BIOQUIMICA Y FISIOLOGIA VEGETAL PRACTICA # 6 FOTOSINTESIS INTRODUCCION

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BIOQUIMICA Y FISIOLOGIA VEGETAL
PRACTICA # 6
FOTOSINTESIS
INTRODUCCION
La energía que hace posible la vida de la gran mayoría de los seres vivos en la Tierra
proviene directa o indirectamente del sol, a través del proceso fotosintético. En general la
fotosíntesis consiste en la reducción del CO2 atmosférico por medio del H+ del agua
obtenido con la energía proveniente de las radiaciones electromagnéticas del sol, así la
planta almacena la energía electromagnética como energía potencial química en los
compuestos orgánicos. Los compuestos ricos en energía obtenidos de esta manera se usan
después como fuente energética para la propia planta y por otros organismos que son
incapaces de fabricar sus propios alimentos, pero sí pueden aprovechar la materia vegetal.
El organismo vegetal ha desarrollado un sistema para capturar un fotón de luz y
utilizar la energía para cambiar de órbita a un electrón determinado. Dicho estado excitado
generalmente dura muy poco (10-9 a 10-3s); después el electrón regresa a su nivel basal; al
hacerlo su nivel de energía es liberado en diversas formas. La evolución de la vida vegetal
ha logrado, a través de mecanismos biológicos, desviar el retorno del electrón a su nivel
primitivo y utilizar el exceso de energía para sintetizar carbohidratos. Esta capacidad de
capturar el fotón y de convertir su energía luminosa en energía química es propiedad
exclusiva de las plantas verdes.
La substancia que absorbe la energía radiante que incide en la planta es la Clorofila,
molécula de pigmento incluida en la unidad estructural fotosintética llamada Cuantosoma
que corresponde a una parte del tilacoide. Además de las clorofilas a y b, en el cloroplasto
de plantas superiores hay otro grupo de pigmentos, los carotenoides con las carotinas y
xantofilas. En las algas, junto a la clorofila a, se encuentran otras, como la c ó la d, y
pigmentos accesorios: fucoxantinas y ficoeritrinas.
La luz solar, necesaria como fuente de energía para el proceso fotosintético, se
compone de longitudes de onda de entre 380 nm y 760 nm, correspondiente a la luz
monocromática de diferentes longitudes de onda (rojo y azúl), y no a las otras. Está
formada por 4 núcleos de pirrol en un anillo de porfirina con un átomo metálico central
(Mg) y dos ésteres: un fitol y un metílico. Puede presentar fluorescencia, es decir, la
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emisión de un cuantum rojo correspondiente a la energía que sobra al retornar el electrón a
su posición primitiva después de haber sido excitado por un fotón. Debido a la pérdida de
energía, la longitud de onda de la luz emitida es siempre mayor que la de la luz excitante.
Existen evidencias de la existencia de sistemas de pigmentos o unidades de
funcionamiento de las moléculas de pigmentos o unidades fotosintéticas en relación con el
funcionamiento de las moléculas de pigmentos dentro del cloroplasto, cada una con 200 ó
300 moléculas capaces de captar energía y transferirla de una molécula a otra hasta llegar al
centro de reacción, correspondiente a una clorofila que capta longitudes de onda largas
(P700). Es evidente la existencia de dos sistemas de pigmentos diferentes, cada uno con un
papel esencial en la fase luminosa del proceso. El primer indicio de esto lo proporciono
Robert Emerson cuando, al probar el efecto de la luz monocromática, observó que era
mayor la intensidad de la fotosíntesis al utilizar simultáneamente las de 650 y 690 nm en
lugar de la suma de las dos por separado; esto se conoce como "Efecto Emerson".
El cloroplasto, órgano celular donde se localiza el proceso fotosintético, posee
además un sistema enzimático que cataliza la reducción del CO2 atmosférico utilizando la
energía capturada. Así, en el proceso se pueden distinguir claramente dos etapas conocidas
como fase luminosa o Reacción de Hill y fase oscura o Ciclo de Calvin-Benson, o de
Blackman. En la primera, la energía luminosa interviene en la hidrólisis fotolítica del agua
con producción de un compuesto estable de alta energía (NADPH2) y fosforilaciones
acopladas (ATP). La fase oscura es independiente de la luz pero utiliza sus productos para
reducir el CO2 atmosférico y producir azúcares. La primera reacción se ha localizado en la
parte membranosa del cloroplasto (tilacoide) y la segunda en la matríz que le rodea
llamada estroma.
Los azúcares simples son los productos de la fotosíntesis; sin embargo, en la
mayoría de las plantas verdes (especialmente dicotiledóneas) se presentan inmediatas
transformaciones posteriores en el estroma del cloroplasto que los convierten en almidón
evitando su exportación al citoplasma como aldehído fosfoglicérico (GALd-P). No
obstante, entre las monocotiledóneas hay especies como cebolla, maíz, caña de azúcar y
liliáceas en las que se puede encontrar glucosa almacenada.
La carboxilación primaria está catalizada por una de estas dos enzimas:
Ribulosadifosfato carboxilasa (o carboxidismutasa) y la fosfoenolpiruvato carboxilasa,
cuyas concentraciones y secuencia de acción varían según las especies. Se determina así el
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sistema de fijación de CO2: vía Ciclo de Calvin o C3, con la primera, y vía de Hatch-Slack,
o C4, con la segunda; y existe otra vìa que mezcla a las dos anteriores y se conoce como
metabolismo de ácidos de las Crasuláceas (MAC o CAM).
El proceso fotosintético es también afectado por las condiciones del medio ambiente
en el cual ocurre. La fase bioquímica debe desarrollarse dentro del margen determinado por
la actividad de las enzimas que participan y la fase fisicoquímica está directamente
relacionada con la anterior. Algunos factores ambientales como intensidad y calidad de la
luz, cantidad de CO2 presente y temperatura, tienen importancia fundamental en la
intensidad del proceso.
Para medir la fotosíntesis se usan métodos como: formación de almidón de
asimilación o de glucosa; desprendimiento de O2 o el consumo de CO2; variación de pH del
medio; y aumento de peso seco. El lugar en el que se puede tener un mejor control sobre el
medio ambiente del vegetal para establecer diferencias experimentales es en las especies
acuáticas, tales como chlorella o elodea.
Cabe hacer notar que, por lo general, resulta difícil la cuantificación del proceso
fotosintético por su coexistencia con el respiratorio, de función antagónica en cuanto a
intercambio gaseoso. Por lo tanto, los valores medidos corresponden a la fotosíntesis
aparente y deben corregirse por medio de los valores de respiración, para obtener los
valores de la fotosíntesis verdadera.
OBJETIVOS
Cuantificar, ya sea en forma realtiva o con mayor precisión, la intensidad del
proceso fotosintético.
Evaluar la intensidad de la fotosíntesis en elodea mediante cambios manifestados en
pH en su medio ambiente.
Analizar los factores del medio que influyen en el proceso fotosintético como la luz,
la concentración de CO2 y la temperatura por incidir directamente en la fotosíntesis.
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MATERIALES
I.- 3 tubos de ensayo.
1 planta de elodea (proporcionada por el alumno). Para la primera parte de la
práctica se necesitan 2 ramillas. Favor de desprenderlas al momento de la práctica.
1 lámpara con foco de 75W (proporcionada por el alumno).
1 gradilla de tubos.
1 pipeta Pasteur o popotes (éstos últimos proporcionados por el alumno).
Papel aluminio (proporcionado por el alumno).
1 caja de zapatos pintada de negro por dentro (proporcionada por el alumno).
Papel pH de 0-14 o potenciómetro.
Solución de azúl de bromotimol al 0.1% (de preferencia en gotero).
1 lápiz de cera o etiquetas (proporcionados por el alumno).
II.- 2 tubos de ensayo grandes (o frascos de 50 ml).
3 vasos de precipitados de 50 mL.
1 bureta con soporte (o jeringa hipodérmica de 10 mL proporcionada por el
alumno).
2 pipetas de 10 mL.
Planta de elodea en su medio acuático (proporcionada por el alumno).
Solución de NaOH al 0.04%
Solución de fenolftaleína al 0.5% en gotero.
Lámpara de 75W.
Papel aluminio o caja negra (proporcionados por el alumno).
III.- 12 tubos de ensayo.
4 gradillas para tubos.
4 vasos de precipitados de 250 ml.
1 vaso de precipitados de 500 ml.
1 incubadora a 30°C.
1 mechero con rejilla y trípode.
4 termómetros.
1 lápiz de cera o etiquetas (proporcionados por el alumno).
hielo.
Planta de elodea en su medio acuático (proporcionada por el alumno).
1 lámpara con foco de 100 W.
filtros de celofán o Kodak: azúl, verde y rojo (proporcionados por el alumno).
Soluciones de KHCO3 al 0.1, 0.3 y 0.5%.
3 pipetas de 10 mL.
1 cronómetro o reloj con segundero.
METODO
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I.- Llene 3 tubos de ensayo con el agua en la que se encuentra la planta de
elodea hasta un tercio del borde y agregue gotas de azul de bromotimol hasta que, después
de agitar, el color azul permanezca. A dos de los tubos haga llegar aire expirado (soplado)
por medio de una pipeta Pasteur o popote hasta que el color de la solución cambie de azul a
amarillo; determine el pH con papel indicador.
Introduzca en cada uno de los tubos amarillos una ramita de elodea que presente su
extremo apical intacto, envuelva un tubo con papel aluminio o métalo a la caja de zapatos.
Deje el otro tubo con planta y aquél que no tiene planta a la luz del sol o de una lámpara
con foco de 75W.
Espere unos 45 minutos hasta que note algún cambio en el tubo con planta expuesto
a la luz. Observe el tubo que quedó en oscuridad y compare los 3 tubos. Determine
nuevamente el pH en cada tubo con papel indicador o potenciómetro.
II.- Tome una alícuota de 20 mL de agua del medio en el que se encuentra la
elodea, agregue una gota de fenolftaleína al 0.5% y titule gota a gota con el NaOH
contenido en una bureta, agite bien el vaso después de cada gota. Continúe así hasta
observar un cambio de color y registre el número de ml de álcali usados para llegar a ese
punto; dicha cantidad equivale al ácido carbónico que hay en 20 ml de agua; esta medición
corresponde al control.
Llene 2 tubos de ensayo con el agua del medio de la elodea e incorpore en cada uno
una ramilla de elodea de igual tamaño, deje uno a la luz y el otro en oscuridad. Al cabo de
dos horas titule del mismo modo una alícuota del tubo en oscuridad y otra del tubo
expuesto a la luz. Anote el número de mililitros gastados en cada caso. Registre el número
de micromoles de CO2 de cada muestra multiplicando por 10 el número de mililitros de
NaOH gastados en la titulación, ya que cada mililitro de la solución de NaOH al 0.04%
recién preparada puede combinarse con 10æ moles de CO2. Anote los valores de sus
mediciones de titulación en una tabla, teniendo en cuenta que el número de æ moles de CO2
en el control equivale a la cantidad inicial de este gas en el agua al comenzar el
experimento; la disminución equivale entonces a la cantidad usada en el proceso de
fotosíntesis.
III.- El efecto de los factores propuestos en los objetivos en el proceso fotosintético
puede medirse utilizando el método de las micromoles de CO2 consumidas, o el método del
burbujeo. Para este último introduzca una ramilla de elodea con el borde recién cortado
hacia arriba en un tubo de ensayo con agua.
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Cuente el número de burbujas por minuto que salen del tallo al iluminar las plantas
con una lámpara de 100 W ubicada a 30 cm de distancia, deje que se regularice el burbujeo
5 minutos antes de contar.
a) Efecto de la Intensidad Luminosa: Coloque tubos con elodea a 60, 30 y 15 cm de
la fuente luminosa y cuente el número de burbujas/min. (haga 3 repeticiones).
b) Efecto de la calidad de la luz: Coloque la lámpara a 30 cm de los tubos con
elodea y antepóngale primero el filtro azul, después el verde y finalmente el rojo. Deje 15
minutos los tubos expuestos a cada condición antes de medir el burbujeo. (Para mayor
exactitud en intensidad luminosa procure usar filtros Kodak).
c) Efecto de la concentración de CO2: Coloque ramillas de elodea en tubos con
agua recién hervida y enfriada, solución de KHCO3 al 0.3%; espere 15 minutos y mida el
burbujeo.
d) Efecto de la temperatura: Use tubos con agua a 5°C, 15°C, 30°C y 50°C, en
cuyo interior se colocan las ramillas de elodea y haga la medición como en los casos
anteriores (a 30 cm). Para mantener las temperaturas prepare un sistema de baño María
depositando los tubos dentro de vasos con agua a la temperatura adecuada o hielo,
contrólela con el termómetro introducido en cada tubo de ensayo.
Haga gráficas de los resultados obtenidos con cada factor respecto a la intensidad
de la fotosíntesis, colocando la intensidad de fotosíntesis expresada en número de
burbujas/min, en la ordenada y el factor estudiado en el eje de la abscisa.
LITERATURA RECOMENDADA
Devlin, R.M. y Barker, A. V. 1971. Photosynthesis. New York, Van Nostrand-Reinhold.
Kok, B. 1965. Photosynthesis: The Path of Energy. In: Bonner, J. y Varner, J. eds. Plant
Biochemistry, New York. Academic Press pp904-957.
Lehninger, A.L. 1978. Bioenergética En: Bioquímica. 2a de. Omega, Barcelona. 117p.
Zelitch, Y. 1971. Photosynthesis, Photorespiration and Plant Productivity. Academic Press,
New York, 347p.