Microbiologia i parasitologia

PROGRAMA DE FORMACIÓN ESPECIALIZADA
HOSPITAL UNIVERSITARI VALL D’HEBRON
Aprobado en Comisión de Docencia el 14 de junio de 2007
Introducción
El Hospital Universitari Vall d’Hebron está acreditado para la formación de dos residentes
por año en la Unidad Docente de Microbiología. El núcleo de la unidad docente lo forma el
Servicio de Microbiología, con la participación de los Servicios de Pediatría, Cuidados
Intensivos, Patología infecciosa y Atención Primaria
Tutores de Residentes
Dra. Ana Mª Planes
Dra. Teresa Tórtola
Jefe de Servicio de Microbiologia
Dr. Guillem Prats Pastor
Programa oficial
Orden SCO/3256/2006 de 2 de octubre (BOE 21 de octubre de 2006)
Los orígenes de la microbiología están íntimamente ligados al estudio de los
microorganismos productores de enfermedades infecciosas. Esta tradición, iniciada a
mediados del siglo XIX, sigue manteniendo plenamente su vigencia. En la actualidad el
estudio de los microorganismos directa o indirectamente relacionados con las
enfermedades humanas es uno de los campos más activos de la Microbiología, pero no
será hasta 1960 cuando se establezca como una especialidad sanitaria. La especialidad
de MYP surge para resolver los problemas de patogenia, diagnóstico, terapéutica y
epidemiológicos que plantean las infecciones.
En los últimos años la especialidad ha registrado un extraordinario desarrollo científico y
tecnológico con las técnicas moleculares y por las nuevas necesidades planteadas por
las infecciones oportunistas, las infecciones emergentes, el fenómeno de las
resistencias a los antimicrobianos, la guerra biológica y el bioterrorismo, los cambios
demográficos , el cambio climático y la globalización.
2
Denominación oficial de la especialidad
Microbiología y Parasitología (MYP):
Duración: 4 años.
Licenciaturas previas: Medicina, Farmacia, Biología, Química y Bioquímica.
Definición de la especialidad
Definición de la especialidad Según la Comisión Nacional de especialidades médicas
cuyo programa ha sido publicado en el BOE el sábado 21 de octubre del 2006.
La especialidad de Microbiología y Parasitología estudia los microorganismos que
interrelacionan con el hombre y la naturaleza de dicha relación que, en ocasiones, se
traduce en una enfermedad infecciosa.
La especialidad de Microbiología y Parasitología no sólo ha de considerar el estudio de
los microorganismos que producen enfermedades al hombre, sino que también debe
ocuparse de los microorganismos que forman parte de la microbiota comensal, por la
trascendencia que dichos agentes pueden tener en el equilibriode los diversos nichos
ecológicos, por sus efectos beneficiosos en la fisiología humana, y por su potencial
patógeno.
Las aplicaciones de la Microbiología y Parasitología al diagnóstico, tratamiento y
profilaxis de las enfermedades infecciosas en los humanos son el objeto de estudio de la
Microbiología Clínica.
El hombre enfermo, portador o especialmente susceptible a la infección es el sujeto
central de la actuación del facultativo especialista en Microbiología y Parasitología para
su diagnóstico, orientación terapéutica, estudio epidemiológico y actuaciones
preventivas. Su actividad se centra en el Laboratorio de Microbiología, cuya tecnología y
métodos de trabajo son diferentes de los demás laboratorios de diagnóstico y se
proyecta hacia la clínica desde la orientación diagnóstica del paciente, obtención de las
muestras adecuadas para el diagnóstico, hasta las medidas de tratamiento y control de
la infección.
Dado que la infección se presenta en el ámbito de actuación de múltiples
especialidades, el especialista en Microbiología y Parasitología, debe mantener una
estrecha colaboración con todas ellas. Esta colaboración es esencial con todas las
especialidades en las que la infección sea una parte sustancial de su quehacer como
Medicina Interna, Pediatría, Cuidados Intensivos, Oncología, Hematología, así como con
las correspondientes de ámbito extrahospitalario.
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Objetivos de la formación
El programa trata de formar un perfil de especialista en Microbiología y Parasitología
capaz de:
a) Implicarse como facultativo especialista en el diagnóstico y tratamiento del
paciente y en la prevención de las infecciones.
b) Conocer el fundamento científico del diagnóstico de laboratorio, elaborar
protocolos de diagnóstico.
c) Planificar, dirigir y gestionar un laboratorio de Microbiología y Parasitología.
d) Participar con el máximo nivel de responsabilidad en el control y prevención de la
infección hospitalaria y comunitaria.
e) Proponer una política de uso racional de los antimicrobianos.
f)
Colaborar con los Sistemas de Vigilancia Epidemiológica y de Salud Pública.
g) Participar en los Programas de Formación de especialistas en Microbiología y
Parasitología y de otros especialistas en los aspectos de la infección, su
diagnóstico, tratamiento y prevención.
h) Conocer profundamente la metodología científica y desarrollar programas de
investigación dentro de la Microbiología y Parasitología.
i)
Mantener en el tiempo un nivel de conocimientos adecuado y actualizado, a
través de la formación continuada.
j)
Trabajar en equipo.
k) Emitir opiniones expertas dentro de su especialidad.
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Programa de Rotaciones
El tiempo de rotación, usualmente, oscila entre 2 y 4 meses en la diferentes unidades del
Servicio de Microbiología. Este periodo puede ser modificado según las necesidades de
cada residente y su licenciatura (ver tabla 10).
Residente 1
Rotación general preparatoria para las guardias
Unidad de Urocultivos y de infecciones genitales
Unidad de Hemocultivos y infecciones relacionadas con catéteres (IRC)
Unidad de Cultivos Generales y Anaerobios
Unidad de Respiratorio
Residente 2
Unidad de Coprocultivos
Unidad de Parasitología
Unidad de Identificaciones y Antibiogramas (epidemiología)
Unidad de Micobacterias
Unidad de Serología
Residente 3
Unidad de VIH
Unidad de Biología Molecular
Unidad de Virología
Unidad de Micología
Unidad de Microbiología Ambiental y Alimentaria
Área de Medicina Intensiva (Hospital General)
Servicio de Pediatría (Infecciosas)
Residente 4
Servicio de Patología Infecciosa
Unidad de Hepatitis (laboratorios clínicos)
Centro de Atención Primaria
Unidad de Preparación de medios y material
Actualización en nuevas técnicas diagnósticas.
Investigación y/o revisión de las unidades
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Grado de autonomía y responsabilidad
Al final de cada rotación el residente tiene que poder demostrar los conocimientos y
habilidades que se detallan en cada una de ellas con los siguientes niveles de autonomía
y responsabilidad:
Autonomía
Responsabilidad
1
1
1
1
1
1
1
1
Residente 2
Unidad de Coprocultivos
Unidad de Parasitología
Unidad de Identificaciones y Antibiogramas
Unidad de Micobacterias
Unidad de Serología
1
2
1
2
1
1
2
1
2
1
Residente 3
Unidad de VIH
Unidad de Biología Molecular
Unidad de Virologia
Unidad de Micologia
Unidad de Microbiologia Ambiental y Alimentaria
Área de Medicina Intensiva (Hospital General)
Servicio de Pediatria (Infecciosas)
1
2
2
2
2
3
3
1
2
2
2
2
3
3
2
2
1
1
2
2
1
1
3
3
Residente 1
Rotación general preparatoria para las guardias
Unidad de Urocultivos y de Infecciones Genitales
Unidad de Hemocultivos y IRC
Unidad de Cultivos Generales y Anaerobios
Unidad de Respiratorio
Residente 4
Servicio de Patología Infecciosa
Unidad de Hepatitis (laboratorios clínicos)
Centro de Atención Primaria
Unidad de Preparación de medios y material
Actualización en nuevas técnicas diagnósticas.
Investigación y/o revisión de las unidades
IRC = Infección relacionada con catéter
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Autonomía:
Nivel 1: Habilidades que los facultativos residentes practican durante la formación
y en las que adquieren autonomía completa para su realización.
Nivel 2: Habilidades que los facultativos residentes practican durante su formación
aunque no necesariamente lleguen a ser autónomos para su realización.
Nivel 3: Habilidades que requieren un periodo de formación adicional una vez
finalizada la formación general.
Responsabilidad:
Nivel 1: Actividades realizadas directamente por el residente sin necesidad de
supervisión directa.
Nivel 2: Actividades realizadas directamente por el residente bajo la supervisión
directa del tutor o del facultativo responsable.
Nivel 3. Actividades realizadas por facultativos del laboratorio y en las que
residente participa u observa.
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Objetivos específicos para cada una de las rotaciones
Programa formativo de residentes
Se informa al residente de la existencia de una guía. Esta guía se sigue en las diferentes
secciones y se recomienda al residente su uso.
Actividades formativas comunes
Principios básicos de seguridad biológica
La finalidad es familiarizar al residente con las normas básicas para trabajar
correctamente con microorganismos potencialmente patógenos. Se utilizan las normas de
máxima seguridad correspondientes a los laboratorios de niveles 1, 2 y 3, incluyendo las
normas de eliminación de residuos.
Unidad de Hemocultivos
En el periodo de formación en hemocultivos el residente ha de alcanzar unos objetivos
conceptuales y otros técnicos.
A) Objetivos conceptuales
Conceptos que el residente debe utilizar como guía para estudiar y ampliar los diferentes
apartados que en el se detallan.
a) Bacteriemia y/o sepsis
1. Conceptos generales: primaria, secundaria, recurrente. Según el lugar de
adquisición: (extrahospitalaria; nosocomial), o vía de transmisión (horizontal;
transmisión vertical). Tipos de bacteriemia (transitoria; continua; intermitente).
Intensidad de la bacteriemia.
2. Factores a tener en cuenta:
• Enfermedad de base.
Factores predisponentes: estado inmunitario;
manipulaciones; material protésico; cirugía previa antimicrobianos previos.
• Cuadros clínicos. Foco de sepsis.
• Complicaciones. Tratamiento (según etiología).
3. Concepto y características del hemocultivo
4. Principales indicaciones de los hemocultivos
Ante un síndrome febril prolongado o grave >38,5º C (puede haber hipotermia en
niños y ancianos). Estado de shock no explicado por causas hemodinámicas.
Presencia de leucocitosis, leucopenia o trombopenia no relacionada con un
procesos hematológicos. Antes del tratamiento antibiótico. Según el tipo de
bacteriemia.
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5. Número de hemocultivos a realizar por bacteriemia
Magnitud de la bacteriemia (adultos, niños). Cuantos en 24 horas e intervalo entre
ellos.
6. Técnica de extracción de la sangre para la realización de un hemocultivo
Es preciso conocer con detalle los siguientes puntos:: asepsia de la piel. Volumen de
la sangre a cultivar (niños, adultos). Dilución de la sangre. Anticoagulantes
apropiados (SPS). Orden de inoculación de los medios.
7. Sepsis según el agente causal
Correlación clínico microbiológica. Sepsis primaria y oportunista.
8. Valoración de los microorganismos
Microorganismos de difícil valoración. Criterios interpretativos.
9. Grandes síndromes para estudiar:
9.1. Endocarditis infecciosa (EI):
Tipos: sobre válvula nativa y/o protésica (precoz, tardía); adicto a drogas por
vía parenteral. Circunstancias predisponentes: locales y generales.
Causas determinantes o puerta de entrada. Agentes causales según el tipo
de EI.
Diagnóstico y tratamiento
9.2. Brucelosis
9.3. Tifoidea
9.4. Sepsis memingocócica.
9.5. Osteomielitis
b) Técnicas de hemocultivos
1. Tipos de técnica
Cualitativa; semicuantitativa y cuantitativa.
2. Sistemas automáticos:
Características, manejo, ventajas y limitaciones de los sistemas automáticos de
hemocultivos.
3. Características de los medios de cultivo utilizados.
Composición; atmósfera; factores de crecimiento; presencia de resinas y otros
factores.
4. Periodo de incubación y seguimiento de los hemocultivos
Tiempo de incubación de los medios según orientación diagnóstica. Temperatura y
atmósfera de incubación. Subcultivos. Signos de positividad.
Medios de cultivo a sembrar según la tinción de Gram.
5. Técnicas de cultivo especiales:
Hay microorganismos que circulan por la sangre y no crecen en los medios usuales:
leptospiras; leishmanias; micobacterias; bartonelas; micoplasmas; virus; hongos.
c) Infecciones relacionadas con el catéter (IRC)
Diagnóstico de las infecciones relacionadas con el/los catéteres.
1. Etiopatogenia
2. Definiciones de las distintas formas de IRC
3. Tipo de catéter
4. Lugar de inserción
5. Diagnóstico microbiológico
5.1. Actitud no conservadora: (técnica de Maki; Cleri y Bruisson; otras...)
9
5.2 Actitud conservadora: hemocultivos cuantitativos; frotis superficiales)
6. Etiología de les infecciones relacionadas con el catéter
7. Identificación de los agentes causales de la IRC
B) Objetivos técnicos
En el período de 3 meses que es la duración de la rotación por hemocultivos adquirirá los
conocimientos técnicos para poder diagnosticar una bacteriemia y/o sepsis así como una
fungemia. Por tanto en este periodo realizará personalmente las técnicas necesarias para
alcanzar los objetivos.
Dentro de los objetivos hay el aprendizaje de la utilización del microscopio. Realizará un
mínimo de les siguientes pruebas del laboratorio (tabla 1 y 2). La práctica de guardias del
residente hará que los objetivos descritos se incrementen en número.
Tabla 1. Objetivos técnicos del residente en la unidad de hemocultivos
Objetivo técnico
Pinchar y subcultivar con las normas de seguridad y asepsia los
hemocultivos positivos
Aprendes a hacer la tinción de Gram
Leer interpretar la tinción de Gram de los hemocultivos positivos
Mínimo de pruebas*
200
200
1000
Leer y valorar los subcultivos de los hemocultivos positivos
500
Hacer las pruebas bioquímicas para identificar una bacteria
50
Interpretar los resultados obtenidos de las pruebas bioquímicas,
adquiriendo los conocimientos para identificar a nivel de género y
en la mayoría de casos de especie de los microorganismos más
frecuentes
Estafilococo
100
Estreptococo
50
Enterobacterias 50
Otros
Hacer antibiogramas
50
50
Aprender a hacer hemocultivos cuantitativos así como su lectura e
interpretación
100
Informar al clínico responsable del paciente con hemocultivos
positivos así como ayudar a valorar el resultado obtenido según la
patología del paciente
100
* En el periodo de 3 meses de formación del primer año de residencia
10
Tabla 2. Objetivos técnicos del residente para diagnosticar una IRC
Objetivo técnico
Mínimo de pruebas*
Realizar la técnica de Maki
50
Leer e interpretar el cultivo de catéter.
100
Valorar los resultados de los cultivos de catéter y relacionarlos con
el hemocultivo
100
* En el periodo de 3 meses de formación del primer año de residencia
Unidad de respiratorio
Introducción
En la Unidad de Respiratorio se procesan las muestras procedentes del aparato
respiratorio, investigando bacterias habituales (no micobacterias) y hongos filamentosos.
Las infecciones respiratorias constituyen en la actualidad un problema de salud pública a
tener en cuenta, ya que colapsan tanto la asistencia primaria como la hospitalaria, dando
lugar a una gran presión asistencial y a un importante gasto sanitario. Por este motivo un
correcto diagnóstico microbiológico es esencial para un abordaje clínico correcto
A) Objetivos conceptuales
•
•
•
Concepto de microorganismo colonizante, potencialmente patógeno y
primariamente patógeno en vías respiratorias. Es extraordinariamente difícil poder
asegurar el papel patógeno de las bacterias y/o hongos aislados en muestras
respiratorias, con la excepción de microorganismos primariamente patógenos
como Legionella, Bordetella y Corynebacterium diphtheriae. Microorganismos
como Streptococcus pneumoniae, que es el principal agente etiológico de la
neumonía de la comunidad, pertenecen a la flora normal de la cavidad orofaringea.
También Haemophilus influenzae y Moraxella catarrhalis
constituyen
microorganismos de gran importancia clínica en la EPOC. Los bacilos
gramnegativos y Staphylococcus aureus, son agentes implicados en la neumonía
intrahospitalaria, pero pueden también colonizar la cavidad orofaringea.
Finalmente los hongos filamentosos y las levaduras, tienen gran importancia en el
paciente inmunodeprimido, pero también pueden ser simplemente colonizantes.
Zonas habitualmente estériles: solamente se podrá asegurar el papel patógeno de
un microorganismo oportunista, cuando el aislamiento se produce en una muestra
estéril como el liquido pleural o la biopsia y/o punción pulmonar.
Infecciones de vías respiratorias altas (rinitis, sinusitis, faringoamigdalitis ): suelen
ser provocadas por virus y en algunos casos se produce la sobreinfección
11
bacteriana. Estreptococo betahemolítico del grupo A o Streptococcus pyogenes,
produce gran morbilidad en la faringoamigdalitis, tanto del niño como del adulto.
• Infecciones de vias respiratorias bajas: traqueitis, bronquitis, neumonía, empiema,
absceso pulmonar. La neumonía produce una alta tasa de morbilidad y es la
principal causa de mortalidad en el anciano.
Dificultad en la valoración de la correlación clínica-microbiológica: tal como se
comenta anteriormente, es difícil en la mayoría de infecciones respiratorias, filiar
de una forma concluyente el agente etiológico responsable del cuadro clínico.
• Grupos específicos de riesgo (inmunodeprimidos, EPOC, bronquiectasias, fibrosis
quística): en estos pacientes el número de microorganismos aislados, así como el
tipo de microorganismo, tiene un papel fundamental, ya que aunque en una
primera instancia puede representar un agente colonizante, con posterioridad
puede estar implicado en el cuadro clínico del paciente.
Nociones de terapéutica: antimicrobiana más indicada según agente etiológico y
cuadro clínico del paciente.
Profilaxis: vacuna antineumocócica, vacuna de la tos ferina, vacuna antidiftérica,
vacuna para Haemophilus influenzae tipo b, vacuna antigripal. Medidas de control
de la infección respiratoria comunitaria y nosocomial.
B) Objetivos técnicos
1. Recogida de muestra.
Las muestras procesadas son secreciones de vías respiratorias altas (exudado oral,
exudado nasal, frotis faringoamigdalar, exudado sinusal) y muestras de vías respiratorias
bajas (esputo, aspirado traqueobronquial, lavado broncoalveolar, cepillado bronquial,
liquido pleural, biopsia y/o punción pulmonar). Dependiendo del tipo de muestra, la
recogida se realiza en escobillón o en un recipiente estéril.
Los métodos de procesamiento de cada tipo de muestra y/o microorganismo implicado en
la infección respiratoria, no siempre son especificados por el clínico en la petición que
llega al laboratorio de Microbiología, por lo que tiene gran importancia enseñar al
Residente el procesamiento microbiológico adecuado atendiendo a distintos parámetros
que constan en la petición o que en su defecto deben ser consultados con el clínico para
tomar la decisión más correcta.
2. Diagnóstico de los microorganismos implicados en la infección respiratoria
•
Examen microscópico
- Tinción de Gram.
Control de cualidad de las muestras de esputo, aspirado traqueobronquial (criterios de
Murray y Washington) y lavado broncoalveolar.
Visualización de los microorganismos.
Gram de las colonias de las placas y caldos de cultivo.
- Examen en fresco.
- Inmunofluorescencia.
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Tiempo mínimo de dedicación del Residente: 270 horas / 3 meses.
• Lectura de los cultivos
Tiempo de incubación de cada una de las muestras.
Cultivo cuantitativo.
Correlación de la positividad entre el cultivo en las placas y en el caldo.
Valoración microbiológica.
Resiembra.
Tiempo mínimo de dedicación del Residente: 320 horas / 3 meses.
• Lectura de las identificaciones.
Pruebas de “screening “: optoquina, plasmocoagulasa, Dnasa, látex, cloruro sódico, bilisesculina, etc.
Seria corta de identificación de enterobacterias
Serotipado de Bordetella spp.
Pruebas bioquímicas para la identificación de Bordetella pertussis y Legionella spp.
Tiempo mínimo de dedicación del Residente: 150 horas / 3 meses.
3. Información al clínico
Gram urgente de las muestras de esputo, aspirado traqueobronquial, lavado
broncoalveolar, liquido pleural.
Consultas telefónicas por parte del clínico, de los pacientes a los cuales se les ha
procesado una o más muestras: significación clínico-microbiológica, identificación de los
microorganismos, sensibilidades.
Tiempo mínimo de dedicación del Residente: 125 horas / 3 meses
El Residente tiene que dedicar un tiempo importante al estudio de las infecciones
respiratorias y de los microorganismos implicados, utilizando para ello la bibliografía más
adecuada, siendo orientado por el adjunto. También tiene que conocer las ventajas e
inconvenientes de las técnicas diagnósticas empleadas y su significado según el cuadro
clínico del paciente. Asimismo tiene que aprender la labor de los técnicos de laboratorio
(preparación de los medios de cultivo, soluciones y colorantes, reactivos, numeración y
siembra de las muestras, entrada al ordenador de los resultados microbiológicos, etc.).
Finalmente, tendrá que conocer y aplicar los conceptos de control de calidad diagnóstica y
seguridad en el manejo de microorganismos patógenos y muestras.
Cuando la permanencia del Residente en la Unidad de Respiratorio supere un periodo de
dos meses, deberá asumir tareas y tomar decisiones siempre bajo la tutela del Adjunto,
para ir adquiriendo seguridad y responsabilidad en el ejercicio de su carrera profesional.
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Unidad de Cultivos Generales
A) Objetivos conceptuales:
•
•
•
•
•
•
•
Infección vs colonización: flora normal y flora potencialmente patógena
El objetivo es enseñar a distinguir entre la flora normal de las distintas
localizaciones anatómicas y las especies que pueden ser causantes de infección.
Características del huésped
El alumno aprende a valorar la importancia que tienen las características del
huésped para el desarrollo de determinadas infecciones
Microorganismos aerobios, anaerobios y microaerófilos; mecanismos de
patogenicidad
Se introducen paulatinamente los distintos géneros y especies de interés en clínica
clasificados en grupos de acuerdo con su tolerancia respecto al oxígeno. Se insiste
especialmente en los distintos mecanismos de patogenicidad.
Cultivo: medios de enriquecimiento, selectivos, líquidos y sólidos; incubación
El tema de los medios de cultivo se aborda desde su preparación en el laboratorio.
Se analiza su composición, insistiendo en la finalidad de los distintos componentes
de los mismos y las ventajas que ofrecen para el aislamiento de distintos grupos
de microorganismos. Se comentan sus aplicaciones y las distintas condiciones de
incubación. Otros temas tratados son la conservación de los medios y el control
de calidad y de caducidad de los mismos.
Examen microscópico: microscopio, tinciones
Se exponen los fundamentos del microscopio de luz blanca y se familiariza al
residente con su utilización. Simultáneamente se introducen los distintos métodos
de tinción empleados en la sección.
Diagnóstico microbiológico: toma de muestra, recogida, desinfección, muestra
idónea, muestra única o múltiple
Dada la importante repercusión de la calidad de una muestra en el resultado de un
análisis microbiológico se enseñan al residente los criterios para seleccionar la
muestra idónea en cada caso, las formas de obtención de los distintos tipos de
muestra, así como las normas para su correcto traslado hasta el laboratorio.
Grupos de procesos infecciosos
Mediante soporte bibliográfico, conversaciones y sesiones clínicas se aportan los
medios para ampliar conocimientos en lo que respecta a:
características clínicas, diagnóstico microbiológico, microorganismos más
frecuentemente implicados y tratamiento de:
infecciones del SNC: comunitarias o postquirúrgicas; meningitis, encefalitis,
ventriculitis, absceso cerebral, empiema subdural
infecciones orofaciales: otitis, conjuntivitis, endoftalmitis, úlcera corneal,
abscesos odontógenos
infecciones osteoarticulares: postraumáticas o postquirúrgicas - artritis,
osteomielitis, espondilodiscitis, bursitis, infección de prótesis
infecciones de piel y mucosas: quemaduras, úlceras, injertos, fístulas
infecciones de tejidos blandos: abscesos, celulitis, heridas
infecciones cardiovasculares: endocarditis, prótesis vasculares
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infecciones abdominales: peritonitis, apendicitis, abscesos, mediastinitis
infecciones perinatales: corioamnionitis, endometritis, sepsis neonatal
infecciones por mordedura o picadura de insecto
infecciones oportunistas
estudio de portadores
controles de esterilidad.
B) Objetivos técnicos:
Durante su paso por la unidad, el aprendizaje práctico se realiza participando activamente
en todas las técnicas disponibles. El mínimo de pruebas de cada tipo realizadas se
expone en la tabla 3.
Tabla 3. Objetivos técnicos del residente en la unidad de Cultivos Generales
Técnica
Número mínimo
Examen microscópico
Tinción de Gram – técnica, observación, valoración
500
Tinción de azul de metileno – técnica, observación, valoración
40
Tinta china – técnica, observación, valoración
10
Preparación de soluciones colorantes
5
Cultivos:
Siembra en medios líquidos y sólidos
300
Incubación: aerobiosis, anaerobiosis, microaerofilia
300
Leishmania
10
Preparación de medios de cultivo
5
Lectura e interpretación
Identificación visual de colonias
700
Identificación bioquímica
300
Antibiograma
50
15
Valoración clínica de aislamientos
1500
Manejo del programa informático
Entrada de dictámenes
200
Consulta de resultados
400
Estadísticas
5
Unidad de Urocultivos
En el periodo de formación en la Unidad de urinocultivos el residente ha de alcanzar unos
objetivos conceptuales y otros técnicos.
Objetivos conceptuales
1. Concepto y etiología de las infecciones del tracto urinario
a) Respuesta a la infección en la orina (bacteriuria): presencia de leucocitos
(piuria)
b) El estudio microscópico del sedimento de la orina centrifugada permite
constatar la infección urinaria al visualizar la bacteriuria y la piuria, así como la
presencia de contaminación accidental, especialmente en la mujer (vaginal),
que se evidencia por la presencia de células descamativas epiteliales.
c) El residente aprenderá a valorar conjuntamente el resultado del urocultivo y el
examen microscópico del sedimento de orina, valorando asimismo aquellas
situaciones que cursan con bacteriuria asintomática o aquellas en las que el
parámetro de valoración no es la piuria.
2. Prostatitis aguda y crónica, epididimitis y orquitis
3. La orina en el diagnóstico de infecciones de otras localizaciones
a) Eliminación por esta vía de microorganismos viables causantes de
enfermedades sistémicas
b) Detección de antígenos en orina (Legionela, pneumococo, ) causantes de
infecciones focales o sistémicas
4. Agentes etiológicos mas frecuentes en la infección urinaria: diferentes agentes
etiológicos según:
a) Infección comunitaria
b) Infección nosocomial
c) Presencia o ausencia de factores predisponentes
Objetivos técnicos
1. Recogida de muestras
2. Sedimentos de orina y técnicas de cultivo
3. Técnicas de identificación de microorganismos
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4. Pruebas de sensibilidad antimicrobiana
El residente aprenderá a preparar, leer y valorar los sedimentos de orina, y a sembrar las
muestras en los diferentes medios adecuados para el aislamiento de uropatógenos.
Cuando el resultado del cultivo sea positivo, sembrara las colonias aisladas en los medios
de cultivo para su identificación, leyendo y interpretando los resultados.
Asimismo realizara el estudio de la sensibilidad antimicrobiana, preparando el
antibiograma de los microorganismos aislados. .
Durante el tiempo que permanezca en la Unidad, realizará personalmente supervisado por
el adjunto los siguientes mínimos para alcanzar los objetivos Ver tabla 4.:
Tabla 4. Objetivos técnicos del residente en la unidad de Urinocultivos
Técnica
Múmnero mínimo
Lectura de sedimento de orina
500
Lectura de urocultivos positivos
1000
Lectura de la serie de identificación de enterobacterias
300
Ientificación de cocos grampositivos
150
Unidad de Infecciones Genitales
Objetivos conceptuales
En la Unidad de Infecciones Genitales se estudian aquellas enfermedades de transmisión
sexual detectables por el cultivo bacteriológico del exudado vaginal, endocervical y uretral
o por exudados de lesiones de la piel y de las mucosas del área genital
Los cuadros clínicos pueden clasificarse en:
• Lesiones de la piel y mucosas del área genital
• Uretritis
• Vulvovaginitis y cervicitis
• Vaginosis bacteriana
• Enfermedad inflamatoria pélvica
• Prostatitis, epididimitis y orquitis
En el apartado correspondiente a la patología obstétrica, se estudian las situaciones que
pueden cursar con patología para la madre o para el feto detectables a partir de las
muestras antes indicadas:
• Rotura prematura de membranas
• Amenaza de parto prematuro
17
•
•
•
Fiebre intraparto
Corioamnionitis
Abortos sépticos
Respecto a la patología ginecológica, el apartado es múltiple para descartar un origen
infeccioso, contemplando diversas situaciones en las que predominan los abscesos de
pared vaginal, abscesos de las glándulas de Bartholino, hematomas de cúpula vaginal ,
etc. por citar algunos de ellos.
Así mismo se estudia la colonización por Streptococcus agalactiae en las mujeres
embarazadas en exudados de procedencia vaginal y rectal.
Objetivos técnicos
1. Recogida de muestras
2. Preparación y lectura de la tinción de Gram de los exudados
3. Técnicas de cultivo
4. Técnicas de identificación de microorganismos
5. Pruebas de sensibilidad antimicrobiana
El residente aprenderá a preparar y leer las tinciones de los exudados y a sembrar las
muestras en los medios adecuados para el aislamiento de los patógenos
correspondientes
En la lectura aprenderá a valorar la flora vaginal normal, distinguiéndola de los patógenos
y a identificar estos cuando sean valorables. Aprenderá también a valorar una alteración
de la flora vaginal normal sin significado patológico, y a interpretar las colonizaciones por
S. agalactiae.
Durante el tiempo que permanezca en la sección, realizará personalmente supervisado
por él adjunto los siguientes mínimos (tabla 5):
Tabla 5. Objetivos técnicos del residente en la unidad de Infecciones Genitales
Técnica
Número mínimo
Lectura de la tinción de Gram de exudados vaginales:
300
Lectura de exudados vaginales y endocervicales con
resultado de flora normal:
Valoración de patógenos en las distintas patologías:
500
200
Estudios de colonizaciones por S. agalactiae:
300
Lectura de Micoplasmas en medios especiales:
100
18
Realización y lectura del antibiograma de Mycoplasmas:
3
Identificación de patógenos:
50
Lectura interpretada del antibiograma :
30
Unidad de Micología
Objetivos conceptuales
Micología sistemática: reino Funghi, conceptos de clasificación y taxonomía sistemática
con especial énfasis en los hongos con presencia importante en nuestra área geográfica.
Conceptos de reproducción sexual/asexual en los hongos; importancia para la
clasificación. Concepto de dimorfismo.
Diagnóstico de las micosis. Principales agentes etiológicos de:
micosis superficiales
micosis cutáneas
micosis subcutáneas y profundas
micosis diseminadas
Habitat, mecanismo de transmisión y patogenia de los principales agentes de micosis.
Los antifúngicos: grupos y nociones de terapéutica.
Objetivos técnicos
1.
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
Recogida de muestras. Métodos generales y casos específicos.
Procesado de muestras; tinciones y otros tipos de examen microscópico.
Selección e inoculación en medios de cultivo adecuados.
Identificación de los aislamientos. Características culturales. Preparación de
extensiones y similares para estudio microscópico.
Características específicas de grupos específicos de hongos filamentosos:
zigomycetos, agentes de hialohifomicosis, de feohifomicosis, micetoma eumicótico,
dermatofitos, y hongos dimórficos.
Levaduras: infecciones clínicas e identificación de laboratorio.
Antifungigramas: estudio de diferentes métodos para hongos levaduriformes.
Diagnóstico serológico de la aspergilosis: antigenemia (método ELISA)
Valoración práctica
El residente efectuará
• siembra de muestras: 50
• lectura de placas y valoración de aislamientos fúngicos: un mínimo de 12 lecturas
con todos los aislamientos y estudios de identificación que lleven consigo.
• identificación microscópica de un mínimo de 10 dermatofitos, 100 hongos
filamentosos (agentes posibles de micosis profunda y/o diseminada), 40
levaduras.
19
•
•
investigación de la presencia de galactomanano en el suero de pacientes con
sospecha de aspergilosis diseminada: 6 ocasiones (media de 15 sueros/ocasión)
colaboración en un trabajo de investigación relacionado con las micosis humanas
y su diagnóstico, epidemiología, tratamiento etc.
Unidad de Microbiologia Ambiental y alimentaria
Objetivos conceptuales
Conceptos de desinfección, esterilización, decontaminación y control de la infección
nosocomial.
Bioterrorismo: detección y estudio de posibles agentes de bioterrorismo.
Concepto de ARCP y su utilización en las cocinas y comedores del hospital.
Conceptos de microorganismo indicador e índice. Legislaciones aplicables a los distintos
productos alimentarios (comunitaria, nacional y local)
Investigación microbiológica y epidemiológica de brotes de origen nosocomial.
Sistemas de control de enfermedades infecciosas: estudio microbiológico de estructuras
inanimadas, soluciones farmacéuticas, control de autoclaves, muestras biológicas del
personal sanitario.
Objetivos técnicos
1. Recogida de muestras. Métodos generales y casos específicos. Concepto de
unidad y muestra
2. Procesado de muestras de alimentos. Elección de las analíticas a efectuar;
validación e interpretación de los resultados.
3. Procesado de controles de esterilidad de soluciones farmacéuticas (nutriciones,
líquidos estériles, soluciones tópicas, etc)
4. Control de sistemas de esterilización. Validación de miniclaves, autoclaves a oxido
de etileno, plasma, formaaldehido y calor.
5. Control microbiológico de aguas. Investigación y cuantificación de Legionella spp.
6. Control de portadores de microorganismos potencialmente transmisibles (control
de la infección nosocomial).
7. Banco de tejidos: control de esterilidad de posibles tejidos para trasplante;
seguimiento en el tiempo.
Valoración práctica
El residente efectuará:
siembra y procesamiento de muestras: un mínimo de 30 alimentos de diferente tipo,
20 muestras de agua y no menos de 150 muestras de otros tipos
lectura de caldos y placas y valoración de los distintos aislamientos: un mínimo de 12
lecturas con emisión de los dictámenes correspondientes
seguimiento del protocolo de estudio de Legionella spp. en las aguas del hospital:
implicaciones para la Salud Pública; mínimo 1,5 meses.
20
colaboración en un trabajo de investigación y seguimiento relacionado con las
infecciones nosocomiales.
Unidad de Micobacterias
Período de formación en la Unidad: 3 meses y la distribución aproximada del tiempo: 1
mes en el área de tratamiento de muestras, 1 mes en el área de tuberculosis y 1 mes en
el área de micobacterias ambientales.
Formación teórica en la Unidad: Clase teórica al inicio de cada área con bibliografía
recomendada.
Formación práctica-asistencial por áreas:
1. Área de descontaminación de las muestras
Preparación de reactivos
Técnicas de descontaminación.
Siembra de los medios de cultivo
Manipulación de los sistemas de lectura e incubación
Lecturas de exámenes microscópicos por luz ultravioleta previa tinción con
auramina y por tinción de Ziehl-Neelsen
Técnica de detección de ácidos nucleicos de micobacterias, directamente en
muestras.
2. Área de tuberculosis
Preparación de reactivos del área
Lectura de cultivos en medio sólido
Examen microscópico de los cultivos
Identificación de Micobacterium tuberculosis por hibridación con sondes
específicas y pruebas bioquímicas
Preparación de medios de cultivo para pruebas de sensibilidad
Técnicas de sensibilidad de M. tuberculosis en sistemas automatizados.
Técnicas de sensibilidad de M. tuberculosis en medio sólido.
Lectura de los antibiogramas.
Introducción de resultados
3. Área de micobacterias ambientales.
Preparación de reactivos del área
Preparación de medios de identificación
Técnicas de sensibilidad para micobacterias ambientales
Preparación de microplacas con antibióticos para pruebas de sensibilidad.
Técnicas de identificación bioquímicas i moleculares
Introducción de resultados
Otros aspectos
Revisión de historias clínicas de pacientes especiales (por su patología, por la especie de
micobacteria aislada, etc.)
21
Unidad de coprocultivos y parásitos
Introducción
La gastroenteritis constituye un cuadro clínico extraordinariamente frecuente y en
ocasiones de carácter epidémico en el que el microbiólogo se ve obligado a establecer
con rapidez la existencia de un agente etiológico no solo en base a la demanda clínica
sino a la necesidad epidemiológica de conocer y resolver brotes existentes. Los agentes
etiológicos de las infecciones del tubo digestivo recorren prácticamente todos los grupos
de microorganismos, desde los virus, las bacterias y los parásitos y requieren por tanto
una aproximación muy sistematizada y de base clínica.
En la Unidad de Coprocultivos y Parásitos los residentes deben permanecer 3 meses y los
objetivos para su formación han de ser:
A) Objetivos conceptuales
Concepto de microorganismo enteropatógeno. Los patógenos a buscar en distintas
circunstancias son muy variados. Los virus son causa relativamente frecuente de enteritis
y colitis tanto en el huésped normal como en el inmunodeprimido. Las bacterias siguen
siendo la causa más frecuente de infección de origen alimentario y los parásitos son una
causa frecuente de infecciones adquiridas en viajes a países tropicales o en pacientes
inmunodeprimidos.
Mecanismo de enteropatogenicidad.
Descripción individualizada de los microorganismos enteropatógenos. Hábitat,
transmisión y concepto de portador.
Gastroenteritis. Clínica. Grupos específicos de riesgo de enteritis.
Nociones terapéuticas y profilaxis.
B) Objetivos técnicos:
1. Recogida de muestra. Las muestras son muy variadas y distintas. Desde muestras
tomadas endoscópicamente en exploraciones gastroesofágicas, incluyendo biopsias
de la mucosa, a heces para investigación de virus, bacterias y parásitos recogidas
estas últimas en medios adecuados de fijación (MIF y Formol al 10%). Es importante
que el residente aprenda a comprobar, cuando reciba un a muestra, si dicha muestra
es correcta o no para el estudio que se solicita.
Además también es importante que el residente pueda decidir realizar otras
investigaciones, a parte de las que se solicitan, dependiendo del diagnóstico del
paciente o de las características, por ejemplo, del brote de toxiinfección alimentaria.
2. Diagnóstico de las bacterias enteropatógenas.
Examen microscópico directo de la muestra mediante tinción de Gram.
Siembra de las muestras en los medios de cultivo adecuados y selectivos cuyas
características el residente debe conocer bien.
Lectura de las placas de los medios de cultivo de las muestras de rutina y de las
muestras de los brotes de toxiinfección alimentaria. El residente debe aprender a
22
interpretar el crecimiento de los distintos medios de cultivo tanto para realizar el
diagnóstico de cualquier enteropatógeno como para detectar la presencia de una
alteración de la flora intestinal normal.
Lectura, interpretación y realización de las identificaciones bioquímicas de las
bacterias enteropatógenas (tira corta y API 20E).
Lectura, interpretación y realización de los antibiogramas.
Serotipado de Salmonellas, Shigellas, Yersinias, Escherichia coli verotoxigenico y
vibrios.
Detección de factores de virulencia (ECVT) mediante técnicas de biología molecular.
Para establecer las relaciones clonales de las cepas que se aíslen,
fundamentalmente de los brotes de intoxicación alimentaria, el residente debe
aprender a realizar la electroforesis en campo pulsado de fragmentos de restricción
de ADN.
Otras técnicas a realizar:
Detección de antígeno de Helicobacter pylori en heces.
Detección de toxina de Staphylococcus aureus en heces.
Detección de toxina de Clostridium perfringens en heces.
Detección de toxina de Bacillus cereus en heces.
Detección de toxina de Clostridium difficile en heces.
3. Diagnóstico de los virus enteropatógenos:
Detección de antígeno de rotavirus.
Detección de antígeno de adenovirus.
Detección de antígeno de astrovirus.
Detección de antígeno de calicivirus mediante técnica de RT-PCR.
4. Diagnóstico de parásitos enteropatógenos:
Examen microscópico en fresco de heces conservadas en MIF.
Examen microscópico (tinciones de Auramina y Ziehl – Neelsen) de heces fijadas
con
Formol para el diagnóstico de Cryptosporidium.
Examen microscópico de heces fijadas con formol mediante las tinciones
permanentes tricromica , Giemsa o Diff-Quick.
Técnicas de concentración de parásitos (sedimentación y flotación).
Examen macroscópico de formas adultas de helmintos.
En la Unidad de Coprocultivos y la Unidad de Parásitos se realiza también el
diagnóstico de otras parasitosis distintas a las gastrointestinales, por esa razón el
residente deberá conocer y realizar las siguientes técnicas:
Detección de parásitos hemáticos mediante la detección de antígeno de
Plasmodium por inmunocromatografía y mediante tinciones de Giemsa o Diff-Quick
de frotis y gota gruesa. Mediante estas últimas tinciones se pretende determinar la
especie de Plasmodium y el índice de parasitación.
Cultivo de Acanthamoeba spp.
Cultivo de Leishmania spp
Examen macroscópico y microscópico de artrópodos.
El residente debe conocer, además, las ventajas e inconvenientes de las técnicas
diagnósticas disponibles y su significado según las distintas situaciones del paciente.
23
También es importante que aprenda a realizar y preparar cualquiera de los medios de
cultivo que se preparen en la Unidad.
Finalmente, el residente deberá conocer y aplicar los conceptos de control de calidad
diagnóstica y seguridad biológica en el manejo de microorganismos patógenos y
muestras.
A modo orientativo y para conocer el volumen de muestras que recibe la sección en un
año, se presentan los siguientes datos:
Coprocultivos procesados: 3830
Investigación de virus entericos: 1200
Investigación de parasitos intestinales: 1360.
Unidad de identificaciones y antibiogramas
Objetivos conceptuales
El objetivo fundamental de esta Unidad es la lectura interpretada del antibiograma según
las normas del Clinical and Laboratory Standars Institute (CLSI) y del Comité del
antibiograma del al Societe Française de Microbiologie (CA-SFM).
En el antibiograma se estudia la respuesta de uno o varios microorganismos a uno o
varios antimicrobianos y se traducen los halos de inhibición (en el caso del método de
disco difusión), o de los valores de la concentración mínima inhibitoria (CMI), a las
categorías de: “sensible”, “intermedio”, o “resistente. Al mismo tiempo se realiza una
lectura interpretada del antibiograma, analizando el fenotipo de resistencia del
microorganismo, frente a los diferentes grupos de antimicrobianos, según su identificación
con el fin de mejorar la terapia antimicrobiana.
De esta Unidad depende la sub-Unidad de Epidemilogía, donde se realiza un mapa
epidemiológico del hospital. Aquí se detectan los microorganismos multiresistentes por lo
que permite alertar al hospital de un posible brote de infección nosocomial Ante un brote
de infección se estudian las diferentes cepas mediante técnicas de biología Molecular y
así se puede confirmar o descartar la presencia del mismo.
Objetivos técnicos
Los objetivos técnicos que debe alcanzar el residente durante su rotación poer esta
Unidad se detallan en la tabla 6
24
Tabla 6. Objetivos del residente en la unidad de Identificaciones y antibiogramas
Objetivo técnico
Lectura interpretativa de antibiogramas convencionales
3000
Identificación y antibiogramas anaerobios
40
Lectura pruebas de sensibilidad por técnica de microdilución en
caldo
10
Manejo sistemas automáticos para identificación y antibiograma
(Vitek/ SirScan)
60 días
Pruebas complementarias fenotípicas para la investigación de
mecanismos de resistencia
Investigación por técnicas moleculares de mecanismos de
resistencia
Identificaciones especiales por técnicas metabólicas
200
Opcional
20
Tipado de Streptococcus, Neisseria y Haemophilus
20
Investigación microorganismos multirresistentes en heces
200
Vigilancia y detección de acúmulos o brotes de multirresistentes
en el hospital
Manejo de bases de datos y del mapa epidemiológico
Asistencia a unidades de intensivos pediátricos
60 días
60 días
Opcional
Unidad de preparación de Medios y Materiales
Los residentes tienen diversos objetivos de formación teórica en esta sección, que son:
• Conocer la importancia de la correcta preparación del material.
• Concepto de medio de cultivo.
• Preparación de medios de cultivo. Importancia de las temperaturas de
esterilización. y sustancias contaminantes en los medios de cultivo.
• Preparación de soluciones tampón e indicadores.
• Almacenamiento de los medios de cultivo.
Objetivos prácticos:
Los residentes prepararan soluciones y medios de cultivo regularmente a lo largo de los 4
años de su formación en el Servicio. La rotación por la Sección de medios de cultivo no
es inferior a un mes.
Control de calidad.
25
El facultativo responsable de control de calidad distribuye los controles de calidad externo
a cada unidad, donde los residentes tienen ocasión de familiarizarse con su desarrollo y
evaluación.
Unidad de Serología
Objetivos conceptuales
El residente recibirá formación en los siguientes ámbitos:
1. Diagnóstico etiológico directo de procesos infecciosos: detección de antígenos en
muestras de suero, plasma, LCR, orina, frotis endocervicales, uretrales, etc.
2. Diagnóstico etiológico indirecto de procesos infecciosos: detección de anticuerpos
en muestras de suero, plasma y/o LCR.
a. Detección de anticuerpos totales
b. Detección de IgG
c. Detección de IgM
d. Detección de IgA
e. Estudio avidez IgG
Técnicas realizadas
GENERALES
Obtención de muestras de sangre
Preparación y conservación de muestra de suero, plasma,
orina, frotis, etc
Centrifugación
Concentración
Congelación
Extracción de antígenos
Preparación de tampones, ajuste de pH, etc
Preparación de antígenos
Preparación de diluciones de muestras y reactivos
DETECCIÓN
Aglutinación directa
Aglutinación indirecta
Latex
Carbón
Hemaglutinación
Inmunocromatografía
Inmunofluorescencia
Enzimoinmunoanálisis
ELISA
ELFA
Western-blot
26
INTERPRETACIÓN
DE RESULTADOS
Neutralización
Infección aguda o reciente
Infección latente
Sero-conversión
Título de anticuerpos
Cálculo Punto de corte
Cálculo Índice de anticuerpos
Validación Técnicas
Objetivos técnicos
Durante su rotación en la Unidad de Serología el residente debe de alcanzar diferentes
objetivos que se presentan en la tabla 8.
Tabla 8. Objetivos técnicos del residente en la unidad de Serología
Técnica
Número
Obtención de muestras de sangre
Preparación y conservación de muestras
Centrifugación
Concentración
Congelación
Extracción de antígenos
4
4
Preparación de tampones, ajuste de pH, etc
4
Preparación de antígenos
1
Preparación de diluciones de muestras y reactivos
4
Aglutinación directa
Aglutinación indirecta
Latex
Carbón
Hemaglutinación
4
8
Inmunofluorescencia
4
Inmunocromatografía
2
Enzimoinmunoensayo
ELISA
ELFA
10
Western-blot
2
Neutralización
2
Lectura, cálculo e interpretación de resultados
50
27
Unidad de Biología Molecular
A) Objetivos teóricos
El residente recibirá formación en los siguientes ámbitos:
1. Diagnóstico de procesos infecciosos: detección e identificación de microorganismos
directamente en muestras clínicas.
Técnicas
Preparación de muestra con lisis y purificación en columnas, con
lisis mediante tiocianato de guanidina, con lisis por disrupción
Captura de híbridos
PCR convencional
PCR a tiempo real
Detección del producto amplificado por electroforesis en agarosa
y por hibridación en medio líquido
Microorganismos
Herpes simplex 1 y 2, herpes 6, varicela-zoster, Epstein Barr y
citomegalovirus
Papiloma virus
HIV
Parvovirus B 19
Virus respiratoris
Bordetella pertussis
Legionella
Chlamydophila
Mycoplasma
Toxoplasma gondii
Neisseria meningitidis
Streptococcus pneumoniae
Haemophilus influenzae
Procesos
infecciosos
Encefalitis
Infección en inmunodeprimidos
Infección respiratoria
Procesos susceptibles de causar fetopatía
Infección genital
28
2. Cuantificación de la cantidad de un microorganismo (carga viral) en pacientes con
infección crónica.
Técnica
NASBA a tiempo real
Microorganismo
HIV
Proceso infeccioso
SIDA
3. Identificación de especie bacteriana: en microorganismos aislados previamente por
cultivo en los que los métodos fenotípicos convencionales no ofrecen buen
resultado.
Técnica
Secuenciación
Microorganismos
Bacterias
4. Tipado de bacterias: para caracterizar brotes o diferenciar entre infección y
recidiva
Técnicas
Electroforesis en campo pulsado
Preparación de muestra con lisis y purificación con fenolcloroformo
Southern blot. RFLP con IS6110
Síntesis, purificación y marcado de sondas
Microorganismos
Bacterias
M.tuberculosis complex
5. Detección de mutaciones que codifican resistencia a antimicrobianos
Técnicas
InnoLiPA.
PCR a tiempo real
Microorganismos
M.tuberculosis complex
Estafilococos
Antimicrobianos
Rifampicina
Meticilina
B) Objetivos técnicos
Número mínimo de determinaciones que realizará el residente durante su periodo de
formación en la Unidad de Biología Molecular se detallan en la tabla 9.
:
29
Tabla 9. Objetivos técnicos del residente en la unidad de Biología Molecular
Técnica
Preparación de muestra con lisis y purificación en columnas
Número
2
Preparación de muestra con lisis mediante tiocianato de guanidina
2
Preparación de muestra con lisis por disrupción
2
Captura de híbridos
2
PCR convencional
5
PCR a tiempo real
5
NASBA a tiempo real
5
Detección del producto amplificado por electroforesis en agarosa
3
Detección del producto amplificado por hibridación en medio
líquido.
Secuenciación
3
Electroforesis en campo pulsado
3
RFLP con IS6110
1
Síntesis y purificación de sondas
1
InnoLiPA
1
Preparación de un protocolo de PCR home made, revisando la
literatura
Valoración de los resultados de técnicas de tipado: dendrograma
1
3
3
Unidad de Virologia
Objetivos conceptuales y técnicos
a. Conocer el funcionamiento global de la Unidad que incluye todos los procesos a
que son sometidas las muestras clínicas desde que llegan hasta el resultado final y
la emisión del dictamen. Incluye todas las técnicas principales , con el
razonamiento del porque se hacen, cuando son necesarias, y la validez del
resultado. Introducción a la serología y a sus técnicas más habituales, así como la
introducción a las técnicas de obtención de ácidos nucleicos, su amplificación y
detección por EIE, en gel o por sistema Nasba o a tiempo real.
30
b. Enseñanza de la lectura e interpretación de los cultivos celulares. En el caso
concreto del aislamiento viral , el residente se iniciará al microscopio, con sesiones
no mayores de 1 hora mirando al tiempo que el instructor, a través de un
microscopio de doble par de oculares. A partir del 4-5 día se le dejará mirar las
muestras más recientes, las más fáciles de juzgar, sólo, comentando
posteriormente y revisando los cultivos observados. No se aconseja que el
residente esté más de 3 horas diarias al microscopio de cultivos celulares.
c. Enseñanza elemental de la obtención y multiplicación de cultivos celulares in vitro
tanto los aspectos teóricos como los técnicos. La práctica diaria de esta rutina la
realizaran junto al personal técnico de la sección.
d. Enseñanza teórica del diagnóstico de las infecciones virales utilizando todas las
herramientas serológicas, moleculares y celulares, con su aplicación práctica en
nuestro centro hospitalario, relacionando nuestros resultados a las historias
clínicas de nuestros enfermos.
e. Observación al microscopio de fluorescencia y validación de las muestras
observadas.
31
Experiencia clínica
Durante su periodo de formación se realizará una rotación por diferentes Servicios
Clínicos del Hospital: Servicio de Patología Infecciosa, Área de Medicina Intensiva y
Pediatria, con la finalidad de adquirir los conocimientos necesarios para el diagnóstico y
tratamiento de los diferentes procesos infecciosos.
Al final de su formación el residente debe:
a) Conseguir la experiencia para colaborar con los médicos que tratan directamente con
enfermos mediante visitas a pacientes ingresados, consultas y otras actividades,
adquiriendo hábitos de integración en equipos de carácter interdisciplinar, especialmente
con profesionales de las unidades de medicina intensiva y de pacientes con alto riesgo de
infección: hematológicos, pediátricos, transplantados.
Conocer las áreas críticas hospitalarias y de la comunidad donde deben seguirse normas
de prevención de la infección.
b). Conocer el fundamento de las técnicas de aislamiento de pacientes.
c) Conocer los métodos específicos de control de algunos patógenos que plantean
problemas especiales como Staphylococcus aureus residentes a la meticilina, Clostridium.
difficile, cepas multirresistentes y otros.
e). Estar familiarizado con el funcionamiento de la Comisión de Infecciones y Política de
Antimicrobianos
d) Haber trabajado conjuntamente con el equipo de control de infección y saber resolver
los problemas diarios que se le plantean.
Rotación por Medicina Intensiva
Objetivos
1. Compartir los conocimientos (feed back) por parte de los profesionales de las dos
especialidades.
2. Tomar conciencia de la complejidad del paciente crítico que puede tener diversos
factores de riesgo y diferentes procesos patológicos de base y observar cuales son
los más prevalentes así como el tipo de infecciones (graves tanto de la comunidad
como nosocomiales).
3. Conocer las pautas de tratamiento más adecuadas para controlar la aparición de
resistencias a los antimicrobianos y así optimizar su uso. También observar cuales
son las medidas de aislamiento que hay que tomar, cuando un paciente está
colonizado por microorganismos multiresistentes.
4. Saber como se obtienen las muestras y ver la dificultad que comporta. Saber
cuales son las muestras biológicas más adecuadas según las manifestaciones
clínicas y conocer cuales son los métodos microbiológicos más idóneos en cada
proceso, en función de las condiciones clínicas del paciente.
5. Observar los diferentes protocolos de profilaxis y de tratamiento, tanto empírico
como según el agente causal.
6. Poder contrastar los resultados con la situación clínica del paciente para saber si
es infección o colonitzación y así evaluar el lugar de infección.
32
Sesiones y cursos
Sesiones de formación donde los residentes presentan un tema relacionado con la
rotación que están realizando y es moderada por el tutor. Usualmente se realizan los
miércoles a las 8,15 horas en la biblioteca del servicio.
Discusión de casos clínicos en les reuniones de formación de los residentes con posterior
discusión en la sesión del servicio.
Sesiones bibliográficas, son quincenales, a las 8,15 horas en la biblioteca del Servicio de
Microbiología.
Sesiones del servicio, que tienen lugar los jueves a las 12 horas en la biblioteca. El
ponente, usualmente, es un especialista en Microbiología y/o Patología Infecciosa.
Cursos para residentes
Los residentes asisten a los cursos de formación organizados por el Servicio de
Microbiología.
Su formación se puede complementar con la asistencia a los cursos relacionados con
Patología Infecciosa que son organizados por otros hospitales o bien por los diferentes
servicios del Hospital Vall d’Hebron (Servei de Patologia Infecciosa, Servei de Pediatria,
Servei de Medicina Preventiva).
La societat Catalana de Malalties Infeccioses i Microbiologia Clínica (SCMIMC) de
l’Acadèmia de Ciències Mèdiques, organiza mensualmente una reunión abierta a todos
los interesados en Microbiología Clínica y Enfermedades Infecciosas. Esta actividad está
acreditada por el Consell Català d’Acreditació Mèdica Continuada.
La Sociedad Española de Enfermedades Infecciosas y Microbiologia Clínica (SEIMC), y la
SCMIMC organizan cursos formativos “on line” donde pueden participar todos sus
miembros.
La SCMIMC y la SEIMC organizan cursos de formación antes o durante el Congreso o la
reunión de la sociedad.
33
Asistencia a congresos
El Servicio facilita la asistencia a las diferentes reuniones científicas y/o congresos
organizados tanto a nivel Autonómico como Nacional.
La SCMIMC anualmente realiza unas jornadas donde pueden asistir la mayoría de los
residentes del Servicio.
El Servicio facilita la asistencia a los congresos a nivel nacional de: la SEIMC; al Congreso
Nacional de la Sociedad Española de Microbiología (SEM); al Congreso Nacional de la
Asociación Española de Micología (AEM); dando prioridad a los que presenten alguna
comunicación.
Es conveniente ser miembro de las diferentes sociedades Científicas, lo cual permite
solicitar una beca para asistir a las diferentes actividades organizadas.
Investigación
Se recomienda que el residente asista a algún curso de Metodología de la investigación
Se estimula y facilita a los residentes su incorporación a las líneas de investigación del
Servicio y al mismo tiempo que inicien la tesis doctoral.
34
Bibliografía recomendada
Manual of Clinical Microbiology (8th Edition). Patrick R. Murray. ASM Press
Microbiologia Clínica. G. Prats. Editorial Panamericana.
(Microbiologia i Patologia Infecciosa)
Diagnóstico Microbiológico: Koneman y cols
Procedimientos en Microbiología Clínica (SEIMC)
Cumitech (AMS)
Microbiología Médica General (vol I; II) J.A. García Rodríguez ; J. Picazo i cols.
Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica (vol I; II) E. Perea y cols.
Principles and Practice of Infections diseases. G.L. Mandell i cols (vol I ; II).6th edition
Revistas disponibles en el Servicio de Microbiología
Journal of Clinical Microbiology
Clinical Infectious Diseases
Journal of Antimicrobial Chemotherapy
New England Journal of Medicine
Emerging Infectious Diseases
Clinical Microbiology Newsletter
CMI Clinical Microbiology and Infection
Clinical Microbiology Reviews
Areas de biblioteca presencial del Hospital Universitari Vall d’Hebron
Microbiología (2ª planta)
H. General (11ª planta)
H. Infantil (CAU)
H.Traumatología (planta baixa)
Facultat Autònoma de Medicina (pabelló de govern).
35
Sociedades de la especialidad
•
•
•
•
Sociedad Española de Microbiología (SEM)
Sociedad Española de Microbiologia clínica y Enfermedades Infecciosas (SEIMC)
European Society of Clinical Microbiology and Infectious Diseases (ESCMID)
American Society for Microbiology (AMS)
Algunas páginas web
•
•
•
•
•
•
Sociedad Española de Microbiología Clínica y Enfermedades Infecciosas (SEIMC)
www.seimc.org
www.doyma.es/eimc (revista de la SEIMC)
Sociedad Americana de Microbiologia (AMS)
www.journals.asm.org
Sociedad Europea de Microbiologia (ESCMID)
www.escmid.org
Sociedad Francesa de Microbiologia
www.sfm.asso.fr/
Central Diseases Control (CDC)
www.cdc.gov/eid
www.cdc.gov/ncidod/hip/IV/Iv.htm
International Society for Infectious Diseases
www.isid.org
36