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INTRODUCCIÓN A LA
FISIOLOGÍA MOLECULAR
GUIA DE TRABAJOS PRÁCTICOS
2015
SEGUNDA PARTE
IFM 2015
TP 4: Fisiología del reposo
Bibliografía complementaria: capítulos 20 y 26 de Medical Physiology, Boron y
Boulpaep, Ed. Elsevier Science, 2005.
Objetivos
- Adquirir familiaridad con la medición y análisis de variables fisiológicas.
- Abordar de manera práctica el concepto de homeostasis y su alcance.
- Estudiar variables centrales de la fisiología (temperatura corporal, variables
respiratorias y cardiovasculares) durante distintas condiciones.
Introducción
La homeostasis es un conjunto de fenómenos de autorregulación, que conducen
al mantenimiento de la constancia en la composición y propiedades del medio interno
de un organismo. Ésta es ejercida de manera simultánea y redundante por el
organismo, en una serie de parámetros vitales. Como se ha visto en clases anteriores,
el control de los parámetros fisiológicos recae mayormente en mecanismos fisiológicos
de retroalimentación negativa. La presión arterial y el volumen sanguíneo, la presión
parcial de O2 y CO2, la concentración en plasma de H+, K+, Na+, Ca++, glucosa y la
temperatura corporal, son ejemplos fundamentales de variables fisiológicas
estrechamente controladas.
En este trabajo práctico estudiaremos el comportamiento de distintas variables
biológicas en condiciones de reposo (a diferencia del TP6, donde mediremos las
mismas variables durante el desarrollo de ejercicio físico).
Materiales y Métodos
El trabajo práctico se desarrollará en hemiturnos, divididos en cuatro grupos.
Cada grupo dispondrá de una computadora equipada con un conversor analógicodigital, que permitirá la obtención de electrocardiogramas, volumen y frecuencia
respiratoria, y la presión parcial de CO2 en el aire espirado. Además cada grupo contará
con un tensiómetro para medir la presión arterial, y con un termómetro infrarrojo para
medir la temperatura corporal.
NOTA
En el trabajo práctico se medirán distintas variables en un sujeto experimental.
Por el número de grupos, lo ideal es que un alumno del propio grupo sea el sujeto
experimental de su grupo. Sin embargo, si ningún alumno desea ser sujeto
experimental, un docente tendrá ese rol. Ningún alumno está obligado a prestarse como
sujeto experimental.
Tanto el sensor de ECG como el espirómetro son de uso educativo
exclusivamente. Los mismos no fueron ni diseñados ni evaluados para uso médico.
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Tratamientos y protocolo experimental
1. Obtención de un electrocardiograma (ECG)
El ECG es un método tradicional para medir la actividad eléctrica del corazón. El
método se basa en medir la depolarización e hiperpolarización coordinada de las fibras
de músculo cardíaco. El potencial eléctrico originado en esta actividad muscular se
propaga pasivamente por el medio extracelular a lo largo de todo el cuerpo
(fundamentalmente agua, que actúa como medio conductor, e iones, que son los
portadores de carga). Así, colocando electrodos superficiales en distintos puntos del
cuerpo se puede medir el resultante eléctrico correspondiente a las distintas fases de
contracción y relajación del corazón (figura 1).
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2
3
Figura 1. A la izquierda se ilustra la disposición de los electrodos que usaremos para realizar el
electrocardiograma. 1, cable verde; 2, cable rojo; 3, cable negro. A la derecha, un electrocardiograma que
muestra dos ciclos de contracción y sus fases. Las figuras de la guía son de Medical Physiology, Boron y
Boulpaep, 2003.
Metodología
Para realizar el electrocardiograma colocaremos un electrodo en cada brazo a la
altura del bíceps y un electrodo de referencia a la altura de la muñeca (brazo derecho)
tal como se indica en la Figura 1. Usaremos un sensor de diferencia de potencial y un
sistema de adquisición comercial para tomar los registros con una computadora. Para
conocer más detalles respecto a la realización e interpretación de un ECG podés
consultar cualquier libro de fisiología general.
Nota: Al momento de realizar las mediciones es importante que los brazos se
encuentren apoyados, ya que si los brazos están “colgando” o en movimiento los
electrodos registran señales eléctricas originadas por las contracciones musculares del
2
brazo (aunque algunas no sean evidentes) que ensucian el registro. También es
importante que el sujeto no esté mirando su propio registro.
2. Sistema respiratorio
El oxígeno requerido para el metabolismo oxidativo pasa de la atmósfera a la
mitocondria de las fibras musculares en tres etapas: 1) incorporación de O 2 a nivel
pulmonar, 2) provisión de O2 por el flujo sanguíneo al músculo y 3) extracción de O 2 de
la sangre por el músculo. Aquí obtendremos un registro de la respiración con un
espirómetro y mediremos la liberación de CO2 con un sensor apropiado.
En cada sujeto mediremos dos variables experimentales: el flujo de aire durante
la inspiración y la espiración y la concentración de CO2 en el aire espirado. A partir de
medir el flujo ventilatorio podremos calcular el volumen tidal y la frecuencia respiratoria
(Figura 2). El volumen tidal es el volumen de aire movilizado en un ciclo inspiraciónespiración normal (no forzado) y lo calcularemos como el área bajo la curva durante la
inspiración. El número de ciclos inspiración-espiración realizados durante 1 minuto es la
frecuencia ventilatoria.
Flujo ventilatorio
inspiración
1
volumen tidal
10 segundos
litros/seg
0,5
0
-0,5
-1
-1,5
espiración
minuto
10 segundos
Figura 2. Aquí se grafica el flujo respiratorio (l/s) en función del tiempo (s). El volumen tidal lo calcularemos
como el área bajo la curva durante la inspiración. El número de ciclos inspiración-espiración realizados
durante 1 minuto es la frecuencia ventilatoria.
Para medir el flujo ventilatorio usaremos un espirómetro acoplado a un sistema
de adquisición comercial para adquirir los registros con una computadora. ¿Cómo
funciona un espirómetro?
Desarrollo
Cada grupo contará con una computadora conectada a una interfase que
registrará datos de ECG y frecuencia respiratoria a través de respectivos sensores.
Comprobar que los módulos de ECG y respiración están conectados. Todas las
mediciones se realizarán en el mismo sujeto experimental. Se le colocarán los
electrodos (stickers) para el ECG según la figura 1. Un compañero sostendrá durante el
experimento el espirómetro a una altura conveniente para que el sujeto experimental
3
esté cómodo. Es importante que el sujeto experimental no mire sus registros
durante el experimento.
Comprobar que está todo bien conectado antes de empezar. El programa
DataStudio debe mostrar dos ventanas: una con tres registros temporales (dos de flujo
del espirómetro y uno de voltaje del ECG), otra con dos valores (frecuencia respiratoria,
ritmo cardíaco).
2.1. Valores basales
Con el sujeto experimental sentado cómodamente, realizar las siguientes
mediciones basales: ECG y respiración hasta observar tres ciclos respiratorios
completos. Es importante dejar el espirómetro sobre la mesa hasta que deje de
parpadear la luz roja (Wait) y se prenda la verde (Ready). Tomar el espirómetro con una
mano, colocarlo entre los dientes, tratando de formar un sello con los labios. De ser
necesario, el sujeto experimental puede taparse la nariz.
Cada registro de ECG se realizará a una tasa de adquisición de 200 Hz durante
10 segundos, o hasta ver 3 ciclos consistentes. Una vez adquirido el registro (voltaje)
será guardado en un archivo .txt llamado ECG-nombre del grupo-fecha (ArchivoExportar datos-Voltaje).
El registro de ventilación (flujo total) será exportado como .txt ¨Resp-nombre del
grupo-fecha¨ (Archivo-Exportar datos-Flujo total).
2.2. Inspiración y espiración forzada
Volver a adquirir con el programa datos del sujeto. Luego de que el resto del
grupo vea que se estabiliza en los ciclos, le pedirán que haga una máxima inspiración,
seguida de una máxima espiración. Luego el sujeto volvera a respirar normalmente por
algunos ciclos. Volver a exportar los datos de ECG y respiración (guardar como ECG2nombre del grupo-fecha y Resp2-nombre del grupo-fecha).
3. Análisis de datos
3.1. Análisis del ECG
Los archivos serán abierto en Excell y los datos copiados a la segunda columna
del archivo A.ECG. Guardar el archivo como ¨ECG-nombre del grupo-fecha¨. Se
tomarán 3 ciclos consecutivos en los que la onda P esté bien definida. En ellos medí el
tiempo correspondiente a:
1) Máximo onda P
2) Mínimo onda Q
X3
3) Mínimo onda S
4) Máximo onda T
5) Máximo onda R
6) Máximo ondas P y R del 4to ciclo
A partir de estos datos, calculá:
- La frecuencia cardíaca, usando el intervalo R-R (promediar los 3 intervalos, y
expresarlo en latidos por minuto).
- Los intervalos P-Q, Q-S y Q-T (promediar los 3 ciclos).
4
Completá con estos datos la planilla Excel provista con los registros, la que deberás
entregar completa a los docentes. La planilla será autograficable para que puedan
verificar los resultados obtenidos. Por favor, no modifiques el formato de la planilla.
Se realizará el mismo análisis de los registros obtenidos durante la respiración
forzada. Para ello los 3 ciclos
serán seleccionados durante la
inspiración forzada (observar que
existe un aumento de la línea de
base
durante
la
inspiración
forzada). ¿Qué sucede con la
frecuencia cardíaca durante la
respiración
forzada?
¿Qué
variables son las más afectadas?
3.2. Análisis de respiración
Los archivos serán abierto en Excell y los datos copiados a la segunda columna del
archivo B.Ventilacion. Guardar el archivo como ¨Ventilacion-nombre del grupo-fecha¨.
Se tomarán 3 ciclos consecutivos en los que el volumen tidal sea constante.
Figura 3. Registro de un
espirógrado. Se indican
los
parámetros
que
mediremos
en
los
registros
obtenidos
durante el TP. En la tabla
se muestran los valores
típicos para estas variable.
Las figuras de la guía son
de Medical Physiology,
Boron y Boulpaep, 2003.
Calcular según corresponda los siguientes parámetros respiratorios (ver Figura 3):
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




Volumen tidal (TV): es el volumen de una respiración o la cantidad de aire que
se mueve adentro o afuera de los pulmones durante una respiración tranquila.
Capacidad inspiratoria: es la máxima cantidad de aire que puede ser inspirada
luego de una espiración normal.
Volumen de reserva inspiratorio (IRV): es la cantidad de aire que se mueve
hacia los pulmones durante una inspiración forzada, más allá del nivel de la
inspiración tidal.
Volumen de reserva espiratorio (ERV): es la cantidad de aire que se mueve
hacia fuera de los pulmones durante una espiración forzada, más allá del nivel
de una espiración tidal.
Capacidad vital (VC): es la máxima cantidad de aire movible contenida en los
pulmones (VC = TV + IRV + ERV).
¿De qué factores depende el IRV? ¿Y el ERV?
Aún luego de una espiración forzada máxima, queda aire remanente en los
pulmones, al cual se denomina Volumen residual (RV en la figura 3). ¿Se puede medir
esta variable con el espirómetro? ¿Cómo/Por qué? ¿Cuál es la ventaja de que quede air
residual en el pulmón?
4. Efecto de la respiración forzada sobre la presión parcial de CO2 espirada
La presión parcial de CO2 la mediremos utilizando un sensor comercial de CO2
también acoplado con la computadora. El sensor mide la absorción infrarroja (4260 nm)
del CO2 y se calibra respecto a la atmótsfera de manera que el valor registrado es
directamente la presión parcial de CO2 en la muestra. Desconectar los otros módulos y
conectar el de CO2.
Comenzar a adquirir. Comprobar que el valor atmosférico de CO 2 está entre 400
y 450 ppm. Calibración: si no está, apretar el botón de calibrar por 3 seg, la luz verde
quedará estable, indicando que se está calibrando (1min aprox) Una vez que la luz
verde empieza a titilar, está listo para medir.
Basal: Espirando normalmente el sujeto llenará una bolsa, que será luego
puesta en el sensor. Se esperará hasta que la medición se estabilice (mantenga
oscilaciones en ambos sentidos), y se anotará ese número.
Retención de la respiración: el sujeto aguantará la respiración lo máximo posible
y luego espirará en la bolsa. Se procederá como en el punto anterior, hasta registrar el
valor de CO2.
Hiperventilación: el sujeto realizará una serie de inspiraciones y espiraciones,
hiperventilando. Al final exhalará el aire en la bolsa. NOTA: no exagerar, puede causar
mareo. Se anotará el valor de CO2 obtenido.
¿Qué resultados esperaría obtener en condiciones de hipoventilación, cuando la
ventilación no alcanza a cubrir las demandas metabólicas de los tejidos?
5. Presión sanguínea
5.1 Otras fuentes de presión
Si bien la principal fuente de presión arterial es el corazón, otras fuentes que
contribuyen a generar presión son la gravedad, la distensibilidad (compliance) de los
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vasos, la viscosidad y la velocidad del fluido. Es decir que la presión es una variable
dependiente de múltiples factores. La gravedad afecta directamente la presión
hidrostática en una columna de líquido cuando hay una diferencia de altura entre dos
puntos del sistema. Aquí intentaremos poner de manifiesto la influencia de la gravedad
sobre la presión sanguínea en un sujeto experimental que aún no haya realizado el
protocolo de ejercicio. Para ello, a un sujeto sentado colocale el manómetro en la
muñeca y medíle la presión arterial:
a) con el brazo extendido horizontalmente hacia el costado a la altura del corazón.
b) con el brazo extendido verticalmente hacia arriba.
c) con el brazo extendido verticalmente hacia abajo.
En todos los casos dejá pasar 1 minuto entre mediciones. Ahora, repetí las
mediciones de a-c pero con el sujeto acostado. Así, los registros se hacen siempre a la
altura del corazón. En esta condición el brazo debe estar extendido y completamente
apoyado: en a’) el brazo quedará perpendicular al cuerpo y en b’) y c’) paralelo al
cuerpo.
¿Qué diferencias observás en los distintos tratamientos? ¿Cuál es la diferencia
de presión (sistólica y diastólica) en cada condición? Extrapolando estos resultados,
¿Cómo crees que se modifica la presión sanguínea en los pies cuando una persona
está acostada en relación a cuando está parada? ¿Y en la cabeza? A partir de estos
resultados, ¿entendés por qué la presión se mide siempre a la altura del corazón
independientemente de la posición del sujeto?
5.2 Efecto del frío sobre la presión arterial
Dado que es difícil medir directamente el fenómeno de vasodilatación periférica
en respuesta al calor (al menos en ausencia de una ducha caliente), intentaremos medir
la vasoconstricción en respuesta al frío. La aplicación de frío sobre una parte del cuerpo
debería provocar una disminución en la irrigación de la piel de manera de evitar una
pérdida excesiva de calor. Una disminución repentina en el continente por el que circula
la sangre llevaría aparejada, para el mismo gasto cardíaco, un aumento transiente de la
presión sanguínea arterial. Intentaremos ahora simular esta situación. A un sujeto
medile normalmente la presión (anotá también la frecuencia cardíaca registrada por el
manómetro) según el siguiente protocolo:
frío
1min
a)
b)
c)
Medí dos veces la presión arterial con un intervalo de 1 min (indicado con las
flechas).
Colocá su mano derecha en un balde con agua a cero grados por 1 min. Antes de
que retire la mano medile la presión.
Con la mano ya fuera del balde hacé dos mediciones más con un intervalo de 1
min.
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¿Qué ocurrió con la presión sanguínea a lo largo del protocolo? ¿Se recuperó el
valor normal de la presión en los tiempos medidos? ¿Qué ocurrió con la frecuencia
cardíaca a lo largo del protocolo? La aplicación de frío, ¿provocó en la mano otros
efectos que el sujeto experimental pueda referir? En estas condiciones ¿el efecto que el
sistema nervioso autónomo ejerce sobre la presión sanguínea es en el mismo sentido
que el cambio observado en la presión? A la vista de esta nueva hipótesis reinterpretá
el efecto que tuvo el frío sobre la presión. En este mismo sentido, ¿te parece sencillo
diseñar un experimento, el que fuera, donde efectivamente puedas controlar las
variables experimentales? Este ejercicio sumamente sencillo pone de manifiesto que es
sumamente difícil aplicar estímulos controlados.
6. Las temperaturas del cuerpo
El que un organismo sea clasificado como homeotermo puede hacernos pensar
que la temperatura en todo su cuerpo es la misma. Lejos de ser así, a lo que se refiere
el concepto es a que la temperatura corporal (tronco/cabeza) para un mismo individuo
se mantiene aproximadamente constante (en humanos en un rango que va de 35º a 37º
C aproximadamente). En cambio, la temperatura en extremidades como piernas y
brazos generalmente es menor. Además, en las extremidades la temperatura disminuye
cuanto más distal sea el punto de la extremidad respecto al tronco. De manera general,
la temperatura de la extremidad en cuestión dependerá de factores muy diversos tales
como: la temperatura exterior, la necesidad de disipación o de conservación de calor
por parte del cuerpo, la cantidad de abrigo, el estado metabólico general o particular de
la extremidad, etc.
Para poner de manifiesto este fenómeno mediremos la temperatura en 5 puntos
del cuerpo: frente, abdomen, brazo, antebrazo y pantorrilla. Para ello, usaremos el
termómetro infrarrojo ya que en condiciones de reposo la temperatura de la piel tiende
a la temperatura del volumen subyacente (de ahí su uso comercial). Cabe considerar
que la menor temperatura que se puede medir con este termómetro es de 32º C y la
temperatura en las extremidades puede ser menor aún que este valor. Si este fuera el
caso considerá la mejor estimación posible de la temperatura, es decir, 32º C. Si bien
este procedimiento nos conducirá a sobreestimar la temperatura de la extremidad, y por
ello no podremos determinar el valor de la temperatura en el punto, de todas maneras
nos permitirá poner a prueba la hipótesis (errónea) de que la temperatura es la misma
en todo el cuerpo.
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IFM 2015
TP 5: Fisiología del ejercicio
Bibliografía complementaria: capítulos 58 y 59 de Medical Physiology, Boron y Boulpaep, Ed.
Elsevier Science, 2003.
Objetivos
A partir de la respuesta fisiológica frente al ejercicio físico se busca:
- Abordar de manera práctica el concepto de homeostasis y su alcance.
- Estudiar variables centrales de la fisiología (temperatura corporal, variables respiratorias y
cardiovasculares) durante distintos estados de demanda metabólica.
- Adquirir familiaridad con la medición y análisis de variables fisiológicas.
Introducción
El ejercicio físico es una de las actividades cotidianas que generan mayor estrés
fisiológico. El músculo en reposo tiene una tasa metabólica baja (1,5 ml de O2/(min X kg)) en
comparación con la mayoría de los tejidos (2 ml de O2/(min X kg)). La contracción y la relajación
muscular sostenida llegan a provocar un aumento de la tasa metabólica de 100 veces la tasa basal
(150 ml de O2/(min X kg)). Para soportar este aumento, el cuerpo debe hacer ajustes fisiológicos
rápidos e integrados, a nivel celular y sistémico, de manera de satisfacer no sólo la demanda
metabólica sino también las necesidades térmicas y de fluidos originadas en la conversión de
energía química en trabajo mecánico.
En este trabajo práctico estudiaremos cómo evolucionan distintas variables sistémicas
cuando un individuo pasa de un estado metabólico de reposo a un estado metabólico activo como
el que tiene lugar durante el ejercicio físico. En particular estudiaremos, cómo algunos
parámetros fisiológicos se modifican por el ejercicio, mientras que otros permanecen constantes
justamente por estar sujetos a mecanismos de control.
Materiales y Métodos
El trabajo práctico se desarrollará en hemiturnos, divididos en cuatro grupos. Cada grupo
dispondrá de una computadora equipada con un conversor analógico digital, que permitirá la
obtención de electrocardiogramas, volumen y frecuencia respiratoria, y la presión parcial de CO2
en el aire espirado. Además, cada grupo contará con un tensiómetro para medir la presión arterial,
y con un termómetro infrarrojo para medir la temperatura corporal.
NOTA
En el trabajo práctico se medirán distintas variables en un sujeto experimental. Por el número de
grupos, lo ideal es que un alumno del propio grupo sea el sujeto experimental de su grupo. Sin
embargo, si ningún alumno desea ser sujeto experimental, un docente tendrá ese rol. Ningún
alumno está obligado a prestarse como sujeto experimental. Tanto el sensor de ECG como el
espirómetro son de uso educativo exclusivamente. Los mismos no fueron ni diseñados ni
evaluados para uso médico.
Tratamientos y protocolo experimental
Los tratamientos sobre los que se estudiarán las distintas variables fisiológicas serán: en
posición horizontal, posición sentado en reposo, ejercicio y recuperación. Tanto el ejercicio como
la recuperación los discriminaremos en dos tiempos. El protocolo experimental es el que se indica
en la Figura 1: acostado, sentado, ejercicio (I y II), caminata (recuperación I) y finalmente
sentado nuevamente (recuperación II). Para cada una de las fases experimentales se medirá la
temperatura en distintas partes del cuerpo, la presión arterial, el volumen de aire ventilado, la
frecuencia ventilatoria, la concentración de CO2 en el aire espirado y el ciclo cardíaco a partir del
ECG.
En todos los casos las mediciones se realizarán al completar el módulo de 5 min según lo
indicado en la figura.
Salvo cuando el sujeto esté acostado, en el resto de los casos las mediciones se realizarán
con el sujeto sentado (¡no confundir con el tratamiento sentado!).
acostado sentado
Protocolo
Tratamientos
5 min
horizontal
correr
saltar
correr
saltar
5 min
5 min
5 min
reposo
ejerc I
caminar
5 min
ejerc II
sentado
5 min
recup I
recup II
Figura 1. Protocolo experimental. Una vez que el sujeto haya pasado 5 min acostado recién entonces se sentará en una
silla. Después de permanecer 5 min sentado comenzará la fase de ejercicio. Una vez finalizados los dos módulos de
ejercicio, cada uno de 5 min, el sujeto caminará lentamente por 5 min comenzando la fase de recuperación. Finalmente,
volverá a permanecer sentado por 5 min finalizando la fase de recuperación. Las flechas indican el momento en que se
realizarán las mediciones.
Este protocolo experimental incluye implícitamente la secuencia basal-tratamiento-basal.
Este es un diseño clásico en el cual se mide una variable en condiciones basales (sentado), se
aplica un tratamiento (ejercicio) y luego se estudia la recuperación de la respuesta en las
condiciones basales (sentado). Así se comprueba que: a) el tratamiento es reversible, b) la
respuesta observada al tratamiento es específica, c) el sistema permanece íntegro después del
tratamiento. Además, este protocolo incluye el tratamiento acostado ya que se sabe que al menos
algunas variables hemodinámicas dependen de esta condición (recordar TP 4).
Ejercicio
Si bien sería deseable que los sujetos experimentales realizaran la misma cantidad de
trabajo a una potencia similar, en las condiciones disponibles en el laboratorio nos
conformaremos con que salten en el lugar con los dos pies juntos durante los 5 min que duran las
fases de ejercicio. Recordá, sin embargo, que el trabajo es el producto de la fuerza por la distancia
sobre la que se aplica la fuerza (newton X metro = joule) y que la potencia es el trabajo hecho por
unidad de tiempo (joules / seg = watt).
En caso que los sujetos experimentales se sintieran cansados no duden en descansar!
Actividad cardíaca
Durante el ejercicio el sistema circulatorio debe proveer de un flujo adicional de sangre a
los músculos en actividad para entregarles O2 y eliminar metabolitos. A la vez, debe irrigar la piel
de manera de disipar el calor generado (ver Temperatura). Para ello, debe aumentar tanto el
volumen efectivo de sangre circulante (a expensas del reservorio venoso) como el gasto cardíaco.
El volumen efectivo circulante depende del volumen total de sangre y de su distribución en el
sistema circulatorio. En esta sección estudiaremos algunas de las variables involucradas directa o
indirectamente en el gasto cardíaco. Para ello, analizaremos la actividad del corazón en el reposo
y en el ejercicio mediante un electrocardiograma (ECG).
Desarrollo
Para realizar el electrocardiograma colocaremos un electrodo en cada brazo a la altura del
bíceps y un electrodo de referencia a la altura de la muñeca (brazo derecho) tal como se hizo en el
TP 4. Las mediciones se harán según el protocolo experimental de la Figura 1. Cada registro se
realizará a una tasa de adquisición de 200 Hz durante 10 segundos. Una vez adquirido el registro
será guardado en un archivo indicando el nombre del grupo y el tiempo correspondiente al
tratamiento.
Nota: Recordá que al momento de realizar las mediciones es importante que los brazos se
encuentren apoyados, no colgando.
Análisis del ECG
Para cada una de las mediciones tomá 3 ciclos consecutivos en los que la onda P esté bien
definida, y medí el tiempo correspondiente a:
1) Máximo onda P
2) Mínimo onda Q
3) Máximo onda R
X3
3) Mínimo onda S
4) Máximo onda T
5) Tiempo de la onda P y máximo de la onda R del 4to ciclo.
Una vez realizado el protocolo experimental, en clase, calculá:
- La frecuencia cardíaca, usando el intervalo S-S (promediar los 3 intervalos, y expresarlo en
latidos por minuto).
- Los intervalos P-Q, Q-S, Q-T y T-P (promediar los 3 ciclos).
Completá con estos datos la planilla Excel provista, la que deberás entregar completa a los
docentes al finalizar la clase. Por favor, no modifiques el formato de la planilla.
Presión arterial
A los fines de mantener la provisión de nutrientes, O2 y evacuar los desechos metabólicos
que produce el organismo, el sistema circulatorio modifica y redistribuye el flujo sanguíneo en
función de las necesidades metabólicas de los distintos tejidos. En la sección anterior
mencionamos que durante el ejercicio se debe aumentar el gasto cardíaco y, además de
redistribuirse el flujo sanguíneo, se debe aumentar el volumen efectivo de sangre circulante. Si
estos ajustes no se realizaran integrada y coordinadamente tendrían efectos notables sobre la
presión sanguínea. Aquí estudiaremos, entonces, el efecto sobre la presión sanguínea arterial que
imponen las necesidades metabólicas originadas en el ejercicio.
Desarrollo
Una vez que el sujeto experimental se encuentre sentado (salvo en primer fase), colocá el
manómetro en su muñeca izquierda. Es importante que en las mediciones sucesivas coloques el
manómetro en la misma posición de la muñeca. Para ello, antes de realizar la primera medición
hacé una marca en la piel en torno al manómetro para volver a colocarlo luego en la misma
posición. Tras ajustarlo debe caber un dedo entre la correa y la muñeca. Es importante, también,
que el sujeto experimental no hable ni se mueva durante el registro.
Sistema respiratorio
La energía que utiliza el músculo tanto para la contracción como para la relajación es
provista por la hidrólisis de ATP. Sin embargo, la cantidad de ATP que puede almacenar el
músculo no alcanza más que para unos pocos segundos de actividad muscular sostenida. En
consecuencia el músculo tiene que regenerar ATP. Esta síntesis de ATP puede ocurrir por vías
metabólicas aeróbicas o anaeróbicas (Figura 2). La obtención de energía por vías anaeróbicas,
además de ser ineficiente, no puede sostenerse por tiempos prolongados ya que los metabolitos
resultantes son tóxicos y al acumularse conllevan a la fatiga muscular.
Las fuentes aeróbicas, en cambio, permiten mantener importantes niveles de actividad
física de modo sostenido. Estas fuentes involucran la oxidación completa de glucosa, ácidos
grasos o cuerpos cetónicos en las mitocondrias de las fibras musculares. Como se señaló más
arriba las necesidades metabólicas del músculo aumentan cerca de 100 veces durante el ejercicio
intenso. Así, la provisión de O2 al músculo se convierte en un factor limitante de la actividad
física.
El oxígeno requerido para el metabolismo oxidativo pasa de la atmósfera a la mitocondria
de las fibras musculares en tres etapas: 1) incorporación de O2 a nivel pulmonar, 2) provisión de
O2 por el flujo sanguíneo al músculo y 3) extracción de O2 de la sangre por el músculo. Aquí
estudiaremos como se modifica la ventilación durante el ejercicio de manera de satisfacer la
demanda de O2 y el consiguiente aumento en la liberación de CO2.
Figura 2. Vías metabólicas aerobias
y anaerobias del músculo
esquelético.
Desarrollo
En cada sujeto mediremos dos variables experimentales: el flujo de aire durante la
inspiración y la espiración y la concentración de CO2 en el aire espirado. A partir de medir el
flujo ventilatorio podremos calcular el volumen tidal y la frecuencia respiratoria. A partir de la
concentración de CO2 medida y conociendo el volumen ventilado por minuto podremos calcular
la cantidad de CO2 producido en ese tiempo. ¿Qué fuentes de energía utiliza normalmente el
músculo?
El flujo ventilatorio se medirá respirando normalmente por la boca a través del
espirómetro. El registro durará 30 segundos y será guardado en un archivo indicando el nombre
del grupo y el tiempo correspondiente al tratamiento. La concentración de CO2 se medirá
exhalando normalmente (volumen tidal) en una bolsa plástica especialmente adaptada al sensor
de CO2.
Temperatura
La eficiencia de conversión de la energía química almacenada por el músculo en las
reacciones bioquímicas y biomecánicas involucradas en la realización de trabajo mecánico es de
aproximadamente un 24%. El resto de la energía transformada durante el ejercicio es liberada en
forma de calor. Así, en cuanto comienza el ejercicio se produce, primero, un aumento de la
temperatura del músculo que inmediatamente se disipa por el torrente sanguíneo hacia el resto del
cuerpo (Figura 3, izquierda). ¿Cuál es el efecto del calor sobre la afinidad de la hemoglobina?
El aumento de temperatura es sensado por termoreceptores hipotalámicos. El hipotálamo
compara, entonces, este valor de entrada de la temperatura con la temperatura de referencia del
comparador (recordar el seminario 1) y activa mecanismos fisiológicos de disipación de calor de
manera de mantener la temperatura corporal (fundamentalmente del tronco y la cabeza) en torno
al valor de referencia (Figura 5, derecha). Cabe notar que este valor de referencia no tiene un
correlato físico o neuroanatómico sino que es una conceptualización que permite explicar y dar
sentido a la repuesta integrada de múltiples componentes involucrados en el sistema de
regulación de la temperatura.
Figura 3. Izquierda, la figura ilustra los mecanismos de disipación del calor originado en la actividad muscular.
Derecha, el esquema sintetiza las vías y los mecanismos principales de control de la temperatura corporal.
Los mecanismos fundamentales de disipación de calor durante el ejercicio son el aumento
de flujo sanguíneo en la piel y la evaporación de H2O por sudoración. La modulación por parte
del sistema autónomo del tono del músculo liso de las arteriolas subcutáneas controla la irrigación
sanguínea de la piel y así la disipación por convección de calor del cuerpo hacia el medio
ambiente. Cuando este mecanismo no es suficiente para disipar la carga de calor, el sistema
nervioso autónomo activa las glándulas sudoríparas (exocrinas) que liberan sudor sobre la
superficie del cuerpo contribuyendo a la disipación de calor por la evaporación de agua.
Por la función en la que están involucradas ¿qué parte del sistema autónomo creés que
activa las glándulas sudoríparas? ¿Cómo se puede explicar entonces que la sudoración esté
mediada por acetilcolina actuando directamente sobre estas glándulas? ¿Sobre qué estructura de
la glándula actúa la acetilcolina de modo de que se libere sudor?
Bajo condiciones extremas de ejercicio la pérdida de agua por la piel puede alcanzar los
30 ml/min y la pérdida de agua por la espiración unos 2 ml/min. Por lo tanto, en 1 hora de
ejercicio intenso una persona de unos 70 kg habrá perdido cerca de 2 litros de agua. Es decir,
cerca del 5% del agua total del su cuerpo (esto es asumiendo que el cuerpo está compuesto por
60% de agua). La pregunta es, ¿de donde salieron esos dos litros de agua?
Desarrollo
En cada sujeto mediremos la temperatura “corporal” en el oído y la temperatura de la piel
en la frente y en el brazo. Como es importante realizar las sucesivas mediciones en el mismo
lugar, previo a comenzar a tomar la temperatura se delimitará el área de la piel a medir con un
marcador deleble.
Planilla final de resultados
Antes de finalizar la clase, cada grupo deberá volcar en la planilla del turno las siguientes
variables:
Electrocardiograma: frecuencia cardíaca y períodos P-Q, Q-S, Q-T y T-P.
Presión sistólica y diastólica.
Sistema respiratorio: volumen tidal, frecuencia ventilatoria, y concentración de CO 2 en el aire
espirado.
Temperatura en el oído, frente y brazo.
No olvides llenar la planilla Excel adicional (Información general).
Con los resultados obtenidos deberán calcular, además, el volumen ventilado por minuto y
cantidad de CO2 producido por minuto del sujeto experimental del grupo.
Informe
El informe debe incluir una introducción mínima, una descripción general del protocolo
experimental realizado, los resultados obtenidos y una discusión o conclusiones sobre los
resultados obtenidos en el trabajo práctico.
En cuanto a la presentación de los resultados se espera que hagan un gráfico de la media
± el error estándar de cada una de las variables medidas en función de la fase experimental.
Deberán realizar un análisis estadístico de los resultados obtenidos (ver abajo el instructivo). En
cada gráfico deberán incluir, también, los resultados obtenidos por su grupo trabajo, dentro del
gráfico o en el texto como discusión respecto a la figura correspondiente. Se espera que
interpreten los resultados grupales obtenidos y, en caso de que hubiera diferencias entre los
resultados grupales y los obtenidos por su grupo, a qué pueden deberse.
Guía para el análisis estadístico y uso de R
R es un entorno de software libre que permite programar algoritmos y utilizar herramientas
desarrolladas por otros para análisis estadísticos y gráficos. Corre bajo una gran variedad de
sistemas operativos y se baja gratuitamente de la página www.r-project.org. Existen una variedad
de manuales para la utilización, y a diferencia de otros programas comerciales, necesita que el
operador sepa lo que está haciendo.
En este TP no esperamos que aprendas a utilizar todo el R, ya que como lenguaje de
programación su potencialidad es muy grande. Esperamos que puedas realizar los análisis
estadísticos necesarios para el informe y comprender por qué y cómo se realizan.
Es importante primero comprender con qué tipo de datos estamos trabajando y cuál es el
análisis que queremos realizar. Para cada sujeto experimental hemos medido en el TP distintas
variables fisiológicas en distintas etapas. Así tenemos un factor que es la Etapa del ejercicio,
aplicada sucesivamente al mismo sujeto. Como se utiliza el mismo sujeto, las mediciones
sucesivas no son independientes (por ejemplo la frecuencia cardíaca en la primera etapa de
recuperación va a depender de la frecuencia cardíaca de ese sujeto en la segunda etapa de
ejercicio). Este tipo de diseño puede analizarse mediante un ANOVA de un factor con medidas
repetidas.
Para realizar el análisis:
1. Abrir el programa R.
2. En el menu “Packages&Data” seleccionar “Package Manager”. Esto abrirá la lista de paquetes
disponibles en la computadora. Seleccionar los paquetes “multcomp” y “nlme”. Estos paquetes
nos permitirán generar el modelo lineal con los datos. Al cargar el paquete se detallan en la
pantalla inferior las funciones que contiene.
3. Para cargar los datos escribir en la R Console
> Datos <- read.csv("F:/Datos2014.csv")
Reemplazando F:/ por la ubicación del archivo. Esto permite cargar los datos y asignarlos a una
tabla llamada “Datos”.
4. Para verificar que la tabla se haya cargado correctamente, escribir
> Datos
5. Para generar el modelo de ajuste de los datos, escribir
> FC<-lme(Frec_card~Etapa,data=Datos,random=~1|Sujeto)
Esta función genera un modelo lineal de efectos mixtos, con la frecuencia cardíaca dependiente
de la etapa y con el Sujeto como un factor random, a partir de los datos en la tabla Datos.
6. Podemos analizar el ajuste de este modelo realizando un ANOVA:
> anova(FC)
Este comando dará como resultado una tabla del tipo
(Intercept)
Etapa
numDF denDF F-value p-value
1
50 501.1687 <.0001
5
50
26.2987 <.0001
El renglón de (Intercept) no es muy interesante, sólo nos dice que la media de todos los datos es
distinta de cero. En este ejemplo, el renglón Etapa nos dice que el estadístico F calculado con 5
grados de libertad del numerador (etapas-1) y 50 del denominador (en este caso 66 datos en 6
etapas y 11 individuos) tiene un valor de 26.3 y es significativo (p<0.0001). Esto quiere decir que
hay diferencias entre las etapas, pero ¿dónde están las diferencias?
7. Para poder evidenciar las diferencias entre etapas, realizaremos un análisis posthoc, bajo la
hipótesis de que las etapas se diferencian del control (Sentado), realizando una prueba de Dunnett
y viendo los resultados:
> dun<-glht(FC,linfct=mcp(Etapa="Dunnett"),data=Datos)
> summary(dun)
Como resultado obtendremos una tabla como:
Simultaneous Tests for General Linear Hypotheses
Multiple Comparisons of Means: Dunnett Contrasts
Fit: lme.formula(fixed = FC ~ Grupo, data = Datos, random = ~1 | Sujeto)
Linear Hypotheses:
Estimate Std. Error z value
Ejercicio1 - Control == 0
0.34082 0.05348 6.372
Ejercicio2 - Control == 0
0.42845 0.05348 8.011
Recostado - Control == 0
-0.03329 0.05348 -0.622
Recuperacion1 - Control == 0 0.25917 0.05348 4.846
Recuperacion2 - Control == 0 0.20124 0.05348 3.763
--Signif. codes: 0 ‘***’ 0.001 ‘**’ 0.01 ‘*’ 0.05 ‘.’ 0.1 ‘ ’ 1
(Adjusted p values reported -- single-step method)
Pr(>|z|)
< 1e-04 ***
< 1e-04 ***
0.957991
< 1e-04 ***
0.000797 ***
Esta tabla así da el valor de significancia de la diferencia entre las medias de la variable en cada
etapa respecto al control (Sentado).
8. Este tipo de análisis requiere el cumplimiento por parte de los datos de una serie de supuestos,
entre ellos el de normalidad. Para verificar visualmente la normalidad, realizaremos un gráfico
QQ, que es una representación de los cuantiles de distribución de una variable respecto a los
cuantiles de una distribución normal.
> qqnorm(resid(FC))
Si los datos siguen una distribución más o menos normal, esperamos que se ubiquen sobre una
recta; sino se alejarán de la misma.
9. Finalmente pueden probar las funciones de gráficos de R, como por ejemplo:
> boxplot(Frec_card~Etapa,data=Datos)
10. Deberán repetir los puntos 5-9 para cada variable. Importante: anotar las significancias
observadas tanto para el ANOVA como los contrastes. Las primeras deberán ser informadas en el
texto del informe, las segundas como asteriscos en los gráficos.
Datos a tener en cuenta
 El diseño de medidas repetidas no admite que falten valores en una de las repeticiones de
un sujeto.
 El R distingue entre mayúsculas y minúsculas.
 Hay que cerrar todos los paréntesis abiertos.
IFM 2015
TP6: Fisiología del sistema renal.
A. Guía de simulación de factores responsables de la función excretora de los riñones
B. Observación histológica
Introducción a la fisio-morfología del riñón.
Los riñones son responsables del control de la osmolaridad y volumen plasmáticos, el equilibrio
ácido-base y de electrolitos, así como la excreción de desechos metabólicos.
Cada riñón humano contiene 1,2 millones de nefrones (las unidades funcionales del sistema
renal). Cada nefrón se compone de un corpúsculo renal y de un túbulo renal. El corpúsculo renal
consiste en un penacho de capilares, denominado glomérulo, que está rodeado por una cápsula
llena de líquido denominada cápsula de Bowman. La sangre entra en el glomérulo desde la
arteriola aferente. Las fuerzas de Starling (generadas por los gradientes de presión hidrostática
y osmótica de la sangre u oncótica) conducen al plasma sin proteínas desde la sangre, a través
de las paredes de los capilares glomerulares, hasta la cápsula de Bowman. Después, la arteriola
eferente drena el glomérulo de la sangre restante.
A continuación el líquido filtrado fluye desde la cápsula de Bowman hasta los túbulos
colectores proximales (Figura 1, parte proximal) compuestos por el túbulo contorneado
proximal, después al túbulo recto proximal seguido por el asa de Henle. En la parte proximal,
se secretan creatinina, antibióticos, ácido úrico y algunos diuréticos mientras que se reabsorben
NaCl, K+, H2O, HCO3-, glucosa, aminoácidos, Mg2+ y Ca2+.
Por otro lado, el líquido filtrado que pasa por el asa de Henle fluye luego al túbulo contorneado
distal antes de alcanzar el conducto colector, donde se recoge la orina. En esta parte, ejercen su
acción las hormonas aldosterona y ADH (hormona antidiurética). Esta última se considera la
hormona más importante del organismo para regular el equilibrio hídrico.
Diagrama ilustrativo de la filtración glomerular
1
Parte A. Guía de simulación de factores responsables de la función excretora de los
riñones
Se utilizará el programa de simulación: PhysioEx 6.0.
Iniciar el programa PhysioEx. Del Menú Principal, seleccioná Renal System Physiology
(Fisiología del Sistema renal).
El programa se abre automáticamente en la sección que nos interesa, pero por las dudas les
aviso que toda esta primera parte corresponde a Experiment: simulating glomerular filtration.
Pulsá ayuda (Help) en la parte superior de la pantalla y seleccioná después Globos Activos
(Balloons On). De esta manera, moviendo el mouse por la parte amarilla de la pantalla,
aparecerán etiquetas describiendo las distintas partes del nefrón.
Una vez que hayas identificado todo el equipo, hay que pulsar de nuevo Ayuda (Help) y
seleccionar Globos Inactivos (Balloons Off) antes de comenzar el experimento.
En esta simulación, va a ser necesario guardar los datos y luego copiar la tabla para
realizar el análisis de cada ejercicio.
Ejercicio 1: Efecto del diámetro de la arteriola sobre el filtrado glomerular.
Los diferentes diámetros de las arteriolas aferentes y eferentes que conducen sangre hacia y
desde el glomérulo, respectivamente, pueden afectar la magnitud de filtración glomerular, y por
lo tanto, la cantidad de orina producida por el riñón.
Pasos a seguir:
1. Los indicadores de radio aferente (Afferent Radius) y eferente (Efferent Radius) se deben
fijar, usando los botones (+) o (-), a 0.50 y 0.45 mm, respectivamente. Asimismo, antes de
comenzar la actividad pulsá el botón rellenar (Refill, si no se puede pulsar significa el sistema
ya estaría preparado para comenzar). Finalmente, el indicador de presión (Pressure, mm Hg)
del recipiente de la izquierda debe marcar 90 mm Hg.
2. Pulsá el botón iniciar (Start) y luego de que el recipiente de drenaje se haya llenado de
sangre, pulsá guardar datos (Record Data).
3. Aumentá el radio aferente en intervalos de 0.02 mm (hasta un máximo de 0.60 mm) y repetir
los pasos 1 y 2, asegurándote de Guardar Datos al final de casa ensayo. Recordá que debes
rellenar para que te permita iniciar cada ensayo.
Representá (usando Excel) los valores de volumen de orina en función del radio aferente ¿como
se modifica la filtración glomerular al modificar el radio aferente? ¿Qué pasó con la presión
glomerular? Representalo, de ser posible en el mismo gráfico anterior.
Si se reduce el radio aferente a 0.3 mm, ¿sigue fluyendo el líquido a través del nefrón? ¿Se sigue
formando orina? Interpretá este resultado en relación a los obtenidos anteriormente. Explicá las
diferencias encontradas.
Realizá el mismo experimento con los rangos descritos en los pasos 1 al 3, aumentando y
disminuyendo ahora el radio de la arteriola eferente (desde 0.45 hasta 0.3 a intervalos de 0.05
mm) manteniendo constante el de la aferente. Representá los datos obtenidos y compáralos con
el gráfico anterior. ¿Qué concluís?
¿Cuál podría ser la causa fisiológica de un cambio en el radio de la arteriola aferente o eferente?
Explicá tus razonamientos.
Ejercicio 2: Efectos combinados de la presión arterial y el radio aferente sobre el filtrado
glomerular.
1. Bajo la ventana de conjunto de datos (Data sets) resaltá combinado (Combined). Esto
permitirá guardar los datos de este ejercicio en una nueva ventana de conjunto de datos.
2
2. Fijá la presión inicial a 90 mm Hg, y los radios aferentes y eferentes a 0.50 y 0.45 mm,
respectivamente. Si es necesario, pulsá rellenar para comenzar. Luego el botón Iniciar y guardá
los datos.
3. Realizá el mismo experimento disminuyendo la presión hasta 70 mm Hg (a intervalos de 10
mm Hg) y luego aumentándola de una sola vez hasta 100 mm Hg manteniendo constante los
radios aferentes y eferentes. Asegurate de guardar datos y pulsar rellenar después de cada
experimento.
¿Qué sucedió con la filtración glomerular y con el volumen de orina después de cambiar la
presión? Razoná tu respuesta.
Usando el programa, ¿cómo podrías ajustar el radio aferente o eferente para compensar el efecto
de los cambios de presión sobre la filtración glomerular y sobre el volumen de orina? Intentá
modificarlo. Registrá los datos obtenidos y verificá si la modificación realizada pudo compensar
el efecto del cambio de presión.
Ejercicio 3: Simulación de la formación de orina durante la modulación de la reabsorción
renal.
La reabsorción es el movimiento de solutos y agua desde la luz de los túbulos renales hacia el
plasma sanguíneo. Este movimiento depende del gradiente de concentración entre ambos
compartimentos y además está regulado por hormonas, las cuales actúan sobre el conducto
colector. En el presente ejercicio vamos a considerar las dos más importantes, ADH (hormona
antidiurética) y aldosterona. La ADH está influenciada por la osmolaridad. Incluso un cambio
del 1% en la osmolaridad corporal hace que se secrete esta hormona. La aldosterona es una
hormona secretada por la corteza suprarrenal que está bajo el control del sistema reninaangiotensina. Una disminución de la presión arterial es detectada por las células de la arteriola
aferente y desencadena la liberación de renina.
En este ejercicio examinaremos el proceso de reabsorción que se produce mientras el líquido
filtrado viaja a través de un nefrón hasta la formación de orina.
Ejercicio 3A: Efecto del gradiente de soluto sobre la formación de orina.
1. Pulsá experimento (Experiment) en la parte superior de la pantalla y seleccioná simulando
la formación de orina (Simulating Urine Formation). En el centro debajo de la pantalla
seleccioná gradiente (Gradient) y usa los botones (+) o (-) a su izquierda para ajustarlo a 300
mOsm y pulsá aplicar (Dispense) para añadir el gradiente de concentración de 300 mOsm al
fluido intersticial.
2. Pulsá iniciar (Start) y dejá que la sangre atraviese el sistema. Cuando el detector (Probe)
situado a la izquierda debajo de la pantalla empiece a estar rojo, pulsá con el mouse sobre él y
arrastralo hasta encima del depósito que recoge la orina para medir la concentración de solutos
en ella (dicho valor aparecerá en la ventana de concentración, a la izquierda de la ventana de
osmolaridad). Tomar los datos de concentración a lo largo de los túbulos renales (en los
conductos proximales, asa de Henle y distales) y finalmente en la orina. Realizar el mismo
procedimiento aumentando la osmolaridad a 600 y 1200 mOsm (es necesario pulsar aplicar
para cada gradiente). Guardar Datos al final de cada experimento.
3. Repetir los pasos anteriores, añadiendo ADH (pulsá y arrastrá con el mouse el tapón
cuentagotas de la botella de ADH e introducilo por el tapón gris que se encuentra encima del
lado derecho del nefrón). Cada vez que se cambie la osmolaridad hace falta repetir el agregado
de ADH (y no olvides pulsar aplicar). Guardar los datos al final, y representá el valor de la
concentración de solutos de la orina frente a los valores de osmolaridad en ausencia y presencia
de ADH.
3
¿Qué le pasó al volumen de orina a medida que se aumentó el gradiente de concentración? ¿Por
qué?
¿Cómo cambia la osmolaridad a medida que se atraviesa el túbulo renal? ¿En qué parte del
conducto se ve el efecto de ADH?
Ejercicio 3B: Reabsorción de glucosa. Concentración de glucosa en la orina.
Este ejercicio tiene como objetivo entender el papel de los transportadores de glucosa ¿Qué tipo
de transportadores son?
1. Resaltá glucosa (Glucose) en la ventana de conjunto de datos (Data sets) y fijá el gradiente
de concentración (Conc. Grad.) en 1200. Pulsá aplicar (Dispense) e iniciar (Start). Pulsá
guardar datos (Record data) al terminar la simulación.
2. Repetir el punto 1 aumentando el número de transportadores de glucosa (parte superior de
la pantalla, Glucose Carriers) de 100 en 100 hasta el máximo de 500. Recordar pulsar añadir
transportadores (add carriers) a la izquierda de la pantalla indicativa en la parte superior
izquierda del simulador.
¿Qué le sucede a la concentración de glucosa en orina a medida que se añaden transportadores
de glucosa? ¿Con qué cantidad de transportadores la concentración de glucosa en la orina es
cero?¿Qué zonas del nefrón estarán libres de glucosa?
Sabiendo que las personas diabéticas sin tratamiento (tanto tipo I y II) presentan glucosa en
orina, ¿qué explicación podés dar para este fenómeno?
Ejercicio 3C: Efecto de las hormonas ADH y aldosterona sobre la reabsorción.
1. Resaltá hormona (Hormone) dentro de la ventana de conjunto de datos (Data sets). Fijá el
número de transportadores de glucosa en cero y el gradiente de concentración en 1200. A
continuación pulsá aplicar, inicio y luego guardar datos. Estos datos van a ser los datos
control de este ejercicio.
2. Repetí el paso 1 añadiendo (arrastar con el mouse el tapón cuentagotas respectivo) sólo
aldosterona, sólo ADH o las dos juntas.
¿Cómo afectaron las hormonas ADH y aldosterona, individualmente y en combinación: a) la
concentración de la orina, b) el volumen de orina y c) la concentración de potasio? Explica
claramente tus respuestas. En base a los resultados, plantear los mecanismos de acción de las
dos hormonas.
Parte B: Observación histológica de los distintos elementos del sistema renal.
Tinción hematoxilina-eosina
Con esta tinción se colorean los componentes del núcleo en azul-violeta, mientras que casi todas
las estructuras del citoplasma toman color rosado.
Tinción tricrómica de Masson
Tinción modificada que lleva como colorantes hematoxilina de Carazzi, fucsina ponceau de
xilidina y azul de anilina. Con esta coloración los núcleos se ven violetas rojizos, los
citoplasmas de acuerdo al tipo celular pueden ser rojos (epitelios y músculo por ej.), naranjas
(glóbulos rojos), azul (fibras colágenas), celeste claro (mucinógeno de células mucosas).
A. Observación de riñón
Se observará un corte longitudinal de riñón teñido con tinción hematoxilina-eosina.
4
1) Microscópicamente el riñón está compuesto en su cara más superficial por dos regiones: una
parte pálida llamada corteza o córtex, situada en la parte más externa del riñón, y otra más
interna y oscuro denominada médula.
Utilizando el aumento de 5X reconozca estas zonas y realice un esquema. Describa los
elementos del sistema renal presentes en cada zona.
Como puede ver existe una fuerte correlación entre el sistema renal y el circulatorio. Reconozca
los distintos elementos (capilares, arteriolas, arterias, venas) e indique a qué zonas se encuentran
asociadas.
2) Utilizando el aumento de 40X identifique los distintos componentes del nefrón. El
corpúsculo renal (cápsula de Bowman + glomérulo) y rodeándolo se pueden ver distintas
estructuras tubulares que corresponden al túbulo proximal, asa de Henle, túbulo distal y túbulo
colector. Esquematice y nombre las distintas partes del corpúsculo renal. Recorra distintos
corpúsculos tratando de identificar las arteriolas aferente/eferente y el túbulo proximal ¿puede
reconocerlos? ¿Cómo?
B. Observación de vejiga
La orina pasa del uréter a la vejiga, desde donde es eliminada a través de la uretra. Se
observarán cortes de vejiga coloreados con la tinción tricrómica. La pared de las vías urinarias
excretoras se compone de tres capas:
1. La túnica mucosa: está revestida de epitelio de transición (poco permeable) rodeado de
lámina propia. ¿Qué le sugiere la forma de la luz de la vejiga? ¿Cómo se dispone el
epitelio? ¿De qué proteína está compuesta la lámina propia?
2. La túnica muscular: está compuesto por músculo liso longitudinal interno y circular
externo. ¿Qué le permite esta distribución de las células musculares?
3. La túnica adventicia.
5