FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS RED NACIONAL UNIVERSITARIA UNIDAD ACADEMICA DE SANTA CRUZ FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS Ingeniería Agronómica TERCER SEMESTRE SYLLABUS DE LA ASIGNATURA DE FISIOLOGIA VEGETAL Elaborado por: Ing. Luis Aponte Vargas Gestión Académica II/2014 U N I V E R S I D A D D E A Q 1 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS UDABOL UNIVERSIDAD DE AQUINO BOLIVIA Acreditada como PLENA mediante R.M. 288/01 VISION DE LA UNIVERSIDAD Ser la Universidad líder en calidad educativa. MISION DE LA UNIVERSIDAD Desarrollar la Educación Superior Universitaria con calidad y Competitividad al servicio de la sociedad Estimado(a) estudiante: El Syllabus que ponemos en tus manos es el fruto del trabajo intelectual de tus docentes, quienes han puesto sus mejores empeños en la planificación de los procesos de enseñanza para brindarte una educación de la más alta calidad. Este documento te servirá de guía para que organices mejor tus procesos de aprendizaje y los hagas mucho más productivos. Esperamos que sepas apreciarlo y cuidarlo Aprobado por: Fecha: Agosto de 2014 SELLO Y FIRMA JEFATURA DE CARRERA U N I V E R S I D A D D E A Q 2 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS SYLLABUS Asignatura: Fisiología Vegetal Código: FIT-314 Requisito: FIT-214 Carga Horaria Total Semestre: 100 Horas Teóricas: 60 Horas Prácticas: Créditos: 40 5 I. OBJETIVOS GENERALES DE LA ASIGNATURA. Conocer el importante papel del agua en la planta y los factores que determinan el movimiento de la misma en el sistema suelo-planta-atmósfera. Conocer cómo las plantas obtienen sus nutrientes orgánicos e inorgánicos. Conocer cómo realiza la planta sus funciones vitales, y cómo pueden verse controlados o afectados los procesos de crecimiento y desarrollo de la misma, desde la germinación de la semilla hasta su muerte, por factores hormonales y ambientales. Consolidar los conocimientos y preparar al alumno para aplicarlos en proyectos de investigación. II. PROGRAMA ANALITICO DE LA ASIGNATURA UNIDAD 1. INTRODUCCION A LA FISIOLOGIA VEGETAL. 1.1. Generalidades. 1.2. Importancia del estudio de la fisiología vegetal 1.3. La fisiología vegetal como ciencia. 1.4. Relaciones de la fisiología vegetal con otras ciencias. 1.5. Factores hereditarios y ambientales que afectan la fisiología de las plantas. 1.6. Interrelaciones de factores biológicos y abióticos en la fisiología de las plantas. 1.7. Discusión y análisis de casos específicos. UNIDAD 2. PROCESOS DE DIFUSION Y OSMOSIS. 2.1. Difusión: Movimiento Browniano. 2.2. Concepto de difusión. 2.3. Dirección de la difusión. 2.4. Factores que influyen en la velocidad de difusión. 2.5. Problemas prácticos. 2.6. Osmosis: 2.7. Resumen histórico. 2.8. Concepto. 2.9. Transporte pasivo y activo de moléculas de soluto. 2.10. Membranas y permeabilidad. 2.11. Leyes de la ósmosis que afectan la presión osmótica. UNIDAD 3. PLASMOLISIS Y ESTADO COLOIDAL. 3.1 Plasmólisis: Concepto. 3.2 Desplasmólisis. U N I V E R S I D A D D E A Q 3 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS 3.3 3.4 3.5 3.6 3.7 3.8 3.9 3.10 Medición de la concentración osmótica. Factores que afectan la concentración osmótica de la célula vegetal. Importancia y problemas de aplicación. Estado coloidal: Importancia. Clasificación de los sistemas de dispersiones. Estudio de la solución coloidal. Propiedades físicas de los soles. Imbibición. UNIDAD 4. RELACIÓN DE LA PLANTA CON EL AGUA: ABSORCIÓN, CONDUCCIÓN Y PERDIDA DE AGUA EN LAS PLANTAS. 4.1 Absorción de agua en las plantas: 4.2 Funciones de la raíz. 4.3 Órganos de absorción. 4.4 Movimiento de agua del suelo para las raíces. 4.5 Mecanismos de absorción. 4.6 Factores que influyen en la absorción de agua. 4.7 Energía, termodinámica y potencial químico del agua. 4.8 Conducción de agua en las plantas: 4.9 Concepto. Conducción de agua en diferentes. especies. 4.10 Área total dedicada a la conducción de agua. 4.11 Cantidad y velocidad del agua ascendente. 4.12 El sistema suelo-planta-atmósfera. 4.13 Mecanismos de transporte de agua. 4.14 Dirección del movimiento del agua. 4.15 Transporte de agua y soluto en e tejido conductivo. 4.16 Perdida de agua en las plantas: Concepto. 4.17 Formas de pérdidas de agua. 4.18 Pérdida en forma de vapor. 4.19 Velocidad de apertura estomática. 4.20 La transpiración. Principios que rigen la difusión de gases. 4.21 Medida de la apertura de los estomas. Factores que afectan la transpiración total. Problemas de aplicación. UNIDAD 5. FISIOLOGIA DE LAS PLANTAS BAJO TENSION. 5.1. Clasificación de la tensión: Concepto. 5.2. Efectos de la tensión. 5.3. Resistencia a la tensión: prevención y tolerancia. 5.4. Resistencia a la sequía. 5.5. Resistencia al calor. 5.6. Resistencia a bajas temperaturas. 5.7. Resistencia a la radiación. 5.8. Resistencia a las condiciones del suelo. 5.9. Resistencia a agentes contaminantes. UNIDAD 6. NUTRICION MINERAL DE LAS PLANTAS. 6.1. Nutrición mineral: 6.2. Resumen histórico. 6.3. Concepto. 6.4. Los elementos esenciales. 6.5. Esencialidad de un elemento. 6.6. Mecanismos de absorción de nutrientes. 6.7. Factores que influyen en la absorción. 6.8. Transporte de sales. 6.9. Funciones y síntomas de deficiencia de los elementos esenciales: U N I V E R S I D A D D E A Q 4 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS 6.10. 6.11. 6.12. 6.13. Ciclo del Carbono. Papel de los elementos esenciales. Macronutrientes: N, P, K, Ca, Mg y S. Microelementos. UNIDAD 7. FOTOSINTESIS Y RESPIRACION. 7.1. Fotosíntesis: Concepto. 7.2. Mecanismo de la fotosíntesis. 7.3. Factores ambientales que afectan la actividad fotosintética. 7.4. Absorción de Oxigeno. 7.5. Fotosíntesis y productividad en las plantas. 7.6. Tasas fotosintéticas en diversas especies. 7.7. Modelos fotosintéticos de plantas C-3, C-4 y CAM. 7.8. Respiración: 7.9. Respiración en las plantas. 7.10. Factores que afectan la tasa de respiración. 7.11. Reacciones de la respiración. 7.12. Fotorespiración. 7.13. Crecimiento de la célula vegetal. 7.14. Letargo de semillas y yemas. UNIDAD 8. HORMONAS VEGETALES. 8.1 Análisis de los diferentes tipos de hormonas: 8.2 Concepto. 8.3 Clases de hormonas vegetales. 8.4 Estudio de las auxinas. 8.5 Estudio de las giberelinas y otras hormonas. 8.6 Estructura química. Estudio de casos. III. ACTIVIDADES A REALIZAR DIRECTAMENTE EN LA COMUNIDAD. i. Tipo de asignatura para el trabajo social. Asignatura de Apoyo. ii. Resumen de los resultados del diagnóstico realizado para la detección de los problemas a resolver en la comunidad. Rodrigues et al. (2002) 1 describe algunas contribuciones significativas en la mejoría de la calidad del ambiente urbano, las cuales son citadas a seguir: purificación del aire por la fijación de suciedad y gases tóxicos y por el reciclaje de gases a través de los mecanismos fotosintéticos; mejoría del microclima de la ciudad, por la retención de humedad del suelo y del aire y por la generación de sombra, evitando que los rayos solares incidan directamente sobre las personas; reducción de la velocidad del viento; influencia en el balance hídrico, favoreciendo la infiltración del agua en el suelo y provocando evaporación -transpiración más lenta; abrigo a la fauna, propiciando una variedad mayor de especies, en consecuencia influenciando positivamente para un mayor equilibrio de las cadenas alimentares y disminución de plagas y agentes vectores de enfermedades; y el amortecimiento de ruidos, es función de los árboles captar parte de las aguas de lluvias, así como drenar aguas subterráneas, lanzando lentamente en la atmósfera, contribuyendo para el confort ambiental. RODRIGUES, C. A. G. et al. Arborización y producción de mudas de esencias forestales nativas en Corumbá Ms. Corumbá:EMBRAPA, 2002, 27p. 1 U N I V E R S I D A D D E A Q 5 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS iii. Nombre de la práctica “Arborización de predios educativos y espacios verdes Distrito 6”. iv. Contribución de la asignatura al proyecto. De acuerdo al contenido programático de la asignatura y su vinculación con el proyecto la contribución consistirá para esta gestión, en la identificación sistemática de las especies vegetales forestales y ornamentales nativas del departamento, plantación de las especies vegetales y colocar su protector físico. Asimismo se harán cursos de capacitación en unidades educativas de la zona Los Chacos. V. Actividades a realizar durante el semestre para la implementación de la práctica. Trabajo a realizar por los estudiantes Selección y Adquisición de especies vegetales forestales y ornamentales. Plantación de la especie vegetal y colocada de cerco físico protector. Localidad, aula o laboratorio Aula UDABOL. Impartir cursos de capacitación a estudiantes, maestros y padres de familias sobre cuidados y necesidades del plantin. Unidad Educativa Barrio Nueva Primavera, Zona Los Chacos Incidencia social Fecha. Entre el 25 y 30 de marzo Predios de la Unidad Educativa o área verde del bario. 1 al 6 de abril. Capacitar referente a manejo e importancia nutritiva de las hortalizas. 1 al 6 de junio. IV. EVALUACIÓN DE LA ASIGNATURA. ● PROCESUAL O FORMATIVA. A lo largo del semestre se realizarán 2 tipos de actividades formativas: Las primeras serán de aula, que consistirán en clases teóricas, exposiciones, repasos cortos, trabajos grupales, (resolución de casos y Dif´s). Asimismo en laboratorio se realizará las prácticas correspondientes y resolución de cuestionario para cada tema. Las segundas serán actividades de “aula abierta” que consistirán en la participación del alumnado en las actividades de trabajo social y en el proyecto “Arborización de predios educativos y espacios verdes Distrito 6”., mediante trabajos dirigidos. Vinculando los contenidos de la asignatura de forma indirecta al proyecto mediante la selección de las especies hortícola, preparación del terreno y cursos de capacitación a estudiantes de secundaria y profesorado. El trabajo, la participación y el seguimiento realizado a estos dos tipos de actividades se tomarán como evaluación procesual calificándola entre 0 y 50 puntos independientemente de la cantidad de actividades realizadas por cada alumno. Bajo la siguiente ponderación. Participación. 10% Calidad del trabajo y/o contenido. 15% Instrumentos y/o medios utilizados. 15% Defensa del trabajo presentado 10% U N I V E R S I D A D D E A Q 6 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS ● DE RESULTADOS DE LOS PROCESOS DE APRENDIZAJE O SUMATIVA (examen parcial o final) Se realizarán 2 evaluaciones parciales con contenido teórico y práctico (resolución de casos y necropsias) sobre 50 puntos cada una. El examen final consistirá en un examen escrito con un valor del 90% de la nota y la presentación de los informes y documentos de la práctica con el restante 10%. V. BIBLIOGRAFIA BASICA. Lira Ricardo. Fisiología vegetal. Ed. Limusa México. 1994. (581.1 L67) Rodríguez, M. Morfología y Anatomía Vegetal. Ediciones Bolivia. 1991. (581.4 R61 c.2) BIBLIOGRAFÍA COMPLEMENTARIA. Esau, K. Anatomía Vegetal, 2da Ed. Ed Omega, Barcelona,1972 Gola, G. et al. Tratado de Botánica. Ed. Labor. Barcelona.1967 Nultsch, W. Botánica General. Manual para Estudiantes de Ciencias Naturales. Medicina y Agronomía. Ed. Norma. Cali. 1972 Ramírez, E. Nociones de Botánica y Zoología. Ediciones Saeta, S. A., España. 1967. VI. PLAN CALENDARIO SEMANA ACTIVIDADES ACADÉMICAS OBSERVACIONES 1ra. Avance de materia Presentación de la asignatura. UNIDAD I: 1.1 2da. Avance de materia 1.1 (continuación) 3ra. Avance de materia UNIDAD II: 2.1 Prácticas 4ta. Avance de materia 2.2 Prácticas 5ta. Avance de materia UNIDAD III: 3.1 6ta. Avance de materia 3.2 Primera Evaluación 7ma. Avance de materia UNIDAD IV: 4.1 – 4.3 Primera Evaluación 8va. Avance de materia 4.4. – 4.5 9na. Avance de materia UNIDAD V: 5.1 10ma. Avance de materia 5.1 (continuación) 11ra. Avance de materia UNIDAD VI: 6.1 12da. Avance de materia 6.2 Segunda Evaluación 13ra. Avance de materia 6.2 (continuación) Segunda Evaluación 14ta. Avance de materia UNIDAD VII: 7.1 15ta. Avance de materia 7.1 (continuación) 16ta. Avance de materia 7.2 17ma. Avance de materia UNIDAD VIII: 8.1 U N I V E R S I D A D D E A Q 7 U I N O Prácticas B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS 8.1 (continuación) 18va. Avance de materia Evaluación final 19na. Avance de materia 20va Evaluación final 2da. instancia Presentación de Notas VII. WORK PAPER´s Y DIF´s PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD WORK PAPER # 1 UNIDAD O TEMA: PROCESOS DE DIFUSIÓN Y OSMOSIS TITULO: Difusión FECHA DE ENTREGA: PERIODO DE EVALUACIÓN: ASPECTOS GENERALES La difusión se puede definir como el movimiento espontáneo de partículas como consecuencia de su energía térmica desde áreas de elevada concentración a áreas de baja concentración. En un sentido general, la energía molecular de una sustancia (asumiendo que no hay enlaces químicos u otras formas extrañas de energía) se debe a la energía cinética de sus moléculas debido su movimiento y a las fuerzas electrostáticas (fuerzas de van der Waal) entre partículas adyacentes. A diferencia de lo que ocurre en un gas, en donde las moléculas tienen una cierta libertad para moverse, en un líquido están muy próximas formando combinaciones intermoleculares que restringen su movimiento. Sin embargo, algunas partículas (cuyo número depende de la temperatura) pueden moverse al azar, siguiendo una trayectoria rectilínea, hasta que topan con otra partícula. Cuando esto ocurre, parte de la energía cinética es transferida al miembro menos activo. La consecuencia de todo ello es que hay una distribución bastante uniforme de la energía cinética entre todas las partículas que constituyen una solución homogénea. La energía cinética de una partícula en movimiento viene determinada por la ecuación siguiente: U N I V E R S I D A D D E A Q 8 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS donde m = masa de la partícula V = velocidad lineal La velocidad está directamente relacionada con la temperatura, factor este que no tendremos aquí en cuenta dado que los procesos fisiológicos se efectúan a la temperatura de 37ºC. De la ecuación anterior se desprende la ley de Graham: "A una temperatura determinada, la velocidad de una partícula está inversamente relacionada con la raíz cuadrada de su masa" Esto explica porque, en una solución acuosa de glucosa, las moléculas de glucosa que son unas 10 veces más pesadas que las de agua, se mueve unas tres veces más lentamente. Por otra parte, cuanto más denso sea el medio, más probabilidades hay que una partícula se tope con otra al moverse. Por esta razón, a igualdad de otras condiciones, la velocidad lineal neta de una partícula es inversamente proporcional a la densidad del medio. Estos factores tienen una relevancia fisiológica importante. Excepto en los pulmones, los procesos de difusión en el organismo tienen lugar en medio líquido, ya que incluso estructuras aparentemente sólidas como las membranas actúan como si fueran líquidos. Así, partículas solubles en lípidos que son demasiado grandes para pasar a través de los canales acuosos que penetran la membrana son capaces de pasar de un lado a otro. Para llevar a cabo este proceso, las partículas se disuelven en el centro lipoide de la membrana, difunden hacia el lado opuesto y vuelven a entrar en la fase acuosa. Como el interior de la membrana es más denso que la fase acuosa, la velocidad de difusión a través de la misma es considerablemente más lenta que a ambos lados de la membrana y, en consecuencia se pueden establecer gradientes de concentración. El proceso de difusión se ilustra separando dos soluciones de sucrosa mediante una membrana permeable. Al estar más concentrada la solución A, hay una mayor probabilidad de que, al moverse al azar, alguna de las moléculas de A pase a B que al revés. Aunque las moléculas de azúcar pueden cruzar la membrana permeable en ambas direcciones, el movimiento neto será pasar de la zona de concentración más alta a la zona de concentración más baja. Debe observarse también, que las moléculas de agua, más abundantes en la solución B tienden a pasar a la solución A. La velocidad de difusión de partículas fue formulada en 1855 por el biofísico Fick y se conoce como ley de Fick. En su forma simplificada, esta ley se formula: Q = - (dc/dx) AD donde Q = la velocidad de paso del soluto (mg/seg) perpendicularmente a la interfase dc/dx = gradiente de concentración (cambio de concentración en mg/ml a lo ancho de la interfase (cm) que separa las dos soluciones A = área de la interfase (cm2) D = coeficiente de difusión (cm2/seg) El coeficiente de difusión depende de la temperatura y de las propiedades de la sustancia que difunde y de la naturaleza del medio (interfase) a través de la cual se realiza la difusión. El signo negativo simboliza que el paso de materia tiene lugar "cuesta-abajo" es decir, desde la solución más concentrada a la menos concentrada. Dado que la fisiología estudia la difusión a través de membranas, se puede introducir en la ecuación anterior el ancho de la membrana (equivalente al término dx) como parte del coeficiente de difusión, originándose la constante de permeabilidad: U N I V E R S I D A D D E A Q 9 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS P = D/d donde d = grueso de la membrana (para las membranas biológicas se asume usualmente un espesor de 75 Amstrongs) P = constante de permeabilidad (cm/seg). Cuando se sustituye la constante de permeabilidad en la ecuación 1-2 y se asume que la disminución de la concentración de la sustancia que difunde es lineal a medida que cruza la membrana, la ley de Fick se formula. donde C1 y C2 son las concentraciones del soluto a ambos lados de la membrana. Esta relación entre las concentraciones del soluto a ambos lados de la membrana y su velocidad de difusión tiene una importancia particular en la microcirculación ya que constituye el mecanismo subyacente de intercambio de nutrientes y metabolitos en el lecho capilar. También es importante destacar que la difusión sólo tiene relevancia cuando se trata de distancia muy cortas ya que su efectividad disminuye proporcionalmente al cuadrado de la distancia. Como resultado de esto, un equilibrio puede conseguirse en segundos si la distancia es de micras, pero puede subir a varias horas si la distancia de difusión se incrementa a milímetros CUESTIONARIO DEL WORK PAPER 1. ¿En que consiste el mecanismo de la difusión? 2. Determinar la velocidad de difusión a 45 °C y 82 °C de las siguientes partículas: CO2, N2, CH4, O2. 3. Indicar la dirección de difusión que registraran los siguientes gases: CO2, N2, O2, H2O en el siguiente sistema. 4 % O2 0.015 % CO2 79.2 % N2 89 % HR H2O 20 % O2 0.03 % CO2 79.2 % N2 95 % HR H2O 4. Compare la velocidad de difusión del H2 con el CH4, suponiendo que la velocidad del H2 es la unidad. 5. Determine la velocidad de difusión de una partícula a 55 °C, si a 30 °C es de 1787 m/s. 6. Determinar cual de estos colorantes tiene mayor velocidad de difusión si todas ellas registran igual concentración: Crisoidina Y (PM 248), Eosina (PM 691), Rojo de Congo (PM 697), Eritrosina (PM 897) 7. Indique en forma de proporcionalidad como afecta la densidad del medio sobre la velocidad de difusión de una partícula? 8. ¿Por qué es importante el proceso de difusión en el funcionamiento de los vegetales? 9. ¿Indique en forma de proporcionalidad como afecta el tiempo sobre la velocidad de difusión de una partícula? 10. ¿En que consiste el cociente térmico Q10? U N I V E R S I D A D D E A Q 10 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD WORK PAPER # 2 UNIDAD O TEMA: Osmosis TITULO: Osmosis FECHA DE ENTREGA: PERIODO DE EVALUACIÓN: ASPECTOS GENERALES Por ósmosis se conoce al fenómeno de difusión de agua a través de una membrana semipermeable (conocidas también como de permeabilidad diferencial o de permeabilidad selectiva). Ejemplos de ese tipo de membrana son la membrana celular, como así también productos como los tubos de diálisis y las envolturas de acetato de celulosa de algunas salchichas. La presencia de solutos decrece el potencial de agua de una sustancia, por lo tanto existe más agua por unidad de volumen en un vaso de agua corriente que en el volumen equivalente de agua de mar. En una célula, que posee organelas y moléculas grandes, la dirección del flujo del agua es, generalmente, hacia el interior de la célula. Si observa la animación, podrá ver que en compartimentos separados por una membrana semipermeable, cuando disminuye la concentración de solutos (en la animación las partículas rojas simulan proteínas), en uno de ellos, el agua se moverá desde allí hacia el compartimiento con alta concentración del soluto o, en otras palabras desde el compartimiento con potencial de agua alto al compartimiento con potencial de agua bajo. La presión osmótica se define como la presión hidrostática necesaria para detener el flujo neto de agua a través de una membrana semipermeable que separa soluciones de composición diferente. La presión osmótica (p) está dada por: donde p es presión osmótica medida en atmósferas (atm), R la constante de los gases, T la temperatura absoluta y DC la diferencia de las concentraciones de solutos a ambos lados de la membrana. La presión osmótica es una propiedad de tipo coligativa, es decir, depende del número de partículas. Así por ejemplo una solución de NaCl 0,5 M, si estuviera totalmente disociada en Na+ y Cl-, sería equivalente a una solución de glucosa 1M. Las soluciones hipertónicas son aquellas, que con referencias al interior de la célula, contienen mayor cantidad de solutos (y por lo tanto menor potencial de agua). Las hipotónicas son aquellas, que en cambio contienen menor cantidad de solutos (o, en otras palabras, mayor potencial de agua). Las soluciones isotónicas tienen concentraciones equivalentes de solutos y, en este caso, al existir igual cantidad de movimiento de agua hacia y desde el exterior, el flujo neto es nulo. Las células animales se hinchan cuando son U N I V E R S I D A D D E A Q 11 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS colocadas en soluciones hipotónica, algunas como los eritrocitos terminan estallando debido al agua que penetra en ellas por flujo osmótico (se lisan), Una de las principales funciones del cuerpo de los animales es el mantenimiento de la isotonicidad del plasma sanguíneo, es decir un medio interno isotónico. Esto elimina los problemas asociados con la pérdida o ganancia de agua desde y hacia las células. Estamos hablando por supuesto de una de las claves de la homeostasis. A diferencia de las células animales, las células de bacterias y plantas están rodeadas por una pared celular rígida, en este caso Cuando se encuentran en un medio hipotónico, el agua que penetra por flujo osmótico genera una presión de turgencia que empuja al citosol y la membrana plasmática contra la pared celular. En cambio en soluciones hipertónicas las células se retraen, separándose la membrana de la pared celular como consecuencia de la pérdida de agua por flujo osmótico (fenómeno conocido como plasmólisis). Organismos unicelulares como Paramecium, y otros organismos de vida libre en agua dulce, tienen el problema de que son usualmente hipertónicos con relación a su medio ambiente. Por lo tanto el agua tiende a fluir a través de la membrana hinchando a la célula y eventualmente rompiéndola, hecho molesto para cualquier célula. Una vacuola contráctil es la respuesta del Paramecium a este problema, si bien el bombear agua hacia exterior de la célula requiere energía ya que trabaja contra un gradiente de concentración. PROTEÍNAS DE MEMBRANA QUE INTERVIENEN EN EL TRANSPORTE Debido a su interior hidrofóbico, la bicapa lipídica de una célula constituye una barrera altamente impermeable a la mayoría de las moléculas polares. Esta función de barrera tiene gran importancia ya que le permite a la célula mantener en su citosol a ciertos solutos a concentraciones diferentes a las que están en el fluido extracelular; lo mismo ocurre en cada compartimiento intracelular envuelto por una membrana. El desarrollo evolutivo ha creado sistemas celulares destinados transportar específicamente moléculas hidrosolubles, subsanando el problema del aislamiento celular. El transporte de moléculas es realizado por parte de las proteínas integradas en la membrana celular. Por lo general es altamente selectivo en lo que se refiere a los productos químicos que permiten pasar. Las tres clases principales de proteínas de membrana (todas ellas de transmembrana) que intervienen en el pasaje de moléculas a través de la misma son: proteínas de canal que conforman un "túnel" que permite el paso de agua y electrolitos a favor de un gradiente de concentración o potencial eléctrico (forman un canal que atraviesa la bicapa en todo su espesor). La partícula que pasa se selecciona de acuerdo a su tamaño y carga. Suelen estar cerrados y abrirse frente a estímulos específicos. El pasaje se realiza de acuerdo al gradiente de concentración de las moléculas. Las células que presentan gran permeabilidad al agua poseen un canal que facilita la entrada de la misma. La proteína responsable: la acuoporina, fue identificada por Peter Agre en eritrocitos, a mediados de los ´80. Agre probó su hipótesis en un experimento simple donde él comparó células que tenían la proteína en cuestión con células que no lo tenían. Cuando las células se pusieron en una solución de agua, aquéllas que tenían la proteína en sus membranas absorbieron el agua por ósmosis y se inflaron, mientras aquéllas que carecen de la proteína no eran afectadas en absoluto. Agre también ejecutó los ensayos con las células artificiales, llamadas liposomas (son un tipo de burbuja de jabón por fuera y el interior constituido por agua). Él encontró que los liposomas se volvieron permeables al agua si la proteína se incrustaba en sus membranas. ¿CÓMO TRABAJA EL CANAL DE AGUA? UNA PREGUNTA DE QUE LLEVÓ AL NOBEL En 2000, junto con otros equipos de investigación, Agre informó las primeras imágenes estructura tridimensional de la aquaporina. Con estos datos, era posible trazar en detalle funciona el canal de agua. ¿Porque sólo admite las moléculas de agua y no otras moléculas o por ejemplo, no permite que pasen los protones. Esto es crucial porque la diferencia U N I V E R S I D A D D E A Q 12 U I N O B O L I V I A de la cómo iones? en la FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS concentración de protones entre el interior y el exterior de la célula es la base del sistema de almacenamiento de energía de la célula. La selectividad es una propiedad central de la aquaporina. Debido a la carga positiva del centro del canal, los iones cargados positivamente se rechazan. Esto impide el pasaje de protones a través del mismo. Las moléculas que se introducen a través del estrecho canal se reacomodan, orientándose en el campo eléctrico local formado por los átomos de la pared. Los protones (o más bien los iones oxonium, H3O+) se detienen en el camino y son rechazados debido a sus cargas positivas. bombas: utilizan energía (provista por el ATP) para transportar moléculas contra un gradiente de concentración. transportadores: este tipo de proteínas, luego de fijar las moléculas a transportar (A), sufren un cambio de conformación (B) en manera tal que permite a las moléculas fijadas, atravesar la membrana plasmática. Se conocen tres tipos de transportadores: "uniport" llevan un soluto por vez “symport" transportan el soluto y co-transportan otro diferente al mismo tiempo y en la misma dirección. antiport" transportan soluto hacia el interior (o exterior) y co-transportan soluto en la dirección opuesta. Uno entra y el otro sale o vice-versa. TRANSPORTE ACTIVO Y PASIVO Para el transporte pasivo no se requiere que la célula gaste energía. Entre los ejemplos de este tipo de transporte se incluyen la difusión de oxígeno y anhídrido carbónico, la ósmosis del agua y la difusión facilitada. El transporte activo, en cambio, requiere por parte de la célula un gasto de energía que usualmente se da en la forma de consumo de ATP. Ejemplos del mismo son el transporte de moléculas de gran tamaño (no solubles en lípidos) y la bomba sodio-potasio. DIFUSIÓN FACILITADA La difusión facilitada se realiza tanto por medio de las proteínas canal como por los "uniport". Permite que moléculas que de otra manera no podrían atravesar la membrana, difundan libremente hacia afuera y adentro de la célula. Este proceso permite el paso de iones pequeños tales como K+, Na+, Cl-, monosacáridos, aminoácidos y otras moléculas. Al igual que en la difusión simple el movimiento es a favor del gradiente de concentración de las moléculas. Sin embargo su velocidad de transporte es mayor que el se pronostica con la ley de Fick, U N I V E R S I D A D D E A Q 13 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS ya que no entran en contacto con el centro hidrofóbico de la bicapa. El transporte es específico, transportándose un tipo de moléculas o un grupo de ellas estrechamente relacionados. La velocidad de transporte en la difusión facilitado esta limitada por el número de canales disponibles en la membrana. La velocidad de transporte se satura cuando todos los transportadores están funcionando a su máxima capacidad. La glucosa entra en la mayor parte de las células por difusión facilitada. Parece existir un número limitado de proteínas transportadoras de glucosa. El rápido consumo de la glucosa por la célula (por la tan conocida glicólisis) mantiene el gradiente de concentración. Sin embargo, cuando la concentración externa de glucosa aumenta, la velocidad de transporte no excede cierto límite, sugiriendo una limitación en el transporte. Transporte activo El transporte activo requiere un gasto de energía para transportar la molécula de un lado al otro de la membrana, pero el transporte activo es el único que puede transportar moléculas contra un gradiente de concentración, al igual que la difusión facilitada el transporte activo esta limitado por el numero de proteínas transportadoras presentes. Son de interés dos grandes categorías de transporte activo: primario y secundario. PREGUNTAS DEL WORK PAPER 1. ¿Qué es la Osmosis? 2. ¿En que medio la célula se plasmólisa? 3. ¿Qué tipo de membrana es el plasmatolema y tonoplasto. 4. ¿Por qué esta constituida la membrana plasmática? 5. ¿Por qué una célula vegetal es análoga a un osmómetro? 6. ¿En qué consiste el potencial hídrico? 7. ¿En qué consiste el potencial osmótico? 8. Indique brevemente en que consiste el transporte activo. 9. Indique brevemente en que consiste el transporte pasivo. 10. ¿Cuántos tipos de transportadores se conocen? PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD WORK PAPER # 3. UNIDAD O TEMA: PLASMOLISIS Y ESTADO COLOIDAL TITULO: Coloide e Imbibición FECHA DE ENTREGA: PERIODO DE EVALUACIÓN: ASPECTOS GENERALES U N I V E R S I D A D D E A Q 14 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS Las disoluciones o mejor dicho dispersiones coloidales, llamadas a veces dispersiones coloidales, consiste de partículas (micelas) de un tamaño aproximadamente entre 0.001 μ y 0.1 μ, de una sustancia sólida, liquida o gaseosa (fase dispersa) dispersadas en un liquido (fase continua). Si las partículas son de tamaño menor, se obtendrá un disolución verdadera y si fueren mayores, una suspensión. Lo importante es que las dispersiones coloidales no sean lo suficiente grandes para precipitarse ya que una de las características de las dispersiones coloidales es cierta estabilidad del sistema. Las partículas coloidales son generalmente de tamaño mayor que el de las moléculas, pues consisten de agregaciones moleculares. Solamente las proteínas y otras sustancias de estructura “macromolecular” pueden formar una dispersión coloidal aun cuando se halle en disolución macromolecular, o sea, que representan al mismo tiempo una disolución verdadera. En un sistema coloidal es de suma importancia la gran superficie de las partículas en comparación con igual volumen del miso Material no subdividido. Muchas de las propiedades de los coloides están relacionadas con esta gran superficie. Las partículas de la mayoría de los coloides poseen cargas electrostática o eléctrica, cuando se trata de iones, ya sea carga positiva o (más comúnmente negativa) cuando el medio de dispersión es el agua. Por regla general esta carga es del mismo signo en todas las partículas de una dispersión coloidal, lo que da origen a la repulsión mutua entre ellas y a que se mantenga el estado de dispersión. Aunque las micelas tengan carga en sus superficie, el sistema en si no tiene carga. Esto se debe a que las moléculas de agua también esta cargadas, pues constituyen dipolos (un polo positivo y un polo negativo). Al ordenarse alrededor de las partículas coloidales (adsorción) equilibran así las cargas de éstas. Si las micelas pierden su carga también pierden su adsorbida, lo que resulta en una reducción de su capa de hidratación. Por lo tanto pueden acercarse más una a otras y como la fuerza de repulsión también se ha reducido o eliminado debido a su movimiento (Browniano), chocan y se aglomeran para precipitarse. Existe precipitación cuando el fenómeno es reversible, o sea que al restablecerse las cargas las partículas se suspenden de nuevo. Si el proceso es irreversible, como p.e. en el caso de proteínas y de protoplasma, se denomina coagulación o floculación. Un efecto similar puede también producirse por deshidratación por medio de ciertos solventes orgánicos, o por el calentamiento cuando se trata de coloides termolábiles. Con el protoplasma la coagulación ocurre a temperatura relativamente bajas. Si se pasa un haz luminoso potente a través de una dispersión coloidal, observando de lado, claramente puede notarse su delineamiento. Las micelas desvían (difractan) o reflejan los rayos de luz, razón por la cual el liquido parece opaco; este fenómeno se denomina efecto de Tyndall. Al poner coloides, como p. e. Celulosa, gelatina, semillas, en estado seco en contacto con agua, ésta es absorbida. Tal adsorción de un solvente por una sustancia coloidal se denomina imbibición. Las primeras moléculas de agua, atraídas por la diferencia de carga, empiezan a ocupar en forma ordenada el espacio alrededor de cada micela. Con este ordenamiento las moléculas ocupan menos espacio que cuando estaban desordenadas. Al mismo tiempo las micelas comienzan a separarse unas de otras debido al agua intercalada entre ellas. Mientras que el volumen del material coloidal aumenta por la imbibición, el volumen total del sistema disminuye por el arreglo definitivo de las moléculas del agua alrededor de las micelas. Capas sucesivas de agua son atraídas luego cada vez con mucho menor fuerza, hasta que ésta desaparece por completo, es decir se alcanza un estado de desequilibrio o saturación. U N I V E R S I D A D D E A Q 15 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS Por consiguiente al comienzo de la imbibición la fuerza de atracción es muy grande. Si se limita el espacio disponible para el coloide, esa fuerza se transforma en presión (presión de imbibición) cuyos valores iniciales son muy altos, en el caso de algunas semillas secas excede de 1000 atmósferas, pero disminuye rápidamente al progresar la imbibición, llegando a cerro en el estado de saturación. Cuando existe una fuerza de cohesión apreciable entre las micelas, mayor que la que atrae a las capas exteriores del agua, la imbibición se detiene antes que las partículas se separen por completo. En este caso la imbibición es limitada y tal estado del coloide se llama gel. Por otra parte, en la imbibición ilimitada las partículas coloidales se separan por completo, moviéndose libremente en el solvente, dando como resultado un dispersión (disolución) coloidal o sol. En el caso de la cola de carpinteros, lo mismo que en otras sustancias coloidales, como gelatina, agar, etc. La forma de imbibición, limitada o ilimitada, dependen de la proporción del agua con el coloide y también de la temperatura. Con una concentración suficientemente alta de esas sustancias la imbibición es limitada cuando la temperatura es baja. Al subir la temperatura, la mayor energía cinética de las partículas vence finalmente la cohesión entre ellas, alcanzando un movimiento libre y el gel se transforma en un sol. Al enfriarse, se invierte el proceso, formándose nuevamente el gel. Con algunos coloides esto ocurre a una temperatura distinta a la que los licuó. Cuando las moléculas de agua quedan adsorbidas en arreglo bien definido y fijo pierden su movimiento libre y se disipa la energía cinética que poseían. Como resultado se produce un aumento en la temperatura del sistema. Muchos coloides son capaces de adsorber no solamente agua en estado líquido, sino también en forma de vapor. Un ejemplo es el hinchamiento de la madera en tiempo húmedo; igualmente, muchos órganos vegetales en estado deshidratado, como semilla, embeben agua en forma de vapor. La absorción de agua por una sustancia porosa, como arcilla cocida o tiza, no es imbibición, pues el reemplazo del aire en los poros por el agua no provoca aumento de volumen o el desarrollo de una presión. CUESTIONARIO DEL WORK PAPER´s: 1.¿Cuál es el efecto de la acetona sobre las dispersiones coloidales? 2. ¿Qué sucede al pasar una corriente eléctrica a través de un sistema coloidal?¿Cómo se denomina el proceso basado en este principio? 3. Enumere algunos sistemas coloidales hidrófilos de las plantas. 4.¿Cuáles son los coloides que se encuentran en semillas? 5. La imbibición se realiza con una fuerza débil o fuerte? 6.¿En que forma podría la capacidad de adsorción de agua de un coloide ser ventajosa para una planta? 7. ¿La imbibición de las semillas es un proceso puramente físico, biológico, o una combinación de las dos?¿Cómo procedería usted para comprobar su contestación) 8. La variación del pH del protoplasma de una célula vegetal tiene un ámbito muy limitado en comparación con el del jugo celular? 9. ¿Qué efectos podría tener un cambio grande en la reacción del protoplasma? PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD WORK PAPER # 4. U N I V E R S I D A D D E A Q 16 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS UNIDAD O TEMA: PLASMOLISIS Y ESTADO COLOIDAL TITULO: Superficie y Adsorción FECHA DE ENTREGA: PERIODO DE EVALUACIÓN: ASPECTOS GENERALES En un sólido las moléculas están tan cerca unas de otras que la fuerza de atracción entre sí, llamada fuerza de cohesión, es tan grande que no le permite ningún movimiento. La cohesión disminuye rápidamente conformen las moléculas se separan, y probablemente a distancia de 1 a 2 veces el diámetro de éstas es casi insignificante. En los líquidos la distancias entre las partículas es un poco mayor que en los sólidos, razón por la cual las moléculas presentan movimiento libre; sin embargo, la fuerza de atracción es aún suficientemente grande para impedir su completa separación. En un gas, la energía cinética de cada partícula es bastante grande para vence la poca fuerza de cohesión existente entre ellas (por estar tan separadas) lo que permite un movimiento independiente de cada una. En el interior de un cuerpo la fuerza de cohesión entre las partículas es igual en todas direcciones, pero en la superficie la fuerza sobre las partículas que forman ésta es desigual, siendo la fuerza mayor hacia el interior del cuerpo. Este fenómeno es especialmente notorio cuando están en contacto superficies de dos sustancias de propiedades muy distintas como p. E. La superficie de un líquido con un gas. En tal caso la fuerza de cohesión sobre las partículas de la superficie es unilateral (no existiendo fuerza de atracción entre las partículas del líquido y la del gas) lo que tienden a contraer las partículas superficiales, reduciéndose la superficie a un mínimo: la fuerza de atracción unilateral resulta en tensión superficial. Si las partículas no son esféricas, pueden colocarse ordenadamente en la superficie y estarán más compactas, mientras que en el interior del líquido no tienen ordenación alguna. La tensión superficial de varios factores, como p. e. La naturaleza del líquido, la temperatura y la presión de sustancias disueltas. El agua pura tienen una tensión superficial relativamente grande (unas 72 dinas por centímetro lineal de superficie a 20 ° C contra el aire)la cual disminuye con el aumento de la temperatura (a 100 °C unas 59 dinas), llegando a cero en el punto de la temperatura critica. El alcohol etílico tienen una tensión superficial de unas 22 dinas a 20 °C; mezcla de agua y alcohol etílico tienen valores intermedios. Una disolución de un detergente en agua muestra valores generalmente entre 25 y 30 dinas. Las sustancias que tienen mayor atracción entre sí que para el agua tienden a acumularse en la superficie, como por ejemplo detergentes o aceite en agua. Esto tiene como resultado la reducción de la tensión superficial del agua con la sustancia disuelta en mayor proporción como debiera ser de acuerdo con la concentración total de la sustancia en la disolución. La disposición especial y las propiedades distintas de las partículas en las superficies tienen gran importancia para la vida, estando muchos procesos metabólicos relacionados con los fenómenos superficiales ya que el protoplasma esta constituido por una mezcla intima de lípidos, grasas y otras sustanciasen una disolución acuosa de proteínas. La tensión superficial se desarrolla en la superficie de cualquier líquido en contacto con un gas. Tensiones similares existen también en el limite (interfaz) entre dos líquidos o liquido y sólido. En tal caso se habla de tensión interfacial en lugar de superficial. Solamente cuando esta tensión no existe (valor 0), los líquidos son completamente miscibles. Las sustancias que disminuyen la tensión superficial tienden a acumularse en la superficie de los líquidos. Esta acumulación se denomina adsorción. La fuerza de adsorción o adhesión atrae partículas o moléculas desiguales, de diferente naturaleza. (La atracción mutua de partículas iguales se denomina cohesión). U N I V E R S I D A D D E A Q 17 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS La adsorción existe no solamente en el limite entre dos líquidos, sino también p. e. en el limite entre liquido y sólido y gas y sólido. Un ejemplo del último sería la adsorción de ciertos gases en la superficie de carbón activado. Un liquido moja a un solamente si la fuerza de adsorción entre liquido y sólido es mayor que la fuerza de cohesión entre las moléculas del liquido. Las fuerzas responsables de la adhesión son en partes muy parecidas a las que determinan las fuerzas de cohesión entre partículas iguales. Frecuentemente son también de importancia las cargas electrostáticas o eléctricas en las superficies. La mayoría de los sólidos, como por ejemplo partículas de arena y arcilla, o la celulosa y la pared celular, etc., al estar en contacto con agua presentan una carga negativa en sus superficie, Por lo tanto, una sustancia que tenga una carga positiva, como el azul de metileno (catión), es fácilmente adsorbida por una sustancia de carga opuesta, como la celulosa. La eosina es una sal (eosinato de sodio) que tienen el fundamento colorante en el anión, por lo tanto tiene carga negativa. En consecuencia no es adsorbida por la celulosa por tiene carga igual y pasa con el agua a través de papel de filtró. La celulosa sirve de este modo para separar estos dos colorantes de una ,mezcla, dando a este principio el nombre de cromatografía, muy utilizado en bioquímica para la separación de muchos compuestos orgánicos en cantidades relativamente pequeñas, tales como azucares, aminoácidos, pigmentos vegetales. El fenómeno de adsorción es muy importante en la vida de las plantas. La mayor parte de los elementos minerales en el suelo están disponibles en forma de cationes adsorbidos en la superficie de las partículas de arcilla y de materia orgánica. El primer paso de su incorporación a la planta ocurre por adsorción en la superficie de las raicillas y pelos radicales. Dentro de cada célula existen también muchas superficies p. e. entre el protoplasma y la pared, entre el núcleo, los plastidios, los condriosomas, el vacúolo y el citoplasma, lo que permite acumulación de sustancias por adsorción. CUESTIONARIO DEL WORK PAPER 1. ¿Por qué detuvo el aceite el movimiento del alcanfor? 2. ¿Por qué se mojan las hojas al aplicar una disolución de un funguicida que contenga un detergente que sin este? 3.¿Qué pasaría al colocar un pato en agua que contenga una cantidad regular de un detergente? ¿Por qué? 4.¿Cuál es la explicación de que el filtrado tuviera un color distinto al de la mezcla original? 5.¿Cómo se llama el proceso que permite la separación de muchas sustancias en forma similar? 6. ¿Qué se entiende por cromatografía de gases? 7. ¿Por qué el azul de metileno no pasa el papel filtro? 8. ¿Cuál es el proceso que permite la adhesión de las moléculas de azul de metileno en el carbón activada? 9. ¿Indique como se mide la capacidad de los coloides del suelo de adsorber los nutrientes? 10. ¿Cuándo un suelo tienen mayor adsorción de nutrientes? PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD WORK PAPER # 5. UNIDAD O TEMA: NUTRICIÓN MINERAL DE LAS PLANTAS U N I V E R S I D A D D E A Q 18 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS TITULO: Nutrición Mineral FECHA DE ENTREGA: PERIODO DE EVALUACIÓN: ASPECTOS GENERALES El estudio de la nutrición mineral de las plantas amerita conocer su composición química, cuyo objetivo se puede alcanzar utilizando los dos métodos siguientes: El análisis elemental, que determina la naturaleza y las proporciones en que se encuentran los elementos minerales en los tejidos vegetales. El análisis inmediato, que trata de reconocer la naturaleza de los compuestos orgánicos que existen en las diversas partes de la planta. Así mismo, es recomendable saber las proporciones de humedad y de materia seca en los órganos sometidos al análisis. La determinación del peso seco es indispensable, ya que el contenido de agua de los órganos vegetales está entre 6 y 90%; aunque para un órgano determinado puede variar también dependiendo de su estado de desarrollo. Como promedio el protoplasma contiene 85 a 90% de agua, e inclusive los organelos celulares con un alto contenido en lípidos, como cloroplastos y mitocondrias tienen 50% de agua, El contenido de agua de las raíces expresado en peso fresco varia de 71 a 93%, el de los tallos de 48-94%, las hojas de 77 a 98%, los frutos tienen un alto contenido entre 84-94%. Las semillas de 5 a 11%, aunque las de maíz fresco comestible pueden tener un contenido de agua elevado del 85%. La madera fresca recién cortada contiene cerca de 50% de agua. Al determinar las tasas de humedad se puede obtener por diferencia el peso de materia seca. Cuando se halla el peso seco colocando el tejido vegetal entre 100-105º C, se eliminan con el agua, esencias orgánicas volátiles, produciéndose un error casi despreciable, sin embargo es recomendable secar en la estufa a 75º C. En las plantas el agua cumple múltiples funciones. Las células deben tener contacto directo o indirecto con el agua, ya que casi todas las reacciones químicas celulares tienen lugar en un medio acuoso. Para que un tejido funcione normalmente requiere estar saturado con agua, manteniendo las células turgentes. Todas las sustancias que penetran en las células vegetales deben estar disueltas, ya que en las soluciones se efectúa el intercambio de sustancias nutritivas entre células, órganos y tejidos. El agua como componente del citoplasma vivo, participa en el metabolismo y en todos los procesos bioquímicos. Una disminución del contenido hídrico va acompañado por una pérdida de turgencia, marchitamiento y una disminución del alargamiento celular, se cierran las estomas, se reduce la fotosíntesis, la respiración y se interfieren varios procesos metabólicos básicos. La deshidratación continuada ocasiona la desorganización del protoplasma y la muerte de muchos organismos. El residuo que queda después que se seca un tejido vegetal, está constituido por compuestos orgánicos, elementos minerales y sus óxidos. Casi toda la materia orgánica se sintetiza a partir de CO2 y H2O mediante el proceso fotosintético. Los minerales y el agua son absorbidos primeramente del suelo a través del sistema radical; aunque bajo condiciones de sequía el agua de la niebla y el rocío pueden entrar a la planta a través de las hojas. La absorción foliar de los elementos minerales ha sido utilizada ventajosamente para suministrar a las plantas fertilizantes y algunos micronutrientes, asperjando las hojas con soluciones acuosas o suspensiones de nutrientes minerales. U N I V E R S I D A D D E A Q 19 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS Las plantas toman del aire que las rodea, el dióxido de carbono y el oxígeno. El movimiento continuo de la atmósfera asegura una composición bastante constante: nitrógeno 78% (v/v), oxígeno 21% (v/v), y anhídrido carbónico 0,03% (v/v), junto con vapor de agua y gases nobles. Además en el aire se encuentran impurezas gaseosas, líquidas y sólidas; constituidas principalmente por SO 2, compuestos nitrogenados inestables, halógenos, polvo y hollín. El contenido de anhídrido carbónico (CO 2), del aire está experimentando un aumento debido a actividades humanas que implican la utilización de combustibles fósiles, la quema de vegetación, así mismo la fabricación de cemento a partir de piedra caliza. El dióxido de carbono juega un papel importante en el aire, regulando la temperatura del planeta. La temperatura de la tierra aumenta al aumentar la concentración de CO2, ya que este gas absorbe la radiación solar infra roja, impidiendo que una parte del calor que llega a la tierra se escape hacia el espacio exterior, produciendo un efecto de invernadero. Dentro de la composición de los vegetales el 85 % es agua y 15 % residuo seco (105 °C), el 90 a 95 del residuo seco es C, O y H (elementos del aire y del agua) y el resto es contenido mineral de la planta y que es tomado por esta desde el suelo. Las plantas deben absorber, para su uso, varios tipos de minerales a través del sistema radicular. Para que un elemento sea considerado esencial debe tener las siguientes características: En ausencia de este la planta no puede completar su ciclo biológico. La acción del elemento debe ser específica, es decir, ningún otro elemento puede sustituirlo totalmente. El elemento debe estar implicado directamente en la nutrición vegetal, bien como constituyente de un metabolito esencial, o que sea requerido para el funcionamiento de un enzima CUESTIONARIO DEL WORK PAPER 1. ¿Cuáles son los efectos de un cultivo intensivo sobre la reacción del suelo? 2. ¿Con soluciones nutritivas preparadas con cenizas de plantas, se observa que una planta de fríjol crece mientras que una de maíz se muere. ¿Por qué? 3. ¿Por qué las sales de elementos pesado son por lo general más tóxicas en soluciones nutritivas, que en la misma concentración, en el suelo. 4. ¿Por qué muestra el agua destilada de ciertos alambiques metálicos un efecto tóxico y no así el agua de grifo? 5. ¿En que formulación absorben los vegetales el nitrógeno, fósforo, potasio y calcio? 6. ¿Cuáles son los macroelementos? 7 ¿Cuáles son los elementos secundarios? 8. ¿Cuáles son los micronutrientes? 9. ¿Cuáles son los síntomas de deficiencias de nitrógeno en los vegetales? 10. ¿Cuál es la función que cumple el Molibdeno y el Boro en los vegetales? 11. ¿Cómo reconoce la deficiencia de fósforo en los cultivos anuales? 12. ¿Cómo interpreta usted la Ley de los Rendimientos Decrecientes? PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD U N I V E R S I D A D D E A Q 20 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS WORK PAPER # 6 UNIDAD O TEMA: FOTOSÍNTESIS Y RESPIRACIÓN TITULO: Pigmentos Fotosintéticos FECHA DE ENTREGA: PERIODO DE EVALUACIÓN: ASPECTOS GENERALES Los cloroplastos de las plantas superiores contienen siempre varios pigmentos, clorofila a, clorofila b, algunas xantofilas y carotinas. Todos estos pigmentos son insolubles en agua, pero se disuelven fácilmente en algunos solvente orgánicos, como ciertos alcoholes, acetona, benzol, cloroformo, éter, etc. Las xantofilas tienen un color amarillento u ocre, las carotinas son principalmente anaranjadas, la clorofila a es verde azulada y la clorofila b verde amarillenta. Existen varias plantas que contienen solamente clorofila a, como las algas azules, las diatomeas, las algas rojas y pardas, y también una orquídea saprofita. Sin embargo, muchas de las algas mencionadas contienen en los plastidios pigmentos adicionales, tales como otras clorofilas (c, d, e), fucoxantina (amarillo – pardo), ficoeretrina (rojizo) y ficocianina (azulado) que comunican sus respectivos colores a las algas. Cuando los cloroplastos pierden parte de su contenido de clorofila predominan los pigmentos amarillentos, causando un cambio de coloración, tal como ocurre en la maduración de muchas frutas o con la hojas al envejecer, al transformarse los cloroplastos en cromoplastos. Lo mismo sucede cuando se coloca una planta verde durante algún tiempo en la oscuridad, lo que comprueba que, con algunas excepciones, la luz es esencial para la formación y el mantenimiento de la clorofila en las plantas. Los carotinoides (carotinas y xantofilas) solamente absorben en la parte verde – azul y violeta del espectro visible, mientras que las clorofilas tienen dos máximas de absorción, una en la parte roja y otra en la parte zul (clorofila a aproximadamente 660 mμ y 430 mμ; clorofila b 645 mμ y 455 mμ). Estas últimas muestran además fluorescencia marcada, emitiendo luz de color rojo intenso. La fluorescencia se debe a la reemisión de luz, para lo cual se utiliza energía electromagnética de onda más corta, que es transformada en luz de mayor longitud de onda pero de menor energía. Las clorofilas poco estables in vitro, especialmente bajo iluminación intensa. El átomo central, el magnesio, es fácilmente reemplazado tanto por hidrógeno, dando lugar a las feofetinas respectivas, pigmentos de color pardo – oliva, como también por cobre, lo que imparte un color verde azulado muy estable. Además de las clorofilas y carotenoides, muchas plantas poseen otros pigmentos, tales como antocianos, hidroxiflavona, flavonoles e hidroxiflavonas. Los últimos son derivados oxidados de la flavona, una sustancia incolora. Según el grado de sustitución del anillo con grupos hidroxil la coloración se intensifica de amarillento hasta anaranjado u ocre. La hidroxiflavonas y los flavonoles son solubles en agua y se encuentran con frecuencia en el jugo celular, tanto en hojas como frutos y especialmente en flores (a veces en combinación con cromoplastos), impartiéndoles su color característicos. También se encuentran encrustadas en ciertas maderas. El grupo de los antocianos está formado por sustancias de constitución química muy parecida, como cianina, pelargonina, delfinina, etc., cada una con un color un poco distinto que varia desde azul a morado o rojizo; también hay compuestos incoloros. Por lo general, una planta contiene varios de estos pigmentos en una mezcla difícilmente separable. U N I V E R S I D A D D E A Q 21 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS Igual que los derivados de la flavona, todos los anticianos son glucosidos hidrolizables, constituido por un componente colorante, el aglicón (en este caso las antocianidinas respectivas), en combinación con una o varias moléculas de azucares como glucosa, galactosa, ramnosa, etc. Por ser solubles en agua, los antocianos siempre están disueltos en el jugo celular. Para su extracción es necesario matar el tejido, ya que la semipermeabilidad del protoplasma vivo impide su difusión hacia el exterior de la célula. La presencia de los antocianos comunica a los órganos vegetales, tales como flores, hojas, frutos, tubérculos, etc. Un color azul, violáceo o rojizo. Para su síntesis son necesarios no solamente factores genéticos sino ciertas condiciones ambientales favorables, como alta intensidad lumínica, temperatura baja, carencia de ciertos elemento nutritivos como fósforo o magnesio, etc. CUESTIONARIO DEL WORK PAPER´s 1. ¿Por qué la clorofila son de color verde? 2. ¿Cómo explica usted el cambio de color verde en las hojas de algunas plantas a un color pardo, cuando se sumergen en agua herida? 3.¿Por qué se formaron feofitina en el tubo 4? 4. ¿Cómo explico usted que existan plantas cuyas flores varían en su coloración: rosadas al abrirse y azuladas cuando son viejas? 5.¿Qué analogía existe entre los antocianos y los indicadores usados en la química? 6. ¿Cómo explica usted que en algunas flores el hidróxido de amonio produce una coloración amarillenta, mientras que en otras no ocurre ningún cambio? PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD WORK PAPER # 7 UNIDAD O TEMA: HORMONAS VEGETALES TITULO: Fitohormonas FECHA DE ENTREGA: PERIODO DE EVALUACIÓN: ASPECTOS GENERALES El desarrollo normal de una planta depende de la interacción de factores externos: luz, nutrientes, agua y temperatura, entre otros, e internos: hormonas. Las hormonas se han definido como compuestos naturales que poseen la propiedad de regular procesos fisiológicos en concentraciones muy por debajo de la de otros compuestos (nutrientes, vitaminas) y que en dosis más altas los afectarían. U N I V E R S I D A D D E A Q 22 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS Regulan procesos de correlación, es decir que, recibido el estímulo en un órgano, lo amplifican, traducen y generan una respuesta en otra parte de la planta. Interactúan entre ellas por distintos mecanismos: Sinergismo: la acción de una determinada sustancia se ve favorecida por la presencia de otra. Antagonismo: la presencia de una sustancia evita la acción de otra. Balance cuantitativo: la acción de una determinada sustancia depende de la concentración de otra Tienen además, dos características distintivas de las hormonas animales, a) ejercen efectos pleiotrópicos, actuando en numerosos procesos fisiológicos y b) su síntesis no se relaciona con una glándula, sino que están presentes en casi todas las células y existe una variación cuali y cuantitativa según los órganos. Las hormonas y las enzimas cumplen funciones de control químico en los organismos multicelulares. Dentro de las que promueven una respuesta existen 4 grupos principales de compuestos que ocurren en forma natural, cada uno de los cuales exhibe fuertes propiedades de regulación del crecimiento en plantas. Se incluyen grupos principales: auxinas, giberelinas, citocininas y etileno. Dentro de las que inhiben: el ácido abscísico, los inhibidores, morfactinas y retardantes del crecimiento, Cada uno con su estructura particular y activos a muy bajas concentraciones dentro de la planta. Mientras que cada fitohormona ha sido implicada en un arreglo relativamente diverso de papeles fisiológicos dentro de las plantas y secciones cortadas de éstas, el mecanismo preciso a través del cual funcionan no es aún conocido. Auxinas El nombre auxina significa en griego 'crecer' y es dado a un grupo de compuestos que estimulan la elongación de las células. El ácido indolacético (AIA) es la forma natural predominante, actualmente se sabe que también son naturales. el IBA (ácido indol butírico), ácido feniácetico, el ácido 4 cloroindolacético y el ácido indol propiónico (IPA), Existe gran cantidad de auxinas sintéticas siendo las mas conocidas: ANA (ácido naftalenacético), IBA (ácido indolbutírico), 2,4-D (ácido 2,4 diclorofenoxiacético), NOA (ácido naftoxiacético) 2,4-DB (ácido 2,4 diclorofenoxibutilico) 2,4,5,-T (ácido 2,4,5 triclorofenoxiacético) Aunque las auxinas se encuentran en toda la planta, la más altas concentraciones se localizan en las regiones meristemáticas, las cuales están en crecimiento activo, siendo éste el sitio de síntesis. Su síntesis puede derivar del triptofano, que por transaminación y descarboxilación da origen al AIA o de la triptamina por oxidación. Se le encuentra tanto como molécula libre que es la forma activa o en formas conjugadas (con proteínas solubles), inactivas. La forma conjugada es la forma de transporte, de almacenamiento en semillas en reposo, y de evitar la oxidación por acción de la AIA oxidasa. Este proceso de conjugación parece ser reversible. La concentración de auxina libre en plantas varía de 1 a 100 µg/kg peso fresco. En contraste, la concentración de auxina conjugada ha sido demostrada en ocasiones que es sustancialmente más elevada. U N I V E R S I D A D D E A Q 23 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS Una característica sorprendente de la auxina es la fuerte polaridad exhibida en su transporte a través de la planta. La auxina es transportada por medio del parénquima que rodea los haces vasculares, sin penetrar en los tubos cribosos. Su movimiento es lento y basipéto, alejándose desde el punto apical de la planta hacia su base, aún en la raíz, y requiere energía. Este flujo de auxina reprime el desarrollo de brotes axilares laterales a lo largo del tallo, manteniendo de esta forma la dominancia apical. El movimiento de la auxina fuera de la lámina foliar hacia la base del pecíolo parece también prevenir la abscisión. Las auxinas asperjadas sobre las hojas, en concentraciones bajas, pueden ser absorbidas, penetran en los elementos cribosos, pero posteriormente se trasladan al parénquima vascular, las auxinas sintéticas, aplicadas en altas concentraciones, se trasladan por floema, junto a los fotoasimilados. Modo de Acción Existe acuerdo en que las auxinas actúan a nivel génico al desreprimir o reprimir la expresión de los genes. EL AIA se liga a un receptor de naturaleza proteica, formando un complejo receptor-hormona de carácter reversible, específico, con alta afinidad y saturable. Este complejo activa un promotor que controla la expresión de los genes que codifican la síntesis de las enzimas catalizadoras de los compuestos de la pared. El efecto inicial preciso de la hormona que subsecuentemente regula este arreglo diverso de eventos fisiológicos no es aún conocido. Durante la elongación celular inducida por la auxina se piensa que actúa por medio de un efecto rápido sobre el mecanismo de la bomba de protones ATPasa en la membrana plasmática, y un efecto secundario mediado por la síntesis de enzimas. Las citocininas son hormonas vegetales naturales que derivan de adeninas sustituidas y que promueven la división celular en tejidos no meristemáticos. Inicialmente fueron llamadas cinetinas, sin embargo, debido al uso anterior del nombre para un grupo de compuestos de la fisiología animal, se adaptó el término citocinina (citocinesis o división celular). Existen citocininas en musgos, algas café, rojas y en algunas Diatomeas. Las citocininas se trasladan muy poco o nada en la planta, sin embargo se las identifica en xilema (cuando se sintetizan en la raíz) y floema. Sin embargo, cuando los compuestos se encuentran en las hojas son relativamente inmóviles. El etileno, es una de las hormonas de estructura más simple, gaseoso, al ser un hidrocarburo, es muy diferente a otras hormonas vegetales naturales. Aunque se ha sabido desde principios de siglo que el etileno provoca respuestas tales como geotropismo y abscisión, no fue sino hasta los años 1960s que se empezó a aceptar como una hormona vegetal. CUESTIONARIO DEL WORK PAPER´s: 1. ¿Indique la aplicación de la auxina en la agricultura y bajo que nombre técnico especifico? 2. ¿Señale tres afectos del Ácido Giberélico sobre la fisiología de los vegetales? 3. ¿Cómo se explica que una hormona que en concentraciones bajas produce mayor crecimiento, pueda usarse como heroicidad? 4. ¿En cuál tejido se efectúa principalmente el traslado de hormonas en la planta? 5. ¿Cuáles son las principales aplicaciones del etileno en la agricultura? PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD U N I V E R S I D A D D E A Q 24 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS WORK PAPER # 8 UNIDAD O TEMA: FOTOSÍNTESIS Y RESPIRACIÓN TITULO: Respiración FECHA DE ENTREGA: PERIODO DE EVALUACIÓN: ASPECTOS GENERALES La respiración aeróbica es realizada a nivel celular, por aquéllos organismos que pueden utilizar el oxígeno atmosférico en la combustión de moléculas como la glucosa, para la obtención de la energía que requieren las células. La energía que se obtiene de la respiración es "administrada" por una molécula conocida como ATP. La respiración celular tiene lugar en tres etapas (glucólisis, ciclo de Krebs y cadena respiratoria), y se lleva a cabo con la intervención de una estructura celular especializada: la mitocondria. Las dos primeras etapas de degradación de la molécula de glucosa (glucólisis y ciclo de Krebs) se llevan a cabo sin la intervención del oxígeno. Es hasta la tercera etapa (cadena respiratoria) donde interviene el oxígeno. Durante la glucólisis la célula hace reaccionar a la glucosa con la presencia de dos moléculas de adenosín trifosfato (ATP) formando un azúcar difosfatado y liberando dos moléculas de ADP (adenosín difosfato, que han dejado dos ácidos fosfóricos en el azúcar). Esta molécula difosfatada se rompe por la acción de enzimas y forma dos moléculas de 3 carbonos. Cada molécula de 3 carbonos reacciona incorporando un fósforo inorgánico, formándose así dos moléculas de 3 carbonos, difosfatadas. A partir de ese momento, cada una de las moléculas de 3 carbonos reacciona en presencia de ADP, formando 4 ATP. El resto (dos moléculas de 3 carbonos sin ácidos fosfóricos) se conocen como ácidos pirúvicos. La segunda etapa de degradación de la molécula de glucosa se inicia a partir del ácido pirúvico. Este reacciona con una molécula de Acetil-coenzima A y libera un CO2. El Acetil-coenzima A se retira, se desprende CO2 y la molécula de dos carbonos que resta, se une a una de 4 carbonos (ácido oxalacético) formando el ácido cítrico. Posteriormente la molécula desprende nuevamente una molécula de CO2 que se libera (éste es el que se exhala a la atmósfera), y forma una molécula de 5 carbonos (el ácido cetoglutárico) desprendiendo H ++ que es captado por el aceptor NAD. De nuevo se libera CO2 y H++ (captado por el NAD) y energía suficiente para que el ADP forme ATP. Así se forman el ácido succínico que regenera más tarde el ácido oxalacético cerrando un ciclo. En este momento ya sólo queda de la glucosa inicial: ATP y NADH ++ (NADH2). El CO2 ha sido liberado a la atmósfera con lo que todo el carbono y el oxígeno de esa molécula, son desechados. La última etapa es iniciada por las moléculas de NADH2. Ahora tienen lugar una serie de reacciones de oxidoreducción donde varias moléculas se oxidan y se reducen en presencia de los H2. En cada reacción se libera energía (ya que todas las reacciones son exergónicas) que es utilizada en la formación de moléculas de ATP. Como resultado final se obtiene agua metabólica (H2O), cuando media molécula de O2 atmosférico reacciona con los H2 . Si consideramos la degradación total de la molécula de glucosa y descontamos los 2 ATP que entraron a ella al inicio de la glucólisis, la célula obtiene un total de 38 ATP. U N I V E R S I D A D D E A Q 25 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS CUESTIONARIO DEL WORK PAPER´s: 1. ¿Por qué se utiliza la refrigeración para el almacenaje de frutas y vegetales? 2. Cite varias maneras en que usted procedería para disminuir la respiración de trigo almacenado en un silo. 3. ¿Por qué las plantas pueden producir más materia seca (crecimiento) en un ambiente con días calurosos y noches frescas que en un con días y noches calurosas? 4. ¿Por qué es necesario la presencia de oxigeno durante el almacenamiento de papas y otros productos? 5. Indique varias maneras en que los tubérculos pueden producir alteraciones en su propio ambiente. 6. ¿Cuál es la adaptación anatómica más importante que permite a ciertas plantas vivir en pantanos u otros lugares con poco oxigeno? PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD DIF # 1 UNIDAD O TEMA: PROCESOS DE DIFUSIÓN Y OSMOSIS TITULO: Leyes de la Termodinámica FECHA DE ENTREGA: PERIODO DE EVALUACIÓN: ASPECTOS GENERALES La termodinámica tal como se la observa en los seres vivos, considerada sobre todo en torno a los fenómenos de autoorganización de los sistemas complejos, que generalizan la segunda ley. Asimismo se relaciona con el Principio de Le Chatelier generalizado para fenómenos complejos en condiciones alejadas del equilibrio. En ambos casos los ejemplos más interesantes son los típicos de la vida. Veamos esta lista secuencial de estados físicos y biológicos: Entre el gas y el cristal hay una progresiva disminución de la entropía y aumento del orden topológico. El cristal periódico (repetitivo) se caracteriza por su baja entropía y alto orden. Pero también tiene bajos grados de libertad dinámicos (no se mueve ni tiene metabolismo). Entre el cristal periódico y el DNA hay una diferencia notable: el DNA puede ser un cristal, pero su asimetría (la de sus átomos de carbono) y su aperiodicidad facilitan que pueda ser informático, que muestre información, signos y significado, los cuales no existen en el caso de un cristal clásico. Entre el DNA y el ser viviente la diferencia estriba en sus ampliados grados de libertad dinámicos mostrados en sus estados químicos internos y sobre todo en el sistema nervioso de una fracción del reino animal. Hay límites para esos U N I V E R S I D A D D E A Q 26 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS grados de libertad en el ser vivo: ellos son una clara manifestación de la vigencia de la segunda ley en el campo de la biología, ley que es la causa de dichas restricciones. Por ejemplo, de estas restricciones básicas de la vida: límites a la eficiencia de la fotosíntesis, glicólisis, replicación y reparación del DNA, mitosis y meiosis, desintoxicación celular. Los sistemas vivientes representan el final más rebuscado de la secuencia. La termodinámica clásica, que nació con el tratamiento de los gases (extremo izquierdo de la lista), debe sufrir algún cambio para seguir ilustrando lo básico que pasa en un ser viviente (extremo derecho). Ese cambio es la transición de la termodinámica clásica hacia la biotermodinámica. Schrödinger, al estudiar la vida, consideraba la generación del orden a partir del orden y la del orden a partir del desorden. El misterio del orden a partir del orden (misterio porque trivialmente la segunda ley pide que el orden se desordene) fue develado por la biología molecular de Crick y Watson y sus seguidores, al desentrañar estructura y funciones de los genes del DNA. En lo referente al misterio del orden a partir del desorden, su estudio aclara el enlace entre la biología y las leyes termodinámicas. A primera vista los sistemas vivientes desafían a la segunda ley clásica, que asegura que en los sistemas cerrados la entropía o desorden debieran maximizarse. La desafían porque un ser viviente es la antítesis de dicho desorden. Un ejemplo: la fotosíntesis de las plantas. Las plantas son estructuras de alto orden biológico, estructuradas a partir de moléculas de gases y vapores atmosféricos desordenados, de elementos químicos desordenados del suelo y de ondas electromagnéticas (luz), que los físicos identifican como producto final de la entropía del universo, lo más desordenado imaginable. La luz se degrada un poco más virando al infrarrojo. Un producto típico es C 6H12O6, la glucosa, comparativamente ordenado. Aquí el orden surge del desorden. Se podría repetir el argumento con la moneda de la energía, el ATP, que el reino animal sintetiza con esa misma glucosa. Con la moneda de la energía y desorden aparece el orden, por ejemplo como producto del esfuerzo muscular o del razonamiento humano. Termodinámica quiere decir "dinámica de la Energía" - no del calor solamente como parecería y es una de las ramas más importantes de la Física, ya que estudia las distintas formas de energía movimiento, calor, luz, electricidad, magnetismo (o mejor dicho electromagnetismo) gravedad, etc.) Las "leyes" son empíricas o sea, hasta donde podemos ver en todo el Cosmos, no se ha observado excepciones a ellas y están tan arraigadas que hasta dan cuenta de porqué los seres biológicos nos "degradamos" envejecemos y morimos. La primera ley de la termodinámica señala que la energía no se crea ni se destruye sino que se transforma. La segunda ley de la termodinámica enseña que cuando la energía se transforma de un tipo en otro disminuye la cantidad útil, pues una parte se disipa en forma de calor. La tercera ley de la termodinámica dice que la entropía de cualquier sustancia pura en equilibrio termodinámico tiende a cero a medida que la temperatura tiende a cero. TAREA DEL DIF: El grupo construir una interpretación propia de una de las tres Leyes de la Termodinámica, debiendo plantear ejemplos e interpretar el concepto de Energía Libre. PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD DIF # 2 U N I V E R S I D A D D E A Q 27 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS UNIDAD O TEMA: ABSORCIÓN, CONDUCCIÓN Y PERDIDA DE AGUA EN LAS PLANTAS TITULO: Transporte de agua FECHA DE ENTREGA: PERIODO DE EVALUACIÓN: ASPECTOS GENERALES Los animales poseen un sistema circulatorio que transporta fluidos, productos químicos y nutrientes dentro de su cuerpo. Las plantas vasculares tienen un sistema análogo: el sistema vascular. El agua y los minerales son incorporados por las raíces. El extremo de cada raíz presenta varias zonas: el ápice donde se encuentra el meristema apical radicular, responsable del crecimiento en longitud de la misma, se halla cubierto por una caliptra que lo protege de las partículas del suelo. A continuación se observa una zona de alargamiento, generada por la actividad mitótica del meristema. Se continúa una zona de los pelos absorbentes. Los pelos de las raíces son extensiones unicelulares de las células epidérmicas que poseen una pared muy fina y tienen vida efímera (1-3 días). Esto aumenta el área de la superficie y permite una absorción más eficiente del agua y los minerales. El agua y los nutrientes minerales disueltos entran en la planta por dos rutas. En la ruta intracelular o SIMPLASTO el agua y solutos seleccionados pasan a través de las membranas celulares de las células que forman la epidermis de los pelos de la raíz y, a través de los plasmodesmos a cada célula hasta llegar al xilema. En la ruta extracelular o APOPLASTO, el agua y los solutos penetran a través de la pared celular de las células de los pelos de la raíz y pasan entre la pared celular y la membrana plasmática hasta que encuentran la endodermis, una capa de células que deben atravesar hasta llegar al xilema. La endodermis contiene una cinta de material impermeable (suberina) conocida como la banda de Caspary que fuerza agua a través de las células endodérmicas y de esta manera, regulan la cantidad de la misma que llega al xilema. Solo cuando la concentración de agua dentro de las células endodérmicas caen debajo de los valores de los de las células parenquimatosas del córtex, el agua fluye a la endodermis y luego al xilema. Si el agua absorbida por los pelos radicales que llega a atravesar la endodermis continuara pasando de célula a célula, el transporte sería muy lento (y dependería también del tamaño del vegetal), por lo que las plantas han desarrollado para ello tejidos conductores. Hay dos tipos de materiales a transportar y a cada uno de ellos corresponde un tejido encargado de transportarlo: Xilema o leño: transporte ascendente de agua e iones desde la raíz. Floema: transporta materia orgánica de las partes verdes a los distintos órganos. El xilema al llegar a su madurez funcional está constituido por células muertas y alargadas que, al no tener contenido citoplasmático, facilitan el transporte. Este tejido está formado por células conductoras, las traqueidas cuyo largo es del orden de los milímetros y los miembros de vasos (o vasos propiamente dichos), cuyo largo es de centímetros y a veces de metros. El diámetro funcional de los vasos es mayor que el de las traqueidas, carecen de paredes terminales por lo que son funcionalmente más eficientes. El agua asciende por el xilema por la fuerza de la transpiración, agua que se pierde por las hojas. Una planta madura de maíz puede transpirar 16 litros de agua por semana. Los valores pueden ser mayores en zona áridas. Las moléculas de agua esta unidas unas a otras por puente hidrogeno. El agua que se pierde a nivel de las hojas produce la difusión de moléculas de agua adicionales provenientes del xilema de las hojas, creando un arrastre de las moléculas de agua a lo largo de la columna de agua que se U N I V E R S I D A D D E A Q 28 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS encuentra en el xilema. Este "arrastre" permite que el agua pueda llegar desde las raíces a las hojas. La perdida de agua del xilema de la raíz produce el paso de agua desde la endodermis al xilema de la raíz. La cohesión es la capacidad de permanecer juntas que tienen ciertas las moléculas de la misma clase. Las moléculas de agua son polares, poseen polos, uno ligeramente positivos y el otro ligeramente negativo, lo que causa su cohesión. En el interior del xilema, las moléculas de agua se comportan como una larga cadena que se extiende desde las raíces hasta las hojas. La adhesión es la tendencia de permanecer juntas que tienen ciertas moléculas de diferentes clases. El agua se adhiere a las moléculas de celulosa de las paredes del xilema contrarrestando de esta manera la fuerza de la gravedad y ayudando, por lo tanto al ascenso del agua por el xilema. La transpiración "tira" la columna de agua que se encuentra dentro del xilema. Las moléculas de agua que se pierden son reemplazadas por el agua del xilema de las hojas, causando un arrastre de agua en el xilema. La adhesión del agua a las paredes celulares del xilema facilita el movimiento hacia arriba dentro del mismo. Esta combinación de fuerzas adhesivas y cohesivas explican la forma en que se mueve el agua y dan el nombre a la teoría. En la mayor parte de los ambientes, la concentración de agua en el exterior de las hojas es inferior a la que acontece en su interior, esto causa una pérdida de agua a través de aperturas en las hojas conocidas como estomas. Las células oclusivas son células de la epidermis con forma de medialuna que forman el estoma y regulan el tamaño de su apertura, llamada ostíolo. En conjunto, las células oclusivas y anexas (si las hubiera) conforman el aparato estomático. La pared interna de la célula oclusiva es mas gruesa que el resto de la pared. Cuando una célula oclusiva permite el paso de iones potasio, el agua se mueve hacia el interior de la célula poniéndola turgente y abultada, produciéndose la apertura del estoma. Cuando el potasio abandona las células oclusivas, también lo hace el agua, causando la plasmólisis de la célula y el cierre del estoma. Los estomas ocupan el 1% de la superficie celular, pero son responsables del 90% de la pérdida de agua en la transpiración. TAREA DEL DIF´s: El equipo de trabajo revisará la literatura y realizará un trabajo donde esquematice las tres vías por donde transita el agua en forma horizontal desde los pelos absorbentes y el xilema U N I V E R S I D A D D E A Q 29 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD DIF # 3 UNIDAD O TEMA: FOTOSÍNTESIS Y RESPIRACIÓN TITULO: Fotosíntesis FECHA DE ENTREGA: PERIODO DE EVALUACIÓN: ASPECTOS GENERALES La vida en la tierra depende fundamentalmente de la energía solar, la cual es atrapada mediante el proceso fotosintético, que es responsable de la producción de toda la materia orgánica que conocemos. La materia orgánica comprende los alimentos que consumimos diariamente tanto nosotros como los animales, los combustibles fósiles (petróleo, gas, gasolina, carbón); así como la leña, madera, pulpa para papel, inclusive la materia prima para la fabricación de fibras sintéticas, plásticos, poliéster, etc. La cantidad de carbono fijado por la fotosíntesis es espectacular, como lo demuestran las cifras de la producción anual de materia orgánica seca, estimada en 1,55 x 10 11 toneladas, con aproximadamente 60% formada en la tierra, el resto en océanos y aguas continentales. Los organismos que en el curso de la evolución aprendieron a usar la energía solar y a transformarla en energía química son los llamados autótrofos, que están representados por bacterias y organismos del Reino Vegetal. FASES DE LA FOTOSÍNTESIS La fotosíntesis es un proceso que ocurre en dos fases. La primera fase es un proceso que depende de la luz (reacciones luminosas), requiere la energía directa de la luz que genera los transportadores que son utilizados en la segunda fase. La fase independiente de la luz (reacciones de oscuridad), se realiza cuando los productos de las reacciones de luz son utilizados para formar enlaces covalentes carbono-carbono (C-C), de los carbohidratos. Las reacciones oscuras pueden realizarse en la oscuridad, con la condición de que la fuente de energía (ATP) y el poder reductor (NADPH) formados en la luz se encuentren presentes. Investigaciones recientes sugieren que varias enzimas del ciclo de Calvin, son activadas por la luz mediante la formación de grupos -SH ; de tal forma que el termino reacción de oscuridad no es del todo correcto. Las reacciones de oscuridad se efectúan en el estroma; mientras que las de luz ocurren en los tilacoides. REACCIONES DE LUZ En los procesos que dependen de la luz (reacciones de luz), cuando un fotón es capturado por un pigmento fotosintético, se produce la excitación de un electrón, el cual es elevado desde su estado basal respecto al núcleo a niveles de energía superior, pasando a un estado excitado. Después de U N I V E R S I D A D D E A Q 30 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS una serie de reacciones de oxido-reducción, la energía del electrón se convierte en ATP y NADPH. En el proceso ocurre la fotólisis del agua, la que se descompone según la ecuación: 0,5 O2 + 2 H+ + 2 electrones. H2 O + cloroplasto + fotón En la reducción de un mol de CO2 se utilizan 3ATP y 2 NADPH, que a través de una serie de reacciones enzimáticas producen los enlaces C-C de los carbohidratos, en un proceso que se efectúa en la oscuridad. En las reacciones de oscuridad, el CO2 de la atmósfera (o del agua en organismos fotosintéticos acuáticos/marinos) se captura y reduce por la adición de hidrógeno (H + ) para la formación de carbohidratos [ ( CH2 O )] . La incorporación del dióxido de carbono en compuestos orgánicos, se conoce como fijación o asimilación del carbono. La energía usada en el proceso proviene de la primera fase de la fotosíntesis. Los seres vivos no pueden utilizar directamente la energía luminosa, sin embargo a través de una serie de reacciones fotoquímicas, la pueden almacenar en la energía de los enlaces C-C de carbohidratos, que se libera luego mediante los procesos respiratorios u otros procesos metabólicos. FOTOSISTEMAS En la fotosíntesis cooperan dos grupos separados de pigmentos o fotosistemas, que se encuentran localizados en los tilacoides. Muchos organismos procariotes solamente tienen el fotosistema I (es el más primitivo desde el punto de vista evolutivo). Los organismos eucariotes poseen los fotosistemas I y II. El fotosistema I está asociado a las formas de clorofila a, que absorbe a longitudes de onda de 700 nm ( P700 ), mientras que el fotosistema II tiene un centro de reacción que absorbe a una longitud de onda de 680 nm ( P 680 ). Cada uno de estos fotosistemas se encuentra asociado a polipeptidos en la membrana tilacoidal y absorben energía luminosa independientemente. En el fotosistema II, se produce la fotólisis del agua y la liberación de oxígeno; sin embargo ambos fotosistemas operan en serie, transportando electrones, a través de una cadena transportadora de electrones. En el fotosistema I se transfieren dos electrones a la molécula de NADP+ y se forma NADPH, en el lado de la membrana tilacoidal que mira hacia el estroma.. En base a la formula química simplificada de la fotosíntesis construya su propia interpretación de este proceso en los vegetales. Luz 6CO2 + 6H2O C6H12O6 + 6 O2 Clorofila TAREA DEL DIF´s: El grupo deberá explicar en sus propias palabras la ecuación de la fotosíntesis y socializarla en el aula. U N I V E R S I D A D D E A Q 31 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS VIII. PRÁCTICA DE LABORATORIO. Laboratorio 1: FACTORES QUE INFLUYEN EN LA VELOCIDAD DE LA DIFUSIÓN OBJETIVO.En este experimento se estudiaran los factores que intervienen en la velocidad de la difusión anteriormente mencionados como: A. B. C. D. Tamaño de las partículas Temperatura Concentración Velocidad de la difusión con relación al tiempo Existen otros factores que también pueden hacer variar la velocidad de difusión, tales como la presión a que esta sujeto el sistema; la densidad de las sustancias y su solubilidad; cualquier fuerza de absorción entre las partículas; p. e. de naturaleza eléctrica o coloidal, que impide su libre movimiento, etc. PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS Para el estudio de la difusión en este experimento se usara un gel en lugar de agua pura. En esta forma se impide que el contenido de los tubos pueda mezclarse a consecuencia de movimiento involuntario: por otra parte, debido ala gran cantidad de agua que hay entre las micelas coloidales, el gel no constituye un gran obstáculo para el movimiento de las partículas que se difunden. Debe recordarse que es necesario preparar los tubos con la gelatina anticipadamente para que esta se encuentre solidificada al iniciar el experimento. a) INFLUENCIA DEL TAMAÑO DE LA PARTÍCULA.Tome cuatro tubos con gelatina, y llene 2 cm. En el espacio libre en cada una con una disolución de los colorantes que se indican a continuación. Asegúrese de que queda un espacio libre de 1 cm. Aproximadamente sobre las disoluciones una vez que los tubos han sido bien rapados. Tubo 1. 0,01 M Crisoidina Y (Peso molecular 248) 2. 0,01 M Eosina Y (peso molecular 691) 3. 0,01 M Rojo de Congo (Peso molecular 697) (Tiene propiedades coloidales) 4. 0,01 M Eritrosina b (peso Molecular 897) Anote en cada tubo el colorante agregado y lo hora y fecha de iniciación. Después de transcurridos los días indicados en el Cuadro que sigue, y siempre a la misma hora, determina la velocidad de la difusión, midiendo las distancias recorridas por las partículas en cada tubo. Las medidas pueden efectuarse fácilmente invirtiendo los tubos, asegurándose antes de que estén bien tapados. La exactitud de las medidas debe ser de +- 1mm; conceda especial importancia a las medidas del primer día. Calcule teóricamente las distancias recorridas por difusión por medida de la ecuación siguiente: d=a+ t a = distancia recorrida b = factor de proporcionalidad, en este caso la distancia del primer día. c = tiempo (en días) b) EFECTO DE LA TEMPERATURA Tome dos tubos con gelatina y llene el espacio libre con una disolución de eosina Y o eritrosina B al 0,01 M. coloque uno de los tubos en un refrigerador, deje el otro sobre la mesa. Mida la distancia a que se difunde el colorante en ambos tubos, haciendo las lecturas siempre a la misma hora en los intervalos indicados. Anote la temperatura del interior del refrigerador y del ambiente de la mesa. Con los valores obtenidos calcule el coeficiente de temperatura * para 10º C. U N I V E R S I D A D D E A Q 32 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS c) INFLUENCIA DE LA CONCENTRACIÓN Tome dos tubos con gelatina y en forma similar, en un tubo llene el espacio libre con una disolución de eosina Y al 0,01 M. y en el otro con una disolución del mismo colorante dilatado 10 veces, ósea al 0,01 M. compare las distancias recorridas por la eosina en un día, varios días y una semana. d) VELOCIDAD DE LA DIFUSIÓN CON RELACIÓN AL TIEMPO En la probeta graduada vierta unos 10 ml. De una disolución de eosina Y al 0,01M en el espacio libre que queda sobre la gelatina. Tape el cilindro: Anote la lectura inicial (la gelatina al enfriarse se contrae un poco) y efectué las lecturas siguientes, utilizando la graduación del cilindro como medida relativa de la distancia de la difusión del colorante. Mantenga el cilindro en un lugar en que la temperatura sufra la menor fluctuación posible. Laboratorio 2: A. DEMOSTRACIÓN Y MEDICIÓN DE LA OSMOSIS OBJETIVO.En la primera parte de este experimento se efectuara una demostración de la osmosis. Para tal fin se utilizaran disoluciones de dos situaciones que en contactos forman un precipitado insoluble y poroso que sirve de membrana semipermeable. En la segunda parte una de estas membranas, que por si misma es muy frágil, se sostendrá por medio de un material poroso permeable, como celofán, para poder medir en forma demostrativa la presión desarrollada en un osmómetro. PROCEDIMIENTOS Y RESULTADOS a) DEMOSTRACIÓN DE LA OSMOSIS Membrana formada por ferrocianuro de cobre. Llene un frasco con una disolución al 2% de sulfato de cobre en agua destilada. Eche, sin agitar, un cristal de ferrocianuro de potasio y observe bien durante algún tiempo lo que sucede. b) EL OSMOMETRO Corte un pedazo de tubo de celofán de unos o 12 a 15 cm. De largo. Con un hilo fuerte cierre un extremo herméticamente, teniendo cuidado de no cortar el celofán con el hilo. Llene el tubo arreglado así con una disolución que contiene azúcar al 0,1 molal y ferrocianuro de potasio al 0.125M. Con otro hilo amarre ese deposito de celofán a un tubo de vidrio cuyo extremo inferior esta rodeado por un tubo corto de goma para facilitar la unión. A este hilo se le darán cuantas vueltas sean necesarias para asegurar una conexión hermética. Evite la formación de burbujas dentro del sistema. Lave el depósito de celofán por fuera muy cuidadosamente con agua y sumérjalo en su totalidad en una disolución de sulfato de cobre al 0,25 M sin que toque las paredes o el fondo del recipiente. Fije el tubo de vidrio en posición vertical por medio de una prensa sostenida en un soporte. Observe el ascenso de la disolución en el tubo de vidrio y mida la altura máxima que alcanzara el menisco. Calcule a cuantas atmósferas corresponde este valor a la temperatura (medida) ambiente del osmómetro, expresado en grados absolutos. Divida el valor obtenido entre el factor T/273, siendo T la temperatura del ambiente expresado en grados absolutos, para obtener la presión a 0º C. Calcule también los valores de la presión a 50º C y a -25º C. Al comenzar el experimento con el osmómetro ¿hubo también difusión de agua a través de la membrana desde la disolución de azúcar hacia el medio exterior? (No hay que tomar en cuenta la concentración del sulfato de cobre y la del ferrocianuro de potasio, ya que las dos se equilibran; ambas sustancias sirven solamente para formar y mantener la membrana semipermeable, sostenida por el tubo de colofón; sin interferir en los fenómenos asmáticos). U N I V E R S I D A D D E A Q 33 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS En lugar de la disolución de azúcar se hubiera usado una de igual modalidad de cloruro de sodio, que es un electrolito (se disocia en iones al formar la disolución), ¿Cuál hubiera sido la altura máxima (teórica) que hubiera alcanzado el menisco (en comparación con la teórica del azúcar)? Laboratorio 2: B. ACTIVIDAD Y EQUILIBRIO OSMÓTICO OBJETIVO.En la primera parte del experimento se observara la actividad osmótica de la sacarosa en comparación con la del almidón, que es una sustancia coloidal (macromolecular). En la segunda parte se estudiara la influencia de la inactivacion de las partículas de un soluto por combinación con las de otra sustancia en la concentración osmótica del sistema. PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS a) DEMOSTRACIÓN DE LA ACTIVIDAD DE LA SACAROSA Y DEL ALMIDÓN Toma dos zanahorias grandes y haga un hueco cónico de una profundidad de 3 a 4 cm. En el corazón de cada una de ellas, dejando paredes delgadas pero intactas. Llene la cavidad de una de las zanahorias con sacarosa y la de la otra con almidón. Mantenga las zanahorias verticalmente en un soporte durante el experimento. Anote las observaciones después de varias horas, un día y varios días. Finalmente sustituya la disolución que causo plasmolisis en casi todas las células, por agua de grifo, enjuagando bien el tejido para remover la disolución de sacarosa. Seque con papel de filtro el exceso de agua, cúbralo de nuevo con un cubreobjeto y observe el tiempo necesario para que la plasmolisis desaparezca (despasmòlisis). Molalidad que causo plasmolisis: Tiempo necesario para la deplasmolisis. Discusión de los resultados. Laboratorio 3: ALGUNAS PROPIEDADES DE LOS COLOIDES OBJETIVO.En la primera parte del experimento estudiara la influencia de la capa de agua de hidratación sobre la estabilidad de un sistema, por medio de la deshidratación de coloides hidrófilos (que tiene afinidad con el agua). La diferencia entre precipitación y coagulación se demostrara por medio del uso de distintas coloides son tan pequeñas que pasan a través del papel de filtro, pero son visibles por la dispersión de luz al ser iluminados con un haz luminoso fuerte. En la segunda parte se demostrara el efecto de la temperatura sobre la estabilidad de algunos sistemas coloidales. Como se ha mencionado anteriormente, en el caso del protoplasma, temperaturas relativamente bajas son letales. Al morir por coagulación a causa de una temperatura excesivamente alta o baja, el protoplasma se vuelve permeable y deja que se difundan hacia fuera muchas sustancias del jugo celular, tales como los pigmentos antocianas. Su difusión sirve por lo tanto como indicación de la muerte de las células del tejido. PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS a) EFECTOS DE LA DESHIDRATACIÓN Prepare: 1.- disolución acuosa de goma arábiga al 3% 2.- Disolución de clara de un huevo suspendido en unos 50 ml. De agua. 3.- Disolución acuosa de gelatina al 2% Vierta unos 5 ml. de cada disolución en tubos de ensayo y agregue cetona poco a poco hasta que el contenido de los tubos se ponga turbio, lo que significa que las partículas están coaguladas o precipitadas. U N I V E R S I D A D D E A Q 34 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS No use una cantidad excesiva de acetona. Luego agregue agua destilada a los tubos para ver si los coloides se pueden suspender de nuevo. b) TAMAÑO DE LAS PARTÍCULAS COLOIDALES Y EFECTO DE TYNDALL Filtre 10 ml. de la disolución de gelatina a través de un papel de filtro. Recoja el filtrado en un tubo de ensayo y agregue acetona. Observe si ocurre precipitación. Coloque un tubo de ensayo lleno de la disolución de clara de huevo en un rayo de luz fuerte, por ejemplo un rayo solar o de un proyecto. Observe de lado el efecto de Tyndall. (turbidez) c) EFECTOS DE LA TEMPERATURA 1.- Vierta de 10 a 15 ml. de las disoluciones coloidales anteriores en tubos de ensayo. Caliente hasta que el contenido hierva. Observe cualquier cambio en la apariencia de las disoluciones. 2.- Corte trozos de unos 4 a 5 cm. De largo y 1 x 1 cm. De sección transversal de la raíz de una remolacha roja. Lave los trozos cuidadosamente con agua de grifo para remover los contenidos de las células heridas. Caliente agua de grifo en un vaso hasta una temperatura exacta de 70ºC (use un termómetro). Retire el agua del fuego y ponga un trozo de remolacha en el vaso. Después de un minuto exacto saque el pedazo de remolacha y colóquela en un tubo de ensayo; agregue agua fría de grifo hasta cubrirlo. Enfrié el agua del vaso a 65º; 60º; 55º; 45º; 40º; 35º c y repita el proceso con cada una de esas temperaturas. En otro vaso con agua de grifo ponga unos pedazos de hielo para obtener una temperatura de 0ºC. Sumerja un trozo de remolacha por un minuto y luego introduzca en un tubo de ensayo con agua fría de grifo. Deje en el compartimiento de congelación de u n refrigerador un trozo de remolacha hasta que esté congelado. Luego colóquelo en un tubo de ensayo con agua fría de grifo. Agite los tubos y observe después de una, dos, y cuatro horas en cuales tubos hay difusión del pigmento antociano hacia el agua que esta alrededor del trozo de remolacha. Difusión después de Temperatura en ºC 70 1 hora 2 hora 4 hora 65 60 55 50 45 40 35 0 Si No Si No Si No Laboratorio 4y 5: IMBIBICIÓN OBJETIVO El estudio de la imbibición permite observar lo siguiente: Contracción del volumen total del sistema mientras que el volumen del coloide aumenta. Aumento de temperatura del sistema coloidal durante la imbibición. Al limitar el espacio disponible durante la imbibición, se desarrolla una presión. U N I V E R S I D A D D E A Q 35 U I N O B O L I V I A Congelado FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS En muchos sistemas coloidales la energía cinética de las partículas determina que su estado sea gel o sol; esto se comprobará transformando uno en otro por medio de calentamiento. Mientras que en algunos coloides como las semillas, la imbibición es limitada, en otros, como la cola de carpintero, es ilimitada. La absorción de agua por una sustancia porosa, como la tiza, no es una forma de imbibición. Se investigará el efecto de tres factores importantes en la imbibición: temperatura, PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS a) CAMBIOS DE VOLUMEN Pese de 70 a 80 g de semillas de fríjol previamente secadas a 105ºC durante varias horas y enfriadas en un desecador. Póngalas en un matraz aforado de 250 ml y agregue agua destilada recién hervida y enfriada en cantidad suficiente para cubrir bien las semillas, y agite un rato vigorosamente para sacar cualquier burbuja de aire que haya. Complete después el volumen con la misma clase de agua exactamente hasta la marca del matraz. Marque en la pared exterior del matraz la altura hasta donde llegan las semillas. Llene otro matraz de 250 ml con agua exactamente hasta su marca; este matraz servirá como testigo para detectar cambios de temperatura durante el experimento. Observe cualquier cambio en el volumen total del sistema y de las semillas, después de 2, 6 y 12 horas. b) AUMENTO DE TEMPERATURA Seque unos 30 g de almidón a 105ºC durante varias horas. Enfríelo en un desecador hasta la temperatura ambiente. Mida 30 ml de agua y tome su temperatura. Ponga el almidón seco en una botella termos. Introduzca el termómetro y tome la temperatura del almidón. Después, manteniendo la botella termos inclinada, vierta rápidamente el agua sobre el almidón y agite vigorosamente con el termómetro por tres o cuatro segundos, pero sin exceder este límite. Después de 10 segundos saque el termómetro, lea rápidamente la temperatura, y sumérjalo inmediatamente otra vez en la mezcla. Repita la lectura a los 20 a los 45 segundos, y a los 2 minutos. Temperatura almidón del Temperatura del agua Temperatura después de 20 seg. 20 seg. 45 seg. 2 min. c) PRESIÓN DE IMBIBICIÓN Prepara una pasta muy suave de yeso y llene con ella una pequeña caja de cartón u otro recipiente hasta la mitad. Rápidamente coloque un puñado de semillas de fríjol bien secas en el centro de la pasta y vierta sobre ellas el resto de la pasta hasta llenar el molde. Cuando el yeso esté firme, quite el molde y mantenga el bloque bien mojado durante algún tiempo. Observe después de varias horas. d) EFECTO DE TEMPERATURA Llene un recipiente adecuado hasta la mitad con una disolución de agar al 3% y déjelo enfriar. Cuando el agar está solidificado (gel) caliente el recipiente lentamente en un baño de agua caliente hasta que su contenido empiece a licuarse. Con un termómetro mida la temperatura exacta del agar ya líquido. Enfríelo nuevamente muy despacio, agitando el agar de vez en cuando con el termómetro. Cuando empiece la transformación de sol a gel, determine la temperatura otra vez. Temperatura a la cual el agar se transformó en sol: U N I V E R S I D A D D E A Q 36 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS Temperatura a la cual el agar se transformó en gel: e) IMBIBICIÓN LIMITADA E ILIMITADA En un recipiente apropiado ponga unos 30 g de semillas secas de fríjol y cúbralas ampliamente con agua. En otro recipiente similar ponga una cantidad igual de cola de carpintero y cúbrala también con suficiente agua. Agregue un poco de timol a ambos recipientes y manténgalos en un lugar moderadamente caliente (30º a 35ºC). Observe después de uno y de dos días los cambios de volumen de ambos coloides. A. Absorción de agua por una sustancia porosa Tome una barra de tiza, pésela, mida su diámetro y su longitud y calcule su volumen. Sumerja la tiza en un recipiente con agua y después de dos días tome otra vez su peso, después de secar ligeramente su superficie. Repita también la determinación del volumen. Tiza seca Tiza embebida Peso (g) Diámetro (mm) Largo (mm) Volumen (ml) d) Efecto de la temperatura y de un soluto sobre la imbibición Pese seis grupos iguales de 30 ó 40 g de semillas de fríjol o de maíz, previamente secadas durante varias horas a 50ºC y luego enfriadas. Ponga cada grupo en un recipiente. Llene tres de estos recipientes con agua de grifo, cubriendo las semillas ampliamente con el solvente. De los otros tres recipientes llene uno con una disolución de cloruro de sodio al 5%, otro con una al 15% y el último con una al 30%. A cada recipiente agregue un poco de timol para evitar el crecimiento de hongos y bacterias. Coloque uno de los recipientes con las semillas en agua en el refrigerador, otro con agua en una incubadora a 40ºC y deje los demás sobre la mesa. Usando un termómetro verifique la temperatura en los diferentes ambientes. Después de dos días decante el líquido, seque las semillas con papel absorbente y pese los grupos nuevamente. Calcule el porcentaje de agua embebida por las semillas con los diferentes tratamientos. Pesos de los lotes Tratamiento Temperatura Aumento % Secos Embebidos Agua – refrigerador Agua – mesa Agua – incubadora NaCl 5% NaCl 15% U N I V E R S I D A D D E A Q 37 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS NaCl 30% Laboratorio 6: A. FENÓMENOS SUPERFICIALES Objetivo La tensión superficial permite el ascenso de agua en un tubo capilar o su absorción en material poroso, la acción de jabones y detergentes, la formación de gotas, etc. En este experimento se estudiarán algunos de estos fenómenos tales como: la acción de compuestos orgánicos que son en parte polares (tienen un grupo hidrófilo como –OH, -COOH, -CHO, -SH, etc.) y en parte no polares (contienen también un grupo no polar, hidrófobo, como –CH3. –CH2CH3, -C6H5, etc.) los cuales reducen la tensión superficial del agua; la extensión sobre la superficie de agua de películas monomoleculares de sustancias no miscibles con ésta; el tamaño de gotas en relación a la tensión superficial (la gota se cae cuando la gravedad vence a la tensión superficial). PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS a) Tome una cápsula de Petri y después de limpiarla bien llénela con agua limpia. Pase un alfiler o aguja varias veces por entre los dedos para engrasarla un poco. Con muchísimo cuidado coloque el alfiler en la superficie del agua. Si se hunde, repita el proceso, haciendo flotar el alfiler en un pedazo pequeño de papel periódico, el cual se hunde pronto dejando el alfiler a flote; o use unas pinzas finas. Con el alfiler flotando efectúe los siguientes experimentos: 1.Añada poco a poco alcohol etílico de 95% al agua y observe 2. Después de lavar cuidadosamente la cápsula, haga flotar otra vez el alfiler sobre agua. Toque el agua a unos 5 a 8 mm del alfiler con un fósforo y otro palito de madera mojado con aceite. 3.Después de lavar otra vez muy bien la cápsula repita la operación agregando esta vez, gota a gota, una disolución concentrada de un detergente en agua. b) Coloque un cristal grande de alcanfor en la superficie del agua en la cápsula de Petri, que previamente ha sido bien lavada. Observe lo que sucede. Luego toque el agua cerca del cristal con el fósforo mojado con aceite. c. Llene una pipeta pecunia con agua y déjela vaciarse gota por gota. Cuente el número de gotas en 1 ml. Repita el procedimiento, usando esta vez alcohol etílico de 95% y luego una disolución de detergente en agua. Agua Alcohol etílico Agua con detergente Nº de gotas por ml B. ADSORCIÓN Objetivo Un buen ejemplo de adsorción es el descoloramiento de una disolución de un colorante por medio de carbón activado. En caso de que exista una diferencia de carga, como p.e. entre el azul de metileno y la celulosa, la fuerza de adsorción puede ser muy grande. Esto se demuestra al tratar de lavar el colorante de la celulosa por medio de agua caliente. La cromatografía sobre papel se demostrará sumergiendo una tira de papel de filtro con un extremo en una mezcla de dos colorantes de propiedades distintas. Procedimiento y resultados a) Prepara una disolución de eosina al 0.1%. Tome 2 ml de ésta y añádalos a 100 ml de agua. Después de mezclar, divida la disolución en dos partes. A una parte agregue 0.5 g de carbón activado. Agítelo por unos 15 segundos y después filtre. Compare el color del filtrado con el de la otra mitad de la disolución. Disolución U N I V E R S I D A D Filtrado D E A Q 38 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS original Color b) Prepare una disolución de azul de metileno al 0.1% a 100 ml e agua agregue 2 ml de esa disolución y 2 ml de la de eosina (véase parte A). Mezcle bien. 1.Sobre un embudo coloque dos papeles de filtro, uno encima de otro. Filtre parte de la mezcla; compare el color del filtrado con el color original. Observe también el color del papel del filtro. Disolución original Filtrado Papel de filtro Color 2. Vacíe el resto de la mezcla de los dos colorantes en un frasco alto y angosto. Corte una tira de papel de filtro de unos 5 cm de ancho y de unos 15 a 25 cm de largo (las medidas deben ajustarse al tamaño del frasco). Introduzca un extremo de la tira en la disolución, sin que toque las paredes del frasco. El otro extremo, fíjelo por doblamiento en la boca del frasco. Observe el ascenso del agua y de los colorantes. Cuando el agua ha suido de unos 5 a 10 cm. Saque la tira del recipiente. Después de una nueva observación, lave el papel con agua caliente y anote cuál colorante se lava y cuál se adhiere fuertemente. Distribución de los colorantes: Azul de metileno Eosina Posición en la tira con respecto al frente agua. Laboratorio 7: CAPACIDAD DE CAMPO Y PUNTO DE MARCHITES PERMANENTE Objetivo Puesto que la capacidad e campo depende tanto de la estructura del suelo como del perfil, lógicamente es imposible reproducir con exactitud las condiciones de campo al efectuar dicha determinación en suelo traído al laboratorio, pues al sacarlo del campo sus propiedades físicas sufren cambios profundos. Por lo tanto los valores obtenidos en este experimento son apenas aproximaciones, pero sin embargo permiten ciertas conclusiones al comparar entre sí tipos de suelos. Con los mismos suelos se efectuará también la determinación del punto de marchites permanente por medio del cultivo de plantas, las cuales gradualmente extraen agua disponible. Los resultados permiten apreciar claramente las diferentes cantidades de agua no aprovechable retenidas por los distintos tipos de suelo analizados. PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS a) CAPACIDAD DE CAMPO Haga varias perforaciones con un clavo en los fondos de cuatro latas de tamaño apropiado. Llénelas después con los siguientes tipos de suelo: 1. Suelo arenoso 2. Suelo limoso 3. Suelo arcilloso 4. Suelo orgánico U N I V E R S I D A D D E A Q 39 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS Después de compactar los suelos (golpeando el fondo de las latas repetidas veces contra una superficie), agregue poco a poco suficiente agua a la superficie del suelo hasta que el agua apenas empiece a salir por las perforaciones del fondo. Tape las latas y déjelas reposar unos dos días sobre papel absorbente. Luego saque de cada lata una muestra de 50 a 100 g de la capa superficial del suelo, ponga cada muestra en una bolsa de papel previamente pesada tome el peso exacto con el suelo mojado y después seque los suelos en una estufa a 105ºC durante un día. Después de enfriarlos, vuelva a pesar. Tipo de suelo Peso de la bolsa Peso del suelo Húmero Con bolsa Sin bolsa Con bolsa Seco Sin bolsa Capacidad de campo 1. Arenoso 2. Limoso 3. Arcilloso 4. Orgánico b) Punto de marchites permanente Con cada suelo usado anteriormente llene una bolsa de polietileno hasta un poco más de la mitad. Arrolle los bordes de las bolsas para formar macetas y después de regar bien, siembre dos o tres semillas o plantitas de maíz (semillas germinadas) juntas en el centro de cada bolsa. Continúe regando hasta que las plantitas hayan alcanzado una altura de unos 10 cm. Espere unos días más y luego cierre la boca de la bolsa alrededor de los tallitos y manténgala así con una banda de goma o con un hilo. Tenga cuidado de no apretar demasiado los tallitos. Tan pronto como las plantas estén bien marchitas, aun en una atmósfera saturada de agua, sáquelas de cada bolsa con todas sus raíces. Después de introducir una muestra representativa (50 a 500 g) de suelo de cada bolsa plástica en una bolsa de papel previamente pesada, determinar el peso húmedo del suelo. Proceda a tomar el peso seco en igual forma como se hizo al determinar la capacidad de campo. Peso del suelo Tipo de suelo Peso de la bolsa Húmero Seco Con Sin Con Sin bolsa bolsa bolsa bolsa Punto de marchites permanente Cantidad de agua aprovechable como % de total 1. Arenoso 2. Limoso 3. Arcilloso 4. Orgánico Laboratorio 8: CONDUCCIÓN DEL AGUA OBJETIVO Sumergiendo en agua una rama con parte leñosa (xilema) cubierta con parafina u otra sustancia impermeable al agua, se nota que las hojas se marchitan, aunque la corteza (floema) se mantenga descubierta. Por otra parte, si se cubre solamente la corteza, no ocurre tal marchitamiento. En esa forma queda comprobada la importancia de las partes xilematica y floematica de los haces conductores en la conducción del agua. U N I V E R S I D A D D E A Q 40 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS Otra forma de comprobación seria introduciendo una rama o tallo en agua teñida con un colorante. Si se corta el tallo al cabo de cierto tiempo se observara que se han coloreado principalmente los vasos del xilema. Este experimento también permite estudiar la velocidad aproximada del ascenso del agua en la planta. En la segunda parte se demostrara la importancia de la transpiración en la conducción del agua. Si se conecta una rama por medio de un tobo de vidrio largo a un recipiente con agua, la transpiración causa el ascenso del agua en el tubo. Se puede comprobar que la fuerza elevadora es realmente de carácter físico, y no debida a las células parenquimatosas vivas, pues una superficie porosa embebida con agua también puede causar el ascenso del agua en el tubo, en igual forma como ocurre en la rama viva. PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS a) TEJIDOS CONDUCTORES DE AGUA 1.Corte dos ramas leñosas de un árbol o arbusto bajo agua. Con mucho cuidado sin lastimar la madera, remueva unos 2 ó 3 cm. De corteza de una de las ramas. Después de secarla rápidamente con papel absorbente, sumerja la parte leñosa expuesta en parafina derretida que no este muy caliente tenga cuidado de no cubrir el corte de la corteza. Introduzca la base de la rama, preparada de esa manera, en un recipiente con agua. 2.prepare 100ml. De una disolución de fucsina ácida al 0.5% en agua. Obtenga una planta herbácea, preferiblemente con tallo translucido y con flores blancas, corte el tallo justamente sobre el punto de la inserción de las raíces, manteniendo todo el tiempo el tallo de la planta sumergido en agua , introdúzcalo luego rápidamente en la disolución coloreada, observe el ascenso del agua y anote el tiempo trascurrido hasta cuando el colorante llegue a las flores o al ápice, después corte el tallo en varios lugares y examine con una lente de aumento o con un microscopio cuales de los tejidos se colorearon. b) TRANSPIRACIÓN COMO FUERZA IMPULSORA DE AGUA EN LA PLANTA. 1. En un Erlenmeyer hierva agua durante unos minutos. Déjela enfriar tapando la boca con un vaso de precipitación invertido, este proceso expulsa al aire y otros gases disueltos. Corte una rama leñosa de un arbusto o árbol bajo agua hervida para evitar la entrada de aire en los vasos. Dejando el corte constantemente bien mojado, amarre un pedazo de tubo de goma a la rama. Inviértala y llene este tubo inmediatamente con agua hervida. Llene también un tubo de vidrio, de pared gruesa, con agua hervida, usando como “tapón” provisional un pedazo de tubo de goma con una prensa. Llene un recipiente pequeño con agua hervida. Conecte el tubo de vidrio con el tubo de goma fijado en la rama, quitando al mismo tiempo el “tapón” del otro extremo. Introduzca el lado libre del tubo de vidrio en el recipiente. En caso de que haya entrado alguna burbuja de aire, repita el procedimiento. Fije la rama en posición vertical con una presa y un soporte. Finalmente llene el recipiente más o menos hasta la mitad con mercurio limpio. 2.Llene una palangana pequeña, pero honda, de plástico flexible, con una pasta muy suave de yeso. Golpee la palangana varias veces contra la superficie de la mesa para eliminar cualquier burbuja de aire que pueda haber. Introduzca la boca de un embudo pequeño de vidrio en la pasta antes de solidificarse, sumergiendo el borde unos 2 a 3 cm. En el yeso, pero teniendo cuidado de no acercarlo demasiado al fondo de la palangana. Deje endurecer bien el yeso durante unas horas. Después saque el yeso del molde y conecte el tubo del embudo por medio de un tobo de goma a una trompa o a una bomba de vació. No olvide incluir en el último caso un frasco grande, sin nada, que sirve de la trampa para evitar la entrada de agua a la bomba. Sumerja el yeso en agua hervida y aspire hasta que el yeso este completamente con agua hervida; conéctelo por medio de un tubo de goma con un tubo largo de vidrio, previamente llenado con agua en igual forma como se hizo en el caso de la rama (figura 5 C). Si alguna burbuja entra en el sistema repita el proceso. Observe y U N I V E R S I D A D D E A Q 41 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS compare el ascenso del mercurio en las dos preparaciones. Si al comienzo la velocidad del ascenso no es grande, exponga la rama y el yeso a la corriente de aire de un ventilador. Laboratorio 9: ESTOMAS Y TRANSPIRACIÓN Objetivo. Usando un colorante fuerte que se difunde en gelatina a través de un pequeño orificio, se puede demostrar la forma hemisférica en que se difunden las partículas a través de los poros. Si existen varios orificios pequeños separados por una distancia corta, se nota que la cantidad de colorante difundida es relativamente grande, y no muy inferior a la que podría difundirse a través de un solo orificio grande. Para comparar la transpiración de hojas con la evaporación de una superficie igual de agua se corta una hoja de su pecíolo se inserta en un recipiente con agua. Se mide la cantidad de agua perdida por transpiración y la evaporada en otro recipiente con la superficie de agua expuesta. En caso del recipiente con la hoja hay que tomar precauciones para impedir la evaporación del agua en que esta sumergida. Cuando el agua es abundante las estomas están abiertos en presencia de la luz y cerrados en la oscuridad. Sin embargo, una hoja expuesta a la radiación solar intensa en un día caluroso tiene frecuentemente las estomas cerrados por el déficit de agua. Este hecho puede comprobarse por medio de la estimación comparativa de la transpiración, basada en el método del papel impregnado con cloruro de cobalto. La sal, completamente seca, es de color azul. Como es un giroscópica absorbe agua rápidamente, cambiando su color a rasado; la velocidad del cambio es proporcional a la cantidad de agua absorbida. Cuando se trata de una planta que tiene todas las estomas en el envés de las hojas, este método también permite sacar conclusiones sobre la magnitud de la transpiración cuticular en la perdida total de agua. El grado de apertura de las estomas puede estimarse por medio de la penetrabilidad de líquidos de diferente viscosidad. PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS a) DIFUSIÓN A TRAVÉS DE ORIFICIOS Prepare medio litro de una disolución de gelatina al 5% antes de que se solidifique, agregue un poco de timol para su preservación. Distribuya la gelatina en dos recipientes apropiados. Cuando sus contenidos estén firmes, corte dos discos de una lamina plástica delgada; el diámetro de los discos debe ser unos pocos centímetros mayor que el de los recipientes. Inserte los discos en el recipiente hasta llegar a la superficie de la gelatina, eliminando cualquier burbuja que quede debajo. La parte sobresaliente del plástico se dobla de manera que quede pegada a la pared del recipiente, formándose así un recipiente dentro de otro. Por medio un estilete o aguja perfore el centro del disco plástico en uno de los recipientes. En el otro disco haga una serie de perforaciones a una distancia aproximada de 1.5 cm. entre ellas, en línea recta. Prepare 100ml de una disolución de fucsina ácida al 0.5%. Vierta una cantidad suficiente de esta en cada recipiente hasta cubrir por completo los discos plásticos y la pared del recipiente. Tape los recipientes con papel de aluminio o con un pedazo de plástico para impedir la evaporación. Espere hasta que la distancia recorrida por el colorante en la gelatina sea de unos 3 cm. Con mucho cuidado remueva el disco plástico perforado después de quitar la disolución del colorante. Caliente las paredes de los recipientes rápidamente sobre una llama hasta que sus contenidos salgan fácilmente al U N I V E R S I D A D D E A Q 42 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS volcarlos sobre un papel, al igual que un pudín. Corte el primer bloque de gelatina exactamente en el punto en el cual se inicio la difusión y el segundo en dirección de la serie de huecos. b) TRANSPIRACIÓN EN COMPARACIÓN CON LA EVAPORACIÓN Tome cinco vasos con una capacidad de 50ml. Llénelos con agua hasta 2 ó 3 cm. mas abajo del borde y aplique los siguientes tratamientos: 1. Sin tratamiento, superficie de agua libre. 2. Cubra la superficie del agua con una capa delgada de aceite mineral. 3. Cubra el vaso con algodón, sin que este entre en contacto con el agua. 4. Inserte el pecíolo de una hoja en el agua y después cubra la superficie del agua con aceite mineral. 5. Repita el tratamiento 4, pero con anterioridad cubra cuidadosamente ambas caras de la hoja con vaselina. Pese los recipientes y déjelos en un lugar que tenga buena iluminación. Determine aproximadamente la superficie del agua y de las hojas. Después de los intervalos indicados, pese nuevamente. Tratamiento Nº Peso inicial (g) Peso (g) después de 2 días Superficie cm2 Perdida de agua en g/cm2 1 2 3 4 5 c) IMPORTANCIA DE LAS ESTOMAS EN LA TRANSPIRACIÓN Escoja y señale en un arbusto o árbol pequeño hojas bajo las siguientes condiciones: 1. 2. 3. 4. En sombrea intensa. Bajo poca sombra. Expuestos a la luz del cielo, sin iluminación directa por el sol. expuestos a pleno sol. d) ESTIMACIÓN DE LA TRANSPIRACIÓN. Sin quitar las hojas de la planta, saque del frasco correspondiente dos papeles impregnados con cloruro de cobalto, bien azules, y coloque los papeles lo mas rápidamente con vidrios de igual tamaño, los cuales se fijan por medio de prensas de ropa no olvide tapar el frasco inmediatamente cada ves que se saquen papeles. Repita el proceso con las demás hojas, anotando la hora exacta en que se colocaron los papeles en cada una. Observe las hojas a menudo para determinar el tiempo necesario para que el papel cambie su color a rosado. En caso de que se haya usado una planta hispostomatica, el cambio debe de ocurrir primeramente en el envés de la hoja. Trate de medir el tiempo necesario para que el papel en contacto con el haz de la hoja cambie su color a causa de la transpiración cuticular. Debido a la humedad del aire que penetra entre los vidrios ocurre un cambio gradual que empieza desde el margen del papel. Determine la distribución de las estomas en la hoja en la manera siguiente: vierta unas gotas de una disolución de colodión en ambas caras. Después de que se haya secado bien, quite la película formada y examine la distribución de las estomas bajo un microscopio. Aunque con cierta limitación, este método permite también medir el grado de la apertura de las estomas. U N I V E R S I D A D D E A Q 43 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS e) ESTIMACIÓN DE LA APERTURA DE LAS ESTOMAS Desoyes de haber obtenido los datos necesarios, quite los vidrios y papeles de las hojas. En las mismas hojas o en otros de iguales posiciones con respecto a la luz que reciben, estime en forma relativa la apertura de las estomas. Para ese fin coloque con un gotero unas gotas de lugol puro, primera en el haz, luego en el envés de la misma hoja, en un punto diferente del tratado en el haz. Si no hay infiltración, la cual es fácilmente apreciable por el cambio del color del parénquima de la hoja a un verde mas intenso en el área infiltrada, siga probando las mezclas una por una en orden decreciente de concentración del aceite, hasta llegar al jugo puro. Posición de hoja Tiempo necesario para producir el cambio del papel de cobalto En el haz En el envés Liquido o mezcla que penetro En el haz En el envés 1 2 3 4 Laboratorio 10: ALGUNOS FACTORES QUE INFLUYEN EN LA TRANSPIRACIÓN OBJETIVO En este experimento se estudiara la influencia de dos factores ambientales importantes, la temperatura de la hoja en relación con la del aire, y el efecto de una corriente de aire así como la combinación de ambos. Para medir la transpiración se utilizara un potometro. El movimiento de una brújula a través del tubo capilar del potometro indica la velocidad de la transpiración de agua de una rama cortada. PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS a) Corte una rama leñosa debajo de agua hervida y enfriada. Sin dañar la corteza, introduzca su base en unos de los agujeros abiertos en el tapón de goma del frasco; en el otro agujero se inserta un tubo capilar. Sumerja el otro extremo del tubo capilar del potometro en un recipiente con agua y manteniéndolo sumergido tape el frasco previamente llenado por completo con agua hervida con el tapón con la rama, un lugar fresco, bien iluminado. Después de unos diez a quince minutos saque del recipiente con agua el extremo del tubo capilar y espere hasta que se haya formada una pequeña burbuja en el tubo; después sumérjalo de nuevo. 1. Mida la distancia recorrida por la burbuja en un intervalo apropiado (testigo). 2. Exponga la rama a una corriente de aire (ventilador). 3. Ilumine la rama con un bombillo que emita mucha radiación infrarrojo, mida la transpiración en igual forma. 4. Como ultimo tratamiento combine iluminación y ventilación. No olvide esperar de cinco a diez minutos después de someter la rama a un nuevo tratamiento para darle suficiente tiempo de adaptarse a las nuevas condiciones. Exprese la velocidad de la burbuja en milímetros por minuto. La disolución testigo a un vidrio colocado sobre papel blanco. Agregue igual cantidad de una disolución de yodo en yoduro de potasio y observe la aparición del color característico. Tan pronto como la prueba resulte negativa, repita con los demás tubos. b. EFECTO DEL PH Prepare una serie de disoluciones amortiguadoras con los siguientes valores de pH 2.6; 3.0; 4.0; 4.6; 5.0; 5.6; 6.0; 6.6; y 7.0. Transfiera 4 ml de cada disolución a tubos de ensayo. Agregue a todos 3ml de una disolución de almidón al 1% y luego, rápidamente, unos 4ml del extracto de amilasa; anote el tiempo. U N I V E R S I D A D D E A Q 44 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS En forma similar a la descrita en A determine con intervalos de uno o dos minutos la presencia de almidón en tubos con un pH de 4.6 y 5.0. Tan pronto como la reacción resulte negativa en uno o ambos tubos, anote el tiempo transcurrido y proceda con los tubos de pH 4.0 y 5.6, determinando también el tiempo necesario para la digestión completa del almidón en cada uno. Continué luego en igual forma con los demás tubos hasta terminar con todos. Dibuje un grafico, indicando en la abscisa la reacción del medio en los tubos, en orden creciente, y en la ordenada el tiempo transcurrido para completar la reacción. Tratamiento Tiempo Velocidad mm/ min 1. Testigo 2. Ventilación 3. Iluminación 4. Iluminación y ventilación Comparación con el testigo 100% Laboratorio 11: PIGMENTOS VEGETALES OBJETIVO Como separación cuantitativa de los pigmentos de los plastidios es un tanto difícil, no se tratara de obtenerlos en forma pura, sino que este experimento se limitara a demostrar su presencia y a estudiar algunas de sus características principales. Al iluminar un extracto alcohólico crudo de los pigmentos con un haz de luz fuerte se nota claramente la fluorescencia. La cromatografía sobre papel del estrato alcohólico permite reconoces fácilmente la presencia de los pigmentos amarillentos y verdes. Las carotinas migran con igual velocidad que el solvente mientras que las clorofilas se quedan atrás. Utilizando las pequeñas diferencias con respecto a su solubilidad en solventes orgánicos con diferentes contenidos de agua, se trata de separar los pigmentos. La molécula intacta, tanto de la clorofila a como de la b, es insoluble en agua; pero al saponificarlas en clorofilita, alcohol metilico y fitol, los dos grupos carboxil de la clorofila permiten luego su disolución en agua. También se demostrara la facilidad de la sustitución del átomo central por hidrógeno y cobre. PROCEDIMIENTOS Y RESULTADO. Tome de 5 a 8 g de hojas verdes frescas. Sumérjalas unos dos minutos en agua hirviendo, a la cual se ha agregado previamente un poco de carbono de calcio. Seque las hojas con papel absorbente y tritúrelas en un mortero de porcelana con ayuda de un poco de arena de cuarzo. Agregue un poco de alcohol etílico de 95% y siga triturando. Decante y filtre la disolución de pigmentos a través de un papel de filtro. Agregue nuevamente un poco de alcohol al macerado y repita el proceso. No use más de unos 80 a 100ml de alcohol en total. a) Vierta parte del extracto preferiblemente en un frasco con lados planos y paralelos. Ilumine con luz fuerte por medio de un haz paralelo. Observe la fluorescencia de las clorofilas. b) De la misma disolución transfiera unos 20 a 30 ml a una cápsula de Petri pequeña. De un pliego de papel de filtro corte una tira de unos 15cm de ancho y de 25 a 30 cm. de largo, y con ayuda de una engrampadora forme un cilindro hueco. Introduzca el cilindro en el extracto sin que toque la pared de la cápsula. Espere hasta que el estrato haya ascendido de 2 o 3cm en el papel y entonces quítelo y séquelo. Introduzca luego el cilindro, con la parte que contiene los pigmentos hacia abajo, en un frasco grande en cuyo fondo se ha colocado 0.5cm de alcohol etílico. Tape bien y observe el ascenso de los diferentes pigmentos en papel. Cuando estos queden suficientemente separados interrumpa el experimento, saque el cilindro del frasco, quite las grapas y observe y anote la secuencia de los pigmentos en el cromatograma. U N I V E R S I D A D D E A Q 45 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS c) En un embudo de separación a unos 10 ml del extracto crudo de los pigmentos igual volumen de gasolina blanca. Luego agregue unas gotas más de agua, agitando de nuevo. Para una sedación mas completa proceda a lavar cada fase. Deje escurrir el alcohol del embudo en otro recipiente. A la gasolina restante agregue unos 15 ml de alcohol etílico y unas gotas de agua; agite y espere que los solventes s e separen. Una las dos porciones de alcohol. Recoja la fase de gasolina con sus pigmentos en un recipiente aparte. En el embudo agregue a la fase alcohólica unos 15 ml. De gasolina; mezcle bien y espere la separación. Escurra el alcohol y una las dos porciones de gasolina. Repita el proceso si es necesario. Guarde los extractos para una comparación posterior. d) En un embudo de separación. Tome unos 20 a 25 ml de la fase de gasolina que contiene las clorofilas y las carotinas (Parte C), y agregue igual volumen de una disolución de hidróxidos de potasio al 30% en alcohol etílico de 95% Evite que se mezclen los dos líquidos. Observe el anillo de color pardo en la zona interfacial. Luego mezcle bien. Observe el cambio de verde a pardo, y luego nuevamente a verde, al pasar los colorantes de la fase de gasolina a la fase alcohólica alcalina. Fíjese también en el color de la gasolina. Deje escurrir la fase alcalina y mezcle una parte con agua para comprobar la solubilidad de las clorofilas en agua. Compare los colores de la fase de gasolina, de las fases obtenidas en C., con el color del extracto crudo original. e) Diluya el extracto alcohólico crudo con alcohol etílico de 95% hasta que colocado en un tubo de ensayo aparezca un verde claro, bien transparente. Con esta disolución haga las siguientes mezclas: 1) 2) 3) 4) 5ml del extracto + 1 ml H2o (control) 5ml del extracto + 1 ml hidróxido de sodio al 5% 5ml del extracto + 1 ml acido acético glacial 5ml del extracto + 1 ml CuSO4 al 5% + 1 ml ácido acético glacial Nota: si la concentración de clorofilas en el extracto es muy alta, la coloración típica de las feofitinas no aparece bien clara en el tubo 3. Tubo 1 Tubo 2 Tubo 3 Tubo4 Laboratorio 12: ANTOCIANOS OBJETIVO En este experimento se comprobara que las diferencias de coloración no se deben exclusivamente a la presencia de uno u otro antociano, o a un cierto tipo de mezcla de estos, sino también a la reacción de jugo celular. Uno solo de estos pigmentos es capaz de desarrollar diferentes coloraciones según la reacción (pH) del medio correspondiendo los colores tojo, violáceo y azulado a reacción ácida, neutra y básica, respectivamente. Conviene mencionar que los distintos tipos de antocianos tienen diferente color en un pH determinado. El tratamiento con amoniaco tiende a intensificar la coloración de las hidrociflavonas y los flavonoles en flores amarillentas y también a producir esa coloración a partir de la flovana en las flores blancas que la contienen. PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS. U N I V E R S I D A D D E A Q 46 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS a) Prepare un extracto de antocianos en la forma siguiente: hierva por algunos minutos de 20 a 30 g de un raspado de raíz de remolacha roja, con unos 100ml de agua destilada. Enfrié el extracto un poco y filtre. Tome unos 5ml del extracto en un tubo de ensayo. Por medio de un papel indicador determine su pH. Después agregue, gota por gota, una disolución de ácido acético al 0.2 N. tan pronto como se note un cambio en el color no agregue mas ácido. Efectué una nueva determinación de la reacción, y luego continué con la adición del ácido para ver si ocurren otros cambios En otro tubo de ensayo repite el procedimiento, añadiendo esta ves una disolución de hidróxido de sodio al 0.1 N. En este caso deben ser ocurrir varios cambios sucesivos hasta que la disolución adquiere finalmente un color amarillento. Tratamiento Extracto original Con la acético adicción de Calor Reacción (pH) ácido Con la adición de hidróxido de sodio b) El cambio de color de los antocianos a consecuencia de una variación de la reacción del medio puede inducirse en los órganos vegetales mismos. Para esta comprobación se utilizaran flores rojas, azules y blancas. En un frasco pequeño con agua introduzca unas flores rojas, azules y blancas. Coloque el frasquito en una cápsula de Petri de mayor tamaño que la base de frasco con las flores, y vierta en la cápsula un poco de hidróxido de amonio concentrado. Tape todo con un frasco de vidrio invertido para crear una atmósfera de vapores de amoniaco alrededor de las flores. Repita el procedimiento, pero en lugar del hidróxido de amonio agregue un poco de ácido clorhídrico concentrado. Tratamiento Rojas Cambios de color observados en las flores Azules Blancas Con hidróxido de amonio Con ácido clorhídrico Laboratorio 13: ENZIMAS OBJETIVO En este experimento se estudiaran algunos de los tipos mencionados de enzimas comunes en las plantas. La acción de la inversa puede comprobarse por medio de la reacción Fehling, pues mientras U N I V E R S I D A D D E A Q 47 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS que la sacarosa no reduce, los productos de la hidrólisis son azucares reductores, dando una reacción Fehling positiva. La presencia de oxidosas y peroxidasas se verificara por la oxidación de guayacol, derivado del fenol, a un compuesto coloreado. Gracias a la desintegración rápida del peroxido de hidrogeno, es también fácil de demostrar la presencia de la catalasa en un tejido vegetal. Por ultimo se estudiara el grupo de enzimas llamadas dehidrogenosas (de la levadura), transfiriendo hidrogeno de un substrato a un aceptor, en este caso el azul de metileno, el cual al ser reducido se vuelve incoloro, y se auto-oxida en forma reversible en contacto con el oxigeno del aire. PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS. a) INVERTASAS En un tubo de ensayo remoje una pequeña cantidad de levadura seca con unas gotas de toluol. Después de esperar unos segundos, disuelva la levadura en unos pocos mililitros de agua destilada. Repita, pero antes de disolverla, agregue una cantidad muy pequeña de sacarosa pura a la levadura tratada con toluol. Para fines de comparación disuelva en otro tubo una cantidad igual de sacarosa en un volumen igual de agua destilada. Mantenga los tubos a una temperatura de 40º a 45º C por varios minutos. Luego efectué la reacción de Fehling en la forma siguiente: mezcle iguales volúmenes de las disoluciones Fehling I y Fehling II. De esta mezcla añada a los dos tubos un volumen más o menos igual al de la muestra. Caliente los tubos hasta que empiecen a hervir. Si la reacción es positiva se formara un precipitado rojo-ladrillo. b) OXIDASAS Y PEROXIDASAS. Prepare un raspado de para y ponga pequeñas cantidades en dos tubos de ensayo. Agregue suficiente agua destilada para cubrir el material. Al primer tubo añada unos 2ml de una disolución acuosa saturada de guayacol. Observe el color marrón producido por las oxidasas. Al otro tubo agregue primero unas gotas de una disolución recién preparada de goma guayaco al 2% en alcohol etílico de 25% después añada un poco de peroxido de hidrogeno; compare el color antes y después de la adición de este compuesto. c) CATALASAS Ponga en un tubo de ensayo un poco de raspado de papa y agregue varios mililitros de peroxido de hidrogeno al 3% observe la liberación de oxigeno gaseoso. d) DEHIDROGENASAS. Llene un tubo de ensayo hasta la mitad con leche fresca, agregue un poco de levadura seca y una cantidad muy pequeña de azúcar. Agite bien para que todo se disuelva. Luego, agitando constantemente agregue, gota a gota, una disolución de azul de metileno al 0.1% en agua, hasta que la leche adquiera una coloraron azul claro. Al final agregue suficiente acerté mineral para formar una capa de aproximadamente 0.5cm de espesor sobre la leche. Sumerja el tubo en un baño de agua caliente. Observe cuando el contenido esta descolorido, tape el tubo con un dedo y agite vigorosamente. Observe lo que pasa devuelva el tubo al baño de agua. Laboratorio 14: INFLUENCIA DE LA INTENSIDAD DE LA LUZ Y DE LA CONCENTRACIÓN DEL CO2 EN LA FOTOSÍNTESIS OBJETIVO En este experimento se estudiara la importancia de la ley de los Factores Limitativos. Se puede demostrara que si se aumenta la iluminación, la planta no puede aprovechar esa mayor cantidad de energía disponible a menos que la concentración del anhídrido carbónico aumente al mismo tiempo proporcionalmente, siempre que los demás factores no sean limitativos. Esta es una correlación que con mucha frecuencia se observa en el campo. U N I V E R S I D A D D E A Q 48 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS Al utilizar el conteo de burbujas de oxigeno desprendidas del tallo de una planta acuática como medida de la fotosíntesis debe considerarse que varios factores, tales como el tamaño de las burbujas, su composición química y la difusión de oxigeno en el agua, influyen en la formación de las burbujas. Si no aparecen mas burbujas a baja intensidad de iluminación, esto no significa que ya se llego al punto de compensación, pues aun puede difundirse oxigeno en el agua, sin que se formen burbujas. PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS De una planta vigorosa de elodea corte con una navajilla una ramita de unos 10 a 15 cm. de largo. Inmediatamente, fíjela suavemente a una varilla de vidrio por medio de un hilo que ha sido atado anteriormente a esta. Introduzca en un recipiente sobre una mesa larga en un soporte adecuado de manera que quede a la misma altura del objetivo de un aparato de proyección o de una lámpara fuerte. Coloque el proyector a 4 cm. de distancia del recipiente, tomando como puntos de referencia la distancia entre el objetivo y la pared delantera del recipiente, enciéndalo y espere unos minutos hasta que la velocidad de las burbujas de oxigeno, que salen del corte de la ramita, sea constante. Haga tres recuentos de estas, cada uno de un minuto de duración. Acerque el proyector exactamente a la mitad de la distancia, espere un tiempo adecuado y repita los recuentos. Continué acercando el proyector en esta forma hasta llegar a una distancia de 12.5 cm. Tenga cuidado de que el agua no se caliente, ya que la temperatura también afecta la intensidad de la fotosíntesis. Si la temperatura aumenta apreciablemente, debe repetirse el experimento, usando un recipiente de mayor tamaño. Los conteos también deben repetirse cuando el tamaño de las burbujas cambia durante el experimento. Al terminar esta parte del experimento sustituya cuidadosamente, por medio de un sifón de vidrio o de un tobo de goma, el agua por agua de grifo hervida y enfriada, teniendo cuidado de que esta tenga la misma temperatura de la anterior. Apague la luz durante el cambio y trabaje rápidamente. Encienda otra vez la luz y espere unos minutos para que la planta se adapte a las nuevas condiciones; repita el proceso. Sustituya luego el agua de grifo hervida por una disolución de bicarbonato de potasio al 0.5%. Haga los conteos otra vez. Calcule la intensidad relativa de iluminación, tomando como base la intensidad a 0.125 m de distancia. Intensidad relativa de iluminación Distancia 1 2 Agua de grifo Recuentos 3 Promedios 1 Agua hervida Recuentos 2 3 Promedios 1 bicarbonato Recuentos 2 3 promedio 4 2 1 0.5 0.25 0.125 Haga un grafico de los resultados obtenidos, anotando la intensidad relativa de la iluminación en la abscisa y el número de burbujas en la ordenada. Laboratorio 15: COCIENTE RESPIRATORIO Y MEDICION DE LA RESPIRACION OBJETIVO La primera parte del experimento se dedica al estudio del cociente respiratorio. Cuando dicho cociente es exactamente 1 no se produce un cambio de volumen durante la respiración aeróbica (hasta agotarse el oxigeno), igualándose la cantidad de CO2 liberado y de CO2 absorbido. Como se vera, tal U N I V E R S I D A D D E A Q 49 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS es el caso de semillas que tienen almidón como sustancia de reserva. En las que contienen principalmente grasas, el cociente será menor de 1, con el consiguiente cambio del volumen. En la segunda parte se estudiara la diferencia de la intensidad respiratoria entre semillas secas y embebidas, para lo cual se utilizara el cambio de alcalinidad al formarse carbonatos. En material vegetal que respira poco, como en semillas secas, la determinación de CO2 desprendido de una muestra pequeña es bastante difícil. Si se trata de averiguar solamente en forma cualitativa si hay respiración o no, puede usarse una sustancia indicadora que cambie el color al actuar como aceptor de hidrogenación. Para fin se usara cloruro de 2, 3, 5-trifeniltetrazolio, sustancia incolora, que por hidrogenación, debido a la actividad de ciertas enzimas respiratorias, cambia a formazona, de color rojizo. La reacción es muy usada para estimar la viabilidad de las semillas. PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS a) COCIENTE RESPIRATORIO. Obtenga semillas de maíz germinadas en las cuales la radícula este apenas visible, y escoja las 20 mejores. En una bureta de 25 ml introduzca 10 semillas y luego fíjelas con un poco de algodón en el fondo. En otra bureta ponga las semillas restantes en igual forma. En una tercera bureta con maíz en un pequeño recipiente con KOH al 25%. Fije la bureta en esa posición por medio de una presa y un soporte. En igual posición introduzca la otra bureta con maíz en un recipiente con mercurio y fíjela. La que contiene ricinos debe sumergirse también en mercurio. Una bureta sin semillas, introducida en agua, servirá como testigo para determinar cualquier cambio de volumen debido a fluctuaciones de temperatura durante el experimento. Con la ayuda de un tubo delgado de goma, introducido sobre la salida de la llave de la bureta, ajuste con la boca en nivel del liquido en todas las buretas a la marca 0. Asegúrese de que las llaves estén herméticamente cerradas. Observe después del tiempo indicad y anote cualquier cambio de volumen que se produzca, utilizando la graduación de la bureta como medida. Tratamiento 6 horas 12 horas Observación después de: 1 día 2 días 4 días 1 semana Testigo Maíz en KOH Maíz en Hg Ricimus en Hg b) MEDICIÓN DEL CO2 LIBERADO Construya un aparato para la medición del CO2. Consiste de tres recipientes interconectados; el primero, al lado de la entrada del aire, sirve para la absorción de hidróxido de bario, la cual absorbe el CO2 producido por la respiración. Llene las dos terceras partes del primer recipiente con una disolución de hidróxido de sodio al 25%, recién preparada. Llene el frasco destinado a la muestra con 400 g de semillas de maíz secas. Deje el tercer frasco vació. Por medio de una trompa o una pequeña bomba aspire aire por el sistema, regulando la velocidad del flujo por medio de una prensa de tornillo hasta el punto en que le permita distinguir cada burbuja formada al pasar el aire por el líquido del primer recipiente. U N I V E R S I D A D D E A Q 50 U I N O B O L I V I A FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS Después de unos minutos interrumpa el flujo del aire e introduzca una parte alícuota (50 o 75) ml, según la capacidad del recipiente de la disolución de hidróxido de bario en el último recipiente. Anote el tiempo u continué apilando por espacio de una hora. Interrumpa otra vez el proceso, y con una pinza saque del último recipiente una parte alícuota de 10 ml. En un pequeño recipiente, agregue a esta unas 4 gotas de fenolftaleina en alcohol. Mezcle y titule contra una disolución de ácido clorhídrico al 0.1 N hasta que justamente desaparezca el color rosado. Si no encuentra una diferencia marcada entre el valor obtenido y la titulación del blanco, renueve la disolución de hidróxido de bario y repita el proceso, aumentando el tiempo considerablemente. Luego efectué una segunda medición usando semillas de maíz germinadas, provenientes de 100 g de semillas secas que oportunamente fueron puestas a germinar. Tenga cuidado de reducir el tiempo a unos 5 o 10 minutos y agregue unas gotas de fenolftaleina a la disolución de hidróxido de bario antes de empezar. En caso de que el color desaparezca interrumpa el experimento, anote el tiempo, aunque no sean los cinco minutos y proceda a titular. Repita la titilación de una parte alícuota igual y anote el valor obtenido y calcule la cantidad de CO2 producido (en mg) por cada 100 g de material en el espacio de una hora. Titulaciones: Blanco ml acido ml acido Semillas secas mg CO2/ 100 g/h ml acido Semillas germinadas mg CO2/100/g/h Efectué una titulación en blanco, utilizando también 10 ml de la disolución de hidróxido de bario. Del valor obtenido reste la cantidad (en ml) de ácido gastado en la titulación de la primera muestra. Con valor obtenido calcule la cantada de CO2 producida y repita la operación para la segunda muestra: Dx N x 22 = mg CO2 D= Diferencia encontrada (blanco – muestra) N= Normalidad del acido usado c) PRUEBA DE RESPIRACIÓN Caliente unas cuantas semillas de fríjol, maíz o trigo a unos 100ºC durante 15 minutos. Enfríelas y efectué en cada una un corte en cada una un corte que exponga el embrión. Proceda en igual forma con otro lote de semillas sin calentar. Luego sumerja los dos lotes en una disolución acuosa al 1% de cloruro de trifeniltetrazolio y observe la aparición de un color rojizo en las semillas que respiran. U N I V E R S I D A D D E A Q 51 U I N O B O L I V I A