TESIS EN ARROZ JUAN RONQUILLO SÁNCHEZ 2014.pdf

UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS
TESIS DE GRADO PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO
DE INGENIERO AGRÓNOMO
TEMA:
"BÚSQUEDA DE ALTERNATIVAS PARA EL MANEJO
INTEGRADO DEL TIZÓN DE LA VAINA (Rhizoctonia solani
Kuhn) EN ARROZ (Oryza sativa L.)”
POR:
JUAN ANDRÉS RONQUILLO SÁNCHEZ
DIRECTORA DE TESIS:
Ing. Agr. MSc. Leticia Vivas Vivas
GUAYAQUIL - ECUADOR
2014
i
ii
Guayaquil 07de mayo del 2014
CERTIFICADO GRAMÁTICO
Ing. Agr. Leticia Vivas Vivas, Msc. Con domicilio en la ciudad de
Guayaquil, por la presente certifico que he revisado la tesis de grado
elaborada por el Sr. Juan Andrés Ronquillo Sánchez con C.I.
0922137096, previa a la obtención del Título de Ingeniero Agrónomo,
cuyo tema es “BÚSQUEDA DE ALTERNATIVAS PARA EL
MANEJO INTEGRADO DEL TIZÓN DE LA VAINA (Rhizoctonia
solani Kuhn) EN ARROZ (Oryza sativa L.)”
La tesis de grado arriba señalada ha sido escrita de acuerdo a las normas
gramaticales y de sintaxis vigente de la lengua española.
C.I. 1304384546
Nº Registro SENESCYT: 1006-05-609406
iii
iv
DEDICATORIA
El presente trabajo va dedicado a mis padres Josébenito Ronquillo
López y Lidyce Sánchez Lara, a mi hermano Christopher Ronquillo
Sánchez y a la memoria de mi Tío Roberto Sánchez Lara.
v
AGRADECIMIENTO
A Dios por darme sabiduría, paciencia y la fuerza para seguir adelante.
A mis padres y hermano por su apoyo incondicional.
A mis abuelas Lady López Barzola y Geoconda Lara Barzola por su
apoyo.
A la Facultad de Ciencias Agrarias de la Universidad de Guayaquil y a
los profesores por sus enseñanzas.
A la Ing. Agr. MSc. Leticia Vivas Vivas por su apoyo y conocimientos
brindados.
Al Instituto Nacional Autónomo de Investigaciones Agropecuarias
(INIAP) Estación Experimental Litoral Sur “Dr. Enrique Ampuero
Pareja” por permitirme realizar mi tesis en sus instalaciones.
A la Ing. Agr. Diana Intriago y al Ing. Agr. MSc. Ricardo Delgado por
su apoyo.
A mis compañeros y a todo los trabajadores del INIAP por su apoyo y
confianza.
vi
REPOSITARIO NACIONAL EN CIENCIA Y TECNOLOGÍA
FICHA DE REGISTRO DE TESIS
TITULO Y SUBTITULO:
“Búsqueda de alternativas para el manejo integrado del tizón de la vaina (Rhizoctonia
solani Kuhn) arroz (Oryza sativa L.)”
AUTOR/ES:
Juan Andrés Ronquillo Sánchez
TUTOR:
Ing. Agr. Leticia Vivas Vivas, MSc.
REVISORES:
Ing. Agr. MSc. Eison Valdiviezo Freire
Ing. Agr. Pedro Vera Asang
INSTITUCIÓN:
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
CARRERA: Agronomía
FACULTAD:
CIENCIAS AGRARIAS
FECHA DE PUBLICACIÓN:
NO. DE PAGS: 42
ÁREAS TEMÁTICAS:
Cultivo, manejo, hongos biocontroladores, hongos fitopatógenos.
PALABRAS CLAVE:
Rhizoctonia solani
Trichoderma aperellum
Fungicidas
RESUMEN: El presente trabajo de investigación se realizó en laboratorio e invernadero en
los años 2013 y 2014, en la Estación Experimental del Litoral Sur del INIAP ubicado en el
Cantón Yaguachi, Provincia del Guayas. Se utilizó un diseño estadístico de bloques
completamente al azar. La dosis de T. asperellum 1x1010 y los fungicidas Alfan y Difecor
tuvieron mejor efecto sobre R. solani, tanto en laboratorio como en invernadero.
N. DE REGISTRO (en base de datos):
N. DE CLASIFICACIÓN:
DIRECCIÓN URL (tesis en la web):
ADJUNTO PDF:
CONTACTO CON AUTORES/ES:
CONTACTO EN LA INSTITUCION:
x SI
NO
Email:juan.andres88@hot
Teléf.
mail.com
0982227413
Ciudadela Universitaria “Dr. Salvador
Allende” Av. Delta s/n y Av. Kennedy s/n
Teléfono: 593-42288040
vii
ÍNDICE
Pág.
Carátula
i
Página de aprobación
ii
Certificado gramático
iii
Responsabilidad del autor
iv
Dedicatoria
v
Agradecimiento
vi
Ficha de registro de tesis
vii
Índice
viii
Índice de cuadros
x
Índice de anexos
xi
Índice de figuras
xiii
Resumen
xiv
Summary
xv
I. INTRODUCCIÓN
1
1.1. Objetivo General
2
1.2 Objetivo Especifico
3
II. REVISION DE LITERATURA
4
2.1 Generalidades de Rhizoctonia solani
4
2.2 Características del patógeno
5
2.3 Sintomatología
6
2.4 Ciclo y epidemiología
7
viii
2.5 Manejo de enfermedad
8
2.6 Uso de agentes biocontroladores
9
III. MATERIALES Y METODOS
11
3.1 Localización del estudio
11
3.2 Características del clima
11
3.3 Tipo de suelo
11
3.4 Materiales utilizados
12
3.5 Factores estudiados
13
3.6 Tratamientos
13
3.7 Diseño experimental y análisis de varianza
16
3.8 Manejo del experimento
17
3.8.1 Estudio de laboratorio
17
Obtención de colonias de R. solani y T. asperellum
17
Confrontación de R. solani y T. asperellum
18
Prueba con fungicidas
19
3.8.2 Estudio de invernadero
19
Preparación de sustrato e inoculación con R. solani
19
Aplicación de los tratamientos para el manejo de R. solani
19
3.8.3 Manejo agronómico de cultivo
19
3.9 Datos registrados
20
3.9.1 Crecimiento in vitro de R. solani
20
3.0.2 Severidad de R. solani
20
IV. RESULTADOS
21
4.1 Efecto de Trichoderma asperellum sobre el crecimiento de
Rhizoctonia solani en condiciones in vitro
21
ix
4.2 Efecto de siete fungicidas sobre el crecimiento de Rhizoctonia
solani en condiciones de laboratorio
22
4.3 Comportamientos de cepas de T. asperellum y fungicidas para el
manejo de R. solani en condiciones de invernadero en 10
genotipos de arroz
23
V. DISCUSION
26
VI. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
27
VII. LITERATURA CITADA
29
ANEXOS
34
ÍNDICE DE CUADROS
Pág.
Cuadro 1. Detalle de los tratamientos con biocontroladores.
INIAP, EELS. 2013.
13
Cuadro 2. Detalle de los tratamientos con fungicidas. INIAP,
EELS. 2013.
14
Cuadro 3. Descripción de los tratamientos del estudio de control
de Rhizoctonia solani en condiciones de invernadero.
INIAP, EELS. 2013.
15
Cuadro 4. Efecto de T. asperellum sobre el crecimiento radial de
R. solani. INIAP, EELS. 2013.
21
Cuadro 5. Efecto de seis fungicidas sobre el crecimiento radial de
R. solani INIAP, EELS. 2013.
22
x
Cuadro 6. Efecto de fungicidas sobre la severidad de Rhizoctonia
solani en 10 genotipos de arroz. INIAP, EELS. 2014.
23
Cuadro 7. Reacción de 10 cultivares de arroz frente a R. solani en
condiciones controladas de infección. INIAP, EELS.
2014.
25
ÍNDICE DE ANEXOS
Pág.
Cuadro 1A. Efecto de T. asperellum sobre el crecimiento
radial de R. solani a las 24 horas de iniciado el
estudio. INIAP, EELS. 2013.
35
Cuadro 2A. Efecto de T. asperellum sobre el crecimiento
radial de R. solani a las 48 horas de iniciado el
estudio. INIAP, EELS. 2013.
35
Cuadro 3A. Efecto de T. asperellum sobre el crecimiento
radial de R. solani a las 72 horas de iniciado el
estudio. INIAP, EELS. 2013.
35
Cuadro 4A. Efecto de T. asperellum sobre el crecimiento
radial de R. solani a las 96 horas de iniciado el
estudio. INIAP, EELS. 2013.
36
Cuadro 5A. Efecto de T. asperellum sobre el crecimiento
radial de R. solani a las 120 horas de iniciado el
36
xi
estudio. INIAP, EELS. 2013.
Cuadro 6A. Efecto de siete fungicidas sobre el crecimiento
radial de R. solani a las 24 horas de iniciado el
estudio. INIAP, EELS. 2013.
36
Cuadro 7A. Efecto de siete fungicidas sobre el crecimiento
radial de R. solani a las 48 horas de iniciado el
estudio. INIAP, EELS. 2013.
37
Cuadro 8A. Efecto de siete fungicidas sobre el crecimiento
radial de R. solani a las 72 horas de iniciado el
estudio. INIAP, EELS. 2013.
37
Cuadro 9A. Efecto de siete fungicidas sobre el crecimiento
radial de R. solani a las 96 horas de iniciado el
estudio. INIAP, EELS. 2013.
37
Cuadro 10A. Efecto de siete fungicidas sobre el crecimiento
radial de R. solani a las 120 horas de iniciado el
estudio. INIAP, EELS. 2013.
38
Cuadro 11A. Efecto de siete fungicidas sobre el crecimiento
radial de R. solani a las 144 horas de iniciado el
estudio. INIAP, EELS. 2013.
38
Cuadro 12A. Comportamiento de 10 cultivares de arroz y
efecto de siete tratamientos frente a R. solani.
INIAP, EELS. 2014.
39
xii
ÍNDICE DE FIGURAS
Pág.
Figura 1. Preparación de suspensiones de T. asperellum (A) y
discos de R. solani (B). INIAP, EELS. 2013.
18
Figura 2. Interacción entre genotipos de arroz y fungicidas.
INIAP, EELS. 2014.
24
xiii
RESUMEN
El tizón de la vaina causado por el hongo Rhizoctonia solani Kuhn, es
considerado una grave amenaza en la producción eficiente y económica
del cultivo de arroz.
Los objetivos de la investigación fueron: 1) Determinar el efecto de
Trichoderma asperellum cepas G08 y SE 034 sobre Rhizoctonia solani
en condiciones de laboratorio, 2) Evaluar en condiciones in vitro el
efecto de siete fungicidas sobre Rhizoctonia solani, y 3) Evaluar los
mejores fungicidas y agentes de biocontrol en condiciones de
invernadero.
El estudio de laboratorio se realizó pruebas con el
antagonista T. asperellum y con fungicidas.
Se evaluaron tres dosis de las dos cepas de T. asperellum y un testigo lo
que totalizó siete tratamientos. Los tratamientos con fungicidas fueron
siete productos (Alfan, Difecor, Paladium, Goldazim, Juwel, Orius,
Custodia) y un testigo lo que totalizó ocho tratamientos. Los mejores
tratamientos de T. asperellum de las cepas G08 y SE 034 dosis 1x1010 y
los fungicidas Alfan, Difecor y Goldazim dosis 0.40 L/Ha y 1.0 L/Ha
respectivamente.
En el estudio de invernadero se evaluaron diez genotipos de arroz que
son los siguientes: INIAP 14, INIAP 15, Go-00623, Go-38426, Go39590, Go-39690, Go-39783, Go-39789, Go-39817, Go-39839 y se
aplicaron los mejores tratamientos del estudio de laboratorio. En cuanto
a la reacción genética los cultivares que
mostraron síntomas de la
enfermedad fueron Go- 00623, Go-38426 y Go-39817; los demás fueron
tolerantes.
xiv
SUMMARY
The sheath blight caused by the fungus Rhizoctonia solani Kuhn, is
considered a serious threat in the efficient and economic production of
rice.
The research objectives were to: 1) determine the effect of Trichoderma
asperellum strains G08 and SE 034 on Rhizoctonia solani under
laboratory conditions 2) assess conditions in vitro effect of seven
fungicides on Rhizoctonia solani, and 3) assess the best fungicides and
biocontrol agents in greenhouse conditions. The laboratory study was
performed with test antagonist and T. asperellum fungicides.
Three doses of the two strains of T. asperellum and a control which
totaled seven treatments were evaluated.
The fungicide treatments were seven products ( Alfan , Difecor ,
Paladium , Goldazim , Juwel , Orius Stewardship ) and a control which
totaled eight treatments . The best treatments of T. asperellum of strains
G08 and SE 034 1x1010 and Alfan dose , dose fungicides Goldazim
Difecor
and
0.40
L
/
ha
and
1.0
L
/
ha
respectively.
In the greenhouse study ten rice genotypes were evaluated are as
follows: lNlAP 14, lNlAP 15, Go- 00623, 38426 Go- Go- 39590, Go 39690, Go - 39783, Go - 39789, Go - 39817, Go- 39839 and the best
treatments were applied laboratory study. Regarding genetic reaction
cultivars showed disease symptoms were Go- 00623, Go - 38426 and Go
- 39817; others were tolerant.
xv
I. INTRODUCCIÓN
El arroz es una gramínea anual de gran importancia en la dieta humana
como fuente de carbohidratos. Constituye el principal alimento en
muchos países asiáticos y en algunos de Sudamérica. Es la especie más
cultivada en el mundo, después del trigo (OCÉANO GRUPO
EDITORIAL, 2001).
En Ecuador, el principal componente de la canasta básica de la población
es el arroz. Según datos registrados por el INEC - ESPAC, en el año
2012 se cultivaron 411 459 hectáreas. La mayoría de esta superficie está
en manos de pequeños productores que desarrollan el cultivo mediante la
aplicación de diversas tecnologías, que están en relación con la
disposición de recursos económicos, acceso a la capacitación y al
incentivo de los precios del mercado (MAGAP, 2013).
La producción se desarrolla en un 50.69 % en la Provincia del Guayas
siendo Daule y Santa Lucía los cantones con mayor área sembrada
(42.470 y 21.055 ha, respectivamente), y un 39.47 % en la Provincia de
Los Ríos, en el que Babahoyo y Montalvo son los cantones que mayor
superficie siembran (56.542 y 16.362 ha, respectivamente). Además, se
siembran en Manabí un 4.41 % y el resto de provincias un 5.43 %
(Viteri, 2007).
1
El arroz como cualquier otra planta cultivada, está expuesto a una gran
variedad de agentes patógenos que inciden durante todas las etapas de
desarrollo, entre ellas el tizón de la vaina, causada por el hongo
Rhizoctonia solani Kuhn, el mismo que se considera una grave amenaza
en la producción eficiente y económica de arroz (Armijos, 2007).
Se menciona que para el manejo de la enfermedad existen
recomendaciones sobre el uso de fungicidas; por otra parte, es necesario
también evaluar el efecto de hongos antagonistas de manera que se
puedan utilizar éstas estrategias dentro del manejo integrado. Se conoce
que el uso de hongos antagonistas reducen el efecto del patógeno, pues,
se ha reportado que Trichoderma actúa sobre Rhizoctonia por
competencia,
antibiosis,
microparasitismo,
lisis
enzimática
y
estimulación vegetal (Reyes et al., 2008).
En esta investigación evaluaron dos cepas de T. asperellum y siete
principios activos de fungicidas sobre R. solani en condiciones de
laboratorio e invernadero.
En base a lo expuesto los objetivos de la presente investigación fueron
los siguientes:
1.1. Objetivo General:
Generar alternativas para el manejo integrado del tizón de la vaina en
arroz.
2
1.2. Objetivos Específicos:
1. Determinar el efecto de Trichoderma asperellum cepas G 08 y SE
034 sobre Rhizoctonia solani en condiciones de laboratorio.
2. Evaluar en condiciones in vitro el efecto de siete fungicidas sobre
Rhizoctonia solani.
3. Evaluar los mejores fungicidas y agentes de biocontrol en
condiciones de invernadero.
3
II. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1 Generalidades de Rhizoctonia solani.
R. solani es uno de los hongos más importantes reconocido como
patógeno de plantas. Por lo general causa enfermedades en una amplia
gama de hospederos, afectando tanto partes áreas como subterráneas.
Usualmente se lo conoce como hongo estéril, debido a que durante
muchos años se pensó que era incapaz de producir algún tipo de espora,
ya fuera sexual o asexual. Actualmente, se sabe qué R. solani produce
basidiosporas que hacen que esta especie sea un basidiomiceto al que se
le denominó Thanatephorus cucumeris (Agrios, 2004).
R. solani en una época era considerada una enfermedad secundaria; sin
embargo, en muchos países se ha transformado en una de las principales
enfermedades que causa considerables daños al cultivo de arroz. Los
primeros reportes de este patógeno fueron presentados por Miyake en
Japón en 1910 y posteriormente se encuentran en Bangladesh, Filipinas,
Indonesia, Madagascar, Malasia, Sri Lanka, Tailandia y Vietnam
(Chaudary et al., 2003).
Se califica de alto riesgo en varios países de América Latina como
Brasil, Argentina, Uruguay, Venezuela, Colombia, Costa Rica y México
(Fedearroz, 2000). En Colombia las pérdidas han llegado al 40 % y en
4
Ecuador la incidencia de ésta enfermedad está en crecimiento (Espinoza,
2007).
2.2 Características del patógeno.
Taxonomía.
Rhizoctonia solani según (Agrios, 2004) ha sido clasificado
de la
siguiente manera:
Sudivisión:
Deuteromycotina
Clase:
Agonomycetes
Orden:
Agonomycetales (Myceliales)
Género:
Rhizoctonia
Especie:
solani
El hongo R. solani grupo anastomosis AG – 1 y grupo intraespecífico 1
A, forma esclerocios en las lesiones, que son estructuras de resistencia,
inicialmente blancos y luego llegan a café oscuro, estos se desprenden de
las lesiones, flotan en el agua, germinan y al ponerse en contacto con la
planta penetran directamente e inicia el desarrollo de la enfermedad
(Espinoza, 2007).
5
Las características tales como células moniliales, esclerocios, hifas
mayores a 5 µm en diámetro, con rápida tasa de crecimiento y
patogenicidad están usualmente presentes. Aunque pueden estar ausentes
en algunos aislamientos. Este hongo, parasíticamente no especializado
forma esclerocios en el suelo sobrevive por largos períodos de tiempo en
ausencia de hospederos, mediante tales estructuras o por medio de hifas
de pared gruesa sobre residuos de plantas, al conservar estas
características de patógeno no especializado, es un buen competidor
saprofítico, puede colonizar muchos sustratos y puede tolerar cambios en
el ambiente, esta condición le favorece tanto para su supervivencia como
para su acción patógena sobre tejidos juveniles o en stress fisiológico
(González, 1989).
Macroscópicamente las colonias jóvenes de R. solani se caracterizan por
ser incoloras, algodonosas y planas aunque dependiendo de la especie
pueden llegar a tornarse cremosas o amarillentas. Al producirse la
maduración, la colonia toma una coloración marrón. Microscópicamente
el micelio está constituido de hifas fraccionadas en células individuales
polinucleadas y comunicadas entre sí a través de un poro septal que
permite el movimiento del citoplasma, las mitocondrias y los núcleos de
una célula a otra (Ceresini, 1999).
2.3 Sintomatología.
Las lesiones de esta enfermedad se inician cerca del nivel de la lámina de
agua, para luego desarrollarse hacia arriba de los macollos y hacia los
6
lados, el desarrollo de la infección en los tejidos de la vaina debilita las
plantas y produce acame, aumenta el número de granos estériles y
disminuye el peso (Espinoza, 2007).
El tizón de la vaina por lo general ataca a las plantas de arroz en el
momento del macollamiento causando manchas elipsoidales u ovoideas
de color verde – grisáceo, de cerca de 10 cm de largo, sobre la vaina de
la hoja y alrededor o encima de esas manchas y la formación de
esclerocios dependen de las condiciones ambientales. Bajo condiciones
favorables también se forman sobre la parte superior de la vaina y las
láminas de las hojas. Eventualmente, toda la lámina de la hoja puede
cubrirse con tizón mientras muchas hojas mueren parcial o totalmente.
La formación y el llenado del grano son afectadas severamente
(Chaudhary et al., 2003).
Por otra parte (Pabón, 1994), menciona que cuando la incidencia en las
hojas es grave, se disminuye el tamaño de la panícula y se produce
esterilidad del grano, lo cual reduce los rendimientos entre el 25 y el
50%.
2.4 Ciclo y epidemiología de la enfermedad.
La enfermedad se desarrolla más rápidamente durante la primera fase
cultivo y llenado de grano. El agente patógeno sobrevive en el suelo
como esclerocios y micelio en restos de plantas, que constituyen el
7
inóculo primario. Las correlaciones entre la densidad del inóculo y la
severidad de la enfermedad se han demostrado. Los esclerocios flotando
tienden a acumularse alrededor de la planta de arroz en la interfaz de la
lámina de agua, por lo que las infecciones iniciales se producen cerca de
la línea de flotación. Los esclerocios
y fragmentos de esclerocios
pueden iniciar varias veces las hifas de crecimiento. Las basidiosporas de
T. cucumeris pueden iniciar la infección pero se considera relativamente
poco importante en la epidemiología de la enfermedad (Rush y Lee,
1992).
Temperaturas elevadas (30 ºC), alta humedad relativa (más del 96 %),
alta densidad de siembra, macollamiento abundante y exceso de
fertilización nitrogenada, son factores que favorecen el desarrollo de la
enfermedad (Prado et al., 2001).
2.5 Manejo de la enfermedad.
Para reducir los problemas ocasionados por R. solani se recomienda usar
semilla certificada, sembrar densidad adecuada, fertilización balanceada
y sobre todo considerar la cantidad adecuada de potasio, realizar rotación
de cultivos cuando sea posible, arar profundamente el suelo para enterrar
los propágulos del hongo, inundar el suelo por dos semanas luego del
arado, mantener bajo el nivel del agua para impedir infecciones en las
partes altas de las plantas, usar fungicidas específicos y probados como
eficaces para el control de la enfermedad, se debe realizar cuando se
observe la sintomatología inicial del cultivo; ésta aparece entre los 40 –
8
45 días de edad vegetativa, la incidencia se presenta en focos y no en
forma general (Espinoza, 2007).
Se deben destruir las socas del cultivo, ya que sobre las vainas quedan
adheridos los esclerocios que germinan en condiciones favorables. La
destrucción de hospederos de R. solani se debe realizar de forma
continua, especialmente las malezas gramíneas y ciperáceas (Pabón,
1994).
2.6 Uso de agentes biocontroladores.
Trichoderma es un tipo de hongo anaerobio facultativo que se encuentra
de manera natural en la mayoría de suelos agrícolas y en suelos no
perturbados. Pertenece a la subdivisión Deuteromicetes que se
caracterizan por no poseer o no presentar un estado sexual determinado.
De este microorganismo existen más de 30 especies, todas con efectos
benéficos para la agricultura y otras ramas (Páez, 2006; Ruíz y
Leguizamon, 1996).
Se ubica en sitios que contienen materia orgánica o desechos vegetales
en
descomposición,
como
también
en
residuos
de
cultivos,
especialmente en aquellos que son atacados por hongos fitopatógenos
(Arias, 2004).
El género Trichoderma está integrado por un gran número de cepas que
actúan como agentes de control biológico y cuyas propiedades
9
antagónicas se basan en la activación de mecanismos muy diversos; el
biocontrol por competencias como la fungitasis, competencia por
nutrientes, biofertilización y activación de los mecanismos de defensa de
las plantas, modificación de la rizósfera, antibiosis, microparasitismo,
enzimas degradadoras de la pared celular como las quitinasas,
glucanasas y proteasas, facilitando la inserción de estructuras
especializadas para absorber los nutrientes del interior del hongo
huésped. Al final del micelio del hongo parasitado queda vacío y con
perforaciones
provocadas
por
la
inserción
de
especializadas (Benitez et al., 2004; El Agro, 2005).
10
las
estructuras
III. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1 Localización del estudio.
El presente estudio se realizó en el Departamento Nacional de Protección
Vegetal, sección Fitopatología de la Estación Experimental del Litoral
Sur “Dr. Enrique Ampuero Pareja” del Instituto Nacional Autónomo de
Investigaciones Agropecuarias INIAP en el año 2013. Ubicado en el Km
26 de la vía Durán – Tambo, Parroquia Virgen de Fátima, Cantón
Yaguachi, Provincia del Guayas. Sus coordenadas geográficas1/ son: 2º
15’ 15’’ latitud sur y 73º 38’ 40’’ longitud occidental.
3.2 Características del clima.2/
Temperatura promedio: 24,6 ºC
Humedad relativa: 83 %
Precipitación anual: 1.398 mm
3.3 Tipo de suelo
Textura: Franco arenosa
PH: 5,5 a 6,5
Altitud: 17 msnm
____________________________________
1/
INAMHI
2/
Página web oficial del INIAP http://www.iniap.gob.ec 2011.
11
3.4 Materiales utilizados.
Los materiales que se utilizó en este estudio son los siguientes:
• Cajas Petri de 90 mm
• Medio de cultivo Papa Dextrosa Agar (PDA)
• Agua destilada estéril (ADE)
• Ácido láctico
• Cámara de flujo laminar
• Microscopio
• Autoclave
• Cámara fotográfica
• Espátulas
• Pinzas
• Pipetas
• Algodón
• Alcohol al 70 y 90 %
• Mechero
• Jeringas de 1 ml
• Suelo estéril
• Fundas plásticas
• Salvado de arroz
• Sacabocado
• Cámara de Neubauer
12
3.5 Factores estudiados.
• Cepas antagonistas de hongo: Trichoderma asperellum cepa G 08
y SE 034.
• Fungicidas:
epoxiconazol
(Juwel),
tebuconazol
(Orius),
difenoconazol (Paladium y Difecor), carbendazim (Goldazim),
prochloraz (Alfan), tebuconazol (Custodia).
3.6 Tratamientos.
En el estudio de laboratorio se realizó pruebas con el antagonista T.
asperellum y con fungicidas.
En los tratamientos con agentes biocontroladores se evaluó tres dosis de
cada cepa de T. asperellum y un testigo lo que totaliza siete tratamientos
que se describen a continuación:
Cuadro 1. Detalle de los tratamientos con biocontroladores. INIAP,
EELS. 2013.
Descripción
1.
dosis
T. asperellum G08
1x108
conidios por ml
9
conidios por ml
2.
T. asperellum G 08
1x10
3.
T. asperellum G 08
1x1010 conidios por ml
4.
T. asperellum SE 034
1x108
conidios por ml
5.
T. asperellum SE 034
1x109
conidios por ml
6.
T. asperellum SE 034
1x1010 conidios por ml
7.
Testigo absoluto
13
Los tratamientos del estudio con fungicida fueron los siguientes:
Cuadro 2. Detalle de los tratamientos con fungicidas. INIAP, EELS. 2013.
Ingrediente
No
activo
Nombre
Grupo
comercial químico
Concentración
Dosis
i. a. (g/L)
(L/Ha)
1.
Prochloraz
Alfan
Imidazol
450
0.40
2.
Difenoconazol
Difecor
Triazol
250
0.40
3.
Difenoconazol
Paladium
Triazol
250
0.40
4.
Carbendazim
Goldazim Benzimidazol
500
0.25 - 0.50
5.
Epoxiconazol
Juwel
Triazol
250
1.00 - 1.25
6.
Tebuconazol
Orius
Triazol
250
0.40
7.
Tebuconazol
Custodia
Triazol
250
0.40
8.
Testigo
En el estudio de invernadero el número de tratamientos estuvo de
acuerdo a los mejores tratamientos con T. asperellum y fungicidas de la
prueba de laboratorio, los cultivares estudiados fueron 10 y se describen
a continuación:
14
Cuadro 3. Descripción de los tratamientos del estudio de control de
Rhizoctonia solani en condiciones de invernadero. INIAP,
EELS. 2013.
No.
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
Cultivares
INIAP 14
INIAP 15
Go- 00623
Go-38426
Go-39590
Tratamientos
T. asperellum G-008
T. asperellum SE-034
Alfan
Difecor
Goldazim
Testigo
T. asperellum G-008
T. asperellum SE-034
Alfan
Difecor
Goldazim
Testigo
T. asperellum G-008
T. asperellum SE-034
Alfan
Difecor
Goldazim
Testigo
T. asperellum G-008
T. asperellum SE-034
Alfan
Difecor
Goldazim
Testigo
T. asperellum G-008
T. asperellum SE-034
Alfan
Difecor
Goldazim
Testigo
No.
31
32
33
34
35
36
37
38
39
40
41
42
43
44
45
46
47
48
49
50
51
52
53
54
55
56
57
58
59
60
15
Cultivares
Go-39690
Go-39783
Go-39789
Go-39817
Go-39839
Tratamientos
T. asperellum G-008
T. asperellum SE-034
Alfan
Difecor
Goldazim
Testigo
T. asperellum G-008
T. asperellum SE-034
Alfan
Difecor
Goldazim
Testigo
T. asperellum G-008
T. asperellum SE-034
Alfan
Difecor
Goldazim
Testigo
T. asperellum G-008
T. asperellum SE-034
Alfan
Difecor
Goldazim
Testigo
T. asperellum G-008
T. asperellum SE-034
Alfan
Difecor
Goldazim
Testigo
3.7 Diseño experimental y análisis de varianza.
En ambos estudios de laboratorio se usó un Diseño Completamente al
Azar (DCA); en el primer experimento se usaron 10 unidades
experimentales, y en el segundo dos por cada tratamiento. El ensayo de
invernadero igualmente se usó un DCA en arreglo factorial AxB; los
datos para el análisis de estadístico fueron transformados a √x.
El esquema de ANDEVA para el estudio con T. asperellum fue el
siguiente:
Fuente de Variación
Total
Tratamientos
Error experimental
Grados de libertad
(rt-)
69
(t-1)
6
(r-1) (t-1)
63
C. V. (%)
El esquema de ANDEVA para el estudio de fungicidas fue el siguiente:
Fuente de Variación
Total
Tratamientos
Error experimental
Grados de libertad
(rt-)
79
(t-1)
7
(r-1) (t-1)
72
C. V. (%)
16
El esquema de ANDEVA para el estudio de invernadero fue el siguiente:
Fuente de Variación
Grados de libertad
Tratamientos
(t-1)
59
Genotipos
(g-1)
9
Fungicidas
(f-1)
5
Interacción G x F (g-1 x f-1)
45
Error experimental (r-1) (t-1)
120
Total
179
(rt-1)
C. V. (%)
Para la comparación de las medias en los tres experimentos se usó la prueba de rangos múltiples de
Duncan p = 95 %
3.8 Manejo del experimento.
3.8.1 Estudio de laboratorio.
Obtención de colonias de R. solani y T. asperellum.
Las cepas de R. solani y T. asperellum fueron proporcionadas por el
laboratorio de Fitopatología de la EELS. La primera fue multiplicada
masivamente en medio de cultivo Papa Dextrosa Agar (PDA) más
salvado de arroz (25 g/L) para obtener suficiente micelio para las
pruebas con T. asperellum y fungicidas, y la segunda solo en medio de
cultivo Papa Dextrosa Agar (PDA).
17
Confrontación de R. solani y T. asperellum.
Se tomó crecimiento micelial de T. asperellum de cinco días de edad y
se preparó suspensiones de esporas en agua destilada estéril (ADE) de
cada una de las cepas de T. asperellum G 08 y SE 034, para lo cual se
realizó el conteo de esporas en una cámara de Neubauer (Figura 1A).
Una vez que se obtuvo las dosis requeridas se agregó en el medio de
cultivo líquido Papa Dextrosa Agar (PDA), seguidamente se dispensaron
en cajas Petri de 90 mm de diámetro y se identificaron. Se tomaron
colonias puras de R. solani y se cortaron discos con un sacabocado de 10
mm de diámetro (Figura 1B) y se colocaron en cada caja Petri ya con el
medio de cultivo polimerizado y se incubaron a temperatura ambiente,
las mismas que se evaluaron diariamente hasta que el fitopatógeno o el
antagonista cubrió la caja Petri.
A
J. Ronquillo, UG, 2013.
B
Figura 1. Preparación de suspensión de esporas de T. asperellum (A) y discos de R. solani (B). INIAP,
EELS. 2013.
18
Pruebas con fungicidas.
Con los fungicidas se procedió de igual manera excepto que la dosis que
se usó fue la comercial de cada uno de los productos a evaluar.
3.8.2 Estudio de invernadero.
Preparación de sustrato e inoculación con R. solani.
Se esterilizó suelo mediante el uso de calor, para éste propósito se usó
una autoclave marca Market Forge. El suelo estéril se colocó en fundas
plásticas y se inoculó con crecimiento micelial de R. solani y después de
una semana se procedió a trasplantar las plántulas de 10 días de edad de
cada de los genotipos a evaluar.
Aplicación de los tratamientos para el manejo de R. solani.
Después de que observaron los primeros síntomas de la enfermedad
(alrededor de 40 días después del trasplante) se procedió a aplicar los
tratamientos en cada uno de los cultivares evaluados en este estudio.
3.8.3. Manejo agronómico del cultivo.
Se realizaron las prácticas agronómicas inherentes al cultivos como:
fertilización en base a las recomendaciones del Departamento de Suelos
y Manejo de Aguas del INIAP; se dieron los riegos oportunos y de
acuerdo a los requerimientos del cultivo
19
3.9 Datos registrados.
3.9.1 Crecimiento in vitro de R. solani.
El crecimiento del diámetro de R. solani se midió cada 24 horas hasta
que se cubrió la caja Petri de 90 mm y se expresó en mm/día.
3.9.2 Severidad de R. solani.
Después de la inoculación con el fitopatógeno se observó el desarrollo
de síntomas entre los 35 y 40 días de edad de las plantas mediante el uso
de la escala propuesta por el IRRI (1996).
Grado
Reacción
1 = 0.0 - 1.0 Lesiones debajo de la hoja 5
AR
3 = 1.1 - 3.0 Lesiones en la vaina y / o debajo de la hoja 4
R
5 = 3.1 - 5.0 Lesiones en la vaina y / o debajo de la hoja 3
I
7 = 5.1 - 7.0 Lesiones en la vaina y / o debajo de la hoja 2
S
9 = 7.1 - 9.0 Lesiones en la hoja bandera o en la vaina
20
AS
IV. RESULTADOS
4.1 Efecto de Trichoderma asperellum sobre el crecimiento de
Rhizoctonia solani en condiciones In Vitro.
El crecimiento micelial de R. solani fue detenido a las 48 horas después
de iniciado el estudio. La dosis 1 x 1010
conidios por ml de T.
asperellum tanto la cepa de Guayas como de Santa Elena tuvieron mejor
efecto sobre el crecimiento de R. solani a las 24 horas, con 12,4 y 11,3
mm en su orden, las mismas que fueron estadísticamente diferente de los
demás tratamientos. El promedio general solo el tratamiento testigo fue
diferente de los demás tratamientos (Cuadro 4).
Cuadro 4. Efecto de T. asperellum sobre el crecimiento radial de R.
solani. INIAP, EELS. 2013.
No.
Horas
Tratamientos
24
48
72
96
120

1
T. asperellumG08 1x108
21,1 c
21,7 c
21,7 b c
21,7 b c
21,7 c 21,58 b
2
T. asperellum G08 1x109
18,0 d
18,5 d
18,5 d
18,5 d
18,5 e 18,4 b
12,4 e
12,4 e
12,4 e
12,4 e
12,4 f
10
12,4 b
3
T. asperellum G08 1x10
4
T. asperellum SE 1x108
22,5 b
23,4 b
23,4 b
23,4 b
23,4 b 23,22 b
5
T. asperellum SE 1x109
17,2 d
19,5 d
19,5 c d
19,5 c d
19,5 d 19,04 b
6
T. asperellum SE 1x1010
11,3 e
11,3 e
11,3 e
11,3 e
11,3 g 11,3 b
7
Testigo
23,8 a
52,1 a
75,8 a
80,3 a
90 a
64,4 a
CV (%)
7,33
6,45
10,93
11.06
3.86
38,2
1/
Cifras con la misma letra son iguales estadísticamente entre sí de acuerdo a la prueba de rangos
múltiples de Duncan.
21
4.2 Efecto de siete fungicidas sobre el crecimiento de Rhizoctonia
solani en condiciones de laboratorio.
Los tratamientos
Difecor,
Paladium,
Goldazim no mostraron
crecimiento micelial de R. solani durante las 144 horas de evaluación,
los mismos que fueron iguales estadísticamente entre sí y diferente de
los demás. El tratamientos Orius tuvo el mayor crecimiento entre los
fungicidas, los productos Juwel y Custodia fueron iguales entre si, y
mostraron crecimiento desde las 24 horas de iniciado el estudio; el
testigo absoluto fue el de mayor crecimiento y diferente de los demás.
El promedio general muestra que los tratamientos
Alfan, Difecor,
Paladium, Juwel y Custodia fueron iguales estadísticamente entre sí
(Cuadro 5).
Cuadro 5. Efecto de siete fungicidas sobre el crecimiento radial de R.
solani INIAP, EELS. 2013.
22
4.3 Comportamiento de cepas de T. asperellum y fungicidas para el
manejo de R. solani en condiciones de invernadero en 10
genotipos de arroz.
Los promedios de severidad de R. solani en 10 genotipos indican que las
variedades INIAP 14 e INIAP 15 mostraron síntomas con grado inferior
a dos; los cultivares con mayor valor fueron Go-00623 y Go-38426 lo
que indica de acuerdo a la escala que los porcentajes superior a 16% de
daño
fueron iguales estadísticamente entre sí. Por otra parte, los
promedios generales de los fungicidas igualmente mostraron diferencias
significativas, siendo el tratamiento con el fungicida Goldazim el de
mayor valor y diferente de los demás (Cuadro 6).
Cuadro 6. Efecto de fungicidas sobre la severidad de Rhizoctonia solani
en 10 genotipos de arroz. INIAP, EELS. 2014.
23
La interacción entre los genotipos y fungicidas mostraron significancia
estadística; los genotipos de arroz con grado 5 de severidad fueron Go00623, Go-38426 y Go-39690 (Figura 2).
Figura 2. Interacción entre genotipos de arroz y fungicidas. INIAP, EELS. 2014.
En cuanto a la reacción genética de los cultivares estudiados mostraron
susceptibilidad los cultivares Go- 00623, Go-38426 y Go-39817; los
demás fueron tolerantes (Cuadro 7).
24
Cuadro 7. Reacción de 10 cultivares de arroz frente a R. solani en
condiciones controladas de infección. INIAP, EELS. 2014.
Genotipos
INIAP 14
INIAP 15
Go- 00623
Go-38426
Go-39590
Go-39690
Go-39783
Go-39789
Go-39817
Go-39839
Severidad
Mínimo
2
2
3
3
3
3
2
2
3
2
Máximo
3
3
5
5
3
5
4
4
5
4
T= Tolerante
S= Susceptible
25
Reacción
T
T
S
S
T
S
T
T
S
T
V. DISCUSIÓN
Los tratamientos de laboratorio con el antagonista Trichoderma
asperellum no permitieron el crecimiento de Rhizoctonia solani después
de las 48 horas de iniciado el estudio; estos resultados posiblemente se
deban a la capacidad de competencia por espacio como lo reporta
Martínez, Infante y Reyes (2013) quienes indican que un grupos de
aislamientos de Trichoderma evaluados frente a este patógeno potencia
la alta velocidad de crecimiento y reconocimiento del patógeno.
Estudios del efecto antagónico de T. asperellum en condiciones de
campo sobre hongos del complejo marchitez del pimiento Portalanza
(2011) indica que 45 millones inhibe el crecimiento de Rhizoctonia.
Lo fungicidas evaluados en invernadero redujeron la severidad de R.
solani a partir de los 65 días, aunque un estudio realizado en Costa Rica
por Salazar (1999) indica que la severidad de R, solani se reduce a partir
de los 75 días.
Con respecto al comportamiento de los genotipos de arroz a R. solani,
muestran que cuatro líneas en observación del Programa de Arroz del
INIAP son tolerantes a la enfermedad, resultados que se relacionan con
las investigaciones de Prado et al (2001) quienes evaluaron 8 líneas
avanzadas, 8 variedades comerciales, 12 líneas introducidas de los
Estados Unidos y tres accesiones silvestres, de ellas las líneas avanzadas
de arroz y variedades comerciales de Colombia, presentan una alta
susceptibilidad al añublo de la vaina.
26
VI. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
En base a los resultados se concluye:
1. La dosis de 1x10
10
de Trichoderma asperellum tuvieron mejor
efecto sobre el crecimiento micelial de Rhizoctonia solani en
condiciones de laboratorio.
2. Los tratamientos con los fungicidas Alfan, Difecor y Goldazim
con una dosis de 0.40 L/Ha tuvieron mejor efecto sobre el
crecimiento micelial de Rhizoctonia solani en condiciones de
laboratorio.
3. Los tratamientos de mejor efecto sobre R. solani en condiciones de
invernadero fueron Difecor, Alfan y las dos cepas de Trichoderma
asperellum.
4. En condiciones de invernadero los genotipos Go-39590, Go39783,
Go-39789 y Go-39839 y las variedades comerciales
INIAP 14 e INIAP 15 fueron tolerantes a R. solani.
De acuerdo a las conclusiones se recomienda lo siguiente:
1. Evaluar los mejores tratamientos en condiciones de campo con el
objeto de disponer una herramienta en el manejo integrado de R.
solani.
27
2. Proseguir con evaluaciones de otras moléculas de fungicidas en las
mismas condiciones de este estudio.
3. Evaluar constantemente genotipos de la colección del Programa de
Arroz para determinar tolerancia o susceptibilidad a este patógeno
28
VII. LITERATURA CITADA
Agrios, G. 2004. Fitopatología. Editorial Limusa S.A. México. p 358.
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Benítez, T.; Rincón, A.; Limón, M.; Codón, A. 2004. Mecanismos de
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Agropecuarias,
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Nacional
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Investigaciones
Agropecuarias, MAG, C R.
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del Cultivo de Arroz. INIAP (Instituto Nacional Autónomo de
Investigaciones Agropecuarias). EC. P 145 – 147.
33
ANEXOS
34
Cuadro 1A. Efecto de T. asperellum sobre el crecimiento radial de R.
solani a las 24 horas de iniciado el estudio. INIAP, EELS.
2013.
Tratamiento
1
2
3
4
5
6
7
I
20
19
15
24
17
11
26
II
22
15
13
22
15
11
27
III
22
16
13
23
18
11
21
IV
20
19
11
23
19
12
24
V
20
19
11
22
16
11
22
VI
20
18
12
22
19
11
23
VII VIII
23
22
18
19
14
11
23
22
17
16
11
12
24
25
IX
22
19
11
22
16
12
24
X
20
18
13
22
19
11
22
Promedio
21,1
18
12,4
22,5
17,2
11,3
23,8
Cuadro 2A. Efecto de T. asperellum sobre el crecimiento radial de R.
solani a las 48 horas de iniciado el estudio. INIAP, EELS.
2013.
Tratamiento
1
2
3
4
5
6
7
I
22
19
15
25
19
11
56
II
23
15
13
23
18
11
54
III
23
17
13
24
20
11
53
IV
20
19
11
23
20
12
46
V
22
20
11
22
19
11
54
VI
20
18
12
22
20
11
51
VII VIII
23
22
20
19
14
11
24
24
19
19
11
12
53
50
IX
22
19
11
24
19
12
53
X
20
19
13
23
22
11
51
Promedio
21,7
18,5
12,4
23,4
19,5
11,3
52,1
Cuadro 3A. Efecto de T. asperellum sobre el crecimiento radial de R.
solani a las 72 horas de iniciado el estudio. INIAP, EELS.
2013.
Tratamiento
1
2
3
4
5
6
7
I
22
19
15
25
19
11
75
II
23
15
13
23
18
11
77
III
23
17
13
24
20
11
71
IV
20
19
11
23
20
12
90
V
22
20
11
22
19
11
64
35
VI
20
18
12
22
20
11
78
VII VIII
23
22
20
19
14
11
24
24
19
19
11
12
80
70
IX
22
19
11
24
19
12
74
X
20
19
13
23
22
11
79
Promedio
21,7
18,5
12,4
23,4
19,5
11,3
75,8
Cuadro 4A. Efecto de T. asperellum sobre el crecimiento radial de R.
solani a las 96 horas de iniciado el estudio. INIAP, EELS.
2013.
Tratamiento
1
2
3
4
5
6
7
I
22
19
15
25
19
11
81
II
23
15
13
23
18
11
80
III
23
17
13
24
20
11
81
IV
20
19
11
23
20
12
90
V
22
20
11
22
19
11
67
VI
20
18
12
22
20
11
90
VII VIII
23
22
20
19
14
11
24
24
19
19
11
12
81
73
IX
22
19
11
24
19
12
75
X
20
19
13
23
22
11
85
Promedio
21,7
18,5
12,4
23,4
19,5
11,3
80,3
Cuadro 5A. Efecto de T. asperellum sobre el crecimiento radial de R.
solani
a las 120 horas de iniciado el estudio. INIAP,
EELS. 2013.
Tratamiento
1
2
3
4
5
6
7
I
22
19
15
25
19
11
90
II
23
15
13
23
18
11
90
III
23
17
13
24
20
11
90
IV
20
19
11
23
20
12
90
V
22
20
11
22
19
11
90
VI
20
18
12
22
20
11
90
VII VIII
23
22
20
19
14
11
24
24
19
19
11
12
90
90
IX
22
19
11
24
19
12
90
X
20
19
13
23
22
11
90
Promedio
21,7
18,5
12,4
23,4
19,5
11,3
90
Cuadro 6A. Efecto de siete fungicidas sobre el crecimiento radial de R.
solani a las 24 horas de iniciado el estudio. INIAP, EELS.
2013.
Tratamientos
1 (Alfan)
2 (Difecor)
3 (Palladium)
4 (Goldazim)
5 (Juwel)
6 (Orius)
7 (Custodia)
8 (Testigo)
I
10
10
10
10
11
13
14
22
II
10
10
10
10
10
12
12
23
III
10
10
10
10
12
11
12
24
IV
10
10
10
10
14
12
11
25
V
10
10
10
10
14
12
12
25
36
VI
10
10
10
10
14
12
13
24
VII VIII
10
10
10
10
10
10
10
10
12
12
12
12
14
14
24
22
IX
10
10
10
10
12
11
12
23
X
10
10
10
10
14
13
14
24
Promedio
10
10
10
10
12,5
12
12,8
23,6
Cuadro 7A. Efecto de siete fungicidas sobre el crecimiento radial de R.
solani a las 48 horas de iniciado el estudio. INIAP, EELS.
2013.
Tratamientos
1 (Alfan)
2 (Difecor)
3 (Palladium)
4 (Goldazim)
5 (Juwel)
6 (Orius)
7 (Custodia)
8 (Testigo)
I
10
10
10
10
12
19
14
56
II
11
10
10
10
11
16
14
56
III
10
10
10
10
13
12
14
56
IV
11
10
10
10
15
19
15
55
V
13
10
10
10
16
28
14
56
VI
10
10
10
10
15
17
13
56
VII VIII
10
10
10
10
10
10
10
10
13
14
22
24
14
14
57
53
IX
10
10
10
10
13
16
13
57
X
10
10
10
10
14
23
14
57
Promedio
10,5
10
10
10
13,6
19,6
13,9
55,9
Cuadro 8A. Efecto de siete fungicidas sobre el crecimiento radial de R.
solani a las 72 horas de iniciado el estudio. INIAP, EELS.
2013.
Tratamientos
1 (Alfan)
2 (Difecor)
3 (Palladium)
4 (Goldazim)
5 (Juwel)
6 (Orius)
7 (Custodia)
8 (Testigo)
I
10
10
10
10
14
32
19
74
II
15
10
10
10
12
22
19
77
III
10
10
10
10
14
21
16
75
IV
12
10
10
10
15
24
15
69
V
28
10
10
10
22
33
19
74
VI
10
10
10
10
16
25
13
75
VII VIII
10
10
10
10
10
10
10
10
14
14
31
29
14
15
83
85
IX
10
10
10
10
13
20
13
82
X
10
10
10
10
14
30
14
85
Promedio
12,5
10
10
10
14,8
26,7
15,7
77,9
Cuadro 9A. Efecto de siete fungicidas sobre el crecimiento radial de R.
solani a las 96 horas de iniciado el estudio. INIAP, EELS.
2013.
Tratamientos
1 (Alfan)
2 (Difecor)
3 (Palladium)
4 (Goldazim)
5 (Juwel)
6 (Orius)
7 (Custodia)
I
10
10
10
10
14
37
19
II
28
10
10
10
12
32
19
III
10
10
10
10
14
25
16
IV
14
10
10
10
15
31
16
V
30
10
10
10
22
42
20
VI
10
10
10
10
16
32
13
VII VIII
10
10
10
10
10
10
10
10
14
18
36
36
14
15
IX
10
10
10
10
13
27
13
X
10
10
10
10
15
40
14
Promedio
14,2
10
10
10
15,3
33,8
15,9
8 (Testigo)
85
79
77
71
80
77
87
88
87
82,1
37
90
Cuadro 10A. Efecto de siete fungicidas sobre el crecimiento radial de R.
solani
a las 120 horas de iniciado el estudio. INIAP,
EELS. 2013.
Tratamientos
1 (Alfan)
2 (Difecor)
3 (Palladium)
4 (Goldazim)
5 (Juwel)
6 (Orius)
7 (Custodia)
8 (Testigo)
I
10
10
10
10
14
43
19
86
II
28
10
10
10
12
33
19
90
III
10
10
10
10
14
27
16
85
IV
12
10
10
10
15
34
16
73
V
29
10
10
10
22
51
20
85
VI
10
10
10
10
16
37
13
80
VII VIII
10
10
10
10
10
10
10
10
14
18
42
44
19
15
90
90
IX
10
10
10
10
13
34
13
90
X
10
10
10
10
15
46
14
90
Promedio
13,9
10
10
10
15,3
39,1
16,4
85,9
Cuadro 11A. Efecto de siete fungicidas sobre el crecimiento radial de R.
solani
a las 144 horas de iniciado el estudio. INIAP,
EELS. 2013.
Tratamientos
1 (Alfan)
2 (Difecor)
3 (Palladium)
4 (Goldazim)
5 (Juwel)
6 (Orius)
7 (Custodia)
8 (Testigo)
I
10
10
10
10
14
45
19
90
II
28
10
10
10
12
38
19
90
III
10
10
10
10
14
27
16
90
IV
13
10
10
10
15
39
16
90
V
30
10
10
10
22
52
20
90
38
VI
10
10
10
10
16
38
13
90
VII VIII
10
10
10
10
10
10
10
10
14
21
46
44
14
15
90
90
IX
10
10
10
10
13
34
13
90
X
10
10
10
10
15
46
14
90
Promedio
14,1
10
10
10
15,6
40,9
15,9
90
Cuadro 12A. Comportamiento de 10 cultivares de arroz y efecto de seis
tratamientos frente a R. solani. INIAP, EELS. 2014.
No.
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
31
32
33
34
35
36
37
Cultivares
INIAP 14
INIAP 15
Go- 00623
Go-38426
Go-39590
Go-39690
Go-39783
Tratamientos
Primera
T. asperellum G-008
1
T. asperellum SE-034
1
Alfan
1
Difecor
3
Goldazim
1
Testigo
1
T. asperellum G-008
1
T. asperellum SE-034
3
Alfan
1
Difecor
1
Goldazim
1
Testigo
1
T. asperellum G-008
3
T. asperellum SE-034
3
Alfan
5
Difecor
5
Goldazim
3
Testigo
1
T. asperellum G-008
5
T. asperellum SE-034
1
Alfan
1
Difecor
5
Goldazim
5
Testigo
1
T. asperellum G-008
1
T. asperellum SE-034
3
Alfan
1
Difecor
1
Goldazim
3
Testigo
1
T. asperellum G-008
3
T. asperellum SE-034
3
Alfan
3
Difecor
1
Goldazim
5
Testigo
1
T. asperellum G-008
2
39
Segunda
1
1
1
3
1
1
2
3
1
1
1
1
3
3
5
5
3
1
5
3
3
5
5
1
3
3
3
1
3
1
3
3
3
1
5
1
2
Tercera
2
3
3
3
3
1
2
3
3
1
3
1
3
3
5
5
3
1
5
4
3
5
5
1
3
3
3
1
3
1
3
4
3
1
5
1
4
Promedio
1,33
1,67
1,67
3,00
1,67
1,00
1,67
3,00
1,67
1,00
1,67
100
3,00
3,00
5,00
5,00
3,00
1,00
5,00
2,67
2,33
5,00
5,00
1,00
2,33
3,00
2,33
1,00
3,00
1,00
3,00
3,33
3,00
1,00
5,00
1,00
3,00
38
39
40
41
42
43 Go-39789
44
45
46
47
48
49 Go-39817
50
51
52
53
54
55 Go-39839
56
57
58
59
60
T. asperellum SE-034
Alfan
Difecor
Goldazim
Testigo
T. asperellum G-008
T. asperellum SE-034
Alfan
Difecor
Goldazim
Testigo
T. asperellum G-008
T. asperellum SE-034
Alfan
Difecor
Goldazim
Testigo
T. asperellum G-008
T. asperellum SE-034
Alfan
Difecor
Goldazim
Testigo
1
2
1
1
1
3
3
3
1
3
1
1
1
3
3
3
1
1
3
1
3
3
1
40
1
3
1
2
1
2
1
3
1
2
1
3
3
3
3
5
1
2
3
1
3
3
1
2
3
1
3
1
4
3
3
3
3
1
3
4
3
3
5
1
3
4
3
3
3
1
1,33
2,67
1,00
2,00
1,00
3,00
2,33
3,00
1,67
2,67
1,00
2,33
2,67
3,00
3,00
4,33
1,00
2,00
3,33
1,67
3,00
3,00
1,00
J. Ronquillo, UG, 2013.
Foto 1A. Crecimiento radial. R. solani frente a T. asperellum a las 24 horas.
J. Ronquillo, UG, 2013.
Foto 2A. Crecimiento radial de R. solani frente a T. asperellum a las 48 horas.
.
J. Ronquillo, UG, 2013.
Foto 3A. Crecimiento radial de R. solani frente a T. asperellum a las 72 y 96 horas.
.
41
J. Ronquillo, UG, 2013.
Foto 4A. Crecimiento radial de R. solani frente a fungicidas a las 24 y 48 horas.
.
J. Ronquillo, UG, 2013.
Foto 4A. Crecimiento radial de R. solani frente a fungicida a las 72 y 96 horas.
A
J. Ronquillo, UG, 2014.
B
Foto 5A. Síntomas de R. solani en invernadero antes (A) y después (B) de la
aplicación de los tratamientos. INIAP, EELS, 2014.
42