B - Universidad del Bío-Bío

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FACULTAD DE CIENCIAS
POSTÍTULO EN CIENCIAS NATURALES Y EXACTAS
Abril de 2005
TEMA: REPRODUCCIÓN ANIMAL
GAMETOGÉNESIS ANIMAL Y FORMACIÓN DEL CIGOTO
por
Enrique Zamorano - Ponce, D.Sc.
GENETOX
Departamento de Ciencias Básicas
Facultad de Ciencias
Universidad del Bío-Bío
[email protected]
Una de las principales características de los seres vivos es la de autoreproducirse y
con ello cumple el cometido biológico de traspasar su genoma (herencia) a la
descendencia. Según avanza la edad de cualquier organismo, las capacidades de
metabolismo, crecimiento e irritabilidad se ven menguadas en su eficiencia y se vuelven
insuficientes para mantener la compleja organización ante la fuerza avasalladora del
ataque de depredadores, la acción de parásitos, las épocas de hambre, del
envejecimiento que llevan finalmente a la muerte del individuo. Sin embargo un hecho por
todos conocido es que la especie sobrevive por un periodo de tiempo mayor que el
periodo de vida de cualquiera de los individuos que la integran. Esto se logra mediante la
producción de nuevos individuos por parte de los individuos de mayor edad antes de que
estos mueran.
Es decir, el equilibrio en la densidad de cualquier población natural resulta de un
balance entre dos variables, cuales son: % de nacimientos en la población v/s % de
muertes en la misma. De esta forma, un equilibrio entre estos dos parámetros determina
la densidad de los individuos (células u organismos) en la población.
En los seres vivos se pueden encontrar dos formas distintas de producir
descendientes. Uno de estos modos es la Reproducción Sexual, es decir, la
reproducción de nuevos individuos, en los cuales se recombina la información genética de
los progenitores que generalmente son distintos y que involucra la participación de células
especialmente diferenciadas para llevar a cabo esta función que en la mayoría de los
organismos son los gametos. El otro modo de reproducción se caracteriza porque en él
participa solamente un progenitor y se denomina Reproducción Asexual.
2
1.
REPRODUCCIÓN ASEXUAL: En este tipo de reproducción la cría se genera sin la
necesidad de unir dos gametos. Es un tipo de reproducción muy común en
microorganismos, así como en algunas plantas y animales. El resultado de este tipo de
reproducción es que los descendientes reciben una copia exacta de la información
genética del progenitor y puede tomar lugar en una variedad de formas que incluyen:
1A.
Fisión Binaria:
Muy común en bacterias y protozoos reproductivamente muy primitivos (Fig 1 A y
B). En este modo de duplicación celular, la bacteria duplica su ADN localizado en el
nucleoide, ribosomas, enzimas, en fin todos sus componentes celulares del citosol. Tras
hacerlo, en la zona mediana del cuerpo de la bacteria se inicia la síntesis de nueva
membrana así como nueva pared celular dejando separadas las dos moléculas recién
duplicadas de ADN. Posterior a ello la célula se separa en dos mitades en razón de
minutos. La mayoría de las bacterias realizan este proceso cada 20 minutos si cuentan
con todos los nutrientes necesarios para su crecimiento. Más adelante se dan detalles
acerca de este tipo de división (ver fig 6A)
Nucleoide
Septum
Pared
Celular
(A)
(B)
Fig 1. (A) Esquema de fisión binaria en bacterias (B) Bacilus subitilis en proceso de fisión
binaria
3
1b. Gemación :
Mecanismo de reproducción típico de varios seres unicelulares y
algunos pluricelulares como la Hydra. (Fig. 2).
(A)
(B)
Fig 2. (A) Plan corporal en Hydra (B) Detalle de la organización tisular en Hydra
En estos organismos la cabeza está dividida en dos partes: el hipostoma (la boca)
en el ápice del individuo y bajo esta zona un anillo de tentáculos. La pared del cuerpo
consiste de dos capas de células epiteliales; el ectorderma y el endoderma. Ambas capas
se encuentran separadas por la mesoglia. Cada capa es sólo una hilera de células que
constituyen líneas celulares. Todos los otros tipos celulares se localizan en los intersticios
entre las células epiteliales de ambas capas y son parte de las líneas de células
intersticiales. Las células epiteliales de ambas capas epiteliales presentes en el cuerpo de
la Hydra se encuentran en permanentes ciclo celulares proliferativos, cada ciclo dura
aproximadamente 3-4 días de tal manera que un individuo puede duplicar su masa en ese
período. Estas divisiones permanentes establecen un desplazamiento de células en dos
direcciones a partir del centro del cuerpo de Hydra: el tejido que se encuentra en la parte
superior de la columna se desplaza hacia la cabeza, pasando a formar parte de los
tentáculos y eventualmente desprendidas. El tejido de la parte inferior de la columna se
desplaza hacia el pie y también se pierden por desprendimiento (flechas, figura 2A).
De esta forma existen tres líneas celulares independientes, cuales son: las células
ectodérmicas epiteliales, las células endodérmicas epiteliales y las células intersiticiales.
Esas líneas celulares una vez predeterminadas durante la embriogénesis ya no pueden
intercambiarse en el pólipo. La línea de células intersticiales está hecha de células
4
troncales totipotenciales1, y como se decía están distribuidas entre el ectodermo y el
endodermo de todo el cuerpo del individuo De acuerdo a su estado de diferenciación esas
células pueden ser clasificadas en diferentes grupos: primero, células troncales no
diferenciadas totipotenciales, las cuales por mitosis se renovarán a sí mismas y se
diferenciarán para la producción de linajes celulares distintos. Estas células precursoras
intersticiales, detenidas en G2 irán hacia unos pasos finales de diferenciación y
originarán: células secretoras, células neuronales, los cuatros tipos de nematocitos (que
se describen en el párrafo siguiente) y gametos.
Hydra posee cuatro tipos de nematocitos en sus tentáculos. El primer tipo pose
proyecciones que atrapan la presa y la consumen. El segundo tipo es más pequeño en
tamaño y posee un corto y delgado filamento que se arrolla y sostiene a la presa. El tercer
tipo posee un objeto pegajoso en su extremo que es usado en la locomoción, asegurando
la fijación de la Hydra después de un desplazamiento dentro de su hábitat. El cuarto tipo
de nematocito posee espinas que protegen a la Hydra del ataque de otros depredadores.
En Hydra la gemación se inicia con la evaginación de las dos capas celulares en
una posición baja del cuerpo del ejemplar y que varía de especie en especie. En Hydra
vulgaris, la gemación normalmente toma lugar en la posición 2/3 distante del ápice del
animal. Otto en el año 1977 distinguió 10 pasos en el proceso de gemación incluida la
dierenciación del pie. Se verifica una diferenciación de células intersticiales en células
neuronales y paralelamente se reclutan células epiteliales. Durante el primer día se
reclutan al menos entre 800 a 5000 células epiteliales a partir de ambas capas del cuerpo
del organismo. Este proceso induce la formación de una evaginación en el cuerpo del
individuo. Los neuroblastos migran entonces dentro de la evaginación donde se
diferencian en células nerviosas. El proceso morfogenético prosigue hasta que la yema
indiferenciada alcanza las características de un organismo diferenciado, que se suelta del
cuerpo del progenitor, se fija al sustrato e inicia la vida como un individuo adulto con las
mismas características y capacidades de quien le dio origen.
1c.Regeneración:
El proceso de regeneración se constata en una variedad de especies animales y de
acuerdo a su contexto biológico, esos procesos se clasifican ya sea como regeneración
de tejidos o regeneración de apéndices o partes del cuerpo. El primer proceso, no
requiere formación de novo de nuevas estructuras y no se considerará en esta revisión;
en contraste, el segundo tipo de regeneración descansa en procesos morfogenéticos y
puede ser considerado como desarrollo, incluso aunque tome lugar en organismos
adultos. Hydra representa un ejemplo notable de organismo que puede regenerar cabeza
o pie en caso de que éstos por alguna causa se pierdan. La figura 3 pone de manifiesto
las distintas capacidades de regeneración de Hydra.
1
Totipotencialidad es la capacidad para formar un individuo completo
5
Fig. 3
Capacidad de regeneración en Hydra. A: Regeneración de la extremidad perdida tras
disección en mitades. B: Regeneración tanto de la cabeza como del pie después del aislamiento de
un fragmento del cuerpo. C: Regeneración de las extremidades así como del cuerpo tras el
aislamiento de una mitad axial del organismo. D: regeneración del animal completo a partir de una
pequeña pieza aislada del cuerpo del organismo.
Si el ejemplar es disectado en cualquier parte por encima de 7/8 del cuerpo, la
mitad inferior del cuerpo generará un pie en su extremo basal (3A). Es también posible
aislar una pieza del cuerpo la cual originará cabeza en su extremo apical y pie en su
extremo basal (3B y Fig. 4). Puede aislarse un fragmento del cuerpo del organismo que
represente la mitad axial del eje mayor del cuerpo del mismo y se observará que este
cilindro genera cabeza y pie y da lugar a un individuo normal dentro de unos días.
Finalmente, Hydra posee la notable capacidad de generar un ejemplar adulto a partir de
un agregado de células. En este caso el fragmento aislado de disgrega y las células se
reagrupan formando una estructura esférica a partir de uno de cuyos polos emerge la
cabeza y del otro el pie hasta devenir en un organismo adulto. (3D).
Fig. 4. Experimento en Hydra en que se ha seguido un patrón de regeneración del tipo B de la fig.3.
6
En algunos estudios se ha relevado la importancia del tamaño del fragmento y se
ha estipulado que todo aquel fragmento que represente alrededor de un 5% del cuerpo
de Hydra, regenerará un ejemplar completo. Además, se sabe que la capacidad de
regeneración se encuentra localizada en aquellas regiones en que se encuentran las
células troncales que se hallan en ciclo celular proliferativo. Un pie aislado, no regenerará
una cabeza y viceversa, esto es, una cabeza aislada no regenerará un pie, de la misma
forma un tentáculo aislado simplemente se desintegrará con el tiempo.
1d. Esporulación:
Un amplio espectro de bacterias usan células especializadas diferenciadas como
método de defensa relacionado con la privación de nutrientes y la supervivencia en
condiciones extremas. Algunas de esas células especializadas se denominan esporas,
como aquellas que desarrollan especies de actionomicetes o mixobacterias. Las
endosporas son las representantes más conocidas de esas células y las que sobreviven
por mayor cantidad de tiempo. La endospora se forma por un mecanismo inusual que
implica una división asimétrica, seguido por el englobamiento de una célula más pequeña
conocida como pre-espora. (Fig 5)
Fig 5. El ciclo de esporulación en Bacillus subtilis (tomado de Errington , 2003 ).
7
El éxito en la formación de la endospora radica en un comportamiento sumamente
altruista de la célula madre, la cual emplea todos sus recursos para proveer a la preespora de elementos; particularmente capas protectoras, aumentando así las
posibilidades de supervivencia de la espora madura. Las esporas pueden sobrevivir en
condiciones absolutamente letales para otras células tales como: alta temperatura
(pueden vivir después de tratamientos a 100ºC), radiación ionizante, solventes químicos,
detergentes y enzimas lipofílicas. Pueden permanecer por largos períodos de tiempo.
Cano y Borucki en un trabajo publicado en la revista Science del año 1995, dan cuenta de
la reactivación de esporas cuya edad podría datarse entre 25 a 40 millones de años. A su
vez, Vreeland y colaboradores en la revista Nature del año 2000, notician el aislamiento
de bacterias halotolerantes a partir de unos cristales primarios de sal cuya data es de 250
millones de años.
El mejor estímulo para la esporulación es la privación nutricional. También es
importante que la densidad de la población sea elevada. En todo caso, la célula cuenta
con un complejo y sofisticado mecanismo de decisión que monitorea una serie de
parámetros internos y externos. Uno de los componentes más prominentes de ese
sistema de decisión, lo constituye el regulador transcripcional llamado SpoOA. Diversos
experimentos han identificado a muchos genes (más del 10% de todos los genes de
B.subtilis)
directamente o indirectamente bajo el control de SpoOA. La síntesis de
SpoOA es controlada transcripcionalmente y la actividad de la proteína es regulada por
fosforilación. La transferencia de fosfato a SpoOA se regula por una compleja red de
interacciones. Existen varias quinasas (KinaA, KinB, Kin C, Kin D y Kin E) cada una de
las cuales responde probablemente a diferentes estímulos. La otra llave en el inicio de la
esporulación es el FACTOR SIGMA H, que interactúa con el core de la ARN polimerasa
y lo induce a iniciar la transcripción de al menos 49 promotores que controlan a 87 o más
genes. Las vías regulatorias de H y SpoOA están íntimamente conectados y solapan en
algunas vías que no están totalmente dilucidadas.
Habiendo tomado la decisión de iniciar la esporulación el primer evento es la
división asimétrica de la célula. Esto es una versión modificada del proceso de división
celular y una de las interrogantes que se resuelve en estos momentos es cómo hace la
célula para modificar este proceso divisional y dividir la célula asimétricamente y cómo se
realiza la segregación cromosómica en esas condiciones de asimetría. La división celular
en bacterias es llevada a cabo por una maquinaria muy conservada evolutivamente que
se construye alrededor de un factor citosólico clave denominado como FtsZ que
corresponde al homólogo bacteriano de la tubulina de células eucariontes. FtsZ polimeriza
para formar protofilamentos que se congregan y ensamblan en el sitio de división
conocido como anillo-Z. El posicionamiento del anillo-Z en la zona medial de la célula se
lleva a cabo combinando dos efectos negativos llamados oclusión del nucleoide y por el
sistema Min. La oclusión del nucleoide es un proceso misterioso que previene la división
celular en las vecindades del nucleoide. El sistema Min a su vez, comprende a tres
proteínas MinC, MinD y Min E (o Div IVA) actúa para bloquear las divisiones cerca de los
polos celulares. MinC y MinD actúan como inhibidores de división y se ha visto que en E.
coli ejerce su actividad topológica sobre la división por medio de una notable oscilación
polo-polo que es conducida por MinE. (Errington, 2003) (Fig 6A)
8
Durante la esporulación, la maquinaria de división es redireccionada a posiciones
cerca de los polos de la célula y se modifica la estructura del septum de tal forma que
contiene menos material de pared celular. El mecanismo por medio del cual el septum es
reposicionado durante la esporulación fue esclarecido recientemente. Ahora se sabe que
para que haya una eficiente división polar se requiere de un aumento en la concentración
de FtsZ. La observación de la distribución de FtsZ durante los primeros estadios de la
esporulación indica que si bien al inicio el anillo Z se forma en el centro posteriormente se
desagrega, asume una morfología en espiral y termina localizándose en los polos. (Fig .6)
Figura 6 | División celular durante crecimiento (a) y esporulación (b) de B.subtilis. El primer paso clave en la
división es el ensamblaje de un anillo de FtsZ en el futuro sitio de división en la zona mediana de la célula. El
posicionamiento del anillo Z es dirigido por las acciones combinadas del sistema Min y el efecto de oclusión del
nucleoide (flechas). Se reclutan varias otras proteínas por el anillo Z. En algún punto, la maquinaria de división
constriñe a la célula, organizando coordinadamente la síntesis de nueva membrana y nueva pared celular, y en paralelo
la maquinaria se desarma. Durante la esporulación, (b) la acción combinada de dos fenómenos, el aumento en la
acumulación de FtsZ y la síntesis de la proteína específica de esporulación SpoIIE llevan a reposicionar a FtsZ en dos
anillos separados, uno cerca de cada polo de la célula. El cambio en la posición de FtsZ se produce mediante una
redistribución helicoidal de la proteína FtsZ desde el medio de la célula hasta las posiciones subpolares. Los anillos Z
son usualmente desiguales y uno de ellos es “elegido” para la formación de un septum. (Tomado de Errington, 2003)
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El proceso de segregación cromosómica a su vez, se lleva a cabo mediante un
inusual mecanismo que se ha dividido en dos etapas. En la primera un segmento del
cromosoma que está centrado en la región Ori C (región en el origen de replicación) se
aproxima al polo celular. La formación del septum de esporulación captura así alrededor
de un tercio del cromosoma en el pequeño compartimiento pre-espora. El resto del
cromosoma que está distal de la región OriC, se tranfiere a través del septum por un
transportador de ADN llamado SpoIIIE. SpoIIIE es una proteína altamente conservada
que es usada por un amplio espectro de bacterias para protegerse del daño que podría
ocurrir si parte del cromosoma fuera atrapado por el septum en el momento de cerrarse.
Otras proteínas involucradas en el proceso de fidelidad en la segregación cromosómica
corresponden a Soj y SpoOJ. La primera es una proteína notable que se asocia al
nucleoide y puede saltar de nucleoide en nucleoide de una manera altamente cooperativa.
Parece que esta proteína forma un complejo con SpoOJ involucrado en la segregación
cromosómica y en un posible punto de control (Checkpoint) que previene la esporulación
bajo ciertas circunstancias. (Fig 7)
Figure 7 Segregación Cromosómica en la pre-espora. A En una célula vegetativa SpoOJ se une a los sitios
alrededor de OriC del cromosoma para formar un elemento de importancia en la correcta segregación cromosómica.
Los complejos OriC/SpoOJ (en rojo) se localizan cerca de los polos de la célula. B. Durante los primeros estadios de
la esporulación, las regiones OriC se mueven hacia los polos de la célula y se unen a ellos por la acción combinada de
Soj (que no se muestra) y Rac A (azul), junto a una proteína de anclaje , DivIVA (púrpura). C. La division asimétrica
resulta en el atrapamiento de alrededor de un tercio del cromosoma que está unido a la región OriC en el
compartimiento de la pre-espora. D La proteína SpoIIIE (amarillo) se recluta en el sector central del septum, donde
forma un poro a través del cual se trasloca la restante parte del cromosoma. Completándose así la segregación del
cromosoma de la pre-espora. (Errington, 2003)
La división celular asimétrica es seguida por un segundo evento morfológico: el
englobamiento de la pre-espora. El material de pared celular en el septum es degradado.
En ese momento los extremos de las membranas migran por el citosol las membranas
migratorias se encuentran en el ápice de la célula donde se fusionan alrededor de la preespora dejándola como un protoplasto completamente encerrado en el citoplasma
materno y separado de ella por dos membranas de topología opuesta. En el proceso
actúan algunas proteínas identificadas en el proceso de esporulación. SpoIIB se encarga
de la degradación del material de la pared del septum. Las otras proteínas involucradas
son SpoIID, SpoIIM y SpoIIP.
10
Figure 8: Cuatro pasos en el englobamiento de la pre-espora y las proteínas implicadas en cada
paso. (Los nombres de las proteínas han sido abreviados omitiéndose el prefijo Spo). SpoIIB y and SpoIIQ
se ponen entre paréntesis ya que sus funciones no son completamente esenciales para el proceso. SpoIID,
SpoIIM and SpoIIP (y también probablemente SpoIIQ) se necesitan a través de los estados 2 y 3. SpoIID,
SpoIIM y SpoIIP se precisan para dirigir la regresión del segundo septum polar, así como para el
englobamiento. SpoIIIE está involucrada en los pasos finales de la fusión de membranas.
1e. Partenogénesis.
Una forma de reproducción en la cual el óvulo se desarrolla en un individuo
completo sin fertilización. La Partenogénesis se ha observado en muchos animales
inferiores como por ejemplo los rotíferos, especialmente insectos (i.e. Áfidos). En muchos
insectos sociales como las abejas y la hormiga, los huevos no fertilizados dan lugar a
machos y los huevos fertilizados dan lugar a las obreras y reinas. El fenómeno de
partenogénesis fue descubierto en el siglo XVIII por Charles Bonnet. En 1900, Jacques
Loeb llevó a cabo el primer experimento de partenogénesis artificial cuando punzó con
una aguja huevos no fertilizados de rana y encontró que en algunos casos se lograba con
ello el desarrollo embrionario. La partenogénesis artificial se ha practicado en la mayor
parte de los grupos zoológico, aunque usualmente el resultado es incompleto y anormal.
Se han empleado numerosos agentes físicos y químicos para estimular huevos no
fertilizados. En 1936 Gregory Pincus indujo la parthenogenesis en conejo empleando
cambio de temperatura y agentes químicos. No se ha reportado partenogénesis en
humanos. La partenogénesis es un fenómeno raro en plantas donde se la llama
Partenocarpia. Los descendientes partenogenéticos son idénticos en todos los aspectos
a la progenitora o madre
11
2.
REPRODUCCIÓN SEXUAL
El ciclo de la reproducción sexual implica una alternancia de generaciones de
células haploides2, con generaciones de células diploides como lo muestra la Figura 9
La célula diploide se divide formando células haploides
Las células haploides
se fusionan formando
una célula diploide
Fig. 9 . Alternancia de generaciones en el ciclo de reproducción sexual (adaptado de Alberts,1986).
Esta alternancia de generaciones de células haploides y diploides requiere de una
maquinaria bastante elaborada y los recursos que se dedican son importantes. La
producción de células especializadas (gametos) mediante la gametogénesis con todo el
componente regulador de tipo genético con decenas de genes involucrados en la
regulación del proceso en sus distintas etapas. Referiré los conocimientos que se poseen
a la fecha en reproducción de mamíferos, particularmente la humana. La gametogénesis
ocurre en las gónadas, tanto de machos como de hembras, cuando han alcanzado la
madurez sexual. Este momento que se ha denominado como pubertad, se caracteriza en
mamíferos por una activación del eje hipotálamo-hipofisiario. Esta activación se traduce
en la liberación de basal de gonadotrofinas (FSH y LH) en los machos o una liberación
cíclica en las hembras. Estas hormonas actúan en la gónada activando tanto la
gametogénesis como la síntesis de esteroides gonadales. La actividad de estos
esteroides determina las características sexuales secundarias y accesorias provocando
los cambios evidentes que ocurren en el individuo durante esta etapa de su desarrollo. La
pubertad posee una distinta significación en términos de gametogénesis en machos y en
hembras. Para los machos coincide con las divisiones reduccionales (meióticas) que
acontecen en los espermatocitos y con las primeras ondas de espermiación. En las
hembras en cambio, durante esta etapa se reanuda la meiosis, se completa la división
reduccional y ocurre la ovulación.
2
Condición genética en que la célula posee un solo conjunto de cromosomas correspondiente a la mitad del conjunto
diploide de la especie. En el caso de las células humanas el número haploide es de 23 cromosomas
12
2.1
ESPERMATOGÉNESIS:
La espermatogénesis corresponde al conjunto de interrelacionado de procesos que
se inician en la etapa embrionaria y que en el adulto conducen a la formación del
espermatozoide.
Hacia la tercera semana de desarrollo y derivadas de epiblastos totipotenciales,
aparecen las PGC células germinativas primordiales (PGC del inglés Primordial Germinal
Cells) en el endodermo de la pared posterior del saco vitelino, en la base del alantoides.
Descriptas por primera vez por Bounoure en el año 1934 en ranas, encontrando que su
remoción o destrucción por radiación UV se traducía en ranas estériles. En mamíferos
esas células inician, aproximadamente hacia la cuarta semana, un trayecto migratorio que
las conduce desde la base del alantoides hasta su residencia definitiva, localizada en los
pliegues o primordios gonadales. (Fig 10)
Figura 10. Vías de migración de PGC (A) Las PGC vistas en el saco vitelino cerca de la unión entre la
parte posterior del canal alimenticio (hindgut) y el alantoides (B) Las PGC migran a través del canal y
dorsalmente hacia el mesenterio y dentro de la cresta gonadal (territorio gonadal presuntivo) (C) Se
observan tres PGC en embrión de ratón (cerca del alantoides y el saco vitelino, se tiñen positivamente por
su gran concentración de fosfatasa alcalina (D) Esas células positivas para la reacción de fosfatasa alcalina
son vistas en pleno proceso de migración entrando en la cresta gonadal.
13
Este viaje comprende dos fases: En la primera, las PGC se desplazan de forma
pasiva, debido al plegamiento sufrido por el embrión durante esta etapa del desarrollo. En
la segunda, el movimiento de las PGC corresponde a un proceso de tipo activo, que se
llevaría a cabo debido, sobre todo, a un mecanismo generador de fuerzas originado en el
ensamblaje de haces y de retículos de actina en el borde director de la protrusiones
celulares, seguido por interacciones entre moléculas de actina y de miosina del borde
director y del borde posterior. Como resultado final, un ciclo coordinado de extensión y de
retracción, posibilitaría el desplazamiento de las PGC a través de la matriz extracelular.
Se ha determinado que la motilidad de las células embrionarias es también el
resultado de interacciones locales, tanto entre dichas células, como entre ellas y la matriz
extracelular vecina. Para que las PGC puedan iniciar su desplazamiento, es necesario
que primero pierdan sus complejos de unión con las células somáticas del endodermo del
saco vitelino, y que, además, haya un sustrato idóneo que facilite la locomoción. Tal
sustrato está constituido por los glicosaminoglicanos presentes en la matriz extracelular,
principalmente hialuronano, condroitín-sulfato y dermatán-sulfato y por glicoproteínas
estructurales o de adhesión, como la fibronectina, que se caracteriza por trazar rutas
migratorias celulares durante la vida embrionaria, debido a que proporciona lugares de
adhesión que facilitan el avance de la célula. Es también necesario que para que las
células migratorias se puedan desplazar, posean no solamente la capacidad de degradar
la matriz extracelular, sino que también la puedan secretar, una vez que se establezcan
en su residencia definitiva.
En la membrana plasmática de otras células migratorias estudiadas, se han
encontrado proteínas receptoras de hialuronano, como CD44 u homólogas, lo cual
permite que el hialuronano recubra las células migratorias con un manto de naturaleza
hidrofílica. Esta interacción es fundamental, pues confiere a las células ligadas libertad
para desplazarse y para proliferar. A menudo, el cese del movimiento celular y el
establecimiento de uniones intercelulares, se correlacionan con un descenso en la
concentración de hialuronano presente en el tejido y con una disminución en el número de
moléculas receptoras del mismo. Al mismo tiempo se ha observado un aumento en la
concentración de hialuronidasa, enzima de tipo proteinasa, cuya función consiste en
degradar precisamente al hialuronano.
Muchas de las enzimas de tipo proteinasa pertenecen a una de las dos clases
generales: Algunas son metaloproteinasas, cuya actividad depende de la unión con el
calcio o con el zinc, mientras que otras son serinproteinasas. Ambas, metaloproteinasas y
serinaproteinasas cooperan en la degradación de proteínas de la matriz, como colágena,
laminina y fibronectina. Algunas de las metaloproteinasas, como las colagenasas, son
muy específicas, de manera que la integridad estructural de la matriz estaría alterada por
una proteólisis limitada. De esta manera, la migración celular se facilitaría por una
actividad proteolítica relativamente reducida.
Otros factores para tener en cuenta, que inciden en la migración de las PGC hacia
los pliegues o primordios gonadales, son las interacciones entre ellas y la matriz
extracelular circundante, así como el efecto inductor ejercido por el mesodermo gonadal.
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La evidencia del efecto de factores quimiotácticos en otras especies, secretados
por posibles destinos somáticos intermedios, por las gónadas en formación, y, aun por las
propias PGC que actúan como pioneras en el desplazamiento, se deben tener en cuenta
dentro del contexto del proceso migratorio de las PGC en el ser humano.
Existen algunos mecanismos que aseguran que la degradación de los
componentes de la matriz se encuentre rigurosamente controlada:
En primer lugar, muchas proteinasas se secretan como precursores inactivos, que
tienen la capacidad de activarse localmente.
En segundo lugar, la acción de las proteinasas está restringida a áreas específicas,
mediante la secreción de diversos inhibidores de las enzimas proteinasas, como los
inhibidores tisulares de metaloproteinasas (TIMP) y los inhibidores de serinproteinasas,
conocidos como serpins3. Así, estos inhibidores pueden proteger las proteínas de
superficie celular necesarias para la adhesión o la migración celular.
En tercer lugar, muchas células migratorias tienen en su superficie receptores que
se unen a proteinasas, de modo que restringen el radio de acción de la enzima solamente
a los lugares donde se necesita.
Por otro lado, la degradación de las moléculas receptoras de hialuronano, se
atribuye a la acción de enzimas de tipo metaloproteinasa, que se unen a las membranas
de las células migratorias. Estas enzimas, denominadas MT1-MMP, no solamente
separan de la superficie celular a la proteína receptora de hialuronano CD44 o a sus
homólogas, sino que también estimulan el desplazamiento celular, pues poseen la
capacidad de degradar la matriz extracelular. Las enzimas metaloproteinasas se han
encontrado en células tumorales, donde promueven también fenómenos migratorios.
Una vez colonizado el primordio gonadal por parte de la PGC, éstas se dividen
mitóticamente para originar una gran población de células germinales denominadas
Espermatogonias, que se constituyen en células troncales. Tras el nacimiento y hasta
la pubertad del individuo, se constatan tres ondas de proliferación de esta población de
células que conseguirá en el tercer intento -en la pubertad- la formación de
espermatozoides. Esta población de espermatogonias prolifera permanentemente a fin de
incrementar la población de células espermatogoniales, pero sin formar espermatocitos.
De esta forma en el testículo del recién nacido se pueden observar Células de Sertoli (de
las que hablaremos más adelante), células germinales representadas por las PGC y
espermatogonias. En el intersticio, acúmulos de células de Leydig, cada una de las cuales
revela un enorme desarrollo del retículo endoplasmático liso y rugoso. El primer desarrollo
postnatal importante tiene lugar a lo largo del periodo neonatal y afecta tanto a las células
germinales como a las células de Leydig. Este cambio está producido por un aumento en
los niveles de FSH y LH que tiene lugar entre los 60 y 90 días de vida. Los testículos
aumentan de peso y volumen. La FSH induce la proliferación de las células de Sertoli.
Ante el estímulo de la LH, las células de Leydig, que continuaban involucionando,
3
Proteínas diseñadas especialmente para bloquear la acción de serinproteasas SER (de serina)PIN (de protease
inhibitor) ( para consulta ver http://www.rcsb.org/pdb/molecules/pdb53_1.html )
15
experimentan un aumento en número y una hipertrofia en los organelos involucrados en la
síntesis de hormonas esteroidales.
Hay una elevación de la concentración de la testosterona sérica. El mecanismo de
la secreción de testosterona, podría ser debido, a la estimulación gonadotrópica que se
produce al eliminarse de la circulación del neonato el efecto inhibidor de los esteroides
placentarios o simplemente a una adaptación del eje hipotálamo-testicular al aumento de
los niveles de SHBP.(Serotonin Histamine Binding Protein)
Los gonocitos se desplazan desde el centro del tubo seminífero hacia la membrana
basal. Esta emigración probablemente está facilitada por moléculas de adhesión como la
cadherina P presentes en las células de Sertoli de los testículos inmaduros. La
transformación de los gonocitos en espermatogonias tipo A está facilitada por la
testosterona, y probablemente también por la hormona antimülleriana, que alcanza entre
los 4 y 12 meses de vida tasas elevadas. A los seis meses ésta transformación está
completada.
Desde los seis meses hasta bien avanzado el tercer año el testículo entra en una
etapa de reposo. El diámetro tubular disminuye de 80 a 60 micras. Las células de Leydig
continúan involucionando, persistiendo sólo de forma aislada con lo que no son fácilmente
detectadas en las preparaciones de rutina.
Al final del tercer año surge la segunda onda de proliferación del epitelio
seminífero, que se manifiesta por un aumento de las espermatogonias tipo A, la aparición
de las espermatogonias B y los primeros espermatocitos primarios o de primer orden. La
presencia de algunos espermatocitos de primer orden e incluso de algunas espermátidas
es un hecho habitual en los testículos de niños de 4 años. Este segundo intento de
desarrollo del epitelio seminífero fracasa, y es seguido de la degeneración de las células
germinales más diferenciadas.
La causa exacta de ésta segunda onda espermatogenética se desconoce. Las
tasas de FSH y LH no se modifican desde los seis meses hasta los diez años. Las tasas
de testosterona sérica son -a ésta edad- semejante a las de la mujer, y la mayoría de los
andrógenos son de procedencia adrenal. Las células de Leydig han degenerado (de los
18 millones presentes en el recién nacido solo quedan unas 60.000 a los seis años). Con
todo no se puede descartar que la concentración de testosterona intratesticular, en algún
momento, sea suficientemente alta para inducir los cambios del epitelio seminífero. Las
mediciones hechas en la túnica vaginal a lo largo de la infancia arrojan cifras de
testosterona muy superiores a las plasmáticas.
Entre los 4 y los 9 años los tubos seminíferos y el tejido intersticial experimentan un
activo crecimiento y desarrollo. Los tubos seminíferos aumentan de longitud y se recupera
el diámetro tubular. El epitelio seminífero pierde la pseudoestratificación y se hace
cilíndrico. Las células de Sertoli muestran mayor desarrollo del retículo liso y rugoso y
contienen mas inclusiones lipídicas. El núcleo, aunque sigue siendo ovoideo, puede tener
contornos irregulares. El número de células de Sertoli por sección tubular desciende
16
progresivamente a medida que los tubos crecen en longitud. Aunque el número global de
células de Sertoli sigue aumentando.
Hay una proliferación y maduración de las espermatogonias. Aumenta ligeramente
el número de espermatogonias tipo A y tipo B. En el intersticio persisten aisladas células
de Leydig fetales, pero la población más importante está constituida por células
precursoras de las células de Leydig adultas. Unas son de aspecto fibroblástico y otras
poliédrico. Las primeras tienen abundantes lípidos y numerosos filamentos, las segundas,
inclusiones lipídicas y retículo endoplásmico liso. La albugínea progresivamente es más
gruesa y colagenizada. Al final de éste período de crecimiento testicular hay una
moderada degeneración de espermatogonias.
Hacia los nueve años comienza el tercero y definitivo intento de espermatogénesis.
Entre los nueve y diez años se detecta una significativa elevación de LH seguida de un
incremento muy importante entre los 13-15 años. La FSH se eleva rápidamente entre los
11 y 14 años. Los cambios hormonales guardan relación con el tamaño testicular. La LH
aumenta veinte veces cuando el volumen testicular cambia de 1 a 10 ml, y solo 1,5 veces
cuando el volumen testicular alcanza 30 ml. La concentración de FSH se dobla cuando el
volumen pasa de 1 a l0 ml y aumenta 1,7 veces cuando alcanza 30 ml. La inhibina,
cuando el volumen testicular es de 10 ml es 1,5 veces la de los testículos con l ml, y 1,3
veces más cuando llegue a 30 ml. El número de pulsos de LH y testosterona se duplican
desde el estadio 1 al 5 de Tanner (criterio de medición de desarrollo testicular en niños y
de mamas en niñas) mientras que el número de pulsos de FSH e inhibina permanecen
constantes.
Por la acción de la LH se produce una diferenciación rápida de las células de
Leydig a partir de células de aspecto fibroblástico. Al final de la pubertad hay una
población de 786 millones de células de Leydig por testículo. Por la acción conjunta de la
FSH y los andrógenos maduran las células de Sertoli, aparece la luz tubular y se
desarrolla la línea germinal.
Estos cambios son responsables del brusco aumento del tamaño testicular que se
observa entre los 11 7/12 y 12 6/12 años, que es considerado como la primera
manifestación clínica de la pubertad.
La espermarquia4, definida como la primera espermaturia5 es muy temprana. La
espermaturia puede preceder a toda evidencia periférica de efectos androgénicos
(desarrollo de los caracteres sexuales secundarios, "estirón puberal"). Es un hallazgo
constante cuando el volumen testicular sobrepasa los 4 ml, o incluso, en algunos niños
con volúmenes inferiores. La edad media de la aparición de espermatozoides se estima a
los 13,4 años.
Los cambios morfológicos afectan a todas las estructuras testiculares. La
maduración de las células de Sertoli se inicia hacia los 11 años y no se completa hasta los
13. Los cambios nucleares consisten en aumento del tamaño, aparición de pliegues
nucleares, nucléolo central con estructura tripartita y cromatina dispersa. Entre los
4
5
Primera excreción nocturna de espermatozoides
Presencia de espermatozoides en la orina
17
cambios del citoplasma se cuentan: el gran desarrollo del retículo endoplásmico liso y
rugoso, las mitocondrias alargadas de crestas longitudinales, la aparición de las laminillas
anulares y los cristales de Charcot-Bóttcher6, el aumento de lisosomas e inclusiones
lipídicas. El desarrollo de las uniones Sertoli-Sertoli que constituirán la barrera
hematotesticular. El grado de maduración de las células de Sertoli se puede deducir de la
concentración plasmática de AMH7 (Anti-Müllerian Hormone). Esta hormona está
presente en tanto en cuanto las células de Sertoli sean inmaduras, cayendo a valores muy
bajos después de la pubertad.
En el linaje de espermatogonias se han diferenciado históricamente las tipo A, las
intermedias y las tipo B que constituyen la primer fase de la espermatogénesis, la de
amplificación gonial.
La espermatogénesis se origina en las células troncales espermatogoniales que poseen
un modo de división muy particular. Se considera que una célula troncal puede producir:
dos células troncales (a) (División de Renovación), una célula troncal y una célula
diferenciada (b) (División asimétrica) o dos células diferenciadas (c) (División de
diferenciación). Sin embargo poco se sabe respecto de los mecanismos de control de
cada uno de esos tipos de división celular.
A0
A0
A0
A0
(a)
A0
A0
A1
A1
(b)
A1
(c)
Figura 11. Posibles formas de división espermatogonial en mamíferos.
La espermatogonia A1 se dividen por mitosis dando origen a dos gonias A 2 estas se
dividen subsecuentemente para originar dos gonias tipo A 3 y éstas por división también
mitótica originan dos gonias tipo A4.
6
7
Aparentemente proteínas cristalizadas que se acumulan en el citoplasma de la célula de Sertoli
Frena el crecimiento del aparato reproductor femenino
18
Qué es lo que induce a las espermatogonias a optar por una división de renovación
o por una división de diferenciación es algo que todavía está bajo estudio, sin embargo,
recientemente se ha reportado la idea de que el factor Plzf (del inglés: Promyelocytic
leaukemia zinc-finger) perteneciente a la familia POK de represores transcripcionales es
fundamental para la mantención de las células troncales (kotaja y Sassone-Corsi, 2004)
Además de las nueves secuencias específicas de dedos de zinc tipo Krüppel, este
represor transcripcional contiene una secuencia conservada POZ en su extremo Nterminal. Este dominio, común a muchos factores de transcripción que contienen dedos
de zinc, media las interacciones proteína–proteína y permite al dominio POZ la
participación en varias vías de diferenciación, a saber: Hematopoyesis, adipogénesis,
neurogénesis, osteoclastogénesis y diferenciación muscular. Un giro en la historia es que
Plzf influye en el programa epigenético de las células espermatogoniales. Algunos
estudios demuestran que el dominio POZ de Plzf recluta miembros de la familia de
proteína de mamíferos llamada Polycomb, como BMI1. Las proteínas polycomb
mantienen estable la represión heredable de muchos genes del desarrollo. El
reclutamiento de BMI1 por Plfz, trae consigo el reclutamiento de desacetilasas de
histonas relacionando de esta forma modificaciones epigenéticas al control
transcripcional. Así, es razonable hipotetizar que
las desacetilasas de histonas
dependientes de Plzf, imponen remodelaciones específicas a la cromatina que
contribuyen a la decisión entre una división de diferenciación o una de renovación celular.
Los trabajos de Buaas y colaboradores (Nature Genet 2004, 36, 647-652) y los de
Costoya y colaboradores (Nature Genet, 2004, 36; 653-659) resaltan la importancia de las
modificaciones epigenéticas y la regulación transcripcional en el mecanismo de
mantención de células troncales.
El comportamiento de las células germinales en el túbulo seminífero es controlado
mayoritariamente por las células de Sertoli. En ratón el factor neurotrófico derivado de
células de la Glía GDNF (del inglés Glial cell line-Derived Neurotropjic Factor) producido
por las células de Sertoli regula la decisión en espermatogonias indiferenciadas. A pesar
de los progresos en el entendimiento de los mecanismos por los cuales señales externas
regulan la renovación de células troncales, se conoce muy poco acerca de factores
celulares autónomos que controlan este proceso en células germinales de mamíferos. De
esta forma, Plzf se constituye en un ejemplo notable de un factor autónomo requerido
para el mantenimiento de las células troncales, pero permanece incierto cómo Plfz
interactúa con vías de señalización específicas, particularmente en respuesta a señales
derivadas de las células de Sertoli tales como GNDF y SCF (Stem Cell Factor).
Las espermatogonias A4 al dividirse dan lugar a espermatogonias intermedias y la división
mitótica de estas últimas a las espermatogonias tipo B también conocidad como gonias
preleptoténicas. Estas espermatogonias realizan su última fase “S” e ingresan a período
de reducción cromosómica. (Meiosis) (Figura 12)
19
Segunda división meiótica
n
Primera división meiótica
n
“S”
2n
n
2n
4n
2n
n
Fig 12. Fase de reducción cromosómica
La Fase de Reducción cromosómica implica dos divisiones sucesivas con una sola
duplicación de la información genética resulta en cuatro células que poseen la mitad de la
información genética. Durante la primera división meiótica particularmente en la profase I
ocurren fenómenos de relevancia para la incorporación de variabilidad genética. En el
paquiteno de la primera profase meiótica se produce el intercambio de información
genética entre parejas de cromosomas homólogos que se aparearon en cigonema
mediante el complejo sinaptonémico. Este intercambio es mediado por los denominados
Nódulos de Recombinación (Fig 13) que corresponden a estructuras en forma esférica,
ovoidea o de varilla que marcan la localización de enzimas involucradas en el complejo
mecanismo de intercambio de información genética (crossing–over). Es de enorme
complejidad la maquinaria genética involucrada en el control del proceso reduccional. La
activación de cientos de genes relacionados con: apareamiento de homólogos, síntesis de
complejo sinaptonémico, síntesis de enzimas que formarán los nódulos de recombinación,
la recombinación misma controlada por familias de genes, en fin, un centenar de genes de
control que se expresan paulatinamente según transcurre el proceso.
20
Figura 13. Diagrama mostrando un nódulo de recombinación sobre el complejo
sinaptonémico. (Alberts, 1986)
Las células resultantes del proceso reduccional ingresan al tercer período de la
gametogénesis conocido como de Espermihistogénesis
Espermiohistogénesis y Espermiación
Las espermátidas son pequeñas y haploides (8 m de diámetro), derivan de una
espermatogonia del tipo A y están unidas por puentes citoplasmáticos. Se disponen en
pequeños conglomerados de ubicación cercana a la luz del túbulo seminífero. Estas
células presentan RER abundante, mitocondria abundante y complejo de Golgi bien
desarrollado. Durante la transformación, acumulan enzimas hidrolíticas, ordenan los
organelos y los reducen en número, forman el flagelo y un citoesqueleto asociado, con
reducción de citoplasma. Este proceso de espermiohistogénesis se subdividió en cuatro
fases: fase de Golgi, fase de capucha o cubierta, fase acrosómica y fase de maduración.
(Figura 14)
21
Fig. 14: Esquema de la Espermiogénesis (Tomado de Princeton Education, Inc.2004)
La característica principal de este proceso se relaciona con la formación del acrosoma
desde el complejo de Golgi, condensación y elongación del núcleo, formación de un
flagelo movible, y un desprendimiento extensivo de citoplasma. Los factores responsables
de este cambio nuclear y citoplasmático son todavía poco conocidos.
Fase de Golgi: las enzimas hidrolíticas formadas en el RER, se modifican en el aparato
de Golgi y empacan en la cara trans de él, como pequeños gránulos proacrosómicos.
La fase de Golgi comienza cuando las espermátidas avanzan hacia el espermatocito II.
Se observan gránulos proacrosómicos que coalescen dentro de la vesícula acrosómica
recubierta por membrana, formando un sólo gránulo largo, el gránulo acrosómico, que
rápidamente se dirige a la región perinuclear. La posición de la región acrosómica en el
núcleo, identifica el polo anterior de la espermátida.
Paralelamente, los centríolos se alejan del núcleo y uno de ellos participa en la
formación del axonema flagelar. Iniciada la generación de microtúbulos, los centríolos
regresan a la posición perinuclear y participan en la formación de la pieza intermedia.
Fase de capucha o cubierta: Durante esta fase, la vesícula acrosómica aumenta de
tamaño y su membrana rodea parcialmente al núcleo. Cuando esta vesícula alcanza su
tamaño final, se identifica como acrosoma (cubierta acrosómica). Los centríolos se
visualizan como proximal, en el polo posterior del núcleo, y dista, en el curpúsculo del
flagelo.
Durante esta fase, el acrosoma que se desarrolla desde la vesícula acrosómica se
extiende para cubrir parcialmente la cara anterior del núcleo. El acrosoma presenta una
membrana acrosómica interna y otra externa encerrando el contenido acrosómico. Entre
el ambiente interno y la membrana acrosómica interna, se forma un material filamentoso
22
granular. Además, en la región del acrosoma, la carioteca nuclear pierde los poros
nucleares y aparece denso, posiblemente por la condensación de la cromatina.
Fase acrosómica: Esta fase se caracteriza por la presencia de varias modificaciones en
la morfología de la célula. El núcleo se condensa, la célula se alarga y las mitocondrias
cambian su ubicación. Los cromosomas se condensan y, conforme disminuye su tamaño,
el núcleo se aplana y adquiere la forma característica.
La característica principal de esta fase es la orientación del polo anterior del núcleo
de la espermátida dirigido hacia la base de los túbulos seminíferos, y la elongación y
condensación nuclear. El citoplasma se desplaza hacia la región luminal del túbulo
seminífero. De esta manera, la región acrosómica se acerca rápidamente a la membrana
plasmática y la célula se alarga. El núcleo aumenta de volumen y se alarga, mientras los
gránulos de cromatina también se alargan y se vuelven uniformes en tamaño y dispersión,
finalmente el núcleo adquiere una apariencia homogénea, con una coloración oscura,
desprovisto de estructuras internas.
Cuando el acrosoma cesa de crecer el complejo de Golgi se separa del polo
anterior del núcleo y migra libremente en él. Al mismo tiempo, el ensamblaje de
microtúbulos citoplasmáticos permite la formación de una vaina cilíndrica que se une al
polo caudal del núcleo, cerca del margen posterior de la capa acrosómica. Esta vaina es
llamada el machete, o tubo caudal y su función es desconocida.
Cerca de los centríolos se forma una estructura con forma de anillo, que migra bajo
el flagelo. Las mitocondrias se alinean en la región del cuello de la estructura. Esta
porción del cuello es llamada la pieza media. Cuando la migración mitocondrial cesa, el
tubo caudal o machete desaparece. Distal a la pieza media se desarrolla una vaina
fibrosa, las nueve fibras longitudinales.
Fase de maduración: se caracteriza por la pérdida de citoplasma por parte de la
espermátida. Conforme se libera el exceso de citoplasma, se forman los espermatozoides
individuales, que serán liberados desde las células de Sertoli. Las células de Sertoli
fagocitan los residuos citoplasmáticos, y los espermatozoides libres pasan hacia la luz del
túbulo seminífero (espermiación).
Los espermatozoides recién formados no tienen movilidad y no pueden fecundar al
oocito. Sólo después de la maduración en el conducto epidimario adquieren movilidad
progresiva.
ESPERMIACIÓN
Proceso fisiológico de liberación de los espermatozoides a la luz tubular, regulado
por la célula de Sertoli y bajo la influencia de la hormona LH, cuyo efecto sería el de
facilitar el transporte de agua y sodio al espacio intracelular, fenómeno del cual dependen
los cambios estructurales conducentes a la liberación. En algunos mamíferos se produce
en forma espontánea, mientras que en otros es por el estímulo coital.
23
EL ROL DE LAS CÉLULAS DE SERTOLI.
Como se indicó previamente las células de Sertoli (CS) poseen una íntima relación con
las células germinales durante la espermatogénesis. Las extensiones citoplasmáticas que
se introducen en los espacios que dejan las células germinales que están a su alrededor,
proveen soporte estructural a través de una red de microfilamentos y microtúbulos
presentes en el citoplasma de la CS. Esta arquitectura no es estática, sino que cambia
permanentemente, dependiendo del estado espermatogénico. Además, las CS juegan un
rol trascendental en la regulación del ambiente interno del tubo seminífero. Esto se origina
en la formación de uniones celulares en todas aquellas zonas en donde se encuentran los
citoplasmas de dos CS adyacentes. En consecuencia se trata de uniones intersertoli que
se localizan predominantemente en las regiones baso-laterales de las células, generando
uniones de tipo oclusión. Como resultado de esas especializaciones, el transporte
intercelular entre la CS y las espermatogonias es posible pero no se extiende a las células
que están localizadas más centralmente en la organización del túbulo, que son
efectivamente secuestradas del ambiente extratubular por estas uniones de oclusión. La
contrapartida fisiológica de esta estructura anatómica se conoce con el nombre de Barrera
Hemato-testicular que regula la entrada de una serie de substancias dentro del
compartimiento central del tubo seminífero. Podemos decir entonces que la presencia de
estas uniones de oclusión divide efectivamente el tubo seminífero en dos
compartimientos: uno basal (cercano a la membrana basal del túbulo seminífero) que
contiene los extremos basales de las CS y espermatogonias, y otro compartimiento
adluminal, que contiene las regiones centrales y apicales de las CS y los otros tipos de
células germinales.
En términos generales las funciones que cumple la barrera hemato-testicular son las
siguientes:






Mantención de un microambiente favorable a la espermatogénesis en el
compartimiento adluminal , al regular la composición del fluido testicular.
Rol Endocrinológico, al mediar el paso de gonadotropinas al compartimiento
adluminal vía citoplasma de la célula de Sertoli, a la vez que retiene sustancias
formadas en el tubo seminífero de modo que actúen y se reabsorban directamente
en la vía seminal.
Protección de la línea germinal contra tóxicos y mutágenos, principalmente en
aquellas etapas más vulnerables de la meiosis.
Estabilidad biomecánica e integridad del epitelio seminífero, en el cual juegan un
rol importante las uniones estrechas Inter-Sertoli.
Separación física del epitelio seminífero en los dos compartimientos (basal y
adlumina).
Aislamiento inmunológico de antígenos específicos del espermatozoide. Cuando
estos antígenos aparecen en la postpubertad, ya se ha completado la maduración
de la barrera. En esta forma se evita la formación de anticuerpos antiespermatozoides.
24
Las CS así controlan el ambiente en el que se desarrolla todas las células de la línea
germinal excepto las espermatogonias. Por ejemplo se sabe que el substrato preferido
para la glicólisis en espermatocitos primarios es el lactato y no la glucosa. El lactato es
generado por glucosa en las CS bajo la influencia de la hormona FSH. Otros ejemplos de
que refleja este involucramiento de las CS se origina de su propia habilidad para producir
localmente un amplio rango de proteínas, que son esenciales para la espermatogénesis
pero que no pueden acceder al compartimiento adluminal del tubo seminífero a causa de
la barrera hemato-testicular. Por ejemplo, la transferina testicular, una proteína asociada a
fierro, producto secretorio de la CS, es regulado por FSH y entrega fierro a los
espermatocitos mediante un proceso de endocitosis asociado a receptor. Otro ejemplo, es
la proteína asociada a cobre Ceruloplasmina, que está involucrada en la liberación de
cobre a las células germinales. Recordemos que el fierro lo requieren todas las células
germinales para mantener el proceso de respiración celular y la función de los citocromos
y el cobre es cofactor para numerosas enzimas.
2.2 OVOGÉNESIS
El crecimiento y maduración de los ovocitos involucra tanto maduración nuclear como
citoplasmática. El sistema endocrino modulador y regulador de la maduración, sin
embargo las interacciones celulares, hormonales y moleculares son todavía objeto de
intensas investigaciones.
Al final del proceso de migración descrito anteriormente, alrededor de 1700 PGC
colonizan y pueblan la cresta gonadal (territorio gonadal presuntivo) femenina. La mitosis
posterior incrementa este número hasta alrededor de 500.000 células al final del periodo
embrionario y probablemente lo eleva a 7 millones de células hacia el final del segundo
semestre. La mayoría de ellas degeneran rápidamente dejando aproximadamente 1
millón de células viables (la mayoría como ovocito primario) en el momento del
nacimiento. De ellas solo 400-500 llegan a ser óvulos maduros que se liberan desde los
folículos.
En el embrión la primera profase meiótica empieza pero se detiene en diplotene de la
primera profase meiótica (también llamado dictiotene). Cada ovocito primario está
rodeado de una capa simple de células foliculares formando el folículo primario o
primordial que puebla el ovario desde el nacimiento hasta la pubertad. En humanos el
ovocito permanece detenido en profase meiótica I hasta el incremento de LH en la
pubertad, momento en que la célula retoma el proceso meiótico.
La maduración meiótica se refiere, primero , a la detención en profase I durante el cual el
ovocito crece en tamaño, y tanto el citoplasma como el núcleo crecen y se diferencian,
segundo se retoma el proceso de la meiosis y a la completación de la división reduccional
asociada con el huso meiótico y con la formación de los cuerpos polares y tercero a la
continuidad del proceso meiótico tras la detención en metafase meiótica II y la formación
del gameto haploide después de la activación del ovocito por el espermatozoide.
25
El mecanismo por el cual los ovocitos permanecen detenidos dentro del ovario hasta la
pubertad y la relación al desarrollo folicular y estado hormonal es otro tópico de
interesantes investigaciones. Se han propuesto varias hipótesis de maduración meiótica /
inhibición:



Se transfieren inhibidores de maduración desde el folículo hasta el ovocito a través
de los denominados gap junctions permaneciendo detenidos hasta que las
gonadotrofinas desacoplan las células.
La maduración del ovocito depende de la adquisición de competencia meiótica
preprogramada que ocurre en forma independiente del desarrollo folicular y de la
regulación por gonadotropinas.
El desarrollo de canales iónicos induce la maduración en el ovocito.
Uno de las resultados de la llegada de la etapa puberal es la acción de hormonas
pituitarias (principalmente FSH y LH) que estimulan el desarrollo de folículos primordiales
(Figuras 15 a y c). Cada mes, en concierto con el ritmo menstrual uterino, se inicia la
maduración de hasta 12 folículos. Las células foliculares detienen la secreción de
inhibidor de la maduración del ovocito (OMI del inglés : Oocyte Maduration Inhibitor) y se
hacen columnares, mientras que el ovocito primario comienza a aumentar de tamaño. En
este estado esta estructura se denomina como Folículo Primario. (Figuras 15b y d)
Figura 15: Folículo primordial y Folículo primario. (a) Folículo primordial, un ovocito (cabeza de flecha)
encapsulado por células escamosas (flecha), 200x aumento. (b) Folículo primario, el ovocito (cabeza de
flecha) encapsulado por células cuboidales (flechas), 200x aumento (c) Esquema de folículo primordial y
(d) Esquema de Folículo transicional con células cuboidales y escamosas de:
http://www.cvm.okstate.edu/instruction/mm_curr/histology/fr/HiFRp09.htm
26
El Folículo Primordial (quiescente) consiste de un ovocito primario y una capa simple de
células aplanadas foliculares. En tanto que el folículo se desarrolla, ocurren alteraciones
en el ovocito y las células foliculares que lo rodea. El ovocito produce gránulos de Yolk y
las células foliculares de aplanadas, se vuelven cuboidales o columnares
El Folículo Primario consiste de un ovocito con una capa simple de células foliculares
columnares o cuboidales. Según se desarrolla, el número de células foliculares aumenta
por mitosis formando varias capas alrededor del ovocito primario.
En tanto esas células aumentan de tamaño inician la secreción de estrógenos de los
cuales el Estradiol es el dominante, antes de la ovulación. Durante cada ciclo, unos
pocos folículos primarios continuaran este proceso hasta desarrollarse en Folículos
Secundarios.
Las células foliculares proliferan para formar una capa multicelular, la Teca Folicular que
constituye una capa de tejido conectivo que separa el folículo en crecimiento del resto del
estroma ovárico y secreta estrógenos. Al mismo tiempo, se secreta la zona pelúcida
alrededor del ovocito. Cuando el líquido llena los espacios entre las células foliculares y
se junta en una sola cavidad el antro folicular, el folículo se llama folículo vesicular
secundario o folículo antral (Figura 16)
Fig. 16 Folículo vesicular secundario de:
http://www.cvm.okstate.edu/instruction/mm_curr/histology/fr/HiFRp09.htm
El Folículo vesicular secundario se caracteriza por la presencia de bolsillos de fluido follicular
dentro de la membrana granulosa. En la medida que el folículo se desarrolla, los bolsillos
separados se fusionan entre ellos formando una gran cavidad denominada Antro (antrum).
Durante este desarrollo en antro folicular (Figura 17), el ovocito es todavía un ovocito primario o
de primer orden detenido en profase meiótica I rodeados por células de la granulosa que son
contigua con la membrana granulosa presente alrededor de la periferia del folículo en crecimiento.
Dos regiones de células es posible identificar en la capa granulosa que rodea al ovocito:
1. Las células de la corona radiada formada por células de que permanecen unidos al ovocito
después de la ovulación y que están en estrecho contacto copn el ovocito a través de
27
procesos citoplasmáticos que atraviesan a través de la zona pelúcida y contactan el
microvilli del ovocito;
2. El cúmulo oóforo que contiene células de la granulosa rodeando al ovocito y que son
continuas con las células desplazadas de la membrana granulosa pero permanece en el
ovario después de la ovulación.
Figura 17. Folículo maduro
http://www.cvm.okstate.edu/instruction/mm_curr/histology/fr/HiFRp09.htm
2.21. LA ZONA PELÚCIDA
Los huevos de vertebrados están rodeados por una matriz extracelular conocida como
cubierta vitelina (en anfibios), corion (teleósteos), membrana perivitelina (aves) y zona
pelúcida (euterios y marsupiales). La zona pelúcida (ZP) es una delgada capa no celular
de glicoproteínas que rodea a los ovocitos de mamíferos. La ZP misma, está cubierta por
la zona radiada formada de células foliculares. Debido al hecho que la ZP rodea al ovocito
y embrión temprano adquiere por ello importancia en la fertilización especie-específica, en
el bloqueo post-fertilización y en la protección general. La ZP de mamíferos está
compuesta de tres glicoproteínas sulfatadas. Esas proteínas son llamadas proteínas de la
zona pelucida 1, 2 y 3 (ZP-1, ZP-2 y ZP-3 respectivamente) que son sintetizadas por el
ovocito, secretadas al exterior de la célula y ensambladas en una cubierta extracelular, la
ZP. ZP-2 y ZP-3 se sabe que juegan un rol fundamental en la fertilización, sin embargo
aún no logra descifrarse el funcionamiento específico de cada una de ellas. La secuencia
primaria de cada proteína nos indica que ZP-1 posee 623 aminoácidos, ZP-2 posee 713
aminoácidos y ZP-3 cuenta con 424. Como se decía se trata de proteínas glicosiladas
transmembrana (integrales trimodales) que poseen unas masas moleculares relativas de:
180.000-200,000 para ZP-1, 120,000 a 140.000 para ZP-2 y 83,000 para ZP-3. ZP-1 está
compuesta de una secuencia de 623 aminoácidos con una señal peptídica N-terminal y
un dominio carboxil terminal transmembrana que es característica de todas las proteínas
de la ZP. El mRNA de ZP-1 está formado de 1963 ribonucleótidos de largo y se ha
encontrado un alto grado de homología con el gen rc55 de conejo que codifica para la
proteína R55, la proteína más importante en la ZP de conejo.
28
3.
FERTILIZACIÓN
3.1
Interacción entre los gametos
En comparación al enorme número de espermatozoides que son depositados en la vagina
en el coito, sólo pocos de ellos alcanzarán al ámpula y se encontrarán en las
proximidades del ovocito. Aunque se ha propuesto un fenómeno de atracción del
espermatozoide por factores foliculares, hasta el momento esta propuesta no posee
evidencia experimental. El rol principal en el encuentro entre el espermatozoide y el
ovocito es jugado por la organización molecular de sus superficies, y varias evidencias
sugieren que el reconocimiento especie-específico de los gametos y su unión es mediado
por moléculas receptoras en la superficie del gameto.
El contacto inicial entre los gametos ocurre cuando el espermatozoidese ancla a la
superficie extracelular o ZONA PELUCIDA (ZP). Espermatozoides capacitados con
acrosoma intacto son capaces de unirse a la ZP vía membrana plasmática de la cabeza
del espermatozoide. La unión es un requisito fundamental para la penetración ya que
inicia eventos que culminan con la inducción de la reacción acrosómica. (Figura 18)
Fig. 18. Fertilización en Ratón. Un número relativamente bajo de espermatozoides capacitados y con
acrosoma intacto encuentra al ovocito ovulado (detenido en metafase II) en la zona del ámpula del oviducto.
La unión del espermatozoide al ovocito induce la reacción acrosómica y usualmente un espermatozoide
penetra la ZP y se fusiona con la membrana celular del ovocito después de los cual todo el espermatozoide
ingresa a la citoplasma de la célula. La fertilización gatilla la migración de gránulos corticalesa la superficie
celular y su exocitosis que ocurre en pocos minutos modifica la ZP de tal forma que se evita la poliespermía.
Como resultado se obtiene una célula con dos pronúcleos el femenino y el masculino en una célula que se
denomina zigoto.
Según una hipótesis, uno de los componentes de la ZP (ZP-3) representaría el primer
receptor, es responsable tanto de la actividad de unión del espermatozoide y la habilidad
de inducir la reacción acrosómica. Acrosomas intactos se unen a ZP-3 en una manera
especie-específica. Este reconocimiento y unión es mediado por carbohidratos y no por
cadenas polipeptídicas. Muchos espermatozoides son expulsados de la ZP después de
29
llevarse a cabo la reacción acrosómica. La mantención de la unión del espermatozoide es
llevada a cabo por la interacción de espermatozoide con acrosoma ya reaccionado con
ZP-2 que sirve como segundo receptor. Glicoproteínas putativas de unión han sido
identificadas reconocidas en varias especies. Se postulan varias proteínas en la superficie
del espermatozoide que determinan unión especie específica. Entre ellos se pueden
mencionar:
 Una proteína de 95 KDa (p95 sperm) que muestra actividad tirosina-quinasa que es
activada durante la unión.
 Una proteína de 56 kDa (p56) de función desconocida.
 Un antígeno designado como p200/220 (cuyo anticuerpo monoclonales llama M42)
necesario reacción acrosómica zonal inducida.
 Otro antígeno relacionado llamado SAA-1 detectado en los acrosomas de todos los
espermatozoides de mamíferos.
 - 1-4 galactosil-transferasa que media en la fertilización por unión de residuos
oligosacáridos sobre las glicoproteínas de la ZP.
 Sitios de inhibición de proteasas, sitios manosidasa u otras moléculas llamadas
Espermadhesinas que muestran características de proteasas de serina con
actividad parecida a lectina.
Las enzimas proteolíticas parecen participar en múltiples fases de la fertilización de
mamíferos, incluyendo la reacción acrosómica, unión del espermatozoide a la ZP,
penetración de la ZP y reacción zonal, sin embargo, las enzimas involucradas no han sido
plenamente identificadas.
Los espermatozoides, como se decía, deben llevar a cabo la reacción acrosómica antes
de que puedan penetrar la zona pelúcida y fusionarse con la membrana del ovocito. La
reacción acrosómica avanza desde múltiples puntos de fusión entre la membrana
plasmática y la membrana acrosómica externa que expone la membrana acrosómica
interna y el contenido del acrosoma (enzimas) , para completar la vesiculación y la
pérdida de integridad del acrosoma. La reacción acrosómica posee muchas semejanzas
con una reacción exocitósica mediada por ligandos, procediendo a través de un sistema
de transducción de señales que involucra la participación de la proteína G i, de fosfolipasa
–C y de protein quinasa C. Además, se ha visto que la pérdida acrosómica se lleva a cabo
en forma concomitante con una elevación en el nivel intracelular de calcio.
Vemos entonces que en lo que podríamos llamar el modelo de unión mediado por
proteína única de naturaleza receptora, participan proteínas individuales particulares para
cada especie que permiten la interacción y el reconocimiento especie-específico del
espermatozoide y el ovocito. Sin embargo, esta idea no explica cómo se impide la unión
espermatozoide ovocito tras la fertilización ya que el receptor putativo permanece y no se
pierde.
Estudios genéticos muy recientes realizados en ratón, no sustentan esta idea. Aquellos
ratones que carecen de ZP-1 forman una zona pelúcida constituida de ZP-2 y ZP-3 que
continúan mediando la unión entre los gametos y, los ratones Knock out para zp-1 (el gen
que la codifica) son fértiles.
30
Como alternativa se ha propuesto lo que podríamos llamar el modelo de glicanos
simples que plantea que esos grupos funcionales son removidos de la proteína por las
glicosidasas de la reacción cortical, lo que explicaría que tras la fertilización no pueden
ocurrir más uniones de reconocimiento entre los gametos. Particularmente, se postula un
glicano unido a ZP-3 que es removido de ZP-3 después de la fertilización. La génesis de
esta idea descansa en que ZP-3 purificado a partir de huevos fertilizados inhibe la unión
del espermatozoide al ovocito e induce la reacción acrosómica de una manera
dependiente de la concentración. Ello no ocurre con proteína ZP-3 purificada a partir de
embriones al estado de dos células. Experimentos subsecuentes han refinado
visiblemente el modelo y en su estado actual, responsabiliza la actividad de unión del
espermatozoide a un oligosacárido lateral anclado a Ser332 y Ser334 de ZP-3 (ver
Wassarman, 2002).
En este modelo tanto la -1-3 galactosa y N-acetilglucosamina se han implicado
funcionalmente como receptores de espermatozoides. Sin embargo ratones modificados
genéticamente que carecen de galactosil transferasa requerida para agregar -1-3
galactosa a ZP-3 son fértiles, como lo son aquellos ratones que no tienen de -1,4
galactosil transferasa requerida para la adición de N-acetilglucosamina a ZP-3.
La observación adicional de que el espermatozoide puede efectivamente unirse a
embriones de dos células a pesar de la reacción de exocitosis inducida de gránulos
corticales es difícil de conciliar con el modelo de los receptores de glicanos en la ZP. En
particular es difícil de vislumbrar una cadena lateral de hidrato de carbono o un grupo
azúcar terminal que permaneciese accesible a la unión del espermatozoide e inaccesible
para su degradación por las glicosidasas de los gránulos corticales.
Debido a que los experimentos genéticos no sustentan la idea de que la unión es
dependiente de proteínas zonales individuales o glicanos particulares que serían
degradados tras la fertilización, la atención se ha focalizado en la estructura
supramolecular de la matriz de la ZP. Algunas evidencias soportan la idean de que la ZP
compuesta por lo menos de ZP-2 y ZP-3 forman una matriz tridimensional alrededor del
ovocito ovulado al cual se uniría el espermatozoide. Normalmente después de la
fertilización los gránulos corticales exocitan una proteasa que degrada ZP-2. Esta
degradación modifica la estructura supramolecular de la matriz de la ZP que impide la
unión de nuevos gametos. La pérdida de carbohidratos o proteínas no induice estos
cambios conformacionales, sin embargo se requieren otros estudios para esclarecer cómo
funciona realmente la interacción entre el espermatozoide y el ovocito que hace que ella
sea efectiva en el ovocito ovulado pero no en un embrión al estado de dos células.
La forma como hipotéticamente se organizan estas tres glicoproteínas de la ZP se
describe en la Figura 19.
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Fig. 19 Organización de las proteínas de la zona pelúcida. Obsérvese que la interacción de estas tres
proteínas induce la formación de redes de filamentos proteicos que posiblemente juegan un rol fundamental
en el cambio de viscosidad de la ZP tras la reacción acrosómica
3.2
Unión Espermatozoide - Ovocito
Después que el espermatozoide entra en el espacio perivitelino, los estados finales en la
interacción espermatozoide – ovocito incluye la unión y fusión de las membranas de
ambos y la entrada del espermatozoide. No se sabe mucho acerca de los mecanismos
que llevan a producir este fenómeno de fusión de membranas, sin embargo en cerdos se
ha encontrado que esta interacción involucra la participación de la proteína PH-30 (un
antígeno de espermatozoide de cerdo) que posee muchas similitudes a proteínas de
fusión viral y contiene un dominio de ligación para integrina , lo que sugiere que en la
fusión espermatozoide huevo podría estar participando un mecanismo de adhesión
mediado por integrina.
La fusión de un único espermatozoide gatilla una serie de reacciones en el ovocito para
prevenir entrada adicional de otros espermatozoides, evitando así las consecuencias
letales de la poliespermía (Figura 20).
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Figura 20 Los pasos en la Fertilización. El diagrama muestra un huevo de mamífero con las fibras del
huso en un sector del citoplasma del huevo y rodeado por la ZP. El espacio perivitelino queda entre la ZP y
la membrana celular. Paso 1. (en la parte baja del diagrama). El espermatozoide interactúa con la ZP del
ovocito. Esta interacción induce la reacción acrosómica en el espermatozoide. Paso 2. Se liberan las
enzimas del acrosoma permitiendo que el espermatozoide penetre la ZP. La reacción acrosómica deja
expuesta la membrana acrosómica interna (IAM) en la parte anterior de la cabeza del espermatozoide y el
segmento ecuatorial. Paso 3 Las interacciones entre las membranas del espermatozoide y la del ovocito de
unión y fusión ocurre en el espacio perivitelino.
De esta manera, una vez en el interior del ovocito se forman los pronúcleos y con ello se
ha iniciado el desarrollo del cigoto.
Bibliografía:
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Tadokoro Y, Yomogida K, Ohta H, Tohda A, Nishimune Y. 2002 Homeostatic regulation of
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Wassarman PM 2002 Sperm receptors and fertilization in mammals. Mt Sinai Journal of
Medicine 69, 145-155.