5 Genética de las bacterias y sus virus Preguntas clave

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Genética de las bacterias y sus virus
Preguntas clave
 ¿A través de qué procesos las bacterias pueden intercambiar genes?
 ¿Se pueden utilizar estos procesos de intercambios para cartografiar genes mediante
la producción de fenotipos mutantes?
 ¿Cómo interaccionan los genomas de los fagos con los genomas de las bacterias?
 ¿Cómo se pueden cartografiar los genomas de los fagos?
Esquema
5.1 Trabajando con microorganismos
5.2 Conjugación bacteriana
5.3 Transformación bacteriana
5.4 Genética de los bacteriófagos
5.5 Transducción
5.6 Comparación de mapas físicos y mapas de ligamiento
La tecnología del DNA es la responsable de los rápidos avances que se están haciendo
en la genética de todos los organismos modelo. También es un tema con un interés
considerable en el dominio público. Algunos ejemplos son el gran anuncio público de
las secuencias de los genomas completos de humano y chimpancé en los últimos años, y
la popularidad de los análisis forenses a partir de DNA en los shows televisivos y en las
películas (Figura 5-1). Estos resultados espectaculares, ya sea en humanos, peces,
insectos, plantas u hongos, se han obtenido a través del uso de tecnologías que permiten
aislar trozos pequeños de DNA, llevarlos de una célula a otra, y amplificarlos en
grandes muestras. La mayoría de los sistemas sofisticados que permiten estas
manipulaciones del DNA de cualquier organismo provienen de las bacterias y sus virus.
Por lo tanto, el avance de la genética moderna hasta el estado de conocimientos actual
ha dependido completamente del desarrollo de la genética bacteriana, el tema de este
capítulo.
Aunque la genética bacteriana ha hecho posible la genética molecular moderna, nunca
fue el objetivo de su investigación. Las bacterias, por si mismas, son
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importantes desde el punto de vista biológico. Son el organismo más numeroso en
nuestro planeta. Contribuyen al reciclaje de nutrientes como el nitrógeno, el sulfuro y el
carbono en los ecosistemas. Algunas son agentes de enfermedades humanas, animales o
de plantas. Otras viven en simbiosis en nuestras bocas e intestinos. Además, hay
muchos tipos de bacterias útiles para la síntesis industrial de un amplio abanico de
productos orgánicos. Por todo esto, el ímpetu para la disección genética de las bacterias
ha sido el mismo que para los organismos multicelulares –la comprensión de su función
biológica.
Las bacterias pertenecen a una clase de organismos conocida como procariotas, que
también incluyen el alga verdeazulada (actualmente clasificada como cianobacteria).
Una característica clave que define los procariotas es que su DNA no está encerrado en
un núcleo rodeado de membrana. Al igual que los organismos superiores, las bacterias
tienen genes compuestos de DNA que se encuentran dispuestos en una larga serie en un
“cromosoma”. Sin embargo, la organización de su material genético es única en varios
aspectos. El genoma de la mayoría de las bacterias es una única molécula de DNA de
doble cadena con la forma de un círculo cerrado. Además, en la naturaleza, las bacterias
tienen a menudo elementos extras de DNA denominados plásmidos. La mayoría de
plásmidos también son círculos de DNA, pero son mucho más pequeños que el genoma
bacteriano principal.
Las bacterias pueden estar parasitadas por virus específicos denominados
bacteriófagos o, simplemente, fagos. Los fagos y los otros virus son muy diferentes de
los organismos que hemos estado estudiando hasta ahora. Los virus tienen algunas
propiedades en común con los organismos; por ejemplo, su material genético puede ser
DNA o RNA que constituye un “cromosoma” corto. Sin embargo, la mayoría de los
biólogos no los considera seres vivos porque no se pueden reproducir por si mismos.
Para reproducirse, los virus deben parasitar células vivas y utilizar la maquinaria
molecular de estas células. Por esto, para estudiar su genética, los virus deben estar
propagados en las células de los organismos hospedadores.
Cuando los científicos empezaron a estudiar las bacterias y los fagos, estaban
especialmente interesados en sus sistemas hereditarios. Claramente, las bacterias y los
fagos deben tener sistemas hereditarios porque muestran una apariencia y una función
constantes de una generación a la siguiente (mantienen una coherencia genealógica).
Pero, ¿cómo funcionan estos sistemas hereditarios? Las bacterias, al igual que los
organismos eucariotas unicelulares, se reproducen asexualmente por crecimiento y
división celular, una célula se convierte en dos. Esta reproducción asexual es bastante
sencilla de demostrar experimentalmente. Sin embargo, ¿se dan a veces uniones de
diferentes tipos con el propósito de la reproducción sexual? Además, ¿cómo se
reproducen los fagos que son mucho más pequeños? ¿Se unen alguna vez para un ciclo
similar al sexual? En este capítulo se pretende contestar estas preguntas.
Vamos a ver que hay una variedad de procesos hereditarios en las bacterias y los fagos.
Estos procesos son interesantes por la biología básica de estas formas, pero también
actúan como modelos –como fuentes de conocimiento de los procesos genéticos que
funcionan en todos los organismos. Para un genetista, el atractivo de estas formas es que
se pueden cultivar en números muy grandes porque son muy pequeñas. Por
consiguiente, es posible detectar y estudiar sucesos genéticos muy raros que son
difíciles o imposibles de estudiar en los eucariotas.
¿Qué procesos hereditarios se observan en los procariotas? El DNA se replica en una
división celular asexual, pero la repartición de las copias nuevas entre las células hijas
se lleva a cabo por un mecanismo bastante diferente de la mitosis. ¿Surgen mutantes?
De hecho, el proceso de la mutación ocurre en las células asexuales de la misma manera
que en las eucarióticas, hecho que permite la disección genética de la función
bacteriana.
¿Qué pasa con la reproducción sexual y la recombinación? Los posibles sucesos de
fusión similares al sexo son difíciles de observar, incluso con un microscopio, porque
las células y sus cromosomas son muy pequeños. Por lo tanto, la aproximación general
para detectar la fusión similar al sexo ha sido una aproximación genética en la que se
detectan los recombinantes. La lógica es que, si alguna vez genomas diferentes están
juntos en la misma célula, ocasionalmente producirían recombinantes. A la inversa, si se
detectan recombinantes, con un marcador A de un parental y uno B del otro; entonces
debe haber sucedido algún tipo de unión “sexual”. Por eso, aunque las bacterias y los
fagos no experimentan la meiosis, la aproximación al análisis genético de estas formas
es sorprendentemente similar al de los eucariotas. La oportunidad para la recombinación
genética en las bacterias puede
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surgir de diferentes maneras, pero en todos los casos, se reúnen dos moléculas de DNA.
Sin embargo, una diferencia importante respecto a los eucariotas es que, en las
bacterias, raramente se reúnen dos cromosomas completos; normalmente, se une un
cromosoma completo con un fragmento de otro cromosoma. Las posibilidades están
esquematizadas en la Figura 5-2.
El primer proceso de intercambio genético que se examina en el capítulo es la
conjugación, que consiste en el contacto y la fusión de dos células diferentes. Tras la
fusión, una de las células, denominada donante, a veces transfiere el DNA en una
dirección hacia la otra célula. El DNA transferido puede ser una parte o (raramente)
todo el genoma completo. En algunos casos, uno de los elementos de DNA
extragenómicos denominados plásmidos, si está presente, se transfiere. Tras su entrada,
cualquier fragmento genómico que se haya transferido puede recombinar con el
cromosoma receptor.
Una célula bacteriana también puede absorber un trozo de DNA del ambiente externo e
incorporarlo en su propio cromosoma, un proceso llamado transformación. Además,
algunos fagos pueden coger un trozo de DNA de una célula bacteriana e inyectarlo en
otra, donde puede incorporarse en el cromosoma, en un proceso denominado
transducción.
Los propios fagos pueden experimentar la recombinación cuando dos genomas
diferentes infectan la misma célula bacteriana (recombinación de fagos, no se muestra
en la Figura 5-2).
Antes de analizar estos modos de intercambio genético, vamos a considerar las formas
prácticas de manejar las bacterias, que son muy diferentes de las que se utilizan para
trabajar con organismos multicelulares.
5.1 Trabajando con microorganismos
Las bacterias se dividen rápidamente y ocupan poco espacio, así que son adecuadas para
su uso como organismos modelo en genética. Se pueden cultivar en medio líquido o en
una superficie sólida como en un gel de agar, siempre que se les suministren los
nutrientes básicos. Cada
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célula bacteriana se divide asexualmente de 1  2  4  8  16 células, y así
sucesivamente, hasta que se agotan los nutrientes o hasta que los productos de deshecho
tóxicos se acumulan a niveles que detienen el crecimiento de la población. Se puede
pipetear una pequeña cantidad de cultivo líquido en una placa de Petri con medio sólido
de agar y extenderla uniformemente sobre la superficie con un asa de siembra estéril,
mediante un proceso denominado siembra (Figura 5-3). Las células se dividen, pero
como no pueden irse lejos en la superficie del gel, todas las células permanecen juntas
en un grupo. Cuando esta masa supera las 107 células, se hace visible a simple vista
como una colonia. Cada una de las diferentes colonias de la placa proviene de una única
célula original. Los miembros de una colonia que tienen un único ancestro genético se
conocen como clones celulares.
Es bastante fácil obtener bacterias con mutaciones. Los mutantes nutricionales son un
buen ejemplo. Las bacterias de tipo salvaje son prototróficas, es decir, pueden crecer y
dividirse en un medio mínimo –un substrato que sólo contiene sales inorgánicas, una
fuente de carbono para la energía y agua. Se pueden obtener mutantes auxotróficos a
partir de un cultivo prototrófico. Estos mutantes son células que no crecerán a menos
que el medio contenga uno o más bloques de construcción específicos de la célula como
la adenina, la treonina o la biotina. Otro tipo de mutantes útiles son los que difieren de
las bacterias de tipo salvaje en la capacidad de utilizar una fuente de energía específica.
Por ejemplo, el tipo salvaje (lac+) puede utilizar lactosa y crecer, mientras que el
mutante (lac-) no puede. La Figura 5-4 muestra otra manera de distinguir las colonias
lac+ y lac- mediante el uso de una tinción. En otra categoría de mutantes, mientras el
tipo salvaje es susceptible a un inhibidor, como el antibiótico estreptomicina, los
mutantes resistentes pueden dividirse y formar colonias en presencia del inhibidor.
Todos estos tipos de mutantes permiten a los genetistas diferenciar distintas cepas
individuales y, de ese modo, proporcionan marcadores genéticos (alelos marcadores)
para realizar un seguimiento de los genomas y las células en los experimentos. La Tabla
5-1 resume algunos fenotipos bacterianos mutantes y sus símbolos genéticos.
Las siguientes secciones describen el descubrimiento de varios procesos por los que los
genomas bacterianos recombinan. Los métodos históricos son interesantes por sí
mismos, pero también sirven para presentar los distintos procesos de recombinación, al
igual que las técnicas analíticas que hoy en día todavía son aplicables.
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5.2 Conjugación bacteriana
Los primeros estudios en genética bacteriana revelaron el proceso inesperado de la
conjugación celular.
Descubrimiento de la conjugación
¿Presentan las bacterias algún proceso similar a la reproducción sexual y a la
recombinación? La pregunta fue respondida por el trabajo experimental, elegantemente
simple, de Joshua Lederberg y Edward Tatum, quienes en 1946 descubrieron un
proceso similar al sexo en el que llegó a ser el principal modelo para la genética
bacteriana, Escherichia coli (véase el recuadro Organismo modelo). Estaban estudiando
dos cepas de E. coli con diferentes conjuntos de mutaciones auxotróficas. La cepa A
sólo crecía si el medio estaba suplementado con metionina y biotina; la cepa B sólo
crecía si estaba suplementado con treonina, leucina y tiamina. Así, las cepas se pueden
designar como
cepa A: met- bio- thr+ leu+ thi+
cepa B: met+ bio+ thr- leu- thi-
RECUADRO
Organismo modelo Escherichia coli
El microscopista del siglo diecisiete Antony van Leeuwenhoek probablemente fue el
primero en ver células bacterianas y en reconocer su tamaño pequeño: “Hay más
bacterias viviendo en la capa de suciedad de los dientes de una boca humana que
humanos en el reino”. Sin embargo, la bacteriología no empezó seriamente hasta el
siglo diecinueve. En la década de los 40, Joshua Lederberg y Edward Tatum realizaron
el descubrimiento que convirtió la bacteriología en un campo floreciente de la genética:
descubrieron que, en una determinada bacteria, había un tipo de ciclo sexual que incluía
un proceso similar al entrecruzamiento. El organismo que escogieron para este
experimento ha llegado a ser el modelo no sólo para la genética procariota, sino en
cierto modo para toda la genética. El organismo era Escherichia coli, una bacteria que
recibió su nombre según su descubridor, el bacteriólogo alemán del siglo diecinueve
Theodore Escherich.
La elección de E. coli resultó afortunada ya que ha demostrado tener muchas
características adecuadas para la investigación genética, de las cuales no es la menos
importante que se pueda obtener fácilmente, dado que vive en el intestino de humanos y
de otros animales. En el intestino, es un simbionte benigno, pero ocasionalmente causa
infecciones en el tracto urinario y diarrea.
E. coli tiene un único cromosoma circular de 4.6 Mb de longitud. De sus 4000 genes sin
intrones, un 35% son de función desconocida. El ciclo sexual es posible por la acción de
un plásmido extragenómico llamado F, que confiere un tipo de “masculinidad”. Otros
plásmidos llevan genes cuyas funciones equipan a la célula para vivir en ambientes
específicos, tales como genes de resistencia a fármacos. Estos plásmidos han sido
adaptados como vectores génicos, que son transportadores de genes y constituyen la
base de las transferencias génicas que son esenciales en la ingeniería genética moderna.
E. coli es unicelular y crece por simple división celular. Debido a su tamaño pequeño
(~1 m de longitud), E. coli puede crecer en grandes cantidades y ser sometida a
procedimientos de selección intensiva y de rastreo para sucesos genéticos raros. La
investigación en E. coli representa el inicio del razonamiento de “caja negra” en la
genética: mediante la selección y el análisis de los mutantes, se pudo deducir el
funcionamiento de la maquinaria genética, aunque era demasiada pequeña como para
ser vista. Fenotipos como el tamaño de la colonia, la resistencia a fármacos, el uso de
fuentes de carbono, y la producción de colorantes son el equivalente de los fenotipos
morfológicos de la genética de eucariotas.
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La Figura 5-5a ilustra de manera sencilla el diseño de su experimento. Se mezclaron las
cepas A y B, se incubaron por un tiempo y se sembraron en medio mínimo, donde no
podía crecer ninguno de los auxótrofos. Resultó que una pequeña minoría de las células
(1 de 107) crecía como protótrofas y, por lo tanto, debían ser de tipo salvaje; habían
recuperado la capacidad de crecer sin la adición de nutrientes. En algunas placas sólo se
sembró la cepa bacteriana A, y en otras, sólo la cepa B, a modo de controles; pero no
surgió ningún protótrofo de estas placas. La Figura 5-5b ilustra el experimento con más
detalle. Estos resultados sugirieron que había ocurrido algún tipo de recombinación
génica entre los genomas de las dos cepas para producir los protótrofos.
Se podría argumentar que las células de las dos cepas realmente no intercambian genes,
sino que pierden substancias que las otras células pueden absorber y utilizar para su
crecimiento.
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La posibilidad de la “alimentación cruzada” fue descartada por Bernard Davis de la
siguiente manera. Construyó un tubo con forma de U que tenía los dos brazos separados
por un filtro fino. Los poros del filtro eran demasiado pequeños para permitir el paso de
las bacterias, aunque lo suficientemente grandes como para permitir fácilmente el paso
de cualquier sustancia disuelta (Figura 5-6). La cepa A se puso en un brazo, y la cepa B,
en el otro. Tras haber incubado las cepas durante un tiempo, Davis examinó el
contenido de cada brazo para ver si había células prototróficas, pero no se encontró
ninguna. En otras palabras, era necesario el contacto físico entre las dos cepas para
formar las células de tipo salvaje. Parecía como si hubiera ocurrido algún tipo de unión
de genomas y se hubieran producido auténticos recombinantes. La unión física de las
células bacterianas se puede confirmar con un microscopio electrónico y, actualmente,
se denomina conjugación (Figura 5-7).
Descubrimiento de factor de fertilidad (F)
En 1953, William Hayes descubrió que, en los tipos de “cruces” aquí descritos, los
parentales conjugados se comportaban de manera desigual (más tarde, veremos
maneras de demostrar esta participación desigual). Un parental (y sólo ese parental)
parecía transferir una parte o todo su genoma a otra célula. Por lo tanto, una célula actúa
como donante y la otra, como receptora. Este “cruce” es bastante diferente de los
cruces eucariotas en los que los progenitores contribuyen equitativamente con los
genomas nucleares.
Mensaje. La transferencia de material genético en la conjugación en E. coli no es
recíproca. Una célula, la donante, transfieren una parte de su genoma a la otra célula,
que actúa como la receptora.
Accidentalmente, Hayes descubrió una variante de esta cepa donante original que no
producía recombinantes al cruzarse con la cepa receptora. Aparentemente, la cepa de
tipo donante había perdido la capacidad de transferir material genético y se había
convertido en una cepa de tipo receptora. Mientras trabajaba con esta variante donante
“estéril”, Hayes encontró que podía recuperar la capacidad de actuar como donante al
asociarse con otras cepas donantes. De hecho, la capacidad donante se transmitía rápida
y efectivamente entre las cepas durante la conjugación. Parecía estar ocurriendo una
especie de “transferencia infecciosa” de algún factor. Sugirió que la capacidad donante
es un estado hereditario, impuesto por un factor de fertilidad (F). Las cepas que
contienen F pueden donar y se designan F+. Las cepas que carecen de F no pueden
donar y son receptoras, designadas F-.
Ahora se sabe mucho más sobre F. Es un ejemplo de una pequeña molécula circular no
esencial de DNA llamada plásmido que puede replicarse en el citoplasma
independientemente del cromosoma hospedador. La Figura 5-8 muestra cómo las
bacterias pueden transferir los plásmidos como el F. El plásmido F dirige la síntesis de
los pili (pilus, en singular), proyecciones que inician el contacto con una receptora
(véase Figuras 5-7 y 5-8) y acercan ambas células. El DNA de F de la célula donante
hace una copia de cadena sencilla de sí mismo mediante un mecanismo peculiar
denominado replicación por círculo rodante. El plásmido circular “rueda”, y a medida
que gira, va liberando la copia de cadena sencilla como un hilo de pescar. Esta copia
pasa a través de un poro a la célula receptora donde se sintetiza la otra copia formando
una doble
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hélice. Así pues, una copia de F permanece en la donante y otra copia aparece en la
receptora, tal y como se muestra en la Figura 5-8. Cabe notar que el genoma de E. coli
está representado como un único cromosoma circular en la Figura 5-8. (Se examinará la
evidencia de este hecho más adelante). La mayoría de los genomas bacterianos son
circulares, una característica bastante diferente de los cromosomas nucleares eucariotas.
Veremos que esta característica conlleva a muchas de las idiosincrasias de la genética
bacteriana.
Cepas Hfr
Un avance importante llegó cuando Luca Cavalli-Sforza descubrió un derivado de una
cepa F+ con dos propiedades inusuales:
1. Al cruzarse con cepas F-, esta nueva cepa producía 1000 veces más recombinantes
que una cepa F+ normal. Cavalli-Sforza designó a este derivado como una cepa Hfr
para simbolizar su capacidad de promover una alta frecuencia de recombinación (en
inglés, high frequency of recombination).
2. En los cruces Hfr × F-, prácticamente ninguno de los progenitores F- se convertía a F+
o a Hfr. Este resultado es opuesto a los cruces F+ × F-, en los que, como ya hemos visto,
la transferencia infecciosa de F resulta en una gran proporción de F- convertidos a F+.
Se puso de manifiesto que una cepa Hfr resulta de la integración del factor F en el
cromosoma, como se ilustra en la Figura 5-9. Ahora se puede explicar la primera
propiedad inusual de las cepas Hfr. Durante la conjugación, el factor F insertado en el
cromosoma conduce una parte o todo el cromosoma a la célula F- de manera eficiente.
Entonces, el fragmento cromosómico puede recombinar con el cromosoma receptor.
Los pocos recombinantes observados por Lederberg y Tatum en los cruces F+ × F- eran
debidos a la formación espontánea, pero poco frecuente, de células Hfr en el cultivo F+.
Cavalli-Sforza aisló ejemplos de estas células raras de los cultivos de F+ y encontró que,
de hecho, actuaban como verdaderas Hfr.
¿Muere una célula Hfr tras dar su material cromosómico a una célula F-? La respuesta
es no. El cromosoma Hfr se replica y transfiere una cadena sencilla a la célula Fdurante la conjugación, justo como los plásmidos F. El hecho que el DNA transferido
sea de cadena sencilla se puede demostrar visualmente mediante el uso de cepas y
anticuerpos especiales, tal y como se muestra en la Figura 5-10. La replicación del
cromosoma asegura un cromosoma completo para la célula donante tras el
apareamiento. En la célula receptora, la cadena transferida se convierte en una doble
hélice y los genes donados pueden llegar a incorporarse en el cromosoma receptor
mediante entrecruzamientos, creando así, una célula recombinante (Figura 5-11). Si no
hay recombinación, los fragmentos de DNA transferidos simplemente se pierden en el
curso de la división celular.
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Transmisión lineal de los genes HFR desde un punto fijado En 1957, se obtuvo una
visión más clara del comportamiento de las cepas Hfr cuando Elie Wollman y François
Jacob investigaban el patrón de transmisión de los genes Hfr a las células F- durante el
cruce. Ellos cruzaron
Hfr azir tonr lac+ gal+ strs × F- azis tons lac- gal- strr
(Los superíndices ‘‘r’’ y ‘‘s’’ simbolizan resistente y sensible, respectivamente). En
tiempos concretos después de la mezcla, extrajeron muestras, cada una de las cuales se
pasó por una batidora de cocina durante unos segundos para separar las parejas de
células unidas. Este procedimiento se denomina apareamiento interrumpido. Las
muestras se sembraron en medio con estreptomicina para matar las células Hfr donantes
que llevaban el alelo sensible strs. Las células strr supervivientes se examinaron en
busca de la presencia de alelos provenientes del genoma donado. Cualquier célula strr
que lleve un alelo donado debe haber participado en la conjugación; estas células se
denominan ex conjugantes. Los resultados se pueden observar gráficamente en la
Figura 5-12a donde se muestra los tiempos en los que ha entrado cada alelo donado azir,
tonr, lac+ y gal+. La Figura 5-12b representa la transferencia de los alelos Hfr.
Los elementos clave de estos resultados son
1. Cada alelo donado aparece primero en las receptoras F- en un momento determinado
después que haya empezado el apareamiento.
2. Los alelos donados aparecen en una secuencia específica.
3. Los alelos donados tardíos están presentes en pocas células receptoras.
Al tener en cuenta todas estas observaciones conjuntamente, Wollman y Jacob
dedujeron que, en el conjugante Hfr,
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la transferencia del DNA de cadena sencilla empieza por un punto fijado del
cromosoma donado, llamado el origen (O), y continúa de manera lineal. Actualmente,
se sabe que el punto O es el sitio por donde se inserta el plásmido F. Cuanto más lejos
está un gen de O, más tarde se transfiere a F-. El proceso de transferencia generalmente
se parará antes de que se transfieran los genes más lejanos y, como resultado, estos
genes se incluirán en un número menor de ex conjugantes.
¿Cómo se puede explicar la segunda propiedad inusual de los cruces Hfr, que los ex
conjugantes F- raramente se convierten en Hfr o F+? Cuando Wollman y Jacob
permitieron que los cruces Hfr × F- continuaran durante 2 horas antes de la interrupción,
encontraron que, de hecho, algunos ex conjugantes se habían convertido en Hfr. En
otras palabras, la parte de F que confiere la capacidad donadora finalmente se había
transmitido, pero a una frecuencia muy baja. La rareza de los ex conjugantes Hfr sugirió
que el F insertado se transmitía como el último elemento del cromosoma lineal. Se
puede resumir el orden de transmisión con el siguiente mapa genérico, donde la flecha
indica la dirección de la transferencia, empezando por O:
O
a
b
c
F
Así, prácticamente ninguno de las receptoras F- se convierte ya que el factor de
fertilidad es el último elemento transmitido y normalmente el proceso de transmisión se
habrá parado antes de llegar tan lejos.
Mensaje. El cromosoma Hfr, originalmente circular, desenrolla una copia de si mismo
que se transfiere a la célula F- de manera lineal, y el factor F es el último en entrar.
Infiriendo los sitios de integración de F y la circularidad del cromosoma Wollman y
Jacob continuaron para arrojar más luz sobre cómo y dónde se integra el plásmido F
para formar un Hfr y, al hacerlo, dedujeron que el cromosoma es circular. Realizaron
experimentos de apareamiento interrumpido por separado con diferentes cepas Hfr
derivadas. El orden de transmisión de los alelos difería significativamente de una cepa a
otra, como en el ejemplo siguiente:
Cepa Hfr
H
1
O thr pro lac pur gal his gly thi F
O thr thi gly his gal pur lac pro F
2
3
AB 312
O pro thr thi gly his gal pur lac F
O pur lac pro thr thi gly his gal F
O thi thr pro lac pur gal his gly F
Cada línea se puede considerar un mapa que muestra el orden de los alelos en el
cromosoma. A primera vista, parece ser una mezcla aleatoria de los genes. Sin
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embargo, cuando se invierten algunos de los mapas Hfr, la relación de las secuencias se
aclara.
H
(escrito al revés)
1
2
3
AB 312
(escrito al revés)
F thi gly his gal pur lac pro thr O
O
O
O
F
thr thi gly his gal pur lac
pro thr thi gly his gal pur
pur lac pro thr thi gly his
gly his gal pur lac pro thr
pro
lac
gal
thi
F
F
F
O
La relación de unas secuencias con otras se explica si cada mapa es el segmento de un
círculo. Éste fue el primer indicio de que los cromosomas bacterianos son circulares.
Además, Allan Campbell propuso una sorprendente hipótesis que daba explicación a los
diferentes mapas Hfr. Propuso que, si F es circular, la inserción debe ser un simple
entrecruzamiento entre F y el cromosoma bacteriano (Figura 5-13). Siendo éste el caso,
se podría generar cualquiera de los cromosomas Hfr lineales simplemente por la
inserción de F en el anillo en el lugar y orientación adecuados (Figura 5-14).
Varias hipótesis –posteriormente confirmadas– seguían la proposición de Campbell.
1. Un extremo del factor F integrado sería el origen, donde empieza la transferencia del
cromosoma Hfr. El término estaría en el otro extremo de F.
2. La orientación con la que se inserta F determinaría el orden de entrada de los alelos
donados. Si el círculo contiene los alelos A, B, C y D, la inserción entre A y D daría la
ordenación ABCD o DCBA, según la orientación. Se pueden comprobar las distintas
orientaciones de las inserciones en la Figura 5-14.
¿Cómo es posible que F se integre en diferentes posiciones? Si el DNA de F tuviera una
región homóloga a varias regiones del cromosoma bacteriano, cualquiera de estas
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regiones podría actuar como una región de apareamiento donde el apareamiento podría
estar seguido de un entrecruzamiento. Se sabe que estas regiones de homología
principalmente son segmentos de elementos transponibles denominadas secuencias de
inserción. Para una explicación completa de las secuencias de inserción, véase el
Capítulo 14.
Así, el factor de fertilidad existe en dos estados:
1. El estado plasmídico: como un elemento citoplasmático libre, F se transfiere
fácilmente a las receptoras F-.
2. El estado integrado: como una parte contigua del cromosoma circular, F se transmite
tan sólo al final de la conjugación.
El ciclo de conjugación de E. coli se resume en la Figura 5-15.
Cartografía de los cromosomas bacterianos
Cartografía cromosómica a gran escala utilizando el tiempo de entrada Wollman y
Jacob se dieron cuenta de que la construcción de mapas de ligamiento a partir de los
resultados de apareamiento interrumpido sería sencilla si se utilizaba como medida de
“distancia” el tiempo en el que los alelos donados aparecían primero tras el
apareamiento. Las unidades de distancia en este caso eran minutos. De este modo, si b+
empieza a entrar en la célula F- 10 minutos después de que a+ haya empezado a entrar,
entonces a+ y b+ están separados por 10 unidades. Al igual que los mapas eucariotas
basados en entrecruzamientos, originalmente estos mapas de ligamiento eran
construcciones puramente genéticas. En el momento en que se concibieron, no había
manera de examinar su base física.
Cartografía cromosómica a pequeña escala utilizando frecuencias de
recombinación El fragmento donado debe recombinar con el cromosoma receptor para
que un ex conjugante adquiera genes donados como características permanentes de su
genoma. Sin embargo, cabe notar que la cartografía por tiempo de entrada no está
basada en la frecuencia de recombinación. De hecho, las unidades son minutos, y no
FR. No obstante, se puede utilizar la frecuencia de recombinación en bacterias para un
tipo de cartografía a escala más fina, un método que vamos a ver a continuación.
Primero, es preciso comprender algunas características especiales del proceso de
recombinación en bacterias. Hay que recordar que la recombinación no ocurre entre dos
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genomas completos, como pasa en eucariotas; sino que ocurre entre un genoma
completo, el de F-, llamado endogenote, y uno incompleto, proveniente de la Hfr
donante y denominado exogenote. En ese momento, la célula tiene dos copias de un
segmento de DNA: una copia es parte del endogenote y la otra, del exogenote. Así, en
ese momento, la célula es un diploide parcial, llamado merocigoto. La genética
bacteriana es genética de merocigotos. Un simple entrecruzamiento en un merocigoto
rompería el anillo y no produciría recombinantes viables, tal y como se muestra en la
Figura 5-16. Para mantener el círculo intacto, debe haber un número par de
entrecruzamientos. Un número par de entrecruzamientos produce un cromosoma
circular intacto y un fragmento. Aunque tales sucesos de recombinación se representan
por sencillez como entrecruzamientos dobles, el mecanismo molecular real es algo
diferente, es más como una invasión del endogenote por una sección interna del
exogenote. El otro producto del “doble entrecruzamiento”, el fragmento, generalmente
se pierde en el crecimiento posterior de la célula. Además, sólo sobrevive uno de los
productos recíprocos de la recombinación. Por eso, otra característica distintiva de la
recombinación bacteriana es que hay que olvidarse de los productos de intercambio
recíprocos en la mayoría de casos.
Mensaje. La recombinación durante la conjugación proviene de un suceso similar a un
entrecruzamiento doble, que ocasiona recombinantes recíprocos de los cuales sólo
sobrevive uno.
Tras conocer esta propiedad, podemos examinar la cartografía por recombinación.
Supongamos que se quieren calcular las distancias cartográficas que separan a tres loci
cercanos: met, arg y leu. Se necesitan “trihíbridos”, ex conjugantes que han recibido los
tres marcadores donados, para examinar la recombinación de estos genes. Asumamos
que un
(pág. 193)
(pág. 194)
experimento de apareamiento interrumpido ha mostrado que el orden es met, arg, leu,
siendo met el primero en transferirse y leu, el último. Para obtener un trihíbrido, es
necesario el merocigoto representado aquí:
leu+
arg+
met+
Fragmento transferido del cromosoma Hfr
leu-
arg-
metCromosoma F-
Para obtener este merocigoto, antes se deben seleccionar ex conjugantes estables que
lleven el último alelo donado, que, en este caso, es leu+. ¿Por qué? Porque si se
selecciona el último
(pág. 194)
(pág. 195)
marcador, se sabe que esas células en algún momento también deben haber albergado
los marcadores anteriores –en concreto, arg+ y met+.
Ahora, el objetivo es contar las frecuencias de entrecruzamientos en diferentes
posiciones. Cabe notar que ahora se tiene una situación diferente de la del análisis de
conjugación interrumpida. En la cartografía por conjugación interrumpida, se mide el
tiempo de entrada de los loci individualmente; para ser heredados de manera estable,
cada marcador tiene que recombinar con el cromosoma receptor por un
entrecruzamiento doble que abarque el marcador. Sin embargo, en el análisis de la
frecuencia de recombinación, se han seleccionado los trihíbridos específicamente como
punto de partida, y ahora hay que considerar las diferentes combinaciones posibles de
los tres alelos donados que se pueden insertar por entrecruzamiento doble a distintos
intervalos. Se sabe que leu+ debe haber entrado y se debe haber insertado porque es el
que se selecciona, pero los recombinantes leu+ que se seleccionan pueden haber
incorporado o no los otros marcadores donados, en función de donde haya ocurrido el
entrecruzamiento doble. De ahí que el procedimiento sea seleccionar primero los ex
conjugantes leu+ y después aislar y examinar una gran muestra de estos ex conjugantes
para ver qué otros marcadores se han integrado. Vamos a ver un ejemplo. En el cruce
Hfr met+ arg+ leu+ strs × F- met- arg- leu- strr, se seleccionarían los recombinantes leu+
y se examinarían en busca de los alelos arg+ y met+, denominados marcadores no
seleccionados. La Figura 5-17 representa los tipos de sucesos de entrecruzamientos
dobles esperados. Un entrecruzamiento debe estar en el lado izquierdo del marcador leu
y el otro debe estar en el lado derecho. Asumamos que los ex conjugantes leu+ son de
los siguientes tipos y frecuencias:
leu+ arg- met- 4%
leu+ arg+ met- 9%
leu+ arg+ met+ 87%
En la Figura 5-17 se muestran los dobles entrecruzamientos que se necesitan para
producir estos genotipos. Los dos primeros tipos son clave porque requieren un
entrecruzamiento entre leu y arg en el primer caso; y entre arg y met, en el segundo. Por
lo tanto, las frecuencias relativas de estos tipos se corresponden con los tamaños de
estas dos regiones. Concluiríamos que la región leu-arg es de 4 unidades de mapa y que
la región arg-met es de 9 unidades de mapa.
En un cruce como el que se acaba de describir, un tipo de recombinantes potenciales,
con genotipo leu+arg- met+, requiere cuatro entrecruzamientos en lugar de dos (véase el
final de la Figura 5-17). Raramente se recuperan estos recombinantes, ya que su
frecuencia es muy baja comparada con la de los otros tipos de recombinantes.
Plásmidos F que llevan fragmentos genómicos
El factor F en las cepas Hfr generalmente es bastante estable en su posición insertada.
Sin embargo, ocasionalmente un factor F sale limpiamente del cromosoma por una
inversión del proceso de recombinación que lo había insertado en primer lugar. Las dos
regiones de apareamiento homólogas ambos lados se reaparean, y ocurre un
entrecruzamiento que libera el plásmido F. Sin embargo, a veces la salida no es limpia y
el plásmido se lleva una parte del cromosoma bacteriano. Un plásmido F que lleva DNA
genómico bacteriano se denomina un plásmido F’ (F prima).
La primera evidencia de este proceso viene de experimentos realizados por Edward
Adelberg y François Jacob en 1953. Una de sus observaciones clave fue de una Hfr en
la que el factor F se integró cerca del locus lac+. Tras empezar con esta cepa Hfr lac+,
Jacob y Adelberg encontraron un derivado F+ que, en los cruces, transfería el lac+ a
receptoras F- lac- con una frecuencia muy elevada. (Se podían detectar estos
transferentes sembrando en medio sin lactosa). El lac+ transferido no se incorpora en el
cromosoma principal de la receptora, que, como se sabe, conserva el alelo lac- porque
estos ex conjugantes F+ lac+ ocasionalmente generan células hermanas F- lac-, a una
frecuencia de 1 × 10-3. Así, el genotipo de estas receptoras parecía ser F’ lac+/F- lac-. En
otras palabras, los ex conjugantes lac+ parecían llevar un plásmido F’ con un trozo del
cromosoma donado incorporado. El origen de este plásmido F’
(pág. 195)
(pág. 196)
se muestra en la Figura 5-18. Cabe notar que la escisión defectuosa ocurre porque hay
otra región homóloga cercana que se aparea con la original. El F’ de nuestro ejemplo se
denomina F’ lac porque el trozo que se cogió del cromosoma del hospedador tiene el
gen lac. Se han encontrado factores F’ con muchos genes cromosómicos diferentes y se
han llamado de acuerdo con esos genes. Por ejemplo, los factores F’ que llevan gal o trp
se denominan F’ gal o F’ trp, respectivamente. Como las células F lac+/F- lac- tienen el
fenotipo Lac+, se sabe que lac+ es dominante sobre lac-.
Los diploides parciales hechos con cepas F’ son útiles para varios aspectos de la
genética bacteriana rutinaria, como el estudio de la dominancia o de la interacción
alélica. Algunas cepas F’ pueden llevar partes muy grandes (hasta un cuarto) de un
cromosoma bacteriano.
Mensaje. El DNA de un plásmido F’ es una parte factor F y otra parte genoma
bacteriano. Como los plásmidos F, los plásmidos F’ se transfieren rápidamente. Se
pueden utilizar para establecer diploides parciales para estudios de dominancia
bacteriana y interacción alélica.
Plásmidos R
En la década de los 40, se descubrió una propiedad alarmante de las bacterias patógenas
mediante estudios realizados en hospitales japoneses. La disentería bacteriana está
causada por bacterias
(pág. 196)
(pág. 197)
del género Shigella. Inicialmente, esta bacteria era sensible a un amplio conjunto de
antibióticos que se utilizaban para controlar la enfermedad. Sin embargo, en los
hospitales japoneses, se demostró que la Shigella aislada de pacientes con disentería era
resistente a muchos de estos fármacos simultáneamente, incluyendo la penicilina, la
tetraciclina, la sulfanilamida, la estreptomicina y el cloranfenicol. Esta resistencia a
múltiples fármacos se heredaba como un único paquete genético, y se podía transmitir
de manera infecciosa –no sólo a otras cepas sensibles de Shigella, sino a otras especies
bacterianas relacionadas. Este talento, que se parece a la movilidad del plásmido F de E.
coli, es extraordinariamente útil para las bacterias patógenas porque la resistencia se
puede extender rápidamente a través de una población. Sin embargo, sus implicaciones
para la ciencia médica son extremas ya que las enfermedades bacterianas se vuelven,
repentinamente, resistentes a los tratamientos de una amplia gama de fármacos.
Sin embargo, desde el punto de vista de los genetistas, el mecanismo ha resultado
interesante y es útil para la ingeniería genética. Los vectores que llevan estas
resistencias múltiples resultaron ser otro grupo de plásmidos llamados plásmidos R. Se
transfieren rápidamente en la conjugación celular, como el plásmido F en E. coli.
De hecho, los plásmidos R en Shigella resultaron ser tan sólo los primeros de muchos
elementos genéticos similares descubiertos. Todos existen en el estado de plásmido en
el citoplasma. Se ha encontrado que estos elementos llevan muchos tipos diferentes de
genes en las bacterias. La Tabla 5-2 muestra algunas de las características que los
plásmidos pueden portar. La Figura 5-19 muestra un ejemplo de un plásmido con un
gran recorrido que ha sido aislado de la industria lechera.
(pág. 197)
(pág. 198)
Algunos plásmidos diseñados derivados de los plásmidos R, como el pBR 322 y el pUC
(véase Capítulo 20), han llegado a ser los vectores preferidos para la clonación
molecular del DNA de todos los organismos. Los genes de un plásmido R que confieren
resistencia se pueden utilizar como marcadores para realizar el seguimiento del
movimiento de los vectores entre las células.
En los plásmidos R, los alelos para la resistencia a antibióticos a menudo se engloban en
una unidad denominada transposón (Figura 5-20). Los transposones son segmentos
únicos de DNA que se pueden desplazar a distintos sitios del genoma, un proceso
denominado transposición. (El mecanismo para la transposición, que ocurre en la
mayoría de especies estudiadas, se explicará en el Capítulo 14). Cuando un transposón
se mueve a una nueva posición del genoma, ocasionalmente puede incluir entre sus
extremos varios tipos de genes, incluyendo alelos de resistencia a fármacos, y llevarlos
como pasajeros a sus nuevas posiciones. A veces, un transposón lleva un alelo de
resistencia a fármacos a un plásmido, creando un plásmido R. Al igual que los
plásmidos F, muchos de los plásmidos R son conjugativos; en otras palabras, se
transmiten eficazmente a las células receptoras durante la conjugación. Incluso los
plásmidos R que no son conjugativos y que nunca dejan sus propias células, pueden
donar sus alelos R a un plásmido conjugativo por transposición. Por lo tanto, a través de
los plásmidos, los alelos de resistencia a antibióticos se pueden extender rápidamente en
una población de bacterias. Aunque la propagación de los plásmidos R es una estrategia
eficaz para la supervivencia de las bacterias, representa un grave problema para la
práctica médica, como ya se ha mencionado anteriormente, porque las poblaciones
bacterianas se vuelven resistentes rápidamente a cualquier nuevo fármaco antibiótico
que se invente y aplique a humanos.
5.3 Transformación bacteriana
Algunas bacterias pueden absorber fragmentos de DNA del medio externo, y tal
absorción constituye otra manera por la que las bacterias pueden intercambiar sus genes.
El origen del DNA puede ser otras células de la misma especie o células de otras
especies. En algunos casos, el DNA se ha liberado de células muertas; en otros casos,
células bacterianas vivas han secretado el DNA. El DNA absorbido se integra en el
cromosoma receptor. Si este DNA es de un genotipo distinto del genotipo del receptor,
el del receptor puede verse cambiado permanentemente, un proceso acertadamente
denominado transformación.
La transformación se descubrió en la bacteria Streptococcus pneumoniae en 1928 por
Frederick Griffith. Más tarde, en 1944, Oswald T. Avery, Colin M. MacLeod y
(pág. 198)
(pág. 199)
Maclyn McCarty demostraron que el “principio transformante” era DNA. Ambos
resultados son hitos en la elucidación de la naturaleza molecular de los genes.
Consideraremos este trabajo en más detalle en el Capítulo 7.
El DNA transformante se incorpora en el cromosoma bacteriano por un proceso análogo
a los sucesos de doble recombinación observados en los cruces Hfr × F-. Sin embargo,
cabe notar que, en la conjugación, el DNA se transfiere de una célula viva a otra a
través del contacto estrecho; mientras que, en la transformación, algunos trozos aislados
de DNA se absorben por una célula a través de la pared celular y de la membrana
plasmática. La Figura 5-21 muestra una manera de cómo puede ocurrir este proceso.
La transformación ha sido una herramienta práctica en varias áreas de la investigación
bacteriana, ya que se puede cambiar deliberadamente el genotipo de una cepa de una
forma muy específica al transformarla con un fragmento de DNA apropiado. Por
ejemplo, la transformación se utiliza ampliamente en la ingeniería genética. Más
recientemente, se ha encontrado que incluso las células eucariotas se pueden
transformar utilizando procedimientos similares, y esta técnica ha sido de inestimable
valor para la modificación de las células eucariotas.
Cartografía cromosómica utilizando la transformación
La transformación se puede utilizar para medir cuán estrechamente están ligados dos
genes en un cromosoma bacteriano. Cuando el DNA (el cromosoma bacteriano) se
extrae para los experimentos de transformación, es inevitable que se rompa en trozos
más pequeños. Si dos genes donados se encuentran muy cercanos en el cromosoma, hay
muchas posibilidades de que a veces estén en el mismo trozo de DNA transformante.
Por lo tanto, ambos serán absorbidos, causando una transformación doble. De manera
inversa, si los genes están ampliamente separados en el cromosoma, será más probable
que se transporten en segmentos transformantes separados. Posiblemente, un genoma
podría absorber ambos segmentos de manera independiente, creando un transformante
doble, pero este resultado no es probable. Por lo tanto, en los genes ampliamente
separados, la frecuencia de los transformantes dobles será igual al producto de las
frecuencias de los transformantes sencillos. Por eso, debería ser posible probar el
ligamiento estrecho a partir de la desviación de la regla del producto. En otras palabras,
si los genes están ligados, entonces la proporción de transformantes dobles será mayor
que el producto de las frecuencias de los transformantes sencillos.
Desafortunadamente, la situación es más compleja por varios factores –el más
importante es que no todas las células de una población de bacterias son competentes
para ser transformadas. No obstante, al final de este capítulo, podremos afinar nuestra
habilidad en el análisis de la transformación en uno de los problemas, el cual supone
que el 100% de las células receptoras son competentes.
Mensaje. Las bacterias pueden absorber fragmentos de DNA del medio que les rodea.
Dentro de la célula, estos fragmentos se pueden incorporar en el cromosoma.
5.4 Genética de los bacteriófagos
La palabra bacteriófago, que es un nombre para los virus bacterianos, significa “que
come bacterias”. Estos virus parasitan y matan las bacterias. Trabajos pioneros en la
genética de los bacteriófagos a mediados del siglo veinte constituyeron los fundamentos
de investigaciones más recientes en virus causantes de tumores y otros tipos de virus de
animales y plantas. De esta manera, los virus bacterianos han proporcionado un
importante sistema modelo.
Estos virus se pueden utilizar en dos tipos distintos de análisis genéticos. Por un lado, se
pueden cruzar dos genotipos de fago distintos para medir la recombinación y, por lo
tanto, cartografiar el genoma vírico. El cartografiado del genoma vírico por este método
es el tema de esta sección. Por otro lado, los bacteriófagos se pueden utilizar como una
forma de reunir conjuntamente los genes bacterianos para los estudios de ligamiento u
otros estudios genéticos. Estudiaremos el uso de los fagos en
(pág.199)
(pág. 200)
los estudios bacterianos en la Sección 5.5. Además, como veremos en el Capítulo 20,
los fagos se utilizan en la tecnología del DNA como transportadores, o vectores, de
DNA foráneo. Antes de poder comprender la genética de los fagos, se debe examinar su
ciclo de infección.
Infección de bacterias por fagos
La mayoría de las bacterias son susceptibles al ataque por los bacteriófagos. Un fago
está compuesto por un “cromosoma” de ácido nucleico (DNA o RNA) rodeado por una
cubierta de moléculas proteicas. Los tipos de fagos no se identifican por nombres de
especies, sino por símbolos –por ejemplo, el fago T4, el fago , y así sucesivamente.
Las Figuras 5-22 y 5-23 muestran la estructura del fago T4. Durante la infección, un
fago se une a una bacteria e inyecta su material genético en el citoplasma de la bacteria,
tal y como se esquematiza en la Figura 5-22. La Figura 5-24 muestra una micrografía
electrónica del proceso. Entonces, la información genética del fago controla la
maquinaria de la célula bacteriana parando la síntesis de los componentes bacterianos y
redireccionando la maquinaria sintética bacteriana para hacer componentes del fago.
Las cabezas del fago recién hechas se rellenan individualmente con las réplicas del
cromosoma del fago. Finalmente, se crean muchos descendientes de fagos y éstos se
liberan cuando la pared celular bacteriana se rompe. Este proceso de rotura se denomina
lisis. La población progenie del fago se denomina lisado fágico.
¿Cómo se puede estudiar la herencia de los fagos cuando son tan pequeños que sólo son
visibles bajo el microscopio electrónico? En este caso, no se puede producir una colonia
visible mediante la siembra, pero se puede producir una manifestación visible de un
fago aprovechando varios caracteres del fago.
Vamos a ver las consecuencias de un fago que infecta una única célula bacteriana. La
Figura 5-25 muestra la secuencia de sucesos en el ciclo infeccioso que lleva a la
liberación de la progenie de fagos de la célula lisada. Tras la lisis, la progenie de fagos
infecta las bacterias vecinas. Este ciclo se repite a través de rondas de replicación
progresivas, y, a medida que los ciclos se repiten, el número de células lisadas aumenta
exponencialmente. Al cabo de 15 horas después de que una única partícula fágica haya
infectado una única célula bacteriana, los
(pág. 200)
(pág. 201)
efectos son visibles a simple vista como una zona clara, o calva, en el cultivo confluente
opaco de bacterias que cubre la superficie de la placa de medio sólido (Figura 5-26).
Estas calvas pueden ser grandes o pequeñas, difusas o definidas, y así sucesivamente,
según el genotipo del fago. Así, la morfología de la calva es un carácter del fago que se
puede analizar en el nivel genético. Otro fenotipo del fago que se puede analizar
genéticamente es la dispersión de hospedador, ya que los fagos difieren en el espectro
de cepas bacterianas que pueden
(pág. 201)
(pág. 202)
infectar y lisar. Por ejemplo, una cepa específica de bacterias puede ser inmune al fago
1 pero susceptible al fago 2.
Cartografía de cromosomas de fago utilizando cruces entre fagos
Dos genotipos de fagos se pueden cruzar de la misma manera que se cruzan dos
organismos. El cruce entre fagos se puede ilustrar por un cruce de dos fagos T2 que
originalmente fue estudiado por Alfred Hershey. Los genotipos de las dos cepas
parentales en el cruce de Hershey eran h-r+ × h+r-. Los alelos corresponden a los
siguientes genotipos:
h- : puede infectar dos cepas distintas de E. coli (que podemos llamar cepas 1 y
2)
h+ : sólo puede infectar la cepa 1
r- : lisa las células rápidamente, produciendo, de ese modo, grandes calvas
r+ : lisa las células lentamente, produciendo calvas pequeñas
Para realizar el cruce, se infecta la cepa 1 de E. coli con los dos genotipos parentales del
fago T2. Este tipo de infección se denomina infección mixta o infección doble (Figura
5-27). Tras un periodo de incubación apropiado, el lisado fágico (la progenie de fagos)
se analiza extendiéndolo en un cultivo bacteriano confluente formado por una mezcla de
las cepas 1 y 2 de E. coli. Hay cuatro tipos de calvas distinguibles (Figura 5-28). Las
calvas grandes indican lisis rápida (r-), y las calvas pequeñas indican lisis lenta (r+). Las
calvas fágicas con el alelo h- infectarán los dos hospedadores, formando una calva clara;
mientras que las calvas fágicas con el alelo h+ solo infectarán un hospedador, formando
una calva turbia. Así, los cuatro genotipos se pueden clasificar fácilmente como parental
(h-r+ y h+r-) y recombinante (h+r+ y h-r-), y la frecuencia de recombinación se puede
calcular de la siguiente manera:
FR =
(h+r+) + (h-r-)
número de calvas
Si se asume que el cromosoma fágico recombinante es lineal, entonces los
entrecruzamientos sencillos producen productos recíprocos viables. Sin embargo, los
cruces entre fagos están asociados a algunas complicaciones analíticas. Primero, pueden
ocurrir varias rondas de intercambio dentro de un hospedador: un recombinante
producido poco después de la infección puede experimentar más recombinaciones en la
misma célula o en ciclos de infección posteriores. Segundo, la recombinación puede
ocurrir tanto entre fagos similares genéticamente como entre tipos distintos. Así, si nos
referimos a los genotipos parentales generales como P1 y P2, además de los cruces P1 ×
P1 y P2 × P2, también ocurre P1 × P2. Por estos dos motivos, los recombinantes de los
cruces entre fagos son una consecuencia de una población de sucesos en lugar de
sucesos de intercambio defenidos en un solo paso. No obstante, siendo todo lo demás
igual, el cálculo de FR representa un índice válido en los mapas de distancia de los
fagos.
Se pueden detectar sucesos de entrecruzamiento muy raros, porque se pueden utilizar
números de fagos astronómicamente grandes en los análisis de recombinación de fagos.
En la década de los 50, Seymour Benzer utilizó estos sucesos de entrecruzamiento raros
para cartografiar los sitios mutados dentro del gen rII del fago T4, un gen que controla
la lisis. Para los diferentes alelos mutados rII que surgen espontáneamente, el sitio
mutado generalmente está en diferentes posiciones dentro del gen. Por eso, cuando
(pág. 202)
(pág. 203)
se cruzan dos mutantes rII diferentes, pueden ocurrir unos pocos entrecruzamientos
raros entre los sitios mutados, produciendo recombinantes de tipo salvaje, tal y como se
muestra aquí:
gen rII
parental 1
parental 2
tipo salvaje
doble mutante
A medida que aumenta la distancia entre dos sitios mutados, tales sucesos de
entrecruzamiento son más probables. Así, la frecuencia de los recombinantes rII+ es una
medida de la distancia dentro del gen. (El producto recíproco es un doble mutante e
indistinguible de los parentales).
Benzer utilizó una aproximación ingeniosa para detectar los recombinantes rII+ muy
raros. Utilizó el hecho de que los mutantes rII no infecten una cepa de E. coli llamada
K. Por eso, hizo el cruce rII × rII en otra cepa y entonces sembró el lisado fágico en un
cultivo confluente de la cepa K. Sólo los recombinantes rII+ formarán calvas en este
cultivo. Esta manera de encontrar sucesos genéticos infrecuentes (en este caso, un
recombinante) es un sistema selectivo: sólo los sucesos raros deseados pueden producir
un cierto resultado visible. En contraste, un rastreo es un sistema en el que se escanean
visualmente grandes números de individuos para buscar la poco frecuente “aguja en el
pajar”.
Esta misma aproximación se puede utilizar para cartografiar sitios mutados dentro de
los genes de cualquier organismo del que se puedan obtener grandes números de células
y para los que se puedan distinguir los fenotipos salvaje y mutante. Sin embargo, este
tipo de
(pág. 203)
(pág. 204)
cartografiado intragénico ha sido sustituido en gran parte por el advenimiento de
métodos químicos de bajo coste para secuenciar el DNA que identifican las posiciones
de los sitios mutados directamente.
Mensaje. La recombinación entre los cromosomas de fagos se puede estudiar juntando
los cromosomas parentales en una célula hospedadora mediante la infección mixta. La
progenie de los fagos se puede examinar tanto en los genotipos parentales como en los
recombinantes.
5.5 Transducción
Algunos fagos son capaces de tomar genes bacterianos y llevarlos de una célula
bacteriana a otra: un proceso conocido como transducción. Así, la transducción se
suma a la batería de modos de transferencia de material genómico entre las bacterias –
junto a la transferencia del cromosoma Hfr, la transferencia del plásmido F’, y la
transformación.
Descubrimiento de la transducción
En 1951, Joshua Lederber y Norton Zinder estaban examinando la recombinación en la
bacteria Salmonella typhimurium utilizando las técnicas que habían tenido éxito con E.
coli. Los investigadores utilizaron dos cepas distintas: una era phe- trp- tyr-, y la otra era
met- his-. No nos preocuparemos de la naturaleza de estos alelos excepto que todos son
auxotróficos. Cuando cualquiera de las cepas se sembraba en medio mínimo, no se
observaban células de tipo salvaje. Sin embargo, tras mezclar las dos cepas, aparecían
protótrofos de tipo salvaje con una frecuencia de uno en 105. Hasta aquí, la situación era
similar a la de la recombinación de E. coli.
Sin embargo, en este caso, los investigadores también recuperaron recombinantes del
experimento del tubo con forma de U, en el que se impedía la conjugación con un filtro
que separaba los dos brazos. Supusieron que algún agente estaba llevando los genes de
una bacteria a otra. Variando el tamaño de los poros del filtro encontraron que el agente
responsable de la transferencia de genes era del mismo tamaño que un fago conocido de
Salmonella, llamado fago P22. Además, el agente filtrable y P22 eran idénticos en
cuanto a la sensibilidad al antisuero y a la inmunidad a las enzimas hidrolíticas. De este
modo, Lederber y Zinder habían descubierto un nuevo tipo de transferencia génica,
mediado por un virus. Fueron los primeros que llamaron transducción a este proceso.
Como una rareza en el ciclo lítico, a veces las partículas víricas toman genes bacterianos
y los transfieren cuando infectan otros hospedadores. La transducción se ha demostrado
posteriormente en muchas bacterias.
Para comprender el proceso de la transducción, es necesario distinguir dos tipos de
ciclos fágicos. Los fagos virulentos son aquellos que lisan y matan el hospedador
inmediatamente. Los fagos atemperados pueden permanecer en la célula hospedadora
durante un tiempo sin matarla. Su DNA se puede bien integrar en el cromosoma
hospedador para replicarse con él o replicarse por separado en el citoplasma, como un
plásmido. Un fago que se ha integrado en el genoma bacteriano se llama profago. Una
bacteria que alberga un fago quiescente se denomina lisogénica. Ocasionalmente, el
fago quiescente de una bacteria lisogénica se activa, se replica a sí mismo y causa la
lisis espontánea de su célula hospedadora. Un fago atemperado residente confiere
resistencia a la infección de otros fagos de ese tipo.
Hay dos tipos de transducción: generalizada o especializada. Los fagos con transducción
generalizada pueden llevar consigo cualquier parte del cromosoma bacteriano, mientras
que los fagos con transducción especializada sólo pueden llevar ciertas partes
específicas.
Mensaje. Los fagos virulentos no pueden llegar a ser profagos, pues siempre lisan una
célula inmediatamente después de entrar. Los fagos atemperados pueden existir dentro
de la célula bacteriana como profagos, permitiendo que sus hospedadores sobrevivan
como bacterias lisogénicas; también pueden producir la lisis bacteriana ocasional.
(pág. 204)
(pág. 205)
Transducción generalizada
¿Mediante qué mecanismos un fago puede llevar a cabo la transducción generalizada?
En 1965, H. Ikeda y J. Tomizawa arrojaron luz sobre esta pregunta en unos
experimentos con el fago P1 de E. coli. Encontraron que cuando una célula donante se
lisa por P1, el cromosoma bacteriano se fragmenta en pequeños trozos. Ocasionalmente,
las partículas fágicas recién formadas incorporan erróneamente un trozo del DNA
bacteriano en la cabeza del fago en lugar del DNA del fago. Este suceso es el origen del
fago transductor.
Un fago que lleva DNA bacteriano puede infectar otra célula. Entonces, este DNA
bacteriano puede incorporarse en el cromosoma de la célula receptora mediante
recombinación (Figura 5-29). Este tipo de transducción es necesariamente la de tipo
generalizado, ya que se pueden transducir los genes de cualquiera de las partes
fragmentadas del genoma hospedador.
Tanto el fago P1 como el P22 pertenecen a un grupo de fagos que presenta transducción
generalizada. El DNA de P22 se inserta en el cromosoma hospedador, mientras que el
DNA de P1 permanece libre, como un plásmido. Sin embargo, ambos transducen a
través del rellenado defectuoso de la cabeza.
La transducción generalizada se puede utilizar para obtener información del ligamiento
en bacterias cuando los genes están suficientemente juntos como para que un fago
pueda cogerlos y transducirlos en un único trozo de DNA. Por ejemplo, supongamos
que se quiere encontrar la distancia de ligamiento entre met y arg en E. coli. Se puede
hacer crecer el fago P1 en una cepa donante met+ arg+ y posteriormente permitir que los
fagos P1 provenientes del lisado de esta cepa infecten una cepa met- arg-. Primero, se
selecciona un alelo donado, por ejemplo, met+. Entonces, se mide el porcentaje de
colonias met+ que también son arg+. Las cepas que han transducido
(pág. 205)
(pág. 206)
met+ y arg+ se denominan cotransductantes. Cuanto mayor sea la frecuencia de
transducción, más cercanos deben estar los dos marcadores genéticos (lo opuesto a la
mayoría de medidas de cartografía). Los valores de ligamiento normalmente se expresan
como frecuencia de cotransducción (Figura 5-30).
Mediante el empleo de una extensión de esta aproximación, se puede estimar el tamaño
del trozo de cromosoma hospedador que un fago puede coger, como en el siguiente tipo
de experimento que utiliza el fago P1:
donante leu+ thr+ azir  receptora leu- thr- azis
En este experimento, el fago P1 que ha crecido en la cepa donante leu+ thr+ azir infecta
la cepa receptora leu- thr- azis. La estrategia consiste en seleccionar uno o más alelos
donados en el cromosoma receptor y entonces examinar estos transductantes en busca
de la presencia de los alelos no seleccionados. Los resultados se esquematizan en la
Tabla 5-3. El experimento 1 en la Tabla 5-3 nos dice que leu está relativamente cerca de
azi y distante de thr, dejando dos posibilidades:
thr
leu
azi
o
thr
azi
leu
El experimento 2 nos dice que leu está más cerca de thr que de azi, así que el mapa debe
ser
thr
leu
azi
Si se selecciona para thr+ y leu+ juntos en el fago transductante, como en el
experimento 3, vemos que el trozo de material genético transducido nunca incluye
(pág. 206)
(pág. 207)
el locus azi porque la cabeza del fago no puede llevar un fragmento de DNA tan grande.
P1 sólo puede cotransducir genes que estén separados menos de 1.5 minutos
aproximadamente, en el mapa cromosómico de E. coli.
Transducción especializada
Un transductor generalizado, como el fago P22, coge al azar fragmentos del DNA
hospedador roto. ¿Cómo son capaces otros fagos, que actúan como transductores
especializados, de llevar sólo ciertos genes hospedadores a las células receptoras? La
respuesta breve es que un transductor especializado se inserta en el cromosoma
bacteriano en una única posición. Cuando sale, se produce un bucle defectuoso (similar
al tipo que producen los plásmidos F’). Por lo tanto, sólo puede tomar y transducir los
genes que están cerca.
El prototipo de la transducción especializada fue proporcionado por trabajos
emprendidos por Joshua y Esther Lederberg en un fago atemperado de E. coli llamado
lambda (). El fago  ha llegado a ser el fago más intensamente estudiado y mejor
caracterizado.
Comportamiento del profago El fago  tiene efectos inusuales cuando se utilizan las
células lisogénicas con  en los cruces. En el cruce de una Hfr no infectada con una
receptora F- lisogénica (Hfr × F- ()), se recuperan fácilmente ex conjugantes Flisogénicos con genes Hfr. Sin embargo, en el cruce recíproco Hfr () × F-, los genes
tempranos del cromosoma Hfr se recuperan entre los ex conjugantes, pero los
recombinantes para los genes tardíos no se recuperan. Además, los ex conjugantes
lisogénicos casi nunca se recuperan de este cruce recíproco. ¿Cuál es la explicación?
Las observaciones tienen sentido si el profago  se está comportando como lo hace un
locus de un gen bacteriano (es decir, como parte del cromosoma bacteriano). Así, el
profago entraría en la célula F- según el tiempo específico que corresponde con su
posición en el cromosoma. Los genes tempranos se recuperan porque entran antes que el
profago. Los genes tardíos no se recuperan porque la lisis destruye la célula receptora.
De hecho, en los experimentos de apareamiento interrumpido, el profago  siempre
entra en la célula F- en un tiempo específico, íntimamente ligado al locus gal.
En un cruce Hfr () × F-, la entrada del profago  en la célula desencadena
inmediatamente el ciclo lítico; este proceso se denomina inducción cigótica (Figura 531). Sin embargo, en el cruce de dos células lisógenicas Hfr () × F- (), no hay
inducción cigótica. La presencia de cualquiera de los profagos impide que otro virus
infeccioso cause la lisis. El profago produce un factor citoplasmático que reprime la
multiplicación del virus. (El represor citoplasmático dirigido a fagos
(pág. 207)
(pág. 208)
explica muy bien la inmunidad de las bacterias lisogénicas, ya que un fago encontraría
inmediatamente un represor y sería inactivado).
Inserción de  Los experimentos de apareamiento interrumpido descritos hasta este
momento muestran que el profago  es parte del cromosoma bacteriano lisogénico.
¿Cómo se inserta el profago  en el genoma bacteriano? En 1962, Allan Campbell
propuso que el fago se inserta por entrecruzamiento sencillo entre el cromosoma
circular del fago  y el cromosoma circular de E. coli, como se muestra en la Figura 532. El punto de entrecruzamiento estaría en una posición específica de , el sitio de
fijación de , y el sitio de fijación del cromosoma bacteriano estaría situado entre los
genes gal y bio, ya que  se integra en esta posición del cromosoma de E. coli.
Un atractivo de la propuesta de Campbell es que a partir de ella surgen predicciones que
los genetistas pueden examinar. Por ejemplo, la integración del profago en el
cromosoma de E. coli debería incrementar la distancia genética entre los genes
bacterianos flanqueantes, tal y como se puede ver en la Figura 5-32 para gal y bio. De
hecho, los estudios muestran que la lisogenia incrementa las distancias del tiempo de
entrada o de la recombinación entre los genes bacterianos. Esta posición única de 
explica la transducción especializada.
Mecanismo de la transducción especializada
Como un profago,  siempre se inserta entra la región gal y la región bio del
cromosoma hospedador (Figura 5-33) y, como es de esperar, en los experimentos de
transducción,  sólo puede transducir los genes gal y bio.
¿Cómo se lleva  los genes vecinos? La explicación radica, de nuevo, en una inversión
imperfecta del mecanismo de inserción de Campbell, como el de la formación de F’. Un
sistema especializado de enzimas codificadas por el fago codifica el suceso de
recombinación entre las regiones específicas de  y del cromosoma bacteriano y utiliza
el sitio de fijación de  como sustrato. El sistema enzimático sólo permite que  se
integre en un punto específico entre gal y bio en el cromosoma (véase Figura 5-33a).
Además, durante la lisis, normalmente el profago  se escinde precisamente por el
punto correcto para producir un cromosoma circular de  normal, como se ve en la
Figura 5-33b(i). Muy raramente, la escisión puede ser anormal debido a la creación de
un bucle defectuoso. En este caso, el DNA del fago que forma el bucle puede coger un
gen cercano y dejar atrás algunos genes del fago, como se ve en la Figura 5-33(ii). El
genoma del fago resultante es defectivo a causa de los genes que ha dejado, pero
también ha ganado algún gen bacteriano, gal o bio. El DNA anormal que lleva genes
consigo se puede empaquetar en las cabezas de los fagos para producir partículas
fágicas que pueden infectar otras bacterias. Estos fagos se conocen como dgal (defectuoso gal) o dbio. En presencia de una segunda partícula fágica normal durante
una infección doble, el dgal se puede integrar en el cromosoma en el sito de fijación de
 (Figura 5-33c). De este modo, los genes gal se transducen en este caso al segundo
hospedador.
Mensaje. La transducción ocurre cuando los fagos recién formados adquieren genes del
hospedador y los transfieren a otras células bacterianas. La transducción generalizada
puede transferir cualquier gen hospedador. Ocurre cuando durante el empaquetamiento
del fago se incorpora accidentalmente DNA bacteriano en lugar de DNA del fago. La
transducción especializada es debida a la formación de un bucle defectuoso del profago
en el cromosoma bacteriano, así que el nuevo fago incluye tanto genes fágicos como
bacterianos. El fago transductor sólo puede transferir genes específicos del hospedador.
(pág. 208)
(pág. 209)
5.6 Comparación de mapas físicos y mapas de ligamiento
Algunos mapas cromosómicos muy detallados para bacterias se han obtenido
combinando las técnicas de cartografía de apareamiento interrumpido, cartografía por
recombinación, transformación y transducción. Hoy en día, los nuevos marcadores
genéticos se cartografían típicamente a partir de un primer segmento de unos 10 a 15
minutos de mapa utilizando el apareamiento interrumpido. Entonces, los marcadores
estrechamente ligados pueden cartografiarse en una escala más fina mediante el uso de
la cotransducción de P1 o de la recombinación.
Hacia 1963, el mapa de E. coli (Figura 5-34) ya detallaba las posiciones de
aproximadamente unos 100 genes. Tras 27 años de refinamiento adicional, el mapa de
1990 representaba las posiciones de más de 1400 genes. La figura 5-35 muestra una
sección de 5 minutos del mapa de 1990 (que se ajusta a una escala de 100 minutos). La
complejidad de estos mapas ilustra el poder y la sofisticación del análisis genético.
¿Cuán bien se corresponden estos mapas con la realidad física? En 1997, la secuencia
de DNA del genoma completo de E. coli de 4 632 221 pares de bases estaba completa,
permitiendo la comparación
(pág. 209)
(pág. 211)
de la posición exacta de los genes en el mapa genético con la posición de la secuencia
codificadora correspondiente en la secuencia de DNA lineal (el mapa físico). El mapa
completo se representa en la Figura 5-36. La Figura 5-37 hace una comparación de
ambos mapas para un segmento. Claramente, el mapa genético muestra una estrecha
concordancia con el mapa físico.
En el Capítulo 4 se consideraban algunas maneras en las que el mapa físico
(normalmente la secuencia genómica completa) puede ser útil para cartografiar nuevas
mutaciones. En las bacterias, la técnica de la mutagénesis insercional es otro modo de
dirigirse rápidamente a la posición de una mutación en un mapa físico conocido. La
técnica causa mutaciones a lo largo de la inserción aleatoria de los fragmentos de DNA
“foráneos”. Los insertos inactivan cualquier gen sobre el que caen, interrumpiendo la
unidad transcripcional. Los transposones son insertos particularmente útiles para este
propósito en varios organismos modelo, incluyendo las bacterias. Para cartografiar una
nueva mutación, el procedimiento es el siguiente: el DNA del transposón que lleva un
alelo de resistencia u otro marcador seleccionable se introduce por transformación en
los cromosomas receptores bacterianos que no tienen transposones activos. Los
transposones se insertan más o menos aleatoriamente, y cualquiera que caiga en medio
de un gen causa una mutación. Un subconjunto de todos los mutantes obtenidos tendrá
fenotipos relevantes para el proceso bacteriano bajo estudio, y estos fenotipos llegan a
ser el foco del análisis.
Lo bueno de insertar transposones es que, como se conoce su secuencia, se puede
localizar y secuenciar el gen mutado. Los cebadores para la replicación del DNA se
crean a partir de la correspondiente secuencia conocida del transposón (véase Capítulo
20). Estos cebadores se utilizan para iniciar un análisis de secuenciación fuera del
transposón, en el gen circundante. La corta secuencia obtenida se puede introducir en un
ordenador y compararla con la secuencia genómica completa. De este análisis se
obtienen la posición del gen y su secuencia completa. La función de un homólogo de
este gen puede que se haya deducido en otros organismos. Por lo tanto, se puede ver que
esta aproximación (como la introducida en el Capítulo 4) es otra forma de
(pág. 211)
(pág. 212)
unir el fenotipo mutante con la posición en el mapa y la función potencial. La Figura 538 resume esta aproximación.
Como un apunte para finalizar, es interesante que muchos de los experimentos
históricos que revelan la circularidad de los genomas bacterianos y plasmídicos
coincidieron con la publicación y la popularización de El señor de los anillos de J. R. R.
Tolkien. Por consiguiente, una revisión de la genética bacteriana en aquel momento
salió con la siguiente cita de la trilogía:
Un Anillo para gobernarlos a todos, Un Anillo para encontrarlos,
Un Anillo para atraerlos a todos y atarlos en las tinieblas.
Resumen
Los avances en la genética bacteriana y de fagos de los últimos 50 años han
proporcionado los fundamentos de la biología molecular y la clonación (discutidos en
capítulos posteriores). A principios de este periodo, se encontró que la transferencia
génica y la recombinación ocurrían entre diferentes cepas de bacterias. En las bacterias,
sin embargo, el material genético sólo se pasa en una dirección –por ejemplo, en
Escherichia coli, de una célula donante (F+ o Hfr) a una célula receptora (F-). La
capacidad donante viene determinada por la presencia en la célula de un factor de
fertilidad (F), un tipo de plásmido. En ocasiones, el factor F presente en estado libre en
las células F+ se puede integrar en el cromosoma de E. coli y formar una célula Hfr.
Cuando esto ocurre, un fragmento del cromosoma donante se puede transferir a una
célula receptora y posteriormente recombinar con el cromosoma receptor. Como el
factor F se puede insertar en diferentes lugares del cromosoma hospedador, los primeros
investigadores fueron capaces de reunir conjuntamente los fragmentos transferidos para
mostrar que el cromosoma de E. coli es un simple círculo, o anillo. La interrupción de la
transferencia en diferentes tiempos ha proporcionado a los genetistas un método no
convencional (apareamiento interrumpido) para construir mapas de ligamiento del único
cromosoma de E. coli y de otras bacterias similares, en los que la unidad de mapa es una
unidad de tiempo (minutos). En una extensión de esta técnica, la frecuencia de
recombinación entre los marcadores que se sabe que han entrado en la célula receptora
puede proporcionar una distancia de mapa a escala más fina.
Se pueden encontrar otros tipos de plásmidos además del F. Los plásmidos R llevan
alelos de resistencia a antibióticos, a menudo dentro de un elemento móvil llamado
transposón. La extensión rápida del plásmido causa una resistencia amplia en la
población a fármacos importantes médicamente. Derivados de estos plásmidos naturales
han llegado a ser importantes vectores de clonación, útiles para el aislamiento de genes
y el estudio de todo tipo de organismos.
Los rasgos genéticos también se pueden transferir de una célula bacteriana a otra en
forma de fragmentos de DNA tomados por la célula del ambiente extracelular. Este
proceso de transformación en las células bacterianas fue la primera demostración de que
el DNA es el material genético. Para que ocurra la transformación, el DNA debe ser
incorporado por una célula receptora y entonces debe ocurrir la recombinación entre el
cromosoma receptor y el DNA incorporado.
Las bacterias se pueden infectar por virus llamados bacteriófagos. En un método de
infección, el cromosoma del fago puede entrar en la célula bacteriana y, utilizando la
maquinaria metabólica bacteriana, producir una progenie de fagos que revienten la
bacteria hospedadora. Los nuevos fagos pueden infectar otras células. Si dos fagos de
distinto fenotipo infectan el mismo hospedador, puede ocurrir la recombinación entre
sus cromosomas.
En otro modo de infección, la lisogenia, el fago inyectado permanece latente en la célula
bacteriana. En muchos casos, este fago latente (el profago) se incorpora en el
cromosoma hospedador y se replica con él. Ya sea espontáneamente o con la
estimulación apropiada, el profago puede dejar su estado latente y lisar la célula
hospedadora bacteriana.
(pág. 212)
(pág. 213)
Un fago puede llevar genes bacterianos de una donante a una receptora. En la
transducción generalizada, un fragmento aleatorio del DNA hospedador se incorpora
solitariamente en la cabeza del fago durante la lisis. En la transducción especializada, la
escisión defectuosa del profago de un único locus cromosómico resulta en la inclusión
de genes hospedadores específicos así como de DNA del fago en la cabeza del fago.
Hoy en día se dispone, en muchas especies bacterianas, de un mapa físico en forma de
secuencia genómica completa. Con el uso de este mapa genómico físico, se puede
localizar de manera precisa la posición en el mapa de una mutación de interés. Primero,
se producen mutaciones adecuadas por la inserción de los transposones (mutagénesis
insercional). Entonces, se obtiene la secuencia de DNA que rodea el transposón
insertado y se busca su correspondencia con una secuencia en el mapa físico. Esta
técnica proporciona el locus, la secuencia y posiblemente la función del gen de interés.
Términos clave
apareamiento interrumpido (p. 189)
auxótrofo (p. 184)
bacteria lisogénica (p. 204)
bacteriófago (fago) (p. 182)
calva (p. 201)
clon celular (p. 184)
colonia (p. 184)
conjugación (p. 187)
cotransductante (p. 206)
donante (p. 187)
endogenote (p. 193)
ex conjugante (p. 189)
exogenote (p. 193)
F+ (donante) (p. 187)
F- (receptor) (p. 187)
factor de fertilidad (F) (p. 187)
fago (bacteriófago) (p. 182)
fago atemperado (p. 204)
fago virulento (p. 204)
Hfr (alta frecuencia de recombinación; del inglés, high frecuency of recombination) (p.
188)
inducción cigótica (p. 207)
infección doble (p. 202)
infección mixta (p. 202)
lisado (p. 200)
lisis (p. 200)
marcador genético (p. 184)
marcador no seleccionado (p. 195)
medio mínimo (p. 184)
merocigoto (p. 193)
mutagénesis insercional (p. 211)
mutante resistente (p. 184)
origen (O) (p. 190)
plásmido (p. 187)
plásmido F' (p. 195)
plásmido R (p. 197)
procariota (p. 182)
profago (p. 204)
protótrofo (p. 184)
rastreo (p. 203)
receptor (p. 187)
recombinación de fagos (p. 183)
replicación por círculo rodante (p. 187)
siembra (p. 184)
sistema selectivo (p. 203)
sitio de fijación (p. 208)
terminal (p. 191)
transducción (p. 204)
transducción especializada (p. 207)
transducción generalizada (p. 205)
transformación (p. 198)
transformación doble (p. 199)
virus (p. 182)
Problemas resueltos
Problema resuelto 1. Suponga que una célula fuera incapaz de llevar a cabo la
recombinación generalizada (rec-). ¿Cómo se comportaría esta célula como receptora en
la transducción generalizada y en la especializada? Primero, compare cada tipo de
transducción y, entonces, determine el efecto de la mutación rec- en la herencia de los
genes para cada proceso.
SOLUCIÓN
La transducción generalizada supone la incorporación de los fragmentos cromosómicos
en las cabezas de los fagos, que después infectan las cepas receptoras. Los fragmentos
cromosómicos se incorporan aleatoriamente en las cabezas de los fagos, así que
cualquier marcador del cromosoma hospedador se puede transducir a otra cepa por
transducción generalizada. Contrariamente, la transducción especializada supone la
integración del fago en un punto específico del cromosoma y la rara incorporación de
marcadores cromosómicos cerca del sitio de integración en el genoma del fago. Por eso,
sólo aquellos marcadores que estén cerca del sitio de integración específico del fago en
el cromosoma hospedador podrán ser transducidos.
Los marcadores se heredan por distintas rutas en la transducción generalizada y en la
especializada. Un fago que transduce de forma generalizada inyecta un fragmento del
cromosoma donante en el receptor. Este fragmento debe incorporarse en el cromosoma
receptor mediante recombinación, con el uso del sistema de recombinación del receptor.
Por tanto, un receptor rec- no será capaz de incorporar fragmentos de DNA y no podrá
heredar marcadores mediante transducción generalizada. Por otro lado, la principal ruta
de herencia de marcadores vía transducción especializada es por la integración de
(pág. 213)
(pág. 241)
las partículas transductantes especializadas en el cromosoma hospedador en el sitio de
integración específico del fago. Esta integración, que a veces requiere un fago de tipo
salvaje (ayudante) adicional, está mediada por el sistema enzimático específico del fago,
que es independiente de las enzimas de recombinación normales. Por lo tanto, un
receptor rec- puede heredar marcadores genéticos por transducción especializada.
Problema resuelto 2. En E. coli cuatro cepas Hfr dan los siguientes marcadores
genéticos, mostrados en el orden que se donan:
Cepa 1:
Cepa 2:
Cepa 3 :
Cepa 4 :
Q
A
B
B
W
X
N
Q
D
P
C
W
M
T
A
D
T
M
X
M
Todas estas cepas provienen de la misma cepa F+. ¿Cuál es el orden de estos marcadores
en el cromosoma circular de la F+ original?
SOLUCIÓN
Una aproximación de dos pasos funciona bien: (1) se determina el principio subyacente
y (2) se dibuja un diagrama. Aquí, el principio es claramente que cada cepa Hfr dona
marcadores genéticos desde un punto fijado en el cromosoma circular y que los
primeros marcadores son los que se donan con la frecuencia más alta. Como no se
donan todos los marcadores con cada Hfr, sólo los primero marcadores son donados por
cada Hfr. Cada cepa nos permite dibujar los siguientes círculos:
Cepa 1
Cepa 2
Cepa 3
Cepa 4
A partir de esta información, podemos consolidar cada círculo en un mapa de
ligamiento circular con el orden Q, W, D, M, T, P, X, A, C, N, B, Q.
Problema resuelto 3. En un cruce Hfr × F-, leu+ entra como el primer marcador, pero
se desconoce el orden de los otros marcadores. Si Hfr es de tipo salvaje y F- es
auxótrofa para cada marcador en cuestión, ¿cuál es el orden de los marcadores en un
cruce donde se seleccionan los recombinantes leu+ si el 27% son ile+, el 13% son mal+,
el 82% son thr+ y el 1% son trp+?
SOLUCIÓN
Recuerde que la rotura espontánea crea un gradiente natural de transferencia, haciendo
menos probable que un receptor reciba los marcadores más lejanos. Como hemos
seleccionado el primer marcador en el cruce, la frecuencia de recombinación es una
función del orden de entrada de cada marcador. Por lo tanto, podemos determinar
inmediatamente el orden de los marcadores genéticos simplemente si miramos el
porcentaje de recombinantes de cada marcador en los recombinantes leu+. Como la
herencia de thr+ es la mayor, thr+ debe ser el primer marcador en entrar tras leu. El
orden completo es leu, thr, ile, mal, trp.
Problema resuelto 4. Se realiza un cruce entre una Hfr que es met+ thi+ pur+ y una Fque es met- thi- pur-. Los estudios de apareamiento interrumpido muestran que met+
entra en el receptor el último, así que se seleccionan los recombinantes met+ en un
medio que contiene suplementos que sólo satisfacen las necesidades para pur y thi.
Estos recombinantes se examinan para la presencia de los alelos thi+ y pur+. Se
encuentran los siguientes números de individuos para cada genotipo:
met+ thi+ pur+
met+ thi+ purmet+ thi- pur+
met+ thi- pur-
280
0
6
52
a. ¿Por qué no se incluyó la metionina (Met) en el medio de selección?
b. ¿Cuál es el orden de los genes?
c. ¿Cuáles son las distancias de mapa en unidades de recombinación?
SOLUCIÓN
a. La metionina no se incluyó en el medio para permitir la selección de los
recombinantes met+, ya que met+ es el último marcador que entra en el receptor. La
selección de met+ garantiza que todos los loci que estamos considerando en el cruce ya
hayan entrado en cada recombinante que analizamos.
b. Aquí, un diagrama de los posibles órdenes de genes es útil. Como sabemos que met
entra el último en el cromosoma receptor, sólo hay dos posibles ordenaciones de genes
si el primer marcador entra por la derecha: met, thi, pur o met, pur, thi. ¿Cómo podemos
distinguir entre estas dos ordenaciones? Afortunadamente, una de las cuatro posibles
clases de recombinantes necesita dos entrecruzamientos adicionales. Cada orden posible
predice una clase diferente que surge por cuatro entrecruzamientos en lugar de dos. Por
ejemplo, si el orden fuera met, thi, pur, entonces los recombinantes met+ thi- pur+ serían
muy raros. Por otro lado, si el orden fuera met, pur, thi, entonces la clase de cuatro
entrecruzamientos sería met+ pur- thi+. A partir de la información dada en la tabla, la
clase met+ pur- thi+ es claramente la clase de cuatro entrecruzamientos y, por lo tanto, el
orden de genes correcto es met, pur, thi.
c. Refiérase al siguiente diagrama:
met+ 15.4 u.m.
pur+ 1.8 u.m.
thi+
Hfr
met
-
pur
-
thi
-
F(pág. 214)
(pág. 215)
Para calcular la distancia entre met y pur, calculamos el porcentaje de met+ pur- thi-, que
es 52/388 = 15.4 u.m. De forma similar, la distancia entre pur y thi es 6/338 = 1.8 u.m.
Problema resuelto 5. Compare el mecanismo de transferencia y herencia de los genes
lac+ en cruces con cepas lac+ Hfr, F+ y F’. ¿Cómo se comportaría una célula F- que no
se pudiera someter a recombinación homóloga normal (rec-) en cruces con cada una de
estas tres cepas? ¿Sería capaz la célula de heredar el gen lac+?
SOLUCIÓN
Cada una de estas tres cepas dona los genes por conjugación. En las cepas Hfr y F+, se
donan los genes lac+ del cromosoma hospedador. En la cepa Hfr, el factor F se integra
en el cromosoma de cada célula, así que los marcadores cromosómicos se pueden donar
de manera eficiente, particularmente si un marcador está cerca del sitio de integración
de F y se dona tempranamente. La población de células F+ contiene un pequeño
porcentaje de células Hfr, donde F se integra en el cromosoma. Estas células son las
responsables de la transferencia génica mostrada por los cultivos de células F+. En la
transferencia génica mediada por Hfr y F+, la herencia requiere la incorporación de los
fragmentos transferidos por recombinación (recuerde que se necesitan dos
entrecruzamientos) en el cromosoma F-. Por lo tanto, una cepa F- que no puede llevar a
cabo la recombinación no puede heredar los marcadores cromosómicos donados, aún
cuando se transfieran de cepas Hfr o de células Hfr en cepas F+. El fragmento no se
puede incorporar en el cromosoma por recombinación. Como estos fragmentos no
poseen la capacidad de replicarse en la célula F-, se diluyen rápidamente durante la
división celular.
A diferencia de las células Hfr, las células F’ transfieren los genes que van en el factor
F’, un proceso que no requiere la transferencia cromosómica. En este caso, los genes
lac+ están ligados al factor F’ y se transfieren con él a una frecuencia elevada. En la
célula F-, no se necesita la recombinación porque la cepa F’ lac+ puede replicarse y
mantenerse en la población de células F- en división. Por lo tanto, los genes lac+ se
heredan incluso en una cepa rec-.
Problemas
PROBLEMAS BÁSICOS
1. Describa el estado del factor F en una cepa Hfr, F+ y F-.
2. ¿Cómo un cultivo de células F+ transfiere los marcadores desde un cromosoma
hospedador a uno receptor?
3. Con respecto a la transferencia génica y a la integración de los genes transferidos en
el genoma receptor, compare
a. Los cruces de Hfr por conjugación y la transducción generalizada.
b. Los derivados de F’ como el F’ lac y la transducción especializada.
4. ¿Por qué la transducción generalizada es capaz de transferir cualquier gen, pero la
transducción especializada está restringida sólo a un pequeño conjunto?
5. Una genetista microbióloga aísla una nueva mutación en E. coli y desea cartografiar
su posición cromosómica. Utiliza los experimentos de apareamiento interrumpido
con cepas Hfr y los experimentos de transducción generalizada con el fago P1.
Explique por qué cada técnica, por si misma, es insuficiente para una cartografía
precisa.
6. En E. coli, cuatro cepas Hfr donan los siguientes marcadores mostrados en el orden
en que se donan:
Cepa 1:
Cepa 2:
Cepa 3:
Cepa 4:
M
L
A
Z
Z
A
L
M
X
N
B
U
W
C
R
R
C
W
U
B
Todas estas cepas provienen de la misma cepa F+. ¿Cuál es el orden de estos
marcadores en el cromosoma circular de la F+ original?
7. Se le dan dos cepas de E. coli. La cepa Hfr es arg+ ala+ glu+ pro+ leu+ Ts; la cepa Fes arg- ala- glu- pro- leu- Tr. Todos los marcadores son nutricionales excepto T, que
determina la sensibilidad o la resistencia al fago T1. El orden de entrada es el que se
da, siendo arg+ el primero que entra en el receptor, y Ts, el último. Encuentra que la
cepa F- muere cuando se expone a penicilina (pens), pero la cepa Hfr no muere
(penr). ¿Cómo localizaría el locus para pen en el cromosoma bacteriano con respecto
a arg, ala, glu, pro y leu? Formule su respuesta en pasos lógicos, bien explicados y
dibuje diagramas específicos cuando sea posible.
8. Se realiza un cruce entre dos cepas de E. coli: Hfr arg+ bio+ leu+ × F- arg- bio- leu-.
Los estudios de apareamiento interrumpido muestran que arg+ entra el último en el
receptor, así que se seleccionan los recombinantes arg+ en un medio que solo
contiene bio y leu. Estos recombinantes se examinan para la presencia de bio+ y
leu+. Se han obtenido los siguientes números de individuos para cada genotipo:
arg+ bio+ leu+
arg+ bio+ leu-
arg+ bio- leu+
arg+ bio- leu-
320
8
0
48
a. ¿Cuál es el orden de los genes?
b. ¿Cuáles son las distancias de mapa en porcentajes de recombinación?
9. Los mapas de ligamiento en una cepa bacteriana Hfr se calculan en unidades de
minutos (el número de minutos entre dos genes indica la cantidad de tiempo que le
lleva al segundo gen seguir al primero en la conjugación). Al realizar estos mapas,
los genetistas microbiólogos asumen que el cromosoma bacteriano se transfiere de
Hfr a F- a una
(pág. 215)
(pág.216)
tasa constante. Así, se asume que dos genes separados por 10 minutos cerca del
extremo de origen están separados por la misma distancia física que dos genes
separados por 10 minutos cerca del extremo de fijación de F-. Sugiera un
experimento crítico para comprobar la validez de este supuesto.
10. Una cepa Hfr particular normalmente transmite el marcador pro+ como el último en
la conjugación. En un cruce de esta cepa con una cepa F-, se recuperan algunos
recombinantes pro+ al principio del proceso de apareamiento. Cuando se mezclan
estas células pro+ con células F-, la mayoría de las células F- se convierten en
células pro+ que también llevan el factor F. Explique estos resultados.
11. Las cepas F’ en E. coli provienen de las cepas Hfr. En algunos casos, estas cepas F’
muestran una elevada tasa de reintegración en el cromosoma bacteriano de la
segunda cepa. Además, el sitio de integración a menudo es el sitio ocupado por el
factor sexual en la cepa Hfr original (antes de la producción de las cepas F’).
Explique estos resultados.
12. Usted tiene dos cepas de E. coli, F- strr ala- y Hfr strs ala+, donde el factor F se
inserta cerca de ala+. Idee un procedimiento de rastreo para detectar las cepas que
lleven F’ ala+.
13. Cinco cepas Hfr de A a E provienen de una única cepa F+ en E. coli. El siguiente
cuadro muestra los tiempos de entrada de los cinco primeros marcadores en una
cepa F- cuando se utiliza cada cepa en un experimento de conjugación interrumpida:
A
B
+
+
mal (1) ade (13)
strs (11) his+ (28)
ser+ (16) gal+ (38)
C
+
pro (3)
met+ (29)
xyl+ (32)
D
+
pro (10)
gal+ (16)
his+ (26)
E
+
his (7)
gal+ (17)
pro+ (23)
ade+ (36) pro+ (44)
his+ (51) met+ (70)
mal+ (37)
strs (47)
ade+ (41)
ser+ (61)
met+ (49)
xyl+ (52)
a. Dibuje un mapa de la cepa F+, indicando las posiciones de todos los genes y sus
distancias de separación en minutos.
b. Muestre el punto de inserción y la orientación del plásmido F en cada cepa Hfr.
c. Al utilizar cada una de estas cepas Hfr, diga qué alelo seleccionaría para obtener
la mayor proporción de ex conjugantes Hfr.
14. Las células de Streptococcus pneumoniae con genotipo strs mtl- se transforman con
DNA donado de genotipo strr mtl+ y (en un experimento separado) con una mezcla
de dos DNAs con genotipo strr mtl- y strs mtl+. La siguiente tabla muestra los
resultados.
DNA transformante
strr mtl+
strr mtl- + strs mtl+
Porcentaje de células transformadas en
strr mtlstrs mtl+
strr mtl+
4.3
0.40
0.17
2.8
0.85
0.0066
a. ¿Qué le dice la primera línea de la tabla? ¿Por qué?
b. ¿Qué le dice la segunda línea de la tabla? ¿Por qué?
15. Recuerde que, en el Capítulo 4, consideramos la posibilidad de que un suceso de
entrecruzamiento pudiera afectar la probabilidad de otro entrecruzamiento. En el
bacteriófago T4, el gen a está a 1.0 u.m. del gen b, que está a 0.2 u.m. del gen c. El
orden de los genes es a, b, c. En un experimento de recombinación, se recuperan
cinco entrecruzamientos dobles entre a y c de una progenie de 100 000 virus. ¿Es
correcto concluir que la interferencia es negativa? Explique su respuesta.
16. Usted ha infectado células de E. coli con dos cepas de virus T4. Una cepa es minute
(m), lisis rápida (r) y turbid (tu); la otra es de tipo salvaje para los tres marcadores.
Los productos de la lisis de esta infección se siembran y se clasifican. Las 10 342
calvas resultantes se distribuyen entre ocho genotipos, como sigue:
m r tu
+++
mr+
m + tu
3467
3729
853
162
m++
+ r tu
+r+
+ + tu
520
474
172
965
a. Determine las distancias de ligamiento entre m y r, entre r y tu, y entre m y tu.
b. ¿Qué orden de ligamiento sugeriría para los tres genes?
c. ¿Cuál es el coeficiente de coincidencia (véase Capítulo 4) en este cruce? ¿Qué
significa?
(El problema 16 está reimpreso con el permiso de Macmillan Publishing Co.,
Inc., de Monroe W. Strickberger, Genetics. Copyright 1968 por Monroe W.
Strickberger).
17. Mediante el uso de P22 como un fago de transducción generalizada crecido en una
bacteria donante pur+ pro+ his+, se infecta e incuba una cepa receptora con genotipo
pur- pro- his-. Después, los transductantes para pur+, pro+ e his+ se seleccionan
individualmente en los experimentos I, II y III, respectivamente.
a. ¿Qué medios se utilizan para estos experimentos de selección?
b. Los transductantes se examinan para la presencia de los marcadores donados no
seleccionados, con los siguientes resultados:
I
II
pro his
87%
pur his43%
pro+ his0%
pur+ his0%
pro- his+
10%
pur- his+
55%
pro+ his+
3%
pur+ his+
2%
¿Cuál es el orden de los genes bacterianos?
-
III
pur propur+ propur- pro+
pur+ pro+
-
21%
15%
60%
4%
c. ¿Qué dos genes están más cercanos?
d. Según el orden que ha propuesto en la parte c, explique las proporciones
relativas de los genotipos observados en el experimento II.
(pág. 216)
(pág. 217)
(El problema 17 es de D. Freifelder, Molecular Biology and Biochemistry.
Copyright 1978 por W. H. Freeman and Company, New York).
18. Aunque la mayoría de transductantes gal+ mediados por  son lisogénicos
inducibles, un pequeño porcentaje de estos transductantes, de hecho, no son
lisogénicos (es decir, no contienen el  integrado). Los experimentos control
muestran que estos transductantes no se producen por mutación. ¿Cuál es el posible
origen de estos tipos?
19. Se sabe que una cepa bacteriana ade+ arg+ cys+ his+ leu+ pro+ es lisogénica para un
fago descubierto recientemente, pero el sitio del profago no se conoce. El mapa
bacteriano es
La cepa lisogénica se utiliza como fuente del fago, y los fagos se añaden a una cepa
bacteriana con el genotipo ade- arg- cys- his- leu- pro-. Tras una corta incubación, se
siembran muestras de estas bacterias en seis medios distintos, con los suplementos
indicados en la siguiente tabla. La tabla también muestra si las colonias se
observaron en varios medios.
Medio
1
2
3
4
5
6
Nutriente suplementado en el medio
Ade Arg Cys His
Leu Pro
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
-
Presencia de colonias
N
N
C
N
C
N
(En esta tabla un signo más significa la presencia del nutriente suplementado, un
signo menos indica que el suplemento no está presente, N indica no colonias, y C
indica colonias presentes).
a. ¿Cuál es el proceso genético que actúa aquí?
b. ¿Cuál es el locus aproximado del profago?
20. En un sistema de transducción generalizada que utiliza el fago P1, el donante es
pur+ nad+ pdx+ y el receptor es pur- nad- pdx-. El alelo donado pur+ se selecciona
inicialmente tras la transducción, y posteriormente se puntúan 50 transductantes
pur+ para los otros alelos presentes. Aquí están los resultados:
Genotipo
nad+ pdx+
nad+ pdxnad- pdx+
nad- pdx-
a.
b.
c.
d.
Número de colonias
3
10
24
13
50
¿Cuál es la frecuencia de cotransducción para pur y nad?
¿Cuál es la frecuencia de cotransducción para pur y pdx?
¿Cuál de los loci no seleccionados está más cerca de pur?
¿nad y pdx están en el mismo lado o en lados opuestos de pur? Explíquelo.
(Dibuje los intercambios que son necesarios para producir las diferentes clases
de transformantes a partir de cada ordenación para ver cuál requiere el número
mínimo para producir los resultados obtenidos).
21. En un experimento de transducción generalizada, los fagos se recogen de una cepa
donante de E. coli con genotipo cys+ leu+ thr+ y se utilizan para transducir en una
receptor con genotipo cys- leu- thr-. Inicialmente, la población receptora tratada se
siembra en medio mínimo suplementado con leucina y treonina. Se obtienen muchas
colonias.
a. ¿Cuáles son los posibles genotipos de las colonias?
b. Se realizan réplicas de estas colonias en tres medios distintos: (1) mínimo más
treonina sólo, (2) mínimo más leucina sólo y (3) mínimo. ¿Qué genotipos
podrían, en teoría, crecer en estos tres medios?
c. De las colonias originales, se observa que el 56% crece en el medio 1, el 5% en
el medio 2 y ninguna en el medio 3. ¿Cuáles son los genotipos reales de las
colonias en los medios 1, 2 y 3?
d. Dibuje un mapa que muestre el orden de los tres genes y cuál de los dos genes
exteriores está más cerca del gen del medio.
22. Deduzca los genotipos de las siguientes cepas de E. coli de la 1 a la 4:
Mínimo
Mínimo más metionina
Mínimo más arginina
Mínimo más arginina y metionina
23. En un experimento de conjugación interrumpida en E. coli, el gen pro entra tras el
gen thi. Una Hfr pro+ thi+ se cruza con una cepa F- pro- thi-, y los ex conjugantes se
siembran en medio que contiene tiamina pero no prolina. Se observa un total de 360
colonias, y se aíslan y se cultivan en medio completamente suplementado. Estos
cultivos se examinan para su capacidad de crecer en medio que no contenga ni
prolina ni tiamina (medio mínimo), y se encuentra que 320 cultivos son capaces de
crecer, pero no el resto.
(pág. 217)
(pág. 218)
a. Deduzca los genotipos de los dos tipos de cultivos.
b. Dibuje los sucesos de entrecruzamiento requeridos para producir estos
genotipos.
c. Calcule la distancia entre los genes pro y thi en unidades de recombinación.
Problema 23 paso a paso
1. ¿Qué tipo de organismo es E. coli?
2. ¿Cómo es un cultivo de E. coli?
3. ¿En qué tipo de sustratos generalmente crece E. coli en su hábitat natural?
4. ¿Cuáles son las necesidades mínimas para que las células de E. coli se dividan?
5. Defina los términos protótrofo y auxótrofo.
6. ¿Qué cultivos en este experimento son prototróficos y cuáles son auxótroficos?
7. Dada algunas cepas de genotipo desconocido respecto a la tiamina y la prolina,
¿Cómo probaría cuáles son sus genotipos? De detalles precisos del experimento,
incluyendo el equipamiento.
8. ¿Qué tipo de compuestos químicos son la prolina y la tiamina? ¿Tiene mucha
importancia en este experimento?
9. Dibuje un diagrama que muestre el conjunto completo de manipulaciones
realizadas en este experimento.
10. ¿Por qué cree que se realizó el experimento?
11. ¿Cómo se estableció que pro entra después que thi? De los pasos precisos del
experimento.
12. ¿De qué manera difiere un experimento de apareamiento interrumpido del
experimento descrito en este problema?
13. ¿Qué es un ex conjugante? ¿Cómo cree que se obtuvieron los ex conjugantes?
(Puede incluir genes no descritos en este problema).
14. Cuando se dice que el gen pro entra después de thi, ¿quiere decir el alelo pro, el
alelo pro+, cualquiera, o ambos?
15. ¿Qué es un “medio completamente suplementado” en el contexto de esta
pregunta?
16. Algunos ex conjugantes no crecieron en medio mínimo. ¿En que medio
crecerían?
17. Diga los tipos de entrecruzamiento que participan en la recombinación Hfr × F-.
¿Cómo difieren estos entrecruzamientos de los de eucariotas?
18. ¿Qué es una unidad de recombinación en el contexto del presente análisis?
¿Cómo difieren de las unidades de mapa usadas en la genética de eucariotas?
24. Un experimento de transducción generalizada utiliza una cepa metE+ pyrD+ como
donante y metE- pyrD- como receptora. Se seleccionan los transductantes metE+ y se
examinan para el alelo pyrD+. Se obtienen los siguientes números:
metE+ pyrDmetE+ pyrD+
857
1
¿Estos resultados sugieren que estos loci están íntimamente ligados? ¿Qué otras
explicaciones hay para el único “doble”?
25. Se infectó una cepa argC- con un fago transductante y se utilizó el lisado para
transducir receptores metF- en un medio que contenía arginina pero no metionina.
Los transductantes metF+ se examinaron para la necesidad de arginina: la mayoría
era argC+ pero se encontró que un pequeño porcentaje era argC-. Dibuje diagramas
para mostrar el posible origen de las cepas argC+ y argC-.
PROBLEMAS PARA PENSAR
26. Cuatro cepas de E. coli con genotipo a+ b- se numeran 1, 2, 3 y 4. Cuatro cepas con
genotipo a- b+ se numeran 5, 6, 7 y 8. Se mezclan los dos genotipos en todas las
posibles combinaciones y (tras la incubación) se siembran para determinar la
frecuencia de los recombinantes a+ b+. Se obtienen los siguientes resultados, donde
M = muchos recombinantes, B = Bajo número de recombinantes, y 0 = no
recombinantes:
5
6
7
8
1
0
0
B
0
2
M
M
0
B
3
M
M
0
B
4
0
0
M
0
De acuerdo con estos resultados, asigne un tipo sexual (ya sea Hfr, F+ o F-) a cada
cepa.
27. Una cepa Hfr con genotipo a+ b+ c+ d- strs se aparea con una cepa hembra con
genotipo a- b- c- d+ strr. El cultivo se agita vigorosamente en distintos tiempos para
separar las parejas que se aparean. Posteriormente se siembran las células en agar de
los siguientes tres tipos, donde el nutriente A permite el crecimiento de las células a; el nutriente B, de las células b-; el nutriente C, de las células c-, y el nutriente D, de
las células d- (un signo más indica la presencia de estreptomicina o de un nutriente,
y un signo menos indica su ausencia).
Tipo de Agar
1
2
3
Str
+
+
+
A
+
+
B
+
+
-
C
+
+
D
+
+
+
a. ¿Qué genes donados se están seleccionando en cada tipo de agar?
b. La siguiente tabla muestra el número de colonias en cada tipo de agar para las
muestras tomadas en distintos tiempos tras la mezcla de las cepas. Utilice esta
información para determinar el orden de los genes a, b y c.
(pág. 218)
(pág. 219)
Tiempo de muestra
(minutos)
0
5
7,5
10
12,5
15
17,5
20
25
Número de colonias en agar del tipo
1
2
3
0
0
0
0
0
0
100
0
0
200
0
0
300
0
75
400
0
150
400
50
225
400
100
250
400
100
250
c. De cada una de las placas de 25 minutos, se cogen 100 colonias y se transfieren
a una placa de Petri que contiene agar con todos los nutrientes excepto D. Los
números de colonias que crecen en este medio son 89 para la muestra del agar
tipo 1, 51 para la muestra del agar tipo 2 y 8 para la muestra del agar tipo 3.
Utilizando estos datos, sitúe el gen d dentro de la secuencia a, b y c.
d. ¿En qué tiempo de muestra esperaría que aparecieran las primeras colonias en
agar con C y estreptomicina pero sin A ni B?
(El problema 27 es de D. Freifelder, Molecular Biology and Biochemistry.
Copyright 1978 por W. H. Freeman and Company).
28. En el cruce
Hfr aro+ arg+ eryr strs
×
F- aro- arg- erys strr
los marcadores se transfieren en el orden dado (aro+ entrando el primero), pero los
primeros tres genes están muy cercanos. Los ex conjugantes se siembran en un
medio que contiene Str (estreptomicina, para matar las células Hfr), Ery
(eritromicina), Arg (arginina) y Aro (aminoácidos aromáticos). Se obtienen los
siguientes resultados de 300 colonias aisladas de estas placas y examinadas para el
crecimiento en varios medios: en Ery solo, crecen 263 cepas; En Ery + Arg, crecen
264 cepas; en Ery + Aro, crecen 290 cepas; en Ery + Arg + Aro, crecen 300 cepas.
a. Prepare una lista de genotipos e indique el número de individuos de cada
genotipo.
b. Calcule las frecuencias de recombinación.
c. Calcule la proporción del tamaño de la región arg-a-aro respecto al tamaño de la
región ery-a-arg.
29. Se realiza un experimento de transformación con una cepa donante que es resistente
a cuatro fármacos: A, B, C y D. La receptora es sensible a los cuatro fármacos. La
población celular receptora considerada se divide y se siembra en medios que
contienen varias combinaciones de los fármacos. La siguiente tabla muestra los
resultados.
Fármaco
añadido
Número de
colonias
Fármaco
añadido
Número de
colonias
Ninguno
A
B
C
D
AB
AC
AD
10 000
1156
1148
1161
1139
46
640
942
BC
BD
CD
ABC
ABC
ACD
BCD
ABCD
51
49
786
30
42
630
36
30
a. Uno de los genes está obviamente bastante lejos de los otros tres, que parecen
estar estrechamente ligados. ¿Cuál es el gen distante?
b. ¿Cuál es el orden probable para los tres genes que están estrechamente ligados?
(El problema 29 es de Franklin Stahl, The Mechanics of Inheritance, 2nd ed.
Copyright 1969, Pretince Hall, Englewood Cliffs, N. J. Reimpreso con permiso).
30. Usted tiene dos cepas de  que pueden lisogenizar E. coli; sus mapas de ligamiento
son los siguientes:
Cepa X
Cepa Y
El segmento que se muestra en la parte inferior del cromosoma, designado 1-2-3, es
la región responsable del apareamiento y entrecruzamiento con el cromosoma de E.
coli. (Mantenga los marcadores en todos sus dibujos).
a. Esquematice la forma en que la cepa X de  se inserta en el cromosoma de E.
coli (de modo que se lisogeniza E. coli).
b. Las bacterias que son lisogénicas para la cepa X pueden ser superinfectadas
utilizando la cepa Y. Un determinado porcentaje de estas bacterias
superinfectadas llega a ser lisogénica “doble” (es decir, lisogénica para ambas
cepas). Esquematice cómo ocurrirá. (No se preocupe sobre cómo se detectan los
lisogénicos dobles).
c. Esquematice cómo los dos profagos  se pueden aparejar.
d. Se pueden recuperar los productos del entrecruzamiento entre los dos profagos.
Esquematice un suceso de entrecruzamiento y las consecuencias.
31. Usted tiene tres cepas de E. coli. La cepa A es F’ cys+ trp1/cys+ trp1 (es decir, tanto
F’ como el cromosoma llevan cys+ y trp1, un alelo que hace que se requiera
triptófano). La cepa B es F- cys- trp2 Z (esta cepa necesita cisteína para crecer y
lleva trp2, otro alelo que causa una necesidad de triptófano; la cepa B es lisogénica
para
(pág. 219)
(pág. 220)
el fago Z con transducción generalizada). La cepa C es F- cys+ trp1 (es un derivado
F- de la cepa A que ha perdido el F’). ¿Cómo determinaría si trp1 y trp2 son alelos
del mismo locus? (Describa los cruces y los resultados esperados).
32. Se utiliza un fago con transducción generalizada para transducir una cepa receptora
a- b- c- d- e- de E. coli con una donante a+ b+ c+ d+ e+. El cultivo receptor se siembra
en varios medios con los resultados que se muestran en la siguiente tabla. (Note que
a+ indica una necesidad del nutriente A, y así sucesivamente). ¿Qué puede concluir
sobre el ligamiento y el orden de los genes?
Compuestos añadidos
al medio mínimo
CDE
BDE
BCE
BCD
ADE
ACE
ACD
ABE
ABD
ABC
Presencia (+) o
ausencia (-) de colonias
+
+
+
-
33. En 1965, Jon Beckwith y Ethan Signer concibieron un método para obtener fagos
con transducción especializada que llevaran la región lac. Sabían que el sitio de
integración, llamado att80, para el fago atemperado Ф80 (un pariente del fago )
estaba cerca de tonB, un gen que confiere resistencia al fago virulento T1:
tonB
att80
Utilizaron un plásmido F’ lac+ que no podía replicar a temperaturas elevadas en una
cepa que llevaba una deleción de los genes lac. Forzando la célula a mantenerse lac+
a altas temperaturas, los investigadores pudieron seleccionar cepas en las que el
plásmido se había integrado en el cromosoma, permitiendo, de ese modo, que F’ lac
permaneciera a altas temperaturas. Mediante la combinación de esta selección con
una selección simultánea para la resistencia a la infección por el fago T1,
encontraron que los únicos supervivientes eran células en las que el F’ lac se había
integrado en el locus tonB, como se muestra aquí:
tonB
F’
lac
att80
Este resultado situó la región lac cerca del sitio de integración del fago Ф80.
Describa los pasos siguientes que los investigadores debieron seguir para aislar las
partículas con transducción especializada del fago Ф80 que llevaban la región lac.
34. E. coli de tipo salvaje ingiere y acumula un determinado colorante alimentario rojo,
que hace que las colonias sean de color rojo sangre. Se utilizó mutagénesis mediante
transposón y se sembraron las células en colorante alimentario. La mayoría de
colonias eran rojas, pero algunas colonias ingieren el colorante y eran blancas. En
una colonia blanca, se secuenció el DNA de alrededor del transposón insertado
mediante el uso de un cebador de la replicación del DNA idéntico a una parte del
extremo de la secuencia del transposón, y se encontró que la secuencia adyacente al
transposón correspondía a un gen de función desconocida llamado atoE, que iba
desde la posición 2.322 hasta la 2.324 Mb del mapa (numerado desde una posición
cero arbitraria). Proponga una función para atoE. ¿Qué proceso biológico se podría
investigar de esta forma y qué otros tipos de colonias blancas se esperarían?
PIES DE FIGURA
Figura inicial
Células bacterianas en división. (Dennis Kunkel Microscopy, Inc.).
Figura 5-1 Los frutos de la tecnología del DNA recombinante son una realidad por
la genética bacteriana
Los resultados espectaculares de la moderna tecnología del DNA, como la
secuenciación del genoma humano, fueron posibles debido a que la genética bacteriana
condujo a la invención de vectores de manipulación de DNA eficientes. (Science, vol.
291, nº 5507 (16 Febrero 2001), págs. 1145-1434. Imagen de Ann E. Cutting).
Figura 5-2 Intercambio de DNA bacteriano por varios procesos
El DNA bacteriano se puede transferir de una célula a otra célula de cuatro maneras:
conjugación con transferencia plasmídica, conjugación con transferencia parcial del
genoma, transformación y transducción.
Figura 5-3 Colonias bacterianas, cada una deriva de una única célula
Los fenotipos bacterianos se pueden determinar en sus colonias. Un stock de células
bacterianas puede crecer en medio líquido que contenga nutrientes, y posteriormente se
puede extender un pequeño número de células de la suspensión líquida en medio sólido
con agar. Cada célula formará una colonia. Todas las células de una colonia tienen el
mismo genotipo y fenotipo.
Figura 5-4 Distinción de lac+ y lac- utilizando una tinción roja
Las bacterias de tipo salvaje capaces de utilizar lactosa como fuente de energía (lac+) se
tiñen de rojo en presencia de este colorante indicador. Las células no teñidas son
mutantes incapaces de utilizar lactosa (lac-). (Jeffrey H. Miller).
Figura 5-5 La mezcla de genotipos bacterianos produce recombinantes
infrecuentes
Mediante el uso de este método, Lederberg y Tatum demostraron que es posible la
recombinación genética entre genotipos bacterianos. (a) El concepto básico: dos
cultivos autotróficos (A- y B-) se mezclan, produciendo protótrofos de tipo salvaje (WT;
del inglés Wild Type). (b) Las células del tipo A o del tipo B no pueden crecer en medio
no suplementado (mínimo) (MM), ya que tanto A como B llevan mutaciones que
causan la incapacidad de sintetizar constituyentes necesarios para el crecimiento celular.
Sin embargo, cuando se mezclan A y B durante unas horas y posteriormente se
siembran, aparecen unas cuantas colonias en la placa de agar. Estas colonias provienen
de células individuales en las que se ha intercambiado el material genético; por lo tanto,
son capaces de sintetizar todos los constituyentes requeridos en el metabolismo.
Figura 5-6 No se producen recombinantes sin contacto celular
Las cepas bacterianas auxotróficas A y B crecen a cada lado del tubo en U. El líquido
puede pasar entre los brazos al aplicar presión o succión, pero las células bacterianas no
pueden pasar a través del filtro. Tras la incubación y la siembra, no crecen colonias
recombinantes en el medio mínimo.
Figura 5-7 Las bacterias conjugan utilizando los pili
Una célula donante extiende una o más proyecciones, o pili, que hacen contacto con una
célula receptora y acerca ambas bacterias. (Dennis Kunkel Microscopy, Inc.)
Figura 5-8 Transferencia del plásmido F durante la conjugación
(a) Durante la conjugación, el pilus acerca dos bacterias. (b) Posteriormente, se forma
un puente (esencialmente un poro) entre las dos células. Se producen una copia de
cadena sencilla del DNA plasmídico en la célula donante y pasa a la bacteria receptora,
donde la cadena sencilla, actuando como molde, se convierte en una hélice de doble
cadena.
Figura 5-9 La integración del plásmido F crea una cepa Hfr
En una cepa F+, el plásmido F libre se integra, ocasionalmente, en el cromosoma de E.
coli, creando una cepa Hfr.
Figura 5-10 El DNA donado se transfiere como una cadena sencilla
Las fotografías muestran una visualización de la transferencia del DNA de cadena
sencilla en las células de E. coli mientras conjugan, con el uso de anticuerpos
fluorescentes especiales. Las cepas parentales Hfr (A) son negras con el DNA rojo. El
rojo es de la unión de un anticuerpo a una proteína normalmente unida al DNA. Las
células receptoras F- (B) son verdes debido a la presencia de un gen que codifica una
proteína de medusa que es verde fluorescente, y, como no son mutantes para un
determinado gen, su proteína de DNA no se une al anticuerpo. Cuando el DNA de
cadena sencilla entra en la receptora, se promueve la unión atípica de esta proteína, que
es amarilla fluorescente en ese fondo. La parte C muestra las Hfr (sin cambios) y los ex
conjugantes (células que se han sometido a la conjugación) con el DNA transferido
amarillo. Se observan unas pocas células F- que no han apareado. (De M. Kohiyama, S.
Hiraga, I. Matic y M. Radman, “Bacterial Sex: Playing Voyeurs 50 Years Later”,
Science 301, 2003, p. 803, Fig. 1).
Figura 5-11 Los entrecruzamientos integran partes de los fragmentos donados
transferidos
Tras la conjugación, los entrecruzamientos son necesarios para integrar los genes del
fragmento donado en el cromosoma receptor y, además, para que sean una parte estable
de su genoma.
Figura 5-12 El seguimiento temporal de la entrada de marcadores genera un mapa
cromosómico
En este experimento de conjugación con apareamiento interrumpido, las células Fresistentes a estreptomicina con mutaciones en azi, ton, lac y gal se incuban durante
distintos tiempos con células Hfr que son sensibles a estreptomicina y llevan los alelos
de tipo salvaje para esos genes. (a) Un gráfico de la frecuencia de los alelos donados en
los ex conjugantes como función del tiempo tras el apareamiento. (b) Una vista
esquemática de la transferencia de los marcadores (mostrados en distintos colores) con
el paso del tiempo. ((a) de E. L. Wollman, F. Jacob y W. Hayes, Cold Spring Hargor
Symp. Quant. Biol. 21, 1956, 141).
Figura 5-13 Un entrecruzamiento sencillo inserta F en un locus específico, que
posteriormente determina el orden de la transferencia génica
La inserción de F crea una célula Hfr. Los hipotéticos marcadores 1 y 2 se muestran en
F para representar la dirección de la inserción. El origen (O) es el punto de movilización
donde ocurre la inserción en el cromosoma de E. coli; la región de apareamiento es
homóloga a una región del cromosoma de E. coli; de a a d son genes representativos del
cromosoma de E. coli. Las regiones de apareamiento (tramadas) son idénticas en el
plásmido y el cromosoma. Provienen de elementos móviles llamados secuencias de
inserción (véase Capítulo 14). En este ejemplo, la célula Hfr creada por la inserción de
F transferiría sus genes en el orden a, d, c, b.
Figura 5-14 El sitio de integración de F determina el orden de la transferencia
génica en las HFRs
Cada una de las cinco cepas Hfr de E. coli tiene distinto punto de inserción y
orientación del plásmido F. Todas las cepas tienen el mismo orden de genes en el
cromosoma de E. coli. La orientación del factor F determina qué gen entra primero en el
receptor. El gen más cercano al término entra el último.
Figura 5-15 Dos posibles tipos de transferencia de DNA durante la conjugación
La conjugación puede ocurrir por transferencia parcial de un cromosoma que contenga
el factor F o por transferencia de un plásmido F que permanezca como una entidad
separada.
Figura 5-16 Un entrecruzamiento sencillo no puede producir un recombinante
viable
Un entrecruzamiento sencillo entre el exogenote y el endogenote en un merocigoto
produciría un cromosoma lineal, parcialmente diploide, que no sobreviviría.
Figura 5-17 Generación de varios recombinantes por entrecruzamiento en
diferentes regiones
El diagrama muestra cómo se pueden cartografiar los genes por recombinación en E.
coli. En los ex conjugantes, se seleccionan los merocigotos que llevan el marcador leu+,
que se dona al final. Los primeros marcadores (arg+ y met+) pueden estar insertados o
no, según el sitio donde haya ocurrido la recombinación entre el fragmento Hfr y el
cromosoma F-. Las frecuencias de los sucesos esquematizados en a y b se utilizan para
obtener los tamaños relativos de las regiones leu-arg y arg-met. Note que, en cada caso,
sólo el DNA insertado en el cromosoma F- sobrevive; el otro fragmento se pierde.
Figura 5-18 La formación de un bucle defectuoso produce F’, un plásmido F que
contiene DNA cromosómico
Un factor F puede tomar DNA cromosómico conforme sale del cromosoma. (a) F se
inserta en un elemento repetitivo identificado como IS1 (secuencia de inserción 1; del
inglés, Insertion Sequence 1) entre los alelos ton y lac+ de en una cepa Hfr. (b) El factor
F insertado. (c) “Formación del bucle” anormal por entrecruzamiento con un elemento
distinto, IS2, para incluir el locus lac. (d) La partícula F’ lac+ resultante. (e) Un diploide
parcial F’ lac+/F- lac- producido por la transferencia de la partícula F’ lac+ a un receptor
F- lac-. (De G. S. Stent y R. Calendar, Molecular Genetics, 2nd ed. Copyright 1978 por
W. H. Freeman and Company).
Figura 5-19 Plásmido con segmentos de muchos hospedadores bacterianos previos
El diagrama muestra los orígenes de los genes del plásmido pK214 de Lactococcus
lactis. Los genes proceden de muchas bacterias distintas. (Datos de la Tabla 1 en V.
Perreten, F. Schwarz, L. Cresta, M. Boeglin, G. Dasen y M. Teuber, Nature 389, 1997,
801-802).
Figura 5-20 Plásmido R con genes de resistencia llevados en un transposón
Un transposón como el Tn5 puede adquirir varios genes de resistencia a fármacos (en
este caso, los de resistencia a los fármacos kanamicina y neomicina) y transmitirlos
rápidamente en un plásmido, llevando a la transferencia infecciosa de los genes de
resistencia como un paquete. La secuencia de inserción 50 (IS50) flanquea TN5.
Figura 5-21 Mecanismo de absorción de DNA por bacterias
Una bacteria realizando la transformación (a) toma DNA libre de una célula bacteriana
muerta. Mientras los complejos de unión a DNA de la superficie bacteriana toman el
DNA (detalle aumentado), las enzimas rompen una cadena en nucleótidos y un derivado
de la otra cadena puede integrarse en el cromosoma bacteriano (b). (De R. V. Miller,
“Bacterial Gene Swapping in Nature”. Copyright 1998 por Scientific American, Inc.
Todos los derechos reservados).
Figura 5-22 Estructura y función del fago T4
Un fago infeccioso inyecta el DNA a través de la estructura del núcleo en la célula.
(Izquierda) El bacteriofago T4 se muestra como un fago libre y después en el proceso
de infectar una célula de E. coli. (Derecha) Los componentes estructurales principales
de T4. (De R. S. Edgar y R. H. Epstein, “The Genetics of a Bacterial Virus”. Copyright
1965 por Scientific American, Inc. Todos los derechos reservados).
Figura 5-23 Micrografía electrónica del fago T4
El aumento del fago T4 de E. coli revela detalles de la cabeza, cola y fibras de la cola.
(Fotografía de Jack D. Griffith).
Figura 5-24 Micrografía electrónica de una infección de fagos
Los bacteriofagos se muestran en varios estados del proceso de infección, que incluye la
adsorción y la inyección del DNA. (Dr. L. Caro/Science Photo Library, Photo
Researchers).
Figura 5-25 Ciclo de un fago que lisa las células hospedadoras
La infección por un único fago redirecciona la maquinaria celular hacia la producción
de progenie de fagos, que se liberan en la lisis. (De J. Darnell, H. Lodish y D.
Baltimore, Molecullar Cell Biology. Copyright 1986 por W. H. Freeman and
Company).
Figura 5-26 Una calva es un área clara donde todas las bacterias se han lisado por
fagos
Mediante la repetición de infección y producción de progenie de fagos, un único fago
produce un área clara, o calva, en el cultivo confluente opaco de células bacterianas.
(Barbara Morris, Novagen).
Figura 5-27 Cruce de fagos realizado por infección doble de la célula hospedadora
con fagos parentales
Figura 5-28 Calvas de progenie de fagos recombinantes y parentales
Estos fenotipos de calva fueron producidos por la progenie del cruce h- r+ × h+r-. Se
pueden diferenciar cuatro fenotipos de calva, representando los dos tipos parentales y
los dos recombinantes. (De G. S. Stent, Molecular Biology of Bacterial Viruses.
Copyright 1963 por W. H. Freeman and Company).
Figura 5-29 Transducción generalizada por incorporación aleatoria de DNA
bacteriano en las cabezas de los fagos
Un fago recién formado puede coger DNA del cromosoma de su célula hospedadora
(arriba) e inyectarlo en una nueva célula (abajo derecha). El DNA inyectado puede
insertarse en el nuevo cromosoma hospedador por recombinación (abajo izquierda). En
realidad, sólo una minoría muy pequeña de la progenie de fagos (1 en 10 000) lleva
genes donados.
Figura 5-30 A partir de las altas frecuencias de cotransducción se puede inferir el
ligamiento estrecho
El diagrama muestra el mapa genético de la región purB-a-cysB de E. coli determinado
por la cotransducción con P1. Los números dados son los promedios en porcentaje para
las frecuencias de cotransducción obtenidas en varios experimentos. Los valores en
paréntesis se consideran poco fiables. (De J. R. Guest, Mol. Gen. Genet. 105, 1969,
285).
Figura 5-31 La transferencia del profago  durante la conjugación puede provocar
la lisis
Un profago  se puede transferir a un receptor durante la conjugación, pero el profago
provoca la lisis, un proceso llamado inducción cigótica, sólo si el receptor no tiene ya
un profago –es decir, en el caso que se muestra en la parte a pero no en la parte b.
Figura 5-32 El fago  se inserta por entrecruzamiento en el sitio específico
La recombinación recíproca ocurre entre el sitio de fijación específico en el DNA
circular de  y una región específica llamada el sitio de fijación en el cromosoma de E.
coli entre los genes gal y bio.
Figura 5-33 La formación de un bucle defectuoso produce fagos  que contienen
DNA bacteriano
El diagrama muestra como se produce la transducción especializada en el fago . (a) Un
entrecruzamiento en el sitio de fijación especializado produce una bacteria lisogénica.
(b) La bacteria lisogénica puede producir  normales (i) o, raramente, dgal (ii), una
partícula transductante que contiene el gen gal. (c) Los transductantes gal+ se pueden
producir por (i) la coincorporación de dgal y  (actuando como ayudante) o (ii)
entrecruzamientos que flanquean el gen gal, un suceso poco común. Las cajas dobles
azules son el sitio de fijación bacteriano, la cajas dobles moradas son el sitio de fijación
de , y los pares de cajas azul y morada son sitios de integración híbridos, que
provienen parcialmente de E. coli y parcialmente de .
Figura 5-34 Mapa del genoma de E. coli obtenido genéticamente
El mapa genético de 1963 de los genes de E. coli con mutantes fenotípicos. Las
unidades son minutos, basado en experimentos de apareamiento interrumpido y de
recombinación. Los asteriscos se refieren a posiciones del mapa que no son tan precisas
como otras posiciones. (De G. S. Stent, Molecular Biology of Bacterial Viruses.
Copyright 1963 por W. H. Freeman and Company).
Figura 5-35 Parte del mapa físico del genoma de E. coli, obtenido por
secuenciación
Un dibujo a escala lineal de una sección de 5 minutos del mapa de ligamiento de 1990
de E. coli de 100 minutos. Los paréntesis y asteriscos indican marcadores para los que
se desconocía la posición exacta en el momento de publicación. Las flechas sobre los
genes y grupos de genes indican la dirección de la transcripción. (De B. J. Bachmann,
“Linkage Map of Escherichia coli K-12, Edition 8”, Microbiol. Rev. 54, 1990, 130197).
Figura 5-36 Mapa físico del genoma de E. coli
Este mapa se obtuvo de la secuenciación del DNA y representando las posiciones de los
genes. Clave de los componentes desde el exterior hasta el interior:
 Se marcan el origen y término de la replicación del DNA.
 Las dos escalas están en pares de bases de DNA y en minutos.
 Los histogramas en naranja y amarillo muestran la distribución de los genes en
las dos cadenas de DNA.
 Las flechas representan los genes para el rRNA (rojo) y el tRNA (verde).
 La “explosión estelar” central es un histograma de cada gen con líneas cuya
longitud reflejan el nivel predicho de transcripción.
(F. R. Blattner et al., “The Complete Genome Sequence of Escherichia coli K-12”,
Science 277, 1997, 1453-1462. Imagen cortesía de Dr. Guy Plunkett III).
Figura 5-37 Las proporciones de los mapas genéticos y físicos son similares pero no
idénticas
Un alineamiento de los mapas genéticos y físicos. (a) Marcadores en el mapa genético
de 1990 en la región cerca de 60 y 61 minutos. (b) La posición exacta de cada gen,
basada en la secuencia completa del genoma de E. coli. (No se ha nombrado cada gen
en este mapa, por simplicidad). Las cajas alargadas son genes y genes putativos. Cada
color representa un tipo distinto de función. Por ejemplo, el rojo indica funciones
regulatorias, y el azul oscuro indica funciones de replicación, recombinación y
reparación del DNA. Las líneas entre los mapas en las partes a y b conectan el mismo
gen en cada mapa. (F. R. Blattner et al., “The Complete Genome Sequence of
Escherichia coli K-12”, Science, vol. 277 September 5, 1997, pp. 1453-1462. Imagen
cortesía de Dr. Guy Plunkett III).
Figura 5-38 La mutagénesis por transposón se puede utilizar para cartografiar una
mutación en la secuencia genómica
La inserción de un transposón inserta una mutación en un gen de posición y función
desconocida. El segmento que sigue al transposón se replica, se secuencia y se se le
busca su concordancia con un segmento de la secuencia completa del genoma.
Parcheados de las figuras
Figura 5-2 Intercambio de DNA bacteriano por varios procesos
1. Transformación
2. Transferencia parcial del genoma por absorción del DNA
3. Conjugación
4. Transferencia plasmídica durante la conjugación
5. Plásmidos
6. Genoma
7. Virus
8. Conjugación
9. Transferencia parcial del genoma durante la conjugación
10. Transducción
11. Transferencia como parte del genoma vírico
Figura 5-3 Colonias bacterianas, cada una deriva de una única célula
1. Suspensión de células bacterianas
2. Extensión de la suspensión en una placa de Petri con gel de agar
3. Incubación de 1 a 3 días
4. Placa de Petri con gel de agarosa
5. Células individuales (no visibles a simple vista)
6. Colonias visibles (cada una un clon de la célula individual correspondiente)
Figura 5-5 La mezcla de genotipos bacterianos produce recombinantes
infrecuentes
1. Mezcla
2. Alguna progenie
3. Mezcla
4. Lavado de células
5. Siembra ~108 células
6. No colonias
7. Colonias prototróficas
8. No colonias
Figura 5-6 No se producen recombinantes sin contacto celular
1. Tapón de algodón poroso
2. Presión o succión
3. Cepa A
4. Cepa B
5. Filtro fino
Figura 5-8 Transferencia del plásmido F durante la conjugación
1. Donante F+
2. Plásmido
3. Cromosoma bacteriano
4. Pilus
5. Receptor FFigura 5-9 La integración del plásmido F crea una cepa Hfr
1. F integrado
Figura 5-11 Los entrecruzamientos integran partes de los fragmentos donados
transferidos
1. www. ANIMATED ART Conjugación y recombinación bacteriana
2. Transferencia de la copia de DNA de cadena sencilla
3. Ex conjugante
4. Fragmento transferido convertido en doble hélice
5. Recombinante
6. Perdido
7. Un doble entrecruzamiento inserta el DNA donado
Figura 5-12 El seguimiento temporal de la entrada de marcadores genera un mapa
cromosómico
1. Frecuencia (%) de caracteres genéticos Hfr entre los ex conjugantes strr
2. Tiempo (minutos)
3. Factor F
4. Origen
Figura 5-13 Un entrecruzamiento sencillo inserta F en un locus específico, que
posteriormente determina el orden de la transferencia génica
1. Regiones homólogas donde puede ocurrir el emparejamiento
2. Cromosoma de E. coli
3. Último en transferir
4. Dirección de transferencia
5. Primero en transferir
Figura 5-14 El sitio de integración de F determina el orden de la transferencia
génica en las HFRs
1. Factor de fertilidad
2. Origen (primero en entrar)
3. Término (último en entrar)
Figura 5-15 Dos posibles tipos de transferencia de DNA durante la conjugación
1. Transferencia cromosómica
2. Transferencia plasmídica
3. Inserción del factor F
4. Conjugación y transferencia el factor F
5. Conjugación y transferencia cromosómica
6. Recombinación
7. No recombinación
Figura 5-16 Un entrecruzamiento sencillo no puede producir un recombinante
viable
1. No viable
Figura 5-17 Generación de varios recombinantes por entrecruzamiento en
diferentes regiones
1. www.ANIMATED ART Conjugación bacteriana y cartografiado por
recombinación
2. (1) Inserción del último marcador sólo
3.
4.
5.
6.
7.
Fragmento Hfr
Cromosoma F(b) Inserción del último marcador y un marcador anterior
(c) Inserción de todos los marcadores
(d) Inserción del primer y el último marcador, pero no del marcador del
medio
Figura 5-18 La formación de un bucle defectuoso produce F’, un plásmido F que
contiene DNA cromosómico
1. (a) Inserción
2. Factor F integrado
3. Cromosoma Hfr
4. (c) Escisión
5. (e) Diploide parcial F’lac+/lacFigura 5-19 Plásmido con segmentos de muchos hospedadores bacterianos previos
1. Plásmido pk214
Figura 5-20 Plásmido R con genes de resistencia llevados en un transposón
1. Plásmido conjugativo
2. Transposón Tn5
Figura 5-21 Mecanismo de absorción de DNA por bacterias
1. DNA libre
2. Complejo de unión al DNA
3. Pared celular
4. Nucleótido
5. Membrana citoplasmática
6. DNA libre de una bacteria muerta
7. Enzima de degradación del DNA
8. Cromosoma
9. Bacteria transformada
10. DNA transferido
Figura 5-22 Estructura y función del fago T4
1. Fago libre
2. Fago infectando
3. DNA inyectado
4. Pared celular
5. Componentes del fago T4
6. Cabeza
7. Cuello y collar
8. Núcleo
9. Vaina
10. Placa basal
11. Fibras
Figura 5-25 Ciclo de un fago que lisa las células hospedadoras
1. Célula no infectada
2. Adsorción del fago a la célula hospedadora
3. Entrada del ácido nucleico del fago
4. Proteínas del fago sintetizadas y material genético replicado; cromosoma
hospedador degradado
5. Proteína del fago
6. Cromosoma hospedador degradado
7. Ácido nucleico del fago
8. Ensamblaje de los fagos en la célula hospedadora
9. Lisis de la célula hospedadora
10. Fagos libres
11. Ciclo lítico
Figura 5-26 Una calva es un área clara donde todas las bacterias se han lisado por
fagos
1. Áreas claras, o calvas
Figura 5-27 Cruce de fagos realizado por infección doble de la célula hospedadora
con fagos parentales
1. E. coli cepa 1
Figura 5-29 Transducción generalizada por incorporación aleatoria de DNA
bacteriano en las cabezas de los fagos
1. Bacteria donante
2. Fagos que llevan los genes donados
3. Bacteria receptora
4. Bacteria transducida
Figura 5-31 La transferencia del profago  durante la conjugación puede provocar
la lisis
1. No inmune
2. Lisis (inducción cigótica)
3. Inmune
4. No lisis
Figura 5-32 El fago  se inserta por entrecruzamiento en el sitio específico
1. Fago 
2. Sitio de fijación
3. Cromosoma de E. coli
4. Enzimas de integración
5.  integrado en el cromosoma de E. coli
6. Cromosoma de E. coli
Figura 5-33 La formación de un bucle defectuoso produce fagos  que contienen
DNA bacteriano
1. (a) Producción de lisogenia
2. Sitios de fijación
3. (b) Producción del lisado inicial
4. (i) Bucle normal
5. (ii) Bucle anormal poco común
6. Mezcla
7. (c) Transducción mediante el lisado inicial
8.  ayudante
9. (i) Transductantes lisogénicos
10. (ii) Transductantes producidos por recombinación
Figura 5-36 Mapa físico del genoma de E. coli
1. Replicón 1
2. Fin
3. Replicón 2
4. Origen
5. E. coli
K-12 MG1655
4 639 221 pb
Figura 5-38 La mutagénesis por transposón se puede utilizar para cartografiar una
mutación en la secuencia genómica
1. Célula de tipo salvaje
2. Transposón
3. Fenotipo mutante inducido por la inserción del transposón
4. Síntesis cebador
5. Identificación del gen completo a partir de la secuencia genómica
TABLAS
Tabla 5-1 Algunos símbolos genotípicos utilizados en la genética bacteriana
Símbolo Carácter o fenotipo asociado con el símbolo
bioNecesita biotina añadida como suplemento al medio mínimo
argNecesita arginina añadida como suplemento al medio mínimo
met
Necesita metionina añadida como suplemento al medio mínimo
lacNo puede utilizar lactosa como fuente de carbono
gal
No puede utilizar galactosa como fuente de carbono
r
str
Resistente al antibiótico estreptomicina
strs
Sensible al antibiótico estreptomicina
Tabla 5-2 Determinantes genéticos llevados por plásmidos
Característica
Ejemplos de plásmidos
Fertilidad
F, R1, Col
Producción de bacteriocinas
Col E1
Resistencia a metales pesados R6
Producción de enterotoxina
Ent
Metabolismo del alcanfor
Cam
Tumorigénico en plantas
T1 (en Agrobacterium tumefaciens)
Tabla 5-3 Marcadores acompañantes en la transducción específica de P1
Experimento
Marcador seleccionado
Marcador no seleccionado
1
leu+
50% son azir; 2% son thr+
2
thr+
3% son leu+; 0% son azir
+
+
3
leu y thr
0% son azir
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