de cristal de ZnSe. Se empleó el software “The Spectrum
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v.3.02” incluido en el equipo GX ® Perkin-Elmer spectrophotometer, enseguida los espectros se
analizaron y se procesaron con el software LabCognition® Panorama Fluorescence 1.1.
Resultados y Discusión.
La figura 1a muestra los espectros de las exuvias de diferentes estadios de las especies
Triatoma barberi y Triatoma dimidata; se observa que hay una banda común de la amida II que
corresponde a la β-quitina cuyos valores son 1627.8, 1674.1 (β-quitina anhidra), 1635.2, 1635.1 y
1639.5 cm-1. Comparando los anteriores espectros con los de la figura 3a, correspondientes a
cinco estadios de Meccus longipennis, se encuentran bandas de absorción similares (1630.7,
1634.9, 1637.9, 1642.3 y 1655.6 cm-1) mostrando también la presencia de β-quitina. Las figuras
2a y 2b muestran los espectros del exoesqueleto de adultos hembras y machos de Meccus
longipennis, de los sectores cabeza- toráx, el abdomen y las áreas dorsales de pliegues e
interpliegues. Las bandas de absorción son similares características de la amida II de β-quitina,
(1630.6, 1635.0, 1635.2, 1639.2, 1640.0, 1655.2, 1654.9, y 1656.0 cm-1). La semejanza de los
espectros en las figuras 1a, 2a, 2b y 3a indica que la quitina de las exuvias es similar a las de los
adultos, es similar entre especies y también entre sexos. Existen diferencias en la concentración
de β-quitina, pues el porcentaje de transmitancia es variable en las diferentes muestras del
insecto, probablemente influye la mayor o menor cantidad de muestra procesada. Sin embargo,
parece evidente que en los pliegues de las hembras hay una cantidad más grande de β-quitina. El
significado puede ser que las propiedades de flexibilidad y movilidad así como la mayor
concentración de la β-quitina en estos sitios, ayuda a expandir el dorso (Fig. 4e), cuando el
insecto ingiere la sangre, y permite una extensión general del exoesqueleto de plana y oval (de 2
a 5 milímetros de grosor) a circular y esférica (de 5 a 10 mm de espesor). Este cambio de
volumen y superficie, se efectúa en un rango de 10 (Darwin, 1839) a 20 y hasta 45 minutos en
que la chinche ingiere sangre que representa hasta seis veces su peso.
Literatura Citada.
Battisti, M. V., e S. P, Campana-Filho. 2008. Obtenção e caracterização de α-quitina e quitosanas
de cascas de Macrobrachium rosembergii. Quim. Nova, Vol. 31, No. 8, 2014-2019.
Darwin, C. 1839. The Voyages of the Beagle. The Balfour and Newton Libraries, Cambridge.
403-404.
Chen, L., Y Du, X Zeng. 2003. Relationships between the molecular structure and moistureabsorption and moisture-retention abilities of carboxymethyl chitosan: II. Effect of degree
of deacetylation and carboxymethylation. Carbohydrate Research. 338, Issue 4, 333–340
Hogenkamp, D G. 2006. Chitin Metabolism in Insects: chitin synthases and Beta-NAcetylglucosaminidases. Kansas State University. Manhattan, Kansas. PhD thesis.
Kurita K., Tomita K., Tada T., Ishii S., Nishimura SI., and Shimoda K. (1993). Squid chitin as a
potential alternative chitin source: Deacetylation Behavior and characteristic properties.
Journal of Polymer Chemistry 31, 485-491.
Rocha-Pino, Z.;Shirai, K.;Arias, L.;Vázquez-Torres, H. Efecto de la calidad del agua y tamaño de
partícula en la producción de quitosano a partir de B-quitina extraída de desperdicios de
calamar gigante (Dosidicus gigas), Revista Mexicana de Ingeniería Química, Vol. 7,
Núm. 3, sin mes, 2008, 299-307.
Shirai K., Guerrero L. I., and G. M. Hall. 1996. La quitina: ocurrencia, propiedades y
aplicaciones. Ciencia 47(4), 317- 328.
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a
b
c
d
e
f
g
h
Figura 4. Se presenta la región dorsal interna (a) de la chinche con los sectores denominados pliegues e interpliegues.
En la ampliación del pliegue (d) hay que observar una gran cantidad de material que le rellena comparada con los
pliegues (f) en la región abdominal (c). En (b) se muestra al insecto después de chupar sangre con 4 pliegues
abiertos, en uno de ellos (e) se observa la capa del material extendido con aspecto blanquecino y delgado, similar al
colágeno. Las ampliaciones de un pliegue (g) y un interpliegue (h) después de la digestión, observe que ya no hay el
material amarillo en el pliegue, con los dos últimos se realizó el análisis de FTIR.
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