invertebrados acuáticos exóticos

GUÍA DE
INVERTEBRADOS
ACUÁTICOS EXÓTICOS
EN SINALOA
Tovar-Hernández María Ana, Villalobos-GuerreroTulio Fabio, Yáñez-Rivera Beatriz,
Aguilar-Camacho José María & Ramírez-Santana Irving Daniel.
Geomare, A. C., USFWS, INE-SEMARNAT
Mazatlán, Sinaloa, México
2012
Autores
Tovar-Hernández María Ana
Villalobos-Guerrero Tulio Fabio
Yáñez-Rivera Beatriz
Aguilar-Camacho José María
Ramírez-Santana Irving Daniel
Diseño
Eliud Rivera Juárez
Fotografía de portada
Topolobampo, Humberto Bahena Basave
Foto: Bahena-Basave, H.
ISBN 978-607-95860-0-3 (impreso)
ISBN 978-607-95860-1-0 (electrónico)
Impresión
Empresas el Debate S.A. de C.V.
Circunvalación #1, Fracc. Costa Brava
82157, Mazatlan, Sinaloa
Teléfono 01 669 1216862
Forma sugerida de citar
Tovar-Hernández, M. A., Villalobos-Guerrero, T. F., YáñezRivera, B., Aguilar-Camacho, J. M. & Ramírez-Santana, I. D.
2012. Guía de invertebrados acuáticos exóticos en Sinaloa. Geomare, A. C., USFWS, INE-SEMARNAT. Mazatlán,
México, 41 pp.
Foto: Tovar-Hernández, M. A.
AGRADECIMIENTOS
Esta investigación recibió apoyo financiero del Servicio de Pesca y
Vida Silvestre de Estados Unidos (USFWS) para ejecutar el proyecto
“Entrenamiento para la detección temprana y monitoreo de invertebrados
marinos exóticos en Sinaloa, México” (96200-1-G085). Así como del
Instituto Nacional de Ecología en el estudio “Detección de invertebrados
marinos exóticos en el Golfo de California y sus posibles afectaciones”
(INE/ADE-013/2011). Durante el proceso de ambos estudios, las gestiones
de la oficial Amanda Gonzales (USFWS) y del Mtro. Antonio Low Pfeng
(INE) fueron indispensables para el buen desarrollo de las iniciativas.
Humberto Bahena (El Colegio de la Frontera Sur-Chetumal) contribuyó
con la mayor parte de las fotografías subacuáticas, de microscocopía y de
campo que ilustran esta guía.
Foto: Bahena-Basave, H.
Foto: Bahena-Basave, H.
CONTENIDO
Presentación1
Bryozoa
Zoobotryon verticillatum (delle Chiaje, 1828)
2
Mollusca
Crassostrea gigas (Thunberg, 1793)
Mytilopsis adamsi Morrison, 1946
4
6
Polychaeta
Alitta succinea (Leuckart in Frey & Leuckart, 1847)
Branchiomma bairdi (McIntosh, 1885)
Ficopomatus miamiensis (Treadwell, 1934)
Hydroides diramphus (Mørch, 1863)
Hydroides elegans (Haswell, 1883)
Hydroides sanctaecrucis Krøyer in Mørch, 1863
Polydora websteri Hartman in Loosanoff & Engle, 1943
8
10
12
14
16
18
20
Porifera
Halichondria (Halichondria) panicea (Pallas, 1766)
Haliclona (Haliclona) turquoisia (de Laubenfels, 1954)
Haliclona (Reniera) tubifera (George & Wilson, 1919)
Lissodendoryx (Waldoschmittia) schmidti (Ridley, 1884)
Suberites aurantiaca (Duchassaing & Michelotti, 1864)
22
23
24
25
26
Tunicata
Botrylloides violaceus Oka, 192727
Botryllus schlosseri (Pallas, 1766)30
Lissoclinum fragile (Van Name, 1902)
32
Polyclinum constellatum Savigny, 1816
34
Styela canopus Savigny, 181636
Guía de procedimientos en sistemas de producción
acuícola de Sinaloa38
Glosario40
Foto: Bahena-Basave, H.
Foto: Bahena-Basave, H.
PRESENTACIÓN
La introducción de especies invasoras es la segunda causa de
pérdida de la biodiversidad a escala mundial. En el medio marino estas especies generalmente son pequeñas, inconspicuas y
poco conocidas. Entre ellas destacan los invertebrados, ya que
constituyen la mayor parte de la biota que viaja adherida en los
cascos de las embarcaciones conocida como esclerobionte (fouling) o como larvas en el agua de lastre. También varias especies
han sido transportadas incidentalmente asociadas a las prácticas de camaronicultura y ostricultura.
Los hábitos, los mecanismos anti-depredación y las estrategias
reproductivas de algunas especies, han favorecido su transporte
incidental y su establecimiento en hábitats de regiones diferentes a las de su origen, donde se conocen como especies exóticas.
En los ambientes colonizados, éstas presentan generalmente una
elevada abundancia y compiten con la fauna nativa por alimento
y espacio; algunas de ellas impactan el ambiente y la economía, lo
que las caracteriza como invasoras.
En México, el estado de Sinaloa es vulnerable a esta problemática debido a la gran diversidad de ecosistemas costeros y riqueza
insular, a la alta actividad acuícola, a la presencia de dos de los
principales puertos del Pacífico mexicano y al inminente desarrollo de nuevas marinas en sus costas, además de ser la puerta de entrada al Golfo de California, reconocido como uno de
los cinco mares más productivos y biológicamente diversos del
mundo. Todo ello hace que el territorio sinaloense y la industria
acuícola del estado sea susceptible a la introducción e invasión
de especies exóticas, como lo demuestra la detección, ya confirmada, de 30 especies exóticas: 5 moluscos, 6 poliquetos, 12
esponjas, 4 ascidias, 1 briozoo y 2 copépodos.
Geomare, A. C. contó con el apoyo del Servicio de Pesca y Vida
Silvestre de Estados Unidos (USFWS por sus siglas en inglés) para
capacitar y entrenar a acuicultores, prestadores de servicios turísticos acuáticos, pesca deportiva y limpieza de embarcaciones,
inspectores del comité estatal de sanidad acuícola de Sinaloa,
personal del centro de manejo de recursos costeros, personal de
marinas y puertos, académicos y estudiantes universitarios de
las carreras afines a la biología, al personal del gobierno federal
y de iniciativas privadas en la prevención, detección temprana y
monitoreo de especies de invertebrados exóticos confirmadas y
potenciales en las granjas camaronícolas y ostrícolas, así como
en los principales puertos y marinas del estado de Sinaloa. A la
par, el Instituto Nacional de Ecología promovió un estudio para
la detección de especies de invertebrados exóticos en el Golfo
de California, incluyendo dos localidades del estado, de las que
se incluyen tres nuevos registros de especies introducidas: un
poliqueto y dos ascidias.
De ambos proyectos, deriva esta guía ilustrada de 20 especies de
invertebrados acuáticos exóticos presentes en Sinaloa, organizada
en fichas que incluyen aspectos de las especies tales como: diagnosis, hábitat, distribución geográfica nativa y exótica, mecanismos de
introducción, impactos ecológicos y socioeconómicos, referencias
bibliográficas y fotografías que facilitan su identificación. Se incluyen un glosario para facilitar la comprensión de los usuarios poco
familiarizados con términos biológicos y una guía de procedimientos para la detección oportuna de especies exóticas en los sistemas
de producción acuícola del estado.
Esta publicación será utilizada como herramienta auxiliar de capacitación y entrenamiento de diferentes actores sociales en la prevención, detección temprana y monitoreo de las especies exóticas. A
su vez, la capacitación de los diferentes actores sociales será de
gran trascendencia en el corto y mediano plazo; ya que permitirá detectar oportunamente los cambios en la composición de la
biota. La canalización de los registros y observaciones facilitarán
la toma de decisiones para controlar la dispersión de las especies
exóticas en los ecosistemas del estado, haciendo énfasis en las
áreas marinas protegidas o zonas de interés para la conservación
de la biodiversidad.
Esta guía y los talleres de capacitación convierten a Sinaloa en el
primer estado de la República Mexicana con un esquema para
la detección y monitoreo de especies exóticas; sin embargo, su
sostenibilidad no será factible sin el respaldo del gobierno estatal. Éste debe contemplar una partida que financie la iniciativa a
largo plazo, dentro del presupuesto destinado al ambiente.
Finalmente, se espera que esta estrategia sirva para que los estados vecinos de Baja California, Baja California Sur, Sonora y Nayarit, amplíen los alcances y unan esfuerzos para coadyuvar a la
conservación de la biodiversidad del Golfo de California.
María Ana Tovar Hernández & Tulio F. Villalobos Guerrero
Geomare, A. C.
Foto: Bahena-Basave, H.
1
BRYOZOA
Zoobotryon verticillatum (delle Chiaje, 1828)
Phylum Bryozoa Ehrenberg, 1831
Clase Gymnolaemata Allman, 1856
Orden Ctenostomata Busk, 1852
Suborden Vesicularina Johnston, 1838
Superfamilia Vesicularioidea Hincks, 1880
Familia Vesiculariidae Hincks, 1880
Género Zoobotryon Ehrenberg, 1831
Nombre común: Briozoario spagheti
Diagnosis
Organismo flácido (no calcáreo),
translúcido y arborescente con
ramificaciones (o estolones) irregulares
(0.5 mm de diámetro). Crece en colonias
masivas, colgantes y su forma simula
algas pardas. Alcanza longitudes mayores
a un metro. Los zooides tienen forma de
saco (0.4–0.6 mm de altura); arreglados
en dos lados y en hileras. Los lofóforos
lucen ocho tentáculos ciliados (Winston,
1995; Amat & Tempera, 2009; Wirtz &
Canning-Clode, 2009).
Hábitat
Puertos y marinas de aguas
tropicales y cálido-templadas. Crece
prósperamente a >22°C (Winston,
1995). Sobre cualquier superficie de
origen antrópico: paredes, pilotes,
muelles, cascos de embarcaciones; y
natural: agrupaciones de esponjas,
ascidias, tubos de poliquetos
sabélidos, conchas de ostiones y
balanos (Farrapeira, 2011).
Distribución
Como especie nativa
Gran Caribe (posible) (Winston, 1995).
Como especie exótica en Sinaloa y
Pacífico mexicano
Pacífico mexicano: Isla San Francisco, bahía
Los Frailes y La Paz (Baja California Sur)
(Medina-Rosas & Tovar-Hernández,
2012 y referencias ahí citadas).
Sinaloa: Topolobampo, estuarios de La
Sirena y Urías, y bahía de Mazatlán
(Medina-Rosas & Tovar-Hernández,
2012 y referencias ahí citadas).
Zoobotryon verticillatum. A) Rama superior; B)
detalle de las ramificaciones; c) zooide y lofóforo
extendido. Modificada de Reichert (1869).
2
Como especie exótica en otras regiones
Estados Unidos, Hawái, Australia,
noreste de Madagascar, India, Ghana,
mar Mediterráneo, isla Madeira,
Bermuda y Brasil (Amat & Tempera,
2009; Wirtz & Canning-Clode, 2009;
Farrapeira, 2011).
Fotos: Bahena-Basave, H.
Mecanismo de introducción
Accidental: Esclerobionte en los cascos de
embarcaciones (Benavides et al., 2002; Wirtz
& Canning-Clode, 2009) o larva o propágulo
en las aguas de lastre (Farrapeira, 2011).
Colonia pequeña
de Zoobotryon
verticillatum adherida
a una agregación del
poliqueto tubícola
invasor Branchiomma
bairdi.
Natural: Sobre algas o escombros sujetos a
las corrientes (Winston, 1995).
Impacto
Causa daños ecológicos y económicos
debido a su capacidad de expansión;
recubre y asfixia la flora y fauna locales
(Amat & Tempera, 2009). Su filtración
acelerada perjudica la red alimentaria;
interrumpe el flujo de las embarcaciones
al incrustarse en estructuras sumergidas;
obstruye tuberías marinas industriales y
afecta la pesquería al adherirse en equipos
pesqueros. En el Programa de Detección
Temprana de Estados Unidos es considerada
la vigesimoprimer especie invasora más
indeseada (Benavides et al., 2002).
Biología
Alimentación
Consume partículas en suspensión,
principalmente de fitoplancton
(Bullivant, 1968). Es un purificador
exitoso, ya que filtra alrededor de
25,000–344,000 litros de agua/día/m2
(Winston, 1995).
Reproducción
Asexual: Gemación y fragmentación.
Sexual: Colonias hermafroditas,
óvulos y espermatozoides dan
lugar a larvas planctónicas; poco
frecuente y dependiente de la
temperatura (Robinson, 2004).
Comentarios
Alcanza una longitud de un
metro en 6–8 meses (Winston,
1995). Produce metabolitos
que previenen su depredación,
limitan el establecimiento de
otros organismos y le protegen de
infecciones virales y bacteriales.
Aunque pocos organismos se
alimentan de Z. verticillatum (e.g. el
nudibranquio Okenia zoobotryon),
es un nicho importante para otros
briozoarios, tunciados y anfípodos.
Provee una superficie apropiada
para el establecimiento de algunos
organismos incrustantes y sirve
de protección para poliquetos
neréididos, bivalvos y picnogónidos
(Ferrapeira, 2011).
Es la única especie del género
Zoobotryon. Fue registrada por primera
vez en el Pacífico mexicano por Soule
(1963) con muestras recolectadas
durante abril de 1957 en el Golfo de
California; entre las localidades estaba
Mazatlán. Más tarde, Álvarez-León
(1977) la documentó en el Estero de
Urías con material de 1976; y se detectó
recientemente en Topolobampo,
Guaymas y La Paz (Tovar-Hernández,
obs. pers.).
Referencias
Álvarez-León, R. & Banta, W. C. 1984. Briozoarios de tres esteros
adyacentes a Mazatlán, Costa Noroeste de México. Studies on
Neotropical Fauna and Environment. 19(4): 209–218.
Amat, J. N. & Tempera, F. 2009. Zoobotryon verticillatum Delle Chiaje, 1822 (Bryozoa), a new occurrence in the archipelago of
the Azores (North-Eastern Atlantic). Marine Pollution Bulletin.
58: 761–764.
Bullivant, J. S. 1968. The rate of feeding of the bryozoans, Zoobotryon verticillatum. New Zealand Journal of Marine and Freshwater Research. 2: 111–134.
Benavides, G., Renoud, D. & Wason, K. 2002. Least Wanted Aquatic
Invaders for Elkhorn Slough and Monterey Bay Area – A
guide for recognizing and reporting potential aquatic invaders, to prevent their establishment and spread. Elkhorn
Slough National Estuarine Research Reserve (ESNERR) &
Monterey Bay National Marine Sanctuary (MBNMS): Early
Detection Program.
Farrapeira, C. R. M. The introduction of the bryozoan Zoobotryon
verticillatum (Delle Chiaje, 1822) in northeast of Brazil: a
cause for concern. Biological Invasions. 13: 13–16.
Medina-Rosas, P. & Tovar-Hernández, M. A. 2012. Capítulo VII.
Bryozoa, Cnidaria, Kamptozoa. En: Low Pfeng, A. M. & Peters
Recagno, E. M. (Eds.). Invertebrados marinos exóticos en el
Pacífico mexicano. Geomare, A. C., INE-SEMARNAT. México.
En prensa.
Reichert, K. B. 1869. Vergleichende anatomische Untersuchungen über Zoobotryon pellucidus (Ehrenberg). Abhandlungen der Königlichen Akademie der Wissenschaften zu Berlin. 4:
233–338.
Robinson, N. M. 2004. Interactions between the nudibranch Okenia zoobotryon and its bryozoan prey Zoobotryon verticillatum. Tesis de Maestría. Department of Biology, University of
Central Florida, Orlando. 67 pp.
Soule, J. D. 1963. Results of the Puritan-American Museum of Natural History Expedition to Western Mexico 18. Cyclostomata,
Ctenostomata (Ectoprocta), and Entoprocta of the Gulf of
California. American Museum Novitates. 2144: 1–34.
Winston, J. E. 1995. Ectoproct diversity of the Indian River coastal
lagoon. Bulletin of Marine Science. 57(1): 84–93.
Wirtz, P. & Canning-Clode, J. 2009. The invasive bryozoan Zoobotryon verticillatum has arrived at Madeira Island. Aquatic Invasions. 4(4): 669–670.
3
MOLLUSCA
Crassostrea gigas (Thunberg, 1793)
Impacto
Phylum Mollusca Linnaeus, 1758
Clase Bivalvia Linnaeus, 1758
Subclase Pteriomorphia Beurlen, 1944
Orden Ostreoida Férussac, 1822
Superfamilia Ostreoidea Rafinesque, 1815
Familia Ostreidae Rafinesque, 1815
Género Crassostrea Sacco, 1897
Nombre común: Ostión japonés u ostión del Pacífico
Mecanismo de introducción
Intencional: Industria acuícola (GISD, 2005).
Accidental: Esclerobionte en los cascos de las embarcaciones o
larva en las aguas de lastre (GISD, 2005).
Natural: Efecto de las mareas y corrientes (GISD, 2005).
4
El impacto ecológico de C. gigas es dramático y su efecto
ha sido demostrado en varios países. Entre los daños están:
el desplazamiento de especies nativas por competencia,
las modificaciones en la cadena alimentaria, el cambio de
hábitat, la hibridación con ostiones nativos y la transferencia
de parásitos y enfermedades (Padilla et al., 2011; Nehring,
2011).
La especie ha interferido con el uso recreacional de zonas
costeras por su alta densidad y por el peligro que originan
sus conchas (Nehring, 2011). Se incrusta en los sistemas de
enfriamiento de agua siendo un problema en las centrales
eléctricas (GISD, 2005). Es factible que genere pérdidas en
la industria portuaria y naviera, junto con otros organismos
incrustantes, favorece la corrosión de las estructuras y
embarcaciones.
Diagnosis
Hábitat
Distribución
Concha pesada, variable en forma, tiende
a ser alargada. Valva izquierda cóncava,
con costillas grandes, fuertes y terminan
en pliegues. Valva derecha plana, con
lamelas hacia los bordes. Color externo:
blanquecino opaco a amarillo cremoso,
con manchas púrpuras. Color interno:
blanco ópalo a perla, regularmente con
manchas parduscas. Huella del músculo
abductor generalmente sin coloración
(Castillo-Rodríguez & García-Cubas, 1986;
Coan et al., 2000).
Estuarios, puertos y bahías de aguas
tropicales y templadas. Se fija en cualquier
tipo de sustrato duro en zonas protegidas
y forma estructuras arrecifales en zonas
intermareales; es raro encontrarla en áreas
lodosas y arenosas (Nehring, 2011).
Como especie nativa
Estuarios y costas del Pacífico noroeste de las
islas Sakhalin a Pakistán (Coan et al., 2000).
Como especie exótica en Sinaloa y
Pacífico mexicano
Pacífico mexicano: Bahía de San Quintín
(Baja California), bahía Kino y Guaymas
(Sonora), y barra de Navidad (Jalisco)
(Ortíz-Arellano & Salgado-Barragán, 2012
y referencias ahí citadas).
Foto: Bahena-Basave, H.
Biología
Alimentación
Filtra el material en suspensión, consume bacterias, protozoos,
una amplia variedad de diatomeas, formas larvarias de otros
invertebrados y detritus (GISD, 2005).
Reproducción
Sexual: hermafroditismo protándrico, nace como macho y a
partir de la primera liberación de gametos cambia de género,
aunque depende de las condiciones ambientales (Nehring,
2011). La fertilización es externa, ocurre entre 10–15 horas
después del desove. Las larvas son planctónicas durante tres o
cuatro semanas y miden 70–240 µm. La hembra produce entre
50–100 millones de óvulos por temporada. Maduran en un año
y viven hasta 10 años (GISD, 2005).
Cúmulos del ostión del Pacífico (Crassostrea gigas) cultivado
en Topolobampo, Sinaloa.
Comentarios
Es uno de los bivalvos con mayor importancia comercial en el mundo. Se producen casi 500 millones de
toneladas al año con valor de $820 MDD (FAO, 2011). Es una especie fértil y con amplia tolerancia a las
condiciones ambientales (10–42 ups y 4–35°C) (Nehring, 2011).
La especie fue introducida por primera vez en México (San Quintín, Baja California) en 1973. El cultivo pronto
se extendió a Baja California, Baja California Sur y Sonora (Lavoie, 2005), y posteriormente, en Sinaloa, Nayarit
y Jalisco. Se ha detectado el poliqueto endoparásito invasor Polydora websteri en las valvas del molusco para el
último estado (Gallo-García et al., 2008).
La ausencia de pigmentación en la huella del músculo abductor permite diferenciar C. gigas de sus congéneres
en Sinaloa: Crassostrea columbiensis (púrpura), C. corteziensis (púrpura), C. iridescens (blanquecino a café rojizo) y
C. palmula (azul-violeta a verde amarillento). En ocasiones, C. gigas puede presentar una leve coloración violácea
o amarillo pardo, pero generalmente no la presenta (Castillo-Rodríguez & García-Cubas, 1986).
Referencias
Foto: Villalobos-Guerrero, T. F.
Crassostrea gigas: Primer par, valva
izquierda; segundo par, valva derecha.
Sinaloa: Bahías de Altata y Navachiste,
estuarios de La Pitahaya y Topolobampo
(Ortíz-Arellano & Salgado-Barragán,
2012 y referencias ahí citadas).
Como especie exótica en otras regiones
Es uno de los invertebrados marinos
con distribución más amplia.
Introducida en más de 60 países
repartidos en 45 ecorregiones marinas
de todos los continentes, excepto en la
Antártida (Molnar et al., 2008).
Castillo-Rodríguez, Z. G. & García-Cubas, A. 1986.
Taxonomía y anatomía comparada de las ostras
en las costas de México. Anales del Instituto de
Ciencias del Mar y Limnología, Universidad Nacional
Autónoma de México. 13: 249–314.
Coan, E. V., Valentich Scott, P. & Bernard, F. R. 2000.
Bivalve seashells of western North America —
Marine bivalve mollusks from Arctic Alaska to Baja
California. Santa Barbara Museum of Natural
History Monographs No. 2. 764 p.
Food and Agriculture Organization (FAO). 2011.
Fisheries and Aquaculture Information and
Statistics Service. Fecha de actualización: 21 de
octubre de 2011. http://www.fao.org/figis/servlet/
SQServlet?ds=Aquaculture&k1=SPECIES&k1v=1&k
1s=3514&outtype=html
Gallo-García, M. C., García-Ulloa, M., Godínez-Siordia,
D. E., Díaz, A. H. & Delgado-Blas, V. H. 2008.
Polydora websteri (Annelida: Polychaeta) en el
ostión del Pacífico Crassostrea gigas cultivado en
Barra de Navidad, Jalisco, México. Ciencia y Mar.
12(35): 49–53.
GISD (Global Invasive Species Database). 2005.
Crassostrea gigas. Fecha de actualización: 01 de
julio de 2005. http://www.issg.org/database/
species/ecology.asp?si=797&fr=1&sts=&lang=EN
Lavoie, R. E. 2005. Oyster culture in North America history, present and future. The First International
Oyster Symposium Proceedings. Oyster Research
Institute News No. 17. Sendai, Japan. 10 p.
Molnar, J. L., Gamboa, R. L., Revenga, C. & Spalding, M.
D. 2008. Assessing the global threat of invasive
species to marine biodiversity. Frontiers in Ecology
and the Environment. 6: 485–492.
Nehring, S. 2011. NOBANIS – Invasive Alien Species Fact
Sheet – Crassostrea gigas. Fecha de actualización:
14 de marzo de 2011. http://www.nobanis.org/
files/factsheets/Crassostrea%20gigas.pdf.
Ortíz-Arellano, M. A. & Salgado-Barragán, J. 2012.
Capítulo III. Mollusca. En: Low Pfeng, A. M. &
Peters Recagno, E. M. (Eds.). Invertebrados marinos
exóticos en el Pacífico mexicano. Geomare, A. C.,
INE-SEMARNAT. México. En prensa.
Padilla, D. K., McCann, M. J. & Shumway, S. E. 2011.
Marine Invaders and Bivalve Aquaculture: Sources,
impacts, and consequences. En: Shumway, S. E.
(Ed.). Shellfish Aquaculture and the Environment.
Wiley-Blackwell, Oxford, UK.
5
MOLLUSCA
Mytilopsis adamsi Morrison, 1946
Impacto
Phylum Mollusca Linnaeus, 1758
Clase Bivalvia Linnaeus, 1758
Subclase Heterodonta Neumayr, 1884
Orden Veneroida Gray, 1854
Superfamilia Dreissenoidea Gray, 1840
Familia Dreissenidae Gray, 1840
Género Mytilopsis Conrad, 1857
Se desconoce el impacto ecológico y económico de M. adamsi;
sin embargo, tiene la capacidad de colonizar diversas superficies:
materiales de origen natural (arena-lodosa, rocas, conchas, raíces
de mangle) y de origen antrópico (muelles, pilotes, artes de
pesca, jaulas de peces). Forma grandes grupos monoespecíficos,
que pueden afectar la biodiversidad nativa al competir por
espacio y alimento y, al igual que otros mejillones introducidos,
podría alterar la composición de la comunidad fitoplanctónica
(Wangkulangkul & Lheknim, 2008; Wangkulangkul, 2009).
Nombre común: Falso mejillón del Pacífico
Fotos: Villalobos-Guerrero, T. F.
Mecanismo de introducción
Accidental: Industria acuícola (camaronicultura) (SalgadoBarragán & Toledano-Granados, 2006); esclerobionte en el
casco de las embarcaciones y/o larva en las aguas de lastre
(Wangkulangkul & Lheknim, 2008).
Diagnosis
Similar a un mejillón pequeño, alargado, comprimido
lateralmente, dorsalmente aguzado y ventralmente
ensanchado. Alcanza 25 mm de longitud. Conchas delgadas
con líneas concéntricas en el exterior; margen ventral
relativamente recto. Color externo: pardo claro, en ocasiones
crema y destellos blanquecinos. Color interno: blanco-crema,
algunos con negro-azulado en el centro. Diente interno
(apófisis) triangular, corto, más ancho que largo. Septo muy
pronunciado lateralemente (Salgado-Barragán & ToledanoGranados, 2006; Wangkulangkul, 2009).
6
Mytilopsis adamsi. A) Vista interior de la valva derecha; B) vista internaanterior de la valva izquierda. Modificada de Salgado-Barragán &
Toledano-Granados (2006).
Biología
Hábitat
Estuarios y lagunas costeras de aguas tropicales. Es una
especie gregaria que se fija en cualquier superficie somera,
principalmente en zonas protegidas del oleaje; es raro
encontrarla en solitario (Wangkulangkul, 2009).
Alimentación
Filtra el material en suspensión, consume fito-, zooplancton y
otras partículas orgánicas suspendidas en la columna de agua
(Wangkulangkul, 2009).
Reproducción
Sexual: funciona como macho, hembra o hermafrodita
(Karande & Menon, 1975). Morton (1989) sugiere que es dioica
y semélpara. La fertilización es externa, libera ~10,000 óvulos en
la columna de agua (NIMPIS, 2012). Las larvas son planctónicas
durante poco tiempo (~4 días). Madura en un mes, a los 8–10
mm de longitud; alcanza su talla máxima en seis meses; su
longevidad es de 12–20 meses (Rao et al., 1974; Karande &
Menon, 1975; Morton, 1989).
Colonia de juveniles de Mytilopsis adamsi adherida a una raíz de
mangle rojo.
Comentarios
Mytilopsis adamsi:
Primer par,
valva izquierda;
segundo par,
valva derecha.
Es una especie con amplia tolerancia a las
condiciones ambientales, entre 10–35°C y 0–27 ups;
en laboratorio resiste un intervalo mayor, 5–40°C y
0–50 ups (Rao et al., 1975).
Única especie del género presente en el Pacífico
mexicano. Fue detectada por primera vez en México para
el Estero de Urías, Sinaloa, en el 2000. Es probable que
haya sido introducida mediante la importación de stocks
de camarón blanco (Litopenaeus vannamei), cultivados en
la costa atlántica de Centroamérica (Salgado-Barragán &
Toledano-Granados, 2006). Recientemente, Ortíz-Arellano
& Salgado-Barragán (2012) detectaron su presencia
en Sinaloa (laguna Caimanero, estuarios El Verde y El
Puyeque). También se ha detectado en el puerto de
Lázaro Cárdenas, Michoacán; por lo que es factible que
su distribución se expanda. Se diferencia del mejillón
Mytella strigata, abundante en la región, por el tamaño
de la concha y coloración externa, la cual es más grande
y oscura (tonalidades verde militar en juveniles) (SalgadoBarragán, com. pers ).
Referencias
Distribución
Como especie nativa
Pacífico de Panamá (Salgado-Barragán &
Toledano-Granados, 2006).
Como especie exótica en Sinaloa y Pacífico
mexicano
Pacífico mexicano: Puerto de Lázaro Cárdenas,
Michoacán (Ortíz-Arellano & SalgadoBarragán, 2012).
Sinaloa: En raíces de mangle de los estuarios
de Urías, El Verde y El Puyeque; laguna
Caimanero (Ortíz-Arellano & SalgadoBarragán, 2012 y referencias ahí citadas).
Como especie exótica en otras regiones
Fiji, India, Malasia, Singapur, Taiwán, Japón,
Tailandia y Australia (Salgado-Barragán &
Toledano-Granados, 2006; Wangkulangkul
& Lheknim, 2008).
Karande, A. A. & Menon, K. B. 1975. Mytilopsis sallei,
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Cochin. 7(2): 455–466.
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Wangkulangkul, K. & Lheknim, V. 2008. The
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Dreissenidae) in estuaries and lagoons of
the lower south of the Gulf of Thailand with
comments on their establishment. Aquatic
Invasions. 3(3): 325–330.
7
POLYCHAETA
Alitta succinea (Leuckart in Frey & Leuckart, 1847)
Phylum Annelida Lamarck, 1809
Clase Polychaeta Grube, 1850
Orden Phyllodocida Dales, 1962
Suborden Nereidiformia Glasby, 1993
Superfamilia Nereidoidea de Blainville, 1818
Familia Nereididae de Blainville, 1818
Género Alitta Kinberg, 1866
Distribución
Como especie nativa
Mar del Norte. En bahías, estuarios, deltas
y puertos de Alemania, Países Bajos,
Francia y Reino Unido; y en fiordos de
Dinamarca (Villalobos-Guerrero, 2012 y
referencias ahí citadas).
Nombre común: Neréidido pardo del noratlántico
Como especie exótica en Sinaloa y Pacífico
mexicano
Pacífico mexicano: Baja California (?), Baja
California Sur (?) y Sonora (VillalobosGuerrero et al., 2012 y referencias ahí
citadas).
Sinaloa: Estuarios El Colorado (Ahome),
Topolobampo y Urías; bahías de Macapule
y Mazatlán; y puerto de Mazatlán
(Villalobos-Guerrero et al., 2012 y
referencias ahí citadas).
Estructuras diagnósticas de Alitta succinea. a) Vista dorsal de la faringe, b)
vista ventral de la misma, c) parápodo anterior, d) mismo medio, e) mismo
posterior. Números romanos indican las áreas en que se subdivide de la faringe.
Abreviaturas: Cd, cirro dorsal; LiNtD, lígula notopodal dorsal; LiNtV, lígula
notopodal ventral; LoNtPr, lóbulo notopodal presetal; Cv, cirro ventral. Modificada
de Villalobos-Guerrero (2012).
8
Como especie exótica en otras regiones
Más de 50 países de ambos litorales de
los océanos Atlántico, Pacífico e Índico. En
los mares Adriático, Arábigo, Aral, Azov,
Báltico, Cantábrico, Caspio, de China, Egeo,
Mediterráneo, Negro, Rojo y Tirreno; así
como en el mar Caribe, de Cortés, Golfo
de México y Golfo de Saint Lawrence
(Villalobos-Guerrero, 2012 y referencias
ahí citadas).
Foto: Bahena-Basave, H.
Diagnosis
Hábitat
Coloración parda, más notoria en la región dorsal
anterior; cabeza oscura. Cuerpo alargado, alcanzan
hasta 40 mm de longitud y 120 segmentos; robusto
anteriormente, delgado y aplanado en la región
posterior. Dientes cónicos, distribuidos en áreas,
variables en número aunque frecuentemente: I=
3, II= 18, III= 13, IV= 20, V= 5, VI= 8 y VII-VIII= más de
50. Notópodos con lóbulo presetal en segmentos
anteriores; lígula dorsal muy alargada, ancha y
comprimida en segmentos posteriores. Cirro dorsal
corto en segmentos posteriores. Setas dorsales con
espinígeros homogonfos (Villalobos-Guerrero, 2012).
Estuarios, puertos y bahías de climas
tropicales y templados; lagos salinos.
Entre rocas, grava, arena, arcilla y
lodo; asociada a esponjas, ascidias,
ostiones, otros moluscos, balanos
y tubos de poliquetos; sobre algas,
pastos marinos, madera; raíces de
mangle y en fondos de granjas
camaronícolas; sobre sustratos
artificiales como boyas metálicas,
cascos de embarcaciones y pilotes de
muelles (Villalobos-Guerrero, 2012).
Mecanismo de introducción
Intencional: Alimento en la industria acuícola en Norteamérica (Villalobos-Guerrero, 2012).
Accidental: Esclerobionte en cascos de embarcaciones; como larva en aguas de lastre; como
epibionte de moluscos de importancia comercial o en los contenedores (VillalobosGuerrero, 2012).
Impacto
Las elevadas densidades en las que se ha registrado indican que esta especie compite
con la fauna nativa por espacio y alimento. En Dinamarca la especie desplaza a otros
neréididos nativos (Miron & Kristensen, 1993). Depreda larvas de ostiones de importancia
comercial, e incluso libera sustancias químicas que aumentan la mortalidad de éstas
(Barnes et al., 2010). Además, acumula elevadas concentraciones de selenio capaces de
perturbar el éxito reproductivo de peces y aves que la consumen (Setmire et al., 1993).
Se desconocen las pérdidas económicas que causa esta especie; sin embargo, es probable
que la remoción de la fauna esclerobionte, donde A. succinea es abundante, genere gastos
significativos (Villalobos-Guerrero, 2012b).
Foto: Bahena-Basave, H.
Foto:
VillalobosGuerrero, T. F.
Ejemplar de Alitta succinea después de la
fijación (hembra grávida).
Referencias
Biología
Comentarios
Alimentación
Detritívora no-selectiva de la superficie.
Consume partículas de sedimento
entre 20–300 µm, entre ellas: tejido
muerto, detritus, bacterias, diatomeas,
dinoflagelados, protozoarios, anfípodos,
poliquetos, incluso de su misma especie
(Villalobos-Guerrero, 2012).
Alitta succinea fue redescrita por Bakken
& Wilson (2005) con material cercano a la
localidad tipo y corroboraron su amplia
distribución. Es la única especie del género
en el Pacífico mexicano. Fue registrada
por primera vez en México por Enrique
Rioja con muestras recolectadas en 1945
en Macapule, Sinaloa. Dos años más tarde,
la registró en los estuarios El Colorado y
Agiabampo; y en 1963, la registró para
Mazatlán. A partir de este último, diversos
autores la han registrado en el Estero
de Urías y Mazatlán. Recientemente,
se efectuó el análisis para su detección
en Sinaloa, ocupa el primer lugar en
abundancia entre los poliquetos errantes
de los sustratos de origen antrópico y
el segundo lugar entre los poliquetos
exóticos de Mazatlán. Posiblemente fue
introducida como esclerobionte en el casco
de embarcaciones (Villalobos-Guerrero,
2012).
Reproducción
Sexual: Gonocórica (sexos separados);
presenta fase epitoca, la metamorfosis
es más evidente en machos. Fertilización
externa en la superficie de la columna de
agua entre un sinnúmero de individuos.
Semélpara, muere después de concluir el
proceso reproductivo. Factores endócrinos,
ambientales y feromonas sincronizan
la reproducción. Estadios larvarios
prolongados, larva con 6–9 segmentos se
asienta entre 10–14 días. Larva pelágica,
probablemente lecitotrófica (VillalobosGuerrero, 2012).
Barnes, B. B., Luckenbach, M. W. & Kingsley-Smith, P. R.
2010. Oyster reef community interactions: The effect
of resident fauna on oyster (Crassostrea spp.) larval
recruitment. Journal of Experimental Marine Biology
and Ecology. 391: 169–177.
Bakken, T. & Wilson, R. S. 2005. Phylogeny of nereidids
(Polychaeta, Nereididae) with paragnaths. Zoologica
Scripta. 34(5): 507–547.
Miron, G. & Kristensen, E. 1993. Factors influencing the
distribution of nereid polychaetes: the sulfide aspect.
Marine Ecology Progress Series. 93: 143–153.
Setmire, J., Schroeder, R., Densmore, J., Goodbred, S.,
Audet, D. & Radtke, W. 1993. Detailed study of water
quality, bottom sediment, and biota associated with
irrigation drainage in the Salton Sea Area, CA, 1988–
1990. US Geological Survey, Sacramento, CA.
Villalobos-Guerrero, T. F. 2012. Capítulo VIII. Ficha técnica
y análisis de riesgo de Alitta succinea (Leuckart in
Frey & Leuckart, 1847) (Polychaeta: Nereididae).
En: Low Pfeng, A. M. & Peters Recagno, E. M. (Eds.).
Invertebrados marinos exóticos en el Pacífico mexicano.
Geomare, A. C., INE-SEMARNAT. México. En prensa.
Villalobos-Guerrero, T. F., Yáñez-Rivera, B. & TovarHernández, M. A. 2012. Capítulo IV. Polychaeta.
En: Low Pfeng, A. M. & Peters Recagno, E. M. (Eds.).
Invertebrados marinos exóticos en el Pacífico mexicano.
Geomare, A. C., INE-SEMARNAT. México. En prensa.
9
POLYCHAETA
Branchiomma bairdi (McIntosh, 1885)
Diagnosis
Tubícola; tubos cimentados con arena
fina. Solitaria o gregaria (>30 individuos).
Cuerpo alcanza hasta 40 mm de longitud;
verde olivo con marcas pardas, manchas
oculares al costado de cada segmento,
disminuyen hacia la región posterior.
Corona branquial con 16 pares de radiolos;
bandas alternadas verde olivo y blancas;
manchas anaranjadas en el eje del radiolo.
Macroestílodos en forma de correa (largas),
principalmente en la mitad del radiolo,
el resto digitiformes (cortas). Ojos rojos
o anaranjados en los radiolos. Collar
separado dorsalmente; lóbulos ventrales
subtriangulares, con ápices redondeados.
Tórax usualmente con ocho segmentos.
Uncinos en forma de gancho, con 2–3
hileras de dientes, ocupan un 1/3 de la
longitud (Tovar-Hernández et al., 2009b;
Tovar-Hernández & Yáñez-Rivera, 2012).
Estructuras diagnósticas
de Branchiomma bairdi: a)
Radiolo que muestra los
macroestílodos en forma
de correa, b) uncinos.
Modificada de TovarHernández et al. (2009b).
Distribución
Como especie nativa
Gran Caribe. En la costa atlántica de Estados Unidos de América (Florida), México
(Veracruz, Yucatán y Quintana Roo) y Panamá (Colón); Aruba, Bermuda, Curaçao, Jamaica
y Saint Thomas (Tovar-Hernández & Knight-Jones, 2006).
Como especie exótica en Sinaloa y Pacífico mexicano
Pacífico mexicano: Playa Balandra y La Paz (Baja California Sur), Guaymas y San Carlos (Sonora)
(Tovar-Hernández, obs. pers.).
Sinaloa: Guasave, Ahome y puerto de Mazatlán (Villalobos-Guerrero et al., 2012 y referencias
ahí citadas); Topolobampo (Tovar-Hernández, obs. pers.).
10
Como especie exótica en otras regiones
Región turca del mar Levantino (Çinar, 2009).
Phylum Annelida Lamarck, 1809
Clase Polychaeta Grube, 1850
Orden Sabellida Latreille, 1825
Familia Sabellidae Latreille, 1825
Género Branchiomma Kölliker, 1859
Nombre común: Plumero verde
Hábitat
Aguas marinas o salobres de
clima tropical. Sobre hojas de
Thalassia testudinum, raíces de
mangle, ostiones (Crassostrea
gigas y C. sikamea), sustratos de
origen antrópico como pilotes
de muelles (de madera y metal),
muelles flotantes de fibra de vidrio,
cascos de embarcaciones, boyas
metálicas, cabos, compuertas de
granjas camaronícolas y charolas de
cultivo de granjas ostrícolas (TovarHernández & Yáñez-Rivera, 2012) y
en lodo (Çinar, 2009).
Fotos: Bahena-Basave, H.
Individuos del plumero
verde (Branchiomma
bairdi) con corona
branquial expuesta o
retraídos en el interior del
tubo. Colonias adheridas
a boyas metálicas de
señalización.
Impacto
Mecanismo de introducción
Accidental (posible):
Esclerobionte en los cascos de
embarcaciones (Çinar, 2009)
y/o a través de la acuicultura de
moluscos (Tovar-Hernández et
al., 2009a).
Las elevadas abundancias en las que se ha registrado (>2,500 ind/m2), sugieren que esta
especie puede tener un impacto negativo en la comunidad nativa, ya que compite con
otros organismos esclerobiontes por espacio y alimento. Particularmente puede afectar
a nueve especies de poliquetos tubícolas nativos, cuyas densidades excede por varios
órdenes de magnitud (Tovar-Hernández & Yáñez-Rivera, 2012).
No existe una estimación del impacto económico que causan estos organismos pero es
factible que genere pérdidas en la industria portuaria y naviera, ya que junto con otros
organismos incrustantes, favorece la corrosión de las estructuras y embarcaciones (TovarHernández & Yáñez-Rivera, 2012).
Referencias
Biología
Alimentación
Filtra el material en suspensión, consume fitoplancton, bacterias de vida libre y otras
partículas tanto bióticas como abióticas (Tovar-Hernández & Yáñez-Rivera, 2012).
Reproducción
Asexual: Escisión de la región posterior del cuerpo seguida de regeneración.
Sexual: Hermafroditismo simultáneo. Durante todo el año los organismos con
gametos son abundantes. La producción de gametos es continua
y asincrónica, éstos maduran en el celoma. Los óvulos son liberados dentro del tubo
del gusano y permanecen adheridos al cuerpo parental mediante una mucosidad,
donde son fecundados. La larva es lecitotrófica; incubada en la base de la corona
del organismo parental, se desconoce el grado de desarrollo en el cual las larvas se
alejan del gusano parental (Tovar-Hernández et al., 2011). El desarrollo subsecuente,
así como el establecimiento no han sido estudiados.
Comentarios
Es una especie con gran capacidad reproductiva y amplia tolerancia a las condiciones
ambientales, incluso presenta cierta tolerancia a la desecación por la protección del
tubo; que en caso de disturbio puede abandonarlo y formar otro en tres horas. En los
diferentes sustratos coexiste con la ascidia invasora Polyclinum constellatum, donde a
su vez habita el copépodo parásito Haplostomides hawaiiensis, ambos exóticos para la
región (Tovar-Hernández et al., 2010).
Fue registrada y detectada por primera vez en el Pacífico mexicano por TovarHernández et al. (2009a) con muestras recolectadas durante el 2008 en el puerto de
Mazatlán.
Los estílodos en forma de correa presentes en la mitad del radiolo permiten
diferenciar fácilmente a B. bairdi de las especies cercanas: Branchiomma coheni
(foliosos), B. iliffei (subdigitiformes, largos) y B. curtum (digitiformes, escasos).
Çinar, M. E. 2009. Alien polychaete species (Annelida: Polychaeta)
on the southern coast of Turkey (Levantine Sea, eastern
Mediterranean), with 13 new records for the Mediterranean
Sea. Journal of Natural History. 43(37–38): 2283–2328.
Tovar-Hernández, M. A. & Knight-Jones, P. 2006. Species of
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Tovar-Hernández, M. A., Méndez, N. & Salgado-Barragán, J.
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Sabellidae). Marine Biodiversity Records. 2(e43): 1–18.
doi:10.1017/S1755267209000463.
Tovar-Hernández, M. A., Méndez, N. & Villalobos-Guerrero, T. F.
2009b. Fouling polychaete worms from the southern Gulf
of California: Sabellidae and Serpulidae. Systematics and
Biodiversity. 7: 1–18.
Tovar-Hernández, M. A., Suárez-Morales, E. & Yáñez-Rivera, B.
2010. The parasitic copepod Haplostomides hawaiiensis
(Cyclopoida) from the invasive ascidian Polyclinum
constellatum in the southern Gulf of California. Bulletin of
Marine Science. 86(3): 637–648.
Tovar-Hernández, M. A., Yánez-Rivera, B. & Bortolini, J. L. 2011.
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(Polychaeta: Sabellidae). Marine Biology Research. 7: 710–718.
Tovar-Hernández, M. A. & Yáñez-Rivera, B. 2012. Capítulo IX. Ficha
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Recagno, E. M. (Eds.). Invertebrados marinos exóticos en el
Pacífico mexicano. Geomare, A. C., INE-SEMARNAT. México.
En prensa.
Villalobos-Guerrero, T. F., Yáñez-Rivera, B. & Tovar-Hernández,
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Peters Recagno, E. M. (Eds.). Invertebrados marinos exóticos en
el Pacífico mexicano. Geomare, A. C., INE-SEMARNAT. México.
En prensa.
11
POLYCHAETA
Ficopomatus miamiensis (Treadwell, 1934)
Phylum Annelida Lamarck, 1809
Clase Polychaeta Grube, 1850
Orden Sabellida Latreille, 1825
Familia Serpulidae Rafinesque, 1815
Género Ficopomatus Southern, 1921
Nombre común: Pinito arrecifal de granja
Diagnosis
Tubícola y gregaria (>100 individuos); tubo calcáreo,
alcanza hasta 25 mm de longitud. Cuerpo mide hasta 7
mm de longitud. Corona branquial con ocho pares de
radiolos; verde olivo con 4–5 bandas púrpuras. Opérculo
esférico, liso, sin espinas, amarillo o verde olivo igual que
el pedúnculo. Collar con setas típicas exhibiendo dientes
distalmente toscos y curvos. Tórax con siete segmentos;
uncinos en forma de serrucho, con 6–8 dientes. Abdomen
con más de 48 segmentos, con pocos uncinos (5–10).
Uncinos abdominales anteriores en forma de raspador de
hielo y como serruchos, con 8–9 dientes; los posteriores
son pequeños, como raspadores de hielo, con 3–4 hileras
de dientes. Setas típicas abdominales tipo trompeta (TovarHernández et al., 2009).
12
Hábitat
Ambientes tropicales someros, con exceso de materia orgánica
en suspensión. Se desarrolla favorablemente a 27–33 °C y 40–44
ups. Sobre el caparazón del camarón jamaiquino (Macrobrachium
jamaicense), en raíces de mangle rojo, en estanques de cultivo de
camarón blanco (Litopenaeus vannamei), sobre maderos, rocas y
cabos sumergidos (Tovar-Hernández & Yáñez-Rivera, 2012).
Distribución
Como especie nativa
Gran Caribe. En Barbados, Belice, Curaçao, Estados Unidos de América
(Florida y Lousiana) y Jamaica (ten Hove & Weerdenburg, 1978).
Como especie exótica en Sinaloa y Pacífico mexicano
Pacífico mexicano: La Paz (Baja California Sur) (Tovar-Hernández, obs.
pers.).
Sinaloa: Estero de Urías y en granjas camaronícolas de Mazatlán
(Villalobos-Guerrero et al., 2012 y referencias ahí citadas).
Como especie exótica en otras regiones
Sin registros.
Colonia y estructuras diagnósticas de Ficopomatus miamiensis. a) Colonia, b) opérculo, c) puntas radiolares, d) setas largas del
tórax, e) uncinos abdominales. Modificadas de Tovar-Hernández & Yáñez-Rivera (2012).
Impacto
Las fluctuaciones temporales de abundancia de F. miamiensis (233–13,490 ind/m2) pueden
generar cambios en la estructura de la comunidad al desplazar a la especie dominante, el mejillón
Mytella strigata, en las raíces de mangle rojo del Estero de Urías (Salgado-Barragán et al., 2004).
Se desconocen los impactos negativos que ocasiona F. miamiensis. En las granjas
camaronícolas se considera que ha mejorado el rendimiento del camarón en los estanques. Al
ser un organismo filtrador puede ayudar en el control de la carga de partículas en suspensión
que usualmente provocan problemas de hipoxia o anoxia; puede eliminar algas tóxicas que
afectan la calidad del producto; además, no puede alimentarse de post-larvas o juveniles de
camarones (Tovar-Hernández & Yáñez-Rivera, 2012). Las colonias de F. miamiensis forman
microhábitats donde habitan otros poliquetos que pueden ser consumidos por el camarón
(Wouters et al., 2001).
Mecanismo de introducción
Accidental: Industria acuícola (camaronicultura), en fase
larvaria (Tovar-Hernández et al., 2009).
Biología
Alimentación
Filtra el material en suspensión, tanto de partículas bióticas como
abióticas (Tovar-Hernández & Yáñez-Rivera, 2012).
Reproducción
Asexual: Desconocida (Tovar-Hernández & Yáñez-Rivera, 2012).
Sexual: Gonocórica (sexos separados), sin dimorfismo
sexual. Gametos distribuidos en el abdomen. Estructura del
espermatozoide: Núcleo esférico, acrosoma en forma de
capucha, cuatro mitocondrias y un flagelo muy largo (TovarHernández et al., 2009). Producción de oocitos continua y
asincrónica; maduran en el celoma. Desove ocurre en la columna
de agua (extratubular). Larva planctotrófica con tres estadios.
Trece días después de la fecundación se asienta y construye un
tubo translúcido quebradizo, a los dos días el tubo se engrosa
ligeramente y torna a blanco. El primer anillo de crecimiento se
forma al día 35 (Tovar-Hernández & Yáñez-Rivera, 2012).
Referencias
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serpulid Ficopomatus Southern 1921 (Polychaeta: Serpulinae), including Mercierella
Fauvel 1923, Sphaeropomatus Treadwell 1934, Mercierellopsis Rioja 1945 and
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worms from the southern Gulf of California: Sabellidae and Serpulidae. Systematics
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Tovar-Hernández, M. A. & Yáñez-Rivera, B. 2012. Capítulo X. Ficha técnica y análisis de
riesgo de Ficopomatus miamiensis (Treadwell, 1934) (Polychaeta: Sabellidae). En:
Low Pfeng, A. M. & Peters Recagno, E. M. (Eds.). Invertebrados marinos exóticos en el
Pacífico mexicano. Geomare, A. C., INE-SEMARNAT. México. En prensa.
Villalobos-Guerrero, T. F., Yáñez-Rivera, B. & Tovar-Hernández, M. A. 2012. Capítulo IV.
Polychaeta. En: Low Pfeng, A. M. & Peters Recagno, E. M. (Eds.). Invertebrados marinos
exóticos en el Pacífico mexicano. Geomare, A. C., INE-SEMARNAT. México. En prensa.
Wouters, R., Lavens, P., Nieto, J. & Sorgeloos, P. 2001. Penaeid shrimp broodstock
nutrition: an updated review on research and development. Aquaculture. 202: 1–21.
Foto: Tovar-Hernández, M. A.
Comentarios
En granjas camaronícolas alcanza densidades >230,000 ind/m2 en un mes (Tovar-Hernández & Yáñez-Rivera,
2012). Se requiere una evaluación detallada relativa a los beneficios que pudiera tener en el cultivo del
camarón y sobre los impactos en la comunidad nativa, ya que presenta características biológicas similares a F.
enigmaticus, una especie invasora que modificó la composición faunística y las condiciones físicas del estuario
de Mar Chiquita, Argentina (Schwindt & Iribarne, 2000).
Única especie del género presente en el Pacífico mexicano. Fue registrada por primera vez en dicha región
como Ficopomatus sp., con muestras recolectadas en una granja camaronícola de Mazatlán en 1993 (Meda
Martínez, 1996). Más tarde, se confirmó su identidad y se efectuó el análisis de detección de la especie
en Sinaloa, la cual posiblemente fue introducida mediante la importación de stocks de camarón blanco
(Litopenaeus vannamei) en 1990s, cultivados en el atlántico de Centroamérica (Salgado-Barragán et al., 2004).
La especie ha aumentado sus ámbitos de dispersión hacia las granjas camaronícolas de la costa occidental sur
del Golfo de California (Tovar-Hernández, obs. pers.).
13
POLYCHAETA
Hydroides diramphus (Mørch, 1863)
Phylum Annelida Lamarck, 1809
Clase Polychaeta Grube, 1850
Orden Sabellida Latreille, 1825
Familia Serpulidae Rafinesque, 1815
Genero Hydroides Gunnerus, 1768
Mecanismos de introducción
Accidental: Esclerobionte en
los cascos de embarcaciones
(Zibrowius, 1971; Zibrowius, 1994).
Nombre común: Pinito con espinas-T del Caribe
Diagnosis
Tubícola y solitario; tubo calcáreo con costillas transversales.
Cuerpo mide hasta 24 mm de longitud; tórax y abdomen
amarillo pálido. Corona con 16 radiolos derechos y 15
izquierdos. Opérculo diferenciado en embudo y verticilo.
Embudo con 26–31 radios, puntas aguzadas. Verticilo con 14
espinas con puntas en forma de T, aplanadas, rectas, con una
espínula interna. Collar con setas bayonetas, lucen dos dientes
alargados, hoja distal lisa; setas limbadas delgadas. Tórax
con seis setígeros; setas limbadas y uncinos tipo serrucho.
Abdomen con 75–90 segmentos; setas tipo trompeta en
setígeros anteriores y medios, setas limbadas en posteriores;
uncinos tipo serrucho en setígeros anteriores, uncinos tipo lija
en posteriores (Bastida-Zavala & ten Hove, 2003).
Hábitat
Bahías y puertos de climas tropicales y templados.
Entre algas marinas, ascidias, esponjas, vermétidos,
ostiones, otros bivalvos; en rocas, fondos blandos
y arrecifes coralinos; y en sustratos de origen
antrópico (Ben-Eliahu & ten Hove, 2011).
Estructuras diagnósticas de Hydroides diramphus.
A) Opérculo, B-C) setas bayoneta del collar, D)
uncino torácico. Modificadas de Bastida-Zavala &
ten Hove (2003).
Distribución
Como especie nativa
Gran Caribe (posible). Desde Bahamas a Brasil (Bastida-Zavala & Salazar-Vallejo, 2000).
Como especie exótica en Sinaloa y Pacífico mexicano
Pacífico mexicano: La Paz (Baja California Sur) (Villalobos-Guerrero et al., 2012 y referencias ahí citadas) y Guaymas
(Sonora) (Villalobos-Guerrero, obs. pers.).
Sinaloa: Isla Venados, Mazatlán (Villalobos-Guerrero et al., 2012 y referencias ahí citadas).
Como especie exótica en otras regiones
Sudáfrica, Nueva Zelanda, Hawaii, California (EUA), mar Mediterráneo y mar Rojo, (Bastida-Zavala, 2008; BenEliahu & ten Hove, 2011).
14
Impacto
En altas abundancias, H. diramphus es capaz de dominar las
comunidades incrustantes (Hayes et al., 2005). Es posible que
compita por alimento con otras especies de esclerobiontes
filtradores y que el tubo calcáreo de H. diramphus permanezca
adherido a estructuras marinas y portuarias durante períodos
prolongados, esto conllevaría a pérdidas relacionadas con el
mantenimiento de dichas estructuras por las incrustaciones.
Biología
Alimentación
Filtra el material orgánico en suspensión.
Reproducción
Sexual: Gonocórica (sexos separados). Estructura del
espermatozoide: Núcleo ovalado, acrosoma cónico
con punta roma, dos mitocondrias subesféricas, un
centriolo proximal y uno distal de donde emerge el
flagelo. Óvulos miden entre <30–120 µm de diámetro
(Mona, 1992; Mona et al., 1994). Desove y fertilización
ocurren en la columna de agua. Larvas trocóforas
planctotróficas, aparecen entre 12–14 horas después de
la fertilización (Allen & Marshall, 2010).
Foto: VillalobosGuerrero, T. F.
Comentarios
Las espinas en forma de T (punta expandida lateralmente)
permiten diferenciar fácilmente H. diramphus de sus
congéneres en Sinaloa. Fue registrada por primera vez
en el Pacífico mexicano con una muestra recolectada en
la bahía de La Paz (Baja California Sur) en 1986 (BastidaZavala, 1993). Más tarde, la especie se documentó en la
isla Venados en Mazatlán, Sinaloa (Bastida-Zavala, 2008).
Su detección en el Pacífico mexicano es relativamente
reciente (Okolodkov et al., 2007). Sus características
biológicas sugieren una dispersión y colonización
rápidas; por tal motivo, es indispensable considerarla en
los monitoreos de especies de invertebrados marinos
exóticos en el Golfo de California.
Referencias
Allen, R. M. & D. J. Marshall. 2010. The larval legacy: cascading effects of recruit
phenotype on post-recruitment interactions. Oikos. 119: 1977–1983.
Bastida-Zavala, J. R. 1993. Taxonomía y composición biogeográfica de los poliquetos
(Annelida: Polychaeta) de la bahía de La Paz, B.C.S., México. Revista de
Investigación Científica. 4: 11–39.
Bastida-Zavala, J. R. 2008. Serpulids (Annelida: Polychaeta) from the Eastern Pacific,
including a brief mention of Hawaiian serpulids. Zootaxa. 1722: 1–61.
Bastida-Zavala, J. R. & Hove, H. A. ten. 2003. Revision of Hydroides Gunnerus, 1768
(Polychaeta: Serpulidae) from Eastern Pacific Region and Hawaii. Beaufortia. 53(4):
67–110.
Bastida-Zavala, J. R. & Salazar-Vallejo, S. I. 2000. Serpúlidos (Polychaeta: Serpulidae)
del Caribe noroccidental: Hydroides y Serpula. Revista de Biología Tropical. 48(4):
841–858.
Ben-Eliahu, M. N. & Hove, H. A. ten. 2011. Serpulidae (Annelida: Polychaeta) from the
Suez Canal—From a Lessepsian migration perspective (a monograph). Zootaxa.
2848: 1–147.
Hayes, K., Sliwa, C., Migus, S., McEnnulty, F. & Dunstan, P. 2005. National Priority Pests:
Part II – Ranking of Australian marine pests. Department of the Environment and
Heritage & CSIRO Marine Research, Hobart. 94 pp.
Mona, M. H. 1992. Gametogenic cycle of the tube worm Hydroides dirampha
(Polychaeta, Serpulidae) from Lake Timsah (Suez Canal, Egypt). Delta Journal of
Science. 16: 244–261.
Mona, M. H., Eissa, S. H. H., Abdel-Gawad, A. M. & Barbary, M. S. 1994. Ultraestructural
investigation of spermiogenesis in the tube-worm Hydroides dirampha
(Polychaeta, Serpulidae). Journal of the Egyptian German Society of Zoology. 13c:
115–128.
Okolodkov, Y. B., Bastida-Zavala, J. R., Ibáñez, A. L., Chapman, J. W., Suárez-Morales, E.,
Pedroche, F. & Gutiérrez-Mendieta, F. J. 2007. Especies acuáticas no indígenas en
México. Ciencia y Mar. 11(32): 29–67.
Villalobos-Guerrero, T. F., Yáñez-Rivera, B. & Tovar-Hernández, M. A. 2012. Capítulo IV.
Polychaeta. En: Low Pfeng, A. M. & Peters Recagno, E. M. (Eds.). Invertebrados marinos
exóticos en el Pacífico mexicano. Geomare, A. C., INE-SEMARNAT. México. En prensa.
Zibrowius, H. 1971. Les espèces Méditerranéennes du genre Hydroides (Polychaeta
Serpulidae): remarques sur le prétendu polymorphisme de Hydroides uncinata.
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Zibrowius, H. 1994. Introduced invertebrates: examples of success and nuisance in
the European Atlantic and in the Mediterranean. En: Boudouresque, C. F., Briand,
F. & Nolan, C. (Eds.). Introduced species in European coastal waters. Ecosystems
Research Report 8, European Commission. 15309: 44–49.
15
POLYCHAETA
Hydroides elegans (Haswell, 1883)
Distribución
Phylum Annelida Lamarck, 1809
Clase Polychaeta Grube, 1850
Orden Sabellida Latreille, 1825
Familia Serpulidae Rafinesque, 1815
Genero Hydroides Gunnerus, 1768
Nombre común: Pinito elegante del Indo-Pacífico
Hábitat
Puertos contaminados y lagunas costeras de
climas tropicales y templados. Entre algas,
esponjas, gastrópodos, bivalvos, briozoarios,
balanos, braquiuros, tunicados; bajo
rocas; y en sustratos de origen antrópico,
principalmente cascos de embarcaciones
y pilotes de muelle (ten Hove, 1974; BenEliahu & ten Hove, 2011).
Como especie nativa
Sureste de Australia (posible), generalmente se considera especie criptogénica
(ten Hove, 1974).
Como especie exótica en Sinaloa y Pacífico mexicano
Pacífico mexicano: La Paz (Baja California Sur) (Villalobos-Guerrero et al., 2012 y
referencias ahí citadas) y Guaymas (Sonora) (Villalobos-Guerrero, obs. pers.).
Sinaloa: Mazatlán (Villalobos-Guerrero et al., 2012 y referencias ahí citadas) y
Topolobampo (Villalobos-Guerrero, obs. pers.).
Como especie exótica en otras regiones
Sudáfrica, India, Micronesia, Hawái, California (EUA), Golfo de México, mar
Caribe, Brasil, Golfo Pérsico, mar Rojo, mar Mediterráneo y mar del Norte
(Bastida-Zavala, 2008; Ben-Eliahu & ten Hove, 2011).
Diagnosis
Tubícola y solitario; tubo calcáreo, delgado,
frágil con costillas transversales. Cuerpo
mide hasta 14 mm de longitud; tórax y
abdomen color crema. Corona con 11
pares de radiolos; púrpura, con una banda
anaranjada ancha en la parte media.
Opérculo diferenciado en embudo y
verticilo. Embudo con 28–31 radios, puntas
romas. Verticilo con 15 espinas rectas,
aguzadas, con 1–4 espínulas internas y 2–5
pares de espínulas laterales. Collar con setas
bayonetas, lucen 2–4 dientes aguzados,
cortos, hoja distal denticulada; setas
limbadas delgadas. Tórax con setas limbadas
y uncinos tipo serrucho. Abdomen con
63–68 segmentos; setas tipo trompeta en
setígeros anteriores y medios, setas limbadas
largas en posteriores; uncinos tipo serrucho
en setígeros anteriores y posteriores (TovarHernández et al., 2009).
Estructuras diagnósticas de Hydroides elegans. A) Uncinos torácicos, B) setas del
collar, C) setas bayoneta del collar. A-B, modificadas de Tovar-Hernández et al.
(2009); C, modificada de Bastida-Zavala & ten Hove (2003).
16
Mecanismos de introducción
Accidental: Esclerobionte en los cascos de embarcaciones. Su éxito
colonizador está asociado con la descarga de aguas de centrales
eléctricas y su tolerancia a la polución (ten Hove, 1974).
Impacto
Microscopía electrónica de barrido del
opérculo de Hydroides elegans. Modificada
de Tovar-Hernández et al. (2009).
Hydroides elegans es uno de los organismos incrustantes más
problemáticos en las aguas tropicales y templadas del mundo (ten
Hove, 1974). Compite por espacio, alimento y posiblemente por otros
recursos, con otras especies esclerobiontes; es capaz de colonizar una
superficie rápidamente y en elevadas densidades (Unabia & Hadfield,
1999).
El tubo calcáreo permanece adherido en los cascos de las
embarcaciones durante largos periodos, incluso después de haber
muerto el individuo; esto conlleva a invertir sumas significativas para
controlar y prevenir esta y otras especies incrustantes (Alberte et al.,
1992). Además, ha causado pérdidas millonarias en la pesquería de
ostión japonesa.
Biología
Alimentación
Filtra el material orgánico en suspensión. Los adultos se
alimentan de fitoplancton, principalmente diatomeas.
Reproducción
Sexual: Gonocórica (sexos separados) (Carpizo-Ituarte &
Hadfield, 1998) o hermafroditismo protándrico (cf. Kupriyanova
et al., 2001). Gametos liberados en la columna de agua.
Espermatozoides con núcleo esférico. Oocitos miden 45–53
µm de diámetro. Larvas planctotróficas se asientan en 4–5 días
(Carpizo-Ituarte & Hadfield, 1998). Madura y se reproduce en ~3
semanas (Unabia & Hadfield, 1999).
Comentarios
Hydroides elegans ha sido ampliamente confundida con H.
norvegicus en zonas tropicales. La diferencia entre ambas
persiste en las setas bayoneta del collar: Región proximal con
apariencia rasposa en H. elegans; dientes alargados y escasos
en H. norvegicus (ten Hove, 1974).
Fue registrada por primera vez en el Pacífico mexicano con
muestras recolectadas en la bahía de La Paz (Baja California
Sur) en 1991 y detectada recientemente como exótica
(Bastida-Zavala, 2008). Un estudio reciente confirmó su
presencia en el puerto de Mazatlán y Topolobampo. Dado
que se desconoce el estado de las poblaciones en el Golfo de
California, es necesario establecer un programa de monitoreo
(Tovar-Hernández et al., 2009), ya que en otras regiones como
Hong Kong, se han registrado poblaciones de la especie con
abundancias elevadas (>7,500 ind/m2) (Bryan et al., 1998).
Referencias
Alberte, R. S., Snyder, S., Zahuranec, B. J. & Whetstone, M. 1992. Biofouling
research needs for the United States Navy: program history and
goals. Biofouling. 6: 91–95.
Bastida-Zavala, J. R. 2008. Serpulids (Annelida: Polychaeta) from the
Eastern Pacific, including a brief mention of Hawaiian
serpulids. Zootaxa. 1722: 1–61.
Bastida-Zavala, J. R. & Hove, H. A. ten. 2003. Revision of Hydroides
Gunnerus, 1768 (Polychaeta: Serpulidae) from Eastern Pacific
Region and Hawaii. Beaufortia. 48(4): 841–858.
Ben-Eliahu, M. N. & Hove, H. A. ten. 2011. Serpulidae (Annelida:
Polychaeta) from the Suez Canal—From a Lessepsian migration
perspective (a monograph). Zootaxa. 2848: 1–147.
Bryan, P. J., Kreider, J. L. & Qian, P. Y. 1998. Settlement of the serpulid polychaete
Hydroides elegans (Haswell) on the arborescent bryozoan Bugula neritina
(L.): evidence of a chemically mediated relationship. Journal of Experimental
Marine Biology and Ecology. 220: 171–190.
Carpizo-Ituarte, E. & Hadfield, M. G. 1998. Simulation of metamorphosis in the
polychaete Hydroides elegans (Serpulidae). Biological Bulletin. 194: 14–24.
Hove, H. A. ten. 1974. Notes on Hydroides elegans (Haswell, 1883) and Mercierella
enigmatica Fauvel, 1923, alien serpulid polychaetes introduced into the
Netherlands. Bulletin Zoologisch Museum Universiteit van Amsterdam. 4(5):
45–51.
Kupriyanova, E. K., Nishi, E., Hove, H. A. ten & Rzhavsky, A. V. 2001. A review
of life history in serpulimorph polychaetes: ecological and evolutionary
perspectives. Oceanography and Marine Biology: an Annual Review. 39:1–101.
Tovar-Hernández, M. A., Méndez, N. & Villalobos-Guerrero, T. F. 2009. Fouling
polychaete worms from the southern Gulf of California: Sabellidae and
Serpulidae. Systematics and Biodiversity. 7(3): 319–336.
Unabia, C. R. C. & Hadfield, M. G. 1999. Role of bacteria in larval settlement and
metamorphosis of the polychaete Hydroides elegans. Marine Biology. 133:
55–64.
Villalobos-Guerrero, T. F., Yáñez-Rivera, B. & Tovar-Hernández, M. A. 2012.
Capítulo IV. Polychaeta.En: Low Pfeng, A. M. & Peters Recagno, E. M. (Eds.).
Invertebrados marinos exóticos en el Pacífico mexicano. Geomare, A. C., INESEMARNAT. México. En prensa.
17
POLYCHAETA
Hydroides sanctaecrucis Krøyer in Mørch, 1863
Phylum Annelida Lamarck, 1809
Clase Polychaeta Grube, 1850
Orden Sabellida Latreille, 1825
Familia Serpulidae Rafinesque, 1815
Genero Hydroides Gunnerus, 1768
Nombre común: Pinito con tapón de espinas.
Diagnosis
Distribución
Tubícola; tubo calcáreo blanco
con costillas transversales, algunos
con dos costillas longitudinales.
Cuerpo mide hasta 20 mm. Corona
con 16 pares de radiolos. Opérculo
diferenciado en embudo y verticilo.
Embudo con 17–34 radios, puntas
aguzadas. Verticilo con 10–14 espinas
curvas, aguzadas; las dorsales más
grandes que las ventrales. Espinas
con una espínula basal interna y una
externa. Collar con setas capilares y
bayonetas con dos dientes cortos,
romos, y un diente largo aguzado.
Tórax con 6 setígeros; setas limbadas y
uncinos tipo serrucho. Abdomen con
57–149 setígeros; setas tipo trompeta
y uncinos tipo serrucho en setígeros
anteriores y medios; setas capilares
y uncinos tipo raspadores de hielo
en posteriores (Bastida-Zavala & ten
Hove, 2002).
Como especie nativa
Gran Caribe. En Colombia, Guyana Francesa, Florida, Haití, Islas
Vírgenes, Panamá y Puerto Rico (Bastida-Zavala & ten Hove,
2002).
Como especie exótica en Sinaloa y Pacífico mexicano
Pacífico mexicano: La Paz (Baja California Sur), Guaymas (Sonora)
(Villalobos-Guerrero, obs. pers.) y Huatulco (Oaxaca) (VillalobosGuerrero et al., 2012 y referencias ahí citadas).
Sinaloa: Topolobampo (Tovar-Hernández, obs. pers.).
Como especie exótica en otras regiones
Australia, Hawái, Panamá y Singapur (Bastida-Zavala, 2008).
Hábitat
Lagunas costeras, ensenadas y
puertos de climas tropicales. Crece
prósperamente a 18–37 ups. Sobre
rocas, cascos de embarcaciones y
muelles (Bastida-Zavala & ten Hove,
2002, 2003; Lewis et al., 2006).
Estructuras diagnósticas de Hydroides sanctaecrucis. A) Opérculo,
B) espina ventral que muestra la espínula externa, C) seta bayoneta
del collar, D) uncino torácico, E) seta trompeta del abdomen.
Modificadas de Bastida-Zavala & ten Hove (2002).
18
Mecanismo de introducción
Accidental: Esclerobionte en los
cascos de embarcaciones (Lewis et al.,
2006; Bastida-Zavala, 2008).
Impacto
Se desconocen los impactos particulares que esta especie puede tener en la
comunidad. Probablemente altere la biodiversidad local como ocurre con otras
especies exóticas.
No se ha evaluado el impacto económico que puede generar la especies; sin
embargo, se ha establecido y crece significativamente sobre los cascos de las
embarcaciones en regiones tropicales australianas (Lewis et al., 2006). Esto conlleva
a pérdidas relacionadas con el mantenimiento de las estructuras porturias y
embarcaciones afectadas por las incrustaciones tubícolas.
Biología
Alimentación
Filtra el material en suspensión.
Foto: Villalobos-Guerrero, T. F.
Reproducción
Sexual: El hermafroditismo
protándico, con liberación de
gametos en la columna de agua, se
ha documentado en otras especies
del mismo genéro. Espermatozoide
con cabeza esférica. Fecundidad
varía de 600–80,000 óvulos por
hembra. Larvas planctotróficas, el
desarrollo ocurre entre 5–10 días
(Kupriyanova et al., 2001). Óvulos
miden 52 μm de diámetro (Pernet &
Jaeckle, 2004).
Comentarios
Las espínulas externas de las espinas permiten diferenciar fácilmente H.
sanctaecrucis de otras especies del mismo género presentes en Sinaloa. Fue
registrada por primera vez en el Pacífico mexicano con muestras recolectadas en el
puerto de Huatulco (Oaxaca) en 2000 y detectada como exótica más tarde (BastidaZavala & ten Hove, 2003). La construcción del complejo portuario de Huatulco
hace no más de 20 años sugiere una introducción reciente (Bastida-Zavala, 2008).
Posteriormente, un estudio confirmó la presencia de la especie en Topolobampo
(Sinaloa), Guaymas (Sonora) y La Paz (Baja California Sur). Es probable haya
establecido poblaciones en el Pacífico mexicano, debe considerarse en los
monitoreos de invertebrados marinos exóticos.
Referencias
Bastida-Zavala, J. R. & ten Hove, H. A. 2002. Revision of
Hydroides Gunnerus, 1768 (Polychaeta: Serpulidae)
from the Western Atlantic Region. Beaufortia. 52
(9): 103–178.
Bastida-Zavala, J. R. & ten Hove, H. A. 2003. Revision of
Hydroides Gunnerus, 1768 (Polychaeta: Serpulidae)
from the Eastern Pacific Region and Hawaii.
Beaufortia. 53: 67–110.
Bastida-Zavala, J. R. 2008. Serpulids (Annelida:
Polychaeta) from the Eastern Pacific, including
a brief mention of Hawaiian serpulids. Zootaxa.
1722: 1–61.
Kupriyanova, E K., Nishi, E., Hove, H. A. ten & Rzhavsky,
A.V. 2001 Life-history patterns in Serpulimorph
polychaetes: Ecological and evolutionary
perspectives. Oceanography and Marine Biology:
an Annual Review. 39: 1–101.
Lewis, J. A., Watson, C. & ten Hove, H. A. 2006.
Establishment of the Caribbean serpulid tubeworm
Hydroides sanctaecrucis Krøyer [in] Mørch, 1863, in
northern Australia. Biological Invasions. 8: 665–671.
Pernet, B. & Jaeckle, W. B. 2004. Size and organic
content of eggs of marine annelids, and
underestimation of egg energy content by
dichromate oxidation. The Biological Bulletin. 207:
67–71.
Villalobos-Guerrero, T. F., Yáñez-Rivera, B. & TovarHernández, M. A. 2012. Capítulo IV. Polychaeta.
En: Low Pfeng, A. M. & Peters Recagno, E. M.
(Eds.). Invertebrados marinos exóticos en el Pacífico
mexicano. Geomare, A. C., INE-SEMARNAT. México.
En prensa.
19
POLYCHAETA
Polydora websteri Hartman in Loosanoff & Engle, 1943
Phylum Annelida Lamarck, 1809
Clase Polychaeta Grube, 1850
Orden Spionida Fauchald, 1977
Familia Spionidae Grube, 1850
Genero Polydora Bosc, 1802
Nombre común: Gusano ampolla o burbuja de lodo
Diagnosis
Tubo frágil compuesto de sedimento y restos orgánicos
adheridos con mucus. Cuerpo mide hasta 25 mm de largo,
alrededor de 100 setígeros. Prostomio con borde anterior
bífido; carúncula se extiende a la mitad del setígero 3. Palpos
muy largos, borde del surco color negro. Setígero 5 grande
con espinas. Branquias desde el setígero 7, incrementan
gradualmente su tamaño en los siguientes cinco segmentos,
donde presentan su mayor desarrollo, presentes en el resto
del cuerpo excepto en los últimos 15 setígeros. Disco pigidial
delgado y grande. Setígero 1 con lóbulo notopodal elevado, sin
notosetas y neurosetas delgadas. Espinas del setígero 5 falcadas
con borde lateral y setas acompañantes (Hartman in Loosanoff
& Engle, 1943; Blake, 1971; Read, 2010).
Polydora websteri y sus estructuras diagnósticas. A) Prostomio, vista
dorsal; B) palpos (nótese la orilla negra del surco); C) disco pigidial,
vista dorsal; D) seta acompañante (izquierda) y espina (derecha). A,
C-D: modificadas de Radashevsky (1999); B, tomada de Read (2010).
Hábitat
Mecanismo de introducción
Conchas calcáreas de moluscos de
la zona intermareal, particularmente
en especies de ostiones: Crassostrea
virginica (Hartman in Loosanoff &
Engle, 1943), C. gigas y C. glomerata
(Read, 2010).
También, se ha registrado en
muestras de sedimentos con
abundantes restos de conchas (Blake,
1980).
Accidental: Industria acuícola (ostricultura, principalmente de C.
gigas) (Read, 2010).
Distribución
Como especie nativa
Atlántico estadounidense. Descrita para Connecticut, EUA
(Hartman in Loosanoff & Engle, 1943).
Como especie exótica en Sinaloa y Pacífico mexicano
Pacífico mexicano: Sonora y Jalisco (Villalobos-Guerrero et al., 2012
y referencias ahí citadas).
Sinaloa: Topolobampo (Tovar-Hernández, obs. pers.) y Estero de
Urías (Villalobos-Guerrero et al., 2012 y referencias ahí citadas).
Como especie exótica en otras regiones
Los registros sugieren una amplia distribución; sin embargo, es
posible que muchos de éstos correspondan a identificaciones
erróneas dentro del complejo Polydora (Walker, 2011).
Confirmado en Nueva Zelanda en C. gigas (Read, 2010).
20
Impacto
Foto: Tomada de Read (2010).
Las especies del género Polydora afectan a los moluscos
hospederos con diferente magnitud dependiendo del grado
de infestación y condiciones locales; los tubos favorecen
infecciones secundarias por bacterias, las protuberancias en
la concha pueden atrofiar y desprender el músculo aductor,
la pérdida de resistencia de la concha también facilita la
depredación, en la mayoría de los casos las infestaciones
repercuten negativamente en los cultivos comerciales,
incluso provocan una gran mortalidad. Se ha demostrado
que aunque el 100% de los ostiones estén infestados con P.
websteri la mortalidad ocurre sólo con condiciones adversas
(Owen, 1957).
En el país no se han evaluado las pérdidas económicas
que ocasiona P. websteri; sin embargo, se sabe que genera
pérdidas para productores locales. Afecta la apariencia de la
concha y el crecimiento del ostión, provocando problemas de
venta, por lo que la alternativa es la distribución sin concha a
un bajo costo (Gallo-García et al., 2008).
Referencias
Biología
Comentarios
En Australia es considerada como
peste introducida de bajo impacto
y bajo potencial de invasión por el
National Introduced Marine Pest
Information System; no obstante su
presencia no se pudo corroborar en
la revisión reciente por el estado del
material (Walker, 2011).
En el Pacífico mexicano se ha
registrado desde 1943 por Rioja (Blake,
1980). Los registros confirmados
provienen de material recolectado en
localidades de Sonora durante 1966 y
1971 entre briozoarios y conchas.
En Sinaloa, también se ha
documentado a P. websteri como
epifauna de sedimentos lodosos.
Alimentación
Los organismos del género
Polydora son filtradores, capturan
organismos planctónicos con los
palpos. El tamaño de las partículas
de alimento que ingieren depende
de la especie, algunas sólo pueden
consumir de 30–50 µm mientras
que otras ingieren alimento con
más de 600 µm de diámetro.
Reproducción
Sexual: Incuba los embriones
dentro del tubo en capsulas
separadas, con la liberación
posterior de lavas planctotróficas.
La larva se desarrolla rápidamente,
sufre metamorfosis y para
establecerse perfora la concha del
ostión mediante dos mecanismos:
la utilización de las espinas y por
disolución con la secreción de
sustancias ácidas en el mucus;
posteriormente forma sus galerías.
La perforación hasta las capas
nacaradas dura un mes, toda la
calcita particulada es incorporada
al tubo. En laboratorio se ha
observado que si las larvas no
encuentran la concha del molusco
entran en un estado nadador
reptante (Haigler, 1969).
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21
PORIFERA
Halichondria (Halichondria) panicea (Pallas, 1766)
Phylum Porifera Grant, 1836
Clase Demospongiae Bowerbank, 1866
Orden Halichondrida Gray, 1867
Familia Halichondriidae Gray, 1867
Género Halichondria Fleming, 1828
Foto: Bahena-Basave, H.
Mecanismo de introducción
Accidental: Mediante un vector
antropogénico (Erpenbeck et al., 2004).
Diagnosis
Esponja verde o amarillo; incrustante o masiva. Mide
hasta 10 cm de diámetro y 8 cm de altura. Superficie lisa.
Ósculos circulares (5–20 mm de diámetro, 8–10 mm de
altura) y ostiolos circulares (100–250 μm de diámetro)
distribuidos irregularmente. Consistencia dura, difícil
de desprender. Oxas lisas (160–510 μm de largo, 2.5–15
μm de ancho). Esqueleto ectósomico denso, formado
por fibras ascendentes del coanósoma. Esqueleto
coanósomico con haces de espículas desordenadas (70–
150 μm de diámetro) dirigidas hacia el ectósoma.
Espículas de Halichondria (Halichondria) panicea.
Fuente: Aguilar-Camacho, J. M.
Hábitat
Biología
Ambientes marinos y estuarinos. Sobre
sustratos rocosos y estructuras de origen
antrópico.
Reproducción
Sexual: Hermafrodita ovovivípara.
Tiene una larva parenquímula con un
corto periodo de vida en la columna
de agua (Witte & Barthel, 1994).
Distribución
Como especie nativa
Mar Mediterráneo.
Como especie exótica en Sinaloa y Pacífico
mexicano
Pacífico mexicano: Sonora (Aguilar-Camacho,
obs. pers.) y Jalisco (Carballo & AguilarCamacho, 2012).
Sinaloa: Bahía de Mazatlán (Carballo &
Aguilar-Camacho, 2012 y referencias ahí
citadas).
Como especie exótica en otras regiones
Alaska y Santa Bárbara (California) (Carballo &
Aguilar-Camacho, 2012 y referencias ahí citadas).
22
Comentarios
Halichondria (Halichondria) panicea
es una esponja originaria del
Atlántico. Más tarde fue citada en el
Pacífico oriental norte y en el Pacífico
mexicano (Erpenbeck et al., 2004).
Impacto
Es una de las especies más
abundantes de las marinas
estuarinas. De esta manera,
comparte los mismos recursos con
las especies nativas de la zona.
Referencias
Carballo, J. L. & Aguilar-Camacho, J. M. 2012.
Capítulo V. Porifera. En: Low Pfeng, A. M. &
Peters Recagno, E. M. (Eds.). Invertebrados
marinos exóticos en el Pacífico mexicano.
Geomare, A. C., INE-SEMARNAT. México. En
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Carballo, J. L., Vega, C., Cruz-Barraza, J. A., Yáñez, B.,
Nava, H., Ávila, E. & Wilson, M. 2008. Short and
long-term patterns of sponge diversity on rocky
tropical coast: evidence of large structuring
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Perspective. 29: 216–236.
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PORIFERA
Haliclona (Haliclona) turquoisia (de Laubenfels, 1954)
Phylum Porifera Grant, 1836
Clase Demospongiae Bowerbank, 1866
Orden Haplosclerida Topsent, 1928
Suborden Haplosclerina Topsent, 1928
Familia Chalinidae Gray, 1867
Género Haliclona Grant, 1836
Foto: Bahena-Basave, H.
Mecanismo de introducción
Accidental: Mediante un vector
antropogénico.
Tipo y arreglo de las
espículas de Haliclona
(Haliclona) turquoisia. A)
Oxas coanosómicas,
B) esqueleto coanósomico
reticulado, C) esqueleto
coanósomico en especies de
forma reptante, D) esqueleto
ectósomico. Modificada de
Gómez et al. (2002).
Diagnosis
Esponja verde claro u oscuro; incrustante, reptante o en forma de cojincillo. Mide hasta
3 cm de longitud y 1.5 cm de altura. Superficie lisa al tacto. Ósculos circulares en forma
de chimenea (0.5–6 mm de diámetro, 1 mm de altura) y ostiolos circulares (60–250 μm
de diámetro) distribuidos uniformemente. Consistencia quebradiza. Oxas curvadas o
en forma de estilo. Esqueleto ectósomico como red tangencial uniespicular isotrópica,
espículas que forman mallas triangulares y cuadrangulares. Esqueleto coanósomico
como red isodictal, fibras primarias pauciespiculares (de 2 a 3 espículas) y secundarias
uniespiculares formando mallas triangulares, rectangulares o cuadrangulares.
Impacto
Es una de las especies más abundantes en
la bahía de Mazatlán (Carballo et al., 2008)
y en el Pacífico mexicano. De esta manera,
comparte los mismos recursos con las
especies nativas de la zona.
Comentarios
Haliclona (Haliclona) turquoisia se ha
establecido exitosamente en el Pacífico
mexicano (Gómez et al., 2002).
Referencias
Hábitat
Ambientes marinos, estuarinos y
lagunas costeras. Sobre sustratos
rocosos y estructuras de origen
antrópico (Gómez et al., 2002).
Biología
Reproducción
Sexual: Hermafrodita vivípara. Al
igual que el resto de las Chalinidae, la
larva es parenquímula ciliada con un
periodo corto de vida en la columna
de agua (Maldonado & Riesgo, 2008).
Distribución
Como especie nativa
Pacífico centro occidental. Fue descrita para Palaos, al norte de Papúa Nueva Guinea.
Como especie exótica en Sinaloa y Pacífico mexicano
Pacífico mexicano: Guerrero, Michoacán, Colima, Nayarit, Sonora y Baja California
Sur (Carballo & Aguilar-Camacho, 2012 y referencias ahí citadas).
Sinaloa: Topolobampo, isla Venados y bahía de Mazatlán (Carballo & AguilarCamacho, 2012 y referencias ahí citadas).
Como especie exótica en otras regiones
Sin registros.
Carballo, J. L. & Aguilar-Camacho, J. M. 2012.
Capítulo V. Porifera. En: Low Pfeng, A. M. &
Peters Recagno, E. M. (Eds.). Invertebrados
marinos exóticos en el Pacífico mexicano.
Geomare, A. C., INE-SEMARNAT. México. En
prensa.
Carballo, J. L., Vega, C., Cruz-Barraza, J. A., Yáñez,
B., Nava, H., Ávila, E. & Wilson, M. 2008.
Short and long-term patterns of sponge
diversity on rocky tropical coast: evidence of
large structuring factors. Marine Ecology an
Evolutionary Perspective. 29: 216–236.
Gómez, P., Carballo, J. L., Vázquez, L. E. & Cruz, J.
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Mexico. Proceedings of the Biological Society of
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reproducción. Societat Catalana de Biologia,
Barcelona, Spain. 29–49.
23
PORIFERA
Haliclona (Reniera) tubifera (George & Wilson, 1919)
Foto: Bahena-Basave, H.
Phylum Porifera Grant, 1836
Clase Demospongiae Bowerbank, 1866
Orden Haplosclerida Topsent, 1928
Suborden Haplosclerina Topsent, 1928
Familia Chalinidae Gray, 1867
Género Haliclona Grant, 1836
Hábitat
Ambientes marinos, estuarinos y
lagunas costeras. Sobre sustratos
rocosos y estructuras de origen
antrópico (Carballo et al., 2008).
Diagnosis
Esponja rosa; masiva o a manera de cojincillo. Mide hasta 6 cm de
diámetro y 5 cm de espesor. Superficie lisa o espinosa. Ósculos
circulares en forma de volcanes (1–2.5 cm de diámetro, 3–4 cm de
altura) y ostiolos circulares (200–600 μm de diámetro) distribuidos
irregularmente. Consistencia quebradiza, se desprende fácilmente.
Oxas curvadas con puntas asimétricas (95–125 μm de largo,
2.5–5 μm de ancho). Esqueleto ectósomico como red tangencial,
isotrópica uniespicular. Esqueleto coanósomico como red isodictal
escalonada, fibras primarias y secundarias uniespiculares. Retículo
delimitando espacios coanósomicos (100–120 μm de diámetro).
Mecanismo de introducción
Accidental: Mediante un vector antropogénico a través del
canal de Panamá; sin embargo, es indispensable un análisis
molecular para corroborarlo.
Impacto
Es una de las especies más abundante en la bahía de
Mazatlán (Carballo et al., 2008). De esta manera comparte
los mismos recursos con las especies nativas de la zona.
Referencias
Tipo y arreglo de espículas en Haliclona (Reniera)
tubifera. A) Oxas lisas fusiformes, B) esqueleto
ectósomico, C) esqueleto coanósomico. Modificadas
de van Soest (1980).
Distribución
Como especie nativa
Gran Caribe.
Como especie exótica en Sinaloa y
Pacífico mexicano
Pacífico mexicano: Sonora, Jalisco, Oaxaca
(Aguilar-Camacho, obs. pers.) y
Guerrero (Carballo & Aguilar-Camacho,
2012).
Sinaloa: Topolobampo (AguilarCamacho, obs. pers.), Isla Venados y
Mazatlán (Carballo & Aguilar-Camacho,
2012 y referencias ahí citadas).
24
Como especie exótica en otras regiones
Sin registros.
Biología
Reproducción
Sexual: Hermafrodita vivípara. Al
igual que el resto de las Chalinidae, la
larva es parenquímula ciliada con un
periodo corto de vida en la columna
de agua (Maldonado & Riesgo, 2008).
Comentarios
Haliclona (Reniera) tubifera fue
descrita en el Caribe y es considerada
una de las especies más comunes
de esa región (van Soest, 1980). La
especie se ha registrado en varias
localidades del Pacífico mexicano.
Un estudio reciente corroboró su
presencia en Topolobampo, Sinaloa.
Carballo, J. L. & Aguilar-Camacho, J. M. 2012.
Capítulo V. Porifera. En: Low Pfeng, A. M. & Peters
Recagno, E. M. (Eds.). Invertebrados marinos
exóticos en el Pacífico mexicano. Geomare, A. C.,
INE-SEMARNAT. México. En prensa.
Carballo, J. L., Vega, C., Cruz-Barraza, J. A., Yáñez, B.,
Nava, H., Ávila, E. & Wilson, M. 2008. Short and
long-term patterns of sponge diversity on rocky
tropical coast: evidence of large structuring
factors. Marine Ecology an Evolutionary Perspective.
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PORIFERA
Lissodendoryx (Waldoschmittia) schmidti (Ridley, 1884)
Phylum Porifera Grant, 1836
Orden Poecilosclerida Topsent, 1928
Suborden Myxillina Hajdu, Van Soest &
Hooper, 1994
Familia Coelosphaeridae Hentschel, 1923
Género Lissodendoryx Topsent, 1892
Hábitat
Mecanismo de introducción
Sobre estructuras artificiales y rocas.
Accidental: Mediante un vector
antropogénico.
Diagnosis
Impacto
Esponja naranja fuerte; incrustante o
de forma lobulada. Mide hasta 17 cm
de largo y 4 cm de altura. Superficie
rugosa y áspera. Ósculos circulares
(2–7 mm de diámetro, 1.5–2.1 cm
de altura) y ostiolos circulares (1–2
mm de diámetro) distribuidos
uniformemente. Consistencia
quebradiza y mucosa. Oxas lisas
(160–225 μm de largo, 2.5–15 μm de
ancho), tilotes (180–205 μm de largo,
2.5–10 μm de ancho), microscleras
isoquelas arqueadas (15–35 μm de
largo) y sigmas en forma de C o S (10–
25 μm de largo). Esqueleto ectósomico
formado por haces multiespiculares
que se colocan tangencialmente a la
superficie. Microscleras dispersas sin
arreglo. Esqueleto coanósomico como
red isodictal de fibras multiespiculares,
interconectado por fibras secundarias
multiespiculares.
Es una de las especies más abundante en
la bahía de Acapulco (Aguilar-Camacho,
obs. pers.), donde comparte los mismos
recursos con las especies endémicas de
la zona.
Distribución
Como especie nativa
Indo-Pacífico.
Como especie exótica en Sinaloa y
Pacífico mexicano
Pacífico mexicano: Baja California Sur
(Aguilar-Camacho, obs. pers.) y
Guerrero (Carballo & Aguilar-Camacho,
2012).
Sinaloa: Isla Pájaros e isla Lobos,
Mazatlán (Carballo & Aguilar-Camacho,
2012 y referencias ahí citadas).
Como especie exótica en otras regiones
Panamá (de Laubenfels, 1936), Hawái
(de Laubenfels, 1950), mar Rojo (Lévi,
1958) y mar Mediterráneo (Zenetos et
al., 2010).
Referencias
Espículas de Lissodendoryx (Waldoschmittia)
schmidti. A) Oxa coanosómica, B) tilote liso,
C) isoquelas arqueadas, D) sigmas en forma
de “S”, E) sigma en forma de “C”. Modificadas
de Laubenfels (1936).
Biología
Reproducción
Sexual: Hermafrodita vivípara. Al igual
que el resto de las Poecilosclerida,
la larva es parenquímula no ciliada
con un periodo corto de vida en
la columna de agua (Maldonado &
Riesgo, 2008).
Comentarios
Lissodendoryx (Waldoschmittia)
schmidti es originaria del Indo-Pacífico.
Más tarde, se registró en Panamá
(de Laubenfels, 1936), Hawaii (de
Laubenfels, 1950) y México (Green &
Gómez, 1986).
Carballo, J. L. & Aguilar-Camacho, J. M. 2012. Capítulo V.
Porifera. En: Low Pfeng, A. M. & Peters Recagno, E.
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Martín, G., Giangrande, A., Katağan, T., Ballesteros, E.,
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25
PORIFERA
Suberites aurantiaca (Duchassaing & Michelotti, 1864)
Phylum Porifera Grant, 1836
Clase Demospongiae Bowerbank, 1866
Orden Hadromerida Topsent, 1894
Familia Suberitidae Schmidt, 1870
Género Suberites Nardo, 1833
Hábitat
Ambientes estuarinos. Sobre sustratos
rocosos y estructuras de origen
antrópico (Carballo et al., 2004).
Diagnosis
Esponja naranja, amarillo o verde; masiva, lobulada o en forma
de cojincillo. Mide hasta 12 cm de diámetro y 10 cm de espesor.
Superficie irregularmente lisa. Ósculos circulares (1–5 cm de
diámetro) y ostiolos circulares (100–250 μm de diámetro)
distribuidos uniformemente. Consistencia firme y difícil de
desprender. Tilóstilos lisos, con cabeza pronunciada, en dos
tamaños: 1) 400–850 μm de largo y 5–20 μm ancho; 2) 100–350
μm de largo y 2.5–10 μm de ancho. Esqueleto ectósomico como
empalizada de tilóstilos dispuestos tangencialmente. Esqueleto
coanósomico como red confusa, formado por haces ascendentes
radiales (30–100 μm de diámetro) en dirección hacia el ectósoma.
Mecanismo de introducción
Accidental: Mediante un vector antropogénico.
Impacto
Es una de las especies más abundantes en los esteros en el
Pacífico mexicano (Carballo et al., 2004). Por lo cual comparte
los recursos con especies endémicas.
Referencias
Espículas de Suberites
aurantiaca. Tilóstilos de dos
tamaños. Modificada de
DeFelice et al. (2001).
Distribución
Biología
Como especie nativa
Gran Caribe (Duchassaing & Michelotti, 1864).
Reproducción
Sexual: Gonocórica o
hermafrodita (ovípara o
vivípara) al igual que el
resto de las Suberitiidae.
Se desconoce el tipo
de larva que presentan
(Maldonado & Riesgo,
2008).
Tolera amplios cambios de
salinidad y temperatura,
así como, periodos largos
de desecación (Carballo et
al., 2004).
Como especie exótica en Sinaloa y Pacífico mexicano
Pacífico mexicano: Baja California Sur, Jalisco, Colima
(Carballo & Aguilar-Camacho, 2012 y referencias ahí
citadas) y Sonora (Aguilar-Camacho, obs. pers.).
Sinaloa: Topolobampo (Aguilar-Camacho, obs. pers.)
y Estero de Urías (Carballo & Aguilar-Camacho, 2012 y
referencias ahí citadas).
Como especie exótica en otras regiones
Hawái (deFelice et al., 2001).
Comentarios
26
Suberites aurantiaca fue descrita en el Gran Caribe y es
una de las especies más comunes de esa región (Rûtzler
& Smith, 1993). La especie se ha registrado en varios
esteros del Pacífico mexicano. Un estudio reciente
corroboró su presencia en Topolobampo, Sinaloa.
Carballo, J. L. & Aguilar-Camacho, J. M. 2012. Capítulo
V. Porifera. En: Low Pfeng, A. M. & Peters Recagno,
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Pacífico mexicano. Geomare, A. C., INE-SEMARNAT.
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TUNICATA
Botrylloides violaceus Oka, 1927
Phylum Chordata Bateson, 1885
Subphylum Tunicata Lamarck, 1816
Clase Ascidiacea Nielsen, 1995
Orden Stolidobranchia Lahille, 1887
Familia Styelidae Sluiter, 1895
Género Botrylloides Milne-Edwars, 1841
Nombres comunes: Tapete anaranjado, chorros de mar en cadenas.
Fotos: Bahena-Basave, H.
Diagnosis
Colonial, forma tapetes planos muy visibles (Lambert & Lambert, 1998). Color
anaranjado, amarillo, rojo, púrpura o marrón, ocasionalmente café o violáceo;
zooides dentro de una colonia del mismo color. Colonias alcanzan hasta 30 cm
de diámetro. Túnica blanda, fácil de despegar del sustrato. Con 10–11 hileras
de estigmas; segunda hilera incompleta en ambos lados. Zooides ovalados o
en forma de gota, miden 1–2 mm; organizados en grupos alongados llamados
sistemas dentro de una matriz firme, generalmente de color claro. Sistemas
ovalados o en formas serpenteantes, ramificados, en doble fila o en cadenas.
Tronco de la larva mide 1 mm y presenta 24–32 ámpulas laterales. Larvas
incubadas en un saco separado que se nutre con el sistema vascular (Saito et al.,
1981; Lambert & Lambert, 2003).
Estructuras diagnósticas de Botrylloides violaceus. A) Parte de una colonia, B) zooide, C-D)
larvas, E) embriones en diferente estado de desarrollo. Modificadas de Tokioka, 1967 (A) y
Saito et al., 1981(B-E).
Hábitat
Ambientes marinos, estuarinos y portuarios. Crece en una variedad de superficies,
incluyendo muelles, cascos de embarcaciones, boyas, cuerdas y pilotes; debajo
de rocas, hojas de pastos marinos (Zostera marina) y algas; encima de mejillones,
percebes, briozoarios y ascidias solitarias. Reside en intervalos de salinidad por
encima de 26–34 ppt y en temperaturas de 8–25°C (Cohen, 2005).
27
TUNICATA
Botrylloides violaceus Oka, 1927
Distribución
Como especie nativa
Japón (Saito et al., 1981).
Como especie exótica en Sinaloa y Pacífico mexicano
Pacífico mexicano: La Paz (Baja California Sur), Guaymas (Sonora) (Tovar-Hernández, obs.
pers.) y Puerto Vallarta (Jalisco) (Tovar-Hernández, 2012 y referencias ahí citadas).
Sinaloa: Puente Maviri, islas Verdes y Estero El Bichi (Topolobampo); puerto de Mazatlán
(Tovar-Hernández, 2012 y referencias ahí citadas).
Como especie exótica en otras regiones
En ambas costas de Norte América (Carver et al., 2006), Australia, Italia, Inglaterra,
Irlanda y Holanda (Zaniolo et al., 1998; Gittenberger 2007; Minchin 2007; PérezPortela et al., 2009).
28
Comentarios
Mecanismo de introducción
Diferencias entre Botrylloides diegensis (nativa para
el Pacífico sudcaliforniano) y la ascidia introducida B.
violaceus radican en la coloración de los zooides y en
la morfología larvaria. La primera especie presenta:
Un anillo brillante blanco o amarillo alrededor de la
apertura oral, zooides oscuros, y una larva pequeña
con ocho ámpulas incubadas en el zooide; mientras
que en B. violaceus, los zooides son color anaranjado,
púrpura, lavanda, rojo o café y la larva es grande (1.2 mm
de diámetro) con 24–32 ámpulas que se incuban en la
túnica (Lambert & Lambert, 2003).
Accidental: Industria acuícola (stocks de moluscos),
esclerobionte en los cascos de embarcaciones y, en menor
grado, por agua de lastre (Dijkstra et al., 2007).
Natural: Deriva de partes fragmentadas de colonias (Carver
et al., 2006) y como epibionte de crustáceos de gran talla
(Bernier et al., 2009).
Fotos: Bahena-Basave, H.
Impacto
Acuicultura de ostión
Botrylloides violaceus cubre el sustrato
disponible y limita la disponibilidad
de alimento del ostión, dificultando
su cultivo (Carver et al., 2006). En
Sinaloa, no se ha cuantificado el
impacto económico de la ascidia en
la acuicultura pero existe un impacto
directo en los costos de labor, ya que los
acuicultores deben invertir un mayor
tiempo para retirar las ascidias de las
charolas de siembra.
Industria portuaria, naviera y pesquera
Crece sobre los cascos de las
embarcaciones y, junto con otros
organismos esclerobiontes (balanos,
poliquetos y moluscos, entre otros),
favorece la corrosión de los sustratos
metálicos, ocasionando pérdidas
económicas a la industria portuaria,
a la industria naviera y a la industria
pesquera. Las embarcaciones deben
ser sometidas frecuentemente a
limpieza para retirar la biota incrustada
en los cascos y dar mantenimiento
con pintura contra-incrustantes. De
no hacerse, las embarcaciones: a)
Reducen la velocidad de navegación
y retardan el arribo al destino (se
hacen pesadas las embarcaciones, se
aumenta el consumo de combustible
y el desgaste de la maquinaria, y se
dificulta la realización de maniobras
de emergencia); b) se obstruyen las
tuberías; y c) generalmente causan
corrosión en los sustratos metálicos.
Desafortunadamente, no existe una
estimación del impacto económico
que causan estos organismos a las
embarcaciones y estructuras portuarias
del Golfo de California (TovarHernández & Yáñez-Rivera, 2012).
Ambiente
En ecosistemas naturales la ascidia
presenta sobrecrecimiento, compite con
especies nativas y puede ser dominante
en las comunidades bénticas de la zona
de intermarea (Berman et al., 1992).
Agrupaciones de Botrylloides violaceus
envolviendo al poliqueto tubícola invasor
Branchiomma bairdi.
Biología
Alimentación
Filtra el material en suspensión
mediante bombeo. Los zooides
aspiran agua por medio del sifón
oral y pasa a un saco que ocupa la
mayoría del interior del zooide. El
saco presenta estigmas dispuestos
en 10–12 hileras horizontales.
Mientras el agua pasa a través de
los estigmas, el zooide captura
partículas de alimento y absorbe
oxígeno (Cohen, 2005).
Reproducción
Sexual: Huevos incubados en
bolsas (un huevo por bolsa y una
o dos bolsas por zooide). Larva
con forma de renacuajo, cuando
son liberadas de la colonia, pasan
menos de un día en la columna
de agua antes de adherirse a un
sustrato firme (Cohen, 2005).
Referencias
Berman, J., Harris, L., Lambert, W., Buttrick, M. & Dufresne,
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IX. Ficha técnica y análisis de riesgo de Branchiomma
bairdi (McIntosh, 1885) (Polychaeta: Sabellidae).
En: Low Pfeng, A. M. & Peters Recagno, E. M. (Eds.).
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29
TUNICATA
Botryllus schlosseri (Pallas, 1766)
Phylum Chordata Bateson, 1885
Subphylum Tunicata Lamarck, 1816
Clase Ascidiacea Nielsen, 1995
Orden Stolidobranchia Lahille, 1887
Familia Styelidae Sluiter, 1895
Género Botryllus Gaertner, 1774
Nombre común: Tapete estrellado
Mecanismo de introducción
Accidental (posible): Esclerobionte en los cascos de embarcaciones o industria
acuícola (ostrícola: Crassostrea virginica y Crassostrea gigas) (Cohen, 2005).
Distribución
Como especie nativa
Europa (Abbott et al., 2007).
Como especie exótica en Sinaloa y
Pacífico mexicano
Pacífico mexicano: Guaymas (Sonora) y
La Paz (Baja California Sur) (TovarHernández, obs. pers.).
Sinaloa: Topolobampo (TovarHernández, obs. pers.).
Como especie exótica en otras
regiones
Canadá, costa Este y Oeste de
Norteamérica, Golfo de México,
Argentina, Japón, Hong Kong,
Australia, Tasmania y Nueva Zelanda
(Cohen, 2005).
Estructuras diagnósticas de Botryllus schlosseri. A) Parte de una colonia donde los zooides
están arreglados en sistemas de forma oval o estrellada, B) larva, C) zooide maduro.
Modificada de Boyd et al. (1990).
Diagnosis
Colonial, forma tapetes de 3–4 mm de grosor y hasta 10 cm de extensión. Sistemas con
zooides dispuestos en formas circulares, ovaladas o estrelladas; cada sistema mide 5–10
mm de diámetro y tiene hasta 20 zooides. Zooides miden 2–5 mm de longitud, con
forma ovalada o de gota; todos de un sólo color, ya sea anaranjado, amarillo, rojo, blanco,
verde grisáceo, púrpura, gris oscuro, negro, o ciertas combinaciones entre estos colores.
Zooides de un sistema comparten la apertura cloacal. Redes de vasos sanguíneos
transparentes, corren a través de la matriz y con numerosas terminaciones pigmentadas
entre los sistemas y alrededor de los bordes de la colonia (Boyd et al., 1990).
Hábitat
30
Ambientes marinos y portuarios. Crece en una variedad de superficies,
incluyendo muelles, cascos de embarcaciones, boyas, cuerdas y pilotes;
debajo de rocas; encima de mejillones, ascidias solitarias, algas y pastos
marinos (Zostera marina) (Boyd et al., 1990; Lambert & Lambert, 1998, 2003).
Impacto
Fotos: Cohen, A.
Botryllus schlosseri puede crecer encima de otros organismos filtradores
incrustantes y competir con ellos por alimento, como con Botrylloides violaceus
(perteneciente a la misma familia) en la bahía de Monterey (Boyd et al., 1990).
Es un organismo incrustante indeseado en cascos de embarcaciones, y puede
crecer encima de ostiones y mejillones cultivados, incrementando los costos
de producción de estos moluscos (Cohen, 2005). Entre sus más importantes
competidores destacan los balanos y mejillones (Harms & Anger, 1983) y otras
especies de ascidias coloniales incrustantes (Schmidt & Warner, 1986).
Biología
Alimentación
Filtra el material en suspensión mediante bombeo. Los zooides aspiran agua por
medio del sifón oral con 16 tentáculos pequeños y pasa a un saco que ocupa la
mayoría del interior del zooide. El saco presenta estigmas distribuidos en filas
horizontales que tienen de 8–12 agujeros. Mientras el agua pasa a través de los
estigmas, el zooide captura las partículas de alimento y absorbe oxígeno. El agua
abandona el organismo por un sifón atrial hacia un espacio central común que
recibe el agua de todos los zooides del sistema (Cohen, 2005).
Reproducción
Asexual: Gemación. Ocurre en sincronía y casi semanalmente para incrementar el
tamaño de la colonia hasta que esta alcanza un tamaño suficiente para reproducirse
sexualmente (Chadwick-Furman & Weissman, 1995).
Sexual: Hermafrodita. Gametos masculinos liberados en la columna de agua y
después succionados por el sifón oral de las colonias vecinas; fertilización interna
(Phillippi et al., 2004). Colonias maduran en 1–2 meses y se reproducen en primavera
y principios de verano. Requiere temperaturas de 11°C y una salinidad de >25 ppt
(Boyd et al., 1986) para reproducirse. Periodo reproductivo dura hasta 10 semanas.
Cada colonia produce hasta 8,000 óvulos. Huevos retenidos dentro de la colonia.
Larva con forma de renacuajo, al ser liberada, se adhiere a una superficie firme
en menos de un día. Larva establecida se transforma en un zooide junto a otros
brotes para formar una colonia. Colonias crecen exponencialmente como juveniles,
teniendo hasta 1,400 zooides en 69 días (Chadwick-Furman & Weissman, 1995).
Comentarios
Botryllus tuberatus es una especie registrada para la costa del Pacífico, aunque rara vez
vista. Diferencias entre esta especie y B. schlosseri radican en el tamaño del zooide, la
cantidad de estigmas y la forma del sifón atrial. Botryllus tuberatus presenta: zooides
pequeños (1 mm de longitud), cuatro filas de estigmas y un sifón atrial que termina en
forma de tubo (Cohen, 2005); mientras que en B. violaceus, los zooides más grandes
(2–5 mm de longitud), más de cuatro filas de estigmas y un sifón atrial que termina en
una apertura típica (Boyd et al., 1990). En las especies del género Botryllus, los zooides
se acomodan en sistemas de forma circular, ovalada o en forma estrellada, mientras
que las especies del género Botrylloides, los sistemas son más alargados, algunas
veces se presentan como óvalos largos pero generalmente con forma serpenteante
en doble fila que ocasionalmente se ramifica (Cohen, 2005).
No existen registros de B. schlosseri en el Pacífico mexicano (Tovar-Hernández,
2012). Sin embargo, un estudio reciente confirmó su presencia en varias localidades
del Golfo de California, incluyendo el puerto de Topolobampo en Sinaloa (TovarHernández, obs. pers.).
Referencias
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Invertebrados marinos exóticos en el Pacífico mexicano.
Geomare, A. C., INE-SEMARNAT. México. En prensa.
31
Foto: Bahena-Basave, H.
Referencias
Distribución
Como especie nativa
Criptogénica (Rocha & Bonnet, 2009).
Como especie exótica en Sinaloa y Pacífico mexicano
Pacífico mexicano: La Paz (Baja California Sur), Guaymas (Sonora) (Tovar-Hernández,
obs. pers.) y Puerto Vallarta (Jalisco) (Tovar-Hernández, 2012 y referencias ahí citadas).
Sinaloa: Puerto de Topolobampo (Tovar-Hernández, obs. pers.).
Como especie exótica en otras regiones
En el Indo-Pacífico, Atlántico occidental central y Pacífico oriental central. Pacífico
de Costa Rica y Panamá, Bermuda, Caribe, Brasil, Francia, Azores, Sierra Leona, Golfo
Arábigo, Ghana, Sudáfrica, Madagascar, India, Japón, Filipinas, Australia, Nueva
Caledonia, Polinesia francesa, Guam y Hawaii (Rocha & Bonnet, 2009; Carman et al.,
2011; Tamilselvi et al., 2011).
Impacto
Biología
Desconocido.
Alimentación y reproducción
Desconocidas.
Comentarios
En el Caribe, L. fragile está en simbiosis con cianobacterias del género Prochloron, con
Acaryochloris marina y con Candidatus acaryochloris bahamiensis (Kott et al., 1984;
Cox, 1986; López-Legentil et al., 2011).
No existen registros de L. fragile en el Golfo de California (Tovar-Hernández, 2012). Sin
embargo, un estudio reciente confirmó su presencia en varias localidades de dicha
ecorregión, incluyendo el puerto de Topolobampo en Sinaloa (Tovar-Hernández, obs.
pers.).
Carman, M. R., Bullard, S. G., Rocha, R. S., Lambert,
G., Dijkstra, J. A., Roper, J. J., Goodwin, A.,
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33
TUNICATA
Polyclinum constellatum Savigny, 1816
Phylum Chordata Bateson, 1885
Subphylum Tunicata Lamarck, 1816
Clase Ascidiacea Nielsen, 1995
Orden Aplousobranchia Lahille, 1887
Familia Polyclinidae Milne-Edwards, 1842
Nombre común: Papa de mar
Foto: Rendón, S.
Mecanismo de introducción
Accidental: Esclerobionte en los cascos
de embarcaciones (Rocha & Costa, 2005;
Tovar-Hernández et al., 2010).
Diagnosis
Colonial, redonda u oval con 3–4 cm de diámetro, aunque
alcanza hasta 16 cm. Color café, púrpura, verde oscuro o marrón.
Consistencia gelatinosa, sin arena u otras partículas adheridas
en la superficie. Zona de adhesión al sustrato limitada. Zooides
miden 5–6 mm de largo, 32 tentáculos en arreglo regular. Sacos
branquiales con 14–18 hileras de estigmas. Vasos transversales
con papilas diminutas, dispuestos a lo largo de los vasos de
manera regular. Intestino da una vuelta debajo del estómago.
Recto largo, se extiende aproximadamente hasta la mitad del
tórax donde termina en una apertura de seis lóbulos. Aperturas
cloacales comunes, pequeñas, redondas u ovales, dispuestas
azarosamente en la superficie de la colonia (1 cm de distancia
entre cada una) (Van Name, 1945).
Distribución
Como especie nativa
Desconocida (Carman et al., 2011).
Como especie exótica en Sinaloa y Pacífico mexicano
Pacífico mexicano: La Paz (Baja California Sur), Guaymas y San
Carlos (Sonora) (Tovar-Hernández, obs. pers.).
Sinaloa: Topolobampo (Tovar-Hernández, obs. pers.) y Estero
de Urías (Tovar-Hernández, 2012 y referencias ahí citadas).
Como especie exótica en otras regiones
Hong Kong (Huang, 2003), Polinesia francesa (Monniot et al.,
1985), Hawaii (Ooishi, 1994), Texas (Lambert et al., 2005), Brasil
(Rocha & Costa, 2005), ambos litorales del canal de Panamá
(Carman et al., 2011) y Guam (Shenkar & Swalla, 2011).
Foto: Bahena-Basave, H.
Estructuras
diagnósticas
de Polyclinum
constellatum. A)
Zooide, B) superficie
de la colonia.
Modificadas de Van
Name (1945).
Hábitat
34
Ambientes marinos, estuarinos y portuarios. En sustratos artificiales (boyas metálicas
de navegación, cuerdas, pilotes de muelles, muelles flotantes) y en granjas acuícolas
(Monniot & Monniot, 1987; Rocha et al., 2009; Tovar-Hernández et al., 2010).
Extracción de Polyclinum constellatum por un
acuicultor en una granja de ostión del Pacífico.
Impacto
Desconocido. Sin embargo, la papa de mar presenta un copépodo endoparásito exótico
(Haplostomides hawaiiensis) (Tovar-Hernández et al., 2010) que posiblemente infeste
otras ascidias nativas del Golfo de California. En esta misma región, P. constellatum se
asocia con el gusano tubícola invasor Branchiomma bairdi, el cual se incrusta entre los
espacios de las colonias de la ascidia. Por otra parte, se ha percibido un impacto directo
en los costos de labor en la acuicultura de ostión, ya que los trabajadores invierten
mayor esfuerzo y tiempo para retirar las ascidias de las conchas del ostión para su
comercialización, así como de las charolas de siembra. Además, las embarcaciones
y boyas de señalización deben ser sometidas frecuentemente a limpieza para retirar
la biota incrustada, entre ella la ascidia papa. Esto genera costos en mano de obra,
traslado de las estructuras a dique seco, así como en la compra de pinturas contraincrustantes (Tovar-Hernández, 2012).
Foto: Bahena-Basave, H.
Biología
Alimentación y
reproducción
Desconocidas.
Agrupación de la
papa de mar
(Polyclinum
constellatum)
luciendo diferentes
pigmentaciones.
Colonias adheridas a
un cabo sumergido.
Comentarios
Fue detectada por primera vez en el Pacífico mexicano en 2010 para el Estero de Urías
(Sinaloa) (Tovar-Hernández et al., 2010); no obstante, los primeros registros provienen
de muestreos realizados en el mismo sitio a partir de marzo de 2008 y hasta la fecha.
Recientemente, se confirmó su presencia en varias localidades del Golfo de California,
incluyendo el puerto de Topolobampo en Sinaloa (Tovar-Hernández, obs. pers.).
Referencias
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ascidians. Bulletin of the American Museum of
Natural History. 84: 1–476.
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Foto: Shih-Wei.
Comentarios
Distribución
Como especie nativa
Asia (Abbott et al., 2007).
Como especie exótica en Sinaloa y Pacífico mexicano
Pacífico mexicano: Puerto Vallarta (Jalisco) y Puerto Ángel (Oaxaca)
(Tovar-Hernández, 2012 y referencias ahí citadas).
Sinaloa: Isla Talchichitle (Navolato), Estero de Urías, islas Lobos y
Venados (Mazatlán), y puerto de Mazatlán (Tovar-Hernández,
2012 y referencias ahí citadas).
Como especie exótica en otras regiones
Sur de California, EUA (Lambert & Lambert, 1998, 2003), Brasil
(Rocha & Bonet, 2009), Costa Rica (Pacífico) y ambos lados del
canal de Panamá (Carman et al., 2011), Guam, India (Shenkar &
Swalla, 2011).
Mecanismo de introducción
Accidental: Esclerobionte en los cascos de embarcaciones
(Lambert & Lambert, 1998; Salgado-Barragán et al., 2004).
Impacto
No existe información sobre los impactos económicos reales
o percibidos, o de aquellos impactos en la biota nativa y en el
ecosistema (Tovar-Hernández, 2012).
Se ha sugerido que la especie podría competir por espacio
y alimento con otras especies nativas en el Estero de Urías
(Sinaloa); no obstante, es necesario efectuar estudios para
conocer la fauna y entender los impactos locales por especies
exóticas (Salgado-Barragán et al., 2004).
Styela canopus se diferencia de su congenérica S.
clava, por presentar las siguientes características:
mide hasta 3 cm de largo, tiene forma ovoide a
globular, textura suave, color rojizo-pardo, dos
gónadas por lado y carece de pedúnculo. En
contraste, S. clava mide entre 8–12 cm de largo,
tiene forma de bate o de garrote, cuenta con un
pedúnculo que se adhiere a la superficie, y su textura
es arrugada, frecuentemente con muchos baches y
presenta 2–5 gónadas en el lardo izquierdo y 4–9 en
el derecho.
Styela canopus fue detectada por primera vez en el
Pacífico mexicano en 2004 para el Estero de Urías
(Sinaloa); los registros provienen de muestreos
realizados en el mismo sitio a partir de mayo de 1993
(Salgado-Barragán et al., 2004). Recientemente, no
se encontró en el Golfo de California durante un
estudio destinado a la detección de invertebrados
marinos exóticos (Tovar-Hernández, obs. pers.); sin
embargo, es importante incluirla en los monitoreos
de organismos no nativos.
Referencias
Abbott, D. P., Lambert C. C. & Lambert, G. 2007. Ascidacea. En: Carlton, J.
(Ed.). The Light and Smith Manual. Intertidal invertebrates from Central
California to Oregon. 4 ed. University of California Press, Berkeley, Los
Angeles, London. 949–964.
Carman, M. R., Bullard, S. G., Rocha, R. M., Lambert, G., Dijkstra, J. A., Roper,
J. J., Goodwin, A., Carman, M. M. & Vail, L. M. 2011. Ascidians at the
Pacific and Atlantic entrances to the Panama Canal. Proceedings of
the 3rd International Invasive Sea Squirt Conference, Woods Hole,
USA, 26–28 April 2010. Aquatic Invasions. 6(4): 371–380.
Lambert, C. C. & Lambert, G. 1998. Non-indigenous ascidians in southern
California harbors and marinas. Marine Biology. 130: 675–688.
Lambert, C. C. & Lambert, G. 2003. Persistence and differential
distribution of nonindigenous ascidians in harbors of the Southern
California Bight. Marine Ecology Progress Series. 259: 145–161.
Millar, R. H. 1971. The biology of ascidians. Advanced Marine Biology. 9:
1–100.
Rocha, R. M. & Bonnet, N. Y. K. 2009. Ascídias (Tunicata, Ascidiacea)
introduzidas no Arquipélago de Alcatrazes, São Paulo. Iheringia, Série
Zoologia. 99(1): 27–35.
Salgado-Barragán, J., Méndez, N. & Toledano-Granados, A. 2004.
Ficopomatus miamiensis (Polychaeta: Serpulidae) and Styela canopus
(Ascidiacea: Styelidae), non-native species in Urías estuary, SE Gulf of
California, México. Cahiers de Biologie Marine. 45: 167–173.
Shenkar, N. & Swalla, B. J. 2011. Global Diversity of Ascidiacea. PLoS ONE
6(6): e20657.
Tovar-Hernández, M. A. 2012. Capítulo VI. Tunicata. En: Low Pfeng, A.
M. & Peters Recagno, E. M. (Eds.). Invertebrados marinos exóticos en
el Pacífico mexicano. Geomare, A. C., INE-SEMARNAT. México. En
prensa.
Van Name, W. G. 1945. The North American Ascidians. Bulletin of the
American Museum of Natural History. 48: 1–476.
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GUÍA DE PROCEDIMIENTOS EN SISTEMAS DE PRODUCCIÓN ACUÍCOLA
DE SINALOA PARA LA DETECCIÓN TEMPRANA DE ESPECIES EXÓTICAS
La guía de procedimientos para la
detección temprana de especies
exóticas que se presenta (Figura 1)
fue planificada para el sector acuícola (granjas ostrícolas y camaronícolas). El papel del Comité Estatal
de Sanidad Acuícola de Sinaloa (CESASIN) en la red es imprescindible,
porque es el órgano encargado de
reportar la situación sanitaria del
estado de manera oportuna y con la
profundidad necesaria para tomar la
mejor decisión de manejo para una
región en particular; además, es el
principal enlace entre los acuicultores y el gobierno estatal y federal.
El CESASIN al ser un organismo auxiliar de la Secretaría de Agricultura,
Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca
y Alimentación (SAGARPA), a través
del Servicio Nacional de Sanidad,
Inocuidad y Calidad Agroalimentaria (SENASICA), que en coordinación
con la Comisión Nacional de Acuacultura y Pesca (CONAPESCA) y el
Gobierno del Estado de Sinaloa, es
responsable del establecimiento
de campañas sanitarias contra patologías en camarón, peces y moluscos bivalvos. Su objetivo principal
es detectar, prevenir y controlar
la dispersión de enfermedades de
alto impacto en la acuicultura de
camarón y peces, pero dada la relevancia de las especies exóticas en
los sistemas de producción, se espera que en un futuro inmediato éstas
sean también prioridad para el CESASIN por el riesgo que representan
para la acuicultura.
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Bajo este esquema, Geomare, A. C., trabajará coordinadamente con el
CESASIN para lograr la participación de los involucrados en la iniciativa:
acuicultores, taxónomos especialistas y representantes de gobierno
(estatal y federal).
El entrenamiento que brindará Geomare, A. C., a los diferentes grupos
sociales fue planificado para que la iniciativa sea sostenible en los años
posteriores al tiempo de vida del proyecto financiado por el Servicio
de Pesca y Vida Silvestre de Estados Unidos. Su diseño permite que se
pueda hacer una evaluación y seguimiento de sus actividades a través
del uso que le den los diferentes usuarios a la guía de procedimientos:
a) el número de avisos, b) el grupo social o sector que emita el aviso,
c) las fotografías y el número de muestras enviadas a Geomare, A. C.,
para corroborar la identificación de los invertebrados, d) la emisión de
alertas de nuevas detecciones o posibles introducciones de especies
exóticas y, e) la distribución en la red de información técnica y científica
por parte del gobierno federal, así como centros de investigación sobre especies exóticas en México y en Sinaloa. Sin embargo, es necesario
consolidar el apoyo del gobierno estatal para garantizar la persistencia
del programa a largo plazo. Así como, para lograr un marco legal que
establezca la normatividad, de tal manera que la participación en la detección de especies exóticas sea regulada y no se encuentre limitada a
la participación discrecional.
Figura 1. Guía de procedimientos para la detección temprana de especies
exóticas en sistemas de producción acuícola en Sinaloa.
Fecha de recolecta
(Indicar mes con letra)
Nombre de la granja
Ubicación dentro de la granja
Ubicación geográfica
(Indicar latitud y longitud)
Salinidad
Temperatura
Tipo de muestra
(Indicar si es poliqueto, molusco, esponja, ascidia, briozoo u otro)
Tipo de sustrato
(Indicar si es madera, cemento, arena,
u otro)
Envío de muestras a Geomare,
A. C., para corroborar la identificación de las especies
En las granjas camaronícolas se revisan las compuertas, los canales
de entrada y de salida, así como
las charolas de inspección para
hacer un muestreo selectivo. Por
su parte, en las granjas ostrícolas
se revisan las charolas de cultivo,
los costales de maduración y las
conchas de ostión.
Las muestras seleccionadas se
recolectan manualmente o mediante el raspado de la superficie
con una espátula, procurando
que sean representativas, es decir,
sólo tomar algunos de los organismos que mejor describan la
muestra. Las muestras se colocan
en dos recipientes de plástico con
tapas de rosca. Una de ellas se fija
con formol comercial al 10% y la
otra con alcohol 96°. Las muestras
se deben etiquetar correctamente
(Tabla 1), de preferencia con papel
albanene grueso y rotuladas con
lápiz o tinta a prueba de alcohol.
Además, se recomienda el envío
de fotografías de los organismos
en vivo así como el registro de la
temperatura y salinidad del agua,
y la posición geográfica.
Recolector
Tabla 1. Formato para la elaboración de etiquetas
Foto: Bahena-Basave, H.
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GLOSARIO
(Adaptado para el uso de esta guía)
Carúncula: Lóbulo sensorial que se extiende en el prostomio
(cabeza) de algunas familias de poliquetos como Spionidae,
Amphinomidae y Chrysopetalidae.
Espícula: Estructura constituida de sílice o carbonato de calcio que forma parte del esqueleto de las esponjas y algunas
ascidias.
Coanosoma: Región interna de la esponja conformada por
las cámaras de coanocitos (células con proyecciones que
generan las corrientes de agua en el sistema acuífero).
Estigma: Hendiduras en la pared de la faringe dispuestas en
hileras horizontales, que corren longitudinal y transversalmente, por lo que tienen un aspecto de malla.
Ectosoma: Región externa de la esponja, consiste en una
membrana dérmica y espacios.
Estílodo: Proyección lateral de un radiolo, generalmente más
larga que ancha, en forma de correa o lengüeta.
Embudo: Parte basal del opérculo, en forma de cono; presenta una serie de proyecciones llamadas radios.
Fouling: Crecimiento no deseado de organismos en estructuras sumergidas (cascos de embarcaciones, boyas, cabos,
pilotes de muelles).
Esclerobionte: Organismos marinos asociados a cualquier
tipo de sustrato duro. Véase fouling.
Especie criptogénica: Especie cuyo origen es desconocido.
Especie exótica (introducida, no nativa, no autóctona): Especie que se establece fuera de su área natural (pasada o actual)
y de dispersión potencial (fuera del área que ocupa de manera natural o que no podría ocupar sin la directa o indirecta
introducción o cuidado humano) e incluye cualquier parte,
gameto o propágulo de dicha especie que puede sobrevivir
y reproducirse.
Especie exótica invasora: Es aquella especie o población
que no es nativa, que se encuentra fuera de su ámbito de distribución natural, que es capaz de sobrevivir, reproducirse y
establecerse en hábitat y ecosistemas naturales y que amenazan la diversidad biológica nativa, la economía y la salud
pública.
Especie nativa (autóctona): Especie, subespecie o taxón inferior, que ocurre dentro de su área natural y de dispersión
potencial; es decir, dentro del área que ocupa de manera
natural o puede ocupar sin la directa o indirecta introducción
o cuidado humano.
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Incrustante: Véase fouling.
Isodictal: Estructura esquelética de la esponja con las espículas y/o fibras ordenadas en un patrón triangular.
Isoquela: Espícula microesclera con el eje curvo y extremos
recurvadas o como placas de anclaje.
Larva parenquímula: Larva de las esponjas; sólida, elíptica
y ciliada.
Microsclera: Espícula que refuerza el esqueleto, generalmente pequeña y ornamentada.
Notópodo: Lóbulo dorsal que se proyecta del parápodo.
Notosetas: Setas dorsales del parápodo; surgen del notópodo.
Neurópodo: Lóbulo ventral que se proyecta del parápodo.
Neurosetas: Setas ventrales del parápodo; surgen del
neurópodo.
Opérculo: Extremo del radiolo modificado, que funciona
como tapón cuando el poliqueto se retrae en su tubo. Común
en los miembros de la familia Serpulidae.
Ósculo: Orificio exhalante grande y conspicuo que presentan
las esponjas.
Ostiolo: Poro pequeño e inconspicuo, por el cual entra el
agua a la esponja.
Oxa: Espícula lisa con extremos similares y puntiagudos.
Palpo: Proyección sensorial del prostomio (cabeza) o del
primer segmento, siempre en pares. En los poliquetos espiónidos, por lo general, son muy alargados.
Parápodo: Apéndices laterales en cada segmento de los poliquetos (uno a cada lado) del segmento, de ahí se proyectan
las setas. Generalmente Constituido dividido en dos lóbulos:
notópodo y neurópodo. En los poliquetos tubícolas, los parápodos están reducidos (no se proyectan).
Pauciespicular: Fibras en el esqueleto de la esponja sin
espículas.
Pedúnculo: Es el sostén o base del opérculo, se encuentra inserto igual que los demás radiolos y la unión con el opérculo
puede presentar una constricción o no.
Prostomio: Región del extremo anterior de los poliquetos
(cabeza). Generalmente, presenta apéndices sensoriales
como antenas, carúncula, palpos, ojos; aunque en los poliquetos tubícolas como las especies de las familias Sabellidae
y Serpulidae, es muy reducido y sin apéndices.
Pigidio: Región del extremo posterior de los poliquetos. Presenta el ano y, en ocasiones, cirros, papilas y otras estructuras.
Radiolo: Filamento branquial que en conjunto conforman la
corona branquial de los poliquetos sabélidos y serpúlidos.
Red tangencial: Estructura de una esponja que se puede desprender fácilmente.
Rutas de introducción: El conjunto de vías y procesos por
los que se transporta una especie de la región de donde es
nativa a una área a la cual no llegaría por dispersión natural.
Seta: Estructura de quitina y proteína, que emerge del
parápodo.
Sifón atrial: Orificio que exhala el agua contenida en la cavidad atrial de las ascidias.
Sifón oral: Orificio que inhala o bombea agua del exterior al
interior de las ascidias.
Sigma: Espícula microesclera con forma de “C” o “S”.
Tilote: Espícula con un sólo eje y las dos extremidades con
punta redondeada (como hisopo).
Túnica: Capa externa del cuerpo de las ascidias; se encuentra por encima de la epidermis. Característica de estos
organismos.
Uncino: Seta profundamente embebida; en la superficie únicamente se observa la superficie multidentada, la base generalmente es plana. Se encuentran arreglados en hileras.
Verticilo: Parte distal del opérculo. Sostiene una serie
de espinas arregladas en círculo, en ocasiones presentan
pequeñas proyecciones laterales o en la cara interna llamadas espínulas.
Vector de introducción: Mecanismo por el cual se transporta la especie exótica, e.g. cascos de embarcaciones, aguas de
lastre, bivalvos, entre otros.
Zooide: Cada uno de los organismos de un briozoario o ascidia coloniales. En las ascidias suelen estar conectados mediante estolones relativamente largos (e.g. Botrylloides) o compartir un mismo sifón atrial (e.g. Botryllus).
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Foto: Bahena-Basave, H.