Hematimetria. apunte

HEMATIMETRIA
El hemograma consta de:
 Recuento de G.B.
 Recuento de G.R.
 Dosaje de hemoglobina (Hb).
 Hematocrito (Hto).
 Formula leucocitaria relativa (FLR).
 Informe de la morfología de la serie roja, plaquetaria y blanca.
Un hemograma especializado incluye además:
 Recuento de plaquetas.
 Recuento de reticulocitos.
TOMA DE MUESTRA
Puede utilizarse sangre venosa o sangre capilar.
Hemograma capilar: preferentemente dactilar, pero puede tomarse también del talón, lóbulo de la oreja o dedo gordo del pie,
especialmente en niños.
Debe punzarse con precisión y alcanzar una profundidad de 3 mm. Se utiliza para ello una lanceta descartable.
Nunca debe hacerse la punción en zonas cianóticas, edematosas, congestionadas, etc., porque introduce error en los resultados.
La sangre debe fluir libremente, sin necesidad de presionar mucho la zona, caso contrario, pasaría mucho liquido tisular, lo que
provocaría hemodilución.
Técnica de punción: se utiliza lanceta descartable, algodón y alcohol 96%. Se limpia la zona elegida con algodón y alcohol, se deja
secar y luego se punza.
La primera gota se desecha porque contiene liquido hístico y se ejerce una leve presión, si es necesario, para que fluya la sangre.
Si se saca del talón conviene calentar previamente la zona, caso contrario, suele obtenerse valores mas altos que en sangre
venosa.
Hemograma venoso: se extrae generalmente de las venas del pliegue del codo, en la zona antecubital, o sino de las venas de la
cara dorsal de la mano o del pie.
Material: se utiliza un equipo de jeringas y aguja descartable.
Las agujas pueden ser:
25 mm x 0.8 m
30 mm x 0.8 mm
25 mm x 0.9 mm
En niños puede usarse: 15 mm x 0.7 mm o 25 mm x 0.8 mm.
VENTAJAS Y DESVENTAJAS DE LA SANGRE CAPILAR Y VENOSA
Ventajas
Desventajas
Sangre capilar
Al cargar el material, los elementos
salen distribuidos, tal como están
distribuidos en el organismo.
No se pueden repetir las
determinaciones. Debe cargarse el
material y tubos delante del
paciente.
Sangre venosa
Pueden repetirse las
determinaciones y permite
controlar la exactitud y precisión
de los métodos usados.
Requiere el uso de anticoagulantes
en concentraciones adecuadas.
Debe agitarse muy bien la muestra
antes de cargar la pipetas y tubos
de dilución, teniendo cuidado de no
hacer espuma.
DIFERENCIAS HALLADAS ENTRE LA SANGRE CAPILAR Y VENOSA
Un hemograma capilar puede dar algo aumentado el recuento de G. B. debido a la marginación periférica de los mismos.
1
Las plaquetas pueden estar algo disminuidas debido a la adhesión y agregación de las mismas en la zona lesionada.
Para G.R., Hb, Hto. No existen diferencias.
En conclusión: a los fines clínicos no existen diferencias significativas entre uno y otro.
Como ya hemos visto, existen determinaciones en el hemograma que pueden hacerse con o sin anticoagulante.
Determinaciones que pueden realizarse con o sin anticoagulante:
 Recuentos globulares
 Hemoglobina
 Plaquetas por el método directo
 Reticulocitos
 Hematocrito (puede cargarse con sangre capilar, pero debemos hacerlo con capilares heparinizados).
Determinaciones que deben hacerse sin anticoagulante:
 Extendido de sangre para la FLR y observación de serie roja y plaquetas. (ver efecto de los anticoagulantes sobre los
elementos sanguíneos)
 Extendidos para contaje de plaquetas por métodos indirectos, se utiliza en ese caso liquido dispersante.
ANTICOAGULANTES DE USO HEMATOLÓGICO
Anticoagulantes
HEPARINAS
Características
Actúa tanto in vivo como in vitro. Es un
mucopolisacárido, complejo de acido condroitín
sulfato, unido al acido exurónico y H2SO4.
Fuente de extracción: pulmón vacuno, mucosa
de intestino de cerdo.
Antídoto: sulfato de protamina y azul de
toluidina. Ambos actúan por un mecanismo de
neutralización acido-base.
Acción anticoagulante: en unión con un factor
plasmático que se conoce con el nombre de
Anti Trombina III. La AT III inhibe los
factores II, X, IX, XI y XII de la coagulación,
evitando que la sangre coagule. Se usa 0.1 mg.
de heparina cada 1 ml de sangre.
EDTA
WINTROBE
(etilen-diamino-tetraacetico)
Acción anticoagulante: es un complejante de
Ca2+, el cual interviene en forma obligada en
varios pasos del mecanismo de coagulación.
Produce secuestro de Ca pero no lo precipita.
También actúa como antiadhesivo y
antiagregante.
Se usa 1 mg por ml de sangre, en su forma de
sal sódica o potásica.
El más conveniente es el EDTA-K3 porque es
más soluble que la sal Na+. Al EDTA-Na2 se lo
conoce con el nombre de Verseno, al EDTA-K3
se lo conoce con el nombre de Sequestrene.
Mezcla de oxalatos o solución de Paul Heller.
(NH4)2Ox 12g; K2Ox 8g; agua dest. Csp 1000ml.
Se usa colocando 0.5 ml de solución en un
frasquito para hemograma y luego se lo deja
evaporar en estufa a 37 ºC no exponer a Temp.
mayores de 80 ºC ya que se descomponen los
oxalatos. Conviene colocarlos a 56 ºC durante
24 hs. 0.5 ml de solución corresponde a 10 mg
de droga sólida, que hace incoagulable a 5 ml
Ventajas
Es el
anticoagulante
ideal en el sentido
que no introduce
sales e iones
nuevos al medio,
dando un plasma
puro. Impide la
migración de agua
de los glóbulos
hacia el plasma y
no deforma los
elementos.
Mantiene la sangre
en un estado
físico-químico muy
próximo al del
cuerpo humano.
Preserva mejor las
plaquetas in vitro,
inhibe la
agregación
Desventajas
In vitro,
previene la
adhesión
plaquetaria pero
no la
agregación, por
lo tango no se
puede hacer
recuento de
plaquetas por
los métodos
directos.
No produce
alteración globular
ya que:
-(NH4)2Ox tiende
a aumentar el
volumen globular y
- K2Ox tiende a
disminuirlo, por lo
tanto se mantiene
Debe estar
perfectamente
evaporado antes
de su uso,
porque en caso
contrario
produce dilución
de la muestra.
Produce
Debe usarse en
cc adecuada. Si
se usa mas de 2
mg/ml de
sangre se
produce
retracción
celular y
disminución del
hematocrito y
aumento de la
CHbCM
2
de sangre, por lo tanto debe usarse 2mg/cc de
sangre. Produce precipitación de los iones Ca+2.
CITRATO
normal.
El paso de agua e
iones es
prácticamente nulo
y no se produce
gran cantidad de
hemólisis.
variaciones
impredecibles
en los
elementos.
Se utiliza citrato trisódico 0.106 M = 3.13 g/dl.
C6H5O7Na3– 2H2O o bien C6H5O7Na3 – 11H2O.
Acción anticoagulante: neutraliza el Ca2+ por la
formación de un complejo molecular soluble en
el cual queda fijo el Ca+2 y desaparece del
plasma. Se unas para eritrosedimentación en
relación ¼ de anticoag. Sangre. Para
coagulación se una relación 1/9 de anticoag.
Sangre.
EFECTO DE LOS ANTICOAGULANTES SOBRE LOS ELEMENTOS SANGUINEOS
En general todos producen cambios degenerativos en los leucocitos. Con EDTA y Heparina es menos notorio que con los oxalatos.
El wintrobe, más que todos produce formas dentadas de los hematíes, vacuolización en los glóbulos blancos especialmente en el
citoplasma de los granulocitos, en los cuales se separan los lóbulos nucleares y se tiñen homogéneamente. Producen artefactos en
los núcleos de linfocitos y monolitos, produciendo lobulación y vacuolización, formas en capullo con 2 o 3 lóbulos. Además el núcleo
se tiñe intensamente.
TIEMPO DE PROCESAMIENTO DE LA MUESTRA
Estudios hechos con anticoagulantes EDTA-K3 y Wintrobe a temperaturas de 4ºC y 25ºC, llegaron a las siguientes conclusiones:
Anticoagulante
EDTA
EDTA
Wintrobe
Wintrobe
Temp. (ºC)
25
4
25
4
GB (hs)
6
24
6
17
GR (hs)
24
48
24
48
Plaq. (hs)
6
24
-
Ret. (hs)
8
8
8
8
Realización del extendido:
Para hacer el frotis o extendido de sangre se coloca una gota de sangre recién extraída y sin anticoagulante en un extremo del
portaobjetos, se toma otro portaobjetos que servirá como extensor ( debiendo tener uno de los extremos perfectamente recto y
cortado en ambos ángulos), el cual se apoya sobre la superficie libre del portaobjeto por delante de la gota de sangre, se
aproxima a la misma que se extiende por capilaridad a lo largo de dicho borde procurando que ambos portaobjetos formen entre
sí un ángulo de 45 grados.
Se hace deslizar el extensor con uniformidad y seguridad hacia el otro extremo,dejando una fina película de sangre; se seca el
frotis por agitación del portaobjeto al aire.
Tamaño de la gota: debe ser tal que, al extenderla no llegue hasta el extremo del portaobjeto.
El grosor del extendido depende de la velocidad del deslizamiento de la sangre y el ángulo formado por los dos portas, cuanto
mayor sea la velocidad, el ángulo formado y el tamaño de la gota, mayor resultará el espesor de la capa formada.
Los frotis defectuosos tienen los extremos desflecados e irregulares, formación de estrías o escalones. La formación de
espacios claros se debe a portas sucios o engrasados.
Un buen extendido ocupa ¾ partes del porta, consta de cabeza (más gruesa), cuerpo (mediano) y cola (delgado) que termine en un
borde convexo sin estrías prolongadas.
RECUENTOS GLOBULARES
Métodos visuales
Métodos automáticos
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MÉTODOS VISUALES
El recuento globular se realiza utilizando cámaras cuentaglóbulos y una dilución adecuada de la muestra.
Estas diluciones se realizan con líquidos diluyentes correspondientes:
GLOBULOS ROJOS:
Liquido de Gowers:
-SO4Na2 anhidro 12.35 g;
-acido acético 33.3 g;
-agua destilada 200 ml
Ventajas: mantiene la forma y tamaño de los GR. la concentración de ACH no es tan alta como para producir hemólisis.
Solución fisiológica:
-NaCl 8.5 g;
-agua destilada csp 1000ml
Ventajas: impide la formación de Rouleaux, por lo tanto se usa en aquellos casos donde se produzca aglutinación o seudo
Aglutinación.
Desventajas: debemos realizar el recuento de inmediato, ya que deforma los GR.
GLOBULOS BLANCOS:
Liquido de Turk:
-ac. Acético glacial 3ml;
-azul de metileno gotas;
-agua destilada csp100 ml;
Ventajas: el ACH hemoliza los GR y el colorante agregado permite visualizar perfectamente a los leucocitos. Puede utilizarse para
el recuento de GB, los líquidos de recuento de plaquetas, aunque frente a valores bajos o muy altos, conviene corroborar el
recuento con el líquido de Turk.
PLAQUETAS
Solución de Milani: esta solución debe prepararse en el momento de usarse y puede conservarse estéril en heladera. La novocaína
impide la agregabilidad plaquetaria y libera la Hb de los GR.
Método de Brotcher: solución al 1% de (NH4)2Ox en agua destilada.
Ventajas: permite visualizar perfectamente las plaquetas, es fácil de preparar y económica.
Inconvenientes: debe controlarse la contaminación con gérmenes ya que puede confundirse con plaquetas.
MATERIAL A UTILIZAR PARA RECUENTOS VISUALES
Cámara cuentaglóbulos
Cubrecamaza
Micropipetas de recuentos globulares o micropipetas de 20 o 50 µL para dilución en tubo.
Diluyentes.
CAMARA CUENTAGLOBULOS DE NEUBAUER
Es un bloque de cristal donde se encuentran tallados dos retículos calibrados en los cuales se realiza el recuento globular.
Cada retículo esta dividido en 9 cuadrados de 1 mm de lado que se llaman cuadrados primarios.
Los 4 cuadrados primarios de los extremos, a su vez, están divididos en 16 cuadrados secundarios, en los cuales se realiza el
recuento de GB. (Cuadrados Nº I, III, VII, IX).
El cuadrado central N° V está rayado en forma especial se llama retículo de THOMA.
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El retículo de Thoma está dividido en 25 cuadrados secundarios y cada uno de estos en 16 cuadrados terciarios. Cada cuadrado 2°
está separado por una triple línea cuyo trazo es muy fino y representa prácticamente el espesor de una sola línea.
RECUENTO DE GLOBULOS BLANCOS
Materiales: pipetas cuentaglóbulos, cámara cuentaglóbulos, cubre cámara, pipeta de 20µL, tubos de Kahn, liquido de dilución.
Técnica:
 Dilución en pipeta: hacer una dilución 1/20 de la sangre con la pipeta, esto se logra pipeteando sangre hasta la marca 0.5
y luego se llena de turk hasta la marca 1.1. Mezclar muy bien para favorecer la hemólisis, descartar las primeras 2 o 3
gotas y cargar la cámara, teniendo cuidado de que no rebalse. Se cuenta los leucocitos en los cuadros primarios de los
extremos.
 Dilución en tubo: en un tubo de Kahn, colocar 0.38 ml de liquido diluyente. Agregar 20µl de sangre enjuagando 3 o 4
veces la pipeta. Agitar perfectamente. Cargar la cámara con pipeta Pasteur de punta fina o con un capilar de
microhematocrito.
Se cuentan los cuatro cuadrados primarios (I, III, VII, IX), al contar debemos elegir 2 líneas del borde del retículo. Los
elementos que toquen esas líneas van a se contados pero los que toquen la línea opuesta, van a ser descartados.
Cálculo: Cada cuadrado primario tiene una superficie de 1 mm2, por lo tanto hemos contado los elementos que están en 4 mm2
porque contamos 4 cuadrados primarios.
4 mm2_______ Nº de elementos contados
1 mm2_______ X= N. 1mm2/4 mm2
Para saber el volumen en el que están esos elementos, multiplicamos por la altura de la cámara que es de 0.1 mm. Eso nos dará el
numero de elementos por 0.1 mm3 de solución, para expresarlo en mm3 lo multiplicamos por 10.
X= N/4 . 10
Como hemos hecho una dilución 1/20 debemos multiplicar por la dilución.
X= Nº de GB/mm3 = N 10/4 . 20 = N . 50
Esta es la forma en que se hacen los cálculos en la práctica.
VALORES NORMALES:
Adultos 5000 a 9000/ mm3
Podemos también encontrar en la bibliografía los valores en Nº/litro.
RECUENTO DE GLOBULOS ROJOS
Materiales: pipetas cuentaglóbulos, cámaras, pipeta de 20µL, tubos de Kahn, liquido de dilución.
Técnica:
 Dilución en pipeta: con la pipeta de dilución para recuento de GR hacemos una dilución 1/200. para ello se aspira sangre
capilar o venosa hasta la marca 0.5 y luego diluyente hasta la marca 101. Mezclar, desechar 3 o 4 gotas y cargar la
cámara cuentaglóbulos. Se realiza el recuento utilizando un ocular de 10 X y un objetivo de 45 X. Contamos los
eritrocitos de 5 cuadrados secundarios ubicados en el retículo de Thoma.

Dilución en tubo: en un tubo de Kahn, colocar 4 ml de líquido de dilución. Agregar 20µl de sangre enjuagando 3 o 4 veces
la pipeta. Mezclar varias veces por inversión y cargar la cámara con pipeta Pasteur de punta fina o con un capilar.
Se cuentan los GR en el retículo de Thoma, 5 cuadrados secundarios: los 4 de los extremos y uno del centro. Se cuentan todos lo
glóbulos dentro de los 16 cuadrados terciarios, mas lo que tocan las 2 triples líneas internas y se desechan los que tocan las otras
2 opuestas.
Cálculo: si contamos 5 cuadrados secundarios, hemos contado 80 cuadrados terciarios. Como el retículo de Thomas tiene 400
cuadrados terciarios que ocupan una superficie de 1 mm2, entonces tenemos:
5
80 cuadraditos_______ Nº de elementos
400 cuadraditos_______ X= N. 400/80
Si el numero de elementos contados están en 0.1 mm3, multiplicamos por 10 para expresarlo en mm3.
X= N 400/80 . 10
Si tenemos en cuenta que hicimos una dilución 1/200 entonces multiplicamos por 200 para corregir el recuento.
X= N 400/80 . 10 . 200
Fórmula práctica: X= Nº de GR/mm3 = N 10.000
VALORES NORMALES:
Hombres: 4.600.000/mm3 a 5.200.000/mm3
Mujeres: 4.200.000/mm3 a 4.600.000/mm3
Recién nacidos: 4.500.000/mm3 a 5.500.000/mm3
RECUENTO DE PLAQUETAS
Puede hacerse por métodos directos o indirectos.
» Método indirecto de FONIO:
Materiales: portaobjetos para uso hematológico. Varilla de vidrio. Pera de goma o secador de cabello. Lanceta descartable.
Liquido dispersante de Fonio. Colorante May Grunwald Giemsa.
Dispersante de Fonio:
-SO4Mg anhidro 14 g;
- agua destilada csp 100 ml
Como dispersante, también puede usarse citrato de sodio 3.8 g/dl
Técnica:
1.
Punzar el dedo y antes de que comience a fluir la sangre, depositar una gota de dispersante sobre la herida. Presionar
levemente para que salga la sangre a través de la gota de dispersante. Mezclar.
2. hacer un toque con un portaobjeto. Extender en frotis fino, secarlo de inmediato con una pera de goma o con un secador
de cabello en frío.
3. colorear de la manera habitual, dejando el Giemsa 30 min.
4. Observar con objetivo de inmersión. Contar las plaquetas en distintos campos microscópicos elegidos al azar y
simultáneamente los GR de los mismos campos hasta completar un total de 1000 GR.
5. Realizar un recuento de GR en la misma muestra.
Cálculos:
1000 GR _______ Nº plaquetas
Hematíes/mm3_____ X= plaquetas /mm3
VALORES NORMALES:
150.000 a 300.000 /mm3
» Método directo:
Materiales: cámara cuentaglóbulos, pipeta para recuento de leucocitos, cámara húmeda. Lanceta descartable. Liquido diluyente
para plaquetas.
Técnica:
 Dilución en pipeta: La dilución debe hacerse con una pipeta de recuento de GB debido que debe ser 1/20. Si la pipeta no
son siliconadas y la muestra se obtiene por punción digital, debemos cargar liquido dispersante hasta la marca 0.5 y
luego sangre hasta la marca 1, por último cargamos hasta 1.1 con líquido dispersante. Este procedimiento es necesario,
para impedir que las plaquetas se adhieran al vidrio. Agitar. Dejar unos minutos en reposo para favorecen la hemólisis
6

de los GR y cargar la cámara cuentaglóbulos. Dejar 20 minutos en cámara húmeda para realizar la sedimentación de las
plaquetas.
Se cuentan en el retículo de Thomas, igual que los GR.
Dilución en tubo: Se hace una dilución 1/20 como en el caso de los glóbulos blancos, pero se cuentan en el retículo de
Toma como los glóbulos rojos.
Cálculos:
80 cuadraditos _______ Nº plaquetas contadas
400 cuadraditos_____ X= Nº . 400/80
Considerando la dilución de la pipeta y la altura de la cámara:
X= Nº 400/80 . 10 .20 = Nº 1000 = Nº de plaquetas/mm3
ERRORES PROPIOS DEL RECUENTO GLOBULAR
Parten de la misma cámara cuenta glóbulos.
Uso de cámaras no calibradas: debe controlarse la superficie del retículo. Esto puede hacerse con un ocular micrométrico. En las
cámara fabricadas actualmente el margen de exactitud y confiabilidad de la superficie del retículo no supero el 0.5%. Este error
no puede superar el 2%.
Es importante controlar la altura de la cámara, se acepta como tolerancia de fabricación 0.5 µm o sea 5%.
Este error no depende solo de la cámara sino también del cubrecamara usado.
Uso de cubrecamaras de mala calidad, curvos o utilizados en posición incorrecta. Este debe colocarse paralelo a los bordes de la
cámara y en forma simétrica para los 2 retículos, de manera que esto queden en el centro del área inundada. Se coloca por leve
presión y deben observarse los anillos de difracción de Newton.
Llenado incorrecto de la cámara: Debe llenarse de una sola vez, sin exceso de liquido en el campo evitando la formación de
burbujas, lo que indicaría que el material esta engrasado.
Escaso tiempo de sedimentación: debe dejarse 1 o 2 minutos para permitir que sedimenten las células. Cuando contamos plaquetas
debemos dejar como mínimo 15 minutos en cámara húmeda.
Mala identificación de los elementos: Los elementos pueden confundirse con cristales, levaduras o eritroblátos.
En el caso de tener un porcentaje de eritroblastos, estos se deben restar al recuento de leucocitos totales.
Errores de tipo personal
Errores de cálculo.
Prejuicio personal: Esto provoca inexactitud en los resultados, debido al conocimiento previo de los mismos. También en algunos
casos surge la tendencia de elegir zonas de recuento que contengan un número de células que esta más de acuerdo con la idea
preconcebida de cual seria el resultado final.
Para evitar esto deben contarse siempre las mismas zonas, en áreas equidistantes con lo que se disminuiría el error de
distribución celular.
Error por fatiga del operador, induce errores muy importantes. Esto se minimiza teniendo un cuidado entrenamiento.
Todos estos errores sumados producen un error total muy grande que harían que el recuento globular no sea un dato confiable.
Sin embargo, teniendo precauciones, pueden reducirse hasta hacerlos insignificantes.
ERRORES DEL RECUENTO GLOBULAR VISUAL:
Pueden ser : a) Errores asignables
b) Errores aleatorios
Asignables: Aquellos a los que podemos asignarle una causa y no dependen del azar.
Aleatorios: Aquellos que dependen del azar y son inevitables.
Errores asignables:
Toma de muestra:
El paciente esta en condiciones básales inadecuadas.
Uso de anticoagulante en concentración no optima.
Formación de microcoágulos. Para evitar esto si se hace hemograma venoso se debe cargar adecuadamente el tubo con edta y en
la extracción periférico, no tardar demasiado en cargar las pipetas.
Punción hecha en zonas cianóticas, congestionadas y frías.
Excesiva presión hecha con el manguito, lo que favorece el éxtasis venoso y por lo tanto la hemoconcentración.
La toma de muestra es muy importante y si se ejerce mucha presión para provocar la salida de sangre, esto produce, una salida
abundante de líquido tisular y por lo tanto hemodilución.
Hemólisis: Esto puede reducirse usando material limpio y seco, aspirando lentamente la sangre, usando agujas gruesas, vaciando
con cuidado la sangre en el tubo, quitando la aguja y sin hacer espuma.
Errores de dilución de la muestra:
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Homogeneización insuficiente de la muestra. Deben agitarse por lo menos 3 minutos.
Material sucio y húmedo.
Las pipetas mal calibradas o no calibradas. Deben calibrarse las pipetas. Esto resulta dificultoso y es por eso que algunos autores
recomiendan el uso de dilución en tubo, que solo requiere de una pipeta equilibrada de volumen fijo.
El operador apurado, cansado o fatigado. Comote errores importantes en la dilución de muestra.
El uso de reactivos vencidos o contaminados.
Errores aleatorios:
Dependen del azar y de la distribución de los elementos en la cámara de recuento. Para disminuir el error de distribución se debe
contar el mayor número de célula posibles, haciendo una dilución menor y contar dos veces la misma muestra.
COLORACIÓN DEL FROTIS SANGUINEO
Técnica de May Grumwald Giemsa
Reactivos:
a) Colorante May Grumwald (Eosinato de azul de metileno en 01. Metílico)
b) Colorante Giemsa (Azur II eosina, Azur II en 01, Metílico y Glicerina)
c) Solucion estabilizadora de pH (Tampón fosfato de sorensen)
PO4 H2 K ……………0.354 g.
PO4 HNa2 …………..0.580 g.
Tomar 5 ml de este buffer y llevar
H2 O dest…………..csp 100 ml
a 100 ml con agua destilada.
Técnica:
Una vez realizado el frotis sobre un porta limpio y desengrasado, secarlo rápidamente con aire frió.
- Cubrirlo con May Grumwald durante 3 minutos.
- Colocar aproximadamente la misma cantidad de agua estabilizada, mezclando suavemente, soplando con una pipeta, para
evitar que se vuelque el colorante. Dejar 1 minuto.
- Se vuelca y se cubre con una solución de Giemsa diluido (1 ½ gotas de colorante por cada ml de agua estabilizada). Dejar 15
minutos.
- Lavar con agua corriente y secar al aire. Observar con objetivo de inmersión.
Esta coloración otorga propiedades meta cromáticas a los componentes celulares.
Las formas activas del azul de Metileno (azures) son colorantes básicos que tiñen de azul violáceo los componentes ácidos de las
células, incluyendo los ácidos nucleicos y las proteínas. Por lo contrario, La eosina es acídica, y colorea las sustancias básicas como
la hemoglobina y partes del citoplasma. Este colorante, es de gran valor porque tiñe en forma diferencial a lo gránulos de los
leucocitos. Los gránulos neutrófilos, tiene un ligero exceso de elementos básicos y se colorean poco con el azur. Los del eosinófilo
contienen un derivado espermita básico y se colorean con eosina.
Los gránulos basofilos contienen heparina, que por ser un mucopolisacárido acido se colorea fuertemente con el azur.
En un primer momento el May Grumwald no colorea, sino que, por su contenido de alcohol metílico, fija el extendido. Solo
comienza a colorear cuando le agregamos el agua estabilizada. Si observamos con atención veremos que el extendido cambia
levemente de color virando hacia un color más anaranjado. En este momento solo se tiñen las granulaciones citoplasmáticas y
ligeramente el núcleo, también tiñe los hematíes y nucleolos.
La coloración de Giemsa, va a teñir fuertemente los núcleos, granulaciones azurófilas, punteado basófilo de los hematíes y los
parásitos intra celulares.
FÓRMULA LAEUCOCITARIA
Fórmula leucocitaria relativa (FLR): expresa la cantidad de cada tipo leucocitario por 100 leucocitos.
Fórmula leucocitaria absoluta (FLA): expresa la cantidad de cada tipo leucocitario por mm3.
Para calcularla es indispensable conocer la cifra de glóbulos blancos/mm3.
FLA : GB/mm3 x % N
100
N: Tipo leucocitario
GB Normales: 5000-9000/mm3.
ADULTO:
Neutrófilo encayado :
Nuetrófilos segmentados:
Eosinófilos:
Basófilos:
Linfocitos:
Monocitos:
FLR
0-1%
55-65%
1-4%
0-2%
25-35%
4-9%
FLA
0-90/mm3
2750-5850/mm3
50-360/mm3
0-180/mm3
1250-3150/mm3
200-800/mm3
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La FLR no varía con el sexo pero sí con la edad. En los primeros días de vida los neutrófilos son los predominantes, pero a partir
de allí los linfocitos representan la mayor parte de los leucocitos. Este fenómeno persiste hasta los 4 o 5 años de edad cuando los
neutrófilos pasan a ser las células predominantes durante el resto de la infancia y toda la vida adulta.
En los recién nacidos y embarazdas puede observarse desviación a la izquierda con aparición de metamielocitos,mielocitos
maduros y aún algún inmaduro.
El examen al microscopio óptico del extendido de sangre periférica revela valiosa información sobre todos los elementos formes
de la sangre.
Los eritocitos deben ser examinados en su tamaño, forma, concentración y distribución de hemoglobina. Se puede comparar con el
tamaño de un linfocito pequeño. El tamaño normal de un glóbulo rojo es aproximadamente de 7 u y se deforma con facilidad por
causa de su flexibilidad; de ahí las variaciones de forma que se observan en los frotis de sangre coloreados. Su tinción es más
intensa en la periferia y disminuye gradualmente hacia el centro por causa de la biconcavidad de la célula. El área central pálida
ocupa menos de la tercera parte del diámetro del eritocito normal. Se dice que las células que tienen un contenido de hemoglobina
normal son normocrómicas.
Las plaquetas son pequeños fragmentos de citoplasma que se han desprendido de la periferia del megacarocito; se deben
observar en función de su tamaño, morfología y agregación. Su tamaño es de 1-2 u.
Los leucocitos que normalmente están presentes en la sangre periférica son los granulocitos maduros (neutrófilos, eosinófios, y
basófilos) linfocitos y monolitos.
La distribución de los glóbulos blancos en el frotis no es uniforme, las células más grandes (monolitos y polimorfos nucleares )
tienden a concentrarse en los extremos y en los bordes.
Como los leucocitos de la sangre periférica cumplen distintas funciones y provienen de diferentes estirpes hematopóyéticas, es
importante evaluar por separado los distintos leucocitos.
Neutrófilos: El diámetro de esta célula es de 12 a 14 um y su citoplasma rosa contiene numerosos gránulos neutrófilos finos
distribuidos con uniformidad. Su núcleo es lobulado y la cantidad de lóbulos, que pueden superponerse varía entre dos y cinco;
también exhiben variaciones de tamaño y forma y están conectados entre sí por unas finas riendas de cromatina, pero la
cromatina nuclear está dispuesta en aglomeraciones más grandes. Algunos de las mujeres tienen un apéndice nuclear con una
cabeza bien definida que tiene la forma de un palillo de tambor unido a un lóbulo nuclear unido por una fina rienda de cromatina.
Estos apéndices no ocurren en los neutrófilos de los varones.
Eosinófilos: Aparte de los gránulos citoplasmáticos eosinófilos grandes, que suelen tener un color anaranjado rojizo y que se
evidencian en la etapa mielocítica, estas células presentan las mismas características estructurales que sus equivalentes
neutrófilos.
El leucocito eosinófilo maduro promedia unos 16 um de diámetro. Su núcleo suele ser bilobulado y los grandes gránulos
citoplasmáticos no suelen superponerse. Estas células son muy frágiles y a menudo se dañan al preparar los frotis de sangre,
dejándo al núcleo rodeado por gránulos libres.
Basófilos: En esta serie las células se caracterizan por la presencia de unos grandes gránulos redondos e intensamente basófilos.
Aparte de esto, pasa por las mismas etapas que la serie neutrófila y eosinífila.
El diámetro del leucocito basófilo maduro es de 14 a 16 um; su citoplasma se tiñe de rosa y contiene numerosos gránulos grandes
que cubren el núcleo, pero no rellenan el citoplasma como los gránulos de los leucocitos eosinófilos. El núcleo suele ser bilobulado.
Linfocitos grandes: La variación del tamaño de esta célula suele estar entre 12 y 16 um de diámetro. Su citoplasma es bastante
abundante y adquiere un color celeste; además peden existir unos pocos gránulos citplasmáticos azurófilos pequeños y muy bien
definfidos. El núcleo densamente tingible es redondo o puede estar un poco identado y la cromatina tiende a estar aglomerada.
Linfocito pequeño: Esta célula mide 9 a 12 um de diámetro, y salvo or la diferencia de tamaño y el citoplasma escaso, que suele
ser poco más que una estrecha orilla en torno del núcleo grande, es idéntica al linfocito grande.
Monocito: El diámetro de esta célula grande suele ser de 15 a 18 um, con un citoplasma que se colorea de azul grisáceo y al que
muchas veces se le atribuye un aspecto de vidrio esmerilado. En el citoplasma pueden reconocerse unos finos gránulos azurófilos
y a veces vacuolas. El núcleo es irregular con escotadura (arriñonada) con cromatina laxa tenuemente teñida.
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