Portafolio de Evidencias - Bioproductos en Agrobiotecnología

9-12-2023
PORTAFOLIO DE
EVIDENCIAS
Universidad Tecnológica de la Costa.
Ingeniería en Agrobiotecnología.
Arturo Javier Ledesma Becerra.
ÍNDICE
Reporte UI.- Elaboración de bioproductos ................................................................................... 2
Rúbrica de evaluación UI ............................................................................................................ 0
Exámen UI ......................................................................................................................................... 0
Unidad II.- Técnicas de caracterización ........................................................................................ 2
Reporte UII.- Confrontación biológica de Bacillus subtilis contra patógenos de interés
agrícola........................................................................................................................................... 2
Rúbrica reporte ........................................................................................................................... 13
Examen UII ...................................................................................................................................... 15
Unidad III.- Formulación, uso y manejo de bioproductos ........................................................ 17
Rúbrica reporte ............................................................................................................................. 32
Examen UIII ..................................................................................................................................... 34
Reporte UI.- Elaboración de bioproductos
Instrumento
Reporte
Alumno: Arturo Javier Ledesma Becerra
Fecha:09.10.2023
Carrera: Ingeniería en Agrobiotecnología
Grupo: IAB102
Asignatura: Caracterización de
Unidad temática: I.- Introducción a
bioproductos
la caracterización de bioproductos
Profesor: Ing. Martín Ponce Contreras
Elaboración de bioproductos elaborados a partir de
microorganismos benéficos para cultivos agrícolas
I.- Introducción
Las aplicaciones de manera excesiva de productos de síntesis química en la
agricultura han llevado a una calidad perjudicial para la producción de cultivos, por
ende, de alimentos. Además de ser de costo más elevado, alteran las propiedades
fisicoquímicas y biológicas del suelo (Altieri, 1997). De acuerdo a Rivera-cruz en
2008 comentó que la intervención de la biotecnología nos ha dado la pauta para
crear y promover los bioproductos para el campo agrícola. González- león en 2020
dijeron que, para esto, se aprovecha la capacidad que tienen algunos
microorganismos específicos que fueran promotores de crecimiento, todo esto
gracias a mecanismos que hacen qué haya mayor disponibilidad de nutrientes,
ayudar en el control de plagas y enfermedades además de reducir erosión del suelo
y el uso de productos de síntesis química. Una alternativa con mayor participación
en el manejo de los cultivos, trabajando de manera integral es el uso de los
bioproductos (biofertilizantes, bioestimulantes y bioplaguicias) por ser económicos
y biológicamente aceptables. Un bioinsumo es un producto compuesto o de
extractos de microorganismos o plantas, con la capacidad de mejorar la
productividad, calidad o sanidad de la planta, sin generar condiciones negativas en
el ambiente (Gerwick y Sparks, 2014; Dayan y Duke, 2014; Duke, 2018).
La bacteria del Género: Bacillus y especie: subtilis (además de trichoderma) es un
microorganismo que ha ganado importancia ya que ha demostrado efectividad
como promotor de crecimiento vegetal (PGPR) e inductores de resistencia de
diferentes tipos de estrés en la planta (ISR) (Su, Liu & Zhang, 2020; Tseng et al.,
2020). Bacillus subtilis, es procariota, en forma de bacilo con diámetro de 850 nm,
Gram positiva, es móvil con flagelos perítricos, aerobia y anaerobia facultativa,
también de catalasa positiva que degrada almidón. Con un intervalo de crecimiento
de 4.9 a 9.4 de pH, con temperaturas de los 10 a 48°C y un óptimo de 28 a 35°C,
con la capacidad de formación de endosporas además de poder crear compuestos
antimicrobianos (Ravel & Fraser, 2005; Errington &Wu, 2017; Nagórsaka, Bikowski
& Obuchowski, 2007; Chen et al., 2008).
Villareal et al., 2018, comentó qué este microorganismo posee mecanismos de
acción eficientes, como: secreta de antibióticos, endotoxinas, producción de
sideróforos, enzimas líticas y coadyuvan a la resistencia sistémica inducida. Dichos
mecanismos de acción son;
•
Producción de lipopéptidos para la interacción con la membrana
citoplasmática de células bacterianas o fúngicas, provocando la formación de
poros y un desbalance osmótico, lo que desencadena la muerte celular de
los microorganismos fitopatógenos (Aranda et al., 2005; Gong et al., 2006).
•
Degradación de la pared celular de hongos fitopatógenos por enzimas líticas
•
Los sideróforos como mecanismo de inhibición gracias a la producción de
metabolitos secundarios, disminuyendo la disponibilidad para patógenos
(Neilands 1995; Wilson et al. 2016).
•
Producción de δ-endotoxinas; proteína cry (cristal): por el cual se efectúa un
desequilibrio osmótico, que finalmente destruye el epitelio intestinal y en
consiguiente la muerte celular (Portela-Dussán et al., 2013; Xu et al., 2014).
•
Producción de moléculas elicitoras que inducen a la resistencia sistémica
inducida en la planta.
B. subtilis coloniza la rizosfera mediante mecanismos de desplazamiento como:
“swarmin”: deslizándose en grupos de bacterias en forma de película por medio de
flagelos, “swwiming”: esto es de forma individual por flagelos en un medio semi
sólidos, “twitching”: mediante un movimiento de contracción de pilis bacterianos,
“glidig”: dezlisamienso sin ayuda de apéndices y el “sliding”: por extensión sobre
una superficie usando compuestos tensoactivos, los cuales les permiten a las
bacterias moverse hacia los rizodepósitos de nutrientes, siendo estos los principales
mecanismos bacterianos de la promoción del crecimiento vegetal (Constanza et. al.,
2014).
Los ácidos húmicos y fúlvicos, conocidos también como sustancias húmicas son
compuestos biosintéticos orgánicos, generalmente se pueden encontrar en los
suelos además de hacerlo en varias concentraciones y provenir de diferentes
fuentes como: ríos, lagos, océanos, de la leonardita, sedimentos, etc. (Yanagi et.
al., 2003).
De acuerdo a Stevenson 1994, documento que, las sustancias húmicas se clasifican
en cuanto a la solubilidad en función del pH como: huminas (color negro), ácidos
húmicos (coloración café y/o grisáceo) y ácidos fúlvicos (amarillos y/o naranjas).
En 2002 Nardi et. al., realizó un estudio dónde presentó los efectos de estas
sustancias en el proceso de crecimiento y desarrollo, pudiendo resumir que ayuda
a la influencia positiva del transporte de iones lo cual facilita la absorción, además
del aumento de la respiración celular y de la velocidad de las reacciones enzimáticas
del ciclo de Krebs, resultando en un a mayor producción de ATP. Aumentando el
contenido de clorofila, la velocidad de síntesis de acidos nucleicos, provocando un
efecto selectivo en la síntesis de proteínas y también en el aumento o inhibición de
la actividad de diferentes enzimas.
Por su parte las bacterias necesitan un mínimo de nutrientes: agua, una fuente de
carbono, una fuente de nitrógeno y algunas sales minerales (Corrales et. al., 2015).
Por lo tanto la Maltodextrina es un polvo de carbohidratos que tiene alta solubilidad
y dispersabilidad (Europharma, 2023) funcionando como fuente de carbono para
estos microorganismos.
Otra fuente de carbono es la melaza, alimenta los microorganismos del suelo,
promoviendo la actividad microbiana, estimula el crecimiento y desarrollo de las
plantas debido a los aminoácidos y vitaminas que posee pudiendo tener una mejor
absorción de nutrientes además de estimular la producción de enzimas y promover
la síntesis de hormonas (Lima et. al., 2022)
La NOM-232-SSA1-2009, Plaguicidas (en conjunto de otras 14 NOM más): señala
todos los requisitos para el envasado de productos de grado técnico, para uso
agrícola, forestal, pecuario, urbano, industrial y doméstico. Donde menciona que el
envase no debe presentar daños, debe estar bien etiquetado, con sellos de
seguridad y cierres herméticos, también si funge como paquete tecnológico ya que
todo debe estar visible e impreso, también el nombre común, los cultivos y plagas
autorizadas con sus respectivas bandas de seguridad. Por otro lado la NOM-182SSA1, 2010, Etiquetado de nutrientes vegetales, nos dice que, el producto debe
tener todas las características y leyendas en el etiquetado con letra legible y con
lenguaje común para todo público, además debe contener datos de la empresa,
composición y registro, y, de manera detallada debe de contener porcentajes de
cada elemento que lo compone, si son microorganismos debe indicar género y
especie y mencionar todas las precauciones, advertencias y recomendaciones de
uso.
Por lo tanto, se optó por el uso de polietileno de alta densidad. Conocido como
PEAD, Robson en el 2000 menciono que es uno de los materiales más idóneos para
el almacenamiento de productos con microorganismos, esto, por las siguientes
peculiaridades: resistencia química, tolerancia a la radiación UV e impenetrabilidad
de los gases, por ello, este tipo de material puede tolerar productos químicos.
Resultando seguro para resguardas y proteger dichos productos.
Los productos que son elaborados con microorganismos se recomiendan guardar
en lugares frescos y fuera de las condiciones ambientales, no es obligatorio la
conservación por refrigeración, a menos que la hoja de seguridad lo indique la
conservación de estos productos seria de 2 a 8 °C, ya que evita la muerte de las
células y mantiene una viabilidad.
II. Objetivos:
General:

Elaborar un bioproducto a base de Bacillus subtilis para su aplicación en
cultivo de berenjena (Solanum melongena L.) en la Universidad
Tecnológica de la Costa.
Específicos:

Consultar literatura a cerca de características morfofisiologías del
microorganismo a utilizar

Realizar aislamiento y purificación de B. subtilis para su multiplicación
III.- Metodología
Aislamiento de Bacillus subtilis
Tabla 1: Materiales y equipos utilizados para el aislamiento de Bacillus subtilis
Materiales
Equipos
1 pala
1 plancha con agitador magnético
1 cubeta
1 campana de flujo laminar
Muestra de suelo
1 incubadora
1 trozo de madera
1 balanza analítica
90 ml de agua destilada
1 Vortex
1 auxiliar de pipeteo
1 pipeta
1 matraz Erlenmeyer de 500 ml
3 tubos de ensaye
1 gradilla
1 micropipeta y puntillas
2 cajas Petri con medio de cultivo BDK
1 asa de siembra
Papel parafilm
1 plumón
Procedimiento:

Se tomó una muestra de suelo “virgen” en la Universidad Tecnológica de
la Costa.

Se homogeneizo bien la muestra de suelo en una cubeta con ayuda de
un trozo de madera.

Se agregó 90 ml de agua destilada y 10 g de muestra de suelo a un matraz
Erlenmeyer de 500 ml.

Se colocó el matraz en la plancha con agitador magnético hasta que se
disolvió la muestra de suelo.

Se realizó una dilución seriada hasta una concentración de 0.001 % en la
campana de flujo laminar.

Se inoculo 1 ml por caja Petri con medio de cultivo BDK de la dilución
(0.001 %) y se dispersó por toda la caja con ayuda de un asa.

Se selló las cajas Petri con papel parafilm.

Se etiqueto las cajas Petri y se le introdujo en la incubadora a temperatura
ambiente.
Figura 1: Toma de muestra de suelo y aislamiento de Bacillus subtilis
Purificación de Bacillus subtilis
Tabla 2: Materiales y equipos utilizados para la purificación de Bacillus subtilis
Materiales
Equipos
Cajas Petri con siembra bacteriana
1 campana de flujo laminar
1 asa bacteriológica
1 incubadora
Cajas Petri con medio de cultivo BDK
1 mechero
Cerillos
Papel parafilm
1 plumón
Procedimiento:

Se hizo una identificación de Bacillus subtilis de acuerdo a sus características
visibles en las cajas Petri previamente sembradas.

Se realizó una siembra estriada en cajas Petri con medio de cultivo BDK
dentro de la campana de flujo laminar partiendo de una caja donde se
identificó Bacillus subtilis.

Se selló y etiquetó las cajas y se les guardo en la incubadora.
Figura 2: Purificación de Bacillus subtilis
Reproducción de Bacillus subtilis
Tabla 3: Materiales y equipos utilizados para la reproducción de Bacillus subtilis
Materiales
Equipos
2 vasos de precipitado de 250 ml
1 horno de microondas
1 trozo de papel aluminio
1 campana de flujo laminar
150 ml de agua destilada
1 balanza analítica
1 asa de siembra
1 bomba aireadora
Cajas Petri con Bacillus subtilis
1 microscopio con cámara digital
1 agitador de vidrio
200 g de proteína de suero de leche
2 L de agua purificada
Alcohol
1 recipiente plástico (5 L)
1 espátula
Concentrado de Bacillus subtilis
Navaja
1 hoja de papel
1 plumón
4 tubos de ensaye
1 gradilla
1 micropipeta y puntillas
1 cámara de neubauer
1 libreta y lápiz
Procedimiento:

Se esterilizo un vaso de precipitado de 250 ml en el horno microondas
durante tres minutos.

Se tapó el vaso precipitado con papel aluminio una vez retirado del horno
de microondas y se llevó a la campana de flujo laminar.

Se agregó 150 ml de agua destilada al vaso precipitado.

Se extrajo la bacteria de las cajas Petri con ayuda de un asa de siembra
y se añadió al vaso precipitado.

Se mezcló el contenido con ayuda de un agitador de vidrio.

Se pesó 200 g de proteína de suero de leche.

Se agregó 2 L de agua purificada a un recipiente plástico previamente
esterilizado con capacidad de 5 L.

Se añadió los 200 g de proteína al recipiente y se disolvió con ayuda de
una espátula.

Se agregó la solución madre de Bacillus subtilis al recipiente con la
proteína.

Se realizó un orificio pequeño a la tapa del recipiente y se colocó la bomba
aireadora para iniciar la reproducción de la bacteria.

Se etiqueto y se colocó en un lugar seguro el recipiente con concentrado
de Bacillus subtilis.

Se realizó un conteo de UFC/ML en cámara de Neubauer 4 días después
de que se inició la reproducción.
Figura 3: Reproducción de Bacillus subtilis
Elaboración del bioproducto a base de Bacillus subtilis.
Tabla 4: Materiales y equipos utilizados para la elaboración del bioproducto a
base de Bacillus subtilis:
Materiales
Equipos
1 envase de plástico PEAD (20 L) 1 balanza granataria
Jabón
Agua corriente
1 probeta
250 g de melaza
250 g de maltodextrina
500 g de ácidos húmicos
Concentrado de Bacillus subtilis
Hoja de papel y plumón
Procedimiento:

Se lavó el envase de plástico PEAD con agua y jabón y se le agregó 9
litros de agua corriente.

Se pesó 250 g de melaza, 500 g de ácidos húmicos y 250 g de
maltodextrina en la báscula.

Se disolvió la melaza en 1 L de agua caliente y se agregó al envase.

Se agregó los ácidos húmicos y la maltodextrina al envase.

Se añadió el concentrado de Bacillus subtilis al envase y se agito para
homogeneizar la mezcla.

Se etiqueto y se guardó el bioproducto a temperatura ambiente, listo para
ser aplicado.
Figura 4: Elaboración del bioproducto a base
de Bacillus subtilis
IV.
Resultados
Tabla 5: Materiales utilizados para la elaboración del bioproducto
Materiales
Concentración
Ácidos húmicos
5%
Melaza
2.5 %
Maltodextrina
2.5 %
Bacillus subtilis
1.4 x 106 UFC/ML
El 7 de septiembre de 2023 se realizó el aislamiento de Bacillus subtilis de una
muestra de suelo obtenida en la Universidad Tecnológica de la Costa.
Posteriormente se dejó las cajas Petri en la incubadora a temperatura ambiente
durante 4 días para lograr una mejor identificación de acuerdo a las características
de crecimiento visibles de Bacillus, el día 11 se realizó la primera purificación y se
dejaron las cajas Petri durante 8 días en la incubadora a temperatura ambiente para
obtener un mejor crecimiento, para el día 19 se llevó a cabo una nueva purificación
en la que ya se tuvo una mayor certeza que lo que creció fue Bacillus subtilis, el día
22 se dio inicio a la reproducción de la bacteria y para el 26 se realizó el conteo de
UFC/ML, el día 3 de octubre de 2023 después de 10 días en reproducción se envaso
el bioproducto terminado listo para ser aplicado.
Discusión:
El producto elaborado es un biofertilizante a base de Bacillus subtilis, que por
definición un biofertilizante es todo aquello que alimenta a la planta o suelo, que
estos bioproductos pueden contener diferentes compuestos como: sales minerales,
aminoácidos libres, quelatos orgánicos naturales, lignosulfonatos, ácidos húmicos y
fúlvicos, hormonas e inclusive microorganismos. Gracias a su funcionalidad sobre
la fisiología de la planta, ayuda en el desarrollo de la misma, también logra
incrementar la productividad y aumentar la tolerancia a condiciones adversas y
contra patógenos (Reynders y Vlassa, 1982; Holopainen, 2004; Travers-Martin y
Müller, 2008; Baset Mia y Shamsuddin, 2010; Heil y Karban, 2010; Perelló y Dal
Bello, 2011; Ludwig-Müller, 2015).
V.- Conclusiones y/o recomendaciones:.
Se logro elaborar un bioproducto a base de Bacillus Subtilis, el cual se aplicará al
cultivo de berenjena que será establecido en los invernaderos de la universidad.
Esto se logro debido a la revisión previa de la literatura, conociendo las propiedades
y bondades que ofrecen todos los componentes de este biofertilizante a las plantas.
VI.- Bibliografía:
Altieri, M. Agroecología. Bases científicas para una agricultura sustentable. 3 ed. ACAO,
La Habana: 1997, 249 p. Recuperado de Ruiz, J., Tejeda, T., Terry, E., & Díaz, M.
M. (2009). Aplicación de bioproductos a la producción ecológica de tomate. Cultivos
Tropicales, 30(3), 60-64. Aplicación de bioproductos a la producción ecológica de
tomate (sld.cu)
Chen, H., Wang, L., Su, C. X., Gong, G. H., Wang, P. & Yu, Z. L. (2008). Isolation and
characterization of lipopeptide antibiotics produced by Bacillus subtilis. Letters in
Applied
Microbiology,
47,
180-186.
http://doi.org/10.1111/j.1472-
765X.2008.02412.x
Dayan F., Duke S. (2014). Natural compounds as next-generation herbicides. Plant
Physiology 166: 1090-1105.
Duke S. (2018). Pest Management Science in 2017.Pest Management Science 74 (1): 78.
Errington, J. & Wu, L. J. (2017). Cell Cycle Machinery in Bacillus subtilis. Sub-cellular
Biochemistry, 84, 67-101. http://doi.org/10.1007/978-3-319-53047-5_3
Gerwick B.C., Sparks T.C. (2014). Natural products for pest control: an analysis of their
role, value and future. Pest Management Science 70 (8): 1169-85.
Gong M, Wang JD, Zhang J, Yang H, Lu XF, Pei Y and Cheng JQ. 2006. Study of the
Antifungal Ability of Bacillus subtilis Strain PY-1 in vitro and Identification of its
Antifungal Substance (Iturin A). Acta Biochimica et Biophysica Sinica. 38:233-240.
http://dx.doi.org/10.1111/j.1745-7270.2006.00157.x
González-León, Y., Anducho-Reyes, M. A., Cartagena-Luna, A. & Mercado-Flores, Y.
(2020). Capítulo 10. Agricultura sostenible: herramienta para la soberanía
alimentaria. En: Marroquin, J. A., Olivares-Ramírez, J. M., Cruz-Carpio, L. E. &
Bautista-Jiménez, A. (Eds). Mujeres en la Ciencia, Handbooks T-VIII. (pp. 142-152).
México: ECORFAN-Mexico, S. C. http://doi.org/10.35429/H.2020.8.142.153
González-León, Y., Ortega-Bernal, J., Anducho-Reyes, M. A., & Mercado-Flores, Y. (2022).
Bacillus subtilis y Trichoderma: Características generales y su aplicación en la
agricultura. TIP. Revista especializada en ciencias químico-biológicas, 25.
Recuperado
el
27
de
septiembre
de
2023.
https://doi.org/10.22201/fesz.23958723e.2022.520
López, M. J., Suárez-Estrella, F., & Casco, J. M. (2018). Los microorganismos como
elementos clave de la bioeconomía. Mediterráneo Económico, 31, 291-307.
Recuperado de Bioinsumos: componentes claves de una agricultura sostenible
(scielo.org.ar)
Nagórska, K., Bikowski, M. & Obuchowski, M. (2007). Multicellular behaviour and
production of a wide variety of toxic substances support usage of Bacillus subtilis as
a powerful biocontrol agent. Acta Biochimica Polonica, 54, 495-508.
Neilands JB. 1995. Siderophores: structure and function of microbial iron transport
compounds.
Journal
of
Biological
Chemistry.
270:26723-26726.
http://dx.doi.org/10.1074/jbc.270.45.26723
Portela-Dussán DD, Chaparro-Giraldo A y López-Pazos SA. 2013. La biotecnología
de Bacillus thuringiensis en la agricultura. Revista NOVA Publicación Científica en
Ciencias Biomédicas. 11:87-96. http://dx.doi.org/10.22490/24629448.1031
Ravel, J. & Fraser, C. M. (2005). Genomics at the genus scale. Trends in Microbiology, 13,
95-97. http://doi.org/10.1016/j.tim.2005.01.004
Rivera-Cruz, M. C., Trujillo-Narcía, A., Córdova-Ballona, G., Kohler, J., Fuensanta, C. &
Roldán, A. (2008). Poultry manure and banana waste are effective biofertilizer
carriers for promoting plant growth and soil sustainability in banana crops. Soil
Biology and Biochemistry, 12, 134-156. http://doi.org/10.1016/j.soilbio.2008.09.003
Su, Y., Liu, C., Fang, H. & Zhang, D. (2020). Bacillus subtilis: a universal cell factory for
industry, agriculture, biomaterials and medicine. Microbial Cell Factories, 19, 173.
http://doi.org/10.1186/s12934-020-01436-8
Tseng, Y. H., Rouina, H., Groten, K., Rajani, P., Furch, A. C. U., Reichelt, M., Baldwin, I.
T.,
Nataraja,
K.
N.,
Shaanker,
R.
U.
&
Oelmüller,
R.
(2020).
An
endophytic Trichoderma strain promotes growth of its hosts and defends against
pathogen
attack.
Frontiers
in
Plant
Science,
11,
573-670.
http://doi.org/10.3389/fpls.2020.573670
Villarreal-Delgado, M. F., Villa-Rodríguez, E. D., Cira-Chávez, L. A., Estrada-Alvarado, M.
I., Parra-Cota, F. I., & Santos-Villalobos, S. D. L. (2018). El género Bacillus como
agente de control biológico y sus implicaciones en la bioseguridad agrícola. Revista
mexicana de fitopatología, 36(1), 95-130.. Recuperado el 27 de septiembre de 2023
de El género Bacillus como agente de control biológico y sus implicaciones en la
bioseguridad agrícola (scielo.org.mx)
Wilson BR, Bogdan AR, Miyazawa M, Hashimoto K and Tsuji Y. 2016. Siderophores in Iron
Metabolism: From Mechanism to Therapy Potential. Trends in Molecular Medicine.
22:1077-1090. http://dx.doi.org/10.1016/j.molmed.2016.10.005
Reynders L., Vlassa K. (1982). Use of Azospirillum brasilense as biofertilizer in intensive
wheat cropping. Plant and Soil 66 (2): 217-223.
Holopainen J. (2004). Multiple functions of inducible plant volatiles. Trends in Plant Science
9: 529-533.
Travers-Martin N., Müller C. (2008). Specificity of induction responses in Sinapis alba L.
Plant Signaling and Behavior 3 (5): 311-313.
Baset Mia M.A., Shamsuddin Z.H. (2010). Rhizobium as a crop enhancer and biofertilizer
for increased cereal production. African Journal of Biotechnology 9 (37): 60016009.
Heil M., Karban R. (2010). Explaining evolution of plant communication by airborne
signals.Trends in Ecology and Evolution 25: 137-144.
Perelló A., Dal Bello G. (2011). Suppression of tan spot and plant growth promotion of
wheat by synthetic and biological inducers under field conditions. Annals of Applied
Biology 158: 267-274.
Ludwig-Müller J. (2015). Bacteria and fungi controlling plant growth by manipulating auxin:
balance between development and defense. Journal of Plant Physiology 172: 4-12.
Casa Chancusig, M. G. (2010). Evaluación del efecto de los ácidos húmicos sobre los
parámetros de calidad en plántulas de tomate (Solanum lycopercicum L).
Recuperado de T-UTC-1259.pdf
Stevenson, F.J (1994). Humus Chemistry. Genesis, Composition, Reactions. Jhon Wiley &
Sons, Inc .., New York, pp. 496.
Yanagi. Y.; Kitayama.K; Suzuki T.; Otsuka.H . and Fujitake. N. (2003). Reactivity of
enzymes to humic substances. Goldschmidt Conference Abstracts.
Nardi, S.; Pizzeghello, C.; Ferrarese, L.; Trainotti, L.; Casadoro, G.(2002). A low molecular
weight humic fraction on nitrate uptake and protein synthesis in maize seedlings.
Soil Biology & Biochemestry. et al 32 (3). 415-419p.
Constanza, L., Ramírez, C., Consuelo, L., Leal, S., Yurieth, Z., Galvez2 , A., Estefanía, V.,
& Burbano2 , M. (2014). Bacillus: a genus of bacteria that exhibits important
phosphate solubilizing abilities.
Corrales LC, Antolinez DM, Bohórquez JA, Corredor AM. 2015. Anaerobic bacteria:
processes they perform and their contribution to life sustainability on the planet.
Universidad Colegio Mayor de Cundinamarca. Bogotá, Colombia.
Caycedo Lozano, L., Ramírez, L. C. C., & Suárez, D. M. T. (2021). Las bacterias, su
nutrición y crecimiento: una mirada desde la química. Nova, 19(36), 49-94.
Recuperado de Las bacterias, su nutrición y crecimiento: una mirada desde la
química (scielo.org.co)
FICHA TECNICA MALTODEXTRINA. (n.d.). Recuperado el
9 de Octubre, 2023, de
http://eurofharma.com.pe/e17.pdf
Lima, I.M., Beacorn, J.A. Targeting a Sustainable Sugar Crops Processing Industry: A
Review (Part II): Reuse and Conversion Technologies. Sugar Tech 24, 1010–1028
(2022). https://doi.org/10.1007/s12355-022-01180-w
Robson, N. (2000). Principales materiales plásticos para la manufactura de envases y
embalajes. Informador Técnico, 61, 40-47.
Aranda FJ, Teruel JA and Ortiz A. 2005. Further aspects on the hemolytic activity of the
antibiotic lipopeptide iturin A. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes.
1713:51-56. http://dx.doi.org/10.1016/j.bbamem.2005.05.003
NORMA Oficial Mexicana NOM-232-SSA1-2009, Plaguicidas: que establece los requisitos
del envase, embalaje y etiquetado de productos grado técnico y para uso agrícola,
forestal, pecuario, jardinería, urbano, industrial y doméstico (dof.gob.mx)
NORMA Oficial Mexicana NOM-182-SSA1-2010, Etiquetado de nutrientes vegetales
(dof.gob.mx)
Xu C, Wang BC, Yu Z and Sun M. 2014. Structural Insights into Bacillus thuringiensis Cry,
Cyt
and
Parasporin
http://dx.doi.org/10.3390/toxins6092732
Toxins.
Toxins.
6:2732-2770.
Rúbrica de evaluación UI
Exámen UI
Unidad II.- Técnicas de caracterización
Reporte UII.- Confrontación biológica de Bacillus subtilis contra patógenos
de interés agrícola
Instrumento
Reporte
Alumno: Kevin Nazaret Garcia Cota, Vladimir
Chavarín Perez, Ailin Islas Raymundo, Arturo
Ledesma Becerra, Joel Guadalupe Benitez
Castillo.
Fecha: 04/12/2023
Carrera: Ingeniería en Agrobiotecnología
Grupo: IAB 102
Asignatura: Caracterización de
bioproductos
Unidad temática II: Técnicas de
caracterización.
Profesor: Ing. Martin Ponce Contreras
Confrontación biológica de Bacillus subtilis contra
patógenos de interés agrícola.
I.- Introducción
Bacillus subtilis es una bacteria Gram positiva, que se aísla de una gran variedad
de ambientes (Earl et al., 2008; Alcaraz et al., 2010). Bacillus subtilis es promotora
del crecimiento vegetal por la producción de metabolitos como auxinas, sideróforos,
ácidos orgánicos y antibióticos, tiene un efecto altamente bioestimulante al acelerar
y amplificar los cambios fenológicos en la planta aumentando la cantidad de raíces,
flores y frutos (Arkhipova, et al., 2005).
La bacteria Bacillus subtilis, ha sido considerada como uno de los microorganismos
de mayor importancia en la agricultura, ya que se ha demostrado su efectividad
como promotores del desarrollo e inductores de resistencia a diferentes tipos de
estrés en las plantas (Su et al., 2020; Tseng et al., 2020); así como, en el control de
las enfermedades que año con año merman la producción agrícola (VillarrealDelgado et al., 2018).
Es por eso que se ha optado por el uso de los microorganismos antagonistas ya
que tienen la capacidad de ejercer un efecto de control sobre diversos patógenos y
se han empleado para controlar enfermedades en frutos y hortalizas. Bacillus
subtilis presenta un alto grado de tolerancia a factores ambientales y ha sido
utilizado como biocontrol de hongos fitopatógenos. A pesar de que la antibiosis es
el mecanismo antagónico más utilizado por los microorganismos biocontroladores
para inhibir a los hogos fitopatógenos, los principales mecanismos de acción para
controlar el desarrollo de patógenos pueden ser resultado de la competencia por
espacio o nutrientes, interacciones directas con el patógeno (micoparasitismo y lisis
enzimática), producción de bacteriocinas y otros compuestos antagonistas
derivados del metabolismo secundario como los péptidos que presentan actividad
antimicrobiana o antifúngica y la inducción de resistencia en las plantas (Claus et
al., 1986).
Bacillus subtilis ha sido utilizado para la prevención de por lo menos 8 patógenos
de
distinta
etiología:
Colletotrichum,
Erysiphe,
Leveillula,
Botrytis,
Sphaerothecamacularis, en más de 20 cultivos agrícolas; incluso señalan que el
éxito de su formulado reside, además del sustento científico, en la publicación de
sus resultados en una revista de divulgación consultada por los profesionales en
agronegocios, permitiendo con esto el vínculo que enlazó a las compañías
exportadoras de cultivos en búsqueda de alternativas sustentables que les
permitiera el control de fitopatógenos (Villarreal et al., 2018).
Los cultivos agrícolas afectados se encuentran, tales como maíz, arroz, frutales,
entre otros (Wang et al., 2014; Li et al., 2015). De tal manera se ha optado como
objetivo principal de este trabajo medir el crecimiento de los hongos patógenos
Rhizopus, Fusarium y Colletrotrichum y observar el comportamiento de la bacteria
Erwinia en presencia de Bacillus subtilis fungiendo como antagonista.
II. Objetivo general:

Medir el crecimiento de los hongos patógenos Rhizopus, Fusarium y
Colletrotrichum y observar el comportamiento de la bacteria Erwinia en
presencia de Bacillus subtilis fungiendo como antagonista.
III.- Desarrollo:
Tabla 6: Materiales y equipos utilizados para la práctica
Materiales
Equipo
Cajas Petri con medio de cultivo PDA Campana de flujo laminar
Fusarium purificado
Rhizopus purificado
Cholletrotrichum purificado
Erwinia purificada
Aza bacteriológica
Mechero
Vernier
Alcohol
Papel parafilm
Plumón
Metodología:
Metodología de siembra para
microorganismos patógenos
la
1. Se seleccionó los patógenos de interés

Rhizopus

Erwinia

Fusarium

Cholletrotrichum
confrontación
biológica
contra
2. Se realizó la siembra de los microorganismos dentro de campana de flujo laminar
usando 3 cajas Petri con medio de cultivo PDA para cada confrontación excepto
para Erwinia que solo fue una caja.

Confrontación biológica Bacillus subtilis contra Fusarium
Se utilizó la técnica de siembra estriada dividiendo la mitad de la caja Petri con
Bacillus Subtilis, para la otra mitad se tomó una rodaja del medio de cultivo donde
se encontraba el hongo Fusarium y se colocó en la caja Petri con PDA.

Confrontación biológica Bacillus subtilis contra Rhizopus
Se utilizó la técnica de siembra estriada dividiendo la mitad de la caja Petri con
Bacilus Subtilis, para la otra mitad se tomó una rodaja del medio de cultivo donde
se encontraba el hongo Rhizopus y se colocó en la caja Petri con PDA.

Confrontación biológica Bacillus subtilis contra Cholletrotrichum
Se utilizó la técnica de siembra estriada dividiendo la mitad de la caja Petri con
Bacilus Subtilis, para la otra mitad se tomó una rodaja del medio de cultivo donde
se encontraba el hongo Cholletrotrichum y se colocó en la caja Petri con PDA.

Confrontación biológica Bacillus subtilis contra Erwinia
Se utilizó la técnica de siembra estriada dividiendo la mitad de la caja Petri con
Bacilus Subtilis, para la otra mitad se realizó la misma técnica de siembra estriada
con la bacteria Erwinia y se colocó en la caja Petri con PDA.
Figura 5.Siembra para la confrontación biológica de Bacillus subtilis contra
microorganismos patógenos
Metodología para la toma de datos de las confrontaciones
El 10 de noviembre del 2023 se realizó la primera toma de datos dos días después
de la siembra, con la ayuda del vernier se hizo la medición del centro a la periferia,
tomando en cuenta donde se encuentra la posición del hongo, esto lo hicimos con
las 3 cajas, los datos arrojados se encuentran en la tabla 1.
Tabla 7. Primera toma de datos de las evaluaciones
Bacillus – Fusarium Bacillus – Colletotrichum Bacillus – Rhizopus
Caja 1
1.4 cm
1.9 cm
3.9 cm
Caja 2
1.4 cm
1.9 cm
3.5 cm
Caja 3
1.7 cm
1.7 cm
3.6 cm
2.4 cm
3 cm
Testigo 5 cm
La segunda toma de datos se realizó el 14 de noviembre del 2023, siguiendo los
mismos pasos, colocamos el vernier donde se posiciono el hongo para hacer la
medición, después de cuatro días notamos más crecimiento del hongo, teniendo
como resultado lo siguiente:
Tabla 8. Segunda toma de datos de las evaluaciones
Bacillus – Fusarium
Bacillus – Colletotrichum
Bacillus – Rhizopus
Caja 1
2.7 cm
2.8 cm
4.2 cm
Caja 2
2.5 cm
2.9 cm
4.3 cm
Caja 3
3.9 cm
2.7 cm
3.9 cm
Testigo
8 cm
5.4 cm
6 cm
Figura 6.Toma de datos para confrontaciones
IV.- Resultados:
Figura 7. Confrontación biológica de Bacillus subtilis vs Colletotrichum
En la figura tres se observa el crecimiento alcanzado por Colletotrichum en
presencia de Bacillus subtilis, dónde fungió con efecto de antagonismo, así como
su desarrollo estando solo. En la primera evaluación de Bacillus se observa un
crecimiento de 1.83 cm, mientras que donde creció solo, alcanzo los 2.4 cm.
En la segunda evaluación se logró alcanzar un crecimiento de 2.8 cm y por sí solo
aumento a 5.4 cm. Observando los datos precisamos que Bacillus sí reduce el
crecimiento de Colletotrichum.
Figura 8. Confrontación biológica de Bacillus Subtilis vs Fusarium
Podemos apreciar en la figura cuatro qué el crecimiento de Fusarium en presencia
de Bacillus como antagonista, así como por su cuenta, en la primera evaluación el
desarrollo de Fusarium en presencia de Bacillus fue de 1.5 cm, mientras que por sí
solo se desarrolló hasta los 5 cm.
En la segunda evaluación, el desarrollo de Fusarium en la confrontación logró ser
de 3.03 cm y estando por su cuenta logró los 8 cm, lo que nos podría indicar que
Bacillus sí cumple con el efecto de antagonismo en el desarrollo de Fusarium.
Figura 9. Confrontación biológica Bacillus subtilis vs Rhizopus
En la figura cinco muestra el crecimiento de Rhizopus, hongo fitopatógeno, en una
confrontación contra Bacillus subtilis y su desarrollo estando por sí solo.
En la primera evaluación se muestra que el crecimiento de Rhizopus logro crecer a
los 3.67 cm en confrontación, y estando solo alcanzó los 3 cm.
Para la segunda evaluación el crecimiento del hongo alcanzó los 6 cm. Indicando
que Bacillus no fungió con un efecto de antagonismo contra Rhizopus debido a que
en la primera evaluación se mostró más infeccioso que cuando estaba solo.
Figura 10. Bacillus subtilis vs
Erwinia
En la figura seis se observa un crecimiento general, desarrollándose ambas
bacterias previamente sembradas en los extremos de la caja Petri.
Una vez que tuvieron la confrontación ya no logró desarrollarse de manera visible,
pudiendo tomar en cuenta que Bacillus subtilis si cumple el efecto de antagonismo
contra Erwinia spp. Posteriormente podrían hacerse pruebas de manera cuantitativa
para llegar a una conclusión más fidedigna.
V.- Conclusiones y/o recomendaciones:
Se logró realizar la medición del crecimiento de los hongos fitopatógenos; Rhizopus,
Fusarium y Collecotrichum, y su observación en conjunto de la bacteria de Erwinia
en presencia de B. subtilis como antagonista, donde de manera cualitativa
observamos de manera exitosa las confrontaciones que tuvieron lugar en el
laboratorio de la Ut de la costa. Donde en la confrontación de la figura tres; Bacillus
sí logro inhibir el crecimiento de Colletotrichum al igual que en la figura cuatro, de
Bacillus contra Fusarium, sin embargo en la figura cinco Bacillus no mostro el efecto
de antagonismo. Y en la figura seis a pesar que no se mostró un crecimiento más
elevado de bacillus, hubo una inhibición, aunque también podría decirse que erwinia
pudiera reducir el efecto de Bacillus.
**A pesar de los resultados obtenidos de manera cualitativa, hubiera sido excelente
hacer diluciones seriadas para su medición de manera cuantitativa para así
determinar mediante el número de UFC o de esporas de manera más concreta si
las confrontaciones realmente fueron efectivas.
VI.- Bibliografía:
Guillen C., R., Hernández C., F., y Gallegos M., G. 2006. Bacillus spp., como
biocontrol en el 2 suelo infestado con Fusarium spp., Rhizoctonia solani Kuhn y
Phytophthora capsici 3 Leonian y su efecto en el desarrollo y rendimiento del cultivo
del chile (Capsicum annuum 4 L.). Revista Mexicana de Fitopatología, pp. 105-114.
Hernández F., Lira R., Gallegos G., Hernández M., y Solís S. 2014. Biocontrol de la
marchitez del 7 chile con tres especies de Bacillus y su efecto en el crecimiento y
rendimiento. Phyton 8 (Buenos Aires) vol.83 no.1 Vicente López.
Nagórska, K., Bikowski, M. & Obuchowski, M. (2007). Multicellular behaviour and
production of a wide variety of toxic substances support usage of Bacillus subtilis as
a powerful biocontrol agent. Acta Biochimica Polonica, 54, 495–508.
Su, Y., Liu, C., Fang, H. & Zhang, D. (2020). Bacillus subtilis: a universal cell factory
for industry, agriculture, biomaterials and medicine. Microbial Cell Factories, 19, 173.
http://doi. org/10.1186/s12934-020-01436-8.
Swarnalakshmi, K., Yadav, V., Tyagi, D., Dhar, D. W., Kannepalli, A. & Kumar, S.
(2020). Significance of plant growth promoting rhizobacteria in grain legumes:
growth promotion and crop production. Plants, 9, 1596. http://doi.
org/10.3390/plants9111596.
Villarreal-Delgado, M. F., Villa-Rodríguez, E. D., Cira-Chávez, L. A., EstradaAlvarado, M. I., Parra-Cota, F. I., & Santos-Villalobos, S. D. L. (2018). El género
Bacillus como agente de control biológico y sus implicaciones en la bioseguridad
agrícola. Revista mexicana de fitopatología, 36(1), 95-130.
Rúbrica reporte
Examen UII
Unidad III.- Formulación, uso y manejo de bioproductos
Reporte UIII.- Evaluación del bioproducto a base de Bacillus subtilis en el cultivo de
Berenjena (Solanum melongena L.) como promotor de crecimiento vegetal bajo
condiciones de invernadero.
Instrumento
Reporte
Alumno: Joel Guadalupe Benítez Castillo, Vladimir Fecha:07.12.2023
Chavarín Pérez, Kevin Nazaret García Cota, Ailin
Islas Raymundo, Arturo Javier Ledesma Becerra.
Carrera: Ingeniería en Agrobiotecnología
Asignatura:
bioproductos
Caracterización
Grupo: IAB102
de Unidad temática: III.- Formulación,
uso y manejo de bioproductos
Profesor: Ing. Martín Ponce Contreras
Evaluación del bioproducto a base de Bacillus subtilis en el
cultivo de Berenjena (Solanum melongena L.) como promotor
de crecimiento vegetal bajo condiciones de invernadero.
I.- Introducción
La aplicación de fertilización es importante debido a que es la alimentación del
vegetal, para el cultivo de berenjena (Solanum melongena L.) también requiere su
alimentación. Dicha alimentación requiere abonos sólidos simples que sean de
buena solubilidad cómo nitratos, fosfatos, sulfatos, ácido nítrico, fosfórico (Infoagro,
2023), esto debido a su bajo coste de adquisición, sin embargo hoy día muchos de
estos cultivos aplican paquetes tecnológicos con las bondades de la biotecnología,
como el uso de microrganismos solubilizadores de nutrientes y/o promotores del
crecimiento vegetal, como el Bacillus subtilis que pueden inocularse al suelo para
su aprovechamiento en el cultivo mediante aplicaciones localizadas como el drench.
De acuerdo a Rivera-cruz en 2008 comentó que la intervención de la biotecnología
nos ha dado la pauta para crear y promover los bioproductos para el campo agrícola.
González- león en 2020 dijeron que, para esto, se aprovecha la capacidad que
tienen algunos microorganismos específicos que fueran promotores de crecimiento,
todo esto gracias a mecanismos que hacen qué haya mayor disponibilidad de
nutrientes, ayudar en el control de plagas y enfermedades además de reducir
erosión del suelo y el uso de productos de síntesis química. Una alternativa con
mayor participación en el manejo de los cultivos, trabajando de manera integral es
el uso de los bioproductos (biofertilizantes, bioestimulantes y bioplaguicias) por ser
económicos y biológicamente aceptables. Un bioinsumo es un producto compuesto
o de extractos de microorganismos o plantas, con la capacidad de mejorar la
productividad, calidad o sanidad de la planta, sin generar condiciones negativas en
el ambiente (Gerwick y Sparks, 2014; Dayan y Duke, 2014; Duke, 2018).
La bacteria del Género: Bacillus y especie: subtilis (además de trichoderma) es un
microorganismo que ha ganado importancia ya que ha demostrado efectividad
como promotor de crecimiento vegetal (PGPR) e inductores de resistencia de
diferentes tipos de estrés en la planta (ISR) (Su, Liu & Zhang, 2020; Tseng et al.,
2020). Bacillus subtilis, es procariota, en forma de bacilo con diámetro de 850 nm,
Gram positiva, es móvil con flagelos perítricos, aerobia y anaerobia facultativa,
también de catalasa positiva que degrada almidón. Con un intervalo de crecimiento
de 4.9 a 9.4 de pH, con temperaturas de los 10 a 48°C y un óptimo de 28 a 35°C,
con la capacidad de formación de endosporas además de poder crear compuestos
antimicrobianos (Ravel & Fraser, 2005; Errington &Wu, 2017; Nagórsaka, Bikowski
& Obuchowski, 2007; Chen et al., 2008).
Villareal et al., 2018, comentó qué este microorganismo posee mecanismos de
acción eficientes, como: secreta de antibióticos, endotoxinas, producción de
sideróforos, enzimas líticas y coadyuvan a la resistencia sistémica inducida. Dichos
mecanismos de acción son;
•
Producción de lipopéptidos para la interacción con la membrana
citoplasmática de células bacterianas o fúngicas, provocando la formación de
poros y un desbalance osmótico, lo que desencadena la muerte celular de
los microorganismos fitopatógenos (Aranda et al., 2005; Gong et al., 2006).
•
Degradación de la pared celular de hongos fitopatógenos por enzimas líticas
•
Los sideróforos como mecanismo de inhibición gracias a la producción de
metabolitos secundarios, disminuyendo la disponibilidad para patógenos
(Neilands 1995; Wilson et al. 2016).
•
Producción de δ-endotoxinas; proteína cry (cristal): por el cual se efectúa un
desequilibrio osmótico, que finalmente destruye el epitelio intestinal y en
consiguiente la muerte celular (Portela-Dussán et al., 2013; Xu et al., 2014).
•
Producción de moléculas elicitoras que inducen a la resistencia sistémica
inducida en la planta.
B. subtilis coloniza la rizosfera mediante mecanismos de desplazamiento como:
“swarmin”: deslizándose en grupos de bacterias en forma de película por medio de
flagelos, “swwiming”: esto es de forma individual por flagelos en un medio semi
sólidos, “twitching”: mediante un movimiento de contracción de pilis bacterianos,
“glidig”: dezlisamienso sin ayuda de apéndices y el “sliding”: por extensión sobre
una superficie usando compuestos tensoactivos, los cuales les permiten a las
bacterias moverse hacia los rizodepósitos de nutrientes, siendo estos los principales
mecanismos bacterianos de la promoción del crecimiento vegetal (Constanza et. al.,
2014).
Los ácidos húmicos y fúlvicos, conocidos también como sustancias húmicas son
compuestos biosintéticos orgánicos, generalmente se pueden encontrar en los
suelos además de hacerlo en varias concentraciones y provenir de diferentes
fuentes como: ríos, lagos, océanos, de la leonardita, sedimentos, etc. (Yanagi et.
al., 2003).
De acuerdo a Stevenson 1994, documento que, las sustancias húmicas se clasifican
en cuanto a la solubilidad en función del pH como: huminas (color negro), ácidos
húmicos (coloración café y/o grisácea) y ácidos fúlvicos (amarillos y/o naranjas).
En 2002 Nardi et. al., realizó un estudio dónde presentó los efectos de estas
sustancias en el proceso de crecimiento y desarrollo, pudiendo resumir que ayuda
a la influencia positiva del transporte de iones lo cual facilita la absorción, además
del aumento de la respiración celular y de la velocidad de las reacciones enzimáticas
del ciclo de Krebs, resultando en una mayor producción de ATP. Aumentando el
contenido de clorofila, la velocidad de síntesis de ácidos nucleicos, provocando un
efecto selectivo en la síntesis de proteínas y también en el aumento o inhibición de
la actividad de diferentes enzimas.
Por su parte las bacterias necesitan un mínimo de nutrientes: agua, una fuente de
carbono, una fuente de nitrógeno y algunas sales minerales (Corrales et. al., 2015).
Por lo tanto, la Maltodextrina es un polvo de carbohidratos que tiene alta solubilidad
y dispersabilidad (Europharma, 2023) funcionando como fuente de carbono para
estos microorganismos.
Otra fuente de carbono es la melaza, alimenta los microorganismos del suelo,
promoviendo la actividad microbiana, estimula el crecimiento y desarrollo de las
plantas debido a los aminoácidos y vitaminas que posee, pudiendo tener una mejor
absorción de nutrientes además de estimular la producción de enzimas y promover
la síntesis de hormonas (Lima et. al., 2022).
Dicho esto, este microrganismo puede ser inoculado mediante la técnica de
fertilización por drench, que de acuerdo a AEFA, la aplicación localizada es más
acertada debido que va a la zona radicular de en lugar de distribuirlo de manera
uniforme por todo el suelo, siendo efectiva debido a que solo se aplica lo requerido
mediante los inyectores.
II. Objetivos:
General:
Realizar la evaluación del bioproducto líquido a base de Bacillus subtilis para su
valoración como promotor de crecimiento vegetal en el cultivo de Berenjena
(Solanum melongena L.) bajo condiciones de invernadero en la Universidad
Tecnológica de la Costa.
III.- Metodología:
Metodología para la inoculación del microorganismo
Tabla 9. Materiales y equipo utilizados para la práctica
Materiales
Probeta 1L
Agua
Bioproducto a base de Bacillus subtilis
Flexómetro
Jeringa de 25 ml
Cubeta
Equipo
Aspersora manual de mochila
Planta de berenjena
Fertilizante solido
1. Se estableció la planta en el invernadero con una fertilización de base el día
13 de octubre del año en curso.
2. Se diseñó la distribución de los tratamientos.
Tabla 10. Distribución de los tratamientos.
Tratamientos
Dosis
T1
T1
T6
T2
T7
T3
T8
Trichoderma + fertilización
química
Bacillus
T2
subtilis
+
fertilización química
Pseudomonas fluorescens +
fertilización química
T4
T3
10 ml/L
T4
T5
T6
T7
Fertilización química
T9
T8
T5
T9
25 ml/L
Testigo
T10
T10
3. Se realizó la primera inoculación del bioproducto el día 31 de octubre del año
en curso.
4. Se agregó 3 L de agua en una cubeta, medida con la probeta.
5. Se colocó con la jeringa 10 ml de bioproducto por litro de agua en la cubeta
para el tratamiento 2.
6. Se añadió con la jeringa 25 ml de bioproducto por litro de agua en la cubeta
para el tratamiento 7.
Figura 11. Preparación de la mezcla para la aplicación del
bioproducto
7. Se vertió la mezcla realizada en la aspersora manual de mochila.
8. Se inoculó mediante la técnica de Drench, la cual consiste en aplicar la
mezcla sobre el suelo, cerca del tallo.
Figura 12. Inoculación del bioproducto al cultivo de berenjena
Antes de aplicar la primera inoculación, se hizo lo siguiente:
1. Se eligió 5 plantas por tratamiento para la toma de datos morfológicos.
2. Se tomó la altura de las 10 plantas seleccionadas con la ayuda del
flexómetro.
3. Se contó el número de hojas reales de dichas plantas.
4. Se registraron los datos obtenidos en una libreta de trabajo.
5. A las 5 semanas después de la plantación se contó dos veces el número de
flores y botones por planta con un intervalo de 6 días entre la primera y
segunda toma de datos.
Figura 13. Toma de datos
Cabe mencionar que se realizaron 4 inoculaciones por tratamiento a partir de la
primera con un intervalo de una semana entre cada una, siguiendo la misma
metodología, antes de cada inoculación se hacía la toma de datos morfológicos.
IV.- Resultados:
Centimetros
Altura de planta
45
40
35
30
25
20
15
10
5
0
T1
T2
T3
T4
T5
T6
T7
10 ml/L
T8
T9
T10
25 ml/L
Evaluaciones
Eva 1
Eva 2
Eva 3
Eva 4
Figura 14. Altura de planta
En la figura 4 se observa la altura en centímetros que alcanzó la planta después de
aplicar los bioproductos con los microorganismos fungiendo como promotores de
crecimiento, para los primeros tratamientos donde la dosis fue de 10 ml/L podemos
apreciar la diferencia en comparación con su testigo absoluto por ejemplo en el
tratamiento 2 que corresponde a Bacillus subtilis + fertilización química si lo
comparamos con el tratamiento 5 el cual es el testigo nos damos cuenta de acuerdo
a las diferencias que hubo en las 4 evaluaciones realizadas que las plantas donde
se inoculo el microorganismo crecieron en promedio 7 cm más que las del testigo,
en los tratamientos de la segunda dosis que fue de 25 ml/L también la diferencia es
notoria en comparación con el testigo por ejemplo el tratamiento 7 que corresponde
a Bacillus subtilis + fertilización química comparado con el tratamiento 10 que es el
testigo la diferencia es evidente, de acuerdo a las diferencias en las evaluaciones
realizadas podemos determinar que en promedio las plantas del tratamiento 7
crecieron 11 cm más que las del testigo.
Lo que se menciona anteriormente concuerda con lo que dice Su, Liu & Zhang,
2020; Tseng et al., 2020 que Bacillus subtilis ha demostrado efectividad como
promotor de crecimiento vegetal (PGPR) e inductor de resistencia de diferentes
tipos de estrés en la planta (ISR).
Número de hojas por planta
Número de hojas por planta
12
10
8
6
4
2
0
T1
T2
T3
T4
T5
T6
T7
10 ml/L
T8
T9
T10
25 ml/L
Evaluaciones
Eva 1
Eva 2
Eva 3
Eva 4
Figura 15. Número de hojas por planta
En la figura 5 se aprecia el número de hojas por planta después de aplicar los
bioproductos con los microorganismos haciendo la función de promotores de
crecimiento, en los primeros 5 tratamientos la dosis fue de 10 ml/L aquí se logra ver
que algunos tratamientos en comparación con el testigo si tienen diferencia a favor,
en el caso del tratamiento 2 que es Bacillus subtilis + fertilización química en
comparación con el tratamiento 5 que es el testigo vemos que en promedio tuvieron
el mismo número de hojas por planta de acuerdo a la diferencia entre las
evaluaciones realizadas, para los otros 5 tratamientos donde la dosis fue de 25 ml/L
también observamos diferencia entre los tratamientos que se les inoculo un
microorganismo y el testigo, por ejemplo, el tratamiento 7 que corresponde a
Bacillus subtilis + fertilización química en comparación con el tratamiento 10 que es
el testigo se aprecia una diferencia a favor del tratamiento 7 donde en promedio
hubo 1 hoja más por planta que en el testigo según la diferencia encontrada en las
evaluaciones.
Número de botones por planta
Número de botones por planta
12
10
8
6
4
2
0
T1
T2
T3
T4
T5
T6
10 ml/L
T7
T8
T9
T10
25 ml/L
Evaluaciones
Eva 1
Eva 2
Figura 16. Número de botones por planta
En la figura 6 se presenta el número de botones que brotaron por planta gracias a
los bioproductos inoculados como promotores de crecimiento vegetal, en los
tratamientos donde la concentración fue de 10 ml/L se observa la diferencia en
comparación con el testigo ya que este no presentó botones, para el tratamiento 2
el cual corresponde a Bacillus subtilis + fertilización química en comparación con el
tratamiento 5 el cual es el testigo podemos ver que hay una diferencia a favor del
tratamiento 2, en promedio hubo 5 botones más por planta que en el testigo
basándonos en la diferencia que existe entre las evaluaciones, para los tratamientos
donde la dosis fue de 25 ml/L la diferencia en comparación con el testigo es evidente
por que en este tampoco brotaron botones, el tratamiento 7 el cual es Bacillus
subtilis + fertilización química en comparación con el tratamiento 10 el cual es
testigo se aprecia una diferencia a favor del tratamiento 7, en promedio brotaron 3
botones más por planta que en el testigo según la diferencia entre las evaluaciones.
V.- Conclusiones y/o recomendaciones:
Logramos realizar la evaluación a nuestro bioproducto a base de Bacillus subtilis en
el cultivo de berenjena, midiendo variables morfológicas de las plantas en nuestros
tratamientos, como altura de planta, numero de hojas y el brote de botones florales
con dos tratamientos a diferentes concentraciones.
Gracias a la inoculación con este bioproducto, en base a los resultados analizados,
nos muestra que el bioproducto llegó a promover el crecimiento de nuestras plantas
en el invernadero y que en mayor dosis de concentración obtenemos mejores
resultados, como el desarrollo de las hojas sin embargo no muestra aumento la
concentración más elevada en la influencia del aumento de brotes, debido a que en
ambas concentraciones el promedio de bonotes florales fue similar, obteniendo la
promoción vegetal deseada de acuerdo a las variables morfológicas evaluadas
comparadas con nuestro testigo.
VI.- Bibliografía:
Aplicación de abono localizada | AEFA - Asociación Española de Fabricantes de
Agronutrientes. (s. f.). https://aefa-agronutrientes.org/aplicacion-deabono-localizada
Aplicación de agroquímicos: manual de buenas prácticas y consejos. (s. f.).
Asociación
Española
de
Fabricantes
de
Agronutrientes. https://fitosanitariosweb.com/como-se-deben-aplicarlos-agroquimicos/
Aranda FJ, Teruel JA and Ortiz A. 2005. Further aspects on the hemolytic activity of
the antibiotic lipopeptide iturin A. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)
-
Biomembranes.
http://dx.doi.org/10.1016/j.bbamem.2005.05.003
1713:51-56.
Chen, H., Wang, L., Su, C. X., Gong, G. H., Wang, P. & Yu, Z. L. (2008). Isolation
and characterization of lipopeptide antibiotics produced by Bacillus
subtilis.
Letters
in
Applied
Microbiology,
47,
180-186.
http://doi.org/10.1111/j.1472-765X.2008.02412.x
Constanza, L., Ramírez, C., Consuelo, L., Leal, S., Yurieth, Z., Galvez2 , A.,
Estefanía, V., & Burbano2 , M. (2014). Bacillus: a genus of bacteria
that exhibits important phosphate solubilizing abilities.
Corrales LC, Antolinez DM, Bohórquez JA, Corredor AM. 2015. Anaerobic bacteria:
processes they perform and their contribution to life sustainability on
the planet. Universidad Colegio Mayor de Cundinamarca. Bogotá,
Colombia.
Cultivo de berenjena. (s. f.). Infoagro. Recuperado 6 de diciembre de 2023,
de https://www.infoagro.com/hortalizas/berenjena.htm
Dayan F., Duke S. (2014). Natural compounds as next-generation herbicides. Plant
Physiology 166: 1090-1105.
Duke S. (2018). Pest Management Science in 2017.Pest Management Science 74
(1): 7-8.
Errington, J. & Wu, L. J. (2017). Cell Cycle Machinery in Bacillus subtilis. Sub-cellular
Biochemistry, 84, 67-101. http://doi.org/10.1007/978-3-319-530475_3
FICHA TECNICA MALTODEXTRINA. (n.d.). Recuperado el 9 de Octubre, 2023, de
http://eurofharma.com.pe/e17.pdf
Gerwick B.C., Sparks T.C. (2014). Natural products for pest control: an analysis of
their role, value and future. Pest Management Science 70 (8): 116985.
Gong M, Wang JD, Zhang J, Yang H, Lu XF, Pei Y and Cheng JQ. 2006. Study of
the Antifungal Ability of Bacillus subtilis Strain PY-1 in vitro and
Identification of its Antifungal Substance (Iturin A). Acta Biochimica et
Biophysica
Sinica.
38:233-240.
http://dx.doi.org/10.1111/j.1745-
7270.2006.00157.x
Lima, I.M., Beacorn, J.A. Targeting a Sustainable Sugar Crops Processing Industry:
A Review (Part II): Reuse and Conversion Technologies. Sugar
Tech 24, 1010–1028 (2022). https://doi.org/10.1007/s12355-02201180-w
Nagórska, K., Bikowski, M. & Obuchowski, M. (2007). Multicellular behaviour and
production of a wide variety of toxic substances support usage
of Bacillus subtilis as a powerful biocontrol agent. Acta Biochimica
Polonica, 54, 495-508.
Nardi, S.; Pizzeghello, C.; Ferrarese, L.; Trainotti, L.; Casadoro, G.(2002). A low
molecular weight humic fraction on nitrate uptake and protein
synthesis in maize seedlings. Soil Biology & Biochemestry. et al 32
(3). 415-419p.
Neilands JB. 1995. Siderophores: structure and function of microbial iron transport
compounds. Journal of Biological Chemistry. 270:26723-26726.
http://dx.doi.org/10.1074/jbc.270.45.26723
Portela-Dussán DD, Chaparro-Giraldo A y López-Pazos SA. 2013. La biotecnología
de Bacillus thuringiensis en la agricultura. Revista NOVA Publicación
Científica
en
Ciencias
Biomédicas.
11:87-96.
http://dx.doi.org/10.22490/24629448.1031
Ravel, J. & Fraser, C. M. (2005). Genomics at the genus scale. Trends in
Microbiology, 13, 95-97. http://doi.org/10.1016/j.tim.2005.01.004
Stevenson, F.J (1994). Humus Chemistry. Genesis, Composition, Reactions. Jhon
Wiley & Sons, Inc .., New York, pp. 496
Su, Y., Liu, C., Fang, H. & Zhang, D. (2020). Bacillus subtilis: a universal cell factory
for industry, agriculture, biomaterials and medicine. Microbial Cell
Factories, 19, 173. http://doi.org/10.1186/s12934-020-01436-8
Tseng, Y. H., Rouina, H., Groten, K., Rajani, P., Furch, A. C. U., Reichelt, M.,
Baldwin, I. T., Nataraja, K. N., Shaanker, R. U. & Oelmüller, R. (2020).
An endophytic Trichoderma strain promotes growth of its hosts and
defends against pathogen attack. Frontiers in Plant Science, 11, 573670. http://doi.org/10.3389/fpls.2020.573670
Wilson BR, Bogdan AR, Miyazawa M, Hashimoto K and Tsuji Y. 2016. Siderophores
in Iron Metabolism: From Mechanism to Therapy Potential. Trends in
Molecular
Medicine.
22:1077-1090.
http://dx.doi.org/10.1016/j.molmed.2016.10.005
Xu C, Wang BC, Yu Z and Sun M. 2014. Structural Insights into Bacillus
thuringiensis Cry, Cyt and Parasporin Toxins. Toxins. 6:2732-2770.
http://dx.doi.org/10.3390/toxins6092732
Yanagi. Y.; Kitayama.K; Suzuki T.; Otsuka.H . and Fujitake. N. (2003). Reactivity of
enzymes to humic substances. Goldschmidt Conference Abstracts.
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