Manual de Prácticas de Medicina y Zootecnia Avícola I

MANUAL DE PRÁCTICAS DE MEDICINA Y ZOOTECNIA AVÍCOLA I
Centro de Enseñanza, Investigación y Extensión en Producción Avícola
Editor: MC. Arturo Cortes Cuevas
Colaboradores:
MC. Ezequiel Sánchez Ramírez
MC. Elizabeth Posadas Hernández
MC. Felix D. Sánchez Godoy
PhD. María del Pilar Castañeda Serrano
MC. Benjamín Fuente Martínez
EPA. Tomás Jínez Méndez
MSc. Ernesto Avila González
Agosto 2013.
1
INDICE
Página
Introducción
3
Objetivo general
3
Práctica 1. Historia clínica y necropsia de campo
4
Práctica 2. Instalaciones y equipos avícolas
7
Práctica 3. Pollo de engorda
10
Práctica 4. Procesamiento de pollo de engorda
13
Práctica 5. Gallina de postura
17
Práctica 6. Necropsia en aves domésticas
21
Práctica 7. Pruebas de laboratorio en aves domésticas
25
2
Manual de Prácticas
Medicina y Zootecnia Avícola I
Introducción
La avicultura mexicana ha demostrado debido a su dinamismo y su rápido crecimiento, ser
una actividad capaz de satisfacer ampliamente las necesidades de alimentación de la
población mexicana a precios accesibles y competitivos. De cada 10 kg de proteína de
origen animal, 6.2 kg los provee la avicultura en forma de huevo, carne de pollo y pavo.
Por lo anterior, el estudiante de Medicina Veterinaria y Zootecnia, interesado en la
producción avícola deberá tener los conocimientos y habilidades necesarias que se capaz
de resolver problemas que afectan a la avicultura nacional.
Objetivo general
Al término del curso, el alumno obtendrá la destreza y la habilidad en el manejo,
producción, medicina preventiva, diagnóstico y tratamiento de enfermedades; así como, el
registro de los parámetros productivos en el pollo de engorda y gallina de postura, así
como su análisis y propuesta de mejora.
3
Práctica 1
Historia clínica y necropsia de campo.
En el área avícola se emplea una metodología de diagnóstico que considera los siguientes
aspectos; revisión y análisis de los parámetros productivos, historia clínica, examen clínico
de la parvada e individual, examen de necropsia, toma, envío y conservación de muestras.
Cuando existe una historia clínica completa y ordenada se facilita el diagnóstico, por lo
cual esta debe contener información
veraz y oportuna. Por otro lado, cuando esta
información se complementa con la obtenida durante la necropsia, se tendrán las
herramientas necesarias para el diagnóstico, tratamiento, control y prevención de las
enfermedades de las aves.
Objetivo específico
El alumno al final de la práctica será capaz de elaborar una historia clínica, valorar las
constantes fisiológicas y realizar una necropsia de campo en pollo de engorda y gallina de
postura.
Actividades
1. Desarrollar un cuestionario para elaborar una historia clínica.
2. Realizar los métodos de propedéutica avícola individual y de parvada.
3. Realizar necropsias de campo en pollos o gallinas.
Habilidades y destrezas a adquirir
1. Realizará una historia clínica correcta de un caso clínico.
4
2. Aplicar los principios de evaluación propedéutica en aves en forma individual y de
parvada.
3. Obtener información suficiente y concreta para llegar a un diagnóstico presuntivo
de un caso clínico.
Desarrollo de la práctica
1. Observar e interpretar el comportamiento, signos, lesiones en forma individual y en
una parvada de pollos o gallinas de postura.
2. Con un termómetro e higrómetro, medir la temperatura y humedad dentro de una
caseta en producción a una altura de 20 cm del piso.
3. En el caso de aves vivas efectuar el sacrificio mediante desnucamiento manual,
mediante la dislocación de la articulación atlanto-occipital.
4. Necropsia de campo:
•
Observar el aspecto general del ave (estado de carnes, aspecto del plumaje,
orificios naturales, lesiones externas, prolapso, dermatitis, canibalismo,
distensión de abdomen, presencia de parásitos, presencia de abscesos en el
cojinete plantar).
•
Sujetar el ave de un ala con una mano mientras se sujeta firmemente el ala
opuesta y el cuello con la otra mano, desprender el ala y la piel, se
desarticulan las uniones costo-condrales con el dedo índice haciendo
tracción en dirección caudal, por último se toma la pechuga y el dorso del
ave y se separan exponiendo las vísceras para su observación.
•
Extraer órganos que integran a cada aparato o sistema (respiratorio,
digestivo, urogenital, inmune,músculo-esquelético),etc.
5
Forma en que será evaluada la actividad.
El alumno entregará un reporte, el cual contendrá toda la información obtenida en el
desarrollo de la práctica, organizada en forma de historia clínica mediata e inmediata,
hallazgos a la necropsia, diagnóstico presuntivo y pruebas de laboratorio sugerentes para
llegar al diagnóstico definitivo.
6
Práctica 2
Instalaciones y equipos avícolas
Gracias al avance tecnológico en el manejo y en la creación de nuevos diseños de
construcción de las casetas avícolas; así como, de materiales y equipos de mejor calidad
y eficiencia, es factible incrementar la producción al proporcionar a las aves mejores
condiciones de confort dentro de las casetas avícolas para una óptima crianza y
desarrollo. De aquí la importancia de las instalaciones y el equipo utilizado en la
producción avícola, ya que estos determinan las condiciones ambientales dentro de una
caseta.
Objetivo específico
El estudiante al final de la práctica tendrá la habilidad de analizar las características de
una caseta avícola, así como de seleccionar los materiales y equipo necesarios para la
producción de pollo y gallina.
Actividades:
1. Medir las casetas avícolas (ancho, largo, aleros, pendiente, banquetas, parte alta y
baja de la caseta), tanto para pollos de engorda como gallinas de postura.
2. Determinar la densidad de población en la caseta de pollo de engorda.
3. Realizar el cálculo de material y equipo necesario de acuerdo a la capacidad de las
casetas.
Habilidades y destrezas a adquirir
7
1. Determinar las características, que debe poseer una caseta avícola de acuerdo al
tipo de producción.
2. Determinar la densidad de población óptima, de acuerdo a las características de la
caseta.
3. Determinará el tipo de equipo y material necesario en una caseta avícola, de
acuerdo al tipo y etapa de producción.
Desarrollo de la práctica
1. Con la ayuda de un flexómetro determinará el ancho, largo, tamaño de aleros, parte
baja y alta de la caseta, así como pendiente y banquetas en una caseta de pollo.
2. De acuerdo a las dimensiones de la caseta, determinará la densidad de población
óptima tomando en cuenta las condiciones climatológicas de la región.
3. Calcular la cantidad de equipo de iniciación y finalización necesario para la caseta
de pollo de engorda.
4. En una caseta de gallina de postura, realizarán las mismas actividades que en una
caseta de pollos de engorda, además de medir dimensiones de las jaulas, así como
número de jaulas.
5. Determinará el número de equipo necesario para la caseta de gallina de postura
analizada anteriormente.
Forma en que será evaluada la actividad
El alumno realizará un reporte organizando la información obtenida en la práctica,
en el cual se incluirá una crítica fundamentada en información científica de la actual
utilización de las casetas avícolas en el CEIEPAv, así como los resultados
8
obtenidos en cuanto a número de aves alojadas en la caseta, material y equipo
necesario para la producción.
9
Práctica 3
Pollo de engorda
La producción de carne de pollo es una actividad pecuaria, gracias a la cual la población
humana cubre parte de sus necesidades de proteína de origen animal mediante el
consumo de este alimento. Esto es factible, debido a que la carne de pollo es la proteína
de origen animal más barata en el mercado; ya que los pollos de engorda son animales
muy productivos en un periodo de producción muy corto. Por lo que este tipo de aves
requieren de instalaciones que proporcionen condiciones ambientales adecuadas a las
aves, además de un buen manejo durante la crianza con el fin de obtener parámetros
productivos rentables.
Objetivo específico
Al concluir la práctica el estudiante conocerá y obtendrá la habilidad, para preparar la
caseta avícola para recibir al pollito de un día de edad, realizar el manejo durante la
crianza y calcular los parámetros productivos de la parvada.
Actividades
1. Preparación de la caseta para la recepción del pollo de un día de edad.
2. Realizar actividades rutinarias de manejo y medicina preventiva en el pollo de
engorda.
3. Obtener datos realizando pesaje de las aves y del alimento que consume la
parvada.
4. Realizar cálculos de los parámetros productivos de las aves, con los datos
obtenidos y compararlos con el manual de la estirpe.
10
Habilidades y destrezas a adquirir
1. Preparará la caseta y colocará el equipo necesario para la recepción del pollo de
engorda.
2. Aplicará medidas zootécnicas y de medicina preventiva en el pollo de engorda.
3. El alumno será capaz de realizar el pesaje de las aves, así como de colocar el
alimento en los comederos acorde a la edad de las aves.
4. Efectuará cálculos con los datos obtenidos, evaluando los parámetros productivos.
Desarrollo de la Práctica
1. Preparar la caseta para la recepción del pollo de engorda:
a) Encender las criadoras dos horas antes de la llegada de los pollos, verificando
mediante un termómetro que la caseta se encuentre en 33°C a la llegada de los
mismos.
b) Colocar agua en los bebederos de iniciación de 4 litros adicionando 0.4 ml de
Cloro, por cada bebedero para reducir la carga bacteriana del agua.
c) Adicionar alimento en los comederos, previo cálculo de acuerdo a la edad del ave.
d) Verificar la temperatura de la caseta durante el día, constatando que esta se
mantenga dentro de los rangos adecuados.
2. Realizar el manejo y las medidas de medicina preventiva en la parvadas de pollos
de engorda:
a) Pesar a las aves a su llegada y semanalmente
b) Retirar el alimento sobrante del día anterior, pesarlo y colocar nuevamente
alimento en los comederos (previo calculo del mismo)
11
c) Anotar en el registro la mortalidad diaria, consumo de alimento y los datos de la
temperatura dentro de la caseta.
d) Manejo de las criadoras y de la ventilación, para que la temperatura se mantenga
en los rangos adecuados
e) Realizar la vacunación simultánea en pollitos de 10 días de edad: vacuna ocular
(1gota por pollo cepa la Sota)
y vacuna emulsionada subcutánea (0.5ml en el
tercio medio del cuello) empleando una jeringa automática
f) Efectuar medicaciones, si así lo requiriera la parvada
4. Llevar a cabo el pesaje de las aves y del alimento para posteriormente analizar los
datos.
5. Con los datos obtenidos del pesaje de las aves, consumo de alimento y mortalidad
diaria, calcular: Ganancia diaria de peso, consumo de alimento por ave, conversión
alimenticia, y mortalidad de la parvada, comparándolos con el manual de la estirpe.
Forma en que será evaluada la actividad
El alumno presentará un reporte escrito en el cual presentará la información de los
parámetros productivos obtenidos para cual analizará si estos son acordes a la estirpe,
ubicación geográfica, tipo de caseta etc. Asimismo deberá presentar propuestas de
mejora en caso de un análisis negativo.
12
Práctica 4
Procesamiento de pollo de engorda
La gran demanda en el consumo de carne de pollo en México y en muchos países del
mundo es debido a su aporte nutritivo y al precio accesible del producto, esto ha inducido
a tener una industria más especializada en el procesamiento del producto terminal. El
procesamiento, es el punto más importante de la cadena productiva; ya que implica todo
el trabajo realizado desde las reproductoras, incubación y la crianza del ave. Por lo que la
automatización en los rastros, ha sido más utilizada con el fin de obtener canales de mejor
calidad, siguiendo las reglas establecidas desde el procesamiento en rastro, empaque
higiénico del producto y vida de anaquel.
Objetivo específico
El alumno participará en el procesamiento del pollo de engorda y tendrá la habilidad de
despiezar las diferentes partes de la canal, aprenderá a calcular los diferentes porcentajes
de rendimiento de la canal, así como la evaluación de la pigmentación de la piel del ave
antes y después del sacrificio. Asimismo evaluará la calidad de la canal y los defectos que
estas puedan presentar.
Actividades:
•
Llevar a cabo un programa de ayuno para pollo de engorda previo a su
procesamiento.
•
Realizar el pesaje y determinación de pigmentación cutánea en aves vivas.
•
Realizar el procesamiento primario de pollo de engorda
13
•
Realizar el deshuesado de los filetes de pechuga, así como corte de secciones de
pierna y muslo.
•
Realizar el empaque al vacío de pechugas y pierna y muslo
•
Determinar los valores de rendimiento de canales y de secciones
•
Determinar la pigmentación cutánea en aves vivas y en canales, así como analizar
los cambios que se presentan en canales procesadas.
Habilidades y destrezas a adquirir
1.-Procesar primariamente una canal de pollo, la cual contendrá las características
necesarias para ser comercializada como canal de primera calidad.
2.-Deshuesar los filetes de la pechuga, los cuales son las áreas cárnicas de mayor
valor comercial en una canal de pollo.
3.-Determinar la importancia en los valores de rendimientos de canales y de secciones
de pollo.
4.-Evaluar la pigmentación obtenida en una canal y determinar si cubre las
características necesarias para su comercialización.
Desarrollo de la práctica:
En la granja:
1. Un día antes del sacrificio, el alumno deberá levantar los comederos y pesar los
pollos previamente identificados por sexo, para el ayuno previo al procesamiento.
2. Pesar a los pollos 24 horas después del ayuno y determinar que porcentaje de
merma por concepto de retiro de alimento.
3. Capturar a los pollos para llenar las jaulas de transporte de 8 a 10 aves/jaula.
14
4. Transportar las jaulas al módulo de procesamiento de la granja.
En el módulo de procesamiento:
5. Medir pigmentación cutánea en pollo vivo en la piel de la pechuga en la zona del
apterilo lateral con un colorímetro de reflectancia Minolta CR-400.
6. Insensibilizar por método eléctrico automático.
7. Realizar el degüello mediante un corte en el cuello (corte de carótida y yugular) .
8. Desangrar al pollo durante 2.5 minutos.
9. Escaldar al pollo en agua a 53ºC durante 60 segundos
10. Desplumar a las aves mecánicamente, así como retirar manualmente las plumas
que no retiro el equipo hasta que las canales queden libres de plumas.
11. Realizar un lavado de las canales, previo al eviscerado.
12. Realizar un primer pesado de la canal con vísceras.
13. Eviscerar a las aves dejando solamente los riñones dentro de la canal.
14. Realizar un segundo pesado de las canales evisceradas (sin plumas, sangre,
patas, cabeza y vísceras)
15. Se medirá la pigmentación en las canales evisceradas en el área de folículos en la
región de la pechuga (determinación en canal “caliente”).
16. Las canales evisceradas, serán enfriadas mediante inmersión en un contenedor
con agua y hielo durante 45 minutos.
17. Al finalizar el tiempo de enfriamiento, será determinada la temperatura en el centro
de la pechuga con un termómetro de estilete.
18. Se medirá la pigmentación en las canales evisceradas, en el área de folículos en la
región de la pechuga (determinación en canal “fría”).
15
19. Se despiezarán a las canales, realizando el deshuese de los filetes de la pechuga y
se obtendrá mediante separación con cuchillo los pectorales internos.
20. Se separará pierna y muslo, así como las alas.
21. Se pesarán ambos pectorales (internos y externos), así como pierna y muslos.
22. Se empacará al vacío los filetes de pechuga, así como las piernas y muslos y alas.
23. Se realizará un reporte que contenga los rendimientos de canal sin eviscerar,
eviscerada y para secciones (pechuga y pierna y muslo). Así mismo, el reporte
contendrá la información de pigmentación, la cual será expresada en una gráfica
para cada uno de los valores de pigmentación, conteniendo los valores obtenidos
en las aves vivas, canales sin enfriar (canal “caliente) y canales evisceradas (canal
“fría”).
Forma en que será evaluada la actividad
El alumno presentará un reporte escrito el cual contenga los rendimientos de las canales
procesadas, las gráficas de pigmentación para cada uno de los valores (amarillamiento y
enrojecimiento). Asimismo indicará si las canales cumplen con los estándares tanto de
rendimiento como de pigmentación que se exige en la comercialización de canales de
pollo para el mercado público mexicano. En caso de no cumplimiento explicará los
posibles factores que intervinieron para no poder cumplir con las exigencias del mercado.
16
Práctica 5
Gallina de postura (crianza y producción)
La producción de huevo en México, es una actividad que tiene una alta productividad,
eficiencia y rentabilidad debido principalmente al elevado consumo per cápita de huevo
(20.8 kg en 2012). Existen causas que favorecen la demanda de huevo, entre las
principales están su alto valor nutritivo, frescura, alta digestibilidad y precios competitivos
respecto a otras fuentes de proteína animal. Sin embargo, para obtener una elevada
eficiencia productiva de las gallinas, se requiere de proveer a las aves condiciones
ambientales favorables, una alimentación y nutrición balanceada, manejo y una medicina
preventiva de primer nivel; esto conlleva a obtener parámetros productivos más rentables.
Objetivo específico
Al concluir la práctica el estudiante conocerá y obtendrá la habilidad de preparar una
caseta para recibir pollitas de reemplazo de un día de edad, realizar el manejo de gallinas
de postura, seleccionar gallinas fuera de postura y calcular los parámetros productivos de
una parvada de gallinas.
Actividades:
1. Preparará la caseta para recibir pollitas de reemplazo de un día de edad (solo
cuando la granja reciba pollitas).
2. Realizar un programa de iluminación, de acuerdo a la fecha de nacimiento de la
pollita.
3. Determinar el porcentaje de uniformidad de parvada de pollitas de reemplazo por
medio del coeficiente de variación.
17
4. Seleccionar gallina fuera de postura en base a las características físicas y por el
método de Walter Hogan.
5. Realizar vacunaciones de acuerdo al calendario de vacunación de la granja.
6. Realizar cálculos de parámetros productivos en gallina de postura
Habilidades y destrezas a adquirir
a. El alumno realizará la preparación de una caseta para recibir a las aves de un día
de edad, conocerá y utilizará en forma adecuada el equipo utilizado al inicio y al
final de la crianza.
b. El estudiante ,será capaz de elaborar un calendario de iluminación para pollita de
reemplazo y gallina de postura.
c. El estudiante, aprenderá a calcular el porcentaje de uniformidad de una parvada de
pollita de reemplazo.
d. El alumno, será capaz de seleccionar una gallina que se encuentre fuera de
producción.
e. El estudiante, conocerá las diversas vías de aplicación de vacunas en crianza así
como las principales enfermedades contra las que se inmuniza en el centro.
f. El alumno, será capaz de calcula los parámetros productivos en base a los datos
recolectados diarios en una parvada de gallinas.
Desarrollo de la práctica
1. El alumno prepara un local para recibir a las aves de un día de edad, conocerá y
usará en forma adecuada el equipo utilizado al inicio y al final de la crianza.
•
Prender criadoras 2 horas antes de la recepción de las pollitas, hasta obtener
una temperatura de 33ºC al nivel del ave (20 cm del piso).
•
Llenar con agua los bebederos de iniciación de 4 litros (vitrolero) y agregar 0.4
ml de Cloro por bebedero
•
Llenar los comederos con alimento iniciador (5 kg por comedero).
18
•
Realizar pesajes semanales de las pollitas y el alimento y anotar la mortalidad
en el registro.
2. Elaborar un programa de iluminación en base a la época del año y ubicación de la
caseta.
3. Calcular el porcentaje de uniformidad realizando las siguientes actividades:
•
Pesar individualmente 50 pollitas de reemplazo o pollitos de engorda en su
caso.
•
Calcular el promedio general de las 50 aves que se pesaron.
•
Calcular el coeficiente de variación con la siguiente fórmula: % CV=
Desviación estándar/peso promedio.
•
Determinar el porcentaje de uniformidad de la parvada de acuerdo a la
relación con el coeficiente de variación.
4. Seleccionar gallinas, que se encuentren fuera de producción de acuerdo con las
siguientes características físicas de la gallina y por el método de Walter Hogan.
•
Características físicas: cresta y barbillas pequeñas, plumaje lustroso, patas y
pico pigmentado, carácter agresivo y abdomen poco abultado.
•
Por el método de Walter Hogan ( medir el espacio entre los huesos del isquion,
el cual debe de ser de menos de dos dedos.
5. Las vacunaciones se realizarán por tres vías de administración:
•
Vía subcutanea; inyectar en el tejido subcútaneo en el tercio medio del cuello.
•
Vía ocular; aplicar una gota de vacuna por ave en el ojo izquierdo.
•
Vía oral; en un garrafón de 19 lts. adicionar 40 ml de leche descremada y
porsteriormente la vacuna (1000 dosis). Previamente, se tienen que elevar los
bebederos para restringirlo en el consumo de agua.
19
6. Calcular los parámetros productivos en gallina de postura, realizando las siguientes
actividades:
•
Recolectar, contabilizar y pesar el huevo.
•
Determinar el consumo de alimento y contabilizar a las aves.
•
Con base a los datos obtenidos calcular los siguientes parámetros productivos:
•
Conversión alimenticia
•
Consumo de alimento por ave
•
Peso promedio del huevo
•
Masa de huevo producido
•
Porcentaje de postura
•
Indice de productividad
Forma en que será evaluada la actividad
El alumno integrará un informe escrito el cual contendrá todos los parámetros productivos
obtenidos de la parvada de la gallina de postura, en los cuales analizará si son acordes a
la edad de la gallina y características de producción. En caso de tratarse de parámetros
por debajo de lo esperado el alumno deberá emitir propuestas de mejora.
Asimismo el informé deberá contener la uniformidad de parvada y coeficiente de variación,
del mismo modo analizará estos resultados y determinará si son acordes a la edad y tipo
de ave. Además el informe deberá contener un programa de iluminación para una parvada
de pollita de reemplazo nacida en fecha y localización geográfica determinada por el
profesor.
20
Práctica 6
Necropsia en aves domésticas.
El Médico Veterinario Zootecnista que participa en los sistemas de producción avícola,
necesita conocer las acciones para obtener mayor productividad y rentabilidad posibles
para el avicultor. Una de estas acciones, es reconocer los procesos patológicos presentes
en la parvada, para lo cual en la mayoría de las ocasiones se utiliza la necropsia. La
necropsia,
es el estudio sistemático de los órganos y tejidos de un
cadáver, para
determinar la causa de enfermedad o muerte. En las aves es de suma importancia, ya
que nos permite formular un diagnóstico presuntivo y con base en este realizar, la toma de
muestras que serán enviadas al laboratorio e integrar un diagnóstico final. Para establecer
el diagnóstico en una parvada, es necesario tomar la historia clínica, así como la
necropsia y los estudios de laboratorio en por lo menos 5 -10 aves enfermas, con los
signos representativos del cuadro clínico. Esta necropsia, debe realizarse en serie con el
objetivo de comparar grados de lesión, y ponderar las lesiones observadas y de
preferencia debe realizarse en aves recién eutanasiadas ya que debido a las
características fisiológicas y anatómicas de las aves, los cambios autolíticos se presentan
rápidamente. El método de eutanasia es por dislocación cervical en aves menores a 3 kg
de peso y en pollitos de hasta dos semanas por decapitación.
Objetivo específico
El alumno será capaz de obtener un diagnóstico presuntivo a través de analizar la
información obtenida de la historia clínica mediata e inmediata, necropsia sistemática y
muestras de laboratorio.
Actividades.
• Recopilar la historia clínica mediata e inmediata de las aves a estudiar.
• Realizar el examen físico individual de las aves.
• Realizar el sangrado de las aves a través de la punción de la vena radial o del ala.
21
• Realizar el sacrifico de las aves por dislocación cervical.
• Realizar una necropsia sistemática de las aves.
• Determinar las lesiones presentes en las aves analizadas.
• Realizar la toma y envío de muestras a los laboratorios.
• Formular los diagnósticos morfológicos.
• Elaborar un diagnóstico presuntivo del proceso patológico presente en las aves.
Habilidades y destrezas a adquirir
1. Sangrar por punción de la vena radial o del ala, para obtener suero que se
empleará para pruebas serológicas.
2. Realizar la eutanasia del ave por medio de la dislocación cervical.
3. Realizar la técnica de necropsias en aves domésticas.
4. Toma y envió de muestras adecuado para los diferentes áreas del laboratorio de
diagnóstico.
5. Capacidad para detectar algunas lesiones frecuentes en aves.
6. Capacidad para formular diagnósticos morfológicos.
7. Elaborar un diagnóstico presuntivo de la causa de enfermedad en las aves.
Desarrollo de la práctica.
1. El alumno recopilará los datos de interés para la historia clínica mediata e
inmediata, mediante el interrogatorio de personal responsable del área.
2. Realizará el examen individual de las aves, mediante la revisión de la piel, plumas,
cresta, barbillas, orejuelas, cloaca, orificios corporales y tarsos.
22
3. Se obtendrán 2 mL de sangre sin anticoagulante a través de la punción de la vena
radial o del ala.
4. Se sacrificarán a las aves por medio de dislocación cervical.
5. Se sumergirán a las aves en agua con jabón, todo el cuerpo excepto la cabeza.
6. Las aves se colocarán en decúbito dorsal.
7. Se realizará la inspección externa del cadáver, revisando los mismos puntos de la
inspección clínica individual.
8. Se cortará la piel de ambos lados a nivel de la pechuga y el muslo.
9. Se desarticulará la articulación coxo-femoral.
10. Se realizará un corte de la piel, desde la pechuga hasta el pico.
11. Se retirará la piel de la parte ventral del ave.
12. Se revisará el estado de carnes, la presencia de hemorragias, edema o exudado en
tejido subcutáneo o en músculo, se revisarán los timos y la cantidad de grasa en
tejido subcutáneo.
13. Se realizará un corte en los músculos abdominales, cercanos a la punta de la
pechuga, y se prolongarán de ambos lados hasta el hombro, se desarticulará y se
quitará la pechuga
14. En este punto se revisarán los órganos in situ, observando tamaño, relaciones
anatómicas, presencia de hemorragias, edema o exudado en la cavidad
toracoabdominal.
15. Se cortará la valva inferior del pico con todo y lengua, y se revisará la cavidad oral.
16. Se separará la lengua junto con el pico, la laringe, tráquea y esófago.
17. Este corte se prolongará hasta la cavidad sacando todas las vísceras excepto los
riñones y las gónadas.
23
18. En este momento se tomarán las muestras para bacteriología y virología.
19. Los órganos tubulares se revisarán realizando cortes longitudinales, observando
la serosa, pared y la mucosa
20. Los órganos parenquimatosos se revisarán realizando cortes de medio cm.
21. Los cambios morfológicos observados, se describirán (forma, tamaño, distribución,
porcentaje del órgano afectado).
22. Se emitirán los diagnósticos morfológicos que apliquen en cada ave.
23. Se formulará un diagnóstico presuntivo del proceso patológico que afectaba a las
aves.
Forma en que será evaluada la práctica
Durante el desarrollo de la práctica el profesor interrogará al alumno acerca de la toma
de muestras de acuerdo a la edad, inspección individual del ave y técnicas de
eutanasia. Asimismo durante el desarrollo de la necropsia se interrogará al alumno
acerca de conceptos de anatomía y fisiología aviar que ya han sido revisados tanto en
teoría como en asignaturas anteriores. Así como revisión de enfermedades
sospechosas de acuerdo a los hallazgos a la necropsia.
24
Práctica 7
Pruebas de laboratorio en aves domésticas.
La necropsia tiene como finalidad, observar los cambios macroscópicos en órganos y
tejidos que puedan sugerir al agente causal y a través de ella se toman las muestras de
histopatología, bacteriología, virología, serología, parasitología y toxicología, con el objeto
de integrar un diagnóstico final. Para la selección y obtención de muestras, es necesario
seguir un plan cuidadoso, en donde se obtengan las muestras y se determine el estudio
que se debe realizar; así como, considerar los alcances y limitaciones del tipo de
resultados que se van a obtener. Es importante que la muestra obtenida, sea
representativa del proceso patológico que aqueja a la parvada, para que la información
que se obtenga resulte conforme al padecimiento real que predomine en la parvada. Las
pruebas diagnósticas persiguen los siguientes objetivos: 1) Aislar, identificar y cuantificar
al agente causal, 2) identificar los cambios morfológicos macros y microscópicos
presentes en los órganos y tejidos, y 3) medición de la respuesta inmune del ave hacia el
agente.
Objetivo específico
El alumno realizará las pruebas de laboratorio más comunes en aves, a través de su paso
en diferentes secciones del laboratorio de patología aviar, en donde obtendrá la
capacitación para hacer un aislamiento bacteriológico general, un aislamiento viral y
pruebas de serología.
Actividades.
• Tomar y conservar de manera adecuada, los órganos que serán enviados al
laboratorio de bacteriología.
• Tomar y conservar de manera adecuada, los órganos que serán enviados al
laboratorio de virología y serología.
• Tomar y conservar de manera adecuada, los órganos que serán enviados al
laboratorio de histopatología.
• Realizar un aislamiento bacteriológico general.
• Realizar un aislamiento viral en embrión de pollo, para virus hemoaglutinantes.
25
• Detectar anticuerpos contra Mycoplasma sp y Salmonella sp, a través de realizar la
prueba de aglutinación en placa.
• Determinar anticuerpos hemoaglutinates, a través de la prueba de inhibición de la
hemoaglutinación.
Habilidades y destrezas a adquirir
1. Tomar y conservar de muestras de tejidos y órganos,
para pruebas de
bacteriología.
2. Tomar y conservar de muestras de tejidos, órganos y suero para pruebas de
virología y serología.
3. Tomar y conservar de muestras, de tejidos y órganos para histopatología.
4. Procesar muestras de tejido y órganos, para aislamientos bacteriológicos
generales.
5. Procesar muestras de tejido y órganos, para aislamientos virológicos.
6. Detectar anticuerpos en suero contra algunos agentes infecciosos.
Desarrollo de la práctica
Bacteriología.
1. El alumno tomará órganos y tejidos con pinzas y tijeras flameadas.
2. Los órganos y tejidos serán depositados en cajas de petri estériles.
3. Se conservarán en refrigeración (4-8°C).
4. Macerar la mezcla de órganos remitidos al laboratorio de bacteriología, en
morteros estériles y con el mechero de bunsen encendido.
5. Con el asa bacteriológica ,se toma una asada del macerado y se siembra por
estría continua en agar GS y MCC.
6. Introducir las cajas de Petri conteniendo los medios con las muestras del caso,
dentro de la estufa bacteriológica para ser incubadas a una temperatura de
37ºC durante 18 a 24 horas.
7. Si se observa crecimiento bacteriano, registrar la morfología macro y
microscópica de las colonias, consistencia, apariencia, color, olor, etc.
8. Realizar tinción de Gram y confirmación con la prueba KOH 3%.
26
9. Realizar pruebas de bioquímica corta.
Virología
1. El alumno tomará órganos y tejidos con pinzas y tijeras flameadas.
2. Los órganos y tejidos serán depositados en cajas de petri estériles.
3. Se conservarán en congelación.
4. Los órganos se cortan en trozos pequeños con tijeras estériles y se homogeneízan
con un triturador de tejidos tipo Tenbroeck o con un mortero, utilizando caldo
triptosa fosfatado a una concentración de peso/volumen (1:10).
5. Centrifugar a 2500 rpm durante 20 minutos a 4ºC, decantar el sobrenadante y
filtrarlo a través de una membrana millipore de 0.45 µm
6. Inocular cinco embriones de 9 a 11 días de edad con 0.2 ml del sobrenadante por
vía amnioalantoidea.
7. Examinar los embriones con un ovoscopio, por lo menos cada 24 horas. Los
embriones que mueran en 24 horas se consideran muertos por traumatismo.
Serología: Inhibición de la hemoaglutinación.
1. Para esta Prueba se emplea un antígeno de ENC con 10 unidades
hemoaglutinantes (UHA).
2. Diluir el antígeno de ENC en PBS basado en la actividad hemaglutinante del
antígeno en relación a las UHA (10 UHA).
3. Depositar 50 microlitros del antígeno diluido con 10 UHA en cada pozo de la placa.
4. Agregar 50 microlitros de suero problema a la primera fila y mezclar con la
micropipeta o microdiluidores cuatro veces y transferir y mezclar 50 microlitros a la
segunda fila, transferir y mezclar 50 microlitros de la segunda fila a la tercera fila y
así sucesivamente hasta desechar la última dilución de la última fila.
5. Incubar a temperatura ambiente por 30 minutos.
6. Agregar 50 microlitros de eritrocitos de pollo al 0.5%.
7. Incubar a temperatura ambiente por 30 minutos.
8. Se toma la lectura. Leer y registrar los resultados como hemoaglutinación o
inhibición de la hemoaglutinación en cada uno de los casos.
Serología: Aglutinación en placa.
27
1. Depositar en una placa de acrílico una gota (30 µl) del suero .
2. Depositar sobre esa gota, el antígeno deseado (Mycoplasma o Salmonella).
3. Mezclar las gotas con un palillo.
4. Realizar la lectura en menos de dos minutos. La prueba de AP es positiva cuando
la aglutinación sucede en menos de 60, sospechosa si es entre 60-90 segundos y
negativa cuando la aglutinación sucede entre 90 y 120 segundos.
5. Esta prueba es cualitativa y el resultado se expresa como positiva o negativa
dependiendo si aglutina al antígeno empleado.
Histopatología
1. Se tomarán cortes de medio centímetro de órganos y tejidos que muestren
lesiones.
2. Se fijarán en formol al 10% y amortiguado a una pH de 7.4.
3. La relación muestra fijador será de 1/10.
4. Se fijarán durante 24-48 hrs.
5. Posteriormente los tejidos serán incluidos en parafina, cortados por micrótomo
estándar y teñidos con hematoxilina-eosina.
Forma en que será evaluada la actividad
28
BIBLIOGRAFÍA
1. Saif YM. Diseases of Poultry. 11 ed. Iowa State Press. 2003.
2. Autores Varios. Material de estudio Área: Aves. Examen General de Calidad
Profesional, 1ª. Ed. CONEVET México D.F 1996
3. Quintana LJA. Avitecnia. 3a. ed. Editorial Trillas. México, 1999.
4. North M, Bell DD. Manual de Producción Avícola. 3a ed. El Manual Moderno.
México, 1993.
5. Cuca GM, Avila GE, Pro MA. Alimentación de las aves, 3°. Ed, Universidad
Autónoma Chapingo, Montecillos, Edo. de México, 1996.
6. Varios autores. Sistema de producción animal I. 1ra. Ed. Sistema de Universidad
Abierta, FMVZ-UNAM, México D.F., 1998.
7. Varios autores. Sistema de producción animal II. 1ra. Ed. Sistema de Universidad
Abierta, FMVZ-UNAM, México D.F., 1999.
8. Varios autores. Sistema de producción animal II: Aves. Manual de las principales
enfermedades parasitarias. 1ra. Ed. Sistema de Universidad Abierta, FMVZUNAM, México D.F., 2004.
9. Varios autores. Sistema de producción animal I. vol. II. 2a. Ed. Sistema de
Universidad Abierta, FMVZ-UNAM, México D.F., 2005.
10. Varios autores. Mejoramiento Animal. 1ra. Ed. Sistema de Universidad Abierta,
FMVZ-UNAM, México D.F., 2005.
11. Varios autores. Sistema de producción animal I. Vol. II. 1ra. Ed. Sistema de
Universidad Abierta, FMVZ-UNAM, México D.F.,2001.
29