Inmunogenicidad de la bacterina EcoStaph PM+3

Inmunogenicidad de la bacterina EcoStaph PM+3
Introducción.
Una vez que E coli logra colonizar el tejido epitelial del pezón se inicia la respuesta del
tejido epitelial y subcutáneo cuya predominancia es inflamatoria. Para conseguir la
colonización no solo basta la multiplicación bacteriana y se requieren por parte de las
bacterias, la síntesis de proteínas de adhesión conocidos también como factores de
colonización (FC). En el territorio intestinal las FC son determinantes de la adhesión al
epitelio intestinal y por ello a la secuencia de cambios que conducen a la diarrea,
descamación del epitelio y denudación del mismo facilitando la hemorragia y la
hipersecreción de moco (Cassels, F. J., and M. K. Wolf. 1995, Cheney, C. P 1980).
Poco conocemos sobre los factores de colonización en la glándula mamaria de los
bovinos una vez establecida la infección, sin embargo las características de cambios
vasculares locales inflamatorios y de la secreción glandular durante la lactancia son por
todos conocidos. Como ejercicio analógico, los cambios en los enterocitos que
conducen a la salida profusa de líquidos (diarrea) son en parte mediados por las toxinas
secretadas por E. coli. En la glándula mamaria la leche secretada es acuosa y
sanguinolenta. Las toxinas termolábiles (TL) y termosensibles (TS) secretadas por E
coli dentro de la glándula mamaria son las causas del deterioro epitelial y una vez
adsorbidas, del cuadro toxigénico que suele ocurrir en las mastitis graves por E. coli.
Los estudios realizados en ETEC, una variable de E. coli enteroadherente que afecta en
forma predominante a los humanos, han demostrado que sus factores de colonización
son inmunogénicos (Levine, M. M. 1981) y que se generan anticuerpos por el huésped
contra los FC de ETEC después de infección natural o por la inmunización activa o
pasiva. Estos anticuerpos son capaces de interferir por bloqueo la adhesión de ETEC al
epitelio intestinal (Jertborn, M., C. Åhrén, and A.-M. Svennerholm. 2001, Qadri, F.,
2000, Tacket, C. O.1994, Freedman, D. J.1998, Tacket, C. O.1988).
Los estudios en animales, sugieren que existe protección al organismo por anticuerpos
anti toxinas lábiles (Glenn, G. M 1998, Pierce, N. F.,1972, Pierce, N. F 1974)
Material y métodos
Los animales.
Se seleccionaron diez terneras entre cuatro y cinco meses de edad de la raza Holstein en
buen estado de salud. Las terneras se encontraban en corral común en etapa de
crecimiento y no habían recibido inmunización contra E.coli. En su etapa de becerras,
recibieron calostro de vacas del establo que no han sido vacunadas contra E. coli.
Diez terneras de edad semejante y condiciones generales fueron empleadas como
animales testigo
Composición de la vacuna EcoStaph.
La bacterina EcoStaph PM+3 es un biológico preparado con cuatro variables de
Escherichia coli que expresan adhesinas y dos proteínas de Staphylococcus aureus
como factores de adhesión; la proteína de agregación y la de adhesión a la fibronectina.
Es un producto inactivado con aldehidos (muerto) por lo que los microorganismos no se
pueden multiplicar en el receptor de la vacuna. Se puede aplicar en cualquier etapa de la
producción a vacas adultas. Si es aplicado en la etapa de lactancia se espera reducción
de la producción de leche entre 7 al 10%. No induce reacciones colaterales locales ni
sistémicas graves, dado el control de esterilidad y de concentración de endotoxinas.
Contiene el adyuvante PM+3, compuesto constituido por dos tipos de glicósidos
inmunoestimulantes.
Esquema de inmunización.
Las becerras recibieron dos ml de la bacterina EcoStaph PM+3 en los músculos crurales
a la altura del nacimiento de la glándula mamaria y se consideró como el día cero. 30
días naturales después de la primera inmunización recibieron dos ml del biológico
referido.
Las becerras testigo recibieron la aplicación de 2 ml de agua inyectable en los mismos
tiempos que el grupo inmunizado.
Muestras de sangre periférica.
Se obtuvieron muestras de la yugular externa de cada una de las terneras en los días;
cero y 45 post inmunización o testigo, utilizando tubos Vacutainer. Una vez separado el
suero del coagulo sanguíneo se centrifugó y almacenó en tubos Ependorff a menos 20
grados centígrados hasta su empleo para determinación de anticuerpos circulantes por el
método de ELISA indirecto (Jertborn, M., C. 1998, Svennerholm, A. M. 1983).
ELISA
Se utilizaron placas de 96 pozos a los que se aplicó 0.5 μg/ml del buffer de adhesión del
fabricante a temperatura ambiente durante 12 horas. Cada pozo recibió amortiguador de
fosfatos como lavado y se aplicó 0.2 ml del cultivo de las cuatro cepas de E. coli que
componen la bacterina y se incubó por 2 h a 37°C. Las muestras de cada suero fueron
incubadas con 0.1% de albúmina sérica bovina diluidas en tres hileras en forma seriada
iniciando con 1:5 e incubadas por 90 min a temperatura ambiente. Después del lavado
con buffer de fosfatos se incubó con anti IgG bovina conjugada a peroxidasa por 90
minutos a temperatura ambiente. Se agregó 3,3 diaminobenzidina y la reacción fue
evaluada en un lector de ELISA a 450 nm de absorbancia. Se definió como respuesta
significativa de seroconversión el aumento de ≥2 entre el suero pre inmunización y el
post inmunización.
Resultados.
Los valores de los sueros de las becerras testigo así como los de las becerras antes de la
inmunización, mantuvieron títulos por abajo del punto de corte del ensayo. Estos
valores fueron considerados como negativos.
Las diez terneras inmunizadas con EcoStaph PM+3 desarrollaron anticuerpos de la clase
IgG, contra los antígenos presentes en el biológico (Gráfica 1).
REFERENCIAS
Cassels, F. J., and M. K. Wolf. 1995. Colonization factors of diarrheagenic E. coli and
their intestinal receptors. J. Ind. Microbiol. 15:214-226.
Cheney, C. P., P. A. Schad, S. B. Formal, and E. C. Boedeker. 1980. Species
specificity of in vitro Escherichia coli adherence to host intestinal cell membranes and
its correlation with in vivo colonization and infectivity. Infect. Immun. 28:1019-1027.
Freedman, D. J., C. O. Tacket, A. Delehanty, D. R. Maneval, J. Nataro, and J. H.
Crabb. 1998. Milk immunoglobulin with specific activity against purified colonization
factor antigens can protect against oral challenge with enterotoxigenic Escherichia coli.
J. Infect. Dis. 177:662-667.
Glenn, G. M., T. Scharton-Kersten, R. Vassell, C. P. Mallett, T. L. Hale, and C. R.
Alving. 1998. Transcutaneous immunization with cholera toxin protects mice against
lethal mucosal toxin challenge. J. Immunol. 161:3211-3214.
Jertborn, M., C. Ahren, J. Holmgren, and A. M. Svennerholm. 1998. Safety and
immunogenicity of an oral inactivated enterotoxigenic Escherichia coli vaccine.
Vaccine 16:255-260.
Jertborn, M., C. Åhrén, and A.-M. Svennerholm. 2001. Dose-dependent circulating
immunoglobulin A antibody-secreting cell and serum antibody responses in Swedish
volunteers to an oral inactivated enterotoxigenic Escherichia coli vaccine. Clin. Diagn.
Lab. Immunol. 8:424-428.
Levine, M. M. 1981. Adhesion of enterotoxigenic Escherichia coli in humans and
animals. Ciba Found. Symp. 80:142-160.
Pierce, N. F., E. A. Kaniecki, and R. S. Northrup. 1972. Protection against
experimental cholera by antitoxin. J. Infect. Dis. 126:606.
Pierce, N. F., and H. Y. Reynolds. 1974. Immunity to experimental cholera. I.
Protective effect of humoral IgG antitoxin demonstrated by passive immunization. J.
Immunol. 113:1017-1023.
Qadri, F., C. Wenneras, F. Ahmed, M. Asaduzzaman, D. Saha, M. J. Albert, R. B.
Sack, and A. Svennerholm. 2000. Safety and immunogenicity of an oral, inactivated
enterotoxigenic Escherichia coli plus cholera toxin B subunit vaccine in Bangladeshi
adults and children. Vaccine 18:2704-2712.
Svennerholm, A. M., J. Holmgren, R. Black, M. Levine, and M. Merson. 1983.
Serologic differentiation between antitoxin responses to infection with Vibrio cholerae
and enterotoxin-producing Escherichia coli. J. Infect. Dis. 147:514-522.
Tacket, C. O., G. Losonsky, H. Link, Y. Hoang, P. Guesry, H. Hilpert, and M. M.
Levine. 1988. Protection by milk immunoglobulin concentrate against oral challenge
with enterotoxigenic Escherichia coli. N. Engl. J. Med. 318:1240-1243.
Tacket, C. O., R. H. Reid, E. C. Boedeker, G. Losonsky, J. P. Nataro, H. Bhagat,
and R. Edelman. 1994. Enteral immunization and challenge of volunteers given
enterotoxigenic E. coli CFA/II encapsulated in biodegradable microspheres. Vaccine
12:1270-1274.