cultivo del pijuayo

advertisement
BACTRIS GASIPAES H.B.K.
INTRODUCCIÓN
El pijuayo es una palmera originaria de América tropical que fue muy utilizada por
algunas culturas indígenas pre hispánico, cuya importancia como fuente alimenticia
disminuyó durante la colonia, al igual que muchas especies nativas de América. Algunas de
las principales razones para la disminución en su uso fueron la introducción de nuevos
cultivos alimenticios de ciclo corto, el desarrollo de nuevas ciudades en zonas alejadas de las
que se cultiva y consume el fruto, la falta de tecnología para procesar la fruta y el palmito, los
subsidios de los gobiernos hacia la importación de granos básicos, la falta de habito de
consumo de las nuevas poblaciones y el desarrollo de las áreas con otros cultivos,
especialmente con pastizales, los que con el uso extensivo del fuego y el efecto de la
compactación del ganado, así como la competencia por las plantas, disminuyeron la presencia
del pijuayo en las zonas de dispersión natural. Sin embargo, la especie aún tiene una relativa
importancia en algunas tribus nativas de la Amazonía y en la dieta de algunas poblaciones de
la América tropical.
En la actualidad la aparición de nuevos mercados y de nuevas formas de consumo, así
como la alta dependencia alimentaria que se ha creado en algunos países de centro y sur
América, hace evidente la necesidad de desarrollar cultivos con especies “olvidadas” y
nativas del continente americano. El pijuayo es una de estas especies, que tiene un alto
potencial para la producción de alimentos, madera y fibra.
La planta es una palmera que tiene múltiples usos y que se puede cultivar en sistemas
muy compatibles con la tecnología de la Amazonía. Entre los usos del pijuayo se tienen los
siguientes:
PRODUCCION DE FRUTA
Para consumo humano: Pulpa, harina y aceite
Para consumo animal: Concentrado y ensilaje
PRODUCCION VEGETATIVA
Para consumo humano: Palmito
Para construcción: Madera y hojas
Otros usos: Ornamentales
Las nuevas tecnologías desarrolladas en los años recientes, por ejemplo, acelerando la
domesticación de especies nativas o el mejoramiento genético de aquellas especies relegadas
a un segundo plano, constituyen un instrumento poderoso para que los países dependientes
alimentariamente salgan de esta situación de dependencia. Pero, el apoyo que la investigación
agrícola recibe en este aspecto es mínimo; el uso de un producto por una minoría,
especialmente si es de bajo poder adquisitivo, no contribuye a promover el interés económico
para apoyar la investigación agrícola.
La siembra del pijuayo para la producción de palmito puede tener efecto favorable
sobre la biodiversidad de la misma especie, así como sobre la de otras palmáceas. En el caso
de la misma especie, siembra se está efectuando con semillas producidas masalmente en
rodales silvestres y en rodales manejados, sin disminuir la capacidad de regeneración de estos
rodales. Estas semillas se están sembrando en ecosistemas diferentes y en sistemas de cultivo
que van a permitir la expresión de las características genéticas de la especie y su cruzamiento.
El cruzamiento está limitado naturalmente por la distancia, pero, en este caso sé esta
eliminando esta limitación al transportar las semillas con diferente composición genética a
grandes distancias. En el caso de las otras palmáceas, especialmente de género Euterpe, el
cultivo y producción de palmito de pijuayo disminuirá la presión extractiva que se ejerce
actualmente sobre las especies de Euterpe, contribuyendo a su conservación.
El fruto del pijuayo ha adquirido en los últimos años importancia como pasaboca en
las grandes ciudades, es común encontrarlo en puestos rodantes de frutas y aun en
supermercados.
El cultivo del pijuayo Bactris gasipaes H.B.K., ofrece nuevas posibilidades
económicas para los pequeños productores del país, principalmente de las zonas del Litoral
Pacífico, la Amazonía y el Urabá Antioqueño. Es una palma nativa del trópico cálido
húmedo, su origen se presume es de la región occidental de la cuenca amazónica, se le
conoce como palma admirable, pupunja o pejibaye. Ha sido, por el valor nutritivo de sus
frutos, fuente de alimentación de las poblaciones nativas que la domesticaron y la integraron
al desarrollo social, actualmente se encuentra asociada a otras especies frutícolas y en
sistemas agroforestales.
Se ha encontrado que los frutos de la palma de pijuayo poseen un alto valor
alimenticio, al punto de compararse con el huevo de gallina, posee un alto contenido de Bcaroteno (pro vitamina A), minerales, aminoácidos esenciales, grasas, proteínas, entre otros.
TAXONOMÍA
Los pijuayos han sido clasificados bajo dos nombres genéricos: Bactris y Guilielma.
Sin embargo, la tendencia actual es considerarlo bajo el género Bactris, del cual han sido
descritas 239 especies.
La descripción taxonómica del pijuayo es:
Bactris gasipaes H.B.K.
Nombre Científico:
Nombre común:
Pijuayo, Pejibaye, Pejinaye, Pupunha.
Tipo:
Fanerógama
Subtipo:
Angiosperma
Clase:
Monocotiledónea
Subclase:
Micrantinas
Orden:
Espadicifloríneas
Familia:
Palmáceas
Género:
Bactris
Especie:
gasipaes
ECOLOGÍA
El pijuayo es una planta típica del bosque húmedo tropical, adaptada a zonas con
precipitaciones de los 7000 mm por año y temperaturas medias de 24 y 28 ºC. Se cultiva
comercialmente desde el nivel del mar hasta los 1000 m.s.n.m. Por encima de esta altura su
crecimiento es lento. Se adapta muy bien a la mayoría de las topografías y suelos, excepto en
áreas inundables con niveles freáticos superficiales, suelos compactados y áreas sujetas a
fuertes vientos. Se recomienda utilizar una cobertura de leguminosas que proteja el suelo
contra la erosión, le proporcione nitrógeno y materia orgánica.
En climas medios de 1300 a 1500 m.s.n.m., donde usualmente la humedad
atmosférica es alta, se obtienen buenas cosechas de racimos, aunque el ciclo de producción se
limita a una cosecha por año.
VARIEDADES
En la región del Chocó Biogeográfico, se han observado materiales de diferentes
formas, tamaños y color del fruto, entre otras características. Algunas variedades han sido
introducidas desde el Bajo Calima y otros materiales son nativos de la región. La
Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria - Corpoica regional 9- ha venido
estudiando las características morfológicas de la planta, como la presencia o no de espinas en
el tronco y hojas, longitud de entrenudos, coloración de la cáscara del fruto, la forma y
tamaño del fruto, son factores que se utilizan para describir variedades.
ASPECTOS FENOLÓGICOS
Inicialmente el crecimiento de la planta es lento, y la producción de frutos se observa
a los 40 meses, cuando han alcanzado una altura de 3 a 4 metros. Bajo condiciones del Chocó
Biogeográfico, el pijuayo tiene dos épocas de fructificación, la primera cosecha se presenta
en los meses de septiembre a noviembre y la segunda o traviesa se produce en los meses de
marzo a junio.
COMPOSICION QUIMICA DEL PALMITO
Según Villachica, H. 1996, el palmito de Bactris gasipaes, esta compuesto por
los siguientes elementos (Cuadros 1 y 2):
CUADRO 1: COMPOSICION QUIMICA DEL PALMITO
COMPONENTE....................................... VALORES
Humedad.................................................... 87,85%
Sólidos totales.......................................... 12,15%
Proteínas.....................................................04,75%
Fibra ............................................................00,68%
Grasa........................................................... 00,36%
Cenizas....................................................... 00,78%
Carbohidratos............................................06,27%
Azúcares reductores................................ 00,18
pH (20ºC).................................................... 05,80
Acidez......................................................... 00,12
* Según plantas de palmito desarrollados en forma
normal (natural).
CUADRO 2: VALOR NUTRICIONAL DEL PALMITO
DE PIJUAYO (%)
COMPONENTE....................................... VALOR
Agua ............................................................. 91,43
Proteínas....................................................... 03,21
Carbohidratos................................................ 03,00
Grasas.............................................................. 0,75
Fibras............................................................... 0,57
Ceniza..............................................................1,04
COMPOSICION DEL FRUTO
Las numerosas clases de frutos del pijuayo que se observan a la amazonía
peruana, se encuentran representadas en cinco idiotipos identificados sobre la base del
color del exocarpo, color del mesocarpo y al contenido de aceite en la pulpa. La
semilla representa entre 5,5 y 11,6% del peso del fruto; el mesocarpio representa entre
72 y 80,9% del fruto; mientras que, la pulpa constituye entre 89,40 y 92,80% de fruto.
El pijuayo tiene un adecuado contenido de caroteno el cual es comparativamente
similar a la zanahoria sin embargo, este contenido de caroteno varía en función al
genotipo del pijuayo, siendo mayor en las frutas con color anaranjado a rojizo. La
tiamina se encuentra en el mesocarpio del pijuayo la que está en rangos similares a la
fresa, guanábana y zanahoria. Niacina esta en la pulpa es alto y esta superado sólo por
las Anonáceas (Cuadros 3 y 4.
Existen razas silvestres y tipos de pijuayos que tienen un alto contenido de
aceite en el mesocarpo, siendo frecuente encontrar alrededor del 20% en frutos de
tamaño pequeños con mas de 50% de aceite en el mesocarpo.
CUADRO 3: VALOR NUTRICIONAL EN 100 g DE MESOCARPO SECO DEL FRUTO DE PIJUAYO
COMPONENTE....................................... VALOR
Agua ............................................................. 57,0 g.
Proteínas....................................................... 09,8 g.
Aceite............................................................ 23,0 g.
Fibra............................................................... 09,3 g.
Ceniza............................................................ 02,4 g.
B-Caroteno *.................................................670,0 mg.
Niacina *........................................................ 01,4 mg.
Vitamina C*................................................... 35,0 mg.
Riboflavina *.................................................... 0,16 mg.
Tiamina *......................................................... 0,05 mg.
* En base a 100 g. de pulpa seca.
CUADRO 4: ACIDOS GRASOS PRESENTES EN EL
MESOCARPO DEL PIJUAYO (%)
COMPONENTE....................................... VALOR
Palmítico ..................................................... 44,8
Esteárico......................................................... 4,9
Palmitoleico.................................................. 10,5
Oleico.............................................................50,3
Linoleico........................................................ 12,5
Linolénico.........................................................2,0
SELECCIÓN Y MANEJO DE LA SEMILLA
Selección de palmas progenitoras
Para establecer un cultivo generalmente se utiliza semilla proveniente de lotes en los
que la heterogeneidad de materiales es alta, sin embargo, para obtener una buena producción
es necesario el empleo de semilla de buena calidad y procedente de palmas con características
fenotípicas deseables. Técnicamente, lo ideal es seleccionar semillas que provengan de
plantaciones de un solo biotipo o mezcla de ellos, de jardines semilleros o cultivos aislados,
para obtener plantas con la mayor homogeneidad en precocidad, vigor, resistencia a plagas y
enfermedades, macollamiento, tamaño y color del fruto, sabor, color y grosor, producción de
frutos y peso del racimo y ausencia de espinas.
Recolección o cosecha de racimos.
Después de seleccionadas las palmas, se proceden a recolectar los racimos y
seleccionar los mejores frutos. Los frutos deben estar completamente maduros para garantizar
una semilla fisiológicamente apta. Es aconsejable al cosechar los racimos, proceder en el
menor tiempo posible a la extracción de la semilla, para evitar los largos períodos de
almacenamiento que originan pérdidas de viabilidad y viveros desuniformes.
Selección de semillas.
El desarrollo de los frutos en el racimo no es uniforme, los que están localizados en la
base y ápice del racimo no se desarrollan tan bien como aquellos de la parte central. Pijuayos
destinados para semilla deben seleccionarse de la parte central del racimo.
Almacenamiento de la semilla
Aunque no es aconsejable, las semillas se pueden almacenar en bodegas bajo sombra,
en un lugar fresco, por un período no mayor a 4 meses. Se debe realiza un tratamiento
químico preventivo antes del almacenamiento, mediante inmersión de las semillas en una
solución fungicida-insecticida por un período de 1 a 3 minutos (hipoclorito de sodio al 15%
o, espolvoreo con carboxín 20% más captan 20%.
Establecimiento de viveros
Existen dos formas de establecer un vivero, en eras o camas y en bolsas de polietileno.
Para cualquiera de los dos sistemas es necesario tener en cuenta:
Localizar el vivero cerca a una fuente de agua y al sitio definitivo de siembra.
Preferiblemente en terreno plano y libre de obstáculos y malezas, con facilidad de acceso.
El área del vivero depende de la cantidad de semilla que se quiera sembrar.
En una era de 1.20 metros de ancho por 1.0 metros de largo se pueden sembrar entre
5000 y 12000 semillas (a 3 cm cada una. Cuando se utilizan bolsas, estas se pueden
agrupar en hileras de 6 bolsas por el lado que se quiera. El tamaño de la bolsa puede ser
de 20 por 30 cm.
El sombrío puede ser construido de material vegetal (guadua y hojas de palmeras), ó
con material sintético (malla de polipropileno.
El sustrato para el vivero puede ser 100% suelo; 50% suelo y 50% arena; 50% suelo
25% aserrín o cisco y 25% gallinaza; ó 100% arena. Aunque el sustrato solo cumple una
labor mecánica de sostén de la semilla, sí requiere calidad y debe cumplir las siguientes
condiciones: fácil de drenar, que conserve buena humedad y facilidad para el trasplante a
bolsa.
La semilla se siembra acostada, a 2 cm de profundidad para evitar daños en la raíz y se
cubre con sustrato. Se aconseja sembrar semillas pregerminadas, así se logra uniformidad
y mayor porcentaje de germinación.
Durante los primeros días después de la germinación es necesario regar diariamente
para conservar la humedad.
El control de malezas se debe hacer dentro y fuera de las eras, en forma manual
arrancando la maleza sin estropear la planta.
La fertilización debe ser mensual con elementos mayores (N, P, K, Mg, Ca) y
complementada con aplicaciones foliares de elementos menores. Las dosis a aplicar van
de acuerdo con la edad, empezando con 2 g. por planta y terminando con 5 a 6 g. durante
los 4 ó 5 meses que permanece en vivero. Los abonos recomendados son 10-30-10 y 1515-15.
El vivero se debe revisar como mínimo una vez por semana para detectar a tiempo
plagas y enfermedades. Se aconseja aplicar periódicamente control preventivo.
Siembra
Para la siembra del cultivo de pijuayo es necesario seguir los siguientes pasos:

Preparación del terreno. Su preparación se debe hacer 6 meses antes de la siembra. Si
el cultivo se establece a partir de bosque primario o secundario se realiza la socola,
tumba, repique y destoconeo. Se debe evitar la quema.

Trazado. Para producir fruta, se consideran distancias de 5 ó 6 m entre plantas, con
trazado en triángulo o en cuadro, para una densidad de 288 a 462 plantas por hectárea.

Trasplante. Las palmas están listas para el trasplante al sitio definitivo de los 4 a 6
meses de la germinación. Antes del trasplante es aconsejable aplicar un herbicida para
mantener el suelo limpio de malas hierbas. Se seleccionan las mejores plantas y la
siembra se debe hacer en días nublados cuando el suelo se encuentre húmedo. Si las
plántulas provienen de eras, se aconseja sacarlas con cespedón para su posterior
distribución en el campo.
El hueco de siembra puede ser circular de 15 a 20 cm de diámetro y 25 cm de
profundidad. Si el hueco es cuadrado, los lados pueden medir de 20 a 30 cm y 30 cm
de profundidad. Al momento de la siembra se debe aplicar de 100 a 200 g de una
fuente de fósforo.

Resiembra. Esta práctica, se puede realizar durante los tres primeros meses,
reemplazando aquellas plántulas que en el momento del trasplante hubieren resultado
estropeadas o que durante su desarrollo sean afectadas por plagas, enfermedades o
presenten malformación, atraso o raquitismo.
Labores culturales
Una vez establecido el cultivo, las prácticas culturales de mayor importancia son:

Control de malezas Es necesario mantener el cultivo libre de la competencia de otras
plantas, por lo que éstas ejercen efectos perjudiciales al competir por luz, espacio,
agua y elementos nutritivos disponibles en el suelo.
La limpieza se limita a la labor de macheteo y se debe realizar cada dos o tres meses,
evitando cortar macollos y raíces superficiales.
La alternativa de aplicar herbicidas, tiene como objetivo reducir los costos de
mantenimiento y lograr un mayor espaciamiento en la realización de esta labor.
Ensayos realizados por Corpoica en Tumaco en plantaciones de palmito, evaluaron 13
herbicidas, pre y post emergentes. Los mejores resultados, en términos de días de
control, se lograron con los herbicidas terbutilazina, oxifluorfen más glifosato,
glifosato y diuron.

Plateos Esta labor se realiza en forma manual con machete, al rededor de la palma o
cepa en un radio de 20 a 30 cm. A medida que la planta se desarrolla y emergen los
macollos, esta práctica se amplía hasta los 50 cm y un m. Él plateo permite el
desarrollo de las raíces y la posterior aplicación de fertilizantes.

Fertilización En el Trópico Húmedo la textura de los suelos es muy variable. En las
partes altas, el contenido de arcilla es mayor y la topografía más pendiente. La fuerte
precipitación y la alta temperatura conllevan a una oxidación acelerada de la materia
orgánica y una rápida lixiviación de los nutrientes, especialmente del nitrógeno. En
cuanto al fósforo, se observa un estado carencial muy generalizado, así mismo, el
magnesio, azufre, boro, manganeso y zinc.
Nitrógeno 200 - 250 Kg/ha/año
Fósforo (P2O5) 20 Kg/ha/año
Potasio (K2O) 160 - 200 Kg/ha/año
Magnesio (MgO) 50 - 100 Kg/ha/año
Calcio (CaO) 400 - 500 Kg/ha/año
Algunas experiencias en la fertilización del pijuayo son:
El nitrógeno se debe aplicar en forma amoniacal (sulfato de amonio) a razón de 120
kg/ha cada cuatro meses. El fósforo en forma de superfosfato triple, se debe aplicar a
razón de 100kg/ha y una vez al año, y el potasio en forma de sulfato, 100 kg/ha con
dos aplicaciones por año.
Es importante realizar periódicamente análisis químico de suelos y foliares, para
determinar los equilibrios entre el calcio, magnesio y potasio, esto permite evitar la
inducción de deficiencias de magnesio ocasionadas por aplicaciones excesivas de
potasio. Se recomienda aplicar 50 kg/ha de sulfato de magnesio una vez al año.
El suelo debe ser fértil y la acidez debe estar cercana a la neutralidad.

Control sanitario
Plagas
Barrenador del fruto: En la región limítrofe de los departamentos de Chocó y
Risaralda, se ha observado la presencia de varios insectos que causan daños a la
producción, entre ellos, el más importante es el Barrenador del Fruto, Geraeus sp. ,
con niveles de daño que alcanzan 100 %.
Los adultos, con su proboscis, perforan los botones florales o los frutos, ya sea, para
alimentarse u ovipositar. Los huevos colocados por las hembras, eclosionan y el daño
ocasionado por las larvas al barrenar el fruto o los botones, provoca la caída de estos.
Cuando el ataque ocurre en frutos desarrollados, estos pueden llegar a su maduración,
sin embargo, su calidad se demerita por la presencia de hongos saprófitos que aceleran
su descomposición.
El comportamiento de la plaga ha permitido establecer métodos de manejo, que
guardan una relación muy estrecha con el proceso de apertura de la espata floral y la
polinización. El método consiste en embolsar los racimos. La labor se efectúa con
bolsas plásticas de 70 centímetros de diámetro y 120 centímetros de largo, perforadas
o no, azules o transparentes.
En ocasiones, es necesario hacer una o dos aplicaciones de químicos para reducir las
poblaciones del insecto y lograr mayor eficiencia con él embolse.
Otras plagas: En segundo orden se encuentran las loras, únicos vertebrados causantes
de graves daños en frutos, se ha observado que la práctica del embolsado reduce hasta
100% el daño.
Se ha detectado la presencia del picudo del cocotero (Rynchophorus palmarum L.), y
el picudo de la caña (Metamasius hemipterus L.), en poblaciones naturales, sin causar
daños de importancia económica.
Enfermedades
En el ámbito foliar, se conoce un complejo de hongos cuyos síntomas generales son
manchas de diferentes formas y colores, la principal de ellas es la mancha parda
ocasionada por Micosphaerella sp.
A nivel de frutos, la enfermedad más importante es la pudrición negra, cuyo agente
causal es Ceratocystis sp. , se presenta principalmente en frutos maduros cosechados,
que hayan perdido por desgarradura su cáliz o que presente estrías muy profundas en
el mesocarpio. Es un hongo rápidamente colonizador y puede en corto tiempo afectar
la semilla. El síntoma más característico es la pudrición suave en el fruto, que a
medida que avanza aparecen los signos de la enfermedad (conidios) los cuales son de
color negro.
Otras labores culturales necesarias en una plantación de pijuayo tienen que ver con los
deshijes. Estos se harán en forma periódica, según se requiera, generalmente dos
veces por año. La eliminación de frondas se debe hacer con frecuencia, puesto que por
su larga longevidad es hospedera de varias enfermedades y plagas.

Cosecha y mercadeo
El período de desarrollo del racimo, desde la floración hasta el inicio de la
maduración es de cuatro meses, a partir de ese momento se puede recoger la cosecha o
mantenerla por espacio de 1 ó 2 meses más. El método de recolección es rústico,
generalmente, se realiza utilizando un gancho amarrado a una larga caña de bambú o
guadua con el que se halan los racimos, estos, son recibidos en un canasto con hojas
que amortigua el golpe, sin embargo, resulta un porcentaje alto de frutos dañados.
Actualmente se está implementando el uso de la Marota como instrumento para trepar
a las palmas y realizar la cosecha y limpieza.
La forma normal de mercadear los racimos de pijuayo es en "Yuntas", que son la
unión de 3 ó 4 racimos. Los frutos sueltos se empacan en costales de fique y los frutos
que han perdido el cáliz, deben ser consumidos rápidamente.
Los precios, varían considerablemente en los diferentes canales de mercadeo, desde el
productor hasta el consumidor final. Realmente, es un producto costoso puesto que el
único cambio que sufre entre la cosecha y el consumo es la cocción.
El valor del fruto dado por la platonera depende de su tamaño, actualmente un fruto
no rebaja de $100.oo y llega a valer $200.oo cuando es de muy buen tamaño o esta
escaso en el mercado.
EXPORTACIÓN DE PALMITOS PREPARADOS
VOLUMEN (TM)
VALOR FOB
(Miles US $)
AÑO
1993
1994
1995
1993
1994
1995
TOTAL
633
581
1233
1323
1083
2646
EXPORTACIÓN DE PALMITOS PREPARADOS, SEGÚN PAIS DE DESTINO
VOLUMEN (TM)
VALOR
FOB
(Miles US $)
PAIS
1993
1994
1995
1993
1994
1995
Argentina
458
283
749
1015
607
1636
Chile
41
50
115
83
89
243
España
0
0
4
0
0
18
Estados
Unidos
0
18
0
0
31
0
Francia
134
211
365
225
317
749
Holanda
0
19
0
0
39
0
METODOS DE PROPAGACIÓN
Método del embolsado
La germinación por el método del embolsado utiliza bolsas plásticas transparentes de
30 cm de base por 45 cm de alto por 2 milésimas de pulgada de espesor. En estas bolsas se
colocan 500 semillas ligeramente humedecidas entre 5 a 10 ml de agua por Kg. de semilla.
Las semillas deben tener humedad suficiente para iniciar el proceso de germinación, pero no
en exceso, porque impide la respiración de la semilla. El exceso de humedad produce,
asimismo, condiciones favorables para el desarrollo de los hongos. Se conoce que el
contenido de agua es adecuado porque la semilla tiene color oscuro, pero no debe tener
película de humedad; es decir en la bolsa no debe tener agua libre. Por el contrario, si la
semilla está seca, mostrará color pardo claro, y no germina por falta de humedad.
El exceso de humedad produce condiciones favorables para el desarrollo de los
hongos que atacan a las semillas, por lo que debe tenerse mucho cuidado en este aspecto. Por
esta razón, algunos especialistas no recomiendan este método. Las aplicaciones de agua que
se realicen periódicamente pueden ser efectuadas con un aspersor pequeño; el agua a aplicar
puede tener un funguicida diluido de acuerdo con las especificaciones del producto.
Las bolsas conteniendo las semillas deben ser inspeccionadas periódicamente para
corregir su contenido de humedad y para eliminar las semillas que estén atacadas por hongos.
El primer síntoma del inicio de la germinación es la aparición del hinchamiento del
poro germinal (el poro más prominente. En este poro se observará a los pocos días un “punto
blanco”, que es en realidad el haustorio, órgano que empuja al embrión fuera del endocarpio,
iniciando así la fase de crecimiento. Al igual que en otras especies el haustorio sirve para
translocar los alimentos del endosperma hacia la plántula en desarrollo.
Una vez que aparece la radícula, la semilla es colocada en otra bolsa, conjuntamente
con otras del mismo estado de desarrollo. Esto permitirá un mejor manejo, al tratarse de lotes
homogéneos de semillas dentro y entre las bolsas.
El tiempo hasta el inicio de la germinación y el período que este proceso dura hasta
obtener el máximo poder germinativo, es variable, dependiendo del tiempo y las condiciones
en que fueron guardadas las semillas, su madurez fisiológica, el tratamiento que recibieron
después de la cosecha, la variedad, el contenido de humedad y otros factores. De manera
general se puede indicar que en el inicio de germinación de las semillas está entre 34 y 54
días después del embolsado.
Después de empezar la germinación, las semillas deben permanecer por 45 a 60 días
en las bolsas de plástico, hasta que tengan un tamaño adecuado para llevarlas a las camas de
almácigo o a bolsas con tierra, donde quedarán por tres a cuatro meses, hasta su transplante a
campo definitivo.
Germinación en sustratos
Los sustratos más comúnmente utilizados son el aserrín y la arena gruesa de río. La
ventaja de l a germinación en sustratos es que el control de la humedad no tiene un nivel de
exigencia tan alto como cuando se germina en bolsas plásticas. El sustrato actúa reteniendo o
liberando agua, según sea el caso, con el excedente de agua removida fuera de la zona donde
están germinando las semillas. La demanda de mano de obra para el proceso de germinación
es menor y no requiere personal especializado, lo cual constituye una ventaja adicional. La
desventaja está cuando se desea germinar cantidades altas de semilla en cuyo caso se requiere
de mucho mayor extensión de terreno que con las bolsas plásticas.
El aserrín que da mejor resultado es el originado en maderas rojas, el que
aparentemente tiene efecto funguicida o insecticida por los taninos que posee. En el caso de
la arena, se prefiere la arena gruesa, que permite un mejor drenaje y mejor desarrollo de las
raíces; se recomienda que la arena tenga una capa de cobertura o mucho de aserrín para
disminuir la evaporación y protección contra el impacto del agua de lluvia.
En este método las semillas se lavan y luego se secan a la sombra, de acuerdo con el
procedimiento indicado anteriormente, después de lo cual se siembran en camas de aserrín
húmedo. La germinación empieza a los 40 días y termina 60 a 120 días después. La
germinación podría acelerarse algo si las semillas solamente se orean y luego se siembran con
el aserrín húmedo.
Las semillas también pueden ser germinadas dentro de sacos con aserrín que se
humedece periódicamente. En este caso las semillas son mezcladas con el aserrín sin orden
definido. En cambio, cuando se utiliza sustrato de arena, las semillas se colocan en la parte
superior de la cama. La arena no es tan fácil de manejar como es el aserrín, por lo que no se
puede realizar la mezcla arena – semilla y guardar en sacos.
En lugares donde no se disponga de arena ni aserrín, se puede utilizar tierra de textura
arenosa o franco arenosa, a la que se le puede añadir 25% de mantillo de tierra de bosque.
Propagación in Vitro
Debido a que el pijuayo es una especie conocida como autoincompatible, la
propagación por semilla de las selecciones con características agronómicas deseables, es muy
difícil, por la alta variabilidad genética que se observa en la progenie. En estas condiciones, la
opción de propagación asexual por enraizamiento de estacas o por injerto no es posible; el
aislamiento basales tiene posibilidades en pequeña escala, constituyendo, por lo tanto la
propagación in vitro la mejor opción para la propagación clonal masiva del pijuayo en el
futuro. La propagación in vitro permite cultivar células o pequeños segmentos de la planta
(explantes) en un medio artificial, pero bajo condiciones controladas, a fin de obtener plantas
completas. Se pueden regenerar plantas a partir de células, zonas meristemáticas (meristema
apical y axila e inflorescencias), hojas, tallos, raíces, polen y óvulos. Cada especie tiene una
respuesta diferencial a la propagación in vitro; el pijuayo es considerado una especie
recalcitrante a este método de propagación.
Varios
investigadores en palmas han desarrollado metodología de cultivo de tejidos
para la propagación clonal de la palma aceitera, el dátil y el coco, para los cuales se utiliza
alguno de los siguientes métodos:

Multiplicación de brotes laterales a partir de yemas

Multiplicación de brotes adventicios

Multiplicación por embriones
La multiplicación de brotes laterales elimina el meristema apical o utiliza citoquininas
para romper la dominancia apical ejercida por las auxinas, para producir yemas en los nudos
del tallo o en el ápice, los que darán lugar a los brotes laterales. En cambio, la multiplicación
por brotes adventicios se basa en la formación de callos (tejido parenquimático diferenciado)
o de órganos (hojas, tallos) a partir de diferentes tejidos como los embriones, tallos, hojas y
flores. En la multiplicación por embriones los embriodes siguen una morfogénesis similar a
un embrión cigótico (embrión sexual) y se regeneran a partir de células o tejidos somáticos
(partes de la planta), a partir de un embrión o a partir de un callo, razón por la que
comúnmente se conoce como embriogénesis somática.
En el pijuayo, las investigaciones (Pinedo y Díaz, 1993, Valverde et al. , 1897a,1987b,
1991,1992), se han orientado principalmente hacia la inducción de callos a partir de tejidos
somáticos para posteriormente estimular la órgano génesis o la embriogénesis asexual. De los
diferentes tejidos somáticos de pijuayo evaluados, los mejores resultados se han obtenido en
ápices caulinares, a partir de los cuales se ha logrado, vía órgano génesis. La formación de
callos y explantes. La producción de explantes a partir de otras secciones de la planta no es
tan frecuente y no es fácilmente reproducible.
El ápice caulinar presenta la mayor capacidad de expresión genética, a través de dos vías
promisorias:

Inducción de brotes laterales sin producción de callos

Inducción de brotes o embriones, previa inducción de callos.
En lo que respecta a la primera vía, falta lograr mayor control sobre la producción de
brotes, su aislamiento y enraizamiento. La segunda vía necesita mejorar la inducción para
producir embriones, para aplicarse a gran escala. Los mejores resultados se están obteniendo
con embriones de 2,4 – D y 6 – BAP, además de Picloram y otros reguladores de crecimiento.
Los investigadores han logrado producir brotes a partir de los ápices, pero los resultados aún
no son repetibles en ápices de diferente germoplasma. Es aparente que el factor genético es
uno de los principales condicionantes para el éxito de este tipo de propagación in vitro, ya
que algunos tipos tienen mayor facilidad para ello. Otros factores que condicionan el éxito de
este tipo de propagación son el medio de cultivo (se usa el Murashige y Scoog), la presencia
de hormonas y la combinación de luz y oscuridad.
Aislamientos de hijuelos basales
Otra de las posibilidades de propagar vegetativamente el pijuayo es mediante el
aislamiento de hijuelos basales. Su uso no es común debido a la baja tasa de multiplicación y
al bajo nivel de sobrevivencia de los hijuelos cuando son separados de la planta madre. Sin
embargo, el aislamiento de los hijuelos, su separación inmediata de la planta madre y
subsecuente acondicionamiento en vivero, antes de ser plantados en campo definitivo, puede
lograr sobrevivencia de 60% con riego manual y 66% con riego automático, si los riegos son
extraídos con abundante raíz.
Un método práctico que puede ser utilizado consiste en aislar el hijuelo, dentro del
suelo, sin separarlo de la planta madre por un tiempo y, después que haya formado su propio
sistema radical, extraerlo para llevarlo al sitio de plantación definitiva. El procedimiento
consiste en este caso en usar una lampa recta, la cual se introduce en el lugar donde se quiere
separar el hijuelo y mediante una presión firme se corta la unión del hijuelo con la planta
madre. Una vez separado el hijuelo, se debe aplicar una solución funguicida en el hoyo que se
forma en la tierra (a fin de prevenir ingreso de hongos tanto en el hijuelo como en la planta
madre) y se deja el hijuelo enterrado, sin moverlo se agrega tierra y se compacta con el pie, a
fin de que forme sus propias raíces. Después de 30 a 60 días el hijuelo habrá formado su
sistema radical y puede ser extraído para llevarlo a campo definitivo, con el mismo
porcentaje de éxito que una planta proveniente de almácigo en camas.
Este método tiene su principal aplicación en la propagación de material selecto, ya
que, por el número de plantas que se requiere para siembras comerciales, es muy difícil su
aplicación en gran escala. Sin embargo, podrí ser modificado para producir un mayor número
de hijuelos, como por ejemplo cuando se rompe la dominancia apical o cuando el hijuelo
aislado se deja desarrollar sin extraerlo del lugar, buscando que a su vez produzca otros
hijuelos para aislarlos.
Manejo en almácigo
Las semillas pre germinadas se llevan al almácigo cuando tienen dos hojas
desarrolladas, lo cual de manera general corresponde a una semilla con una plúmula entre 2 y
5 cm y la radícula con 2 a 4 cm de longitud. Por facilidad de manipuleo, algunos agricultores
prefieren las semillas con gémula incipiente, sin desarrollo de las hojas, (o al estado de
“punta de clavo”), lo que tiene la ventaja de requerir menor tiempo para individualizar las
semillas en el grupo (no hay entrecruce de raíces) y menos riesgo de romper la radícula
durante el manipuleo. Por otro lado, las semillas al estado de “punta de clavo” son más
tolerantes, que las semillas con hojas, al estrés hídrico al que son sometidas durante el
transplante.
Cuando la preparación del almácigo demora más de lo provisto, las semillas siguen su
proceso de germinación llegando hasta el estado de plántula con 10 a 15 cm de longitud.
Estas semillas germinadas o plántulas también se pueden utilizar para instalarlas en el
almácigo, pero en este caso se deberá tener mayor cuidado con el riego de las camas, para
mantener un adecuado contenido de humedad en ellas. Algunos agricultores, prefieren
semillas germinadas con más de 5 cm de plúmula, por conseguir mayor sobre vivencia.
Hay dos sistemas de conducir el almácigo: en bolsas de plástico con tierra o en camas
de almácigo. Las bolsas de plástico pueden ser del tamaño pequeño, capacidad de 1 Kg de
tierra, para los casos en los que las plantas se llevarán pequeñas al campo definitivo (cuatro
meses) o, pueden tener 2Kg. para permitir un mayor tiempo en el vivero (más de seis meses),
sin que se enreden las raíces o éstas salgan de las bolsas antes de su transplante a campo
definitivo. El sustrato utilizado para llenar las bolsas de tierra pueden ser una mezcla de:
2 partes de arena
2 partes de suelo franco, preferible con alto contenido de materia orgánica.
1 a 2 partes de matera orgánica; estiércol de gallina, aserrín vegetal o mantillo del bosque
para incluir las micorrizas.
La preparación y llenado de las bolsas de plástico, así como su manejo en el vivero,
requiere de mayor tiempo que el manejo de las plántulas en camas de almácigo a raíz
desnuda. Adicionalmente, la bolsa plástica representa un volumen limitado de suelo que tiene
el problema de secarse muy rápidamente, con lo que se pone a la plántula en estrés por
deficiencia hídrica o, por el contrario, la capacidad de drenaje es limitada, con lo que se
producen condiciones favorables para le desarrollo de los hongos patógenos en el suelo, que
pueden causar una alta mortalidad de plántulas. Estas condiciones de anaerobiosis bloquean
la absorción de K y el estrés favorece el ataque de patógenos al follaje.
El ligeramente mayor porcentaje de prendimiento en campo definitivo cuando se
utilizan plantas en bolsas (98%) con respecto al transplante a raíz desnudad (95%), no
justifica el exceso de trabajo y mayor costo que significa preparar las plantas en bolsas
plástico. Adicionalmente, cuando el almácigo está localizado en las inmediaciones del campo
definitivo, se tendrá menor demanda de mano de obra para transportar las plantas a raíz
desnuda que en bolsas plástica (se mueven menos volumen de tierra), obteniéndose el mismo
porcentaje de perdimiento si las condiciones de humedad del suelo y las lluvias son
adecuadas. Por los motivos indicados, para agricultores con pocos recursos financieros y de
mano de obra, es preferible conducir sus plántulas en vivero en camas de almácigo, para
luego transplantar a raíz desnuda.
Las camas de almácigo deben tener 1.2 a 1.4 de ancho, con longitudes que varían
entre 10 y 40 m. La profundidad debe ser de 30 cm (como mínimo 20 cm) en los que debe
aplicarse el sustrato indicado anteriormente para el caso de las bolsas plásticas, o de una
mezcla de suelo franco arenosos el cual se le añade amantillo o tierra vegetal (la capa más
superficial de los suelos del bosque) y estiércol de vacunos o de aves de granja. El estiércol
debe ser descompuesto, o en caso contrario se debe dejar 15 a 20 días para que se
descomponga en la cama de almácigo. La tierra vegetal y el estiércol pueden constituyen
entre 10 y 20% del volumen de la cama de almácigo o en proporción de 2 a 3 Kg de
gallinaza por m2 ó 4 a 5 Kg de mantillo por m2 de gallinaza por m2 ó 4 a 5 Kg de mantillo por
m2 de gallinaza por m2 ó 4 a 5 Kg de mantillo por m2. 4 a 5 Kg de mantillo por m2 de
gallinaza por m2 ó 4 a 5 Kg de mantillo por m2. A su vez, la cama debe estar levantada 20 cm
sobre las camas deben estar dispuestas en filas, separadas, 2 m entre grupos de 10 filas o
camas (para facilitar el tránsito y acarreo de materiales e insumos) y 0.30 a 0.40 entre camas
(para facilitar la supervisión de las camas deben estar dispuestas en filas, separadas, 2 m entre
grupos de 10 filas o camas (para facilitar el tránsito y acarreo de materiales e insumos) y 0.30
a 0.40 entre camas (para facilitar la supervisión de las camas.
La tierra o sustancia cuando se va a sembrar no ha llovido en la zona, entonces se
debe dar un buen riego a la cama de almácigo, esperar que drene (generalmente hasta el día
siguiente) y luego sembrar las semillas germinadas. Hacer buen riego a la cama de almácigo,
esperar que drene (generalmente hasta el día siguiente) y luego sembrar las semillas
germinadas.
En las camas de almácigo, las semillas germinadas pueden ser sembradas en hileras
distanciadas 20 cm entre ellas, con 20 cm de separación entre plantas. Los hoyos para la
siembra se puede hacer con el dedo, ponerse especial cuidado en evitar los excesos de agua,
porque las explántulas son muy susceptibles al ataque de los hongos del suelo que desarrollan
en estas condiciones. adecuadamente. En el primer mes, las plantas deben ser regadas
diariamente en la estación seca y, en función a la humedad del suelo, durante la época de
lluvias. En el segundo y tercer mes las plantas serán regadas cada dos días. Debe ponerse
especial cuidado en evitar los excesos de agua, porque las plántulas son muy susceptibles al
ataque de los hongos del suelo que desarrollan en estas condiciones.
Ambos sistemas de almácigo, en bolsas o en camas, deben tener sombra, la que
generalmente se confecciona con hojas de palmeras. La sombra debe ser de alrededor de 50 a
60% y en el caso de las camas que se encuentran en los bordes, especialmente los lados por
donde sale y se pone el sol, debe llevar sombra vertical de protección. La sombra se elimina
gradualmente desde 15 a 20 días antes del transplante, a fin de someter las plantas a un estrés
(“endurecimiento”) para que se adapten mejor en los primeros días en el campo definitivo. Se
debe deshierbar manualmente cuando las malezas estén pequeñas, aunque en algunos casos
se puede aplicar un herbicida pre emergente, previo a la siembra de la semilla. Asimismo, las
semillas germinadas deben protegerse de los animales domésticos (cerdos, gallinas) y del
campo (roedores).
El vivero, tanto en bolsas de plástico como en camas de almácigo, debe ser ubicado
adecuadamente a fin de facilitar las labores de mantenimiento y disminuir el estrés por
transporte y el costo cuando se lleven las plantas al campo definitivo. El área seleccionada
debe reunir las siguientes condiciones:

Debe ser cercana al terreno donde se implantará el cultivo definitivo.

Debe ser plana o ligeramente inclinada, con facilidad de obtener agua para el riego.

Debe tener fácil acceso, ser libre de inundaciones y estar protegida de los animales
silvestres y domésticos.

Debe tener buen drenaje y no debe acumular agua de lluvia.
Pollen collecting, handling and controlled pollination
Practical methods for pollen collecting, handling and controlled pollination are
essential for breeding programmes and some seed production systems. Relatively simple
methods, developed in Costa Rica, are briefly described below. The most difficult part is
pollen collecting and pollination in tall trees.
Before collecting the pollen, one must predict when the inflorescence will open. The
immature inflorescence has a nearly vertical orientation. In the Utilis landrace, the
inflorescence assumes a more horizonal inclination 1 – 2 days before opening. In other
landraces, this change in inclination occurs anywhere from 1 to 7 days or more before
opening; therefore, it is a less valuable predictor.
There are three simple pollen – collecting methods, although the first is most
practical.
Remove the inflorescence just before it opens. Cut it open lengthwise, remove the
rachillae and spread them on kraft paper. Dry them in an oven at about 40ºC or in a
handmade plant dryer using a light bulb as the eat source. Pollen will be released 24 hours
after the inflorescence opens.
Remove the unopened inflorescence just before it opens. Quickly put the peduncle in
a jar of water, and support the inflorescence on an open frame above a piece of kraft paper or
aluminium foil. Male anthesis develops normally and pollen is released 24 hours after the
bract opens.
Place a kraft paper bag around the inflorescence the day before it opens. To prevent
the extremely small curculionid beetles from entering, place a cotton washer with insecticide
in the mouth of the bag and seal the bag tightly. Remove the bag with pollen 2 days later.
With this method, much of the pollen adheres to the paper and could be wasted; the can be
oven – dried to recover some of this pollen. A greater potential problem may be the effect of
male flower fermentation inside the bags before collecting and removing the pollen.
Fermentation may begin during the night after flower abscission.
The collected pollen includes debris such as male flowers, anthers and trichome cells.
The flowers and anthers can be screened out, leaving only the pollen and trichome cells. Only
50% or less of the material collected after screening is pollen; the larger, spherical, darker
bodies are the trichome cells. This mixture can be diluted even more with talc for use in
controlled pollination, but this is only recommended for every scarce and valuable pollen.
After collecting, pollen should be dried 24 – 48 hours with CaCl2 or silica gel, then
refrigerated or frozen. Under these conditions, pollen should maintain about 40% viability for
6 months. Viability is easily tested by germination on simple media: on 2.5% sucrose or 5%
glucose agar in a petri dish, or on a small square of cellophane floating on the solution. Pollen
can also be germinated on filter paper moistened with a 2.5% sucrose or 5% glucose solution,
but this method is more difficult in practice. The fibres of whit filter paper are similar in
appearance to the pollen tubes, making it difficult to count germinated grains. Fresh pollen
germinates in about 75 minutes on these media at room temperature (about 25ºC).
Controlled pollination will be most effective if done when female flowers anthesis
begins, late in the afternoon on the first day of the flowering cycle. At this time, however,
contamination by airborne and insect – dispersed pollen from other inflorescences is very
likely. For these reasons, controlled pollination is recommended early the following morning
when curculionids are inactive and there is little airborne pollen. Using a simple hand – held
blower, the pollen is introduced through an opening in the protective bag is then carefully
resealed. Bags can be removed the day following pollination.
Prior to controlled pollination, emasculation of male flowers is often considered to
prevent self – pollen contamination, but this has serious disadvantages in peach palm. In
theory, emasculation is not necessary, since male anthesis occurs late on the second day of
the flowering cycle and by that time fertilization should have occurred if the controlled
pollination was done properly; it is also possible to test the degree of self – sterility a year
before, although nothing is yet known about the effects of the environment on the genetic self
– sterility system. In practice, however, there is no guarantee of 100% crossing success, so
some self – pollen contamination is possible. Emasculation is difficult, however, especially in
tall trees.
It is also time consuming (30 – 45 minutes for one inflorescence), tends to block the
pistil with tricomes which reduce pollination efficiency, and may stress the inflorescence so
much that even successfully pollinated flowers may abscise. Selfing can be checked after
germination by analyzing the isozyme or DNA profiles of the seedling progeny, if their
parents have contrasting alleles at one or more loci; this is only justified, however, for very
important crosses and probably cannot serve as a general practice at this time.
Posibilidades de la propagación vegetativa del pijuayo por cultivos de tejidos
Entre 1983 y1991, se realizaron alrededor de 14 estudios sobre multiplicación del
pijuayo por cultivo de tejido; once de ellos, fueron intentos para producir plantas a partir de
callos de ápices caulinares. Los otros propágulos ensayados fueron, en orden de importancia:
secciones de hojas jóvenes (pre emergentes), flores inmaduras (secciones de raquilla o flores
masculinas aisladas), y secciones de tallo (tejido subapical).
Por distintas vías, han ocurrido varios casos de conformación de plantas completas a
partir de ápices procedentes de plántulas o hijuelos basales; sin embargo, estos procesos son
por lo general difícilmente reproducibles. El ápice caulinar muestra, hasta hoy, la mayor
capacidad de expresión morfogénica a través de dos vías promisorias; a) inducción de brotes
laterales sin producción de callos y b) inducción de brotes o embrióides previa inducción de
callos. En lo que respecta a la primera vía, falta lograr mayor control sobre la producción de
brotes, su aislamiento y enraizamiento. Para su aplicación a mayor escala, la segunda vía
deberá ser más inducible, principalmente en términos de producción de embrióides. El factor
genético ha sido uno de los principales condicionantes, tanto sobre la posibilidad de
establecimiento como sobre el potencial morfogénico de los propágulos.
Tipos de propágulos y factores en estudio de los experimentos conducidos
Experimento
Tipo de propágulo
Factores de estudio
1
Secciones de hojas
Genotipo, tamaño de hijuelo,
tipo de propágulo, y luz sobre
la oxidación.
Secciones de tallo
2
Secciones de tallo
Antioxidantes
(cisteína,
KNO3, ac. Ascórbico, tirosína
y carbon activado CA y el
tiempo de cultivo
3
Secciones de tallo
Antioxidante
(cisteína
y
caseína) y el tiempo de
cultivo
4
Apices
Antioxidante
(cisteína
y
caseína), estado físico del
medio y tiempo de cultivo
5
Apices
Antioxidante (caseína más
CA) y tiempo de cultivo
6
Secciones de hoja
Fitoreguladores AIB, BA y
2,4 – D para incluir callos
7
ápices
Fitoreguladores ANA y Ba
para inducir brotes.
Inducción de callos
Luego de los 16 días de cultivo en oscuridad, se observó el inicio de callos en las
secciones de hoja. Esto ocurrió en dos tratamientos cuyas combinaciones de fitoreguladores
fueron (en mg/L) 10 de ácido indolbutírico (AIB) mas de 5 de brenciladenina (BA) o 5 de
AIB mas 30 de 2,4 – D. Estos callos no prosperaron al ser recultivados y la oxidación y
contaminación fue crecientes. Luego de 15 semanas se descartaron los cultivos por alta
contaminación. Stein (1988), al cultivar secciones de hojas, caracterizó un tipo de callo
precoz con crecimiento limitado, sin tejido meristemático y formado por células grandes y
deformadas. Esto explicaría la falta de organización y pérdida de vigor observada en los
callos logrados en este estudio.
Inducción de brotes
Como continuación al trabajo iniciado por Pinedo (1987), se usaron varias
introducciones de la colección de Germoplasma existente en Iquitos para intentar introducir
brotes sin intermediación de callos. Primero se establecieron 11 introducciones con un
promedio de 12 ápices por introducción; de éstas, el 50% presentaron oxidación severa y fue
imposible continuar cultivándolas. Otro limitante fue la contaminación, que se incremento de
15% en el primer mes de cultivo de 44% el cuarto mes. En un paso subsiguiente, el medio
basal (M y S), fue suplementado con 10 mg/L de BA mas de 3 mg/L de ANA. Se observaron
protuberancias en cuatro de las 11 introducciones (182, 186, 253 y 292), las mismas que
presentaron poca oxidación.
En una muestra de 100 ápices de hijuelos de plantas sin espina, se hizo un nuevo
intento para introducir brotes laterales. Se presentó también el problema de contaminación
tardía; en la 5ª semana la contaminación fue de 14% y en la 12ª semana alcanzó un 65%.
Luego de 27 semanas de cultivo, el 21.3% de los ápices presentaron protuberancias con
prominentes puntiagudas propias de brotes en estado inicial de desarrollo. En el ápice
(1.25%) se diferenciaron seis brotes basales luego de 28 semanas de cultivo.
Control de oxidación
Con el fin de superar las limitaciones del cultivo de ápices y secciones de hojas por
causa de la oxidación, se desarrollaron varios experimentos. La influencia de los factores
ensayados sobre la oxidación se dan en este cuadro:
Influencia de distintas condiciones de cultivo sobre la oxidación de propágulos de pijuayo
Factor
Genotipo
(introducción)
Grados
libertad
4
de F
Probab.
7.69
<0.0001
Signific.
***
Proágulo
Ápices
Tipo
propágulo
(sec.
Hoja
sec. Tallo)
1
28.77
<0.0001
***
Luz (3000 luz
y oscuridad)
1
4.46
0.035
*
Ápices
Altura de hij.
(menor de 1
m y mayor de
1m)
1
0.17
0
NS
Ápices
Tiempo
de
cultivo
(7,14,21 y 28
días)
3
168.69
<0.0001
***
Sec. Tallo
Antioxidante
(Cisteína,
KNO3, CA,
ac. Ascorb.
Tirosína)
6
19.46
<0.0001
***
Sec. tallo
Enjuague con
Ac. Cítrico
1
0.47
0
NS
Sec. Tallo
Antioxidante
(Cisteína
y
Caseína)
7
7.19
<0.0001
***
Hojas
ápices
en
Estad.
Del
medio (sólido,
líq. Estát. Y
líq. Agitado)
2
0.33
0
NS
Hojas
ápices
en
Días
recultivo
(7,14,21)
al
2
20.11
<0.0001
***
Hojas
ápices
en
Antioxidante
(Cisteína
y
Caseína)
7
28.84
<0.0001
***
Subapical en
ápices
Estad.
Del
medio (sólido,
líq. Estát. Y
líq. Agitado)
2
20.49
<0.0001
***
Subapical en
ápices
Días
recultivo
(7,14,21)
2
39.02
<0.0001
***
Subapical en
ápices
al
Sec.
Hoja
sec. Tallo
Antioxidante
(Cisteína
y
CA)
3
3.65
0.044
*
Ápices
Como puede observarse en este cuadro, los factores: genotipo, tipo de propágulo, luz,
tiempo de cultivo, estado del medio (en tejido subapical), y aditivos antioxidantes
influenciaron significativamente sobre la oxidación. La altura del hijuelo, enjuague con ácido
cítrico y estado físico del medio, (en secciones de hojas) son factores que no influenciaron
visiblemente sobre la oxidación de los propágulos. En cuanto al estado físico del medio, fue
notoria la ventaja del medio gelificado que en el medio líquido.
En le experimento 1, se confirmó la influencia del genotipo, lo mismo que fue
observado repetidamente en otros ensayos (Pinedo, 1987. El trabajo de Valverde et al.
(1987b), en concordancia con las experiencias de otros autores, dio a conocer el efecto
oxidativo de la luz sobre callos previamente cultivados en oscuridad. Parece consistente que
la luz estimuló el oscurecimiento de los tejidos, aunque en posteriores divisiones celulares
sobre el tejido oxidado, solieron ocurrir procesos morfogenéticos.
En cuanto al tipo de propágulo, el tejido subapical oxidó mucho más que tejido foliar.
El tejido subapical, por su mayor oxidación y contaminación resultó un propágulo difícil de
cultivar. Sin embargo esta relación puede variar según el tipo de propágulo.
La diferencia altamente significativa detectada entre los antioxidantes, dio a lugar a
una prueba de medias donde se observó que el tratamiento con cisteína (200mg/L) fue el más
eficiente para controlar la oxidación en 28 días de cultivo. Sin embargo, en el experimento 3,
el tratamiento correspondiente a caseína hidrolizada, (200mg/L) resultó superior a la caseína
por su claro efecto antioxidante durante los 28 días de cultivo.
Aún cuando se observó el control de la oxidación mediante los tratamientos más
destacados, se consideró que era necesario un control más eficiente para le caso de los ápices.
De modo que se programó el Experimento Nº 5. en este experimento, se observó que el
medio que controló mejor la oxidación de ápices, hasta las 16 semanas de cultivo, contenía
200 mg/L de caseína hidrolizada mas 3 gr/L de CA.
La oxidación de los tejidos de pijuayo cultivados in vitro, es influenciado fuertemente
por el genotipo, tipo de propágulo, tiempo de cultivo, días al recultivo, estado del medio (en
tejido Subapical), y del aditivo antioxidante.
Las secciones de tallo oxidaron mucho más que las secciones de hoja.
La oxidación de los propágulos se incrementó significativamente con el tiempo de
cultivo y el tiempo de recultivo, evaluando en un período de 28 días después de la
inoculación.
El estado del medio (en secciones de hojas) enjuague con ácido cítrico y altura de
hijuelo, no influenciaron significativamente sobre el nivel de oxidación de los propágulos.
El uso de 200 mg/L de caseína hidrolizada más 3 gr/L de CA adicionado al medio de
cultivo, redujo significativamente la oxidación de los ápices de pijuayo cultivados in vitro.
Asimismo, el uso de medio gelificado y la ausencia de luz son favorables para disminuir la
oxidación de los propágulos durante las primeras semanas del cultivo.
Con la combinación de 15 mg/L de ANA se indujeron seis brotes basales luego de
siete meses de cultivo; esto ocurrió sólo en uno de 80 ápices cultivados.
Existen varias posibilidades, especialmente usando los ápices, para propagar el
pijuayo in vitro. Se requiere intensificar la investigación para incrementar las tasas de
crecimiento de los ápices de inducción de brotes. La caracterización a nivel celular de los
eventos previos a la diferenciación de órganos o embrióides así como la génesis de los
mismos, ayudarán a controlar estos eventos. La producción de embrióides vía callo, ha
demostrado hasta el momento la tasa más alta de producción de plantas. Sin embargo, al igual
que para la producción de brotes, no se dispone aún de una metodología aplicable
masivamente. Aunque el cultivo de ápices es hasta el momento la ruta más promisoria, otros
propágulos como las flores y secciones de tallo, podrían alcanzar tasa de multiplicación
mucho más altas debido a una mayor disponibilidad de propágulos por planta.
Los resultados hasta hoy logrados, podrían fundamentar una predilección por los
ápices como propágulos. Pero no hay consistencia en la repetitividad de los eventos
morfogenéticos como para preferir una determinada vía de multiplicación (sea directa o vía
callo. En ambas, el principal limitante es la baja tasa de multiplicación. En la vía directa, el
crecimiento lento de los ápices podría ser un limitante de segundo orden. Los avances en el
control de la oxidación aquí descritos, redujeron la importancia de ésta restricción.
DIFERENTES TIPOS DE FRUTOS
PARTE DE LA SEMILLA DE PIJUAYO
BIBLIOGRAFIA
1.ARIAS. M.O 1985. propagación vegetativa por cultivo de tejidos (Bactris gasipaes H.B.K)
Asbana (C.R) 24(9):24-27
2.BOGANTES, A. 1995. Recomendaciones Técnicas en palmito de pejibaye. Hoja
divulgativa. Estación Experimental Los Diamantes. MAG, Guápiles, Costa Rica. 2 p.
3.CARDENAS, L.1995. Cadena agro productiva de palmito de pejibaye. IICA, San José,
Costa Rica, borrador sin publicar, 34 p
4.DELGADO, R. 1990.La taltuza (Orthogeomis cherrieri) como plaga del cultivo de
pejibaye. Pejibaye (Guillielma), Boletín Informativo U.C.R., San José, Costa Rica, Vol. 2, No
1, 10-17 p.
5.FISSE, S.J.1990.Avances en la propagación in vitro del pijuayo (Bactris gasipaes H.B.K.)
por morfogénesis vía callo Informe final sobre cooperación. Estación Experimental San
Roque. INIAA, Iquitos, Perú. 53 p.
6.HERRERA, W. 1989. Fertilización del pejibaye para palmito. Pejibaye (Guillielma. Boletín
Informativo U.C.R., San José, Costa Rica, Vol. 1, No 2, 4-10 p.
7.HUETE, V.F, : ARIAS, M.O. 1981. Propagación vegetativa del pijuayo. Asbana (C.R.).
5(14):10-13
8.MORA, J.1989. El palmito de pejibaye un cultivo costarricense. Pejibaye (Guillielma).
Boletín Informativo U.C.R., San José, Costa Rica. Vol. 1, No 1, 16 pp.
9.MORA, J.1992. Pejibaye (Bactris gasipaes). Cultivos marginados, otra perspectiva de 1492.
FAO, Roma, 294-298 pp.
10.MORA, J.; CLEMENT, CH.; PATIÑO, V. 1991. Diversidad Genética en pejibaye, Razas
e Híbridos. Cuarto Congreso Internacional del Pijuayo. Iquitos, Perú. Editorial UCR, San
José, Costa Rica, 11-20 p.
11.MORA, J.; CLEMENT, CH.; WEBER, J. 1997. Peach Palm Bactris gasipaes Kunth.
International Plant Genetic Resources Instiute. Rome – Italy.
12.MURASHIGE, T.:SKOOG, F.1962. A revised medium for rapid growth and bio assays
with tabacco tissue cultures. Fisiología Plantarum (Dinamarca).15(3): 473-497.
13.PINEDO, P.M.1987 órgano génesis directa en ápices caulinares de pejibaye (Bactris
gasipaes H.B.K.). Tesis Mg.Sc.Turrialba, C.R. Programa Universidad de Costa Rica /
CATIE.112p.
14.STEIN, K.M.1988. In vitro culture of the pejibaye palm (Bactris gasipaes H.B.K.). Tesis
Mg.Sc. Iowa State University, 187 p.
15.VARGAS, E. 1989. Enfermedades del tallo y follaje en pejibaye. Pejibaye (Guillielma.
Boletín Informativo UCR, San José, Costa Rica, vol1, No 2, 16
16.Cultivo del Pijuayo (Bactris gasipaes Kunth) para palmito en la amazonía. 1996. Tratado
de cooperación amazónica. Secretaría Pro – tempore. Lima – Perú.
17.www.mobot.org/manual.plantas/042861/s042941.html
18.www.cfn.fin.ec/palmito.htm
19.www.corpoica.org.co/agrocambio/6.html
20.www.infoagro.go.cr/tecnología/palmito.html
21.www.idrc.ca/labary/document/101488/chap5/5.html
22.www.vermail.net/jibanezo/pijuayo.htm
23.www.pla.net.p4/comvence/resea.htm
Descargar