Alelomorfismo múltiple

Variabilidad y herencia
Variabilidad y herencia
La herencia es conocida de forma inconciente desde la prehistoria: similitud
entre animales, plantas etc.
Introducción a genética
El material hereditario se encuentra en el núcleo eucariota, en forma de
cromosomas emparejados (2n). El cromosoma está formado por DNA helicoidal
y sus proteínas y enzimas asociadas.
El conjunto de cromosomas de un organismo forma su genoma. El genoma
de un mamífero tiene aproximadamente 30,000 genes, formados por 3·109 pares de bases (el genoma diploide consta de 6·109 pares de bases).
Los organismos 2n forman gametos n; cuando se fusionan dos gametos, uno
masculino y el otro femenino, se recupera la diploidía y se forma el zigoto, que
es diploide – 2n.
La genética mendeliana consta de leyes que gobiernan la transmisión del
material hereditario; la genética de poblaciones estudia las frecuencias genéticas, mutación y selección; la genética cuantitativa estudia los caracteres cuantitativos.
Premendelismo y nacimiento de la genética
 460-377 AC. Demócrito e Hipócrates prepusieron la teoría de pangénesis.
Los fluidos, masculinos y femeninos, se encuentran en todo el organismo y
las características se adquieren por contacto directo.
 1885. August Weismann postuló la teoría del plasma germinal: los organismos pluricelulares tienen dos tipos de tejidos. Reconocimiento de dos
tipos de células, las células germinales y las células somáticas.
 1865. Gregor Mendel publica sus leyes sobre la herencia. Los factores determinantes de la herencia son de naturaleza particular (se encuentran en
partículas), se encuentran en parejas y siguen normas de herencia sencillas
descritas en sus dos leyes.
 1900. Redescubrimiento de los trabajos de Mendel por Carl Correns, Hugo de Vries y Erich von Tschermak.
Del mendelismo a genética molecular
 1900-1940. Genética clásica. Redescubrimiento de las leyes de Mendel y
su verificación.
 1940-1960. Descubrimiento de la estructura del DNA (Watson y Crick).
 1970-1985. Desarrollo de técnicas que permiten aislar y modificar segmentos de DNA. Aplicación en ingeniería genética y DNA recombinante –
animales y plantas transgénicos.
 1985-… Desarrollo de la PCR. Permite el análisis de DNA y su estudio a
diferentes niveles (bioquímica, medicina forense etc.).
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Variabilidad y herencia
Aplicaciones de la genética en veterinaria
 Mejora genética animal y vegetal: caracteres cuantitativos, de interés comercial y de resistencia a enfermedades.
 Identificación de genes de interés productivo.
 Detección de genes de enfermedades hereditarias, de resistencia a enfermedades y de propensión a enfermedades multifactoriales.
 Identificación de agentes patógenos: virus, bacterias etc.
 Identificación animal y paternidad.
 Modificación de genes de interés productivo: animales transgénicos.
Ejemplos de genes de interés en producción animal
 Color de la capa
 Presencia de cuernos en el ganado
 Gen booroola de prolificidad en ovino
 Gen del síndrome del estrés porción
 Hipertrofia muscular en bovino y ovino
 Determinación del sexo en aves
 Enanismo en aves
 BLAD
 Acondroplasia bovina
 Hemofilia
Definiciones básicas
 Genética. La ciencia que estudia los genes.
 Gen. La unidad física y funcional de la herencia – un segmento de DNA
con determinado tamaño y funcionalidad.
 Locus (plural – loci). De latín, posición. Una posición concreta dentro
de un cromosoma. Puede corresponder a un gen, o a un espacio no codificado.
 Alelo. Todas las variaciones o formas que pueden corresponder a un locus
determinado.
 Genotipo. El conjunto de alelos de un organismo, en referencia a uno o
número limitado de genes.
 Fenotipo. La forma que representa un carácter (o conjunto de caracteres). El fenotipo es el resultado del genotipo y el ambiente.
Genética mendeliana
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Genética mendeliana
Monohibridismo
Mendel experimentó con variedades de la planta de guisante. Utilizó individuos que eran puros homocigotos para una característica. En sus experimentos
cruzó individuos con diferentes fenotipos para la misma característica.
Al cruzar dos individuos puros, uno con semillas lisas y el otro con semillas
rugosas, observó que en la primera generación todos los individuos tenían las
semillas lisas. Al cruzar dos individuos híbridos para este locus, se produjo la
segunda generación, en la cual reapareció el alelo rugoso.
4
Genética mendeliana
Conclusiones del experimento
 Uniformidad a la F1
 No hay mezcla de características (no existen intermedios entre dos características). Sólo se da un fenotipo.
o Un fenotipo es dominantes sobre otro, que es recesivo.
 A F2 reaparece el fenotipo recesivo – la F1 es portadora de la información
recesiva.
 F2 contiene individuos puros e individuos híbridos.
 Las características se encuentran sobre partículas que son emparejados.
1ª ley de Mendel – segregación igualitaria
Cuando se forman los gametos, cada alelo tiene la misma probabilidad de
ser incluido en el gameto. Cuando se forma el cigoto, su genotipo será la mezcla
del contenido genético de los dos gametos.
En un experimento de monohibridismo, como en este caso, la proporción
genotípica será de 1:2:1 (AA, Aa y aa); la proporción fenotípica será de 3:1.
Dihibridismo
El cruce de individuos puros para dos características: individuos con semillas lisas y amarillas, e individuos con semillas rugosas y verdes.
Se observaron en la segunda generación 4 fenotipos diferentes, que corresponden a la proporción 9:3:3:1, que provienen de la combinación de dos proporciones 3:1.
La hibridación es de dos loci: un locus para color (verde, amarillo), y un locus para forma (lisa, rugosa).
AB
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Ab
aB
ab
AB
Ab
aB
ab
Genética mendeliana
AB AABB AABb AaBB AaBb
AB AABB AABb AaBB AaBb
Ab
AABb
AAbb
AaBb
Aabb
Ab AABb AAbb AaBb
Aabb
aB
AaBB
AaBb
aaBB
aaBb
aB
AaBB
AaBb
aaBB
aaBb
ab
AaBb
Aabb
aaBb
aabb
ab
AaBb
Aabb
aaBb
aabb
2ª ley de mendel – distribución independiente
Durante la formación de gametos, los alelos de un locus se segregan de forma independiente de alelos de otros loci.
Un individuo heterocigoto AaBb puede formar 4 tipos diferentes de gametos
con la misma probabilidad de formarse – 0.25. En el dihibridismo se observan 9
genotipos, que se dan en proporción 1:2:1:2:4:2:1:2:1. La proporción fenotípica
es de 9:3:3:1 (en condiciones de dominancia absoluta).
Método del diagrama
Se puede aplicar tanto para fenotipos como para genotipos.
A_
B_


3 1 9
4 4
16
bb


B_


3 1 
4 4
3 1 
4 4
bb


1 1 9
4 4
16
aa
3
16
3
16
Polihibridismo
El polihibridismo es el cruce de dos heterocigotos para más de 2 loci, como
por ejemplo el trihibridismo. Se suele trabajar con el método de diagramas, que
es más sencillo que el método de la tabla. Se observan ciertas proporciones válidas para hibridaciones de este tipo, que ayudan predecir la variabilidad, en función del número de loci (n):
 Tipos distintos de gametos = 2n
 Numero de combinaciones al hibridar dos individuos de la F2 = 4n
 Tipos de distintos genotipos = 3n
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Genética mendeliana
Términos importantes
 Retrocruzamiento. Cruzar un individuo con uno de los progenitores.
 Cruzamiento prueba. Cruzar un individuo con fenotipo dominante con
un individuo homocigoto recesivo. Sirve para averiguar su genotipo.
Dominancia y alelomorfismo
Relaciones de dominancia
El gen booroola es una mutación en el ganado ovino, que aumenta la prolificidad de la oveja; aumenta la tasa de ovulación y el tamaño medio de la camada.
En los homocigotos normales, se observa camada de aproximadamente un
cordero, en los heterocigotos se observa camada de 2 corderos y en los homocigotos una camada de 3-4 corderos. No se observa una relación de dominancia:
la prolificidad no es discreta, sino que presenta fenotipos intermedios.
Al cruzar dos homocigotos A1A1 (flor roja) y A2A2 (flor crema) se da un heterocigoto A1A2. Las relaciones de dominancia se determinan por el fenotipo del
heterocigoto A1A2:
 dominancia del A1 sobre el A2 (flor roja dominante)
 A1A2 = A1A1 
 dominancia del A2 sobre el A1 (flor crema dominante)
 A1A2 = A2A2 
 dominancia incompleta o herencia incompleta
 A1A2 ≠ A1A1 ni A2A2 
(flor de color intermedio, rosado)
 sobredominancia (flor de color púrpura)
 A1A2 > A1A1 
 subdominancia (flor de color blanco)
 A1A2 < A2A2 
La dominancia incompleta se da cuando el heterocigoto presenta un fenotipo intermedio entre los dos fenotipos característicos del los homocigotos. La
codominancia se da cuando se observan los dos diferentes alelos del heterocigoto a la vez.
Las relaciones de dominancia entre alelos de un locus dependen del nivel en
que se realice la observación: molecular, celular, organismo, población.
Ejemplo: la anemia falciforme en humanos.
Genotipo
Anemia
HbA HbA
HbS HbS
HbA HbS
No
Sí
No
Tipo de
dominancia
Dominancia
completa
Fenotipo de los hematíes
Normales
Deformados
Normales, deformados a
presión baja de oxigeno
Dominancia incompleta
Hemoglobina
A
S
AyS
Codominancia
La anemia falciforme también es relacionada a la resistencia a la malaria. Se
observa que los individuos heterocigotos presentan mayor resistencia a la enfermedad. Aparte, en las regiones infectadas de malaria es más común la
anemia falciforme. Se postula que se conservó el gen que determina la aparición
de anemia porque da mayor resistencia a la malaria.
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Dominancia y alelomorfismo
Alelomorfismo múltiple
El alelomorfismo múltiple se da cuando un gen puede presentar más de
dos variantes o alelos de un locus; cada individuo tendrá una sólo dos alelos para un gen determinados. Una serie alélica es el conjunto de alelos de un gen.
Isoalelismo: los isoalelos son diferentes alelos de un gen que tienen efecto
fenotípico idéntico.
Grupos sanguíneos humanos
El locus I presenta la serie alélica IA, IB y i. Los alelos IA y IB son iguales de
dominantes, y ambos son dominantes sobre el i. Las combinaciones de la serie
alélica dan 6 genotipos, y 4 fenotipos:
 Grupo A: IAIA o IAi
 Grupo B: IB IB o IBi
 Grupo AB: IB IA
 Grupo O: ii
Color del pelo en el conejo
El locus C presenta la serie alélica C (marrón), cch (chinchilla), ch (himalaya)
y c, en este orden de dominancia: C>cch >ch >c. Las combinaciones entre los 4
alelos dan 10 genotipos y 4 fenotipos.
Color de la piel y del pelo
El color de la piel y del pelo se debe a pigmentos – melaninas, producidas
por melanosomas, orgánulos especializados característicos de los melanocitos.
Hay dos tipos de melanina, la eumelanina (coloración oscura) y la feomelanina
(coloración clara). Los melanosomas se clasifican en función de la melanina que
producen.
La enzima clave en la síntesis de ambos tipos de melanina es la tirosinasa.
Los melanocitos tienen receptores sensibles a señales del organismo, que estimulan o inhiben la síntesis de melanina y proliferación celular de los melanocitos. Estos receptores son estimulados por la α-MSH, e inhibidos por la proteína
agutí.
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Dominancia y alelomorfismo
En los ratones se han descrito más de 100 genes que intervienen en la síntesis de melanina, en diferentes momentos del desarrollo. Mutación en cualquier
gen interfiere en la síntesis de melanina y produce individuo con coloración distinta.
Genes que determinan la coloración del pelo
A – agutí
La proteína agutí es antagonista de la hormona α-MSH, que se une al receptor MC1R bloqueando su actividad. Alelos de locus:
 A. Da pelo con bandas oscuras y claras.
 a. Da pelo oscuro sin bandas.
 AY. Da pelo claro uniforme pero es letal.
B – marrón.
Este locus determina un estabilizador de la tirosinasa. Posibles alelos:
 B. Da pelo de color negro
 b. Da pelo castaño (más claro).
C – albino
Este locus determina la funcionalidad de la tirosinasa. Posibles alelos:
 C – pelo coloreado
 c – albinismo (recesivo)
 ch – conejos himalaya
 cs – gatos siameses
Los alelos ch y cs producen tirosinasa sensible a temperaturas elevadas (37º)
pero funcional a temperaturas bajas (en las extremidades).
D – dilución
No se sabe exactamente como funciona este gen, pero parece está responsable del transporte de la melanina a las células de la epidermis. Determina la dilución del color – color más pálido.
En todos los animales:
En caballos:
 D. Color normal
 DD – marrón (castaño)
 d. Color diluido (recesivo)
 Dd – color aclarado (palomino)
 dd – color muy pálido (cremello)
E – extensión
Codifica el receptor MC1R se la hormona estimuladora de melanocitos.
 E. Color normal.
 e. Impide la depositación de pigmento. Da color dorado en gato y perro.
Piebald (humanos y ratón)
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Dominancia y alelomorfismo
Se caracteriza por manchas sin melanocitos en todo el cuerpo.
Kit
En gato (S) y caballo (W). Codifica el color blanco. Este gen es letal.
Interacción génica
La interacción génica es la interacción entre diferentes genes por la determinación de un carácter fenotípico. Algunas definiciones importantes:
 Gen epistásico. Cuando el genotipo de un locus mascara el efecto del genotipo de otro locus. Por ejemplo, si el genotipo “aa” del locus A determina
que los genotipos del locus B no se muestren, el gen aa es epistásico.
 Gen supresor. Es un alelo (gen) que elimina la expresión fenotípica de
otro alelo concreto de otro gen.
 Gen modificador. Es un alelo (gen) que cambia de forma cuantitativa el
fenotipo determinado por otros genes.
Interacción sin epistasia
Forma de la cresta
La determinación de la forma de la cresta de la gallina es por dos loci, A y B:
 A_B_ (9) – nuez
 aaBB o aaBb – guisante (3)
 AAbb o Aabb (3) – roseta
 aabb (1) – sencilla
Los dos loci interactúan para dar 4 fenotipos diferentes.
Color de la piel
Otro ejemplo de interacción sin epistasia es de la determinación del color de
la capa, por dos loci, B (marrón) y D (dilución).
 B_D_ (9) – negro
 B_dd (3) – negro diluido
 bbDd (3) – marrón
 bbdd (1) – marrón diluido
El alelo D es un gen modificador, porque modifica la expresión del loci D.
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Interacción génica
Epistasia
Epistasia recesiva
En una interacción epistásica recesiva, sólo hay 3 fenotipos, en proporción
9:3:1.
Color de la piel
El color de la piel se determina por dos loci, B (marrón) y C (albino). El genotipo ‘cc’ determina el albinismo, debido a la falta de tirosinasa (no se puede
sintetizar melanina).
 B_C_ (9) – negro
 bbC_ (3) – marrón
 B_cc (3) – albino
 bbcc (1) – albino
En total, hay 4 genotipos que determinan el albinismo. El carácter albinismo, que es recesivo, mascara cualquier genotipo del locus B, porque determina
que no haya producción de pigmento.
Color del pelo del labrador
En el labrador el color se determina por dos locus, B (marrón) y E (extensión). El genotipo ‘ee’ inhibe la depositación de pigmento.
 B_E_ (9) – negro
 bbE_ (3) – marrón
 B_ee (3) – dorado
 bbee (1) – dorado
Cuando el locus E presenta dos alelos recesivos, mascara cualquier genotipo
del locus B, porque inhibe la depositación del pigmento. Por tanto, observamos
una proporción fenotípica de ¼.
Epistasia dominante
El genotipo dominante de un locus mascara el genotipo de otro locus.
Color de lana en ovejas
El color de la lana se determina por dos locus Awh (blanco) y B (marrón).
 Awh_B_ (9) – blanco
 Awhbb (3) – blanco
 aaB_ (3) – negro
 aabb (1) – marrón
En el caso de epistasia dominante, se observa una proporción de 12:3:1, en
este caso 12 blancos, 3 negros y 1 marrón.
Acción génica complementaria – epistasia doble recesiva
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Interacción génica
Pelaje del conejo
El pelaje del conejo puede ser normal o rex (pelaje más denso y más denso).
Se determina por dos loci, R1 y R2.
 R1_R2_ (9) – normales.
 R1_r2r2 (3) – rex
 r1r1R2_ (3) – rex
 r1r1r2r2 (1) – rex
Para obtener un conejo normal hace falta de la intervención de dos alelos
dominantes en los dos loci. Para producir un individuo rex, basta con un locus
de genotipo recesivo. En el caso de acción génica complementaria se da una
proporción de 9:7.
Genes duplicados o epistasia doble dominante
La epistasia doble dominante se da cuando hay dos loci que codifican exactamente la misma información.
Color de capa en bovinos
El color de la capa en bovinos se determina por dos loci, H y S. El alelo dominante da cara blanca.
 H_S_ (9) – cara blanca
 H_ss (3) – cara blanca
 hhS_ (3) – cara blanca
 hhss (1) – cara negra
En los casos de epistasia doble dominante se observa una proporción de
15:1.
Gen supresor
Color de pluma en gallinas
Se determina por dos loci C (color) y I (inhibidor).
 C_I_ (9) – blanco
 C_ii (3) – color
 ccI_ (3) – blanco
 ccii (1) – blanco
El gen inhibidor previene la síntesis de color, por tanto inhibe la acción del
alelo C. Sólo se da el fenotipo colorado cuando el individuo es homocigoto recesivo para el locus I.
Atavismo
Aparición de descendentes con características parecidas a algún antepasado
alejado. Aunque parece que el fenotipo que ha aparecido es nuevo, la verdad es
que era mascarado todo el tiempo.
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Interacción génica
Pleiotropia
Los genes pleiotrópicos tienen efecto sobre más de un carácter fenotípico,
caracteres que aparentemente no están relacionados.
Anemia falciforme
El gen que determina la enfermedad también determina la aparición de
otras patologías, aparentemente no relacionadas al gen.
Cuernos en cabras
El locus que determina la presencia de cuernos en cabras está relacionado
con intersexualidad, que es una anormalidad de los órganos sexuales. El locus P
que determina la aparición de cuernos, determina intersexualidad en hembras y
a veces esterilidad en machos:
Cromosomas
sexuales
Genotipo del locus P
PP
Pp
pp
XX
Intersexo sin cuernos
Hembra sin cuernos
Hembra con cuernos
XY
Macho sin cuernos,
algunos estériles
Macho sin cuernos
Macho con cuernos
Efectos ambientales y expresión génica
Efectos ambientales
El fenotipo es el resultado del genotipo y el ambiente. El ambiente se divide
en dos clases:
 Ambiente externo: temperatura, luz, nutrición, efectos maternales.
 Ambiente interno: edad, sexo, sustrato.
Cuando el ambiente modifica el fenotipo de un locus así que tiene el fenotipo de otro locus
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Efectos ambientales y expresión génica
Ambiente externo
La temperatura y la luz determinan la coloración y densidad del pelaje.
La nutrición puede determinar también el fenotipo, como en el caso de la
fenilcetonuria. La fenilcetonuria es una enfermedad humana debida a la incapacidad de metabolizar fenilalanina. La nutrición de individuo enfermo puede
disminuir los síntomas de la enfermedad, que en realidad son el fenotipo del
genotipo correspondiente.
Efectos maternos
Los efectos maternos se dan en casos que el genotipo de la madre influye el
fenotipo de la descendencia. Por ejemplo, el peso del ternero al destete depende
mucho del genotipo de su madre en cuanto a su producción de leche.
Otro ejemplo es el grupo Rh en humanos. (R>r). Una mujer Rh– y un hombre Rh+ pueden tener un hijo Rh+. En este caso, los glóbulos rojos Rh+ del hijo
producen en la madre una reacción inmune. Si la mujer tiene otros hijos Rh+,
puede morir el feto por ataque del sistema inmune de la madre.
En caballos existe un mecanismo similar, la eritrólisis neonatal. Un cruce
entre caballo A_ (A+) y una yegua aa (A–) puede dar un potro A+. Los antígenos
estimulan el sistema inmune de la madre, que produce anticuerpos. Cuando el
potro se alimenta del calostro, ingiere los anticuerpos que producen hemólisis
de sus eritrocitos. Para resolver este problema, se puede alimentar el potra de
forma artificial o encontrarle una madre adoptiva A+.
Normas de reacción
La norma de reacción es el conjunto de fenotipos de un único genotipo obtenidos en diferentes ambientes.
Norma de reacción simple: un genotipo sólo da un fenotipo: A siempre
da el fenotipo X, B siempre da el fenotipo Y.
Norma de reacción compleja: cada genotipo puede dar más de un fenotipo, y hay solapamiento entre ambos, así que nos se puede deducir el genotipo
a partir del fenotipo, ya que hay solapamiento entre las normas de reacción de
cada locus.
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Efectos ambientales y expresión génica
Penetrancia y expresividad
La penetrancia es el porcentaje de individuos de un genotipo que manifiestan el fenotipo asociado con el genotipo. Cuando la penetrancia es incompleta, no todos los individuos presentan el fenotipo esperado. Es un término que
describe una situación donde no se cumple lo esperado y no se conoce la causa.
La expresividad es el grado de extensión de la expresión de un genotipo.
Por ejemplo, en una enfermedad hereditaria hay diferentes grados de la enfermedad, que son diferentes grados de expresión del genotipo que la determina.
Displasia de la cadera
Por ejemplo, en la displasia de la cadera, se conoce un locus que está relacionado con la patología en los homocigotos recesivos. Sin embargo, no todos
los homocigotos recesivos presentan displasia de cadera.
El modelo mendeliano explica el fenómeno explicando que el gen tiene
penetrancia incompleta, ya que no todos los individuos homocigotos recesivos
presentan la displasia.
El modelo multifactorial con umbral explica el fenómeno por factores
ambientales (nutrición, ejercicio, error en el diagnóstico) y factores genéticos
(varios loci, no todos conocidos).
La penetrancia puede variar en función de la raza:
 Pastor alemán: penetrancia de 86%
 Labrador: penetrancia de 63%
Letalidad
Hay genes que afectan la supervivencia de los individuos que los portan. Se
clasifica por grado de gravedad:
 Genes letales. Determinan muerte prenatal o poco después nacer.
 Subletales. Determinan la muerte después del nacimiento o que no todos
los individuos se mueren.
 Detrimentales. Reducen la esperanza de vida de los individuos.
Ejemplos de genes letales en animales domésticos
Gen W en caballos
En caballos, el locus W determina dos caracteres:
 Color. W>w, el alelo dominante determina el color blanco.
 Letalidad W<w, el genotipo WW es letal.
El genotipo WW provoca anomalías en el embrión que conducen a su muerte, afectando así las proporciones fenotípicas a 2:1 (dos blancos por un negro).
Cualquiera proporción 2:1 significa letalidad homocigótica.
Acondroplasia en bovino
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Letalidad
La acondroplasia bovina es una enfermedad hereditaria que determina enanismo – no hay crecimiento de los huesos largos. Fue descrita por primera vez
en irlanda el año 1776, en la raza Kerry.
 DD – Kerry.
 Dd – Dexter (enanos)
 dd – bulldog (no nacen)
Los individuos dd (bulldog) abortan a los 6-7 meses de gestación.
BLAD (Bovine Leukocyte Adhesion Deficiency)
La BLAD es una enfermedad autosómica recesiva en bovinos que determina
el cambio de un aminoácido que devuelve la integrina afuncional. En humanos,
ratones y perros fueron descritas enfermedades similares.
Las integrinas son glucoproteínas que se localizan en la superficie de los leucocitos. Son heterodímeros formados por dos subunidades (α y β). Regulan la
migración de los leucocitos hacia los tejidos para destruir los agentes patógenos.
La mutación que produce la enfermedad se da en el nucleótido 383, un cambio
de A por G, lo que determina un cambio de ácido aspártico por glicina.
La integrina afuncional implica que los linfocitos no pueden pasar a los tejidos periféricos (salir de la capilar) y por tanto no pueden preformar su función.
Los terneros homocigotos mueren muy jóvenes (menos de un año), normalmente por infecciones bacterianas muy graves.
La enfermedad apareció por primera vez en estados unidos el año 1980 (su
prevalencia es de 14%). El toro portador fue utilizado mucho en inseminaciones
artificial, porque era considerado muy bueno para inseminación de vacuno lechero. El gen difundió en todo el país, por la amplia descendencia del toro portador.
Hemofilia
La hemofilia es una enfermedad hereditaria descrita en muchos mamíferos.
Es causada un alelo que determina la falta de factor de coagulación. Hay dos tipos de hemofilia:
 A. Falta el factor de coagulación VIII
 B. Falta el factor de coagulación IX
Los dos loci se sitúan sobre el cromosoma X, lo que implica mayor prevalencia en los machos.
Alteraciones de la letalidad
Distorsión de la segregación
Alteración de la primera ley de Mendel. Es causada por genes que afectan la
viabilidad de los gametos. En un locus con dos alelos, ‘A’ y ‘a’, hay distorsión de
la segregación si un individuo heterocigoto Aa la probabilidad de producir un
gameto ‘A’ es diferente de la probabilidad de producir un gameto ‘a’.
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Letalidad
Se ha descrito en ratones sin cola y en las moscas Drosophila. En los gametos masculinos, los gametos con genotipo ‘a’ no son viables, por tanto los gametos masculinos siempre serán ‘A’.
Influencia del ambiente sobre la letalidad
La letalidad, como otras características, está influida por el ambiente. La
manifestación de muchas de estas enfermedades con base genética depende del
ambiente. Enfermedades hereditarias influidas por el ambiente:
 Hemofilia
 Diabetes mellitus
 Displasia de la cadera
Herencia cuantitativa
Los caracteres de variabilidad continua son caracteres mesurables (altura, peso, color, producción de leche, fertilidad etc.) que varían de manera continua dentro de un rango, siguiendo una distribución normal. También incluyen
los caracteres discretos y contables con un número grande de clases (por ejemplo, número de huevos puestos – no hay 1.5 huevos).
La escuela mendeliana (Bateston y De Vries) creía que los caracteres
cuantitativos no eran heredables, y que las diferencias hereditarias evolutivamente importantes eran cualitativas y discontinuas.
La escuela biométrica (Galton) creía que los caracteres cuantitativos eran
heredables, pero negaban que unidades particuladas como los genes pudieran
explicar su herencia.
Galton era un médico que trabajaba
comparando los padres y sus hijos, en cuanto a diferentes características cuantitativas.
Llegó a la conclusión que las leyes de Mendel no podían explicar estas relaciones (estaba equivocado).
W. Johannsen (1903) demostró que
un carácter cuantitativo (el peso de una judía de Phaseolous vulgaris) estaba determinado por el ambiente y el genotipo. En sus
experimentos partía de 14 líneas puras que
producían siempre judías del mismo peso.
Cruzaba las diferentes líneas, y observó las
variaciones en el peso de la judía. La diferencia entre líneas se debía al ambiente y el genotipo, mientras que las diferencias dentro de
una cruz se debía sólo al ambiente.
N. H. Nilsson-Ehle (1909) demostró
que los caracteres cuantitativos siguen una
herencia mendeliana en sus experimentos
sobre la coloración del trigo. Poligenes: efecto
pequeño y aditivo sobre un carácter.
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Herencia cuantitativa
La varianza de la F1 es similar a la de las líneas puras. La varianza en las líneas puras depende solamente del ambiente, y en la F1 también – porque presenta uniformidad genotípica. En la F2 la media es parecida a la media tanto de
la F1 como de la P, pero la varianza es más grande, porque se debe al ambiente y
a la graduación genotípica, que dará diferentes genotipos.
El ambiente desdibuja las clases fenotípicas determinadas por el genotipo
creando una barrera de fenotipos. Como resultado, no se puede saber el genotipo según el fenotipo.
Fisher postuló el modelo infinitesimal, que dice que los caracteres cuantitativos están determinados por infinitos genes (poligenes), cada uno con efecto
muy pequeño y aditivo sobre el carácter.
Los caracteres cuantitativos son la “caja negra” de la genética. No se conoce
el número exacto de genes implicados en la regulación de caracteres cuantitativos, ni su localización.
QTL – Quantitative Trait Locus. Locus cuyos alelos afectan a la variación de
un carácter cuantitativo. Tienen un efecto importante sobre el carácter cuantitativo. Hay unos cuantos QTL conocidos para la producción de leche en bovinos
(DGAT1) y para la depositación de grasa en cerdos (IGF2).
La mejora genética asume el modelo infinitesimal de Fisher a la hora de intentar mejorar caracteres cuantitativos.
18
Teoría cromosómica de la herencia
Teoría cromosómica de la herencia
 1865 – presentación del trabajo de Mendel
 1878 – W. Flemming. Observó en la meiosis unas estructuras (cromosomas) que se parten longitudinalmente y se movían hacia polos opuestos
de la célula.
 1888 – W. Waldeyer. Utilizó el término cromosoma para definir estas estructuras.
 1887-1891 – Weismann. Postuló que los cromosomas eran el material hereditario y predijo que en los gametos el número de cromosomas debía
reducirse a la mitad para que el número de cromosomas se mantuviera
constante de generación a generación.
 1902 – W. Sutton y T. Boveri. Establecieron el paralelismo entre la segregación y distribución independiente de los factores Mendelianos y la
meiosis. Los genes están localizados en los cromosomas.
Mitosis
Meiosis
 Una división celular produce dos
células hijas.
 Dos divisiones celulares producen
cuatros productos meióticos.
 El número de cromosomas por
núcleo se mantiene constante.
 Número de cromosomas dividido
en dos en los productos meióticos.
 Una fase S premitótica por división celular.
 Una fase S premeiótica para las dos
divisiones celulares.
 Normalmente no hay apareamiento entre cromosomas homólogos.
 Sinapsis completa entre dos homólogos en la profase I.
 Normalmente no hay entrecruzamientos.
 Al menos un entrecruzamiento por
par de homólogos.
 Los centrómeros se dividen en
anafase.
 Los centrómeros no se dividen en
anafase I sino en anafase II.
 Proceso conservador – genotipo
de células hijas idéntico al genotipo de la célula madre.
 Genera variación entre los productos meióticos.
 La célula que sufre mitosis puede
ser diploide o haploide.
 La célula que sufre meiosis siempre
es diploide.
El cariotipo es el conjunto de cromosomas de una especie, en función de su
forma y tamaño. La forma depende de la posición del centrómero. Los cromosomas pueden ser telocéntricos (centrómero localizado en la punta del cromosoma) metacéntricos (localizado en el centro del cromosoma) o acrocéntricos (localizado en algún punto entre el extremo y el centro).
Los cromosomas se dividen en autosomas y sexuales. El sexo homogamético se determina por dos copias de un cromosoma sexual (por ejemplo XX
en mamíferos – hembra, y ZZ en aves – macho). El sexo heterogamético se determina por tener dos cromosomas sexuales diferentes (el XY en mamíferos –
macho, y ZW en aves – hembra).
19
Teoría cromosómica de la herencia
En aves hay microcromosomas – no se pueden diferenciar por métodos
de tinción. Recién fue desarrollado un método que permite reconocer el cariotipo de aves.
En la especie bovina los cromosomas son de tamaño y forma parecidos – casi todos son telocéntricos o acrocéntricos. Hasta el desarrollo de técnicas de tinción en bandas, no se podía reconocer el cariotipo de la especie. El cariotipo de
la especie humana tampoco se podía describir antes del desarrollo de este método, que permite diferenciar los cromosomas en función de la tinción en bandas, que permite distinguir los diferentes cromosomas.
Hay varios métodos de tinción en bandas:
 Giemsa – G
 Reversei – R
 Mostasa de quinacrina – Q
El ideograma es la representación gráfica de la tinción en bandas, en función
de la sustancia química utilizada. Puede ser utilizado para reconocer cierta región del cromosoma.
Determinación meiótica del sexo
Hay dos diferentes modelos de la determinación meiótica de sexo: modelo
de dosis y de cromosoma Y.
Determinación cromosómica del sexo
Modelo de dosis
20
Determinación meiótica del sexo
En la mosca Drosophila el equilibrio entre cromosomas autosómicos y cromosomas sexuales determina el sexo. Por ejemplo, un individuo que tiene dos
cromosomas XX tiene relación 2X/2N, igual a 1. Esta proporción determina sexo femenino. Un individuo XY tiene relación 1X/2N, igual a 0.5. Esta proporción determina un macho.
Estas proporciones son las que determinan el sexo. Los individuos XXY y
XO (producidos por errores en la meiosis) demuestran el modelo – el individuo
XXY tiene proporción 2X/2N de 1, por tanto es una hembra, aunque tiene cromosoma X; el individuo XO tiene proporción de 0.5, por tanto es macho, aunque no tiene el cromosoma Y.
Modelo del cromosoma Y
El sexo en mamíferos se determina por el cromosoma Y:
 XY – macho
 XX – hembra
 XXY – macho
 XO – hembra.
Determinación del sexo gonadal
La gónada no diferenciada se transforma en femenina o masculina en función de la expresión génica. Si en la gónada no diferenciada se reprimen los genes masculinos, la gónada se desarrolla en ovarios. Si en la gónada no diferenciada el gen SRY reprime los represores de los genes masculinos, la gónada se
desarrolla en testículos.
El SRY determina la iniciación de diferenciación en macho. Inicia una cascada génica que determina la formación de un individuo macho fértil.
Determinación de sexo en otras especies
No se sabe como se determina el sexo en aves, si es por el modelo de dosis o
por el modelo de cromosoma W. Por un lado, no se ha demostrado la existencia
de un SRY, por tanto no se puede comprobar el modelo de cromosoma W. Por el
otro lado, no se han encontrado individuos ZO y los individuos ZZW no son
concluyentes, por tanto no se puede comprobar el modelo de dosis.
El gen DMTR1, implicado en el desarrollo de testículos en mamíferos, se ha
encontrado en el cromosoma Z, lo que refuerza el modelo de dosis. El gen PKC1,
localizado en el cromosoma W, podría determinar el desarrollo de gónadas femeninas.
En peces anfibios y reptiles hay mucha variabilidad en la determinación del
sexo. En algunas especies hay cromosomas sexuales, en otros el contenido cromosómico es igual y la determinación del sexo es según el ambiente.
Herencia relacionada con el sexo
Genes ligados al sexo son genes localizados en los cromosomas sexuales.
Hay varios tipos de genes ligados al sexo:
 Ligados a X. Localizados en la región diferencial del X.
21
Determinación meiótica del sexo
 Ligados a Y (holandricos). Localizados en la región diferencial del Y.
 Ligados a X y Y (seudoautosómicos). Localizados en la región homologa
del X y Y.
Genes influidos por el sexo son genes autosómicos con dominancia o
recesividad influida por el sexo.
Genes limitados a un sexo son genes autosómicos que sólo se manifiestan en uno de los dos sexos.
Regiones comunes entre cromosomas sexuales
La región homóloga entre los dos cromosomas sexuales consta de dos regiones, PAR-1 y PAR-2. Esta región homóloga es la que permite la precombinación de los dos cromosomas sexuales. Hay muy poca información codificada en
el cromosoma Y.
Hay pocos ejemplos de caracteres (y enfermedades) ligados a X y Y; hay pocos ejemplos de enfermedades ligados al cromosoma Y; hay muchos ejemplos de
enfermedades ligadas al cromosoma X.
Genes ligados al sexo (ligados a X)
El fenotipo del alelo recesivo siempre es más frecuente en los machos que en
las hembras. Los machos son hemicigotos – sólo presentan un locus.
La descendencia de un macho afectado no está afectada. Todas las hijas del
macho afectado son portadoras, mientras que sus hijos no son afectados.
La descendencia de una hembra afectada también se diferencia por el sexo –
los hijos siempre son afectados, mientras que las hijas son portadoras.
22
Determinación meiótica del sexo
Inactivación del cromosoma X
Barr y Bertram observaron que el núcleo de las células nerviosas que no se
dividen contiene generalmente un cuerpo que se tiñe intensamente en las hembras, pero no en los machos. Este cuerpo que se tiñe se conoce actualmente como cromatina sexual o corpúsculo de Barr. Aunque este corpúsculo había
sido observado por otros investigadores, Barr y Bertram fueron los primeros en
notar que se presentaba solamente en células de hembras. En un intento de explicar sus observaciones surgieron que podía ser un cromosoma X altamente
condensado. Otros investigadores demostraron que tenían razón.
La hipótesis de Lyon sugiere que el cromosoma X muy condensado que
aparece en las células femeninas es el resultado de la inactivación al azar de un
cromosoma X, en un estadio temprano del desarrollo embrionario femenino. El
resultado de la inactivación al azar del cromosoma X es que las hembras son
mosaicos, que constan de dos poblaciones celulares distintas con un origen
común: una población de células con cromosoma X maternal inactivado, y una
población con cromosoma X paternal inactivado.
Obviamente, el resultado de la inactivación del cromosoma X en las hembras es que cada célula de la hembra tiene la misma cantidad de producto génico de los genes ligados al X que las células del macho. Por lo tanto, la inactivación del X es un mecanismo que compensa la diferencia de dosis génica entre
machos y hembras en relación con los genes ligados al sexo. Este efecto de la
inactivación se conoce como compensación de dosis.
El mosaico de naranja y no-naranja conocido como concha de tortuga se
debe a un proceso de inactivación al azar del cromosoma X. El pelo naranja se
debe a un alelo O ligado al cromosoma X que impide la producción del pigmento
oscuro (negro o marrón) pero permite la producción de pigmento amarillo. El
pelo no naranja resulta de la acción del alelo normal (salvaje) del mismo locus o,
que es responsable de la producción del pigmento oscuro, independientemente
de la capa. Dado que ambos alelos deben estar presentes para producir el mosaico de naranja y no-naranja, los gatos concha de tortuga deben ser heterocigotos XOXo, en el citado locus.
El proceso de inactivación al azar del cromosoma X proporciona una explicación satisfactoria para el color de los gatas concha de tortuga; cada mancha
de color naranja representa las células que descienden de aquella en que el alelo
no-naranja y fue inactivado y viceversa. Por otra parte, la distribución aparentemente aleatoria de las manchas y la misma superficie aproximada de pelaje
naranja y no naranja son observaciones esperadas si el cromosoma X inactivado
es elegido al azar.
23
Ligamiento
Ligamiento
Existen al menos arios miles de genes diferentes; sin embargo, hay solamente un numero relativamente pequeño de cromosomas. Por tanto inevitablemente cada cromosoma ha de contener muchos genes diferentes, cada uno de los
cuales ocupa un lugar específico (locus) en el cromosoma. Si los cromosomas se
heredaran como unidades íntegras, entonces para todos los loci de un cromosoma particular, los alelos presentes en estos cromosomas se segregarían siempre juntos.
En la práctica, los cromosomas no se heredan como unidades íntegras. Por
el contrario, cuando los cromosomas homólogos están emparejados durante la
primera fase de la meiosis tiene lugar el entrecruzamiento o recombinación. Durante la sinapsis, se producen roturas y reuniones de cromátides. Si los dos extremos rotos de una cromátide rota se unen, entonces esa cromátide se heredará
aún como una unidad íntegra. Sin embargo, si la rotura tiene lugar en la misma
posición en dos cromátides adyacentes, entonces pueden unirse a veces segmentos de cromátides diferentes para dar a cromátides recombinantes. La recombinación sólo tendrá efecto si se produce entre dos cromátides homólogas, y
no entre cromátides hermanas.
Hay relación directa entre la distancia física que separa dos loci del mismo
cromosoma y el numero de entrecruzamientos entre ellos. Desafortunadamente,
ese número no se puede medir directamente. Sin embargo, observando la progenie de ciertos cruzamientos podemos calcular la fracción de recombinación que es la proporción de gametos de un padre que sólo pueden haber resultado por entrecruzamiento.
Si dos loci se encuentran muy juntos en el mismo cromosoma, entonces la
fracción de recombinación es bastante baja y se dice que los loci se encuentran
estrechamente ligados. Los loci más separados en el mismo cromosoma tienen
más entrecruzamiento entre ellos y por lo tanto fracciones de recombinación
mayores.
Cuando dos loci se encuentran muy alejados en el mismo cromosoma los
gametos recombinantes son tan frecuentes como los no recombinados, lo que da
lugar al máximo valor de fracción de recombinación, que es de 50%. Los loci que
están lo suficiente alejados en el mismo cromosoma como para tener una fracción de recombinación del 50% se consideran efectivamente no ligados, aunque
en realidad pertenecen al mismo cromosoma, porque se segregan independientemente como si estuvieran en cromosomas distintos.
La relación entre la fracción de recombinación y la distancia entre dos loci
permite la construcción de mapas de ligamiento, en los loci que posicionan
de acuerdo a la fracción de recombinación entre ellos. En tales mapas la distancia entre loci se expresa como la distancia de mapa (en unidades de centimorgans, cM), que es la función de recombinación. Estimando la fracción de recombinación entre muchos pares de loci dentro de una especie aparecen claramente
grupos de loci ligados (grupos de ligamiento). Como los loci de cada grupo están
ligados, deben localizarse en el mismo cromosoma. De aquí se deduce por tanto,
que si se ha identificado el suficiente número de loci en una especie, el número
de grupos de ligamiento será igual al número de pares de cromosomas.
24
Introducción a la genética de poblaciones
Genética de poblaciones
Introducción
La mayoría de los caracteres de interés económico son cuantitativos, la suma
de efecto de muchos genes (poligenes). Ejemplos:
 Peso corporal
 Aptitud materna para la cría
 Velocidad en carrera
 Caracteres de comportamiento
 Puntuación morfología general
Las características cuantitativas se ajustan a la distribución normal. Hay
muchas enfermedades hereditarias producidas por herencia Mendeliana simple;
la genética de poblaciones estudia su prevalencia y distribución en las diferentes
poblaciones.
Por ejemplo, en cerdos se ha observado que algunos individuos no responden bien a anestesia. Estos animales son más sensibles a estrés. Este carácter
está ligado a un único gen. Se puede mejorar una raza escogiendo individuos reproductores sin el carácter.
La genética de poblaciones consta del estudio de la estructura de una población. Su objetivo es describir y medir la diversidad genética de las poblaciones
en el espacio y el tiempo (estructura genética), así como determinar los procesos
evolutivos por los cuales va a tener lugar esta estructuración.
Los objetivos específicos de la genética de poblaciones son:
 Caracterizar genéticamente la raza o la población.
 Estudiar los niveles de variabilidad y la estructuración genética dentro de
las poblaciones mediante los estudios comparativos.
 Obtener estimaciones medianas de consanguinidad. La consanguinidad se
define como el grado de cruzamientos entre parientes. Aumenta la proporción de homocigotos (grado de homocigosidad) disminuyendo la
proporción de heterocigotos (grado de heterocigosidad). La depresión
consanguínea es la disminución del rendimiento debido a niveles altos
de consanguinidad. El nivel de consanguinidad de un individuo se puede
medir partiendo del pedigrí de un animal, o por análisis de marcadores
genéticos conocidos, comparando el grado de variabilidad del individuo
frente una población en equilibrio genético (se mantienen constantes las
proporciones genéticas a lo largo del tiempo).
 Identificar genéticamente los individuos y disponer de una herramienta
fiable de la verificación de paternidad, utilizando marcadores genéticos.
 Identificar posibles marcadores específicos de razas.
 Identificar las combinaciones haplotípicas más favorables de los individuos más heterocigotos, para la programación de apareamiento, en casos
de poblaciones en peligro de extinción o con el fin de mantener el máximo
25
Introducción a la genética de poblaciones
grado de diversidad dentro de una especie o raza. El fin de este método es
vigilar el grado de consanguinidad que puede producir una depresión consanguínea.
 Asignar individuos incógnitos a poblaciones determinados (clasificar
animales de razas o poblaciones desconocidas).
 Recerca de los núcleos o subpoblaciones más interesantes para una posible reintroducción o reconstrucción de una raza, con el fin de incrementar
la diversidad.
 Cuantificar el grado de divergencia genética entre poblaciones. Cálculo de
distancias y estudio de las relaciones filogenéticas entre poblaciones.
Medida de variabilidad genética
Para medir la variación genética de una población, estudiamos una muestra
de individuos y de genes, a partir de los cuales inferiremos la variabilidad genética de la población. Se utilizan caracteres morfológicos, fisiológicos, de comportamientos y moleculares.
Metodología molecular
La muestra debe ser representativa – los individuos y los genes escogidos
al azar. La muestra también debe ser precisa – la metodología escogida ha de
ser suficientemente sensible para detectar los diferentes estados o alelos presentes en un locus determinado.
Divergencia proteica
 Electroforesis. Utiliza polimorfismo bioquímico. Separa proteínas sobre
un soporte de almidón, azarosa, poliacrilamida etc.
 Técnicas inmunológicas. Fijación del complemento, reacción antígenoanticuerpo, grupos sanguíneos etc.
 Secuenciación de proteínas
Divergencia de ácidos nucleicos
 Hibridación del ADN
 Marcadores moleculares: RFLP, RAPD, VNTR (microsatélites y macrosatélites), SNP etc.
 Divergencia del DNA mitocondrial. Importante en estudios evolutivos porque su herencia es estrictamente maternal.
Descripción genética de la población
En un locus autosómico con dos alelos, A y a, dentro de una población con n
individuos, el número total de genes será 2n.
Las frecuencias genotípicas de este locus serán P, H y Q respectivamente. La
suma de P, H y Q es igual a 1.
 AA – P
 Aa – H
26
Introducción a la genética de poblaciones
 aa – Q
Las frecuencias génicas (de cada alelo) será p (para alelo A) y q (para el alelo
a). La suma de p y q es igual a 1.
Las frecuencias génicas se pueden conseguir a partir del recuento génico, o a
partir de las frecuencias genotípicas.
A partir del recuento génico:
p  f  A 
N º alelos A
2N
q  f a 
N º alelos a
2N
A partir de las frecuencias genotípicas:
p  P  ½H
q  Q  ½H
Ley de Hardy-Weinberg (1908)
En una población grande, con apareamiento aleatorio, y en ausencia de migración, mutación y selección, se cumplen los siguientes fenómenos:
1. Las frecuencias génicas y genotípicas se mantienen constantes de una
generación a otra.
2. Las frecuencias genotípicas de la descendencia dependen exclusivamente de las frecuencias génicas de los padres, y no de sus frecuencias genotípicas, siendo igual a p2, 2pq y q2. En otras palabras,
los genotipos no se heredan, sino que los genes.
Una población consigue equilibrio genético (HWE) en una única generación
de apareamiento aleatorio (para un gen autosómico con frecuencias iguales en
ambas subpoblaciones de machos y hembras). Las frecuencias génicas en el
equilibrio son las mismas que leas de la generación parental.
27
Ley de Hardy-Weinberg
Relación entre frecuencias génicas y genotípicas
Si las frecuencias son diferentes en las subpoblaciones machos y hembras, el
HWE se consigue en dos generaciones de apareamientos aleatorios (en el paso
de F1 a F2). A partir de la F2 las frecuencias genotípicas y fenotípicas se mantienen constantes.
Relación entre frecuencias génicas y genotípicas
En una población en equilibrio de Hardy-Weinberg, las frecuencias genotípicas para un único locus con dos alelos dependen de las frecuencias génicas.
La frecuencia de heterocigotos no puede ser nunca superior a los 50%, y este
máximo se consigue cuando p = q = ½.
Cuando la frecuencia génica de un alelo es baja, el alelo raro se presenta
predominantemente en los heterocigotos – la frecuencia de los homocigotos
siendo muy baja.
Población en equilibrio genético de HardyLa población en equilibrio mantiene las frecuencias génicas y genotípicas
constantes de una generación a otra. Se deben mantener ciertas condiciones para conseguir el equilibrio:
 No hay migración (población en reproducción cerrada).
 No hay mutación
 No hay selección (ni natural ni artificial – todos los individuos tienen las
mismas posibilidades de ser reproductores).
 Población muy grande – si fuera de tamaño pequeño, las frecuencias génicas podrían variar debido exclusivamente al azar.
 Los apareamientos son aleatorios – el apareamiento entre individuos
emparentados (consanguíneos) puede romper el equilibrio.
Población en reproducción cerrada
28
Ley de Hardy-Weinberg
Población en equilibrio de Hardy-Weinberg
Esta condición implica que individuos de otras poblaciones no se pueden
reproducir con los de la población en equilibrio. Cuando vienen a reproducirse
individuos de otras poblaciones, este fenómeno se considera como migración.
La migración modifica las frecuencias génicas.
Ausencia de mutaciones
Las mutaciones son sucesos poco probables, y constituye en la modificación
espontánea de un alelo. Por ejemplo, en uno de cada 100,000 apareamientos, el
alelo A puede transformarse en el alelo a o en una nueva variante. La mutación
es la principal causa de generación de nueva variabilidad.
Descendencia igual por individuo
Si un genotipo deja más descendientes que otro, se modifican las frecuencias
génicas, y a consecuencia, las frecuencias genotípicas. Por ejemplo, si los individuos AA dejan más descendientes, hay una tendencia a aumentar la frecuencia
de los alelos A en la población. Este fenómeno se conoce como selección.
También es importante que la población sea libre de diferencias de fertilidad
(por ejemplo, de abortos), dando número igual de descendientes iguales de viables.
Tamaño infinito
Si la población no es infinita, la frecuencia de alelos A y a en los espermatozoides y óvulos no es exactamente p y q, y por tanto P’, Q’ y H’ son diferentes de
P, Q y H. Este fenómeno de muestreo, muy importante en poblaciones pequeñas, se conoce como deriva genética. Es importante tenerlo en cuanta, para
evitar problemas debidos al azar (sesgos de muestreo).
Apareamiento al azar
Si los apareamientos no son al azar, la probabilidad de que un alelo A se encuentra un alelo a no es el producto de sus probabilidades (p·q). Las frecuencias
genotípicas P, Q y H varían, aunque las frecuencias génicas p y q continúan
siendo constantes. Una población que se aparea al azar es panmixia (debida al
azar).
Hay varias sistemas en los cuales el apareamiento no se produce al azar; por
ejemplo, el apareamiento de individuos emparentados, apareamiento consanguíneo, o bien el apareamiento de individuos que presentan valores similares de
carácter, apareamiento clasificado o asociativo, no se dan al azar.
29
Ley de Hardy-Weinberg
Test de equilibrio de Hardy-Weinberg
Test de equilibrio de Hardy-Weinberg
Al analizar una población determinada, se comparan la proporción de homocigotos con la proporción esperada (2pq) en la población en equilibrio genético. Si la proporción observada es superior a 2pq, puede ser que la variabilidad
se debe a la introducción de reproductores (incremento de diversidad). Si la
proporción observada es inferior a 2pq, puede ser que se debe a consaguinidad
(incremento de la homocigosidad).
Por ejemplo, la tabla siguiente contiene los datos referentes a una población
de Gos d’Atura de Cataluña, por el sistema electroforético de la albúmina.
AA
AB
BB
Total
Observado 31.0 36.0 19.0 86
Esperado
27.9 42.2 15.9 86
Las frecuencias génicas calculadas a partir de los datos observados son las
siguientes:
 A – 0.57
 B – 0.43
La hipótesis nula (H0) es que la muestra de 86 perros proviene de una población con las frecuencias genotípicas en equilibrio de Hardy-Weinberg. En este caso, los números esperados serán iguales a los esperados (en promedio).
Para analizar la muestra se utiliza el test de χ2, con grados de libertad iguales
a número de genotipos (3) menos el número de alelos (2).
 
2
O  E 
E
2

31  27.9  36  42.2   19 15.9   0.34  0.91  0.6  1.85
27.9
42.2
15.9
Al consultar tabla, se consigue el valor de χ2 con los grados de libertad correspondientes   2  3.84  .
0.05
Como el valor calculado es inferior a 3.84, se puede concluir que las diferencias observadas son insignificativas, y se acepta la hipótesis nula – la población
se considera en equilibrio de Hardy-Weinberg.
Si el test de equilibrio sale negativo (no se cumplen las proporciones), no se
puede saber cual es la causa de desequilibrio. Si el test sale positivo, se puede
concluir que se cumplen todos los requisitos del equilibrio descritos antes.
30
Ley de Hardy-Weinberg
Extensiones a la ley de Hardy-Weinberg
Extensiones a la ley de Hardy-Weinberg
Alelos múltiples
Las frecuencias génicas serán:
 A1 – p
 A2 – q
 A3 – r
La suma de las frecuencias de los diferentes alelos siempre será igual a 1.
Las frecuencias genotípicas se modifican en función de las frecuentas génicas:
A1A1
p2
A1A2
+
2pq
A1A3
+
2pr
A2A2
+
q2
A2A3
+
2qr
A3A3
+
r2
= 1
Genes ligados al sexo
En el caso de genes ligados al sexo, las hembras contribuyen ⅔ de los genes
en el conjunto de la población, mientras que los machos contribuyen sólo el ⅓.
Hembras
Machos
A1A1 A1A2
A2A2 A1
A2
P
H
Q
R
S
p 2f
2 pf qf
q2f
pm
qm
La frecuencia génica media en la población se calcula de la forma siguiente:
p  ⅔ p f +⅓ pm =⅓  2 p f  pm  = ⅓  2p  H  R
En equilibrio, la frecuencia media es igual a la frecuencia en machos y en
hembras.
Si las frecuencias génicas son las mismas en las subpoblaciones de machos y
hembras, se llega al equilibrio en una única generación de apareamiento aleatorio.
Si las frecuencias génicas de machos y hembras son diferentes, se requieren
más de dos generaciones de apareamientos aleatorios para conseguir el equilibrio.
Equilibrio en más de un locus
Para que una población esté en equilibrio de Hardy-Weinberg, es necesario
que sus gametos también estén en equilibrio, es decir, que las frecuencias de un
determinado gameto sea su frecuencia en equilibrio.
31
Genes
A
a
B
b
Frecuencias génicas
p
q
r
s
Ley de Hardy-Weinberg
Extensiones a la ley de Hardy-Weinberg
Gametos
AB
Ab
aB
ab
Frecuencias en equilibrio
pr
ps
qr
qs
Frecuencias reales
t
u
v
w
El equilibrio se da cuando el producto de acoplamiento es igual al producto
de repulsión (tw = uv)
Si tw–uv ≠ 0 = d (desequilibrio).
El d es producto del desequilibrio de ligamiento o desequilibrio en fase
gamética. Es igual a la diferencia en la producción de gametos en estado de acoplamiento versus estado de repulsión. El valor máximo de d es 0.25 (cuando sólo se dan AB y ab) y el valor mínimo es de –0.25 (cuando sólo se dan Ab y aB).
Cuando una población con desequilibrio de ligamiento se aparea al azar, la
cantidad de desequilibrio va reduciendo progresivamente en cada generación.
El coeficiente de recombinación es un factor muy importante en la determinación del desequilibrio. Cuanto mayor sea el coeficiente, más rápido se llega al
equilibrio de Hardy-Weinberg.
d t  d 0 1  c 
t
Fuerzas que modifican las frecuencias génicas
 Migración
 Mutación
 Selección
 Deriva genética
 Apareamiento no aleatorio
La migración, mutación y selección producen cambios predecibles cuantitativamente y cualitativamente.
Migración
La migración consta de la introducción de una población de genes o alelos
que provienen de otra población.
De una población donadora (D) en la cual la frecuencia del alelo A1 es pD, se
produce una migración en tasa m hacia la población receptora (R). Se puede
calcular la frecuencia del alelo A1 en la población r después de la migración – su
frecuencia entre los nuevos individuos (pD) y su frecuencia entre los individuos
pertenecientes de la población receptora (pR). La frecuencia de p en la población
R al cabo de una generación se calcula mediante la fórmula:
p1  pR  mpR  mpD  pR  m  pD  pR   pR  p
Al cabo de t generaciones la frecuencia de p en la población R será:
32
Ley de Hardy-Weinberg
Fuerzas que modifican las frecuencias génicas
p1  pR  mpR  mpD  pR 1  m   pD m
p1  pD  pR 1  m   mpD  pD
p1  pD  pR 1  m   pD 1  m   1  m  pR  pD 
P2  pD  1  m 
P3  pD
p
 1  m   p
R
 pD 
R
 pD 
2
3
Pt  pD  1  m   pR  pD 
t
Pt  pD  1  m   pR  pD 
t
Mutación
La mutación es la transformación espontánea de un alelo a otro. Es la fuente
primaria de variabilidad genética. Hay diferentes clases de mutación:
 Mutación no recurrente o puntual. Tiene poca importancia en la modificación de frecuencias génicas por su baja probabilidad. Tiene poca importancia evolutiva.
 Mutación recurrente. Aparecen regularmente en una determinada frecuencia. La frecuencia de mutación suele oscilar entre 104-108.
La mutación puede ser beneficiosa, entonces se mantendrá en la población
por su ventaja; si no es beneficiosa, desaparecerá rápidamente; si la mutación es
neutra, no modifica la funcionalidad del individuo. Estas mutaciones son muy
importantes en estudios evolutivos, porque permiten la estimación de la diferencia evolutiva entre dos poblaciones.
Mutación recurrente irreversible
Este tipo de mutación consta de la transformación irreversible del alelo A al
alelo a, a cierta frecuencia u.
u
A 
a
p
q
G0
p0
q0
G1
p1  p0  up0
q1  q0  up0
p  up0
Si el número de generaciones es muy elevado:
n
qn  1  1  u  1  q0 


Mutación recurrente reversible
Este tipo de mutación puede llegar a equilibrio, cuando el número de alelos
A que se han transformados en a es igual al número de alelos a transformados
en A.
33
Ley de Hardy-Weinberg
Fuerzas que modifican las frecuencias génicas

a
A 

v
u
p
q
G0
q0
G1
q1  q0  up0  vq0
q  up0  vq0
El equilibrio se da cuando q  0 .
Cálculo de las frecuencias génicas en el equilibrio:
upˆ  vqˆ
upˆ  vqˆ  0
u 1  qˆ   vqˆ  0
u  uqˆ  vqˆ  0
u  uqˆ  vqˆ  qˆ  u  v 
qˆ 
u
uv
pˆ 
v
uv
Conclusión: los valores de p̂ y q̂ en equilibrio son independientes de las
frecuencias génicas iniciales (p y q).
Cálculo del número de generaciones que la población tarda en llegar al equilibrio:
n
q  qˆ
1
 ln 0
uv
qn  qˆ
34
Ley de Hardy-Weinberg
Fuerzas que modifican las frecuencias génicas
Selección
La selección se da cuando no todos los genotipos tienen el mismo número de
descendencia – difieren en la fertilidad y viabilidad. Puede ser natural (alelo recesivo letal, por ejemplo) o artificial.
La proporción contribuida a la población por un genotipo se representa por
w. Este valor se conoce como aptitud, fitness, eficacia biológica o valor selectivo.
Si no hay diferencia entre los diferentes genotipos, todos tienen un valor w de
100%. La aptitud se puede modificar, de forma natural o artificial.
El coeficiente de selección, s es la proporción de un genotipo que no se reproduce.
w  1 s
La selección depende de la dominancia del locus:
 Dominancia completa.
o Eliminación parcial de los recesivos, selección contra a.
o Eliminación total de los recesivos, selección contra a (s = 1).
o Selección contra el dominante A.
 Codominancia (A1=A2). Selección contra el A2.
 Dominancia parcial de A1. Selección contra el A2.
 Sobredominancia
o Selección contra los homocigotos (A1A1 o A2A2)
o Selección contra los heterocigotos (A1A2)
Dominancia completa, eliminación de recesivos
Genotipo
35
AA
Aa
aa
Total
Frecuencia antes de selección
p2
2 pq
q2
Coeficiente de selección
0
0
s 1
Aptitud (w)
1
1
0
Frecuencias después de selección
p2
2 pq
0
W  p2  2 pq  1
Frecuencias después de selección,
normalizada
p2
W
2 pq
W
0
1
1
Ley de Hardy-Weinberg
Fuerzas que modifican las frecuencias génicas
Cambio de la frecuencia génica
q1  0 
q 1  q 
pq
pq
q



2
W 1 q
1  q 1  q  1  q
q  q1  q 
q
q  q  q2
q2
q 

0
1 q
1 q
1 q
Número de generaciones para eliminar el gen a de la población:
q0
q1 
q0
1  q0
q2 
q0
q1

1  q1 1  2q0
qn 
q0
1  nq0
n


Si s  1 
q  
1 1

qn q0
sq 2 1  q 
q  sq 2
q 1  qn  
1 1 1
n     ln 0

s  qn q0
qn 1  q0  
Cambio de las frecuencias génicas en una generación de selección
36
Ley de Hardy-Weinberg
Fuerzas que modifican las frecuencias génicas
Eficacia de la selección
La selección es más eficaz en frecuencias intermedias y menos efectiva
cuando q es muy pequeña – la diferencia de q observada será muy pequeña en
casos de frecuencia génica inicial baja.
La selección a favor o en contra de un gen recesivo es muy ineficaz cuando el
alelo recesivo es raro (encubierto en los heterocigotos).
Deriva genética
La deriva genética provoca la pérdida de alelos en poblaciones pequeñas,
por el efecto del azar.
Si se dispone de un saco con 80% de bolas blancas y 20% de bolas negras, y
se extraen 10 bolas, a veces se extraen exactamente 8 bolas blancas y 2 negras,
pero frecuentemente el número de bolas blancas y negras no se corresponde
exactamente con la proporción 80%-20%.
Cuando se dispone de una población de 10 individuos que se reproducen al
azar, en la cual hay 80% de alelos A y 20% de alelos a, no siempre 8 pares de
gametos con el alelo A y dos con el alelo a darán lugar a la siguiente generación.
Si 7 pares de gametos con el alelo A y 3 con el alelo a son los que tienen éxito, las
frecuencias génicas ya pasarán a ser del 70% y 30%. Esta situación errática continúa de generación a generación, hasta que casualmente sólo gametos con el
alelo A se reproducen, lo que implica la pérdida del alelo a, y que todos los individuos de la población serán AA. Cuando se da esta situación, se dice que el alelo
A está fijado.
También se puede dar el caso que sea el alelo a que se fije, aunque eso es
menos probable. Puede suceder que por azar, el alelo a vaya aumentando su frecuencia en la población hasta llegar a ser 90%. En este caso es más probable que
la generación siguiente se fije el alelo a.
Este fenómeno es más acusado cuando la población es pequeña. Si las
muestras que se extraen del saco fueran de 1000 bolas, la proporción de bolas
blancas en la muestra se aproxima más a los 80% que cuando se extraen muestras de tan sólo 10 bolas. Si la población es muy grande, la frecuencia de gametos con alelo A será más próxima al 80% que cuando la población es de 10 individuos.
La diferencia de frecuencias entre una generación y la siguiente debida a este efecto del muestreo se conoce como deriva genética.
 2q   q2 
1
p0 q0
2N



 q2  p0 q0 1  1 
t

1 

2 N  
Genotipo Frecuencias genotípicas en la población general
A1 A1
p02   q2
t
37
Ley de Hardy-Weinberg
Fuerzas que modifican las frecuencias génicas
2 p0 q0  2 q2
A1 A2
t
q02   q2
A2 A2
t
Supongamos que en una región geográfica habita una especie animal que en
una generación determinada presenta las frecuencias genotípicas siguientes: AA
(0.25), Aa (0.5) y aa (0.25); las frecuencias génicas son de 0.75 (A) y 0.25 (a).
Como consecuencia de un fenómeno volcánico, dicha región se convierte en un
archipiélago formado por 160 islas, en cada una de las cuales quedan como únicos supervivientes un macho y una hembra. Como consecuencia de ello veamos
que ocurre en las 160 islas (subpoblaciones) originados a partir del continente
(población) inicial
Composición de la isla
Probabilidad
 1 4  116
Tipo de descendencia
y frecuencia en la isla
Frecuencia
del alelo A
Número
de islas
1
—
—
1
10
AA  AA
1
AA  Aa
2  1 4  1 2  416
0.5
0.5
—
0.75
40
AA  aa
2  1 4  1 4  216
—
1
—
0.5
20
Aa  Aa
1
0.25
0.5
0.25
0.5
40
Aa  aa
2  1 4  1 2  416
—
0.5
0.5
0.25
40
aa  aa
1
 1 4  116
—
—
1
0
10
4
2
4
 1 2  416
Es decir, que en 10 islas (subpoblaciones) el gen A se habría fijado y en otras
10 se habría perdido; en 40 islas, la frecuencia del gen A habría pasado a ser
0.75, y en otras 40 la frecuencia sería de 0.25, mientras que sólo en 60 islas la
frecuencia seguiría siendo igual a la frecuencia en la población original, de 0.5.
Sin embargo, la frecuencia media del alelo sigue siendo igual:
p
110  0.75  4  0.5   20  40   0.25  40  0 10
160
 0.5
p  p0  0.5
38
Ley de Hardy-Weinberg
Fuerzas que modifican las frecuencias génicas
En algunas situaciones se produce el efecto de ‘cuello de botella’, que significa que de la población inicial se pierde una proporción de los individuos reproductores; después, cuando el tamaño de la población se recupera, la proporción
génica se había modificado. Estos casos se dan en situaciones de desastres, en
que no se produce selección sino una eliminación aleatoria de individuos y genotipos.
Endogamia en población ideal
La endogamia es igual a la consanguinidad, y se debe a apareamiento de individuos emparentados.
En la población base hay diferentes genotipos: A1 A2 , A1A2 , A1A2,
, A1C A2C
G0
F0  0
G1
F1  1 2 N
Probabilidad que se forma un individuo a partir de dos gametos
con genes idénticos es de 1·½N=½N
G2
F2  12 N  1 12 N  F1
Endogamia nueva + endogamia previa (en la población hay genes que son independientes en su origen de la generación 1,
pero podrían ser idénticos en su origen de la generación 0)
Gt
Ft  12 N  1 12 N  Ft 1
F  1 2 N
Ft  F  1 F  Ft 1
F 
Ft  Ft 1
1  Ft 1
Coeficiente de endogamia en relación a la población base
El coeficiente de endogamia (F) permite medir la velocidad que se consigue la homocigosis. El índice de panmixia (P) es una medida de la cantidad
relativa de homocigosis, por apareamientos aleatorios, que se pierde por consanguinidad.
P  F 1
En la población base P=1, F=0.
Ft  F  1  F  Ft 1
1  Pt  F  1  F 1  Pt 1 
1  Pt  F  1  Pt 1  F  F  Pt 1
Pt  Pt 1  F  Pt 1
Pt  Pt 1 1 F 
39
Ley de Hardy-Weinberg
Endogamia en población ideal
Remontando a generaciones anteriores:
Pt 1  Pt  2 1  F 
Pt  Pt  2 1  F 1  F   Pt  2 1  F 
2
Pt  P0 1  F 
t
Como que en la población base P=1
Pt  11  F 
t
1  Ft  1  F 
t
Ft  1  1  F 
t
El indicie de panmixia (Pt) se puede expresar como la frecuencia de heterocigotos (heterocigosidad) en cualquier momento, en relación a su frecuencia en
la población base (es decir, en relación con las frecuencias HW expresadas si la
población global se empareje al azar).
Pt  1  Ft 
Ht
H0
Ft 
H esp  H obs
H esp
Déficit o exceso de heterocigotos
Un valor de F positivo o negativo, indica déficit o exceso (respectivamente)
de heterocigotos en la población, respecto a las proporciones de HW. Algunos
factores importantes que pueden dar valores de F diferentes de cero (generalmente déficit) son los siguientes:
 Consanguinidad (déficit)
 Apareamientos clasificados (déficit)
 Efecto Wahlund – subdivisión de poblaciones (déficit)
 Tipo de selección (déficit o exceso) o locus sometido a selección (déficit)
 Existencia de alelos nulos o no detectables (déficit)
 Efecto Robertson – cuando las frecuencias génicas de machos y hembras
son diferentes (exceso)
 Migración (exceso)
 Momento de actuación de la selección (exceso)
40
Ley de Hardy-Weinberg
Endogamia en población ideal
Cambio de las frecuencias genotípicas
 2q   q2 
1
p0 q0
 p0 q0 F
2N
 q2  p0 q0 Ft   p2
t
t
Relación deriva – consanguinidad
Deriva
 q2   p2 
t
t
Consanguinidad
p0 q0
2N
t
p0 q0  
1 
  
 1  1 

2 N   2 N  
2
q
2
q1
F  1 2 N
Ft  1  1  F 
t
F  A1 A1   p02   q2
F  A1 A1   p02  Fp0q0
F  A1 A2   2 p0q0  2 q2
F  A1 A2   2 p0 q0  2Fp0q0
F  A2 A2   q02   q2
F  A2 A2   q02  Fp0q0
Apareamientos endogámicos
El apareamiento entre parientes implica la fijación de caracteres. El coeficiente de consanguinidad se puede calcular partiendo de una raza o población,
de sistemas regulares de consanguinidad o de libros genealógicos. Una línea
presentará elevado grado de homocigosis, y determinados caracteres fijados.
Eso puede implicar depresión endogámica, que se manifiesta en forma de disminución del vigor y salud de los animales, y la aparición de anomalías recesi-
41
Ley de Hardy-Weinberg
Endogamia en población ideal
vas. La depresión endogámica se puede resolver mediante cruzamientos con el
fin de incrementar la heterocigosidad (interracial o intraracial – entre líneas) o
bien mediante programas de endogamia mínima.
 Si se disponen de información genealógica
o Matriz de parientes
o Análisis de Cluster
 Si no se disponen de información genealógica
o Nº machos = Nº hembras
o Nº machos ≠ Nº hembras
Producción de líneas consanguíneas
Se parten de 20 líneas consanguíneas; el número de lienas se va disminuyendo a medida que se incrementa la consanguinidad (por cruces entre parientes) por la depresión endogámica
Nº generación
Base
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
20
F de camada
0
12.5
31.5
43.8
54.7
63.3
70.3
76.0
80.6
84.3
87.3
89.7
91.7
93.5
Nº líneas perdidas
0
0
0
0
1
10
15
17
17
17
17
17
18
19
Nº líneas supervidentes
20
20
20
20
19
10
5
3
3
3
3
3
2
1
19
1
42
Ley de Hardy-Weinberg
Endogamia en población ideal
Cambio de base: población estructurada
Ejemplo: se ha criado una linea de ratones durante 42 generaciones, con
un tamaño de población de 40 individuos. Después se ha continuado la cría durante 11 generaciones, mediante cruzamientos entre hermanos completos. ¿Qué
va a ser al final el coeficiente de consanguinidad?
Índice panmixia
PXA  PXB PBA
HX HX HB


HA HB HA
1  FXA  1  FXB   1  FBA 
43
P  1 F
Ley de Hardy-Weinberg
Endogamia en población ideal
Consanguinidad desde A --> B
Apareamiento al azar (N=40)
F  1 2 N 
1
80
 0.0125
Ft  1  1  F   1  1  0.0125   0.410
t
42
PBA  1  FBA  1  0.410  0.590
Consanguinidad desde B --> X
11 generaciones de cruzamientos entre hermanos completos. Se busca en las
tablas el valor de F (FXB=0.908).
PXB  1  FXB  1  0.908  0.092
Consanguinidad desde A --> X
PXA  PXB PBA  0.092  0.59  0.054
FXA  1  PXA  1  0.054  0.946
El coeficiente de consanguinidad es del 94.6%.
F-estadísticos
FIS 
H S  HO
HS
FIT 
HT  H O
HT
FST 
HT  H S
HT
 HO –media de heterocigotos observada en el conjunto de subpoblaciones.
 HS –media de heterocigotos esperada en el conjunto de subpoblaciones.
 HT – heterocigosidad esperada en el total de la población
 FIS – mide el exceso/déficit de heterocigoto promedio en cada población
 FIT – mide el exceso/déficit de heterocigotos promedio en población conjunta.
 FST – mide el grado de diferenciación genética existente entre las subpoblaciones.
FIS  f
FIT  F
FST  
44
Ley de Hardy-Weinberg
Endogamia en población ideal
Significación estadística
1. Test de  2
FIS y FIT
 2  NF 2  k 1
con
FST
 2  2NFST  k 1
con
k = número de alelos por locus
s = número de subpoblaciones
k  k  1
2
k  k  1
s 1
grados de libertad
grados de libertad
2. Tests exactos de Fisher
3. Tests permutacionales
Variación de la estructura reproductiva
Tamaño de la familia – el número de descendientes de una pareja de progenitores que sobreviven hasta llegar a ser individuos reproductivos.
 k2  k 
2 poblaciones ideal  propiedad de la distribución de Poisson 
Número efectivo (NE) – número de individuos que darían lugar a la varianza
del muestro o a la tasa de endogamia apropiados a las condiciones bajo consideración, si dichos individuos se reproduzcan en forma como lo hace la población
ideal.
F  1 2 N poblaciones naturales: k  2   k2 varía
 NE 
  F
NE 
4N
2   k2
Población ideal:
 k2  2
NE  N
F  1 2 N
Población real:
 k2  2
NE  N
 F
45
Ley de Hardy-Weinberg
Endogamia en población ideal
Reproducción controlada:
 k2  2
 k2  0
NE  N
NE  2 N
 F
F mínimo
La  k2 reducida es el camino a través del cual tiene lugar la eliminación deliberada de la endogamia.
Elección de los reproductores al azar
A. Todos los reproductores tienen la misma probabilidad de contribuir a
la siguiente generación.
1. Se mantienen las condiciones de la población ideal, llevado del
hecho que se excluye la autofertilización y los apareamientos entre
individuos estrechamente relacionados (por ejemplo, cruces entre
hermanos. El número de machos es igual al número de hembras.
NE  N  2
1
2N  4
F 
2. Mismas condiciones, pero número de machos diferente del número de hembras:
NE 
4NM  NH
NM  NH
F 
1
1

8NM 8N H
3. Número desigual de generaciones sucesivas:
1 1 1
1
1
  


N E t  N1 N 2 N3

1

Nt 
B. Los individuos reproductores no tienen todos la misma probabilidad
de contribuir genes o descendientes a la siguiente generación (diferencias en fertilidad o supervivencia de los cigotos) en poblaciones
reales. k  2  k2  2
1. Apareamiento monogámico. Los machos sólo se pueden emparejar con una hembra. El número de machos es igual al número de
hembras.
NE 
4N
2   k2
2. Los machos se pueden emparejarse con más de una hembra; el
número de machos es diferente del número de hembras.
46
Ley de Hardy-Weinberg
Endogamia en población ideal
NE 

2
kM
8N
  kF2  4
Elección de reproductores no al azar
Endogamia mínima. Se consigue cuando la varianza del tamaño de la familia es igual a cero
 k2  0
Se consigue escogiendo deliberadamente los individuos, para cuando sean
los progenitores de la siguiente generación.
1. Nº machos = Nº hembras
Se escogen deliberadamente los dos miembros de cada familia para que sean los progenitores de la siguiente generación.
 k2  0
F  1 4 N
NE  2 N
2. Nº machos ≠ Nº hembras
Se escogen como progenitores un macho de la descendencia de
cada macho y una hembra de la descendencia de cada hembra.
 k2  0
NE 
16 N M  N F
3N F  N M
F 
3
1

32 N M 32 N H
Endogamia mínima
1. Nº machos = Nº hembras
Se escogen deliberadamente dos miembros de cada familia para
que sean los progenitores de la siguiente generación.
F  1 4 N
47
Ley de Hardy-Weinberg
Endogamia en población ideal
2. Nº machos ≠ Nº hembras
Se escogen como progenitores un macho de la descendencia de
cada macho y una hembra de la descendencia de cada hembra.
F 
3
1

32 N M 32 N H
Genealogía
La genealogía o pedigrí de un individuo X es la cronología de los individuos que tienen una parte de su patrimonio genético en común con el individuo
X, ya que ellos son sus antecesores, colaterales o descendientes. Se puede representar de formas gráficas diversas:
El coeficiente de consanguinidad (interbreeding) de un individuo X es
la probabilidad de que los dos genes presentes en un locus de dicho individuo
sean idénticos por descendencia (FX).
48
Ley de Hardy-Weinberg
Endogamia en población ideal
El coeficiente de parentesco (relationship) entre dos individuos (A y B)
es el número esperado de alelos en un locus de un individuo (por ejemplo A)
que son idénticos por descendencia con un gen escogido al azar en el mismo locus de otro individuo (rAB).
rAB  1 1 2  1 2
rAB  2FX  2  1 4  1 2
El coeficiente de coascendencia (coancestry) entre dos individuos (A y
B). Es la probabilidad de que los alelos escogidos al azar, del mismo locus, entre
dos individuos, sean idénticos por descendencia (fAB).
f AB  1 2  1 2  1 4  FX  1 2 rAB
Cálculo de coeficiente de consanguinidad
Progenitores comunes: A, D, E, G.
 Vía E – ACEDB.
FX   1 2  1  FE    1 2  
1
 Vía G – ACFGBD.
FX   1 2  1  FG    1 2  
1
5
5
6
6
32
64
 Vía D – ADB. FX   1 2  1  FE    1 2   18
3
 Vía A – AB.
3
FX   1 2  1  FE    1 2  
2
2
1
4
FA tiene dos coeficientes de consanguinidad, porque tiene dos antecesores
comunes, G y E.
49
Ley de Hardy-Weinberg
Endogamia en población ideal
 Vía E – CED.
FX   1 2  1  FE    1 2  
 Vía G – CFGD.
FX   1 2  1  FE    1 2  
3
4
3
4
1
16
1
64
FA  total    1 2    1 2   316
3
4
FX   1 2   1  116   1 4  19 16  19 64
2
FX total   132  164  18  19 64  30 64  15 32  0.4687
rAB  2FX  2  15 32  30 32  0.9375
Cálculo del coeficiente de coascendencia
FX  f AB  f A, AD  12  f AA  f AD 
fAA
f AA  1 2 1  FA   1 2 1  f CD   1 2 1  316   1 2  1916  19 32
f CD  f EF , EG  1 4  f EE  f EG  f FE  f FG   1 4  1 2  0  0  1 4   316
f EE  12 1  f E   12 porque FE  0
f EG y f FE  0 porque no tienen ninguna relación de parentesco
f PG  fGO,G  12  fGG  fGO   12  12  14
fGG  12 1  fG   12 1  0  12
fAD
f AD  fCD, D  12  fCD  f DD   12  316  12   12  1116  1132
fCD  316
f DD  1 2 1  f D   1 2 1  0   1 2
f AB  1 2  f AA  f AD   1 2 19 32  1132   30 64  15 32  FX
rAB  2 f AB  2  15 32  30 32  0.9375
50
Ley de Hardy-Weinberg
Endogamia en población ideal
Matriz de parentesco – método tabular
Relaciones de parentesco con:
 Sí mismo  rAA  1 FA 
1
 Progenitores
½
 Hermanos completos
½
 Medio hermanos
¼
 Abuelos
¼
(si A no es consanguíneo)
Proceso iterativo que exige sólo ordenar cronológicamente los animales, de
manera que ningún individuo aparezca en la lista antes de sus progenitores.
– – – – – –
A B
A C
E D
A
B
C
D
E
F
A
1
0
0
0.5
0.5
0.5
B
0
2
0
0.5
0
0.25
C
0
0
1
0
0.5
0.25
D
0.5
0.5
0
1
0.25
0.625
E
0.5
0
0.5
0.25
1
0.625
F
0.5
0.25 0.25 0.625 0.625
1.125
Primera fila:
 rAA  1  FA  1 ya que los antecesores de A son desconocidos
 rAB y rAC  0 ya que no hay ninguna relación de parentesco
 rAD  12  rAA  rAB   12 1 0  12  0.5
 rAE  12  rAA  rAC   12 1  0  12  0.5
 rAF  12  rAA  rAD   12  0.5  0.5  12  0.5
51
Ley de Hardy-Weinberg
Endogamia en población ideal
Cálculo de rFF, ya que es el único individuo endogámico:
rFF  1  FF  1  1 2 rDE  1  1 2  0.25  1.125
La matriz es simétrica (primera fila igual a la primer columna etc.). El cálculo de los coeficientes para las nuevas generaciones se integra fácilmente en la
tabla. Es interesante computar la matriz de parentesco para programar apareamientos entre individuos, para controlar el incremento de consanguinidad (muy
importante en poblaciones pequeñas o en peligro de extinción), y también para
evaluar la genética de los individuos, para diferentes caracteres de interés productivo.
Naturaleza del material hereditario
 1944 – Avery, Mcleod y McCarty demostraron que las moléculas responsables del proceso de la transformación son los ácidos nucleicos. La inyección de DNA en bacterias R provoca la transformación en bacterias S (descubrimiento de la transformación).
 1952 – Hershey y Chase infectan E. coli con 2 cepas de fago T marcadas
con 32P (DNA) y 35S (proteína). Al infectar con fago 32P la radioactividad
permanece dentro de las células, mientras que al infectar con fago 35S la
radioactividad permanece en las partículas víricas.
Estructura del DNA
El DNA está compuesto por 4 moléculas, denominadas nucleótidos, que difieren entre sí según la base nitrogenada que llevan: adenina, citosina, timina y
guanina. Según su estructura química, las bases nitrogenadas pueden ser purinas (A y G) o pirimidinas (T y C). Si el grupo fosfato no está presente, la desoxirribosa y la base nitrogenada forman lo denominado nucleósido.
52
Naturaleza del material hereditario
Estructura del DNA
Erwin Chargaff estableció que el número de pirimidinas (T+C) siempre
equivale el número de purinas (A+G). Ello se debe a que en la doble hélice de
DNA, A=T (forman dos puentes de hidrogeno) y C=G (forman tres puentes de
hidrogeno). No obstante, el número de A+T no tiene porque ser igual al número
C+G.
Las moléculas de desoxirribosa se unen entre sí mediante enlaces fosfodiéster. Existe una
polaridad: el extremo 5’ de la molécula de
DNA termina en un grupo fosfato, y el extremo
3’ en un grupo hidroxilo.
Watson y Crick (1953) demostraron que el
DNA posee una estructura de doble hélice dextrógira, formada por dos cadenas azúcar-fosfato antiparalelas y complementarias (5’-->3’ y 3’-->5’), unidas entre sí mediante puentes de hidrogeno (A=T y
C≡G). La conformación A está menos hidratada y más compactada que la conformación B.
53
Naturaleza del material hereditario
Replicación del DNA
Replicación del DNA
La replicación del DNA es semiconservativa. Cada doble hélice está constituida por una cadena parental y una cadena “hija” complementaria. La cadena
parental se utiliza como molde de replicación.
Replicación en procariotas
Tres DNA polimerasas:
 Dependientes de una molécula de DNA molde
 Dependientes de un cebador
 Actividad polimerasa 5’-->3’ (adición de nuevos nucleótidos)
 Actividad exonucleasa 3’-->5’ (lectura y edición)
La polimerasa I y la polimerasa III catalizan la replicación del DNA en E. coli. La polimerasa II está más relacionada con la reparación de DNA.
El origen de replicación es único – ori. C. Se forman dos horquillas de replicación que sintetizan las nuevas cadenas de DNA bidireccionalmente.
1. Las proteínas de iniciación se unen al ori. C.
2. La DNA helicasa abre la doble hélice de DNA rompiendo puentes de hidrogeno.
3. La primasa sintetiza un fragmento de RNA que es usado como
cebador.
54
Naturaleza del material hereditario
Replicación del DNA
4. la DNA polimerasa III sintetiza una nueva cadena de DNA. La
DNA polimerasa I elimina el primer de RNA y lo sustituye por
una cadena de DNA.
La síntesis es continua (Leading strand)
– la DNA polimerasa III y la horquilla de replicación van en la misma dirección.
La síntesis de la cadena complementaria
es discontinua (Lagging strand) porque va
en dirección opuesta a la de la horquilla. Para la síntesis de la Lagging strand es necesario que la primasa sintetice un primer de
RNA. A partir de ese primer, la DNA polimerasa III sintetiza un pequeño fragmentos
de DNA, conocido como fragmento de
Okazaki. La DNA polimerasa I “rellena” los
agujeros de RNR, y la DNA ligasa une los
fragmentos uno al otro.
La replicación del cromosoma circular
de E. coli es bidireccional (2 horquillas de
replicación que se mueven en distintos sentidos). Por ello, la denominación de
leading o lagging strand detendrá de la horquilla que se consideran.
Replicación en eucariotas
DNA polimerasa Localización
Función
α
Nuclear
Replicación Lagging strand
β
Nuclear
Reparación
γ
Mitocondrial Replicación mitocondrial
δ
Nuclear
Replicación Leading strand
ε
Nuclear
Replicación
En procariotas, el ciclo de replicación dura aproximadamente 40 minutos
mientas que en eucariotas requiere de 1 hora (levadura) a 24 horas (células en
cultivo).
En el caso de los eucariotas, existen múltiples orígenes de replicación (de
cientos a miles) para que el proceso de síntesis pueda realizarse en un tiempo
razonable. La síntesis es bidireccional, es decir, en cada origen de replicación
hay dos horquillas que se muevan en direcciones opuestas.
En la fase G1 del ciclo celular se sintetizan los factores necesarios para llevar
a cabo la replicación del DNA que tiene lugar durante la fase S.
La enzima telomerasa permite la síntesis de la Lagging strand al final del
telómero. Los telómeros tienen secuencias repetitivas en sus extremos. La telomerasa tiene actividad transcriptasa reversa por lo que, usando un primer de
RNA como molde, añade una secuencia repetida al extremo 3 del telómero. Pos55
Naturaleza del material hereditario
Replicación del DNA
teriormente, la secuencia repetida añadida es eliminada junto con el primer de
RNA.
Regulación de la replicación en eucariotas
El complejo de pre-replicación (pre-RC) constituye proteínas Cdc6p y replication licensing factors. Posteriormente se convierte en un complejo de post replicación que impide que pueda iniciarse un nuevo ciclo de replicación. Unas
proteínas denominadas ciclinas regulan la construcción del pre-RC.
Si se produce una alteración a nivel del DNA, la replicación puede quedar
parcialmente o completamente frenada. Si el defecto no puede ser reparado, la
célula sufre apoptosis o muerte celular programada.
56
Naturaleza del material hereditario
Replicación del DNA
Replicación del DNA mitocondrial
En el caso del DNA mitocondrial, la replicación se inicia en OH. Una vez la
cadena naciente alcanza el OL, se inicia la replicación desde OL en sentido
opuesto.
Rolling circle replication
Es común en virus y bacterias (plásmido F de E. coli). Se genera un corte en
la hebra +. El extremo 5’ queda libre. La DNA polimerasa añade nucleótidos al
extremo 3’. El DNA dúplex “rueda” sobre si mismo, de modo que el extremo 5’
va alargando. El extremo 5’ libre monocatenario es convertido en DNA bicatenario gracias a la acción combinada de la primasa y la DNA polimerasa.
Ligamiento y recombinación
La recombinación homóloga se produce entre hebras de DNA que presentan
secuencias homologas, por ejemplo intercambio de cromátides hermanas durante la profase I de la meiosis; la recombinación heteróloga se produce entre
hebras de DNA que en su mayor parte presentan secuencias distintas, por ejemplo la integración de un retrovirus al genoma de una célula hospedadora.
Recombinación homóloga y modelo de Holiday
En una célula gamética precursora diploide, el DNA se duplica antes de la
profase I dando lugar a 4 cromátides hermanas. En el dibujo, sólo se observan
las dos cromátides hermanas que van a recombinarse. Se observan 4 cadenas
porque cada cromátide es una doble hélice constituida por dos cadenas antiparalelas.
Una endonucleasa rompe una de las cadenas de cada cromátide hermana.
Las dos cadenas rotas deben tener la misma polaridad. Una de las cadenas invade y se une a la cadena adyacente, y viceversa. Este proceso de unión está catalizado por una DNA ligasa.
Debido a que las dos cromátides son homólogas, las cadenas “invasoras” se
emparejan fácilmente con las cadenas complementarias. El quiasma se desplaza
creando una estructura heterodúplex.
Si la estructura anterior es rotada en tres dimensiones, da lugar a al estructura de Holiday. Esta estructura es cortada por una endonucleasa de dos formas
posibles. Los extremos cortados son unidos por una DNA ligasa.
El corte f da lugar a moléculas heterodúplex y recombinantes (afecta a ambas cadenas); el corte g da lugar a moléculas heterodúplex y no recombinantes
(afecta a una única cadena – se repara la incompatibilidad).
Cuando la recombinación se produce dentro de un gen se habla de recombinación intragénica.
57
Ligamiento y recombinación
La recombinación puede ser recíproca – se intercambia cantidad igual de
material genético, y cada hebra se queda con una copia. La recombinación puede ser desigual (ilegítima) de manera que una cadena se queda con más de una
copia, mientras que la otra se queda con menos información que antes.
La recombinación desigual es frecuente en elementos repetitivos, y su función es producir duplicación génica, de manera que un gen sigue funcionando
mientras que su copia va acumulando mutaciones, hasta que sea afuncional o
bien adquiera nueva función.
En el cerdo, el gen Kit ha sufrido replicación génica.
 Una única copia – capa salvaje
 Dos copias no mutadas – capa manchada (Piétrain)
 Dos copias, con el exón 17 ausente – capa blanca dominante
 Tres copias – capa blanca dominante
Recombinación específica de lugar
58
Ligamiento y recombinación
Un ejemplo de SSR sería la integración de fago λ en el genoma de E. coli.
Existen unas secuencias de adhesión (Att) en el fago λ que presentan homología
con secuencias Att del E. coli. Una integrasa junto con la proteína IHF de E. coli
cataliza la reacción. Un mecanismo similar permite la escisión del fragmento
integrado.
Recombinación somática específica de lugar
Un mecanismo de recombinación relacionado es la recombinación somatica
de los genes V, J y C que tiene lugar en las células precursoras de los linfocitos B
para dar lugar a las inmunoglobulinas (en linfocitos T se da una reordenación
similar en los genes del TCR).
Reparación del DNA
Sistemas de reparación
Durante la replicación, la DNA polimerasa lee y edita la cadena recién sintetizada. Debido a que posee actividad exonucleasa, puede eliminar las bases mal
colocadas.
Existen diversos sistemas de reparación:
 Prevención de errores
 Reversión de la mutación
 Escisión de bases o nucleótidos
 Reparación de roturas de la doble hélice
 Reparación de lesiones que bloquean la replicación
En humanos, aproximadamente 130 genes codifican proteínas relacionadas
con la reparación del DNA.
Cuando se produce una alteración del DNA, el ciclo celular se detiene mientras la mutación es reparada. Si la reparación resulta imposible, la célula activa
el mecanismo de la muerte celular programada (“suicidio celular” – apoptosis).
La inactivación de los genes responsables de los sistemas de reparación da
lugar ala aparición de enfermedades, como por ejemplo la xeroderma pigmentosum.
59
Reparación del DNA
Prevención de la mutación
La enzima superóxido dismutasa cataliza la conversión de radicales superóxido en peróxido de hidrogeno (agua oxigenada). La enzima catalasa convierte el agua oxigenada en agua.
Reversión de la mutación
Fotoliasas
La irradiación del DNA con luz UV causa la formación de dímeros de pirimidinas (habitualmente timinas) que pueden causar errores en la replicación o
incluso impedirla.
La enzima fotoliasa es capaz de localizar y escindir el dímero de timina
mediante la energía proporcionada por la luz visible del extremo azul de espectro. En mamíferos, las fotoliasas son fotorreceptores que regulan los ritmos circadianos.
Metiltransferasas
El tratamiento con agentes alquilantes ocasiona la alquilación de purinas y
pirimidinas, y da lugar a la aparición de mutaciones. Por ejemplo, alquilación de
guanina asociada a G–C puede transformar el par de bases a A–T.
Las metiltransferasas transfieren grupos metilo de la base alquilada a un residuo cisteina situado en el centro activo de la enzima. A continuación, la metiltransferasa queda inactivada de forma irreversible.
Reparación mediante escisión de bases
Eliminación de una base
La base mutada es eliminada y reemplazada, por ejemplo por las glicosidasas (11 tipos en mamíferos).
La glicosidasa corta el enlace N-glicosídico entre la base alterada y el azúcar
generando un lugar abásico. Una endonucleasa AP elimina el lugar abásico y un
nuevo nucleótido es insertado.
Eliminación de varias bases
En algunos casos, el lugar abásico no puede ser eliminado, por ejemplo, los
lugares abásicos oxidados no son fácilmente eliminados.
En estos casos, la endonucleasa AP elimina el fragmento que contiene el lugar abásico y una DNA polimerasa y una DNA ligasa rellenan el hueco.
El sistema de reparación mediante la escisión de bases sólo puede reparar
mutaciones para las que existen glicosilasas específicas. El sistema de reparación mediante la escisión de nucleótidos reconoce una gran diversidad de mutaciones asociadas a una distorsión de la doble hélice, como los dímeros de timina. En este caso, se elimina no sólo la base mutada, sino el fragmento que la
contiene.
Sistema uvrABC en E. coli
Mecanismo: AB detectan la presencia de un dímero T, BC abren agujeros en
la cadena afectada y D elimina el segmento portador del dímero.
60
Reparación del DNA
Eucariotas
En mamíferos, el mecanismo de reparación es mucho más complejo y depende de la acción de más de 30 proteínas. Dos tipos de REN diferentes:
 Independiente de la transcripción (cualquier lugar del genoma).
 Asociado a la transcripción
A veces la DNA polimerasa inserta bases erróneas en la cadena recién sintetizada. Existen proteínas específicas que detectan las bases mal emparejadas y
restituyen la base correcta (sistema mutHLS). Una vez detectada la base mal
emparejada, el fragmento que la contiene es eliminado (hasta 1 Kb) y rellenado
por una DNA polimerasa y una DNA ligasa.
En E. coli, se determina cual de las dos cadenas es la molde mediante la detección de secuencias GATC metiladas (parentales) versus las no metiladas (hijas).
Reparación de roturas de la doble hélice
Se trata de alteraciones extremadamente graves, que a menudo acarrean la
muerte celular si no son reparadas.
61
Reparación del DNA
Existen dos mecanismos fundamentales:
 Recombinación homóloga. Una molécula de DNA homóloga (por ejemplo,
cromátide hermana) es usada como molde durante el proceso de reparación. Importante en levaduras.
 Ligación de los dos extremos de la rotura. Sin necesidad de que exista homología de secuencia.
Reparación de mutaciones que bloquean la replicación
La DNA polimerasa se detiene debido a la existencia de un dímero de timina. Se forma un complejo RecA + UmuD, en el que RecA corta a UmuD en
UmuD’ y UmucC. Este último complejo es el que permite continuar a la polimerasa la síntesis de la cadena naciente.
El agujero se suele rellenar con una elevada tasa de error, por lo que debe
ser reparado por otros sistemas de reparación.
Conversión génica
La conversión génica se define como la transferencia unidireccional (no recíproca) de información entre dos secuencias homólogas.
Durante la meiosis, se producen quiasmas entre cromátides hermanas dando lugar a la formación de estructuras heterodúplex. Posteriormente, las bases
mal emparejadas son reparadas y un alelo pasa a convertirse en el alelo alternativo.
La conversión génica también se produce durante el proceso de la recombinación somática relacionada con la reordenación de los genes de las inmunoglobulinas.
En pollo, un único gen funcional Vλ sufre múltiples sustituciones de unos
pocos nucleótidos debido a fenómeno de conversión génica en los que participan 25 pseudogenes de Vλ. Tanto en pollo como en cerdo, este es el principal
mecanismo generador de diversidad en los genes de las inmunoglobulinas.
62
Reparación del DNA
Arquitectura del genoma de los procariotas
Característica
Eubacteria Arqueobacteria Eucariota
Cromosoma circular
Si
Si
No
Origen de replicación
1
1
Muchos
DNA no codificante
Poco
Poco
Mucho
Enzimas de replicación
Enzimas de transcripción
Enzimas de traducción
Metabolismo
Características generales
 No hay membrana nuclear, por lo que la transcripción y traducción pueden producirse de forma simultánea (el RNA mensajero se traduce a medida que se va transcribiendo).
 En general, los genomas bacterianos tienen tamaño inferior a 5 Mb. La
mayor parte del genoma corresponde a genes.
 En la mayor parte de las bacterias el genoma es circular y dispone de un
único origen de replicación, aunque se han descrito genomas lineales como
en el caso de Borrelia bugdorferi.
 Los genes están organizados en operones y codifican mRNA policistrónicos.
 Normalmente no presentan intrones.
 Una única RNA polimerasa transcribe los mRNA y RNA estructurales.
63
Arquitectura del genoma procariota
 Existen pseudogenes, aunque en general son rápidamente eliminados. El
genoma de Mycobacterium leprae contiene 1,100 pseudogenes y 1,600 genes funcionales.
 Las bacterias presentan un nucleoide – cromosoma circular superenrollado.
Superenrollamiento
El superenrollamiento puede ser positivo (por ejemplo, en arqueas) o negativo (eubacterias).
 Superenrollamiento negativo – la molécula torcida gira hacia la derecha.
 Superenrollamiento positivo – la molécula se gira hacia la izquierda.
El superenrollamiento es una forma de liberar la tensión torcida producida
por la adición positiva o sustracción negativa de vueltas en una molécula circular. El superenrollamiento en E. coli está regulado por unas enzimas denominadas DNA girasa y topoisomerasa I.
Empaquetamiento de DNA
En E. coli existen una serie de proteínas relacionadas con el empaquetamiento del DNA que reciben el nombre de proteínas similares a histonas: Histone-Like Nucleoid Structuring Protein (H-NS), Integration Host Factor (IHF)
etc. Dichas proteínas tienen un bajo peso molecular y los genes que las codifican
existen en múltiples copias; sin embargo, su similitud con las histonas de eucariotas es muy baja (a excepción de las proteínas HU).
Estas proteínas posiblemente son capaces de remodelar el grado de compactación del DNA nucleoide, influyendo sobre la expresión génica.
Proteínas HU
Las proteínas HU forman una estructura tetramérica unida a un segmento
de 60 pb de DNA. En arqueas, las proteínas de empaquetamiento son similares
a histonas.
Plásmidos
Los plásmidos son moléculas extracromosómicas de DNA, circulares (+++)
que coexisten con el genoma de la bacteria. Su existencia es autónoma del cromosoma bacteriana (raramente se insertan). Los plásmidos son portadores de
genes no presentes en el cromosoma bacteriano, por ejemplo genes de resistencia a bacterias. Un mismo plásmido puede hallarse en diferentes especies distintas de bacterias. Por eso, no suele ser considerado como parte del genoma bacteriano propiamente dicho, aunque en algunos casos esto sea muy discutible.
Especie
Cromosoma
Plásmidos
E. coli
Circular 4.6 Mb
Pocas Kb
Vibrio cholerae
Circular 2.96 Mb
(71% genes)
Megaplásmido 1.07 Mb (29% genes)
64
Arquitectura del genoma procariota
Borrelia
B31
burgdonrferi
Lineal 911 Kb
(3,583 genes)
17-18 plásmidos (533 Kb) 430 genes,
algunos esenciales
Transferencia lateral de genes – concepto de especie
La secuenciación de genomas bacterianos ha permitido determinar que cepas de una misma especie pueden tener diferencias notable a nivel genómico.
Especie
Tamaño genoma
Genes cepa-específicos
E. coli
4.64 Mb
528
O157:H7 (patógena)
5.53 Mb
1387
Se ha documentado la existencia de transferencia lateral de g enes entre distintas especies, incluso entre eubacterias y arqueas. Por ejemplo, 12.8% del genoma de E. coli K12 se adquirió por transferencia lateral.
La transferencia lateral de genes en el organismo precursor de las eubacterias, las arqueas y los eucariotas (progenote) explica las similitudes observadas
entre estos tres reinos.
Elementos repetitivos – transposones de DNA
Las secuencias repetitivas se dividen en tres grupos:
 Secuencias de inserción
 Transposones
 Integrotes y casetes génicos
Arquitectura del genoma vírico
Los genomas víricos pueden ser de DNA o RNA, y de cadena doble o sencilla.
Los genomas de RNA de doble cadena están segmentados (constituidos por
distintas moléculas de RNA, cada una de ellas portadora de un determinado
gen). Los genomas de RNA de cadena sencilla pueden estar segmentados. Los
genomas de DNA de doble cadena pueden ser lineales o circulares.
Los virus pueden presentar genes solapados: una misma secuencia puede
codificar distintas proteínas funcionales dependiendo del marco de lectura escogido. En ciertos casos, los virus sintetizan enormes poliproteínas que posteriormente son escindidas enzimáticamente para dar lugar a varias proteínas
funcionales.
Los retrovirus poseen una enzima denominada transcriptasa reversa,
capaz de sintetizar una copia de DNA a partir de una molécula de RNA.
Prueba de complementación
La infección de E. coli con dos cepas de fagos mutantes:
 Si en ambos fagos la mutación está en la misma unidad funcional (cistrón)
en ambos fagos, no hay complementación (fagos no crecen).
65
Arquitectura del genoma procariota
 Cis teste es un control
Pueden considerarse al cistrón como una región que codifica un polipéptido
funcional, es decir, es un término prácticamente equivalente a un gen.
Arquitectura del genoma eucariota
Características generales
 El genoma nuclear de la célula eucariota está constituido por al menos dos
cromosomas lineales.
 El número de cromosomas varía entre especies (cariotipo).
 En el genoma del pollo se ha descrito la existencia de minicromosomas
(pequeños, elevada densidad génica).
o 6 cromosomas (66% DNA, 25% genes)
o 33 minicromosomas (34% DNA, 75% genes)
 El tamaño del genoma es muy variable (de 10 Mb a 100,000 Mb) sin correlación con el grado de complejidad biológica (paradoja del valor C).
Tamaño del genoma y paradoja del valor C
Especie
Tamaño genoma (Mb)
Número de genes
Mycoplasma genitalium
0.58
500
E. coli K12
4.64
4,400
Saccharomyces cerevisiae (levadura)
12.1
5,800
Tetrahymena piriformis (protozoo)
190
Caenorhabditis elegans (nemátodo)
97
19,000
Drosophila melanogaster (mosca vinagre)
180
13,600
Homo sapiens (hombre)
3,200
30,000
Mus musculus (ratón)
3,300
Triticum aestivum (trigo)
16,000
Arabidopsis thaliana (arbeja)
125
25,000
A medida que se incrementa la complejidad biológica, se reduce la compactación del genoma, y se incrementa la proporción de los elementos repetitivos:
Característica
Levadura Mosca Humano
Densidad de genes (por Mb)
479
76
11
Intrones por gen
0.04
3
9
12%
44%
Abundancia de elementos repetitivos 3.4%
En eucariotas inferiores, el genoma es muy compacto – las secuencias intrónicas son escasas al igual que los espacios intergénicos. El principal factor que
explica la paradoja del valor C es la enorme abundancia de los elementos repetitivos en algunas especies.
66
Arquitectura del genoma procariota
Genoma humano
3,200 Mb
Genes y secuencias
relacionadas
1,200 Mb
Genes
48 Mb
67
DNA intergénico
2,000 Mb
Secuencias relacionadas
1,252 Mb
Repeticiones dispersas
1,400 Mb
Otros
600 Mb
Pseudogenes
LINE
640 Mb
Microsatélites
90 Mb
Fragmentos de genes
SINE
420 Mb
Varios
510 Mb
Intrones
LTR
250 Mb
Arquitectura del genoma procariota
DNA repetitivo
Repeticiones en tándem (DNA satélite)
Se generan por errores en la replicación o por recombinación desigual.
 DNA centromérico. Presenta repeticiones de 171 pb (humano) denominadas DNA alfoide. Ocupan hasta 1 Mb; probablemente su función es estructural durante la replicación.
 Minisatélites. La unidad de repetición suele ser hasta 25 pb. Ocupan regiones de hasta 20 Kb. En el DNA telomérico (5’-TTAGGG-3’) forman tándem de centenares de copias en el extremo de los cromosomas.
 Microsatélites. En general, son repeticiones en tándem de un motivo
corto (1 a 4 pb) repetido 10-20 repeticiones como máximo. Su función es
desconocida. Es muy abundante en el genoma: hasta 650,000 copias por
genoma. Son altamente polimórficos – el número de repeticiones en cierto
cromosoma puede variar. Se utiliza esta característica para hacer pruebas
de identificación personal y de paternidad.
Repeticiones dispersas
Transposición con un intermediario de RNA (retrotransposición)
 Elementos Long Terminal Repeats (LTR) tienen tamaño aproximado de 7
Kb, y su número es de 443,000 copias por genoma.
 LINE (Long Interspersed Nuclear Elements). Su tamaño aproximado es
de 6 Kb, y son muy abundantes: 868,000 copias por genoma.
 SINE (Short Interspersed Nuclear Elements). Su tamaño aproximado es
de 0.3 Kb. Son los más abundantes: 1,558,000 copias por genoma.
Las secuencias LINE se pueden activar bajo ciertos estímulos, transcribiéndose en mRNA (tiene promotor). El mRNA codifica dos proteínas: una retrotranscriptasa y una endonucleasa. Estas dos proteínas permiten la reinserción
del mRNA al genoma: la transcriptasa inversa traduce el mRNA en DNA bicatenario, y la exonucleasa inserta la cadena a un cromosoma.
Las secuencias SINE son más cortas, y no presentan enzimas que les permiten reinsertarse en el genoma; para reintroducirse al genoma, utilizan las enzimas producidas por la transcripción de la secuencia LINE.
También es posible que un RNA (ni del LINE ni del SINE – cualquier RNA)
en vez de traducirse vuelva al núcleo y reinserte en el genoma, dando un pseudogen (porque no tiene promotor – deriva de un mRNA procesado). El pseudogen accidentalmente puede insertase cerca de un promotor, pero es muy improbable. Aparte, el hecho que no tiene intrones dificulta su procesamiento.
68
Arquitectura del genoma procariota
Empaquetamiento del DNA
El DNA está unido a un complejo de 8 histonas (octámero) formando el nucleosoma. El DNA asociado a histonas oscila entre 140 y 150 pb, y el DNA linker tiene longitud aproximada de 50-70 pb. Las histonas linker mantienen unido el DNA al octámero formando el cromatosoma. La fibra de nucleosomas
(11 nm de diámetro) al condensarse forma una estructura enrollada denominada solenoide o fibra de 30 nm.
El solenoide forma lazos que emanan de una matriz proteica o scaffold. Cada lazo tiene 40-100 Kb y recibe el nombre de dominio estructural. Existen
unas regiones ricas en A-T llamadas Scaffold Attachment Regions (SAR) o Matrix Associated Regions (MARs). Las MARs están relacionadas con la unión de
la cromatina a la matriz nuclear (scaffold), la remodelación de la cromatina y la
transcripción génica. Los MARs podrían facilitar la yuxtaposición de determi69
Arquitectura del genoma procariota
nadas secuencias a la maquinaria transcripcional, de replicación o recombinación asociada a la matriz nuclear.
El complejo constituido por el DNA genómico y diversas proteínas asociadas
(esencialmente histonas) se denomina cromatina.
Cuando los cromosomas se tiñen de colorantes, se observan regiones densamente teñidas (heterocromatina) y regiones menos teñidas (eucromatina).
La heterocromatina se divide en dos clases, heterocromatina constitutiva
y heterocromatina facultativa. La primera está permanentemente compactada, y
corresponde a los centrómeros, telómeros y a la mayor parte del cromosoma Y;
la heterocromatina facultativa contiene genes que durante ciertos periodos del
ciclo celular deben permanecer inactivos.
La eucromatina contiene genes que se expresan activamente; es menos
compactada que la heterocromatina, por lo que resulta accesible a las proteínas
relacionadas con la expresión génica.
Estructura de los genes
 Promotor. Marcado en amarillo.
 5’ y 3’ Untranslated Regions (UTR). Marcados en azul. Suelen ser más polimórficos que los exones. Son más polimórficos que los exones porque no
afectan la funcionalidad de la proteína (no codifican aminoácidos). Afectan
la estabilidad y traducibilidad del mRNA.
 Exones. Marcados en marrón. Regiones codificantes (desde el codón de
inicio ATG hasta el codón de parada TGA).
 Intrones. Marcados en verde. Secuencias que interrumpen los exones.
Pueden tener funciones reguladoras de la expresión.
Clasificación de genes por RNApol que los transcribe
 Clase I
o Codifican la mayor parte de rRNA: 5S, 8S, 18S y 28S.
o Cientos o miles de copias
o Organización en tándem (organizadores nucleolares)
 Clase II
o Codifican mRNA y la mayor parte de small nuclear RNA (excepto
U6) que están involucrados en el procesamiento de mRNA.
o mRNA: caperuza de 7-metilguanosina (5’) y cola de poli-A (3’).
70
Arquitectura del genoma procariota
o Los snRNA tienen 2, 2, 7 trimetilguanosina en el extremo 5’.
 Clase III
o tRNA y rRNA 5S - síntesis proteica
o RNA7SL – transporte intracelular
o RNA U6 – procesamiento del transcrito
Pseudogenes
Los pseudogenes son copias no funcionales de un gen. Existen dos tipos:
 Pseudogen con intrones (no procesado)
 Pseudogen procesado
Un pseudogen con intrones es un gen que se duplica, por ejemplo por recombinación desigual. La nueva copia acumula nuevas mutaciones. Puede adquirir una nueva función o inactivarse debido a que se produzca una mutación
que impida su transcripción o traducción. Se inactiva si sufre una mutación
inactivadota: eliminación o inserción que altera el marco de lectura; una mutación que provoca aparición de un codón de parada inmaturo etc. Ejemplo: el gen
DRB1ψ en bovino (regulación de muerte celular).
Un pseudogen procesado es una copia de mRNA que se retrotranscribe y se
inserta de nuevo al genoma. No contiene intrones, y tampoco un promotor. No
se transcribe a no ser que se inserte en una región que contenga promotor.
Ejemplo: gen BCL2L1 y pseudogenes BCL2L1ψ en bovino.
Genoma de mitocondria y cloroplasto
El genoma mitocondrial está constituido por una única molécula de DNA
circular de aproximadamente 16Kb. En algunos eucariotas inferiores como Paramecium son lineales. Su organización es muy compacta, sin intrones ni UTR;
sin embargo, en algunas especies de plantas y eucariotas inferiores, ciertos genes mitocondriales poseen intrones. Cada mitocondria contiene aproximadamente 10 moléculas de DNA circular, por tanto hay acerca de 8,000 genomas
mitocondriales por célula. Esta característica, y el pequeño tamaño del genoma
mitocondrial, favorecen su utilización en genética forense. Algunas proteínas
mitocondriales son codificadas por genes nucleares.
El genoma del cloroplasto posee tamaño superior, de 120-200 Kb. En Marchantia, el genoma del cloroplasto tiene 136 genes, de los cuales 90 son codificantes. En algas dinoflageladas, el genoma del cloroplasto está distribuido en
múltiples “cromosomas” circulares, cada uno contiene un gen.
Genoma mitocondrial
El genoma mitocondrial en mamíferos contiene 13 regiones codificantes, 22
genes tRNA y 2 genes rRNA 12S y 16S. La región D-loop, que controla la replicación, es hipervariable.
71
Arquitectura del genoma procariota
Teoría del endosimbionte
Esta teoría postula que los orgánulos celulares provienen de bacterias que
formaron una asociación simbiótica con una célula eucariota precursora.
La secuencia nucleotídica de muchos genes mitocondriales son más similares a las de genes bacterianos que a las de genes nucleares eucariotas. Algunas
especies bacterianas actuales como Rickettsia poseen una organización genómica que sugiere que podrían ser la versión “moderna” de las primitivas bacterias
endosimbiontes.
Transferencias de genes entre orgánulos y núcleo
El genoma mitocondrial de Arabidopsis contiene segmentos de DNA
nuclear y 16 fragmentos del genoma del cloroplasto, incluyendo 16 genes de
tRNA aun activos. El genoma nuclear de la misma especie contiene fragmentos cortos del genoma mitocondrial y del cloroplasto, además de un segmento
mitocondrial de 270 Kb, localizado cerca del centrómero del cromosoma 2.
En vertebrados también se ha documentado la transferencia de genes entre
el núcleo y la mitocondria (y viceversa).
Aparición de los intrones
Hay dos teorías que intentan explicar la aparición de los intrones en los eucariotas:
72
Arquitectura del genoma procariota
 Early. Tanto eucariotas y procariotas tenían intrones, pero lo últimos los
habían perdido.
 Late. Ni eucariotas ni procariotas tenían intrones, pero el genoma eucariota ha sido invadido en un punto de tiempo tardío. El hecho que algunos
genes mitocondriales (pocos) tienen intrones refuerza esta teoría.
Transcripción
Características del RNA
El RNA es una molécula similar al DNA, aunque suele ser de cadena sencilla. El azúcar que forma el esqueleto de la molécula es la ribosa, y en lugar de
timina hay uracilo.
La transcripción del DNA en una molécula sencilla está basada en la complementariedad de bases. Una cadena de la doble hélice sirve como molde (template) de la transcripción.
Tipo de RNA
Función
RNA mensajero (mRNA)
Codifica una proteína
RNA ribosomal (rRNA)
Componente estructural del ribosoma
RNA de transferencia (tRNA)
Transporta y coloca aminoácidos en la cadena polipeptídica
RNA pequeño nuclear (snRNA)
Procesamiento del mRNA (splicing)
RNA pequeño nucleolar (snoRNA)
Modificación del mRNA
RNA pequeño citoplasmático
Gran diversidad de funciones
Transcripción en procariotas
Las RNA polimerasas son enzimas molde dependientes (DNA bicatenario)
que no necesitan un primer para iniciar la síntesis. Al igual que la DNA polimerasa, leen la molécula molde en dirección 3’-->5’, y sintetizan una cadena de
RNA complementaria, en el sentido 5’-->3’.
En procariotas, un único tipo de RNA polimerasa cataliza la síntesis de
mRNA, tRNA y rRNA. Es un complejo multimérico constituido por varias
subunidades.
Los promotores son regiones de DNA que contienen señales de iniciación de
la transcripción. En las posiciones -10 y -35 (considerando como +1 el punto de
inicio de la transcripción) existen unas secuencias consenso llamadas -35 box y 10 box o Pribnow box.
73
Transcripción
El punto de inicio de la transcripción está a 20-600 pb upstream de la región codificante. La RNA polimerasa reconoce la -35 box y se une a la región
promotora “cerrada”. La enzima provoca la rotura de los puentes de hidrogeno a
nivel de la -10 box, abriendo el promotor e iniciando la transcripción.
Se produce la elongación del RNA – la subunidad σ se disocia del complejo. La adición de ribonucleótidos al extremo 3’ de la cadena naciente.
La terminación de la transcripción se puede dar por dos mecanismos fundamentales.
Terminación Rho independiente
La terminación tiene lugar en una región que contiene un palíndromo invertido seguido de un tramo de A. El tracto de A tiene baja Tm por lo que la RNA
polimerasa acaba disociándose del DNA.
74
Transcripción
Terminación dependiente de Rho
La proteína Rho persigue a la RNA polimerasa. Cuando la RNA polimerasa
queda detenida debido a la formación de un lazo intracatenario en la molécula
de RNA, Rho alcanza a RNA polimerasa y promueve su disociación del DNA.
Transcripción en eucariotas
En eucariotas existen tres diferentes RNA polimerasas, cada una formada
por 8-12 subunidades.
 RNA polimerasa I – transcribe rRNA
75
Transcripción
 RNA polimerasa II – transcribe mRNA
 RNA polimerasa III – transcribe tRNA
En eucariotas los promotores son más complejos. Cada RNA polimerasa reconoce un tipo de promotor distinto. La RNA polimerasa no reconoce directamente la secuencia promotora, sino que es necesaria la participación de factores
de transcripción.
El factor de transcripción general TFIID se une a la TATA box. Se forma el
complejo de preiniciación, constituido por otros factores de transcripción y RNA
polimerasa. La RNA polimerasa se fosforila e inicia la síntesis de RNA.
Procesamiento del mRNA eucariota
Prácticamente al inicio de la transcripción, una guanosina se añade al extremo 5’ del transcrito. Esa guanosina es posteriormente metilada. La adición de
una 7-metilguanosina es fundamental en el proceso de exportación y traducción
de mRNA y disminuye su degradación.
76
Transcripción
Hacia el final de la transcripción, tiene lugar la adición de un segmento poliA. Factores de escisión reconocen una secuencia consenso de poliadenilación
(AAuAAA) y cortan el mRNA a una distancia de 20-30 pb. Una poliA polimerasa
cataliza la síntesis de un segmento de aproximadamente 200 A. El segmento poliA afecta la degradabilidad y la traducción del mRNA.
Splicing
Los intrones contienen secuencias consenso que coinciden con el inicio y el
final del intrón (regla GU/AG).
La maquinaria que regula el procesamiento de los intrones está constituida
por ribonucleoproteínas constituidas por snRNA (U1, U2, U5 y U6) y diversas
proteínas.
77
Traducción
Traducción
Naturaleza del código genético
 Cada triplete de nucleótidos (codón) especifica un aminoácido sin ambigüedades.
 El código no es solapado.
 Degenerado: un mismo aminoácido puede ser especificado por distintos
codones (3ª posición es variable).
 El código es bastante universal aunque existen excepciones.
Excepciones del código genético
Codón
AGA
AGG
AUA
CGG
CUU
CUC
CUA
CUG
AUU
GUG
Usual
ARG
ARG
ILE
ARG
LEU
LEU
LEU
LEU
ILE
VAL
Alternativo
Stop/serina
Stop/ser
MET
TRP
THR
THR
THR
THR
Inicio
Inicio
Donde se produce
Mitocondrias, protozoos (ciertas spp)
Mitocondrias, protozoos (ciertas spp)
Mitocondrias
Mitocondrias plantas
Mitocondrias levaduras
Mitocondrias levaduras
Mitocondrias levaduras
Mitocondrias levaduras
Algunos procariotas
Algunos procariotas
Características de ribosomas
78
Traducción
Los ribosomas coordinan la síntesis de proteínas colocando el mRNA el
aminoacil-tRNA y los factores asociados al complejo de traducción en la posición correcta.
Características de tRNA
Las bacterias tienen 30-45 tRNA; en eucariotas hay más de 50. Hay tRNA
isoaceptores – más de un tRNA para un mismo aminoácido.
En su estructura se puede distinguir el brazo aceptor que “carga” el aminoácido y el anticodón que interacciona con el codón del mRNA.
Las enzimas aminoacil-tRNA sintetasas reconocen y cargan el aminoácido
en el brazo aceptor del tRNA. En la mayor parte de organismos existen 20 aminoacil-tRNA sintetasas, una para cada aminoácido.
El anticodón del tRNA puede unirse al codón del mRNA de forma que no sigue la regla de Watson-Crick, es decir, que pueden emparejarse bases no complementarias, pero sólo en la posición 3º.
Marco de lectura
79
Traducción
Traducción – etapas
1. Unión del t-RNA + aminoácido mediante una reacción de aminoacilación
catalizada por una aminoacil-tRNA sintetasa.
2. Iniciación: formación del complejo tRNA-ribosoma-mRNA. Muy distinto en
procariotas y eucariotas.
3. Las etapas de elongación y terminación son muy similares en procariotas y
eucariotas.
4. El mRNA es leído en sentido 5’-->3’ y el polipéptido se sintetiza en sentido
COOH --> NH2.
Iniciación de la traducción en procariotas
En bacterias, el complejo de inicio de la traducción se localiza en el codón de
iniciación (subunidad pequeña del ribosoma sobre ATG). La subunidad pequeña del ribosoma + IF-3 se unen a Ribosome Binding Site o secuencia de Shine Dalgarno (5’-AGGAGGU-3’). El t-RNA de inicio
es portador de una metionina formilada.
El factor IF-1 induce un cambio conformacional
que permite la unión de la subunidad mayor del ribosoma, y concluye la etapa de elongación.
Iniciación de la traducción en eucariotas
El ribosoma se une al extremo 5’ del mRNA y
examina la secuencia hasta hallar el codón de iniciación ATG (incluido en una secuencia consenso 5’ACCAUGG-3’ o secuencia consenso de Kozak).
Se monta el complejo de preiniciación:
 Subunidad 40S del ribosoma
 tRNA + aminoácido
 factores de iniciación: eIF-2, eIF-1, eIF-1ª y eIF3.
El complejo de preiniciación se une al extremo 5’
del mRNA. Resulta fundamental la interacción con la
caperuza de 7-metilguanosina y el segmento poliA.
Elongación del péptido
1. El t-RNA iniciador + Met se halla en el lugar P del ribosoma.
2. Se transporta el siguiente aminoácido por
su correspondiente t-RNA al lugar A (aceptor) del ribosoma.
3. Se cataliza el enlace peptídico entre el extremo COOH de la metionina y el extremo
80
Traducción
NH2 del aminoácido en posición A.
4. El ribosoma se desplaza sobre el mRNA hasta alcanzar el siguiente
codón. El nuevo codón queda colocado sobre el lugar A; el tRNA y el
dipéptido son desplazados al lugar P.
5. El tRNA deacilado del lugar P se desplaza al lugar E (Exit) y es eliminado.
6. El mismo ciclo vuelve a repetirse, añadiendo otro aminoácido.
7. Al llegar al codón Stop o parada, el lugar A no es ocupado por un
tRNA sino por una proteína llamada Release Factor.
8. La disociación del ribosoma es efectuada por una proteína llamada
factor de reciclamiento ribosomal.
Modificaciones post-traduccionales
1. Plegamiento de la proteína por chaperones.
81
Traducción
2. Escisión proteolítica de ciertos segmentos de la proteínas, como la secuencia señal.
3. Modificación química (fosforilación, glicosilación etc.).
4. Procesamiento de inteínas – intrones proteicos.
Regulación de expresión génica en procariotas
Un locus regula a otro locus en cis si es necesario que esté en la misma molécula de DNA para poder ejercer dicho efecto regulador. Un ejemplo es la región llamada operador, en el operón de la lactosa. Otro ejemplo sería de los
promotores.
Un locus regula a otro en trans cuando no es necesario que esté en la misma
molécula de DNA para ejercer dicho efecto regulador. Un ejemplo sería el del
represor de la lactosa, que puede ejercer su efecto inhibidor aunque el gen que
lo codifica sea eliminado del genoma de E. coli e insertado en un plásmido.
Para un biólogo molecular, normalmente se entiende por regulación en cis
una secuencia a la cual se une una proteína reguladora, mientras que dicha proteína sería un regulador en trans.
Control mediante operones
Operón de la lactosa
Control negativo
La transcripción de los genes Z, Y y A da lugar a un mRNA policistrónico.
Están relacionados con el metabolismo de la lactosa.
El gen I es un gen regulador que codifica un represor (control negativo). El
locus operador O es una región a la que se une el represor.
En ausencia de lactosa en el medio, el represor forma un tetrámero que se
une al operador O.
En situaciones de abundancia de lactosa en el medio, es necesario activar la
expresión de los genes del metabolismo de la lactosa. La lactosa se une al represor, provocando un cambio conformacional que impide su unión al operón.
Control positivo
Si los elevados de glucosas en el medio son elevados, la bacteria no necesita
los enzimas del operón LAC, porque la consumación de glucosa es preferible –
los enzimas de la glicólisis se expresan constitutivamente. El operón LAC tienen
una región llamada CAP binding site, a la que se une una proteína CAP cuando
forma un complejo con CAMP. Se habla de control positivo porque para la transcripción de los genes Z, Y y A es necesaria la presencia de una señal activadora
(CAP + CAMP).
Si los niveles de glucosa son altos, los niveles de CAMP son bajos y la proteína CAP no se une a su sitio de unión. Si los niveles de glucosa son bajos, los niveles de CAMP se incrementan y la proteína CAP puede unirse a su sitio de
unión activando la transcripción del operón LAC.
82
Regulación de la expresión génica en procariotas
El operón de la arabinosa
El metabolismo de la arabinosa está catalizado por tres enzimas, A, B y D. la
región iniciadora se denomina Ara I. La proteína Ara C regula la expresión de
A, B y D. En presencia de arabinosa, Ara C adopta una conformación que le
permite unirse a la región Ara I y activar la transcripción (control positivo).
Otro sistema de control positivo es el complejo CAP + CAMP, que también
activa la transcripción.
En ausencia de arabinosa, Ara C adopta otra conformación y actúa como un
represor uniéndose a las regiones O e I, formando un bucle. Puede hablarse de
control dual, ya que Ara C puede actuar como represor o activador de la transcripción.
Operón del triptófano
El operón del triptófano se controla mediante un represor, que se sintetiza
de forma constitutiva. El represor sólo es activo cuando esté unido a triptófano,
es decir, que cuando hay bajos niveles del aminoácido el represor no puede
unirse al operón y la transcripción se activa. Aparte de este mecanismo, hay otro
que se efectúa a nivel traduccional, dependiendo de la velocidad de traducción.
El gen Trp E posee una secuencia llamada líder con una longitud de 160 pb.
La deleción de una región de 30 pb (atenuadora) provoca la expresión constitutiva del operón Trp.
Si existen niveles altos de triptófano en el medio, el ribosoma avanza más
rápidamente leyendo el mRNA, y éste adopta cierta estructura, que provoca la
terminación de la traducción.
Si hay nivel bajo de triptófano, el ribosoma queda “encallado” y se forma
otra estructura secundaria en el mRNA, que permite continuar la transcripción.
El ribosoma se “encalla” porque en la secuencia líder hay dos triptófano, y si hay
poco de este aminoácido en el medio, tarda en encontrarlo.
83
Regulación de la expresión génica en procariotas
84
Regulación de la expresión génica en procariotas
Operones – resumen
Operón
Lactosa
Arabinosa
Triptófano
Propósito
Metabolismo de lactosa
Metabolismo de arabinosa
Síntesis de triptófano
Control negativo
Sí
Sí
Sí
¿Cómo?
Represor se une
al operón O
Represor Ara C se une
a operón Ara I
Represor + triptófano se une
al operón Trp
Control positivo
Sí
Sí
No
¿Cómo?
CAP + CAMP se une
a CAP binding site
CAP + CAMP se une
a CAP binding site
Operón del fago λ
Ciclo lítico. Expansión de las proteínas Cro y N (genes de expresión temprana). N es una proteína antiterminadora – bloquea la terminación de la transcripción. La antiterminación permitirá la transcripción de genes de expresión
tardía. Comienza el ciclo lítico.
Ciclo lisogénico. Expresión de un represor cI. Los factores CII y CIII promueven la expresión de cI. El represor cI bloquea la transcripción de Cro y promueva la suya propia.
Tanto Cro como cI se unen a un operador que tiene tres regiones distintas,
OR1, OR2 y OR3.
 cI – se une primero a OR1, luego a OR2 y finalmente al OR3.
 Cro – se une primero a OR3, luego a OR3 y finalmente a OR1.
Dependiendo de cual de los dos factores (Cro y cI) “capture” primero el operador, tendrán lugar un ciclo lítico o lisogénico.
Radiación UV induce un ciclo lítico (se sintetiza una proteína RecA que destruye el cI); si la célula se halla en un medio pobre en glucosa se eleva el nivel de
CAMP y se activa una proteína que destruye el cII, y por tanto cuando el fago infecta la célula provoca un ciclo lítico.
Quórum sensing
Calamar: órgano luminiscente cuya función es impedir que durante la noche, sea visualizado desde el fondo marino como una mancha oscura (resplandor de la luna).
La producción de luz se debe la síntesis de una sustancia denominada luciferasa por una bacteria, Vibrio fischeri. Los Vibrio producen luciferasa cuando
se hallan a elevadas densidades poblacionales. Cada vibrio produce una pequeña molécula llamada VAI (VF autoinducer). Si la concentración de VAI es alta,
quiere decir que la densidad poblacional también lo es; de este modo, el vibrio
puede percibir su entorno y “tomar decisiones” (por ejemplo, activar la maquinaria de conjugación o no).
85
Regulación de la expresión génica en procariotas
Si la concentración de VAI es alta, este se une a la proteína luxR que adopta
una conformación que activa la transcripción del gen de la luciferasa. Si la concentración de VAI es baja, luxR adopta una conformación alternativa incompatible con la activación del operón lux.
Factores de transcripción
En E. coli se han identificado unos 4,000 genes de los cuales 8% codifican
factores de transcripción (aproximadamente 300 genes). La estabilidad y tasa
de degradación del mRNA también afectan a los niveles de expresión génica.
En E. coli se han identificado más de 40 RNAs no codificantes cuya función
es regular la expresión génica:
 Hibridando y bloqueando o facilitando la traducción de un mRNA.
 Hibridando e impidiendo o facilitando la degradación del mRNA por ribonucleasas.
Regulación de la expresión génica en eucariotas
Factores de transcripción
Las secuencias codificantes ocupan sólo 2% del genoma humano; sin embargo, el 5-10% del proteoma (gama de proteínas) está constituido por factores
que regulan la transcripción.
ESPECIE
FACTORES DE TRANSCRIPCIÓN
Levadura
~300 (1 de cada 20)
Caenorhabditis elegans
~1,000
Drosophila melanogaster
~1,000
Homo sapiens
Al menos 3,000 (1 de cada 10 genes)
El análisis de las proteínas que interaccionan con el DNA ha demostrado la
existencia de ciertos motivos estructurales:
 Zinc finger. Motivo X2-Cys-X2-4-Cys-X1-2-His-X3-4-His-X4, en el que X es
cualquier aminoácido y un átomo de Zn2+ está unido a las cadenas laterales
de los aminoácidos Cys e His.
 Leucine zipper. Regiones de 35 aminoácidos en las que la leucina se repite
cada 7 aminoácidos. Permite la formación de dímeros, de modo que los extremos N-terminales de la proteína pueden unirse al surco mayor del DNA.
86
Regulación de la expresión génica en eucariotas
Fosforilación de factores de transcripción
La fosforilación de factores de transcripción es un mecanismo frecuente a
través del cual puede modularse la expresión génica. La fosforilación de un factor de transcripción puede desencadenar su activación. Por ejemplo, p53 es un
gen supresor de tumores que codifica un factor de transcripción. Cuando esté
fosforilado (como consecuencia de daño celular), frena la división celular hasta
que el daño se repare; si el daño no se puede reparar, induce apoptosis.
Elementos potenciadores y silenciadores
Los elementos potenciadores y silenciadores de la transcripción son secuencias a las cuales se unen proteínas activadoras o represoras de la transcripción,
respectivamente. Estos elementos pueden hallarse a gran distancia (por ejemplo, 50 kB) del gen al cual regulan, y tanto en posiciones 5’ como 3’ del mismo. A
menudo los elementos potenciadores de la transcripción dirigen la expresión
tejido específica de un determinado mRNA.
Probablemente las proteínas que se unen a los elementos potenciadores/silenciadores de la transcripción interactúan con el promotor mediante la
formación de un lazo de DNA.
Los elementos potenciadores suelen tener un tamaño de 500 pb. Un mismo
gen puede tener varios potenciadores que funcionan de forma independientes
87
Regulación de la expresión génica en eucariotas
entre si modulando la transcripción génica. Otra forma de modular la transcripción consiste en la utilización de múltiples factores alternativos.
Elementos aislantes
Los elementos aislantes son secuencias de DNA de 300pb situados a -2 kB
del gen. Se sitúan entre un gen y un elemento potenciador, impidiendo que el
primero pueda utilizar el segundo. Este mecanismo permite que un elemento
potenciador pueda interaccionar de forma específica con un gen determinados.
Regulación hormonal de la expresión génica
En los oviductos de la gallina, la proteína ovalbúmina se sintetiza en respuesta a los estrógenos, que incrementan la transcripción del gen que la codifica. Los estrógenos se unen a un factor de transcripción y son transportados al
núcleo. El complejo formado por ambas moléculas se une a un elemento potenciador de la transcripción.
Cambios epigenéticos
Metilación del C5
Los cambios epigenéticos son modificaciones heredables que afectan a la
expresión génica sin introducir ningún cambio a nivel de la secuencia de DNA.
Un ejemplo de cambio epigenético es la metilación del DNA, principalmente a
nivel del carbono C5 de la citosina.
Las islas CpG son regiones ricas en dinucleótidos CpG no metilados que habitualmente preceden las regiones promotoras de los genes. La metilación de las
islas CpG se halla asociada al silenciamiento de la transcripción génica.
La impresión genética o imprinting es un mecanismo por el cual únicamente se expresa un determinado alelo de un gen, ya sea del origen paterno o
del origen materno. La impresión materna significa que el alelo materno está
inactivado, y viceversa con la impresión paterna. La impresión se debe a que la
expresión de uno de los alelos se halla silenciada mediante la metilación del
promotor e islas CpG adyacentes. Aproximadamente unos 70 genes de mamíferos utilizan este mecanismos para regular la expresión como por ejemplo el IGFII, cuyo alelo materno es inactivado.
En el adulto se mantiene la impresión genética materna/paterna en función
del gen; en el cigoto se produce desmetilación generalizada, porque hace falta de
genes inactivados en el adulto durante el desarrollo embrionario; cuando termina el desarrollo embrionario, y ya no hace falta de ambas copias del gen, se produce la metilación de estos genes de forma idéntica a la metilación en los progenitores.
Numerosos genes sometidos al mecanismote impresión genética presentan
una expresión alterada en células cancerosas. Las principales alteraciones son:
 Inactivación de la copia activa mediante metilación – no hay expresión.
 Activación de la copia silenciosa mediante desmetilación – hay sobreexpresión (expresión bialélica).
En numerosos tumores se produce una activación de la copia silenciosa del
gen IGF-2 con lo cual incrementa significativamente la expresión de dicho gen.
88
Regulación de la expresión génica en eucariotas
Acetilación de las histonas
La acetilación de las histonas promueve la transcripción. La cromatina debe
descondensarse para que un gen sea accesible a la maquinara transcripcional.
Determinadas proteínas facilitan la unión de una acetil-transferasa de histonas
(HAT). La acetilación de las histonas facilita la unión de la RNA polimerasa y los
factores de transcripción al promotor. Otras modificaciones de las histonas son
su fosforilación o metilación.
Regulación post-transcripcional
Procesamiento alternativo del transcrito primario
El procesamiento alternativo del mRNA es el principal mecanismo generador de diversidad a nivel proteico. Mediante este mecanismo pueden generase
múltiples transcritos con funciones ligeramente distintas o incluso opuestas. En
la levadura, sólo 250 de sus 6,000 genes contienen intrones; en humanos, al
menos 35% de los genes sufren procesamiento alternativo del mRNA. Algunos
fenómenos de procesamiento alternativo son muy raros y se producen sólo en
ciertos tejidos y en momentos concretos.
Gen Slo
El gen Slo codifica un canal de potasio activado por calcio que regula la actividad de las células de la cóclea encargadas de captar el sonido en un rango de
frecuencia de 20 Hz a 20,000 Hz.
Este gen posee al menos 8 lugares de procesamiento alternativo y más de
500 transcritos distintos. Las diversas isoformas proteicas difieren en su capacidad de captar sonidos dentro de un registro determinado de frecuencias.
El gen de la caseína – αs1
El gen de la caseína αs1 caprina posee 19 exones y diversas variantes alélicas.
Los alelos D y F se caracterizan por carecer del exón 9 (deleción de 11 aminoácidos) y del los exones 9, 10 y 11 (deleción de 37 aminoácidos) respectivamente.
Ambas deleciones implican la pérdida de un lugar de fosforilación; ambos alelos
están asociados a una reducción en la cantidad de caseína αs1 en la leche.
89
Regulación de la expresión génica en eucariotas
 Alelos A, B y C – 3.6 gramos de proteínas en 1 litro de leche
 Alelo E – 1.6 gramos de proteína en 1 litro de leche
 Alelos F y D – 0.6 gramos de proteína en 1 litro de leche
Gen Descam
Un fenómeno fisiológico extremadamente complejo es que permite el establecimiento de conexiones entre neuronas. En Drosophila, la proteína Descam
tiene como función guiar los axones neuronales a su destinación correcta. El gen
Descam puede dar lugar a 38,000 mRNA distintos, 2 veces el número de genes
existentes en esta especie. Los distintos receptores Descam pueden interaccionar con una gran variedad de ligandos diferentes.
El gen Descam tiene 115 exones; los exones 4, 6, 9 y 17 pueden corresponder
a múltiples exones alternativos: 4 (12 exones alternativos), 6 (48), 9 (33) y 17
(2): 12  48  33  2  38,000 .
Edición del mRNA
La edición del mRNA implica la modificación química de algunos nucleótidos con posterioridad a la transcripción. También puede implicar la adición o
eliminación de nucleótidos específicos. Este mecanismo se ha descrito en rRNA,
mRNA y tRNA, en una amplia diversidad de especies.
Un ejemplo es la conversión de adenosina en inopina catalizada por la enzima adenosina-desaminasa. Puede implicar la sustitución de un aminoácido por
otro durante la traducción. También puede desplazar el marco de lectura o provocar la aparición o eliminación de codones STOP.
Micro-RNAs y RNA silenciadores
Los micro-RNAs se forman cuando una enzima denominada dicer corta
un mRNA que contiene una estructura secundaria (“lazo”). El mRNA cortado
puede hibridar con otro mRNA impidiendo su traducción. Si la complementariedad es baja, sólo atenuará la traducción.
Los RNA silenciadores se forman cuando dicer corta un RNA de doble
cadena dando lugar a un siRNA con una longitud de 20-25 nt, que se une a un
complejo proteico denominado RISC. El complejo RISC+siRNA puede unirse a
un mRNA e inhibir su traducción.
Se trata de un antiguo mecanismo de defensa antiviral (muchos virus tiene
un genoma de RNA que en alguna etapa de su ciclo vital es de doble cadena). Es
posible que tenga muchas otras funciones, como por ejemplo el silenciamiento
de elementos móviles y la regulación de la expresión de mRNA celulares.
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Regulación de la expresión génica en eucariotas
Estabilidad del mRNA
Los niveles de mRNA no sólo dependen de su tasa de síntesis, sino también
de su vida media (puede variar de minutos a horas y a veces días).
La estabilidad del mRNA depende de la presencia de la 7-metil-guanosina
(m7G) en el extremo 5’ y la cola poliA en el extremo 3’; ambos previenen la degradación por nucleasas. Existen secuencias 5-UTR y 3-UTR que también afectan a la estabilidad del mRNA.
La presencia de m7G en el extremo 5’ protege al mRNA de la degradación
por nucleasas e incrementa la eficiencia de la traducción. La secuencia adyacente al codón de iniciación de la traducción afecta a la eficiencia con que éste es
reconocido por el complejo de preiniciación 43S.
Si el codón de iniciación se halla en un contexto subóptimo puede producirse la iniciación de la traducción en otro codón ATG situado más hacia el extremo
3’ (Leaky scanning).
La existencia de estructuras secundarias entre m7G y el codón de iniciación
puede inhibir la traducción, porque impide la unión del complejo de preiniciación 43S. En cambio, la existencia de estructuras secundarias en el extremo 3’
del codón de iniciación puede potencia la traducción e impedir el leaky scanning. Un acortamiento de la región 5’-UTR habitualmente está asociando a un
mayor leaky scanning. La región 5’-UTR también reconoce regiones de unión a
proteínas reguladoras de la traducción.
Genética del desarrollo
El fin de la genética del desarrollo es entender cuales son los genes responsables de la diferenciación. Uno de los métodos utilizados era la irradiación de
moscas Drosophila con rayos X para estudiar como afectaba el daño del DNA
sobre su desarrollo.
La diferenciación es un proceso irreversible; una vez que la célula está especializada en cierto tipo de función, ya está predestinada a dar solamente ciertos
tipos celulares como descendencia. Antes de diferenciarse, las células son totipotentes – células no diferenciadas; si se separan dos células totipotentes, darán dos individuos – cada célula podrá dar lugar a un individuo entero.
Al final de los años 70 se desarrolló el método de los ratones transgénicos.
Se ponía en cultivo de células totipotentes a los que se les agregaba DNA; estas
células se inyectaban en la cavidad embrionaria de un ratón normal. Algunas de
las células inyectadas pasaban a formar parte del tejido reproductor del ratón, y
daban otros ratones transgénicos.
El método de la clonación se basa en inyectar el núcleo de una célula diferenciada, en una célula totipotente sin núcleo (la oveja Dolly). Para asegurar que
el cordero era realmente procedente de la célula diferenciada, utilizaban dos razas de ovejas diferentes. Al nacer, Dolly rompió el dogma de la irreversibilidad
genética después de la diferenciación.
Se sabe puede saber cuando comienza la diferenciación genética si se observa a partir de qué momento los embriones comienzan a servir sus propios genes
(expresión génica). La célula sigue siendo totipotente mientras no expresa genes; la célula deja de ser totipotente cuando el embrión tiene 8-16 células. En
91
Genética del desarrollo
este periodo se diferencian las células localizadas externamente de las células
internas recubiertas de las demás. Este fenómeno coincide con el inicio de la
transcripción de los genes.
Los factores nucleares son los genes que se están expresando; los factores citoplasmáticos dependen de la localización de la célula dentro del embrión; algunos derivan del contenido del ovocito, que no se distribuye homogéneamente, y otros derivan del exterior (por tanto las células externas están más
expuestas a ellos).
Los genes homeóticos son genes de control del desarrollo encontrados en
diferentes organismos. Es toda una familia de genes que a veces están en tándem. Se sabe que son homeóticos porque al secuenciar se vio que diferentes genes tenían similitudes – secuencias de aminoácidos que dan proteínas que se
pueden asociar al DNA (factores de transcripción). Estos genes que codifican
factores de transcripción son los que hacen que otros genes se expresen.
En los tejidos adultos, hay células totipotentes en muy pocas cantidades, que
quedan indiferenciadas mientras las demás se diferencian; se han descubierto
en diferentes tejidos como el tejido adiposo y la médula ósea.
Base molecular de la mutación
Categorías de mutaciones:
 Mutaciones puntuales
o Transiciones. Cambio de base por otra del mismo tipo.
o Transversiones. Cambio de base por otra del tipo contrario.
 Modificación del marco de lectura
o Adición de bases
o Deleción de bases
 Mutaciones cromosómicas
Las mutaciones pueden ser inducidas (adaptativas), es decir, que se dan
bajo efecto de algún agente mutagénico; o bien pueden ser espontáneas
(preadaptativas) – se observan distribuidas de forma aleatoria entre los individuos en diferentes niveles del árbol genealógico.
92
Base molecular de la mutación
Test de fluctuación
El test de fluctuación se utiliza para estudiar el tipo de mutación – si es
preadaptativa o bien adaptativa. Por ejemplo, a la hora de estudiar la resistencia
de bacterias frente los antibióticos, se observa una fluctuación en el número de
colonias observadas, la mutación es preadaptativa, porque se da de forma espontánea, lo que modifica el número de cepas resistentes. Si la mutación es
adaptativa, el número de colonias debe ser parecido entre placas.
Mutaciones puntuales
La mutación puntual se define como el cambio de un nucleótido por otro.
Pueden ser transiciones (cambio de pirimidina por pirimidina o purina por purina) o bien transversiones (cambio de pirimidina por purina y viceversa).
Los SNP (Single Nucleotide Polymorphism) se dan cada 500-1000 pares de
bases. Pueden ser espontáneos o inducidos (causados por agentes químicos y
físicos).
La DNA polimerasa no funciona el 100% libre de errores; en función del tejido se reparan los errores a cierta velocidad. Si la mutación se da en células
germinales, puede pasar a la descendencia.
Una mutación puntual fuera de la región codificante suele ser silenciosa; sin
embargo, puede tener efecto, si se produce en una región reguladora o en un
promotor. La mayoría de las mutaciones son de este tipo, ya que el sólo el 2%
del genoma es codificante.
Una mutación puntual dentro de una región codificante (exón) puede ser de
diferentes tipos:
 Mutación sinónima. El código genético es redundante; a pesar de un cambio de base, es posible que el producto final tenga el mismo aminoácido
que la proteína no mutada.
 Mutación no sinónima. El producto final es afectado por la mutación.
o Cambio de aminoácido no comporta problemas funcionales.
o Cambio de aminoácido afecta la funcionalidad del producto.

Funcionalidad proteica afectada

Codón STOP – mutación sin sentido (no sense).
Las mutaciones debidas a inserción o deleción de nucleótidos también difieren en su efecto según la región afectada:
 Fuera de la región codificante. Normalmente no modifica la funcionalidad
de ninguna proteína. Mutación silenciosa.
 Dentro de exones. Modifica el marco de lectura; suelen provocar una mutación sin sentido, ya que modifican la secuencia aminoacídica o producen
un codón STOP prematuro.
Este tipo de mutación es poco probable, ya que no hay ninguna sustancia
conocida que provoca inserción o deleción de nucleótidos. Normalmente son el
resultado de errores en la replicación del DNA. Las inserciones o deleciones de
nucleótidos son más frecuentes en secuencias repetidas en tándem (tanto la
93
Base molecular de la mutación
pérdida como adición de nucleótidos). Este es el mecanismo de la formación de
microsatélites.
Mutaciones espontáneas
Modificaciones tautoméricas
Las bases pueden tener dos formas tautoméricas: la forma enólica y la forma
cetónica, que es la forma habitual. La forma cetónica forma un número diferente de puentes de hidrogeno que la forma enólica. El paso de forma cetónica a
forma enólica se da a cierta frecuencia; si se produce exactamente a la hora de la
replicación del DNA, puede producirse un apareamiento incorrecto de bases,
que dará en la siguiente generación una mutación puntual.
Mutaciones inducidas
Diferentes agentes químicos modifican el DNA por diferentes mecanismos
moleculares.
 Desaminación de bases. La mayoría de las sustancias que pueden provocar
la desaminación de bases son mutágenos, ya que al desaminar la base ya
no puede formar los puentes de hidrogeno que su base correspondiente.
Ejemplo: ácido nitroso.
 Análogos de bases. Se comportan como bases. El bromuro de uracilo puede substituir la timina, pero también puede unirse a guanina; pasadas dos
mitosis, se produce una transición de A por G.
 Radiaciones. Las radiaciones pueden provocar la fragmentación del material genético; la luz ultraviolada, a diferencia, provoca la formación de dímeros de timina que dificultan la replicación correcta del DNA.
94
Base molecular de la mutación
Mutaciones y cáncer
La exposición a agentes mutágenos está correlacionada con la aparición de
tumores.
Test de Ames
El test de Ames evalúa sustancias en cuanto a su capacidad mutagénica; este
método es rápido, barato y fiable.
Este test se basa en visualizar mutaciones producidas por la exposición a la
sustancia en bacterias que reparan malamente los daños al DNA – cepas que no
pueden repara su DNA dañado porque presentan una maquinaria proteica
afuncional. Las bacterias, si no mutan, no pueden vivir en el medio de cultivo
básico. Sobre la placa de medio se coloca un disco empapado de la sustancia estudiada, y de allí difunde hacia el medio de cultivo.
Si no hay mutaciones, no hay crecimiento (unas colonias aleatorias debidas
a mutaciones preadaptativas); si la sustancia es mutagénica, alrededor del disco
habrá más crecimiento que en la periferia de la placa.
El resultado negativo es necesario pero no es suficiente para la comercialización de la sustancia, ya que puede ser que la sustancia por sí no es mutagénica,
pero al ser metabolizada se transforma en otras sustancias que sí que son mutagénicas. Para resolver este problema, Ames desarrolló un test parecido, que
incluye también extracto de enzimas hepáticas. Sin embargo, hay que seguir estudiando la sustancia en el animal vivo antes de asegurarse que no es mutagénica – el test de Ames sólo sirve de filtro.
Cáncer
Los genes que al mutarse provocan tumores suelen ser involucrados en la
regulación de la proliferación celular (genes gatekeeper) o bien en el control de
la integridad del genoma (genes caretaker).
Se postula que el tumor es consecuencia de varias mutaciones, la primera de
las cuales aparece en algún gen caretaker. Al tener menos capacidad de corrección de errores en replicación, las células padecen más errores. Si algún gen gatekeeper se muta como consecuencia de la mutación del gen caretaker, la célula
pierde su capacidad de autorregulación, y puede transformarse en célula tumoral.
Los individuos que son heterocigotos para un gen caretaker mutado, tienen
más probabilidades de sufrir un tumor; si también presentan un gen gatekeeper
mutado, sus probabilidades de sufrir cáncer son todavía más grandes.
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Cáncer
Químicos
Radiaciones
Virus
Mutación en
células somáticas
Activación de protoncógenos
Enfermedades
hereditarias
Inactivación de genes supresores
Expansión de productos alterados
Perdida de productos reguladores
Expansión clonal
Mutación adicional
Heterogeneidad
Neoplasma maligna
Los genes involucrados en la aparición de tumores afectan a ciertas poblaciones celulares, y no a otras; afectan sobre todo a células epiteliales, que son las
células más proliferativas (al sufrir más replicaciones, acumulan más errores).
Tipos de alteraciones genéticas en tumores
1. Modificación sutil de la secuencia. Substituciones de bases, deleciones o inserciones de unos nucleótidos. Por ejemplo, las mutaciones sin sentido en
K-ras gen ocurren en más de los 80% de los tumores pancreáticos.
2. Alteraciones en el número de cromosomas. Pérdidas o ganancias de cromosomas enteros. Ejemplos: la pérdida del cromosoma 10 en glioblastomas
frecuentemente reflejan la inactivación del gen supresor de tumores PTEN;
la ganancia de cromosoma 7 en carcinomas de papilas renales reflejan la
duplicación del oncogen mutante MET.
3. Translocaciones cromosómicas. Fusión de diferentes cromosomas o de
segmentos no contiguos de cromosomas. Estos cambios pueden implicar la
fusión entre dos genes produciendo un transcrito fusionado, con propiedades cancerígenas. Ejemplo: en leucemia es frecuente la formación del cromosoma Philadelphia a partir del cromosoma 9 y 22; el extremo carboxiterminal del gen c-abl (cromosma 9) se une al extremo amino-terminal del
gen BCR (cromosoma 22).
4. Amplificación de genes. Múltiples copias de una región que contiene genes
promotores de crecimiento. Las regiones multiplicadas contienen 0.5-10
96
Cáncer
mB de DNA. Ejemplo: amplificación de N-myc ocurre en 30% de los neuroblastomas avanzadas.
Mutaciones cromosómicas
Las mutaciones cromosómicas son derivaciones del número normal de cromosomas de un individuo, o de su estructura. Las mutaciones cromosómicas se
dividen en dos categorías:
 Modificaciones numéricas
o Poliploidía
o Aneuploidía
 Modificaciones estructurales
o Deleciones
o Duplicaciones
o Inversiones
o Translocaciones
Modificaciones numéricas
Poliploidía
Un organismo poliploide se define como aquello que presenta un juego adicional de cromosomas. Si el individuo normal es diploide (2n), entonces el poliploide puede tener 3n, 4n etc.
Los poliploides pueden tener un número par o impar de juegos cromosómicos. Los poliploides con un número par de juegos cromosómicos (por ejemplo
4n) tienen mejor probabilidad de reproducirse, porque sus cromosomas pueden
emparejarse durante la meiosis, dando gametos 2n.
Los poliploides que presentan número impar de juegos cromosómicos suelen ser estériles, ya que tienen muy baja probabilidad de dar gametos completamente haploides.
La probabilidad de conseguir un producto haploide (del bivalente) es aproximadamente 0.5; por lo tanto, la probabilidad de conseguir un producto haploide a partir de todos los cromosomas es ½n, n siendo el número de cromosomas.
En piscifactorías se suele utilizar individuos poliploides (3n) ya que presentan mejor ritmo de crecimiento. Para producir gametos 2n, los machos sufren
un shock térmico, que modifica la meiosis. Este proceso es complicado; para
conseguir individuos 3n es más fácil utilizar una línea de individuos 4n, que se
reproducen con individuos normales, así obteniendo 100% de descendencia de
3n.
La poliploidía es importante en el mundo vegetal; buena parte de los vegetales cultivados por el hombre son poliploides.
Tipos de poliploides
97
Mutaciones cromosómicas
 Alloploides. Los cromosomas extra derivan de otra especie. Los cromosomas difieren entre juegos – son homeólogos en vez de homólogos. Esta
diferencia entre cromosomas implica problemas en el apareamiento de
cromosomas a la hora de la meiosis, y problemas de reproducción.
 Autopolyploides. Los cromosomas extra derivan de la misma especie. El
incremento de número de juegos cromosómicos puede ocurrir en la meiosis o en la mitosis.
Poliploidía en animales
La partenogénesis es la formación de un embrión a partir de un óvulo no
fecundado. La partenogénesis ocurre de forma natural en las abejas; en varias
especies, la división del óvulo no fecundado puede ser inducida.
La poliploidía ocurre de forma natural en algunos insectos, anfibios, reptiles, peces y algunas especies de aves y roedores.
98
Mutaciones cromosómicas
Aneuploidía
La aneuploidía es la modificación del número de un cromosoma o más.
 Nulisomía. Pérdida de un par de cromosomas. Es letal en organismos diploides.
 Monosomía. Carencia de un cromosoma. Afecta la función celular normal.
La condición de hemicigosidad conlleva a la expresión de genes recesivos.
Suelen ser abortados.
 Trisomía. Puede resultar en anomalías o la muerte.
Cambios en la estructura de cromosomas
 Deleciones
 Duplicación y amplificación (repetición en tándem)
 Inversión
 Translocación
Deleciones
Deleciones implican la pérdida de un segmento de cromosoma. Estas mutaciones son irreversibles, ya que son consecuencia de pérdida de material genético.
El efecto de la deleción depende de los genes que se han eliminado y si se localizan en cromosomas homólogos. Cualquier gen que se ha eliminado, implican
situación de hemicigosidad.
Causas de deleciones
 Errores en la replicación de DNA (lazos de DNA que se unen a la hora de la
replicación, lo que implica la pérdida de toda la información retenida en el
lazo).
 Errores en la replicación de DNA
 Daño al DNA, provocado por químicos o radiación
 Recombinación entre secuencias dispersas de cromosoma.
Localización
Si la deleción es en localización terminal, sólo implica una rotura; si la deleción es en localización subterminal o intersticial, implica dos roturas, y más posibilidad de errores a la hora de unir el DNA.
99
Mutaciones cromosómicas
Corrección de deleciones
Existen dos mecanismos potenciales de corregir deleciones:
 Unión de extremos no homóloga. Recupera el cromosoma uniendo los dos
extremos rotos. Parte de la información se pierde.
 Recombinación homóloga. Este mecanismo puede corregir la deleción correctamente, pero implica la pérdida del mismo segmento en el cromosoma homologo.
o Antes de G2 – a partir del cromosoma homólogo.
o Después de G2 – a partir de la cromátida hermana.
Consecuencias
 Grandes deleciones normalmente irreversibles; letales en situaciones de
hemicigosidad.
 Deleciones pequeñas se pueden reparar.
 Deleciones pueden revelar mutaciones recesivas.
o Psuedodominancia de genes recesivos en la región hemicigota.
o Es útil para hacer mapas genes
o Incrementa la susceptibilidad de cáncer y otras enfermedades
genéticas.
Duplicaciones
Un segmento del cromosoma se duplica. Duplicaciones pueden ser consecuencias de recombinación heteróloga.
Una recombinación heteróloga produce una duplicación y una deleción; una
recombinación heteróloga en una región duplicada produce una duplicación todavía más marcada. Cuanto más grande es el número de copias, más probable
es la recombinación ilegitima de un segmento. Si el mecanismo duplica oncogenes, puede estar implicado en ciertas enfermedades y tumores.
Este tipo de duplicación es un proceso impotant en la evolución de los genes,
ya que produce “familias” de genes emparentados, que producen proteínas similares. Un ejemplo de este tipo de familia es la familia de genes de proteínas globinas, que codifican la α-globulina y β-globulina que forman en conjunto la hemoglobina.
Inversiones
Una inversión es el resultado de una rotura en el cromosoma, así que cuando se une la secuencia no es la original. Requiere dos roturas en el cromosoma.
Este tipo de modificación puede cortar un gen, pero es muy improbable.
Las inversión se clasifica como pericéntrica (la inversión incluye el centrómero) o paracéntrica (la inversión no incluye el centrómero). Esta clasificación es importante a la hora de estudiar el comportamiento del cromosoma
afectado a la hora de la meiosis.
100
Mutaciones cromosómicas
Una inversión puede se el resultado de recombinación anómala dentro del
mismo cromosoma (se pliega y se produce recombinación entre los dos extremos del cromosoma).
Normalmente, no se pierde ni se gana material genético; por tanto, un individuo, hemicigoto o heterocigoto para la inversión generalmente no muestra la
mutación en su fenotipo. Sin embargo, esta mutación sí que conlleva consecuencias en la capacidad reproductiva, ya que implica problemas durante la
meiosis; los cromosomas homólogos intentan alinearse según sus regiones similares.
A la hora de la meiosis, los cromosomas asumen una configuración característica de lazo que les permite alinear regiones parecidas. Este mecanismo no
implica ningún problema, mientras la recombinación se produce en las regiones
no invertidas.
En función de la localización de la inversión (paracéntrica o pericéntrica), la
recombinación en la región invertida dará diferentes productos.
101
Mutaciones cromosómicas
Inversión paracéntrica
Debido al hecho que la inversión no incluye el centrómero, el resultado de la
recombinación en la región invertida será dos gametos normales (no han sufrido la recombinación) y dos gametos anómalos: un gameto con dos centrómeros
y un gameto sin centrómeros, estos gametos no son viables.
Inversión pericéntrica
Como la región invertida incluye el centrómero, no se producen gametos con
alteraciones de centrómero. Al igual que en el caso anterior, dos gametos serán
normales, al no sufrir recombinación. Los otros dos gametos presentarán duplicaciones y deleciones de ciertas regiones, en función del tamaño de la inversión.
Translocaciones
Las translocaciones son mutaciones cromosómicas en las cuales un segmento cromosómico modifica su posición. Normalmente este término se utiliza para
describir intercambio de segmentos entre cromosomas no homólogos. Hay dos
tipos de translocaciones:
 Translocación recíproca
 Translocación no recíproca
Generalmente las translocaciones no implican una pérdida o ganancia neta
de material genético.
Translocación recíproca
El tipo más frecuente e importante de translocación.
Homocigotos tienen meiosis normal; cromosomas homólogos pueden emparejarse correctamente, y recombinación no implica ningún problema. En los heterocigotos hay problemas a la hora de la meiosis – cromosomas homólogos asumen
una forma característica de cruz durante la metafase; la separación puede ocurrir en tres diferentes
formas, de las cuales 2 dan gametos inviables.
En tejidos somáticos, translocaciones cromosómicas pueden generar cáncer, tanto leucemias
como tumores sólidos. Frecuentemente, translocaciones alteran la función de genes celulares normales denominados protoncógenos. La translocación puede activar protoncógenos o crear por fusión proteínas específicas de tumores.
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