APL 1.3 Manual Procedimientos Bacteriologia V0-2014

MANUAL DE PROCEDIMIENTOS BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC 1.3.2
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Fecha: 02 JULIO 2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 1 de 128
INDICE
I.
II.
III.
IV.
V.
VI.
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
14.
15.
16.
17.
18.
19.
20.
21.
22.
23.
24.
25.
26.
27.
INTRODUCCION:
OBJETIVOS:
ALCANCES:
RESPONSABILIDAD:
CONSIDERACIONES:
PROCEDIMIENTOS:
TINCIÒN GRAM:
SIEMBRA:
ANTIBIOGRAMA:
CULTIVO BRONQUIAL Y DE EXPECTORACION:
ASPIRADO ENDOTRAQUEAL CUANTITATIVO (AETC):
COPROCULTIVO:
TINCION VB:
LEUCOCITOS ROTAVIRUS Y ADENOVIRUS EN DEPOSICION:
CLOSTRIDIUM DIFFICILE EN DEPOSICION:
ESTUDIO DE FLUJO VAGINAL:
HEMOCULTIVO:
HEMOCULTIVO CUANTITATIVO:
LIQUIDO CEFALORRAQUIDEO:
LIQUIDOS ESTERILES:
TINTA CHINA:
CULTIVO DE M. HOMINIS Y U. UREALITICUM:
ESTUDIO DE SECRECIONES:
ESTUDIO DE SECRECION URETRAL:
UROCULTIVOS:
LAVADO BRONCO ALVEOLAR (LBA):
CULTIVO DE IDENTIFICACION DE HONGOS:
PESQUIZA DE ENTEROCOCCUS VANCOMICINA RESISTENTE:
CULTIVO DE ANAEROBIOS:
CONTROL DE CALIDAD:
INDICADOR DE CALIDAD:
DERIVACIONES:
ANEXOS:
ANEXO 1: Antibiograma por difusión
ANEXO 2: Paneles de antibiograma y halos de inhibición:
ANEXO 3: Agares para siembra de muestras:
ANEXO 4: Control medios de cultivo preparados:
ANEXO 5A: Control de calidad “Pruebas de susceptibilidad ATCC”:
ANEXO 5B: Control de calidad “Pruebas de susceptibilidad ATCC”:
ANEXO 5C: Control de calidad “Pruebas de susceptibilidad ATCC”:
ANEXO 5D: Control de calidad “Pruebas de susceptibilidad ATCC”:
ANEXO 5E: Control de calidad “Pruebas de susceptibilidad ATCC”:
ANEXO 5F: Control de calidad “Pruebas de susceptibilidad ATCC”:
4
4
4
4
4
5
5
9
13
19
23
27
31
34
37
39
43
47
50
54
58
61
63
66
69
75
78
82
85
89
99
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103
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MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
ANEXO 6: Control de calidad Agar Sangre y Chocolate:
ANEXO 7: Control de McConkey:
ANEXO 8: Control de XLD:
ANEXO 9: Control de McConkey Sorbitol:
ANEXO 10: Control de VRE:
ANEXO 11: Control de Agar para candida:
ANEXO 12: Control de Baterías:
ANEXO 13: Control Látex Staphylococcus:
ANEXO 14: Control de Reactivos:
ANEXO 15: Control de “Tinción gram”:
ANEXO 16: Control de Catalasa:
ANEXO 17: Control de Reactivo Optoquina:
CONTROL DE CAMBIO
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MANUAL DE PROCEDIMIOENTOS
BACTERIOLOGIA
I.
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INTRODUCCION
El laboratorio de bacteriología del Hospital Regional de Rancagua, cumple un rol
fundamental en el diagnóstico, terapia y recuperación del paciente, abarcando inclusive el
área epidemiológica a nivel interno y nacional, por medio del I.S.P. Lo anterior hace de esta
sección, un área con especiales características y que necesariamente implica tener
consideraciones específicas, que difieren del resto del laboratorio.
Los resultados confiables y en el menor tiempo posible, son una necesidad creciente en
todos los servicios, en especial con el actual panorama donde se hace cada vez más
dificultoso una correcta elección antibiótica, debido a la resistencia que adquieren los
microorganismos, y además en el manejo de las infecciones intrahospitalarias.
II.
OBJETIVOS
General:
 Describir y estandarizar los diferentes procedimientos utilizados rutinariamente en el
laboratorio de bacteriología
Específicos:
 Servir de apoyo y capacitación al personal de laboratorio, en especial a nuevos
funcionarios.
 Establecer protocolos de trabajos seguros, eficaces y eficientes.
 Asegurar la calidad de los diferentes exámenes realizados en la sección de bacteriología.
III.
ALCANCE
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
hospital regional de Rancagua. Correspondiente al turno de lunes a viernes de 8:00 a 16:50
horas. Debido a sus características especiales, los turnos de urgencia contemplan ciertos
aspectos de esta sección.
IV.
RESPONSABILIDAD Y AUTORIDAD
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y capacitaciones
desarrolladas para las técnicas descritas en el manual será el Tecnólogo Médico a cargo de
la sección.
V.
CONSIDERACIONES
En relación a los tiempos de respuesta de los cultivos positivos, la mayoría de éstos pueden
ser informados dentro de las 48–72 hrs. pero existe retraso en los informes de ciertas
muestras polimicrobianas en las cuales se debe realizar aislamientos, y/o bacterias
fastidiosas de desarrollo lento y de difícil identificación.
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VI.
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PROCEDIMIENTOS
1.
TINCIÓN GRAM
1.1.
OBJETIVOS
Estandarizar el procedimiento de la tinción de Gram.
1.2.
ALCANCE
Personal Tecnólogo Médico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
Hospital Regional de Rancagua.
El clínico solicita la técnica de tinción Gram cuando existe una sospecha de una infección
bacteriana.
1.3.
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y capacitaciones
desarrolladas para las técnicas de tinción Gram es el Tecnólogo Médico.
1.4.
TERMINOLOGIA
 Tinción: Una tinción es una técnica auxiliar utilizada en microscopía para mejorar el
contraste en la imagen vista al microscopio.
 Estandarizar: Se conoce como estandarización al proceso mediante el cual se realiza una
actividad de manera estándar o previamente establecida.
 Infección: Es el término clínico para la colonización de un organismo huésped por especies
exteriores, el organismo colonizador es perjudicial para el funcionamiento normal y
supervivencia del huésped, por lo que se califica al microorganismo como patógeno.
1.5.
DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO
1.5.1. FUNDAMENTO:
La tinción de Gram es una de las tinciones más importantes en bacteriología, es un método
que diferencia las bacterias en dos grandes grupos, Gram positivas y Gram negativas,
basado en las diferencias existentes entre las paredes celulares de las bacterias. Ambos
tipos de bacterias se tiñen distintamente debido a estas diferencias constitutivas de su pared.
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1.5.2. TIPO DE MUESTRA:
Muestra clínica que requiera de esta tinción.
1.5.3. MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS:
Materiales:
 Portaobjetos 25,4 x 76,2 mm.
 Asa calibrada.
 Mechero.
 Guantes de látex o vinilo.
Reactivos:
 Colorante cristal violeta.
 Solución de bicarbonato
 Lugol.
 Decolorante alcohol-acetona.
 Colorante de contraste Safranina.
Equipos:
 Microscopio
1.5.4. PROCEDIMIENTO:
 Marcar un portaobjetos conservado en alcohol y flameado previamente antes de usar y
frío, con el número de muestra a teñir.
 En caso de realizar un frotis para tinción a partir de colonias: se inocula una pequeña
cantidad de la colonia a estudiar, sobre una gota de agua puesta en el portaobjetos,
posteriormente esparcir y pasar por la llama del mechero hasta que quede fija.
 En caso de realizar un frotis para tinción directo de la muestra: se debe rotar la tórula
extendiendo la muestra en el portaobjeto. Dejar secar.
 Añadir 2 gotas aprox. de cristal violeta y además adicionarle igual cantidad de solución de
bicarbonato 1% a la preparación.
- Dejar actuar el colorante durante 1 minuto.
 Una vez transcurrido el tiempo, lavar la preparación con agua corriente sobre el
lavamanos.
 Agregar 2 gotas de solución Lugol a la preparación, y dejar actuar 1 minuto. Transcurrido
el tiempo, lavar de la misma manera al punto anterior.
 Con cuidado, añadir gota a gota el alcohol-acetona en la preparación y dejar que
permanezca por 30 segundos,
 Luego lavar la preparación de la misma manera que el lavado anterior.
 Añadir el colorante de contraste, Safranina hasta cubrir la preparación y dejar actuar
durante 1 minuto y luego lavar.
 Dejar secar al aire y observar al microscopio, posteriormente observar al microscopio con
aumento de 40X y 100X.
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BACTERIOLOGIA
1.6
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FORMULARIOS Y REGISTROS:
Se informaran bacterias como Gram negativas y Gram positivas, así como su característica
morfológica (bacilos o cocos) y su agrupación (diplo, cadena, etc.).
En caso de muestras de expectoración y bronquiales, se informara leucocitos y células. Se
informara en el cuaderno correspondiente a la muestra.
1.7
REFERENCIAS:

Schlegel H., Zaborosch C. Microbiología general. Ediciones Omega S.A. Barcelona;
1997. p: 50-54.
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BACTERIOLOGIA
1.8
FLUJOGRAMA DEL PROCEDIMIENTO:
Frotis
Agregar 2-3 gotas violeta + 2-3
gotas de bicarbonato de sodio
1%.
Esperar 1 minuto y lavar con
agua corriente
Agregar 2-3 gotas de Lugol
E
Esperar 1 minuto y lavar con
agua corriente
E
Decolorar 2-3 gotas con alcohol
acetona
Esperar 30 segundos y lavar con
agua corriente
Agregar 2-3 gotas de Safranina
Esperar 1 minuto y lavar con
agua corriente
Secar y observar
al Microscopio
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2.
SIEMBRA
2.1
OBJETIVOS
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Estandarizar el procedimiento de siembra del cultivo corriente.
2.2
ALCANCE
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
Hospital Regional de Rancagua.
Diagnóstico de una eventual enfermedad infecciosa, para efectuar la identificación del
microorganismo, la cual conlleva a establecer el diagnóstico etiológico.
2.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACIÓN Y ACTUALIZACIÓN
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para las técnicas de cultivo bronquial es el Tecnólogo
Médico.
2.4
TERMINOLOGIA
 Inoculo: es la cantidad o número de gérmenes infectantes que son introducidos
accidental o voluntariamente en los tejidos vivos o en medios de cultivos especiales.
 Medio de Cultivo: es el conjunto de nutrientes y sustratos que permiten el crecimiento la
multiplicación y el aislamiento de las diferentes especies bacterianas para llegar a su
identificación.
2.5
DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO
2.5.1. FUNDAMENTO
Se basa en el crecimiento de microorganismos en distintos medios de cultivo. Los
componentes de estos medios, otorgan un alto valor nutritivo, que permite el crecimiento
de una gran variedad de microorganismos, aún de aquellos nutricionalmente exigentes.
2.5.2. TIPO DE MUESTRA
La muestra puede ser de Orina, Secreción, Coprocultivo, Micológico, Hemocultivo o Flujo
vaginal.
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2.5.3. MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS
Materiales:
 Placas de Petri.
 Asa de siembra.
 Mechero.
 Gradilla
Reactivos:
 Placas de Agar Sangre
 Placas de Agar McConkey.
 Placas de Agar Chocolate.
 Agar Sabouraud
Equipos:
 Estufa de cultivo a 35ºC.
2.5.4. PROCEDIMIENTO
-Lavado de manos y uso de guantes.
-Rotular la placa de Petri con la letra y número que corresponda. La letra dependerá del
tipo de muestra que se siembre:
O
P
C
M
H
F
Orina
Secreción
Coprocultivo
Micológico
Hemocultivo
Flujo vaginal
- Encender el mechero.
- Tomar el tubo que contiene la muestra del paciente con la mano izquierda.
- Destapar el tubo que contiene la muestra y flamear ligeramente la boca del tubo para
evitar contaminación.
- Tomar el asa de siembra con la mano derecha.
- Flamear el asa directamente a la llama del mechero hasta que el asa se ponga al rojo
vivo para su esterilización.
- Enfriar el asa en las paredes internas del tubo o con la tapa de la placa de Petri.
- Tomar un inóculo del tubo, flamear nuevamente la boca del tubo, coloque la tapa y
déjelo en la gradilla.
- Tomar la placa y deslizar el asa cargada en el primer cuadrante haciendo estrías de lado
a lado en movimiento zigzag tocando suavemente la superficie del medio de cultivo,
procurando no romper ni arrastrar el agar. Solo la primera estría toca el cuadrante
anterior.
- Flamear el asa para esterilizar.
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- Girar la placa e iniciar las estrías en el segundo cuadrante desde el primer cuadrante,
flamear el asa, y enfriar en el extremo del agar.
- Girar la placa e iniciar estrías desde el segundo cuadrante hasta el tercer cuadrante,
flamear el asa, y enfriar en el extremo del agar.
- Girar la placa e iniciar estrías desde el tercer cuadrante y extenderlas hasta el cuarto
cuadrante y termine en el centro de la placa, sin tocar los lugares donde sembró
anteriormente.
- La siembra finalmente debe formar un pentágono.
- Flamear el asa para su esterilización.
- Tapar la placa de Petri y apague el mechero cerrando la llave de paso del gas.
2.6
INFORME DE RESULTADOS
Se informarán todas las muestras ya sea con siembras sin desarrollo bacteriano, y las
muestras con desarrollo bacteriano con su respectivo estudio de identificación y
sensibilidad cuando corresponda.
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2.7
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FLUJOGRAMA DE LA MUESTRA:
Lavado de manos.
-
esterilizar el asa
girar la placa
realizar estrías desde el primer
cuadrante hasta el segundo
cuadrante.
-
Esterilizar el asa
Girar la placa
Realizar estrías desde el
segundo cuadrante al tercer
cuadrante.
-
Esterilizar el asa
Girar la placa
Realizar estrías desde el
tercer cuadrante hasta el
cuarto cuadrante.
Uso de guantes.
Rotular la placa de Petri
con la letra y número que
corresponda.
Encender el mechero.
Flamear el asa para su
esterilización.
Tomar el inoculo con el asa.
Deslizar el asa cargada en el
primer cuadrante de la placa
de Petri en movimiento zigzag.
Tapar la placa de Petri y flamear el asa.
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3.
ANTIBIOGRAMA
3.1
OBJETIVOS
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Estandarizar el procedimiento de antibiograma.
3.2
ALCANCE
Personal Tecnólogo Médico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
hospital regional de Rancagua.
El clínico solicita la realización de un antibiograma cuando existe una sospecha de una
infección bacteriana.
3.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para las técnicas de antibiogramas es el Tecnólogo Médico.
3.4
TERMINOLOGIA
-Antibiograma: es la prueba microbiológica que se realiza para determinar la
susceptibilidad (sensibilidad o resistencia) de una bacteria a un grupo de antibióticos.
-Sensibilidad: Las pruebas de sensibilidad bacteriana se llevan a cabo mediante el
antibiograma que sirve para medir la sensibilidad de una cepa bacteriana a uno o varios
antibióticos. El estudio de la sensibilidad in vitro es uno de los requisitos previos para la
eficacia in vivo de un tratamiento antibiótico. .
-Resistencia: si la probabilidad de éxito terapéutico es nula o muy reducida.
-Inóculo: Es la cantidad o número de gérmenes infectantes que son introducidos
accidental o voluntariamente en los tejidos vivos o en medios de cultivos especiales.
-Antibióticos: sustancia química capaz de inhibir el desarrollo de microorganismos.
-0.5 Mc Farland: Etalón de referencia en suspensiones bacteriológicas para saber
aproximadamente el número de bacterias por mililitro, según una escala que va de 0.5 a
10 C.
-CIM: Concentración inhibitoria mínima: es la base de la medida de la sensibilidad de una
bacteria a un determinado antibiótico. La CIM se define como la menor concentración de
una gama de diluciones de antibiótico que provoca una inhibición de cualquier crecimiento
bacteriano visible.
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DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO PARA ANTIBIOGRAMA
3.5.1 FUNDAMENTO
El primer objetivo del antibiograma es medir la sensibilidad de una cepa bacteriana que se
sospecha es la responsable de una infección a uno o varios antibióticos. En efecto, la
sensibilidad in vitro es uno de los requisitos previos para la eficacia in vivo de un
tratamiento antibiótico. El antibiograma sirve, en primer lugar, para orientar las decisiones
terapéuticas individuales.
El segundo objetivo del antibiograma es seguir la evolución de las resistencias
bacterianas. Gracias a este seguimiento epidemiológico, a escala de un servicio, un
centro de atención médica, una región o un país, es como puede adaptarse la
antibioterapia empírica, revisarse regularmente los espectros clínicos de los antibióticos y
adoptarse ciertas decisiones sanitarias, como el establecimiento de programas de
prevención en los hospitales.
3.5.2 TIPO DE MUESTRA
A todos los cultivos con desarrollo bacteriano patógeno o potencialmente patógeno y en
los cuales exista un método estandarizado para el estudio e interpretación del
antibiograma (CLSI).
Se excluyen los cultivos con flora comensal, los sin desarrollo bacteriano y los cultivos con
bacterias que no exista un método estandarizado.
3.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS
Materiales:
-Tubos falcon con suero fisiológico (3 mL)
-Placas Petri estériles.
-Sensidiscos con antibióticos.
-0.5 Mc farland.
-Puntas amarillas.
-Puntas azules.
-Pipetas 145 uL y pipeta 280 uL
-Tórulas estériles.
-Lector de turbidez (DensiCHEK)
-Pinzas.
-Asas bacteriológicas.
-Cassette VITEK 2
-Dispensador de solución salina de volumen ajustable.
Tubos de ensayo desechables falcon.
-Solución salina estéril al 0.45-0.5%
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Reactivos:
-Placas con agar Mueller Hinton.
-Placas con agar Mueller Hinton con sangre de cordero al 5%.
-Placas con agar HTM.
-Placas con agar GC.
Equipos:
-Estufa de cultivo microbiológico a 35º C.
-Refrigerador.
-Vortex
3.5.4. PROCEDIMIENTO
Antibiograma kirby- Bauer (difusión en agar)
- La placa con medio de cultivo a utilizar para realizar el antibiograma es diferente
dependiendo de la bacteria, por lo tanto, lo primero es definir que medio se va a utilizar
según cada caso (Por ejemplo: Mueller Hinton sangre, HTM, etc). Ver Anexo Nº1
“Antibiograma por difusión” en donde se detalla el medio de cultivo adecuado para cada
bacteria.
- Marcar la placa a utilizar con un lápiz marcador con el número correspondiente a la
muestra.
- Con un asa estéril se toman dos o tres colonias de la cepa en prueba y se realiza una
suspensión al 0.5 Mc Farland en un tubo Falcon con suero fisiológico. Esta suspensión
debe ser leída comparándolo con el etalón Mc Farland, si está sobre los 0.5 se debe diluir
con suero fisiológico, y si está bajo los 0.5 se debe agregar más colonias bacterianas.
- Una vez obtenida la lectura correcta, introducir una tórula estéril dentro del tubo con la
suspensión al 0.5 Mc Farland, rotar la tórula varias veces dentro del líquido, para que se
impregne y botar el excedente de líquido presionando la tórula contra las paredes del
tubo.
- Pasar la tórula por el agar Mueller Hinton en 3 direcciones, de manera que todo el agar
quede cubierto con la suspensión.
- Esperar unos 5 minutos para que la suspensión difunda en el agar.
- Marcar la placa con el perfil de antibiograma que se desea. Por ejemplo: Gramnegativos, Gram positivos, Haemophilus, Pneumococo, Grupo viridans, etc. Ver “Anexo Nº
2“
- Tomar los antibióticos correspondientes al agente microbiano aislado y colocarlos en el
agar con una pinza flameada por el mechero.
- Incubar la placa 24 horas en estufa a 35 ºC. En atmósfera normal o CO2 según el caso.
Ver detalles de la incubación en Anexo Nº1 “Antibiogramas por difusión”
- Terminada la incubación, se procede a realizar la lectura de los antibióticos midiendo el
diámetro de los halos con una regla en cada sensidisco y compararlos con la tabla de
halos correspondiente a la bacteria estudiada. Ver Anexo Nº 1
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Calibración del Densichek
- Prender el densichek, botón central inferior.
- Agitar los standards que están dentro de la caja Standard kits. Son 4 concentraciones
distintas, hay un blanco y 3 Standard de 0.5; 2 y 3 Mc Farland.
- En la pantalla del densichek llevar el pequeño triángulo que está en la parte superior a
“GLASS”, con la tecla central superior (tecla con cuatro rayas). Después presionar tecla
con visto verde (lado derecho) y luego presionar la tecla central superior nuevamente.
-Con el triángulo bajo la palabra "glass” se puede calibrar con los etalones estandarizados
(tubos).
- Introducir tubo 0.0 McF, esperar a que se estabilice la lectura. Si la lectura da 0.00 pasar
al siguiente tubo con la siguiente concentración. Si el tubo no da 0.00 presionar tecla azul
izquierda para llevar a cero el equipo.
- Introducir el tubo 0.5 McF, esperar a que se estabilice la lectura, debe dar dentro de un
rango aceptable 0.44 – 0.56.
- Luego introducir el tubo 2 McF, esperar a que se estabilice la lectura, debe dar dentro de
un rango aceptable 1.85-2.15.
- Y finalmente colocar el tubo 3 McF, esperar a que se estabilice la lectura, debe dar
dentro de un rango aceptable 2.79-3.21.
- Luego se llevará el Densicheck para realizar un blanco con tubo plástico Falcon con
suero fisiológico, .para esto, se debe presionar nuevamente tecla central superior (con
cuatro rayas), luego presionar tecla verde (lado derecho), y nuevamente presionar tecla
central superior. El pequeño triángulo negro de la pantalla se desplazará bajo la palabra
“plastic”.
- Introducir cualquier tubo Falcon con suero fisiológico sin inóculo, y esperar a que se fije
la lectura. Si la lectura de 0.00, el equipo está listo para ser usado. Si la lectura da
cualquier número superior (ej: 0.02, 0.04) llevar a 0.00 con tecla azul (lado izquierdo).
- En este punto, el equipo puede ser usado para estandarizar las lecturas de los inóculos
bacterianos.
Antibiograma automatizado por Vitek 2:
- Elegir colonias aisladas de una placa primaria si se satisface los requisitos de cultivo o
subcultivar el microorganismo a analizar en el medio de agar apropiado e incubarlo
adecuadamente.
- Transferir 3mL de solución salina estéril en un tubo falcon.
- Con un asa estéril transferir un numero de colonias suficientes para alcanzar la
concentración 0,5 McF utilizando el densichek
- El inóculo debe prepararse a partir de un cultivo puro, de acuerdo con las buenas
prácticas de laboratorio. En el caso de cultivos mixtos es necesario realizar aislamiento,
se recomienda realizar una comprobación de la pureza de la placa para garantizar que se
utiliza un cultivo puro para este test
- Para una dilución manual: A un segundo tubo que contenga 3mL de solución salina,
transferir 145uL de suspensión ajustada y transferir a las tarjetas AST GN o 280uL de la
solución ajustada a la tarjeta AST GP o AST YS. Colocar este tubo en el casete con una
tarjeta de sensibilidad. El tubo con la suspensión bacteriana inicial también puede
utilizarse para inocular una tarjeta de identificación.
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- Introducir casete con tarjetas ya inoculadas en equipo Vitek2. Ver “Manual del usuario
del instrumento” en capítulo “Procesamiento de tarjeta de test “, “Preparación del casete”.
- En programa Kernmic se envían los datos demográficos del paciente para ser enlazados
a las tarjetas incubadas en el Vitek2.Este paso se realiza en menú “ordenes” – “editar” y
luego en esta pantalla se anota el folio de la muestra en “orden desde:”-enter, click en
ventana “resultados”, se abre una nueva pantalla, y en ésta, hacer click en “ATB”, luego
“cerrar” y dar un “SI”. Se vuelve a la primera pantalla.
- Para la lectura de los antibiogramas automatizados, ver en “Manual del usuario del
Software”, Capitulo 8, “gestión de resultados”.
3.5.
FORMULARIOS Y REGISTROS:
Los resultados de los antibiogramas no poseen un tiempo específico definido, debido a la
variabilidad de cada caso en particular y factores externos que no dependen de los
profesionales del área.
Los antibiogramas por kirby Bauer (por difusión) se anotarán en el cuaderno
correspondiente según el tipo de muestra, y se informará cada antibiótico con un “S”
(sensible), “I” (intermedio) o “R” (resistente).
Los resultados de los antibiogramas automatizados por Vitek2, se transmiten
automáticamente una vez dada la validación en Vitek2 Systems, y luego a través de
Kernmic son transmitidos al sistema Omega para ser informados.
3.6.
REFERENCIAS:

CLSI Performance Standards for Antimicrobial Susceptibility Testing; twenty-first
informacional supplement. 2012.

Manual del usuario del instrumento; Biomerieux , Inc.

Manual del usuario del software; Biomerieux, Inc.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
3.7.
FLUJOGRAMA ANTIBIOGRAMA KIRBY- BAUER
Tomar 2 o 3 colonias
de la cepa a trabajar
Medir la concentración en el
densichek (0.5 McF)
Tomar una tórula estéril e introducirla
en el tubo falcon inoculado.
Pasar la tórula por el agar en 3
direcciones distintas.
Esperar 5 minutos.
Colocar los sensidiscos respectivos.
Incubar la placa a 35ºC
por 24 horas.
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1.3.2
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MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
4.
CULTIVO BRONQUIAL Y DE EXPECTORACIÓN
4.1
OBJETIVOS
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1.3.2
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Estandarizar el procedimiento del cultivo bronquial y de expectoración para identificar
microorganismos patógenos causales de infecciones pulmonares.
4.2
ALCANCE
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
hospital regional de Rancagua.
Se indica el cultivo de secreción bronquial o de expectoración con fines diagnósticos para
pacientes pediátricos o adultos, ambulatorios u hospitalizados, que requieran este tipo de
estudio.
4.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para las técnicas de cultivo bronquial es el Tecnólogo
Médico.
4.4
TERMINOLOGIA
 Expectoración: fenómeno por el cual los productos formados en las vías respiratorias
son expulsados fuera del pecho.
 Secreción bronquial: sustancia producida en el árbol bronquial formada por moco, sales
proteicas, líquido plasmático y proteínas
 Estandarizar: se conoce como estandarización al proceso mediante el cual se realiza
una actividad de manera standard o previamente establecida.
4.5
DESARROLLO DE PROCEDIMIENTO CULTIVO:
4.5.1 FUNDAMENTO:
El estudio microbiológico de secreciones bronquiales o de expectoración, permite el
estudio de bacterias involucradas en procesos infecciosos, del tracto respiratorio inferior.
4.5.2 TIPO DE MUESTRA:
La muestra bronquial o de expectoración, viene tomada en contenedor plástico estéril,
tapa rosca. La saliva no sirve para realizar este estudio.
4.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS:
Materiales:
 Tubos plásticos, tapa rosca y placas Petri estériles.
 Porta objetos esmerilados.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
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1.3.2
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Reactivos:
 Tinción de GRAM.
 Placas de Agar Sangre
 Placas de Agar McConkey.
 Placas de Agar Chocolate.
 Tubos de Agar Sabouraud corriente y especial (cultivo de hongos sujeto a solicitud del
médico)
Equipos:
 Estufa de cultivo microbiológico a 35ºC.
 Estufa de cultivo microbiológico a 25-28ºC. (para cultivo de hongos)
 Microscopio corriente.
4.5.4 PROCEDIMIENTO
-Con una tórula estéril, tomar muestra para sembrar una placa de agar chocolate, una
placa de agar sangre de cordero 5%, una placa de McConkey, y en caso de ser solicitado
por el médico, sembrar en un tubo con Sabouraud corriente y otro tubo con Sabouraud
especial (ver cultivo de hongos). Sembrar un sector de la placa, y luego con asa redonda
estéril, proceder a diseminar, formando un pentágono, por toda la superficie del medio de
cultivo. Esterilizar el asa en cada sector.
-Realizar un frotis de la muestra en un portaobjetos previamente flameado (esperar a que
se enfríe) para realizar tinción de Gram.
-Incubar agar Chocolate en atmósfera de microaerofília, jarro con vela, a 35º C por 18-24
horas. El agar Sangre y agar McConkey se incuban en atmósfera normal, a 35º C por 1824 horas.
-Una vez teñido el frotis observar la calidad del esputo.
Si ésta es buena muestra (o representativa) debe presentar al microscopio en aumento
menor (10x):
Polimorfonucleares en cantidad ≥ 25 por campo.
Células epiteliales en cantidad ≤ 10 por campo.
4.6 INFORME DE RESULTADOS
Los resultados negativos: se informan a las 48 horas, desde su ingreso a la unidad de
bacteriología.
Los resultados positivos: no poseen un tiempo específico definido, debido a la variabilidad
de cada caso en particular y factores externos que no dependen de los profesionales del
área.
4.7
FORMULARIOS Y REGISTROS
Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta
autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del
paciente) al cuaderno de “secreciones”, asignándole el número correlativo interno del
cuaderno.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
4.8
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REFERENCIA

Shorr AF, Sherner JH, Jackson WL, Kollef MH. Invasive approaches to the
diagnosis of ventilator-associated pneumonia: a meta-analysis. Crit Care Med. 2005;
33:46-53.

Bouza E, Torres MV, Burillo A. Aportación del laboratorio de microbiología al
diagnóstico de la numonía asociada a ventilación mecánica. Enferm Infecc Microbiol Clin.
2005; 23:2.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
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4.9 FLUJOGRAMA DE LA MUESTRA
SECRECIÓN BRONQUIAL
Sembrar en
Agar chocolate
Incubar por 1824hrs a 35ºC en
tarro con vela.
Agar sangre y
McConkey
Incubar por 1824hrs a 35ºC en
atmosfera normal
Si existe desarrollo
Pruebas bioquímicas y
estudio de sensibilidad.
Realizar tinción
Gram
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5.
ASPIRADO ENDOTRAQUEAL CUANTITATIVO (AETC).
5.1
OBJETIVOS:
Estandarizar la realización del cultivo cuantitativo de AETC a todo los paciente con
sospecha de neumonía asociada a ventilación mecánica (NAVM) (conexión a VM > 48hrs
y presencia de criterios clínicos-radiológicos) y en el cual no se hayan efectuado cambios
de tratamiento antimicrobiano durante las últimas 72 horas.
5.2
ALCANCE
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
hospital regional de Rancagua.
Pacientes con ventilación mecánica que se sospeche de NAVM con un cuadro clínico.
5.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para las técnicas de cultivo de secreciones biológicas es el
Tecnólogo Médico.
5.4
TERMINOLOGIA
 NAVM: neumonía asociada a ventilación mecánica.
 AETC: aspirado endotraqueal cuantitativo.
 Estandarizar: se conoce como estandarización al proceso mediante el cual se realiza
una actividad de manera standard o previamente establecida.
5.5
DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO
5.5.1 FUNDAMENTO
Se utiliza en la sospecha de neumonía asociada a ventilación mecánica y en el cual no se
hayan efectuado cambios de tratamiento antimicrobiano durante las últimas 72 horas.
5.5.2 TIPO DE MUESTRA
La muestra debe ser tomada en un tubo plástico estéril con tapa rosca para su envío al
laboratorio.
5.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS
Materiales:
 Perlas de vidrio estéril.
 Pipeta automática con graduación de 10 -100 µl con puntas estériles amarillas.
 Pipeta Pasteur.
 Tubos de ensayo tipo centrifuga estéril.
 Rastrillos plásticos estériles.
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BACTERIOLOGIA
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Reactivos:
 Solución de suero fisiológico estéril.
 Placas con medios de cultivo McConkey y Sangre y Chocolate.
Equipos:
 Estufa de cultivo microbiológico a 35ºC.
 Vortex.
5.5.4 PROCEDIMIENTO
-Diluir la muestra con suero fisiológico estéril duplicando el volumen de esta. Por ejemplo,
1mL de muestra se diluye con 1mL de suero fisiológico.
-Agregar al tubo perlas de vidrio estériles. Agitar en Vortex durante 2 minutos para
homogenizar lo mejor posible la muestra.
-Extraer de la muestra homogeneizada 100ul de muestra y diluir en un tubo con 9,9mL de
suero fisiológico estéril (dilución 1:100) y agitar para obtener una mezcla homogénea.
-Rotular una placa de agar sangre y una placa de agar McConkey con el respectivo
número de la muestra y junto a este, “100 µL”.
-Rotular además, otra placa de agar sangre y otra de agar McConkey con el número de la
muestra y “10 µL”.
-Inocular 100 µL de la dilución (1:100) en el set de placas rotuladas con “100 µL” (dilución
final 1:2000).
-Inocular 10 µL de la dilución (1:100) en el set de placas rotuladas con “10 µL” (dilución
final 1:20.000).
-Sembrar las placas con rastrillo hecho a partir de una pipeta Pasteur, estriando el agar en
todos los sentidos girando la placa, de modo que la muestra quede uniformemente
repartida. El modo de estriar se indica en la figura del
-Incubar las placas a 35ºC de 18-24 horas en atmósfera normal.
-Observar crecimiento de colonias.
5.6.
INFORME DE RESULTADOS
Se informaran la o las bacterias patógenas encontradas con sus recuentos respectivos, y
con su identificación hasta especie, en lo posible. Así mismo se informara el Antibiograma
de cada especie encontrada.
Se realizará recuento por separado (en caso de que exista mas de una especie) de las
distintas colonias bacterianas desarrolladas en cultivo, seleccionando la placa más
propicia para el este:
 Las placas marcadas con 100uL se deberán multiplicar por 2.000
 Las placas marcadas con 10uL se deberán multiplicar por 20.000
De esta manera se obtiene el recuento real de cada bacteria encontrada en el cultivo.
 Recuento ≥ 1.000.000 UFC/ml, de importancia clínica.
 Recuento < 1.000 UFC/ml, excluye diagnóstico de NAVM.
 Recuento entre 1.000 a 1.000.000 UFC/ml, requiere interpretación según criterio clínico.
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Los resultados negativos: se informan 48 horas, desde su ingreso a la unidad de
bacteriología.
Los resultados positivos: no poseen un tiempo específico definido, debido a la variabilidad
de cada caso en particular y factores externos que no dependen de los profesionales del
área.
5.7
FORMULARIOS Y REGISTROS
Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta
autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del
paciente) al cuaderno de “secreciones”, asignándole el número correlativo interno del
cuaderno.
5.8
REFERENCIA

Arancibia H, Francisco et al. Diagnóstico de neumonía asociada a ventilación
mecánica. Rev. chil. infectol., 2001, vol.18, supl.2, p.41-57. ISSN 0716-1018.
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5.9. FLUJOGRAMA DE LA MUESTRA
ASPIRADO ENDOTRAQUEAL CUANTITATIVO.
MUESTRA
Diluir en cantidad igual con suero fisiológico (Dil. ½)
Agitar por 2 minutos en Vortex, con perlas de vidrio
Mezclar 100uL de muestra con 9.9 mL de
suero fisiológico (Dil. 1/100).
Sembrar 100uL en placa de agar
sangre y placa de McConkey (Dil.
1/10).
Sembrar 10uL en placa de agar
sangre y McConkey (Dil. 1/100).
Estriar por toda la superficie con asa tipo
rastrillo.
Incubar a 35ºC por 18-24hrs.
Recuento de las colonias
Recuento de las colonias
1 colonia= 2000 UFC/ml
1 colonia= 20000 UFC/ml
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
6.
COPROCULTIVO
6.1
OBJETIVO
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Estandarizar la realización de coprocultivo para poder identificar en materia fecal
Microorganismos patógenos causales de infecciones gastrointestinales.
6.2
ALCANCE
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
hospital regional de Rancagua.
Pacientes con diarrea aguda a la presencia de deposiciones líquidas o acuosas,
generalmente en número mayor de tres en 24 horas y que dura menos de 14 días.
6.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas en la sección de bacteriología es el Tecnólogo Médico.
6.4
TERMINOLOGIA

Estandarizar: Se conoce como estandarización al proceso mediante el cual se
realiza una actividad de manera standard o previamente establecida.

Infección: Es el término clínico para la colonización de un organismo huésped por
especies exteriores, el organismo colonizador es perjudicial para el funcionamiento normal
y supervivencia del huésped, por lo que se califica al microorganismo como patógeno.

Microorganismos patógenos: Son los microorganismos que originan infección.
6.5
DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO
6.5.1 FUNDAMENTO
Las técnicas de coprocultivo se basan en la búsqueda de patógenos, que se desarrollan
en medios de cultivo selectivo diferenciales, como agar McConkey, agar XLD y agar
TCBS. También en medios especiales como el agar Campylobacter.
A partir de colonias típicas, sospechosas, se realizan identificaciones bioquímicas,
serológicas y estudios de sensibilidad, cuando corresponda.
6.5.2 TIPO DE MUESTRA
Las muestras pueden ser Torulado rectal o sonda rectal. Las muestras deben venir en
medio Cary-Blair.
6.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS
Materiales:
 Medio de transporte Cary Blair.
 Porta objetos esmerilados.
 Placas con medio de cultivo agar Mc Conkey Sorbitol.
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BACTERIOLOGIA
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 Placas con medio de cultivo agar XLD.
 Placas con medio de cultivo agar TCBS.
 Placas con medio de cultivo agar Campylobacter.
 Tubos 14 x 14 con caldo peptonado pH 8.6.
 Suplemento antibiótico Campylobacter.
 Sobres productores de atmosfera de microaerofilia.
Reactivos:
- Antisuero para Escherichia coli entero hemorrágico: O157.
 Antisueros para Shigella: A, A1, B, C, D.
 Antisueros para Salmonella: A, B, C1, C2, D, E.
 Cristal violeta de uso en Microbiología.
 Bicarbonato de sodio 1 %.
Equipos:
 Estufa de cultivo microbiológico a 35ºC.
 Microscopio corriente.
 Estufa de cultivo a 42ºC.
6.5.4 PROCEDIMIENTO
-Sembrar la muestra en agar McConkey sorbitol, XLD. Incubar 18-24 hrs. a 35ºC.
-Con la tórula, realizar una extensión en un portaobjetos. Teñir este frotis mediante la
tinción VB (Cristal violeta/bicarbonato) para la búsqueda de Campylobacter. Guardar la
tórula en el medio Cary-Blair.
-Observar el frotis al microscopio con aceite de inmersión. Si existen bacilos curvos con
forma de gaviota, sembrar la muestra en agar Campylobacter e incubar en estufa a 42ºC
(sección preparación de medios), en jarra de microaerofilia con Campygen por 48 horas.
Verificar que la temperatura sea la indicada.
-Diariamente se sembraran para cultivo de Vibrio, muestras elegidas al azar: una muestra
pediátrica y una muestra de adulto. (Vigilancia de laboratorio de Vibrio colera según
Decreto Supremo Nº 158 y la Circular de Vigilancia y control de Cólera B51/41)
-Para el cultivo de Vibrio spp. Al siguiente día, se debe emulsionar la tórula previamente
guardada en caldo peptonado a pH= 8,6 para realizar el estudio de Vibrio spp. Incubar el
caldo por 6 horas a 35ºC.
-Luego del tiempo de incubación, aspirar la zona superior del caldo con una pipeta
Pasteur e inocular una placa de agar TCBS y sembrar. Incubar por 18-24 horas a 35ºC.
-Después del tiempo señalado para las respectivas placas, realizar pruebas bioquímicas y
estudio de sensibilidad a las colonias sospechosas.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
6.6
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1.3.2
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Página: 28 de 128
INFORME DE RESULTADOS
Los resultados negativos: Se informan a las 48 horas, informar “No hubo desarrollo de
Salmonella, Shigella, Yersinia enterocolitica, Campylobacter.”, y Escherichia coli
Enterohemorrágica y Vibrio (cuando es realizado).
Los resultados positivos: No poseen un tiempo específico definido, debido a la
variabilidad de cada caso en particular y factores externos que no dependen de los
profesionales del área.
En caso de aislar cepas de Salmonella spp., Shigella spp., Escherichia coli enterohemorrágica, Campylobacter spp., Vibrio spp.,se debe enviar al ISP.
Las especificaciones técnicas y formularios para procedimiento de envío de cepas,están
disponibles en www.ispch.cl.
6.7
FORMULARIOS Y REGISTROS
Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta
autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del
paciente) al cuaderno de coprocultivo, asignándole el número correlativo interno del
cuaderno.
6.8
REFERENCIA

Mota F., Gutiérrez C. Diarrea aguda. PAC P-1, Parte B Libro 4. Academia
Mexicana de Pediatría. http://www.drscope.com/

CHOICE Study Group. Multicenter, randomized, double-blind clinical trial to
evaluate the efficacy and safety of a reduced osmolarity oral rehydration salts solution in
children with acute watery diarrhea. Pediatrics 2003; 107:613-8.
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1.3.2
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MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
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6.1 FLUJOGRAMA DE LA MUESTRA
Estudio de Vibrio
Guardar tórula
en medio CaryBlair
Muestra en Medio Cary-Blair
Sembrar en
agar Mc
Conkey
Sorbitol y XLD
Emulsionar tórula
en caldo
peptonado pH 8.6
Incubar por 6
horas a 35º C
Frotis
para
tinción
VB
Estudio de
Campylobacter
Bacilos en
forma de alas
gaviotas
(curvos)
Sembrar en
agar
Campylobacter
Incubar 18-24 h a
35º C
Aspirar zona
superior del caldo
con pipeta
Pasteur
-Pruebas
Bioquímicas
Sembrar en agar
TCBS
-Estudios de
sensibilidad
Incubar en jarra
con sobre
Campygen por
48 h a 42º C
-Serología
-Pruebas
Bioquímicas
Incubar 18 – 24 h
a 35º C
Pruebas
Bioquímicas
Vibrio
-Estudio de
sensibilidad
Enviar cepas al ISP
(Ver anexo)
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
7.
TINCIÓN VB
7.1
OBJETIVOS
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Estandarizar el procedimiento de observación de bacilos curvos o con forma de gaviotas
sugerentes de Campylobacter spp.
7.2
ALCANCE
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
hospital regional de Rancagua.
Pacientes que posean dolor abdominal, fiebre y diarrea, con presencia de mucus y
sangre.
7.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para la tinción VB es el Tecnólogo Médico.
7.4
TERMINOLOGIA

Estandarizar: se conoce como estandarización al proceso mediante el cual se
realiza una actividad de manera standard o previamente establecida.
7.5
DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO
7.5.1 FUNDAMENTO
Se basa en la tinción especial para observar bacterias del genero Campylobacter a través
del colorante cristal violeta y agregando bicarbonato de sodio, que permitirá la correcta
observación de la bacteria.
7.5.2 TIPO DE MUESTRA
Las muestras pueden ser torulado rectal o sonda rectal, estas deben venir en medio CaryBlair.
7.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS
Materiales:
 Porta objetos esmerilados.
 Cubreobjetos de 24x50.
 Receptáculos para transporte de muestras.
 Cámara húmeda.
 Aceite de inmersión.
Reactivos:
 Cristal violeta.
 Bicarbonato de sodio.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
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1.3.2
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Equipos:
 Microscopio.
7.5.4 PROCEDIMIENTO
-Realizar un frotis a la muestra de deposición y dejar secar a temperatura ambiente.
-Teñir la preparación anterior con el colorante cristal violeta y bicarbonato de sodio por
partes iguales, durante un minuto.
-Lavar con agua corriente y secar a temperatura ambiente.
-Leer con lente de inmersión, buscando formas típicas de Campylobacter spp.
-En caso de observar formas típicas, se procederá a sembrar la muestra en Agar
Campylobacter y se incubará en atmósfera microaerófila, a 42ºC por 48 Hrs con sobre
Campygen.
-Posteriormente se identifica la cepa y se realiza estudio de sensibilidad respectivo.
7.6
INFORME DE RESULTADO
Resultados positivos: se informa como Campylobacter con su respectiva especie y
sensibildad y va incluido dentro del informe del coprocultivo solicitado al paciente. No
poseen un tiempo específico definido, debido a la variabilidad de cada caso en particular y
factores externos que no dependen de los profesionales del área.
Resultados negativos: se informa dentro de los resultados de coprocultivo negativo a las
48 Hrs.
7.7
FORMULARIOS Y REGISTROS
Como el estudio de Campylobacter forma parte del examen del coprocultivo, no es
necesario ingresarla en forma separada. Por lo tanto una vez llegada la muestra e
ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta autoadhesiva con código de barras (la
cual trae el nombre, RUT y procedencia del paciente) al cuaderno de coprocultivo,
asignándole el número correlativo interno del cuaderno.
7.8
REFERENCIAS

“Manual de diagnostico bacteriológico en el laboratorio clínico”, Instituto de Salud
Publica de Chile 1994.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
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1.3.2
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7.9 FLUJOGRAMA DE LA MUESTRA
TINCIÓN VB
Hacer un frotis a las muestra de deposición y
secar.
Agregar colorante cristal violeta y bicarbonato
de sodio.
Lavar con agua y
secar.
Observar con lente de inmersión (100x).
Registrar resultados.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
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1.3.2
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8
LEUCOCITOS, ROTAVIRUS Y ADENOVIRUS EN DEPOSICION.
8.1
OBJETIVOS:
Diagnóstico rápido de microorganismos presentes en deposición, que pueda estar
provocando una diarrea aguda.
8.2
ALCANCE/CAMPO DE APLICACIÓN:
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
hospital regional de Rancagua.
Pacientes que posean diarrea aguda o diarrea que tenga un periodo de evolución
prolongado.
8.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION:
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para la técnica de análisis de deposición en diarreas agudas
es el Tecnólogo Médico.
8.4
DESARROLLO DE PROCEDIMIENTO LEUCOCITOS FECALES, ROTAVIRUS Y
ADENOVIRUS
8.4.1 FUNDAMENTO
Leucocitos fecales: observación microscópica en muestras de deposición.
Rotavirus y Adenovirus: determinación de antígenos virales por medio de
inmunocromatografía nos indicaría el agente etiológico de la diarrea aguda del paciente.
8.4.2 TIPO DE MUESTRA
Deposición por emisión espontánea y deposición obtenida por sonda rectal. En ambos
casos la deposición viene en un frasco de polietileno limpio.
8.4.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS
Materiales:
 Pipetas de transferencia estériles.
 Porta objetos esmerilados.
 Cubreobjetos de 24x50.
 Receptáculos para transporte de muestras.
- Tubos plásticos o tubo de vidrio tipo Khan
Reactivos
 Kit para determinación de Rotavirus y adenovirus.
 Hayem B
Equipos:
 Microscopio.
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BACTERIOLOGIA
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1.3.2
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8.4.4 PROCEDIMIENTO
Rotavirus y Adenovirus:
-Para la identificación de rotavirus y adenovirus se debe hacer por la técnica de
inmunocromatografía, véase inserto de técnica presente en el kit cromatográfico según
marca.
Leucocitos fecales:
-Con una paleta de madera, o plástica, tomar una pequeña cantidad de muestra de heces,
preferentemente de la zona con mucosidades y depositar en un tubo plástico o vidrio.
-Agregar aproximadamente 5 gotas de Hayem B y homogenizar con un palo de madera o
plástico.
-Depositar gota con homogeneizado y cubrir la preparación con un cubreobjeto,
-Observar la preparación al microscopio con aumento de 10x, buscando leucocitos, y con
40x para confirmar.
8.5
INFORME DE RESULTADOS
-En el caso de los leucocitos fecales se realiza por medio de cantidad, informando por
medio de cruces.
3+ = Abundante Cantidad.
2+ = Moderada Cantidad.
1+ = Escasa Cantidad.
-En el caso de rotavirus y adenovirus en deposición se interpreta como positivo o negativo
dependiendo el resultado del kit cromatográfico.
Tanto los resultados positivos como los negativos se informaran durante la misma
jornada, en un periodo menor a 24 horas.
8.6
FORMULARIOS Y REGISTROS
Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta
autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del
paciente) al cuaderno de “Leucocitos fecales y rotavirus”, asignándole el número
correlativo interno del cuaderno.
8.7
REFERENCIAS
 Biomerieux, kit vikia Rota-Adeno.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 35 de 128
8.8 FLUJOGRAMA LEUCOCITOS FECALES
Leucocitos fecales
Tomar muestra, preferentemente
la zona mucosa
Depositar en tubo plástico o
vidrio con tapa
Agregar 5 gotas de Hayem B al
tubo y homogeneizar
Depositar 1 gota de la
preparación en portaobjeto
cubrir
Observar al microscopio con
aumento 10X y 40X
Registrar resultados
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
9
CLOSTRIDIUM DIFFICILE EN DEPOSICION
9.1
OBJETIVO
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 36 de 128
Detección oportuna de Clostridium difficile en pacientes hospitalizados.
9.2
ALCANCE
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
hospital regional de Rancagua.
Pacientes hospitalizados que estén en tratamiento con antibióticos (especialmente
betalactámicos, clindamicina y cefalosporinas); inmunodeprimidos, pacientes en edad
avanzada, con desnutrición calórica proteica, con uso de antiácidos, intervención
quirúrgica sobre tracto gastrointestinal y previo contacto con pacientes positivos.
9.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas en la sección de bacteriología es el Tecnólogo Médico.
9.4
DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO
9.4.1 FUNDAMENTO
El ensayo para la detección de toxinas A/B de Clostridium difficile es una prueba
automatizada para uso en los equipos de la familia VIDAS que permite la detección
cualitativa de las toxinas A y B en muestras de materia fecal por la técnica ELFA
(Enzyme-Linked Fluorescent Assay).
9.4.2 TIPO DE MUESTRA
Muestras de materia fecal que vienen en recipientes limpios con cierre hermético. Las
muestras de materia fecal recogidas en formol o PAF (utilizado en los
coproparasitológicos), no son adecuadas para este ensayo.
9.4.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS
Materiales:
 Guantes
 Pipeta automática 300 ul
 Puntas desechable
 Tubos eppendorf
 Bastoncillos o asas
Reactivos:
- Kit para C.difficile Toxin A y B (CDAB)
Equipo:
- VIDAS
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 37 de 128
9.4.4 PROCEDIMIENTO
Para el procesamiento de las muestras, resultados, calibraciones, interpretación y control
de calidad ver el Manual del Kit. para C.difficile Toxin A y B (CDAB)
9.5
INFORME DE RESULTADOS
Tanto los resultados positivos como los negativos se informaran durante la misma
jornada, en un periodo menor a 24 horas.
9.6
FORMULARIOS Y REGISTROS
Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta
autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del
paciente) al cuaderno de coprocultivo en la pestaña de Clostridium, asignándole el
número correlativo interno del cuaderno.
9.7
REFERENCIAS
 Barlett,JG.;et al.1978. Antibiotic-associated pseudomembranous colitis due to toxinproducing Clostridia.New England Journal of Medicine.298:531-534
 Vidas C.difficile Toxin A y B (CDAB) Biomerieux. Ref: 30118.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
10.
ESTUDIO DE FLUJO VAGINAL
10.1
OBJETIVO
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1.3.2
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Página: 38 de 128
Diagnosticar microorganismos que se encuentren en el flujo vaginal.
En pacientes pediátricos, Haemophilus y Streptococcus pneumoniae adquieren un rol
significativo, en esta localización.
En pacientes mayores, tienen importancia, Gardnerella vaginalis, Trichomonas vaginalis,
especies de Candida, Bacilos Gram negativos, Streptococcus agalactiae, Neisseria
gonorrhoeae.
10.2
ALCANCE
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
hospital regional de Rancagua.
Se indica el cultivo de secreción, con fines diagnósticos para pacientes femeninos que
presenten alteraciones a nivel vaginal, tanto hospitalizadas como pacientes ambulatorios.
10.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para las técnicas de cultivo de secreciones biológicas es el
Tecnólogo Médico.
10.4
TERMINOLOGIA
 ITS: infección de transmisión sexual.
10.5
DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO
10.5.1 FUNDAMENTO
El estudio microbiológico de secreción vaginal, permite el estudio de las bacterias
involucradas en procesos infecciosos, permitiendo descartar si es producto de una
Infección de transmisión sexual (ITS) o por colonización bacteriana.
10.5.2 TIPO DE MUESTRA
Normalmente, esta muestra puede venir tomada en medio de transporte Stuart o en un
tubo con suero fisiológico. Más información de la muestra remitirse al “Manual de toma de
muestra de Microbiología”
10.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS
Materiales:
 Tubos con medio de transporte Stuart.
 Tubos con suero fisiológico estéril.
 Porta objetos esmerilados.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
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1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
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Página: 39 de 128
Reactivos:
 Tinción de GRAM.
 Placas de Agar Sangre.
 Placas de Agar Chocolate.
 Placas de Agar Candida (cromógeno).
 Placas de Agar Mc Conkey.
 Placas de Agar Thayer Martin.
Equipos:
 Estufa de cultivo microbiológico a 35ºC.
 Microscopio corriente.
 Jarra con vela.
10.5.4 PROCEDIMIENTO
-Numerar tubo con medio de transporte o suero fisiológico (muestra), placas, y
portaobjetos a utilizar.
-Sacar tórula del medio de transporte o con pipeta Pasteur si viene en suero fisiológico y
sembrar en placa de Agar Sangre, Agar Chocolate y Agar Candida.
-Con la misma tórula, o pipeta Pasteur realizar frotis en portaobjeto esmerilado, estéril.
Dejar secar.
-Dejar la muestra que viene en suero fisiológico, para observación del directo al fresco, en
microscopio corriente. En caso de venir tomado en tórula con Stuart, se puede hacer una
emulsión con suero fisiológico rotando la tórula en éste.
- Observar en microscopio corriente la muestra al fresco.
-Incubar placas en estufa de cultivo a 35ºC por 18 a 24hrs. en atmósfera normal. La placa
de Agar Chocolate se incuba en microaerofilia (tarro con vela), en estufa a 35ºC.
-Si se solicita estudio de Gonococo, en la orden médica, se procede a sembrar una placa
de Thayer Martin, y se incuba en microaerofilia, en estufa de cultivo a 35ºC, por 18-24 hrs.
-Una vez seco el portaobjeto con el frotis, proceder a realizar Tinción de Gram.
-Secar portaobjeto teñido, en estufa de cultivo. Leer en microscopio corriente.
-Revisar las placas después de 18-24 hrs. de incubación. Realizar búsqueda de colonias
de patógenos en las placas de medio de cultivo. En caso de no haber desarrollo, proceder
a incubar las placas en estufa de cultivo a 35ºC, por otras 18-24 hrs.
-Informar la o las bacterias patógenas encontradas, con identificación hasta género y
especie, junto al estudio de sensibilidad antimicrobiano respectivo.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
10.6
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
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Página: 40 de 128
INFORME DE RESULTADOS
Los resultados negativos: Se informan a las 48 horas, desde su ingreso a la unidad de
bacteriología.
Los resultados positivos: No poseen un tiempo específico definido, debido a la variabilidad
de cada caso en particular y factores externos que no dependen de los profesionales del
área.
10.7
FORMULARIO Y REGISTROS
Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta
autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del
paciente) al cuaderno de “flujos vaginales”, asignándole el número correlativo interno del
cuaderno.
10.8
REFERENCIA
 Anderson M, Karasz A, Friedland S. Are vaginal symptoms ever normal? A review of the
literature. MedGenMed. 2004;6(4):49.
 Eckert LO, Lentz GM. Infections of the lower genital tract: vulva, vagina, cervix, toxic
shock syndrome, HIV infections. In: Katz VL, Lentz GM, Lobo RA, Gershenson DM, eds.
Comprehensive Gynecology. 5th ed. Philadelphia, Pa: Mosby Elsevier; 2007:chap 22.
 Sanfilippo JS. Vulvovaginitis. In: Kliegman RM, Behrman RE, Jenson HB, Stanton BF,
eds. Nelson Textbook of Pediatrics. 18th ed. Philadelphia, Pa: Saunders Elsevier; 2007:
chap 549.
 Spence D, Melville C. Vaginal discharge. BMJ. 2007; 335:1147-1151.
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 41 de 128
10.9 FLUJOGRAMA SECRECIÓN VAGINAL
Secreción vaginal
Muestra tomada en:
Suero fisiológico y/o medio de
transporte Stuart.
Sembrar en:
-
Si hay sospecha de
gonococo:
Sembrar en agar Thayer
Martín e incubar a 35ºC
por 18-24hrs en
microaerofilia.
POSITIVO
Pruebas bioquímicas y
estudio de sensibilidad.
Agar sangre
Agar Candida.
Agar McConkey (<14 años)
-
Agar chocolate
-
Realizar frotis y tinción Gram.
-
Lectura directo al fresco.
Incubar a
35ºC por 1824 hrs en
microaerofilia.
Observar desarrollo
bacteriano.
POSITIVO
NEGATIVO
-
Envío de cepas al ISP
(notificación
obligatoria)
Incubar a
35ºC por
18-24 hrs.
Pruebas bioquímicas y
estudio de sensibilidad.
Realizar frotis y tinción Gram.
Lectura del directo al fresco.
Volver a incubar las placas
según corresponda por 24hrs
más.
NEGATIVO
Negativo a las 48hrs de
incubación.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
11.
HEMOCULTIVO
11.1
OBJETIVOS
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1.3.2
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Versión: 0
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Página: 42 de 128
Estandarizar el procedimiento del hemocultivo para el diagnóstico de sepsis.
11.2
ALCANCE
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
hospital regional de Rancagua.
11.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para la técnica de hemocultivo es el Tecnólogo Médico.
11.4
TERMINOLOGIA
 Bacteriemia: presencia de bacterias en la sangre
 Septicemia o Sepsis: concepto eminentemente clínico, que significa básicamente,
desarrollo de una respuesta sistémica a la infección.
 Estandarizar: se conoce como estandarización al proceso mediante el cual se realiza
una actividad de manera standard o previamente establecida.
11.5
DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO
11.5.1 FUNDAMENTO
Los sistemas automatizados para hemocultivos consisten básicamente en botellas con
diversos medios de cultivo (aeróbicos, anaeróbicos, hongos, micobacterias y con resinas
que captan antibióticos) que se incuban en equipos que agitan constantemente las
muestras y que poseen modernos sistemas de detección microbiana. Estos se basan en
la detección de productos del metabolismo bacteriano (CO2) mediante técnicas
radiométricas, espectrofotométricas, fluorométricas y/o colorimétricas. El computador
asociado a los equipos relaciona las mediciones con índices y/o gráficas de crecimiento
microbiano que dan un aviso cuando la detección sobrepasa un punto de corte. Las
botellas se descargan, se hace una tinción de Gram y se informan precozmente.
11.5.2 TIPO DE MUESTRA
Recién nacidos: 1 mL de sangre por frasco completando un set de 2 frascos.
Lactantes 1 mes – 1 año: 1,5 mL de sangre por frasco, completando un set de 2 frascos.
Mayores de 2 años: 2,5 mL de sangre por frasco, completando un set de 2 frascos.
Adultos: 5 – 10 mL de sangre por frasco, completando un set de 2 frascos.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
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1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
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Página: 43 de 128
11.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS
Materiales:
 Frascos de hemocultivos pediátricos de 20ml (amarillos) y adultos de 30 ml (verdes).
 Agujas de hemocultivos.
 Portaobjetos con borde esmerilado
 Placas de medio Agar sangre y Mc Conkey.
Reactivos:
 Reactivos para tinción de Gram.
Equipos:
 Equipo automatizado Bact Alert 3D.
 Microscopio corriente
 Estufa de cultivo a 35ºC.
11.5.4 PROCEDIMIENTO
-Ingresar datos del paciente al Bact View como se menciona en el manual de Bact Alert
“System training manual with Bact VIEW Software, Capitulo 5, pág 5.1, Biomerieux”
- Cargar frascos en el incubador, en el lugar donde indique el equipo con la luz.
-La incubación, agitación y monitoreo de los frascos de hemocultivos se realiza en equipo
automatizado Bact Alert 3D.
Procedimiento en hemocultivo positivo:
-Desinfectar la tapa del frasco con algodón impregnado en alcohol. Introducir aguja
especial para hemocultivos.
-Sembrar muestra (1 o 2 gotas) en agar sangre y agar McConkey. Colocar una gota de
sangre en un portaobjetos limpio y numerado, extender con la aguja para realizar tinción
de Gram.
-Incubar las placas en estufa de cultivo a 35ºC por 18-24 horas.
-Al día siguiente realizar lectura de las placas y efectuar identificación y estudio de
sensibilidad según corresponda.
11.6 INFORME DE RESULTADOS
Los frascos positivos: Serán entregados por el equipo con una alarma sonora y visual. La
entrega de resultados no posee un tiempo específico definido, debido a la variabilidad de
cada caso en particular y factores externos que no dependen de los profesionales del
área.
Se realizará un pre-informe de la tinción de gram en caso de que los dos hemocultivos de
un mismo paciente presenten positividad.
En caso de que sea solo uno de los dos frascos del paciente, el que resulte positivo, el
pre-informe de la tinción de gram se realizara solo en aquellos caso que se visualice un
bacilo gram negativo o una levadura.
Si se observara una cocacea gram positiva es recomendable esperar la positividad del
segundo frasco del paciente ya que puede tratarse de contaminación de la piel.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
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1.3.2
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Página: 44 de 128
Los resultados negativos: Al quinto día de incubación el equipo Bact Alert arroja los
resultados negativos, los cuales se informaran: “negativos al quinto día de incubación”.
11.7
FORMULARIOS Y REGISTROS
Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta
autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del
paciente) al cuaderno de “hemocultivos”, asignándole el número correlativo interno del
cuaderno, y al lado derecho del formulario de registro, se pegará la etiqueta desprendible
del frasco, la cual trae el código de barras de éste.
11.8
REFERENCIA
 Everts RJ; Vinson EN; Adholla PO; Reller BL. Contamination of catheter-drawn blood
cultures. J. Clin. Microbiol. 2001; 39:3393-3394
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 45 de 128
11.9 FLUJOGRAMA HEMOCULTIVO
HEMOCULTIVO
HEMOCULTIVO AUTOMATIZADO
SISTEMA BACTALERT.
Incubar frascos en BACTALERT por
18-24hrs a 35ºC.
Hemocultivo positivo.
Sembrar en agar
sangre y McConkey.
Hemocultivo negativo
(hasta 5 días).
Realizar tinción Gram.
T
INFORMAR.
Informe preliminar.
Incubar en estufa a 35ºC por 18-24hrs.
CULTIVO POSITIVO.
CULTIVO NEGATIVO.
Si al Gram original no se
observan bacterias.
Si al Gram original se
observan bacilos Gram (-)
(Falso positivo)
Sembrar en agar chocolate.
Reincubar frasco en
BACTALERT.
Incubar a 35ºC en tarro con
vela.
Realizar pruebas bioquímicas y estudio de sensibilidad.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
12.
HEMOCULTIVO CUANTITATIVO
12.1
OBJETIVO
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
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Página: 46 de 128
Detecta en forma oportuna, infecciones asociadas en pacientes hospitalizados, con
catéter venoso central (CVC), en los cuales se sospecha colonización del catéter.
Paciente con más de 24 horas con catéter, con fiebre mayor o igual a 38º C, sin otro foco
infeccioso documentado.
12.2
ALCANCE
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico del hospital regional de Rancagua.
12.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para la técnica de hemocultivo es el Tecnólogo Médico.
12.4
TERMINOLOGIA
Hemocultivo cuantitativo: Permiten establecer el número de bacterias por mL de sangre
cultivada.
CVC: cateter venoso central.
12.5
DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO
12.5.1 FUNDAMENTO
Los hemocultivos cuantitativos informan de la detección de las infecciones asociadas a
catéter venoso central y evita el retiro innecesario de catéteres.
12.5.2 TIPO DE MUESTRA
Se recibirán 2 jeringas con sangre heparinizadas, una rotulada como CVC y otra como
periférica.
12.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS
Materiales:
 Placas de medio Agar sangre.
 Jeringas estériles.
Equipos:
 Estufa de cultivo a 35º C.
12.5.4 PROCEDIMIENTO
-La orden médica debe indicar cultivo de “Hemocultivos cuantitativos”, central y periférico.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
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Página: 47 de 128
-La metodología para los hemocultivos cuantitativos una vez ya recepcionadas las 2
jeringas, una con sangre obtenida del catéter venoso central y otra con sangre periférica,
es el siguiente:
-Rotular cada jeringa.
-Vaciar 1 ml., de sangre de la jeringa del CVC a una placa de agar sangre de cordero 5%,
tapar y tratar de distribuir la muestra en la placa sin invertir y sin destapar, en forma
homogénea.
- En ocasiones no llega la cantidad solicitada (1ml), por lo que es siempre necesario, para
efecto del recuento, marcar la placa con la cantidad de muestra sembrada: 1 ml, 0.75ml,
0.5 ml etc.
-Hacer lo mismo con la jeringa PERIFERICA.
-Incubar las placas en estufa de cultivo a 35ºC, hasta 48 hrs. con la tapa mirando hacia
arriba ( el número de la base de la placa mirando hacia abajo)
-Sin crecimiento o menos de 5 colonias por placa el cultivo se informa como Negativo.
-Realizar identificación y estudio de sensibilidad del agente involucrado.
12.6
INFORME DE RESULTADOS
Los resultados positivos: No poseen un tiempo específico definido, debido a la variabilidad
de cada caso en particular y factores externos que no dependen de los profesionales del
área.
Se informará el cultivo positivo con el recuento de colonias, expresado en UFC/mL y se
realizará la identificación y sensibilidad bacteriana correspondiente.
Si el recuento bacteriano es superior 5 a 10 veces, en el CVC, sobre el cultivo de sangre
periférica: se determina que “La infección del torrente sanguíneo es asociada al catéter
venoso central”.
Los resultados negativos: Se informan a las 72 horas, desde su ingreso a la unidad de
bacteriología.
12.7
FORMULARIOS Y REGISTROS
Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta
autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del
paciente) al cuaderno de “secreciones”, asignándole el número correlativo interno del
cuaderno.
12.8
REFERENCIAS

Everts RJ; Vinson EN; Adholla PO; Reller BL. Contamination of catheter-drawn
blood cultures. J. Clin. Microbiol. 2001; 39:3393-3394.

Fuller DD, Davis TE Jr, Denys GA, York MK. Evaluation of BACTEC MYCO/F Lytic
medium for recovery of mycobacteria, fungi, and bacteria from blood. J. Clin. Microbiol.
2001; 39: 2933-2936.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 48 de 128
12.9 FLUJOGRAMA HEMOCULTIVO CUANTITATIVO
Hemocultivo
cuantitativo.
Identificación de las
muestras.
Jeringa con 1ml de
sangre de origen
central.
Jeringa con 14ml de
sangre de origen
periférico.
Sembrar 1ml en
agar sangre.
Sembrar 1ml en
agar sangre.
Incubar 72hrs a 37ºC
POSITIVO.
Realizar pruebas
bioquímicas y
sensibilidad
bacteriana.
NEGATIVO.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
13.
LIQUIDO CEFALORRAQUÍDEO
13.1
OBJETIVO
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
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Página: 49 de 128
Diagnostico microbiológico de meningitis.
13.2
ALCANCE
Personal Tecnólogo Médico y Técnico Paramédico de la sección de bacteriología del
hospital regional de Rancagua.
Se indica una punción lumbar, con fines diagnósticos para meningitis, hemorragias
meníngeas, encefalitis y neuropatías.
13.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para la técnica de líquido cefalorraquídeo es el Tecnólogo
Médico.
13.4
TERMINOLOGIA
 LCR: Líquido cefalorraquídeo.
13.5
DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO
13.5.1 FUNDAMENTO
El estudio de líquido cefalorraquídeo, nos permite la detección oportuna de
microorganismo causantes de meningitis.
13.5.2 TIPO DE MUESTRA
Muestra obtenida por punción lumbar.
13.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS
Materiales:
 Frasco de hemocultivo BacT/Alert PF o tubo plástico estéril tapa rosca de 15ml.
 Pipetas de transferencia estériles.
 Porta objetos esmerilados.
 Algodón
 Agujas hemocultivos
Reactivos:
 Tinción de Gram.
 Placas de cultivo con agar chocolate y sangre.
 Alcohol de 70º.
Equipos:
 Estufa de cultivo microbiológico a 35ºC.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
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Página: 50 de 128
 Centrifuga rango mínimo 0 a 3.500 rpm.
 Microscopio corriente.
 Equipo automatizado Bact/Alert.
 Jarra con vela
13.5.4 PROCEDIMIENTO
Siembra de la muestra tomada en tubo estéril:
-Centrifugar el líquido a 3000 rpm por 10 minutos. Los líquidos purulentos pueden ser
sembrados sin necesidad de centrifugar.
-Sembrar del sedimento, aspirando con pipeta Pasteur estéril. Sembrar una gota en agar
chocolate y agar sangre. Incubar en estufa a 35º C por 18-24 horas. Incubar placa de agar
chocolate en tarro con vela.
-Realizar frotis para tinción de Gram. El resultado del Gram, especialmente en el caso de
LCR turbios, semi turbios o purulentos, debe informarse de inmediato. La concentración
de la muestra, como un paso previo a su tinción mejora el rendimiento, por lo que es
recomendable su uso de rutina.
-Todo hallazgo importante, también debe incluirse en el informe (por ejemplo, “presencia
de elementos levaduriformes).
Muestra tomada en frasco de hemocultivo pediátrico:
-Incubar durante dos días el frasco en equipo automatizado Bact/Alert.
-Siembra de frasco positivo: Desinfectar la tapa del frasco con algodón impregnado en
alcohol. Introducir aguja especial para hemocultivos.
-Sembrar muestra (1 o 2 gotas) en agar sangre y agar chocolate. Colocar una gota de
muestra en un portaobjetos limpio y numerado, extender con la aguja para realizar tinción
de Gram.
-Incubar las placas en estufa de cultivo a 35ºC por 18-24 horas.
-Al día siguiente realizar lectura de las placas y efectuar identificación y estudio de
sensibilidad según corresponda.
13.6
CONSIDERACIONES ESPECIALES
El Instituto de Salud Pública, establece de manera temporal que el laboratorio
local deberá enviar la muestra de LCR al laboratorio de referencia de la sección
Bacteriología del ISP, para su estudio de PCR (Polimerasa en cadena en tiempo real) si a
las24 hrs. no presentan desarrollo en cultivo de LCR y además presenta alguna de las
siguientes condiciones:
Estudio Citoquímico: Recuento de leucocitos: mayor 100/mm 3 y/o Glucorraquia menor o
igual a 40 mg/dl..
Todo hallazgo microbiológico en LCR debe ser enviado al ISP, ya sea Neisseria
menigitidis, Haemophilus influenzae, Streptococcus Beta hemolítico, Listeria
monocytogenes, Streptococcus pneumoniae, etc.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
13.7
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
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Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 51 de 128
INFORME DE RESULTADOS
Los resultados positivos:
Gram directo: las muestras en las cuales se observan microorganismos al Gram, serán
informadas en un periodo menor a las 2 horas de ingresada la muestra al laboratorio, vía
telefónica al servicio correspondiente y registrándola en carpeta “Registro de valores de
alerta” (ubicado en secretaría de bacteriología) simultáneamente al informe escrito.
Cultivo: no poseen un tiempo específico definido, debido a la variabilidad de cada caso en
particular y factores externos que no dependen de los profesionales del área.
Los resultados negativos:
Gram directo: las muestras en las cuales no se observan microorganismos se informarán
como “No se observan bacterias” y/o “No se observan levaduras” y deben ser informadas
antes de las 2 horas de ingresada la muestra al laboratorio. No es necesario el informe
telefónico salvo que el médico lo solicite.
Cultivo: Se informan a las 48 hrs. desde su ingreso al laboratorio de bacteriología.
FORMULARIOS Y REGISTROS
Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta
autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del
paciente) al cuaderno de “secreciones” (en caso de que llegue tomada en tubo) o al
cuaderno de “hemocultivos” (en caso de que llegue tomada en frasco), asignándole el
número correlativo interno del cuaderno.
13.8
REFERENCIAS
 Curso Post Título Estudio y Estandarización de Líquidos Biológicos en el Laboratorio
Clínico. 2001.
 Aplicación de la citocentrifugación en el diagnóstico precoz de las infecciones
bacterianas de líquidos estériles. Tesis doctoral Jesús Turiño Luque. Universidad de
Granada 2007.
 Recomendaciones para el estudio de líquidos biológicos serosos en el laboratorio de
urgencias. A. Noguera y col. Quim Clin 2004:23(3) 141-145.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
13.9
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
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FLUJOGRAMA DE LCR
LCR en frasco de hemocultivo
LCR en frasco plástico estéril
Centrifugar a 3.000rpm por 10min
Incubar en equipo BACTALERT por 2
días
Del sedimento
Seguir el esquema de hemocultivos
positivos, de lo contrario el equipo lo
informara negativo a los 2 días.
Tinción Gram
Sembrar en agar chocolate y
agar sangre
Presencia de bacterias
Incubar a 35ºC por 18-24 horas (placa
en tarro con vela)
INFORME
INMEDIATO
POSITIVO
Realizar tinción Gram
ENVIO DE CEPAS AL ISP
(ver anexo)
NEGATIVO
Realizar pruebas
bioquímicas y estudio de
sensibilidad
Negativo
Informar como
“negativo a las 48
horas”
Incubar por 18-24 horas a
35ºC
Positivo
Volver a
“POSITIVO”
Volver a “POSITIVO”
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
14.
LIQUIDOS ESTERILES
14.1
OBJETIVOS
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
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Página: 53 de 128
Estandarizar el diagnóstico rápido de microorganismos presentes en los distintos tipos de
líquidos biológicos estériles, que es de gran importancia para el diagnóstico de
infecciones que, en esta localización es generalmente grave.
14.2
ALCANCE/CAMPO DE APLICACION
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
hospital regional de Rancagua.
14.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para la técnica de líquidos estériles es el Tecnólogo Médico.
14.4
TERMINOLOGIA

Estandarizar: se conoce como estandarización al proceso mediante el cual se
realiza una actividad de manera Standard o previamente establecida.

Líquidos biológicos: podemos definir a todos aquellos líquidos o fluidos corporales
procedentes del organismo.
14.5
DESARROLLO DE PROCEDIMIENTO
14.5.1 FUNDAMENTO:
El estudio de los líquidos estériles nos permitirá el estudio de microorganismos, causantes
de enfermedades, por lo cual los resultados deben ser evaluados con la clínica del
paciente.
14.5.2 TIPO DE MUESTRA:
Muestras de líquido ascítico, liquido articular o sinovial, liquido peritoneal o liquido pleural.
14.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS:
Materiales:
 Tubos de muestra estéril en caso de ser tomados en tubo.
 Frasco de hemocultivo en caso de ser tomado en frasco.
 Pipetas de transferencia estériles.
 Porta objetos esmerilados.
 Agujas de hemocultivos
Reactivos:
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
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Página: 54 de 128
 Tinción de Gram.
 Placas de cultivo con agar chocolate y sangre.
 Alcohol de 70º.
Equipos:
 Estufa de cultivo microbiológico a 35ºC.
 Microscopio corriente.
 Equipo automatizado Bact/Alert.
14.5.4 PROCEDIMIENTO:
Muestra tomada en tubo:
 Centrifugar la muestra a 3000 rpm por 10 minutos. Se elimina el sobrenadante.
 Con una pipeta Pasteur estéril, tomar muestra centrifugada y sembrar una placa de agar
chocolate y una placa de agar sangre de cordero al 5%.
 Depositar una gota de muestra en un portaobjeto. Realizar un frotis delgado,
extendiendo un poco de la muestra, para hacer una tinción de Gram.
 Incubar la placa de agar chocolate en jarra con vela y en atmósfera normal el agar
sangre durante 18-24 horas a 35ºC.
Muestra tomada en frasco de hemocultivo:
 Una vez llegada la muestra se ingresa de igual forma que un hemocultivo en equipo
automatizado Bact/Alert.
14.6
CONSIDERACIONES GENERALES:
Los líquidos purulentos pueden ser sembrados directamente, sin centrifugar. El frotis
para la tinción de Gram, en este caso, se realiza depositando una gota de líquido en un
porta, en seguida, esparcir suavemente con tórula delgada, rodándola cuidadosamente
por sobre el portaobjetos para obtener un frotis delgado.
14.7
INFORME DE RESULTADOS:
Al momento de informar el cultivo de líquidos estériles se debe informar el crecimiento
bacteriano, con la cepa identificada, más su correspondiente antibiograma. Aquellos
cultivos sin crecimiento bacteriano a las 48 hrs se deben informar como negativos.
Los resultados negativos: se informan a las 48 horas, desde su ingreso a la unidad de
bacteriología.
Los resultados positivos: no poseen un tiempo específico definido, debido a la variabilidad
de cada caso en particular y factores externos que no dependen de los profesionales del
área.
14.8
FORMULARIOS Y REGISTROS:
Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta
autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del
paciente) al cuaderno de “secreciones” (en caso de que llegue tomada en tubo) o al
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
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Página: 55 de 128
cuaderno de “hemocultivos” (en caso de que llegue tomada en frasco), asignándole el
número correlativo interno del cuaderno.
14.9
REFERENCIA:
 Curso Post Título Estudio y Estandarización de Líquidos Biológicos en el Laboratorio
Clínico. 2001.
 Aplicación de la citocentrifugación en el diagnóstico precoz de las infecciones
bacterianas de líquidos estériles. Tesis doctoral Jesús Turiño Luque. Universidad de
Granada 2007.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
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14.10 FLUJOGRAMA DE LA MUESTRA:
Muestra.
Centrifugar muestra.
Tomar muestra con pipeta Pasteur estéril.
Sembrar placa de
agar chocolate.
Incubar por 18-24
horas a 35ºC en
tarro con vela.
Sembrar tubo con
caldo tioglicolato.
Incubar por 18-24
horas a 35ºC en
atmósfera normal.
Preparar frotis
(delgado).
Realizar tinción
Gram.
Observar.
Observar posible desarrollo
microbiano.
Pruebas bioquímicas y estudio
de sensibilidad.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
15.
TINTA CHINA
15.1
OBJETIVOS
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
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Estandarizar el procedimiento de pesquisa de Cryptococcus neoformans en líquidos
estériles como LCR, visualizando la cápsula.
15.2
ALCANCE/CAMPO DE APLICACION
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
hospital regional de Rancagua.
Para pacientes que poseen una infección fúngica del sistema nervioso central, el cual
puede además afectar a los pulmones y a la piel.
15.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para la tinción VB es el Tecnólogo Médico.
15.4
TERMINOLOGIA:

Cápsula: es una característica distintiva de la levadura, constituyendo el principal
factor de virulencia.

LCR: liquido cefalorraquídeo

Estandarizar: se conoce como estandarización al proceso mediante el cual se
realiza una actividad de manera Standard o previamente establecida.
15.5
DESARROLLO DE PROCEDIMIENTO:
15.5.1 FUNDAMENTO:
Técnica utilizadas para la observación de la estructura de la capsula, principalmente en
Cryptococcus neoformans. Esta técnica se denomina tinción negativa, debido a que se
tiñe el fondo de la preparación y no el microorganismo.
15.5.2 TIPO DE MUESTRA:
Muestras de liquido ascítico, liquido articular o sinovial, líquido peritoneal, líquido pleural.
15.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS:
Materiales:
 Porta objetos esmerilados.
 Cubreobjetos
 Tubos plásticos estériles tapa rosca
 Pipetas Pasteur estériles
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
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Página: 58 de 128
Reactivos:
 Tinta china.
 Agua destilada.
Equipos:
 Centrifuga.
 Microscopio.
15.5.4 PROCEDIMIENTO:

Centrifugar LCR a 3000 rpm por 10 minutos y eliminar sobrenadante.

Colocar en un tubo de Khan estéril, una gota de tinta china de buena calidad
(Black magic USA) y adicionar 2 o 3 gotas de agua destilada.

Homogenizar.

En un portaobjetos colocar, con una pipeta Pasteur estéril una gota de LCR
centrifugado y una gota de la dilución de tinta china.

Homogenizar mezclando las dos gotas hasta tener un color
oscuro y
colocar cubreobjeto sobre la preparación.

Observar en el microscopio con aumento 10x y luego confirmar con aumento 40x,
buscando las levaduras con capsula típica.
15.6
INFORME DE RESULTADOS
Se informará de acuerdo:
Positivo: (Se observa fondo negro y las levaduras con capsula sin color): Presencia de
capsula de Cryptococcus neoformans.)
Negativo: ausencia de cápsula de Cryptococcus neoformans.
Tanto los resultados positivos como los negativos se informaran durante la misma
jornada, en un periodo menor a 24 horas.
15.7
FORMULARIOS Y REGISTROS:
Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta
autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del
paciente) al cuaderno de “secreciones”, asignándole el número correlativo interno del
cuaderno.
15.8
REFERENCIAS
 Manual de microbiología clínica, Patrick Murray 9º Edición 2007,
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
15.9 FLUJOGRAMA DE LA MUESTRA:
Tinción tinta china.
Centrifugar LCR y eliminar
sobrenadante.
En un tubo khan colocar tinta china y
gotas de agua destilada.
Homogenizar.
Agregar en un portaobjeto una gota de
LCR centrifugado y una gota de
dilución de la tinta china.
Homogenizar.
Observar en el microscopio en
aumento 10x y confirmar en 40x.
Registrar resultados.
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 59 de 128
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 60 de 128
16
CULTIVO DE MYCOPLASMA HOMINIS Y UREAPLASMA UREALITICUM
16.1
OBJETIVOS
Sirve de apoyo al diagnóstico, en pacientes con infecciones del tracto genital femenino.
16.2
ALCANCE/CAMPO DE APLICACION
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
hospital regional de Rancagua.
Análisis desarrollado en adultos hospitalizados y ambulatorios, cuya sintomatología sea
sospechosa de una infección del tracto genital femenino.
16.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para la técnica de líquidos estériles es el Tecnólogo Médico.
16.4
DESARROLLO DE PROCEDIMIENTOS
16.4.1 FUNDAMENTO:
El cultivo está adaptado a una galería de pruebas para el crecimiento óptimo de los
Mycoplasmas (pH, substratos y asociación de varios factores de crecimiento).
La presencia de substratos específicos, urea para Mycoplasma spp. Y arginina para
Mycoplasma hominis, y de un indicador, rojo fenol, permite, en caso de cultivo positivo,
visualizar un cambio de color del caldo, vinculado a un aumento del pH.
La asociación de 3 antibióticos y de un antifúngico, aporta la selectividad respecto a la
flora de contaminación, eventualmente presente en la toma de muestra. Esta galería
permite obtener, la identificación, el recuento y la sensibilidad a los antibióticos presentes
en la galería.
16.4.2 TIPO DE MUESTRA:
Muestras femeninas: secreción cervical o vaginal.
Muestras masculinas: orina, secreción uretral, prostática, o semen.
16.4.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS:
Materiales:
 Puntas amarillas estériles.
 Propipeta ajustable
 Tórulas estériles, poliéster o plástico.
Reactivos:
 Kits de Mycoplasma /Ureaplasma
Equipos:
 Estufa de cultivo microbiológico a 35ºC.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 61 de 128
16.4.4 PROCEDIMIENTO :
Diríjase al inserto de la técnica del kit comercial.
16.5
INFORME DE RESULTADOS:
Los resultados negativos: se informan a las 48 horas, desde su ingreso a la unidad de
bacteriología.
Los resultados positivos: no poseen un tiempo específico definido, debido a la variabilidad
de cada caso en particular y factores externos que no dependen de los profesionales del
área.
16.6
FORMULARIOS Y REGISTROS:
Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta
autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del
paciente) al cuaderno de Flujos vaginales, en la pestaña de Mycoplasma asignándole el
número correlativo interno del cuaderno.
16.7
REFERENCIAS:
 Ryan KJ, Ray CG (editors) (2004). Sherris Medical Microbiology (4th ed. edición).
McGraw Hill. pp. 409-12. ISBN 0838585299.
 Hutchison, C. A. III, and M. G. Montague. 2002. Mycoplasmas and the minimal genome
concept, p. 221-254. In Razin, S., and R. Herrmann (eds.), Molecular Biology and
Pathogenicity of Mycoplasmas, Kluwer Academic/Plenum, New York..
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
17
ESTUDIO DE SECRECIONES
17.1
OBJETIVOS
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 62 de 128
Estandarizar el procedimiento de diagnóstico microbiológico de los procesos supurados.
17.2
ALCANCE/CAMPO DE APLICACION
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
hospital regional de Rancagua.
Para pacientes pediátricos o adultos, hospitalizados en su mayoría, y también pacientes
ambulatorios que requieran es tipo de estudio.
17.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para las técnicas de cultivo de secreciones biológicas es el
Tecnólogo Médico.
17.4
TERMINOLOGÍA
Estandarizar: Se conoce como estandarización al proceso mediante el cual se realiza una
actividad de manera Standard o previamente establecida.
17.5
DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO
17.5.1 FUNDAMENTO:
El estudio microbiológico de secreciones, permite el estudio de bacterias involucradas en
procesos infecciosos, de diverso índole, siendo generalmente del grupo de las aerobias y
facultativas.
17.5.2 TIPO DE MUESTRA:
Secreción ocular, biliar, peritoneal, ótica, piel, herida, escara, nasal, ulcera, quemadura,
etc.
17.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS:
Materiales:
 Tubos con medio de transporte Stuart.
 Porta objetos esmerilados.
Reactivos:
 Tinción de Gram.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 63 de 128
 Placas de Agar Sangre.
 Placas de Agar Mc Conkey.
 Tubos con caldo Tioglicolato.
 Placas con Agar Chocolate
Equipos:
 Estufa de cultivo a 35ºC.
 Microscopio corriente.
17.5.4 PROCEDIMIENTO:
 Numerar tubo con medio de transporte (muestra), placas, tubos y portaobjetos a utilizar.
 Sacar tórula del medio de trasporte y sembrar en los medios de cultivo respectivo para
cada tipo de muestra y según tabla Anexo Nº 3 “Agares para siembra de muestras”
 Con la misma tórula, realizar frotis en portaobjeto esmerilado, estéril. Dejar secar.
 Incubar placas y caldo de cultivo, en estufa de cultivo a 35ºC por 18 a 24 hrs.
 Una vez seco el portaobjetos con el frotis, proceder a realizar Tinción de Gram.
 Secar portaobjetos teñido, en estufa de cultivo. Leer en microscopio corriente.
 Revisar las placas y tubos después de 18-24 hrs. de incubación. Realizar búsqueda de
colonias de patógenos en las placas de medio de cultivo. En caso de no haber desarrollo,
revisar caldo Tioglicolato. Si está turbio, proceder a realizar traspaso en Agar Sangre y
Mac Conkey desde este caldo; incubando las placas en estufa de cultivo a 35ºC, por 1824 hrs. En caso contrario, incubar por 18-24 hrs. más, las placas y tubos negativos, sin
desarrollo bacteriano.
 Informar la o las bacterias patógenas encontradas, con identificación hasta género y
especie, junto al estudio de sensibilidad antimicrobiano respectivo.
17.6
INFORME DE RESULTADOS
Los resultados negativos: se informan a las 48 horas, desde su ingreso a la unidad de
bacteriología.
Los resultados positivos: no poseen un tiempo específico definido, debido a la variabilidad
de cada caso en particular y factores externos que no dependen de los profesionales del
área.
17.7
FORMULARIO Y REGISTRO
Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta
autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del
paciente) al cuaderno de secreciones, asignándole el número correlativo interno del
cuaderno.
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 64 de 128
17.8 REFERENCIAS
 Manual de microbiología clínica, Patrick Murray , 9º Edición 2007,
 Manual de diagnóstico bacteriológico en el laboratorio clínico, Rosa Bustos y col. 1994,
Instituto de Salud Pública.
17.9 FLUJOGRAMA DE LA MUESTRA.
Muestra de secreción
Medio de transporte Stuart
Realizar frotis en porta-objeto
Sembrar en agar sangre,
McConkey y caldo tioglicolato
Tinción y lectura de Gram
Incubar por 24hrs a 35ºC y observar
crecimiento
POSITIVO
Estudio microbiológico del
crecimiento bacteriano
Realizar pruebas bioquímicas
y estudio de sensibilidad
NEGATIVO
Incubar por 24hrs a 35ºC y
observar crecimiento
Negativo
Informar negativo a
las 48hrs
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
18
ESTUDIO DE SECRECION URETRAL
18.1
OBJETIVOS
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 65 de 128
Diagnóstico de microorganismos que son capaces de realizar complicaciones crónicas
como epididimitis, prostatitis y síndrome de Reiter.
18.2
ALCANCE/CAMPO DE APLICACION
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
hospital regional de Rancagua.
Se indica el cultivo de secreción, con fines diagnósticos para pacientes masculinos que
presenten uretritis, tanto hospitalizados como también pacientes ambulatorios.
18.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para las técnicas de cultivo de secreciones biológicas es el
Tecnólogo Médico.
18.4
DESARROLLO DE PROCEDIMIENTO
18.4.1 FUNDAMENTO:
El estudio microbiológico de la secreción uretral, permite el estudio de las bacterias
involucradas en procesos infecciosos permitiendo descartar si es producto de gonococo u
otra bacteria.
18.4.2 TIPO DE MUESTRA:
Secreción uretral. La muestra debe venir tomada en medio de transporte Stuart. Para más
información dirigirse al manual de toma de muestra.
18.4.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS
Materiales:
 Tubos con medio de transporte Stuart.
 Porta objetos esmerilados estériles.
Reactivos:
 Tinción de Gram.
 Placas de Agar Sangre.
- Placas de Agar Chocolate.
 Placas de Agar Thayer Martin.
 Placas de Agar Candida.
Equipos:
 Estufa de cultivo microbiológico a 35ºC.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 66 de 128
 Microscopio corriente.
 Jarro con vela.
18.4.4 PROCEDIMIENTO:
 Numerar tubo con medio de transporte (muestra), placas, tubos y portaobjetos a utilizar.
 Sacar tórula del medio de trasporte y sembrar en placas de Agar Sangre, Agar
Chocolate, Agar Thayer Martin y Agar Candida; Con la misma tórula, realizar frotis en
portaobjeto esmerilado, estéril para tinción Gram.
 Incubar placas, en estufa de cultivo a 35ºC por 18 a 24hrs., en atmosfera normal. Las
placas de Thayer Martin y Agar Chocolate, se incuban en atmósfera de microaerofilia
(jarro con vela), en estufa de cultivo a 35ºC, por 18-24 hrs.
 Leer en microscopio corriente, la tinción de Gram
 Revisar las placas después de 18-24 hrs. de incubación. Realizar búsqueda de colonias
de patógenos en las placas de medio de cultivo. En caso de no haber desarrollo, proceder
a incubar las placas en estufa de cultivo a 35ºC, por otras 18-24 hrs.
 Informar la o las bacterias patógenas encontradas, con identificación hasta género y
especie, junto al estudio de sensibilidad antimicrobiano respectivo.
18.5
INFORME DE RESULTADOS:
Los resultados negativos: se informan a las 48 horas, desde su ingreso a la unidad de
bacteriología.
Los resultados positivos: no poseen un tiempo específico definido, debido a la variabilidad
de cada caso en particular y factores externos que no dependen de los profesionales del
área.
En caso de obtener desarrollo de Neisseria gonorrhoeae, la cepa debe ser enviada al ISP.
18.6
FORMULARIOS Y REGISTROS:
Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta
autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del
paciente) al cuaderno de secreciones, asignándole el número correlativo interno del
cuaderno.
18.7
REFERENCIA:
.
 Organización Mundial de la Salud. Guías para el tratamiento de las infecciones de
transmisión sexual. OMS 2005. ISBN:92-4-354626-0
 Workowski KA, Berman SM. Diseases characterized by urethritis and cervicitis. Sexually
transmitted diseases treatment guidelines 2006. Centers for Disease Control and
Prevention. MMWR. 2006 Aug 4;55(RR-11):35-49.
 Centers for Disease Control and Prevention (CDC). Update to CDC's sexually
transmitted diseases treatment guidelines, 2006: fluoroquinolones no longer
recommended for treatment of gonococcal infections. MMWR.2007 Apr 13;56(14):332-6.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
18.8
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 67 de 128
FLUJOGRAMA DE LA MUESTRA:
Secreción uretral
Muestra en medio de
transporte Stuart.
Realización de frotis para tinción
Gram.
Sembrar en:
-
Lectura en microscopio
corriente.
-
Agar sangre.
Agar chocolate
(microsensiblidad).
Agar Thayer Martin.
Agar candida.
Incubar a 35ºC entre 18 a 24hrs y observar
desarrollo bacteriano.
Positivo.
Pruebas bioquímicas y
estudio de sensibilidad.
Negativo.
Incubar a 35ºC por 24hrs
más y observar desarrollo
bacteriano.
Negativo.
Informar negativo a las
48hrs de incubación.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
19.
UROCULTIVOS
19.1
OBJETIVOS
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 68 de 128
Estandarizar el diagnóstico de certeza de infecciones de vía urinaria, identificar su agente
causal y su sensibilidad a los antibióticos, así como para confirmar la curación
bacteriológica.
19.2
ALCANCE/CAMPO DE APLICACION
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
hospital regional de Rancagua.
Pacientes que presenten sospecha de cistitis, pielonefritis, bacteriuria asintomática y
menos frecuente prostatitis aguda, abscesos renal o sepsis de posible origen urológico.
19.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para la técnica de urocultivo es el Tecnólogo Médico.
19.4
TERMINOLOGIA

Estandarizar: se conoce como estandarización al proceso mediante el cual se
realiza una actividad de manera Standard o previamente establecida.

ITU: infección del tracto urinario.
19.5
DESARROLLO DE PROCEDIMIENTO
19.5.1 FUNDAMENTO:
La técnica de Urocultivo se basa en la búsqueda de bacterias uropatógenas, presentes en
la orina de pacientes, y que se detectan durante el estudio del cultivo de orina adicionado
del sedimento urinario; este completa el estudio del cultivo.
19.5.2 TIPO DE MUESTRA:
Orina de primera micción 2º chorro, punción vesical, catéter, sonda vesical.
19.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS:
Materiales:
 Frascos con tapa rosca de 50 ml estériles.
 Asas plásticas de 1µL estériles o metálicas 10 ul.
 Portaobjetos.
 Cubreobjetos de 20x20.
 Pipeta automática graduada 1-100 ul.
 Puntas pipeta esteriles.
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BACTERIOLOGIA
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 Tubos de centrífuga, cónicos y limpios.
Reactivos:
 Placas con medio de cultivo Agar sangre de cordero 5% y Agar Mc Conkey
Equipos:
 Estufa de cultivo microbiológico a 35 ºC.
 Centrifuga rango mínimo 0 a 1.500 rpm.
 Microscopio corriente.
19.5.4 DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO
La metodología de la siembra microbiológica depende de la forma de obtención de la
muestra:
Tabla Nº1
Siembra de orinas según toma de muestra
Orina de segunda micción
Orinas por cateterización o
vesical
Orinas por punción vesical
Resiembra de orina
Sembrar 1 uL (Multiplicar por 1000)
sondeo Sembrar 10 uL (multiplicar por 100)
Sembrar 100 uL (Multiplicar por 10)
Gram del sedimento , Sembrar 10 uL en
agar sangre y chocolate
Siembra orina 2º chorro:
 Agitar bien la muestra.
 Tomar muestra de orina con asa calibrada1 ul desechable.
 Sembrar y estriar en un cuarto de placa de agar sangre de cordero al 5%, previamente
cortada y marcada.
 Sin volver a la muestra, sembrar y estriar en un cuarto de placa de agar Mc Conkey, es
decir, con la misma gota se siembran los dos agares, lo que permite tener colonias mas
aisladas en este agar.
 Finalmente y después de haber realizado la siembra en los dos agares, realizar tajo en
agar sangre y eliminar el asa.
 Incubar en estufa a 35 ºC por 18-24 horas.
 El recuento de colonias se realiza desde el agar sangre.
 Para la lectura de la muestra ver Tabla Nº 2 “ Interpretación del urocultivo y conducta
recomendada” Pag.81.
 En caso de obtener un cultivo negativo en presencia de un sedimento alterado y/o con
bacteriuria, se debe hacer una resiembra aumentando la cantidad a sembrar, es decir 10
ul, en un agar sangre cordero al 5% y un agar chocolate, además de realizar un gram
directo del sedimento.
 Siembra de orina por sondeo, punción o cateterización:
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 Agitar la muestra.
 Marcar el número interno de la muestra en un cuarto de placa de agar sangre de
cordero 5% y también en un cuarto de placa de agar McConkey. Debajo del número de la
muestra, marcar el volumen de muestra sembrado (10 ó 100 ul).
 Tomar muestra de orina con pipeta automática y punta
desechable estéril. La
cantidad a tomar depende de la toma de muestra. Ver Tabla Nº1 “Siembras de orina
según toma de muestra”.
 Depositar la cantidad descrita según Tabla Nº1 en el agar sangre de cordero al 5%.
 Sacar nuevamente muestra con la pipeta y sembrar agar McConkey.
 Luego con un asa metálica estéril se estría la muestra en las dos placas realizando el
tajo en el agar sangre de cordero al 5%.
 Incubar en estufa a 35 ºC por 18-24 horas.
 El recuento de colonias se realiza desde el agar sangre.
 Para la lectura de la muestra ver Tabla Nº 2 “Interpretación del urocultivo y conducta
recomendada” Pag.81.
Para el sedimento urinario:
 Traspasar un volumen de 10 ml de orina a un tubo plástico con tapa de 10 mL, para
centrifugar a 1500 rpm por 5 minutos.
 Eliminar el sobrenadante para obtener el sedimento urinario. Mezclar bien y colocar una
gota en portaobjeto y encima de esta, un cubreobjetos.
 Observar sedimento al microscopio.
19.6
INFORME DE RESULTADOS
Los resultados positivos: no poseen un tiempo específico definido, debido a la variabilidad
de cada caso en particular y factores externos que no dependen de los profesionales del
área.
Los resultados negativos: se informan a las 24 horas, desde su ingreso a la unidad de
bacteriología.
19.7
FORMULARIOS Y REGISTROS
Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta
autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del
paciente) al cuaderno de “urocultivo”, asignándole el número correlativo interno del
cuaderno.
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REFERENCIAS
 Comité de Microbiología Clínica. Encuesta sobre métodos de diagnóstico microbiológico
de la infección urinaria. Rev Chilena de Infectología 2001.
 Sobel J D, Kaye D. Urinary tract infections. In: Mandell, Douglas & Bennett's Principles
and Practice of Infectious Diseases. Mandell G L, Bennett J E, Dolin R, eds. 5th edition,
2000. Churchill Livingstone, New York.
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19.9
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FLUJOGRAMA DE LA MUESTRA:
ORINA
Centrifugar a 1500rpm por
10 minutos.
Orina de 2do chorro:
sembrar con asa de 1ul
en agar sangre y
McConkey.
Orina por sonda:
sembrar 10ul en agar
sangre y McConkey.
Orina por punción vesical:
sembrar 100ul en agar
sangre y McConkey.
Sedimento urinario.
Incubar en estufa por 18-24hrs a
35ºC.
POSITIVO: Realizar
recuento de colonias y
multiplicar según Tabla
Nº 1.
Realizar pruebas
bioquímicas y estudio
de sensibilidad.
NEGATIVO: Informar como
“0 colonias”.
Cultivo negativo con
sedimento alterado y/o
bacteriuria: resiembra con
10ul en agar sangre y
chocolate + tinción Gram.
Incubar en estufa por 1824hrs a 35ºC.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
TABLA Nº2
INTERPRETACION
RECOMENDADA.
MICROBIOLOGICA
DEL
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UROCULTIVO
Y
CONDUCTA
*Mujer embarazada, paciente diabético o urológico
Recuento
de
Colonias
(UFC/mL)
0
Cualquier
recuento
1.000
≥ 10.000
≥ 10.000
≥ 10.000
≥ 100.000
≥ 100.000
≥ 100.000
INTERPRETACION MICROBIOLÓGICA DEL UROCULTIVO
Y CONDUCTA RECOMENDADA
Condición
Sedimento
Microorganismo (s)
Interpretación/Conducta
clínica o
urinario
Aislado (s)
recomendable
método de
recolección
Independiente
Urocultivo negativo
del resultado
Punción
Independiente
Cualquier
Identificación y estudio
suprapúbica
del resultado
microorganismo
de susceptibilidad
Caterización
Independiente
≤ 2 especies
Identificación y estudio
transitoria
del resultado
uropatógenos
de susceptibilidad
Segundo
Independiente
≤ 2 especies
Identificación y estudio
chorro en
del resultado
uropatógenos
de susceptibilidad
paciente
especial*
Orina por
Patológico
≤ 2 especies
Identificación y estudio
catéter
uropatógenos
de susceptibilidad
permanente
Primera
Patológico
≤ 2 especies
Identificación y estudio
micción,
uropatógenos
de susceptibilidad
Segundo
chorro
Primera
Patológico
2 uropatógenos +
Identificación y estudio
micción,
otra bacteria con
de susceptibilidad solo
Segundo
recuento 10 veces
de los uropatógenos
chorro
menos
Primera
Sin
≤ 2 especies
Identificación y estudio
micción,
antecedentes
uropatógenos
de susceptibilidad
Segundo
chorro
≤ 3 especies
Polimicrobiano
Uropatógenos sin
Solicite nueva muestra
Predominio de
ninguno
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
20.
LAVADO BRONCOALVEOLAR (LBA)
20.1
OBJETIVOS
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Estandarizar el diagnóstico de neumonía en pacientes en ventilación mecánica. Por medio
de técnicas de cultivo cuantitativo.
20.2
ALCANCE/CAMPO DE APLICACION
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
hospital regional de Rancagua.
Se indica en pacientes críticos con sospecha de neumonía por ventilación mecánica.
20.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para las técnicas de cultivo de secreciones biológicas es el
Tecnólogo Médico.
20.4
TERMINOLOGIA
 LBA: lavado broncoalveolar.
 Estandarizar: se conoce como estandarización al proceso mediante el cual se realiza
una actividad de manera Standard o previamente establecida.
20.5
DESARROLLO DE PROCEDIMIENTO
20.5.1 FUNDAMENTO:
El estudio microbiológico de lavado broncoalveolar, permite el estudio de las bacterias
involucradas en procesos infecciosos de neumonía.
20.5.2 TIPO DE MUESTRA:
Muestra de lavado alveolar tomado con fibrobroncoscopio.
20.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS:
Materiales:
 Tubos plásticos, tapa rosca, de centrifuga, estériles.
 Puntas amarillas estériles.
 Pipeta automática 10-100 ul
 Tubos con 9,9 mL. de suero fisiológico.
Reactivos:
 Placas de Agar Sangre.
 Placas de Agar Mc Conkey.
 Placas de Agar chocolate.
Equipos:
 Estufa de cultivo microbiológico a 35ºC.
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BACTERIOLOGIA
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 Tarro con vela.
20.5.4 PROCEDIMIENTO:
 Numerar placas, a utilizar.
 Homogenizar la muestra en vortex.
 Aspirar 100 ul de la muestra, y vaciar en tubo que contiene 9,9 ml. de suero fisiológico
(dilución 1: 100).
 Homogenizar en vortex.
 Sembrar depositando 100 ul. de la dilución anterior, en placa de Agar Sangre. (dilución
1:10).
 Esparcir con rastrillo, por toda la superficie del medio de cultivo.
 Repetir los pasos 6 y 7, en placas de Agar Chocolate y Mac Conkey.
 Incubar placas de Agar Sangre y Mc Conkey, en estufa de cultivo a 35 ºC por 1824hrs.en atmósfera normal. La placa de Agar Chocolate se incuba en atmósfera de
microaerofilia, (tarro con vela), en estufa de cultivo a 35 ºC por 18-24 hrs.
 Observar el desarrollo de colonias de bacterias patógenas. Si el cultivo esta negativo,
incubar por otras 18-24 hrs. Respetar la atmósfera de incubación según el medio utilizado.
 Cada colonia de importancia clínica, se multiplica por 1.000. El punto de corte es ≥
10.000 UFC/mL.
 Informar la o las bacterias patógenas encontradas, con identificación hasta género y
especie, junto al estudio de sensibilidad antimicrobiano respectivo.
20.6 INFORME DE RESULTADOS:
Los resultados negativos: se informan a las 48 horas, desde su ingreso a la unidad de
bacteriología.
Los resultados positivos: no poseen un tiempo específico definido, debido a la variabilidad
de cada caso en particular y factores externos que no dependen de los profesionales del
área.
20.7 FORMULARIOS Y REGISTROS:
Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta
autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del
paciente) al cuaderno de “secreciones”, asignándole el número correlativo interno del
cuaderno.
20.8
REFERENCIAS
 Liebler JM, Markin C: Fiberoptic bronchoscopy for diagnosis and treatment. Crit Care
Clin 2000; 16: 83-100.
 “Resultados preliminares y factibilidad del mini lavado broncoalveolar en pacientes
cursando falla respiratoria severa”. Rev.Médica Chile 2011;1292-1297
 “Experiencia clínica de la utilidad del lavado broncoalveolar en pediatría” Rev. Chilena
Pediatrica 73(6);576-582,2002.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
20.9
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1.3.2
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FLUJOGRAMA DE LA MUESTRA:
Lavado Bronqueoalveolar
Muestra entre 5 a 10 ml de lavado
Homogeizar en vortex
Diluir 100 uL de la solución homogeneizada con 9.9ml de suero
fisiológico estéril(dilución1.100)
Sembrar 100 ul de la dilución en: Agar sangre, Chocolate y McConkey
y Chocolate
Incubar a 35°C entre 18 a 24 hrs y observar desarrollo bacteriano
Positivo
Identificación y estudio de
Sensibilidad bacteriana
Informar recuento de colonia:
Negativo
Incubar a 35°C por 24 hr más y
observar desarrollo bacteriano
Negativo:
Informar negativo a las 24 hrs
1 colonia equivale a 1000 ufc/ml
Punto de corte: 10.000 ufc/ml
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
21.
CULTIVO E IDENTIFICACION DE HONGOS.
21.1
OBJETIVOS
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Estandarizar el procedimiento de cultivo e identificación de hongos. Investigar la presencia
de hongos en muestras clínicas.
21.2
ALCANCE/CAMPO DE APLICACION
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
hospital regional de Rancagua.
Pacientes que posean lesiones fúngicas en pelo, piel y uñas.
21.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para el cultivo e identificación de hongos es el profesional
Tecnólogo Médico.
21.4
TERMINOLOGIA

Estandarizar: se conoce como estandarización al proceso mediante el cual se
realiza una actividad de manera Standard o previamente establecida.

KOH: hidróxido de potasio.
21.5
DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO
21.5.1 FUNDAMENTO:
El examen microscópico directo es uno de los procedimientos más baratos, simples y
útiles para el diagnóstico de las micosis, otorgando un resultado rápido al emitirlo como un
informe preliminar, que permitirá al clínico iniciar la terapia antifúngica.
21.5.2 TIPO DE MUESTRA:
Con muestras clínicas de pelo, piel y uñas de los sitios de lesión.
21.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS:
Materiales:
 Portaobjeto.
 Cubre objeto.
 Asa de gancho.
 Tubo con medio Sabouraud dextrosa
 Tubo con medio Dermasel
 Cinta scotch
Reactivos:
 KOH 10%.
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 Lactofenol
Equipos:
 Microscopio.
21.5.4 PROCEDIMIENTO:
Examen directo:
 Depositar escamas de piel o pelos, en un portaobjeto, agregar una gota de KOH al 10%
y cubrir con un cubreobjeto, calentar suavemente y esperar 15 a 20 minutos para que la
preparación se clarifique.
 Observar al microscopio con aumento de x10 y x40 para determinar la presencia de
elementos fúngicos; hifas hialinas, septadas, ramificadas y/o la presencia de conidios y
artroconidios.
 En infecciones por hongos levaduriformes, observar las levaduras, pseudohifas e hifas.
Cultivo:
1) Medios de cultivo, temperatura y tiempo de incubación: dependen de la muestra
clínica:
a) Muestras de piel y anexos (dermatofitosis)
- siembra: en 4 tubos, 2 de agar Sabouraud y 2 de agar Dermasel.
- incubación: 1 tubo de cada tipo a 25º C y a 35ºC.
- tiempo: 3 semanas.
b) Muestras genitales:
- siembra: 1 placa de agar Can.
- incubación: a 35ºC.
- tiempo: 48 horas.
c) Muestras oculares y óticas:
- siembra: 2 tubos de agar Sabouraud.
-incubación: a 25ºC y a 35ºC.
- tiempo: 2 semanas.
d) Muestras respiratorias, sangre, nariz y cavidades paranasales:
- siembra: 2 tubos de agar Sabouraud.
- incubación: a 25ºC y a 35ºC
- tiempo: 2 semanas.
e) Muestras de orinas y deposiciones:
- siembra: 1 tubo de agar Sabouraud.
- incubación: a 35ºC.
- tiempo: 5 días.
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f) Muestras de líquidos estériles (LCR, sinovial, peritoneal, etc.)
- siembra: 1 tubo de agar Sabouraud.
- incubación: a 35ºC.
- tiempo: 3 semanas.
Para identificación de hongos filamentosos
 Realizar observación macroscópica de cada uno de ellos, en el anverso y en el reverso
de las colonias cultivadas en los agares, observando textura, producción de pigmentos,
difusión de este etc.
 Montar preparación con las cepas, tomando parte del desarrollo del hongo con un trozo
de cinta adhesiva y depositarla sobre una gota de lactofenol y cubrir con el portaobjetos.
 Como alternativa a lo anteriormente señalado se utiliza una asa de gancho y se procede
a inocular directamente la colonia dese el agar, luego se agrega una gota de lactofenol a
un portaobjetos y a continuación se mezcla con la colonia, se pone un cubreobjeto sobre
la preparación.
 Realizar observación microscópica, diferenciando hifas, tipos de conidias:
macroconidias y microconidias (presencia de septos).
 Diferenciar las principales características morfológicas macroscópicas y microscópicas
de los 3 géneros de hongos patógenos agentes de dermatofitosis.
21.6
INTERPRETACION DE RESULTADOS
Los resultados negativos: se informan
(muestras de raspado de uñas, piel, pelo)
unidad de bacteriología.
Los resultados positivos: no poseen
variabilidad de cada caso en particular
profesionales del área.
21.7
a las 15 (muestras respiratorias) o 20 días
según el tipo de muestra, desde su ingreso a la
un tiempo específico definido, debido a la
y factores externos que no dependen de los
FORMULARIOS Y REGISTROS
Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta
autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del
paciente) al cuaderno de “secreciones”, asignándole el número correlativo interno del
cuaderno.
21.8

REFERENCIAS
“Manual de procedimientos de laboratorio para el diagnóstico micológico” Universisdad
de Chile , Facultad de Medicina , Instituto de Ciencias Biomédicas , Programa de
Microbiología y Micología. T.M. María Cristina Díaz J. ,Dra. Andrea Elgueta N. Dra.
Denisse Sepúlveda B. Santiago de Chile 2009
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MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
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21.8 FLUJOGRAMA CULTIVO DE HONGOS:
Toma de Muestra:
piel, uñas, pelo
Directo al fresco:
KOH 20% ò
Siembra:
2 Sabouraud
2 Dermasel
Incubación:
25ºC
37ºC
1 Sabouraud
1 Dermasel
1 Sabouraud
1 Dermasel
Observar: 1 Vez por semana
Durante: 3 Semanas
(-)
Levaduras
Filamentosos*
Identificación
Identificación
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BACTERIOLOGIA
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22.
PESQUIZA DE ENTEROCOCCUS VANCOMICINA RESISTENTE.
22.1
OBJETIVOS
Prevenir la aparición de resistencia a Vancomicina en Enterococcus sp.
Controlar la diseminación de VRE, especialmente en los hospitales.
Detectar la infección por VRE en sus primeras etapas.
22.2
ALCANCE/CAMPO DE APLICACION
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
hospital regional de Rancagua.
Pacientes hospitalizados en unidades de cuidados intensivos con 5 o más días de
hospitalización total desde su ingreso al hospital.
22.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para las técnicas es el Tecnólogo Médico.
22.4

22.5
TERMINOLOGIA
VRE: Enterococcus resistente a vancomicina.
DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO
22.5.1 FUNDAMENTO:
Se usa un medio cromogénico selectivo para el cribado de Enterococcus faecium y
Enterococcus faecalis que presentan una resistencia adquirida a la Vancomicina (VRE) a
partir de muestras clínicas.
22.5.2 TIPO DE MUESTRA:
Muestras de torulado rectal.
22.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS:
Materiales:
 Asa metálica.
 Mechero.
Reactivos:
 Agar VRE ( Biomerieux )
Equipo:
 Estufa de cultivo
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BACTERIOLOGIA
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22.5.4
PROCEDIMIENTO :
 Se obtendrá una muestra de torulado rectal de los sujetos en estudio.
 Inocular las muestras fecales sobre placas de agar VRE con un hisopo estéril y se
extiende con un asa de metal utilizando la técnica de aislamiento.
 Incubar a 37°C durante un total de 48 horas, se debe examinar a las primeras 24 horas.
 Vuelva a incubar las placas negativas durante otras 24 horas.
 Se informará todas aquellas muestras que presenten colonias características de
E.faecium y E.faecalis.
22.6
INFORME DE RESULTADOS
La identificación directa de E. faecium y E. faecalis después de la incubación 48 horas.
Los resultados positivos: presencia de colonias con centro morado oscuro y halo
transparente, pueden ser informados inmediatamente como: Enterococcus faecium
Vancomicina resistente.
Las colonias color turquesa deben ser estudiadas traspasándolas a un Agar Sangre de
cordero 5% y realizar identificación y E-Test a Vancomicina en búsqueda de E.faecalis
Vancomicina resistente (No se han registrado cepas resistentes).
Los resultados negativos: se informaran a las 48 horas de incubación como “Negativo
para Enterococcus Vancomicina Resistente”
22.7
FORMULARIOS Y REGISTROS
Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta
autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del
paciente) al cuaderno de “coprocultivo”, asignándole el número correlativo interno del
cuaderno.
22.8
REFERENCIAS
 http://www.biomerieuxchile.cl/servlet/srt/bio/chile/dynPage?open=CHL_CLN_PRD&doc=
CHL_CLN_PRD_G_PRD_CLN_10&pubparams.sform=11&lang=es_cl.
Visto
06/04/2013.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
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22.9 FLUJOGRAMA DEL PROCEDIMIENTO:
Toma de muestra.
Torulado rectal.
Inocular en agar
VRE.
Aislar con asa
metálica.
Examinar a las
primeras 24hrs.
Incubar a 37ºC
durante un total de
48hrs.
Volver a incubar las placas
negativas durante otras
24hrs.
Resultados positivos por
color de colonia.
Identificar género y
especie.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
23.
CULTIVO DE ANAEROBIOS
23.1
OBJETIVOS
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Diagnosticar la presencia de bacterias anaerobias.
Estas bacterias están formando parte de la flora indígena pero bajo ciertas circunstancias
pueden provocar enfermedades ya sea de origen endógeno como exógeno.
Las enfermedades infecciosas humanas de origen endógeno más comunes son:
Actinomicocis, abscesos ( cerebrales, hepáticos , abdominales , pulmonares ) ,
bacteremia , endocarditis , gingivitis , procesos infecciosos del tracto genital femenino ,
mionecrosis o gangrena gaseosa , peritonitis , sinusistis etc.
Las enfermedades de origen exógeno mas comunes son : botulismo , tétano , colitispseudomembranosa , aborto séptico etc.
23.2
ALCANCE/CAMPO DE APLICACION
Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del
hospital regional de Rancagua.
Pacientes hospitalizados con sospecha de infección anaerobia.
23.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para las técnicas es el Tecnólogo Médico.
23.4
TERMINOLOGIA

Anaerobios: Las bacterias anaerobias son microorganismos que no
requieren oxígeno molecular para vivir y multiplicarse.
23.5
DESARROLLO DE PROCEDIMIENTO
23.5.1
FUNDAMENTO:
El cultivo de bacterias anaerobias in vitro requiere de medios de cultivos específicos
enriquecidos y de un sistema anaeróbico de incubación que contenga 85% de N2 , 10%
de H2 y 5% de CO2 para desarrollarse..
23.5.2
TIPO DE MUESTRA:
Muestras aspiradas (pus, abscesos, LCR, líquido pleural, ascítico, articular, sinovial,
etc.) y debe ser colocada en un medio de transporte en condiciones anaerobias,
(Portagerm de Biomerieux))
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23.5.3
MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS:
Materiales:
 Asa metálica.
 Mechero
 Jarra Gaspak o jarra anaeróbica
Reactivos:
 Sobres comerciales de generador de hidrógeno y anhídrido carbónico ( CO2 )
:Anaerogen ( Oxoid )
 Sobres comerciales de Indicador de anaerobiosis
 Placa de agar sangre anaerobia
 Placa de agar sangre anaerobia con gentamicina
 Placa de agar sangre corriente
 Caldo tioglicolato de sodio con glucosa sin indicador
 Vitamina K1-hemina
 Tinción de gram
 Tarjetas Vitek ANC
Equipo:
 Microscopio
 Lupa estereoscópica
 Vitek 2 compact
 Estufa de cultivo a 35ºC
23.5.4 PROCEDIMIENTO:
Preparar las placas de agar sangre anaerobio con y sin gentamicina idealmente el
mismo día de llegada la muestra. Es un requisito muy importante la frescura de los
medios a usar.
 Simultáneamente, regenerar a baño María hirviendo por 10 minutos un caldo tioglicolato
con glucosa y sin indicador, enriquecido con vitamina K1-hemina.
 Una vez listas las placas, se destapa el frasco de Portagerm , el medio de transporte
del frasco se teñirá azul , lo que indica que el frasco perdió la anaerobiosis , por lo que
se debe trabajar rápido la siembra.
 Extraer muestra con una pipeta Pasteur estéril y sembrar agregando 1-2 gotas de la
misma en un agar sangre anaerobio, un agar sangre anaerobio con gentamicina, un
tubo con caldo tioglicolato especial para anaerobios, un agar sangre de cordero 5%
corriente y un frotis para tinción de gram.
 Introducir los dos agar sangre anaerobios y el caldo en una jarra anaeróbica
 Introducir en la jarra el indicador de anaerobiosis. Al abrir el sobrecito, el papel se torna
rosado por la presencia de oxígeno.
 Abrir el sobre con el generador de hidrógeno y CO2 ,y rápidamente introducir en la jarra.
 Cerrar la jarra lo antes posible.
 Incubar jarra anaeróbica por 48 horas a 35ºC.
 El papel indicador de anaerobiosis debe tornarse blanco en el transcurso de las horas.

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
Incubar la placa de agar sangre corriente en un tarro con vela (microaerofilia) a 35ºC por
24-48 hrs.
 Al termino de la incubación, sacar las placas anaerobias de la jarra, eliminar los sobres
generadores e indicadores.
 Observar el desarrollo de las placas bajo lupa estereoscópica y buscar colonias
sospechosas de anaerobios.
 Si la colonia sospechosa se encuentra en escasa cantidad debe traspasarse a una
placa de agar sangre anaerobia e incubarla en condiciones anaerobias.
 Si existe suficiente cantidad de cultivo puro traspasar simultáneamente a :
1 placa de agar sangre anaerobia e incubar en anaerobiosis a 35ºC por 48 horas
1 placa de agar sangre corriente e incubar a 35ºC por 24 horas
Tinción de Gram
 Al término de la incubación , sacar las placas y observar si:
- la colonia sospechosa creció sólo en anaerobiosis y el cultivo corriente en CO2
está sin desarrollo = presencia de anaerobio, realizar identificación con tarjeta Vitek ANC
según “Manual del usuario del instrumento” en capítulo “Procesamiento de tarjeta de test
“, “Preparación del casete”.
- la colonia sospechosa crece en anaerobiosis y también en el cultivo corriente en
CO2 = presencia de anaerobio facultativo ( en este grupo se encuentra las
enterobacterias , Staphylococcus y Streptococcus ) , realizar identificación bacteriana de
rutina con las tarjetas Vitek que correspondan.
23.6
INFORME DE RESULTADOS:
Los resultados positivos: No poseen un tiempo específico definido, debido al tiempo que
toman en desarrollarse las bacterias anaerobias, además de factores externos que no
dependen de los profesionales del área.
Los resultados negativos: Se pueden informar a partir del 4º - 6º día de incubación.
Se informará como: “No hubo desarrollo de anaerobio estricto”.
23.7
FORMULARIOS Y REGISTROS
Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta
autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del
paciente) al cuaderno de “anaerobios”, asignándole el número correlativo interno del
cuaderno.
23.8
REFERENCIAS
 “Manual de diagnóstico bacteriológico en el laboratorio clínico “, Instituto de salud Pública
de Chile, 1994.
 “Manual del usuario del instrumento” , Vitek 2 compac , Biomerieux.
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23.9 FLUJOGRAMA DEL PROCEDIMIENTO
Muestra en portagerm
Agar sangre anaerobio 
incubar jarra gaspak - 48 hrs. a 35ºC
Caldo tioglicolato

incubar jarra gaspak - 48 hrs. a 35ºC
Agar sangre anaerobio con Gentamicina  incubar jarra gaspak - 48 hrs. a 35ºC
Agar sangre corriente

incubar en CO2 – 24 hrs. a 35ºC
Colonias sospechosas
Agar sangre anaerobio 
Agar sangre corriente 
Desarrollo bacteriano:
Agar sangre anaerobio (+)
Agar sangre CO2 (+)
Anaerobio facultativo
incubar jarra gaspak – 48 hrs. a 35ºC
incubar en CO2 – 24 hrs.
Desarrollo bacteriano:
Agar sangre anaerobio (+)
Agar sangre CO2 (-)
Anaerobio estricto
Identificar
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24.
CONTROL DE CALIDAD
24.1
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Verificar el requisito de la calidad especificado, detectar y eliminar los errores para
asegurar los métodos y procedimientos cualitativos del área de bacteriología.
24.2
ALCANCE/CAMPO DE APLICACION
Este procedimiento se aplica en el proceso analítico a todos los análisis bacteriológicos
que estén sujetos a control de calidad.
24.3
RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION
El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y
capacitaciones desarrolladas para las técnicas es el Tecnólogo Médico.
24.4
TERMINOLOGIA
Cepas ATCC (American Type Culture Collection): son cepas certificadas, las cuales son
un material biológico de referencia. La colección certifica que se suministra una
determinada cepa, que es un cultivo puro, y que se han observado las convenientes
pruebas morfológicas, bioquímicas y moleculares correspondientes.
24.5
DESARROLLO PROCEDIMIENTO
24.5.1 FUNDAMENTO:
El establecimiento de un programa de control de calidad permite monitorizar con carácter
continuo las actividades del laboratorio de bacteriología en todas sus etapas para lograr
un proceso de constante mejoría de la calidad, permitiendo alertar a los profesionales
responsables de posibles resultados insatisfactorios que pueden y deben ser corregidos.
24.5.2 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS:
Materiales:
 Mechero Bunsen.
 Tórulas estériles de madera con algodón hidrófilo.
 Tubos plásticos estériles Falcon 72x75 mm
 Solución salina estéril al 0.45 – 0.5 % con un pH de 4.5-7.0
 Dispensador de solución salina de volumen ajustablePipetas automáticas de 145 ul y
280ulPuntas amarillas y azules para pipetas automáticas.
 Medios de cultivos enriquecidos, selectivos, diferenciales.
 Cepas ATCC.
- Casette Vitek 2
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Reactivos
 Reactivos de tinción de Gram
 Tiras de oxidasa
 Agua oxigenada
 Discos de optoquin
 Sensidiscos
 Slidex Staph-Kit
 Slidex pneumo-Kit
 Tarjetas de sensibilidad Vitek2
 Tiras de E-Test
Equipos:
 Estufa de Cultivo a 35°C.
 Congelador -70°C ( se dispone sólo de congelador a -20ºC )
 Unidad Densicheck Vitek2
 Vitek2 compact
 Refrigerador.
24.5.3 PROCEDIMIENTO:
Conservación y siembra de las cepas del control de calidad (ATCC):

Las cepas del control de calidad deben ser probadas con el procedimiento
estándar del método de difusión en disco o por el método automatizado, utilizando los
mismos materiales y métodos que se utilizan para las cepas clínicas. Para su siembra a
partir del liofilizado comercial dirigirse al inserto del proveedor.

Para conservar las cepas por tiempos prolongados es conveniente colocarlas en
congeladores a temperaturas menores a -20ºC (idealmente a -70ºC), utilizando caldo
soya tripticasa con 10-15% de glicerol o con leche descremada.

Las cepas para el trabajo diario deben conservarse entre 2-8ºC, sembrando en
estrías en agar sangre de cordero al 5% (bacterias comunes) o en agar chocolate
(bacterias nutricionalmente deficientes) y deberán ser traspasadas semanalmente. Los
cultivos de trabajo deben ser remplazados por lo menos una vez al mes, a partir de la
cepa que se mantiene congelada.

Las cepas para controlar los antibiogramas (automatizado o por difusión): Antes de
ser probada las cepas se deben subcultivar en un medio sólido con el fin de obtener
colonias aisladas. Los aislamientos a partir de congelados o liofilizados se deben
traspasar dos veces antes de ser usados.

Para la correcta conservación de E.coli ATCC 35218 y K.pneumoniae ATCC
700603 se deben tener cuidados especiales como: almacenamiento a -70ºC y subcultivos
mínimos. Esto se debe a que se ha documentado la pérdida espontánea del plasmidio
que codifica para la beta lactamasa si no se respeta estas condiciones. Si esto sucede se
obtendrán resultados fuera de los rangoa aceptables como zonas de inhibición
incrementadas para E.coli ATCC 35218 frente a penicilinas lábiles a estas enzimas.
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
(ej:ampicilina, ticarcilina, y piperacilina) y K.pneumoniae ATCC 700603 frente a
cefalosporinas y aztreonam.
A) Control de calidad de antibiograma automatizado Vitek2:
Requisitos de calidad:
Las cepas ATCC a probar deben dar dentro de los rangos de CIM establecidos por la
CLSI e incorporados en el programa del Vitek2.
-
El primer paso es proceder y recuperar las cepas según el punto 24.5.3 “conservación
y siembra de las cepas del control de calidad ATCC”
Luego se procede a cargar las tarjetas en prueba según el procedimiento indicado en
el capitulo “antibiograma” 3.5.4 “procedimiento de antibiograma automatizado por
Vitek2”, o también según “Manual del usuario Vitek2”
En la siguiente tabla se detallan las cepas a probar para el método automatizado
según cada tarjeta y su periocidad:

Control de calidad de antibiograma automatizado Vitek2 :
Tarjeta AST Sensibilidad
Gram negativo
Gram positivo
Levaduras
Cepas ATCC a probar
E.coli ATCC 25922
E.coli ATCC 235218
Ps.aeruginosa ATCC 27853
K:pneumoniae ATCC 700603
E.faecalis ATCC 29212
E.faecalis ATCC 51299
S.aureus ATCC 29213
S.aureus ATCC BAA-1026
S.aureus ATCC BAA-976
S.aureus ATCC BAA-977
Cand.parapsilosis ATCC 22019
Cand.kruzei ATCC 6258
Periocidad
cada cambio de lote
cada cambio de lote
cada cambio de lote
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B) Control de calidad de antibiograma por difusión Kirby-Bauer:
Requisitos de calidad:
Las cepas ATCC a probar deben dar dentro de los rangos establecidos por la
CLSI, midiendo para tal efecto los halos en milímetros.
-
El primer paso es proceder y recuperar las cepas según el punto 24.5.3 “conservación
y siembra de las cepas del control de calidad ATCC”
Luego se procede a inocular las placas según el procedimiento indicado en el capitulo
“antibiograma” 3.5.4 “Antibiograma Kirby-Bauer (difusión en agar)”.
Los rangos establecidos se encuentran en las tablas respectivas para cada bacteria y
para cada antibiótico. Ver 24.6 “Formularios y registros”.
En la siguiente tabla se detallan las cepas a probar para el método por difusión
Kirby-Bauer y su periocidad:

Control de calidad de antibiograma por difusión Kirby-Bauer:
Antibiograma por difusión
Cepas ATCC a probar
Periocidad
Gram negativo
E.coli ATCC 25922
Ps.aeruginosa ATCC 27853
H.influenzae ATCC 49247
Mensual
S.aureus ATCC 25923
S. pneumoniae ATCC 49619
E.faecalis ATCC 29212
Mensual
Gram positivo
Acciones correctivas en resultados fuera de rango en los antibiogramas y pruebas:
 Probar la combinación droga-bacteria involucrada desde el día en que se detecta el
error y observar cinco días consecutivos. Registrar todos los resultados.
 Si las cinco medidas para la combinación droga-bacteria están dentro de los rangos
aceptables no se necesario otra acción correctiva.
 Si alguna de las cinco medidas permanece fuera del rango aceptable, se requiere
revisar las siguientes acciones:
 Revisar si la cepa control es la correcta.
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 Observar si existe contaminación de la cepa o el medio.
 Las zonas de diámetro fueron medidas y transcritas correctamente.
 El estándar de turbidez no esté vencido y haya sido correctamente homogeneizado
antes de su uso.
 Los materiales utilizados no estuvieran vencidos y que fueran almacenados a la
temperatura correcta.
 La estufa de incubación tuviera la temperatura y atmósfera adecuada.
 Funcionamiento correcto de los equipos utilizados.
 Conservación adecuada de los discos, tarjetas, pruebas, agares, etc.
 Las cepas control no han sido cambiadas ni contaminadas.
 Las suspensiones del inóculo se han preparado y ajustado correctamente y a partir de
una placa incubada por no mas de 24 horas.
 En los antibiogramas por difusión comprobar el grosor del medio Mueller Hinton, el que
debe ser de 4mm. (a menor profundidad falsa sensibilidad, y a mayor profundidad falsa
resistencia).
 Puede ser necesario obtener una nueva cepa de control de calidad y nuevos lotes de
materiales. Hasta que el problema sea resuelto, puedes ser necesario utilizar un método
alternativo para evaluar la sensibilidad.
 Una vez que el problema haya sido corregido, se debe documentar el comportamiento
satisfactorio de las pruebas.
-
C) Control de calidad de medios de cultivos:
Requisitos de calidad:
Ausencia o presencia de de desarrollo bacteriano según cada medio de cultivo a
probar.
-
Una vez preparados los medios de cultivo se probaran sembrando en ellos distintas
cepas según el medio. Las cepas a probar se encuentran congeladas, por lo tanto se
deben previamente descongelar y traspasar a un agar sangre y/o Mc Conkey, agar
Sabouraud según corresponda.
-
Los resultados del control se anotan en las tablas descritas en el punto 24.6
“Formularios y registros”, en las cuales aparece detallado los resultados esperados
según cada medio de cultivo.
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
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En la siguiente tabla se detallan las cepas a probar y su periocidad:
Control de calidad de medios de cultivos:
Medios de cultivo
Agar
sangre
cordero
5%
Cepas a probar
Periocidad
de
Streptococcus grupo A
2 veces a la semana
S. pneumoniae ATCC 49619
Agar Chocolate
H.influenzae ATCC 49247
2 veces a la semana
Agar Mc Conkey
E.coli
Proteus mirabilis
Enterococcus faecalis
Cada frasco
Agar XLD
E.coli
Proteus mirabilis
Shigella flexneri
Cada frasco
Agar Sorbitol
Agar VRE
Agar CAN
E.coli ATCC 25922
E.coli O:157
Enterococcus
Vancomicina=R
Enterococcus
Vancomicina=S
E.coli ATCC 25922
Candida albicans
Candida glabrata
E.coli ATCC 25922
Cada frasco
Cada lote
Cada lote
D) Control de calidad pruebas bioquímicas:
Requisitos de calidad:
Ausencia o presencia de reacciones bioquímicas esperadas según cada bacteria a
probar.
-
Los medios de cultivo se probaran inoculando en ellos distintas cepas según el medio.
Las cepas a probar se encuentran congeladas, por lo tanto se deben previamente
descongelar y traspasar a un agar sangre y/o Mc Conkey.
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Control de calidad pruebas bioquímicas:
Medio
Cepas control
Periocidad
TSI
Escherichia coli
Mensual
Proteus mirabilis
Shigella flexneri
Pseudomonas aeruginosa
LIA
Escherichia coli
Mensual
Proteus mirabilis
Shigella flexneri
MIO
Escherichia coli
Mensual
Klebsiellla pneumoniae
UREA
Proteus mirabilis
Mensual
Klebsiella pneumoniae
Escherichia coli
CITRATO
Klebsiella pneumoniae
Mensual
Escherichia coli
Prueba
Cepas a probar
Periocidad
Slidex Staph-kit
S .aureus ATCC 25923
S. epidermidis
Cada lote
Oxidasa
Pseudomona aeruginosa
Escherichia coli
Mensual
Catalasa
Staphylococcus aureus
Streptococcus sp.
Optoquina
Streptococcus pneumoniae
Streptococcus viridans
Cada vez
ocupe
Cada lote
que
se
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E) Control de calidad de las tinciones:
Requisitos de calidad:
Correcta coloración según el grupo de bacterias: bacilos gram negativos = rojos y
cocaceas gram positivas = azules.
-
Se procederá a realizar una preparación según el capitulo “Tinción de Gram”, 1.5.4
“Procedimiento”.
Las cepas a probar y su Periocidad están descritas en las siguiente tabla”:

Control de calidad de las tinciones:
-
Tinción
Cepas a probar
Periocidad
Violeta, lugol y safranina
Staphylococcus aureus
Escherichia coli
Cada vez que se prepare
Una nueva tinción.
F) Control de calidad de esterilidad en la preparación de medios de cultivo:
Requisitos de calidad:
Corroborar que a las 48 horas de incubación a 35ºC las placas no presenten
contaminación bacteriana.
Se debe realizar un control de esterilidad de cada lote de placas preparadas en el
laboratorio de agar sangre de cordero al 5%, agar chocolate y agar Mueller Hinton cada
vez que se preparen, incubando el 100% de las placas a 35ºC por 48 horas.
Si no se obtuviese el resultado esperado (es decir, sin contaminación), descartar toda la
partida y revisar:
 Modo de preparación del medio.
 Medio comercial (fecha de expiración)
 Forma de plaquear o dispensar en tubos, para encontrar el error y tomar acciones
preventivas.
24.6 FORMULARIOS Y REGISTROS
A) Control de calidad antibiograma automatizado Vitek2:
Los registros quedan guardados en PC del Vitek2 en ícono “Gestión de
resultados de CC”.
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B) Control de calidad antibiograma por difusión:
- Los resultados del control de calidad se registrarán en el archivador “CONTROL DE
MEDIOS DE CULTIVO Y ANTIBIOGRAMA”.
Anexo Nº5 A: Escherichia coli
Anexo Nº5 B: Pseudomonas aeruginosa
Anexo Nº5 C: Staphylococcus aureus
Anexo Nº5 D: Enterococcus faecalis
Anexo Nº5 E: Haemophilus influenzae
Anexo Nº5 F: Streptococcus pneumoniae
(Para imprimir planillas ir al PC bacteriología - mis documentos - carpeta “Planillas QC”).
C) Control de calidad de medios de cultivo:
- Los resultados del control de calidad se registrarán en el archivador “CONTROL DE
MEDIOS DE CULTIVO Y ANTIBIOGRAMA”.
Anexo Nº6: agar sangre y agar chocolate
Anexo Nº7: agar Mc Conkey
Anexo Nº8: agar XLD
Anexo Nº9: agar sorbitol
Anexo Nº10: agar VRE
Anexo Nº11: agar CAN
(Para imprimir planillas ir a PC bacteriología - mis documentos - carpeta “Planillas QC” “Planillas QC ATCC por difusión”).
D) Control de calidad pruebas bioquímicas:
- Los resultados del control de calidad se registrarán en el archivador “CONTROL DE
MEDIOS DE CULTIVO Y ANTIBIOGRAMA”.
Anexo Nº12: control medios de baterías (pruebas bioquímicas)
Anexo Nº13: control latex Staphylococcus.
Anexo Nº14: control de reactivos: oxidasa.
Anexo Nº15: control de tinción de Gram.
Anexo Nº16: control de reactivos: catalasa.
Anexo Nº17: control de reactivos: optoquina
(Para imprimir planillas ir a PC bacteriología - mis documentos - carpeta “Planillas QC”:
Anexo Nº12: batería bioquímica (TSI, LIA, MIO, urea, citrato) “Planilla QC batería”
''Anexo Nº14, 15, 16 y 17: “Planillas QC oxidasa, Gram, catalasa, optoquin”
respectivamente).
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E) Control de calidad de tinciones:
- Los resultados del control de calidad se registrarán en el archivador “CONTROL DE
MEDIOS DE CULTIVO Y ANTIBIOGRAMA”.
Anexo Nº15: control de tinción de Gram.
(Para imprimir planillas ir aPC bacteriología – mis documentos – carpeta “Planillas QC” –
“Planillas QC oxidasa, Gram, catalasa, optoquin”, Anexo Nº15).
F) Control de calidad de esterilidad en la preparación de los medios de cultivo:
- Los resultados del control de calidad de esterilidad en la preparación de medios de
cultivos se registraran en la carpeta “CONTROL DE CALIDAD PREPARACIÓN DE
MEDIOS”.
Anexo Nº4: medios de cultivo.
(Para imprimir planillas ir a Anexo Nº 4: PC bacteriología - mis documentos - carpeta
“planillas QC” - “Planillas QC Nº placas preparadas”)
24.7 REFERENCIAS
Murray, Baron, Pfaller, Tenover, Yolken. Manual of Clinical microbiology. 8º Ed.2003.
Bergey's Manual of determinative Bcateriology, 1994.
CLSI Año 2013.
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25. INDICADOR DE CALIDAD:
1-. Tiempo de respuesta de Gram directo LCR realizados en el laboratorio de
Bacteriología:
Una vez emitido el informe de LCR en el sistema omega, se imprime una copia de éste.
Se archiva en carpeta de “Informes de LCR tiempos de respuesta 2015”. De manera
trimestral, el encargado de calidad revisa los datos (tiempo) para el cumplimiento de este
indicador y lo registra para la sección.
Nombre del
Indicador
% Gram directo de LCR informados antes de 2 horas
Tipo de
Indicador
Resultado
Fórmula
N° de Gram de LCR informados antes de 2 hrs en el periodo X 100
N° Total de Gram de LCR recibidos en el periodo
Fuente de
Información
Copia de informes de gram LCR (universo y tiempos)
Periodicidad de
Evaluación
Mensual
Umbral de
Cumplimiento
Mayor o igual a 80%
Responsable
TM Encargado sección Bacteriología
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2-. Valor crítico: Gram directo de LCR con resultados positivos realizados en el
laboratorio de Bacteriología:
Nombre del
Indicador
% Gram directo de LCR con resultados positivos informados
Tipo de
Indicador
Resultado
Fórmula
N° Total de Gram de LCR con resultados positivos informados x100
N° Total de LCR con resultados positivos
N° Total de Gram de LCR con resultados positivos informados X 100
N° Total de Gram de LCR con resultados positivos
Fuente de
Información
Sistema Omega – Copia de informes de gram LCR
Periodicidad de
Evaluación
Trimestral
Umbral de
Cumplimiento
Mayor a 80%
Responsable
TM Encargado sección Bacteriología
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26. DERIVACIÓN DE CEPAS AL ISP:
26.1 OBJETIVO
Cumplimiento del reglamento sobre Notificación de Enfermedades Transmisibles de
Declaración Obligatoria (Decreto Supremo Nº 158 de 2004) (ENO)
26.2 ALCANCE
Personal Tecnólogo Medico y Secretaria del laboratorio de bacteriologia del hospital
regional de Rancagua.
26.3 RESPONSABLE DE PREPARACIÓN Y ENVIO
El responsable de la preparación de la cepa es el Tecnólogo Médico. El responsable del
envío y embalaje (triple embalaje) es la secretaria del laboratorio de bacteriología del
Hospital regional de Rancagua.
26.4 TERMINOLOGIA
ENO: enfermedad de notificación obligatoria.
26.5 PROCEDIMIENTO
- La cepa bacteriana debe enviarse en un medio de transporte “Stuart”.
- Las muestras de Hanta virus, Sarampión, Rubéola y Parálisis Fláccida se enviaran
según las indicaciones descritas en carpeta “Instrucciones y formularios” que se
encuentra en secretaria.
26.6 FORMULARIOS Y REGISTROS
Las cepas a enviar se anotaran en el cuaderno “ISP”, en el cual también se anotan las
respuestas del Instituto de Salud Publica.
- Cada cepa ira con su formulario respectivo:
a) B1: “formulario envíos cepas bacterianas”
b) B3: “formulario de envío estudio vigilancia resistencia antimicrobiana”
c) los formularios para envió de Hanta virus, Sarampión, Rubéola y Parálisis Fláccida se
encuentran en la página Web: www.ispch.cl
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Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 101 de 128
26.7 CEPAS A ENVIAR
- Vibrio cholera,
- Corynebacterium difteriae
- enfermedad invasora por Haemophilus influenzae
- Neisseria meningitidis
- Salmonella sp
- Shigella sp
- Neisseria gonorrhoeae
-Streptococcus pneumoniae en enfermedad invasora
- Streptococcus grupo B en enfermedad invasora
- Listeria monocytogenes
- Klebsiella sp resistente a imipenem y/o meropenem
- Enterococcus faecium vancomicina resistente (excepto hisopado rectal)
- Staphylococcus aureus resistente a la cloxacilina en hemocultivos
26.7 REFERENCIAS
- Instituto de Salud Publica.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
ANEXOS
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 102 de 128
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
ANEXO 1
ANTIBIOGRAMA POR DIFUSIÓN.
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 103 de 128
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 104 de 128
Suspensió
n
Turbidez
(McF)
Temperatur
a
(+/- 2ºC)
Atmosfera
Tiempo
(horas)
Mueller Hinton
NaCl
0,85%
0,5
35 ºC
Ambiental
16-20
HTM
NaCl
0,85%
0,5
35 ºC
5%
20-24
Mueller Hinton
+5% sangre
cordero
NaCl
0,85%
0,5
35 ºC
5%
20-24
Agar GC
NaCl
0,85%
0,5
35 ºC
5%
20-24
Mueller Hinton
NaCl
0,85%
0,5
35 ºC
Mueller Hinton
+5% sangre
cordero
Agua
destilada
1
42 ºC
Ambiental
o 5%
(según
organismo)
Jarra
Gaspak
con sobre
Campygen
18-24
48
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 105 de 128
ANEXO 2
PANELES ANTIBIOTICOS Y HALOS DE INHIBICIÓN SEGÚN CLSI 2014
Pseudomonas
S
I
Acinetobacter baumanii
S
I
R
R
Meropenem
≥16
14-15
≤13
Sulfa-ampicilina
≥15
dic-14
≤11
Amikacina
≥17
15-16
≤14
Amikacina
≥17
15-16
≤14
Gentamicina
≥15
13-14
≤12
Gentamicina
≥15
13-14
≤12
Imipenem
≥19
16-18
≤15
Meropenem
≥16
14-15
≤13
Ciprofloxacino
≥21
16-20
≤15
Imipenem
≥16
14-15
≤13
Ceftazidima
≥18
15-17
≤14
Ciprofloxacino
≥21
16-20
≤15
Cefepime
≥18
15-17
≤14
Cefepime
≥18
15-17
≤14
Pip/taz
≥21
15-20
≤14
Pip/taz
≥21
18-20
≤14
Enterobacterias: Orinas
S
I
Enterobacterias
S
I
R
R
Ampicilina
≥17
14-16
≤13
Ampicilina
≥17
14-16
≤13
Amikacina
≥17
15-16
≤14
Amikacina
≥17
15-16
≤14
Gentamicina
≥15
13-14
≤12
Gentamicina
≥15
13-14
≤12
Nitrofurantoina
≥17
15-16
≤14
Ceftriaxona
≥23
20-22
≤19
Cefotaxima
≥26
23-25
≤22
Imipenem
≥23
20-22
≤19
Ciprofloxacino
≥21
16-20
≤15
Ciprofloxacino
≥21
16-20
≤15
Sulfa-trime
≥16
nov-15
≤10
Sulfa-ampicilina
≥15
dic-14
≤11
Cefazolina
≥23
20-22
≤19
Cefepime
≥18
15-17
≤14
Cefuroxima
≥18
15-17
≤14
Pip/taz
≥21
18-20
≤17
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 106 de 128
ANEXO 2
PANELES ANTIBIOTICOS Y HALOS DE INHIBICIÓN SEGÚN CLSI 2014
Haemophilus
S
I
Neumococo
S
I
R
R
Ampicilina
≥22
19-21
≤18
cloranfenicol
≥ 21
-
≤20
Cloranfenicol
≥29
26-28
≤25
rifampicina
≥19
17-18
≤16
Sulfa-trime
≥16
nov-15
≤10
vancomicina
≥17
Ceftriaxona
≥26
-
-
eritromicina
≥21
16-20
≤15
Ciprofloxacino
≥21
-
-
tetraciclina
≥23
19-22
≤18
Cefuroxima
≥20
17-19
≤16
sulfa-trime
≥19
16-18
≤15
Sulfa-ampicilina
≥20
-
≤19
levofloxacino
≥17
14-16
≤13
Levofloxacino
≥17
-
-
Oxacilina
≥20
Staphylococcus sp
S
I
R
≤19
Enterococcus
S
I
R
Rifampicina
≥20
17-19
≤16
Ciprofloxacino (orina)
≥21
16-20
≤15
Eritromicina
≥23
14-22
≤13
Nitrofurantoina (orina)
≥17
15-16
≤14
Tetraciclina
≥19
15-18
≤14
Ampicilina
≥17
-
≤16
Sulfa-trime
≥16
nov-15
≤10
Vancomicina
≥17
15-16
≤14
Clindamicina
≥21
15-20
≤14
Eritromicina
≥23
14-22
≤13
Linezolid
≥21
-
≤20
Penicilina
≥15
-
≤14
Ciprofloxacino
≥21
16-20
≤15
Linezolid
≥23
21-22
≤20
Nitrofurantoina
≥17
15-16
≤14
Teicoplanina
≥14
nov-13
≤10
Gentamicina 120
≥10
07-sep
≤6
Staph aureus y lugdunensis
≥22
Cefoxitina
(informar como
oxacilina)
-
≤21
Staph coag negativa
≥25
-
≤24
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 107 de 128
ANEXO 2
PANELES ANTIBIOTICOS Y HALOS DE INHIBICIÓN SEGÚN CLSI 2014
Coprocultivo
Ampicilina
Cloranfenicol
Sulfa-trime
Ciprofloxacino
(Salmonella
intraintestinales y
distintas de typhi)
Ciprofloxacino
(solo Salmonella
typhi y Salmonella
spp en
extraintestinales)
Cefotaxima
(solo en Salmonella
sp. de origen
extraintestinal)
Acido Nalidixico (*)
S
≥17
≥18
≥16
I
14-16
13-17
11-15
R
≤13
≤12
≤10
≥21
16-20
≤15
≥31
21-30
≤20
≥26
23-25
≤22
≥
≤
Nota 1: Salmonella aisladas de deposición deben ser informadas rutinariamente solo
Ampicilina, Fluoroquinolonas (Ciprofloxacino) y SxT.
Nota 2: Samonella con resistencia a Acido Nalidixico pueden estar asociadas a falla
clínica o baja respuesta al tratamiento con quinolonas en pacientes con salmonelosis
extraintestinal.
Nota 3: No utilizar Cefalosporinas de 1º ni 2º generación, Cefamicinas ni Aminoglicosidos
 pueden aparecer susceptibles in vitro pero in vivo no son efectivos.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
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Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 108 de 128
ANEXO 3
AGARES PARA SIEMBRA DE MUESTRAS
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
ANEXO 4
MEDIOS DE CULTIVO PREPARADOS
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 109 de 128
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 110 de 128
ANEXO 5A
CONTROL DE CALIDAD “PRUEBAS DE SUCEPTIBILIDAD ATCC”
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 111 de 128
ANEXO 5B
CONTROL DE CALIDAD “PRUEBAS DE SUCEPTIBILIDAD” ATCC
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 112 de 128
ANEXO 5C
CONTROL DE CALIDAD “PRUEBAS DE SUCEPTIBILIDAD” ATCC
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 113 de 128
ANEXO 5D
CONTROL DE CALIDAD “PRUEBAS DE SUCEPTIBILIDAD” ATCC
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 114 de 128
ANEXO 5E
CONTROL DE CALIDAD “PRUEBAS DE SUCEPTIBILIDAD” ATCC
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 115 de 128
ANEXO 5F
CONTROL DE CALIDAD “PRUEBAS DE SUCEPTIBILIDAD” ATCC
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 116 de 128
ANEXO 6
CONTROL DE CALIDAD AGAR SANGRE Y CHOCOLATE
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
ANEXO 7
CONTROL Mc CONKEY
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 117 de 128
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
ANEXO 8
CONTROL XLD
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 118 de 128
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
ANEXO 9
CONTROL Mc CONKEY SORBITOL
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 119 de 128
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
ANEXO 10
CONTROL DE CALIDAD VRE
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 120 de 128
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 121 de 128
ANEXO 11
CONTROL DE CALIDAD AGAR PARA CANDIDA
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
ANEXO 12
CONTROL DE CALIDAD BATERIAS
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 122 de 128
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
ANEXO 13
CONTROL LATEX STAPHYLOCOCCUS
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 123 de 128
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
ANEXO 14
CONTROL DE CALIDAD DE REACTIVOS
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 124 de 128
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
ANEXO 15
CONTROL DE “TINCIÓN GRAM”
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 125 de 128
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
ANEXO 16
CONTROL DE CATALASA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 126 de 128
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
ANEXO 17
CONTROL DE REACTIVO OPTOQUINA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 127 de 128
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
BACTERIOLOGIA
Código: SMC-MP-C1/AOC
1.3.2
Fecha: 02 JULIO2014
Versión: 0
Vigencia:02 JULIO 2019
Página: 128 de 128
CONTROL DE CAMBIOS
Fecha
Tipo de cambio
16 de Marzo 2015
Se modifica de acuerdo a
valores críticos versión 3, se
elimina del estado el
inherente al laboratorio de
valores
críticos
de
bacteriología señalado en la
página 52 de este manual.
1 de Noviembre de 2015
Se genera una nueva
planilla de registros de
llamados
telefónicos
“registro de hemocultivos y
LCR positivos” (carpeta en
secretaria)
Aprobación