La GnRH y su papel en la Reproducción Bovina

UNIVERSIDAD VERACRUZANA
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
LA HORMONA LIBERADORA DE GONADOTROPINAS (GnRH) Y SU
PAPEL EN LA REPRODUCCIÓN BOVINA
MONOGRAFÍA PROFESIONAL
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE:
MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA
PRESENTA:
ERIC LÓPEZ LANDA
ASESOR:
DR. FELIPE MONTIEL PALACIOS
H. VERACRUZ, VER.
JULIO DE 2009
ÍNDICE
Página
RESUMEN …………………………………………………………………………..
INTRODUCCIÓN …………………………………………………………………...
OBJETIVO …………………………………………………………………………..
JUSTIFICACIÓN ……………………………………………………………….......
METODOLOGÍA …………………………………………………………………….
REVISIÓN DE LITERATURA
1. EJE HIPOTÁLAMO-HIPÓFISIS………………………………………………...
1.1. Hipotálamo ……………………………………………………………………..
1.2. Hipófisis …………………………………………………………………………
1.3. Funcionamiento del eje hipotálamo-hipófisis …………………………........
1.4. Eje hipotálamo-hipófisis-gónadas ……………………………………………
2. HORMONA LIBERADORA DE GONADOTROPINAS (GnRH) ………........
2.1. Secreción de GnRH …………………………………………………………...
2.1.1. Secreción de GnRH durante el ciclo estrual de la hembra bovina ........
2.1.2. La oleada de GnRH y la ovulación ………………………………………..
3. ANÁLOGOS DE LA GnRH ……………………………………………………..
3.1. Agonistas de la GnRH ………………………………………………………...
3.2. Antagonistas de GnRH …………………………………………………….....
4. APLICACIONES DE LA GnRH PARA EL MANEJO REPRODUCTIVO …..
4.1. Inmunización activa contra GnRH …………………………………………..
4.1.1. Aplicación de vacunas contra GnRH ……………………………………..
4.1.2. Reversibilidad de los efectos de la inmunización contra GnRH ……….
4.2. Inmunización pasiva contra GnRH ……………………………………….....
4.3. Manipulación de la fertilidad de la hembra utilizando GnRH ……………..
4.3.1. Empleo de la GnRH en programas de inducción y sincronización del
celo y la ovulación ……………………………………………………………….....
4.3.2. Protocolos de tratamiento con GnRH más PGF2α para inducir y/o
sincronizar el estro y/o la ovulación ………………………………………….......
4.3.2.1. Ovsynch …………………………………………………………………....
4.3.2.2. CO-Synch ………………………………………………………………….
4.3.2.3. Select Synch ……………………………………………………………….
4.3.2.4. Pre-Synch ………………………………………………………………….
4.3.2.5. Heat-Synch ………………………………………………………………...
4.3.3. Protocolos de tratamiento que combinan GnRH con progesterona o
progestágenos para inducir y/o sincronizar el estro y/o la ovulación …………
4.3.3.1. Adición de un CIDR a los sistemas basados en GnRH ………………
4.3.3.2. Protocolos con GnRH + PGF2α + MGA …………………………………
4.3.4. Empleo de la GnRH para el tratamiento de quistes ováricos ………….
CONCLUSIONES …………………………………………………………………..
LITERATURA CITADA ………………………………………………………….....
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RESUMEN
Eric López Landa. La hormona liberadora de gonadotropinas (GnRH) y su papel
en la reproducción bovina. Monografía profesional. Asesor: Dr. Felipe Montiel
Palacios. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Veracruzana.
Veracruz, Ver., 2009.
La actividad reproductiva hormonal está regulada por el eje hipotálamo-hipófisis,
que funciona mediante la interacción de los sistemas nervioso y endocrino. Una de
las hormonas producidas en el hipotálamo es la hormona liberadora de
gonadotropinas (GnRH), que estimula la síntesis y secreción de gonadotropinas
producidas en la hipófisis anterior o adenohipófisis. Estas gonadotropinas son la
hormona folículoestimulante (FSH) y la hormona luteinizante (LH). Cuando la
GnRH es liberada del hipotálamo, difunde a los capilares del sistema porta
hipofisiario y de ahí a las células de la adenohipófisis, en donde estimula la
síntesis y secreción de FSH y LH al torrente sanguíneo. La LH y FSH actúan sobre
las gónadas. En el macho, la LH induce la secreción de andrógenos, y la FSH
inicia la espermatogénesis, mantiene la producción espermática e induce la
producción de inhibina. En la hembra, la FSH induce el crecimiento y desarrollo
folicular, y la LH induce la ovulación y la formación del cuerpo lúteo. La GnRH es
secretada de manera pulsátil. Cuando los pulsos son de baja frecuencia y alta
amplitud se libera FSH, y cuando son de alta frecuencia y baja amplitud se libera
LH. En machos la GnRH es secretada en pulsos a una frecuencia constante,
mientras que en hembras la frecuencia varía durante el ciclo estrual. En la hembra
bovina, las principales aplicaciones clínicas del uso de la GnRH son el tratamiento
de quistes ováricos, y la inducción y sincronización del estro y/o de la ovulación.
Los protocolos de tratamiento usados para este último fin y que incluyen la
aplicación de GnRH e inseminación artificial a tiempo fijo, han sido usados de
manera exitosa en vacas lecheras y productoras de carne en el posparto,
obteniendo tasas de gestación comparables a otros tratamientos.
Palabras clave: GnRH, inducción de la ovulación, sincronización, gonadotropinas.
1
INTRODUCCIÓN
El cerebro del bovino contiene tres glándulas esenciales para la
reproducción: la epífisis o pineal, el hipotálamo, y la hipófisis o pituitaria. La
glándula pineal capta información del exterior, y mediante la secreción de
hormonas (melatonina y arginina vasotocina), controla el funcionamiento del
hipotálamo, que a su vez regula procesos tales como la temperatura corporal, el
hambre, la sed y la reproducción. El hipotálamo es una glándula neuroendocrina
que envía y recibe señales nerviosas a través del sistema nervioso, y mensajes
hormonales mediante el sistema endocrino. Por su parte, la hipófisis se localiza en
la base del cerebro, y fisiológicamente se divide en dos regiones: anterior y
posterior, cada una de las cuales secreta varias hormonas que regulan procesos
corporales como la reproducción, el crecimiento, el metabolismo y el balance
electrolítico (Asprón, 2004).
Entre las funciones reproductivas del hipotálamo está la de monitorear los
niveles de estrógenos y progesterona en la sangre de la hembra. El cambio en los
niveles de estas hormonas estimula al hipotálamo para aumentar o disminuir la
producción de hormona liberadora de gonadotropinas (GnRH), que a su vez
estimula a la hipófisis anterior o adenohipófisis. Ésta juega un papel vital en el
ciclo estrual al secretar hormonas llamadas gonadotropinas, las cuales viajan en la
sangre hasta su sitio de acción, que es el ovario, y en el macho, el testículo.
Dichas gonadotropinas son la hormona folículoestimulante (FSH) y la hormona
luteinizante (LH) (Gietema, 2005).
Por tanto, el bovino posee un sistema hipotalámico-hipofisiario en el que
participan la GnRH y sus receptores, que están involucrados en la regulación de la
secreción de gonadotropinas desde la adenohipófisis (Morgan et al., 2006).
La GnRH, conocida como GnRH de mamíferos o GnRH I, es una hormona
proteica producida por una red de neuronas en el hipotálamo y tiene un papel
2
fundamental en la regulación del control neurohormonal de la reproducción, ya que
es la principal señal cerebral responsable de la síntesis y liberación de LH y FSH
desde la adenohipófisis (Gore et al., 2000; Smith y Jennes, 2001; Pawson et al.,
2003; Anjum et al., 2009).
En el macho, la LH estimula la síntesis y secreción de andrógenos en las
células de Leydig en los testículos, mientras que la FSH es responsable del inicio
de la espermatogénesis, y en adultos participa, junto con la testosterona, en el
mantenimiento de la producción espermática. En la hembra, la FSH induce el
crecimiento de los folículos ováricos, y la LH participa en la ovulación, desarrollo y
función del cuerpo lúteo, secreción de progesterona por éste y producción de
estrógenos por las células foliculares (Gietema, 2005; Turkstra y Meloen, 2006).
Así, la acción combinada de la LH y la FSH regula el desarrollo folicular, la
ovulación y la función del cuerpo lúteo (Asprón, 2004; Anjum et al., 2009), y junto
con las hormonas ováricas, regulan el ciclo estrual (Gietema, 2005).
La descarga neuronal pulsátil de GnRH, regulada en amplitud y frecuencia,
es esencial para el mantenimiento de los perfiles séricos de gonadotropinas
requeridos para la esteroidogénesis y gametogénesis normales (Conn y Crowley,
1994). El estradiol, la hormona esteroidal ovárica, ejerce un efecto de
retroalimentación sobre el sistema nervioso central y sobre la adenohipófisis para
regular los patrones de liberación de GnRH, y por tanto, de gonadotropinas (Smith
y Jennes, 2001).
Mientras las fluctuaciones fisiológicas en la GnRH se encargan de la
reproducción normal, altos niveles de esta hormona o una prolongada
estimulación, llevan a la supresión de la secreción de gonadotropinas. Esta doble
respuesta ha hecho que el receptor de la GnRH sea un blanco para tratamientos a
corto o largo plazo con análogos de la GnRH, para resolver principalmente
problemas reproductivos (Conn y Crowley, 1994; Counis et al., 2005).
3
Durante más de 30 años, se ha estudiado la respuesta fisiológica a la GnRH
exógena en diferentes especies, con el fin de desarrollar tratamientos para
resolver condiciones patológicas y mejorar la reproducción (D’Occhio et al., 2000;
Sato et al., 2005). Así, se han desarrollado análogos sintéticos o agonistas de la
GnRH, que han sido utilizados para manipular la reproducción en ganado lechero
(Douglas, 1998). Diferentes agonistas de la GnRH han sido usados con resultados
variables para aumentar las tasas de gestación y disminuir el intervalo a la primera
ovulación posparto en ganado lechero (Anjum et al., 2009). También han sido
empleados para manipular el estro y para el tratamiento de patologías ováricas en
bovinos productores de carne y de leche (D’Occhio et al., 2000; Pawson et al.,
2003; Peters, 2005; Sato et al., 2005).
Esta revisión presenta los aspectos más importantes sobre la GnRH y su
aplicación en la reproducción bovina, y permite conocer con más detalle el
funcionamiento y utilidad de esta hormona en medicina veterinaria.
4
OBJETIVO
Recopilar información sobre la GnRH, para generar un documento que
contenga los aspectos más importantes sobre esta hormona y sus aplicaciones en
la reproducción bovina.
JUSTIFICACIÓN
La GnRH es una hormona esencial para la reproducción normal del bovino,
tanto en la hembra como en el macho, y ha sido utilizada para mejorar diferentes
aspectos reproductivos de ambos. Por lo tanto, el conocimiento con mayor detalle
del origen y función de la GnRH, así como de su utilidad en la medicina
veterinaria, permitirá entender la importancia del uso de esta hormona para la
manipulación reproductiva del ganado bovino.
METODOLOGÍA
Se revisaron artículos publicados en revistas de arbitraje internacional y
nacional conteniendo información sobre la GnRH y su aplicación en reproducción
veterinaria, publicados en los últimos 10 años, y cuando se consideró necesario o
pertinente,
se
utilizaron
publicaciones
anteriores.
Se
realizaron
también
búsquedas relacionadas con el tema, en bancos de datos electrónicos
provenientes de bibliotecas y/o centros de investigación.
La revisión de literatura contiene los siguientes temas: 1) Eje hipotálamohipófisis; 2) Hormona liberadora de gonadotropinas; 3) Análogos de la GnRH; y 4)
Aplicaciones de la GnRH para el manejo reproductivo.
5
REVISIÓN DE LITERATURA
El sistema endocrino tiene como actividad principal controlar diversas
funciones corporales, incluida la reproducción. Los productos del sistema
endocrino son las hormonas, que ayudan a enviar mensajes a diferentes células.
Las hormonas son substancias químicas que actúan a nivel celular y cuyo origen
puede ser externo o interno a la célula blanco, a la cual pueden llegar por
cualquier vía, llevando un mensaje de iniciar, detener o regular un proceso celular.
La célula blanco es aquélla que presenta una sensibilidad específica hacia una
hormona determinada, debida a la presencia de receptores específicos en su
membrana o en su citoplasma (Redondo, 2003).
La actividad hormonal reproductiva está regulada por el hipotálamo y la
hipófisis, que son dos estructuras anatómicas con una relación fisiológica entre sí,
es decir, son una unidad de funcionamiento, y ambos forman el eje hipotálamohipófisis (Redondo, 2003).
1. EJE HIPOTÁLAMO-HIPÓFISIS
El eje hipotálamo-hipófisis es la unidad formada por el hipotálamo y la
hipófisis, que tiene un papel esencial en el desarrollo y regulación de muchos
sistemas corporales, como el reproductivo. Esta unidad funciona mediante la
interacción de los sistemas nervioso y endocrino, pues el sistema nervioso regula
al sistema endocrino, y la actividad endocrina modula la actividad del sistema
nervioso central (Sainsbury, 2000; Tanriverdi et al., 20003).
1.1. Hipotálamo
El hipotálamo es una glándula situada en la parte inferior del cerebro llamada
diencéfalo, debajo de los dos lóbulos del tálamo, que contribuye a la formación de
6
las paredes inferior y lateral del tercer ventrículo, y se proyecta hacia la zona
ventral terminando en un tallo. Limita ventralmente con la hipófisis, con la que
establece íntimas relaciones nerviosas y endocrinas, y de la cual está separado
por un tejido denominado pars intermedia (Sainsbury, 2000; Redondo, 2003;
Ramírez, 2006).
El hipotálamo mide 2 cm y pesa 4 g; está formado por neuronas con
características nerviosas y endocrinas, por lo que son capaces de sintetizar
hormonas (Redondo, 2003). Las hormonas hipotalámicas se denominan
liberadoras o inhibidoras, dependiendo de si estimulan o inhiben la liberación o
secreción de hormonas producidas por la hipófisis. Las hormonas hipotalámicas
liberadoras son: CRH: liberadora de adrenocorticotropina; TRH: liberadora de
tirotropina; GnRH: liberadora
de
gonadotropinas;
y
STH:
liberadora
de
somatotropina. Por otro lado, las hormonas hipotalámicas inhibidoras son:
Somatostatina: inhibidora de la somatotropina; PIF o Dopamina: inhibidora de la
prolactina; y MIH: inhibidora de la hormona estimulante de los melanocitos. En el
caso de la GnRH, ésta difunde a los capilares del sistema porta hipofisiario y de
ahí a las células de la adenohipófisis, en donde su función es estimular la síntesis
y secreción de FSH y LH (Ramírez, 2006).
El hipotálamo es asiento de núcleos de neuronas que reciben estímulos
viscerales y somáticos de los órganos de los sentidos. Esta información viaja vía la
médula oblonga y llega al hipotálamo a través de fibras nerviosas que producen
dopamina, adrenalina, noradrenalina, serotonina y acetilcolina, así como fibras que
liberan neuropéptidos como las encefalinas, neurotensina, neuropéptido Y,
dinorfinas y endorfinas. El hipotálamo integra la información recibida mediante
dichos estímulos y conecta respuestas ante estímulos provenientes del ambiente.
En los mamíferos, todas las funciones orgánicas están influidas directa o
indirectamente por el hipotálamo, que es uno de los principales reguladores de la
homeostasis. En animales domésticos, como los bovinos, el hipotálamo controla el
sistema nervioso autónomo, y actúa con el sistema límbico para regular los
7
patrones emocionales y de comportamiento, el apetito y la sed, la temperatura
corporal, los ritmos circadianos, la conducta reproductora, el balance hídrico, el
metabolismo, y la actividad cardiaca y circulatoria, entre otros (Sainsbury, 2000;
Redondo, 2003; Ramírez, 2006).
Por tanto, la liberación de hormonas desde la hipófisis está sujeta a
diferentes estímulos provenientes de centros superiores que actúan sobre el
hipotálamo. En respuesta a estímulos tales como el estrés, dolor y emociones, el
hipotálamo puede ejercer sus efectos en la hipófisis anterior o posterior, con el fin
de responder rápidamente al cambio ambiental y de tener un efecto de
retroalimentación negativa de los sistemas internos (Sainsbury, 2000). Un punto
clave para entender la relación endocrina entre el hipotálamo y la adenohipófisis
es observar las conexiones vasculares entre ambos (Bowen, 2003).
1.2. Hipófisis
La glándula hipófisis o pituitaria se encuentra en la base del cerebro
inmediatamente debajo del hipotálamo, en una depresión del hueso esfenoides en
la base del cráneo conocida como “silla turca”. La hipófisis mide 1 a 1.5 cm de
diámetro, pesa aproximadamente 0.5 g y tiene la forma y tamaño de un garbanzo
(Bowen, 2003; Redondo, 2003).
El hipotálamo y la hipófisis se conectan vía el infundíbulo o tallo hipofisiario,
que tiene axones y vasos sanguíneos. La parte superior de la silla turca está
cubierta por un diafragma, que es una reflexión de la duramadre, y que tiene un
foramen en el centro, por donde pasa el tallo hipofisiario (Sainsbury, 2000).
La hipófisis se divide en dos partes distintas embriológica y funcionalmente:
la hipófisis anterior, o adenohipófisis, y la hipófisis posterior, o neurohipófisis. La
adenohipófisis está formada por tejido glandular especializado en la producción de
hormonas proteicas, y se relaciona con el hipotálamo mediante un sistema venoso
8
denominado sistema porta. La adenohipófisis representa el 75% del total del peso
de la glándula y está compuesta por tres partes: pars distalis, pars intermedia y
pars tuberalis. La pars distalis forma la mayor parte de la glándula; es
generalmente conocida como lóbulo anterior o pars glandularis. La pars intermedia
es rudimentaria. La pars tuberalis rodea la porción inferior del tallo hipofisiario. Por
otro lado, la neurohipófisis es más bien una extensión del hipotálamo; está
formada por axones de neuronas hipotalámicas neurosecretoras mezclados con
células gliales, que se extienden hacia abajo detrás de la adenohipófisis; los
cuerpos de los axones que forman a la neurohipófisis se encuentran en el
hipotálamo. Su parte más grande es la pars distalis, que yace detrás de la
adenohipófisis en la silla turca. Forma el tallo hipofisiario, que parece suspender a
la adenohipófisis desde el hipotálamo (Sainsbury, 2000; Bowen, 2003; Redondo,
2003).
La adenohipófisis produce seis hormonas principales, que se agrupan según
su estructura. La LH, FSH y hormona estimulante de la tiroides son glicoproteínas
con 204 aminoácidos, y con dos subunidades, α y β. La subunidad α es común a
todas estas hormonas en una especie, mientras que la subunidad β da la
especificidad de la unión a los receptores y del sitio de acción. Por su parte, la
hormona del crecimiento (GH) y la prolactina son hormonas polipéptidas que
comparten elementos de su estructura y difieren sólo por ocho aminoácidos: la GH
tiene 191 aminoácidos y la prolactina tiene 199 aminoácidos. Por otro lado, la
hormona adrenocorticotropa es un polipéptido de 39 aminoácidos, derivado de la
molécula precursora pro-opiomelanocortina (POMC), que también origina a la
hormona estimuladora de los melanocitos, hormona lipotrópica y β-endorfina
(Sainsbury, 2000).
Con respecto a la neurohipófisis, ésta almacena a las hormonas oxitocina y
vasopresina, también conocida como arginina vasopresina (AVP) u hormona
antidiurética (ADH), que son sintetizadas en el hipotálamo. Ambas hormonas son
péptidos con estructuras similares compuestas por nueve aminoácidos. Sus
9
propiedades son determinadas por el residuo en la posición 8 (Sainsbury, 2000;
Redondo, 2003).
1.3. Funcionamiento del eje hipotálamo-hipófisis
El hipotálamo es un puente de unión entre el sistema nervioso y endocrino.
El control del hipotálamo sobre la hipófisis se realiza mediante dos sistemas:
1) Los núcleos hipotalámicos paraventricular y supraóptico producen gotas
secretoras, que son la primera etapa en la formación de la oxitocina y la ADH.
Estas hormonas son empaquetadas con la proteína neurofisina dentro de gránulos
que se mueven hacia abajo por el axón y se almacenan en la neurohipófisis.
Después de la estimulación del hipotálamo, estas hormonas son liberadas al
torrente sanguíneo (Redondo, 2003; Ramírez, 2006; Sainsbury, 2000).
2) Sistema porta hipotalámico-hipofisario: las hormonas producidas en el
hipotálamo son liberadas por exocitosis desde los gránulos de almacenamiento en
el núcleo hipotalámico-hipofiseotrópico hacia los capilares del plexo primario,
formado por una ramificación de la arteria hipofisiaria. Estos capilares drenan
dentro de las venas porta hipofisiarias, que se ramifican nuevamente en otra serie
de capilares para formar el plexo secundario de la adenohipófisis. Ahí actúan
sobre las células de la adenohipófisis, las cuales responden liberando hormonas
dentro del plexo secundario; los capilares del plexo secundario se unen en venas
que drenan a la sangre del sistema venoso, aunque estas venas también colectan
sangre capilar de la neurohipófisis. La ventaja de este sistema vascular es que
permite que cantidades minúsculas de hormonas hipotalámicas sean llevadas en
forma concentrada directamente a sus células blanco en la adenohipófisis, sin ser
diluídas en la circulación general (Sainsbury, 2000; Ramírez, 2006).
10
1.4. Eje hipotálamo-hipófisis-gónadas
Las neuronas GnRH (productoras de GnRH) representan la ruta de salida
final de la red neural que integra diversas señales internas y ambientales que
regulan la secreción de LH y FSH desde la adenohipófisis (Smith y Jennes, 2001).
La función del eje hipotálamo-hipófisis-gónadas inicia con la secreción pulsátil de
GnRH desde las neuronas parvicelulares neurosecretoras localizadas en el núcleo
arcuato, el núcleo periventricular, el paraventricular y el área preóptica del
hipotálamo. La GnRH es transportada a la eminencia media y liberada al sistema
porta hipotalámico-hipofisiario, por donde viaja hasta alcanzar a la adenohipófisis,
donde actúa sobre los gonadotropos para liberar LH y FSH al torrente sanguíneo.
La LH y FSH actúan sobre las gónadas para producir diferentes efectos,
incluyendo la liberación de hormonas sexuales y el mantenimiento de la integridad
gonadal (Tanriverdi et al., 20003).
La liberación de hormonas en el eje hipotálamo-hipófisis-gónadas es
regulada por mecanismos de retroalimentación negativa y positiva sobre el
hipotálamo y la adenohipófisis. En este sentido, la GnRH estimula a los
gonadotropos de la adenohipófisis para liberar LH o FSH. A su vez, la LH estimula
a las gónadas para secretar esteroides gonadales, como testosterona o
estrógenos, mientras que la FSH estimula a las gónadas para liberar inhibina.
Tanto los estrógenos como la testosterona ejercen retroalimentación negativa
sobre los gonadotropos e inhiben la liberación de gonadotropinas (Sainsbury,
2000; Prieto-Gómez y Velázquez-Paniagua, 2002; Tanriverdi et al., 20003). La
regulación de hormonas por el eje hipotálamo-hipófisis-gónadas en el macho y en
la hembra es la siguiente.
Macho
En el macho, la FSH y la LH liberadas de la adenohipófisis en respuesta a la
estimulación con GnRH juegan un papel fundamental en la espermatogénesis. La
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LH induce a las células de Leydig, que rodean los túbulos seminíferos de los
testículos, a secretar andrógenos (p. ej., testosterona), mientras que la FSH es
responsable del inicio de la espermatogénesis, y en adultos puede participar, junto
con la testosterona producida por las células de Leydig, en el mantenimiento de la
producción espermática. La FSH induce a las células de Sertoli, que recubren los
túbulos seminíferos, a producir inhibina B, espermatozoides inmaduros, y factores
de crecimiento tales como la proteína ligadora de andrógenos (ABP), la cual es
necesaria para mantener una alta concentración de testosterona en los túbulos
seminíferos. Altos niveles de testosterona inhiben la secreción de LH por un
mecanismo de retroalimentación negativa que actúa sobre el hipotálamo,
inhibiendo la liberación de GnRH. Por su parte, la inhibina es el principal regulador
de la liberación de FSH, ya que tiene un efecto de retroalimentación negativa
sobre la adenohipófisis; cuando hay suficiente inhibina presente, la adenohipófisis
deja de producir FSH (Haughian y Wiltbank, 2002; Turkstra y Meloen, 2006).
Hembra
En la hembra, la FSH actúa sobre el ovario e induce el crecimiento folicular y
el desarrollo de un folículo maduro que produce estradiol. Los estrógenos actúan a
dos niveles: hipotalámico, estimulándolo y aumentando la descarga de GnRH, y a
nivel de adenohipófisis, aumentando la sensibilidad de los gonadotropos a la
GnRH, lo que resulta en un aumento importante en la descarga de LH. Así, el
aumento en el nivel sanguíneo de estradiol proveniente del folículo maduro tiene
un efecto de retroalimentación positiva sobre las neuronas GnRH en el hipotálamo
y sobre los gonadotropos adenohipofisiarios, induciendo la liberación de GnRH y
en consecuencia, la oleada preovulatoria de LH (Smith y Jennes, 2001; Turkstra y
Meloen, 2006).
Durante el proestro, las células de la granulosa del ovario secretan inhibina,
misma que inhibe la liberación de FSH. Después de la ovulación, bajo el estímulo
de la LH las células de la granulosa y de la teca se luteinizan formando el cuerpo
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lúteo que produce progesterona, la cual a su vez inhibe la secreción de GnRH y en
consecuencia de LH y FSH. Si no hay gestación, el cuerpo lúteo alcanza su
máxima talla alrededor del día 13 después del estro, e inicia su regresión como
resultado de la producción de substancias luteolíticas (prostaglandinas) en el
útero. El nivel de progesterona en la sangre disminuye, estimulando al hipotálamo
para que produzca GnRH, que actúa sobre la adenohipófisis y causa nuevamente
secreción de FSH y LH, reiniciando el ciclo. Si la hembra queda gestante, el
cuerpo lúteo permanece, crece y se convierte en el cuerpo lúteo de la gestación, y
continúa secretando progesterona hasta el final de la preñez (Prieto-Gómez y
Velázquez-Paniagua, 2002; Redondo, 2003; Turkstra y Meloen, 2006).
2. HORMONA LIBERADORA DE GONADOTROPINAS (GnRH)
La GnRH es el regulador central de la cascada reproductiva hormonal. Es un
decapéptido (pGlu-His-Trp-Ser-Tir-Gli-Leu-Arg-Pro-Gli CONH2) con estructura
similar en todos los animales. En mamíferos, es sintetizada principalmente en el
área preóptica del hipotálamo a partir de una preprohormona de 92 aminoácidos.
La GnRH es considerada una neurohormona, ya que es una hormona producida
en una célula neuronal específica y liberada en su terminal neural. El gen GNRH1,
para el precursor de la GnRH, se localiza en el cromosoma 8 (Herbison, 1997;
Turkstra y Meloen, 2006).
La GnRH fue aislada por primera vez, y de manera simultánea e
independiente, en el ovino (Amoss et al., 1971) y el cerdo (Schally et al., 1971).
Después se descubrió la presencia de pulsos de GnRH en la circulación portal
(Knobil, 1974), y se demostró que esta pulsatibilidad es esencial para preservar la
síntesis y secreción de gonadotropinas, y por tanto, la función reproductiva
(Knobil, 1980). La actividad de la GnRH es muy baja antes de la pubertad, y se
activa al llegar a ésta. Durante la vida reproductiva, la actividad pulsátil es crítica
para
la
función
reproductora
exitosa
y
es
controlada
por
bucles
de
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retroalimentación. Sin embargo, una vez que se establece la gestación, la
actividad de la GnRH no se requiere (Herbison, 1997).
2.1. Secreción de GnRH
En el hipotálamo, la GnRH es almacenada en vesículas secretoras. La GnRH
es secretada cuando un potencial de acción, originado en el cuerpo de la neurona
GnRH, se propaga mediante el axón y estimula la movilización y exocitosis de
vesículas secretoras conteniendo GnRH en la terminal sináptica. Una vez liberada
de la neurona, la GnRH entra directamente en la sangre de la vasculatura portal,
que es una red de vasos en la que la sangre drena desde un plexo capilar en la
eminencia media y pasa directamente a un segundo plexo capilar vertiéndose en
la adenohipófisis, a donde la GnRH llega en altas concentraciones, y donde es
metabolizada casi en su totalidad, por lo que las concentraciones resultantes de
GnRH en la circulación periférica son muy bajas (Haughian y Wiltbank, 2002).
Una vez en la adenohipófisis, la GnRH se une a su receptor (GNRHR)
encontrado en las células gonadotropas de la glándula, activando la síntesis de LH
y FSH y su secreción a la circulación. La interacción de la GnRH con su receptor
estimula el sistema efector intracelular libre de Ca2+/proteina-quinasa C en dos
fases. La primera es un incremento agudo en el Ca2+ intracelular libre que induce
exocitosis de gránulos secretores que contienen LH y/o FSH. Estos episodios de
secreción gonadotrópica son llamados pulsos de gonadotropinas. La unión de la
GnRH y la activación de la proteina-quinasa C promueven la expresión de los
genes que codifican a la LH y a las subunidades β de la FSH, permitiendo un nivel
de secreción gonadotrópica tónico (no pulsátil) (Conn et al., 1995). Después de la
secreción desde los gonadotropos, la LH y FSH son dispersadas en la circulación
general donde son metabolizadas o se unen a sus respectivos receptores dentro
de las gónadas (Herbison, 1997; Haughian y Wiltbank, 2002; Turkstra y Meloen,
2006).
14
La secreción pulsátil de GnRH indica que hay períodos de poca o ninguna
secreción, intermitentemente interrumpidos por pulsos de secreción. La liberación
pulsátil de GnRH se da desde las terminaciones nerviosas de las neuronas GnRH
hacia el sistema porta hipofisiario cada 30 a 120 min. La amplitud y frecuencia de
los pulsos de GnRH, junto con la retroalimentación por parte de los andrógenos y
estrógenos, controlan los procesos de síntesis y secreción de LH y FSH desde los
gonadotropos de la adenohipófisis (Fink, 1988). Una baja frecuencia y alta
amplitud de pulsos de GnRH lleva a liberación de FSH, mientras que los pulsos de
alta frecuencia y baja amplitud estimulan la liberación de LH. No obstante, hay
diferencias en la secreción de GnRH entre hembras y machos. En éstos, la GnRH
es secretada en pulsos a una frecuencia constante, mientras que en hembras la
frecuencia de los pulsos varía durante el ciclo estrual, siendo más alta durante la
oleada pre-ovulatoria de LH y más baja durante la fase luteal del ciclo estrual
(Herbison, 1997; Haughian y Wiltbank, 2002; Turkstra y Meloen, 2006).
Dado que el estrés agudo afecta de manera negativa la función del
hipotálamo (Dobson et al., 2001), los patrones pulsátiles de liberación de GnRH, y
por tanto la frecuencia y amplitud de pulsos de LH desde la adenohipófisis,
disminuyen cuando el animal es expuesto a estrés agudo, como durante el
transporte (Dobson y Smith, 2000; Dobson et al., 2001).
2.1.1. Secreción de GnRH durante el ciclo estrual de la hembra bovina
Las neuronas GnRH tienen la capacidad de iniciar y propagar potenciales de
acción, y de ahí secretar GnRH en ausencia de sinapsis externas (Terasawa,
2001). Sin embargo, no se considera a las neuronas GnRH como el único
elemento regulador de la pulsatibilidad de la GnRH, sino que hay un sistema de
control de mayor nivel, conocido como el “generador de pulsos de GnRH”, que
modula la secreción de GnRH desde las neuronas GnRH (Lincoln et al., 1984).
15
En el ciclo estrual, el factor que más influye en la actividad del generador de
pulsos de GnRH son los esteroides gonadales estrógenos y progesterona
(Haughian y Wiltbank, 2002). Cuando la progesterona es la hormona
predominante en la circulación, como durante la fase luteal, la secreción de LH se
caracteriza por pulsos de baja frecuencia y alta amplitud. Cuando las
concentraciones de estradiol de la fase folicular se mantienen, los pulsos de LH
ocurren a una mayor frecuencia y menor amplitud (Goodman y Karsch, 1980).
Estos efectos de la progesterona y el estradiol sobre la pulsatibilidad de la GnRH y
LH son críticos para el desarrollo folicular. Cuando la progesterona disminuye
debido a la lisis del cuerpo lúteo, el generador de pulsos de GnRH es preparado
para producir los pulsos de alta frecuencia de LH requeridos para estimular la
producción de estradiol que resultará en la ovulación del folículo dominante
(Wiltbank et al., 2002).
2.1.2. La oleada de GnRH y ovulación
Además de influir en la pulsatibilidad de la GnRH, el estradiol ejerce un
efecto de retroalimentación positiva sobre la secreción de GnRH que induce la
oleada preovulatoria de GnRH y LH. La presencia de progesterona bloquea el
efecto de retroalimentación positiva del estradiol sobre la secreción de GnRH y
evita que la oleada de ésta ocurra. En ausencia de progesterona, el estradiol de
un folículo dominante provoca una oleada de GnRH diferente a la secreción
pulsátil típica. Durante esta oleada, las concentraciones de GnRH son 20 a 40
veces mayores que las observadas durante otros períodos del ciclo estrual. Esto
sugiere que tal vez existe algo diferente al generador de pulsos de GnRH, que
organiza y estimula repetidamente la activación sincrónica de gran proporción de
las neuronas GnRH (Goodman, 1994).
En rumiantes, la oleada de GnRH juega un papel determinante en la
inducción de la oleada de LH, lo que significa que debe darse un repentino
incremento de GnRH para provocar la liberación de la oleada de LH (Karsch et al.,
16
1997). En contraste, en primates y humanos la GnRH juega un papel sólo
permisivo, no requiriéndose de una oleada de GnRH para inducir la oleada de LH
(Hotchkiss y Knobil, 1994). En rumiantes, la oleada de LH inicia inmediatamente
después del inicio de la oleada de GnRH (o inyección de GnRH), y existe una
significativa relación dosis-respuesta entre el tamaño de la oleada de GnRH y la
magnitud de la oleada de LH (Karsch et al., 1997). El patrón de la oleada de LH
resultante de una oleada endógena de GnRH, o de una sola inyección de 100 μg
de GnRH (dosis estándar para ganado), es diferente. Cuando se administran 100
μg de GnRH en una sola inyección, las concentraciones máximas de LH
resultantes son mayores que con una oleada endógena de GnRH, pero la
duración de la oleada de LH es más corta que con la oleada endógena de GnRH.
A pesar de estas diferencias en el patrón de la oleada de LH, ambos son
suficientes para inducir la ovulación de un folículo dominante (Haughian y
Wiltbank, 2002). Si el folículo no es dominante, no expresa receptores para LH y
por tanto no ovula en respuesta a una oleada de LH (Sartori et al., 2001). Si se
administra una inyección de GnRH cuando no hay folículos dominantes presentes
en el ovario, como durante la emergencia de la oleada folicular (Ginther et al.,
1996), los folículos continuarán su desarrollo, pero si está presente un folículo
dominante, éste ovulará dentro de las 29 h después del inicio de la oleada de LH
(Haughian y Wiltbank, 2002).
La ovulación del folículo dominante y la emergencia de una nueva onda
folicular están íntimamente relacionadas. La oleada de LH causa una importante
reducción en la secreción de estradiol (Komar et al., 2001) y de inhibina (Bleach et
al., 2001) desde el folículo dominante preovulatorio. Tanto el estradiol como la
inhibina son potentes represores de la síntesis y secreción de FSH. Como
resultado de la ovulación, el efecto inhibidor del estradiol y la inhibina sobre la
secreción de FSH desaparece y surge una oleada de FSH (Bergfelt et al., 1997),
que es responsable de la emergencia y desarrollo de una nueva oleada folicular,
de donde después de 2½ a 3 días, un nuevo folículo dominante con capacidad de
ovular será seleccionado (Ginther et al., 1996). Es importante tener en cuenta que
17
una inyección de GnRH producirá la emergencia de una oleada folicular sólo si
primero se induce la ovulación de un folículo dominante (Haughian y Wiltbank,
2002).
3. ANÁLOGOS DE LA GnRH
Los análogos de la GnRH son compuestos químicos con estructura similar a
la GnRH, pero que difieren de ella con respecto a cierto componente, y pueden ser
agonistas, si tienen una acción metabólica similar a la GnRH, o antagonistas, si la
acción es opuesta. Los agonistas son potentes estimuladores de la secreción de
gonadotropinas, y los antagonistas son supresores de la función gonadotrópica de
la hipófisis (Schally, 1999; Weissman y Shoham, 1999).
La administración crónica de análogos de GnRH (agonistas y antagonistas)
produce la supresión del eje hipófisis-gónadas, con la consiguiente inhibición en la
secreción de LH, FSH, y esteroides sexuales. Es por ello que estos fármacos
están indicados cuando se desea suprimir la secreción de gonadotropinas
(pubertad), o de esteroides sexuales (estro) (Schally, 1999; Ludwig et al., 2000).
3.1. Agonistas de la GnRH
Los agonistas de la GnRH son substancias con mayor afinidad que la GnRH
endógena por sus propios receptores en la adenohipófisis, y a los cuales
permanecen unidos más tiempo, estimulando su actividad fisiológica; tienen una
vida media prolongada, lo que los hace más potentes que la GnRH endógena
(Weissman y Shoham, 1999).
El diseño de los GnRH-agonistas ha tenido la finalidad de estabilizar la
molécula contra el ataque enzimático, aumentar su unión a proteínas plasmáticas
y membranas, y aumentar la afinidad del agonista por el receptor de la GnRH
18
(Conn y Crowley, 1994). Las modificaciones de la molécula de GnRH
responsables de la acción agonista de los análogos están a nivel de los
aminoácidos ubicados en las posiciones 6 y 10. Estas modificaciones producen
substancias de acción más potente, con mayor afinidad por el receptor del
gonadotropo, con mayor resistencia a la degradación enzimática y con una vida
media más prolongada (Schally, 1999; Weissman y Shoham, 1999).
Entre los GnRH-agonistas que se encuentran disponibles actualmente en el
mercado están la gonadorelina (GnRH natural), la buserelina y el fertirelin
(Taponen, 2003). Debido a alteraciones en la estructura química, existen
marcadas diferencias entre los diferentes GnRH-agonistas en su capacidad para
liberar LH y FSH en el bovino (Chenault et al., 1990). De acuerdo con Chenault et
al. (1990), el acetato de fertirelin demostró ser aproximadamente cuatro a diez
veces más potente que la gonadorelina, medido por la liberación de LH y FSH
durante la fase luteal del ciclo estrual bovino, mientras que la buserelina fue 50
veces más potente que la gonadorelina. Con base en el efecto de reserva de una
dosis moderada seguida por una dosis baja de estos productos, los gonadotropos
hipofisiarios aparentemente se volvieron refractarios a la GnRH por hasta 48 h
después de la inyección de dosis mayores o iguales a 50 µg de acetato de
fertirelin, 500 µg de gonadorelina y 10 µg de buserelina. Una sola inyección i.m. de
GnRH y GnRH-agonistas proporciona una liberación predecible de LH y FSH
dentro de la circulación periférica en un período de 3 h (Thatcher et al., 1993).
Luego de su administración inicial en dosis bajas, los GnRH-agonistas se
unen al receptor y estimulan el eje hipófisis-gónadas de manera similar a la GnRH
endógena, e inducen la liberación de gonadotropinas. Sin embargo, su
administración a dosis más elevadas de manera continua (1 a 2 semanas), hace
que el gonadotropo se agote, y como el agonista permanece unido al receptor,
inhibe el eje hipófisis-gónadas, evitando la acción de la GnRH endógena, lo que
resulta en hiposecreción gonadotrópica y, por tanto, en una caída en los niveles de
FSH y de LH. Esto sucede por un mecanismo de regulación a la baja y
19
desensibilización de los receptores de la GnRH. El efecto es reversible y
desaparece una vez que desaparece el fármaco (Weissman y Shoham, 1999;
Kraus et al., 2001; Neill, 2002; Turkstra y Meloen, 2006).
En el bovino, los GnRH-agonistas pueden ser usados para prevenir la
ovulación en la hembra, mientras que en machos tienen un efecto estimulante de
la actividad gonadal (Turkstra, 2005).
3.2. Antagonistas de GnRH
Los GnRH-antagonistas son substancias que tienen un efecto inhibitorio
directo sobre la secreción de gonadotropinas debido a que anulan la acción de la
GnRH, al unirse a su receptor sin provocar una respuesta biológica. Los
antagonistas se unen al receptor de la GnRH en la adenohipófisis y lo ocupan,
evitando que la GnRH endógena se una a su receptor y lo estimule, lo que lleva a
hiposecreción de FSH y LH, sin la liberación inicial de gonadotropinas observada
con los agonistas. Es decir, los antagonistas actúan por competencia con la GnRH
endógena por unirse a su receptor, y a diferencia de los agonistas, no inducen un
efecto estimulante inicial, sino que inhiben directamente la secreción de LH y FSH
(Ludwig et al., 2000; Huirne y Lambalk, 2001; Turkstra, 2005).
La acción inhibitoria de los antagonistas es inmediata, y para mantenerla es
necesario que los receptores se mantengan ocupados, es decir, que siempre
exista presencia del antagonista. Por esta razón, la dosis de antagonistas
necesaria para lograr y mantener su acción es mucho mayor que la de los
agonistas. El efecto supresor puede ser revertido con la administración de GnRH
endógena. El tratamiento prolongado con GnRH-antagonistas lleva a regulación a
la baja de los receptores de GnRH. Al igual que la mayoría de los agonistas, los
antagonistas presentan modificaciones en la posición 6 y 10, y además en las
posiciones 1, 2, 3 (los aminoácidos ubicados en estas posiciones son los
20
responsables de la activación del receptor) y 8. Esto les confiere una larga vida
media debido a su resistencia a la proteólisis (Ludwig et al., 2000).
Las aplicaciones terapéuticas de los GnRH-antagonistas son las mismas que
para los agonistas. En la hembra bovina, reducen los niveles de gonadotropinas y
causan retraso en la ovulación. Sin embargo, el uso de estos fármacos en el
ganado es limitado debido a su alto costo y a los resultados inconsistentes
(Turkstra, 2005).
4. APLICACIONES DE LA GnRH PARA EL MANEJO REPRODUCTIVO
En mamíferos, la manipulación de la fertilidad utilizando GnRH tiene como
objetivo bloquear la secreción de esteroides gonadales en hembras y machos, con
el fin de retrasar la pubertad, evitar comportamiento sexual y agresivo y olores
sexuales, establecer infertilidad, tratar enfermedades reproductivas y mejorar la
fertilidad (Turkstra y Meloen, 2006).
4.1. Inmunización activa contra GnRH
Los anticuerpos que surgen en respuesta a la vacunación con GnRH
sintética, neutralizan a la GnRH endógena, ya que esta vacuna bloquea el eje
hipotálamo-hipófisis-gónadas, lo que resulta en infertilidad tanto en hembras como
en machos, por lo que puede ser usada como una alternativa para la castración y
el control de la fertilidad en el bovino (Bonneau y Enright, 1995; Turkstra, 2005).
En machos, la inhibición de la secreción hipofisiaria de LH y en menor grado de la
FSH, resulta en privación de testosterona, que lleva a alteraciones en la
espermatogénesis, menor talla testicular y afectaciones en el comportamiento
sexual. En hembras, la falta de gonadotropinas causa reducción en los niveles de
esteroides gonadales, crecimiento folicular disminuido, inhibición de la ovulación y
tamaño reducido de ovarios y útero. Este tipo de inmunización requiere de al
21
menos varias semanas para que se genere un título efectivo de anticuerpos contra
GnRH (Turkstra, 2005).
Durante las tres última décadas, se han hecho varios intentos por desarrollar
una vacuna contra la GnRH. La vacunación exitosa contra una molécula endógena
requiere un nivel suficiente de anticuerpos neutralizantes durante todo el período
de tratamiento, para obtener el efecto deseado. La GnRH es una molécula
endógena pequeña, que consiste de sólo 10 aminoácidos. El conseguir una
respuesta inmune contra una molécula endógena tan pequeña, que no es
inmunogénica por sí misma, no resulta sencillo. Esto significa que el acoplamiento
de la GnRH a una proteína acarreadora y el uso de un fuerte adyuvante no son
suficientes. Debido a estas limitantes, la eficacia de la vacuna no ha sido suficiente
para bloquear la producción de esteroides gonadales en los animales vacunados,
por lo que la inmunogenicidad del antígeno debe ser amplificada con el fin de
desarrollar una vacuna efectiva (Turkstra, 2005; Turkstra y Meloen, 2006).
4.1.1. Aplicación de vacunas contra GnRH
En el bovino, la vacunación contra la GnRH podría ser una alternativa para
los métodos convencionales de castración o para prevenir comportamiento sexual
en animales no castrados. En el caso del ganado de engorda, a pesar de que los
machos crecen más eficientemente y producen canales más magras cuando no
están castrados, la mayoría de ellos son castrados para prevenir comportamiento
agresivo y sexual. Sin embargo, todos los métodos de castración causan estrés y
dolor. Como alternativa a estos métodos, se ha demostrado que la inmunización
contra la GnRH reduce los niveles de testosterona en becerros machos, los cuales
muestran un comportamiento dócil, mejor crecimiento en comparación con
animales castrados, y reversibilidad con respecto a los niveles hormonales
(Turkstra, 2005).
22
Por su parte, en las hembras el comportamiento estral y la gestación afectan
la tasa de crecimiento. En novillonas productoras de carne, la inmunización contra
la GnRH ha resultado efectiva para evitar el comportamiento estral y la gestación,
al igual que la administración oral diaria de acetato de melengestrol (MGA), por lo
que esta vacunación podría ser una alternativa a la administración de MGA. Tanto
en hembras como en machos, para que el efecto de la vacunación sea duradero,
es necesario aplicar un refuerzo a los 12 meses (Turkstra, 2005; Turkstra y
Meloen, 2006).
4.1.2. Reversibilidad de los efectos de la inmunización contra GnRH
La supresión del eje hipotálamo-hipófisis-gónadas como resultado de la
neutralización de la GnRH es debida a una cantidad suficiente de anticuerpos
neutralizantes. Los niveles hormonales y la actividad gonadal son recuperados
cuando los títulos de anticuerpos caen por debajo de cierto nivel y resultan
insuficientes para neutralizar completamente a la GnRH (Turkstra, 2005).
4.2. Inmunización pasiva contra GnRH
A diferencia de la inmunización activa, la pasiva produce un efecto contra la
GnRH en las 24 horas siguientes a su aplicación. Esta técnica ha resultado útil
para el estudio del eje hipófisis-gónadas y del papel de las hormonas involucradas,
pero para aplicaciones prácticas no es apta, ya que se requieren grandes
cantidades de antisuero y administración frecuente para reducir los niveles
hormonales (Turkstra, 2005).
4.3. Manipulación de la fertilidad de la hembra utilizando GnRH
Las principales aplicaciones clínicas de los tratamientos con GnRH en la
hembra bovina son: tratamiento de quistes ováricos, al momento de la
inseminación artificial y post-inseminación en vacas de primer servicio y
23
repetidoras para mejorar la fertilidad, inducción y sincronización del estro, y
tratamiento de receptoras de embriones para aumentar la supervivencia
embrionaria (Taponen, 2003).
En el bovino, una oleada de GnRH estimula la liberación de la oleada
preovulatoria de LH (Yoshioka et al., 2001). Al ocurrir ésta, también se presenta
una oleada en las concentraciones circulantes de FSH (Haughian et al., 2004). El
pico de las oleadas preovulatorias de LH y FSH ocurre aproximadamente un día
antes de la ovulación. Durante este pico preovulatorio de LH y FSH, las
concentraciones circulantes de estradiol empiezan a disminuir, y al final de esta
disminución inicia otra oleada de FSH (Bergfelt et al., 1997, Kulick et al., 1999).
Esta segunda oleada de FSH que ocurre después de la oleada preovulatoria se
conoce como oleada periovulatoria de FSH (Kulick et al., 2001; Austin et al., 2002;
Haughian et al., 2004). Cuando se utiliza una inyección de 100 μg de GnRH
durante la fase folicular, en los primeros 20 min se estimula una oleada de LH
seguida por la ovulación del folículo dominante (Lucy y Stevenson, 1986; Pursley
et al., 1995). Aparentemente la oleada preovulatoria de LH inducida por la
inyección de GnRH es más corta que la oleada preovulatoria natural, y también se
presenta una oleada de FSH asociada con la oleada de LH siguiente al
tratamiento con GnRH (Haughian et al., 2004).
Las vacas lecheras altas productoras tienen bajas tasas de concepción y
bajas concentraciones séricas de progesterona, probablemente debido a una
mayor excreción de esta hormona (Vasconcelos et al., 1999). Las bajas
concentraciones de progesterona en sangre podrían explicar parcialmente la baja
fertilidad en estas hembras, ya que las concentraciones de progesterona después
de la inseminación artificial (IA) se asocian de manera positiva con la madurez y
funcionalidad embrionaria (Garret et al., 1988), que son críticas para inhibir la
luteólisis y mantener la gestación (Mann et al., 1995; Meyer et al., 1995). Por lo
tanto, es posible que parte de las pérdidas embrionarias en ganado lechero se
deban a una inadecuada función lútea materna (Mann et al., 2001). El uso de
24
GnRH después de la IA aumenta la secreción de progesterona debido a la
inducción de un cuerpo lúteo accesorio (Schmitt et al., 1996; Fonseca et al., 2001),
lo que aumenta las concentraciones de progesterona y potencialmente, las tasas
de concepción (Beltran y Vasconcelos, 2008). Se ha reportado que el tratamiento
con GnRH el día 5 del ciclo estrual para inducir la ovulación de un folículo
dominante de la primera oleada aumentó las concentraciones de progesterona
durante la fase lútea media en vacas lecheras lactantes (Beltran y Vasconcelos,
2008; Cruz et al., 2009).
4.3.1. Empleo de la GnRH en programas de inducción y sincronización
del celo y la ovulación
En ganado bovino, la real efectividad de cualquier programa de
sincronización del estro y/o la ovulación está determinada por su capacidad para
lograr una alta sincronía en éstos, de forma que las hembras puedan recibir
inseminación artificial a tiempo fijo (IATF). Las máximas tasas de concepción
después de IATF se obtienen cuando el momento de la IA y la ovulación están
altamente sincronizados (Lemaster et al., 2001).
Inicialmente se reportó que la administración de GnRH o un GnRH-agonista
altera el desarrollo folicular induciendo la ovulación, resultando en emergencia y
sincronización de una nueva oleada de desarrollo folicular (Macmillan y Thatcher,
1991; Twagiramungu et al., 1994). La GnRH inicia la secreción aguda de LH y
FSH por 3 a 5 horas, lo que inicia la ovulación (Thatcher et al., 1993). La sincronía
del estro mejora si seis a siete días después de la GnRH se aplica una dosis de
PGF2α para inducir luteólisis (Twagiramungu et al., 1992a). Esta combinación de
hormonas resulta efectiva para sincronizar el estro en ganado Bos taurus (Pursley
et al., 1995; Burke et al., 1996) pero es menos efectiva en ganado con genotipo
Bos indicus (Lemaster et al., 2001). La detección del estro puede ser eliminada
mediante la administración de una segunda inyección de GnRH junto con IATF en
ganado productor de carne (Twagiramungu et al., 1992a,b) y lechero (Pursley et
25
al., 1995, 1997b), obteniendo tasas de concepción similares a la IA después del
estro detectado (Lemaster et al., 2001).
Con respecto al ganado Bos indicus, éste tiene una menor respuesta en la
secreción de LH en comparación con el Bos taurus. La disminución en la
liberación de LH está influida por el porcentaje de genotipo Bos indicus. Aún no se
sabe con exactitud si la menor respuesta de LH a la administración de GnRH en
ganado Bos indicus se debe a una incapacidad de la GnRH para iniciar la
ovulación, a una incompleta respuesta luteolítica a la PGF2α, a menores reservas
de LH, a menor síntesis de LH por la adenohipófisis, a menor sensibilidad del
hipotálamo e hipófisis, o una combinación de varios de estos factores. La
inadecuada liberación de LH puede evitar la ovulación inducida por la GnRH, que
es necesaria para sincronizar el desarrollo folicular o para inducir la ovulación para
realizar IATF (Portillo et al., 2008).
La eficacia de la GnRH para inducir la ovulación se ve afectada por la etapa
de desarrollo folicular al momento de su aplicación (Vasconcelos et al., 1999;
Moreira et al., 2000b). La GnRH parece ser efectiva para inducir la ovulación de
folículos ≥10 mm de diámetro durante la fase de crecimiento folicular en vacas
lecheras (Macmillan y Thatcher, 1991; Moreira et al., 2000a) y de doble propósito
Bos indicus × Bos taurus (Perea et al., 1998), cuando los folículos ováricos tienen
un número suficiente de receptores de LH (Lucy et al., 1992).
4.3.2. Protocolos de tratamiento con GnRH más PGF2α para inducir y/o
sincronizar el estro y/o la ovulación
Existen diferentes protocolos para la inducción y/o sincronización del estro
y/o de la ovulación que incluyen el uso de GnRH más PGF2α, y que han sido
utilizados de manera efectiva, con tasas de gestación aceptables en ganado Bos
taurus productor de carne (Twagiramungu et al., 1995; Geary et al., 1998;
Thompson et al., 1999) y ganado lechero (Pursley et al., 1995).
26
Estos protocolos son comúnmente usados en vacas posparto y pueden
aplicarse en cualquier etapa del ciclo estrual. Los principales componentes de
estos protocolos son GnRH y PGF2α. La inyección inicial de GnRH (día 0) se usa
para programar el crecimiento folicular en vacas cíclicas y para inducir la ovulación
en vacas anéstricas. La PGF2α aplicada al día 7 induce la regresión del cuerpo
lúteo presente después de una ovulación espontánea temprana, de cualquier
cuerpo lúteo accesorio, y de los folículos luteinizados como resultado de la
inyección de GnRH, con el fin de disminuir las concentraciones de progesterona.
La segunda inyección de GnRH dada al día 9 induce la ovulación de los folículos
dominantes que fueron pre-programados por la primera inyección de GnRH. Estos
protocolos aseguran un estatus folicular homogéneo al momento de inducir la
luteólisis, lo que resulta en una mejor precisión del estro después de la aplicación
de PGF2α y una mayor sincronía en la oleada de LH, con lo que se sincroniza el
desarrollo folicular y la regresión del cuerpo lúteo (Peters et al., 1999; Wood et al.,
2001).
4.3.2.1. Ovsynch: este protocolo fue desarrollado por Pursley et al. (1995)
con el fin de eliminar los problemas y limitaciones asociados con la detección
visual del estro en vacas lecheras lactantes. Dado que el Ovsynch sincroniza la
ovulación más que el estro, evita el depender de la detección del estro, la cual es
ineficiente en la mayoría de los hatos lecheros, para dar IA a las vacas. Dado que
la ovulación se sincroniza de manera precisa con el Ovsynch, las vacas lecheras
lactantes pueden recibir IATF y mantener tasas de concepción similares las de
vacas servidas después del estro detectado. El Ovsynch fue el primer protocolo de
sincronización desarrollado que permitió realizar IATF con resultados en tasas de
concepción similares a las obtenidas con IA después del estro detectado (Fricke,
2001). Se ha demostrado ampliamente que el Ovsynch es un método altamente
efectivo y económico para mejorar el desempeño reproductivo en vacas lecheras
lactantes altas productoras (Burke et al., 1996; Pursley et al., 1997b; Britt y Gaska,
1998).
27
Cuando el protocolo Ovsynch es administrado en una etapa al azar del ciclo
estrual, la primera inyección de GnRH induce la ovulación en 65% de las vacas y
causa la emergencia de una nueva oleada folicular en el 100% de éstas. La
inyección de PGF2α induce la regresión del cuerpo lúteo espontáneo y/o inducido
por la GnRH, y la segunda inyección de GnRH sincroniza el momento de la
ovulación del folículo dominante de la oleada folicular que inició su crecimiento
después de la primera inyección de GnRH. La ovulación de un folículo dominante
en respuesta a la segunda inyección de GnRH ocurre en el 85% de las vacas
lactantes que reciben este protocolo (Fricke et al., 1998), y la ovulación ocurre
dentro de las 24 a 32 horas después de la segunda inyección de GnRH en vacas
sincronizadas, seguida por crecimiento de una nueva oleada folicular (Pursley et
al., 1995).
En el Ovsynch se aplica una inyección i.m. de 100 µg de GnRH el día 0,
seguida por una inyección i.m. de PGF2α el día 7, más otra inyección de GnRH el
día 9 (48 horas después de la PGF2α), y se realiza IATF en todas las hembras el
día 10, 16 a 20 horas después de la segunda inyección de GnRH (Fig. 1). No se
realiza detección de estros. La tasa de gestación obtenida con este protocolo
promedia 52% (Pursley et al., 1995). El Ovsynch se utiliza principalmente en vacas
lecheras, en las que la ovulación ha sido altamente sincronizada y ocurre
aproximadamente 26 a 32 horas después de la segunda inyección de GnRH, por
lo que la IATF 17 a 24 horas después de esta GnRH debería resultar en una alta
probabilidad de una concepción exitosa (Peters et al., 1999).
Días
0
GnRH
7
PGF2α
9
GnRH
10
IATF 16-20 h después
de GnRH
Figura 1. Protocolo Ovsynch
28
Se han obtenido resultados similares en tasas de sincronización y de
concepción utilizando una dosis de 50 μg de gonadorelina en cada inyección de
GnRH, en comparación con una dosis de 100 μg (Fricke et al., 1998). Sin
embargo, la dosis de PGF2α usada siempre debe ser la indicada en la etiqueta del
producto utilizado (Fricke, 2001).
4.3.2.2. CO-Synch: se le denomina CO-Synch a una versión específica del
protocolo Ovsynch original, en la que las vacas reciben IATF inmediatamente
después de la administración de la segunda inyección de GnRH. Es decir, para el
protocolo CO-Synch se aplica una inyección i.m. de GnRH el día 0, seguida por
una inyección i.m. de PGF2α el día 7, más otra inyección de GnRH el día 9 (48
horas después de la PGF2α) junto con IATF en todas las hembras (Fig. 2). No se
realiza detección de estros (Geary et al., 1998). La tasa de gestación promedia
55% (Geary y Whittier, 1999).
Días
0
GnRH
7
9
PGF2α
GnRH + IATF
Figura 2. Protocolo CO-Synch
El uso del CO-Synch en vacas lecheras permite manejar a las vacas una vez
menos que con el Ovsynch, pero las tasas de concepción obtenidas con el COSynch son menores a las resultantes del uso del Ovsynch (Pursley et al., 1998;
Fricke, 2001). Algunos autores han indicado que el realizar IATF 60 a 64 horas
después de la aplicación de PGF2α, como se usa en el Ovsynch, es el momento
más adecuado, tanto en ganado productor de carne (Geary et al., 2001a;
Stevenson et al., 2000; DeJarnette et al., 2001a) como lechero (DeJarnette et al.,
2001b), pero dado que los resultados de ambos protocolos han sido comparables
29
o ligeramente menores para CO-Synch, es de considerarse la ventaja del menor
manejo de los animales con este último protocolo (DeJarnette y Marshall, 2003).
4.3.2.3. Select Synch: es el protocolo más simple basado en GnRH.
Comprende una inyección i.m. de GnRH seguida 7 días después por una
inyección i.m. de PGF2α. Se realiza detección de estros por dos días antes y cinco
días después de la aplicación de la PGF2α y se realiza IA 12 horas después del
estro detectado (Downing et al., 1998; Fig. 3). Sin embargo, es común que
algunas vacas (~8 %) muestren estro hasta 48 horas antes de aplicar la
PGF2α. Estos estros tempranos son fértiles y las vacas pueden ser inseminadas 12
horas después de su detección; si estas hembras son inseminadas ya no se les
aplica la PGF2α. No obstante, la mayor respuesta a estro se presenta 2 a 3 días
después de la PGF2α, con un rango de 1 a 5 días. Se han reportado tasas de
gestación del 61% para hembras inseminadas después del celo detectado (Geary
y Whittier, 1999).
Días
0
5
GnRH
7
12
PGF2α
Detección de estros e IA 12 h pos-estro detectado
Figura 3. Protocolo Select Synch
Para los protocolos Ovsynch, CO-Synch y Select Synch, las tasas de
concepción pueden aumentarse si se realiza destete temporal de 48 h después de
la inyección de PGF2α (Geary et al., 2001b). De igual forma, en el Ovsynch y COSynch puede realizarse detección de estros con el fin de identificar a hembras que
presenten calor antes de la IATF, para lo que debería empezarse a detectar estros
30
desde el día 5 hasta el día de la IATF, ya que aproximadamente 8% de las
hembras cíclicas exhiben estro temprano. Al igual que en el Select Synch, las
hembras inseminadas a estro temprano no reciben la PGF2α, o la segunda GnRH,
o ambas (Fricke, 2001).
4.3.2.4. Pre-Synch: está indicado para vacas cíclicas. Es un protocolo de
presincronización, en el cual se aplican una o dos inyecciones de PGF2α con 14
días de diferencia, dando la segunda inyección 12 días antes de la primera
inyección de GnRH dentro del protocolo Ovsynch (Fricke, 2001; Fig. 4).
Días
-28
PGF2α
-14
0
PGF2α
GnRH
7
PGF2α
9
GnRH
10
IATF
16-20 h
después de GnRH
Figura 4. Protocolo Pre-Synch
El Pre-Synch mejora las tasas de concepción a primer servicio comparado
con el Ovsynch, y es una buena estrategia para programar a las vacas para recibir
su primera IATF posparto (Fricke, 2001). A este respecto, en vacas lecheras
lactantes Moreira et al. (2000b) reportaron tasa de concepción de 29% para el
Ovsynch y 43% para el Pre-Synch. Moreira et al. (2001) reportaron que el PreSynch aumentó las tasas de gestación 18% (25% a 43%) en vacas cíclicas
lactantes.
La presincronización posparto utilizando GnRH puede hacerse también siete
días antes del Ovsynch; este enfoque tiene la ventaja de ser potencialmente
31
efectivo en vacas cíclicas y anéstricas (Thompson et al., 1999; Stevenson et al.,
2000). Los resultados de Vasconcelos et al. (1999) en vacas lecheras lactantes, y
los de Moreira et al. (2000a) en novillonas lecheras sugieren que iniciar el
Ovsynch el día 5 a 10 del ciclo estrual puede mejorar la tasa de concepción.
Por tanto, el uso del Pre-Synch para programar a vacas lecheras lactantes
para recibir su primera IATF posparto puede mejorar la tasa de concepción a
primer servicio. Sin embargo, dada su duración, el Pre-Synch no es un buen
protocolo de resincronización, y debería ser usado solamente en vacas para su
primer servicio de IA posparto (Fricke, 2001).
4.3.2.5. Heat-Synch: este protocolo desarrollado para IATF surgió de
estudios realizados sobre la efectividad de emplear un estrógeno en lugar de
GnRH para inducir la ovulación y facilitar la IATF (Lopes et al., 2000; Jordan et al.,
2001; Pancarci et al., 2001). El cipionato de estradiol (ECP) provee un prolongado
efecto estrogénico, y está aceptado para ser usado en vacas lecheras lactantes.
La administración de un estrógeno en ausencia de progesterona y en presencia de
un folículo con capacidad ovulatoria causa la ovulación al estimular la liberación de
GnRH desde el hipotálamo, lo que a su vez causa la oleada pre-ovulatoria en la
secreción hipofisiaria de LH (Fricke, 2001).
El Heat-Synch es una alternativa a los protocolos Ovsynch y Pre-Synch, en el
cual se administra 1 mg de cipionato de estradiol (ECP) 24 horas después de la
inyección de PGF2α dentro del protocolo Ovsynch para inducir la ovulación, en
lugar de administrar GnRH 48 h después de la PGF2α. Se da IA a todas las vacas
detectadas en celo 24 horas después de la inyección de ECP para mejorar la
respuesta general al protocolo. Las vacas no detectadas en estro a las 24 horas
reciben IATF 48 horas después del ECP (Geary et al., 2001a; Fricke, 2001;
Stevenson et al., 2004; Fig. 5).
32
Días
-28
-14
PGF2α
PGF2α
0
GnRH
7
PGF2α
8
9
10
ECP
IA
IATF
celo detectado
no celo detectado
Figura 5. Protocolo Heat-Synch
En vacas primíparas y multíparas, Pancarci et al. (2001) reportaron tasa de
concepción de 43.5% y 30.6%, respectivamente, para Pre-Synch, comparadas con
50.7% y 19.45% para Heat-Synch, aunque no hubo diferencia entre ambos en la
tasa de concepción general. Esto indica que el ECP puede ser usado para inducir
ovulación para realizar IATF en vacas lecheras lactantes, pero que puede no ser
tan efectivo como la GnRH para inducir la ovulación en vacas anéstricas (Fricke,
2001; Geary et al., 2001a). Por su parte, Jordan et al. (2001) reportaron una tasa
de concepción para vacas que mostraron celo al momento de la IATF de 32.8%
para Pre-Synch y 40.4% para Heat-Synch, y de 26.88% y 6.6%, respectivamente,
para vacas que no mostraron estro al momento de la IATF. De acuerdo con estos
resultados, las tasas de concepción a la primera IA sincronizada serán similares
para vacas que reciben ECP o GnRH como la hormona ovulatoria para realizar
IATF (Fricke, 2001).
Una de las ventajas de usar ECP en un protocolo para IATF es su menor
costo comparado con la GnRH. Además, las vacas que reciben ECP usualmente
exhiben comportamiento estral y tono uterino al momento de la IATF. El HeatSynch puede ser considerado como una alternativa al Pre-Synch, pero puede no
trabajar bien en hatos con un alto porcentaje de vacas anovulatorias después del
período voluntario de espera (Fricke, 2001).
33
4.3.3. Protocolos de tratamiento que combinan GnRH con progesterona
o progestágenos para inducir y/o sincronizar el estro y/o la ovulación
4.3.3.1. Adición de un CIDR a los sistemas basados en GnRH: aunque los
protocolos basados en la utilización de GnRH han sido usados de manera exitosa
para sincronizar grandes grupos de hembras posparto, en ocasiones los
resultados obtenidos no son los óptimos, observándose bajas tasas de
sincronización en programas que dependen de la detección del estro, o bajas
tasas de concepción cuando se aplica IATF. La falla para sincronizar
adecuadamente hembras cíclicas o para inducir una ovulación potencialmente
fértil en hembras anéstricas puede tener gran influencia en el éxito de un
programa de sincronización. La adición de un dispositivo vaginal conteniendo 1.38
g de progesterona natural (CIDR) a los programas basados en GnRH puede
reducir pérdidas en cada uno de estos casos. El uso más común del CIDR con
protocolos basados en GnRH implica la inserción del CIDR por siete días, con el
fin de que las hembras estén expuestas a una fuente de progesterona durante el
período que el implante se encuentre insertado (Day, 2003).
La exposición a la progesterona es benéfica porque asegura que la mayoría
de las ovulaciones ocurran en vacas previamente anéstricas, pues se ha
demostrado que al retirar el progestágeno usado en el tratamiento se induce la
aparición de ciclos estruales de duración normal en ciertas hembras anéstricas, y
la probabilidad de que suceda una ovulación (espontánea o en respuesta al
tratamiento) aumenta. Dado que la respuesta inicial a la GnRH puede ser variable,
la inclusión de un CIDR elimina el requisito de que la ovulación sea inducida por
GnRH el día –7 (Lucy et al., 2001; Day, 2003).
Otro beneficio de la inclusión de un CIDR en programas basados en GnRH
es que se evitan los estros tempranos (días -2 a día 1) que son comunes en estos
programas. La progesterona liberada por el CIDR previene el estro y la ovulación
entre los días -7 y 1. Este mayor control del momento de la ovulación es
34
particularmente importante en sistemas con IATF en los cuales no se realiza
detección de estros (Xu y Burton, 2000; Day, 2003).
El uso de destete temporal, como herramienta para aumentar la inducción de
la ovulación en vacas anéstricas, puede potencializarse por el uso del CIDR. Si
bien se ha demostrado que el destete puede inducir la ovulación en ciertas
hembras anéstricas, en ausencia de pre-exposición a progesterona se esperaría
que el primer calor espontáneo después del destete temporal (durante el período
sincronizado), o del destete temporal junto con ovulación inducida por GnRH,
fuera seguido por un ciclo estrual corto (~10 días) infértil. Por el contrario, si el
destete temporal es precedido por progesterona ya sea de un cuerpo lúteo
inducido por GnRH o por un CIDR, hay gran probabilidad de que el ciclo resultante
sea de duración normal y existe el potencial de que se establezca una gestación.
Se esperaría que esta combinación de destete más CIDR más GnRH indujera más
vacas a ciclar que el CIDR o el destete solos (Xu y Burton, 2000; Day, 2003).
Ovsynch + CIDR: se inserta un CIDR al aplicar la primera inyección de
GnRH dentro del protocolo Ovsynch. El CIDR se retira 2 horas antes de la
inyección de PGF2α (Fig. 6). En un estudio realizado por Pursley et al. (2001)
utilizando el Ovsynch y el Ovsynch + CIDR, las tasas de concepción en vacas
cíclicas fueron de 43.5% y 49.1% para Ovsynch y Ovsynch + CIDR,
respectivamente, mientras que para vacas anéstricas fueron de 34.7% y 55.2%,
respectivamente. De acuerdo con estos resultados, el uso de un CIDR junto con el
protocolo Ovsynch aumentó la fertilidad en vacas anéstricas, pero no en vacas
cíclicas, por lo que puede ser una buena estrategia para el tratamiento de vacas
lecheras que al final del período de espera voluntario se encuentran en anestro
(Fricke, 2001).
35
Días
0
GnRH + CIDR
7
9
Retiro CIDR + PGF2α
GnRH
10
IATF 16-20 h
después de GnRH
Figura 6. Protocolo Ovsynch + CIDR
4.3.3.2. Protocolos con GnRH + PGF2α + MGA: estos protocolos han sido
usados con éxito en novillonas. El MGA es un progestágeno sintético activo por
vía oral desarrollado para el control del estro en novillonas productoras de carne.
Este progestágeno es usado para imitar la acción de la progesterona, y puede
estimular el estro en novillonas. Se ha reportado que la adición de GnRH al
protocolo MGA + PGF2α ha aumentado la sincronía del estro en comparación con
el protocolo sin GnRH (Wood et al., 2001).
Protocolo MGA/GnRH/PGF2α: se ofrece MGA en el alimento por 14 días a
razón de 0.5 mg/cabeza/día. Al día 26 se aplica una inyección i.m. de GnRH, y 7
días después (día 33) una inyección i.m. de PGF2α. Se realiza detección de estros
y se da servicio de inseminación del día 33 al 38 (Wood et al., 2001).
Días
0
14
MGA en alimento
26
33
GnRH
PGF2α
38
Detección de estros e IA
Figura 7. Protocolo MGA/GnRH/PGF2α
36
4.3.4. Empleo de la GnRH para el tratamiento de quistes ováricos
Además de ser empleada para inducir y sincronizar el estro y/o la ovulación,
la GnRH puede ser usada para el tratamiento de quistes ováricos en vacas. Los
quistes foliculares por lo general son tratados mediante la administración de
análogos sintéticos de la GnRH aprobados para su uso en vacas lecheras
lactantes (Fricke, 2000). El tratamiento con GnRH induce la luteinización más que
la ovulación del quiste folicular, lo que resulta en la formación de un quiste luteal
(Garverick, 1997; Fricke, 2000), cuya regresión puede ser inducida mediante la
administración de PGF2α (Nanda et al., 1988). La administración de GnRH a vacas
con quistes foliculares benignos a menudo induce la ovulación de un folículo
dominante de crecimiento normal más que del quiste mismo (Garverick, 1997;
Fricke, 2000).
El tratamiento ideal para quistes ováricos debería ser efectivo para todos los
tipos de éstos. El protocolo Ovsynch para sincronizar la ovulación en vacas
lecheras lactantes usa tanto inyecciones de GnRH como de PGF2α (Pursley et al,.
1995, 1997a), y puede ser un tratamiento efectivo para los quistes ováricos. En un
estudio realizado por Fricke (2000) en vacas lecheras lactantes, el tratamiento con
Ovsynch indujo la ovulación de un folículo y no del quiste presente al momento de
la segunda inyección de GnRH en el 73% de las vacas, de las cuales el 37%
concibieron después de IATF. Estos resultados sugieren que el Ovsynch puede
ser el tratamiento de elección para quistes ováricos en vacas lactantes (Fricke,
2000).
De acuerdo con Rubio (2005), cuando se administran dosis de GnRH de 0.1
a 0.5 mg para el tratamiento de quistes foliculares, ocurre la luteinización sin
ovulación, y cuando la dosis oscila entre 0.5 y 1.5 mg se produce ovulación y
luteinización, con un 90% de vacas que responden presentando un celo fértil 18 a
24 días después.
37
CONCLUSIONES
En la actualidad, en la hembra bovina la GnRH se usa principalmente para
inducir y/o sincronizar el estro y/o la ovulación para facilitar la IATF, al igual que
para el tratamiento de quistes ováricos.
Los diferentes protocolos para la inducción y/o sincronización del estro y/o de
la ovulación que usan GnRH también incluyen la aplicación de PGF2α. Estos
protocolos pueden aplicarse en cualquier etapa del ciclo estrual, aunque la eficacia
de la GnRH para inducir la ovulación se ve afectada por la etapa de desarrollo
folicular al momento de su aplicación. La GnRH induce la ovulación de folículos
≥10 mm de diámetro durante la fase de crecimiento folicular.
En los protocolos que usan GnRH, la primera inyección de esta hormona
programa el crecimiento folicular en vacas cíclicas e induce la ovulación en vacas
anéstricas. La PGF2α el día 7 causa la lisis de cualquier cuerpo lúteo presente y de
los folículos luteinizados como resultado de la GnRH. La segunda inyección de
GnRH el día 9 induce la ovulación de los folículos dominantes que fueron preprogramados por la primera inyección de GnRH. Estos protocolos aseguran una
mayor sincronía en la oleada de LH, con lo que se sincroniza el desarrollo folicular
y la luteólisis, y han sido utilizados con tasas de gestación aceptables en ganado
Bos taurus productor de carne y lechero, mas no en ganado Bos indicus.
Existe un protocolo que añade progesterona natural al tratamiento de GnRH
+ PGF2α, y que resulta en especial útil en vacas anéstricas, ya que la progesterona
asegura que la mayoría de las hembras ovulen, que se induzca la aparición de
ciclos estruales normales, y que se evite la aparición de estros tempranos.
Por otro lado, la GnRH puede ser usada para el tratamiento de quistes
foliculares, induciendo su luteinización para formar un quiste luteal que puede ser
lisado usando PGF2α.
38
LITERATURA CITADA
1. Amoss, M., Burgus, R., Blackwell, R., Vale, W., Fellows, R., Guillemin, R. 1971.
Purification, amino acid composition and N-terminus of the hypothalamic
luteinizing hormone releasing factor (LRF) or ovine origin. Biochem. Biophys.
Res. Commun. 44:205-210.
2. Anjum, I.A., Usmani, R.H., Tunio, M.T., Abro, S.H. 2009. Improvement of
conception rate in crossbred cattle by using GnRH analogue therapy. Pakistan
Vet. J. 29:93-94.
3. Asprón, M.A. 2004. Curso de Actualización - Manejo Reproductivo del Ganado
Bovino. M.A. Asprón (Ed.). Publisher: International Veterinary Information
Service (www.ivis.org), Ithaca, New York, USA.
4. Austin, E.J., Mihm, M., Evans, A.C.O., Ireland, J.L.H., Ireland, J.J., Roche, J.F.
2002. Effects of oestradiol and progesterone on secretion of gonadotrophins
and health of first wave follicles during the oestrous cycle of beef heifers.
Reproduction 124:531–541.
5. Beltran, M.P., Vasconcelos, J.L.M. 2008. Conception rate in Holstein cows
treated with GnRH or hCG on the fifth day post artificial insemination during
summer. Arq. Bras. Med. Vet. Zootec. 60:580-586.
6. Bergfelt, D.R., Smith, C.A., Adams, G.P., Ginther, O.J. 1997. Surges of FSH
during the follicular and early luteal phases of the estrous cylce in heifers.
Theriogenology 48:757-768.
7. Bleach, E.C.L., Glencross, R.G., Feist, S.A., Groome, N.P., Knight, P.G. 2001.
Plasma inhibin A in heifers: relationship with follicular dynamics, gonadotropins,
and steroids during the estrous cycle and after treatment with bovine follicular
fluid. Biol. Reprod. 64:743-752.
8. Bonneau, M., Enright, W.J., 1995. Immunocastration in cattle and pigs. Liv.
Prod. Sci. 42:193-200.
9. Bowen, R.A. 2003. Functional anatomy of the hypothalamus and pituitary
gland. Pathophysiology of the endocrine system. Colorado State University.
http://www.vivo.colostate.edu/hbooks/pathphys/endocrine/index.html
10. Britt, J. S., Gaska, J. 1998. Comparison of two estrus synchronization
programs in a large, confinement-housed dairy herd. JAVMA 212:210-212.
11. Burke, J.M., de la Sota, R.L., Risco, C.A., Staples, C.R., Schmitt, E.J.P.,
Thatcher, W.W., 1996. Evaluation of timed insemination using a gonadotropinreleasing hormone agonist in lactating dairy cows. J. Dairy. Sci. 79:1385-1393.
12. Conn, P.M., Crowley, W.F. Jr. 1994. Gonadotropin-releasing hormone and its
analogs. Ann. Rev. Med. 45:391-405.
13. Conn, P.M., Janovick, J.A., Stanislaus, D., Kuphal, D., Jennes, L. 1995.
Molecular and cellular bases of gonadotropin-releasing hormone action in the
pituitary and central nervous system. Vitam. Horm. 50:151-214.
14. Counis, R., Laverriére, J.N., Garrel, G., Bleux, C., Cohen-Tannoudji, J.,
Lerrant, Y., Kottler, M.L., Magre, S. 2005. Gonadotropin-releasing hormone
and the control of gonadotrope function. Reprod. Nutr. Dev. 45:243-254.
39
15. Cruz, V.J.E., Elizondo, V.C.A., Ulloa, A.R., Fernández, G.I.G. 2009. Efecto de
la GnRH postinseminación sobre la concentración de progesterona y las tasas
de concepción en vacas repetidoras Holstein en condiciones de estrés
calórico. Téc. Pecu. Méx. 47:107-115.
16. Chenault, J.R., Kratzer, D.D., Rzepkowski, R.A., Goodwin, M.C. 1990. LH and
FSH response of Holstein heifers to fertirelin acetate, gonadorelin and
buserelin. Theriogenology 34:81-98.
17. Day, M. 2003. Application of the CIDR-B to estrous synchronization in beef
cattle. OSU Extension Beef Team. The Ohio State University Department of
Animal Sciences. http://beef.osu.edu/library/ISU.html 08/12/03.
18. DeJarnette, J.M., Marshall, C.E. 2003. Effects of pre-synchronization using
combinations PGF(2alpha) and (or) GnRH on pregnancy rates of Ovsynch- and
Cosynch-treated lactating Holstein cows. Anim. Reprod. Sci. 77(1-2):51-60.
19. Dejarnette, J.M., Day, M.L., House, R.B., Wallace, R.A., Marshall, C.E. 2001a.
Effect of GnRH pretreatment on reproductive performance of postpartum
suckled beef cows following synchronization of estrus using GnRH and
PGF2alpha. J. Anim. Sci. 79:1675-1682.
20. DeJarnette, J.M., Salverson, R.R., Marshall, C.E. 2001b. Incidence of
premature estrus in lactating dairy cows and conception rates to standing
estrus or fixed-time inseminations after synchronization using GnRH and
PGF(2alpha). Anim. Reprod. Sci. 67(1-2):27-35.
21. Dobson, H., Smith, R.F. 2000. What is stress, and how does it affect
reproduction? Anim. Reprod. Sci. 60/61:743-752.
22. Dobson, H., Tebble, J.E., Smith, R.F., Ward, W.R. 2001. Is stress really all that
important? Theriogenology 55:65-73.
23. D’Occhio, M.J., Fordyce, G., Whyte, T.R., Aspden, W.J., Triggm T.E. 2000.
Reproductive responses of cattle to GnRH agonists. Anim. Reprod. Sci. 6061:433-442.
24. Douglas, W.S. 1998. Use of GnRH to enhance pregnancy rates and shorten
the postpartum interestrus interval in dairy cattle. Ohio Vet. Newsletter 25:4-6.
25. Downing, E.R., LeFever, D.G, Whittier, J.C., Bruemmer, J.E., Geary, T.W.
1998. Estrous and ovarian response to the Select Synch protocol. J. Anim. Sci.
81(Suppl. 1):373.
26. Fink, G. 1988. Gonadotropin secretion and its control. In: Knobil, E., Neill, J.,
eds. The physiology of reproduction. New York: Raven Press, Pp. 1349-1377.
27. Fonseca, J.F., Silva Filho, J.M., Palhares, M.S., Ruas, J.R.M., Pinto Neto, A.
2001. Concentração plasmática de progesterona em novilhas receptoras
submetidas à administração de rbST, GnRH ou hCG no quinto dia do ciclo
estral. Arq. Bras. Med. Vet. Zootec. 53:451-458.
28. Fricke, P.M. 2000. Managing Reproductive Disorders in Dairy Cows. Presented
at ND Dairy Cow College, February 2000. Department of Dairy Science,
University of Wisconsin-Madison, Madison, WI.
29. Fricke, P.M. 2001. Ovsynch, Pre-synch, the Kitchen-Synch: What’s up with
synchronization protocols? Department of Dairy Science, University of
Wisconsin-Madison, University of Wisconsin-Extension.
40
30. Fricke, P. M., Guenther, J.N., Wiltbank, M.C. 1998. Efficacy of decreasing the
dose of GnRH used in a protocol for synchronization of ovulation and timed AI
in lactating dairy cows. Theriogenology 50:1275-1284.
31. Garret, J.E., Geisert, R.D., Zavy, M.T., Morgan, G.L. 1988. Evidence for
maternal regulation of early conceptus growth and development in beef cattle.
J. Reprod. Fertil. 84:437-446.
32. Garverick, H.A. 1997. Ovarian follicular cysts in dairy cows. J Dairy Sci 80:9951004.
33. Geary, T.W., Whittier, J.C. 1999. Various proto-cols for synchronization of
estrus or ovulation using GnRH and prostaglandin. 1999 Beef Program Report.
Department of Animal Science, Colorado State University.
34. Geary, T.W., Salverson, R.R., Whittier, J.C. 2001a. Synchronization of
ovulation using GnRH or hCG with the CO-Synch protocol in suckled beef
cows. J. Anim. Sci. 79:2536-41.
35. Geary, T.W., Whittier, J.C., Downing, E.R., LeFever, D.G., Silcox, R.W.,
Holland, M.D., Nett, T.M., Niswender, G.D. 1998. Pregnancy rates of
postpartum beef cows that were synchronized using Syncro-Mate-B or the
Ovsynch protocol. J. Anim. Sci. 76:1523−1527.
36. Geary, T.W., Whittier, J.C., Hallford, D.M., MacNeil, M.D. 2001b. Calf removal
improves conception rates to the Ovsynch and Co-Synch protocols. J. Anim.
Sci. 79:1-4.
37. Gietema, B. 2005. Reproduction in dairy cattle 1. What is important to know at
the farm? First edition. EM 25. Agromisa Foundation, Wageningen,
Netherlands. Pp. 54.
38. Ginther, O.J., Wiltbank, M.C., Fricke, P.M., Gibbons, J.R., Kot, K. 1996.
Selection of the dominant follicle in cattle. Biol. Reprod. 55:1187-1194.
39. Goodman, R.L. 1994. Neuroendocrine control of the ovine estrous cycle. In:
Knobil, E., Neill, J.D. (eds.), The Physiology of Reproduction, 2nd Edition, Vol.
2. New York: Raven Press, Pp. 659-709.
40. Goodman, R.L, Karsch, F.J. 1980. Pulsatile secretion of luteininzing hormone:
differential suppression by ovarian steroids. Endocrinology 107:1286-1290.
41. Gore, A.C., Oung, T., Yung, S., Flagg, R.A., Woller, M.J. 2000. Neuroendocrine
mechanisms for reproductive senescence in the female rat: gonadotropinreleasing hormone neurons. Endocrine 13:315-323.
42. Haughian, J.M., Wiltbank, M.C. 2002. GnRH: from physiology to “synch”-ology.
2002 Annual Conference & Symposium, Society for Theriogenology, American
College of Theriogenologists. Pp. 221-235.
43. Haughian, J.M., Ginther, O.J., Kot, K., Wiltbank, M.C. 2004. Relationships
between FSH patterns and follicular dynamics and the temporal associations
among hormones in natural and GnRH-induced gonadotropin surges in heifers.
Reproduction 127:23–33.
44. Herbison, A.E. 1997. Noradrenergic regulation of cyclic GnRH secretion. Rev.
Reprod. 2:1-6.
45. Hotchkiss, J., Knobil, E. 1994. The menstrual cycle and its neuroendocrine
control. In: Knobil, E., Neill, J.D. (eds.), The Physiology of Reproduction, 2nd
Edition, Vol. 2. New York: Raven Press, Pp. 711-749.
41
46. Huirne, J.A., Lambalk, C.B. 2001. Gonadotropin-releasing-hormone-receptor
antagonists. Lancet 358:1793-803.
47. Jordan, E.R., Pancarci, S.M., Schouten, M.J., Thatcher, W.W. 2001. Use of
ECP in a presynchronized timed artificial insemination protocol for lactating
dairy cows. J. Dairy Sci. 84(Suppl. 1):248 (Abstr.).
48. Karsch, F.J., Bowen, J.M., Caraty, A., Evans, N.P., Moenter, S.M. 1997.
Gonadotropinreleasing hormone requirements for ovulation. Biol. Reprod.
56:303-309.
49. Knobil, E. 1974. On the control of gonadotropin secretion in the rhesus
monkey. Rec. Prog. Horm. Res. 36:1-46.
50. Knobil, E. 1980. The neuroendocrine control of the menstrual cycle. Rec. Prog.
Horm. Res., 36:53-88.
51. Komar, C.M., Berndtson, A.K., Evans, A.C.O., Fortune, J.E. 2001. Decline in
circulating estradiol during the periovulatory period is correlated with decreases
in estradiol and androgen, and in messenger RNA for P450 aromatase and
P450 17ahydroxylase, in bovine preovulatory follicles. Biol. Reprod. 64:17971805.
52. Kraus, S., Naor, Z., Seger, R. 2001. Intracellular signaling pathways mediates
by the Gonadotropin-Releasing Hormone (GnRH) receptor. Arch. Medical Res.
32:499-509.
53. Kulick, L.J., Bergfelt, D.R., Kot, K., Ginther, O.J. 2001. Follicle selection in
cattle: follicle deviation and codominance within sequential waves. Biol.
Reprod. 65:839-846.
54. Kulick, L.J., Kot, K., Wiltbank, M.C., Ginther, O.J. 1999. Follicular and hormonal
dynamics during the first follicular wave in heifers. Theriogenology 52:913-921.
55. Lemaster, J.W., Yelich, J.V., Kempfer, J.R., Fullenwider, J.K., Barnett, C.L.,
Fanning, M.D., Selph, J.F., 2001. Effectiveness of GnRH plus prostaglandin
F2α for estrus synchronization in cattle of Bos indicus breeding. J. Anim. Sci.
79:309-316.
56. Lincoln, D.W., Fraser, H.M., Lincoln, G.A., Martin, G.B., McNeilly, A.S. 1984.
Hypothalamic pulse generators. Rec. Prog. Horm. Res. 41:369-411.
57. Lopes, F.L., Arnold, D.R., Williams, J., Pancarci, S.M., Thatcher, M.J., Drost,
M., Thatcher, W.W. 2000. Use of estradiol cypionate for timed insemination. J.
Dairy Sci. 83(Suppl. 1):216 (Abstr.).
58. Lucy, M.C., Stevenson, J.S. 1986. Gonadotropin-releasing hormone at estrus:
luteinizing hormone, estradiol, and progesterone during the periestrual and
postinsemination periods in dairy cattle. Biol. Reprod. 35:300-311.
59. Lucy, M.C., Billings, H.J., Butler, W.R., Ehnis, L.R., Fields, M.J., Kesler, D.J.,
Kinder, J.E., Mattos, R.C., Short, R.E., Thatcher, W.W., Wettemann, R.P.,
Yelich, J.V., Hafs, H.D. 2001. Efficacy of an intravaginal progesterone insert
and an injection of PGF2α for synchronizing estrus and shortening the interval
to pregnancy in postpartum beef cows, peripubertal heifers and dairy heifers. J.
Anim. Sci. 79:982-995.
60. Lucy, M.C., Savio, J.D., Badinga, L., De La Sota, R.L., Thatcher, W.W., 1992.
Factors that affect ovarian follicular dynamics in cattle. J. Anim. Sci. 70:36153626.
42
61. Ludwig, M., Felberbaum, R., Küpker, W., Diedrich, K. 2000. The development
and applications of LHRH antagonists. Reprod. Medicine Rev. 8:41-56.
62. Macmillan, K.L., Thatcher, W.W. 1991. Effects of an agonist of gonadotropinreleasing hormone on ovarian follicles in cattle. Biol. Reprod. 45:883-889.
63. Mann, G.E., Lamming, G.E., Fray, M.D. 1995. Plasma estradiol and
progesterone during early pregnancy in the cow and the effects of treatment
with buserelin. Anim. Reprod. Sci. 37:121-131.
64. Mann, G.E., Payne, J.H., Lamming, G.E. 2001. Hormonal regulation of
oxitocin-induced prostaglandin F2α secretion by the bovine and ovine uterus in
vivo. Domest. Anim. Endocrinol. 21:127-141.
65. Meyer, M.D., Hansen, P.J., Thatcher, W.W., Drost, M., Badinga, L., Roberts,
R.M., Li, J., Ott, T.L., Bazer, F.W. 1995. Extension of corpus luteum lifespan
and reduction of uterine prostaglandin F2α of cows in response to recombinant
interferon-τ. J. Dairy Sci. 78:1921-1931.
66. Moreira, F., De La Sota, R.L., Diaz, T., Thatcher, W.W. 2000a. Effect of day of
the estrous cycle at the initiation of a timed artificial insemination protocol on
reproductive responses in dairy heifers. J. Anim. Sci. 78:1568-1576.
67. Moreira, F., Orlandi, C., Risco, C., Lopes, F., Mattos, R., Thatcher, W.W.
2000b. Pregnancy rates to a timed insemination in lactating dairy cows presynchronized and treated with bovine somatotropin: cyclic versus anestrus
cows. J. Dairy Sci. 83(Suppl 1):134 (Abstr.).
68. Moreira, F., Orlandi, C., Risco, C.A., Mattos, R., Lopes, F., Thatcher, W.W.
2001. Effects of presynchronization and bovine somatotropin on pregnancy
rates to a timed artificial insemination protocol in lactating dairy cows. J. Dairy
Sci. 84:1646-1659.
69. Morgan, K., Sellar, R., Pawson, A.J., Lu, Z.L., Millar, R.P. 2006. Bovine and
ovine gonadotropin-releasing hormone (GnRH)-II ligand precursors and type II
GnRH receptor genes are functionally inactivated. Endocrinology 147:50415051.
70. Nanda, A.S., Ward, W.R., Dobson, H. 1988. Retrospective analysis of the
efficacy of different hormone treatmens of cystic ovarian disease in cattle. Vet.
Rec. 122:155-158.
71. Neill, J.D. 2002. Mammalian gonadotropin-releasing hormone (GnRH) receptor
subtypes. Arch. Physiol. Biochem. 110:129-36.
72. Pancarci, S.M., Risco, C.A., Lopes, F.L., Moreira, F., Jordan, E.R., Thatcher,
W.W. 2001. Use of ECP in a timed insemination program. J. Dairy Sci.
84(Suppl. 1):460 (Abstr.).
73. Pawson, A.J., Morgan, K., Maudsley, S.R., Millar, R.P. 2003. Type II
gonadotrophin-releasing hormone (GnRH-II) in reproductive biology.
Reproduction 126:271-278.
74. Perea, F., González, R., Cruz, R., Soto, E., Rincón, E., González, C.,
Villamediana, P., 1998. Ultrasonographic evaluation of the follicular dynamics
in crossbred dairy cows and heifers. Rev. Científica FCV-LUZ 8:14-24.
75. Peters, A.R. 2005. Veterinary clinical application of GnRH-questions of
efficacy. Anim. Reprod. Sci. 88:155-167.
43
76. Peters, A.R., Mawhinney, I., Drew, S.B., Ward, S.J., Warren, M.J., Gordon, P.J.
1999. Development of a gonadotrophin-releasing hormone and prostaglandin
regimen for the planned breeding of dairy cows. Vet Rec. 145:516-521.
77. Portillo, G.E., Bridges, G.A., de Araujo, J.W., Shawa, M.K.V., Schrick, F.N.,
Thatcher, W.W., Yelich, J.V. 2008. Response to GnRH on day 6 of the estrous
cycle is diminished as the percentage of Bos indicus breeding increases in
Angus, Brangus, and Brahman×Angus heifers. Anim. Reprod. Sci. 103:38-51.
78. Prieto-Gómez, B., Velázquez-Paniagua, M. 2002. Fisiología de la
reproducción: hormona liberadora de gonadotrofinas. Monografía. Rev. Fac.
Med. UNAM, 45:252-257.
79. Pursley, J.R., Fricke, P.M., Garverick, H.A., Kesler, D.J., Ottobre, J.S.,
Stevenson, J.S., Wiltbank, M.C. 2001. NC-113 Regional Research Project.
Improved fertility in anovulatory lactating dairy cows treated with exogenous
progesterone during Ovsynch. J. Dairy Sci. (Midwest Branch ADSA Meetings,
Des Moines, IA, Abstract 251 p. 63).
80. Pursley, J.R., Kosorok, M.R., Wiltbank, M.C. 1997a. Reproductive
management of lactating dairy cows using synchronization of ovulation. J.
Dairy Sci. 80:301-306.
81. Pursley, J.R., Mee, M.O., Wiltbank, M.C. 1995. Synchronization of ovulation in
dairy cows using PGF2α and GnRH. Theriogenology 44:915−923.
82. Pursley, J.R., Silcox, R.W., Wiltbank, M.C. 1998. Effect of time of artificial
insemination on pregnancy rates, calving rates, pregnancy loss, and gender
ratio after synchronization of ovulation in lactating dairy cows. J. Dairy Sci.
81:2139-2144.
83. Pursley, J.R., Wiltbank, M.C., Stevenson, J.S., Ottobre, J.S., Garverick, H.A.,
Anderson, L.L. 1997b. Pregnancy rates per artificial insemination for cows and
heifers inseminated at a synchronized ovulation or synchronized estrus. J.
Dairy Sci. 80:295−300.
84. Ramírez, L. 2006. El hipotálamo de los mamíferos domésticos. Mundo
Pecuario, Vol. II, Nº 1: 16-17.
85. Redondo, C.P. 2003. Endocrinología de la Reproducción. INEA. Escuela
Universitaria Ingeniería Técnica Agrícola. España.
86. Rubio, G.J. 2005. Quistes ováricos en la hembra bovina. Capítulo 15. En:
Manual de Ganadería Doble Propósito. Ed. González-Stagnaro, C. y SotoBelloso, E. Fundación GIRARZ (Grupo de Investigadores de la Reproducción
Animal en la Región Zuliana). Ediciones Astro Data S.A. Pp. 483-486.
87. Sainsbury, K. 2000. The hypothalamo-pituitary axis. The Victoria University of
Manchester. http://www.elp.manchester.ac.uk/pub_projects/2000/mnby6kas/ho
mepage.htm
88. Sartori, R., Fricke, P.M., Ferreiria, J.C.P., Ginther, O.J., Wiltbank, M.C. 2001.
Follicular deviation and acquisition of ovulatory capacity in bovine follicles. Biol.
Reprod. 65:1383-1391.
89. Sato, T., Nakada, K., Uchiyama, Y., Kimura, Y., Fujiwara, N., Sato, Y., Umeda,
M., Furukawa, T. 2005. The effect of pretreatment with different doses of GnRH
to synchronize follicular wave on superstimulation of follicular growth in dairy
cattle. J. Reprod. Dev. 51:573-578.
44
90. Schally, A. 1999. LH-RH analogues: I. Their impact on reproductive medicine.
Gynecol. Endocrinol. 13:401-409 .
91. Schally, A.V., Arimura, A., Kastin, A.J., Matsuo, H., Baba, Y., Redding, T.W.,
Nair, R.M., Debeljuk, L., White, W.F. 1971. Gonadotropin-releasing hormone:
one polypeptide regulates secretion of luteinizing and follicle-stimulating
hormones. Science 173:1036-1038.
92. Schmitt, E.J., Barros, C.M., Fields, P.A., Fields, M.J., Diaz, T., Kluge, J.M.,
Thatcher, W.W. 1996. A cellular and endocrine characterization of the original
and induced corpus luteum after administration of a gonadotrophin-releasing
hormone agonist or human chorionic gonadotrophin on day five of the estrus
cycle. J. Anim. Sci. 74:1915-1929.
93. Smith, M.J., Jennes, L. 2001. Neural signals that regulate GnRH neurones
directly during the oestrous cycle. Reproduction 122:1-10.
94. Stevenson, J.S., Thompson, K.E., Forbes, W.L., Lamb, G.C., Grieger, D.M.
and Corah, L.R. 2000. Synchronizing estrus and(or) ovulation in beef cows
after combinations of GnRH, norgestomet, and prostaglandin F2alpha with or
without timed insemination. J. Anim. Sci. 78:1747-1758.
95. Stevenson, J.S., Tiffany, S.M., Lucy, M.C. 2004. Use of estradiol cypionate as
a substitute for GnRH in protocols for synchronizing ovulation in dairy cattle. J.
Dairy Sci. 87:3298-305.
96. Tanriverdi, F., Silveira, L., MacColl, G., Bouloux, P. 2003. The hypothalamicpituitary-gonadal axis: immune function and autoimmunity. J. Endocrinol.
176:293-304.
97. Taponen, J. 2003. Ovarian function in dairy cattle after gonadotropin-releasing
hormone treatments during perioestrus. Academic Dissertation. Department of
Clinical Veterinary Sciences, Faculty of Veterinary Medicine, University of
Helsinki, Finland.
98. Terasawa, E. 2001. Luteinizing hormone-releasing hormone (LHRH) neurons:
mechanism of pulsatile LHRH release. Vitam. Horm. 63:91-129.
99. Thatcher, W.W., Drost, M., Savio, J.D., Macmilan, K.L., Entwistle, K.W.,
Schmitt, E.J., De La Sota, R.L., Morris, G.R. 1993. New clinical uses of GnRH
and its analogs in cattle. Anim. Reprod. Sci. 33:27-49.
100. Thompson, K.E., Stevenson, J.S., Lamb, G.C., Grieger, D.M., Löest, C.A.
1999. Follicular, hormonal, and pregnancy responses of early postpartum
suckled beef cows to GnRH, norgestomet, and Prostaglandin F2α. J. Anim.
Sci. 77:1823-1832.
101. Turkstra, J.A. 2005. Active immunisation against gonadotropin-releasing
hormone, an effective tool to block the fertility axis in mammals. PhD Thesis,
Utrecht University, The Netherlands.
102. Turkstra, J., Meloen, R. 2006. Active immunisation against gonadotropinreleasing hormone, an active tool to block the fertility axis in mammals.
Veterinary
Sciences
Tomorrow.
http://www.vetscite.org/publish/articles/000062/index.html
103. Twagiramungu, H., Guilbault, L.A., Dufour, J.J. 1995. Synchronization of
ovarian follicular waves with a gonadotropin-releasing hormone agonist to
increase the precision of estrus in cattle: A review. J. Anim. Sci. 73:3141−3151.
45
104. Twagiramungu, H., Guilbault, L.A., Proulx, J.G., Dufour, J.J. 1992a.
Synchronization of estrus and fertility in beef cattle with two injections of
buserelin and prostaglandin. Theriogenology 38:1131−1144.
105. Twagiramungu, H., Guilbault, L.A., Proulx, J.G., Dufour, J.J. 1994. Influence
of corpus luteumand induced ovulation on ovarian follicular dynamics in
postpartumcyclic cows treatedwith buserelin and cloprostenol. J. Anim. Sci.
72:1796-1805.
106. Twagiramungu, H., Guilbault, L.A., Proulx, J.G., Villeneuve, P., Dufour, J.J.
1992b. Influence of an agonist of gonadotrophinreleasing hormone (buserelin)
on estrus synchronization and fertility in beef cows. J. Anim. Sci.
70:1904−1910.
107. Vasconcelos, J.L.M, Silcox, R.W., Rosa, G.J.M., Pursley, J.R., Wiltbank,
M.C. 1999. Synchronization rate, size of ovulatory follicle, and pregnancy rate
after synchronization of ovulation beginning on different days of the estrous
cycle in lactating dairy cows. Theriogenology 52:1067-1078.
108. Weissman, A., Shoham, Z. 1999. GnRH and its agonistic analogues: basic
knowledge. In: Female Infertility Therapy. Current practice. Eds. Shoham, Z.,
Howles, C., Jacobs, H. Publ. Martin Dunitz Ltd. Pp. 157-166.
109. Wiltbank, M.C., Gumen, A., Sartori, R. 2002. Physiological classifications of
anovulatory conditions in cattle. Theriogenology 57:21-53.
110. Wood, S.L., Lucy, M.C., Smith, M.F., Patterson, D.J. 2001. Improved
synchrony of estrus and ovulation with the addition of GnRH to a melengestrol
acetate-prostaglandin F2α synchronization treatment in beef heifers. J. Anim.
Sci. 79:2210-2216.
111. Xu, Z.Z., Burton, L.J. 2000. Estrus synchronization of lactating dairy cows
with GnRH, progesterone and prostaglandin F2α. J. Dairy Sci. 83:471-476.
112. Yoshioka, K., Suzuki, C., Arai, S., Iwamura, S., Hirose, H. 2001.
Gonadotropin-releasing hormone in third ventricular cerebrospinal fluid of the
heifer during the estrous cycle. Biol. Reprod. 64:563-570.
46