SEGUNDA EDICIÓN MEDICINA AVIARIA Esta página ha dejado en blanco intencionadamente SEGUNDA EDICIÓN MEDICINA AVIARIA Editado por Jaime Samour MVZ, PhD, Dip ECAMS Director, Wildlife Division, Wrsan, Abu Dhabi, United Arab Emirates Edición en español de la segunda edición de la obra original en inglés Avian Medicine © Elsevier Limited MMVIII. All rights reserved. Revisión científica Ricardo Martínez Alesón Doctor en Veterinaria. Especialista en Avicultura. Profesor Asociado del Departamento de Sanidad Animal. Facultad de Veterinaria. Universidad Complutense de Madrid. © 2010 Elsevier España, S.L. Travessera de Gràcia, 17-21 – 08021 Barcelona, España Fotocopiar es un delito (Art. 270 C.P.) Para que existan libros es necesario el trabajo de un importante colectivo (autores, traductores, dibujantes, correctores, impresores, editores...). El principal beneficiario de ese esfuerzo es el lector que aprovecha su contenido. Quien fotocopia un libro, en las circunstancias previstas por la ley, delinque y contribuye a la «no» existencia de nuevas ediciones. Además, a corto plazo, encarece el precio de las ya existentes. Este libro está legalmente protegido por los derechos de propiedad intelectual. Cualquier uso fuera de los límites establecidos por la legislación vigente, sin el consentimiento del editor, es ilegal. Esto se aplica en particular a la reproducción, fotocopia, traducción, grabación o cualquier otro sistema de recuperación y almacenaje de información. ISBN edición original: 978-0-7234-3401-6 ISBN edición española: 978-84-8086-641-5 Traducción y producción editorial: Advertencia La veterinaria es un área en constante evolución. Aunque deben seguirse unas precauciones de seguridad estándar, a medida que aumenten nuestros conocimientos gracias a la investigación básica y clínica habrá que introducir cambios en los tratamientos y en los fármacos. En consecuencia, se recomienda a los lectores que analicen los últimos datos aportados por los fabricantes sobre cada fármaco para comprobar las dosis recomendadas, la vía y duración de la administración y las contraindicaciones. Es responsabilidad ineludible del médico determinar las dosis y el tratamiento más indicados para cada paciente, en función de su experiencia y del conocimiento de cada caso concreto. Ni los editores ni los directores asumen responsabilidad alguna por los daños que pudieran generarse a personas o propiedades como consecuencia del contenido de esta obra. El editor Índice de capítulos Colaboradores Prólogo Agradecimientos Dedicatoria Prefacio a la edición española Prefacio a la primera edición CAPÍTULO 1 Captura y manejo CAPÍTULO 4 Anestesia y cirugía de las partes blandas Anestesia general Anestesia local y analgesia Hipotermia Urgencias anestésicas Cirugía de las partes blandas Captura Manejo CAPÍTULO 5 Intervenciones médicas CAPÍTULO 2 Exploración clínica Administración de fármacos Enema Fluidoterapia Sonda de alimentación y apoyo nutricional Ajuste metabólico de los fármacos Corte de garras/uñas y pico Reparación de plumas Recorte y corte de las alas Vendajes y apósitos Escayolas protectoras para las patas Férulas externas Collares isabelinos Consideraciones generales Anamnesis Exploración física Obtención de datos fisiológicos Jaula y entono CAPÍTULO 3 Técnicas clínicas y diagnósticas Principios generales Muestras biomédicas Muestras de sangre Análisis hematológico Bioquímica Aspirados Hisopos Lavado del buche y los sacos aéreos Ectoparásitos Raspados cutáneos y plumaje Biopsias Citología Radiología Radioscopia con imagen intensificada Ecografía Técnicas de imagen anatómicas avanzadas Endoscopia Evaluación del estado corporal y el contenido de lípidos utilizando la conductividad eléctrica corporal total CAPÍTULO 6 Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos Luxación y fractura de cuello Lesiones en ojos y párpados Lesiones de la quilla Lesiones en las puntas de las alas Pododermatitis Fracturas Heridas CAPÍTULO 7 Trastornos relacionados con el manejo Osteopatías metabólicas Deformidades por torsión y flexión de los huesos largos en aves en crecimiento vi ● ÍNDICE DE CAPÍTULOS Tendón deslizado, ala de ángel y dedos enrollados Inanición Osteodistrofia conductual Paresia por captura Toxicología Trastornos del aparato digestivo Trastornos endocrinos CAPÍTULO 8 Enfermedades infecciosas y parasitarias Biología de conservación de los parásitos Artrópodos Protozoos Helmintos Hemoparásitos Enfermedades bacterianas Enfermedades víricas Enfermedades fúngicas CAPÍTULO 9 Examen post mortem, con notas anatómicas Apéndices Tabla de referencia del peso corporal relacionado con el sexo de especies de aves seleccionadas Valores hematológicos de referencia Valores de referencia del perfil bioquímico Periodos de incubación de especies de aves seleccionadas Literatura médica aviaria seleccionada Legislación y normativa relevantes en medicina aviaria Organizaciones y recursos electrónicos relacionados con la medicina aviaria Fármacos utilizados habitualmente en medicina aviaria Colaboradores M.M. APO, BSc, ACS Wildlife Division, Wrsan, Abu Dhabi, United Arab Emirates T.A. Bailey, BSc, BVSc, MRCVS, Cert Zoo Med, Dip ECAMS, MSc (Wild Animal Health), PhD Dubai Falcon Hospital, Dubai, United Arab Emirates F. Cavalli, MD, Gen Rad Radiodiagnostic Unit, Department of Diagnostic Imaging, Maggiore Hospital, Trieste, Italy M.E. Cooper, LLB, FLS The University of the West Indies, School of Veterinary Medicine, St. Augustine, Trinidad and Tobago Professor J.E. Cooper, DTVM, FRCPath, FIBiol, FRCVS Diplomate, European College of Veterinary Pathologists, Professor of Veterinary Pathology, The University of the West Indies, St. Augustine, Trinidad and Tobago L. Cruz-Martinez, DVM Veterinary Resident, The Raptor Center, College of Veterinary Medicine, University of Minnesota, St. Paul, Minnesota, USA F.J. Dein, VMD, MS USGS, National Wildlife Health Center School of Veterinary Medicine, University of Wisconsin–Madison, Madison, Wisconsin, USA M. Delogu, DVM, PhD Department of Public Veterinary Health and Animal Pathology Faculty of Veterinary Medicine, University of Bologna, Italy A. Di Somma, Dr Vet Med Specialist in Small Animal Medicine Dubai Falcon Hospital, Dubai, United Arab Emirates N.A. Forbes, BVetMed, CBiol MIBiol, Dip ECAMS, FRCVS, RCVS Specialist Zoo Animals and Wildlife Medicine (Avian), Great Western Referrals, Swindon, UK N.H. Harcourt-Brown, BVSc, Dip ECAMS, FRCVS Harrogate, Yorkshire, UK J.C. Howlett, RVN, BSc (Hons), Dip Nat Sci National Avian Research Center, Environment Agency, Abu Dhabi, United Arab Emirates P.J. Hudson, BSc, DPhil Department of Biological and Molecular Sciences, Institute of Biological Sciences, University of Stirling, Stirling, UK S.J. Kellner, Dr med vet, MRCVS, Cert VOphthal Animal Eye Clinic, Frauenfeld, Switzerland I.F. Keymer, PhD, FRCVS, FRCPath, CBiol, DLSHTM Edgefield Melton Constable, UK viii ● COLABORADORES Professor J.K. Kirkwood, BVSc, PhD, MRCVS, C Biol FIBiol Scientific Director, Universities Federation for Animal Welfare, Wheathampstead, UK Professor M.E. Krautwald Junghanns, Dr med vet, Dr med habil, Dip ECAMS Clinic for Birds and Reptiles, University of Leipzig, Germany M.P.C. Lawton, B Vet Med, Cert VOphthal, Cert LAS, D Zoo Med, CBiol MIBiol, FRCVS, Specialist in Exotic Animal Medicine, Exotic Animal Centre, Harold Wood, UK P.A. McKinney, MVB, Cert Zoo Med, MRCVS Wildlife Protection Office, Dubai, United Arab Emirates C.G. Martinez, Lic Vet, MRCVS, MSc Cheltenham, UK J.L. Naldo, DVM Wildlife Division, Wrsan, Abu Dhabi, United Arab Emirates M.A. Peirce, PhD, CBiol FIBiol, FZS MP International Consultancy, Bexhill-on-Sea UK M. Pees, Dr med vet, Dip ECAMS Clinic for Birds and Reptiles, University of Leipzig, Germany Professor P.T. Redig, DVM, PhD Director, The Raptor Center, College of Veterinary Medicine, University of Minnesota, St. Paul, Minnesota, USA J. Samour, MVZ, PhD, Dip ECAMS Director, Wildlife Division, Wrsan, Abu Dhabi, United Arab Emirates C. Silvanose, BSc, DMLT, DCPath Dubai Falcon Hospital, Dubai, United Arab Emirates P. Thorsen, DVM Laboratory Animal Resource Center, University of California San Francisco, San Francisco, California, USA Professor U. Wernery, Priv Doz Dr Dr habil Scientific Director, Central Veterinary Research Laboratory, Dubai, United Arab Emirates P. Zucca, DVM, PhD Department of Comparative Biomedical Sciences, Faculty of Veterinary Medicine, University of Teramo, Teramo, Italy Professor Emeritus P. Zwart, DVM, PhD Professor in Diseases of Exotic Animals, Department of Veterinary Pathology, Utrecht University The Netherlands Prólogo La publicación de una segunda edición de Medicina aviaria es el testimonio del éxito del libro y de la calidad de sus contenidos. Se publicó por primera vez en 2000 y ahora se le ha dado una nueva presentación para divulgar la información sobre las aves y su salud. Magníficamente ilustrado, con especial énfasis en las especies y situaciones que se alejan más de los volúmenes más convencionales de América y Europa, Medicina aviaria no sólo capta rápidamente la atención de los veterinarios y los biólogos, sino que se ha reconocido en seguida como una referencia científica y como un texto fidedigno orientado a la práctica. El editor, el Dr. Jaime Samour, ha mostrado interés por las aves y otras especies salvajes durante toda su vida. Tras realizar sus estudios universitarios y de posgrado, comenzó a aplicar sus conocimientos veterinarios, sus habilidades prácticas y su empatía con los animales para fomentar la salud, el bienestar y la conservación de diversas criaturas. La mayoría de estas especies habían atraído relativamente poco la atención de la profesión veterinaria, y había mucho trabajo que hacer. A lo largo de su carrera, que ha incluido períodos de conferenciante, ayudante de museos, taxidermista, asesor cinematográfico, jefe de expediciones y director de parques, así como puestos más convencionales dentro de la veterinaria, Jaime ha hecho destacadas aportaciones a nuestro conocimiento de la biología y el cuidado de un gran número de animales. Jaime tiene un considerable bagaje internacional. Nació en El Salvador, se educó en México e Inglaterra y ha trabajado como veterinario en Oriente Medio −Bahréin, Arabia Saudí y los Emiratos Árabes Unidos−. Tiene amigos y colegas en todo el mundo, lo que junto con sus habilidades de comunicación y lenguaje le ha permitido leer y hacer referencia a una amplia selección de la literatura. Esto también se refleja en sus numerosas publicaciones, revistas científicas, conferencias, artículos, informes y varios libros. Durante miles de años las aves han fascinado a la raza humana, y nos han servido de muchas formas distintas: proporcionan compañía y ayuda, y de ellas se obtienen huevos, carne y plumas. Han sido reverenciadas y temidas en varias culturas. Tanto los escritores cristianos como los musulmanes, así como los maestros de otras grandes religiones, destacan la necesidad de tratarlas de forma humanitaria. Este libro nunca había sido tan necesario. La vida en libertad de muchas de las 9.000 especies de aves que existen en todo el mundo está amenazada debido a factores como la destrucción de su hábitat, la caza insostenible, la persecución, el envenenamiento y las enfermedades infecciosas. Es fundamental mantener la salud de las aves en cautividad y crece la presión internacional, tanto entre el público como entre los científicos, para considerar su bienestar como algo prioritario. Medicina aviaria es una gran fuente de información para todos los que trabajan con aves, ya sea en el medio salvaje o en cautividad, y por lo tanto le doy una calurosa bienvenida a esta edición revisada. John E. Cooper DTVM, FRCPath, FIBiol, FRCVS Diplomate, European College of Veterinary Pathologists Professor of Veterinary Pathology, The University of the West Indies, St. Augustine, Trinidad y Tobago Agradecimientos Quisiera dar las gracias al profesor J. E. Cooper, uno de los fundadores de la medicina aviaria, por su apoyo profesional a lo largo de los años y por sus ánimos para crear este libro. Su entusiasmo y su dedicación a la ciencia veterinaria siempre han sido una fuente de inspiración en mi carrera. Estoy muy agradecido a Amado Azur, Tom Bailey, Judith Howlett, Nafeez Mohammed Iainudeen, Jesus Naldo y Christudas Silvanose, mis colegas y amigos: sin su comprensión y su apoyo no habría sido posible realizar esta obra. Gracias también al Dr. Ali Ridah, al Dr. Ulrich Wernery, a la Sra. Renate Wernery y a todo el personal técnico del Central Veterinary Research Laboratory, Dubai, Emiratos Árabes Unidos, por su amistad y su colaboración técnica desde hace años. Asimismo, me gustaría expresar mi más sincero y profundo agradecimiento a HE Mohammed Al-Bowardi, director general de la Environment Agency (antiguamente Environmental Research and Wildlife Development Agency), Abu Dhabi, Emiratos Árabes Unidos, por su amistad personal y su apoyo en el trabajo clínico y de investigación del Veterinary Science Department; al Sr. Abdullah Ghanem Al-Chanem, el Dr. Fahad Mohammed Al-Nafjan y el Sr. Basil Al Abbasi por toda su ayuda y apoyo durante la creación del Fahad bin Sultan Falcon Center; a H. H. Sheikh Sultan bin Zayed Al Nahyan por su interés y dedicación a la conservación de la flora y la fauna en Abu Dhabi; a Linda Duncan, Teri Merchant y el personal de Mosby Year Book Inc., St. Louis, USA, y a Deborah Russell, Mark Sanderson, Philip Dauncey, Hilary Hewitt y todo el personal editorial y de producción de Harcourt Publishers Ltd., London, UK, por su paciencia, dedicación y comprensión durante el inicio, la preparación y la finalización de la primera edición de este libro; estoy muy agradecido a los colaboradores de la primera edición por aceptar actualizar sus secciones con nuevo material y por su apoyo continuo a Medicina aviaria; mi más profunda gratitud también a Joyce Rodenhuis, Zoe A. Youd, Rita Demetriou-Swanwick y todo el personal editorial y de producción de Elsevier Ltd., UK, por su estímulo, su ayuda y su increíble paciencia durante la preparación de esta segunda edición; por último, me gustaría agradecer la inestimable ayuda proporcionada por Generoso Quiambao para producir una gran parte del material fotográfico que se ha utilizado en la segunda edición de este libro. Dedicatoria Este libro está dedicado al Sr. David M. Jones y a la Dra. Christine M. Hawkey, mis mentores y amigos en los momentos en los que en mi carrera profesional necesité una mano amiga y una guía. Su amabilidad, sabiduría y profesionalidad todavía son una luz que alumbra el camino de mi vida. Mi gratitud de todo corazón por su apoyo incondicional, sus profundos conocimientos y por creer en mí. Gracias por ser quienes sois. También quiero dedicar este libro a la memoria de mi padre, Óscar, y de mi madre, Clarita, quienes dedicaron toda su vida a darnos un futuro mejor; a mi hermana, Jeannette, y a mis hermanos, Óscar y su esposa Gilda, Eduardo y su esposa Charito, Carlos Roberto y su esposa Anita y a Hayde por compartir a lo largo de los años todos estos preciosos momentos conmigo. Por último, a mi esposa Merle, mis hijos Omar Ricardo y Adam, y mis hijas Miriam y Yasmeen, con todo el amor que un marido y un padre puede dar... Y a todos aquellos que de una forma u otra han creído en mí y han hecho más fácil mi viaje a través de la vida. Jaime Samour Abu Dhabi, Emiratos Árabes Unidos Prefacio a la edición española Un día un hombre caminaba frente a un lugar en donde se estaba construyendo una iglesia para el pueblo. El hombre vio a un obrero con una carretilla llena de ladrillos, lo paró y le preguntó: «¿Qué es lo que está haciendo?». El obrero, sorprendido, le respondió: «Estoy acarreando ladrillos». El hombre siguió caminando y vio a otro obrero con otra carretilla cargada de ladrillos, lo paró y, asimismo, le preguntó: «¿Qué es lo que está haciendo?». El obrero, con una sonrisa, le dijo: «Estoy ganándome el pan para mi familia». El hombre siguió caminando y vio nuevamente a otro obrero con una carretilla llena de ladrillos, lo paró y le hizo la misma pregunta: «¿Qué es lo que está haciendo?». El obrero, con la frente llena de sudor y con mucho orgullo, le dijo: «Estoy construyendo una catedral». En el transcurso de nuestras vidas, nosotros también nos tenemos que parar y hacernos la misma pregunta: «¿Qué es lo que estamos haciendo con nuestras vidas?». Como médicos veterinarios trabajamos con animales porque nos gustan, y hacerlo nos permite proveer y mantener a nuestras familias. Pero, como profesionales, también tenemos la obligación de estudiar y superarnos intelectualmente para así poder dar lo mejor de nosotros. La medicina de aves exóticas es una rama de la medicina veterinaria que se encarga del estudio del manejo y el cuidado médico de aves exóticas mantenidas en casas como mascotas, en centros de reproducción y cría, en zoológicos, en centros de rescate y rehabilitación y en centros de cetrería. Mientras que esta disciplina ha avanzado a pasos agigantados en todo el mundo en los últimos quince años, éste no ha sido el caso en el ámbito de habla hispana. Una de las razones más importantes ha sido la falta de acceso a libros especializados en esta área en español. Este libro es el producto del esfuerzo y la dedicación de varias autoridades mundiales en la rama de la medicina de aves exóticas que trabajan en diferentes partes del mundo. Sus contribuciones son ejemplos del avance y del desarrollo que esta especialidad ha logrado a través de los años. En la preparación de esta obra se ha considerado la necesidad de incluir técnicas básicas en medicina de aves para estudiantes, así como técnicas mucho más avanzadas para especialistas. Este libro se ilustra con una gran cantidad de fotografías en color. Muchas de ellas fueron obtenidas por veterinarios durante el ejercicio de sus carreras, mientras que otras fueron obtenidas en condiciones controladas para así poder mostrar de la mejor manera posible una diversidad de casos clínicos y patológicos. Esta obra cubre una gran diversidad de áreas, desde la preparación de soluciones analíticas utilizadas para el examen hematológico, o instrucciones detalladas para obtener radiografías de buena calidad, hasta la descripción paso a paso de cómo conducir un examen sistemático post mortem. Al final se incluye una serie de apéndices que contienen datos físicos y fisiológicos normales de aves, direcciones de centros e instituciones de investigación y conservación de aves, datos sobre incubación de huevos, aspectos legales sobre el mantenimiento y transporte de aves y dosis de fármacos comúnmente utilizados en la clínica aviaria. Aplaudo la iniciativa de Elsevier y de los editores Robert Edwards en el Reino Unido y Paula Obeso en España junto con su equipo de trabajo de traducir y publicar esta edición en español. Su esfuerzo y dedicación merecen un gran agradecimiento. Deseo que este libro ayude a fomentar el interés en esta especialidad y a contribuir en la capacitación de futuros médicos veterinarios especialistas en aves exóticas en el mundo de habla hispana. Jaime Samour Abu Dhabi, Emiratos Árabes Unidos Advertencia Los fármacos a los que se hace referencia en este libro pueden comercializarse bajo otros nombres comerciales fuera de EE. UU. Prefacio a la primera edición Durante los últimos veinticinco años, los veterinarios clínicos y científicos de todo el mundo han contribuido sobremanera a establecer la medicina aviaria como una especialidad legítima de la ciencia veterinaria. Se han realizado importantes avances en las disciplinas de terapéutica, anestesia, cirugía y diagnóstico dentro del campo de las aves, y parece que el gran número de publicaciones que describen estos avances no tiene fin. Desde los humildes comienzos con libros de texto como los de Arnall y Keymer (1975) y Cooper (1978), seguidos algunos años más tarde por los de Cooper y Greenwood (1981), Heidenreich (1982), Coles (1985), Harrison y Harrison (1986) y Burr (1987), hasta las obras maestras más recientes como las de Redig et al., (1993), Ritchie et al., (1994), Beynon et al., (1995), Ritchie (1995), Beynon et al., (1996), Rosskopf y Woerpel (1996), Tully y Shane (1996), Altman et al., (1997), Heidenreich (1997), Rupley (1997), Altman y Forbes (1998), Coles y Krautwald-Junghanns (1998), Olsen y Orosz (2000), Lumeij et al., (2000), Tully et al., (2000), Cooper (2002), Wemery et al., (2004) y Harrison y Lightfoot (2006), todos son ejemplos destacables que reflejan el estado actual de la medicina aviaria. Medicina aviaria se ha concebido como una publicación híbrida que combina la formalidad de un libro de texto, la guía visual de un atlas y el carácter práctico de un manual. Además de esforzarnos por proporcionar la información más actualizada disponible, hemos intentado mantener unos mínimos en cuanto a la densidad y la continuidad del texto. Desgraciadamente, no ha sido posible conseguirlo en todos los capítulos, ya que algunos temas son difíciles de describir de forma condensada o incluso de ilustrar. Sin embargo, a lo largo de todo el libro, el texto se ha salpicado de información en forma de cuadros y tablas con el fin de facilitar su comprensión de un vistazo. Además, algunas secciones incluyen pautas prácticas sobre el manejo clínico de un paciente determinado o de una bandada, consejos sobre el diagnóstico clínico y de laboratorio, y tratamientos sugeridos. En los apéndices se han reunido datos de una amplia variedad de especies sobre los valores de referencia hematológicos y bioquímicos, el peso corporal relacionado con el sexo, los períodos de incubación, los fármacos utilizados habitualmente y otra información importante para las personas dedicadas a las aves. Algunos de los datos que contiene esta sección son únicos y no se habían publicado con anterioridad. El material fotográfico de Medicina aviaria ilustra una amplia diversidad de casos clínicos y patológicos del mundo de las aves. Algunas de las fotografías podrían incluso ser premiadas, puesto que se obtuvieron en condiciones de estudio, mientras que otras las obtuvieron los clínicos en el desarrollo de su trabajo. Además, las fotografías han sido aportadas por personas que realizan trabajos clínicos en parques zoológicos y por profesionales que trabajan en la práctica privada y en la investigación clínica. El lector también observará que hay muchas fotografías de las características culturales y del aspecto morfológico de los propios patógenos, en lugar de las lesiones patológicas que causan. Creo que diversidad es la palabra correcta para describir el material fotográfico que se presenta, siendo quizá el mayor valor de Medicina aviaria. Durante la preparación de cada sección de Medicina aviaria hemos intentado reunir un conjunto de referencias bibliográficas lo más completo posible. Asimismo, en algunas secciones se proporciona una lista de publicaciones o lecturas recomendadas que el lector puede consultar. Además de intentar proporcionar una bibliografía actualizada, también hemos procurado incluir referencias de ambos lados del Atlántico, un detalle especialmente importante que no queríamos pasar por alto. Si hemos fracasado al respecto y hemos omitido cualquier referencia importante, podemos asegurar que no ha sido de forma intencionada y pedimos disculpas sinceramente. Gran parte de las primeras publicaciones sobre medicina aviaria tenían una clara tendencia a centrarse casi exclusivamente en los aspectos médicos y el manejo de las especies psitácidas. Para muchos, la medicina aviaria era sinónimo de medicina de psitácidas. Esto puede haberse debido al hecho de que muchos de los pioneros de la medicina aviaria desarrollaron su experiencia trabajando con psitácidas. Con respecto a ello, me gustaría rendir tributo a todos aquellos cuyo duro trabajo y visión crearon una especialidad verdadera. Las habilidades adquiridas y mejoradas a lo largo de los años y su dedicación a la medicina de las psitácidas han sido una fuente de inspiración para todos nosotros. Sin embargo, los tiempos han cambiado y tenemos que cambiar con ellos. Actualmente hay muchos colegas, no sólo a ambos lados del Atlántico, sino también en otras partes del mundo, que están trabajando para fomentar la medicina xiv ● PREFACIO A LA PRIMERA EDICIÓN aviaria como una especialidad que abarca una amplia variedad de especies. Así, es muy reconfortante ver las publicaciones recientes dedicadas a la medicina de las palomas, las aves rapaces, las aves corredoras y las aves acuáticas, así como a la medicina de las psitácidas. Medicina aviaria describe aspectos médicos generales de una amplia variedad de grupos de aves, pero destacan especialmente algunos que se han mencionado en muy raras ocasiones en la literatura, como las avutardas. También se ha prestado una atención especial a los halcones, puesto que muchos de los colaboradores han tenido la suerte de haber estado en contacto con la medicina de las aves de presa mientras trabajaban en Oriente Medio y en otras muchas partes del mundo. Además, Medicina aviaria incluye algunos temas que raramente se han descrito en los libros de texto convencionales, como la dislocación y la fractura del cuello y la paresia, y temas únicos como el uso de TOBEC para evaluar el estado corporal en las especies aviarias o las nuevas técnicas ortopédicas descritas por el profesor Patrick Redig. Algunas secciones son simplemente celebraciones de los largos años de servicio y la gran experiencia del colaborador, como el capítulo sobre la necropsia del Dr. Ian F. Keymer y el apartado sobre enfermedades bacterianas del profesor Peernel Zwart. Otros apartados han ofrecido una oportunidad a muchos recién llegados para expresar y compartir nuestra experiencia con otros miembros de la profesión veterinaria. Medicina aviaria se creó como una guía en imágenes e ilustrada sobre algunos de los aspectos más importantes de la medicina aviaria. Intentamos dirigirnos a los estudiantes de medicina veterinaria abriendo sus ojos a las numerosas facetas de la medicina en las aves, pero también intentamos pensar en los veterinarios en ejercicio. Si, después de recorrer el texto y las ilustraciones de este libro, somos capaces de influir en un único miembro de la profesión veterinaria para que abrace la medicina aviaria como especialidad, nuestra intención al publicar esta obra habrá sido ampliamente recompensada. Jaime Samour Riad, Reino de Arabia Saudí, 1998 1 Captura y manejo Captura Thomas A. Bailey Captura física Para poder realizar una exploración f ísica a un paciente aviario, primero hay que capturarlo (figs. 1.1-1.5). El método de captura depende de la especie, la edad, el nivel de mansedumbre, el tamaño de la jaula/recinto y el entorno. Muchos pacientes se presentan en jaulas pequeñas, y antes de intentar cogerlos hay que quitar todas las perchas y los comederos y bebederos. Las puertas de las jaulas pequeñas no permiten un acceso fácil y puede ser más práctico quitar la parte superior de la jaula en una habitación oscura. Para facilitar la captura, puede utilizarse una toalla de papel o de tela como barrera visual. Muchos pájaros de jaula domésticos pueden estar entrenados para saltar al dedo o a la mano cuando se les empuja desde atrás. Es mejor colocar una caperuza a las aves rapaces entrenadas antes de cogerlas. Pueden utilizarse gafas de visión nocturna del ejército (v. fig. 1.5) para capturar a las aves y manejarlas en habitaciones oscuras o pajareras por la noche. Las aves que viven en pajareras más grandes pueden escaparse volando o corriendo y hay que utilizar redes o rediles para capturarlas. Una sola persona puede coger un pájaro manso con la mano si está en una pajarera pequeña; si el pájaro tiene un temperamento nervioso, puede utilizarse una red y pueden participar una o más personas. Las redes pueden utilizarse con o sin mango. La decisión sobre si utilizar o no un mango depende del espacio disponible dentro de la pajarera. La persona que va a coger al ave debe empujarla hasta una esquina antes de encerrarla en la red. Si el ave intenta correr o sobrevolar a la persona, la red debe colocarse enfrente de ella, para que el ave corra o vuele hacia ella. Cuando se utilizan redes para capturar aves que vuelan hay que tener cuidado para que no se hagan daño. En todos los casos, si la persona tiene dudas, debe dejar que el ave se escape. Una vez que el ave está en la red, hay que sacarla con cuidado y sujetarla con las manos o colocarla en una caja o en un trasportín. Cuando se saca al ave de la red debe prestarse una atención especial a las patas, la cabeza y © 2010. Elsevier España, S.L. Reservados todos los derechos las articulaciones carpometacarpianas para asegurarse de que no están enredadas en la red. En las pajareras más grandes, las bandadas o las aves pueden cogerse haciendo un redil con tela oscura, que debe extenderse o sujetarse con pértigas metálicas extensibles dándole forma de túnel con un extremo ciego y una entrada ancha y con una zona de captura circular pequeña en el extremo ciego. Algunas especies más grandes, como la avutarda kori (Ardeotis kori), puede capturarse mejor si se arrinconan y se sujetan firmemente con la mano. Sin embargo, incluso para estas aves grandes, una red colocada por encima de la cabeza y la parte superior del cuerpo facilita la captura y, por lo tanto, es menos estresante para el ave. Para capturar ratites deben consultarse libros de texto especializados. A continuación se ofrecen algunos ejemplos de dispositivos para capturar a las aves que viven en libertad: ● ● ● ● ● ● Trampas para aves que andan o nadan (aves salvajes). Redes en cañón o proyectil (aves salvajes, de caza y avestruces). Balchatri (rapaces). Boma (ratites). Redil emergente (avestruces). Doghaza (rapaces). Figura 1.1 Red para capturar aves de tamaño mediano. 2 ● CAPÍTULO 1: Captura y manejo Figura 1.2 Las especies más grandes de aves pueden empujarse hacia una esquina donde pueden capturarse. Figura 1.5 Las gafas de visión nocturna del ejército pueden utilizarse para capturar aves, como este pavo común (Meleagris gallopavo), manteniéndolas en habitaciones oscuras o en pajareras por la noche. Figura 1.3 La avutarda kori (Ardeotis kori) puede capturarse cuando pasa entre la persona y el lado de una cerca. Las lesiones relacionadas con las capturas no son poco frecuentes y antes de intentar capturar aves que viven en libertad los veterinarios deben conocer las normas locales sobre la vida salvaje así como el método de captura que van a utilizar. LECTURAS COMPLEMENTARIAS Austin DH, Peoples TE, Williams LE (1972) Procedures for capturing and handling live wild turkeys. Southeastern Association of Game and Fish Commissioners 26: 222–236. Cooper JE (1991) Caged and wild birds. In: Anderson RS, Edney AT (eds) Practical Animal Handling, pp. 147–155. Pergamon Press, Oxford. Forbes NA (1996) Examination, basic investigations and handling. In: Beynon PH, Forbes NA, Harcourt-Brown NH (eds) Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl, pp. 17–29. British Small Animal Veterinary Association Ltd, Cheltenham. Fowler ME (1995) Restraint and Handling of Wild and Domestic Animals. Iowa State University Press, Ames, IO. Sleigh I, Samour JH (1996) The National Avian Research Centre Birdcare Manual – management techniques for a collection of bustards (Otididae). Internal Report, National Avian Research Centre, Abu Dhabi. Figura 1.4 Las puertas deslizantes facilitan el movimiento de las aves, como el de las avutardas hubaras (Chlamydotis undulata), de una habitación a otra. Utilizando este sistema, un ave puede aislarse de un grupo más grande para facilitar la captura física. Sonsthagen TF (1991) Restraint of Domestic Animals, pp. 131–137. American Veterinary Publications, Goleta, CA. White J (1990) Raptor restraint. Journal of the Association of Avian Veterinarians 4: 91–92. Captura química ● Pavo común (Meleagris gallopavo). Paloma torcaz (Columba palumbus). Captura química ● En 1942 J.L. Daude utilizó por primera vez cebos con fármacos para capturar aves dañinas en Francia, y se considera que es el método más eficaz para capturar aves que viven en libertad, especialmente aves de caza y aves acuáticas (Jessup, 1982). Las aves más grandes, como las ratites, pueden inmovilizarse químicamente, tanto en condiciones de cautividad como de campo, administrándoles fármacos por vía intramuscular utilizando cerbatanas o jeringas conectadas a una pértiga. Los veterinarios especializados en aves pueden participar en la captura de pájaros que viven en libertad por los siguientes motivos: En la tabla 1.1 se presenta la posología de algunos fármacos orales. También se han utilizado combinaciones de fármacos (Jessup, 1982; Cyr y Brunet, 1992), por ejemplo diazepam y α-cloralosa en las aves acuáticas (0,3-0,4 g y 0,1-0,12 g por taza de cebo, respectivamente) y α-cloralosa y secobarbital en el tordo sargento (Agelaius phoeniceus) (0,02-0,025 mg y 0,025-0,03 mg, respectivamente). Aunque ketamina oral se ha utilizado con éxito para sedar a una rapaz que se había escapado (Garner, 1988), no se ha observado que sea eficaz para capturar pavos (Clutton, 1988). También se recoge en la literatura que el uso de 1-2 granos de pentobarbital mezclados con pan inmoviliza a patos salvajes y es suficiente para capturarlos en 15-20 min (Harrison, 1986). Cuando se utilizan cebos con fármacos, es dif ícil controlar la dosis y la velocidad de absorción de los fármacos que se ingieren debido al tamaño y a la especie, el estado de salud y a otras condiciones del entorno. Las complicaciones que pueden afectar a los individuos sedados que no se han capturado incluyen: ● ● ● ● ● ● ● Estudios biomédicos. Control de enfermedades. Tratamiento de aves de caza. Control de animales molestos. Control de la población. Estudios biológicos y anillamiento. Desplazamientos. Los alimentos que pueden utilizarse como cebo incluyen maíz, huevos y carne para capturar granívoros; gruiformes y aves acuáticas; y córvidos y rapaces, respectivamente (Jessup, 1982; Garner, 1988; Stouffer y Caccamise, 1991; Belant y Seamans, 1997; Hayes et al., 2003). Se han utilizado en las siguientes especies: ● ● ● ● ● ● ● ● Cuervo americano (Corvus brachyrhynchos). Barnacla canadiense (Branta canadensis). Tórtola plañidera (Zenaidura macroura). Ánade real (Anas platyrhynchos). Gavilán de Harris (Parabuteo uncinatus). Faisán común (Phasianus colchicus). Tordo sargento (Agelaius phoeniceus). Gruya canadiense (Grus canadensis). ● ● ● ● ● ● ● ● ● Hipotermia. Hipertermia. Sobredosis. Asfixia. Neumonía por aspiración. Ahogamiento. Predación. Traumatismos infringidos por un igual. Después de capturar a las aves sedadas, pueden mantenerse confinadas en un corral de recuperación hasta que los efectos del fármaco desaparezcan. En el caso de sobredosis, con frecuencia las aves pueden salvarse TABLA 1.1 Fármacos administrados con cebos orales que se han utilizado para capturar aves que vivían en libertad © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. 3 Fármaco Especie Dosis Amobarbital sódico Ánades 900 mg Referencia Gordon, 1977 α-cloralosa Pavo salvaje 2 g ptc Williams et al., 1973; Austin et al., 1972 Grulla canadiense 0,45–0,5 g ptc Williams y Phillips, 1973 Barnacla canadiense 0,25 g ptc Jessup, 1982 Stouffer y Caccamise, 1991 Cuervo americano 0,035 g por huevo Ketamina Gavilán mixto 100 mg/kg carne Garner, 1988 Metohexital Palomas 1,25 g ptc Jessup, 1982 Jessup, 1982 Metoximol Pavo salvaje 4 g ptc Palomas 1,5-2 g ptc Secobarbital sódico Palomas 1,25 g ptc Jessup, 1982 Tribromoetanol Pavo salvaje 10-11 g Williams et al., 1973 Faisán 40 g/kg de maíz Fredrickson y Trautman, 1978 ptc por taza de cebo (generalmente maíz). 4 ● CAPÍTULO 1: Captura y manejo realizando una incisión en el buche, sacando el cebo con el fármaco y lavando el buche (Jessup, 1982). Aunque es imposible controlar la cantidad de cebo consumido, se considera que los cebos con fármacos causan menos de un 10% de mortalidad cuando se utilizan de forma correcta (Jessup, 1982). Antes de intentar administrar cebos orales, los veterinarios deben conocer las normas locales que regulan la fauna salvaje y la literatura relevante. Se ha administrado ketamina intramuscular utilizando inyectores a control remoto colocados cerca de los nidos de las aves marinas (Wilson y Wilson, 1989). Utilizando este método se han anestesiado y capturado fácilmente pingüinos africanos (Spheniscus demersus), alcatraces del Cabo (Morus capensis), cormoranes de bajío (Phalacrocorax neglectus) y cormoranes coronados (Phalacrocorax coronatus) para realizar estudios biológicos. Se han administrado combinaciones de hidrocloruro de etorfina, maleato de acepromacina, ketamina, hidrocloruro de medetomidato e hidrocloruro de xilacina por vía intramuscular mediante pistolas de aire o jeringas conectadas a una pértiga para inmovilizar avestruces (Struthio camelus) y casuarios (Casuarius casuarius) (Robinson y Fairfield, 1974; Stoskopf et al., 1982; Samour et al., 1990; Ostrowski y Ancrenaz, 1995). Grobler y Begg (1997) informaron de la captura de tres avutardas kori que vivían en libertad en el parque nacional Kruger utilizando una pistola de dardos y 1 mg de hidrocloruro de etorfina y 100 mg de ketamina/5 mg de xilacina para capturar dos aves (se invirtió con antídotos para etorfina y xilacina) y 30 mg/kg de zolacepam/tiletamina (Zoletil) para un ave. Las aves capturadas con Zoletil tuvieron que mantenerse en un entorno silencioso, oscuro y tranquilo durante al menos 12 h y, según su experiencia, Grobler y Begg (1997) recomendaron utilizar 20-25 mg/kg. Las complicaciones de la inmovilización química incluyen hipertermia, regurgitación, neumonía por inhalación y miopatía. Keffen (1993) y Tully y Shane (1996) analizaron en profundidad la posología de los fármacos que se utilizan para anestesiar a las ratites. Harrison GJ (1986) Anesthesiology. In: Harrison GJ, Harrison LR (eds) Clinical Avian Medicine and Surgery, pp. 549–559. WB Saunders, Philadelphia. Hayes MA, Hartup BK, Pittman JM, Barzen JA (2003) Capture of sandhill cranes using alpha-chloralose. Journal of Wildlife Diseases 39: 859–868. Jessup DA (1982) Chemical capture of upland game birds and waterfowl: oral anesthetics. In: Nielsen L, Haigh JC, Fowler ME (eds) Chemical Immobilization of North America Wildlife, pp. 214–226. Wisconsin Humane Society, Milwaukee, WI. Keffen RH (1993) The ostrich Struthio camelus: capture, care, accommodation, and transportation. In: McKenzie AA (ed.) The Capture and Care Manual, pp. 634–652. 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Krieger Publishing, Malabar, FL. Williams LE, Phillips RW (1973) Capturing sandhill cranes with alphachloralose. Journal of Wildlife Management 37: 94–97. Williams LE, Austin DH, Peoples TE, Phillips RW (1973) Capturing turkeys with oral drugs. National Wild Turkey Symposium. Wilson RP, Wilson M-PTJ (1989) A minimal-stress bird-capture technique. Journal of Wildlife Management 53: 77–80. LECTURAS COMPLEMENTARIAS Fredrickson LF, Trautman CG (1978) Use of drugs for capturing and handling pheasants. Journal of Wildlife Management 42: 690–693. Gordon B (1977) The use of sodium amobarbital for waterfowl capture. Journal of Zoo and Wild Animal Medicine 8: 34–35. Loibl MF, Clutton RE, Marx BD, McGrath CJ (1988) Alpha-chloralose as a capture and restraint agent of birds: therapeutic index determination in the chicken. Journal of Wildlife Diseases 24: 684–687. BIBLIOGRAFÍA Austin DH, Peoples TE, Williams LE (1972) Procedures for capturing and handling live wild turkeys. Southeastern Association of Game and Fish Commissioners 26: 222–236. Belant JL, Seamans TW (1997) Comparison of three formulations of alphachloralose for immobilization of Canada geese. Journal of Wildlife Diseases 33: 606–610. Clutton RE (1988) Inefficacy of oral ketamine for chemical restraint in turkeys. Journal of Wildlife Diseases 24: 380–381. Cyr A, Brunet J (1992) Anesthetization of captive red-winged black-birds with mixtures of alpha-chloralose and secobarbital. Journal of Zoo and Wildlife Medicine 24: 80–82. Garner MM (1988) Use of an oral immobilizing agent to capture a Harris hawk (Parabuteo uncinatus). Journal of Raptor Research 22: 70–71. Grobler DG, Begg S (1997) Chemical capture of kori bustard (Ardeotis kori). Newsletter of the World Association of Wildlife Veterinarians. Manejo Thomas A. Bailey Inmovilización Los objetivos principales cuando se sujeta a las aves son inmovilizar las alas y controlar las patas y la cabeza en las especies que tienen picos y patas potentes (figs. 1.61.34). Dedicar tiempo a practicar las técnicas, además de una gran paciencia, son requisitos previos fundamentales para reducir al mínimo la posibilidad de lesionar y Inmovilización Figura 1.6 Inmovilización de una avutarda hubara (Chlamydotis undulata) utilizando un arnés corporal. Existen arneses fabricados con tela de lona de grosor medio y bandas de Velcro®. Estos dispositivos se utilizan habitualmente para sujetar a las aves acuáticas grandes, como los cisnes, y algunas aves de presa. ● Figura 1.7 Técnica de inmovilización para una avutarda hubara de tamaño mediano a la que se le ha colocado una caperuza de cetrería. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 1.9 Técnica para sujetar una avutarda kori (Ardeotis kori) poniéndole una capucha de tela. Figura 1.8 Método correcto para sujetar las extremidades posteriores de una avutarda hubara, colocando uno o dos dedos entre ellas. Figura 1.10 La presión superficial ha dañado la piel de la cara medial de los tarsos de una avutarda kori debido a un manejo incorrecto. 5 6 ● CAPÍTULO 1: Captura y manejo Figura 1.11 Sujeción de una avutarda hubara en decúbito dorsal sobre una almohadilla acolchada para facilitar la venopunción. Figura 1.14 Garza (Ardea cinerea) sujeta con una mano para controlar las alas, el cuello y el pico, dejando libre la otra mano para explorar o tratar al ave. (Por cortesía de Mr. A. Jones.) Figura 1.12 Método correcto para sujetar a un loro yaco (Psittacus erithacus). (Por cortesía de Mr. A. Jones.) Figura 1.13 Método correcto para sujetar a un periquito (Melopsittacus undulatus) para su exploración. (Por cortesía de Mr. A. Jones.) Figura 1.15 Las gaviotas suelen intentar picar, y puede ser necesario colocarles una banda elástica en el pico. (Por cortesía de Mr. A. Jones.) Inmovilización ● 7 Figura 1.16 Se ha utilizado cinta adhesiva para ayudar a inmovilizar a un cernícalo común (Falco tinnunculus) como una primera ayuda para sujetar las alas temporalmente tras la fractura de un ala, hasta que pueda fijarse la fractura de forma más precisa. (Por cortesía de Mr. A. Jones.) Figura 1.19 Las aves potencialmente peligrosas, como esta águila real (Aquila chrysaetos), deben sujetarse con guantes. (Por cortesía de Mr. A. Jones.) Además, el personal femenino siempre debe llevar un delantal de cuero si va a manejar rapaces grandes. Figura 1.17 Loro cacique (Deroptyus accipitrinus) sujeto con una toalla. (Por cortesía de Mr. A. Jones.) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 1.20 Psitácida envuelta en una toalla de papel mientras se recupera de la anestesia. (Por cortesía de Mr. A. Jones.) Figura 1.18 Búho real (Bubo bubo) en actitud amenazadora. El abordaje para manejar un ave varía según la especie y el temperamento del animal. (Por cortesía de Mr. A. Jones.) Figura 1.21 Sujeción de un loro recién nacido para alimentarlo a mano. (Por cortesía de Mr. A. Jones.) 8 ● CAPÍTULO 1: Captura y manejo Figura 1.22 Halcón sacre (Falco cherrug) con una capucha adaptada para evitar que se autolesione. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 1.23 Halcón sacre con una caperuza con bloqueo estilo Oriente Medio. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 1.24 En situaciones de urgencia puede ser necesario improvisar una capucha. (Por cortesía del Dr. J. Samour). Figura 1.25 Forma correcta de «escayolar» a un halcón. El ave tiene puesta la caperuza y el operador la coge por los lados sujetando firmemente las alas y colocando los pulgares en la espalda del halcón. El halcón se ha escayolado sobre una toalla suave. Obsérvese el «paño de cocina» con que se ha envuelto el cuerpo. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 1.26 Forma correcta de envolver a un halcón utilizando un «paño de cocina» y cinta adhesiva. Siempre hay que tener cuidado con las garras. (Por cortesía de Dr. J. Samour). Inmovilización ● 9 (a) (a) (b) (b) Figura 1.28 (a) Dispositivo de sujeción adaptado para cirugía de las patas de las aves. (b) El dispositivo utilizado para inmovilizar las patas de un halcón antes de la cirugía debido a la infección de las patas. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. (c) Figura 1.27 Sujeción de un halcón con una capucha utilizando una toalla. (a) El ayudante sujeta el halcón con la capucha con las manos enguantadas. El operador sostiene una toalla suave preparada para colocarla alrededor del cuerpo del ave. (b) El operador coloca la toalla alrededor del cuerpo del ave y sujeta al halcón firmemente. (c) El ayudante se ha quitado los guantes y ahora puede administrar fármacos orales al halcón. Figura 1.29 Mesa de operaciones (20 15 10 cm) usada para realizar intervenciones quirúrgicas en aves pequeñas (50 g). Obsérvese que los lados son de aluminio y la parte superior es de Perspex adaptable para acomodarse a la forma del cuerpo. La mesa puede colocarse sobre una almohadilla caliente para mantener una temperatura adecuada durante la cirugía (Por cortesía del Dr. J. Samour.) 10 ● CAPÍTULO 1: Captura y manejo Figura 1.30 Puede ser necesario sujetar a las aves que viven en libertad, como esta avutarda hubara, para que los biólogos de campo puedan colocarles transmisores satélite. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 1.33 Los avestruces (Struthio camelus) son aves muy peligrosas y siempre debe manejarlas un personal experto y bien entrenado. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 1.31 Sujeción de un pingüino de penacho amarillo (Eudyptes chrysocome). (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 1.34 Método correcto para sujetar una paloma doméstica (Columba livia). Figura 1.32 Sujeción de un cálao. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) estresar tanto al ave como al que la maneja. En la tabla 1.2 se enumeran los elementos del equipo que se utilizan para ayudar a sujetar a las aves para realizar la exploración f ísica. Las estrategias para defenderse del manejo humano var ían entre las distintas especies de aves. Los gavilanes generalmente tienden a utilizar las patas para resistirse al manejo, mientras que los halcones, las aves de presa, los buitres, algunas águilas y algunos búhos pueden picar y «dar patadas» a la persona que los maneja. Los pájaros más grandes, como los cisnes, pueden causar lesiones con las alas, y las ratites dan patadas peligrosas. Conociendo las estrategias que pueden utilizar las aves, la persona que las maneja puede tomar decisiones necesarias para sujetarlas con seguridad en medio segundo. En la tabla 1.3 se ofrecen las técnicas recomendadas para manejar y sujetar los diferentes grupos de aves. Puede obtenerse información más especializada sobre las técnicas de manejo para diferentes especies de aves en los textos enumerados en la bibliograf ía. Inmovilización ● 11 TABLA 1.2 Equipo que puede facilitar el manejo y la inmovilización de las aves Equipo Finalidad Comentarios Tubo de cartón En el que se coloca al ave para minimizar el forcejeo y facilitar pesarla y otras intervenciones Los biólogos de campo suelen utilizarlo. El ave parece más tranquila y es más difícil que se estrese Una bolsa de tela, un saco, una media o una funda de almohada Como se ha indicado arriba Hay que tener cuidado para no asfixiar o lesionar al ave. Si se utiliza material de tela, debe lavarse y esterilizarse en un autoclave después de utilizarlo para evitar que se transmitan infecciones de un ave a otra Un tubo de corcho o de caucho Puede colocarse en el pico si tiene la punta cortante para evitar que lesione la cara de la persona que maneja al animal Protectores para los oídos Para prevenir la pérdida de audición que puede producirse por el contacto repetido con pacientes que chillan Bandas elásticas y cinta adhesiva Para cerrarles el pico y proteger al operador Hay que recordar que el ave todavía puede clavar el pico, y que hay que quitarle la cinta o la banda antes de liberarla Cubregarras Para inmovilizar las garras de las aves de presa Colocar una bola de algodón o una gasa en las almohadillas y envolver las patas con una envoltura no adhesiva para inmovilizar las garras Horquilla o manillar Para separar con cercas a los avestruces grandes y otras ratites Guantes Para reducir las lesiones del operador Evitarlo a no ser que sea imprescindible. No deben utilizarse para sujetar a las psitácidas o a las paseriformes. Usar guantes finos siempre que sea posible. Los guantes que llegan hasta el codo pueden ser útiles para las aves grandes, agresivas Arneses y otros dispositivos Para sujetar a las aves con el fin de minimizar el forcejeo y facilitar las intervenciones El «Guba» es un diseño que se utiliza para sujetar a las aves de cetrería, mientras que las «fundas de cisne» se han diseñado para sujetar a las aves acuáticas grandes Caperuzas Para cubrir la cabeza de las aves diurnas con el fin de minimizar el forcejeo y facilitar las intervenciones Es un método estándar para tranquilizar y sujetar a las aves de cetrería y pueden ser útiles en muchas otras especies. Si no se dispone de una capucha adaptada, puede utilizarse una bolsa de tela suelta o un calcetín. Las caperuzas de cetrería deben adaptarse bien al ave Mesa de exploración almohadillada Las aves deben explorarse en una superficie blanda con el fin de prevenir los traumatismos cuando el ave forcejea Pueden usarse sábanas, toallas, cobertores o espuma Hojas almohadilladas de contrachapado o de plexiglás Se utilizan para que los operadores puedan protegerse mientras mueven a las ratites grandes díscolas El operador debe estar preparado para los impactos fuertes sobre la tabla Toallas de papel o de tela Para envolver al ave y facilitar el manejo y la inmovilización Las toallas de papel son mejores, porque pueden desecharse tras el uso. El material debe lavarse y esterilizarse en autoclave después de utilizarlo en un ave y antes de utilizarlo en otra, como se ha indicado arriba Gafas de seguridad Para proteger la cara y los ojos del operador Puede considerarse su uso cuando hay que tratar con aves agresivas como cigüeñas o garzas Soportes o «cajas de desplumar» Se utilizan para sujetar a los avestruces mientras se les quitan las plumas © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Fuente: modificado de: Cooper JE (1991) Caged and wild birds. In: Anderson RS, Edney AT (eds). Practical Animal Handling, pp. 147–155. Pergamon Press, Oxford. Se han diseñado dispositivos de inmovilización fabricados con lonas de peso medio y tiras de Velcro® y se han utilizado con éxito en las avutardas (v. fig. 1.6) y otras especies, como los cisnes y las aves grandes de presa (Harris y Brown, 2003). Estos dispositivos protegen a las aves de los traumatismos dentro de las cajas de transporte o jaulas y protegen la integridad de las plumas. Las aves son muy sensibles al estrés, y el manejo incorrecto puede causar: ● ● ● Paresia o parálisis de las extremidades, temporal o permanente. Hipertermia. Fracturas de las patas o las alas. ● ● ● ● ● Laceraciones de la piel, contusiones y pérdida de las plumas. Luxación de los huesos tibiotarsianos. Dislocación de las vértebras cervicales. Compresión de la tráquea flexible y de los órganos internos. Evolución de un proceso patológico e incluso la muerte. Antes de intentar capturar y tocar a los pájaros pequeños y evidentemente enfermos, se recomienda advertir al dueño de que existe un riesgo de que el pájaro muera súbitamente por un fallo cardíaco. Las aves que se han capturado y que eran libres no están acostumbradas a los seres humanos y por lo tanto la persona que las maneja debe considerar los efectos del estrés y reducir al mínimo el tiempo de inmovilización. 12 ● CAPÍTULO 1: Captura y manejo TABLA 1.3 Métodos de manejo e inmovilización de varios grupos de aves Grupo de aves Técnica de manejo Otros comentarios Paseriformes pequeñas Se coloca la cabeza entre dos dedos para que el cuerpo se quede en la palma de la mano, o puede restringírselas sujetándoles la cabeza suavemente entre el pulgar y el dedo índice Pueden picar o morder con el pico; los guantes finos ayudan a minimizar el efecto. Puede utilizarse una banda elástica o una cinta adhesiva para cerrar el pico Paseriformes grandes Se sujetan con dos manos, alrededor de las alas Psitácidas pequeñas Como para las paseriformes pequeñas Psitácidas grandes Como para las paseriformes grandes Aves de presa de pequeño y mediano tamaño Como para las paseriformes grandes. Las caperuzas de cetrería son muy útiles para bloquear los estímulos visuales y tienen un efecto calmante Las rapaces suelen dar patadas al aire cuando se las sujeta y es importante no dejar que se hagan daño a sí mismas con las garras (para ello se utilizan paños para patas) Aves de presa grandes Como para las aves de presa pequeñas y medianas. Puede colocarse una toalla de tela alrededor de las alas para sujetarlas. Otra alternativa es inmovilizarlas mientras están posadas sujetándoles las patas y girando rápidamente al ave para ponerla boca abajo: generalmente extenderá las alas, pero pueden plegarse fácilmente sobre el cuerpo Utilizar guantes gruesos y un equipo adecuado de cetrería. Los buitres pueden regurgitar alimentos del buche cuando se les toca Palomas y tórtolas Como para las paseriformes pequeñas y grandes. Los criadores de palomas prefieren sujetar a las aves con una mano alrededor de la base de la cola No suelen picar ni arañar. Se inclinan para defecar cuando se les maneja. Pierden plumas fácilmente Aves acuáticas pequeñas Pueden sujetárseles por las alas o por la espalda y las alas, utilizando los dedos para sujetarles las patas Las especies que pesan mucho no deben transportarse sujetándoles sólo las alas o las patas Aves acuáticas grandes Debe sujetarse la base de ambas alas con una mano mientras que con la otra mano y el brazo se sujeta el cuerpo. Estas aves pueden transportarse debajo del brazo, con la cabeza hacia la espalda. El brazo se enrolla alrededor de las alas y se utiliza una mano para sujetar el cuerpo y controlar las patas Algunos gansos tienen uñas afiladas y patas potentes y causan arañazos. Los cisnes y los gansos pueden mover las alas y dar aleteos dolorosos, y es difícil sujetarlos. Estas especies no deben transportarse sólo por las alas, puesto que puede producirse parálisis braquial temporal o permanente Aves de caza En las especies más grandes, la base de las alas se fija con una mano y las patas se controlan con la otra. El abdomen debe sujetarse desde abajo Nunca debe sujetarse a las aves de caza sólo por las plumas: todo el cuerpo debe fijarse para evitar que pierdan las plumas de forma traumática. Los gallos con espolones pueden lesionar a los operadores, y el pico también puede servirles como arma Aves zancudas, garzas, cigüeñas, flamencos, grullas Como se ha indicado antes, dependiendo del tamaño. Sujetar primero el cuello de las garzas, cigüeñas y grullas con el fin de sujetar la cabeza. Cuando el ave levanta las patas debe extenderse paralela al suelo. Es importante colocar uno o dos dedos o enrollar una toalla entre los tarsos para prevenir las lesiones Pueden picar: hay que protegerse los ojos y la piel expuesta. Manejar con cuidado, porque las patas largas y las alas son propensas a lesionarse. Las cigüeñas y las grullas tienen las patas fuertes y dan coces. Los bordes del pico de los flamencos son serrados y pueden lacerar los dedos o los brazos. Las cigüeñas pueden regurgitar alimentos cuando se las maneja Avutardas Como arriba, dependiendo del tamaño No suelen picar ni arañar. Se inclinan para defecar durante el manejo. Pierden plumas con facilidad. Hay que manejarlas con cuidado porque sus patas largas son propensas a lesionarse, incluyendo fracturas. Algunas especies tienen patas fuertes y pueden dar coces Gaviotas, golondrinas de mar, petreles, pardelas Como arriba, dependiendo del tamaño Es muy probable que las gaviotas piquen: siempre ha de usarse una banda elástica. Todo este grupo se inclina para vomitar durante el manejo y los fulmares pueden regurgitar aceite Ratites Las ratites pequeñas o inmaduras pueden inmovilizarse sujetando las patas firmemente y alejando al ave del suelo. Las ratites grandes se manejan sujetándoles la cabeza y llevándola hacia afuera y hacia abajo hasta que se bloquea la visión del animal. Otros operadores sujetan las alas desde los lados y hacen presión hacia abajo para impedir que el ave pueda saltar. Si se hace más presión, el ave se sentará La oscuridad (poniéndoles una capucha o con luz suave) es una de las mejores técnicas de sujeción que pueden utilizarse en las ratites de todos los tamaños. La inmovilización manual de las ratites es potencialmente peligrosa tanto para el operador como para el animal. Las ratites pueden reaccionar rápidamente cuando se sienten amenazadas y pueden saltar y agitar violentamente las patas. Los avestruces macho pueden ser más peligrosos durante la estación de apareamiento Colibríes Se sujetan y se transportan con más facilidad envueltos en chaquetas de tela de las que puedan sacar la cabeza para alimentarse Pingüinos Los pingüinos Spheniscus y la mayoría de los pingüinos crestados deben sujetarse cogiéndolos bruscamente por el cuello y levantándolos en el aire la longitud del brazo. Las patas pueden controlarse con la otra mano. Desde esta posición, el ave puede sujetarse sobre el regazo del operador y examinarse por completo Estas aves pueden golpear a un agresor con sus potentes aletas, lo que puede resultar doloroso Fuente: modificado de Cooper JE (1991) Caged and wild birds. En: Anderson RS, Edney AT (eds) Practical Animal Handling, pp. 147–155. Pergamon Press, Oxford. Transporte ● 13 Transporte Las aves deben transportarse en un contenedor seguro, oscuro y bien ventilado (figs. 1.35-1.38). Los contenedores deben tener orificios de ventilación en la parte inferior de las paredes (para reducir al mínimo la luz a nivel de los ojos) y hay que colocar un trozo nuevo de moqueta, una esterilla de caucho (que tiene la ventaja de que puede desinfectarse y volver a utilizarse) o un material parecido en el suelo para que el ave pueda sujetarse adecuadamente. Debe evitarse la paja, la turba o el heno como lecho debido al riesgo de contaminación con Figura 1.36 En los viajes cortos, las aves grandes pueden sujetarse manualmente y transportarse en coche. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 1.35 Caja de cartón para transportar aves de tamaño mediano. Una de las principales ventajas de las cajas de cartón (o de materiales parecidos) es que son relativamente baratas y pueden incinerarse después de su uso. Figura 1.37 Trasportín comercial que puede utilizarse para transportar aves de tamaño mediano, como las avutardas hubaras (Chlamydotis undulata). Para reducir el riesgo de que las aves se resbalen mientras están en el trasportín, se coloca una esterilla de caucho en la base. Puede utilizarse un trozo de arpillera para cubrir la reja frontal y disminuir las molestias para el ave y oscurecer el trasportín de forma eficaz. Figura 1.38 En Oriente Medio suelen utilizarse cajas con tres niveles para transportar aves de corral, avutardas hubaras, patos, perdices y muchas otras especies de aves. Las aves se transportan largas distancias en estos cajones en condiciones de hacinamiento y pueden llegar en un estado muy debilitado. 14 ● CAPÍTULO 1: Captura y manejo esporas de Aspergillus sp. El contenedor no debe tener bordes cortantes ni salientes que podr ían causar lesiones. Poner almohadillas en el techo y los lados del contenedor puede disminuir las lesiones. Las aves deben mantenerse a una temperatura ambiente de 21,1-26,6 °C y nunca debe dejárseles sin atención. El tamaño del contenedor no debe permitir que el ave agite las alas, pero debe poder estar de pie en una posición natural y darse la vuelta. Las necesidades de transporte de las aves var ían mucho entre los diferentes grupos. Las palomas y las aves acuáticas más pequeñas pueden transportarse en cajas de cartón desechables pequeñas. Las aves de patas largas, como los flamencos, no solamente necesitan poder ponerse de pie mientras viajan sino también poder apoyar el cuerpo ventralmente, por ejemplo utilizando un cabestrillo, para prevenir el colapso. Los cisnes y los gansos grandes pueden mantenerse en un contenedor fabricado especialmente. Las aves rapaces que viven en libertad pueden transportarse en cajas de cartón duras, pequeñas. Las aves de cetrer ía pueden transportarse con la caperuza puesta en una caja o en el puño del cetrero. Las aves paseriformes y psitácidas pueden transportarse en sus jaulas, pero con el bebedero vacío. Deben retirarse todos los juguetes, las perchas y todos los elementos, y puede colocarse una manta sobre la jaula para que quede a oscuras. Las cajas para transportar aves salvajes tienen que tener buena ventilación y un receptáculo para el agua (si van a viajar más de unas pocas horas). Las ratites adultas pueden transportarse en un cajón de transporte o en un camión para caballos cerrado, mientras que las ratites jóvenes pueden transportarse en trasportines para mascotas. Se recomienda trasportar por la noche a las aves como las ratites, ya que están más calmadas y tienen menos estrés térmico. Puede obtenerse información más especializada sobre el manejo de las diferentes especies de aves en los libros de texto que se enumeran en la bibliograf ía. Los contenedores que se han utilizado para transportar aves deben limpiarse y desinfectarse antes de volver a utilizarse. Los trasportines de madera no son adecuados para transportar aves porque es dif ícil desinfectarlos. La International Air Transport Association (IATA 1998) ha establecido las especificaciones del transporte aéreo internacional de aves. BIBLIOGRAFÍA Cooper JE (1991) Caged and wild birds. In: Anderson RS, Edney AT (eds). Practical Animal Handling, pp. 147–155. Pergamon Press, Oxford. Harris JM, Brown B (2003) A restraint and transportation device for raptors. Proceedings of the Association of Avian Veterinarians, Pittsburgh, pp. 91–93. IATA (1998) Live Animal Regulations, 25th edn. International Air Transport Association, Geneva. Webpage: http://www.iata.org/index.asp. LECTURAS COMPLEMENTARIAS Cooper JE, Hutchinson MF (1985) Manual of Exotic Pets. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. Forbes NA (1996) Examination, basic investigations and handling. In: Beynon PH, Forbes NA, Harcourt-Brown NH (eds) Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl, pp. 17–29. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. Fowler ME (1986) Zoo and Wild Animal Medicine, 2nd edn. WB Saunders, Philadelphia. Jensen JM (1993) Ratite handling and restraint. In: Fowler ME (ed.) Zoo and Wild Animal Medicine, Current Therapy 3, pp. 198–200. WB Saunders, Philadelphia. Mouser M (1996) Restraint and handling of the emu. In: Tully TN, Shane SM (eds) Ratite Management, Medicine and Surgery, pp. 41–45. Krieger Publishing, Malabar, FL. Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR (1994) Avian Medicine: Principles and Application. Wingers Publishing, Lake Worth, FL. Sleigh I, Samour JH (1996) The National Avian Research Centre Birdcare Manual – management techniques for a collection of bustards (Otididae). National Avian Research Centre Internal Report, Abu Dhabi. Sonsthagen TF (1991) Restraint of Domestic Animals, pp. 131–137. American Veterinary Publications, Goleta, CA. Wade JR (1996) Restraint and handling of the ostrich. In: Tully TN, Shane SM (eds) Ratite Management, Medicine and Surgery, pp. 37–40. Krieger Publishing, Malabar, FL. White J (1990) Raptor restraint. Journal of the Association of Avian Veterinarians 4: 91–92. Exploración clínica Consideraciones generales Jaime Samour La exploración clínica es una parte fundamental del diagnóstico de los trastornos de las aves. Implica manejar y sujetar al ave con el fin de poder realizar las investigaciones necesarias. Antes de coger a un ave para manejarla hay que tener en cuenta unos requisitos previos importantes. El primero de ellos es asegurarse de tener una anamnesis del caso tan completa como sea posible. Esto debe incluir información no sólo sobre las propias aves, sino también sobre el entorno en el que viven y su manejo. Puede ser recomendable que el clínico visite las instalaciones o, como mínimo, vea la jaula y los accesorios antes de intentar hacer una exploración clínica. Antes de la exploración clínica puede ser útil realizar pruebas complementarias, como examinar las heces o los alimentos que quedan en la caja o analizar el posible material tóxico, que pueden indicar qué investigaciones posteriores pueden ser necesarias. Después de cotejar y analizar la anamnesis y los registros, debe observarse a las aves. La observación implica mirar al ave cuidadosamente sin tocarla ni sujetarla (figs. 2.1-2.7). Existen muchas formas de observar a las aves, y el método elegido depende de las circunstancias, Figura 2.1 El clínico especializado en aves tiene que estar familiarizado con la biología básica de las distintas especies. A los observadores no entrenados les puede parecer que el halcón gerifalte (Falco rusticolus) de la fotografía está agonizando y a punto de morir. La cuestión es muy simple: ¡el ave está durmiendo! Los halcones gerifaltes, a diferencia de otros halcones, tienden a doblar el cuerpo y a mantener la cabeza muy baja en las primeras horas del día si todavía están dormidos. © 2010. Elsevier España, S.L. Reservados todos los derechos 2 las instalaciones, la finalidad de la intervención, etc. En términos generales, la observación puede dividirse en dos tipos: 1) cuando el ave es consciente de la presencia del observador, y 2) cuando el ave no es consciente de la presencia del observador. Idealmente, deben realizarse los dos tipos de observación, puesto que ninguno de los dos proporciona necesariamente toda la información importante. Así, un ave puede mostrar determinados rasgos de conducta cuando está sola y el observador no está aparentemente cerca, pero puede que no los muestre cuando ve al observador, en cuyo caso puede suprimir los rasgos conductuales. A la inversa, algunos rasgos se muestran cuando hay una persona presente, especialmente los que son psicológicos y pueden desencadenarse por la presencia de seres humanos u otros estímulos. Por lo tanto, siempre que sea posible, el paciente debe observarse primero sin que sea consciente de la presencia del observador, y luego siendo consciente de ella. La primera de estas observaciones se realiza mejor utilizando un panel de observación con mirillas a través de las cuales que puede verse al ave, preferiblemente en su propio entorno. Un método alternativo es filmar la conducta del ave utilizando una cámara de vídeo o un circuito cerrado de televisión. Pero hay que tener cuidado, porque las aves que no están acostumbradas a las cámaras de vídeo o equipos parecidos pueden mostrar conductas atípicas delante de ellos. Figura 2.2 Excrementos normales de un halcón. Obsérvese la parte abundante normal de agua/urato y la parte sólida de color castaño/ negro. Las diferencias de la consistencia y el aspecto pueden reflejar una enfermedad general. 16 ● CAPÍTULO 2: Exploración clínica Figura 2.4 La expulsión de bolas de granza es un aspecto fisiológico normal del sistema digestivo de las aves de presa. Las bolas regurgitadas de las aves de presa se forman en la molleja y contienen elementos no digeribles de la dieta, como fragmentos de huesos, plumas y piel. (a) Figura 2.5 Un halcón clínicamente normal muestra un interés inmediato por el alimento y normalmente come de forma rápida y activa. (b) Figura 2.3 El halcón que se muestra en (a) ingresó porque expulsaba uratos de color verde metálico. En la exploración radiológica se observó que el hígado estaba muy dilatado. La biopsia hepática y el análisis histopatológico posteriores confirmaron un diagnóstico de amiloidosis hepática grave. Este trastorno médico se caracteriza por pérdida de peso gradual y biliverdinuria. Las fotografías muestran los excrementos que expulsó durante la noche. (b) Primer plano de los excrementos del halcón de (a). Obsérvese el color verde metálico de los uratos. Figura 2.6 Mientras come, un halcón con tricomoniasis clínica desmenuza mucho los trozos de carne y los tira lejos. Obsérvese el gran crecimiento tricomoniásico caseoso que se localiza en la cavidad nasal y que protruye hacia el paladar duro. Anamnesis ● 17 La ventaja de grabar en vídeo las conductas de las aves, tanto antes como después de que sea consciente de la presencia del observador, es que la grabación puede visualizarse todas las veces necesarias. También puede utilizarse posteriormente para valorar el progreso del ave o con fines educativos para los clientes o los estudiantes. Anamnesis Jaime Samour © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 2.7 Un caso clínico poco habitual en un halcón sacre (Falco cherrug) en el que se observa una hernia abdominal. El único signo que mostraba el ave era la incapacidad para expulsar los excrementos y limpiarse las plumas. La observación siendo el paciente consciente es mucho más fácil de realizar, pero aun así debe realizarse de forma sistemática y lógica. Al principio, el ave debe observarse a distancia y sólo hay que aproximarse a ella posteriormente. Debe observarse la respuesta del ave frente a la presencia de una persona o a estímulos como los sonidos, pero la actitud general o la tranquilidad del ave también deben registrarse. Lo más importante es observar al ave como un conjunto, lo que significa, por ejemplo, que deben observarse ambos ojos, ambas narinas, el lado derecho del ave, el lado izquierdo, mirarle la espalda, mirarle la parte frontal, etc. (v. fig. 2.5). Si no se sigue este método pueden cometerse errores. Un ave puede incluso intentar disimular los signos clínicos, por ejemplo girando la cabeza sólo hacia un lado (un ojo) hacia el observador, protegiendo así y ocultando el otro ojo, que puede estar parcialmente cerrado, tener exudados o tener una úlcera corneal. Durante la observación también pueden medirse otros parámetros, como la frecuencia respiratoria, por ejemplo. Los movimientos respiratorios, que suelen apreciarse por un balanceo de la cola, pueden registrarse con más facilidad y precisión en esta fase antes de coger al ave. De hecho, merece la pena registrar la frecuencia respiratoria durante la observación inicial (paciente desprevenido), durante la observación posterior (paciente consciente) y finalmente cuando el paciente se maneja para la exploración clínica. Puede obtenerse información importante de esta comparación. En general, la observación debe realizarla un veterinario solo, sin que haya otras personas presentes. Así disminuye la influencia de la proximidad de otros seres humanos y el clínico puede concentrarse en la tarea que está realizando. Sin embargo, en ocasiones la observación en presencia del dueño puede ser útil. Un ejemplo de ello es cuando existen trastornos psicológicos y el veterinario cree que pueden estar desencadenados por la presencia o las acciones del dueño o cuando un rasgo conductual en especial sólo se manifiesta con ayuda del dueño. Por ejemplo, un loro puede salir de su jaula y mostrar un comportamiento determinado sólo cuando su dueño se lo pide. Generalmente, en la clínica aviaria los cirujanos veterinarios se enfrentan a una sola ave doméstica en su clínica, pero suele ser necesario hacer visitas para observar a un ave o una bandada en el lugar donde se alojan. En ambos casos es esencial obtener una anamnesis exhaustiva y bien detallada, del dueño o del personal de mantenimiento, para realizar un diagnóstico preciso. Pero es muy importante realizar las preguntas de forma metódica y sistemática, puesto que la obtención de datos bien organizada crea una buena impresión y alcanza sus objetivos en un tiempo relativamente corto. Con mucha frecuencia se hacen diagnósticos erróneos por omitir una cuestión básica o por pasar por alto un aspecto del manejo del ave o de la bandada. La obtención de la anamnesis clínica en la práctica aviaria es muy parecida y tiene muchos aspectos en común con la obtención de información en la práctica veterinaria general (figs. 2.8-2.10). Sin embargo, los signos clínicos de los mamíferos son más evidentes para los dueños o los cuidadores que los de las aves. Por lo tanto, es esencial hacer preguntas cuidadosas, metódicas y lógicas cuando se trata de aves. Figura 2.8 Actualmente, las bases de datos médicas son muy populares para registrar la asistencia en las clínicas. Este programa, disponible comercialmente (Clientrax®a), es una base de datos muy completa que puede manejar los registros médicos y económicos de los pacientes y los dueños. A la inversa, las bases de datos a medida pueden cubrir las necesidades especiales del centro sanitario, de cría o de investigación. 18 ● CAPÍTULO 2: Exploración clínica Fahad bin Sultan Falcon Center Formulario de registro clínico ] Registro N.º [ Datos del paciente (por favor rellenar/marcar con ) ] Especie: [ Nombre: [ Edad: Joven ( ) Adulto ( ) Color: [ ] Sexo: M ( ] Origen: Capturado en libertad ( N.° de TIP [ ) ) Raza cautiva ( ) ] ] Anillo N.°: [ Datos del dueño (por favor rellenar/marcar con ) F( ) Dueño [ ] Cetrero [ ] ] Móvil [ Números de contacto: Trabajo/domicilio [ N.° de cuenta del cliente[ Anamnesis Fecha ] Ciudad [ Peso ] ] País [ ] Antecedentes médicos/tratamiento Figura 2.9 Formulario clínico simple y de pequeño tamaño que se utiliza en el Fahad bin Sultan Falcon Center. Este formulario puede adaptarse para el trabajo clínico habitual en otras especies de aves. Anamnesis ● 19 Fahad bin Sultan Falcon Center Formulario de patología clínica-hematología ] Registro N.° [ Información de registro (por favor rellenar/marcar con Fecha de obtención [ ) ] Momento de la obtención [ Muestra: Sangre-EDTA ( ) Sangre-heparina ( Tiempo de ayuno: <3 h ( ) 3-6 h ( Motivo del envío: Clínico ( ] Estado sanitario: Normal ( ) Sangre-frotis ( ) 6-12 h ( ) Cuarentena ( ) ) Inmovilización: Manual ( 12-24 h ( ) 24-48 h ( ) Detección sanitaria ( >48 h ( ) Otros [ ) PME ( ) ) ] ) Tipo [ ) Sedación ( ) ) Anormal ( Desconocido ( ) ] Resumen clínico [ ] Pruebas solicitadas: Perfil N.° 1( ), Perfil N.° 2 ( ), Perfil N.° 3 ( ), Perfil N.° 4 ( ). Por favor, especifique las pruebas individuales en la tabla Uso exclusivo del laboratorio Información del análisis (por favor, rellenar/marcar con / Fecha del examen [ / ] Condiciones de almacenamiento: Fresco 0-3 h ( Aspecto de la muestra: Normal ( ) ) Hora del examen [ ) ] Refrigerado <24 h ( Anormal: Hemolítica ( ) ) Refrigerado >24 h ( Ictérica ( ) Peregrino Gerifalte Borní Eritrocitos (×1012/l) 2,54-3,96 2,95-3,94 3,1-5,1 2,6-3,9 Hb (g/dl) 11,5-16,5 11,8-18,8 16-21,2 12,2-17,1 38-49 37-53 44-59 37-53 124-147 118-146 106,1-162,3 127-150 MCV (fl) MCH (pg) 41,4-45,4 40-48,4 39,2-59,6 42,3-48,8 MCHC (g/dl) 30,4-34,9 31,9-35,2 35,5-37,8 31,7-35,3 Leucocitos (×109/1) 3,8-11,5 3,3-11 4,2-10,8 3,5-11 (×109/1) 2,6-5,85 1,4-8,55 2,3-8,8 1,65-8,8 0,8-4,25 1,1-3,3 0,5-2,4 1,1-5,13 Heterófilos Linfocitos (×109/1) 9/1) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Resultados (%) ) ) Sacre Ht (%) Resultados (absoluto) Lipidémica ( ] Rango normal (valores absolutos) Resultados de los análisis (por favor seleccione las pruebas individuales necesarias) Análisis ID de la muestra del laboratorio [ Monocitos (×10 0-0,8 0,1-0,86 0,03-0,9 0-0,9 Eosinófilos (×109/1) 0-0,02 0-0,3 0-0,6 0-0,2 Basófilos (×109/1) 0-0,45 0-0,64 0-0,3 0-0,45 Trombocitos (×109/1) 12-25 6-46 12,7-29,9 5-40 1,78-4,7 <4,2 1,7-5,6 <4 Fibrinógeno (gl) Hallazgos del frotis Nota: Perfil N.º 1. – Recuento de eritrocitos, estimación de hemoglobina, examen de frotis para recuento diferencial y morfología de células sanguíneas. Perfil N.º 2. – Recuento de eritrocitos, recuento de leucocitos, Hto, estimación de hemoglobina, examen de frotis para recuento diferencial, morfología de células sanguíneas y hemoparásitos. Perfil N.º 3. – Recuento de eritrocitos, recuento de leucocitos, Hto, estimación de hemoglobina, MCV, MCH, MCHC, examen de frotis para recuento diferencial, morfología de células sanguíneas, hemoparásitos y fibrinógeno. Perfil N.º 4. – Pruebas hematológicas individuales. Figura 2.10 Formulario de diagnóstico de laboratorio clínico más completo que se utiliza en el laboratorio del Fahad bin Sultan Falcon Center. Es más fácil rellenar estos formularios complejos si se incluyen «espacios en blanco para rellenar» y «recuadros para marcar». También se incluyen los valores normales establecidos para ayudar a interpretar los resultados. 20 ● CAPÍTULO 2: Exploración clínica Al principio es importante obtener información básica del dueño y del paciente de la siguiente forma: ● ● ● Datos del dueño ● ● ● ● Nombre. Dirección. Números de contacto (domicilio/lugar de trabajo/ teléfono móvil/fax). Dirección de correo electrónico. ● ● ● Alojamiento ● ● Datos del paciente ● ● ● ● ● ● Especie. Sexo. Edad. Identificación (nombre, transmisor inducido pasivo [TIP], anillo, tatuaje). Origen/fuente. Desde cuándo pertenece al cliente. El primer paso para obtener la anamnesis clínica es preguntar sobre la finalidad de la visita. El paciente puede estar presente o puede solicitarse la inspección de la bandada para una evaluación sanitaria de rutina o debido a un trastorno médico. Las preguntas deben hacerse de forma cordial, puesto que es esencial crear una impresión correcta y dar confianza para realizar preguntas más adelante. El segundo paso es obtener información clínica importante sobre el trastorno médico. Siempre es recomendable comenzar con preguntas generales y luego realizar preguntas más particulares o específicas. También es muy recomendable que los veterinarios interesados en la práctica aviaria estén familiarizados con la biología de las especies de aves más comunes. Esto ayuda a dirigir todas las cuestiones correctamente y a no cometer errores importantes. Por ejemplo, el clínico debe saber si la especie tiene bimorfismo sexual, y debe conocer sus hábitos de alimentación normales y si está en la estación de cr ía antes de comenzar a hacer preguntas importantes. Una sonrisa tranquilizadora anima a los dueños o a los cuidadores a hablar. Hay que dejarles que hablen mientras se les escucha con atención, y no hay que interrumpirles bruscamente para hacer más preguntas. La paciencia y la amabilidad son factores psicológicos claves cuando se realiza la anamnesis clínica, y deben tenerse en cuenta aspectos importantes, como los detalles clínicos generales, el alojamiento y la alimentación. Vaciado (falconiformes). Consistencia y aspecto de las heces. Cambios del plumaje/muda. Peso corporal. Estado reproductor. Fármacos/tratamientos. ● ● ● ● ● ● ● ● Tipo de jaula/cercado/pajarera. Tamaño (altura, longitud y anchura). Materiales estructurales (postes, redes). Vegetación (árboles, arbustos, plantas que cubren el suelo, plantas comestibles). Localización de la jaula/pajarera en relación con otros edificios/perturbaciones. Mobiliario/elementos de la jaula (perchas/repisas/ nidos). Suelo de la pajarera (sustrato/cama). Utensilios para la alimentación (comederos/ bebederos). Compañeros (número/sexo). Contacto con aves salvajes o que viven en libertad. Alimentación ● ● ● ● ● Tipo de dieta. Cambios de la dieta. Fuente y almacenamiento de los alimentos. Apetito. Consumo de agua. Evidentemente, no todas estas preguntas son importantes en todas las situaciones. Por lo tanto, el veterinario debe conducir las preguntas dependiendo de la especie, el trastorno clínico y las circunstancias generales del caso. LECTURAS COMPLEMENTARIAS Brown SA (1996) Taking an accurate patient history. In: Rosskopf WJ Jr, Woerpel RW (eds) Diseases of Cage and Aviary Birds, 3rd edn, pp. 242–244. Williams & Wilkins, Baltimore. Forbes NA (1996) Examination, basic investigations and handling. In: Beynon PH, Forbes NA, Harcourt-Brown NH (eds) Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl, pp. 17–29. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. Harrison GJ, Ritchie BW (1994) Making distinctions in the physical examination. In: Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR (eds) Avian Medicine: Principles and Application, pp. 144–175. Wingers Publishing, Lake Worth, FL. Detalles clínicos generales ● ● ● ● ● ● Signos clínicos (síntomas). Duración de la enfermedad/trastorno. Actitud del ave. Comportamiento (vuelo). Paso de alimentos desde el buche al estómago (falconiformes). Regurgitación/vómitos. Exploración física Jaime Samour La exploración f ísica implica manejar o sujetar al ave. El manejo y la sujeción pueden, a su vez, ser diferentes. El manejo implica tocar al ave, pero no necesariamente Peso y medidas morfológicas limitarla f ísicamente, por lo que no se cohíben sus movimientos ni su actividad. Así, un periquito doméstico puede manejarse mientras sube por la mano o se queda quieto en ella, o un halcón entrenado puede manejarse cuando se sienta sobre el puño de su dueño. En ambos casos puede realizarse una parte de la exploración e incluso puede ser posible tomar muestras. Sin embargo, en muchos otros casos es necesaria la inmovilización f ísica, que var ía desde coger con la mano a un pájaro pequeño de jaula utilizando una red o guantes duros o recubrir al ave con una toalla o material similar. Por definición, cuanto más restringida esté el ave, menos «normal» estará, lo que puede complicar la exploración y la interpretación de los resultados. Sin embargo, cuando el ave está envuelta en una toalla para poder explorarla, puede intentar picar al explorador, pueden aumentar sus frecuencias respiratoria y cardíaca y es posible que no responda normalmente a los estímulos visuales u otros estímulos. Por lo tanto, la magnitud de la inmovilización debe limitarse, sobre todo al principio de la exploración, para poder obtener datos relativamente fiables. El impacto del manejo y de la inmovilización puede reducirse de muchas formas, por ejemplo utilizando una luz suave o poniéndole una caperuza o una bolsa de tela en la cabeza. En algunos casos puede ser necesario o deseable anestesiar (sedar) ligeramente a un ave para facilitar la exploración clínica. Esto es muy recomendable, especialmente si el ave está por lo demás sana y le afectan negativamente el manejo y la inmovilización, pero hay que tener en cuenta el efecto de la sedación, especialmente en lo que se refiere a los parámetros a los que puede afectar, como la frecuencia cardíaca, los valores hematológicos y la respuesta a los estímulos. ● Figura 2.11 La determinación del peso exacto es fundamental para administrar anestésicos o fármacos. Es fácil pesar a una avutarda hubara (Chlamydotis undulata) si se le pone una capucha. (Por cortesía del Dr. T. A. Bailey.) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Peso y medidas morfológicas Cuando se maneja o se sujeta a un ave siempre hay que pesarla (figs. 2.11-2.13). El peso proporciona datos importantes (especialmente cuando se combina con las medidas morfológicas, como las medidas de las alas o de las patas; fig. 2.14) que pueden utilizarse para evaluar la salud, seguir la respuesta al tratamiento y para otras finalidades, como determinar el sexo, la taxonomía o proporcionar información para posteriores casos judiciales. En ocasiones es posible pesar las aves fácilmente, por ejemplo se puede poner una caperuza a un halcón y colocarlo sobre la balanza o la báscula sin dificultad. Las psitácidas domesticadas generalmente permiten que el dueño las coloque en una báscula o se las puede sujetar suspendidas en una bolsa de tela en una balanza de resorte. Sin embargo, en muchos casos, el ave debe pesarse durante la inmovilización f ísica. En este caso, el pájaro se coloca en una bolsa de tela pequeña o se le envuelve en una toalla o se le coloca en un dispositivo de sujeción y después se le pesa en una báscula o en una balanza. Las balanzas electrónicas que pueden ponerse a cero para que no cuenten el peso de la bolsa o de la 21 Figura 2.12 Método correcto de pesar a un ave grande, como esta avutarda kori (Ardeotis kori). (Por cortesía del Dr. T. A. Bailey.) 22 ● CAPÍTULO 2: Exploración clínica Figura 2.13 Un cetrero pesa a su halcón durante la estación de entrenamiento. Una balanza electrónica de tipo plataforma equipada con una alfombrilla de plástico es ideal para pesar a los halcones. toalla suelen ser ideales para este fin. Sin embargo, se han recomendado mucho las balanzas de resorte especialmente diseñadas para las aves, y suelen ser muy precisas. Son especialmente adecuadas para las aves pequeñas y mientras se las pesa, pueden sujetarse para su exploración. Cuando se pesan aves de presa que se utilizan en cetrer ía, hay que tener en cuenta el equipo que lleva el ave, como caperuzas, chaquetas y campanillas, por ejemplo. Por otro lado, al valor total hay que restarle el peso de los transmisores. Cuando se registra el peso de un ave también hay que tener en cuenta si ha comido recientemente y, en especial, si el buche contiene alimentos. El peso de un ave con el buche lleno puede ser mucho mayor que unos minutos antes de haber comido. Exploración sistemática Supone seguir un método adecuado y reducir el riesgo de omitir una parte determinada de la exploración o una intervención en especial. Estas omisiones pueden producir complicaciones o diagnósticos erróneos en las aves cautivas, e incluso tienen repercusiones más negativas cuando se explora un ave que vive en libertad que posteriormente se va a liberar cuando no existe la posibilidad de volver a capturarla para rectificar las omisiones. Por lo tanto, es necesario que el clínico siga un método lógico sistemático, ya establecido, o debe seguir un protocolo escrito o un diagrama de flujo. Un ejemplo de una omisión que puede ser importante es no comprobar si el ave tiene glándulas uropigias ni si las glándulas funcionan normalmente. Esto puede ser un factor fundamental para evaluar la causa de la enfermedad y es un paso que puede omitirse con facilidad. El abordaje preferido por el autor para la exploración clínica sistemática es comenzar por la cabeza del ave y después ir bajando por el cuerpo, explorando las alas, el propio cuerpo, la cola, las patas y los pies. En todas estas fases, es importante comparar y contrastar la parte derecha con la izquierda. Así, lo que puede parecer una Figura 2.14 Forma correcta de medir la longitud del cráneo de una avutarda de cresta roja (Eupodotis ruficrista) utilizando un dispositivo para medir de Vernier. (Por cortesía del Dr. T. A. Bailey.) inflamación de la articulación del codo izquierdo puede ser una caracter ística anatómica normal si se observa la misma inflamación en la articulación del codo derecho. Sin embargo, siempre hay que tener cuidado, porque las anomalías esqueléticas bilaterales no son infrecuentes. En esta fase pueden realizarse pruebas estándar sobre la parte determinada del organismo que se está explorando. Así, por ejemplo, cuando se exploran los ojos debe tenerse la oportunidad de comprobar los reflejos pupilares y posiblemente también de explorar la cámara anterior, el cristalino, la cámara posterior y la retina con un oftalmoscopio. En el caso de las extremidades (alas y patas) deben flexionarse y extenderse todas las articulaciones, así como realizar movimientos de abducción y aducción. El aspecto de un órgano o de una estructura suele relacionarse con la función, lo que puede suponer una dificultad para la exploración clínica. Distintos autores tienen sus propios abordajes; por ejemplo, algunos veterinarios exploran la visión del ave, en especial comprobando que no hay deterioro visual evidente, durante la observación, y exploran el ojo cuando el ave está inmovilizada. Otros pueden retrasar la evaluación de la función visual hasta después de la exploración f ísica. Generalmente, el rendimiento locomotor se evalúa durante la exploración o al final de la exploración. Si, por ejemplo, se detecta una lesión en una pata o un ala, es mejor evaluar la capacidad del ave para mantenerse de pie, caminar, correr o volar cuando ya se han realizado las otras pruebas, puesto que la liberación durante la exploración puede complicar otras investigaciones. Los cisnes que son líderes pueden tener debilidad del cuello y les puede resultar dif ícil mantener la cabeza levantada, pero suelen enmascarar este signo cuando son conscientes de la proximidad de las personas. Las superficies plantares de las patas siempre deben observarse con cuidado, porque las lesiones pequeñas, como los cambios degenerativos tempranos, pueden ser un signo importante del estado de salud del ave o proporcionar información básica útil sobre su manejo y cuidados. Exploración sistemática ● 23 TABLA 2.1 Exploración sistemática de las aves Estructura Exploración Comentarios Pico La morfología normal varía mucho según la especie de ave y sus hábitos de alimentación Oídos Cuello/buche Aspecto normal, consistencia normal, simétrico bilateral. Sin pruebas de daños o lesiones El mismo tamaño y aspecto. Presencia o ausencia de exudados Color normal. Ausencia de lesiones. Aspecto normal de las estructuras asociadas, como la glotis, etc. Exudados, cuerpos extraños, miasis Inflamación, impactación del buche, etc. Cuerpo (anterior/craneal) Heridas, lesiones, inflamación, etc. Cuerpo (posterior/caudal) Como arriba Cloaca Inflamación de los labios cloacales. Infiltración de uratos/heces. Inflamación, cálculos, huevos Heridas, otras lesiones incluyendo fracturas, dislocaciones, plumas primarias, secundarias y coberteras normales Plumas intactas, lesiones, marcas de estrés u otras lesiones Presente (ausente en algunas aves). Inflamación, descarga normal/anormal, presencia de aceite Como en las alas Orificios nasales Mucosa bucal Alas Cola Glándula uropigia Patas © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Pies ● ● ● Se combina con pruebas de la funcionalidad (vuelo o similar) Se combina con la exploración de la glándula uropigia Si se comprime con suavidad pueden aparecer secreciones Como con las alas. Prueba de la función: capacidad del ave para quedarse de pie, caminar, correr, etc. Heridas, inflamaciones u otras lesiones, especialmente infección de las patas (varias fases) Es imposible describir todas las investigaciones que pueden realizarse durante el curso de la exploración clínica sistemática. Las aves var ían mucho en cuanto a su tamaño, forma y anatomía, y la medida en que se investigue un órgano o una estructura en especial puede relacionarse bien con los signos clínicos en el momento de la presentación o la anamnesis. En la tabla 2.1 se enumeran algunas de las caracter ísticas importantes de la exploración clínica. Una de las caracter ísticas más importante de la clase Aves es la presencia de plumas, y siempre debe examinarse el plumaje con cuidado. Existen plumas de diferentes tipos, pero la estructura básica es la misma. Las plumas están formadas por queratina, pero pueden sufrir muchas lesiones, y el aspecto de las plumas y el patrón de muda pueden ser indicadores importantes del estado de salud. Siempre hay que tener cuidado cuando se explora el plumaje de las aves de exhibición o las que se utilizan para competición o algunas otras finalidades. Las lesiones pueden tener un efecto negativo sobre el ave y afectar a las relaciones con sus dueños. En la tabla 2.1 se sugieren algunas ideas para la exploración clínica. Otras merecen ser mencionadas. La exploración clínica es principalmente visual y táctil, pero puede obtenerse mucha más información utilizando: ● Varía entre los diferentes tipos de aves. Pueden obtenerse muestras para pruebas diagnósticas cuando el ave abre el pico La humedad de las plumas puede indicar descarga El esófago y el buche pueden explorarse con un endoscopio y pueden obtenerse muestras Se combina con la auscultación, la palpación y la percusión Como arriba, combinado con la exploración de la cloaca Siempre se recomienda la exploración digital y endoscópica de la cloaca La auscultación con un fonendoscopio o un monitor cardíaco. Radiología. Ecograf ía. TC/RM si están disponibles. ● Endoscopia (r ígida o flexible) para explorar (y, si es necesario, obtener muestras) a través de orificios naturales o de orificios creados (p. ej., laparoscopia). La obtención de muestras para su examen en el laboratorio se analiza en otra parte (v. capítulo 3) pero debe mencionarse aquí brevemente porque la obtención de muestras es una parte integral de la exploración clínica. Las muestras que pueden obtenerse incluyen plumas, ectoparásitos, sangre, uratos/heces, exudados o material aspirado o recogido mediante biopsia. Cuando se planifica la exploración f ísica es importante tener a mano agujas, jeringas, tubos de obtención de muestras, etc. para poder recoger muestras de forma satisfactoria durante la exploración si surge la necesidad. Obtención de datos fisiológicos Jaime Samour La obtención de datos fisiológicos es un aspecto importante de la exploración f ísica de los individuos y, más específicamente, de la monitorización de los pacientes aviarios bajo anestesia general (fig. 2.15). Existen tres parámetros fisiológicos principales para evaluar el estado de salud de un individuo, la temperatura, la frecuencia respiratoria y la frecuencia cardíaca. 24 ● CAPÍTULO 2: Exploración clínica Figura 2.15 Un cirujano veterinario y su ayudante están explorando a un halcón sacre antes de la cirugía. La obtención de los datos fisiológicos es un aspecto importante de la exploración física y de la monitorización de los pacientes bajo anestesia general. Temperatura La temperatura cloacal en un ave clínicamente normal var ía entre 40 y 41°C pero, como la mayor ía de los clínicos puede comprobar, este parámetro tiene un valor diagnóstico muy limitado. Frecuencia respiratoria El mecanismo respiratorio en las aves es muy parecido al de los mamíferos. En ambos grupos, los movimientos de las costillas y el esternón aumentan el diámetro de las cavidades corporales, comenzando por la cavidad torácica y siguiendo por la pared abdominal. Por lo tanto, el tipo de respiración es torácica-abdominal. En la tabla 2.2 se muestran las frecuencias respiratoria y cardíaca normales de diferentes especies en reposo y durante la inmovilización. La frecuencia respiratoria y el tipo de respiración de un ave tiene que evaluarse en un corto per íodo de tiempo dentro de su jaula de transporte, caja o al principio cuando el ave está en reposo y, más importante, antes de tocarla. Puede existir obstrucción mecánica de las vías respiratorias superiores, como la que causan las lesiones por tricomoniasis o parásitos del género Syngamus, que produce jadeos, aumento de los ruidos respiratorios y, con mucha frecuencia, vibraciones de la piel justo inmediatamente por encima de los senos infraorbitales. En medicina aviaria, pero especialmente cuando se trata con halcones, las «pruebas de resistencia o estrés» se han hecho cada vez más populares para evaluar la saculitis aérea asociada a aspergilosis o infestación por filarias Serratospiculum. Estas pruebas implican evaluar la frecuencia respiratoria y el tipo de respiración antes y después de someter al ave a situaciones de estrés. Para realizar esta intervención en un halcón debe dejarse al ave (con la caperuza puesta) en reposo durante 5-10 min dentro del área de exploración a una temperatura ambiente normal y estimar la frecuencia respiratoria/min. La frecuencia respiratoria normal de un halcón de aproximadamente 900-1.100 g en reposo es de entre 15 y 20 por minuto. Después se deja al halcón volar sujeto con la correa durante una media de 30 s. Un halcón normal debe recuperar la frecuencia respiratoria original en un per íodo de 2 o 3 min. Si el ave necesita más tiempo para volver a la normalidad, está indicado realizar un estudio radiológico o una prueba de diagnóstico más invasiva, como una endoscopia. La endoscopia debe recomendarse si el halcón respira con el pico abierto y si la respiración es dificultosa, profunda y predominantemente abdominal. Durante la anestesia, la frecuencia respiratoria puede monitorizarse mediante observación directa del tórax o el abdomen del ave o utilizando un monitor respiratorio. Alguno de los monitores disponibles en el mercado no son lo suficientemente sensibles y sólo pueden utilizarse en las especies grandes, puesto que la mayor ía de ellos necesitan conectarse a sondas endotraqueales. Sin embargo, están apareciendo modelos más sofisticados que son lo bastante sensibles para utilizarlos con mascarillas faciales o sondas endotraqueales y están equipados TABLA 2.2 Frecuencias cardíaca y respiratoria en las aves clínicamente normales Peso corporal Frecuencia cardíaca/min (en reposo) Frecuencia cardíaca/min (inmovilización) Frecuencia respiratoria/min (en reposo) Frecuencia respiratoria/ min (inmovilización) 25 g 274 400-600 60-70 80-120 100 g 206 500-600 40-52 60-80 200 g 178 300-500 35-50 55-65 500 g 147 160-300 20-30 30-50 1.000 g 127 150-350 15-20 25-40 1.500 g 117 120-200 20-32 25-30 2.000 g 110 110-175 19-28 20-30 Tomado de: Harrison GJ, Ritchie BW (1994) Making distinctions in the physical examination. En: Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR (eds) Avian Medicine: Principles and Application, pp. 144–175. Wingers Publishing, Lake Worth, FL. Frecuencia cardíaca con una alarma de apnea. En este sentido yo utilizo un monitor respiratoriob equipado con un sensor fabricado específicamente para las aves pequeñas y animales de laboratorio pequeños y con una alarma de apnea (fig. 2.16). En la tabla 2.3 se ofrecen las frecuencias respiratoria y cardíaca de aves bajo anestesia general con isoflurano. ● 25 electrocardiográfico portátilc sin electrodos en psitácidas conscientes. Este dispositivo innovador registró los trazos electrocardiográficos con precisión en aves conscientes y en aves anestesiadas con isoflurano (Lichtenberger et al., 2003). Los electrocardiógrafos portátiles pueden ser útiles para monitorizar la función cardíaca en individuos con riesgos anestésicos. Frecuencia cardíaca La frecuencia cardíaca en la mayor ía de las especies aviarias es demasiado rápida para poder contarla utilizando un fonendoscopio estándar. Por lo tanto, durante la anestesia normalmente este parámetro fisiológico se obtiene utilizando un electrocardiógrafo (ECG) (fig. 2.17) con una velocidad del papel de 100 cm/min. El dolor afecta mucho a la frecuencia cardíaca en las aves (Lawton, 1996), por lo que es esencial utilizar un electrocardiógrafo para monitorizar a los pacientes en los que se está realizando una intervención quirúrgica con anestesia general. Hace poco se ha descrito el uso de un registro Figura 2.16 Un halcón peregrino (Falco peregrinus) anestesiado, con un monitor respiratorio. El sensor del monitor está conectado entre la mascarilla facial y el circuito de anestesia (pieza en T de Eyres). La unidad principal del monitor respiratorio puede verse en la parte superior de la mesa. Figura 2.17 Un electrocardiógrafo usado en una avutarda hubara (Chlamydotis undulata) para monitorizar la profundidad de la anestesia con isoflurano antes de la cirugía. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. TABLA 2.3 Frecuencias cardíaca y respiratoria en las aves anestesiadas con isoflurano Especie Frecuencia cardíaca/min Frecuencia respiratoria/min Periquitos 600-700 55-75 Cacatúas 450-604 30-40 Palomas 93,1 5,4* 15-25 Loros 120-780 10-20 Avestruces† 60-72 2-20 Fuente: *tomado de Korbel TJ, Milovanic A, Erhardt W et al. (1993) Aerosaccular perfusion with isoflurane – an anaesthetic procedure for head surgery in birds. Proceedings of the European Association of Avian Veterinarians, Utrecht, pp. 9–42; † tomado de Bruning DF, Dolensek EP (1986) Ratite (Struthioniformes, Casuariiformes, Rheiformes, Tinamiformes and Apterygiformes). En: Fowler ME (ed.) Zoo and Wild Animal Medicine, 2nd edn, pp. 277–291. WB Saunders, Philadelphia. 26 ● CAPÍTULO 2: Exploración clínica LISTA DE PRODUCTOS MENCIONADOS a Clientrax, Clientrax Software, 4716 Harrisburg Pike, Grove City, OH 43123, USA. b Respiration Monitor, Apnea Alarm, Bird/laboratory Animal Sensor, Medical Engineering and Development, 3334 Vrooman Road, Jackson, MI 49201, USA. c Biolog ECG Recorder, DVM Resources, Dallas, TX, USA. BIBLIOGRAFÍA Lawton MPC (1996) Anesthesia. In: Beynon PH, Forbes NA, Harcourt-Brown NH (eds) Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl, pp. 79–88. British Small Animal Veterinary Association Ltd., Cheltenham. Lichtenberger M, Swan T, Tilley L (2003) Recording an electrocardiogram in the conscious psittacine bird. Proceedings of the European Association of Avian Veterinarians, pp. 150–153, Tenerife. Jaula y entorno Peter McKinney La salud, el bienestar y el éxito de la cr ía de las aves en cautividad se relacionan directamente con el entorno en el que se mantienen. Cuando las pajareras se manejan con cuidado, tienden a producirse menos problemas patológicos, fugas y lesiones. Los loros domésticos representan el mayor desaf ío porque el diseño básico de las jaulas no ha cambiado mucho desde hace cientos de años, lo que expone a muchos loros, con frecuencia en peligro de extinción, a años de negligencias. Las aves suelen desarrollar problemas de conducta y se vuelven obesas debido a la vida sedentaria. Cuando se intenta proporcionar un hogar a las aves cautivas, deben seguirse unos principios básicos, pero lo primero que debemos tener en cuenta es su bienestar (es decir, la salud mental y f ísica del ave). Seguridad Las aves cautivas dependen de los cuidadores para obtener comida, refugio y seguridad. Las aves que se escapan no siempre sobreviven a la dureza de la vida en libertad y también es un deber moral de los cuidadores no liberar a las especies que no son autóctonas. En la mayor ía de las pajareras suele ser imprescindible un sistema de doble puerta, pero es necesario colgar tiras de tela o de plástico a la entrada. Antes de entrar en una pajarera es mejor avisar a las aves de nuestra presencia para evitar el pánico, que podr ía causar lesiones. Las rapaces que se mantienen en cautividad tienden a ser especialmente nerviosas, y requieren un abordaje especialmente cuidadoso. Algunas especies (p. ej., azores, cacatúas) muestran una agresividad intersexual importante y requieren un área para esconderse en las pajareras de cr ía. Otras especies son gregarias y pueden mantenerse con una agresividad mínima siempre que se les proporcione un número adecuado de sitios para anidar (fig. 2.18). En las pajareras no debe existir del riesgo de que seres humanos o animales perturben a las aves y deben estar libres de plagas. Las ratas, los ratones y las serpientes no sólo pueden matar a las aves jóvenes, sino que también alteran a los adultos, produciendo unos malos resultados de la cr ía. El área de anidamiento es especialmente vulnerable. Colocar una hoja de Perspex detrás de una caja para anidar bien montada es una forma excelente de impedir que los predadores puedan subir y alcanzar el nido. ¡En este caso la única forma es volando! Especialmente en las zonas tropicales, pero también en otras áreas, las pajareras deben ser a prueba de mosquitos, ya que muchas especies desarrollan viruela transmitida por mosquitos. Los perros y los zorros pueden ser un problema, por lo que es necesario poner un muro sólido alrededor del per ímetro de la pajarera. Los gatos también pueden causar problemas, pero la mayor ía de las aves se acostumbran a ellos siempre que no les molesten en las zonas de anidamiento. Muchas especies de aves cautivas son valiosas, por lo que deben darse los pasos necesarios para proteger las pajareras de los ladrones y de los actos vandálicos. Las cámaras de seguridad son ideales, ¡especialmente si se combinan con un perro guardián! Ejercicio Todas las aves cautivas deben tener acceso a una zona de ejercicio. Las ratites jóvenes necesitan ejercicio para desarrollar la fortaleza de las patas; los halcones necesitan un área para volar para desarrollar los músculos y para que disminuya la incidencia de úlceras por presión y de pododermatitis (infección de las patas). Las jaulas excesivamente largas pueden ser un problema para las aves voladoras, ya que las aves pueden alcanzar mucha velocidad y colisionar accidentalmente con las paredes de la pajarera, produciéndose lesiones graves. Actualmente algunos de los criaderos más grandes albergan a los halcones jóvenes en jaulas circulares para que puedan volar sin riesgo de lesionarse con las esquinas. Aunque son más caros, pueden ser el diseño de las jaulas del futuro. Figura 2.18 Las psitácidas pequeñas pueden mantenerse en grupos grandes y la agresividad es mínima siempre que dispongan de nidos suficientes. Diseño de la pajarera Estimulación mental Durante demasiado tiempo se ha dado muy poca importancia a la salud mental de las aves cautivas. Un loro doméstico solitario en una jaula pequeña está privado de las actividades básicas de buscar comida, bañarse, realizar el cortejo, volar, construir el nido y muchas más actividades sobre las que nosotros podemos conocer muy poco. Los juguetes para las aves domésticas son ahora muy populares, y los dueños de loros y de muchas aves también han visto que se benefician de la radio y la televisión, especialmente cuando el dueño no está en casa. Los halcones gerifaltes cautivos juegan con pelotas de tenis en las pajareras durante horas. La conducta de búsqueda de comida puede estimularse colocando alimentos en distintos sitios y a intervalos regulares en la pajarera. Esto también anima a hacer ejercicio. A los loros les gusta picotear madera, y esta actividad puede mantenerles activos durante horas y también puede estimular la conducta de anidamiento. Proporcionar alimentos naturales también puede estimular a las aves en el entorno de cautividad. Parece que a la mayor ía de las aves cautivas les divierte bañarse, lo que proporciona una actividad natural y mejora la calidad de las plumas (fig. 2.19). Muchos centros grandes disponen de un sistema de vaporización para las aves tropicales, aunque hay que tener mucho cuidado para evitar el enfriamiento. Se recomienda colocar recipientes poco profundos para el baño, ya que las aves mojadas pueden tener dificultades para salir de una bañera profunda. ● 27 Otra alternativa es proporcionar una luz artificial adecuada. Es importante facilitar y mantener un fotoper íodo adecuado dentro de la pajarera o de la jaula. Los per íodos de luz más largos pueden producir trastornos del ciclo reproductor y de la muda, y pueden dar lugar a que las aves se arranquen las plumas. La mayor ía de las especies pueden vivir con un régimen de luz de 12 h. Sin Figura 2.20 Las pajareras grandes, para vuelo libre, se están haciendo cada vez más populares en los parques zoológicos y en aviarios. Diseño de la pajarera © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Cuando se diseña una pajarera deben tenerse en cuenta las necesidades de las especies que va a albergar (figs. 2.20-2.31). El fr ío y la humedad pueden ser perjudiciales para las especies desérticas y el calor puede causar problemas en las especies de climas templados y de climas fr íos. El fr ío excesivo es uno de los factores involucrados en el síndrome del edema de la punta de las alas de las rapaces y en la congelación de los dedos de los flamencos. Deben utilizarse paneles translúcidos para permitir la exposición a la luz natural si el recinto está completamente cubierto (es decir, en cautividad). Figura 2.19 En las estaciones calurosas, los halcones y muchas otras especies de aves deben tener acceso al agua para bañarse. Esto proporciona a las aves una actividad natural y mejora la calidad de sus plumas. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 2.21 Las pajareras de cría a gran escala deben diseñarse con cuidado y teniendo en cuenta las necesidades básicas de las aves cautivas. Figura 2.22 La infección de las patas (pododermatitis) es un trastorno muy frecuente en los halcones cautivos. Esta enfermedad suele asociarse al uso de perchas inadecuadas en aviarios. 28 ● CAPÍTULO 2: Exploración clínica Figura 2.23 Un halcón peregrino (Falco peregrinus) con una lesión típica de la viruela en la comisura caudal del párpado inferior. En los países con climas tropicales, las ventanas de los aviarios deben estar cubiertas con mosquiteros para prevenir las enfermedades que transmiten los mosquitos, como la viruela aviaria. Figura 2.26 En muchos países, las colecciones de aves acuáticas se mantienen en lagos o en estanques grandes. Sin embargo, en muchos aviarios y zoológicos, los patos tienen acceso a lagos más pequeños donde los visitantes tienen la costumbre de arrojar monedas y pedir un deseo. La fotografía muestra varias monedas extraídas quirúrgicamente de la molleja de un ánade real (Anas platyrhynchos). El ave presentaba anorexia y paresia de una extremidad posterior. Las monedas se detectaron mediante radiología. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 2.24 En los parques zoológicos y en los aviarios grandes son imprescindibles los carteles en los que se identifican las diferentes especies que se encuentran en el mismo alojamiento. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 2.25 Los gráficos que contienen datos biológicos sobre cada especie son una contribución importante para aumentar los conocimientos del público. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 2.27 Este halcón peregrino fue asesinado y parcialmente devorado cuando un halcón híbrido sacre/gerifalte más grande cortó la correa en una sala de muda. Deben extremarse los cuidados cuando se alojan halcones grandes y agresivos con individuos más pequeños. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Diseño de la pajarera Figura 2.28 En muchos aviarios y zoológicos, las aves grandes como las grullas y las cigüeñas se alojan en corrales abiertos. Las palomas y otras aves, como los gorriones y los estorninos, suelen agruparse para comer y beber agua en este tipo de corral, representando un riesgo para la salud. Recubrir el techo de los corrales o comederos y bebederos (diseñados especialmente) con red fina de nailon podría ayudar a reducir este problema. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 2.30 Pajareras de cría para aves de presa en una granja privada inglesa. Las pajareras de tipo «aislado» son muy populares entre los criadores de rapaces y suelen fabricarse con paneles de madera y redes de nailon fino como techo. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) embargo, las especies que están en un programa de cr ía deben exponerse de 14 a 16 h a la luz. En los climas cálidos, las aves deben mantenerse en un ambiente fresco. En Oriente Medio, las pajareras para halcones suelen tener aire acondicionado en ambos extremos, así como ventiladores colocados fuera para dirigir el aire fr ío a las perchas principales. La mayor ía de las aves se refrescan bañándose (v. fig. 2.19) y quedándose después cerca del ventilador. Los halcones no aclimatados necesitan aire acondicionado durante los meses más cálidos del año. La ventilación es muy importante en todas las pajareras y para todas las especies. El aire limpio es fundamental para el bienestar de las aves cautivas al igual que para los cuidadores. Una mala ventilación predispone a infecciones respiratorias y yo lo considero un factor ● 29 Figura 2.29 Pequeña jaula hecha de malla y madera, en el interior de un pabellón cerrado para aves. Las aves que viven en este tipo de jaulas no tienen acceso a la luz del sol y la madera es una mala elección como material para construir jaulas. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 2.31 Las rapaces grandes pueden mantenerse con éxito en cautividad para exhibirlas o en programas de cría, pero se necesitan pajareras naturalistas grandes para cubrir sus necesidades. Al quebrantahuesos (Gypaetus barbatus) de la fotografía se le han proporcionado superficies adecuadas para que se pose, como troncos grandes, y una rocalla para simular todo lo posible su hábitat natural. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) fundamental que contribuye al desarrollo de aspergilosis en los halcones. Un problema principal con las rapaces cautivas es el desarrollo de infecciones en las patas (pododermatitis, v. fig. 2.22). La etiología es multifactorial, pero el tipo de percha es fundamental. Según mi experiencia, las perchas cubiertas con Astroturf® o fibra de coco son ideales. Deben proporcionarse varias perchas de distintos diámetros a todas las especies de aves que utilizan las perchas, especialmente a las paseriformes. En las áreas tropicales, impedir el acceso de insectos dañinos como 30 ● CAPÍTULO 2: Exploración clínica los mosquitos ayudará a prevenir enfermedades como la viruela aviaria (v. fig. 2.23). Se debe tener mucho cuidado al albergar especies grandes agresivas con otras más pequeñas (v. fig. 2.27). No hay una fórmula mágica para diseñar una pajarera. Cada especie tiene sus propias necesidades y cada cuidador de aves insistirá en que su diseño es el mejor. Es deseable que exista un gran nivel de información pública (v. figs. 2.24, 2.25). Todavía tenemos mucho que aprender sobre cómo alojar a las aves y siempre debemos esforzarnos para mejorar el bienestar de las que están a nuestro cuidado. 3 Técnicas clínicas y diagnósticas Principios generales Judith C. Howlett El diagnóstico preciso de los trastornos de las aves vivas depende de una serie de investigaciones que deben realizarse con cuidado. Después de observar a las aves enfermas o con lesiones, hay que analizar cuidadosamente la anamnesis y otros registros importantes. Lo mejor es observar al ave en su propio entorno, sin que sea consciente de la presencia del observador. La exploración clínica que supone tocarla y sujetarla se realiza después de la observación. Una vez que se ha cogido al ave, la exploración clínica puede completarse con varias pruebas diagnósticas clínicas. En este apartado se analizan las técnicas diagnósticas clínicas que pueden realizarse de forma habitual. Consisten principalmente en extraer sangre y obtener otras muestras para la investigación de laboratorio. Las muestras que suelen obtenerse en las aves con fines diagnósticos son las siguientes: ● ● ● ● ● ● ● ● ● Heces. Uratos. Sangre. Otros productos corporales «normales» (p. ej., semen). Biopsias. Frotis. Aspirados. Plumas. Raspados cutáneos. Todas las muestras indicadas arriba, más otras que no se enumeran, pueden utilizarse para varias investigaciones. Las pruebas que deben realizarse determinan cómo obtener, conservar, transportar y procesar las muestras. Por lo tanto, una regla importante es hacer una planificación cuidadosa y asegurarse de que están disponibles los materiales y el equipo adecuados antes de obtener muestras. En los últimos años han aumentado exponencialmente nuestros conocimientos sobre los parámetros normales de las aves salvajes, especialmente en cautividad, por lo que la interpretación de los resultados de las muestras se ha hecho más fácil y más fiable. La sangre es el ejemplo clásico. Las técnicas para examinar la sangre de las aves han mejorado muchísimo. Se han establecido los valores normales de la hematología y la bioquímica sanguínea de muchas especies, y cuando estos no están disponibles, pueden llegar a extrapolarse con éxito a © 2010. Elsevier España, S.L. Reservados todos los derechos partir de otras especies, especialmente las más relacionadas (Gascoyne et al., 1994). Es necesario diseñar una base de datos más grande de los valores normales de las aves, por lo que la obtención de muestras con fines diagnósticos, además de su función en el diagnóstico, también puede ayudar a este respecto. Generalmente se aplican las siguientes reglas a las muestras para la investigación diagnóstica clínica: ● ● ● ● ● Como regla general, hay que estar preparado para obtener sangre y otras muestras en todos los casos aviarios. Es mejor estar preparados para obtener las muestras y poder hacerlo que someter a un ave al manejo posterior porque el equipo y los materiales no están disponibles en la primera ocasión. Hay que tener preparados tubos, portaobjetos, contenedores de muestras, etc. antes de comenzar la exploración clínica. Utilizar el equipo de mejor calidad, puesto que las muestras incorrectas pueden dar resultados erróneos. Los frascos de anticoagulante, por ejemplo, deben haberse adquirido recientemente y deben haberse almacenado correctamente, especialmente en los climas cálidos. Los portaobjetos deben limpiarse y pulirse antes de utilizarlos. Seguir las técnicas estándar cuando se obtienen muestras de las aves y asegurarse de que se realizan con eficacia y de forma humanitaria. Esto puede significar limitar la cantidad de sangre que se obtiene de un individuo en especial, sobre todo si el ave está en mal estado. Es muy recomendable utilizar unas normas internas. Asegurarse de que todas las muestras que se obtienen se etiquetan y se registran correctamente. Existen varias técnicas que pueden facilitarlo; por ejemplo, los portaobjetos de cristal esmerilado pueden etiquetarse con un lapicero, lo que resulta más fácil. Asegurarse de que el portaobjetos está etiquetado al mismo lado de la muestra. Etiquetar el frasco, no la tapa. Estas precauciones no sólo son importantes para poder realizar el diagnóstico inmediatamente y disminuir el riesgo de cambiar las muestras, sino que también pueden ser importantes si posteriormente hay un juicio o deben investigarse otras circunstancias del caso o la forma en que se prepararon las muestras. Vigilar al ave cuidadosamente después de obtener la muestra, no sólo porque es una buena práctica en términos del bienestar del ave, sino también porque puede obtenerse más información sobre el estado 32 ● ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas del ave; por ejemplo, un tiempo de hemorragia prolongado después de obtener muestras de sangre puede indicar un envenenamiento por dicumarol. Conocer los posibles riesgos para la salud humana y seguir las pautas adecuadas. Si, por ejemplo, se cree que un ave tiene una infección zoonótica (p. ej., clamidofilosis), las muestras deben obtenerse con una campana de seguridad o asegurarse de que los que participan se ponen ropa protectora adecuada. No exponer al personal (y tampoco a los dueños) a riesgos innecesarios. Muestras biomédicas Judith C. Howlett En la tabla 3.14 (pág. 66) se ofrecen los protocolos para la obtención, el transporte y el procesamiento de todos los tipos de muestras. ● ● ● ● ● Toxicología: análisis de sustancias tóxicas o anormalmente elevadas en la sangre (puede superponerse a la bioquímica). Microbiología: detección de bacterias y otros microorganismos en la sangre y posible cultivo o paso a un cultivo tisular u otros animales. Estudios del ADN y cromosómicos. Gases sanguíneos (p. ej., concentraciones de PO2 y PCO2). Otros. TABLA 3.2 Hemorrespuestas: influencia del estrés sobre el recuento de células sanguíneas Componente sanguíneo Respuesta Eritrocitos (Hb, VEC/Hto) Aumento Heterófilos Aumento Eosinófilos Disminución Basófilos Aumento Linfocitos Disminución Monocitos Aumento Trombocitos Aumento Muestras de sangre Jaime Samour, Judith C. Howlett TABLA 3.3 Recuento total y diferencial de leucocitos La sangre de las aves, como la sangre de los mamíferos, puede aportar una sorprendente cantidad de información útil. Las técnicas que pueden realizarse con sangre incluyen las siguientes (tablas 3.1-3.4): ● ● ● Hematología: evaluación cualitativa y cuantitativa de las células sanguíneas y otros componentes. Bioquímica: análisis de varias sustancias, normales y anormales, de la sangre. Parasitología: detección de protozoos o de otros parásitos de la sangre (p. ej., microfilarias). Evaluación sanguínea Asociado a trastornos/ infecciones Heterofilia Infecciones fúngicas/ bacterianas/respuesta inflamatoria Heteropenia Respuesta degenerativa Monocitosis Infección (tuberculosis, aspergilosis) Linfocitosis Leucosis linfoide Eosinofilia Parásitos Aumento de fibrinógeno Infección/inflamación/hemorragia Disminución de fibrinógeno Insuficiencia hepática Capa sanguínea Morfología celular/parásitos sanguíneos TABLA 3.1 Principios básicos de hematología Pruebas y resultados Conclusiones VEC/Hto, Hb y CHCM En los mamíferos o las aves adultas pueden reconocerse, por lo tanto, policitemia, anemia normocrómica y anemia hipocrómica sin las referencias a los rangos específicos de la especie Relativamente constantes en los mamíferos y las aves Recuento de eritrocitos, VCM Variable en los mamíferos y las aves Pero pueden detectarse las anemias normocítica/ macrocítica/microcítica conociendo el VCM y la Hb de las especies que se están estudiando Recuento de trombocitos Cuando es elevado, la probabilidad de que exista un trastorno es también elevada Fibrinógeno Aumenta en las infecciones y en los trastornos inflamatorios TABLA 3.4 Evaluación clínica: valores clínicos del recuento de leucocitos absoluto HETERÓFILOS Aumento Infección, lesión tisular, estrés, algunos trastornos metabólicos, leucemia mieloide, etc. Disminución Respuesta degenerativa a la infección, lesión de la médula ósea, algunos trastornos por deficiencia, leucemia aleucémica, viremia, etc. LINFOCITOS Aumento Algunos trastornos infecciosos y metabólicos, leucemia linfocítica, reacción eucemoide, etc. Disminución Estrés, uremia, algunos tumores malignos, trastornos inmunodepresores Obtención de muestras de sangre ● 33 La sangre que se obtiene de un ave debe ser de origen venoso y en la mayor ía de las aves puede obtenerse de la vena subclavia (vena cutanea ulnaris superficialis, figs. 3.1 y 3.2), que atraviesa la superficie ventral de la articulación radiocubital-humeral (codo) inmediatamente por debajo de la piel; o de la vena yugular (vena jugularis dextra), generalmente la derecha, que es mayor que la izquierda (figs. 3.3 y 3.4); o la vena tibial caudal (vena metatarsalis plantaris superficialis), que se localiza en la cara medial del tibiotarso por encima de la articulación Figura 3.1 La vena subclavia (vena cutanea ulnaris superficialis) probablemente es la zona más fácil para obtener muestras de sangre en las aves. La fotografía muestra la vena subclavia levantada en una avutarda hubara (Chlamydotis undulata) antes de extraer la sangre. Figura 3.3 Obtención de una muestra de sangre de la vena yugular (vena jugularis dextra) de un halcón sacre (Falco cherrug). © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 3.2 Obtención de una muestra de sangre de la vena subclavia (vena cutanea ulnaris superficialis) en un búho real (Bubo bubo). Todas estas técnicas requieren métodos específicos de obtención o de conservación y, como se ha mencionado antes, esto debe tenerse en cuenta antes de obtener la muestra. El desarrollo en los últimos años de microtécnicas ha supuesto que puedan analizarse con seguridad muestras relativamente pequeñas. Esto significa que una pequeña muestra de sangre suele ser suficiente para realizar varias pruebas. Sin embargo, hay que tener cuidado cuando se obtienen las muestras para asegurarse de que se conservan correctamente en el anticoagulante adecuado (si procede) y no se producen confusiones. Obtención de muestras de sangre El volumen total de sangre de un ave es de aproximadamente el 10% de su peso corporal. Por lo tanto, un ave del 30 g tendrá aproximadamente 3 ml de sangre de los cuales, en un ave sana, pueden extraerse con seguridad hasta el 10% (0,3 ml) sin efectos negativos. Este volumen debe reducirse en las aves enfermas. Es posible realizar un perfil hematológico completo con 0,3 ml de sangre. Figura 3.4 Obtención de una muestra de sangre de la vena yugular (vena jugularis dextra) de una avutarda kori hembra (Ardeotis kori). Como regla general, las muestras de sangre de la vena yugular de las aves se toman de la vena yugular derecha, que es mayor que la del lado izquierdo. En este caso se está utilizando un catéter de mariposa unido a una jeringa para obtener la muestra. 34 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas en las muestras heparinizadas. En algunas especies de aves (córvidos, grullas, ñandús, alcedinidaes), cuando se mezcla la sangre con EDTA se produce hemólisis progresiva de los eritrocitos y es necesario utilizar heparina litio como anticoagulante. Transporte de muestras Todas las muestras obtenidas deben etiquetarse correctamente y los formularios de envío deben contener la siguiente información: ● ● Figura 3.5 Obtención de una muestra de sangre de la vena braquial (vena cutanea ulnaris superficialis) o tibial caudal (vena metatarsalis plantaris superficialis) de una avutarda kori. ● ● ● ● tarsiana (fig. 3.5). Las muestras pueden obtenerse en la mayor ía de las especies de aves mediante sujeción manual y en posición dorsal. Otros métodos incluyen recortar una uña, aunque la sangre de esta zona (que procede de un lecho capilar) suele tener distribuciones celulares anormales y da lugar a artefactos, por lo que sólo debe utilizarse cuando los otros métodos para obtener sangre venosa han fracasado. En las aves más pequeñas, en las que no es posible extraer más de una gota de sangre, puede utilizarse para preparar un frotis. Como ejemplo se describe la técnica para obtener sangre de la vena subclavia para su análisis hematológico. Estando en posición dorsal, se extiende completamente el ala derecha y se prepara la cara medial de la zona humeral utilizando un hisopo de algodón y alcohol quirúrgico. La aplicación de presión con el dedo pulgar en el extremo proximal del húmero aumenta el grosor de la vena subclavia, haciéndola claramente visible mientras discurre a lo largo de la cara lateral externa del húmero. Puede obtenerse un volumen de 0,3-0,5 ml de sangre utilizando una jeringa desechable de 1 o 3 ml y una aguja desechable de calibre 25 G 5/8 o 23 G 1 cm, dependiendo del tamaño del ave. Se inclina la aguja en un ángulo de aproximadamente 25-30 ° y se inserta suavemente dentro de la vena. Se comienza a extraer la sangre, pero intentando evitar hacer mucho vacío, puesto que esto siempre causa colapso venoso. Es muy recomendable mantener la presión estable en el extremo proximal del húmero mientras se obtiene la muestra para asegurarse de que la vena está bien definida. La piel de las aves es muy delicada y puede dañarse fácilmente. Pueden producirse hemorragias y hematomas con facilidad, por lo que hay que tener cuidado con esta técnica, especialmente en las aves pequeñas en las que la pérdida de unas gotas de sangre puede afectar mucho al volumen sanguíneo total. Pueden utilizarse tubos para muestras comercialmente disponibles que contienen el anticoagulante ácido etilendiaminotetraacético (EDTA; 1,5mg/ml de sangre) o tubos con heparina litio. Se prefieren las muestras con EDTA para los análisis hematológicos generales, puesto que no es posible estimar el fibrinógeno ni obtener un recuento de eritrocitos fiable ● ● ● Nombre del dueño. Nombre/número de referencia del ave. Especie, edad y sexo. Anamnesis, signos de presentación, tratamientos actuales y diagnósticos diferenciales. Fecha y hora de obtención de la muestra. Tipo de muestra obtenida y, si es aplicable, anticoagulante utilizado. Detalles del sitio o sitios donde se ha obtenido la muestra, si es necesario hacer biopsias, etc., con un diagrama. Indicaciones de las pruebas o exámenes necesarios. Nombre del veterinario. Nota: Si las muestras se van a enviar a un laboratorio comercial es necesario empaquetarlas siguiendo las normas postales locales. Consideraciones especiales ● ● ● ● ● ● ● ● Los contenedores deben ser seguros, a prueba de fugas y estar protegidos de las roturas, y también deben ser accesibles para el personal que recibe la muestra. Es importante que los documentos que contienen y que ninguna persona que entre en contacto con la muestra en la oficina de correos o en el laboratorio puedan contaminarse. La muestra debe sellarse con una tapa a prueba de líquidos para impedir cualquier fuga. El contenedor debe envolverse en material absorbente, como bolas de algodón, para que absorba cualquier posible pérdida y ayude a proteger al contenedor para que no sufra ningún daño. El contenedor debe envolverse otra vez en bolsas de plástico a prueba de pérdidas con el formulario para el laboratorio unido en una bolsa independiente. La muestra debe colocarse en un contenedor de plástico o de metal ligero cerrado, o en una caja de cartón o de poliestireno. La muestra o muestras deben colocarse en una bolsa de burbujas (acolchada) «jiffy» u otro embalaje aprobado por la oficina de correos y hay que poner la dirección correctamente. En el RU, por ejemplo, es necesario etiquetar el paquete con una cinta con la advertencia «MUESTRA PATOLÓGICA – FRÁGIL, MANEJAR CON CUIDADO», y puede enviarse por correo de primera clase o a través de una empresa de mensajer ía. Análisis hematológico Procesamiento de muestras hematológicas Las muestras hematológicas deben procesarse en el laboratorio el mismo día de su obtención si es posible; si no es posible, debe hacerse un frotis y dejar que se sequen al aire en el momento de la extracción. Así puede mantenerse hasta 72 h sin fijación, aunque es fundamental que los frotis no entren en contacto con ninguna mezcla. Las técnicas que se utilizan para hacer recuentos completos y medir el fibrinógeno se basan en las que se utilizan en los mamíferos, aunque se han hecho algunas modificaciones porque los eritrocitos son relativamente grandes y nucleados. Es útil dar prioridad al orden en el que se procesa una muestra, ya que el volumen de la muestra es limitado. Prioridades cuando se procesan muestras de sangre ● ● ● ● ● Frotis de sangre: una gota pequeña de sangre sobre un portaobjetos para hacer un frotis. Se tiñe inmediatamente. Esto permite explorar la morfología de los leucocitos y de los eritrocitos. VEC: un tubo capilar lleno puede inclinarse y se mide el volumen extracelular (VEC). Leucocitos: 50 μl de sangre en 0,95 ml de una solución de oxalato amónico al 1%. Hemoglobina: 20 μl de sangre en 4 ml de una solución de amoniaco al 0,04%. Recuento de eritrocitos: 20 μl de sangre en 4 ml de líquido de dilución de eritrocitos (solución de formolcitrato) en un hemocitómetro. Análisis hematológico © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Jaime Samour, Judith C. Howlett La hematología es la disciplina de la medicina que estudia la sangre y los tejidos formadores de sangre y actualmente se considera una parte integral del diagnóstico de laboratorio clínico que sirve de base a la medicina aviaria. Los ensayos hematológicos rara vez proporcionan un diagnóstico etiológico, pero siguen siendo herramientas de diagnóstico indispensables para evaluar la salud y los trastornos de los individuos, para hacer el seguimiento de la respuesta y la evolución de los pacientes frente a los regímenes terapéuticos y para ofrecer un pronóstico. La obtención habitual y el procesamiento de las muestras de sangre permiten evaluar las respuestas hematológicas a la enfermedad. Además, la creación de bases de datos hematológicas es importante para establecer los valores de referencia de varias especies aviarias. En los últimos 15 años se han hecho avances importantes en ● 35 cuanto al uso de los ensayos hematológicos en el diagnóstico diferencial de los trastornos patológicos en las especies aviarias. Al parecer, se han ido desarrollando de forma paralela a otras áreas como la nutrición, la anestesia, la cirugía y los tratamientos. El procesamiento de las muestras hematológicas también ha mejorado en los últimos años. En el pasado, los análisis automáticos de las muestras de sangre aviarias se limitaban básicamente al recuento total de eritrocitos utilizando los contadores celulares disponibles y ajustando manualmente los umbrales y los entornos de apertura reales (Coulter Counter ZF, Beckman Coulter Inc., Fullerton, CA). Más recientemente, el análisis de las muestras de sangre aviarias ha recibido un gran impulso con el desarrollo de sistemas analíticos automáticos más exhaustivos y precisos basados en la citometr ía de flujo láser (Cell Dyn 3500, Abbott Laboratories, Abbott Park, IL). Esta metodología se basa en medir la dispersión de la luz láser, que fluctúa dependiendo del tamaño de la célula, su complejidad (p. ej., forma general, proporción entre el núcleo y el citoplasma, granulación) y el tamaño y la forma del núcleo después de exponer las células sanguíneas a un haz láser. Esta unidad genera un gráfico que incluye el recuento de leucocitos óptico total, el recuento diferencial de leucocitos expresado en porcentaje y valores absolutos y el recuento total de eritrocitos, la medida de hemoglobina mediante el método de cianometahemoglobina, el recuento de trombocitos y el recuento de leucocitos mediante la medida de la impedancia de la lisis celular de los núcleos celulares (Fudge, 1995). Sin embargo, la tecnología de citometr ía de flujo láser en las especies aviarias no carece de deficiencias. Existen algunos trastornos patológicos en los que la presencia de trombocitos agrandados, que habitualmente se denominan megatrombocitos, en el frotis parece ser una respuesta hematológica caracter ística. Por ejemplo, en las avutardas hubaras (Chlamydotis undulata macqueenii), la medida media de los trombocitos en las aves con inflamación crónica (lesión grave del hombro debido a colisiones repetidas contra la pared del cercado) fue de 9,22 0,21 μm de longitud y 8,10 0,19 μm de ancho, mientras que en las aves clínicamente normales la longitud fue de 5,47 0,12 μm y el ancho de 4,96 0,10 μm (D’Aloia et al., 1994). Sin embargo, el diámetro medio de los linfocitos en las avutardas hubaras clínicamente normales es de 7,7 μm (Samour et al., 1994). Por lo tanto, es probable que en una muestra que contiene megatrombocitos, el recuento de linfocitos sea elevado cuando se utiliza un sistema analítico automático, por lo que podr ía ser imposible diferenciar entre ellos incluso utilizando una unidad sofisticada. Sin embargo existen otras especies, como la avutarda kori (Ardeotis kori), en las que la presencia de trombocitos grandes y pequeños en la misma capa de sangre parece normal (Howlett et al., 1995). Cuando se trabaja con esta especie es necesario ajustar el software con el fin de diferenciar estas células de los linfocitos. Evidentemente, esto implicar ía la necesidad de realizar una calibración extensa basada en evaluaciones manuales repetidas con un número importante de muestras. 36 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Es más, en algunas especies es relativamente frecuente encontrar linfocitos grandes y pequeños en la misma capa de sangre. El fenómeno se ha observado en muchas especies de psitácidas. En las avutardas kori clínicamente normales, por ejemplo, el diámetro medio de los linfocitos pequeños fue de 7,2 0,12μm, mientras que el diámetro medio de los linfocitos grandes fue de 10,7 0,16μm (Howlett et al., 1995). Por lo tanto, el recuento total de leucocitos y el recuento diferencial no pueden aceptarse como fiables en todos los casos clínicos y en todas las especies si los valores se han estimado mediante citometr ía de flujo láser, y es muy recomendable volver a evaluar estas muestras utilizando métodos manuales. En este apartado se intentan combinar las ventajas prácticas de un manual y de un atlas incluyendo técnicas hematológicas y fotograf ías que permitan identificar las células sanguíneas. En la sección fotográfica se ilustran eritrocitos, leucocitos y trombocitos normales, e incluye algunas de las respuestas hemopatológicas más frecuentes (figs. 3.6-3.48). Poi Tr Poi Tr Figura 3.8 Poiquilocitos (Poi) y trombocitos (Tr) de un halcón sacre. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) EPo Poi Poi Figura 3.6 Eritrocitos normales de un halcón sacre (Falco cherrug). Los eritrocitos de las aves son ovalados, con el núcleo ovalado que contiene aglomeraciones de cromatina densas. (Tinción de WrightGiemsa modificada.) Figura 3.9 Eritroblastos policromáticos (EPo) y poiquilocitos (Poi) de un halcón sacre. El tamaño de los núcleos disminuye y la cantidad del citoplasma aumenta cuando las células llegan a la madurez. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Lin Er Figura 3.7 Una forma eritroplástica (Er) en un halcón sacre. La presencia de un pequeño número de eritrocitos anucleados es relativamente normal cuando se examina un frotis. (Tinción de WrightGiemsa modificada.) Het Figura 3.10 Heterófilos normales (Het) y linfocitos normales (Lin) de una avutarda hubara (Chlamydotis undulata). Los heterófilos aviarios se caracterizan por la presencia de gránulos eosinófilos con forma de bastón dentro del citoplasma. (Tinción de May-Grünwald-Giemsa.) Análisis hematológico ● 37 Er Het Lin Meg Het Figura 3.11 Heterófilos normales (Het) y una forma eritroplástica (Er) de un halcón sacre. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Figura 3.12 Linfocito normal (Lin) y megatrombocito (Meg) de un halcón peregrino (Falco peregrinus). El linfocito es una célula mononucleada, con un núcleo relativamente grande. Estas células suelen encontrarse comprimidas entre dos o tres eritrocitos. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Tr Tr Het Lin Het Lin Tr © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 3.13 Linfocito normal (Lin) y trombocito normal (Tr) de un halcón sacre. Los trombocitos en las aves se caracterizan por la presencia de núcleos muy basófilos, con cromatina muy condensada y un citoplasma vacuolizado. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Figura 3.14 Heterófilos normales (Het), linfocito normal (Lin) y trombocitos normales (Tr) de un halcón sacre. (Tinción de WrightGiemsa modificada.) Eos Lin Het Figura 3.15 Un linfocito con gránulos basófilos (Lin) de un halcón sacre. Estos gránulos pueden encontrarse en los frotis de sangre de los individuos sanos. Sin embargo, la presencia de gránulos en el citoplasma se ha asociado a trastornos víricos, en particular a la enfermedad de Newcastle. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Figura 3.16 Eosinófilo normal (Eos) y heterófilo normal (Het) de una avutarda kori (Ardeotis kori). Los eosinófilos de esta especie de avutarda se caracterizan por la presencia de gránulos intracitoplásmicos de color rojo ladrillo, redondeados, simétricos y grandes. (Tinción de May-Grünwald-Giemsa.) 38 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Tr Tr Eos Eos Tr Figura 3.17 Eosinófilo normal (Eos) de un halcón sacre teñido con la tinción de Diff Quick. Los gránulos dentro del citoplasma no se han teñido, lo que da la impresión de numerosas vacuolas. Figura 3.18 Eosinófilo normal (Eos) y trombocitos normales (Tr) de un halcón sacre teñidos con la tinción de May-Grünwald-Giemsa. Los gránulos no están teñidos, lo que da la falsa impresión de que hay vacuolas dentro del citoplasma. Cf Eos Eos Eos Het Figura 3.19 Eosinófilos normales (Eos) de un halcón sacre. Este método de tinción, como se describe en el texto, proporciona una definición granular excelente que facilita la identificación positiva de estas células. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Figura 3.20 Eosinófilo normal (Eos), heterófilo normal (Het) y una célula de frotis (Cf) de una avutarda kori. Las denominadas «células de frotis» suelen ser los restos de los núcleos de eritrocitos dañados. Esto tiende a producirse durante la preparación del frotis de sangre debido a lesión mecánica. (Tinción de May-Grünwald-Giemsa.) Het Eos Eos Tr Figura 3.21 Eosinófilo ligeramente alterado (Eos) y un trombocito normal (Tr) de una cacatúa sulfúrea menor (Cacatua sulphurea). Los gránulos redondeados de tamaño medio tienen un color azul pálido. (Tinción de May-Grünwald-Giemsa.) El color basófilo de los gránulos eosinófilos es característico de la mayoría de las aves psitácidas. Figura 3.22 Eosinófilo normal (Eos) y heterófilo normal (Het) de un halcón peregrino. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Análisis hematológico ● 39 Bas Bas Figura 3.23 Basófilo normal (Bas) de una avutarda hubara. Los basófilos de las aves son los granulocitos más pequeños y se caracterizan por la presencia de gránulos muy basófilos que ocultan el citoplasma y el núcleo de la célula. (Tinción de May-Grünwald-Giemsa.) Figura 3.24 Basófilo normal (Bas) de un halcón sacre. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Tr Tr Mon Het Tr Mon Tr Mon Tr © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 3.25 Monocitos normales (Mon), heterófilo normal (Het) y trombocitos normales (Tr) de un halcón sacre. Los monocitos aviarios se caracterizan por su gran tamaño. Normalmente, el núcleo es redondeado o tiene forma de riñón y el citoplasma se tiñe de azul pálido con un aspecto granular fino y con mucha frecuencia contiene vacuolas de tamaño pequeño a mediano. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Figura 3.26 Monocito normal (Mon) y trombocito normal (Tr) de un halcón sacre. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Het Meg Tr Tr Tr Mon Het Tr Eos Figura 3.27 Eosinófilo normal (Eos), heterófilos normales (Het), monocito normal (Mon) y trombocito normal (Tr) de una avutarda kori. (Tinción de May-Grünwald-Giemsa.) Figura 3.28 Trombocitos normales (Tr) y un megatrombocito (Meg) de un halcón sacre. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) 40 CAPÍTULO 3: ● Técnicas clínicas y diagnósticas Po Hc Poi Dc Po Tr Dc Hc Hc Hc Hc Hc Hc Po Dc Dc Hc Dc Poi Poi Poi Po Poi Poi Po Cf Dc Tr Po Poi Dc Vc Poi Hc Cf Cf Hc Hc Figura 3.29 Eritrocitos de un halcón sacre con anemia grave que muestra hipocromasia (Hc), poiquilocitos (Poi), policromasia (Po), algunos drepanocitos (Dc) y algunos trombocitos (Tr). (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Figura 3.30 Frotis de sangre de un halcón sacre con anemia drepanocítica grave en el que se observan muchos drepanocitos (Dc), hipocromasia (Hc), poiquilocitos (Poi), policromasia (Po), vacuolización (Vc) y algunas células de frotis (Cf). (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Po Poi Hc Poi Poi Poi Po Cf Poi Poi Figura 3.31 Poiquilocitos (Poi), policromasia (Po) e hipocromasia (Hc) en un halcón sacre. Este ave tenía una infección moderada por el parásito intracitoplásmico Babesia shortii. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Figura 3.32 Poiquilocitos (Poi) y una célula de frotis (Cf) de un halcón sacre. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Tr Het Het Het Het Het Tr Het Figura 3.33 Heterófilos tóxicos (Het) y trombocitos (Tr) de un halcón peregrino. Pérdida de lobulación (derivación a la izquierda) del núcleo y degranulación. Los gránulos son grandes, redondeados y muy basófilos. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Het Figura 3.34 Heterófilos tóxicos (Het) de un halcón gerifalte. Los cambios tóxicos graves incluyen pérdida de lobulación (desviación a la izquierda) del núcleo y degranulación intensa. Los gránulos son redondeados, grandes y muy basófilos. El halcón tenía una infección grave por Aspergillus fumigatus. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Análisis hematológico 41 ● Het Het Figura 3.35 Heterófilo (Het) de un halcón sacre con cambios tóxicos graves. Degranulación grave y pérdida de la lobulación (desviación a la izquierda) del núcleo. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Figura 3.36 Cambios tóxicos graves en un heterófilo (Het) de un halcón gerifalte (Falco rusticolus). Degranulación intensa y pérdida de la lobulación (desviación a la izquierda) del núcleo. (Tinción de WrightGiemsa modificada.) Mon Het Tr Figura 3.37 Heterófilo (Het) de un halcón peregrino con cambios tóxicos. Existe una pérdida leve de la granulación, pérdida de la lobulación (desviación a la izquierda) y gránulos grandes teñidos de color violeta oscuro. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Figura 3.38 Un monocito reactivo (Mon) de un halcón sacre. El citoplasma es muy basófilo y la cromatina nuclear es gruesa. También hay un trombocito (Tr). (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Het Tr Tr Mon Het Het Mon Tr Mon Poi Tr Figura 3.39 Monocitos reactivos (Mon), heterófilos (Het), con cambios tóxicos y trombocito (Tr) de un halcón sacre. El citoplasma del monocito es muy basófilo y tiene algunas vacuolas citoplásmicas con la cromatina nuclear gruesa. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Figura 3.40 Monocito reactivo (Mon), heterófilo tóxico (Het), trombocitos (Tr) y poiquilocito (Poi) de un halcón sacre. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) 42 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Mon Lin Mon Het Lin Figura 3.41 Monocitos reactivos (Mon) y linfocito reactivo (Lin) de un halcón sacre. El citoplasma del linfocito es basófilo y el núcleo es relativamente grande y redondo. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Figura 3.42 Linfocito reactivo (Lin) de un halcón gerifalte. El citoplasma es muy basófilo con varias proyecciones citoplásmicas (borde citoplásmico festoneado). El núcleo es redondo, se localiza centralmente y tiene un color violeta oscuro. También puede observarse un heterófilo normal (Het). (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Mon Lin Lin Tr Figura 3.43 Monocitos reactivos (Mon) y linfocito reactivo (Lin) de un halcón sacre. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Figura 3.44 Linfocito (Lin) con el núcleo segmentado y un trombocito (Tr) de un halcón sacre. La segmentación nuclear bilobular o trilobular, denominada como núcleo con forma de trébol, es relativamente rara en las especies aviarias y podría ser el resultado de un trastorno metabólico degenerativo crónico o inmunomediado. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Meg Tr Tr Tr Figura 3.45 Megatrombocito (Meg) de un halcón sacre. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) La presencia de los denominados megatrombocitos generalmente se asocia a inflamación crónica. Figura 3.46 Trombocitos anormales (Tr) de un halcón sacre. Esta anomalía se relaciona con un trastorno hepático grave. (Tinción de Wright-Giemsa modificada.) Técnicas de laboratorio ● 43 Soluciones de trabajo Prueba hematológica manual para recuento de eritrocitos BD Unopette™ 365851 (Becton Dickinson Co., NJ, EE. UU.) El sistema Unopette™ 365851 probablemente sea el método manual más popular para el recuento de eritrocitos en las especies aviarias. En este sistema se utilizan 10 μl de sangre completa en 1,9 ml de suero salino al 0,85%, lo que da lugar a una dilución de 1:200. El uso de este sistema no se describe en este apartado. Los otros dos sistemas más habituales se basan en usar la solución de Natt y Herrick o la solución de formol citrato o líquido de Dacie, dependiendo de si el examen se va a realizar con un microscopio de contraste de fase o no. Figura 3.47 Vista microscópica de una cámara de recuento Neubauer mejorada cargada y lista para el recuento de leucocitos. Los leucocitos pueden observarse como células blancas brillantes bajo el microscopio de contraste de fase. (400.) Solución de Natt y Herrick para utilizar sin microscopio de contraste de fases Ingrediente NaCl Na2SO4 Na2HPO4 12H2O KH2PO4 Formaldehído al 40% Violeta de metilo 2B Agua destilada Nota: Dejar que la solución antes de utilizar. Cantidad 3,88 g 2,5 g 2,91 g 0,25 g 7,5 ml 0,1 g Hasta 1.000 ml repose toda la noche. Filtrar Solución de formol citrato (líquido de Dacie) para utilizarlo con microscopio con contraste de fases © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 3.48 Vista microscópica de una cámara de recuento Neubauer mejorada cargada y lista para el recuento de eritrocitos bajo microscopia de contraste de fase. Generalmente el recuento se realiza siguiendo la regla de la «L». Se cuenta las células que tocan la línea central de los cuadrados pequeños de la parte izquierda e inferior. (400.) Técnicas de laboratorio Recuento de eritrocitos (eritrocitos 1012/l) El recuento total de eritrocitos es por sí mismo una prueba hematológica importante, pero también es esencial para estimar el volumen corpuscular medio (VCM) y la hemoglobina corpuscular media (HCM). Muchos laboratorios prefieren estimar el recuento de eritrocitos utilizando un sistema automático, ya que es más preciso que los métodos manuales. El método que se describe más adelante se refiere a la técnica manual. Ingrediente Formaldehído al 40% Citrato trisódico Agua destilada Nota: Refrigerar a 8-12 °C. Cantidad 10 ml 31,3 g Hasta 1.000 ml La solución de formol citrato de Dacie es el líquido de dilución menos conocido, pero es el que yo utilizo y recomiendo. Materiales y equipo ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● Tubo de muestras desechable de 5 ml con tapa. Dispensador automático de 0-50 ml. Micropipeta de 20 ml con punta. Mezclador de rodillos. Tubo microcapilar abierto. Placa de Petri (8,5 cm de diámetro). Papel de filtro (8,5 cm de diámetro). Hisopos. Agua destilada. Hemocitómetro de Neubauer mejorado y cubreobjetos. Microscopio, preferiblemente con contraste de fase. Paños de laboratorio. 44 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Método Se ponen 4 ml de formol citrato o de solución de Natt y Herrick en el tubo de la muestra. Se recogen con una pipeta 20 μl de sangre de la muestra, se limpia la parte exterior de la punta de la pipeta y se añade al tubo. Se coloca el tubo en el mezclador de rodillos durante 3 min. Se limpia el hemocitómetro utilizando una tela o un paño limpio y seco, sin hilos. Se fija el cubreobjetos firmemente, asegurándose de que los anillos de Newton (patrones de interferencia coloreados) se encuentran a ambos lados de la cámara de recuento. La formación de líneas de interferencia entre los puentes exteriores y el cubreobjetos indica que ha sido colocado correctamente. Se toma una cantidad alícuota pequeña de la muestra diluida utilizando un tubo capilar y se llena el hemocitómetro. No llenar en exceso ni por defecto la cámara ni permitir que se formen burbujas durante este proceso. Se recubre una placa de Petri con papel de filtro y, utilizando agua destilada, se humedece el papel ligeramente. El hisopo se divide en dos trozos (de 6 cm de longitud) y se colocan a cada lado de la parte inferior de la placa de Petri. Se almacena el hemocitómetro cargado sobre los hisopos dentro de la placa de Petri humedecida para evitar que la muestra se deshidrate. Se esperan 5 min y se cuentan las células en 5 16 cuadrados en el centro de la rejilla de conteo (80 cuadrados pequeños). n Número de células contadas, entonces: n eritrocitos 1012 /l 20 Cámara de conteo de Neubauer mejorada El recuento total de eritrocitos se realiza contando el número de células que hay en los 25 grupos de 16 cuadrados pequeños en las cuatro esquinas y en los cuadrados centrales de la zona central de la cámara (figs. 3.49 y 3.50). Estos cuadrados están separados por líneas triples Figura 3.49 Diagrama de una rejilla de recuento del hemocitómetro de Neubauer mejorado. Los cuadrados sombreados 5 16 se utilizan para contar los eritrocitos. Figura 3.50 Diagrama que ilustra la posición de las células contadas. Es una zona agrandada de la figura 3.49. muy pautadas, que se ilustran en el dibujo como líneas gruesas. Sistema de conteo Se cuentan las células que rozan la triple línea del centro (que se muestra aquí como una línea gruesa) de la regla del lado izquierdo y del lado inferior; no se cuentan las zonas que tocan la línea triple central de la regla de los lados derecho y superior. Estimación de hemoglobina (Hb g/dl) En las aves es dif ícil estimar la hemoglobina, porque los eritrocitos tienen núcleo. La estimación de la hemoglobina se basa en medidas colorimétricas de la hemoglobina liberada tras la lisis de los eritrocitos. La hemoglobina puede estimarse utilizando métodos automáticos o métodos manuales. En los laboratorios comerciales se estima la hemoglobina utilizando un analizador hematológico automático que tiene en cuenta la interferencia fotométrica de los núcleos libres tras la lisis de los eritrocitos. En el método manual hay que eliminar los núcleos de la preparación porque su presencia da lugar a resultados no fiables. Los núcleos pueden depositarse mediante centrifugación a baja velocidad pero, puesto que parte de la hemoglobina sigue unida a los núcleos, las lecturas colorimétricas habitualmente son bajas. Esto puede evitarse estimando la hemoglobina como cianometahemoglobina utilizando la solución de cianuroferricianida de Drabkin alcalina o como oxihemoglobina utilizando una solución de amoniaco. En ambos casos, la estimación se realiza utilizando un espectrofotómetro a una lectura de la absorbencia de de 540 nm. Debe hacerse un gráfico de calibración utilizando los estándares disponibles comercialmente para hemoglobina para expresar la hemoglobina como oxihemoglobina. A la inversa, la hemoglobina puede estimarse directamente como oxihemoglobina utilizando un hemoglobinómetro comercial. Técnicas de laboratorio El método descrito más adelante se basa en el uso de un hemoglobinómetro o un color ímetro. Materiales y equipo ● ● ● ● ● ● ● ● Dispensador automático de 0-50 ml. Tubo de muestras desechable de 5 ml con tapa. Micropipeta de 20 ml con punta. Mezclador de rodillos. Palillos. Cubeta de 10 mm2. Paños de laboratorio para lentes. Hemoglobinómetro. Solución de trabajo Solución de amoniaco © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Ingrediente Cantidad Solución de amoniaco 4 ml (densidad 0,88) Agua destilada Hasta 1.000 ml Nota: Almacenar en fr ío a 8-12 °C. ● 45 Estimación del volumen extracelular (VEC%) hematocrito (Hto l/l) El volumen extracelular (VEC) es una prueba hematológica importante puesto que es una forma fácil y objetiva de estimar el número de eritrocitos de la muestra. También es fundamental para calcular el volumen corpuscular medio (VCM) y la concentración de hemoglobina corpuscular media (CHCM). En las especies aviarias, el VCM se estima mejor utilizando el método del microhematocrito que se describe a continuación. Es preferible utilizar tubos microcapilares abiertos, puesto que el mismo tubo puede utilizarse después para estimar el fibrinógeno. Materiales y equipo ● ● ● ● Tubos microcapilares abiertos. Cristaseal o cualquier otro sellador de plástico adecuado. Centrifugadora para microhematocrito. Lector de microhematocrito. Método Método Se etiquetan los tubos de muestras utilizando un rotulador permanente. Se utiliza un dispensador automático para transferir 4 ml de la solución de amoniaco al tubo de la muestra. Se esperan 5 min para permitir que la solución de trabajo alcance la temperatura ambiente. Se aspiran 20 ml de sangre completa del tubo almacenado utilizando una micropipeta, se limpian los lados de la punta de la pipeta cuidadosamente utilizando un paño y se dispensa sobre un lado del tubo de la muestra. Hay que evitar tocar la abertura distal de la punta de la pipeta con el paño, ya que esto producirá un intercambio capilar de la sangre hacia el tejido. También hay que evitar sumergir la punta de la pipeta en el líquido de dilución. Esta es una mala práctica de laboratorio. Se coloca el tubo de la muestra en el mezclador de rodillos y se esperan 3 min.Se decantan aproximadamente 3,5 ml de la sangre diluida en la cubeta. Se elimina la gelatina de los núcleos celulares utilizando palillos. No deben tocarse las paredes de lectura claras de la cubeta con los dedos descubiertos. Limpiar las paredes de lectura claras de la cubeta utilizando un paño de laboratorio para lentes. Poner a cero el hemoglobinómetro utilizando la solución de amoniaco como blanco. La lectura se expresa como hemoglobina g/dl. Se llena el tubo microcapilar hasta aproximadamente tres cuartos de su longitud. Se sella el extremo seco utilizando el sellador de plástico. Se coloca el tubo capilar correctamente dentro del rotor y se centrifuga a 10.000 g durante 5 min. Se determina el volumen extracelular en el lector del hematocrito. Se coloca el tubo capilar sobre el portador acr ílico del lector. En el extremo distal del tubo se hace coincidir la línea de demarcación entre el sellador y los eritrocitos con la línea A del lector del hematocrito. Deslizando el portador del tubo hacia la derecha o hacia la izquierda, se alinea el menisco marginal de la parte superior de la columna de plasma con la línea B del lector del hematocrito. Se coloca la línea C en la zona de unión de la capa leucocitaria y los eritrocitos y se lee el valor del hematocrito en la escala (fig. 3.51). HemoCue AB™ (Ängelhom, Suecia) Método La hemoglobina también puede estimarse como metahemoglobina ácida utilizando un sistema hemoglobinómetro (HemoCue AB, Suecia). Este sistema incluye microcubetas precargadas con un reactivo y un fotómetro. Las lecturas se realizan a 70 y 880 nm para compensar la turbidez de la muestra. Figura 3.51 Diagrama del lector del hematocrito en el que se ilustra el método para estimar el volumen extracelular: VEC%-hematocrito: l/l. 46 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Índices eritrocitarios ● Volumen corpuscular medio (VCM) es la expresión del volumen medio de los eritrocitos individuales calculado con la siguiente fórmula: ● VCM VEC 10 VCM (femtolitros [fl]). eritrocitos La hemoglobina corpuscular media (HCM) es la expresión del contenido medio de hemoglobina de un eritrocito único, y se calcula con la siguiente fórmula: Hb 10 HCM (picogramos [pg]). HCM eritrocitos La concentración de hemoglobina corpuscular media (CHCM) es la expresión del volumen dentro del eritrocito que ocupa la hemoglobina, y se calcula con la siguiente fórmula: CHCM Hb 100 CHCM (g/l). VEC Recuento de leucocitos (leucocitos 109/l) Soluciones de trabajo Prueba hematológica manual de recuento de eosinófilos BD Unopette™ 365877 (Becton Dickinson Co., NJ) El sistema Unopette™ 365877 se desarrolló originalmente para determinar los eosinófilos en hematología humana, pero se ha demostrado que es útil para hacer el recuento de leucocitos totales en las especies aviarias. En este sistema se utilizan 25 μl de sangre completa y 0,775 ml de diluyente Floxina B al 1%, lo que da lugar a una dilución de 1:32. Este método no se analiza en este apartado. ● ● ● ● ● ● Tubo capilar abierto. Placa de Petri (8,5 cm de diámetro). Papel de filtro (8,5 cm de diámetro). Hisopos. Hemocitómetro de Neubauer mejorado y cubreobjetos. Agua destilada. Microscopio, preferiblemente con contraste de fase. Paños de laboratorio. Método Se introducen 1,9 ml de la solución de oxalato de amonio al 1% en el tubo de muestras. Se llena la pipeta con 100 μl de sangre de la muestra, se lava la parte exterior de la punta de la pipeta y se introduce en el tubo. Se coloca el tubo en el mezclador de rodillos durante 3 min. Se limpia el hemocitómetro utilizando un paño o una tela sin hilos, limpios y secos. Se coloca el cubreobjetos firmemente, asegurándose de que los anillos de Newton (patrones de interferencia coloreados) se encuentran a cada lado de la cámara de recuento. Se toma una pequeña cantidad alícuota de la muestra diluida, utilizando un tubo capilar, y se llena el hemocitómetro. La cámara no debe llenarse ni más ni menos de lo necesario y no deben formarse burbujas durante este proceso. Se traza una línea en la placa de Petri con el papel de filtro y, utilizando agua destilada, se humedece el papel ligeramente. El hisopo se divide en dos trozos (6 cm de longitud), que se colocan a cada lado de la parte inferior de la placa de Petri. Se almacena el hemocitómetro cargado sobre los hisopos dentro de la placa de Petri humedecida para evitar que se deshidrate la muestra. Se esperan 5 min y se cuentan las células de las cuatro esquinas grandes de la rejilla de recuento (64 cuadrados pequeños) (fig. 3.52). n número de células contadas, entonces: n leucocitos 109 /l. 20 Solución de Natt y Herrick (para utilizar con microscopio sin contraste de fases) (V. la fórmula del método para eritrocitos, más arriba.) Solución de oxalato de amoniaco al 1% (para microscopia de contraste de fases) Ingrediente Oxalato de amonio Agua destilada Cantidad 10 g Hasta 1.000 ml El método descrito más adelante se basa en el uso de una solución de oxalato de amonio, que es el método que yo utilizo y recomiendo. Material y equipo ● ● ● ● Un tubo de muestras desechable de 3 ml con tapa. Dispensador automático 0-50 ml. Micropipeta de 100 μl y punta. Mezclador de rodillos. Figura 3.52 Diagrama de una cuadrícula de recuento del hemocitómetro de Neubauer mejorado. Los cuatro cuadrados sombreados grandes de las esquinas se utilizan para contar leucocitos. Técnicas de laboratorio Recuento diferencial de leucocitos (%) y número absoluto Para hacer el recuento diferencial y el recuento absoluto de leucocitos, el frotis debe examinarse con aumento de alta potencia (1.000) utilizando aceite de inmersión. La zona topográfica recomendada es el borde del frotis de sangre, ya que en esta zona las células sanguíneas están en una capa y ligeramente segregadas, lo que facilita su examen. En términos generales, deben contarse 100 leucocitos y clasificarse según las caracter ísticas morfológicas y de tinción. El recuento generalmente se realiza utilizando un contador de células diferencial manual o electrónico comercial. El recuento de leucocitos diferencial se expresa como un porcentaje de los grupos de células individuales. El porcentaje de cada grupo celular se convierte en números absolutos haciendo referencia a los leucocitos totales utilizando la siguiente fórmula: porcentaje de leucocitos contados leucocitos totales 100 n. absoluto 109 / I. Fijación y tinción de los frotis de sangre Habitualmente se acepta que los frotis de sangre puedan prepararse y después fijarse y teñirse. Esto es incorrecto. Los frotis deben, al menos, fijarse inmediatamente después de prepararlos, especialmente si se hacen en entornos cálidos y húmedos o en condiciones de fr ío y congelación. Los frotis de sangre nunca deben exponerse a la luz de sol directa, ni mezclarse con productos químicos, en forma de vapor o de cualquier otro tipo, especialmente formaldehído, ya que esto afecta siempre a la morfología celular. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Fijación En general, los frotis preparados frescos deben sumergirse en metanol absoluto dentro de un frasco de Coplin durante 5 a 10 min. Esto debe hacerse inmediatamente después de la preparación. Los frotis de sangre fijados pueden guardarse en cajas de almacenamiento para portaobjetos comerciales y teñirse después (p. ej., en condiciones de campo). A la inversa, los frotis de sangre pueden teñirse inmediatamente después de fijarlos. Nunca se insistirá demasiado en la importancia de la fijación adecuada de los frotis de sangre de las especies aviarias. Los gránulos intracitoplásmicos de los heterófilos y de los basófilos son hidrosolubles; por lo tanto, los frotis de sangre deben fijarse correctamente antes de teñirlos con el fin de conservar la integridad de estas estructuras. Un problema importante en hematología aviaria es la presencia de núcleos de los eritrocitos en los frotis debido a la hemólisis cuando los frotis se fijan de forma incorrecta. Este es uno de los motivos principales por los que ahora los clínicos y los laboratorios comerciales se inclinan a utilizar tinciones que se preparan con metanol absoluto (p. ej., tinción de Wright-Giemsa, tinción de Leishman) y se utilizan a concentración completa para que los frotis se fijen y se tiñan a la vez. Si utiliza ● 47 metanol absoluto con un frasco de Coplin para hacer la fijación en su laboratorio, recuerde sustituirlos tan pronto como se empiece a observar fatiga química. Esto dependerá del número de portaobjetos fijados y de las condiciones medioambientales del laboratorio. Tinción La mayor ía de las tinciones de Romanowsky utilizadas para la tinción de los frotis de sangre de los seres humanos y los mamíferos pueden utilizarse para teñir los frotis de sangre aviaria. Sin embargo, los resultados obtenidos con las distintas tinciones pueden ser ligeramente diferentes y generalmente se acepta que la selección de las tinciones es una cuestión de preferencias personales. Las tinciones que se utilizan habitualmente incluyen la tinción de Wright, la tinción de Giemsa, la tinción de Wright-Giemsa, la tinción de Leishman, la tinción de Wright-Leishman, la tinción de May-Grünwald y la tinción de May-Grünwald-Giemsa. Yo no creo que con las tinciones rápidas (p. ej., Diff Quick, Rapid Diff) pueda conseguirse una calidad adecuada para diferenciar las estructuras celulares hematológicas sutiles y los hematozoos. Esto es especialmente importante con respecto a las caracter ísticas morfológicas de los granulocitos. Las tinciones automáticas para portaobjetos facilitan la tinción de un número relativamente grande de frotis sanguíneos a la vez, produciendo resultados consistentes y eliminando las variaciones que pueden producirse con las técnicas manuales. Es innecesario decir que este tipo de equipo es relativamente caro y el coste de mantenimiento es elevado, por lo que es más adecuado para los laboratorios comerciales con un gran volumen de trabajo. Es importante que los clínicos o los técnicos de laboratorio recuerden los principios básicos de la hematología cuando tiñen los frotis sanguíneos. El pH de las tinciones debe comprobarse cada vez que se prepara un nuevo inventario. Algunas tinciones, especialmente las que se preparan a partir de polvo, deben filtrarse correctamente. Los objetos de cristal deben lavarse correctamente, enjuagarse con agua destilada y secarse completamente antes de utilizarse. Muchos de los artefactos habituales de los frotis sanguíneos se producen porque se preparan de forma descuidada y con una metodología inadecuada. El método de tinción que el autor utiliza actualmente y recomienda es una técnica de tinción de Wright-Giemsa modificada, que se describe aquí. Tinción de trabajo Ingrediente Polvo de tinción de Wright Polvo de tinción de Giemsa Glicerol Metanol absoluto Nota: Filtrar y almacenar. Cantidad 3g 0,3 g 5 ml hasta 1.000 ml (sin acetona) Método Se preparan frotis sanguíneos finos. Se colocan en un estante para tinción. Se empapa el frotis con la tinción de Wright-Giemsa, y se deja que se tiña durante 3 min. 48 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Se añade una cantidad igual de tampón de Sørensen a un pH de 6,5-6,8, dependiendo del lote del colorante. Se mezcla suavemente con una pipeta hasta que se forma un brillo de color verde metálico en la superficie y se deja reposar 6 min.Se aclara con el tampón dejándolo reposar 1 min para la diferenciación. Se lava abundantemente con el tampón. Se limpia la parte de atrás del frotis con un paño para quitar el exceso de tinción. Se deja en una gradilla hasta que se seque. (Nota: esta técnica se ha modificado de Campbell 1995.) Puede colocarse un cubreobjetos sobre el frotis de sangre utilizando un medio de montaje comercialmente disponible. Montar los frotis de sangre tiene varias ventajas, como prevenir los arañazos durante el transporte, evitar que se dañen cuando se manipulan mucho (p. ej., material de enseñanza) y mejorar la visualización para realizar exámenes ópticos y hacer fotograf ías. Características morfológicas y de tinción de los eritrocitos, leucocitos y trombocitos Es muy importante conocer la morfología y las caracter ísticas de tinción de las diferentes células sanguíneas para diferenciarlas y clasificarlas. La figura más destacada en el campo de las tinciones biológicas fue Paul Ehrlich (1854-1915). Inventó una tinción triácida que permite diferenciar y clasificar los leucocitos en grupos, que todavía se utiliza mucho hoy en día. Esta tinción se sustituyó por una tinción de eosina y azul de metileno que ideó Dimitri Leonidovich Romanowsky (1861-1921), y que posteriormente fue modificada por médicos como Richard May (1863-1936), Gustav Giemsa (1867-1948) y James Homer Wright (1871-1928). En general, las tinciones que en general se conocen como «tinciones de Romanowsky» tienen lapislázuli azul, que reacciona con los grupos ácidos, incluyendo los ácidos nucleicos y las proteínas del núcleo y el citoplasma, y eosina Y, que tiene afinidad por los grupos básicos, en especial los de hemoglobina. Cuando se utilizan en distintas especies aviarias, se observan ligeras variaciones que pueden ser el resultado de una diversidad real entre las especies o de variaciones simples en los materiales y métodos que se utilizan para los distintos individuos o entre los distintos laboratorios. En la tabla 3.5 se resumen las caracter ísticas morfológicas y de tinción de las diferentes células sanguíneas de las aves. Preparación de frotis de sangre Método Los frotis de sangre pueden hacerse poniendo una gota de sangre fresca sin anticoagulante directamente desde la punta de la jeringa, o también con sangre almacenada en ácido etilendiaminotetraacético (EDTA) a las 2-3 h de haberse obtenido. En hematología existen dos métodos que se aceptan de forma general para preparar frotis sanguíneos: la técnica de portaobjetos a portaobjetos y la técnica de cubreobjetos a portaobjetos. El método más popular entre los veterinarios especializados en aves es la técnica de cubreobjetos a portaobjetos, ya que los eritrocitos del frotis generalmente se reducen al mínimo. Técnica portaobjetos a portaobjetos Es muy recomendable utilizar un portaobjetos esmerilado en un extremo para escribir el número de identificación de TABLA 3.5 Morfología y características de tinción de las distintas células sanguíneas Célula sanguínea Características morfológicas Características de tinción Eritrocitos Células maduras Células maduras Tamaño mediano; forma ovalada, alargada; núcleo central ovalado, alargado Citoplasma: se tiñe uniformemente de color naranja pálido a rosa rojizo. Núcleo: rojo violeta, condensado, cromatina aglutinada Células inmaduras Células inmaduras Más pequeñas que las células maduras; redondeadas o semiovaladas; núcleos relativamente más grandes Policromáticas; azul pálido a oscuro Heterófilos Tamaño mediano; forma redondeada; núcleo bilobulado Citoplasma incoloro; con gránulos con forma de bastón a cigarro, de color rojo ladrillo a azul pálido Eosinófilos Tamaño mediano; forma redondeada; núcleo bilobulado Citoplasma de color azul pálido; gránulos redondeados u ovalados, de color rojo ladrillo a azul pálido Basófilos Tamaño pequeño; forma redondeada; núcleo monolobulado Citoplasma de color azul pálido; número variable de gránulos pequeños, medianos y grandes, de color violeta rojo oscuro Linfocitos Tamaño pequeño a mediano; normalmente, forma redondeada a triangular; núcleo redondeado, grande, colocado centralmente; en general, 25 citoplasma:72 núcleo; condensado grueso con cromatina muy condensada Citoplasma de color azul pálido Monocitos Tamaño grande; normalmente, forma redondeada; núcleo con forma de riñón, colocado excéntricamente; en general, 75 citoplasma:25 núcleo; citoplasma con aspecto de lazo, con frecuencia con vacuolas de tamaño mediano, cromatina muy condensada Citoplasma de color azul pálido a gris pálido Trombocitos Pequeños; forma ovalada a rectangular; núcleo ovalado a rectangular Citoplasma de incoloro a azul pálido; vacuolas grandes; cromatina de color violeta oscuro-rojo muy condensada en el núcleo Técnicas de laboratorio la muestra utilizando un lápiz. Los portaobjetos limpios se secan con un paño para lentes o una tela sin hilos. Se utiliza un tubo microcapilar abierto para retirar una pequeña cantidad de sangre fresca sin anticoagulante directamente de la punta de la jeringa o un tubo EDTA. Se coloca una gota pequeña de sangre (2 μl) en un extremo del portaobjetos. Se selecciona un portaobjetos esparcidor y se coloca frente a la gota de sangre formando un ángulo de aproximadamente 45 °. No es necesario decir que el portaobjetos seleccionado no debe tener ninguna muesca. Para comprobarlo, pase el borde de extensión sobre el borde de una uña del dedo. Mueva suavemente el portaobjetos de extensión hacia atrás hasta tocar la gota de sangre y deje que la gota discurra a lo largo del portaobjetos. Dirija el portaobjetos suavemente hacia delante con un movimiento constante y firme para que el frotis sea uniforme (fig. 3.53). Siempre es una buena práctica hacer dos frotis de sangre de buena calidad. ● 49 Figura 3.54 Diagrama que ilustra la preparación de una muestra de sangre utilizando la técnica de cubreobjetos a portaobjetos. Se coloca el cubreobjetos sobre la gota de sangre. Se aplica una presión suave hacia abajo. El portaobjetos y el cubreobjetos se mueven en sentidos opuestos para hacer el frotis. Técnica cubreobjetos a portaobjetos La única diferencia importante entre este método y el anterior consiste en los siguientes pasos. Coloque un cubreobjetos rectangular grande sobre la gota de sangre. Presione el cubreobjetos y deslícelo en direcciones opuestas con un movimiento continuo y firme para crear un frotis uniforme (fig. 3.54). Número de trombocitos contados leucocitos 100 trombocitos 109 / I. Recuento de trombocitos (109/l) Estimación del fibrinógeno (g/l) Método Material y equipo El recuento de trombocitos se realiza cuando se hace el recuento diferencial de leucocitos. El número absoluto de trombocitos de la muestra se calcula posteriormente utilizando la siguiente fórmula: ● ● ● ● ● ● Un soporte para tubos microcapilares para baño Mar ía. Centr ífuga de microhematocrito. Baño de agua a 56 1 °C. Portador de tubos microcapilares. Microscopio con lente de medición y escala de Vernier por niveles. Cronómetro. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Método Tras medir el volumen extracelular, coloque los tubos microcapilares en el soporte y sumérjalos en agua a 56 °C durante 3 min. Asegúrese de que toda la columna de plasma esté sumergida. Retire los capilares y centrifúguelos a 10.000 g durante 5 min. Colóquelos en el portador de tubos microcapilares y, utilizando la lente de medida y la escala Vernier del microscopio, realice las lecturas en el límite superior e inferior de la capa proteica y en el límite superior de la columna de plasma (fig. 3.55). El fibrinógeno se estima utilizando la siguiente fórmula: Figura 3.53 Diagrama que ilustra la preparación de un frotis de sangre utilizando la técnica de portaobjetos a portaobjetos. Se mueve el portaobjetos de extensión hacia atrás para tocar la gota de sangre suavemente, permitiendo que se distribuya a través del borde del portaobjetos. Se mueve hacia delante para hacer el frotis. Si se mueve lentamente, la sangre discurre lentamente; si se mueve deprisa, la sangre discurre deprisa. B A 100 fibrinógeno (g/l). C A Nota: Es fundamental realizar esta prueba con muestras recogidas en EDTA, puesto que la prueba se invalida si las muestras se han almacenado en heparina o si tienen coágulos. 50 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Cambios hematológicos relacionados con la edad Se han investigado los resultados hematológicos relacionados con la edad en pollos de avutarda kori (Ardeotis kori) durante su crecimiento y desarrollo (fig. 3.56). Se obtuvieron muestras de sangre de 16 pollos clínicamente normales a intervalos de un mes. La décima muestra se obtuvo cuando los animales tenían 15 meses de edad. Eritrocitos 2.5 2 1012/l Figura 3.55 A la izquierda, el diagrama muestra las distintas medidas obtenidas para estimar el fibrinógeno; a la derecha, un portaobjetos modificado para sujetar el tubo microcapilar durante la lectura. 1.5 1 0.5 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 Edad (meses) Hematocrito 16 14 12 10 8 6 4 2 0 0.5 0.4 0.3 l/l g/dl Hb (a) 0.2 0.1 0 1 2 3 (b) 4 5 6 7 8 9 10 1 2 3 4 5 6 Edad (meses) Edad (meses) Leucocitos Fibrinógeno 20 3.5 15 2.5 7 8 9 10 (c) g/dl 109/l 3 10 2 1.5 1 5 0.5 0 0 1 (d) 2 3 4 5 6 Edad (meses) 7 8 9 10 1 2 3 4 5 6 Edad (meses) 7 8 9 10 (e) Figura 3.56 Resultados hematológicos relacionados con la edad en pollos de avutarda kori (Ardeotis kori). (a) El recuento de eritrocitos aumenta de forma constante durante los primeros 4 meses de 1,28 0,06 1012/l al mes de edad, aumentando gradualmente hasta la edad de 4 meses a 2,06 0,08 1012/l. Después de este momento, el recuento de eritrocitos permanece bastante constante. El valor del recuento de eritrocitos a la edad de 12-15 meses fue de 2,08 0,06 1012/l. (b) El valor de la Hb sigue un patrón parecido al del recuento de eritrocitos con un valor de 7,5 0,2 g/dl a la edad de 1 mes, aumentando hasta 12,1 0,3 g/dl a los 4 meses de edad. Este valor permaneció muy constante hasta la edad de 12 meses, cuando aumentó a 14,2 0,4 g/dl. (c) El valor del hematocrito continuó aumentando de forma constante desde 0,23 0,7l/l al mes de edad, hasta 0,399 0,9l/l a los 5 meses de edad y permaneció bastante constante hasta la edad de 12-15 meses, cuando el valor aumentó hasta 0,47 0,9l/l. (d) El recuento de leucocitos al mes de edad era de 8,78 0,45 109/l, aumentando hasta 15,6 0,7 109/l a los 7 meses y disminuyendo después ligeramente hasta 14,5 0,5 109/l a los 9 meses de edad. (e) El valor del fibrinógeno fue de 1,76 0,18 g/l al mes de edad aumentando de forma constante hasta 3,0 0,2 g/l a la edad de 7 meses. Nota: Modificado de Howlett JC, Samour JH, Bailey TA, Naldo JL (1998) Age-related haematology changes in captive-reared kori bustards (Ardeotis kori). Comparative Haematology International 8: 26–30. Cambios hematológicos relacionados con la edad AGRADECIMIENTOS Los autores quieren dar las gracias a los editores de Clinical Avian Medicine (2006), Spix Publishing, por autorizarles a reproducir partes del capítulo sobre la utilidad diagnóstica de la hematología. ● 51 Fudge AM (2000) Laboratory Medicine: Avian and Exotic Pets, pp. 1–8. WB Saunders, Philadelphia. Gulland FMD, Hawkey CM (1990) Avian haematology. Veterinary Annual 30: 126–136. 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Bailey En este apartado se revisan las pruebas bioquímicas que se utilizan habitualmente para evaluar la salud de las aves. Los signos clínicos en las aves pueden ser inespecíficos, y con frecuencia la exploración f ísica sólo proporciona información limitada. Las pruebas bioquímicas de sangre son un componente fundamental del laboratorio clínico necesario para el diagnóstico diferencial de muchas enfermedades. Interpretar lo que realmente significa una lista de valores bioquímicos de un ave enferma puede ser confuso y, aunque los resultados bioquímicos generalmente no son diagnósticos, pueden ser útiles para descartar otros trastornos o indicar la gravedad de la patología orgánica (Fudge, 1997). Es dif ícil relacionar los cambios de los valores bioquímicos con la patología de los órganos, porque, con la excepción de los estudios sobre palomas realizados por Lumeij (1987), en las especies aviarias no domésticas se han realizado pocas investigaciones bioquímicas detalladas sobre los perfiles enzimáticos tisulares, los cambios relacionados con la edad y los cambios tras las lesiones orgánicas experimentales. Rangos de referencia bioquímicos normales En el apéndice 3 se presentan los rangos bioquímicos normales publicados de las enzimas sanguíneas, metabolitos, electrolitos y elementos traza de varias especies de aves, jóvenes y adultos, sanas. Estos valores pueden ser útiles para interpretar algunos resultados de laboratorio. Sin embargo, es importante que el lector sepa que muchos de estos rangos «normales» derivan de estudios únicos en grupos en cautividad, y en el caso de algunas especies sólo ha participado un número pequeño de aves. Los valores reales de la población sólo pueden determinarse a partir de muestras más grandes que representen distintas dietas, climas, alojamientos, niveles de ejercicio y distintos grupos según el sexo y la edad (Merritt et al., 1996). Desgraciadamente, estos estudios son escasos y los veterinarios especializados en aves deben trabajar con rangos derivados de pequeños grupos de aves. Además de tener en cuenta el número de aves de las que se obtuvieron muestras, para calcular un «rango normal» los clínicos deben evaluar de forma cr ítica qué estadísticas se utilizaron para analizar los datos. Desgraciadamente, muchos rangos de referencia publicados se han deducido utilizando estadísticas inadecuadas. Muchos datos bioquímicos no se ajustan a la distribución gaussiana (normal) y son necesarias estadísticas no paramétricas para establecer los rangos de referencia (Lumeij, 1987; Lumeij et al., 1988a, 1988b). Los rangos de referencia se han establecido estadísticamente para producir un intervalo de confianza del 95%. En el caso de los datos distribuidos normalmente es un intervalo de confianza del 95% de la media; en el caso de los datos que no se han distribuido normalmente, el intervalo de confianza del 95% de la media es más adecuado. Esto significa que este 5% (es decir, una de 20) de las aves sanas tendrán valores que estén fuera del rango de referencia «normal» dado. Se recomienda al lector que consulte la bibliograf ía para conocer mejor las teor ías y las dificultades para establecer los rangos de referencia normales (Lumeij, 1987; Lumeij et al., 1988a, 1988b; Hochleithner, 1994). Actualmente existen muchos libros sobre estadística que son intelectualmente «digeribles» para los no estadísticos (Petrie y Watson, 1999; Petrie y Sabin, 2000). Perfiles enzimáticos Obtención y almacenamiento de muestras Las técnicas para obtener sangre y el volumen de sangre que puede obtenerse con seguridad ya se han analizado. Aunque el anticoagulante de elección para la mayor ía En la tabla 3.7 se revisan las causas del aumento de la actividad enzimática y se resume la actividad tisular de algunas enzimas en las aves. Esta tabla puede ser útil para interpretar los cambios de las concentraciones plasmáticas de enzimas que se observan en la práctica clínica. El aumento de la actividad enzimática en el plasma se relaciona con la filtración de enzimas desde las células Perfiles enzimáticos ● 53 TABLA 3.6 Muestras de sangre recomendadas para pruebas bioquímicas en aves Prueba Plasma* Suero Ácido δ-aminolevulínico deshidratasa √ √ Otros Comentarios sobre la obtención de muestras Ácido úrico √ √ Ácidos biliares √ √ Las aves deben estar en ayunas durante 12-24 h antes de obtener la muestra Alanina aminotransferasa (ALT) √ √ La hemólisis causa aumento de la actividad Amilasa √ √ Aspartato aminotransferasa (AST) √ √ Amoniaco EDTA Bicarbonato √ Bilirrubina √ √ Calcio √ √ Las muestras deben analizarse inmediatamente después porque se libera amoniaco por el catabolismo de muchas sustancias (p. ej., urea) √ Los anticoagulantes que se ligan al calcio (p. ej., EDTA) producen valores artificialmente bajos √ Cinc Cloro √ Cobre √ √ √ Colesterol √ √ Creatina cinasa (CK) √ √ Creatinina √ √ Fosfatasa alcalina (FA) √ √ Fósforo √ √ Evitar la hemólisis. El citrato, oxalato y EDTA interfieren con el análisis Glucosa √ √ Analizar las muestras en 2 h para minimizar el efecto de la glucólisis que realizan los eritrocitos Glutamato deshidrogenasa (GLDH) √ √ √ γ-glutamil transferasa (GGT) Citrato y fluoruro inhiben la actividad de CK EDTA La heparina interfiere con los reactivos de la prueba y el citrato, oxalato y fluoruro disminuyen artificialmente la actividad Hierro √ √ Evitar la hemólisis. Evitar el citrato, oxalato y EDTA porque se ligan al hierro Lactato deshidrogenasa (LDH) √ √ La hemólisis produce aumento de la actividad Magnesio √ √ Potasio √ √ Las concentraciones se elevan debido a la hemólisis. Separar las muestras en unos minutos para que los resultados sean precisos. La hiperlipidemia y la hiperproteinemia producen valores artificialmente bajos Proteínas totales √ √ El plasma contiene fibrinógeno y en las palomas la concentración total de proteínas en el plasma es más alta que en el suero Sodio √ √ Triglicéridos √ √ Urea √ √ √ Selenio La hiperlipidemia y la hiperproteinemia producen valores artificialmente bajos * © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Plasma de tubos con heparina litio. lesionadas (Lumeij, 1987; Lumeij et al., 1988a). El aumento de las concentraciones plasmáticas de enzimas sólo puede interpretarse si se conocen los perfiles enzimáticos de varios órganos de las especies que se están investigando, porque la distribución de las enzimas es muy diferente entre los distintos órganos y especies animales. Las caracter ísticas de la enzimología clínica de muchos mamíferos se conocen bien, pero los estudios sobre los patrones enzimáticos de los tejidos de las aves con fines diagnósticos se limitan a algunas pocas especies (Cornelius et al., 1958; Bogin e Israeli, 1976; Bogin et al., 1976; Lumeij y Wolfswinkel, 1987; Lumeij et al., 1988a, 1988b; Bailey et al., 1999b). Hay que observar que no todos los aumentos de la actividad de las enzimas plasmáticas indican un proceso patológico, y los perfiles enzimáticos tisulares sólo pueden servir como una guía tosca para interpretar la actividad enzimática en el plasma. Por ejemplo, aunque parece que la creatina-cinasa (CK) es un indicador específico y sensible de la lesión de las células musculares tanto en los mamíferos (Chalmers y Barrett 1982) como en las aves (Lumeij et al., 1988a, 1988b), se sabe que las concentraciones de CK (y de lactato deshidrogenasa, LDH) aumentan de forma espectacular en las avutardas sanas cuando se las maneja (Bailey et al., 1997). Como consecuencia, deben tenerse en cuenta los episodios anteriores de manejo cuando se interpretan las concentraciones plasmáticas de CK y de LDH. De forma parecida, Dorrestein et al. (1986) produjeron lesiones musculares en palomas inyectándoles doxiciclina en el músculo pectoral y observaron que había una buena relación entre las concentraciones de CK y la gravedad de la lesión causada por la inyección. Cuando se sabe que a las aves se les ha puesto recientemente una inyección intramuscular, 54 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas TABLA 3.7 Actividad de las enzimas en los tejidos de las aves y causa del aumento en las especies de aves Enzima Actividad en los tejidos de las palomas* y las avutardas† Causas de aumento en las especies de aves ALT Presente en la mayoría de los tejidos, incluidos el duodeno, el páncreas, el hígado, el proventrículo, el corazón y el músculo esquelético Lesión celular inespecífica. Sólo aumenta raramente en los trastornos hepáticos de las aves AST Presente en la mayoría de los tejidos, incluidos el hígado, el corazón, el músculo esquelético, el cerebro, el riñón, el duodeno y el páncreas. En las avutardas las concentraciones más elevadas se observan en el proventrículo, el corazón y el músculo esquelético Principalmente en trastornos hepáticos (p. ej., hígado graso), del corazón o los músculos. Deficiencia de vitamina E/Se, inyecciones intramusculares. La AST tiene una semivida más larga que la LDH y las concentraciones permanecen elevadas durante algunos días más una vez que desaparece la lesión celular CK Presente en la mayoría de los tejidos incluidos el duodeno, el páncreas, el riñón, el hígado, el proventrículo, el músculo esquelético, el músculo cardíaco y el cerebro Lesión muscular, inyecciones intramusculares, neuropatías, captura física, cirugía, deficiencia de vitamina E/Se, intoxicación por plomo FA La mayoría en el duodeno, el riñón. Concentraciones bajas en el hígado Aumento de la actividad celular, no necesariamente lesión. Mayor en los jóvenes. Se observa que aumenta durante la puesta de huevos, en las fracturas, las neoplasias y la infección GGT Epitelio biliar y tubular renal No es un indicador sensible de lesión hepatocelular GLDH Enzima mitocondrial en la mayoría de los tejidos. Hígado, riñón y cerebro Necrosis hepatocelular y hepatopatía grave LDH Presente en la mayoría de los tejidos incluidos el duodeno, el páncreas, el músculo esquelético, el músculo cardíaco, el hígado, el hueso, el riñón y las células sanguíneas. Las concentraciones más elevadas en las avutardas se observan en el proventrículo y los músculos cardíacos Hemólisis y trastornos hepáticos (p. ej., hígado graso), el corazón o los músculos, inyecciones intramusculares. Esta enzima tiene una semivida corta y las concentraciones disminuyen rápidamente tras la lesión del órgano * Lumeij 1987. †Bailey et al. 1999b. Fuente: tomado y modificado de Hochleithner, 1994, Fudge, 1997, Lumeij, 1987, Bailey et al., 1999b. debe interpretarse con cuidado el aumento de la actividad plasmática de CK, aspartato aminotransferasa (AST) y LDH. En las tablas que acompañan al texto se analizan otras causas de artefactos bioquímicas, que incluyen contaminación bacteriana de las muestras, sangre no separada, hemólisis y varios anticoagulantes. Metabolitos y minerales El análisis de los metabolitos en la sangre proporciona información sobre la capacidad funcional de los órganos que participan en diferentes rutas metabólicas. Los metabolitos que se miden habitualmente incluyen amoniaco plasmático, ácidos biliares, fosfato inorgánico, urea y ácido úrico. Los macrominerales (calcio, fósforo, potasio, sodio y cloro) y los microminerales (magnesio, cinc, hierro, cobre y selenio) también tienen importantes funciones metabólicas y son fundamentales para el mantenimiento, el crecimiento y la reproducción. En las tablas 3.8 y 3.9 se resumen las causas de los cambios de las pruebas metabólicas y de los electrólitos en las especies aviarias. Una vez más, es necesario tener en cuenta las variaciones fisiológicas normales cuando se interpretan las concentraciones plasmáticas de los metabolitos. No todos los aumentos indican un proceso patológico: por ejemplo, en las rapaces se produce un aumento posprandial importante de las concentraciones plasmáticas de ácidos biliares, ácido úrico y urea (Lumeij y Remple, 1991, 1992). En las tablas que acompañan al texto se analizan otras variaciones fisiológicas de las concentraciones de los metabolitos. La deficiencia y el exceso de minerales pueden causar enfermedades, por lo que, para evaluar la salud del animal, suele ser necesario determinar el estado de los minerales. El estado de los minerales puede determinarse analizando el suero, el hueso, los tejidos (p. ej., hígado) y los alimentos (Scheideler et al., 1994). Hay que conocer los rangos de la concentración normal de minerales en la sangre o los tejidos de los animales sanos para determinar el estado de los minerales. Los oligoelementos, incluyendo el cobre, el manganeso, el selenio y el cinc, actúan como factores complementarios de las enzimas y son necesarios en cantidades pequeñas en la dieta (National Research Council, 1980, 1994). Los oligoelementos se han estudiado mucho en la sangre y los tejidos de los animales domésticos de granja, como las aves de corral, y evaluar la salud de las bandadas suele implicar evaluar el estado de los minerales. Aunque la obtención de muestras de sangre es una técnica práctica y mínimamente invasiva para hacer la detección selectiva en las aves no domésticas, se recomienda realizar más estudios para relacionar las concentraciones tisulares (p. ej., hígado) y sanguíneas. Por ejemplo, se considera que las concentraciones hepáticas son el indicador más fiable del estado del cobre en las especies domésticas (Keen y Graham, 1989). En la tabla 3.10 se ofrece un resumen de la fisiología y de los efectos en las especies de aves de la intoxicación y de la deficiencia de algunos minerales para los que se han publicado las concentraciones sanguíneas o tisulares en las aves. Vitaminas Las vitaminas se definen como componentes naturales de los alimentos que se presentan en cantidades mínimas, son orgánicas y son esenciales para el metabolismo normal y la salud (Brue, 1994). Si están limitadas en la Vitaminas ● 55 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. TABLA 3.8 Causas de los cambios en las pruebas metabólicas en las especies aviarias Metabolito Fisiología Ácido δ-aminolevulínico deshidratasa La ácido δ-aminolevulínico deshidratasa (ALAD) es una enzima a la que afecta la presencia de metales pesados. Las concentraciones sanguíneas de ALAD disminuyen en la intoxicación por metales pesados Causas de aumento Causas de disminución Ácido úrico Producto principal del catabolismo del nitrógeno. Se sintetiza en el hígado y en los túbulos renales y se elimina por secreción en los túbulos renales. Cuando las concentraciones plasmáticas de ácido úrico son elevadas, se ha producido una lesión tubular importante. Las aves que comen cereales tienen concentraciones inferiores de ácido úrico que las aves carnívoras Ovulación, aumento posprandial, lesión renal inducida por hipovitaminosis A, deshidratación, infección renal, intoxicación renal, hipervitaminosis A, hipervitaminosis D3, fármacos nefrotóxicos, gota (articular) Ácidos biliares Se sintetizan en el hígado a partir del colesterol y actúan principalmente emulsionando las sustancias en la digestión grasa y la absorción. Cuando se ingieren alimentos, la bilis se transporta a través del conducto biliar al intestino delgado. Alrededor del 90% de los ácidos biliares se reabsorben en el aparato gastrointestinal y vuelven a través de la circulación portal al hígado, donde se reciclan. Este es el «ciclo enterohepático». Si la función hepática está alterada, los ácidos biliares no se reabsorben adecuadamente, y por lo tanto aumenta la cantidad de ácidos grasos excretados que entran en la circulación. Se considera que la medida de la concentración de ácidos biliares es la prueba más sensible y específica para determinar la disfunción hepática en las aves y los mamíferos Disminución de la función hepática (p. ej., enfermedad del hígado graso), aumento posprandial en algunas especies Albúmina La albúmina actúa principalmente como un regulador de la presión osmótica y una proteína de transporte, y generalmente comprende el 45-70% de las proteínas séricas de las aves. Sólo puede calcularse con precisión la cantidad de albúmina mediante electroforesis y muchos de los valores que se presentan en los apéndices se determinaron mediante ensayos químicos húmedos y secos y por lo tanto no deben considerarse unas medidas precisas de la albúmina. Las concentraciones de albúmina deben evaluarse en el contexto de la proporción albúmina:globulina Amilasa Se produce en el páncreas, el hígado y el intestino delgado El aumento se asocia a pancreatitis aguda y enteritis Amoniaco La mayoría se absorbe del tubo digestivo, parte deriva del catabolismo proteico en el músculo esquelético. En las aves sanas, el amoniaco se convierte en ácido úrico y urea en el hígado y las concentraciones sanguíneas son bajas Disminución de la función hepática Envenenamiento con amoniaco Bilirrubina En las aves, el pigmento biliar más abundante es biliverdina, y la biliverdina no se convierte en bilirrubina. Como consecuencia, en el suero de las aves sanas las concentraciones son bajas o insignificantes Trastorno hepático (raramente), clamidofilosis Calcio El mayor componente del hueso. Participa en la transmisión de los impulsos nerviosos, la permeabilidad y la excitabilidad de las membranas, la activación de los sistemas enzimáticos, la calcificación de la cáscara y las contracciones uterinas antes de poner huevos. Las concentraciones sanguíneas de calcio se relacionan directamente con las concentraciones de albúmina. En el suero de las aves, el calcio se encuentra en tres fracciones, como la sal ionizada, como calcio ligado a proteínas y como calcio complejo (Stanford, 2003). El calcio ionizado es fisiológicamente activo, mientras que el calcio ligado a proteínas es inactivo. Por tanto, actualmente se considera que la medida del calcio ionizado es el reflejo más preciso del estado del calcio en los pacientes aviarios (Stanford, 2003). Hiperproteinemia, exceso de vitamina D en la dieta, deshidratación, tumor óseo osteolítico, gallinas en ovulación Síndrome hipocalcémico en algunos loros, en aves jóvenes relacionado con la edad, hipoalbuminemia Colesterol Es el lípido principal que es el precursor de las hormonas esteroideas y los ácidos biliares. Se obtiene a partir de proteínas animales y también se sintetiza en el hígado Hipotiroidismo Hepatopatía, obstrucción del conducto biliar, desnutrición, dietas con gran contenido en grasa, aterosclerosis Hepatopatía aflatoxicosis, dietas pobres en grasa, endotoxemia por Escherichia coli Creatinina Deriva del metabolismo de la creatina en el tejido muscular y se excreta por los riñones. No proporciona una evaluación precisa de la función renal de las aves Lesión renal grave, peritonitis por huevos, clamidofilosis, traumatismo renal, fármacos nefrotóxicos, alimentación con dietas ricas en proteínas Intoxicación por metales pesados Concentraciones menores en las aves jóvenes. Hepatopatía grave Disminuye la síntesis debido a hepatopatía crónica, inflamación crónica; las pérdidas aumentan debido a trastornos renales, parasitismo o sobrehidratación (Continúa) 56 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas TABLA 3.8 Causas de los cambios en las pruebas metabólicas en las especies aviarias (cont.) Metabolito Fisiología Causas de aumento Causas de disminución Glucosa Es necesaria como fuente de energía y debe mantenerse a concentraciones adecuadas en el plasma. Las concentraciones sanguíneas se mantienen por la conversión del glucógeno hepático. Toda la glucosa del plasma se filtra desde la sangre a través de los glomérulos renales y se reabsorbe en los túbulos Es mayor en muchas aves jóvenes, el ritmo circadiano, aumenta tras la alimentación, el estrés, diabetes mellitus Disfunción hepática, septicemia, aspergilosis, neoplasia, anorexia Fósforo El fósforo inorgánico deriva de la dieta y es un componente principal del hueso y también desempeña una función en el almacenamiento, liberación y transferencia de energía en el metabolismo acidobásico. El aumento de fósforo es poco frecuente en las aves Lesión renal grave, hipervitaminosis D, hiperparatiroidismo nutricional Hipovitaminosis D, malabsorción, tratamiento con glucocorticoides a largo plazo Proteínas totales La mayoría de las proteínas plasmáticas se sintetizan en el hígado (no inmunoglobulinas y hormonas proteicas). Las proteínas son la base de la estructura orgánica y tisular Infecciones crónicas, trastornos linfoproliferativos, deshidratación, en las hembras normales aumenta antes de poner huevos Hepatopatía crónica, malabsorción, enfermedad consuntiva, hemorragia, enteropatía, parasitismo, nefropatías, inanición, desnutrición, sobrehidratación, relacionado con la edad en las aves jóvenes Triglicéridos Es la forma principal en que se almacenan los lípidos y son una fuente importante de energía. Se sintetizan en la mucosa intestinal y en el hígado a partir de componentes de la digestión de las grasas Peritonitis relacionada con los huevos, hiperadrenocorticismo, desnutrición de aves obesas Urea Se forma por la rotura de las proteínas en el hígado y se excreta por filtración glomerular desde el riñón. Se produce reabsorción tubular, que es dependiente del estado de hidratación. En las aves deshidratadas se absorbe urea; en las aves hidratadas la mayoría de la urea filtrada se excreta Deshidratación, obstrucción uretral Fuente: tomado y modificado de Hochleithner, 1994; Fudge, 1997; Harris, 2000. TABLA 3.9 Causas de los cambios en las pruebas de electrólitos en las especies aviarias Metabolito Fisiología en las especies aviarias Causas de aumento Cloruro Anión extracelular principal. Es un componente osmóticamente activo del plasma. En las muestras de aves no suelen observarse cambios Deshidratación Potasio Sólo el 2% del potasio del organismo está en el líquido extracelular, el 98% restante se mantiene dentro de las células mediante la bomba de potasio Lesión tisular grave Insuficiencia renal Trastornos adrenales Acidosis Deshidratación Anemia hemolítica Diarrea crónica Tratamiento con diuréticos Alcalosis Sodio Se encuentra en el líquido extracelular y es responsable de determinar el volumen del líquido extracelular y la presión osmótica Envenenamiento por sales Pérdida excesiva de agua Disminución de la ingestión de agua Nefropatía Diarrea Sobrehidratación Bicarbonato Las alteraciones de bicarbonato son características del equilibrio acidobásico Aumento debido a acidosis metabólica Disminuye debido a la alcalosis metabólica Fuente: tomado y modificado de Hochleithner, 1994. Causas de disminución Equilibrio acidobásico ● 57 TABLA 3.10 Fisiología y efectos de la intoxicación y la deficiencia de algunos minerales en las especies aviarias Elemento traza Fisiología en las especies aviarias Signos de intoxicación Signos de deficiencia Cobre Es un componente de enzimas importantes y participa en la hematopoyesis, así como en la absorción y transferencia de hierro y en la síntesis de hemoglobina. Las concentraciones séricas de cobre también son útiles en los casos en los que se sospecha deficiencia, ya que se considera que las concentraciones bajas son diagnósticas. El rango normal de cobre en la sangre de la mayoría de los animales sanos está entre 50 y 150 μg/dl, aunque las aves, los peces y los marsupiales se caracterizan por concentraciones de cobre de la mitad de estos valores (Keen y Graham, 1989). Las concentraciones séricas publicadas de cobre en las aves incluyen: avutarda kori 67,8-101 μg/dl, ratites 1528 μg/dl y amazona de la Española (Amazona ventralis) 6,5-18 μg/dl (Bailey et al., 2004; Angel, 1996; Osofsky et al., 2000) Mortalidad de los pollos, erosión de la molleja y anemia. Puede producir deficiencia de selenio Anemia, disminución de la pigmentación de las alas, desmineralización del hueso, trastornos cardíacos, crecimiento anormal de las plumas, y ataxia y parálisis en los pollos Selenio Fundamental para la actividad enzimática y otros procesos bioquímicos. Un componente esencial de la glutatión peroxidasa, que inhibe la formación de peroxidasas Mal rendimiento reproductor, muerte y deformidades embrionarias La deficiencia simultánea de selenio y vitamina E produce trastornos específicos de la deficiencia Cinc Fundamental para la actividad enzimática y otros procesos bioquímicos. El método que más se utiliza para evaluar el estado del cinc consiste en medir las concentraciones plasmáticas (Keen y Graham, 1989). Las concentraciones plasmáticas o séricas típicas de cinc en la mayoría de las especies varían entre 50-150 μg/dl (Keen and Graham, 1989), mientras que el rango normal del cinc en la amazona de la Española (Amazona ventralis) es de 125-229 μg/dl (Osofsky et al., 2000) Parálisis de las patas y desmineralización del hueso. Las concentraciones elevadas pueden producir deficiencia de selenio secundaria Anomalías embrionarias y disminución de la tasa de eclosión, descamación de la piel, trastornos del desarrollo de las plumas, trastornos de la reproducción, acortamiento y engrosamiento de los huesos largos y dilatación de las articulaciones de los tarsos. Disminuye la absorción de cinc cuando hay concentraciones elevadas de calcio y de citrato de fósforo en la dieta Magnesio Fundamental para los procesos fisiológicos normales, como la respiración celular y la actividad enzimática, y participa en la formación del hueso y de la cáscara de los huevos Alteración de la calcificación del hueso y mortalidad en las aves jóvenes Disminuye la tasa de eclosión, mortalidad de los pollos y convulsiones neuromusculares. La absorción de magnesio disminuye cuando en la dieta hay concentraciones elevadas de calcio y fósforo © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Fuente: tomado y modificado de Keen and Graham, 1989; Anderson et al., 2002; National Research Council, 1994; Friend and Franson, 1999. dieta se producen síntomas de deficiencia específicos y caracter ísticos. En la tabla 3.11 se ofrece un resumen de la fisiología y los efectos de los cambios de las concentraciones de vitaminas en las aves. El diagnóstico de las deficiencias de vitaminas en las aves ha tendido a basarse en los signos clínicos y en la respuesta a los suplementos. Sin embargo, ahora que existen más pruebas para medir las concentraciones de vitaminas en los tejidos y en la sangre es indudable que mejorará la capacidad de los veterinarios para diagnosticar las deficiencias y proporcionar suplementos de forma más racional. Las concentraciones plasmáticas de vitamina E se han medido en un amplio rango de especies aviarias en cautividad (Gulland et al., 1988; Dierenfeld 1989; Schweigert et al., 1991; Dierenfeld y Traber, 1992; Dierenfeld et al., 1993; Anderson et al., 2002), pero las concentraciones en sangre de otras vitaminas no se conocen tanto. En el apéndice 3 se presentan las concentraciones sanguíneas de vitaminas en las especies de aves. Equilibrio acidobásico El diagnóstico de los trastornos acidobásicos y los desequilibrios de electrólitos en los seres humanos y muchos animales domésticos están bien documentados, pero se ha publicado poca información sobre las aves. La sangre heparinizada venosa es la muestra que se utiliza con más frecuencia para analizar los gases sanguíneos en las aves y lo ideal es que la determinación se realice en la clínica tan rápidamente como sea posible. El desarrollo de unidades portátiles y baratas, como el analizador sanguíneo I-STAT (Abbott Laboratories), ha hecho que el análisis de los gases sanguíneos sea más práctico para los clínicos. Se considera que los parámetros más adecuados para evaluar el estado acidobásico es el pH y niveles de PCO2 y HCO3 (Martin, 1994). Es importante evaluar el equilibrio acidobásico en las aves enfermas para determinar el tipo de solución más adecuado para la fluidoterapia. Por ejemplo, la solución de lactato de Ringer es más adecuada 58 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas TABLA 3.11 Resumen de la fisiología y los efectos de los cambios de las concentraciones de vitaminas en las especies aviarias Vitamina Fisiología en las especies aviarias Causas y efectos de los cambios de las concentraciones de vitaminas A Vitamina liposoluble esencial para el crecimiento y la diferenciación de los tejidos epiteliales, la formación de mucopolisacáridos, la estabilidad de las membranas celulares, el crecimiento de los huesos y la reproducción normal. También mejora el sistema inmunitario. Se almacena en el hígado y puede actuar como un tóxico acumulativo. Las deficiencias pueden estar causadas por insuficiencia de grasa en la dieta, protección antioxidante insuficiente o trastornos que interfieren con la digestión o la absorción de la grasa. Las hepatopatías pueden reducir la capacidad de las aves para almacenar vitamina A Deficiencia: mortalidad y anomalías embrionarias; sensibilidad a infecciones respiratorias; trastornos visuales; metaplasia escamosa de las mucosas; hiperqueratosis; disminución del tamaño de los testículos y de las concentraciones de testosterona; depósitos de uratos en los riñones y los uréteres; bloqueo de los huevos; huevos mal formados Intoxicación: anomalías óseas; fracturas espontáneas; conjuntivitis; enteritis; disminución de la queratinización; hemorragias internas; hígado y riñones grasos; deficiencias secundarias de otras vitaminas liposolubles D3 Vitamina liposoluble esencial para la absorción de calcio y como consecuencia para la formación de hueso normal y de la cáscara de los huevos. Se destruye por la radiación excesiva con luz ultravioleta y oxidación en presencia de ácidos grasos que causan enranciamiento. Existen dos formas de esta vitamina, ergocalciferol (D2), un derivado de las plantas y colecalciferol (D3), que se produce en el cuerpo de las aves. La vitamina D3 se sintetiza en la piel de las aves expuesta a la luz ultravioleta y es 30-40 veces más potente que la vitamina D2. Las aves que no tienen acceso a la luz ultravioleta necesitan una fuente dietética de vitamina D3. Deficiencia: huevos con la cáscara frágil y blanda; anomalías y mortalidad embrionarias; osteopatías metabólicas; debilidad de las patas; convulsiones; fracturas óseas patológicas; plumas en mal estado. Puede estar inducida por concentraciones elevadas en la dieta de vitamina A o E Intoxicación: disminución de la fertilidad; alteraciones en la calidad de la cáscara de los huevos; calcificación de los tejidos blandos; calcificación renal y arterial; desmineralización ósea; atrofia muscular E Vitamina liposoluble que proporciona protección antioxidante natural para las células, los ácidos grasos y otras vitaminas liposolubles. Actuando junto con la vitamina E hay varias metaloenzimas que incorporan manganeso, cinc, cobre, hierro o selenio. La glutatión peroxidasa que contiene selenio es la más importante de estas enzimas. Debido a que su actividad es parecida, el selenio y la vitamina E tienden a tener un efecto de ahorro una sobre la otra. La vitamina E actúa en varios sistemas metabólicos, incluyendo la respiración celular, las reacciones de fosforilación normales, la síntesis de ácido ascórbico y la síntesis de aminoácidos sulfurados. También tiene efectos sobre la inmunidad aumentando la fagocitosis y la producción de anticuerpos, así como estimulando la actividad de los macrófagos y los linfocitos Deficiencia: fertilidad baja; mortalidad embrionaria; tasa de eclosión baja; inmunodepresión; degeneración testicular; y anomalías clínicas específicas como encefalomalacia, diátesis exudativa y miopatías musculares. Puede estar predispuesto por giardiasis Intoxicación: Hígado graso y hepatomegalia; plumas cerosas. En concentraciones elevadas puede producir signos de deficiencia secundaria de desmineralización del hueso o fracaso de la coagulación sanguínea si las vitaminas D3 y K son marginales K Vitamina liposoluble esencial para la coagulación sanguínea normal. Procede de tres fuentes: plantas verdes, bacterias y formas sintéticas. La síntesis microbiana en el aparato intestinal es importante en la mayoría de las especies. Las necesidades de esta vitamina varían según la magnitud a la que las distintas especies utilizan la vitamina K sintetizada y también de si practican la coprofagia. Se destruye por oxidación, condiciones alcalinas, ácidos fuertes, la luz ultravioleta y algunos fármacos sulfurados. La vitamina K también requiere la presencia de grasas y sales biliares en la dieta para absorberse desde el intestino, por lo que la disminución de la función pancreática y biliar puede alterar la absorción normal Deficiencia: mortalidad embrionaria; hemorragias; anemia; alteración del metabolismo óseo. Puede estar inducida por concentraciones dietéticas elevadas de vitamina A o E o por un tratamiento prolongado con antibióticos Intoxicación: las concentraciones elevadas pueden causar mortalidad de los pollos y anemia B1 La tiamina es una vitamina hidrosoluble esencial para la actividad enzimática y el control respiratorio celular y también participa en la actividad nerviosa. Es frecuente en las plantas y en los alimentos de origen animal pero generalmente a concentraciones bajas. Varios compuestos de la naturaleza tienen actividad antitiamina, e incluyen amprolio, que inhibe la absorción de tiamina en el intestino, tiaminasas, que se encuentran en el pescado crudo, y antagonistas de tiamina como el ácido tánico. La tiamina no se almacena en el organismo durante mucho tiempo Deficiencia: mortalidad embrionaria; parálisis muscular; ataxia; convulsiones; signos neurológicos; atrofia de órganos Intoxicación: no se ha estudiado en las aves. Las concentraciones elevadas en los mamíferos pueden causar depresión del centro respiratorio y bloqueo de la transmisión nerviosa B2 La riboflavina es una vitamina hidrosoluble esencial para la actividad enzimática, la utilización de hidratos de carbono, el metabolismo y la respiración celulares, la formación de ácido úrico, la descomposición de aminoácidos y el metabolismo de los fármacos. Se destruye por la luz ultravioleta y las soluciones alcalinas. En el organismo se almacena una cantidad muy pequeña de riboflavina y se excreta rápidamente Deficiencia: anomalías y mortalidad embrionarias; mortalidad de los pollos; parálisis, dedos curvados y otros trastornos neuromusculares; dermatitis; pigmentación anormal de las plumas; extensión de las patas; hígado graso Intoxicación: no se ha observado en las aves. Se cree que la intoxicación no es un riesgo, debido a que no se absorbe bien en el intestino B6 La piridoxina es una vitamina hidrosoluble que participa en varios sistemas enzimáticos como coenzima. Es necesaria en todas las áreas de la utilización de aminoácidos, la síntesis de niacina y la formación de anticuerpos. Se destruye por oxidación Deficiencia: disminución de la tasa de eclosión; ataxia; trastornos neuromusculares; perosis; hemorragias; erosión de la molleja Intoxicación: no se ha observado en las aves B12 La cianocobalamina es un producto de la biosíntesis bacteriana y por lo tanto debe obtenerse consumiendo una fuente de bacterias o tejidos animales que acumulan la vitamina. Es un componente fundamental de muchas rutas metabólicas y participa en la síntesis de ácidos nucleicos y proteínas, así como de hidratos de carbono y grasas. La mayoría de la vitamina B12 del organismo se encuentra en el hígado, y existen almacenes secundarios en los músculos. La vitamina B12 se almacena de forma eficaz, y tiene una semivida biológica larga de 1 año en los seres humanos Deficiencia: anomalías y mortalidad embrionarias; mortalidad de los pollos; erosión de la molleja; defectos de las plumas Intoxicación: no se ha observado en las aves Cambios bioquímicos relacionados con la edad ● 59 TABLA 3.11 Resumen de la fisiología y los efectos de los cambios de las concentraciones de vitaminas en las especies aviarias (cont.) Vitamina Fisiología en las especies aviarias Causas y efectos de los cambios de las concentraciones de vitaminas Biotina Vitamina hidrosoluble que es una parte activa de cuatro enzimas carboxilasa diferentes en el organismo que participan en el metabolismo de la energía, la glucosa, los lípidos y algunos aminoácidos. Se destruye por los ácidos y bases fuertes, los agentes oxidantes y la proteína avidina de la albúmina de los huevos crudos. La biotina está muy distribuida en los alimentos a bajas concentraciones. La síntesis de biotina por la microflora intestinal puede ser importante Deficiencia: anomalías y mortalidad embrionarias; mal crecimiento; dermatitis; perosis y anomalías de las patas; síndrome de hígado-riñón grasos Intoxicación: no se ha observado en las aves Colina Vitamina hidrosoluble que tiene cuatro funciones metabólicas importantes: 1) como componente de los fosfolípidos y por lo tanto para el mantenimiento de la integridad celular; 2) maduración de la matriz cartilaginosa del hueso; 3) metabolismo de las grasas en el hígado, y 4) acetilada para formar el neurotransmisor acetilcolina. Aunque la mayoría de los animales sintetizan colina, los animales jóvenes no pueden sintetizar una cantidad suficiente para cubrir sus necesidades durante el crecimiento Deficiencia: disminuye la tasa de eclosión; perosis y dilatación de la articulación tibiotarsiana; esteatitis hepática; síndrome del hígado graso Intoxicación: no se ha observado en las aves Ácido fólico Vitamina hidrosoluble que participa en el metabolismo y la bioconversión de los aminoácidos y en la síntesis de nucleótidos. Interviene en la maduración de los eritrocitos, la producción de leucocitos, el funcionamiento del sistema inmunitario, la formación de ácido úrico. También es fundamental para el crecimiento normal. Algunos fármacos sulfurados aumentan las necesidades de ácido fólico. La deficiencia de cinc puede aumentar la absorción de ácido fólico disminuyendo la actividad de las enzimas de la mucosa que crean una forma absorbible de ácido fólico. Los inhibidores enzimáticos están presentes en algunos alimentos como el repollo, las naranjas, las judías y los guisantes Deficiencia: anomalías y mortalidad embrionarias; perosis; anemia macrocítica; plumas en mal estado; pérdida de la pigmentación de las plumas Intoxicación: no se ha observado en las aves Niacina Vitamina hidrosoluble que es un componente importante de las coenzimas NAD y NADP, que participan en el metabolismo de los hidratos de carbono, las grasas y las proteínas Deficiencia: dermatitis; perosis; estomatitis; dilatación de la articulación tibiotarsiana; anemia; trastornos digestivos; debilidad muscular general Intoxicación: plumas ásperas, rugosas y patas cortas y dirigidas hacia delante en los pollos C No se ha demostrado que el ácido ascórbico sea un nutriente necesario para la mayoría de las especies de aves. Se sintetiza fácilmente en el hígado y los riñones de las aves pero la deficiencia de vitamina A, E y biotina pueden inhibir su biosíntesis. El ácido ascórbico participa en la síntesis de colágeno, es un antioxidante excelente y puede regenerar la vitamina E Deficiencia: los signos de deficiencia de vitamina C no se han documentado en las aves Ácido pantoténico Vitamina hidrosoluble que es un componente estructural de la coenzima A, una de las coenzimas más importantes para el metabolismo tisular. Participa en la biosíntesis y la degradación de ácidos grasos, y en la formación de colesterol, triglicéridos, fosfolípidos y hormonas esteroideas. Se destruye en el corazón, y por los ácidos y las bases Deficiencia: mortalidad embrionaria; dermatitis; perosis; plumas en mal estado; falta de crecimiento; síndrome del hígado-riñón grasos; ataxia; disminución del volumen del semen y de la fertilidad Intoxicación: no se ha observado en las aves © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Fuente: adaptado de Anderson, 1995; Brue, 1994; McWhirter, 1994. para las aves acidóticas, mientras que una solución de suero salino con dextrosa al 5% es más adecuada para las aves con alcalosis (McKinney, 2003). En el apéndice 3 se ofrecen los valores de los gases sanguíneos de algunas especies de aves. Se recomienda realizar más investigaciones para establecer los rangos de referencia y ofrecer pautas de actuación interpretativas para las aves. Cambios bioquímicos relacionados con la edad En las investigaciones en aves jóvenes de muchas especies, incluyendo psitácidas (Clubb et al., 1990; Joyner y Duarte, 1994), cigüeñas (Montesinos et al., 1997) y avutardas (Bailey et al., 1998a, 1998b, 1999a), se ha observado que se producen cambios de los valores bioquímicos relacionados con la edad. Estos estudios han demostrado que existen diferencias importantes en muchos valores bioquímicos, incluyendo glucosa, proteínas totales, fosfatasa alcalina (FA), AST, LDH y calcio, entre las aves adultas y jóvenes sanas. El calcio, las proteínas totales y las concentraciones de AST tienden a ser significativamente inferiores en el plasma de las aves jóvenes si se compara con los adultos. Las necesidades de proteínas (un componente fundamental de los tejidos) para el crecimiento pueden explicar las concentraciones bajas circulantes en las aves jóvenes. En las aves jóvenes se observan concentraciones plasmáticas elevadas de FA y se considera que se asocian al crecimiento y desarrollo normales de los huesos. Como ejemplo, en las figuras 3.57 y 3.58 se muestran los cambios de las concentraciones plasmáticas de calcio y FA en las avutardas kori en crecimiento. 60 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas 350 300 FA (U/i) 250 200 150 100 50 0 4a8 9 a 16 17 a 24 25 a 32 33 a 40 41 a 52 Adulto De 41 a 52 Adulto Edad (semanas) Figura 3.57 Concentraciones plasmáticas de fosfatasa alcalina (U/i) en las avutardas kori. Calcio (mmol/l) 3 2,5 2 1,5 1 0,5 0 De 4 a 8 De 9 a 16 De17 a 24 De 25 a 32 De 33 a 40 Edad (semanas) Figura 3.58 Concentraciones plasmáticas de calcio (mmol/l) en avutardas kori. Análisis de orina Está indicado realizar un análisis de orina si se sospecha de una nefropatía. En muy pocas investigaciones se han definido los parámetros normales de la orina de las aves (Rosskopf et al., 1986; Halsema et al., 1988; Huchzermeyer, 1998; Tschopp et al., 2007). En los estudios sobre enzimas tisulares se ha demostrado que los tejidos renales aviarios contienen altas concentraciones de glutamato deshidrogenasa (GLDH), γ-glutamil transferasa (GGT), fosfatasa alcalina (FA), CK, LDH, AST y ALAT (Lumeij y Wolfswinkel, 1987, Lumeij et al., 1988a, Bailey et al., 1999b). Se sabe que los mamíferos excretan una gran cantidad de estas enzimas en la orina después de sufrir una lesión renal (Keller, 1981) y el análisis bioquímico de la orina de las aves puede ser una prueba diagnóstica útil y deber ía prestársele más atención que la que ha recibido hasta ahora. El problema principal en las aves es obtener muestras no contaminadas. Los avestruces son las únicas aves que emiten orina de forma independiente de las heces, lo que permite obtener muestras simples de orina no contaminada con heces que contienen proteínas (Huchzermeyer, 1998; Mushi et al., 2001). En condiciones experimentales se han obtenido muestras adecuadas de palomas utilizando una cánula cloacal o de aves que estaban en jaulas con el suelo de red, cuyas muestras se han podido recoger en una hoja de plástico. En muchas especies puede inducirse poliuria transitoria administrando agua en el buche a través de una sonda y, en algunos grupos de aves, como las rapaces, la obtención de orina en el entorno clínico es una técnica comparativamente sencilla (Tschopp et al., 2007). En los halcones, la tullidura normal (salida de excremento del intestino y del aparato urinario en las rapaces) consiste en un centro de color negro oscuro (heces) rodeado de una masa de uratos blanca puramente caliza, a veces con un anillo más grande de orina clara. La parte líquida (orina) de una tullidura fresca puede aspirarse fácilmente y centrifugarse, y el sobrenadante puede analizarse utilizando una tira reactiva comercial o un analizador bioquímico estándar. Tschopp et al. (2007) observaron un aumento de las concentraciones de GGT y de proteínas totales en los halcones enfermos si se comparaban con los halcones sanos (tabla 3.12). En el apéndice 3 se presentan los valores de referencia del análisis de orina en los halcones sanos. A veces la única prueba de laboratorio de que existe una enfermedad renal es la presencia de cilindros y sedimento urinario, por lo que las muestras deben examinarse con cuidado buscando la presencia de estos. Análisis de orina ● 61 TABLA 3.12 Análisis de orina en las especies aviarias Parámetro Fisiología normal Causas de los cambios en las especies aviarias Color y consistencia La orina generalmente es clara, excepto en las ratites y las anseriformes, en las que la orina es opaca y turbia El color de la orina puede cambiar tras la ingestión o la inyección de vitaminas hidrosolubles (p. ej., vitamina B). La intoxicación por plomo puede causar orina de color chocolate con leche y uratos. Las hepatopatías graves (p. ej., virus de la enfermedad de Pacheco, clamidofilosis, herpesvirus del halcón) pueden aumentar la secreción de biliverdina, lo que produce una orina de color verde lima y uratos Densidad Varía dependiendo de la hidratación. Se mide con un refractómetro. Los valores de 1,0051,020 se consideran normales Cualquier trastorno caracterizado por poliuria y polidipsia. El aumento de la pérdida de agua sin que aumente la pérdida de solutos disminuye la densidad, y se produce en la fluidoterapia intravenosa, el hipertiroidismo, las hepatopatías, las neoplasias hipofisarias y el tratamiento con glucocorticoides pH La orina de la mayoría de las aves domésticas tiene un pH entre 6-8. El pH se relaciona con la dieta: los carnívoros tienden a tener la orina ácida y los granívoros tienen la orina más alcalina Se considera que las aves con un pH urinario inferior a 5 están acidóticas Proteínas urinarias En la orina de la mayoría de las aves pueden detectarse trazas de proteínas, probablemente debido a contaminación fecal Se ha observado que, en las rapaces enfermas, las concentraciones de proteínas en la orina se duplica (aspergilosis, trastornos parasitarios, intoxicación por plomo, amiloidosis) si se comparan con las aves sanas Glucosa La orina de las aves normalmente no contiene glucosa. En las aves normales pueden detectarse concentraciones traza debido a contaminación fecal Se ha observado que en las rapaces enfermas las concentraciones de glucosa en la orina son superiores (aspergilosis, trastornos parasitarios, intoxicación por plomo, amiloidosis) si se comparan con las aves sanas Sangre Puede diferenciarse la hematuria de la hemoglobinuria con las tiras reactivas comerciales La sangre en la orina puede originarse en la cloaca, o los aparatos urinario, reproductor o digestivo. Debe tenerse en cuenta la dieta: la mayoría de las rapaces tienen sangre en la orina debido a que se alimentan con carne GGT Se ha demostrado que en los tejidos renales aviarios muchas enzimas tienen mucha actividad, incluida la GGT En las rapaces enfermas se ha observado aumento de la concentración de GGT en la orina (aspergilosis, trastornos parasitarios, intoxicación por plomo, amiloidosis), mientras que en estas aves las concentraciones séricas de GGT están dentro del rango normal. Es necesario realizar más investigaciones sobre la importancia clínica de las enzimas en la orina Cloruro Las concentraciones de cloruro en la orina dependen principalmente de la concentración de cloruro sódico en los alimentos y también del estado de hidratación, que está influido por factores climáticos Existen muy pocos estudios sobre las concentraciones de cloruro en la orina de las aves. Los resultados de los análisis de orina de avestruces de granja sanos demostraron que los rangos de cloruro eran muy superiores (hasta 400 veces mayores) que los valores en los halcones Fuente: tomado y modificado de Hochleithner, 1994; Tschopp et al., 2007. BIBLIOGRAFÍA Anderson S (1995) Bustard micronutrient review. NARC External Report No. 4. Anderson SJ, Dawodu A, Patel M et al. (2002) Plasma concentrations in six species of bustards (Gruiformes: Otididae). Journal of Wildlife Diseases 38: 414–419. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. 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Obtener un aspirado puede ser arriesgado, porque generalmente implica el uso de una aguja, y por lo tanto deben tomarse precauciones para minimizar el riesgo de lesionar más al ave. A veces es posible comprobar el paso de una aguja para aspiración utilizando la radiología u otras técnicas de imagen. Sin embargo, generalmente la aspiración debe realizarse «en ciego», y hay que tener mucho cuidado (figs. 3.59-3.62). El equipo para la aspiración de líquidos o material semilíquido de una lesión en un ave consta esencialmente Aspirados Figura 3.59 El aspirado de las coanas o la orofaringe puede realizarse en aves pequeñas, de tamaño mediano o grande utilizando una cánula para lagrimal estéril unida a una jeringa. Los aspirados de estas zonas son muy útiles para los estudios de protozoos. ● 63 Figura 3.61 Se está desinfectando la articulación tibiotarsiana antes de obtener un aspirado de la articulación inflamada de una avutarda hubara (Chlamydotis undulata). Figura 3.62 Una aguja de calibre 25 unida a una jeringa de tuberculina es ideal para los aspirados de las articulaciones. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 3.60 Uso de un catéter para obtener un aspirado del buche de una paloma doméstica (Columba livia). de una jeringa y una aguja. A veces puede utilizarse un Vacutainer, pero en general no se recomienda porque puede causar lesiones y la evacuación rápida del líquido de una lesión puede tener efectos sistémicos. En la mayor ía de los casos, el objetivo de la aspiración es eliminar una pequeña cantidad de material para su estudio en el laboratorio. La aspiración total (p. ej., drenaje de un quiste lleno de líquido) se realiza mejor después, cuando ya se conoce la etiología probable y la topograf ía de la lesión. La elección del tamaño de la aguja y la jeringa para la aspiración depende de varios factores, que incluyen las preferencias individuales. Como regla general, si se necesita una muestra pequeña debe utilizarse una jeringa pequeña (1 ml). La aguja debe ser tan corta como sea posible, siempre que sea compatible con la obtención de la muestra. Una aguja demasiado larga puede dañar inadvertidamente otros tejidos, especialmente si el ave se mueve. El tamaño de la aguja necesario es cuestionable. Una aguja de pequeño calibre producirá menos lesión tisular y habrá menos peligro de derrame una vez que la aguja se retire. Sin embargo, esto tiene dos inconvenientes principales: 1) si el material que se va a aspirar es semisólido o contiene agregados de material sólido, puede bloquearse en la aguja o quizá no aspirarse, dando así un cuadro falso en el examen del laboratorio, y 2) cuando el material se aspira en la aguja (y aún más cuando posteriormente se expulsa a través de la aguja) existe el peligro, como en hematología, de que las células se lisen y aparezcan artefactos. Con una aguja de gran calibre ocurre lo contrario y, en mi opinión, generalmente es preferible. Como regla general, una aguja de calibre 23-25 G suele ser adecuada para aspirar muestras en las aves. Los métodos de aspiración también var ían. Yo recomiendo introducir la aguja de forma decidida, pero con cuidado, unos milímetros y después hacer presión hacia atrás con el émbolo de la jeringa. Puede cambiarse la dirección de la aguja hasta que se aspira el líquido u otro material. Si esto fracasa, puede ser necesario retirar la jeringa y la aguja y volver a insertarla en otra zona, o quizá utilizar otra aguja de mayor calibre. 64 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Una vez que se obtiene un aspirado con la aguja, hay que decidir cuál es la mejor forma de manipularlo. Como en hematología, existen muchas opciones (frotis para examinar las células, cultivos de bacterias u hongos, pruebas bioquímicas y otras si la muestra es suficientemente grande, etc.). Se recomienda tener un diagrama de flujo o un sistema de triaje. Hay que recordar que, aunque parezca que la aspiración no ha tenido éxito, este no es necesariamente el caso. La punta de la aguja o incluso los últimos milímetros pueden contener material de la lesión, por lo que si parece que el aspirado no ha tenido éxito, también debe utilizarse la aguja para las pruebas de laboratorio. Si se considera que el cultivo bacteriológico es la prueba más importante, puede utilizarse la punta de la aguja para cultivar directamente en agar sangre u otro medio. Una técnica preferible, no sólo para las investigaciones bacteriológicas, sino también para otras investigaciones, es retirar la aguja e infundir un pequeño volumen (0,1 ml como máximo) de suero salino estéril para lavar la punta de la aguja y arrastrar el material que pueda haber. Esto puede utilizarse para preparar un frotis sobre un portaobjetos o puede ponerse el líquido (idealmente mas las células) en una pequeña ampolla para hacer pruebas. Tras la aspiración, el paciente debe vigilarse con cuidado, en especial por si aparecen signos de derrame a través del orificio hecho con la aguja, y puede ser necesario un tratamiento profiláctico adecuado (p. ej., antibióticos si se ha producido una lesión en una articulación o en otra parte). ● ● Hisopos cubiertos de arginato. Cualquiera de las mencionadas antes diseñadas específicamente para uso pediátrico o para obtener muestras de orificios estrechos (p. ej., hisopos nasofar íngeos). Hisopos Christudas Silvanose El término «hisopo» implica el uso de una parte específica del equipo para recoger la muestra (figs. 3.63 y 3.64). También pueden utilizarse otras técnicas (p. ej., lavado, cepillado y raspado), que se analizarán más adelante en el epígrafe «Biopsias». Los hisopos pueden realizarse con varias finalidades, que incluyen bacteriología, micología, virología, micoplasmología y citología. Hay que tener en cuenta dos puntos importantes cuando se obtiene una muestra con un hisopo: ● ● Figura 3.63 Obtención de una muestra de la cloaca con un hisopo de un halcón sacre (Falco cherrug) anestesiado con isoflurano. El tipo de hisopo que se utiliza. El área del que se va a obtener la muestra. El tipo de hisopo puede influir mucho en los resultados, así como en la determinación que se va a realizar. Existen muchos tipos de hisopos, aunque la mayor ía constan esencialmente de una varilla de madera o de metal (p. ej., aluminio) y una punta de algodón aunque puede haber muchas variantes. En la práctica aviaria los hisopos que más suelen utilizarse son: ● ● Hisopos con una bola de algodón seco. Hisopos con una bola de algodón con un medio de transporte (p. ej. medio de transporte de Stuart). Figura 3.64 Las muestras de la orofaringe pueden obtenerse de forma relativamente fácil con un hisopo en un sisón moñirrojo (Eupodotis ruficrista). Aparato gastrointestinal inferior ● 65 TABLA 3.13 Protocolo para la obtención, el transporte y el procesamiento de muestras para investigaciones de virus Muestra Investigación Hisopos para orofaringe, cloaca, coana, nariz, conjuntiva, hígado y pulmón Microscopia directa Cultivo Transporte Medio/método Microscopia electrónica Embalaje de transporte para virus Cellmatics™ (Difco), a 2-10°C Cultivo de huevos embrionados, cultivo celular Nota: Las pruebas de identificación incluyen microscopia electrónica, hemaglutinación, hemadsorción, cambios citopáticos y reacción antígeno-anticuerpos. Todas las nombradas antes tienen algunas ventajas. En la mayor ía de los casos son adecuados los hisopos de algodón seco, especialmente si se va a tomar la muestra de una lesión extensa (v. más adelante) y es probable que se coloque en una placa o se procese rápidamente en la clínica. A veces la eficacia de los hisopos secos a la hora de obtener microorganismos y de su supervivencia superior aumenta si se introduce primero en suero salino. Los hisopos en un medio de transporte se prefieren cuando las muestras no se van a examinar inmediatamente y especialmente cuando puede ser dif ícil almacenarlas de forma adecuada (p. ej., en los trabajos de campo en los países donde no están disponibles la refrigeración u otros medios). De nuevo, existen muchos tipos de medios de transporte, y cada uno tiene sus caracter ísticas específicas, pero en general puede asumirse que el medio de transporte de Stuart es satisfactorio para el almacenamiento de muchos tipos de bacterias durante per íodos considerables de tiempo. También existen medios de transporte para finalidades más específicas, como el transporte cuando se sospecha la existencia de virus o micoplasmas. Incluso si se utiliza un medio de transporte, hay que tener cuidado para almacenar y transportar las muestras con cuidado (tabla 3.13). Deben manejarse con suavidad (no deben dejarse caer ni agitarse) y, en general, es mejor mantenerlas a temperatura de refrigeración normal (4 °C) hasta que puedan procesarse. Obtención de hisopos microbiológicos Vías respiratorias superiores Se recomienda obtener muestras si un ave presenta alguno de los siguientes signos: ● ● ● ● Faringitis. Tos. Estornudos. Halitosis. Hay que obtener una muestra con un hisopo de todas las lesiones orales evidentes, y por otro lado de los orificios nasales. Método El pico puede abrirse manualmente con los dedos o colocando una venda de gasa en la parte superior e inferior del pico. En algunas aves con un pico fuerte, como las psitácidas, puede utilizarse un espéculo oral de metal o una toalla a modo de mordaza suave. Las descargas nasales no son necesariamente buenas muestras, aunque la descarga se asocie a infección de las vías respiratorias superiores. (El examen microscópico puede demostrar que la descarga está llena de bacterias.) Las muestras que se obtienen con hisopos oculares o conjuntivales no siempre son útiles clínicamente. Los signos oculares de las infecciones de las vías respiratorias superiores suelen estar causados por Chlamydophila o Mycoplasma spp.; hay que obtener muestras de las coanas. Un método no invasivo para obtener muestras de los senos consiste en instilar suero salino normal estéril en las narinas. Se deja que el suero salino penetre a través de los senos y que drene a través de las aberturas de las coanas. Se toma la muestra con el hisopo de esta zona tal como se ha descrito antes. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Para que los resultados de laboratorio sean consistentes, es importante evitar errores, que incluyen: ● ● ● ● ● ● Obtener la muestra de un sitio incorrecto. Muestras no diagnósticas. Contaminación del hisopo por factores del entorno (p. ej., tocar accidentalmente el hisopo). Obtener muestras durante un tratamiento con antibióticos. Utilizar materiales inadecuados, incluyendo un medio de transporte incorrecto, etc. Contacto con inhibidores químicos (es decir, desinfectantes). En la tabla 3.14 se resumen los distintos protocolos recomendados para la obtención, el transporte y el procesamiento de las muestras. En la tabla 3.15 se ofrece información sobre los antibiogramas. Aparato gastrointestinal inferior Es mejor obtener muestras de heces muy frescas para su cultivo; la obtención de muestras con hisopo de la cloaca puede ser una alternativa. Es posible que no represente el aparato gastrointestinal inferior, ya que la cloaca puede estar seca y relativamente carente de bacterias. El hisopo debe insertarse después de haber hecho un lavado con suero salino estéril o con una solución de Ringer; esto puede ayudar a la inserción además de recuperar microorganismos. Con respecto al tamaño del hisopo, puede ser mejor utilizar un hisopo «pequeño» como un hisopo «ENT» para los pacientes diminutos. 66 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas TABLA 3.14 Protocolos para la obtención, el transporte y el procesamiento de muestras Muestra Prueba Transporte Medio/método Microscopia directa Contenedor estéril a 4 -10°C Frotis con hidróxido de potasio al 10% o una preparación de lactofenol azul de anilina (KOH) en agar Sabouraud, agar para dermatofitos Cultivo Medio de Stuart Hisopo con suero salino Contenedor estéril a 4-10°C Microscopia directa Contenedor estéril a 4-10°C Frotis con una preparación de KOH al 10% para tejidos blandos y KOH al 20% para tejidos duros Cultivo Medio de Stuart Contenedor estéril a 4-10 °C Agar de Sabouraud para hongos Agar para levaduras-mohos para Candida spp. Agar con infusión de cerebro-corazón para Histoplasma capsulatum y Coccidioides immitis Microscopia directa Hisopo con suero salino a 4-10 °C Frotis con lactofenol y azul de anilina o una preparación con suero salino normal Frotis con preparación de tinta china para Cryptococcus neoformans Cultivo Medio de Stuart Hisopo con suero salino a 4-10 °C Agar de Sabouraud para hongos Agar para levaduras-mohos para Candida spp. Agar con infusión de cerebro-corazón para Histoplasma capsulatum y Coccidioides immitis Microscopia directa Contenedor estéril a 4-10 °C Frotis con una preparación de KOH al 20% Cultivo Contenedor estéril a 4-10 °C Agar de Sabouraud, agar para dermatofitos Microscopia directa Contenedor estéril a 4-10 °C Frotis con lactofenol y azul de anilina o preparación de suero salino normal Cultivo Medio de Stuart Contenedor estéril a 4-10 °C Agar de Sabouraud para hongos Cultivo en agar para levaduras-mohos para Candida spp. Agar con infusión de cerebro-corazón para Histoplasma capsulatum y Coccidioides immitis Microscopia directa Hisopo con suero salino Contenedor estéril a 4-10 °C Frotis con KOH al 10% o lactofenol y azul de anilina o preparación en suero salino normal Cultivo Medio de Stuart Hisopo con suero salino Contenedor estéril a 4-10 °C Agar de Sabouraud para hongos Cultivo en agar para levaduras-mohos para Candida spp. Agar con infusión de cerebro-corazón para Histoplasma capsulatum y Coccidioides immitis Cultivo Contenedor estéril a 4-10 °C Agar de Sabouraud o agar de Czapek Placas Air-settled a 4-10 °C Agar de Sabouraud o agar de Czapek Microscopia directa Suero salino normal a 20-30 °C Frotis con una preparación de suero salino normal para trofozoítos Frotis con yoduro de Lugol o una solución de yoduro de Dobell y O’Connor para quistes de Amoeba Incubación con dicromato potásico para ovoquistes de Coccidia Cultivo Suero salino normal a 20-30 °C Medio de Balamuth para Amoeba spp. Medio de Unipath o Clausen para Trichomonas spp. Microscopia directa Suero salino normal a 20-30 °C Frotis con una preparación de suero salino normal para trofozoítos Frotis con yoduro de Lugol o solución de yoduro de Dobell y O’Connor para quistes de Amoeba Cultivo Suero salino normal a 20-30 °C Medio de Balamuth para Amoeba spp. Medio de Unipath o Clausen para Trichomonas spp. Cultivo celular o cultivos en huevos embrionados para Toxoplasma gondii Microscopia directa EDTA u oxalato doble Frotis con tinción de May-Grünwald-Giemsa Cultivo ACD o CPD Medio de NNN o Tobie o Wenyon para Trypanosoma spp. Caldo con suero, eritrocitos, sales inorgánicas, aminoácidos y varios factores de crecimiento para Plasmodium spp. Cultivos celulares o de huevos embrionados para Toxoplasma gondii Microscopia directa Frotis fijado con llama Frotis teñido con Gram Microscopia fluorescente para Chlamydophila spp. Técnica de tinción de Ziehl-Neelsen para Mycobacterium spp. Mycobacterium spp. Cultivo aéreo Medio de carbón de Amies a 4-10 °C Medio de Loewenstein-Jensen Agar sangre y agar MacConkey o EMB Cultivo anaerobio Medio de carbón de Amies RCM, agar para Clostridium y agar sangre con incubación anaerobia Cultivo para Chlamydophila Medio de Spencer y Johnson a 4-10 °C Cultivo celular PRUEBAS MICOLÓGICAS Raspado cutáneo Tejidos Hisopos Plumas Líquido aspirado, lavado bronquial Hígado, pulmón, otros órganos e intestino Alimento para animales DETECCIÓN DEL ENTORNO Cultivo PRUEBAS PARA PROTOZOOS Heces y obtención de muestras con hisopo de la cloaca Obtención de muestras con hisopo de la orofaringe y las coanas Sangre PRUEBAS BACTERIOLÓGICAS Líquido aspirado y lavado bronquial Aparato gastrointestinal inferior ● 67 TABLA 3.14 Protocolos para la obtención, el transporte y el procesamiento de muestras (cont.) Muestra Hisopo Prueba Transporte Medio/método Cultivo para Mycoplasma Caldo PPLO o caldo con soja tripticasa con suero bovino, 2SP y de ternero a 4-10 °C Medio para Mycoplasma Cultivo para Haemophilus spp. Medio de carbón de Amies a 20-25 °C Agar chocolate con factor X, Y e incubación con dióxido de carbono al 10% Microscopia directa Hisopo con suero salino Frotis fijado con llama Frotis teñido con Gram Microscopia fluorescente para Chlamydophila spp. Técnica de tinción de Ziehl-Neelsen para Mycobacterium spp. Cultivo aerobio Medio de carbón de Amies a 4-10 °C Medio de Loewenstein-Jensen Agar sangre y agar MacConkey o EMB Cultivo anaerobio Medio de carbón de Amies RCM, agar Clostridium y agar sangre con incubación anaerobia Cultivo para Chlamydophila Medio de Spencer y Johnson a 4-10 °C Cultivo celular Cultivo para Mycoplasma Caldo PPLO o caldo con soja tripticasa con suero bovino, 2SP y de ternero, a 4-10 °C Medio para Mycoplasma Cultivo para Haemophilus spp. Medio de carbón de Amies a 20-25 °C Agar chocolate con factor X, Y e incubación con dióxido de carbono al 10% Campylobacter spp. Medio de transporte de Cary-Blair a 4-10° C Medio selectivo para Campylobacter o medio selectivo de Butzler APW y TCBS para Vibrio spp. Incubación para Campylobacter Microscopia directa Hisopo con suero salino Frotis fijado con llama Frotis teñido con Gram Microscopia fluorescente para Chlamydophila spp. Técnica de tinción de Ziehl-Neelsen para Mycobacterium spp. Cultivo aerobio Medio de carbón de Amies Medio de Loewenstein-Jensen Agar sangre y agar MacConkey o EMB Cultivo anaerobio Medio de carbón de Amies RCM, agar para Clostridium y agar sangre con incubación anaerobia Cultivo para Chlamydophila Medio de Spencer y Johnson a 4-10 °C Cultivo celular Cultivo para Mycoplasma Caldo de PPLO o caldo con soja tripticasa con suero bovino, 2SP y de ternero a 4-10 °C Medio para Mycoplasma Cultivo para Haemophilus spp. Medio de carbón de Amies Agar chocolate con factor X, Y e incubación con dióxido de carbono al 10% Campylobacter spp. Medio de transporte de Cary-Blair Medio selectivo para Campylobacter o medio selectivo de Butzler APW y TCBS para Vibrio spp. Incubación para Campylobacter Cultivo aerobio Medio de carbón de Amies Agar sangre y agar MacConkey o EMB Cultivo anaerobio Medio de carbón de Amies RCM, agar para Clostridium y agar sangre con incubación anaerobia Microscopia directa Contenedor estéril Frotis fijado con llama Frotis teñido con Gram Microscopia fluorescente para Chlamydophila spp. Cultivo aerobio Medio de carbón de Amies Agar sangre o agar MacConkey o EMB Cultivo anaerobio Medio de carbón de Amies RCM, agar para Clostridium y agar sangre con incubación anaerobia Cultivo para Chlamydophila Medio de Spencer y Johnson a 4-10 °C Cultivo celular Cultivo para Mycoplasma Caldo de PPLO o caldo con soja tripticasa con suero bovino, 2SP y de ternero Medio para Mycoplasma Cultivo aerobio Medio de carbón de Amies Agar sangre y agar MacConkey o EMB Cultivo anaerobio Medio de carbón de Amies RCM, agar para Clostridium y agar sangre con incubación anaerobia Cultivo aerobio Medio de carbón de Amies a 4-10 °C Agar sangre y agar MacConkey o EMB Cultivo anaerobio Medio de carbón de Amies RCM, agar para Clostridium y agar sangre con incubación anaerobia Mycobacterium spp. Muestras post mortem: hígado, pulmón y otros órganos Mycobacterium spp. Hisopo de la cáscara de los huevos © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Contenido de huevos infértiles Alimentos de los animales Hisopo de huevos incubados y eclosionados PPLO, microorganismos de tipo pleuroneumonía. Las pruebas de identificación de Candida/levaduras incluyen pruebas de tubo germinal, API 20 C Aux, prueba MUAG Candi y Uni-Yeast-Tek. Las pruebas de identificación de bacterias incluyen el índice del perfil analítico (API), agar hierro de Kligler (KIA), agar reacciones/triple hierro dulce (TSI), actividad de citocromo oxidasa, catalasa, coagulasa/estafilasa, y aglutinación con antisuero específico. 68 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas TABLA 3.15 Antibiogramas Antibióticos Concentración Aislados Amoxicilina 25 μg Todas las bacterias gramnegativas y positivas patógenas Amoxicilina-ácido clavulánico 30 μg Todas las bacterias gramnegativas y positivas patógenas Ampicilina 10 μg Bacterias patógenas grampositivas Ampicilina 30 μg Bacterias patógenas gramnegativas Carbenicilina 100 μg Pseudomonas spp. y otros patógenos gramnegativos Cloranfenicol 10 μg Bacterias patógenas gramnegativas Cloranfenicol 30 μg Bacterias patógenas gramnegativas Enrofloxacino 25 μg Todas las bacterias gramnegativas y positivas patógenas Eritromicina 15 μg Todas las bacterias grampositivas patógenas Gentamicina 10 μg Todas las bacterias gramnegativas y positivas patógenas Piperacilina 100 μg Pseudomonas spp. y otros patógenos gramnegativos Penicilina-G 1 unidad Bacterias patógenas grampositivas Penicilina-G 2 unidades Bacterias patógenas gramnegativas Sulfametoxazol 25 μg Todas las bacterias gramnegativas y grampositivas patógenas Sulfonamida 300 μg Pseudomonas spp. y otros patógenos gramnegativos Tetraciclina 30 μg Todas las bacterias gramnegativas y grampositivas patógenas Ticarcilina 75 μg Pseudomonas spp. y otros patógenos gramnegativos Los antibiogramas incluyen agar en medio-nutriente, agar de Mueller-Hinton, agar sangre, difusión de discos de Method-Kirbey-Bauer, técnica de meteseleno y técnica de dilución de caldo. LECTURAS COMPLEMENTARIAS Fudge AM (1996) Avian microbiology. In: Rosskopf WJ Jr, Woerpel RW (eds) Diseases of Cage and Aviary Birds, 3rd edn, pp. 795–806. Williams & Wilkins, Baltimore. Gaskin JM (1988) Microbiologic techniques in avian medicine. In: Jacobson ER, Kollias GV Jr (eds) Contemporary Issues in Small Animal Practice, pp. 159–175. Churchill Livingstone, New York. Koneman EW, Allen SD, Janda WM et al. (1992) Introduction to microbiology part 1: the role of the microbiology laboratory in the diagnosis of infectious diseases. Guidelines to practice and management. In: Color Atlas and Textbook of Diagnostic Microbiology, 4th edn. pp. 1–46. JB Lippincott, Philadelphia. Koneman EW, Allen SD, Janda WM et al. (1992) Diagnosis of infections caused by viruses, Chlamydophila, Rickettsia and related organisms. In: Color Atlas and Textbook of Diagnostic Microbiology, 4th edn, JB Lippincott, Philadelphia, pp. 966–1048. Van Cutsem J, Rochette F (1991) Diagnostic methods. In: Van Cutsem J, Rochette F (eds) Mycoses in Domestic Animals, pp. 23–43. Janssen Research Foundation, Beerse, Belgium. la boca del ave y el esófago hasta el buche. La sonda debe pasar libremente sin resistencia para evitar cualquier lesión f ísica del esófago o el buche. Para que la sonda pase mejor es útil mantener al ave con la cabeza y el cuello extendidos y rectos durante la intervención; generalmente puede palparse f ísicamente la sonda en el esófago para comprobar que está en el lugar correcto. El contenido del buche puede aspirarse suavemente con una jeringa estéril unida al otro extremo de la sonda. Hay que tener cuidado para no hacer demasiada presión porque podr ía dañarse la mucosa del buche. Puede hacerse un lavado del buche, infundiendo el buche con una pequeña cantidad de suero salino estéril al 0,9% y aspirando inmediatamente el líquido para su examen citológico utilizando la técnica mencionada antes. Lavado de los sacos aéreos Lavado del buche y los sacos aéreos Judith C. Howlett Lavado del buche El examen del aspirado del buche puede estar indicado en las aves con antecedentes de vómitos, regurgitación excesiva u otras anomalías del buche. Se realiza insertando cuidadosamente una sonda de plástico o de caucho con el extremo redondeado, estéril, a través de Campbell (1995) describe ejemplos de lavado como técnicas de aspiración en las que se infunde una pequeña cantidad de suero salino estéril al 0,9% en una zona e inmediatamente vuelve a aspirarse intentando obtener una muestra citológica de zonas donde es dif ícil obtener muestras o que proporcionan un campo celular pequeño. Por ejemplo, pueden hacerse lavados de la tráquea en las aves si se sospecha que tienen graves trastornos de las vías respiratorias superiores. La infusión puede realizarse con el paciente anestesiado o no anestesiado pero bien controlado. Se inserta un catéter de plástico lo suficientemente pequeño para entrar en la tráquea a través de la glotis abierta (hay que tener cuidado para que la punta no se contamine en la cavidad oral). En las aves más grandes, Examen de las plumas el catéter de plástico puede introducirse a través de una sonda endotraqueal estéril insertada. La sonda se introduce a nivel de la entrada torácica cerca de la siringe. Si el ave está consciente puede picar la sonda y se puede utilizar un espéculo oral. El ave debe sujetarse horizontalmente y se infunde rápidamente una pequeña cantidad de suero salino estéril (1-2 ml/kg) en la zona y se vuelve a aspirar inmediatamente para obtener la muestra. Pueden utilizarse técnicas parecidas para obtenerse muestras citológicas de las vías respiratorias inferiores, que pueden ser útiles para el diagnóstico de clamidofilosis, aspergilosis o bacterias que causan infecciones de los sacos aéreos. También pueden obtenerse muestras citológicas de los sacos aéreos si se está realizando una endoscopia al ave. ● 69 Sólo se une a los músculos en algunos lugares, pero está muy unido al esqueleto (p. ej., patas y cráneo). Como en los mamíferos, consta de tres capas: la epidermis, la dermis (que contiene el tejido conjuntivo, vasos sanguíneos, terminaciones nerviosas, folículos de las plumas y los músculos erectores de las plumas) y el subcutis (que contiene grasa). El subcutis y la dermis no contienen muchas fibras elásticas y por lo tanto no son elásticos y se desgarran fácilmente. Se realizan raspados cutáneos para determinar si existen infecciones fúngicas o parasitarias (ácaros) de las capas superficiales de la piel (v. el apartado sobre ectoparásitos). Deben obtenerse muestras de las zonas sospechosas, pero deben evitarse las áreas de la piel gravemente traumatizadas. Realizar raspados cutáneos BIBLIOGRAFÍA Campbell TW (1995) Avian Hematology and Cytology, pp. 47–69, 2nd edn. Iowa State University Press, Ames, IA. Raspados superficiales ● LECTURAS COMPLEMENTARIAS ● Fudge AM (1996) Avian cytology. In: Rosskopf WJ Jr, Woerpel RW (eds) Diseases of Cage and Aviary Birds, 3rd edn, pp. 806–820. Williams & Wilkins, Baltimore. ● Raspados más profundos (algunos ácaros viven en el subcutis) Ectoparásitos ● Judith C. Howlett ● Los artrópodos que se encuentran con más frecuencia y que afectan a la piel y las plumas de las aves son los ácaros, pero también pueden observarse piojos, pulgas, garrapatas y moscas. Los síntomas pueden incluir lesión y pérdida del plumaje, irritación cutánea, prurito, etc. Algunos de los más frecuentes se detallan en la tabla 3.16. Los métodos para determinar si existen ectoparásitos se analizan más adelante en el apartado «Raspados cutáneos y plumaje». LECTURAS COMPLEMENTARIAS Arends JJ (1997) External parasites and poultry pests. In: Calnek BW (ed.) Diseases of Poultry, 10th edn, pp. 785–813. Mosby–Wolfe, London. Coles BH (1985) Avian Medicine and Surgery, pp. 240–242. Blackwell Science, Oxford. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Humedecer la piel con una bola de algodón empapada en aceite mineral. Tensar la piel entre el dedo índice y el pulgar. La piel puede rasparse suavemente con la hoja de un bistur í roma, incluyendo raspados del borde de la lesión. Greve JH (1996) Parasites of the skin. In: Rosskopf WJ Jr, Woerpel RW (eds) Diseases of Cage and Aviary Birds, 3rd edn, pp. 423–426. Williams & Wilkins, Baltimore. Malley AD, Whitbread TJ (1996) The integument. In: Beynon PH, Forbes NA, Harcourt-Brown NH (eds) Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl, pp. 129–139. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. Raspados cutáneos y plumaje Judith C. Howlett El tegumento de las especies aviarias generalmente es mucho más fino y más delicado que el de los mamíferos. ● Humedecer la zona de la que se va a hacer el raspado con un poco de hidróxido de potasio (KOH) al 10% Tensar la piel entre el dedo índice y el pulgar Raspar suavemente (recordar que la piel de las aves es bastante delicada) la lesión hasta que aparecen puntitos de sangre. En ambos casos, el material recogido se transfiere a un portaobjetos de cristal y se cubre con un cubreobjetos (o se pone en un contenedor adecuado). Cuanto más material haya en el portaobjetos, más dif ícil será la identificación. Calentarlo levemente ayuda a que el KOH limpie la queratina y los restos para que pueda hacerse una búsqueda sistemática de los parásitos y las esporas de hongos. El KOH ayuda a «limpiar» el parásito, haciendo sus caracter ísticas más identificables. El portaobjetos puede examinarse bajo el microscopio con baja potencia; como alternativa, el raspado cutáneo puede colocarse en una placa de Petri con etanol al 70%. Examen de las plumas La identificación de ectoparásitos puede ser dif ícil, y el examen clínico detallado puede fracasar y no confirmar la presencia de ectoparásitos. Puede ser necesario recoger plumas y/o muestras de las raíces de las plumas para investigar si hay artrópodos como ácaros. Las plumas o las raíces de las plumas se colocan en hidróxido de sodio al 10% en un contenedor con el fondo en forma de V, como un contenedor Universal de 30 ml; se mantiene a 37 °C toda la noche. El examen microscópico del sedimento debe revelar ectoparásitos o partes corporales contra material poco diferenciable. Como 70 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas TABLA 3.16 Ectoparásitos artrópodos Orden Descripción Especie Síntomas Identificación Piojos (malófaga) Piojos mordedores o masticadores Columbicola columbae: piojo delgado Menopon latum: piojo de cuerpo grande Menacanthus Orificios de alfiler en las plumas y bordes irregulares, irritación cutánea Pueden encontrarse piojos o huevos en las plumas; con frecuencia pueden observarse reptando alejándose de las aves anestesiadas Ceratophyllus gallinae Echidnophaga gallinacea Irritación, inquietud, no suelen verse Se encuentran huevos o larvas en las zonas de anidamiento Irritación, otras enfermedades Identificación del parásito Pulgas Garrapatas Argasidae Garrapatas blandas En los casos graves en las aves pequeñas muerte debido a la pérdida de sangre Ixodidae Garrapatas duras Ácaros Ácaros rojos o de las perchas Dermanyssus spp. Irritación cutánea y lesión de las plumas. En los casos graves la pérdida de sangre puede causar anemia intensa e incluso la muerte del huésped Pueden observarse por la noche cuando se alimentan; ponen huevos en el ave. Hay que comprobar las jaulas/nidos durante el día Ácaros de las aves de corral Ornithonyssus spp. Como arriba La forma adulta es grande, cuando se alimentan son de color rojo brillante y pueden verse a simple vista; permanecen en el huésped permanentemente Ácaros de los cañones Syringophilus spp. Irritación cutánea y lesión/ putrefacción de las plumas. Viven en el interior del eje de las plumas y son difíciles de ver Pueden verse con un microscopio a 40 Ácaros excavadores Ácaros desplumadores Ácaros de las escamas de las patas Knemidocoptes spp. Irritación cutánea y lesión de las plumas. Viven en la piel y en la base de los cañones. Producen lesiones en panal: pueden producir lesiones con costras graves en las patas y los pies debido a las excavaciones Raspados cutáneos Ácaros de la cosecha Trombicula spp. Pueden producir ampollas alrededor del punto por el que los ácaros se unen a la piel Ácaros de la sarna Myialges spp. Dermatitis pruriginosa, hiperqueratosis, formación de costras y de caspa Causan irritación y pueden transmitir parásitos de la sangre (p. ej., Haemoproteus spp.). Puede causar pérdida de sangre en las aves pequeñas Moscas parásitas planas que se quedan en el plumaje Insectos dípteros, hematófagos (Hippoboscidae) Mosquitos (Culicidae) Hemiptera spp. Raspados cutáneos Picaduras, también transmiten parásitos de la sangre y avipoxvirus en los países templados Zancudas (Simulidae) Transmiten la infección por Leucocytozoon spp. Moscas de la carne (Tachinidae) Las atraen las heridas abiertas alternativa, las plumas afectadas pueden colocarse en etanol al 70% y examinarse a bajos aumentos. Cuando las plumas y las raíces se colocan en un sobre de plástico precintado durante al menos 24 h, los parásitos tienden a migrar desde las plumas y se quedan atrapados en los pliegues del sobre. Los ectoparásitos pueden examinarse a través del plástico con microscopia a bajos aumentos. Miasis Deben examinarse las raíces de las plumas, porque algunas especies de ácaros viven en el eje de las plumas. Para examinar los ácaros de los cañones, puede cortarse el eje longitudinalmente y colocarse en etanol al 70%, y se examina como se ha indicado arriba. Una exploración más completa de la piel y de la cavidad pulposa de las plumas incluye lo siguiente (v. información más detallada en el siguiente apartado sobre biopsias). Biopsias ● ● Piel: la citología, el cultivo y la biopsia de la piel están indicadas en los casos de dermatitis. Frotis de impresiones: inflamación, neoplasias, bacterias y hongos. Cavidad pulposa de las plumas: citología de la cavidad pulposa para bacterias y hongos, y frotis para procesos inflamatorios dentro de la pulpa. LECTURAS COMPLEMENTARIAS Coles BH (1985) Avian Medicine and Surgery. Blackwell Science, Oxford. Fisher M (1995) Elementary mycology and parasitology. In: Lane DR, Cooper B (eds) Veterinary Nursing, pp. 333–355. Elsevier Science, Oxford. Greve JH (1996) Parasites of the skin. In: Rosskopf WJ Jr, Woerpel RW (eds) Diseases of Cage and Aviary Birds, 3rd edn, pp. 423–426. Williams & Wilkins, Baltimore. Griener EC, Ritchie BW (1994) Parasites. In: Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR (eds) Avian Medicine: Principles and Application, pp. 1007–1029. Wingers Publishing, Lake Worth, FL. King AS, McLelland J (1984) The integument. In: King AS, McLelland J (eds) Birds: Their Structure and Function, 2nd edn, pp. 23–42. Baillière Tindall, London. Malley AD, Whitbread TJ (1996) The integument. In: Beynon PH, Forbes NA, Harcourt-Brown NH (eds) Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl, pp. 129–139. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. Wallis AS (1996) Skin conditions. In: Beynon PH, Forbes NA, HarcourtBrown NH (eds) Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl, pp. 246–253. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. ● 71 Biopsias Judith C. Howlett La obtención de biopsias es una parte cada vez más importante de la medicina diagnóstica en las aves. En este apartado, el término «obtención de biopsias» no sólo se aplica a la escisión quirúrgica o la eliminación mediante punción o perforación de un trozo de tejido, sino también para la obtención de muestras exfoliadas mediante cepillado, lavado, raspado o frotis de impresión (preparaciones mediante toques). Pueden realizarse biopsias de un amplio rango de órganos y tejidos de las aves, y en la tabla 3.17 se ofrece una lista de ellos. También se proporciona información sobre las técnicas de biopsia. Cuando las biopsias implican obtenerlas de un tejido sensible, es necesario anestesiar al ave o utilizar anestesia local (con precaución). Es necesario planificar y decidir con cuidado el sitio de la biopsia. Con frecuencia se necesita la ayuda de otras técnicas, como la radiología o la ecograf ía, para decidir el lugar adecuado para obtener la muestra. La biopsia debe ser lo bastante profunda para proporcionar información importante para el patólogo, pero no tan profunda que, por ejemplo, se © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. TABLA 3.17 Zonas y técnicas de biopsia en las aves Órgano/tejido Técnicas Comentarios Piel, incluyendo los folículos de las alas Escisión quirúrgica o biopsia mediante punción cutánea. Aguja de biopsia. Raspado. Las plumas arrancadas pueden proporcionar números pequeños de células Evitar la desinfección preoperatoria intensiva, que puede afectar a la biopsia. Puede ser necesario el tratamiento postoperatorio de la herida de biopsia Exfoliativa Especialmente útil si la lesión está ulcerada Músculo y grasa (externos) Escisión quirúrgica. Biopsia con aguja La hemorragia suele ser intensa, pero raramente tiene consecuencias Cavidad oral y cloaca Escisión quirúrgica. Exfoliativa Algunas lesiones (p. ej., papilomas cloacales) sangran abundantemente. La escisión electroquirúrgica o la criocirugía minimizan la hemorragia, pero pueden dañar la biopsia Aparato gastrointestinal superior Pinzas de biopsia. Endoscopio flexible (a veces rígido). Exfoliativa Evitar la sobreinflación del estómago con aire: se arruga la muestra Tubo intestinal inferior (colon y recto) Pinzas de biopsia. Endoscopio flexible o rígido. Exfoliativa Riñón Endoscopio rígido Aparato reproductor de la hembra (oviducto) Pinzas de biopsia. Endoscopio rígido flexible. Exfoliativa Abordaje por la cloaca o mediante laparoscopia Aparato reproductor del macho (testículos) Escisión quirúrgica o biopsia con aguja. Pinzas de biopsia. Exfoliativa Abordaje interno de los testículos mediante laparoscopia Aparato respiratorio (pulmones) Pinzas de biopsia. Endoscopio rígido Abordaje generalmente a través de la tráquea. Puede ser necesario administrar más aire en las aves a través de los sacos aéreos abdominales. Abordaje laparoscópico o intercostal en las palomas Aparato respiratorio (sacos aéreos de las aves) Pinzas de biopsia. Biopsia con aguja. Escisión quirúrgica. Exfoliativa Abordaje mediante laparoscopia Hígado Biopsia con aguja (succión). Biopsia por punción Las hemorragias pueden ser un problema Hueso Biopsia con aguja. Punción ósea (trefina). Escisión quirúrgica Las punciones óseas son caras Exfoliativa obtención mediante cepillado, lavado u obtención de frotis de impresión (preparaciones mediante toques). 72 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas TABLA 3.18 Manejo y procesamiento de las biopsias de las aves Tipo de biopsia Técnicas Comentarios Escisión quirúrgica (total) o incisión (eliminación parcial) Preparaciones mediante toques (improntas) sobre portaobjetos de cristal, después: 1) la mitad en suero salino tamponado con formol (BFS) al 10% u otro fijador para histopatología y/o microscopia electrónica, y 2) la mitad se mantiene en fresco para microbiología y otras técnicas La elección del fijador depende de las técnicas que van a realizarse. Puede ser necesario ablandar el material muy queratinizado (p. ej., de los reptiles) antes de procesarlo histológicamente Biopsia cutánea por punción Como se ha indicado arriba Como se ha indicado arriba, puede utilizarse para cuerno después de la perforación Pinzas de biopsia Las muestras de biopsia se retiran de las pinzas utilizando una aguja de calibre 23 y se colocan en un paño para lentes humedecido con suero salino estéril. Las biopsias seleccionadas pueden entonces enviarse en fresco para microbiología o (todavía envueltas en el paño para lentes), fijarse en BFS al 10% o en otro fijador Estas muestras son pequeñas, se dañan fácilmente y se pierden con facilidad. Deben contarse, tratarse con rapidez, mantenerse húmedas y no tocarse si no es necesario. Se recomienda unir las muestras a trozos de pepino Biopsia con aguja Se lavan con suero salino estéril o un fijador en el paño para lentes humedecido y después se procesan como se ha indicado arriba La muestra es pequeña, a veces muy friable y se pierde fácilmente Biopsia por punción ósea Como se ha indicado arriba Generalmente es necesaria la descalcificación perfore la pared de un órgano. El centro de una lesión puede proporcionar relativamente poca información porque, por ejemplo, puede contener principalmente material necrosado o ulcerado. En este caso, debe obtenerse la biopsia de la periferia. Sin embargo, generalmente las biopsias de las neoplasias deben obtenerse de las proximidades del centro de la lesión, porque, si la biopsia es demasiado superficial, sólo se recoge el tejido conjuntivo circundante. Por otro lado, el centro de un tumor puede estar necrosado. Cuando se obtiene una biopsia, el objetivo es obtener tejido suficiente y de buena calidad para hacer un diagnóstico o para evaluar la evolución de una lesión patológica. El material irrelevante, como coágulos de sangre y restos, puede dar lugar a errores. Las muestras deben manejarse y procesarse correctamente. Hay que tener un cuidado especial cuando se obtiene la biopsia si es necesario que el material esté fresco, por ejemplo para microbiología, pruebas bioquímicas o clínicas, así como para fijarlo para microscopia óptica o electrónica. En estos casos debe considerarse recoger varias muestras. También es aconsejable preparar un frotis de impresión de una muestra antes de fijarla. En la tabla 3.18 se sugiere un abordaje para el manejo y el procesamiento. Obtener muestras de biopsias puede ser peligroso. Las aves pueden autolesionarse, ya que puede perforarse un órgano o un tejido, producirse una hemorragia, puede haber una infección mayor o más células neoplásicas o puede que la lesión tisular produzca cambios crónicos. El ave debe evaluarse con cuidado antes y debe vigilarse después de obtener las muestras. ● La citología puede proporcionar un diagnóstico por sí misma o puede ser un suplemento/complemento a otro que se ha hecho utilizando otros métodos. La clave del éxito de la investigación citológica es la obtención de muestras precisas y la preparación del tejido (Pinches, 2005a, 2005b, 2005c). Como en hematología (que es en sí misma una forma de citología), el requisito previo esencial es una monocapa (Hawkey y Dennett, 1989). Una analogía útil es un huevo, donde la yema es el núcleo y la clara el citoplasma. En las preparaciones citológicas las células deben ser como un huevo frito, bien extendido y fino. Obtención y procesamiento de muestras Las muestras de las aves para su examen citológico pueden dividirse en principio en: ● ● Citología John E. Cooper, Christudas Silvanose La citología es el estudio de las células y tiene funciones importantes en medicina aviaria: ● Es por sí misma una técnica rápida y barata que puede utilizarse en la clínica y en el campo (Latimer et al., 1988; Campbell, 1993, 1995; Harrison y Campbell, 1994; Corr et al., 2002). Como un complemento de otras disciplinas, especialmente la histopatología y también la bacteriología y la parasitología (Cooper, 1994; Rosenthal et al., 2004). ● ● Líquidos, como exudados serosos de derrames peritoneales, que se obtienen mejor mediante jeringa/ aguja y después se extienden en un portaobjetos de forma parecida a la sangre. Sólidos, como la superficies de corte de un tumor o un granuloma, que se obtienen mejor in situ o después de eliminarse (Cooper, 1994) como impresiones («preparaciones mediante toques» o muestras de impresión), después de haber reducido la cantidad de sangre de la superficie del corte mediante coagulación en papel de filtro. Muestras de la orofaringe, la tráquea, los orificios nasales y la cloaca, que se obtienen mediante hisopo estéril y se extienden sobre un portaobjetos. Muestras de lavado, que requieren citocentrifugación para aumentar la celularidad del frotis. Puntos generales ● 73 TABLA 3.19 Algunas técnicas de tinción en hematología aviaria Tinción Uso Comentarios Tinciones de Romanowsky, por ejemplo: Giemsa, de Wright, Wright-Giemsa, MayGrünwald-Giemsa Todos los tipos celulares incluida la sangre. También tiñe microorganismos como hemoparásitos y Chlamydophila Es mejor secarla al aire. Resultados variables dependiendo del tipo de tinción y de la habilidad del técnico. Las preparaciones teñidas conservan el color si se mantienen en la oscuridad Tinciones rápidas comerciales, por ejemplo, Diff-Quik®, Rapid Diff®, Hemacolor®, Aviacolor® La mayoría de los tipos celulares, pero especialmente la sangre y la médula ósea No es necesaria la fijación. Rápida: puede examinarse en unos minutos. Las preparaciones teñidas tienden a decolorarse De Gram Bacterias. Mielina Técnica estándar Ziehl-Neelsen (Z-N) Mycobacterium spp. Otros microorganismos acidobásicos, como Cryptosporidium Z-N modificada (de Macchiavello) detecta Chlamydophila y algunos micoplasmas Sudán III o aceite rojo Detección de grasa (lípidos) Útil porque en las secciones histológicas la grasa se ha eliminado y por lo tanto no se puede demostrar directamente Nuevo azul de metileno Hifas de hongos, fibrina, determinadas bacterias Puede combinarse con otras tinciones, como eosina Tinción limpia (eosina y azul de metileno) Células en general y otras estructuras © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. TABLA 3.20 Categorías de las estructuras Célula/estructura Comentarios Células del huésped normales Puede observarse un aumento del número (p. ej., hiperplasia linfoide del bazo, proliferación del epitelio) o estar presentes en zonas anormales (p. ej., infiltración heterófila del hígado) Células del huésped anormales Puede indicar una patología, pero también pueden ser artefactos debido a que las muestras se han obtenido, transportado o procesado de forma incorrecta Células del huésped patológicas Las células patológicas del huésped pueden mostrar cambios individuales discretos (p. ej., degeneración, vacuolización, metaplasia, neoplasia) o ser parte de un patrón en el que participan diferentes tipos de células. El tamaño de las células puede ser importante (se miden con una gratícula y se comparan con células de tamaño conocido, p. ej., eritrocitos). Las células gigantes y los cuerpos de inclusión pueden ser una característica Células extrínsecas Hay células que no derivan del huésped (paciente) pero pueden ser importantes para el diagnóstico (p. ej., parásitos, material inhalado, cuerpos extraños) Contaminantes Hay que tener cuidado con las plantas y otros contaminantes, especialmente cuando se trabaja en el campo, donde se obtienen o se procesan varias muestras al mismo tiempo, puede producirse transporte de células Siempre deben obtenerse al menos dos preparaciones, preferiblemente más, aunque no todas se tiñan y se examinen. Es mucho mejor tener preparaciones sobrantes que basarse sólo en una mezcla y tener dudas sobre si enviarla a un colega para pedir una segunda opinión y correr el riesgo de que se pierda o se rompa. Puede ser necesario o deseable fijar la muestra, o no, dependiendo de la técnica de tinción que se va a utilizar. Si existen dudas, si la muestra se va a procesar en 24 h debe secarse al aire, pero hay que estar preparado porque esto puede causar crenación de las células. Pueden utilizarse varias tinciones (tabla 3.19). La microscopia puede revelar estructuras de cinco categor ías principales (tabla 3.20). Las preparaciones sin teñir también pueden ser útiles. En las preparaciones húmedas pueden observarse, por ejemplo, células ciliadas del huésped o parásitos, y en un frotis sin teñir puede observarse grasa (adipocitos) o cristales de colesterol. Para detectar los cambios patológicos importantes puede ser necesario examinar muchos campos y pueden participar varios tipos celulares, e incluyen: ● ● Inflamación aguda. Inflamación crónica. ● ● Proliferación no maligna. Proliferación maligna (neoplasia). Las respuestas inflamatorias (aguda y crónica) y neoplásica a veces son confusas. En la tabla 3.21 se ofrecen algunos ejemplos y la forma de diferenciarlas. Puntos generales ● ● Siempre hay que intentar cuantificar la celularidad. Recordar que algunas células, por ejemplo epiteliales, son más exfoliativas que otras, por ejemplo fibroblastos. Por lo tanto, el número de células puede variar dependiendo de qué tipo sean Hay que registrar todos los datos, aun cuando en ese momento parezcan irrelevantes. Aunque la interpretación se basa principalmente en la anamnesis clínica/post mortem junto con el análisis de los hallazgos citológicos, es vital comparar esto último con los resultados de otras investigaciones, por ejemplo, microbiología, hematología, bioquímica clínica y, posiblemente, histopatología y microscopia electrónica. 74 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas TABLA 3.21 Tipo de respuesta citológica Respuesta Tipo de célula Importancia/comentarios Inflamatoria Heterófilos (normales) Inflamación aguda Neoplásica Heterófilos (degenerados) Infección, generalmente bacteriana Heterófilos mixtos, linfocitos, etc. Infección crónica o subaguda Macrófagos en abundancia (algunas células gigantes) Reacciones a hongos, Mycobacterium y cuerpos extraños Características generales: poblaciones de células similares con diferencias individuales, incluida la proporción nuclear:citoplásmica variable, núcleos y nucléolos prominentes, a veces núcleos anormales/múltiples. Aumento del índice mitótico Células fusiformes que se exfolian poco Sarcoma Células redondeadas/ovaladas, a menudo en patrones Carcinoma Células redondeadas /ovaladas de tipo linfoblasto Neoplasia linfoide (p. ej., leucemia) Células mixtas (pero con características neoplásicas) Neoplasia poco diferenciada Células epiteliales escamosas en gran número, pero con algunas características de neoplasia Papiloma (o hiperplasia tisular) Interpretación La interpretación correcta requiere: ● ● ● Unos conocimientos sólidos de la morfología de las células normales del huésped y del aspecto normal de los microorganismos y los parásitos metazoos. Conocer los cambios patológicos, especialmente a nivel celular, por ejemplo picnosis, cariorrexis, formación de cuerpos de inclusión. Apreciar las limitaciones de las técnicas citológicas y de nuestros poco desarrollados conocimientos sobre la importancia de algunos cambios, especialmente en las especies no mamíferas. La interpretación se basa en: ● ● Anamnesis clínica/post mortem. Análisis de los datos citológicos mediante microscopia. (Nota: utilizar siempre primero a bajos aumentos.) Figura 3.65 Frotis de la cavidad oral de una avutarda somalí (Neotis heuglinii) en el que se observan Candida sp. con células germinales (flecha) y formación de hifas (punta de flecha). (Tinción de MayGrünwald-Giemsa, 1.000.) Ejemplos de hallazgos citológicos en las aves Se ilustran en las figuras 3.65-3.88. AGRADECIMIENTOS Queremos dar las gracias al Dr. Ravi Seebaransingh (The University of the West Indies) por sus útiles comentarios sobre el primer borrador de este apartado. Queremos dar las gracias a numerosos colegas, del pasado y el presente, en Arabia, Europa, África y el Caribe, que han participado en nuestros estudios y han compartido nuestro interés por la citología aviaria. Las imágenes utilizadas en este apartado se han reproducido con la autorización de: Bailey TA, Diseases and Medical Management of Houbara Bustards and Other Otididae, publicado por el National Avian Research Center, PO Box 45553, Abu Dhabi, Emiratos Árabes. Figura 3.66 Trichomonas gallinae (flechas) en un frotis de la cavidad oral de una avutarda kori (Ardeotis kori). (Tinción de May-GrünwaldGiemsa, 1.000.) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Ejemplos de hallazgos citológicos en las aves ● 75 Figura 3.67 Frotis del contenido intestinal de una avutarda kori con una infestación intensa por endoparásitos en el que se observan exfoliación anormal de las células del epitelio cilíndrico (flechas). (Tinción de May-Grünwald-Giemsa, 1.000.) Figura 3.68 Frotis de las narinas de una avutarda hubara (Chlamydotis undulata) en el que se observa una respuesta inflamatoria aguda predominantemente con heterófilos (flechas) y bacilos bacterianos. (Tinción Neat, 1.000.) Figura 3.69 Frotis de las narinas de una avutarda hubara en el que se observan una respuesta inflamatoria activa crónica con células inflamatorias mixtas (flechas), predominantemente macrófagos y bacilos bacterianos. (Tinción Neat, 1.000.) Figura 3.70 Impresión pulmonar de una avutarda hubara con neumonía bacteriana crónica que muestra macrófagos con bacterias fagocitadas (punta de flecha). (Tinción Neat, 1.000.) Figura 3.71 Impresión pulmonar de un alcaraván común (Burhinus oedicnemus) en la que se observan conidióforas (puntas de flecha) y conidiosporas (flechas). Se aisló Aspergillus fumigatus. (Tinción Neat, 1.000.) Figura 3.72 Impresión pulmonar de un halcón gerifalte (Falco rusticolus) en la que se observan hifas (puntas de flecha). Se aisló Aspergillus fumigatus. (Tinción Neat, 1.000.) 76 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Figura 3.73 Aspirado del líquido sinovial de una avutarda kori en el que se observan cristales de urato (flechas) y que reveló gota articular. (Tinción Neat, 1.000.) Figura 3.74 Frotis de una lesión de viruela en el que se observan células epiteliales escamosas con vacuolas citoplásmicas grandes (flecha) que empujan el núcleo celular hacia la periferia de la célula (punta de flecha). (Tinción Neat, 1.000.) Figura 3.75 Frotis de impresión del bazo de una avutarda hubara con viruela septicémica, que muestra células plasmáticas (flechas) y aumento del número de linfocitos inmaduros (punta de flecha). (Tinción Neat, 1.000.) Figura 3.76 Impresión del bazo de una avutarda kori que muestra un aumento notable de plasmocitos (flecha) que indica un bazo reactivo. (Tinción Neat, 1.000.) Figura 3.77 Impresión del bazo de una avutarda hubara que muestra plasmocitos vacuolados con cariorrexis (flecha) debido a viruela septicémica. (Tinción Neat, 1.000.) Figura 3.78 Impresión del bazo de una avutarda hubara que murió debido a una infección bacteriana septicémica aguda, en el que se observan cadenas de bacterias (flechas). (Tinción Neat, 1.000.) Ejemplos de hallazgos citológicos en las aves Figura 3.79 Frotis de una biopsia de un saco aéreo de un halcón gerifalte que muestra inclusiones (flechas) que indican una infección por Chlamydophila. (Tinción Neat, 1.000.) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 3.81 Frotis de impresión para citología del riñón normal en el que se observan células epiteliales renales con citoplasma abundante y núcleos ligeramente excéntricos de redondeados a ovalados (flechas). (Tinción Neat, 1.000.) Figura 3.83 Frotis de la impresión del riñón de una avutarda hubara, en el que se observan células renales vacuoladas (flechas) debido a viruela septicémica. (Tinción Neat, 1.000.) ● 77 Figura 3.80 Frotis de la impresión del hígado de una avutarda hubara con leucosis aviaria, en el que se observan hepatocitos con basofilia citoplásmica (flecha) y vacuolización (punta de flecha). (Tinción Neat, 1.000.) Figura 3.82 Impresión del riñón de una avutarda hubara en el que se observan células renales con pigmento de hierro (hemosiderina) (flecha). (Tinción Neat, 1.000.) Figura 3.84 Frotis de la biopsia de los sacos aéreos de un halcón peregrino (Falco peregrinus) con saculitis de los sacos aéreos en el que se observan células inflamatorias mixtas que incluyen heterófilos y macrófagos. (Tinción Neat, 1.000.) 78 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Figura 3.85 Frotis de una biopsia de los sacos aéreos de un halcón gerifalte con aspergilosis en el que se observan heterófilos, macrófagos, células gigantes multinucleadas y esporas fúngicas. (Tinción Neat, 1.000.) Figura 3.86 Frotis de impresión del hígado de un halcón híbrido gerifalte/peregrino con micobacteriosis en el que se observan células mononucleares activas con basofilia intensa. (Tinción Neat, 1.000.) Figura 3.87 Frotis de la impresión del hígado de un halcón híbrido (gerifalte peregrino) con micobacteriosis, en el que se observan bacilos acidograsos. (Tinción de Ziehl-Neelsen, 1.000.) Figura 3.88 Frotis de la biopsia de los sacos aéreos de un halcón peregrino con serratospiculosis, en el que se observan huevos de Serratospiculum sp. (Tinción de Neat, 100.) BIBLIOGRAFÍA Pinches M (2005a) First steps in cytology; non inflammatory cell types. UK Vet 10(5): 78–81. Campbell TW (1993) Cytodiagnosis in raptor medicine. In: Redig PT, Cooper JE, Remple JD, Hunter DB (eds) Raptor Biomedicine, pp. 11–14. University of Minnesota Press, Minneapolis. Pinches M (2005b) First steps in cytology; the examination, and beyond. UK Vet 10(4): 89–92. Campbell TW (1995) Avian Hematology and Cytology, 2nd edn. Iowa State University Press, Ames, IA. Pinches M (2005c) Increasing information yield in cytology. UK Vet 10(3): 96–98. Cooper JE (1994) Biopsy techniques. Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine 3: 161–165. Rosenthal KL, Morris DO, Mauldin EA et al. (2004) Cytologic, histologic, and microbiologic characterization of the feather pulp and follicles of featherpicking psittacine birds: a preliminary study. Journal of Avian Medicine and Surgery 18: 137–143. Corr SA, Maxwell M, Gentle MJ, Bennett D (2002) Preliminary study of joint disease in poultry by the analysis of synovial fluid. Veterinary Record 152: 549–554. Harrison GJ, Campbell TW (1994) Cytology. In: Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR (eds) Avian Medicine: Principles and Application. Wingers Publishing, Lake Worth, FL. LECTURAS COMPLEMENTARIAS Hawkey CM, Dennett TB (1989) A Colour Atlas of Comparative Veterinary Haematology. Wolfe, London. Silvanose CD, Bailey TA (2006) Bustard diagnostic cytology, Ch 7. In: Bailey TA (ed.) Diseases and Medical Management of Houbara Bustards and other Otididae. National Avian Research Center, Abu Dhabi. Latimer KS, Goodwin MA, Davis MK (1988) Rapid cytologic diagnosis of respiratory cryptosporidiosis in chickens. Avian Diseases 32: 826–830. Teachout DJ (2005) Cytological sample analysis and interpretation. National Wildlife Rehabilitators’ Association, USA. Topics in Wildlife Medicine. Clinical Pathology 1: 43–45. Sujeción y posición Radiología Jesus Naldo La radiología es una técnica esencial en medicina aviaria que puede aplicarse al diagnóstico de los trastornos musculoesqueléticos y las enfermedades de la cavidad celómica. Es una de las herramientas diagnósticas más importantes porque puede interpretarse rápidamente y puede realizarse en pacientes de distintos tamaños. Es útil como una técnica de diagnóstico primaria y también como un complemento de otras intervenciones, como la endoscopia y la hematología, para hacer el diagnóstico diferencial. Además, la radiología puede ser muy útil para el seguimiento de la evolución de las enfermedades y para evaluar la eficacia de los regímenes terapéuticos. Las técnicas radiológicas en la práctica aviaria han evolucionado mucho desde que se introdujeron las unidades radiológicas ultraligeras de alta frecuencia, los chasis con pantallas de alta definición, las películas rápidas y las reveladoras automáticas. Desde que empezaron a utilizarse fármacos anestésicos inhalatorios seguros y eficaces, como el isoflurano, la radiología en las aves es una técnica segura. Unidad de rayos X En la radiología aviaria, la unidad de rayos X debe tener una configuración de kVp que var íe de 45 a 75, aunque en la mayor ía de los casos se utiliza un kVp de 50-55. La mayor ía de las unidades de rayos X portátiles tienen esta capacidad y pueden generar entre 15-35 mA. Utilizando las pantallas intensificadoras modernas pueden obtenerse buenas radiograf ías con 15-20 mA y un tiempo de exposición de 0,04-0,2 s. Las unidades portátiles se utilizan más en la práctica veterinaria en general y son adecuadas para la radiología aviaria. Tienen varias ventajas, que incluyen: ● ● ● © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. ● Son más baratas que otros tipos de unidades. Pueden operar desde un punto eléctrico de 13 A o 15 A. Pueden desmontarse fácilmente y transportarse en coche. Son ligeras y pueden manejarse con facilidad. Pantallas, chasis, películas Actualmente en la práctica aviaria se utilizan más las pantallas de alta definición o de grano fino en chasis que las películas sin chasis por las siguientes caracter ísticas: ● ● Consiguen más detalles que los chasis rápidos. Requieren menos amperaje que las películas sin pantalla pero más amperaje que las pantallas rápidas. Las pantallas intensificadoras de tierras raras con películas de emulsión única producen resultados detallados. ● 79 Sin embargo, requieren un tiempo de exposición mayor si se compara con las combinaciones de película-bastidor de doble emulsión. La elección de la película depende del detalle necesario de la radiograf ía y de la naturaleza de la exploración. Existen tres tipos de película: ● ● ● Estándar: película de grano fino y rapidez media que es adecuada para chasis intensificadores de alta definición. Excelente para radiología aviaria y de las extremidades de las especies más grandes. Rápida: la velocidad es de casi el doble que la de la película estándar. Es buena para la película veterinaria. Ultrarrápida: necesita un tiempo de exposición más corto, adecuada para su uso en radiología veterinaria pero tiene una vida de almacenamiento corta. Sujeción y posición La sujeción adecuada es fundamental para obtener radiograf ías diagnósticas de alta calidad. La inmovilización f ísica es estresante y existe una gran probabilidad de que empeore el trastorno del ave y le cause luxaciones e incluso fracturas óseas. Y lo que es más importante, con la inmovilización f ísica aumenta la posibilidad de que el personal se exponga a la radiación. La anestesia inhalatoria con isoflurano (IsoFlo, Abbott Laboratories) es el método más seguro para controlar a las aves (v. información más detallada en el capítulo 4). Antes de la exploración radiológica, las aves se anestesian con una combinación de isoflurano y oxígeno administrados mediante mascarilla facial. Las aves que están anestesiadas más de 15 min se intuban con una sonda endotraqueal sin balón. La anestesia se induce con isoflurano al 5% y se mantiene con isoflurano al 2-3% combinado con oxígeno al 0,5 l/min. Hasta hace poco, no se recomendaba la anestesia en los estudios de contraste del aparato gastrointestinal debido a que puede detener la motilidad gastrointestinal. Sin embargo, en los estudios realizados por Lennox y Crosta (2005) se demostró que no hay diferencias significativas en el progreso del sulfato de bario entre las radiograf ías obtenidas con isoflurano y con inmovilización manual sólo. La colocación del paciente es muy importante para obtener una radiograf ía diagnóstica buena. En todas las aves se realizan estudios radiológicos de todo el organismo en posiciones ventrodorsal y lateral. Se obtienen radiograf ías detalladas de una extremidad (cabeza, cuello, ala, pata) si está indicado. La colocación perfecta para las proyecciones de todo el cuerpo puede conseguirse con las siguientes técnicas (Baumgartner, 1991; McMillan, 1994; Harcourt-Brown, 1996; Krautwald-Junghanns, 1996; Romagnano, 1997; Smith y Smith, 1997; KrautwaldJunghanns y Trinkaus, 2000). En la proyección ventrodorsal (fig. 3.89): ● ● El ave se coloca en decúbito dorsal. La quilla debe superponerse sobre la columna vertebral. 80 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Figura 3.89 Técnica de colocación para obtener una radiografía ventrodorsal del cuerpo de una cacatúa sanguínea (Cacatua sanguinea) anestesiada con isoflurano. Ambas alas están ligeramente extendidas y fijadas con cinta adhesiva. Las patas están estiradas hacia atrás y se han fijado las articulaciones tarsometatarsianas con cinta adhesiva. El ave está colocada directamente sobre el chasis radiográfico. Figura 3.91 Técnica de colocación para obtener una radiografía craneocaudal del ala de un halcón sacre (Falco cherrug) anestesiado con isoflurano. El ave se sujeta con el ala completamente extendida y la cabeza hacia un lado. ● ● ● ● El ala superior se fija con cinta adhesiva por las articulaciones carpometacarpianas. Debe colocarse una almohadilla de espuma entre las alas para impedir la sobreextensión. Ambas patas pueden extenderse caudalmente o la pata dependiente puede colocarse cranealmente a la pata contralateral y fijarse por la articulación tarsometatarsiana con cinta adhesiva. El haz de rayos X se centra en la línea media craneal a la punta caudal de esternón. Además de las radiograf ías ventrodorsal y lateral de una extremidad, pueden realizarse radiograf ías detalladas de las alas y de las patas con las siguientes técnicas. Figura 3.90 Técnica de colocación para hacer una radiografía lateral del cuerpo de una cacatúa sanguínea pequeña anestesiada con isoflurano. Ambas alas están extendidas dorsalmente y fijadas con cinta adhesiva. Las patas están estiradas caudalmente y fijadas con cinta adhesiva sobre las articulaciones tarsometatarsianas. El ave está colocada directamente sobre el chasis radiográfico. En la proyección craneocaudal (fig. 3.91): ● ● ● ● ● Ambas alas se extienden ligeramente hacia los lados y se fijan con cinta adhesiva. Ambas patas se estiran hacia atrás, se colocan simétricamente y se fijan con cinta adhesiva sobre el tarso metatarsiano. El haz primario se centra sobre el paciente en el punto del esternón, y se colima para reducir la dispersión. En la proyección lateral (fig. 3.90): ● ● ● El ave generalmente se coloca en decúbito lateral izquierdo o derecho. Las articulaciones de la cadera y de los hombros deben superponerse. Las alas deben extenderse dorsalmente, con el ala inferior colocada ligeramente craneal al ala superior para que puedan diferenciarse la derecha de la izquierda. ● ● La proyección craneocaudal del ala puede ser especialmente útil para evaluar las fracturas del ala o las lesiones de la clavícula, el coracoides, la escápula o el húmero. Debe haber un técnico protegido correctamente que sujete al ave con el ala afectada completamente extendida y la cabeza hacia el lado. En la posición craneocaudal verdadera se superponen los huesos antebraquiales y de todos los dedos. Esta proyección también puede conseguirse en una posición oblicua, que permite separar el radio y el cúbito así como los dedos alulares. La prueba de los músculos pectorales extendiéndose hacia el húmero indica la superficie ventral del ala. En la proyección «en tensión» (fig. 3.92): ● ● ● La radiograf ía detallada del ala en posición «en tensión» puede ser útil para evaluar las fracturas o las lesiones del húmero, la clavícula, el coracoides o la escápula. El ave se coloca en decúbito dorsal. Ambas patas se estiran hacia atrás, se colocan simétricamente y se fijan con cinta adhesiva sobre el tarsometatarso. Radiología convencional Figura 3.92 Técnica de colocación para hacer una radiografía de tensión de las alas de un halcón sacre anestesiado con isoflurano. El ave se coloca en decúbito dorsal. Las patas se estiran hacia atrás y se fijan con cinta adhesiva sobre las articulaciones tarsometatarsianas. Las alas están extendidas cranealmente y «en tensión» y fijadas con cinta adhesiva sobre los metacarpos. ● ● © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. ● Ambas alas se extienden completamente hacia los lados, cranealmente «en tensión», se colocan simétricamente y se fijan con cinta adhesiva sobre los metacarpianos. En la proyección caudoplantar (fig. 3.93): ● La proyección caudoplantar de las patas es útil para evaluar los dedos, las articulaciones metatarsofalángicas y los huesos sesamoideos entre la articulación metatarsofalángica del dedo 2 y los tendones flexores en algunas especies de rapaces. Es especialmente útil para evaluar la infección crónica de las patas. El ave se coloca en decúbito ventral sobre una toalla enrollada. Las patas se colocan con la superficie plantar tan cerca como sea posible del chasis. Todos los dedos se fijan con cinta adhesiva. El haz primario se centra en el punto de la articulación metatarsofalángica del dedo 1 (hallux). Los estudios radiológicos de las aves de presa encapuchadas que no pueden anestesiarse por algún motivo en especial (p. ej., riesgos anestésicos [han comido recientemente, están demasiado estresadas, tienen disnea, etc.] o simplemente porque el dueño rechaza la anestesia) pueden realizarse con el ave sujeto en una percha. El valor diagnóstico de esta técnica es muy limitado y sólo puede usarse en determinados casos, por ejemplo, en algunos trastornos musculoesqueléticos, perdigones o fragmentos de plomo en los ventr ículos, impactación, y detección de transmisores inducidos pasivos (PIT). En posición erguida (fig. 3.94): ● ● ● ● 81 Figura 3.94 Técnica de colocación para un estudio radiológico de un halcón peregrino que está de pie. El ave se coloca de pie en una peana hecha a medida o en una percha. Se coloca un chasis sujeto tan cerca como sea posible del ave. Esta técnica se utiliza para las aves que no pueden anestesiarse; sin embargo, su uso sólo tiene un valor diagnóstico limitado. ● Figura 3.93 Técnica de colocación para las radiografías caudoplantares de las patas de un halcón peregrino (Falco peregrinus) anestesiado con isoflurano. El ave se coloca en decúbito ventral sobre una toalla enrollada. Las patas se colocan con la superficie plantar tan cerca como sea posible del bastidor. Los dedos se fijan con cinta adhesiva. El haz primario se centra en el punto de la articulación metatarsofalangiana del primer dedo. ● ● Las radiograf ías pueden realizarse en las posiciones ventrodorsal o lateral. Debe colocarse un chasis sobre la percha o sobre la sujeción tan cerca como sea posible del paciente. Se gira la cabeza de la máquina de radiología para central el haz horizontal sobre el paciente y se colima para disminuir la dispersión. Se mantiene la configuración de exposición necesaria (tabla 3.22). Radiología convencional La mayor ía de las radiograf ías que se incluyen en este apartado se obtuvieron con una unidad de radiología portátil (ATOMSCOPE HF 80, Mikasa X-ray Co. Ltd, 82 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas TABLA 3.22 Técnicas radiológicas en las aves: radiología convencional Objeto Peso corporal (g) kV mA Tiempo (s) DF (cm) Todo el cuerpo, extremidades proximales 2.500-3.500 60 15 0,04 62,4 Cabeza, extremidades distales 2.500-3.500 55-60 15 0,04 56,4-62,4 Todo el cuerpo 1.400-1.500 55-60 15 0,04 56,4 Todo el cuerpo 800-1.300 55 15 0,04 56,4 Todo el cuerpo 800 50 15 0,04 56,4 Extremidades: cabeza, patas, alas 1.000-1.500 55 15 0,04 56,4 Extremidades: cabeza, patas, alas 1.000 50 15 0,04 56,4 Las radiografías se realizaron en películas de doble emulsión estándar (MG-SR, Konica Medical Film), en placas de alta definición en chasis (HR-Regular, Veterinary X-Rays). kV, kilovoltios; mA, miliamperios (el equipo de rayos X portátil ATOMSCOPE HF 80 tiene una configuración constante de 15 mA); DF, distancia focal. TABLA 3.23 Técnicas radiológicas en las aves: radiología magnificada Objeto Peso corporal (g) kV mA Tiempo (s) DOP (cm) DF (cm) Todo el cuerpo 1.400-1.500 55-60 15 0,04 28,8 48 Todo el cuerpo 800-1.300 55 15 0,04 28,8 48 Todo el cuerpo 800 50 15 0,04 28,8 48 Extremidades: cabeza, patas, alas 1.000-1.500 55 15 0,04 28,8 48 Extremidades: cabeza, patas, alas 1.000 50 15 0,04 28,8 48 Las radiografías se realizaron en películas de doble emulsión estándar (MG-SR, Konica Medical Film), en pantallas de alta definición en chasis (HR-Regular, Veterinary X-Rays, Reino Unido). kV, kilovoltio; mA, miliamperio (el equipo de rayos X portátil ATOMSCOPE HF 80 tiene una configuración constante de 15 mA); DF, distancia focal, DOP, distancia del objeto a la película. Tokio, Japón). Esta unidad tiene un voltaje del tubo de rayos X de 50-80 kV, fijado a una corriente de 15 mA con un tiempo de exposición de 0,02-1,98s. Se utilizaron películas (MG-SR, Konica Medical Film, Tokio, Japón) y chasis (HR-Regular, Veterinary X-Rays, Beaconsfield, Reino Unido). La configuración de la exposición para las radiograf ías convencionales que utilizamos en nuestro hospital se describe en la tabla 3.22. Radiología magnificada La radiograf ía magnificada o aumentada mejora la visualización de zonas especiales de interés (p. ej., el seno infraorbitario, las extremidades, las articulaciones). El coste de la magnificación es una disminución de la resolución espacial o la nitidez de la imagen, que es inversamente proporcional al nivel de magnificación (Tell et al., 2003). Los ajustes de la exposición para la radiograf ía de magnificación que se utilizan en nuestro hospital se describen en la tabla 3.23. Indicaciones: ● ● ● ● Evaluación de la naturaleza y la extensión de las partes blandas craneofaciales o las anomalías musculoesqueléticas. Evaluación de los senos. Evaluación de las anomalías oculares y del oído. Evaluación de las extremidades y las articulaciones. Técnica de la parte superior de la mesa (fig. 3.95): ● ● El chasis de la película se coloca en la parte superior de la mesa. La distancia entre el objeto y la película (DOP) se aumenta colocando al paciente sobre bloques de poliestireno. ● La distancia focal (DF) se disminuye bajando el tubo para acercarlo al chasis de la película. Estudios radiológicos de contraste Los estudios de contraste pueden realizarse para examinar lo siguiente: ● ● ● ● ● ● ● Tamaño de los órganos. Forma de los órganos. Posición de los órganos. Contenidos anormales. Contorno de un órgano en relación con los órganos vecinos. Determinación de la función del órgano. Función y estado de la pared de las estructuras huecas. Estudios de contraste gastrointestinales Indicaciones: ● ● ● ● ● ● Regurgitación crónica. Diarrea persistente. Estreñimiento. Palpación anormal. Dilatación abdominal. Anomalías del aparato gastrointestinal observadas en estudios radiológicos. Las técnicas comunes que se utilizan en la radiología de contraste del aparato gastrointestinal en las aves incluyen: Estudios radiológicos de contraste ● ● Figura 3.95 Técnica de colocación para observar una proyección magnificada de la cabeza de un halcón peregrino. La distancia entre el objeto y la película (DOP) fue de 19,2 cm y la distancia focal (DF) fue de 48 cm. La DOP se aumentó colocando al halcón sobre un bloque de poliespán. ● ● © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Contraste gastrointestinal con sulfato de bario al 25-45% administrado directamente en el esófago a una dosis de 20 ml/kg de peso corporal. El medio de contraste llega al proventr ículo y el ventr ículo en unos minutos y alcanza el intestino en 30-60 min (tabla 3.24). Si el área de interés es el aparato gastrointestinal 83 inferior, puede administrarse el medio de contraste directamente en el ventr ículo (Krautwald-Junghanns y Trinkaus, 2000). Doble contraste con sulfato de bario al 25% (medio de contraste positivo) a una dosis de 10 ml/kg de peso corporal, que puede administrarse por vía oral o por vía cloacal. Se introduce aire (medio de contraste negativo) inmediatamente después de administrar el sulfato de bario a 20 ml/kg de peso corporal. Esta técnica es útil para demostrar el grosor y el estado de la pared del aparato gastrointestinal y para observar la cloaca (Krautwald-Junghanns y Trinkaus, 2000). Iohexol, un medio de contraste yodado, hidrosoluble, con baja osmolaridad, no iónico, que puede utilizarse como una alternativa a la suspensión de sulfato de bario en los estudios de contraste del aparato gastrointestinal. Debe utilizarse en los casos en los que se sospecha una perforación intestinal porque es menos probable que el yodo cause peritonitis en comparación con el sulfato de bario. Si se aspira, el iohexol se absorbe desde la cavidad celómica con una reacción tisular mínima. El tránsito de iohexol a través del aparato gastrointestinal de las aves es más rápido que el del bario. Sin embargo, en los estudios con iohexol suelen producirse un recubrimiento de la luz poco uniforme y burbujas (Smith y Smith, 1997; Romagnano y Love, 2000). Las anomalías radiológicas que pueden identificarse mediante los estudios de contraste gastrointestinales (McMillan, 1994) incluyen: ● ● ● ● ● ● ● ● ● Cambio de la localización, el tamaño o la forma de los órganos abdominales. Diferenciación entre el aparato gastrointestinal y otros órganos. Aumento o disminución de la motilidad. Aumento o disminución del diámetro luminal. Irregularidades de la mucosa. Defectos de llenado. Cambios del grosor de la pared. Extravasación del medio de contraste. Dilución del contraste con moco o líquidos. TABLA 3.24 Duración del tránsito del sulfato de bario Objeto Estómago Intestino delgado Intestino grueso Cloaca Canario 5 10-15 15-30 Miná del Himalaya 5 10-15 15-30 30-90 30-90 Paloma doméstica 5-10 10-30 30-120 120-240 Halcón 5-15 15-30 30-90 90-360 Periquito 5-30 30-60 60-120 120-240 Loro gris 10-30 30-60 60-120 120-130 Amazona 10-60 60-120 120-150 150-240 Faisán 10-45 45-120 120-150 150-240 Tiempo en minutos para el sulfato de bario administrado a través de una sonda hasta alcanzar y llenar varias partes del aparato gastrointestinal. Fuente: modificado de McMillan MC (1994) Imaging techniques. En: Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR (eds) Avian Medicine: Principles and Application, pp. 246–326. Wingers Publishing, Lake Worth, FL. 84 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Radiografía de contraste con insuflación de presión positiva En un ave anestesiada e intubada los sacos aéreos pueden insuflarse manualmente para aumentar el área total de los sacos, utilizando aire como medio de contraste negativo para mejorar la visualización de los órganos internos y sus bordes en las radiograf ías (figs. 3.96 y 3.97) (Sherrill et al., 2001). ● ● ● ● Una vez anestesiado, el ave se intuba con una sonda endotraqueal de silicona semiflexible y se mantiene en un plano quirúrgico de anestesia. Se utiliza un circuito de anestesia unido a una bolsa de ventilación (1 l) y un rotámetro (unidades en cm H2O). Se obtienen radiograf ías de todo el cuerpo sin y con insuflación a presión positiva (IPP). Se aplica una presión positiva IPP de 20 cm de H2O manualmente a la bolsa de ventilación de un circuito de ventilación cerrado mientras que se obtiene la radiograf ía. Urografía Existen muy pocas indicaciones para la urograf ía en las aves debido a que las caracter ísticas macroscópicas e histológicas del riñón hacen que las imágenes resultantes proporcionen relativamente poca información útil. Sin embargo, puede utilizarse para definir las dimensiones renales o la existencia de tumores. Las indicaciones de la urograf ía incluyen poliuria/polidipsia y signos clínicos inespecíficos de paresia de las extremidades o inflamación articular (Smith y Smith, 1997). Para realizar radiograf ías de contraste del aparato urogenital, el medio que se utiliza es un compuesto de yodo orgánico al 70-80% o un compuesto con 300400mg yodo/ml a una dosis de 700-800 mg yodo/kg de peso corporal por vía intravenosa (McMillan, 1994; Krautwald-Junghanns y Trinkaus, 2000). Angiografía La angiograf ía puede ser una herramienta de diagnóstico importante para detectar los trastornos cardiovasculares en las aves. Se ha utilizado para el diagnóstico de los aneurismas de la arteria coronaria derecha en una cacatúa blanca (Cacatua alba) (Vink-Nooteboom et al., 1998) y de aterosclerosis de las arterias aorta y braquiocefálica en un guacamayo (Ara severa) (Phalen et al., 1996). La angiograf ía con fluoresceína se ha utilizado para examinar la irrigación sanguínea de los ojos de varias rapaces (Korbel et al., 2000). (b) (a) Figura 3.96 (a) Estudio radiológico ventrodorsal y (b) radiografía con insuflación con presión positiva (IPP) ventrodorsal de un halcón sacre anestesiado, intubado. Obsérvese cómo mejora la visualización de las estructuras internas, incluyendo los sacos aéreos torácicos y abdominales, debido a la IPP. Interpretación radiológica ● 85 (a) (b) Figura 3.97 (a) Estudio radiológico lateral y (b) radiografía con IPP lateral de un halcón sacre anestesiado, intubado. Obsérvese cómo mejora la visualización de las estructuras internas, incluyendo el bazo (b) y los sacos aéreos torácicos y abdominales, como resultado de la IPP. Puede observarse una masa radiodensa grande localizada a lo largo del campo del saco aéreo caudal (flecha). Mielografía Las anomalías que pueden detectarse mediante mielograf ía incluyen compresión de la médula espinal, traumatismos espinales o masas que ocupan espacio. Los pacientes deben estar anestesiados para esta intervención. Se inserta una aguja espinal de calibre 25 G con cuidado en la articulación toracosinsacral y se inyectan 0,8-1,2 ml/kg del medio yodado no iónico dentro del espacio subaracnoideo (Harr et al., 1997). Como alternativa, puede inyectarse el medio de contraste directamente en la cisterna medular cerebelar (McMillan, 1994). Interpretación radiológica © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Es importante seguir un abordaje sistemático para interpretar las radiograf ías y realizar un diagnóstico correcto. Cuando se evalúan las radiograf ías no hay que centrarse en la lesión más evidente y pasar por alto los cambios más sutiles. Una técnica útil es evaluar primero la calidad global de la radiograf ía desde un punto de vista técnico, y después trabajar secuencialmente a través de todos los sistemas orgánicos. Yo utilizo un abordaje siguiendo un sistema órgano por órgano, desde la parte craneal a la caudal, evaluando la cabeza y el cuello, el sistema esquelético, respiratorio, cardiovascular, gastrointestinal, otros órganos celómicos y el sistema genitourinario. Silverman (1990) recomienda el siguiente análisis: ● ● ● ● ● ● Esqueleto: cráneo, espina, cintura pectoral, cintura pelviana, alas, patas. Cardiovascular: corazón, vasos más grandes. Respiratorio: senos nasales, boca, tráquea, siringe, pulmones, sacos aéreos. Gastrointestinal: boca, buche, esófago, proventr ículo, ventr ículo, intestino, cloaca. Genitourinario: región pelviana, riñones, abdomen, cloaca. Órganos accesorios: hígado, bazo. Las radiograf ías se examinan detenidamente según los siguientes criterios (Baumgartner, 1991): ● ● ● ● Tamaño del órgano. Densidad de los órganos y partes de los órganos. Estructura de los órganos. Evaluación del contenido del aparato gastrointestinal. En la tabla 3.25 se ofrecen los resultados radiológicos anormales y sus indicaciones. En las figuras 3.98-3.125 se ilustran algunos resultados radiológicos anormales. TABLA 3.25 Hallazgos radiológicos anormales Signos radiológicos Indicaciones SISTEMA RESPIRATORIO Desplazamiento o posición anormal de la tráquea Hipovitaminosis A Infección bacteriana (pseudomoniasis) Infección micótica (aspergilosis) Infección parasitaria (tricomoniasis) Infección por el virus de la viruela Cuerpos extraños (semillas) Lesiones por la sonda endotraqueal Presencia de masas anormales en el área cervical ventral Aumento de la radiodensidad de los anillos traqueales o de la pared de la siringe traqueobronquial Calcificación de la tráquea o de la siringe traqueobronquial en aves ancianas Sombra moteada de la siringe traqueobronquial con sobredistensión de los sacos aéreos abdominales (atrapamiento de aire) Estenosis causada por granuloma micótico en la siringe traqueobronquial, pseudomoniasis o tricomoniasis Aumento de la radiodensidad de la luz traqueal (masas traqueales) (Continúa) 86 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas TABLA 3.25 Hallazgos radiológicos anormales (cont.) Signos radiológicos Indicaciones Sobredistensión de la parte axilar de los sacos aéreos claviculares Estenosis de las vías respiratorias inferiores Aumento homogéneo de la radiodensidad del campo pulmonar Neumonía bacteriana Aumento no homogéneo de la radiodensidad del campo pulmonar Neumonía micótica Áreas densas localizadas, irregulares, en los pulmones Granuloma micobacteriano, micótico Aumento de la radiodensidad en la zona cardiopulmonar que suele concentrarse alrededor del bronquio principal Bronquitis crónica Bronconeumonía crónica Aumento de la radiodensidad y del redondeo del campo pulmonar caudal Congestión de la parte caudal del pulmón en trastornos crónicos Engrosamiento de las paredes de los sacos aéreos (formación de cavernas) Infección micótica crónica Aumento de la radiodensidad de las paredes de los sacos aéreos Debido a depósitos cristalinos o calcificación de las paredes de los sacos aéreos Aumento homogéneo de la radiodensidad de los sacos aéreos torácicos y abdominales Depósitos de grasa en los sacos aéreos Saculitis de los sacos aéreos de origen desconocido (bacteriana, vírica, por clamidias o infecciones micóticas) Aumento no homogéneo de la radiodensidad de los sacos aéreos torácicos y abdominales Saculitis de los sacos aéreos micótica crónica Aumento de la radiodensidad localizada, solitaria o múltiple, en los sacos aéreos torácicos y abdominales Granuloma micótico micobacteriano Abscesos Neoplasia Redondeo de las partes caudales de los sacos aéreos abdominales Saculitis de los sacos aéreos crónica Compresión del campo de los sacos aéreos torácicos y abdominales Se observa de forma secundaria a las lesiones tumorales en la cavidad celómica caudal (distensión del tubo digestivo, neoplasias o unión de huevos) SISTEMA GASTROINTESTINAL Engrosamiento de la pared del esófago/buche y el proventrículo Distensión y/o impactación del buche Deficiencia de vitamina A (que suele asociarse con una sombra renal dilatada) Inflamación crónica debido a infección por Candida spp. o una infección por gusanos Ingestión excesiva de arena Técnica de cría manual inadecuada Ingestión de materiales extraños Secundaria a dilatación de la glándula tiroidea Intoxicación por plomo Obstrucción del proventrículo, ventrículo e intestino superior Dilatación del aparato gastrointestinal Infecciones neurogénicas Envenenamiento por neurotóxicos Impactación por alimentos Íleo de los segmentos distales Dilatación del proventrículo Infección bacteriana Infección micótica Infección parasitaria Intoxicación por metales pesados Impactación Cuerpos extraños Aves bebés normales Engrosamiento de la pared del proventrículo Infección parasitaria Dilatación intensa del proventrículo, paso retardado, paredes proventriculares más finas, y atrofia y deformación del ventrículo Trastorno por dilatación proventricular Candidiasis Dilatación llena de gas del ventrículo Intoxicación por plomo Enfermedad de Newcastle Engrosamiento de la pared del ventrículo Enfermedad de Newcastle Exceso de arenilla en el ventrículo y los intestinos Trastornos por deficiencias o alteraciones del buche, el ventrículo o el intestino Partículas de metal pesado que son visibles como cuerpos extraños radiopacos en el ventrículo Perdigones Escamas de pintura Alambre Desplazamiento dorsocraneal o dorsocaudal del ventrículo Dilatación del hígado Desplazamiento ventrocraneal o ventrocaudal del ventrículo Dilatación del riñón, el bazo o las gónadas Desplazamiento ventrocraneal del ventrículo Dilatación de las asas intestinales Huevo en el oviducto Quistes ováricos Intestino lleno de gas Infección bacteriana Íleo funcional Obstrucción por un tumor luminal o extraluminal Aerofagia secundaria a disnea intensa, intoxicación por metales pesados o anestesia con gases Dilatación del asa duodenal o de cualquier otro asa del intestino con aumento de la radiodensidad Infección por gusanos prepatente masiva Infección bacteriana o micótica Pancreatitis Neoplasia Obstrucción por un tumor luminal o extraluminal Interpretación radiológica ● 87 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. TABLA 3.25 Hallazgos radiológicos anormales (cont.) Signos radiológicos Indicaciones Dilatación de la cloaca Cloacitis Neoplasias Cloacolito Trastorno con dilatación proventricular Retención de cáscara blanda del huevo Dilatación traumática Dilatación idiopática Hígado y bazo Disminución de la radiopacidad hepática Lipidosis hepática Irregularidades focales del contorno hepático Lesiones granulomatosas Disminución del tamaño de la sombra hepática (microhepatía). La sombra del hígado está separada del corazón en la sombra del reloj de arena Emaciación generalizada Desnutrición Intoxicación por pesticidas Puede producirse normalmente en los guacamayos Dilatación de la sombra hepática Infección por Chlamydophila psittaci Tuberculosis Enfermedad de Pacheco Hepatitis por herpesvirus Otras enfermedades víricas Neoplasia Trastornos metabólicos Enfermedades parasitarias Aspecto de vidrio esmerilado de toda la cavidad celómica. Los pulmones y los sacos aéreos están comprimidos (ascitis) Cirrosis hepática Hemocromatosis Neoplasia Insuficiencia cardíaca congestiva Infecciones víricas Endocarditis y miocarditis bacterianas Dilatación intensa del bazo Infección por Chlamydophila psittaci (acompañada por saculitis de los sacos aéreos y consolidación pulmonar) Tuberculosis Yersiniosis Neoplasia Dilatación de la sombra del bazo con dilatación del hígado y los riñones Tuberculosis Enfermedades víricas Sistema urogenital Depósitos cristalinos radiodensos en los riñones Gota renal Deshidratación Infección bacteriana crónica Sombras renales dilatadas con o sin aumento de la densidad Neoplasia Quistes Infección por Chlamydophila psittaci Enfermedades bacterianas Trastornos metabólicos Obstrucción posrenal Intoxicación por metales pesados Dilatación del polo craneal del riñón Dilatación renal como se ha indicado arriba Dilatación adrenal Dilatación gonadal Aumento de la densidad sin dilatación de los riñones Gota Deshidratación Hipovitaminosis A Huevo en el oviducto Unión de huevos si se combina con síntomas específicos (debilidad, presión, disnea) Un área de aumento de la densidad causado por cáscaras de huevos fragmentadas dorsales y caudales a la masa intestinal Salpingitis Aumento difuso de la radiodensidad de la cavidad celómica caudal y es posible que no haya diferenciación de varios órganos (derrame abdominal) Neoplasia ovárica Peritonitis relacionada con la yema de huevos Sistema cardiovascular Aumento de la dimensión del ápex a la base, estructuras vasculares dilatadas, prominencia del segmento auricular izquierdo, forma anormal de la sombra del corazón (cardiomegalia) Valvulopatías Endocarditis Anemia crónica Compresión por masas extrínsecas Hemocromatosis Dilatación globoide de la sombra cardíaca Derrame pericárdico que puede estar causado por la infección por Chlamydophila psittaci, poliomavirus, tuberculosis, poliomavirus, sarcocistosis o neoplasia Dilatación y/o aumento de la radiodensidad de la sombra cardíaca Pericarditis Epicarditis Deposición notable de grasa Alteración de la forma y el contorno del corazón (dilatación de una cámara) Puede ser una anomalía genética (Continúa) 88 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas TABLA 3.25 Hallazgos radiológicos anormales (cont.) Signos radiológicos Indicaciones Sombra mal definida del extremo craneal del corazón Bronquitis Bronconeumonía Disminución del tamaño de la sombra cardíaca (microcardia). Puede haber una hendidura radiotransparente entre el corazón y el hígado Hipovolemia Nutrición inadecuada Calcificación de los vasos principales y de los campos pulmonares Arteriosclerosis (en las psitácidas y las aves de presa muy ancianas) SISTEMA ESQUELÉTICO Aumento de la radiodensidad del seno infraorbitario. Puede haber cambios osteolíticos en los huesos circundantes Disminución de la radiodensidad esquelética, deformidades de los huesos largos, las costillas y la espina, y/o fracturas de las metáfisis Rinitis Sinusitis Trastornos óseos metabólicos (osteoporosis, osteomalacia, raquitismo, osteodistrofia fibrosa, hiperparatiroidismo nutricional secundario) Deformidades por giro y flexión de los huesos largos Cambios osteolíticos y escleróticos múltiples en la cavidad medular de los huesos largos Infecciones micobacterianas Aumento homogéneo de la densidad del hueso medular (hiperostosis poliostósica) En las aves hembras antes de producir huevos Aumento irregular de la densidad del hueso medular Concentraciones de estrógenos elevadas patológicas asociadas a huevos aglutinados, tumores gonadales o quistes Aumento de la radiodensidad ósea asociado a proliferación perióstica e inflamación del tejido blando circundante Osteomielitis Espacio articular colapsado, proliferación periarticular del hueso e inflamación del tejido blando Artritis Cambios artríticos y osteolíticos de los dedos, las articulaciones y el tarsometatarso Infección séptica de las patas Cuerpo de la clavícula Vértebra cervical Tráquea Cuerpo del coracoides Saco aéreo clavicular Quilla del esternón Músculos pectorales Vasos grandes del corazón Notarium Área del ápex cardíaco Hígado Parte preacetabular del íleon Sinsacro Isquion Asas intestinales Pubis Vértebras caudales libres Pigostilo Extremidad del hombro de la clavícula Extremidad del hombro del coracoides Cabeza del húmero Cabeza de la escápula Cuerpo de la escápula Cuerpo del húmero Pulmón Costilla vertebral Cintura cardiohepática Área contigua de los sacos aéreos torácicos y abdominales caudales Cabeza del fémur dentro del acetábulo Cuerpo del fémur Ventrículos Parte caudal del saco aéreo abdominal Cuerpo del tibiotarso (b) (a) Figura 3.98 (a) Radiografía ventrodorsal del cuerpo de una amazona de frente azul (Amazona aestiva) normal. (b) Figura digitalizada de la misma ave que ilustra las diferentes partes del cuerpo. Interpretación radiológica ● 89 (a) Área contigua de los sacos aéreos torácicos y abdominales caudales Notarium Vértebra cervical Húmero Tráquea Coracoides Clavícula © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. (b) Escápula Grandes vasos del corazón Pulmón Proventrículo Siringe Sinsacro Área del bazo Ápex del corazón Esófago torácico Quilla del esternón Riñón, Área de división craneal las gónadas Hígado Costilla esternal Riñón, división caudal Tibiotarso Ventrículo Fémur Vértebra caudal libre Pubis Asas intestinales Glándula uropigia Pigostilo Figura 3.99 (a) Radiografía lateral (I-D) del cuerpo de una amazona de frente azul normal. (b) Figura digitalizada de la misma ave para ilustrar las diferentes partes del cuerpo. 90 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Figura 3.100 Estudio radiológico lateral de una cacatúa sanguínea en el que se observa una gran cantidad de material radioopaco (grit) en los ventrículos. Figura 3.101 Estudio radiológico ventrodorsal de un turaco violáceo (Musophaga violacea) en el que se observa un aumento homogéneo unilateral de la radioopacidad que afecta al saco aéreo torácico craneal izquierdo (flecha). El aire atrapado es evidente en el campo de los sacos aéreos abdominal y torácico caudales izquierdos. En esta especie no es evidente la cintura cardiohepática típica en forma de reloj de arena. Figura 3.103 Estudio radiológico lateral de un halcón sacre en el que se observa un bazo dilatado (flechas) visible en la cara dorsal del ventrículo (v). Las sombras del corazón (c) y el hígado (h) tienen un tamaño reducido. Obsérvese la hendidura radiotransparente entre el corazón y el hígado. La dilatación intensa del hígado puede estar causada por trastornos víricos o bacterianos (tuberculosis, clamidofilosis) o linfoma. Figura 3.104 Estudio radiológico lateral de un halcón híbrido gerifalte/ sacre (Falco rusticolus-Falco cherrug) en el que se observan distensión gaseosa del ventrículo (v) y las asas intestinales (flechas). El hígado dilatado ha desplazado caudodorsalmente el hígado engrosado (h). Esta ave se presentó con antecedentes de disminución del apetito, vómitos crónicos y pérdida de peso progresiva. Este caso de gastroenteritis severa fue el resultado de una infección bacteriana. Figura 3.105 Estudio radiológico lateral de un halcón sacre en el que se observa un perdigón en los ventrículos. El halcón se alimentó con una tórtola turca (Streptopelia decaocto) que se había abatido el día anterior con un arma de calibre 12. Figura 3.102 Estudio radiológico lateral de un loro gris (Psittacus erithacus) que presentaba disnea. Hay un aumento de la consolidación del campo pulmonar, con marcada neumonía (flecha). Interpretación radiológica ● 91 h b Figura 3.106 Estudio radiológico ventrodorsal de un eclectus (Eclectus roratus) que se presentó debido a disnea intensa, inflamación abdominal y uratos verdes. Se observa una radioopacidad difusa extensa a través de las cavidades celómicas hepática y peritoneal. El ave tenía ascitis asociada a amiloidosis grave que afectaba principalmente al hígado. La ascitis es la acumulación de líquido seroso en una o varias cavidades celómicas. En el buche hay partículas de alimento (flecha). Figura 3.108 Estudio radiológico ventrodorsal de un halcón sacre en el que se observa el hígado (h) y el bazo (b) dilatados y una masa radiodensa grande (flechas) a lo largo de la cintura cardiohepática derecha. En el examen post mortem se descubrió que la masa era un aspergiloma encapsulado. El examen histopatológico reveló depósitos amiloides abundantes en el hígado. b p © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. c v h h Figura 3.107 Estudio radiológico lateral de la misma ave de la figura 3.106. Se observa una sombra grande de tejido blando en la cavidad celómica caudal (puntas de flecha) y los pulmones y los sacos aéreos están muy comprimidos. La ascitis asociada a congestión hepática grave es el resultado del aumento de la presión hidrostática venosa portal y la disminución de la presión osmótica coloidal venosa portal. Los límites del corazón (c) y las sombras hepáticas (h) no están bien definidos. Hay partículas de alimentos en el buche (flecha). Obsérvese la deformidad del sinsacro caudal. Figura 3.109 Estudio radiológico lateral del mismo halcón de la figura 3.108. Las flechas indican los bordes de la masa radiodensa. El hígado dilatado (h) produjo desplazamiento caudodorsal del ventrículo (v). Puede observarse el bazo dilatado (b) en la cara dorsal del proventrículo (p). 92 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Figura 3.110 Estudio radiológico ventrodorsal de un halcón híbrido sacre/gerifalte con aspergilosis que se presentó debido a bajo rendimiento durante el vuelo y disnea. Puede observarse una masa radiodensa grande localizada a lo largo del borde cardiohepático izquierdo (flecha blanca). Existe una pérdida del espacio de aire en ambos sacos aéreos claviculares (flechas negras). Figura 3.111 Estudio radiológico ventrodorsal de un halcón sacre en el que se observa saculitis de los sacos aéreos intensa, unilateral, que afecta a los sacos aéreos torácico y abdominal derechos. Figura 3.112 Estudio radiológico ventrodorsal de un halcón gerifalte que se presentó con antecedentes de disnea intensa, disminución del apetito, bajo rendimiento en vuelo y uratos de color verde claro. La radiografía muestra que el aire está atrapado en el campo de los sacos aéreos torácico y abdominal caudales, probablemente debido a obstrucción mecánica del ostia pulmonare. Existen masas radiodensas multifocales en el saco aéreo torácico y en el campo pulmonar (flechas). El corazón, el hígado y otros órganos no pueden diferenciarse y existe una pérdida del espacio aéreo en ambos sacos aéreos claviculares (puntas de flecha). Figura 3.113 Radiografía de contraste gastrointestinal ventrodorsal de un halcón sacre obtenida 3 h después de administrarle sulfato de bario mediante sonda gástrica. El hígado (flechas) está muy dilatado y existen masas radiodensas multifocales en el saco aéreo torácico y en el campo pulmonar (puntas de flecha). Interpretación radiológica bu ● 93 b p v i p bu v h Figura 3.114 Radiografía de contraste gastrointestinal lateral de un halcón híbrido sacre/gerifalte obtenida 15 min después de administrar sulfato de bario. Hay una dilatación masiva de los sacos aéreos torácico y abdominal caudales que desplazan el ventrículo (v) caudodorsalmente. bu, buche; flecha, esófago torácico; p, proventrículos; h, hígado. h Figura 3.115 Radiografía de contraste gastrointestinal lateral de un halcón sacre obtenida 90 min después de administrar sulfato de bario. El hígado muy dilatado (h) ha desplazado el ventrículo (v) y las asas intestinales (i) caudodorsalmente. El bazo (b) también está dilatado. bu, buche; flecha, esófago torácico; p, proventrículos. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 3.117 Enfermedad ósea metabólica en un águila perdicera (Hieraaetus fasciatus) joven, que se estaba criando con una dieta exclusivamente a base de carne. Arqueamiento con fracturas patológicas del húmero, el radio y el cúbito. La densidad ósea global está disminuida y los perfiles corticales de los huesos largos casi no pueden verse. (Por cortesía del Dr. T. A. Bailey.) Figura 3.116 Radiografía ventrodorsal de un loro vasa (Coracopsis vasa) de 1 año de edad. Deformidad de la columna, arqueamiento de la mayoría de los huesos largos (flechas) y fractura patológica del fémur derecho debido a un trastorno óseo metabólico. Figura 3.118 La misma ave que en la figura 3.117. Arqueamiento con fracturas patológicas del fémur y el tibiotarso. (Por cortesía del Dr. T. A. Bailey.) 94 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Figura 3.119 Radiografía lateral de una cernícalo vulgar (Falco tinnunculus) en la que se observa una fractura conminuta, de alta energía, del radio y el cúbito derechos y del tibiotarso distal (flechas). Obsérvese la inflamación del tejido blando alrededor del sitio de la fractura en el ala. Figura 3.120 Radiografía ventrodorsal del ala de un halcón borní (Falco biarmicus) en la que se observan fragmentos de plomo de diferentes tamaños incrustados en el radio, el cúbito y la región del hombro. Obsérvese la formación de un callo sobre el cúbito y el radio. Figura 3.121 Este halcón híbrido sacre/gerifalte fue ingresado con una fractura conminuta, de alta energía, del tibiotarso proximal. Este es el tipo más frecuente de fracturas que se observan en la práctica clínica en las rapaces cautivas. Las fracturas de este hueso tienden a producirse en las aves cuando empiezan a atárselas y durante los ejercicios de entrenamiento. La fractura se reparó utilizando una técnica de fijación IM-ESF utilizando una aguja IM insertada de forma normógrada desde la cresta tibial, tres agujas roscadas de perfil positivo colocadas en los fragmentos proximal y distal y conectadas utilizando una barra y abrazaderas. Figura 3.122 Fractura transversa, de baja energía, del tibiotarso proximal en un halcón tagarote (Falco pelegrinoides). La fractura se reparó utilizando una técnica de fijación IM-ESF utilizando una aguja IM insertada de forma normógrada desde la cresta tibial y una aguja roscada de perfil positivo única en el fragmento distal y fijada utilizando una barra y abrazaderas. Interpretación radiológica ● 95 Figura 3.123 Radiografía craneocaudal de la pata de un halcón sacre con una pododermatitis en la que se observa inflamación del tejido blando y cambios osteolíticos notables de la tróclea del tarsometatarso, el primer hueso metatarsiano (punta de flecha) y las falanges proximales de los dedos I y II (flechas). Figura 3.124 Estudio radiológico ventrodorsal de un águila culebrera (Circaetus gallicus). Obsérvese la presencia de toda la extremidad de la presa (probablemente un ave zancuda de patas largas) con el fémur proximal ocupando la entrada torácica y extendiéndose hacia la parte caudal del esófago torácico. El tibiotarso ocupa el proventrículo y el ventrículo. Después se dobla en la articulación intertarsiana. El tarsometatarso y los dedos ocupan el ventrículo, el proventrículo y la parte caudal del esófago torácico (flechas). (Por cortesía de J. G. de la Fuente, A. L. Sánchez y la Facultad de Veterinaria, León). © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Lennox AM, Crosta L (2005) The effects of isoflurane anaesthesia on gastrointestinal transit time. Proceedings of the European Association of Avian Veterinarians, Arles, pp. 207–210. Figura 3.125 Proyección ventrodorsal de una gaviota con un anzuelo alojado en el proventrículo. El ave se presentó con un trozo de sedal que le salía a través de la boca. El ave murió inmediatamente después de hacer la radiografía, probablemente debido a la pérdida de peso intensa, la deshidratación y la septicemia. McMillan MC (1994) Imaging techniques. In: Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR (eds) Avian Medicine: Principles and Application, pp. 246–326. Wingers Publishing, Lake Worth, FL. BIBLIOGRAFÍA Romagnano A (1997) Radiology. In: Proceedings of the Association of Avian Veterinarians, Reno, pp. 551–561. Baumgartner R (1991) Radiology in birds. Proceedings of the European Association of Avian Veterinarians, Vienna, pp. 405–409. Harcourt-Brown NH (1996) Radiology. In: Beynon PH, Forbes NA, Harcourt-Brown NH (eds) Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl, pp. 89–97. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. Harr KE, Kollias GV, Rendano V et al. (1997) A myelographic technique for avian species. Veterinary Radiology Ultrasound 38: 187–192. Korbel, RT, Nell, B, Redig, PT et al. (2000). Video fluorescein angiography in the eyes of various raptors and mammals. Proceedings of the Association of Avian Veterinarians, August 30–September 1, Portland, Oregon, pp. 89–95. Krautwald-Junghanns ME (1996) Avian radiology. In: Rosskopf W, Woerpel R (eds) Diseases of Cage and Aviary Birds, pp. 630–663. Williams & Wilkins, Baltimore. 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Silverman S (1990) Advanced avian radiographic interpretation. Proceedings of the Association of Avian Veterinarians, Phoenix, pp. 339–342. Radioscopia con imagen intensificada Thomas A. Bailey, Antonio Di Somma, Celia G. Martinez La radioscopia es una técnica de monitorización de rayos X continuos o intermitentes. En la radioscopia se utilizan rayos X para producir imágenes de vídeo en tiempo real. Una vez que los rayos X atraviesan al paciente, en vez de usar una película se capturan en un dispositivo que se denomina intensificador de imagen y se convierten en luz. Esta luz se captura en una cámara de televisión y se muestra en un monitor de vídeo. La ventaja de la radioscopia sobre la radiograf ía convencional es que estas imágenes de rayos X pueden verse directamente sin obtener y revelar fotograf ías de los rayos X. Esto permite observar en «tiempo real» determinados procesos corporales dinámicos, como el desplazamiento de los alimentos a través del tubo digestivo, y también es útil en determinadas intervenciones quirúrgicas y de diagnóstico. Además, las exploraciones pueden registrarse en una cinta de vídeo y revisarse en fases posteriores. En medicina humana, la radioscopia se utiliza habitualmente para la localización intraoperatoria de la anatomía del paciente y la posición del instrumental quirúrgico. Esta información aumenta la precisión y disminuye la exposición quirúrgica en una amplia variedad de intervenciones. La radioscopia es especialmente útil para identificar la presencia de estenosis u obstrucciones en los órganos huecos del organismo. Equipo de radioscopia Las imágenes radioscópicas que ilustran este apartado se obtuvieron con un sistema de imagen Premier Mini-C-arm (FluoroScan Imaging Systems Inc., EE. UU.) (fig. 3.126). El sistema de radiología FluoroScan Premier actúa con niveles muy reducidos de exposición a la radiación y dispersión, aunque los operadores siempre deben llevar delantales de plomo. El haz radiológico de este sistema está estrechamente colimado y muy filtrado. Se ha diseñado para actuar con una corriente del tubo de 0,1 mA o inferior. El sistema FluoroScan tiene Figura 3.126 Halcón con un ala descolgada que está de pie en una percha para un examen radioscópico. Los halcones entrenados que llevan puesta la caperuza se mantienen de pie tranquilos en una percha mientras se realiza la investigación radioscópica. La radioscopia es útil en la detección preliminar de los casos sin usar anestesia. caracter ísticas distintas que permiten obtener imágenes de diferentes calidades modificando el número de fotogramas de vídeo que se toman por término medio (denominado supresión de ruido). Para las vistas cinematográficas es deseable que el ajuste de supresión del ruido sea lo más bajo posible, lo cual es importante en los estudios de movimiento. Los ajustes de supresión superior son necesarios para las imágenes de alta calidad. En la figura 3.127 se muestran las diferencias en cuanto a la calidad entre dos ajustes de supresión de ruido. Los halcones entrenados y con la caperuza puesta pueden quedarse tranquilos en una percha mientras se realizan la radioscopia (v. fig. 3.126), y para realizar radioscopias a aves anestesiadas se utiliza una mesa de Perspex (fig. 3.128). Radioscopia en las aves Aunque la radioscopia no se utiliza mucho en medicina aviaria, debido al coste de las unidades, se considera que es una forma importante de explorar la motilidad del aparato gastrointestinal aviario (McMillan, 1994), en especial para observar y evaluar los trastornos de dilatación del proventr ículo en las psitácidas (Storm y Greenwood, 1993; Romagnano y Love, 2000). Específicamente, se ha utilizado en estudios de contraste del aparato gastrointestinal de las psitácidas (Taylor et al., 1999; Vink-Nooteboom et al., 2003), para localizar cuerpos extraños ensartados en una cacatúa blanca juvenil (Cacatua alba) (Oglesbee y Sreinohrt, 2001), el diagnóstico de megacloaca en una cacatúa moluqueña (Cacatua moluccensis) (Graham et al., 2004), para investigar la obstrucción proventricular en un eclectus (Eclectus roratus) (De Voe et al., 2003), y como herramienta para investigar los efectos de metoclopramida sobre la motilidad del aparato gastrointestinal en una amazona de la Española Radioscopia en las aves ● 97 (a) (b) Figura 3.127 Halcón, proyección anteroposterior. Hepatomegalia. En la secuencia es posible observar la mejoría de la calidad de la imagen utilizando la característica de supresión del ruido. Obsérvese la calidad granular de la imagen cuando no se suprime el ruido (a) y cómo mejora la calidad cuando se suprime el ruido (b). © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 3.128 Puede utilizarse una mesa de Perspex para realizar la radioscopia en las aves anestesiadas. (Amazona ventralis) (Bowman, 2002). Probablemente, la radioscopia también es una técnica útil en obstetricia aviaria, especialmente para estudiar la distocia y la retención de huevos. En nuestro hospital, hemos encontrado la radioscopia útil para detectar cuerpos extraños ventriculares en las aves (fig. 3.129) incluyendo perdigones, hepatomegalia (fig. 3.130 y v. fig. 3.127), granulomas esofágicos (fig. 3.131) y granulomas consolidados de las vías respiratorias inferiores (fig. 3.132). La radioscopia también es útil cuando se sospecha la existencia de fracturas y tiene la ventaja de que no es necesario sujetar al ave para hacer un diagnóstico preliminar (v. fig. 3.126). Las técnicas de imagen intraoperatorias son útiles durante Figura 3.129 Avutarda hubara (Chlamydotis undulata), proyección anteroposterior. Partículas radioopacas (alambre) en el ventrículo. la cirugía ortopédica para ayudar a realinear fracturas y colocar implantes ortopédicos (figs. 3.133-3.135), para hacer el seguimiento de la cicatrización del hueso y para comprobar la colocación de catéteres intraóseos (IO) (fig. 3.136). Según nuestra experiencia, la radioscopia no 98 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Figura 3.132 Halcón, proyección anteroposterior. Sombra asimétrica sobre los sacos aéreos, área irregular asimétrica de aumento de densidad en los pulmones. Aspergilosis. Figura 3.130 Halcón, proyección anteroposterior. Hepatomegalia. La histopatología de las biopsias del hígado confirmó la amiloidosis. Figura 3.133 Halcón, proyección anteroposterior. Fractura de húmero. Figura 3.131 Avutarda hubara, proyección lateral. Radiodensidades de tejidos blandos en el esófago debido a infección por Trichomonas sp. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Radioscopia en las aves ● 99 (a) (b) (c) (d) (e) Figura 3.134 (a-e) El uso de radioscopia intraoperatoriamente es útil para la colocación de implantes ortopédicos durante la reparación de las fracturas. Esta secuencia muestra la colocación de una aguja intramedular en el fémur de un halcón. Figura 3.135 Halcón, proyección anteroposterior. Reparación del tibiotarso fracturado utilizando fijadores externos de tipo II. 100 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Figura 3.136 La radioscopia proporciona una forma muy rápida de comprobar la colocación de los catéteres intraóseos. proporciona imágenes con una resolución lo suficientemente fina para detectar los cambios patológicos tempranos de las vías respiratorias inferiores. Exploración del aparato gastrointestinal de las aves utilizando la radioscopia Las enfermedades que afectan al aparato gastrointestinal son frecuentes en las aves y las indicaciones para los exámenes con bario incluyen: vómitos y diarrea agudos o crónicos que no responden al tratamiento, hallazgos radiológicos anormales que indican un patrón obstructivo, desplazamiento inexplicable de un órgano, pérdida de detalles abdominales que indica perforación, diarrea hemorrágica, antecedentes de ingestión de material extraño y pérdida de peso crónica inexplicable (McMillan, 1994). Las imágenes radioscópicas que se obtienen a intervalos adecuados dan información sobre la duración del tránsito (p. ej., tránsito retardado en casos de obstrucción por cuerpos extraños) y la radioscopia de vídeo se ha utilizado para detectar la motilidad anormal del aparato gastrointestinal y las contracciones gástricas descoordinadas en los loros con trastornos por dilatación proventricular (Degernes et al., 1999). La duración del tránsito del bario en el aparato gastrointestinal de las aves var ía mucho entre las especies y los individuos, y es importante conocer la duración normal en cada especie. En la tabla 3.26 se resume la velocidad y la localización del medio de contraste cuando pasa a través del aparato gastrointestinal de los halcones, los gavilanes y los loros. En la figura 3.137 se muestra la retención de bario en el ciego de una avutarda hubara (Chlamydotis undulata macqueenii) 30 h después de su administración, un hallazgo normal en esta especie. En la figura 3.138 se observa bario en el aparato gastrointestinal de un alcaraván común (Burhinus oedicnemus), una especie que es sensible a la candidiasis gástrica. El retraso del tránsito gástrico puede ser un indicio de candidiasis en esta especie. La duración del tránsito depende de la dieta de la especie, y el tamaño y la longitud del tubo digestivo (Tully et al., 2000). También está influenciado por otros muchos factores, como la edad, el estado nutricional, los trastornos patológicos, el estrés y los fármacos (McMillan, 1994). Si la administración del medio de contraste está precedida por un ayuno prolongado, su velocidad se acelera al principio hasta el ventr ículo, pero después aumenta el tiempo de tránsito a través del resto del aparato gastrointestinal, prolongándose la eliminación del medio de contraste (KrautwaldJunghanns et al., 1992). Los estudios radiológicos siempre deben realizarse antes de comenzar los estudios de contraste (McMillan, 1994; Krautwald-Junghanns, 1996). Esto es especialmente importante para detectar partículas de metales pesados radiodensas, puesto que el medio de contraste podr ía enmascarar estas partículas (Krautwald-Junghanns et al., 1992). Además, el aparato gastrointestinal del paciente debe estar vacío antes de administrar el contraste, porque los alimentos y el material fecal pueden imitar u ocultar las lesiones (Lennox et al., 2000). Las aves muy estresadas pueden regurgitar el medio de contraste, lo que predispone al paciente a neumonía por aspiración. Debido al riesgo de aspiración, el estudio de contraste está contraindicado en las aves comatosas o en decúbito TABLA 3.26 Datos comparativos de la duración del tránsito del bario en el aparato gastrointestinal en los halcones, los gavilanes, y los amazonas Duración Halcones Gavilanes Amazonas 0 min Buche Buche Buche 1-3 min Buche/estómago/intestino 10 min 15 min Buche/estómago Buche Buche/estómago/intestino Estómago Estómago Estómago 30 min Buche/estómago/intestino/cloaca Intestino delgado 1h Estómago/intestino/cloaca Intestino grueso Intestino delgado 2h Intestino/cloaca Cloaca Intestino grueso 4h Intestino/cloaca Cloaca Cloaca 8h Cloaca Vaciado Vaciado Martinez C. G. et al. (2007). Exploración del aparato gastrointestinal de las aves utilizando la radioscopia © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 3.137 Avutarda hubara, proyección ventrodorsal. Contraste gastrointestinal con sulfato de bario, a las 30 h. En las avutardas hubaras el medio de contraste se detiene en el ciego de 6 a 30 h o más. lateral y en las que tienen depresión respiratoria (Smith y Smith, 1997). En nuestro hospital, los halcones ayunan 12 h antes de realizar una radioscopia con estudio de contraste del aparato gastrointestinal. La dosis de sulfato de bario utilizada var ía dependiendo de la especie y la presencia o ausencia de buche, y es de 0,025-0,05 ml/g de peso corporal, utilizando el rango de dosis más bajo en las especies más grandes. Las lesiones de la mucosa se identifican mejor utilizando una dosis mayor, y puede utilizarse la dosis más baja si la intención es simplemente identificar los bordes del aparato gastrointestinal (Krautwald-Junghanns, 1996). Si se utiliza una dosis inadecuada, el aparato gastrointestinal no se distiende del todo (Burk y Feeney, 1996). Nosotros utilizamos una dosis de 25 ml/kg de sulfato de bario administrado directamente en el buche en los halcones. La secuencia de imágenes es 1 a 3 min después de la administración del medio de contraste y después a intervalos de 15 min, 30 min, 1, 2, 4 y 8 h. Deben realizarse proyecciones dorsoventral y laterales para determinar la localización exacta del bario en el aparato gastrointestinal. Es muy probable que la inmovilización manual para la radiograf ía o la radioscopia disminuya la motilidad gástrica, ya que la intervención produce al menos algún nivel de excitación, miedo y forcejeo (Lennox et al., 2000). Como consecuencia, la duración del tránsito gastrointestinal se evalúa mejor en las aves no anestesiadas, sin inmovilización, cuando se utiliza la radioscopia, o en las radiograf ías «de pie» sobre una percha adaptada para aves, obtenidas utilizando un haz lateral. Los halcones que nosotros vemos en nuestro hospital están entrenados para cetrer ía, y las aves con la caperuza puesta se quedan de pie tranquilamente en una percha mientras se realizan las investigaciones radioscópicas. Esta es una técnica que produce poco estrés, es mucho más fácil de ● 101 Figura 3.138 Alcaraván común (Burhinus oedicnemus), proyección lateral. Contraste gastrointestinal con sulfato de bario. Los alcaravanes comunes son susceptibles a la candidiasis gástrica y el retraso del tiempo de tránsito gástrico puede ser un indicio de candidiasis en esta especie. realizar, no requiere anestesia y carece de riesgos para los halcones. Otras especies que no pueden manejarse de esta manera pueden examinarse en cajas de cartón o en jaulas de Perspex pequeñas que tengan perchas. En la figura 3.139 se muestra una secuencia de imágenes en un halcón antes de administrar bario, en 1 y 3 min, 15 min, 30 min, 1, 2, 4 y 8 h después de administrárselo. Generalmente, en los halcones sanos se observa el paso inicial rápido del medio de contraste hasta el ventr ículo y el intestino. En halcones sanos que están estresados se ha observado un paso más lento del medio de contraste desde el buche al ventr ículo. Se han visualizado las contracciones del buche y también pueden identificarse fácilmente los bolos del medio de contraste que pasan a través del esófago hacia el proventr ículo. Parece que el rango de la velocidad del tránsito es amplio incluso en los halcones sanos y en algunas aves normales puede retrasarse el vaciado del buche (Garcia-Martinez, comunicación personal). En otras especies de aves, el estrés afecta a la duración media del tránsito a través del aparato gastrointestinal. En las aves que se alimentan de semillas, las aves jóvenes, las aves obesas y cuando el estómago está congestionado o distendido con alimentos, así como en las aves estresadas y sedadas o anestesiadas, la velocidad del medio de contraste es más lenta o se prolonga el tránsito (Krautwald et al., 1992; McMillan, 1994; Krautwald-Junghanns, 1996; Tully et al., 2000). Realmente, las funciones más útiles de la radioscopia en medicina aviaria son la investigación de los trastornos gastrointestinales y la obtención de imágenes intraoperatorias durante la cirugía ortopédica. La disminución del estrés del paciente debido al manejo mínimo necesario y a la rapidez del examen hace que la interpretación de los cambios estructurales y funcionales de los trastornos del aparato digestivo sea más realista. Con experiencia, 102 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas (a) (b) (c) (d) (e) (f) Exploración del aparato gastrointestinal de las aves utilizando la radioscopia ● 103 (g) (h) Figura 3.139 Serie de imágenes antes y después de la administración de bario: (a) antes de la administración; (b) a 1-3 min; (c) a los 15 min; (d) a los 30 min; (e) 1 h; (f) 2 h; (g) 4 h, y (h) 8 h después de la administración en un halcón. es posible detectar cambios más sutiles del aparato gastrointestinal o detectar los signos precoces de los trastornos consuntivos de las aves. El uso de la radioscopia para colocar implantes durante la cirugía ortopédica permite realizar las intervenciones rápidamente y permite al cirujano alinear las fracturas con gran precisión. En los mamíferos la radioscopia se ha utilizado para el diagnóstico de las cardiopatías y se recomienda investigar más esta área en medicina aviaria. BIBLIOGRAFÍA Bowman MR, Part JA, Ziegler LE, O’Brien R (2002) Effects of metoclopramide on the gastrointestinal tract motility of Hispaniolan parrots (Amazona ventralis). Proceedings of the American Association of Zoo Veterinarians 1: 117–117. Burk RL, Feeney DA (1996) Small Animal Radiology and Ultrasonograph – a diagnostic atlas and test, 2nd edn. WB Saunders, Philadelphia. Oglesbee B, Sreinohrt L (2001) Gastrointestinal string foreign bodies in a juvenile umbrella cockatoo. Compendium Continuing Education for the Practicing Veterinarian 23: 946–946. Romagnano A, Love NE (2000) Imaging interpretation. In: Olsen GH, Orosz SE (eds) Manual of Avian Medicine, pp. 419–2000. Mosby, St Louis. Smith BJ, Smith SA (1997) Radiology. In: Altman RB, Clubb SL, Dorrenstein GM, Quesenberry K (eds) Avian Medicine and Surgery, pp. 170–199. WB Saunders, Philadelphia. Storm J, Greenwood AG (1993) Fluoroscopic investigation of the avian gastrointestinal tract. 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In: Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LF (eds) Avian Medicine: Principles and Application, pp. 246–326. Wingers Publishing, Lake Worth, FL. LECTURAS COMPLEMENTARIAS Ivey E, Knox V (2002) Effects of metoclopramide on alimentary tract motility in psittacines birds. Proceedings of the Association of Avian Veterinarians, Monterey, pp. 57–59. Ecografía M.-E. Krautwald-Junghanns, M. Pees Aunque existen factores que limitan su uso en las aves (el pequeño tamaño de los órganos, las posibilidades limitadas de acoplamiento y las peculiaridades anatómicas, sobre todo el sistema de los sacos aéreos), la ecograf ía se ha convertido en una herramienta diagnóstica útil e importante en medicina aviaria debido a la evolución 104 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas técnica que ha experimentado en los últimos años. Se han publicado varios estudios sobre el uso de la ecograf ía para explorar el corazón, el hígado, el bazo y los sistemas gastrointestinal y urogenital. La ecograf ía sigue teniendo limitaciones si se compara con la medicina de los mamíferos, pero proporciona información única en algunas indicaciones, especialmente en el examen de los sistemas cardiovascular y urogenital. En algunos procesos patológicos (p. ej., derrame pericárdico) es incluso la única posibilidad de realizar un diagnóstico definitivo en vida. Aunque a veces puede ser dif ícil observar los órganos internos de las aves sanas mediante la ecograf ía, la situación en las aves enfermas suele ser completamente diferente. La dilatación de los órganos, el desplazamiento de los sacos aéreos y las acumulaciones de líquido facilitan el acoplamiento del transductor y mejoran la calidad de la imagen. Equipo técnico El pequeño tamaño de los órganos y, con respecto a la ecocardiograf ía, la frecuencia cardíaca elevada suponen demandas especiales para el equipo técnico y limitan el uso de los dispositivos ecográficos más antiguos en medicina aviaria. Cuando se utiliza la ecograf ía en las aves deben cumplirse los siguientes requisitos: ● ● ● Sondas electrónicas con superficies de acoplamiento pequeñas (son preferibles las sondas microcurvas). Sondas con frecuencias de exploración de al menos 7,5MHz. Disco duro interno para almacenamiento de las imágenes y los ciclos de movimiento, o la posibilidad de grabar en una cinta de vídeo. El tamaño de la sonda es fundamental, especialmente en las aves pequeñas. Se obtienen mejores resultados utilizando ecógrafos desarrollados para medicina pediátrica humana, así como para uso quirúrgico o ginecológico (fig. 3.140). En las aves pequeñas puede ser útil para la exploración mantener una distancia. Figura 3.140 Los transductores para la ecografía en las aves deben tener superficies de acoplamiento pequeñas. Esta sonda microcurvada con una frecuencia de 7,5 MHz es ideal para examinar a las aves de una masa corporal de hasta 1.000 g. Para las aves con una masa corporal de hasta 1.000 g, se recomienda un ecógrafo con una frecuencia de 7,5 MHz para la visualización adecuada de las estructuras cardíacas. Las frecuencias superiores pueden ser beneficiosas pero disminuyen el ritmo de representación y la profundidad de exploración máxima. Se recomienda grabar los ciclos de movimiento digitales o las secuencias de vídeo puesto que la evaluación y la morfometr ía pueden realizarse después del examen sin estresar al ave. En los exámenes ecocardiográficos los siguientes puntos son importantes: ● ● ● Un mínimo de 100 fotogramas por segundo. Función Doppler (Doppler color y espectral). Función de activación de electrocardiograf ía (ECG). El ritmo de representación de fotos es necesario para obtener imágenes de las fases cardíacas definidas como la sístole y la diástole. En las aves con frecuencias cardíacas de hasta 600 latidos por minuto, lo que significa 10 latidos por segundo, un ritmo de representación de fotos de 100 imágenes/s proporciona 10 imágenes por ciclo cardíaco. Aunque existe poca experiencia con el uso de Doppler en las aves, los dispositivos ecográficos utilizados para cardiograf ía deben tener tanto función Doppler espectral como Doppler color (estas técnicas se volverán más importantes en el futuro). La función de activación es útil para relacionar las imágenes cardíacas y las medidas con determinadas fases del ECG, y por lo tanto puede identificar la fase cardíaca correspondiente (final de la diástole y final de la sístole). Preparación del paciente, abordaje y técnica de exploración Puesto que el aparato gastrointestinal lleno puede alterar la penetración de las ondas de ultrasonidos y por tanto la visualización de los órganos más allá del intestino (especialmente con el abordaje ventromedial, v. anteriormente), las aves deben estar en ayuno antes de la exploración. Para las psitácidas se recomienda 2-4 h; las palomas deben estar en ayunas 12 h y las rapaces hasta 48 h. En general, no es necesaria la anestesia para la ecograf ía. Cuando se explora el sistema circulatorio, el estrés puede ser un problema para interpretar los resultados en las aves despiertas, pero la anestesia también puede afectar a la frecuencia y la contractilidad cardíacas. Por lo tanto, para las exploraciones en modo B, se recomienda anestesia sólo para las aves sensibles al estrés, pero las exploraciones Doppler espectrales deben realizarse bajo anestesia general para disminuir la influencia del manejo y la inmovilización sobre la velocidad de la sangre. Un ayudante o el dueño puede sujetar al paciente en decúbito dorsal o lateral (utilizando el área del costado) o en posición erguida. En los pacientes con signos clínicos de cardiopatía o disnea, el decúbito dorsal puede causar problemas circulatorios graves y debe por tanto evitarse. Generalmente se recomienda sujetar al ave en Preparación del paciente, abordaje y técnica de exploración ● 105 Figura 3.142 Abordaje paraesternal, paloma (Columba livia). Para este abordaje, la pata se estira hacia atrás o hacia delante. Esto sólo es posible en las aves con suficiente espacio entre la última costilla y los huesos púbicos. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 3.141 Abordaje ventromedial, guacamayo azul y amarillo (Ara ararauna). El transductor se acopla en la parte media detrás del esternón. Se ha utilizado un dispositivo de fijación para sujetar al ave en una posición erguida. una posición tan erguida como sea posible. Los dispositivos de fijación (fig. 3.141) pueden ser útiles. La posibilidad de colocar el transductor en contacto con la piel es limitada debido a la anatomía de los pacientes aviarios. Puesto que el contacto íntimo entre el transductor y la piel es necesario para que la calidad de la imagen sea adecuada, sólo existen dos abordajes posibles: abordaje ventromedial por detrás del esternón y abordaje paraesternal por detrás de las costillas. El abordaje ventromedial es el abordaje principal. El transductor se acopla en la parte media directamente por detrás del extremo caudal del esternón (v. fig. 3.141). El abordaje paraesternal es útil en las aves con espacio suficiente entre la última costilla y los huesos pélvicos, como las palomas y algunas especies de rapaces. La sonda se acopla sobre el lado derecho del ave, porque la molleja está en el lado izquierdo y podr ía alterar la penetración de las ondas de ultrasonidos. Se estira de la extremidad posterior hacia atrás o hacia delante y la sonda se presiona ligeramente sobre la pared corporal para comprimir los sacos aéreos subyacentes (fig. 3.142). Las plumas impiden el contacto entre el aparato y la piel y disminuyen así la calidad de la imagen. Que haya que arrancarlas o que sea suficiente con apartarlas depende de la especie. En las palomas, las gallinas y las aves de presa, normalmente es necesario arrancar alguna de las plumas. En la mayor ía de las psitácidas suele ser suficiente separar las plumas en la mayor ía de los casos. Para el abordaje ventromedial, en las psitácidas puede utilizarse una zona sin plumas que hay por detrás del esternón (mácula reproductora). En las aves acuáticas deben quitarse las plumas con mucho cuidado, porque podr ían perder la capacidad para nadar. Por último, debe aplicarse una cantidad suficiente de un gel acústico hidrosoluble comercial para asegurar un buen contacto entre el transductor y la piel. Estos geles son bien tolerados y pueden eliminarse de las plumas y de la piel con facilidad. En los diagnósticos ecográficos la evaluación de los resultados es mucho más subjetiva y depende mucho más de la experiencia del personal y de la técnica de exploración que la radiograf ía. Por lo tanto, para la evaluación ecográfica habitual debe utilizarse un patrón fijo de exploración. Un método recomendado para examinar la cavidad celómica es comenzar evaluando el hígado y después el corazón, el sistema gastrointestinal y por último el sistema urogenital. En el abordaje ventromedial el transductor se dirige cranealmente para visualizar el tejido hepático (fig. 3.143). Después de identificar el hígado, el transductor se pasa desde la parte lateral a la medial, hasta que se ha explorado todo el hígado. Si está indicado, pueden hacerse biopsias hepáticas utilizando la ecograf ía. Para explorar el corazón, el transductor se dirige craneodorsalmente hasta que se identifica el corazón (el hígado actúa como una ventana acústica). Cuando se ha visualizado el corazón, el transductor se dirige lateralmente para examinar sección por sección. Primero se examina la proyección sagital (perpendicular al esternón) y después el transductor se gira 90 ° para obtener un segundo plano de la proyección. Antes de tomar medidas debe ajustarse 106 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas 8 7 6 3 1 Hígado 2 Corazón 3 Proventrículos 4 Ventrículos 5 Intestino 6 Riñones 7 Gónadas 8 Pulmones 2 1 4 5 Figura 3.143 Abordaje ventromedial, vista esquemática. El tejido homogéneo del hígado sirve como una ventana acústica para visualizar el corazón. la sonda hasta que se observa la extensión máxima de los ventr ículos. Con el abordaje paraesternal pueden obtenerse más secciones transversas del corazón. El transductor se desplaza hacia el lado izquierdo para comenzar a examinar el aparato gastrointestinal. La molleja se identifica fácilmente debido a sus músculos grandes y a su gran contenido de cálculos arenosos en las aves granívoras. El proventr ículo puede observarse en ocasiones en el lado derecho; el intestino delgado sólo puede observarse claramente con frecuencias de exploración altas (al menos 10 MHz). Además, puede reconocerse el peristaltismo del intestino delgado; la cloaca se observa en el abdomen caudal. Finalmente, el sistema urogenital se encuentra detrás del intestino y se examina comenzando con la presentación de los riñones. Los riñones deben explorarse en una sección cruzada para identificar el tejido (v. más adelante). Tras la identificación, puede observarse toda la extensión del órgano en una sección longitudinal. La observación de los testículos y los ovarios depende del estado de la actividad sexual, las gónadas inmaduras inactivas normalmente no son visibles en las imágenes ecográficas. Figura 3.144 Exploración ecográfica, abordaje ventromedial, loro gris (Psittacus erithacus), hígado normal. El tejido hepático (1) está delicadamente granulado y tiene una ecogenicidad media. Los bordes entre los lóbulos hepáticos son visibles como líneas hiperecoicas (2). finas y contenidos anecoicos. Se localiza caudalmente al lóbulo hepático derecho. En las aves con hepatopatías, las alteraciones comunes que se observan en el examen ecográfico incluyen: ● ● ● ● ● ● Aumento del tamaño (o disminución). Bordes irregulares, inflamados (fig. 3.145). Disminución o aumento de la ecogenicidad del parénquima o lesiones parenquimatosas localizadas. Vasos hepáticos dilatados y/o congestionados (v. fig. 3.145). Quistes hepáticos (masas anecoicas, claramente definidas, con aumento acústico posterior notable). Líquido (p. ej., ascitis) en la cavidad celómica (v. fig. 3.145). Órganos y sistemas de órganos Hígado La indicación más frecuente para el examen ecográfico del hígado es la dilatación del contorno hepático en la radiología. El aspecto ecográfico del parénquima hepático es de ecogenicidad media y toscamente granular, pero con una textura uniforme en todo el órgano (fig. 3.144). Los bordes del hígado aparecen marcados pero, puesto que sólo pueden evaluarse a la vez partes del hígado, es dif ícil medir el tamaño del hígado. A veces son visibles los vasos intrahepáticos como canales anecoicos. En las aves con vesícula biliar, es una estructura redondeada u ovalada, lisa, claramente definida, con paredes Figura 3.145 Exploración ecográfica, abordaje ventromedial, loro gris. El hígado (1) está inflamado; los vasos dilatados (2) son visibles y hay ascitis (3). Órganos y sistemas de órganos ● 107 TABLA 3.27 Ecografía bidimensional, parámetros medidos y calculados importantes en las aves (media DE) Parámetro Abordaje ventromedial Psittacus erithacus erithacus (Pees et al., 2004) Amazona spp. (Pees et al., 2004) Cacatua spp. (Pees et al., 2004) Rapaces diurnas* (Boskovic et al., 1999) Palomas, abordaje paraesternal (Schulz, 1995) Masa corporal (g) 493 55 353 42 426 162 720 197 434 52 Longitud, sístole (mm) Longitud, diástole (mm) 22,5 1,9 24 1,9 21,1 2,3 22,1 2,2 19 1,3 19,9 1,6 14,7 2,8 16,4 2,7 17,9 1,0 20,1 1,4 Ancho, sístole (mm) 6,8 1 6,7 1,2 6,4 1,7 6,3 1,1 5,2 0,4 Ancho, diástole (mm) 8,6 1 8,4 1,0 8,3 1,5 7,7 1,2 7,4 0,6 Acortamiento fraccionado del ancho (%) 22,6 4,4 22,8 4,2 25,6 7,0 Sin determinar 27,2 4,5 VENTRÍCULO IZQUIERDO VENTRÍCULO DERECHO Longitud, sístole (mm) 9,2 1,4 9,4 1,8 10,3 1,2 12,7 2,7 Sin determinar Longitud, diástole (mm) 11,5 1,9 10,3 1,3 11,3 2,3 13,9 2,5 9,9 0,8 Ancho, sístole (mm) 2,8 0,9 3,1 0,7 2,3 0 2,1 0,6 Sin determinar Ancho, diástole (mm) 4,8 1,1 5,2 1,3 3,5 0,5 2,5 0,8 4 0,5 Acortamiento fraccionado del ancho (%) 40,8 11,9 34,1 3,7 33,3 10,3 Sin determinar Sin determinar Grosor, sístole (mm) 2,9 0,5 2,2 0,1 1,9 0,3 1,9 0,6 3,8 0,1 Grosor, diástole (mm) 2,5 0,3 2,1 0,4 1,7 0,4 1,9 0,5 3,3 0,2 TABIQUE INTERVENTRICULAR * © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Incluyendo Buteo buteo, Accipiter nisus, Accipiter gentilis, Milvus milvus. Es fácil identificar las lesiones focales porque interrumpen el aspecto uniforme del parénquima hepático. Las alteraciones neoplásicas suelen aparecer como zonas ecogénicas focales, mientras que las necrosis suelen producir áreas hipoecoicas. La identificación de las lesiones parenquimatosas difusas (p. ej., alteraciones por ácido graso) es más dif ícil. Aunque la ecogenicidad de la inflamación, la neoplasia, la calcificación y el granuloma son diferentes, no es posible predecir la naturaleza histológica de una lesión a partir del aspecto ecográfico. Sólo es posible hacer un diagnóstico provisional y es necesario realizar una biopsia para hacer el diagnóstico definitivo. Las biopsias guiadas por ecograf ía pueden obtenerse fácilmente de regiones definidas del parénquima hepático utilizando la misma técnica que en los mamíferos. establecida para las aves y los valores de referencia se han registrado para varias especies (tabla 3.27). Además, se ha comprobado que la ecocardiograf ía Doppler es útil en las aves. Los patrones de flujo deben mostrarse en modo color y las velocidades pueden medirse en las zonas de las aberturas auriculoventriculares y en la raíz aórtica. La exploración sistemática y los valores de referencia utilizando Doppler espectral con ondas pulsadas están disponibles para algunas especies, mientras que el uso de Doppler color sólo está documentado en algunos informes de casos. La masa corporal y la longitud esternal palpable externa son parámetros útiles para determinar las medidas en relación con el tamaño del ave. Debe derivarse un ECG para obtener imágenes cardíacas desde el final de la sístole hasta el final de la diástole. Sistema circulatorio Modo B (ecocardiografía bidimensional) La gran ventaja de la ecograf ía cuando se explora el corazón de las aves es la presentación de las estructuras internas y por lo tanto la posibilidad de evaluar tanto el estado morfológico como funcional. Sin embargo, debido a las caracter ísticas anatómicas especiales del corazón de las aves, el protocolo (proyecciones estandarizadas) recomendado para la ecograf ía en los mamíferos no puede utilizarse en las aves. En las aves no es útil el modo M, una herramienta útil para evaluar el grosor de la pared y la contractibilidad en los mamíferos, porque el corazón de las aves sólo puede visualizarse en las proyecciones longitudinal y semitransversal. Hasta ahora, el modo B (ecograf ía bidimensional) es la técnica de exploración Utilizando la ecocardiograf ía bidimensional (2D) pueden evaluarse las estructuras internas del corazón de forma subjetiva y pueden tomarse las medidas (figs. 3.1463.148). El tamaño de los ventr ículos, el grosor del tabique intraventricular y la contractibilidad de los ventr ículos son parámetros importantes para evaluar la morfología y la función cardíacas. Además, pueden evaluarse las válvulas auriculoventriculares (AV) izquierdas, las válvulas aórticas y la válvula AV muscular derecha, dependiendo de la calidad de la imagen. Es fácil reconocer los signos de congestión (hidropericardio, ascitis y congestión de los vasos hepáticos). 108 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Aurícula derecha Aurícula izquierda Aorta 2 3 (a) 1 Figura 3.147 Esquema del corazón aviario, proyección horizontal, puntos de medida. Los valores de referencia se ofrecen en la tabla 3.27 para la longitud y el ancho del ventrículo izquierdo (1), el ventrículo derecho (2) y el tabique interventricular (3). (b) Figura 3.146 Exploración ecográfica, abordaje ventromedial, busardo ratonero (Buteo buteo), corazón normal. (a) sístole, (b) diástole. El ventrículo izquierdo (1) y derecho (2) así como la aurícula izquierda (3) son visibles. Las válvulas de la base aórtica (4) están cerradas durante la diástole, mientras que, durante la sístole, se cierran las válvulas auriculoventriculares. 5, tejido hepático. En la imagen de 2D se toman medidas siguiendo el «método del borde interno». Además del tamaño, la contractibilidad (acortamiento fraccional, AF) de los ventr ículos es especialmente importante. Se calcula utilizando la fórmula AF [%] 5 (valor diastólico – valor sistólico) 100/valor diastólico). Debido a la forma de hoz del ventr ículo derecho del corazón de las aves la contractibilidad de esta cámara es mucho mayor que la de la cámara izquierda. Ecocardiografía Doppler El Doppler espectral se utiliza para determinar la velocidad del flujo de sangre (flujo de entrada, flujo de salida), que se muestra como un gráfico bidimensional con respecto al tiempo (v. fig. 3.148). Los valores de referencia están disponibles para el flujo de entrada diastólico en los ventr ículos izquierdo y derecho y el flujo de salida sistólico hacia la aorta (tabla 3.28). El Doppler color muestra la velocidad del flujo de sangre en colores superponiéndose a la imagen bidimensional (fig. 3.149). Puede utilizarse para colocar la entrada para la ecocardiograf ía Doppler espectral pero también Figura 3.148 Exploración ecográfica, abordaje ventromedial, Doppler espectral, corneja negra (Corvus corone), corazón normal. Dentro de la imagen bidimensional, una entrada muestra la zona de las medidas Doppler espectral. La velocidad se muestra con respecto al tiempo, en este caso aproximadamente 80 cm/s (línea amarilla). se ha informado que es útil para detectar insuficiencias valvulares y aneurismas. Puesto que el ritmo de representación de fotos disminuye considerablemente en la mayor ía de los dispositivos ecográficos cuando se utiliza Doppler color, hasta ahora su valor es limitado en la ecocardiograf ía aviaria. En las aves con trastornos cardiovasculares, las alteraciones comunes que se detectan en la exploración ecográfica incluyen: Órganos y sistemas de órganos ● 109 TABLA 3.28 Velocidades del flujo de sangre intracardíaco en algunas especies de ave (anestesiadas) Amazona spp. (Pees et al., 2005) Cacatua galerita Psittacus erithacus Falco spp. Ara spp. (Straub et al., (Carrani et al., (Carrani et al., (Carrani et al., 2001) 2003) 2003) 2003) Buteo buteo (Straub et al., 2001) Flujo de entrada diastólico, ventrículo izquierdo (m/s) 0,18 0,03 0,54 0,07 0,32 0,15 0,39 0,06 0,21 0,03 0,14 0,01 Flujo de entrada diastólico, ventrículo derecho (m/s) 0,22 0,05 Sin determinar Sin determinar Sin determinar 0,21 0,04 0,14 0,02 Flujo de salida sistólico, base aorta (m/s) 0,83 0,08 0,81 0,16 0,78 0,19 0,89 0,13 0,95 0,07 1,18 0,05 Parámetro Figura 3.149 Ecografía, Doppler color, abordaje ventromedial, corneja negra, corazón normal. El flujo de salida hacia la aorta se observa como sangre fluyendo hacia afuera del transductor (azul). ● ● ● ● ● ● ● ● © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. ● Arritmias. Dilatación de los ventr ículos (o disminución del tamaño) (fig. 3.150). Aumento o disminución del grosor de las paredes. Aumento o disminución de la contractibilidad de los ventr ículos. Alteraciones del miocardio o del endocardio. Alteraciones del pericardio, incluyendo derrame pericárdico (v. fig. 3.150; fig. 3.151). Alteraciones de las válvulas (engrosamiento, insuficiencia) (v. fig. 3.150). Aumento o disminución de las velocidades del flujo cardíaco. Ascitis y congestión hepática (v. fig. 3.150; fig. 3.152). Los datos ecocardiográficos patológicos más frecuentes son hidropericardio e hipertrofia/dilatación del ventr ículo derecho. Ambas alteraciones suelen estar causadas por insuficiencia cardíaca congestiva del lado derecho. En estos casos, el ventr ículo derecho suele ser casi tan grande como el izquierdo; las paredes están significativamente engrosadas. En las aves con hidropericardio puede verse un área anecoica entre el corazón y el pericardio. El aumento de la presión arterial en el ciclo circulatorio mayor suele dar lugar a congestión hepática (vasos hepáticos dilatados visibles) y a ascitis. La hipertrofia muscular de la válvula AV derecha suele asociarse a hipertrofia del ventr ículo derecho. Las alteraciones del ventr ículo izquierdo se observan con menos frecuencia. Pueden combinarse con engrosamiento de las válvulas auriculoventriculares que indica lesión e insuficiencia valvulares. La insuficiencia cardíaca congestiva del lado izquierdo normalmente se combina con alteraciones del lado derecho debido a congestión del ciclo circulatorio menor. Figura 3.150 Ecografía, abordaje ventromedial, loro gris, insuficiencia cardíaca del lado derecho. El ventrículo derecho (2) es más grande que el ventrículo izquierdo (1), la válvula auriculoventricular muscular (2a) está engrosada. Se observan derrame pericárdico (3) y ascitis (4). Figura 3.151 Ecografía, abordaje ventromedial, loro gris, clamidofilosis. El derrame pericárdico (3) es visible como un área anecoica entre el corazón (1) y el hígado (2). 4, esternón. Aparato gastrointestinal La molleja es fácil de identificar debido a sus músculos grandes y a que contiene gran cantidad de arenilla en las aves granívoras. Debido a la reflexión total, puede observarse un sombreado acústico típico detrás de la molleja (v. fig. 3.152). El proventr ículo puede observarse cuando está dilatado pero es dif ícil identificar el órgano cuando su 110 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Puesto que todavía no existen estudios sobre el uso de la ecograf ía para explorar el aparato gastrointestinal en las aves enfermas, la evaluación se basa en la experiencia subjetiva del examinador. Por lo tanto, hasta ahora, el valor de la ecograf ía para examinar el aparato gastrointestinal en las aves es limitado si se compara con otras técnicas de imagen. Sistema urogenital Figura 3.152 Ecografía, abordaje ventromedial, cotorra argentina (Myiopsitta monachus), molleja normal. El contenido de la molleja es hiperecoico (1), mientras que la pared muscular es hipoecoica (2). Debido a las reflexiones totales de la arenilla, no existen estructuras visibles más allá de la molleja (sombreado acústico, 3). Debido a su anatomía, el aparato reproductor de las aves no puede examinarse tan fácilmente como el de los mamíferos. El aparato gastrointestinal y los sacos aéreos impiden su exploración. Hasta el momento, sólo es posible determinar el sexo mediante ecograf ía en las aves hembra con folículos grandes o huevos presentes o en las aves más grandes, como las ratites, utilizando escáneres intracloacales. En las aves con trastornos del aparato urogenital, los cambios habituales que se detectan en la exploración ecográfica incluyen: ● tamaño es normal. El intestino puede evaluarse sólo con sondas con frecuencia de al menos 10 MHz. Con estas sondas pueden visualizarse las capas de la pared y el contenido (fig. 3.153). También puede reconocerse el peristaltismo con frecuencias más bajas. La cloaca puede verse fácilmente en el abdomen caudal. El llenado retrógrado de la cloaca con líquido puede ayudar a evaluar la mucosa. En las aves con trastornos gastrointestinales, las alteraciones comunes que pueden detectarse en la exploración ecográfica incluyen: ● ● ● ● ● ● ● ● Dilatación de los órganos, incluyendo signos de alteraciones neoplásicas (áreas necrosadas) (figs. 3.154-3.157). Alteraciones quísticas de los ovarios y los riñones (v. fig. 3.156). Huevos sin cáscara calcificada (fig. 3.158). Huevos con cáscara calcificada rota. Engrosamiento del oviducto (procesos inflamatorios) (fig. 3.159). Productos inflamatorios dentro del oviducto (huevos aglutinados) (v. fig. 3.159). Aumento o disminución del peristaltismo. Aumento o disminución del tamaño de los órganos. Aumento del grosor de la pared, por ejemplo debido a inflamación. Figura 3.153 Ecografía, abordaje ventromedial, tucán de tipo acanelado (Ramphastos vitellinus), enteritis. Son visibles diferentes capas de la pared engrosada (1). 2, contenido intestinal. (Por cortesía de I. Kiefer, Leipzig.) Figura 3.154 Ecografía, abordaje ventromedial, loro gris (Psittacus erithacus), nefrosis causada por intoxicación. Es visible el aumento del tamaño del riñón (1), presencia de ascitis (2). 3, reflexión con forma de W de la columna vertebral y los huesos pélvicos. Órganos y sistemas de órganos ● 111 Figura 3.155 Ecografía, abordaje ventromedial, amazona real, (Amazona ochrocephala), neoplasia renal. El tejido renal (1) forma una masa sólida de ecogenicidad no homogénea. Los demás órganos están desplazados (flechas); hay ascitis (2). 3, reflexión en forma de W de la columna vertebral y los huesos pélvicos. Figura 3.156 Ecografía, abordaje ventromedial, cacatúa sanguínea (Cacatua sanguine), quistes renales y hemorragia renal. Los quistes (2) son visibles como áreas anecoicas dentro del tejido renal (1). La hemorragia se aprecia como un área anecoica que contiene estructuras hiperecoicas móviles (coágulos). Figura 3.157 Ecografía, abordaje ventromedial, periquito (Melopsittacus undulatus), neoplasia testicular. La neoplasia se observa como una masa sólida (1) con varias áreas anecoicas (2, necrosis). 3, ascitis; 4, reflexión de la columna vertebral. Figura 3.158 Ecografía, abordaje ventromedial, inseparables de Namibia (Agapornis roseicollis), huevo no calcificado. Se observa la yema (1) como un área central de ecogenicidad media; la albúmina (2) se presenta como un área anecoica alrededor de la yema. Este caso no es una alteración patológica, sino una fase normal del desarrollo del huevo. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Riñones Figura 3.159 Ecografía, abordaje ventromedial, loro gris, huevo aglutinado. La pared del oviducto (2) está engrosada, el contenido (1) se observa con ecogenicidad alternante («capas de cebolla»). En la mayor ía de los casos, no es posible observar los riñones normales mediante ecograf ía transcutánea. Esto se debe a su posición en la columna vertebral, dentro de las depresiones de la pelvis y a los sacos aéreos abdominales que los rodean. Sin embargo, en casos de dilatación renal, los sacos aéreos están distendidos y es posible visualizar los riñones. Tanto el tamaño como el parénquima pueden evaluarse sin dificultad, no sólo en las aves grandes sino también en las más pequeñas (p. ej., periquitos). En la sección transversal (con el plano del haz perpendicular a la columna vertebral), los riñones se visualizan situados en reflexión total en forma de W debido a los huesos pélvicos/espinales (v. figs. 3.154 y 3.155). En esta proyección, los riñones pueden compararse uno con otro, aparecen redondeados u ovalados y puede medirse su tamaño. Girando el 112 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas transductor aproximadamente 90 ° puede examinarse el eje longitudinal de los riñones (longitudinal a la columna vertebral). La ecotextura de los riñones inflamados y dilatados es homogénea y más bien anecoica, sin estructuras internas reconocibles. Las neoplasias son reconocibles como masas únicas, voluminosas y con frecuencia redondeadas, que suelen tener una ecotextura no homogénea difusa y áreas hipoecoicas (v. fig. 3.155). Los quistes de los riñones pueden detectarse fácilmente mediante ecograf ía. Aparecen ecográficamente como estructuras anecoicas redondeadas, claramente definidas (v. fig. 3.156), a menudo con un aumento acústico distal notable. Si no es posible diferenciar los quistes renales y ováricos, puede realizarse una punción guiada con ecograf ía de las cavidades llenas de líquido y examinarse el líquido. Los depósitos de ácido úrico y/o las calcificaciones producen reflexiones (aumento de la ecogenicidad); el tejido renal aparece más heterogéneo. Sin embargo, el diagnóstico de gota renal por medio de la ecograf ía es dif ícil: deben tenerse en cuenta otras técnicas (radiología, endoscopia, bioquímica sanguínea, biopsia) antes de hacer un diagnóstico. Gónadas La observación ecográfica de los testículos sólo tiene éxito en el caso de aves sexualmente muy activas. El parénquima de este órgano muestra una estructura delicadamente granulada de ecogenicidad media. Los procesos neoplásicos, inflamatorios y otros cambios, junto con la dilatación del órgano, pueden observarse ecográficamente. El tejido neoplásico suele presentarse como una masa única redondeada delimitada por las estructuras circundantes (v. fig. 3.157). Sin embargo, no es posible asociar las masas definitivamente a los testículos. Es posible realizar una biopsia guiada por ecograf ía pero es dif ícil (riesgo de hemorragia interna). Ovario La observación ecográfica del ovario tiene éxito en las aves hembras más activas con un peso corporal de más de 70 g. La imagen de los ovarios activos se caracteriza por la presencia de folículos de diferentes tamaños que representan varias fases del desarrollo. Los folículos en desarrollo se observan primero como zonas redondeadas con una estructura interna indiferenciada, anecoica o hiperecoica. En las fases avanzadas de desarrollo, los folículos muestran el contenido más ecoico de la yema. Más distalmente en el oviducto, en el magnum, el huevo muestra una separación diferenciada entre la yema ecogénica y un per ímetro poco ecoico circundante de albúmina. La cáscara hiperecoica, que se añade en el útero, puede reconocerse fácilmente. Las neoplasias ováricas pueden demostrarse claramente mediante la ecograf ía. Acompañadas por dilatación masiva del órgano afectado, las estructuras bien definidas aparecen como masas redondeadas grandes de ecogenicidad mixta, que se observan como ecotexturas heterogéneas localizadas o difusas notables. El origen de los tumores no puede determinarse debido a su extensión masiva. Los quistes ováricos aparecen ecográficamente como compartimentos anecoicos redondeados, claramente definidos, que muestran el fenómeno del aumento acústico distal. Oviducto Independientemente de su estado funcional, el oviducto sin cambios no se suele poder diferenciar ecográficamente de las estructuras abdominales circundantes (intestino). El oviducto activo puede diferenciarse debido a la presencia de huevos y a la ausencia de contractibilidad (en comparación con el intestino). Los procesos inflamatorios avanzados del oviducto pueden reconocerse por el aumento del grosor de la pared del oviducto. Si existen huevos aglutinados, su ecogenicidad depende del tipo de derrame. Principalmente, los huevos aglutinados se presentan con áreas de cambio hipo e hiperecoicas alrededor de un punto central. Esto se debe a las distintas densidades del material depositado, que da al huevo aglutinado el aspecto ecográfico de capas de cebolla (v. fig. 3.159). A veces pueden detectarse quistes del oviducto derecho rudimentario. Muestran el mismo aspecto ecográfico que los quistes ováricos. Los huevos anormales se detectan con más frecuencia en los casos en que se sospecha unión de los huevos. Los huevos de cáscara fina o no calcificados (v. fig. 3.159), los huevos malformados y los huevos con la cáscara destruida pueden detectarse ecográficamente. Debido a su alta ecogenicidad, la aspereza de la cáscara de los huevos no puede observarse en la mayor ía de los casos. Otros órganos Bazo Debido a la posición de bazo, se prefiere el abordaje paraesternal para su exploración. No es posible observar ecográficamente el órgano normal. En las aves con esplenomegalia puede identificarse como una estructura redondeada u ovalada de ecogenicidad media. Es dif ícil diferenciar entre los cambios neoplásicos e inflamatorios. Ojo La ecograf ía del ojo de las aves es útil para el diagnóstico de cambios oculares, especialmente cuando no es posible la visualización directa del ojo interno, por ejemplo en los casos de opacidad del cristalino. Principalmente se utiliza la ecograf ía en modo A para la biometr ía del globo ocular. La ecograf ía en modo B bidimensional aporta más información sobre las estructuras oculares y los cambios patológicos del ojo. Tras aplicar un anestésico local, el transductor puede colocarse directamente sobre la córnea. Sólo se necesitan geles acústicos si el transductor se coloca sobre los párpados cerrados. La cámara anterior y el humor vítreo están fisiológicamente libres de estructuras ecogénicas. Consulte las lecturas complementarias para obtener información más detallada sobre la exploración ecográfica del ojo de las aves. Técnicas de imagen anatómicas avanzadas BIBLIOGRAFÍA Boskovic M, Krautwald-Junghanns ME, Failing K et al. (1999) Möglichkeiten und Grenzen echokardiographischer Untersuchungen bei Tag- und Nachtgreifvögeln (Accipitriformes, Falconiformes, Strigiformes). Tierärztliche Praxis 27: 334–341. Carrani F, Gelli D, Salvadori M et al. (2003) A preliminary echocardiographic initial approach to diastolic and systolic function in medium and large parrots. Proceedings of the Association of Avian Veterinarians, Tenerife, pp. 145–149. Pees M, Straub J, Krautwald-Junghanns ME (2004) Echocardiographic examinations of 60 African grey parrots and 30 other psittacine birds. Veterinary Record 155: 73–76. Pees M, Straub J, Schumacher J et al. (2005) Pilotstudie zu echokardiographischen Untersuchungen mittels Farb- und pulsedwave-Spektraldoppler an Blaukronenamazonen (Amazona ventralis) und Blaustirnamazonen (Amazona a. aestiva). Deutsche Tierärztliche Wochenschrift 112: 39–43. Schulz M (1995) Morphologische und funktionelle Messungen am Herzen von Brieftauben (Columbia livia forma domestica) mit Hilfe der Schnittbildechokardiographie. Doctoral thesis, Justus Liebig-Universität, Gießen. Straub J, Pees M, Schumacher J, Krautwald-Junghanns ME (2001) Dopplerechocardiography in birds. Proceedings of the Association of Avian Veterinarians, Munich, pp. 92–94. LECTURAS COMPLEMENTARIAS Enders F (1995) Beitrag zur sonographischen Diagnostik von Lebererkrankungen der Vögel unter besonderer Berücksichtigung röntgenologischer Befunde. Doctoral thesis, Justus Liebig-Universität, Gießen. Gumpenberger M, Korbel RT (2001) Comparative aspects of diagnostic imaging in avian ophthalmology using ultrasonography and computed tomography. Proceedings of the Association of Avian Veterinarians, Munich, pp. 99–102. Hofbauer H (1997) Beitrag zur transkutanen Ultraschalluntersuchung des aviären Urogenitaltraktes. Doctoral thesis, Justus Liebig-Universität, Gießen. Krautwald-Junghanns ME, Schulz M, Hagner D et al. (1995) Transcoelomic two-dimensional echocardiography in the avian patient. Journal of Avian Medicine and Surgery 9: 19–31. Krautwald-Junghanns ME, Stahl A, Pees M et al. (2002) Sonographic investigations of the gastrointestinal tract of granivorous birds. Veterinary Radiology and Ultrasound 43: 576–578. Pees M, Straub J, Krautwald-Junghanns ME (2003) Echocardiographical examinations of healthy psittacine birds under special consideration of the African Gray parrot. Proceedings of the Association of Avian Veterinarians, Tenerife, pp. 161–167. Riedel U (1991) Ultrasonography in birds. Proceedings of the Association of Avian Veterinarians, Vienna, pp. 190–198. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Técnicas de imagen anatómicas avanzadas Paolo Zucca, Mauro Delogu, Fabio Cavalli Las técnicas muy avanzadas no se diferencian de la magia. Arthur C. Clarke, Profiles of the Future Las técnicas de imagen clínicas avanzadas son una de las herramientas diagnósticas no invasivas más importantes disponibles en medicina aviaria. Aunque desempeñan una función importante en el cuidado y el tratamiento de los pacientes aviarios, sólo la radiología y la ecograf ía se han utilizado de forma regular en medicina veterinaria. De hecho, muy pocos centros veterinarios están equipados con unidades de tomograf ía computarizada (TC) o resonancia magnética (RM) debido al precio elevado de estas unidades y al gran coste de mantenimiento. Debido ● 113 a la escasez de equipos de TC o MR en la práctica veterinaria, parece que se conocen poco los formatos de los archivos de imágenes estándar asociados a estas unidades de diagnóstico avanzadas. El resultado de todas las investigaciones clínicas con un dispositivo de diagnóstico avanzado como la TC o la RM, o los aparatos ecográficos más simples, es un número determinado de archivos de imagen digitalizados (v. más adelante). El formato Digital imaging and communications in medicine (DICOM) es el estándar para el almacenamiento y la comunicación de estas imágenes en medicina humana y también debe convertirse en el estándar para la medicina veterinaria en un futuro próximo. Todos los veterinarios deben saber cómo abrir y obtener más información de estas imágenes. Sin embargo, es dif ícil pasar directamente desde el uso de la radiología clásica (analógica y basada en películas) a las nuevas herramientas de diagnóstico por la imagen (digitales y sin películas) sin adquirir unos conocimientos básicos sobre el manejo de las imágenes (Zucca et al., 2007a, 2007b). Por este motivo, esta breve sección se centra en el DICOM y en los otros formatos de archivos de imágenes que se utilizan con más frecuencia, aportando una visión general iconográfica de las distintas herramientas de diagnóstico avanzadas y su aplicación potencial en medicina aviaria, haciendo referencia en especial a la TC y la RM. El estándar DICOM El estándar DICOM, que se creó al principio como una referencia al estándar del procesamiento y la comunicación de las imágenes digitales en medicina por el American College of Radiology y la National Electrical Manufactures Association (NEMA), se ha mantenido por varios comités estándar NEMA multidisciplinarios DICOM. Estos comités existen para crear y mantener estándares internacionales para la comunicación de la información biomédica, diagnóstica y terapéutica en las disciplinas médicas que utilizan imágenes digitales y los datos asociados (Bighood et al., 1997; NEMA Strategic Document, 2004). Uno de los estándares DICOM define un formato de archivo para distribuir imágenes y las personas se refieren a los archivos de imagen que son compatibles con la parte 10 del estándar DICOM como archivos en formato DICOM (NEMA PS 3-10, 2004). Un conjunto de imágenes DICOM es completamente diferente de ningún otro archivo de imagen porque contiene un encabezado (que incluye información sobre el nombre del paciente, la fecha de exploración, quién realizó la exploración, las herramientas de diagnóstico utilizadas, el tipo de técnica de imagen, las dimensiones de la imagen y la información relativa a la intervención diagnóstica) así como los datos de la imagen. Estas imágenes no pueden verse si no está instalado un programa de visualización DICOM en el ordenador. Existen buenos programas freeware en Internet que permiten abrir las imágenes, hacer representaciones tridimensionales, nombrar cada grupo de imágenes DICOM (v. «Descargas, enlaces y lecturas complementarias» más adelante) y comenzar a usar la telemedicina y la telerreferencia veterinarias. Para obtener más información sobre el estándar DICOM, consulte 114 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas la página web de NEMA Diagnostic Imaging and Therapy System Division (http://medical.nema.org/). Últimamente se ha desarrollado un DVD interactivo para el autoaprendizaje de la manipulación de imágenes DICOM en medicina aviaria (Zucca et al., 2007a, 2007b). Formatos de archivos de imagen y su uso en medicina veterinaria Existen varios formatos de archivo disponibles para guardar y transferir imágenes médicas. Parecen bastante parecidos, pero no lo son. El uso de un formato o de otro puede modificar espectacularmente la calidad de las imágenes que se almacenan. Es más, casi todos los estándares permiten elegir entre diferentes niveles de compresión. Cuando adquiera o modifique imágenes con fines diagnósticos debe intentar obtener la mayor definición que pueda soportar su sistema. El segundo paso es elegir cuidadosamente el formato de la imagen para sus propósitos (tabla 3.29). El formato Joint Photographic Experts Group (JPEG) se concibió para reducir el tamaño del archivo de las imágenes tanto como sea posible sin afectar visiblemente a su calidad. Este es el formato de primera elección para cualquier imagen de tipo fotográfico a color real, incluyendo las radiograf ías. Este estándar permite archivos que contienen 16,7 millones de colores y es uno de los que más se utilizan para almacenar imágenes médicas y radiograf ías y para publicarlas en Internet. El estándar Tagged Image File Format (TIFF), por otro lado, es un formato que no puede comprimirse. Esto significa que mantiene el mayor nivel posible de información, pero los archivos son muy grandes. Algunas unidades de TC y RM tienen un software dedicado que permite guardar las imágenes obtenidas en formato DICOM con una copia del mismo archivo en JPEG o TIFF. Si no hay que enviar los archivos a través de Internet, TIFF garantiza el procesamiento mejorado tras la adquisición. Es importante destacar que este estándar salva la imagen completa sin perder nada de información. El estándar Portable Network Graphic (PNG) es un formato con un algoritmo de compresión sin pérdida, lo que significa que una imagen con muchos colores que se salva como imagen PNG no pierde nada de calidad cuando se descomprima. Sin embargo, los archivos tienen un tamaño mayor que los JPEG. El Graphics Interchange Format (GIF) casi nunca se utiliza para las imágenes diagnósticas. Es más adecuado para el diseño web o para intercambiar imágenes de poca resolución TABLA 3.29 Diferencias de tamaño de la misma imagen (15 11,22 cm, definición a 300 dpi) en diferentes formatos de archivo de imagen Archivo de formato de imagen Tamaño JPEG (Joint Photographic Experts Group) 436 kb (a la compresión más baja) TIFF (Tagged Image File Format) 6,72 Mb PNG (Portable Network Graphic) 4,74 Mb GIF (Graphics Interchange Format) 1,26 Mb (256 colores) (generalmente 72-90 dpi) por correo electrónico. Por último, siempre hay que recordar que no se puede recuperar lo que se pierde; es decir, si se guarda una imagen en un formato inadecuado o con una baja definición se perderán detalles para siempre, incluso aunque después se guarde la imagen con una definición mayor utilizando un formato mejor (Zucca et al., 2007a, 2007b). La medicina aviaria requiere tener unos buenos conocimientos anatómicos del paciente que se está tratando y este proceso requiere mucho tiempo cuando se utilizan los métodos educativos clásicos como la disección y las radiograf ías normales (Zucca et al., 2007a). Un veterinario especializado en aves tiene más de 10.000 especies de aves como pacientes potenciales y su variabilidad morfológica y funcional es mayor que entre las diferentes razas de animales domésticos. Es más, los veterinarios especializados en aves a veces tratan con especies raras o en peligro de extinción de las que se disponen de pocos datos anatómicos y fisiológicos. El uso de métodos de investigación no invasivos como la TC o la RM podr ía representar una contribución importante, no sólo para el cuidado de cada paciente individual, sino también para la conservación de las aves en el significado más amplio del término. Una base de datos compartida de las imágenes de la TC y/o MR en un formato DICOM de especies aviarias seleccionadas podr ía representar una gran fuente de información para los estudiantes interesados en mejorar sus conocimientos sobre el campo de la medicina aviaria y para los colegas que trabajan con especies aviarias raras, en peligro de extinción o simplemente menos conocidas (Zucca et al., 2007a). El uso diario de las unidades de diagnóstico avanzadas no necesariamente requiere disponer de una unidad de TC o RM cara. Los veterinarios especializados en aves podr ían beneficiarse mucho simplemente mediante la consulta en tiempo real de un atlas anatómico virtual de las especies aviarias bajo tratamiento, almacenado en un CD o en un ordenador en la clínica. Después del «banco de ADN», los veterinarios especializados en aves deben empezar a pensar en un «banco de imágenes de aves», que podr ía representar una contribución importante a las intervenciones diagnósticas, la educación y la conservación de las especies de aves. Ejemplos de datos de técnicas de imagen avanzadas de las aves Se ilustran en las figuras 3.160-3.180. Detalles técnicos El estudio ecográfico de la figura 3.160 se realizó utilizando una unidad de ecocardiograf ía portátil de nueva generación (My Lab 30, ESAOTE, Génova, Italia). Las imágenes de TC se obtuvieron utilizando una unidad de TC de 16 cortes (Aquilion 16, Toshiba Medical Systems, Japón) y se realizaron cortes de 0,5 mm de grosor, con aumentos de tabla de 5 mm (pitch 1,4); las imágenes se reconstruyeron cada 0,5 mm. 120kV, 250mA. Todas las imágenes digitales (obtenidas en formato DICOM) se almacenaron y se procesaron con software de imágenes tridimensional Ejemplos de datos de técnicas de imagen avanzadas de las aves Figura 3.160 Busardo ratonero (Buteo buteo), adulto, espécimen vivo, ecografía Doppler de un vaso hepático. El archivo se ha exportado en formato DICOM utilizando una unidad ecográfica portátil de nueva generación (My Lab 30, ESAOTE, Génova, Italia). Modificado con autorización de Zucca et al., 2007a. ● 115 Figura 3.162 Gaviota patiamarilla, adulta espécimen vivo, TC, representación tridimensional del esqueleto, detalle de las alas, el tórax y el abdomen, vista ventral. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 3.163 Gaviota patiamarilla, adulta, espécimen vivo, TC, representaciones tridimensionales de la cintura torácica izquierda y el ala, capa ósea, vistas lateral y dorsal. Figura 3.161 Gaviota patiamarilla (Larus cachinnans), adulto, espécimen vivo, TC, representación tridimensional de todo el esqueleto, vista ventral. 116 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Figura 3.165 Gaviota patiamarilla, adulta, espécimen vivo, TC, representación tridimensional de la capa muscular superficial, vista lateral derecha. Figura 3.164 Gaviota patiamarilla, adulta, espécimen vivo, TC, representación tridimensional de la capa muscular superficial, vista dorsal. (a) (b) (c) Figura 3.166 (V. página siguiente) Ejemplos de datos de técnicas de imagen avanzadas de las aves ● 117 (d) (e) Figura 3.166 Gaviota patiamarilla, adulta, TC, representación tridimensional de la cabeza y el cuello. El grupo de imágenes muestra cómo, cambiando el software para destacar los distintos tejidos y los valores del aire/bordes para crear la imagen, es posible desplazarse desde la capa ósea (a) hasta la capa muscular externa (e), pasando a través de los diferentes tejidos (b, c, d). © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. (a) (b) Figura 3.167 (a) Corneja cenicienta (Corvus corone cornix), adulta, espécimen vivo, TC, representación tridimensional de la cabeza combinando tanto la imagen como los valores de sombreado del hueso y las capas musculares para obtener la imagen, vista frontal. (b) Cárabo común (Strix aluco), adulto, espécimen muerto, TC, representación superficial tridimensional de la cabeza, vista frontal. Las dos imágenes se realizaron en dos estudios con dos unidades de TC diferentes (16 cortes frente a un corte); el grosor entre los cortes de la corneja cenicienta fue de 0,5 mm, mientras que en el cárabo común fue de 2 mm. Además, se utilizó un programa de imágenes digitales de última generación para hacer la representación tridimensional de la corneja cenicienta, Vitrea 2, que permitió una mejor definición durante el proceso de conversión en 3D. De hecho, las «ondas» del cárabo común casi desaparecen en la imagen de la corneja. Además, la exploración de un espécimen muerto y un espécimen vivo hace que existan diferencias significativas en la calidad de la imagen. 118 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas (a) (a) (b) Figura 3.169 Gaviota patiamarilla, adulta, espécimen vivo, TC, cortes bidimensionales de todo el cuerpo, proyección sagital. (a) Estudio anatómico del sistema nervioso central. El cerebro y la médula espinal están resaltados en amarillo. Obsérvense las dos dilataciones diferentes de la médula espinal a nivel cervical y lumbosacro. En las aves voladoras, la dilatación cervical es mayor que la lumbar (King y McLelland, 1984). (b) El mismo espécimen, la misma proyección, estudio anatómico de la tráquea que se destaca en color rosa. La especialización de las extremidades anteriores de las aves influye mucho en la longitud del cuello y por lo tanto de la tráquea. Para compensar el aumento de resistencia al flujo de aire, el radio de la tráquea de las aves es mucho mayor (aproximadamente 1,3) que el de los mamíferos (King y McLelland, 1984). (b) (c) Figura 3.168 Corneja cenicienta, adulta, espécimen vivo, TC, representación tridimensional del lado izquierdo de la cabeza. Cambiando el aire/bordes y utilizando diferentes configuraciones estándar para distintos tejidos disponibles en el software analítico, es posible destacar diferentes capas tisulares de la misma zona anatómica. En (a), utilizando una configuración «tejido/músculo» es posible diferenciar el tejido muscular (amarillo) del cerebro y el ojo, que son de color castaño. (b) Se realizó utilizando la configuración «vascular» y es posible apreciar las áreas anatómicas con más vascularización, mientras que (c) permite visualizar la estructura muscular externa bajo la capa dérmica. Figura 3.170 Gaviota patiamarilla, adulta, espécimen vivo, TC, cortes bidimensionales del cuerpo completo, proyección axial. Detalles de la tráquea, la ampolla siríngea, los bronquios primarios y los pulmones. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Ejemplos de datos de técnicas de imagen avanzadas de las aves ● 119 Figura 3.171 Gaviota patiamarilla, adulta, espécimen vivo, TC, obtención de imágenes en 3D de los órganos internos y las cavidades, un viaje virtual dentro del organismo. Tres proyecciones bidimensionales de la laringe, sagital, axial y coronal y su reconstrucción en 3D. Las líneas amarillas muestran la localización exacta y la dirección de la cavidad laringe-oral virtual. El observador se coloca sobre la lengua frente a la laringe. Figura 3.172 Gaviota patiamarilla, adulta, espécimen vivo, TC, obtención de imágenes tridimensionales de las cavidades internas, un viaje virtual por el interior de la tráquea, vista completa. El observador se coloca aproximadamente a medio camino a lo largo de la tráquea, en dirección hacia la entrada torácica. Figura 3.173 Gaviota patiamarilla, adulta, espécimen vivo, TC, imágenes tridimensionales de las cavidades internas, un viaje virtual por el interior de la tráquea, como en la figura 3.172 pero a un nivel traqueal inferior, aproximadamente en la entrada torácica. Las sombras de las estructuras óseas y los órganos internos se reflejan sobre las paredes internas de la tráquea. Es posible observar parte de la siringe en la parte inferior de la reconstrucción tridimensional. Obsérvense también las líneas amarillas que indican la localización y dirección exactas de la vista del observador. Figura 3.174 Gaviota patiamarilla, adulta, espécimen vivo, TC, un viaje virtual por el interior del organismo, obtención de imágenes tridimensionales de la cavidad celómica. Sección sagital del organismo y reconstrucción tridimensional de los órganos internos del lado izquierdo del organismo. Superior izquierdo, dilatación del riñón izquierdo (destacado en verde); inferior derecha, dilatación del pulmón izquierdo con los bronquios primarios y secundarios y los parabronquios. En el lado derecho del cuadro puede apreciarse la arteria subclavia izquierda. 120 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Figura 3.175 Corneja cenicienta, adulta, espécimen vivo, TC, representación tridimensional de la cabeza, el cuello y las extremidades anteriores, vista dorsal. Equilibrio correcto entre los diferentes parámetros como aire/límites, una disminución del grosor del corte y la combinación tanto de la imagen como de los valores de las sombras para obtener imágenes que permite visualizar los detalles más finos, como las membranas patágeas. Figura 3.177 Corneja cenicienta, adulta, espécimen vivo, TC, imágenes en 3D, proyección lateral de la cabeza, detalle de la zona ocular y la estructura cerebral. Las dos imágenes son exactamente la misma: la única diferencia es la configuración del software, que es «tejido/músculo» para la imagen superior y «vascular» para la imagen inferior, en la cual es posible apreciar las áreas anatómicas más vascularizadas, representadas por el cerebro y el ojo. Figura 3.176 Corneja cenicienta, adulta, espécimen vivo, TC, representación tridimensional de la cabeza y el cuello, vista ventral; configuración del software del «tejido/músculo». Los cuadrados y el hueso hioides están bien definidos y es posible observar la lengua, la laringe, la tráquea y el esófago. Descargas, enlaces y lecturas complementarias Figura 3.178 Corneja cenicienta, adulta, espécimen vivo, TC, obtención de imágenes tridimensionales de la cabeza, vista dorsal. La imagen insertada en la parte superior muestra una dilatación de los osículos esclerales o anillo escleral, mientras que en la imagen insertada en la parte inferior puede apreciarse claramente la zona occipital con el atlas y su articulación con la segunda vértebra cervical. En la otra imagen se observan los extremos epibranquiales del hioides, que se articula con el área occipital del cráneo. ● 121 Figura 3.180 Cárabo, adulto, espécimen muerto, RM, proyección sagital de la cabeza, presentación de múltiples cortes. El sistema nervioso central aparece de color amarillo, mientras que el área ocular enorme es de color azul pálido. Obsérvese el ángulo de orientación diferente del cerebro comparado con el de la gaviota argéntea. 2,00, hendiduras intercorte de 0,2, utilizando secuencias de eco de espín y de eco de gradiente, mientras que las figuras 3.179 y 3.180 se realizaron utilizando un programa de imágenes DICOM freeware (MRIcro). Descargas, enlaces y lecturas complementarias Aplicaciones y analizadoresvisualizadores DICOM ● © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. ● Figura 3.179 Cárabo común, adulto, espécimen muerto, RM, vista sagital de la cabeza. ● (Vitrea2, Vital Image, Minnetonka, MI) en una estación de trabajo independiente. La figura 3.167 (derecha) se realizó utilizando el paquete Stack View para imágenes TC/ RM en una estación de trabajo independiente (EasyVision Release 5.2 system, de Philips Medical Systems, Philips, Eindoven, Holanda). Las RM se obtuvieron utilizando una unidad de 1,5 T (Intera, Philips) con cortes de grosor Osiris fue desarrollado por la Digital Imaging Unit (UIN) del Service for Medical Computing (SIM) del Radiology Department of the University Hospital of Geneva, Suiza. Enlace: http://www.sim.hcuge.ch/ osiris/01_Osiris_Presentation_EN.htm. Osirix fue desarrollado por el Department of Radiology, David Geffen School of Medicine, University of California, Los Angeles, CA. Es un software de procesamiento de imágenes de proyecto de origen abierto para imágenes DICOM producidas por equipos médicos y microscopia confocal. El software se ha desarrollado en Objective-C en plataforma Macintosh bajo sistema operativo OS X. Enlace: http://www.osirix-viewer.com. ezDICOM (Chris Rorden et al.: Windows) se ha diseñado para mostrar la mayor ía de las imágenes médicas: RM, TC, radiograf ías y ecograf ía. Todas las versiones de ezDICOM pueden detectar automáticamente y abrir imágenes Analyze, DICOM, Genesis, Interfile, Magnetom, Somatom and NEMA. Enlace: http://www.psychology.nottingham.ac.uk/ staff/cr1/ezdicom.html. 122 ● ● ● ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas MRIcro (Chris Rorden: Windows y Unix) puede visualizar imágenes Analyze, DICOM, ECAT, Genesis, Interfile, Magnetom, Somatom y NEMA y convertirlas en el formate Analyze popular. Enlace: http://www.psychology.nottingham.ac.uk/staff/ cr1/mricro.html. Adobe Photoshop Plugin (dominio público) para importar ACR/NEMA (trabaja también con imágenes NIH). Enlace de David A. Clunie página web: http:// www.dclunie.com/dicom-plugin/ DICOM Import Component for QuickTime (Escape). Enlace: http://www.escape.gr/dicom/ Archivo de imágenes DICOM en la web ● Sébastien Barré tiene un buen archivo de imágenes DICOM (medicina humana). Enlace: http://www. barre.nom.fr/medical/samples/index.html. Tutorial de aprendizaje para el estándar DICOM en medicina aviaria en DVD ● Zucca P, Delogu M, Pozzi-Mucelli R y col. (2007b) The Bird of Prey Anatomical Project DVD, v. Bibliograf ía. LECTURAS COMPLEMENTARIAS Bartels T, Krautwald-Junghanns ME, Portmann S et al. (2000) The use of conventional radiography and computer-assisted tomography as instruments for demonstration of gross pathological lesions in the cranium and cerebrum in the crested breed of the domestic duck (Anas platyrhynchos). Avian Pathology 29: 101–108. Fleming GJ, Lester NV, Stevenson R et al. (2003) High field strength (4.7T) magnetic resonance imaging of hydrocephalus in an African grey parrot (Psittacus erithacus). Veterinary Radiology and Ultrasound 44: 542–545. Gumperberger M, Henninger W (2001) The use of computed tomography in avian and reptilian medicine. Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine 10: 174–180. Gumpenberger M, Korbel R (2001) Ultrasonographic and computer tomographic examinations of the avian eye. 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Van der Linden A, Verhoye M, Van Auderkerke J et al. (1998) Non-invasive in vivo anatomical studies of the oscine brain by high resolution MRI microscopy. Journal of Neuroscience Methods 81: 45–52. Informática para veterinarios ● Association for Veterinary informatics (AVI). Enlace: http://www.avinformatics.org/index.htm Endoscopia Jaime Samour AGRADECIMIENTOS Queremos dar las gracias al Dr. Dino Scaravelli, Ichthyopathology and Aquaculture Centre, Universidad de Bolonia, Italia, por los comentarios sobre el manuscrito. BIBLIOGRAFÍA Bighood WD, Horii SC, Prior FW et al. (1997) Understanding and using DICOM, the Data Interchange Standard for Biomedical Imaging. Journal of the American Medical Informatics Association 4: 199–212. King AS, McLelland J (1984) Birds, their structure and function. Baillière Tindall, London. NEMA Strategic Document (2004) Digital imaging and communications in medicine (DICOM), version 4.0. National Electrical Manufacturers Association, Rosslyn, VA. NEMA PS 3–10 (2004) Digital imaging and communications in medicine (DICOM). Part 10: Media storage and file format for media interchange. National Electrical Manufacturers Association, Rosslyn, VA. Zucca P, Pozzi-Mucelli R, Gelli D, Delogu M (2007a) Advanced clinical anatomy imaging. In: Samour JH, Naldo LJ (eds) Atlas of Anatomy and Clinical Radiology of Birds of Prey: including advanced interactive anatomical imaging. Elsevier, London, pp. 261–273. Zucca P, Delogu M, Pozzi-Mucelli R, Cova M et al. (2007b) The Bird of Prey Anatomical Project DVD. In: Samour JH, Naldo LJ (eds) Atlas of Anatomy and Clinical Radiology of Birds of Prey: including advanced interactive anatomical imaging. Elsevier, London, (ISBN: 0702028029). La endoscopia (del griego: endon dentro skopein explorar) es la inspección visual directa de cualquier cavidad del organismo y de los órganos utilizando un endoscopio (tabla 3.30). La endoscopia se utilizó por primera vez en medicina aviaria para determinar el sexo de las especies monomórficas. Uno de los primeros informes con respecto al uso de un endoscopio para determinar el sexo en las aves durante los años cuarenta y cincuenta fue realizado por el Dr. W. M. P. Hauser en 1977. El Dr. Hauser, un médico de Tacoma, WA, era un avicultor consagrado y apasionado. En su granja mantuvo y crió grullas, aves acuáticas y gallináceas. En este informe describió la técnica de la exploración de la cloaca utilizando un otoscopio a pilas, portátil, que se utiliza habitualmente en la práctica humana. A finales de los años sesenta y en los años setenta, los biólogos de campo y los zoólogos utilizaron otoscopios y proctoscopios humanos para determinar el sexo de los pingüinos mediante la exploración de la cloaca (Ainley, 1970; Le Resche, 1971; Sladen, 1978). Bailey (1953) probablemente fue el primero en informar sobre el uso de un otoscopio insertado en el organismo a través de una pequeña incisión con el fin de determinar el sexo y evaluar el estado reproductor. Posteriormente, la exploración endoscópica Aplicaciones clínicas y quirúrgicas TABLA 3.30 Aplicaciones endoscópicas frecuentes en medicina aviaria Aplicación Zona anatómica Otoscopia o auriscopia Conducto auditivo externo Rinoscopia Senos craneales Faringoscopia Orofaringe Traqueoscopia Tráquea Ingluvioscopia Buche Esofagoscopia Esófago Gastroscopia Proventrículo, ventrículo Celoscopia/laparoscopia Cavidad celómica Cloacoscopia Cloaca de las gónadas a través de una laparotomía pequeña y utilizando otoscopios se convirtió en una intervención establecida en medicina aviaria (Risser, 1971; Ingram, 1977, 1978, 1980; Harlin, 1996). Sin embargo, hasta 1977 no apareció en la literatura el primer informe sobre la determinación del sexo en las especies aviarias utilizando endoscopios r ígidos (Satterfield y Altman, 1977). La técnica se basaba en el uso de endoscopios con un sistema de lentes montadas en un vástago r ígido y la iluminación se proporcionaba a través de un cable de fibra óptica unido a una fuente de luz potente. Actualmente, la endoscopia es una técnica médica bien establecida en medicina aviaria como técnica diagnóstica y para determinar el sexo de las especies monomórficas (Bush, 1978, 1980; Bush et al., 1978; Harrison, 1978, 1986; Satterfield, 1980; Burr et al., 1981; McDonald, 1982, 1987, 1996; Jones et al., 1984; Kollias, 1988; Taylor, 1989, 1990, 1992, 1994; Samour, 1991). © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Equipo e instrumental Muchos clínicos utilizan todavía los otoscopios a pilas portátiles y los endoscopios tubulares. Estos suponen una inversión más modesta y ofrecen la ventaja de que pueden utilizarse en condiciones de campo. Sin embargo, la tecnología de endoscopia con las lentes en un vástago (endoscopia r ígida) es bastante superior, y proporciona imágenes de mejor resolución, un ángulo más amplio de visión y un aumento de la iluminación. Es más, es más viable realizar fotograf ías de alta calidad e imágenes de vídeo utilizando endoscopios r ígidos, aunque también es posible con algunos de los endoscopios tubulares más sofisticados. En los últimos 15 años los equipos endoscópicos adecuados para su uso aviario han evolucionado mucho. La elección del equipo se relaciona directamente con las distintas aplicaciones y el tamaño de los pacientes aviarios. En la tabla 3.31 se ofrece una lista del equipo y el instrumental para endoscopia aviaria. ● 123 Aplicaciones clínicas y quirúrgicas Exploración clínica Las indicaciones de la exploración endoscópica clínica se ofrecen en la tabla 3.32. Las técnicas diferentes de la exploración endoscópica de los pacientes aviarios son posibles por la existencia de los sacos aéreos, la cloaca y, en la mayor ía de las especies, el buche. Los endoscopios r ígidos son ideales para examinar la cavidad celómica, el aparato digestivo superior, el aparato respiratorio y la cloaca. Los endoscopios flexibles también son útiles y ofrecen varias ventajas sobre los endoscopios r ígidos en la exploración clínica del aparato digestivo superior y el aparato respiratorio. Por ejemplo, los endoscopios flexibles facilitan mucho la eliminación de cuerpos extraños de la molleja de aves como los pingüinos, las aves acuáticas y las aves de presa. Los otoscopios a pilas portátiles y los endoscopios tubulares son ideales para explorar el aparato digestivo superior y el aparato respiratorio y la cloaca en las aves de jaula y de pajarera más comunes (fig. 3.181). Los proctoscopios o los vaginoscopios que se utilizan habitualmente en medicina humana unidos a una fuente de luz de fibra óptica son los instrumentos de elección para la exploración de la cloaca en los pingüinos, las aves acuáticas y las ratites. Aplicaciones quirúrgicas En muchas intervenciones quirúrgicas que se realizan en medicina humana se utilizan técnicas endoscópicas, minimizando así el traumatismo y el tiempo de recuperación. En medicina aviaria está empezando a estudiarse el beneficio de realizar la cirugía mediante endoscopia, pero en los últimos años se han hecho algunos avances. La eliminación con ayuda de un endoscopio de las filarias adultas Serratospiculum seurati de la cavidad celómica de los halcones (figs. 3.182 y 3.183) se realiza de forma habitual en los hospitales para halcones de los Emiratos Árabes Unidos (Samour, 1996). Muchos clínicos especializados en aves tratan las lesiones de la aspergilosis en los sacos aéreos o la cavidad celómica de forma tópica utilizando fármacos antifúngicos además del tratamiento parenteral (figs. 3.184 y 3.185). Posteriormente, las lesiones se eliminan mediante endoscopia (N. Forbes y K. Riddle, comunicación personal; J. Samour, datos no publicados). En las figuras 3.186-3.190 se ilustran otros trastornos. En muchos países de todo el mundo se ha expresado la preocupación cada vez mayor por el uso de halcones híbridos en cetrer ía. Se ha sugerido que un halcón híbrido podr ía escapar accidentalmente y reproducirse con aves libres de especies muy relacionadas. Los halcones híbridos 75% gerifalte (Falco rusticolus) y 25% sacre (Falco cherrug), y 50% peregrino (Falco peregrinus) y 50% gerifalte están entre los más populares utilizados en cetrer ía. Existen varios casos confirmados de forma independiente de cruces entre híbridos liberados accidentalmente y halcones de vida libre, tanto en Norteamérica como en 124 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas TABLA 3.31 Equipo e instrumental para la endoscopia aviaria Equipo Especificación Descripción DIAGNÓSTICO Y EXPLORACIÓN Endoscopio rígido (selfoscope) Endoscopio rígido (needlescope, artroscopio) Diámetro externo de 1,2; 1,7 mm Endoscopio flexible Diámetro externo de 1,6; 2,4; 3; 3,5; 5 mm Longitud de trabajo de 200, 255, 365, 380, 450 mm; ángulo de visión de 0°; canal de trabajo de 0,6, 1,2, 2,2 mm Proctoscopios Diámetro externo de 12, 18, 21 mm Longitud de trabajo de 100-120 mm Cable de fibra óptica Longitud 1.800, 2.300 mm Diámetro de las fibras de 1-3,5 mm Fuente de luz Luz de alta intensidad halógena o xenón; lámparas de 150, 250, 300, 400 W Intensidad de la luz ajustable, lámpara de reserva, flash interno Diámetro externo de 1,9; 2,2; 2,5; 2,7; 3; 4; 5 mm Visualizador secundario o accesorio de enseñanza Longitud de trabajo de 67-114 mm; ángulo de visión de 0° y 30° Longitud de trabajo de 170-190 mm; ángulo de visión de 0 y 30° Accesorio rígido o flexible para que un segundo operador también pueda ver FOTOGRAFÍA Y TÉCNICAS DE IMAGEN DE VÍDEO Cámara de foto fija Cámara SLR de 35 mm, automática Cámara de vídeo Controlador de cámara; sistemas de color PAL y NTSC; lentes de distancia focal de 21-38 mm Monitor de video en color Monitor de 9, 14, 20″; resolución 450-700 líneas Imagen a tamaño completo, división 4 o 16, sistema de impresión termosublimación Impresora de vídeo en color Grabador de video S-VHS o Betacam SP Grabador de vídeo Endoscopios rígidos quirúrgicos Endoscopios con oculares en ángulo recto o ajuste oblicuo, recto, de diámetro de 2,7, 5, 10 mm Longitud de trabajo de 250-300 mm; ángulo de visión de 0°; canal de trabajo de 1,8-5 mm Instrumentos rígidos Pinzas de biopsia, pinzas de sujeción, inyector, tijeras, portaagujas, clamps Convencional, bipolar Instrumentos flexibles Pinzas de biopsia (fenestradas, elipsoides, de cocodrilo), cepillo de citología, pinzas de sujeción (en cestillo, con dientes), inyector Convencional Bomba de irrigación y succión Sondas de irrigación y succión Vacío de 65 kPa 10%, presión de 200 kPa 10%, capacidad de aspiración de 3,5 l/min Sistema de radiocirugía Unidad de radiofrecuencia dual de 3,8 o 4 MHz, pedal para pie, electrodos monopolares y bipolares Sistema láser Unidades de diodo y CO2, fibras láser diodo de punta planta y cónicas de 400 y 600 μm, sondas cerámicas de láser de CO2 semirrígidas Adaptador de la cámara para endoscopios rígidos y flexibles Adaptador de la cámara para endoscopios rígidos y flexibles Biopsia y cirugía Limpieza y mantenimiento Unidades de limpieza y desinfección automáticas Unidades de mantenimiento automáticas Para endoscopios rígidos y flexibles Para endoscopios flexibles Bateas Desinfección, esterilización, almacenamiento Para endoscopios rígidos Cepillos Limpieza Canales de trabajo para endoscopios rígidos y flexibles TABLA 3.32 Indicaciones de la exploración endoscópica clínica Exploración endoscópica Indicación Otoscopia o auriscopia Ectoparásitos, cuerpos extraños, infecciones Rinoscopia Tricomoniasis, candidiasis, otras infecciones Faringoscopia Tricomoniasis, candidiasis, infecciones generales, cuerpos extraños Traqueoscopia Tricomoniasis, aspergilosis, nematodos traqueales, cuerpos extraños Ingluvioscopia Tricomoniasis, cuerpos extraños, infecciones generales, perdigones retenidos (principalmente en las aves de presa) Esofagoscopia Tricomoniasis, cuerpos extraños Gastroscopia Cuerpos extraños, impactaciones Celoscopia/laparoscopia Determinación del sexo, evaluación de la actividad gonadal, seguimiento del ciclo gonadal, determinación de la edad, recuperación de filarias Serratospiculum spp., diagnóstico y tratamiento de las lesiones por Aspergillus spp., diagnóstico de tuberculosis y neoplasias, cirugía, biopsias, diagnósticos clínicos generales Cloacoscopia Determinación del sexo, impactaciones, urolitos, prolapso, infecciones © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Aplicaciones clínicas y quirúrgicas ● 125 Figura 3.181 Un gran número de filarias Serratospiculum seurati en el saco aéreo torácico caudal de un halcón sacre (Falco cherrug). Figura 3.182 Filarias Serratospiculum seurati 7 días después del tratamiento. La mayoría de los parásitos están muertos o en descomposición. Obsérvese el líquido de color amarillo verdoso que rodea los parásitos. Puede producirse una saculitis temporal después del tratamiento como resultado directo de la muerte de un gran número de filarias. Figura 3.183 Placas típicas de Aspergillus fumigatus dentro de la cavidad celómica de un halcón peregrino (Falco peregrinus). Figura 3.184 Detalle de una placa de esporulación de Aspergillus fumigatus. Figura 3.185 Saculitis en un halcón gerifalte (Falco rusticolus) asociada a infección por Aspergillus flavus. Figura 3.186 Neumonía leve en un halcón sacre (Falco cherrug). Obsérvese la congestión en la zona ventral del pulmón. 126 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Figura 3.187 Neumonía grave en un halcón peregrino. La mayoría del pulmón muestra una congestión extensa. Figura 3.188 Bazo dilatado con aspecto «moteado» en una avutarda hubara (Chlamydotis undulata). En los individuos clínicamente normales de esta especie se observan con frecuencia cambios estructurales del bazo durante las exploraciones endoscópicas de rutina. Puede verse parte de un asa intestinal por encima del bazo. Figura 3.189 Masa caseosa grande en el esófago de una avutarda kori (Ardeotis kori) causada por Trichomonas gallinae. Figura 3.190 Uno de los factores más importantes que determinan el éxito de los programas de cría de aves en cautividad es el alojamiento de parejas «reales», puesto que muchas especies, como este tordo jocoso garrulado (Garrula leucolophus), no muestran dimorfismo sexual. Europa. En las palomas domésticas (Columba livia) macho adultas se ha realizado la vasectomía utilizando técnicas endoscópicas (J. Samour, datos no publicados). Esta intervención quirúrgica consiste en seccionar de forma sencilla una porción de 10-20 mm de los conductos deferentes de aves adultas, maduras. En el ave adulta es relativamente fácil identificar y seccionar los conductos deferentes, en particular durante el ciclo reproductor. Hay que tener mucho cuidado cuando se manejan los instrumentos quirúrgicos (p. ej., pinzas de biopsia) debido a que los conductos deferentes están muy cerca de los uréteres y de la vena ilíaca común. Recientemente se ha descrito una técnica para hacer la vasectomía a codornices japonesas (Coturnix coturnix japonica) inmaduras (Jones y Redig, 2003). La técnica asistida por endoscopia de entrada única consiste en seccionar los conductos deferentes por su extremo proximal cuando abandonan el epidídimo, donde no están muy cerca de los uréteres, utilizando unas pinzas de biopsia. Los conductos deferentes se separan suavemente de los uréteres tirando cuidadosamente y seccionándolos completamente por el medio mediante tracción suave. Bennett (1993) y Heidenreich (1997) describieron las técnicas quirúrgicas para esterilizar a las aves machos y hembras mediante celiotomía. También se han descrito intervenciones quirúrgicas guiadas por endoscopia para esterilizar a las aves macho (Jones y Redig, 2003) y hembra (Pye et al., 2001a, 2001b; Lierz, 2004; Hernandez-Divers, 2005; Lierz y Hafez, 2005). Ahora es posible, por ejemplo, realizar una salpingohisterectomía o una vasectomía en las aves utilizando uno, dos o tres puntos de entrada. La técnica con entrada única implica utilizar un endoscopio, habitualmente un telescopio de 2,7 mm, insertado a través de un trocar quirúrgico. Cuando se han detectado los conductos deferentes, se introducen unas pinzas de biopsia flexibles a través del puerto del trocar y se dirigen hacia la zona Determinación del sexo en especies monomórficas © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. quirúrgica. En esta técnica, el cirujano sujeta el trocar y el endoscopio con una mano mientras maneja las pinzas con la otra. Utilizando la técnica de entrada por dos puertos, el cirujano sujeta el endoscopio con una mano y maneja la unidad electroquirúrgica o el instrumental quirúrgico con la otra en un punto de entrada diferente. Utilizando la técnica de la entrada quirúrgica por tres puertos, el endoscopio puede colocarse sobre una bolsa de arena o lo puede manejar un ayudante mientras el cirujano maneja los instrumentos quirúrgicos y la unidad de electrocirugía, que se han insertado a través de sitios quirúrgicos diferentes. Los endoscopios también pueden sujetarse en su sitio utilizando un soporte en ángulo de fabricación casera o comercial. Recientemente se han realizado estudios experimentales de esterilización de aves macho mediante inyecciones asistidas por endoscopia directamente en los testículos utilizando gluconato de cinc neutralizado con arginina (Wilson et al., 2004). En este estudio se intentaron dos dosis diferentes, una más alta y otra más baja. Los autores observaron efectos indeseables, incluyendo mortalidad, asociados a la dosis alta. La dosis más baja no produjo ningún efecto indeseable pero se obtuvieron pruebas histológicas que indicaban conservación de la capacidad reproductora (Wilson et al., 2004). Existe una necesidad evidente de investigar más con este y otros productos químicos nuevos que podrán estar disponibles en el futuro. Una de las aplicaciones quirúrgicas más populares de la endoscopia es la obtención de biopsias guiada por endoscopia (Taylor, 1994; McDonald, 1996). Recientemente en las psitácidas se ha descrito una técnica nueva de biopsia testicular asistida por endoscopia para evaluar la fertilidad (Crosta et al., 2002). También se ha descrito una técnica de biopsia testicular asistida por endoscopia que supone la aspiración y la citología para evaluar el estado reproductor en el periquito migrador (Lathamus discolor) macho (Gartrell, 2002). Se ha demostrado que ambas técnicas son útiles para establecer el potencial reproductor de individuos en programas de cr ía en cautividad. Las indicaciones y las diferentes técnicas para obtener las biopsias se han analizado antes en este capítulo. Otras técnicas quirúrgicas endoscópicas en las aves incluyen la eliminación de cuerpos extraños de la tráquea (Clayton y Ritzman, 2005), la succión in situ de impactaciones y la eliminación de huevos de cáscara blanda dentro del oviducto (Crosta y Timossi, 2005). ● 127 dietas inadecuadas tienen muchos riesgos anestésicos, y las falconiformes y psitácidas especialmente. En las figuras 3.191-3.198 se indican algunas de las dificultades de la determinación del sexo en las aves. La selección de la técnica anestésica var ía según la especie y las circunstancias a las que tiene que enfrentarse el especialista en aves. Se han utilizado con éxito anestésicos inyectables en alrededor de 10.000 exploraciones endoscópicas en alrededor de 350 especies de aves diferentes (Jones et al., 1984; J. Samour, datos no publicados). Los anestésicos y combinaciones de anestésicos utilizados incluyen ketamina, ketamina combinada con xilacina, y alfaxalona-alfadolona. Este último ha sido el anestésico de elección para las aves de patas largas, las Figura 3.191 Muchas especies, como los ibis y los flamencos, se mantienen en aviarios o parques zoológicos en bandadas. En una bandada, pequeña o grande, también es fundamental mantener una proporción sexual adecuada para asegurar el éxito de la cría. Determinación del sexo en especies monomórficas Celoscopia (laparoscopia) para determinar el sexo Las consideraciones preoperatorias para la celoscopia en los pacientes aviarios son parecidas a las de la cirugía general. Es esencial una exploración clínica completa, además de información sobre la edad, la dieta, el alojamiento y el manejo en general. Las aves ancianas y obesas alojadas de forma incorrecta y que se alimentan con Figura 3.192 Tradicionalmente, muchas especies en cautividad se han sexado observando los patrones de conducta entre los individuos como el acicalamiento y la alimentación. En el caso de una pareja «verdadera», generalmente el macho acicala y alimenta a la hembra. Sin embargo, si la «pareja» está formada por individuos del mismo sexo un individuo suele asumir el papel dominante, dando una impresión equivocada (por cortesía de Mr. P. McKinney). 128 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Figura 3.193 Las grullas tienen un cortejo elaborado que incluye una danza ritual que se acompaña de una serie de llamadas. Este patrón de conducta intrínseco se ha utilizado para aparear grullas en cautividad. En muchas ocasiones, este método para sexar grullas ha producido errores. El alojamiento de dos individuos del mismo sexo puede inducir a que uno de los individuos asuma el papel dominante. El macho de grulla del paraíso (Anthropoides paradise) que se muestra en esta ilustración convivía con otro macho mucho más pequeño. Intentaron la cópula, construyeron el nido e incluso se sentaron en el nido para incubar. Tres semanas después del «período de incubación fallido», el personal de mantenimiento inspeccionó el nido y encontró un soldado de juguete, dos bolas de papel y una piedra. La «pareja» de grullas se había sexado 3 años antes utilizando el tamaño de las aves y su ritual de cortejo. Figura 3.194 Una gran cantidad de información publicada sobre el dimorfismo sexual en las aves, incluyendo el aspecto del plumaje, el peso y las medidas, se basa en datos de especímenes disecados y conservados en colecciones en los museos. Algunos de estos datos proceden de una cantidad sorprendentemente pequeña de material de referencia. Figura 3.196 Parece que los busardos ratoneros (Buteo buteo) que aparecen en esta fotografía son de sexo diferente. Obsérvense las diferencias en cuanto al tamaño y la coloración de los ojos. Cuando se sexaron quirúrgicamente se descubrió que ambos individuos eran hembras, a pesar de que había una diferencia de más de 800 g entre ellas. Figura 3.195 Dos guacamayos aliverdes (Ara chloroptera) adultos de tamaños significativamente diferentes. Utilizando los criterios tradicionales, el ave más pequeña podría ser una hembra mientras que el individuo más grande podría ser un macho. Se sexaron quirúrgicamente después de que hubieran pasado 3 años juntos sin tener descendencia. Se encontró que ambos eran hembras. Figura 3.197 Los dos caracaras caranchos (Polyborus plancus) de la fotografía habían vivido juntos durante más de 8 años. Cuando se les sexó quirúrgicamente se observó que ambos individuos eran machos. Obsérvese la diferencia significativa de tamaño entre los dos especímenes. Determinación del sexo en especies monomórficas ● 129 Figura 3.198 Equipo básico para endoscopia aviaria. Fuente de luz, cable de fibra óptica, endoscopio con lentes en vástago rígido, trocar y cánula. Figura 3.201 Materiales, instrumento y equipo que se utilizan habitualmente para las intervenciones quirúrgicas menores y las biopsias asistidas por endoscopia, incluyendo equipo fijo para fotografía y vídeo para endoscopia. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 3.199 Equipo de endoscopia necesario para endofotografía fija. La fuente de luz se proporciona con un flash electrónico, cable de fibra óptico, endoscopio rígido, trocar y cánula, cámara con adaptador para endoscopio conectado a fuente de luz, segundo visualizador o accesorio para enseñanza. Figura 3.200 Los endoscopios flexibles son herramientas útiles para recuperar cuerpos extraños del buche y el estómago de las aves. También son útiles para introducirlo en intervenciones quirúrgicas. grullas, las cigüeñas y los flamencos, y otras especies como turacos, buitres y cálaos (Samour et al., 1984a). Los anestésicos gaseosos también se han utilizado de forma habitual en las aves. Isoflurano es el fármaco de elección para muchos clínicos especializados en aves (Harlin, 1996; Lawton, 1996; McDonald, 1996; Rosskopf y Woerpel, 1996). Este anestésico tiene varias ventajas cuando se utiliza en los pacientes aviarios, incluyendo un margen de seguridad alto, inducción rápida y recuperación rápida. Cuando un clínico debe determinar el sexo de un gran número de aves que pesan 1 kg o más, como los guacamayos grandes, las grullas, los flamencos y los ibis, es muy recomendable utilizar alfaxalona-alfadolona. En las aves que pesan menos de 250 g se recomienda el uso de una mesa pequeña de operaciones de 250 mm de longitud, 150 mm de ancho y 100 mm de altura. La parte superior se fabrica con Perspex moldeable para acomodar el cuerpo del ave y los lados son de aluminio, terminando en una base con forma de «L» de 10 mm de ancho. La mesa se coloca sobre una almohadilla de calor a 37 °C. Esto proporciona una temperatura adecuada de alrededor de 28 °C mediante conducción del calor. Las aves más grandes pueden acomodarse sobre una toalla colocada directamente sobre la almohadilla de calor. En las figuras 3.199-3.201 se ilustra el equipo que se utiliza habitualmente para la endoscopia en las aves. El paciente aviario se posiciona en decúbito lateral derecho con las alas plegadas en la posición anatómica normal. La pata izquierda se extiende completamente hacia adelante y la cara lateral del abdomen se prepara para la cirugía. Deben quitarse todas las plumas de la zona y cepillarse y desinfectarse con un desinfectante adecuado. Debe colocarse un paño estéril sobre el ave. Los paños transparentes tienen la ventaja de permitir al cirujano ver claramente los puntos de referencia 130 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Figura 3.203 Puntos de referencia externos para la inserción del trocar y la cánula para la exploración endoscópica general. Figura 3.202 Un cirujano veterinario está utilizando un equipo de endoscopia con vídeo para visualizar el sistema de los sacos aéreos de un halcón. Obsérvese el gran número de nematodos filarias del género Serratospiculum presentes en la pared del saco aéreo. Figura 3.204 Un cirujano veterinario realizando una exploración endoscópica en un ave. Se está utilizando un visualizador secundario o un accesorio de enseñanza para mostrar un trastorno patológico a un ayudante. Figura 3.205 El cirujano veterinario debe estar preparado para obtener fotografías durante las exploraciones endoscópicas de rutina puesto que pueden ser registros importantes de datos patológicos. Figura 3.206 Una vista endoscópica de la tráquea normal y la siringe traqueobronquial de un halcón sacre (Falco cherrug). La siringe traqueobronquial es un sitio anatómico al que afectan con frecuencia infecciones por aspergilosis, pseudomoniasis y tricomoniasis. La exploración de estas zonas anatómicas es fundamental cuando los pacientes presentan disnea, estridores y estertores húmedos. quirúrgicos, al contrario que los paños de tela convencionales. El abordaje quirúrgico var ía según la especie. Cuando se extiende completamente la pata izquierda es posible identificar un triángulo formado por la última costilla, la parte proximal del fémur y el borde craneal del pubis. El abordaje quirúrgico recomendado para la mayor ía de las especies es el área proximal de este triángulo. Este abordaje se recomienda especialmente en las aves con un ventr ículo grande, como las aves de presa. Numerosos autores han propuesto otras muchas técnicas y Taylor (1994) las ha analizado adecuadamente. En la figura 3.202 se perfilan los puntos de referencia externos para la endoscopia aviaria y en las figuras 3.203-3.206 se ilustra cómo se realiza la intervención. Se han explorado las gónadas mediante endoscopia en individuos con un peso de entre 28 g y 12 kg (J. Samour, datos no publicados). El tamaño del endoscopio debe Determinación del sexo en especies monomórficas relacionarse directamente con el tamaño del ave. Por ejemplo, en las aves pequeñas que pesan menos de 100 g debe utilizarse un endoscopio de 1,9 mm de diámetro, mientras que en las aves más grandes que pesan 500 g es más adecuado un endoscopio de 3 mm. En las aves grandes, como las grullas, los flamencos y las cigüeñas, es ideal un endoscopio de 5 mm. Se hace una incisión pequeña (del mismo diámetro del endoscopio que se va a utilizar) en la piel. Se insertan el trocar y la cánula en la cavidad. La función del ayudante sujetando al ave anestesiada es extremadamente importante en este momento, en especial cuando se utilizan paños de tela convencionales. El ave tiene que sujetarse perpendicularmente a la mesa con la espalda completamente recta. Cualquier cambio de posición podr ía producir un accidente cuando el trocar se dirige hacia la cavidad. Como regla práctica, el trocar y la cánula deben insertarse formando un ángulo de 45 ° con la mesa y un ángulo de 45 ° con la espalda del ave. Los trocares de punta roma son preferibles para la endoscopia aviaria. Un accidente común de los principiantes, e incluso de los clínicos experimentados, es perder el sentido de la dirección y perforar el hígado o, con más frecuencia, el ventr ículo. Esto puede ocurrir si el ayudante gira inadvertidamente al ave en cualquier ● 131 Figura 3.209 Abertura del saco aéreo torácico craneal en una avutarda hubara. Figura 3.210 Abertura del saco aéreo torácico caudal en un halcón gerifalte. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 3.207 Vista superior anterior del saco aéreo torácico caudal. El pulmón puede observarse en el extremo craneal del saco aéreo. Figura 3.208 Vista inferior posterior del saco aéreo torácico caudal. Puede observarse parte del hígado cubriendo parcialmente el ventrículo en un halcón peregrino clínicamente normal. dirección o el cirujano no puede identificar correctamente los puntos de referencia para el abordaje quirúrgico. Esto último es muy frecuente en las aves obesas. Cuando los instrumentos se colocan correctamente, se retira el trocar y se inserta el endoscopio a través de la cánula. Es una mala práctica introducir la óptica sin ayuda de la cánula porque podr ían dañarse la cubierta protectora frágil o las lentes del extremo terminal de la óptica. Además, el uso de una cánula tiene la ventaja de permitir al operador introducir y extraer el telescopio repetidamente para limpiarlo. Si el endoscopio está correctamente colocado, el cirujano verá el interior del saco aéreo torácico caudal (figs. 3.207 y 3.208). Cranealmente, será posible ver el pulmón ventralmente a la izquierda, el ventr ículo parcialmente cubierto por el hígado y, a la derecha, la pared del saco aéreo abdominal izquierdo. Las figuras 3.209 y 3.210 son vistas del saco aéreo torácico craneal. Debe prestarse atención al saco aéreo abdominal para explorar las gónadas. En la mayor ía de las especies sólo es funcional el ovario izquierdo en las aves hembra. Por el contrario, en las aves macho están presentes ambos testículos. 132 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas Figura 3.211 Se ha realizado una perforación pequeña en la pared del saco aéreo abdominal con el fin de explorar y obtener una fotografía del ovario inmaduro de una avutarda hubara como parte de un proyecto de investigación. Figura 3.214 Ovario melanístico de una cacatúa sulfúrea (Cacatua sulphurea) al principio de la estación de cría. Obsérvense los folículos en desarrollo de pequeño y mediano tamaño. Figura 3.212 Riñón, glándula adrenal y ovario inmaduro de un alcaraván común (Burhinus oedicnemus) de 8 meses de edad. Obsérvese la forma en V de la gónada inmadura. Figura 3.215 Testículos melanísticos e inactivos de una cacatúa sulfúrea fuera de la estación de cría. Figura 3.213 Riñón, glándula adrenal y testículos inmaduros de un alcaraván común de 8 meses de edad. Generalmente, las gónadas (figs. 3.211-3.215) se localizan en la base anterior del lóbulo craneal del riñón, formando un triángulo con la glándula adrenal en la parte frontal. Una de las mayores ventajas de determinar el sexo mediante visualización directa de las gónadas es que es posible obtener otra información útil además de determinar el sexo de las aves. Las gónadas sufren cambios estacionales espectaculares a lo largo del año. Los cambios de tamaño, color y aspecto de las gónadas son caracter ísticas claves importantes para evaluar el estado reproductor. Las gónadas de algunas especies de aves, como las cacatúas, los tucanes, los turacos y otras muchas, están pigmentadas debido a que tienen depósitos de melanina. Las gónadas de los individuos inmaduros y sexualmente inactivos de estas especies muestran un amplio rango de coloración, desde gris pálido, azul verdoso pálido y verde pálido hasta un color verde metálico oscuro a negro. El color de las gónadas cambia dependiendo de la estacionalidad y tiene que ver con los cambios morfológicos. Por ejemplo, el peso de los testículos de un ave macho puede aumentar de 10 a 500 veces, (Johnson, 1986). En un estudio en concreto, se estudiaron los cambios estacionales del desarrollo de los ovarios en avutardas hubaras (Chlamydotis undulata) utilizando fotograf ías y asignándoles una puntuación determinada según las caracter ísticas anatómicas estructurales diferentes (figs. 3.216-3.217) (J. Samour, datos no publicados). © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Determinación del sexo en especies monomórficas ● 133 (a) (b) (c) (d) (e) (f) Figura 3.216 Secuencia de desarrollo del ovario de una avutarda hubara durante la estación de cría. Se evaluó endoscópicamente el desarrollo de las gónadas a través de los cambios morfológicos y se asignó una puntuación en una escala de 0 a 5. También se obtuvieron muestras de sangre, paralelamente al estudio endoscópico, para determinar los cambios de las concentraciones hormonales. Las aves se examinaron una vez al mes, desde febrero a julio. (a) Puntuación 0. Ovario pequeño, de forma triangular, folículos muy pequeños, depósitos de grasa pequeños. (b) Puntuación 1. Ovario pequeño, de forma triangular, actividad ovárica temprana, al menos un folículo de 3 mm de diámetro, depósitos de grasa pequeños. (c) Puntuación 2. Ovario grande, de forma triangular, aumento de la actividad ovárica, al menos tres folículos de 5 mm de diámetro, el estroma del ovario todavía es visible. (d) Puntuación 3. Más grande, de forma triangular, varios folículos de 5-10 mm de diámetro, estroma parcialmente visible. (e) Puntuación 4. Más grande, aspecto de racimo, varios folículos de 10-15 mm de diámetro, el estroma no es visible. (f) Puntuación 5. Grande, aspecto de racimo, varios folículos de 15-25 mm de diámetro, estroma no visible. 134 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas especies dimórficas, como los avestruces, la determinación del sexo se realiza mediante exploración digital de la cloaca (Samour et al., 1984; Fowler, 1996). BIBLIOGRAFÍA Ainley DG (1970) PhD. thesis, Johns Hopkins University. Bailey RE (1953) Surgery for sexing and observing gonad condition in birds. Auk 70: 497–499. Bennett RA (1993) A review of avian soft tissue surgery. Proceedings of the Association of Avian Veterinarians, Nashville, pp. 65–71. Burr EW, Huchzermeyer FW, Riley AE (1981) Laparoscopic examination to determine sex in monomorphic avian species. Journal of the South African Veterinary Association 52(1): 45–47. Bush M (1978) Laparoscopy in zoological medicine. Journal of the American Veterinary Medical Association 9: 1081–1087. Figura 3.217 Ovario de una avutarda hubara en el que se observan los signos típicos de regresión folicular al final del ciclo reproductivo. Cloacoscopia para determinar el sexo Se ha demostrado que la cloacoscopia (exploración de la cloaca) es una técnica útil para determinar el sexo de los pingüinos (Samour et al., 1983) y las ratites jóvenes (Samour et al., 1984b). En el caso de los pingüinos, el ave se sujeta cabeza abajo con la cabeza y el cuello entre las rodillas del operador sentado y hacia su espalda. Una persona sujeta las patas y las alas. Mientras sujeta la cola, el operador inserta el proctoscopio lubricado dentro de la cloaca hasta una profundidad de 65 mm en el pingüino rey (Aptenodytes patagonica), 40 mm en el pingüino Juanito (Pygoscelis papua) y 25 mm en el pingüino de Humboldt (Spheniscus humbolti), el pingüino saltarrocas (Eudyptes crestatus) y el pingüino de El Cabo (Spheniscus demersus). Después se retira el obturador y se explora cuidadosamente la pared dorsal de la cloaca. La cloaca del ave está dividida en cuatro regiones diferentes, el proctodeo, el urodeo, el coprodeo y el colorrecto. La exploración se dirige hacia el urodeo. Alrededor de la línea media de esta zona existen dos pares de papilas. El par interno constituye las papilas uretéricas, que son parecidas en longitud y morfología en ambos sexos. El par externo representa la abertura de los conductos deferentes. En las aves macho, estas papilas están bien desarrolladas y tienen el mismo tamaño que el par interno. En las aves hembra, las papilas del par externo son más pequeñas y mucho más cortas. Además, en las hembras la abertura del oviducto es claramente visible en el lado izquierdo del urodeo. Durante la estación de puesta, la membrana mucosa de alrededor de la abertura del oviducto está inflamada y tiene un color rosado-rojizo. La técnica para determinar el sexo en las ratites jóvenes es muy parecida a la de los pingüinos. El ave se sujeta de forma similar y la elección de los proctoscopios se relaciona con el tamaño del ave. Utilizando el proctoscopio, el operador puede identificar fácilmente el pene en los machos. A esta edad no es posible identificar la abertura del oviducto de las aves hembra jóvenes. Por lo tanto, en las hembras, el sexo se establece sólo por la ausencia de pene. En las especies monomórficas, como los ñandús y los emús, y en los individuos jóvenes y subadultos de las Bush M (1980) Laparoscopy in birds and reptiles. 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Hudson Una de las dificultades principales de los estudios experimentales con animales vivos es estimar el estado corporal o la composición del organismo de forma no invasiva. ● 135 Tradicionalmente, las estimaciones han evaluado la masa con respecto a una medida del tamaño corporal, generalmente medidas esqueléticas (p. ej., tamaño del tarso) o una medida de las plumas (cordón del ala). Sin embargo, estas estimaciones son por necesidad relativamente imprecisas y las medidas de la masa incluyen lípidos, la masa muscular, la grasa y el contenido del intestino. Existen varias técnicas alternativas para estimar el estado corporal relativo. Una es hacer una indentación del músculo pectoral sobre pasta dental y posteriormente obtener una estimación del volumen pectoral. Un segundo método es utilizar un trozo de alambre colocado sobre el músculo pectoral para proporcionar una representación de la sección transversal del músculo pectoral y, utilizando figuras de corrección de aves muertas, estimar el volumen pectoral. Un tercer método es utilizar un dispositivo de ultrasonidos que pueda medir el momento que tarda una onda sonora en llegar a una unión entre los tejidos y puede utilizarse para estimar el grosor del músculo pectoral. Estas técnicas tienen la ventaja de que permiten estimar de forma comparativa y cuantitativa el estado corporal de un individuo único y pueden utilizarse con regularidad durante un per íodo de tiempo. Sin embargo, ninguna de estas técnicas puede utilizarse para hacer una estimación razonable de la composición corporal o la proporción relativa del contenido de lípidos con respecto a la masa corporal. Un amplio rango de estudios requiere una estimación razonable del almacenamiento de lípidos, puesto que los lípidos proporcionan una forma principal de almacenar energía antes de la reproducción, la migración o unas condiciones duras de supervivencia. Antes no era posible obtener una estimación precisa de los almacenes de lípidos de un individuo sin sacrificar al animal y extraer los lípidos con disolventes desde la carcasa homogeneizada. Este abordaje limita la posibilidad de realizar estudios detallados sobre los individuos y de estimar los cambios del contenido de lípidos asociados a las estrategias de sus antecedentes de vida. Una técnica relativamente reciente consiste en utilizar la conductividad eléctrica corporal total (TOBEC, fig. 3.218), que permite estimar con precisión la masa corporal magra, el porcentaje de grasa corporal y el contenido de agua total de los individuos de forma comparativa y hacer estimaciones cuantitativas del estado corporal entre los individuos y con respecto al tiempo. Equipo TOBEC El equipo TOBEC actual para aves está fabricado por EMSCAN Inc. (Springfield, IL) y se vende en el Reino Unido a través de Biotech Instruments Ltd. (Kimpton, Herts). El equipo básico consiste en un equipo de registro de escáner asociado a una de una serie de cámaras. La elección de la cámara está determinada por el diámetro de la especie que se va a estudiar y var ía desde 30 mm, adecuado para los animales que pesan menos de 10 g, a 203 mm, para los animales que pesan aproximadamente 1 kg, aunque con este sistema pueden medirse animales de hasta 8 kg.Todos los tejidos de los animales deben fijarse en la cámara y el cuerpo debe llenar más de la mitad del 136 ● CAPÍTULO 3: Técnicas clínicas y diagnósticas parte de la cámara de detección se sujeta, y se asume que existe una cierta homogeneidad en la composición del ave, por lo que las aves deben colocarse en el centro y en la misma localización en la cámara todas las veces. Con cada cámara se proporciona una placa de transporte curva que puede utilizarse para asegurar que el cuerpo se localice en la misma zona del rango de escaneo. La mejor localización para la mayor ía de las especies de aves es con la parte media del esternón colocada cerca del punto medio de la cámara. El índice de conductividad eléctrica corporal total se estima como: Lectura de la cámara TOBEC vacía – lectura con el ave en la cámara/constante de normalización (del fabricante). Figura 3.218 Estimación del estado corporal y del contenido de lípidos utilizando la conductividad eléctrica corporal total (TOBEC). diámetro de la cámara. En los estudios de crecimiento o en los estudios con una amplia variación del tamaño corporal, puede ser necesario utilizar dos cámaras. El sistema está diseñado para utilizarse tanto en campo, utilizando un sistema de bater ías DC y un dispositivo de registro portátil, o conectado a un ordenador en el laboratorio. Metodología TOBEC La metodología básica para el sistema TOBEC consiste en colocar un animal en una cámara de medida, abierta por los dos extremos, rodeada por un solenoide que produce un campo electromagnético cilíndrico estable. Al colocar al animal en la cámara, se altera la inductancia electromagnética de la bovina, cuya extensión se determina por los electrólitos del organismo, específicamente en los tejidos hidratados. Midiendo los cambios de la fase de relación entre el voltaje y la corriente cuando pasa una señal de alta frecuencia a través de la bovina puede determinarse una estimación de la masa tisular magra, dado que el agua corporal es una proporción constante del tejido magro y que los lípidos del organismo tienen una conductividad relativamente baja (justo del 5% de los tejidos magros). Comparando la masa corporal real y magra puede obtenerse una estimación razonable del contenido de lípidos. En necesario sujetar a los animales antes de introducirlos en la cámara, ya sea mediante anestesia o insertando al animal en un dispositivo de sujeción adecuado y aprobado. Algunos trabajadores utilizan una funda de plástico blando con cierres de Velcro. El proceso de insertar al ave sujeta dentro de la cámara y obtener una lectura requiere aproximadamente 20 s para cada espécimen. No tiene efectos perjudiciales si el ave está sujeta y se obtienen las medidas a intervalos repetidos. Hay que tener cuidado para conseguir resultados reproducibles, puesto que un cambio de la orientación puede alterar los resultados. Si se tiene cuidado, los errores serán menos del 5%. Algunos trabajadores encuentran que la secuencia a la que las aves se escanean puede alterar los resultados, por lo que se recomienda repetir las medidas escaneando una serie de aves al azar, y generalmente deben obtenerse cinco lecturas con el ave dentro y el ave fuera e ignorarse los valores evidentemente atípicos. Sólo Durante el trabajo de campo, el equipo de escaneo no debe colocarse de forma que le de la luz del sol directamente y las lecturas deben obtenerse sólo una vez que la cámara ha estado a la sombra durante 15 min o más. Generalmente es mejor asegurarse que el ave está bien colocada dentro de la parte central del campo electromagnético. Las marcas de metal pueden alterar las lecturas, y parece que las marcas y anillas de plástico no, pero se recomienda comprobar todas las causas posibles de variaciones. Las marcas deben escanearse de forma independiente y estos valores deben restarse de los valores finales obtenidos por la máquina. Cualquier otro material conductor debe mantenerse alejado de la cámara, incluyendo las manos del operador, y no debe haber contacto entre el ave y el usuario. Calibración TOBEC En necesario calibrar el dispositivo de exploración e idealmente es necesario sacrificar una serie de aves y extraer los lípidos. La estimación de la conductividad eléctrica puede ser muy precisa pero las propiedades del sujeto que relacionan la conductividad con la masa libre de grasa tienen varias caracter ísticas que influyen en la estimación de la masa libre de grasa. La calibración es básicamente: Masa libre de grasa – factor de calibración del índice de conductividad. Si el grupo que se está examinando es heterogéneo, con variaciones con respecto a la edad y el sexo, puede reducirse el error del resultado produciendo una curva de calibración para cada grupo respectivo o añadiendo términos a la ecuación arriba indicada y utilizando la regresión múltiple para estimar la masa libre de grasa. Incluir la longitud dentro de la ecuación de calibración puede ayudar a aumentar la potencia de predicción de la ecuación, y si se han utilizado aves muertas debe incluirse la temperatura corporal. Cuando se trabaja con especies protegidas o especies que no pueden sacrificarse, puede realizarse la calibración utilizando una dilución de isótopos estables. LECTURAS COMPLEMENTARIAS Castro G, Wunder BA, Knopf FL (1990) Total body electrical conductivity (TOBEC) to estimate total body fat of free-living birds. Condor 92: 496–499. Scott I, Grant M, Evans PR (1991) Estimation of fat-free mass of live birds: use of total body electrical conductivity (TOBEC) measurements in studies of single species in the field. Functional Ecology 5: 314–320. 4 Anestesia y cirugía de las partes blandas Anestesia general Martin P. C. Lawton El uso habitual de isoflurano en la práctica aviaria ha hecho que la anestesia de las aves sea una intervención previsiblemente segura y sin incidentes. Sin embargo, la anestesia es más que poner una mascarilla con isoflurano al ave. La anatomía y fisiología únicas de las aves afectan al diseño y al uso de los circuitos anestésicos, la intubación o colocación de una sonda en un saco aéreo, así como al método de reanimación cuando se produce una urgencia. Los objetivos de la anestesia deben ser proporcionar una inducción suave y fiable con una sujeción adecuada, relajación muscular y analgesia, seguidos por una recuperación sin incidentes, rápida y completa (Lawton, 1996a, 1996b). Consideraciones anatómicas y fisiológicas o incluso una tráquea doble (pingüinos) (Edling, 2003), que pueden causar complicaciones con el espacio muerto dentro de la tráquea. Sacos aéreos La clase Aves tiene un sistema respiratorio único, utilizan los sacos aéreos que actúan como fuelles y reservorios cuando respiran (fig. 4.1). La mayor ía de las aves tienen nueve sacos aéreos, algunos de ellos con huesos neumáticos, mientras que otros dejan la cavidad celómica y terminan subcutáneamente (Fedde, 1986). En general, existen los siguientes sacos aéreos: dos torácicos craneales, dos torácicos caudales, dos abdominales, dos claviculares y uno cervical único. Los sacos aéreos son avasculares y contribuyen a menos del 5% del intercambio de gases respiratorios (Edling, 2003). La posición de un ave anestesiada afecta a la capacidad de los sacos aéreos para trabajar con normalidad. En decúbito dorsal, el peso de los órganos abdominales colapsa parcialmente los sacos aéreos abdominales y torácicos. La ventilación con presión positiva intermitente (VPPI) puede ayudar a superar los efectos de la postura dorsal sobre la respiración. Consideraciones anatómicas En este capítulo sólo se van a analizar las caracter ísticas más importantes de la anatomía aviaria que influyen directamente en el tratamiento y el mantenimiento de la anestesia. Para una descripción más detallada de la anatomía respiratoria de las aves, véase King y McLelland, 1975 y McLelland, 1990. Área paleopulmonar del pulmón Saco aéreo cervical Saco aéreo Área neopulmonar abdominal del pulmón Tráquea Los anillos de la tráquea de las aves están completamente unidos, y son cartilaginosos en algunas especies y osificados en otras. Esto afecta a la intubación de las aves, ya que las sondas endotraqueales con manguito, cuando se utilizan, pueden lesionar estos anillos completos (Fitzgerald y Blais, 1993). A diferencia de los mamíferos, las aves pueden vocalizar incluso cuando se las intuba debido a la localización de la siringe en la bifurcación traqueal (Heard, 1997). Algunas anseriformes y otras especies tienen divertículos y expansiones bulbosas, mientras que otras tienen anillos traqueales complicados © 2010. Elsevier España, S.L. Reservados todos los derechos Saco aéreo clavicular Saco aéreo torácico craneal Saco aéreo torácico caudal Figura 4.1 Relación entre los sacos aéreos y la zona paleopulmonar y neopulmonar de los pulmones. 138 ● CAPÍTULO 4: Anestesia y cirugía de las partes blandas Pulmones Los pulmones de las aves son relativamente r ígidos y no se mueven apreciablemente durante la respiración. No tienen diafragma y por lo tanto los pulmones no se colapsan cuando se accede quirúrgicamente (o endoscópicamente) a la cavidad torácica (celómica). El pulmón de las aves es un sistema «de flujo». Las entradas entre los sacos aéreos y los pulmones pueden consistir en aberturas o a veces en tubos largos, los bronquios recurrentes. Los bronquios primarios también tienen una parte extrapulmonar que se extiende a través del pulmón hasta el saco aéreo abdominal (Edling, 2003). Esta organización de los pulmones que se interconectan con los sacos aéreos permite ventilar artificialmente al ave, ya sea a través de la tráquea o a través de una sonda en el saco aéreo abdominal (v. más adelante). Los pulmones se dividen en áreas paleopulmonar y neopulmonar. Durante la inspiración, el flujo de aire se divide entre estas dos áreas, pero el intercambio gaseoso tiene lugar principalmente en el área paleopulmonar, y sólo una pequeña cantidad se produce en el área neopulmonar. El aire que atraviesa el área paleopulmonar entra en los sacos aéreos cervical, clavicular o toracicocraneal, mientras que el aire que atraviesa el área neopulmonar se introduce en los sacos aéreos toracicocaudal y abdominal. Existen algún debate sobre si el aire inspirado pasa dos veces por el tejido pulmonar (James et al., 1976) o sólo una vez (Scheid y Piiper, 1971; Fitzgerald y Blais, 1993). Tanto durante la inspiración como la espiración, aunque el aire se mueve bidireccionalmente a través del área neopulmonar, el aire sólo viaja en sentido unidireccional (caudal a craneal) a través del área paleopulmonar (Fedde, 1986). Se cree que el flujo unidireccional a través de los parabronquios paleopulmonares se debe a la forma aerodinámica y al ángulo de los bronquios y los sacos aéreos craneales que crean una resistencia de flujo dentro de los pulmones, ya que no se han identificado válvulas macroscópicamente. Consideraciones fisiológicas Tráquea se mueven hacia fuera). Este aumento del volumen corporal produce una presión negativa que se acumula en los sacos aéreos, haciendo que el aire se absorba a través de los orificios nasales y la boca, pase a través de los pulmones y los sacos aéreos. Al sujetar o colocar a un ave antes de la cirugía, cualquier presión en las costillas y en especial en el esternón puede afectar a la capacidad para respirar, ya que es posible que no se produzcan los cambios del volumen corporal necesarios. La espiración tiene lugar cuando los músculos espiratorios producen una disminución del volumen corporal por compresión del esqueleto torácico (fig. 4.2) que no es pasivo, a diferencia de la situación en los mamíferos. La disminución del volumen corporal produce un aumento de la presión dentro de los sacos aéreos, forzando al gas a salir desde los sacos aéreos hasta los pulmones (fig. 4.3) y después hacia fuera a través de la boca o los orificios nasales. Así, los sacos aéreos actúan como fuelles. En la relajación de los músculos respiratorios, el esternón está a medio camino entre su posición inspiratoria y su posición espiratoria. Un ave anestesiada profundamente puede no generar suficientes contracciones musculares para permitir el «bombeo» adecuado del aire hacia los pulmones. Sinn (1994) recomendó el uso habitual de la VPPI (20-40/min a 15 mmHg) para evitar cualquier posibilidad de hipocapnia y para mantener la oxigenación adecuada. Figura 4.2 Demostración del movimiento de la quilla y las costillas durante la respiración. El área sombreada de gris claro representa la espiración y el área sombreada de gris oscuro representa la inspiración. La longitud y el volumen de la tráquea son mayores en las aves que en los mamíferos de igual masa corporal. El espacio muerto de la tráquea es 4,5 veces el de los mamíferos. Las aves lo compensan aumentando su volumen tidal y disminuyendo la frecuencia respiratoria si se compara con un mamífero del mismo tamaño (Fedde, 1986). Este aumento del volumen tidal debe mantenerse durante la anestesia para prevenir la hipocapnia asociada a la disminución del volumen del espacio muerto de la tráquea y cualquier sonda endotraqueal utilizada. Inspiración y espiración La inspiración de las aves se produce cuando los músculos inspiratorios aumentan el volumen corporal mediante el movimiento de la pared corporal toracoabdominal (en especial, el esternón se mueve hacia abajo y las costillas Figura 4.3 Abertura entre los pulmones y el saco aéreo torácico caudal. Anestesia volátil Intercambio gaseoso El intercambio gaseoso dentro de los pulmones de las aves depende de un sistema de intercambio a contracorriente en el que el aire en el interior de los capilares aéreos fluye en ángulos rectos hasta el flujo de sangre a través de los capilares sanguíneos. Este sistema de intercambio contracorriente es más eficaz que el de los pulmones de los mamíferos. El flujo a contracorriente produce un aumento potencial de la presión parcial de dióxido de carbono (PCO2) espirado y un aumento de la PO2 dentro de la sangre. Se considera que los pulmones de las aves son 10 veces más eficaces que los pulmones de los mamíferos (James et al., 1976). En las aves, el CO2 se encuentra principalmente en forma de bicarbonato de hidrógeno en el plasma, y sólo pequeñas cantidades como CO2 disuelto o ligado en el plasma. La anhidrasa carbónica es responsable de la producción de bicarbonato y de la posterior disociación del ión hidrógeno. Parece que el CO2 no tiene un efecto directo sobre la afinidad por el oxígeno de la hemoglobina, además de la liberación metabólica de iones hidrógeno. En los pulmones, el bicarbonato de hidrógeno entra en los eritrocitos y el metabolismo resultante libera CO2, que entonces se expulsa al exterior. Un cambio pequeño de la PCO2 da lugar a un gran cambio del CO2 en la sangre. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Activadores de la ventilación Durante la anestesia, a la ventilación la afectan varios factores fisiológicos que deben tenerse en cuenta en los pacientes anestesiados. Como en la mayor ía de los taxones, la inhalación de CO2 estimula la ventilación. Se sabe que existen receptores en los cuerpos carotídeos y quimiorreceptores intrapulmonares, así como que el CO2 estimula directamente el sistema nervioso (Fedde, 1986). Los cuerpos carotídeos son responsables de controlar la ventilación cuando hay una disminución de la PO2 en las arterias, hipoxia o un aumento de la PCO2. El dolor también estimula la respiración. El aumento de la temperatura corporal produce polipnea térmica, pero generalmente no hiperventilación. Bajo anestesia, se sabe que exponer la laringe y la tráquea a gases fr íos ralentiza la respiración y puede incluso causar apnea. La temperatura también influye sobre la afinidad de la hemoglobina por el O2 un aumento de la temperatura en los tejidos activos favorece la liberación de O2 desde la hemoglobina, pero si el ave se enfr ía demasiado bajo anestesia esto afecta a la liberación de oxígeno y aumenta su unión con la hemoglobina. Hipoglucemia Las aves son muy propensas a la hipoglucemia cuando se anestesian. No se recomienda que las aves estén en ayunas antes de la inducción gaseosa, pero si es posible la inducción, debe realizarse con el buche vacío (si lo tienen). Suele pasarse por alto el hecho de que el tiempo total en que un ave tiene que estar en ayunas no sólo incluye el per íodo antes de la anestesia (si lo hay), sino el tiempo hasta que el ave se ha recuperado completamente y está dispuesta a comer. Cooper (1989) afirmaba que ● 139 las aves pequeñas nunca deben privarse de alimentos durante más de 3 h. El ayuno también puede disminuir la detoxificación hepática de ciertos fármacos anestésicos (Carter-Storm, 1988). La regurgitación no suele ser un problema en las aves psitácidas granívoras, a diferencia de las aves acuáticas o las aves frugívoras, en las que se ha recomendado previamente un per íodo de ayuno (Mandelker, 1987). Anestesia volátil Existen varios fármacos anestésicos que se han utilizado históricamente para la inducción y mantenimiento en las aves. El éter, uno de los anestésicos volátiles más antiguos, puede descartarse debido a su falta de seguridad, ya que el margen de seguridad es más bajo que el de los más modernos fármacos anestésicos, por lo que existe riesgo de explosión y es un irritante para las mucosas. Aunque en el pasado se ha utilizado metoxiflurano con resultados muy buenos, la falta de disponibilidad y la necesidad de un vaporizador dedicado, junto con el inconveniente de su efecto de resaca (se metaboliza el 50%), ha eliminado prácticamente su uso de la práctica aviaria. Los dos fármacos que es probable que se utilicen habitualmente en una situación práctica son el halotano y el isoflurano, y estos se comparan en la tabla 4.1. Rosskopf y Woerpel (1996) consideran que, si los cirujanos veterinarios no están dispuestos a invertir en isoflurano y el equipo necesario para utilizarlo, deben derivar el caso para realizar la cirugía en un centro que esté equipado de forma adecuada. Los últimos estudios (Lennox et al., 2002) han demostrado que el isoflurano tiene muy pocos efectos sobre los procesos fisiológicos naturales, como el tiempo de tránsito gastrointestinal, y por lo tanto puede utilizarse en situaciones donde se necesita una inmovilización estresante previa (como para las radiograf ías del aparato gastrointestinal con administración de bario). Muchos veterinarios especializados en aves utilizan habitualmente «isoflurano» de la siguiente generación. Se ha demostrado que el sevoflurano es incluso más seguro que el isoflurano, y muchos consideran que es el fármaco anestésico de elección para las aves. El sevoflurano tiene un coeficiente de participación de gases sanguíneos incluso inferior que el isoflurano (0,69), y el tiempo de recuperación es más corto si se compara con este último. Se cree que el sevoflurano aumenta la posibilidad de éxito en las intervenciones cr íticas o prolongadas (Edling, 2003). Sin embargo, las diferencias en cuanto al coste entre el sevoflurano y el isoflurano pueden hacer dif ícil justificar su uso habitual. Equipo (máquinas de anestesia, mascarillas faciales, sondas endotraqueales, cámaras anestésicas) Aunque es posible utilizar fármacos anestésicos volátiles en una botella de Boyle o mediante el método primitivo de colocar una bola de algodón empapada directamente en una cámara con un ave, no se recomienda. En cambio, 140 ● CAPÍTULO 4: Anestesia y cirugía de las partes blandas TABLA 4.1 Comparación de isoflurano y halotano Isoflurano Halotano Margen de seguridad Es la proporción entre la dosis letal y la dosis que produce anestesia (Dohoo, 1990) 5,7 Este margen de seguridad solo hace obsoletos a otros fármacos (Rosskopf et al., 1992) 3 Tras la inducción, quedan «retenidas» en los sacos aéreos concentraciones elevadas del fármaco anestésico, lo que puede producir mortalidad Coeficiente de partición sangre gas Cuanto mayor es su valor, mayor es la solubilidad en la sangre y la distribución tisular 1,4 a 37°C La solubilidad muy baja permite la inducción rápida y la recuperación rápida, con menos retención en los tejidos corporales si se compara con el halotano 2,3 a 37°C La solubilidad mayor aumenta las posibilidades de redistribución desde los compartimentos del organismo hacia la circulación tras la inducción, y una recuperación más lenta que con isoflurano Nivel del metabolismo Cualquier metabolismo ralentiza la velocidad de eliminación del organismo, y los metabolitos suelen causar un efecto de «resaca» 0,3% Prácticamente el metabolismo no permite la excreción exclusiva mediante respiración. Se ha utilizado isoflurano al 2% para la anestesia prolongada y la recuperación sigue siendo rápida, produciéndose en 6 min, y se considera que la recuperación completa se produce en 21 min (Clutton, 1986) 15-20% Debido al aumento de la distribución en los tejidos corporales (asociado a un coeficiente mayor de participación de gas y sangre) y a un aumento del metabolismo, la recuperación es más lenta que con isoflurano. La recuperación se retrasa si existe alguna hepatopatía subyacente Relajación muscular Muy buena Escasa Analgesia Buena Escasa Efectos respiratorios Poca depresión respiratoria Depresión respiratoria notable Efectos cardíacos Posibilidad de depresión miocárdica ligera, con pocos o ningún cambio de la frecuencia cardíaca (Jenkins, 1993) Depresión miocárdica notable. Existe sensibilización a catecolaminas Contraindicaciones No existen informes Disfunción hepática, trastornos cardiovasculares o liberación de catecolaminas Sobredosis Generalmente produce apnea antes de parada cardíaca. Esto permite un cambio adecuado a la ventilación artificial inmediata, dando lugar a la recuperación completa Apnea y parada cardíaca que generalmente se producen simultáneamente, haciendo la ventilación artificial y la recuperación completa más difíciles que con isoflurano sí se recomienda el uso de un vaporizador dedicado para administrar una concentración exacta (sin tener en cuenta la temperatura o la presión del aire, dentro de determinados rangos). Lo ideal es que la máquina anestésica esté en un carrito móvil con repisas para colocar el equipo de monitorización, como los monitores respiratorios y cardíacos, junto con los fármacos, por si se produce una emergencia (fig. 4.4). No es posible utilizar el mismo vaporizador para el halotano y el isoflurano debido a las diferencias de estos líquidos volátiles, a menos que se limpie el vaporizador y se recalibre antes de cada cambio. Una máquina de anestesia con un accesorio «Selectatec» permite el intercambio fácil entre los vaporizadores dedicados si es necesario, como para diferentes clases, por ejemplo. El uso de la VPPI en las aves anestesiadas tiene varias ventajas (fig. 4.5) y esto permite controlar no sólo la velocidad y profundidad de la respiración, sino también la oxigenación y prevenir la hipercapnia. Figura 4.4 Carro de anestesia con vaporizador para isoflurano, monitor respiratorio, monitor cardíaco y botiquín de urgencias. Figura 4.5 Ventilación con presión positiva intermitente en un loro gris (Psittacus erithacus). Anestesia volátil ● 141 Si se utiliza VPPI, intubación y un circuito adecuado o una mascarilla facial, la velocidad de flujo de oxígeno hasta los pulmones debe mantenerse alta con el fin de prevenir la hipercapnia. La velocidad del flujo del gas debe ser como mínimo tres veces el volumen minuto normal (es decir, aproximadamente 3 ml/g de peso corporal: un amazonas [Amazona sp.] de 400 g necesita 1,21 l/min), aunque yo utilizo 2-3 l/min independientemente del tamaño. Mascarilla facial El isoflurano permite un método relativamente fácil de inducción mediante mascarilla facial (excepto para las aves buceadoras), disminuyendo muchas de las complicaciones del manejo y la inyección y el estrés que suponen estas intervenciones. Por lo tanto, el circuito anestésico más básico consta de un vaporizador, una fuente del gas portador (generalmente oxígeno) y una mascarilla facial. Para mantener al ave relajada y prevenir e impedir el aleteo, el paciente debe sujetarse correctamente, por ejemplo con una toalla (figs. 4.6-4.8). Las mascarillas faciales pueden comprarse o pueden © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 4.6 Sujeción de un loro gris con una toalla antes de la inducción mediante mascarilla facial. Figura 4.7 Inducción con mascarilla facial de un loro gris con anestesia con isoflurano. Figura 4.8 Uso de una mascarilla de Hall para inducción en un avestruz (Struthio camelus). fabricarse con elementos desechables como las fundas de las jeringas (para aves pequeñas, fig. 4.9) o botellas de plástico blando (para los guacamayos o las aves de pico Figura 4.9 Anestesia de un canario (Serinus canaria) antes de eliminar un quiste de las plumas, con el cartucho de una jeringa adaptado como una máscara facial. Figura 4.10 La parte superior cortada de una botella de plástico, con los bordes protegidos con esparadrapo, se convierte en una mascarilla ideal para un guacamayo azul y amarillo (Ara ararauna). 142 ● CAPÍTULO 4: Anestesia y cirugía de las partes blandas Figura 4.11 Se ha fabricado una mascarilla facial grande con una botella de plástico para aves de pico largo como los tucanes (Ramphastos sp.). Figura 4.13 Una caja de transporte adaptada con Perspex se convierte en una cámara de inducción anestésica adecuada. Figura 4.12 Puede cortarse una mascarilla facial con una jeringa para permitir el acceso al área del ojo mientras se mantiene la anestesia sin intubación. Figura 4.14 Una cámara anestésica unida a una máquina de anestesia y tubos de evacuación. grande, figs. 4.10 y 4.11). Las ventajas de utilizar mascarillas faciales desechables son la eliminación del riesgo de que se contagien infecciones entre las aves y suelen ser mascarillas más adecuadas para las aves que las que existen en el mercado. Si no se utiliza una mascarilla facial desechable, es importante que la mascarilla se limpie bien antes de volver a utilizarla en otro paciente. Las mascarillas faciales tienen inconvenientes, especialmente si se va a explorar o a realizar una intervención alrededor de la cabeza, aunque la mascarilla puede adaptarse a ello (fig. 4.12). Intubación endotraqueal Cámaras anestésicas Para las aves que es probable que estén muy estresadas debido al manejo necesario para colocar la mascarilla, se recomienda el uso de una cámara anestésica (figs. 4.13 y 4.14). Las aves tienden a no sufrir estrés negativo cuando están en una cámara anestésica, especialmente si el fármaco anestésico volátil es isoflurano. Las cámaras anestésicas pueden ser muy simples, como una caja y una bolsa colocada sobre ella dentro de la que se introduce el anestésico volátil, o cámaras construidas especialmente para esta finalidad conectadas a una máquina de anestesia y con capacidad de evacuación. Las desventajas principales de utilizar las cámaras anestésicas suelen ser el coste y un aumento ligero del tiempo antes de la intubación si se comparan con las aves a las que se les ponen mascarillas. Una vez que se ha inducido un paciente, aunque es posible mantener la anestesia sólo con una mascarilla facial (fig. 4.15), debe considerarse la intubación endotraqueal excepto para las intervenciones más cortas. Debe proporcionarse una vía aérea para permitir mantener al ave bajo anestesia y también para realizar la ventilación si se produce apnea. La intubación de las aves es fácil, debido a que la glotis está colocada hacia delante por detrás de la base de la lengua (figs. 4.16 y 4.17). Con la boca abierta y sujeta y, en el caso de las psitácidas, tirando de la lengua suavemente hacia delante, puede introducirse una sonda del tamaño adecuado a través de la glotis (fig. 4.18). Incluso los periquitos y las cacatúas pequeños pueden intubarse utilizando cánulas cortadas o catéteres (fig. 4.19), aunque estas sondas de pequeño diámetro pueden bloquearse con las secreciones respiratorias. Debido a las grandes diferencias que existen en cuanto al tamaño en las aves, también hay que disponer de un amplio rango de sondas, que pueden ser sondas fabricadas especialmente o catéteres intravenosos o sondas urinarias cortadas o prefabricadas (figs. 4.20 y 4.21). La mayor ía de los catéteres y cánulas están conectadas a un cebo y por lo tanto pueden conectarse a un circuito anestésico (fig. 4.22) utilizando una jeringa de 2 ml pequeña fijada sobre un adaptador endotraqueal (generalmente de 8,5 mm). Anestesia volátil ● 143 Figura 4.15 Un loro gris mantenido con anestesia con una mascarilla facial. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 4.18 Intubación de un loro gris anestesiado con una sonda endotraqueal de Bethune de 2,5 mm. Figura 4.16 Un loro gris anestesiado en el que se aprecia la abertura de la glotis y la base de la lengua. Figura 4.19 Catéter intravenoso reducido que sirve como una sonda endotraqueal ideal para un periquito (Melopsittacus undulatus). Figura 4.17 Abertura de la glotis de un búho real (Bubo bubo). Compárese con la figura 4.16. Figura 4.20 Una selección de sondas endotraqueales de Bethune adecuadas para aves. 144 ● CAPÍTULO 4: Anestesia y cirugía de las partes blandas las válvulas. Se ha demostrado que, en las aves, la intubación es necesaria para permitir la ventilación, y también permite evacuar los gases de desecho, un requisito que cada vez se incluye más en la legislación de la mayor ía de los países. La evacuación de los gases de desecho con una mascarilla facial abierta es dif ícil, si no imposible, a menos que se utilice un sistema de evacuación activo más caro, como Fluvac (diseñado para mascarillas faciales). Intubación de los sacos aéreos Figura 4.21 Cánulas intravenosas preparadas o sondas urinarias con un adaptador para la jeringa. Una vez intubado, el ave debe mantenerse con un sistema de Bethune o Ayre con forma de T (fig. 4.23). No deben utilizarse circuitos circulares para los pacientes aviarios, ya que no pueden ejercer una fuerza suficiente para abrir Figura 4.22 Un circuito anestésico de Bethune unido a una sonda evacuadora y un monitor respiratorio. Figura 4.23 Circuito de Bethune unido a una sonda endotraqueal de Bethune. Obsérvese la disminución del espacio muerto entre el circuito y el ave. Cuando se realiza cirugía alrededor del pico, la cabeza o la cara, una mascarilla o incluso una sonda traqueal pueden limitar el acceso. La presencia de los sacos aéreos y el flujo del aire único desde los sacos aéreos abdominal y torácico caudal hacia los pulmones significan que, cuando se coloca una sonda dentro de los sacos aéreos, pueden introducirse gases anestésicos (figs. 4.24 y 4.25). La zona para la colocación de una sonda en un saco aéreo es una cuestión preferente, pero habitualmente es parecida a la zona elegida para la exploración endoscópica. Tradicionalmente, esto se hace a la izquierda justo detrás Figura 4.24 Colocación de una sonda en un saco aéreo en un guacamayo macao (Ara macao). Figura 4.25 Un búho sujeto con la cabeza metida en una mascarilla de respiración con oxígeno al 100% mientras se coloca una sonda en el saco aéreo. Monitorización de la anestesia de las costillas, aunque Sinn (1994) ha indicado el uso de sondas endotraqueales o sondas de caucho dentro de los sacos aéreos clavicular o torácico caudal. La colocación de la sonda en el saco aéreo generalmente se realiza después de la inducción mediante inyección, mascarilla facial o cámara anestésica. En los casos de obstrucción grave de las vías respiratorias, es posible colocar la sonda en un ave consciente con inmovilización f ísica. La colocación de una sonda en un ave consciente es rápida y parece que causa pocas molestias o poco estrés negativo. En situaciones urgentes, para reducir los riesgos que se han asociado a la disnea respiratoria causada por el manejo, el ave puede sujetarse con la cabeza dentro de una mascarilla en la que se está liberando oxígeno al 100% (Lawton, 1996b). Debe colocarse una sonda tan grande como sea posible (de calibre 14 French) unida al circuito anestésico. Es necesaria la VPPI a través de la sonda colocada mientras el ave esté anestesiada, ya que las aves con intubación en un saco aéreo generalmente dejan de respirar espontáneamente debido a la expulsión de todo el dióxido de carbono del sistema respiratorio (Korbel et al., 1993). Las aves ventiladas no respirarán otra vez espontáneamente hasta que se termine la perfusión a través del saco aéreo y aumenten las concentraciones sanguíneas de dióxido de carbono. La sonda puede retirarse tras la intervención o dejarse in situ en casos de disnea (p. ej., después de la cirugía del cuello o en caso de tapones de aspergilosis en la siringe). Anestesia inyectable Si se va a utilizar un fármaco inyectable, el ave debe pesarse con precisión. Sin un peso exacto no es posible calcular una dosis precisa, y puede producirse sobredosificación e incluso la muerte. Si se realiza la inducción con un fármaco anestésico volátil, es menos estresante pesar al ave después de la inducción pero antes de administrar cualquier otro fármaco. En la tabla 4.2 se enumeran los agentes anestésicos inyectables. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Monitorización de la anestesia A pesar de que el isoflurano se considera muy seguro, no hay excusas para no realizar la monitorización durante la anestesia. La profundidad de la anestesia sólo puede controlarse correctamente si el ave se monitoriza de forma cuidadosa y continua. La monitorización de las aves debe abordarse exactamente de la misma forma que la monitorización de cualquier especie de mamífero, aunque se considera más dif ícil (Flammer, 1989). Reflejos En las aves, los reflejos que mejor pueden vigilarse son los reflejos palpebrales, los reflejos corneales, el reflejo de la cera, el reflejo de la punción en los dedos y el tirón de las alas. A medida que la anestesia del ave es más profunda, los reflejos estándar se hacen más lentos y disminuyen en intensidad, y posteriormente desaparecen. Los reflejos del ● 145 dedo (fig. 4.26), la cera y el ala desaparecen cuando el ave entra en un plano medio de anestesia. El reflejo corneal (fig. 4.27) generalmente es el último reflejo que desaparece y demuestra que el ave está en un plano muy profundo de anestesia (Lawton, 1996a). También debe evaluarse el tono de la mandíbula: se vuelve menos tenso cuando el ave entra en un plano medio de anestesia. Volumen circulatorio Se cree que las aves toleran mejor la pérdida de sangre que los mamíferos (Heard, 1997), aunque la hemorragia sigue siendo un problema. La cantidad de sangre que se pierde durante la cirugía debe vigilarse cuidadosamente (si es necesario, midiendo las torundas) y debe considerarse la fluidoterapia e incluso la transfusión sanguínea. En una situación urgente puede utilizarse sangre de paloma para la mayor ía de las especies, aunque esta intervención siempre tiene un riesgo, incluyendo las infecciones víricas. El peso del ave antes y después de la cirugía permite evaluar la pérdida de líquido. Aunque existen muchos cálculos diferentes de las necesidades de líquido, Sinn (1994) indicó que las necesidades diarias normales son de aproximadamente el 5% del peso corporal en mililitros, mientras que las aves deshidratadas pueden necesitar hasta el 10% del peso corporal en mililitros. Si la ingestión diaria es inferior al 5%, deben tenerse en cuenta los suplementos. Dolor La respuesta del ave durante la cirugía a los estímulos dolorosos suele apreciarse como un cambio de la respiración, la frecuencia cardíaca o el movimiento. Se recomienda controlar el dolor durante la anestesia y después de la misma. Los analgésicos (especialmente cuando se utilizan fármacos anestésicos con pocas propiedades analgésicas) permiten un mantenimiento más estable de la anestesia y disminuyen la posibilidad de shock quirúrgico. En la tabla 4.3 se ofrece una lista de los fármacos analgésicos adecuados; v. también Anestesia local y analgesia, más adelante. Electrocardiograma En las figuras 4.28-4.32 se ilustra el equipo electrocardiográfico (ECG) y la colocación de los electrodos. Siempre que es posible, se recomienda utilizar un monitor cardíaco, aunque puede utilizarse un fonendoscopio esofágico. Los monitores cardíacos son fundamentales cuando se utilizan determinados fármacos anestésicos, como xilacina, para apreciar si se produce bloqueo auriculoventricular. Habitualmente, los electrodos se colocan sobre el tarsometatarsiano lateral distal y las articulaciones carpianas de las dos alas (Burtnick y Degernes, 1993) utilizando pinzas atraumáticas o agujas de plata (v. figs. 4.29 y 4.30). La frecuencia cardíaca es espectacularmente eficaz como complemento para evaluar el dolor (v. figs. 4.31 y 4.32). Cuando una cacatúa siente dolor no es poco habitual que su frecuencia cardíaca aumente de 300 latidos/min a alrededor de 700 latidos/min (Lawton, 1996a). La frecuencia cardíaca nunca debe caer por debajo de 120 latidos/min (Doolen y Jackson, 1991). 146 ● CAPÍTULO 4: Anestesia y cirugía de las partes blandas TABLA 4.2 Fármacos anestésicos inyectables Fármaco Dosis y vía Comentarios sobre su uso Inconvenientes Alfaxalona/alfadolona 5-10 mg/kg i.v.; 36 mg/kg i.m., i.p. Se ha considerado que la alfaxalona/ alfadolona es un fármaco anestésico relativamente bueno (Harcourt-Brown, 1978). Tiene un margen amplio de seguridad, pero sólo una duración corta de acción (Mandelker, 1987). Los grandes volúmenes necesarios hacen que la vía i.v. sea la preferida. Ahora existen mejores alternativas a este fármaco Tras la administración i.v. suele producirse apnea transitoria (Cooper y Frank, 1973, 1974), que puede ser alarmante. Las vías i.p. o i.m. producen inmovilización, pero poca analgesia (Cooper y Frank, 1973, 1974). Existen informes sobre muertes cuando se ha utilizado en halcones de cola roja (Cooper y Redig, 1975) Ketamina 20-50 mg/kg s.c., i.m. o i.v. En las aves acuáticas 18 mg/kg, con otras dosis en incrementos de 9 mg/kg cuando sea necesario, y se ha observado que produce buena inmovilización (Borzio, 1973). Forbes (1991) recomendó una dosis decreciente: 30 mg/ kg hasta 150 g de peso corporal, 20 mg/kg para 200-400 g, 10 mg/kg para hasta 1 kg y sólo 5 mg/ kg para las aves de más de 2 kg Se informó por primera vez sobre su uso en aves en 1972 (Mandelker, 1972). Históricamente, la ketamina fue el fármaco de elección; ahora se utiliza menos en medicina aviaria, aunque es útil para disminuir el estrés cuando se manejan las especies más grandes como los cisnes y otras aves acuáticas La ketamina se ha utilizado por vía oral (Garner, 1988) como un medio de inmovilizar a los halcones criados en cautividad que han volado y quieren evitar volver a ser capturados. La dosis utilizada fue de 10 mg/kg en un trozo de 30 g de carne, aunque tardó hasta 2 h en hacer el efecto deseado. Esta vía puede también utilizarse para coger patos de un estanque, pavos reales que están en libertad, etc. La ketamina puede proporcionar hasta 30 min de anestesia, y el animal se recupera completamente a las 3 h (Ensley, 1979). La velocidad de recuperación depende de la dosis, que es inversamente proporcional al tamaño corporal (Boever y Wright, 1975). Las aves acuáticas grandes tienden a recuperarse más despacio debido a su metabolismo más lento La ketamina por sí misma es un buen sedante pero un mal anestésico, con mala relajación muscular y poca analgesia, aunque produce poca depresión respiratoria o cardiovascular (Flammer, 1989). Con ketamina se observa hipus (contracción y dilatación rítmicas de la pupila) hasta que el ave entra en un plano de anestesia profundo (Lawton, 1984) Durante la recuperación suele producirse aleteo, incluso cuando se utiliza combinada con tranquilizantes. Esto puede durar varios minutos (Mandelker, 1987) La ketamina se elimina por los riñones Puede observarse intoxicación en aves debilitadas o deshidratadas y en las que tienen disfunción renal. Los líquidos intravenosos pueden acelerar la recuperación de la ketamina causando diuresis Las dosis de 35 mg/kg i.v. pueden causar parada cardíaca inmediata o apnea prolongada seguida por parada cardíaca en algunas rapaces, y las que sobreviven tienen convulsiones después de la inducción (Redig y Duke, 1976) Ketamina/ diazepam o midazolam Ketamina 10-30 mg/kg i.v. y diazepam 1-1,5 mg/ kg i.m. o 0,2 mg/kg de midazolam s.c., i.m. Existen buenas combinaciones que permiten una inducción y recuperación suaves cuando se compraran con ketamina sola. El beneficio del midazolam es que puede mezclarse en la misma jeringa con ketamina, mientras que el diazepam tiene que administrarse en una inyección independiente Mandelker (1988) consideraba que eran las combinaciones más eficaces disponibles pero, con la introducción de medetomidina, que puede revertirse, esto ya no es así Ketamina/ medetomidina 1,5-2 mg/kg de ketamina 60-85 μg/ kg de medetomidina i.m. (puede revertirse con atipamezol, 250-380 μg/ kg i.m.) Añadir medetomidina proporciona propiedades sedantes y analgésicas, con buena relajación muscular y sin arritmias ni depresión respiratoria (Jalanka, 1989). Esta combinación es especialmente buena para las aves acuáticas La medetomidina tiene efectos hipotensores, produce bradicardia e hipotermia Ketamina/ xilacina 4,4 mg/kg ketamina 2,2 mg/kg de xilacina i.v. (después se revierte con yohimbina 0,1 mg) (Puede utilizarse atipamezol, 250-380 μg/ kg i.m., para invertir los efectos de la xilacina) La acción sinérgica de la combinación de xilacina con ketamina produce una inducción suave y mejora la relajación muscular sin causar dificultades en cuanto a la recuperación debido al efecto residual de la ketamina (Degernes et al., 1988). Petruzzi et al. (1988) observaron que 18,5 mg/kg de ketamina y 1,5 mg/kg de xilacina eran eficaces en las rapaces No puede invertirse, la recuperación es prolongada y puede producirse depresión postoperatoria, que hace que el ave sea incapaz de mantenerse en la percha correctamente o incapaz de alimentarse, lo que da lugar a hipotermia, hipoglucemia e incluso la muerte (Lawton, 1984). Lumeij (1993) también observó dos muertes posquirúrgicas (24 y 50 h) en azores, que fueron atribuibles a bradicardia sinusal grave Propofol 1,33-14 mg/kg i.v. Margen de seguridad muy elevado y se metaboliza fácilmente. Inducción muy suave y rápida y buena relajación muscular con una duración corta, de 2-7 min (Heard, 1997) Coste elevado. El propofol se metaboliza demasiado rápidamente en las aves para tener una utilidad realista por sí mismo como fármaco para cirugía. La combinación de propofol e isoflurano puede causar dificultades para mantener al ave anestesiada. El propofol Monitorización de la anestesia ● 147 TABLA 4.2 Fármacos anestésicos inyectables (cont.) Fármaco Fármaco Fármaco Fármaco i.v. se considera más estresante que la inducción con mascarilla con isoflurano (Lawton 1996a, 1996b) Tiletamina/zolazepam 5-10 mg/kg i.m. La tiletamina es un derivado de la penciclidina que es más potente que la ketamina. Esta combinación proporciona buena inmovilización y se considera segura (Kreeger et al., 1993) La tiletamina produce convulsiones a menos que se administre con un sedante, así como la combinación preparada Xilacina 1-20 mg/kg i.m. o i.v. (se revierte con yodocloruro de yohimbina, 0,1-0,2 mg/kg i.v. o atipamezol 250-380 mg/kg i.m.) Rara vez se utiliza como agente único La xilacina por sí misma es poco fiable, produce bradicardia y bloqueo AV y es un gran depresor respiratorio (Mandelker, 1987). El efecto de bradicardia puede reducirse si se utiliza atropina. Las rapaces pueden demostrar hipersensibilidad a los estímulos externos, incluyendo aumento de temblores, vocalización y respiración trabajosa, y a dosis mayores no aumenta la profundidad de la sedación (Freed y Baker, 1989) AV, auriculoventricular; i.m., por vía intramuscular; i.p. por vía intraperitoneal; i.v., por vía intravenosa; s.c., por vía subcutánea. Figura 4.26 Demostración del reflejo de pinchazo en el dedo de un loro gris. Figura 4.27 El reflejo corneal es uno de los últimos reflejos que se pierde tras la anestesia. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. TABLA 4.3 Fármacos analgésicos Fármaco Posología Comentarios Buprenorfina 0,02 mg/kg i.m. Analgésico opiáceo que puede producir algo de depresión respiratoria Considero que esta, en combinación con carprofeno, es la mejor analgesia para los traumatismos graves Butorfanol 3 mg/kg i.m. Se ha utilizado en periquitos (Bauck, 1990) Carprofeno 5-10 mg/kg i.v., i.m. o v.o. Analgésico muy eficaz que puede utilizarse combinado con buprenorfina para producir un efecto sinérgico en los casos de dolor intenso He utilizado este fármaco para el tratamiento a largo plazo de trastornos dolorosos sin observar efectos secundarios Flunixino-meglumina 1-10 mg/kg i.m. Se ha utilizado, pero se considera que el carprofeno es más eficaz Ketoprofeno 5-10 mg/kg i.m. Mejor que el flunixino, pero no tan bueno como el carprofeno Meloxicam 0,5-1 mg/kg v.o. dos veces al día La vida media es más corta en las aves grandes que en las aves pequeñas (Wilson et al., 2004) i.m., por vía intramuscular; i.v., por vía intravenosa; v.o., por vía oral. 148 ● CAPÍTULO 4: Anestesia y cirugía de las partes blandas Figura 4.28 Pinza de ECG pequeño adecuado, que es relativamente atraumática. Figura 4.29 Colocación de una pinza de ECG en el ala, a nivel del codo, en un loro gris. Figura 4.30 Colocación estándar de los electrodos para monitorización con ECG en un loro africano: uno a cada lado y uno en la pata derecha. Figura 4.31 Aspecto del trazado del ECG en un loro gris anestesiado. También pueden utilizarse aparatos de flujo Doppler, que pueden producir una señal audible del flujo arterial, así como servir para monitorizar la frecuencia y el ritmo cardíacos (Heard, 1997). Algunos fabricantes comercializan una sonda cloacal, o puede utilizarse una sonda pediátrica como alternativa. Monitorización de la respiración Figura 4.32 El mismo trazado del ECG del loro gris que se muestra en la figura 4.31, pero después de una respuesta al dolor. El trazado del ECG es un método muy bueno para establecer la profundidad de la anestesia en los pacientes aviarios. La monitorización electrónica de la respiración se ha considerado el mejor indicador de la profundidad y la estabilidad de la anestesia en ausencia de respuesta al dolor. El patrón de la respiración también es importante; debe ser estable y monitorizarse continuamente durante la anestesia (figs. 4.33 y 4.34). Un cambio súbito del patrón, especialmente de la respiración profunda (de superficial a profunda), puede indicar que el plano de anestesia del ave se está haciendo menos profundo o que el ave Monitorización de la anestesia © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 4.33 Monitorización cuidadosa de un búho anestesiado con un monitor respiratorio y vigilancia visual continua. está sintiendo dolor. Generalmente, cuando el ave entra en un plano más profundo de anestesia, disminuyen la frecuencia y la profundidad. Dependiendo del tamaño corporal del ave, la frecuencia respiratoria no debe disminuir por debajo de 25-50 respiraciones/min (Doolen y Jackson, 1991); a partir de esta frecuencia existe un riesgo de hipercapnia. La frecuencia respiratoria de cualquier ave anestesiada nunca debe caer por debajo de su frecuencia normal en reposo (Coles, 1985). La mayor ía de los monitores respiratorios actúan por los cambios térmicos entre los gases inspirados y espirados. Esto puede hacer que sea dif ícil realizar las medidas en las aves pequeñas, especialmente cuando las velocidades del flujo de los gases que se transportan fr íos son elevadas. Un monitor cardíaco sensible, (especialmente si tiene un amplificador) capta el movimiento de los músculos respiratorios y constituye otro método de evaluar la respiración. La pulsioximetr ía con una sonda cloacal es útil para evaluar la oxigenación de la sangre y también la frecuencia respiratoria. El uso de la VPPI permite al anestesista proporcionar una velocidad y profundidad de la respiración definidas y correctas, eliminando así la necesidad de otra monitorización. Esto es especialmente útil en los pacientes con trastornos respiratorios subyacentes. La respiración debe monitorizarse cuidadosamente (incluso por el cambio del movimiento del esternón) hasta que el ave está completamente recuperada de la anestesia. Si se está utilizando isoflurano, debe considerarse mantener controlada al ave hasta que se recupere lo suficiente para mantenerse en una percha (o para dejarse en libertad), de forma que se la pueda observar continuamente. Cuando se han utilizado fármacos inyectables, puede ser necesario mantener al ave atada o envuelta en un paño para evitar que se lastime o se haga daño en la cabeza o las alas; esto es especialmente importante cuando se utiliza ketamina (sola o combinada). Temperatura Hay que proporcionar calor antes de la inducción, durante la anestesia y en el per íodo de recuperación (fig. 4.35). Es posible que las aves anestesiadas no puedan mantener ● 149 Figura 4.34 Tras una intervención quirúrgica, un loro gris se desconecta del circuito electrónico, pero se coloca una sonda de monitorización respiratoria al tubo para seguir vigilando la respiración hasta que el ave esté completamente recuperada. Figura 4.35 Un loro gris recuperándose de la anestesia se coloca en una jaula con una lámpara de infrarrojos cerca para proporcionarle más calor. Hay que tener cuidado para no calentar demasiado al ave. su temperatura corporal central de forma adecuada (figs. 4.36 y 4.37). Las aves enfermas que intentan mantener una temperatura central alta pueden volverse hipoglucémicas debido a la hipotermia. La hipotermia puede causar vasoconstricción periférica, bradicardia, hipotensión y, cuando es intensa, fibrilación ventricular (Heard, 1997). Anestesiar a un ave y colocarla en una mesa de operaciones fr ía puede producir una caída rápida de la temperatura corporal. Generalmente, la temperatura corporal central de las aves es de entre 40-44 °C (CarterStorm, 1988), y en las aves más pequeñas puede ser de 41 °C (Cooper, 1989). La eliminación excesiva de plumas o el lavado preoperatorio o la aplicación de alcohol quirúrgico en la zona de la cirugía producirán una pérdida del aislamiento y pérdida de calor. Las aves anestesiadas deben colocarse en una toalla o en Vetbed® térmico; el uso de almohadillas calientes o luces también puede ayudar a disminuir la pérdida de calor, pero hay que tener mucho cuidado para prevenir el sobrecalentamiento o las quemaduras. También pueden utilizarse los plásticos con burbujas o las hojas «separadoras» para envolver a la mayor ía de las aves y prevenir la pérdida innecesaria de calor. El uso de OpSite® (Smith & Nephew, fig. 4.38) 150 ● CAPÍTULO 4: Anestesia y cirugía de las partes blandas Figura 4.36 Colocación de una sonda de temperatura en la cloaca de un gavilán mixto (Parabuteo unicinctus). Figura 4.37 Un gavilán mixto o de Harris anestesiado en el que se está monitorizando de la temperatura corporal central mediante una sonda cloacal. seguridad para realizar diferentes intervenciones médicas. En las figuras 4.39 y 4.40 se ilustra la administración de anestesia con isoflurano a un halcón gerifalte (Falco rusticolus). Figura 4.38 El uso de paños quirúrgicos OpSite® permite eliminar el menor número de plumas posible en el momento de la cirugía. Disminuyendo la cantidad de plumas que se quitan no se alteran las propiedades aislantes del plumaje durante el período postoperatorio. Figura 4.39 Técnico veterinario anestesiando a un halcón gerifalte (Falco rusticolus) dentro de un hospital de campo. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) permite mantener una zona quirúrgica limpia de forma adecuada sin necesidad de quitar las plumas al ave. Los gases anestésicos fr íos también enfr ían a las aves, pero es poco lo que puede hacerse para prevenirlo, aparte de intentar que la anestesia dure lo menos posible. La temperatura cloacal debe vigilarse durante la anestesia (Doolen y Jackson, 1991). Asimismo, debe realizarse una evaluación continua del nivel de hemorragia durante la cirugía para prevenir un shock quirúrgico y la hipotermia resultante. Anestesia en condiciones de campo Actualmente, en las cacer ías modernas que se realizan en Oriente Medio se lleva un hospital de campo completamente equipado en el que los halcones pueden anestesiarse con Figura 4.40 El mismo halcón de la figura 4.39. Obsérvese que se ha dejado puesta la capucha al halcón mientras su cabeza está dentro de la mascarilla facial. Esto facilita el manejo y la inmovilización durante el período de inducción. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Anestesia local BIBLIOGRAFÍA Bauck L (1990) Analgesics in avian medicine. 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Howlett Anestesia local Los anestésicos locales tienen una aplicación limitada y no se utilizan de forma habitual para anestesiar a las aves, en parte porque se cree que las aves son muy sensibles a los analgésicos locales. Es fácil que se produzca sobredosis, y las concentraciones más altas del fármaco 152 ● CAPÍTULO 4: Anestesia y cirugía de las partes blandas pueden ser tóxicas. Otra consideración es que las aves tienen que restringirse f ísicamente incluso cuando se utiliza un anestésico local con éxito. La inmovilización f ísica puede ser muy estresante para el ave y por lo tanto no tienen ninguna ventaja sobre administrar un anestésico general. ● Lignocaína Flunixino-meglumina Si se utiliza como anestésico local, la dosis debe diluirse al 0,2% o menos. ● ● Analgesia Se han realizado pocos estudios sobre los efectos de los analgésicos en las aves. Se cree que tienen un umbral del dolor relativamente alto. Los siguientes fármacos, que se han desarrollado para su uso en caballos o perros, se han utilizado en las aves sin que se produjeran efectos adversos (Ritchie y Harrison, 1994). Para obtener información más reciente, se recomienda al lector que consulte las revisiones de Paul-Murphy (2006) y Marx (2006). ● ● ● Fármacos analgésicos ● Posología: 1-2 mg/kg i.m. en los loros grises y 1-3 mg/kg i.m. en los amazonas de La Española (PaulMurphy et al., 1999; Paul-Murphy y Ludders, 2001). Contraindicaciones: debe utilizarse con cuidado en las aves con hepatopatías. Presentación: ● Finadyne inyectable: flunixino-meglumina, 10 mg/ml. ● Gránulos de finadyne: flunixino-meglumina, 250 mg/paquete de 10 g. ● Comprimidos de finadyne: flunixino-meglumina, 5 mg, 20 mg. Empresa farmacéutica: Schering-Plough Animal Health (Reino Unido). Usos: la flunixino-meglumina es un no esteroideo potente, no narcótico, con propiedades antiinflamatorias, antiendotóxicas y antipiréticas. Puede ser útil en algunos casos de shock y traumatismo. Uso antipirético en el caso de hipertermia. Posología: 1-10 mg/kg. Contraindicaciones: puede causar vómitos y diarrea en algunas aves. Ácido acetilsalicílico ● ● ● Presentación: comprimidos de aspirina: ácido acetilsalicílico, 5 g, 60 g. Usos: puede ser eficaz como analgésico, antipirético y antiinflamatorio en algunas especies. Posología: no existen recomendaciones para la posología. Murray (1994) recomienda 30 mg/200 g de peso corporal sin que se produzcan efectos adversos. Carprofeno ● ● ● ● ● Hidrocloruro de buprenorfina ● ● ● ● ● Presentación: Vetergesic: hidrocloruro de buprenorfina, 0,3 mg/ml. Empresa farmacéutica: Animalcare Limited (Reino Unido). Usos: la buprenorfina es un analgésico potente (opiáceo) de acción larga y sedante que se utiliza para aliviar el dolor postoperatorio en los perros y que parece ser eficaz para controlar el dolor en los pacientes aviarios. Posología: una dosis de 0,1-0,5 mg/kg para proporcionar analgesia postoperatoria. Contraindicaciones: no debe utilizarse en las aves con trastornos hepáticos o de la función respiratoria, ni con otros analgésicos opiáceos. Ketoprofeno ● ● ● ● ● ● ● ● Presentación: ● Inyección de torbugesic: tartrato de butorfanol, 10 mg/ml. ● Inyección de torbutrol: butorfanol, 0,5 mg/ml. ● Comprimidos de torbutrol: butorfanol, 1 mg, 5 mg, 10 mg. Empresa farmacéutica: Willows Francis (Reino Unido). Usos: el butorfanol es un opiáceo sintético que se ha utilizado por sus efectos antitusivos y para la analgesia y la sedación. Se ha utilizado para controlar el dolor abdominal; puede utilizarse para el dolor posquirúrgico. Presentación: Ketofen 10% inyectable: ketoprofeno, 100 mg/ml; Ketofen en comprimidos de 5 mg, 20 mg. Empresa farmacéutica: Rhone Mérieux (Reino Unido). Usos: el ketoprofeno es un fármaco antiinflamatorio no esteroideo, no narcótico, potente, con propiedades analgésicas y antipiréticas. Posología: 5-10 mg/kg i.m. Contraindicaciones: no debe utilizarse en animales con trastornos de la función hepática, renal o cardíaca. Indometacina de cobre ● Butorfanol Presentación: Zenecarp inyectable: carprofeno 50 mg/ml. Empresa farmacéutica: C-Vet Veterinary Products (Reino Unido). Usos: el carprofeno es un fármaco antiinflamatorio no esteroideo con propiedades analgésicas y antipiréticas. Posología: 5-10 mg/kg i.m. Contraindicaciones: no debe utilizarse en animales con trastornos renales, hepáticos o cardíacos. ● ● ● Presentación: Vetapharm Avi-gesic: indometacina de cobre, 0,2 mg/ml. Empresa farmacéutica: Vetapharm, Wagga Wagga (Australia). Usos: la indometacina de cobre es un fármaco antiinflamatorio no esteroideo con propiedades analgésicas para las aves. Posología: 0,2 ml/100 g i.m. Meloxicam ● Presentación: ● Metacam® (meloxicam) suspensión oral, 1,5 mg/ml. ● Metacam® (meloxicam) inyectable, 5 mg/ml. Hipotermia ● ● ● ● Empresa farmacéutica: Boehringer Ingelheim (Reino Unido). Usos: el meloxicam es un AINE selectivo de COX2 con propiedades antipiréticas, analgésicas y antiinflamatorias. Puede utilizarse para controlar el dolor postoperatorio, y el dolor agudo y crónico asociado a trastornos musculoesqueléticos. Posología: 0,2-0,5 mg/kg. La suspensión oral puede diluirse para utilizarse en las especies pequeñas y poder administrar una dosis precisa. Contraindicaciones: puede producir alteraciones hepáticas, renales y gastrointestinales. BIBLIOGRAFÍA Marx KL (2006) Therapeutic agents. In: Harrison GJ, Lightfoot TL (eds) Clinical Avian Medicine. Spix Publishing, Palm Beach, FL. Murray M (1994) Management of critical avian trauma cases. In: Fudge A, Jenkins JR (eds) Seminars in Avian and Exotic Animal Pet Medicine: Critical Care. WB Saunders, Philadelphia. Paul-Murphy J (2006) Pain management. In: Harrison GJ, Lightfoot TL (eds) Clinical avian medicine, Spix Publishing, Palm Beach, FL, pp. 233–239. Puntos que deben tenerse en cuenta para prevenir/reducir la pérdida de calor durante la anestesia en las aves ● ● Paul-Murphy J, Brunson DB, Miletic V (1999) A technique for evaluating analgesia in conscious perching birds. American Journal of Veterinary Research 60: 1213–1217. ● LECTURAS COMPLEMENTARIAS Hall LW, Clarke KW (1983) Anaesthesia of birds, laboratory animals and wild animals. In: Hall LW, Clarke KW (eds) Veterinary Anaesthesia, pp. 355–364. Baillière Tindall, London. Lawton MPC (1996) Anaesthesia. In: Beynon PH, Forbes NA, HarcourtBrown NH (eds) Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl, pp. 79–88. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. National Office of Animal Health (1998–99) NOAH – Compendium of Data Sheets for Veterinary Products 1995–96. National Office of Animal Health, Enfield, UK. Paul-Murphy J, Fialkowski J (1991) Injectable anesthesia and analgesia in Birds. In: Gleed RD, Ludders JW (eds) Recent Advances in Veterinary Anesthesia and Analgesia. Companion Animals International Veterinary Information Service (www.vis.org) Ithaca, New York, USA. ● Rosskopf WJ Jr, Woerpel RW (1996) Practical anesthesia administration. In: Rosskopf WJ Jr, Woerpel RW (eds) Diseases of Cage and Aviary Birds, 3rd edn, pp. 664–671. Williams & Wilkins, Baltimore. ● Sinn LC (1994) Anesthesiology. In: Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR (eds) Avian Medicine: Principles and Application, pp. 1066–1088. Wingers Publishing, Lake Worth, FL. 153 rápidos de temperatura corporal durante la anestesia. La pérdida de calor durante la anestesia puede comprometer la supervivencia tras esta. Las aves se vuelven hipoglucémicas en un esfuerzo por producir calor corporal. Aunque se les aporte calor, su temperatura corporal central disminuye. Aplicar calor disminuye la velocidad de la pérdida de calor, especialmente durante un per íodo prolongado. Paul-Murphy J, Ludders J (2001) Avian analgesia. Exotic Animal Practice 4: 35–45. Ritchie BW, Harrison GJ (1994) Formulary. In: Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR (eds) Avian Medicine: Principles and Application, pp. 457–478. Wingers Publishing, Lake Worth, FL. ● ● Asegurarse de que el ave está en un entorno cálido antes de realizar cualquier intervención quirúrgica con anestesia. Las aves deben colocarse en una manta de calor de bajo nivel con una toalla, o deben utilizarse almohadillas de calor con agua circulante durante toda la anestesia, para evitar el contacto con cualquier superficie conductora fr ía y para ayudar a minimizar la pérdida de respuestas fisiológicas debido a la disminución de la temperatura corporal central. La temperatura debe vigilarse durante toda la intervención. Es importante registrar la temperatura cloacal entre 3-5 min para realizar una lectura precisa, tanto si se utiliza un termómetro tradicional como electrónico. Cuanto más dure la intervención, más temperatura se pierde, lo que puede producir arritmias cardíacas y prolongar el tiempo de recuperación. En las pérdidas de temperatura intensas de alrededor de 5,6 °C el ave no se recupera. Si es necesario, puede administrarse más calor mediante lámparas de calor, envolviendo al animal en toallas, empleando goteos i.v. calientes, etc. La hipotermia puede producirse por eliminación excesiva de plumas para la cirugía o por el uso excesivo de alcohol durante la preparación; esto debe mantenerse al mínimo. Los gases anestésicos fr íos que pasan a través de las vías respiratorias también pueden afectar a la temperatura corporal, aunque esto no puede evitarse. Durante la recuperación, el ave debe mantenerse en un entorno caliente y debe seguir vigilándose hasta que se recupera del todo. LECTURAS COMPLEMENTARIAS Coles BH (1985) Anaesthesia. In: Avian Medicine and Surgery, 2nd edn, pp. 125–147. Blackwell Science, Oxford. Hipotermia Harrison GJ, Lightfoot TL (eds) Clinical Avian Medicine. Spix Publishing, Palm Beach, FL. Judith C. Howlett Las aves tienen una tasa metabólica basal alta y una temperatura corporal elevada y por lo tanto metabolizan los fármacos muy deprisa. Las ves son fisiológicamente menos eficaces que los mamíferos para mantener la temperatura corporal, y por lo tanto sufren cambios más Lawton MPC (1996) Anaesthesia. In: Beynon PH, Forbes NA, HarcourtBrown NH (eds) Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl, pp. 79–88. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. Rosskopf WJ Jr, Woerpel RW (1996) Practical anesthesia administration. In: Rosskopf WJ Jr, Woerpel RW (eds) Diseases of Cage and Aviary Birds, 3rd edn, pp. 664–671. Williams & Wilkins, Baltimore. Sinn LC (1994) Anesthesiology. In: Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR (eds) Avian Medicine: Principles and Application, pp. 1066–1088. Wingers Publishing, Lake Worth, FL. 154 ● CAPÍTULO 4: Anestesia y cirugía de las partes blandas Urgencias anestésicas Judith C. Howlett Como cualquier animal que está anestesiado, las aves deben vigilarse regularmente durante toda la anestesia. Actualmente se considera que isoflurano es el anestésico más seguro para las aves. La vigilancia de la anestesia requiere la total atención del anestesista, que puede ser un veterinario o un miembro del personal de enfermer ía veterinario. La frecuencia cardíaca debe vigilarse mediante auscultación con un fonendoscopio o electrónicamente, y debe registrarse regularmente. Si se produce algún cambio, debe actuarse inmediatamente. La frecuencia respiratoria también debe contarse regularmente; un ECG combinado con un monitor respiratorio también es una ventaja. La monitorización regular puede ayudar a minimizar los problemas que pueden producirse y alertar al anestesista cuando ocurren, para que pueda hacer algo inmediatamente. Es muy útil tener un kit de urgencias a mano que incluya fármacos como Dopram (clorhidrato de doxapram), porque pueden encontrarse rápidamente y administrarse cuando sea necesario. Hemorragia ● ● El volumen sanguíneo de las aves es pequeño; hay que tener cuidado para minimizar cualquier hemorragia quirúrgica ya que puede producirse shock y, en los casos graves, la muerte. Deben administrarse líquidos para aumentar el volumen sanguíneo circulatorio. LECTURAS COMPLEMENTARIAS Coles BH (1985) Anaesthesia Avian Medicine and Surgery, 2nd edn, pp. 125–147. Blackwell Science, Oxford. Harrison GJ, Lightfoot TL (eds) Clinical Avian Medicine. Spix Publishing, Palm Beach, FL. Lawton MPC (1996) Anaesthesia. In: Beynon PH, Forbes NA, HarcourtBrown NH (eds) Manual of Raptors Pigeons and Waterfowl, pp. 79–88. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. Rosskopf WJ Jr, Woerpel RW (1996) Practical anesthesia administration. In: Rosskopf WJ Jr, Woerpel RW (eds) Diseases of Cage and Aviary Birds, 3rd edn, pp. 664–671. Williams & Wilkins, Baltimore. Sinn LC (1994) Anesthesiology. In: Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR (eds) Avian Medicine: Principles and Application, pp. 1066–1088. Wingers Publishing, Lake Worth, FL. Urgencias anestésicas Depresión respiratoria ● ● ● ● ● Disminuir el nivel de la anestesia o desconectar el gas anestésico. Intubar al ave si todavía no se ha intubado. Infundir O2 hasta que el ave se recupera. No sobreventilar, ya que esto puede lavar el CO2 e inhibir a los quimiorreceptores que estimulan la ventilación. El pronóstico es bueno. Parada respiratoria ● ● ● ● ● ● ● Si se produce como una respuesta al anestésico inyectable, administrar inmediatamente por vía intravenosa el fármaco que pueda revertirlo. Si es un resultado de la anestesia inhalatoria, desconectar el gas anestésico e infundir sólo O2 Intubar si el ave no está intubada. Inflar el tórax con inhalaciones suaves a través de una sonda endotraqueal o administrar O2 mediante ventilación con presión positiva si no se reinicia la respiración. Administrar Dopram (clorhidrato de doxapram) i.v. o mediante gotas en la lengua. Seguir monitorizando hasta que el ave se recupera completamente. El pronóstico es bueno si se utiliza isoflurano. Parada cardíaca ● ● ● ● Desconectar el gas anestésico y realizar masaje esternal. Continuar la ventilación como para la parada respiratoria. Administrar adrenalina o noradrenalina i.v. o i.c. Mal pronóstico. Cirugía de partes blandas Neil A. Forbes Experiencia necesaria Cualquier aspirante a cirujano aviario primero debe convertirse en un cirujano competente de pequeños animales. El manejo comprensivo de las partes blandas es fundamental para el éxito de la cirugía aviaria. Debido al pequeño tamaño del cuerpo y al aumento de la tasa metabólica, la cirugía aviaria requiere meticulosidad y precisión, ya que todos los errores se amplifican. La cirugía de las aves de menos de 2 kg requiere técnicas y equipo microquirúrgicos, junto con una destreza manual importante. Para que la cirugía aviaria sea segura y eficaz, deben reducirse al mínimo la hemorragia, el traumatismo tisular y la duración de la anestesia, así como las complicaciones anestésicas y metabólicas, y son imprescindibles unos buenos cuidados postoperatorios (incluyendo analgesia). Preparación La energía y el estado nutricional deben evaluarse, y debe corregirse cualquier deficiencia circulatoria o sanguínea. La hipotermia intraoperatoria y postoperatoria, la analgesia, la sepsis y el shock deben controlarse (v. el apartado sobre anestesia anteriormente). El ayuno antes de la cirugía debe ser lo suficiente para asegurar que el buche está vacío (periquitos 1 h, loros 3 h, rapaces 6-8 h). El tiempo de vaciado del buche var ía entre las especies, el peso, la salud y la ingestión Equipo necesario de alimentos. El ayuno no debe superar el mínimo necesario, especialmente en las especies más pequeñas, ya que rápidamente se vuelven hipoglucémicas (v. anteriormente). Todas las aves de alrededor de 100 g deben intubarse para proteger las vías aéreas del reflujo gástrico. Equipo necesario Hipotermia La pérdida de calor debe reducirse al mínimo y debe proporcionarse una fuente externa de calor. Preparación de la piel Deben eliminarse suficientes plumas (nunca las plumas de vuelo) para permitir un acceso estéril adecuado a la zona quirúrgica. Las plumas adyacentes pueden retirarse con cinta adhesiva adecuada. El uso de paños quirúrgicos transparentes adhesivos facilita la observación del paciente, y permite quitar el mínimo número posible de plumas y controlar la pérdida de calor. ● 155 Materiales de sutura Debe utilizarse el menor número posible de suturas, utilizando material monofilamento de 4/0-6/0, que cause reacción tisular mínima. En la mayor ía de las situaciones están indicadas las agujas de cuerpo atraumático ahusado y punta triangular cortante troqueladas. La duración de la resistencia de la sutura necesaria se relaciona con la velocidad de la cicatrización tisular. Los tendones, los ligamentos y las fascias cicatrizan lentamente (resistencia del 50% en 50 días) y deben repararse utilizando polidioxanona o nailon. Las aves toleran mal los vendajes y los apósitos. En las zonas donde se requiere algún apoyo adicional sobre una línea de sutura, los apósitos cutáneos hidrocoloidales (Granuflex®, Convatec®) pueden suturarse en el sitio. Estos apósitos fomentan la cicatrización y previenen la tracción en la herida. Hemoclips (y aplicadores) Son fundamentales para sujetar los vasos intraabdominales donde la ligadura no es práctica. Radiocirugía Bolas de algodón estéril Tienen una enorme utilidad para aplicar «presión en puntos» con el fin de controlar la hemorragia, así como para mover los tejidos de forma atraumática. Aumento En todos los pacientes de menos de 1 kg de peso es fundamental alguna forma de aumento. Las mejores son las lentes quirúrgicas bifocales conectadas a una fuente de luz halógena recargable, con una distancia focal variable; las alternativas más económicas no son ideales, pero siguen siendo prácticas. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Instrumental de microcirugía Se necesita un pequeño número de instrumentos de alta calidad con extremos miniaturizados y mangos estándar, preferiblemente con contrapeso (para minimizar la fatiga de los dedos). Es esencial disponer de tijeras de punta fina, portaagujas, dos pinzas arteriales, pinzas de sujeción atraumáticas (p. ej., pinzas con punta de anillo de Harris) y un retractor (p. ej., Alm). Los tejidos delicados deben manejarse de forma atraumática, con cuidado. Los instrumentos son delicados y su cuidado es esencial. Siempre que sea posible, los mangos deben tener un perfil redondeado para que la punta del instrumento pueda moverse girando los dedos, en vez de con el movimiento de muñeca más normal, para disminuir el traumatismo tisular. Los instrumentos con cierre automático también ayudan mucho a reducir la fatiga de los dedos. El uso correcto de la radiocirugía facilita la incisión (pinzas monopolares) a la vez que evita la lesión tisular excesiva, en ausencia de hemorragia. Es posible controlar con precisión los puntos de hemorragia (utilizando pinzas bipolares). El control de la hemorragia impide la pérdida de sangre y permite visualizar el campo quirúrgico de forma ininterrumpida, disminuyendo así la duración de la cirugía y facilitando su precisión. Se necesita una unidad con una frecuencia de 3,8-4 MHz, y electrodos monopolares y bipolares. Siempre se utiliza el electrodo del tamaño más pequeño posible, para minimizar el calor lateral y por lo tanto la lesión tisular colateral. El electrodo debe estar en contacto con el tejido el menor tiempo posible, para minimizar la lesión tisular. Una vez que se ha realizado un corte, el cirujano no debe volver al mismo tejido con un alambre único en 7 o 15 s si es un electrodo de asa. Debe utilizarse una corriente completamente rectificada, completamente filtrada (corte 90%, coagulación 10%) para cortar la piel y obtener biopsias. Debe utilizarse una corriente completamente rectificada (50% de corte y 50% de coagulación) para la disección con hemostasia, y debe utilizarse una corriente parcialmente rectificada (10% corte, 90% coagulación) para la coagulación. Láseres quirúrgicos Actualmente es más fácil disponer de láser quirúrgico. Los tejidos pueden cortarse o separarse (vaporizado) utilizando la forma de contacto (menos lesión colateral, típicamente 300-600 u) o sin contacto (cuando la visualización está mejorada, aunque la lesión lateral tiende a ser ligeramente superior). Utilizando cualquier técnica, pueden 156 ● CAPÍTULO 4: Anestesia y cirugía de las partes blandas cortarse vasos sanguíneos de hasta 2 mm de diámetro en ausencia de hemorragia. La cirugía láser puede utilizarse endoscópicamente. No existen dudas de que la función de los láseres quirúrgicos ha aumentando en cirugía aviaria durante los últimos años (Bartels, 2002). Las ventajas principales son la disminución de edemas, inflamación postoperatoria, lesión lateral y tiempos de cicatrización, y menos dolor postoperatorio, permitiendo realizar intervenciones más extensas (p. ej., orquidectomía). Microcirugía Los cirujanos deben familiarizarse más con el aumento. Los movimientos ligeros de los instrumentos se exageran cuando se amplifican; sin embargo, la capacidad natural del cirujano para controlar estos movimientos mejora mediante el aumento. Es esencial aumentar el control manual, para lo que es necesario permanecer sentado con los antebrazos apoyados. Hay que evaluar todos los riesgos y complicaciones posibles antes de la cirugía para que no produzcan perturbaciones cuando se produzcan. Nunca se comienza la cirugía a no ser que se esté completamente familiarizado con la anatomía. Hay que asegurarse de que todo el equipo necesario para la cirugía está disponible y esterilizado antes de la inducción anestésica. La mesa de operaciones debe ser estable (frente al movimiento de las personas o la maquinaria cercana) y hay que advertir al personal para que no toque ni dé golpes a la mesa durante la cirugía, ya que cualquier ligero movimiento del paciente produce importantes riesgos quirúrgicos. Cirugía de la piel y los anejos Quistes de las plumas (plumafoliculoma) Existen plumas que crecen hacia dentro y producen inflamaciones importantes. Son más frecuentes en los sitios de inserción de las plumas de vuelo primarias o secundarias. Pueden ocurrir debido a una infección o un traumatismo (incluyendo arrancar las plumas de vuelo). Los quistes de las plumas son frecuentes en los canarios y se ha considerado que son hereditarios. Bajo anestesia, los quistes pueden abrirse con una lanceta y limpiarse con la esperanza de que la pluma vuelva a crecer con normalidad; este abordaje debe utilizarse al principio para las plumas de la cola y primarias. Como alternativa, puede eliminarse quirúrgicamente todo el quiste, incluyendo la papila dérmica. Glándula uropigia La glándula uropigia puede sufrir debido a un bloqueo del conducto, abscesos de la glándula o neoplasia. El bloqueo suele solucionarse haciendo presión con los dedos, lo que produce la salida de una secreción grasa y espesa. Las infecciones y las neoplasias pueden ser dif íciles de diferenciar, ya que ambas causan una respuesta inflamatoria intensa. Pueden producirse adenomas, adenocarcinomas y carcinomas de células escamosas. Siempre debe realizarse una biopsia en los casos de duda. Los abscesos se tratan mediante legrado y antibioterapia tópica y sistémica. Típicamente, en los casos de neoplasia está indicada la eliminación completa o parcial de la glándula. La eliminación quirúrgica debe extenderse hasta el tejido conjuntivo fibroso ventral a vascular que se une firmemente a la superficie dorsal del pigostilo y las vértebras caudales. Los dos lados de las glándulas están separados por un tabique central; en los casos precoces puede eliminarse sólo un lado de la glándula. La piel que rodea la glándula debe conservarse para permitir el cierre tras la cirugía. Tratamiento de las heridas y las lesiones de las partes blandas Típicamente, las aves tienen la piel muy fina, con estructuras tisulares blandas mínimas (en especial en las extremidades). En las aves, es frecuente la desecación y desvitalización del tejido subcuticular después de la pérdida de la integridad de la piel. Si la piel no puede cerrarse mediante cicatrización por primera intención, la desecación puede prevenirse aplicando apósitos hidrocoloidales o con una membrana de vapor. La lesión/necrosis/contaminación orgánica o infecciones bacterianas o fúngicas importantes del tejido impiden la cicatrización por primera intención (Redig, 1996). En la mayor ía de los casos, el desbridamiento y la irrigación facilitarán el cierre por primera intención. La zona más frecuente de déficit cutáneo es el cráneo (como consecuencia de un traumatismo mientras vuelan). En estos casos pueden utilizarse injertos cervicales de pedículo único o bipediculados para eliminar la piel sobrante del cuello y colocarla sobre la zona deficiente. Los injertos de piel libres no suelen tener éxito. El cierre de la piel puede conseguirse con suturas de colchonero verticales u horizontales, en especial si existe la posibilidad de tensión en la zona de la herida. En las psitácidas generalmente es mejor proteger la herida (p. ej., apósitos o suturas hidrocoloidales) o cubrirlas, aunque generalmente los loros son reacios a aceptar un vendaje. Neoplasias Las aves, como todas las especies, pueden desarrollar varias neoplasias cutáneas, subcutáneas e internas. El abordaje de estas es parecido al que se utiliza en otras especies. Antes de su eliminación está indicado realizar una aspiración con aguja fina o una biopsia. La especie, la zona y la edad pueden ser factores de predicción con respecto al tipo de tumor (Forbes et al., 2000). Lipoma El lipoma, un tumor benigno del tejido graso, es un hallazgo frecuente en muchas especies de psitácidas, especialmente los periquitos. Los lipomas suelen situarse alrededor del pecho. Las aves afectadas pueden presentarse con la cola desplazada ventralmente. La obesidad debe controlarse antes de la cirugía. Las aves que se alimentan con dietas basadas en semillas deben cambiarse a dietas de menor energía. Añadir a la dieta L-carnitina puede facilitar la resolución no quirúrgica del lipoma (De Voe et al., 2003). Técnicas para el aparato gastrointestinal ● 157 Xantoma Son tumores no neoplásicos que se encuentran con frecuencia en las extremidades, especialmente después de un traumatismo o hemorragia. Microscópicamente, pueden apreciarse depósitos intradérmicos de grietas de colesterol con inflamación asociada. Suelen presentarse como placas subcutáneas de color amarillento, engrosamientos difusos o masas globuladas, que a veces se ulceran. Los xantomas están muy vascularizados y generalmente son invasivos. La disminución del contenido de grasa de la dieta puede ayudar, pero se recomienda la extirpación quirúrgica (si es posible) en el momento de la presentación inicial. Si, tras su eliminación, no puede cerrarse la piel, el déficit puede cubrirse con pegamento tisular. Si está afectada la punta del ala, está indicada la amputación. Técnicas para el aparato gastrointestinal Lengua Figura 4.41 Biopsia del buche para el diagnóstico de una enfermedad con dilatación proventricular. Las psitácidas usan la lengua y mastican objetos sólidos, duros, abrasivos y fragmentarios; en las psitácidas pueden producirse perforaciones, laceraciones y cuerpos extraños en la lengua. Cualquier lesión de la lengua recurrente o que no cicatriza debe investigarse a fondo teniendo esto en cuenta. El diagnóstico diferencial incluye Cryptococcus neoformans, micobacterias y neoplasia. La patología de la lengua puede estar causada por candidiasis, tricomoniasis o granulomas bacterianos. El diagnóstico diferencial no infeccioso incluye hipovitaminosis A (quistes o abscesos), neoplasia linforreticular, cistadenoma y carcinoma de células escamosas. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Esófago proximal Puede producirse estenosis esofágicas tras infecciones (tricomoniasis, capilariasis, candidiasis), traumatismos por sonda de alimentación, traumatismos térmicos o cáusticos, ingestión de cuerpos extraños o traumatismo quirúrgico iatrogénico. Puede colocarse una sonda de ingluviostomía para facilitar los cuidados de apoyo y médicos. Las estenosis pueden aliviarse mediante dilatación mecánica en serie utilizando dilatadores esofágicos en balón, sondas endotraqueales con manguito o introduciendo sondas o cánulas de tamaño cada vez mayor durante varias semanas. Ingluviotomía Está indicada para eliminar cuerpos extraños del buche, proventriculares o ventriculares (utilizando imanes rodeados por sondas de plástico, lavado o endoscopia), la colocación de una sonda de ingluviotomía o proventriculometr ía, o la obtención de biopsias (fig. 4.41). Los cálculos del buche, ingluviolitos o «buche agrio» se han Figura 4.42 Incisión de ingluviotomía. resueltos mediante ingluviotomía. El ave se coloca en decúbito dorsal o lateral; se intuba, con la cabeza levantada por encima del nivel del buche. Se coloca una sonda a través de la boca hasta el buche para perfilar la posición del órgano. Se hace una incisión en la piel sobre la pared lateral izquierda del buche, cerca de la entrada torácica (fig. 4.42). La pared del buche se localiza y se aísla. Se selecciona un sitio de la incisión evitando los vasos sanguíneos y que no afecte a la sonda de alimentación posquirúrgica. Se realizan suturas de apoyo en el buche y se hace una incisión de un tercio a la mitad de la longitud de la incisión de la piel. El buche se cierra con material absorbible monofilamento sintético de 4/0-6/0 utilizando un patrón de inversión doble continuo, y después se cierra la piel. 158 ● CAPÍTULO 4: Anestesia y cirugía de las partes blandas La sonda debe limpiarse después de cada uso, y puede dejarse colocada durante varias semanas. Cirugía celómica Celiotomía Figura 4.43 Quemadura del buche en un loro gris joven (Psittacus erithacus). Durante la celiotomía es inevitable abrir los sacos aéreos posteriores, lo que causa pérdida de los fármacos anestésicos volátiles desde los sacos aéreos y aumento de la pérdida de calor. La abertura quirúrgica puede recubrirse o taponarse con los órganos abdominales. Como alternativa, pueden utilizarse fármacos anestésicos parenterales. Durante cualquier intervención de celiotomía, la cabeza del ave debe levantarse 30-40 ° para impedir que ningún líquido de irrigación quirúrgico entre en el campo pulmonar. Celiotomía lateral izquierda Quemaduras del buche Se originan debido a la alimentación con alimentos demasiado calientes (habitualmente calentados en el microondas) (fig. 4.43). La reparación quirúrgica no debe intentarse durante al menos 4 días, cuando el tejido desvitalizado pueda diferenciarse del tejido sano. La pared del buche y la piel estarán adheridas. Estas capas se separan, todo el tejido desvitalizado se elimina y la pared del buche y la piel se cierran como se ha indicado antes. Laceraciones del buche o el esófago Pueden producirse tras la alimentación traumática con una sonda o por un traumatismo externo (p. ej., perforaciones por las garras de una rapaz). Los desgarros no suelen reconocerse en el momento del traumatismo, sino más adelante, cuando se ha producido una acumulación importante de alimentos que producen toxinas fétidas en la zona subcutánea. La exploración quirúrgica, el cierre de la herida del buche, el drenaje (colocación de una sonda de faringostomía si es necesario), fluidoterapia, analgesia, tratamiento antiinflamatorio y antibiótico serán necesarios durante algunos días antes del cierre quirúrgico de la piel. Colocación de una sonda de ingluviostomía Está indicado colocar una sonda cuando la boca, el esófago proximal o distal o el buche requieren una derivación. El ave se prepara, se realiza una ingluviotomía y se vacía el buche. Se introduce una sonda de alimentación de caucho o plástico del tamaño adecuado en el esófago a través de la incisión y se hace avanzar caudalmente hasta el proventr ículo. Se coloca una sutura cutánea alrededor del punto de salida de la sonda. Se coloca cinta a cada lado de la sonda de alimentación cuando sale por la incisión cutánea y se sutura la piel. El extremo de alimentación tapado se une a la espalda del ave. Se administran cantidades de comida pequeñas regularmente. Este es el abordaje más útil y se utiliza para acceder a las gónadas, el riñón izquierdo, el oviducto, el uréter, el proventr ículo y el ventr ículo. El ave se coloca en decúbito lateral derecho. El ala superior debe abducirse dorsalmente mientras que el ala izquierda se sujeta en dirección dorsocaudal. Se hace una incisión en la red cutánea en la pared abdominal y la extremidad posterior izquierda para facilitar la abducción de la extremidad. Se hace una incisión cutánea desde la sexta costilla a nivel del hueso pubiano sobre la pared abdominal izquierda (fig. 4.44). Se visualizan la arteria femoral medial superficial y la vena cuando atraviesan la pared abdominal lateral en dirección dorsoventral ventral a la articulación coxofemoral. Estos vasos deben cauterizarse con las pinzas bipolares antes de cortarlos (fig. 4.45). La musculatura (músculos abdominales externos e internos, músculos abdominales oblicuos y transversos) deben retirarse alejándose de los contenidos celómicos y cortarse con unas tijeras finas, agudas. La incisión se extiende desde el pubis hasta la octava costilla. Las pinzas bipolares se extienden desde una posición caudal alrededor de la cara anterior de la octava costilla para cauterizar los vasos intercostales antes de cortar la costilla (con tijeras grandes) (fig. 4.46). La misma técnica 7.a 8.a Pubis Figura 4.44 Abordaje de la celiotomía, en el que se muestran los puntos de referencia, la séptima y octava costillas y el pubis, y la zona de la incisión (A-B) con colgajo de extensión (C). Cirugía celómica ● 159 8.a costilla Figura 4.47 Salpingohisterectomía con rotura del ligamento oviductal ventral. Figura 4.45 Radiocirugía de la arteria femoral medial y la vena. Figura 4.48 Aplicación de un hemoclip entre el infundíbulo y el ovario. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 4.46 Cauterización radioquirúrgica bipolar de los vasos intercostales. se repite con la séptima costilla. Se coloca un retractor (p. ej., Heiss, Alm o Lonestar) para facilitar la visualización completa de la cavidad abdominal. Cuando se termina la cirugía intercelómica, se cierra la incisión utilizando material sintético monofilamento absorbible de 4/0-6/0 con un patrón continuo o discontinuo en dos capas. Los músculos intercostales se oponen y no se intenta volver a unir las costillas cortadas. Precondicionamiento Si el tiempo lo permite, la cirugía puede retrasarse para facilitar la involución de las gónadas (médicamente o reduciendo la luz diaria), así como para reducir el tamaño de las gónadas y la irrigación sanguínea. Salpingohisterectomía La eliminación del ovario de las aves es dif ícil y peligrosa (ya que está firmemente unido a la pared abdominal dorsal). Puede conseguirse la suspensión de la puesta de huevos mediante la eliminación total del oviducto y el útero. Echols Figura 4.49 Corte y cauterización bipolares del ligamento oviductal dorsal. (2002) ha analizado una revisión de las técnicas de ovariectomía. El oviducto se reconoce como una estructura blanca (comparada con el intestino) que se sitúa ventralmente a los lóbulos caudales del riñón. El ligamento suspensorio ventral (del oviducto y el útero) se rompe mediante una disección roma (fig. 4.47). Un vaso sanguíneo importante entra en el infundíbulo desde el ovario sobre su cara medial. Este último debe pinzarse fuertemente con dos hemoclips antes de cortarlo (fig. 4.48). El ligamento suspensorio dorsal del útero debe identificarse extendiéndose desde la pared 160 ● CAPÍTULO 4: Anestesia y cirugía de las partes blandas malos casos quirúrgicos. Con el ave estabilizada, se hace una incisión en la línea media ventral para acceder al oviducto. La torsión puede reducirse (puede ser necesario el drenaje quirúrgico del oviducto) y después se repara el ligamento suspensor roto. Como alternativa, puede realizarse una salpingohisterectomía. Orquidectomía Figura 4.50 Aplicación de un hemoclip en el oviducto distal. abdominal dorsal hasta el útero. Este ligamento tiene varios vasos sanguíneos, que deben coagularse o cortarse (fig. 4.49). Después se exteriorizan el útero y el oviducto. Al desplazarse dorsocaudalmente hacia la cloaca hay que tener cuidado para no lesionar el útero. La colocación de una bola de algodón a través de la cloaca ayudará a delimitar donde debe cortarse el útero. Esto último se consigue aplicando dos clips al útero y cortándolo en el lado uterino de estos (fig. 4.50). Toda la hemorragia se controla antes de cerrar la pared muscular abdominal y la piel, ambas con un patrón de sutura continuo simple. Obstrucción de huevos en el oviducto (distocia) Cesárea Cuando una gallina está sufriendo debido a la obstrucción de huevos en el oviducto, y tanto el huevo como la gallina tienen un elevado valor económico o de conservación o ella está sufriendo debido a la obstrucción del huevo que no responde a la intervención médica o a la expulsión del huevo por la cloaca, puede considerarse la cesárea como una alternativa. Clínicamente está indicada una incisión en la línea media. El oviducto se incide directamente sobre el huevo, evitando los vasos sanguíneos importantes. Después de eliminar el huevo, el oviducto se inspecciona, se determina la causa de la obstrucción y se rectifica. Si es imposible la corrección, está indicada la salpingohisterectomía en una fecha posterior. El oviducto se cierra con una sutura continua o discontinua única utilizando material absorbible de 1,5 m (4/0) o más fino. Los testículos (como los ovarios) están unidos a la pared abdominal dorsal adyacente a la aorta, y se conectan sólo por una arteria testicular corta. El testículo izquierdo se identifica, el polo caudal se levanta y se coloca un hemoclip debajo del testículo (fig. 4.51). Entonces el testículo se corta quirúrgicamente hacia afuera desde el clip, y después se pone otro clip desde la dirección caudal, entre el testículo y el clip existente, y el proceso se continúa hasta que el testículo puede eliminarse totalmente. Si se deja algo del tejido testicular, puede regenerarse. El acceso al testículo derecho es más dif ícil y requiere la disección roma a través de la pared del saco aéreo, o a través de una incisión nueva sobre la pared abdominal contralateral. Esterilización La esterilización, como se ha descrito antes, es una intervención de alto riesgo, mientras que la vasectomía es menos arriesgada. En el pasado se recomendaba la salpingohisterectomía para prevenir la procreación. El punto de vista actual es que, disminuyendo la densidad energética de la dieta (cambiando la dieta a las aves que se alimentan con semillas y frutos secos a una dieta a base de frutas y vegetales frescos y pienso), junto con el uso inicial de acetato de leuprolida (un agonista de GnRH), y la institución de un entrenamiento para la modificación de la conducta (para aumentar la dominancia sobre el ave), la cirugía está raramente indicada. Torsión uterina La obstrucción del huevo puede tener varias etiologías. Si el trastorno no responde al tratamiento médico, en especial si existe un celoma muy inflamado, puede existir torsión del oviducto (Harcourt-Brown, 1996). En el oviducto proximal puede haber varios huevos en varias fases de descomposición. Típicamente, la torsión se produce después de la fisura traumática del ligamento suspensor del oviducto a través de la cual pasa el oviducto. Estos pacientes suelen estar en mal estado y representan Figura 4.51 Aplicación de un hemoclip al testículo izquierdo desde la cara caudomedial. Cirugía celómica ● 161 Biopsia testicular endoscópica Está indicada para investigar el motivo de los huevos hueros. Proventriculotomía para acceder al proventrículo o al ventrículo © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. La proventriculotomía está indicada con más frecuencia para la eliminación de cuerpos extraños, que no pueden eliminarse por vía oral o a través del buche. La biopsia proventricular no se recomienda como método diagnóstico de elección cuando se sospecha que existe un trastorno por dilatación proventricular, debido al riesgo inaceptable de dehiscencia postoperatoria de la herida con complicaciones graves (McCluggage, 1992). Aunque se ha descrito la técnica, generalmente se evita la ventriculotomía, en vista de las paredes, muy musculares (la actividad muscular postoperatoria fisiológica de la pared ventricular), la incapacidad para formar un cierre por inversión y el aumento de la vascularización comparado con el proventr ículo. Puede accederse a los cuerpos extraños ventriculares a través de una incisión en el istmo entre el proventr ículo y los ventr ículos. El acceso se realiza a través de un abordaje de celiotomía lateral izquierdo; es necesaria una exposición suficiente para visualizar las membranas suspensoras y evitar los vasos proventriculares que discurren a lo largo de su curvatura mayor. El ventr ículo se identifica como un órgano muscular con una cara lateral tendinosa blanca. Se utiliza una disección roma para romper las uniones suspensoras ventriculares. Se colocan dos suturas de sujeción en la cara lateral tendinosa del ventr ículo, y se exterioriza si es posible (fig. 4.52). El abdomen debe recubrirse alrededor del ventr ículo con torundas de gasa para minimizar el efecto de los derrames. Se identifica la parte triangular del hígado, que Figura 4.52 Exteriorización del ventrículo colocando suturas de sujeción en la fascia ventricular. Figura 4.53 Istmo proventricular-ventricular que muestra el sitio de incisión para acceder a la luz ventricular. cubre el istmo. Utilizando una bola de algodón estéril, el hígado se levanta, revelando el lugar adecuado para la incisión dentro del istmo (unión entre el proventr ículo y el ventr ículo) (fig. 4.53). Se hace una incisión inicial, que se extiende con unas tijeras para iris. Debe disponerse de succión para eliminar el contenido entérico de forma controlada. El contenido entérico se elimina, y después puede introducirse un endoscopio en la luz para verificar que todos los cuerpos extraños se han eliminado. La incisión se cierra en dos capas continuas (primero opuesta y después invertida) utilizando material monofilamento absorbible sintético de 4/0-8/0. Después del cierre, el hígado se fija sobre el sitio de la incisión. La pared proventricular es deficiente en colágeno y las suturas se desgarran fácilmente si se tensan. Las suturas deben colocarse a distancia suficiente desde el borde de la herida, pero no tan lejos que se requiera presión para cerrar la herida, con el fin de minimizar el riesgo de desgarro. Puesto que las aves no tienen mesenterio, la enterotomía tiene un riesgo mayor de derrame postoperatorio y peritonitis. El hígado se coloca más bien encima de la incisión, sirviendo para la misma función. Los ligamentos suspensores ventriculares no se reparan. La pared ventricular se cierra como se ha descrito anteriormente. Las neoplasias del proventr ículo y el ventr ículo no son poco frecuentes en las aves psitácidas. Según la experiencia del autor, son más frecuentes en los amazonas (Amazona sp.) ancianos (de alrededor de 30 años). El carcinoma del proventr ículo es más frecuente que el adenocarcinoma del ventr ículo. Los signos clínicos pueden incluir el paso de semillas no digeridas y regurgitación. El ave puede parecer enferma y débil y sufrir con frecuencia infecciones secundarias u otras complicaciones. Radiológicamente pueden observarse lesiones grandes, que pueden confirmarse después mediante biopsia endoscópica per os. El aspecto macroscópico del adenocarcinoma proventricular no suele ser llamativo y es probable que sólo pueda diferenciarse mediante exploración 162 ● CAPÍTULO 4: Anestesia y cirugía de las partes blandas histológica. Normalmente, en el momento del diagnóstico estos casos no se resuelven quirúrgicamente. Sin embargo estas lesiones suelen poder tratarse mediante quimioterapia utilizando cisplatina, 1 mg/kg cada 7 días en tres ocasiones (Fillipich et al., 1999). Saculectomía vitelina En los pollos recién nacidos, la presencia de un saco vitelino infectado o no retraído requiere eliminación quirúrgica. Los signos clínicos incluyen anorexia, letargia, estreñimiento, diarrea, pérdida de peso y distensión abdominal. Tras al inducción de la anestesia, el ave se coloca en decúbito dorsal. Se realiza una incisión pequeña delicadamente craneal al ombligo. Esta incisión se extiende alrededor del ombligo y se escinde el muñón umbilical. El saco vitelino se exterioriza y se liga al conducto. Hay que tener cuidado para evitar romper el saco vitelino o derramar su contenido. La incisión abdominal se cierra en dos capas. La supervivencia a esta cirugía en las psitácidas enfermas recién nacidas no es buena. Puesto que la retención del saco vitelino se relaciona con frecuencia con anomalías de la incubación, puede haber otras patologías simultáneas. Enterotomía La enterotomía es una intervención poco frecuente que suele ser necesaria tras un traumatismo del aparato gastrointestinal, una lesión quirúrgica iatrogénica, intususcepción, torsión, adherencias, enterolitos o áreas de necrosis. La intervención tiene un pronóstico de reservado a grave. Si se prolapsa el colon a través de la cloaca (fig. 4.54), puede producirse intususcepción. Estos casos requieren una celiotomía inmediata por la línea media (con o sin colgajo), reducción de la intususcepción y Figura 4.54 Colon prolapsado por la cloaca. eliminación de cualquier parte del intestino desvitalizada. La intususcepción puede ser secundaria a cuerpos extraños lineales o una consecuencia de infecciones entéricas. Si el paciente está en shock, puede ser prudente crear un estoma o una colostomía en asa, y reanexarla varios días después (VanDerHeyden, 1993). Las incisiones del colgajo de la línea media proporcionan un acceso adecuado. Son imprescindibles los instrumentos y técnicas microquirúrgicos. Las pinzas aposicionales de vasos sanguíneos (p. ej., pinzas Acland) tienen un valor incalculable para realizar una oclusión intestinal intraquirúrgica atraumática manteniendo a la vez las secciones tisulares en aposición durante la colocación de la sutura. Las pinzas vasculares evitan que se deslice el tejido, pero tienen poca presión para minimizar la lesión tisular. Cuando se introducen agujas a través de un tejido fino, es importante que la aguja siga su curvatura natural, porque si no se crea un orificio excesivo para la aguja. La acción de girar los dedos sobre los portaagujas de cuerpo redondo, en vez de la acción de la muñeca, minimiza la lesión tisular. Anastomosis intestinal Puede conseguirse con el método extremo a extremo (fig. 4.55) o lado a lado. Si el intestino tiene un diámetro menor a 2 mm se utilizan de seis a ocho suturas simples (de forma parecida a la anastomosis de los vasos sanguíneos). Si el intestino tiene un diámetro superior a 2 mm debe utilizarse un patrón continuo. Las ventajas de un patrón continuo son que disminuye la duración de la cirugía, mejora la aposición y se reduce así el riesgo de derrame, disminuye la irritación del tejido y Figura 4.55 Aplicación de pinzas en la preparación de la anastomosis intestinal extremo a extremo. Cirugía celómica la endotelización es mejor. Hay que tener cuidado para no apretar demasiado las suturas continuas, ya que esto podr ía causar una bolsa de tabaco y comprometer el paso de alimentos a través del sitio reparado. Al principio se colocan las suturas a las 12 pm y 6 pm y después se colocan en la sección caudal del intestino antes de colocar las suturas de la cara anterior. Si las secciones de intestino que se están uniendo tienen tamaños diferentes, o cuando es técnicamente dif ícil realizar la anastomosis extremo a extremo por otros motivos, puede utilizarse una técnica lado a lado o extremo a extremo. Si se utiliza una técnica lado a lado, las secciones finales pueden cerrarse con suturas o hemoclips. Una sección del intestino se coloca hacia arriba hasta el lado de la otra y la parte de atrás de la anastomosis se sutura, antes de crear la abertura y después se sutura la parte frontal. Si es necesario, pueden colocarse antes las suturas de reparación frontales. Figura 4.56 Papilomas cloacales. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Trastornos de la cloaca Los trastornos de la cloaca son frecuentes en las aves de compañía, con etiologías variadas como cloacitis (causada por papiloma, neoplasia), urolitos, micobacteriosis, trastornos parasitarios, neoplasias, prolapso cloacal asociado a obstrucción del oviducto o de la uretra, otros trastornos del oviducto o anomalías de la conducta (hipersexualidad y falta de dominancia) (Crib, 1984; Sundberg et al., 1986; VanDerHeyden, 1988; Lumeij, 1994; Best, 1996; Antinoff et al., 1997; Taylor y Murray, 1999). Órganos prolapsados a través de la cloaca Además de los prolapsos cloacales parciales, las masas prolapsadas a través de la cloaca (papiloma [fig. 4.56], neoplasia o granuloma micobacteriano; v. capítulo 5 para 163 el diagnóstico diferencial), puede producirse el prolapso total, en el que puede producirse la eversión de las uniones del colon, la uretra y el oviducto. Como alternativa, pueden prolapsarse el oviducto o el colon (fig. 4.57). La diferenciación de los tejidos que participan es importante y se consigue evaluando el tamaños de las estructuras presentes (Best, 1996). Las aves que se presentan con estos prolapsos generalmente tienen un shock muy intenso. Son imprescindibles la fluidoterapia, la analgesia y el tratamiento antiinflamatorio. Si existe un prolapso de colon o uterino, inevitablemente debe haber una intususcepción. Empujar Celiotomía de la línea media ventral Este abordaje ofrece poca visibilidad de la mayor ía de la cavidad celómica. No obstante, facilita la cirugía del intestino delgado, las biopsias pancreáticas, la biopsia hepática o la colopexia y se ha utilizado en los trastornos abdominales difusos como la peritonitis, la retención de huevos y los prolapsos cloacales. El ave se coloca en decúbito dorsal, la línea media se prepara y las patas se colocan en abducción caudalmente. La piel de la pared abdominal se tensa y se hace una incisión inicial utilizando unas tijeras o un electrodo de radiocirugía de alambre único (hay que tener cuidado para evitar la lesión iatrogénica de las vísceras). El riesgo se minimiza creando la incisión caudalmente sobre la cloaca en vez de sobre el intestino delgado. La incisión se extiende con unas agujas finas. Este abordaje puede extenderse a lo largo del borde costal cranealmente y hasta el pubis caudalmente para crear un colgajo en uno de los dos lados de la línea media para aumentar el acceso. Este abordaje es especialmente útil para acceder a la parte caudal del útero y la cloaca. ● Figura 4.57 Prolapso del oviducto por la cloaca. 164 ● CAPÍTULO 4: Anestesia y cirugía de las partes blandas el órgano que causa la lesión hacia atrás a través de la abertura de la cloaca y poner una sutura en bolsa de tabaco no produce un resultado satisfactorio. Después debe realizarse una celiotomía y reducir o eliminar el material que ha sufrido la intususcepción. Cloacolito Son agregaciones de uratos con la superficie rugosa y firme. Son poco frecuentes y la patogenia no está clara. Según la experiencia del autor se producen con más frecuencia en las aves carnívoras, especialmente en aves que recientemente han tenido conductas largas de anidamiento o de incubación, ya que es posible que no hayan eliminado heces con la frecuencia normal. Las aves se presentan con esfuerzo repetido, y con frecuencia se observa la salida de pequeñas trazas de sangre. El trastorno se diagnostica fácilmente mediante exploración digital de la cloaca. El ave se anestesia; el cloacolito puede fragmentarse con unas pinzas arteriales y eliminarse poco a poco. Deben administrarse analgésicos y antibióticos. Suele existir una zona de inflamación intensa en la pared ventral de la cloaca. El paciente debe someterse a una exploración endoscópica cloacal 10-14 días después del tratamiento para asegurarse de que no se han producido recurrencias. Figura 4.59 Biopsia hepática, 1 cm desde el lado izquierdo a la línea media, 0,5 cm caudal al esternón. Biopsia hepática Con el paciente en decúbito dorsal, se realiza una incisión de 2-3 cm a través de la piel y después se hace una incisión en la musculatura abdominal paralela a y 0,5 cm caudal al borde caudal del esternón justo lateral a la línea media (fig. 4.58). El hígado se identifica por detrás del esternón. El hígado se examina visualmente por si tiene alguna lesión evidente. Si existe una lesión específica, está indicado realizar una biopsia en este sitio. Si no es evidente una lesión discreta se obtiene una biopsia en cuña desde el borde caudal de ambos lóbulos izquierdo y derecho del hígado. En ambas situaciones se utilizan dos pares de pinzas arteriales finas para triangular y aislar una cuña de tejido hepático (de 1 cm de ancho y 0,75 cm de profundidad) (fig. 4.59). El segmento de hígado se elimina y las pinzas se retiran 1 min después. Como alternativa, puede utilizarse un electrodo de lupa monopolar para recoger una biopsia. En estos casos se activa la energía antes de hacer contacto con los tejidos, asegurándose que existe un margen suficiente entre la incisión y el tejido que se va a examinar. El tejido cauterizado ofrece pocos resultados histopatológicos. Biopsia pancreática Figura 4.58 Puntos de referencia para la biopsia hepática. A, carina del esternón. Se han observado varios trastornos pancreáticos (Graham y Heyer, 1992; Speer, 1998; Ritzman 2000), pero se ha investigado poco sobre la importancia clínica de las concentraciones de amilasa y lipasa (Fudge, 1997), aunque un aumento de cuatro veces de la concentración de amilasa puede indicar una patología pancreática. Actualmente, la histopatología es la herramienta diagnóstica de elección (Speer, 1998). Los signos clínicos asociados a pancreatitis aviaria incluyen anorexia, molestias abdominales (cólico), pérdida de peso, poliuria, polidipsia, distensión abdominal, polifagia o heces voluminosas y pálidas, aunque muchos casos son asintomáticos. El ave se anestesia, se intuba y se coloca en decúbito dorsal. Se hace una incisión craneocaudal pequeña (1-2 cm) en Cirugía respiratoria la región medioabdominal. Hay que tener cuidado para no lesionar las vísceras subyacentes. El lóbulo pancreático en el asa duodenal del intestino delgado se localiza fácilmente y se exterioriza. Las asas pancreáticas dorsal y ventral están separadas por la arteria pancreática (que no debe dañarse). Aunque las lesiones pueden ser evidentes en otras zonas del páncreas, se obtiene la muestra de la cara más distal del órgano. Para hacerlo con seguridad, se tira del borde distal y se examinan los tejidos subyacentes por si existe una arteria, antes de eliminar la biopsia con cuidado. Si hay lesiones específicas, debe hacerse una biopsia de ellas (si están en el lóbulo ventral o dorsal), pero no del lóbulo esplénico, tan grande como pueda conseguirse sin lesionar la irrigación arterial para el tejido pancreático restante. La incisión se cierra de la forma habitual. Biopsia renal Es una técnica que se utiliza con frecuencia en el trabajo diagnóstico de los trastornos renales. La técnica es simple y tiene pocos riesgos si se realiza con endoscopia. Cirugía respiratoria © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Traqueotomía Esta intervención está indicada con más frecuencia para el tratamiento del aspergiloma de la siringe o la tráquea o para la eliminación de un cuerpo extraño en la tráquea. Esta técnica suele ser más necesaria en las psitácidas si se compara con las rapaces como en el caso anterior de estrechamiento importante de la parte distal de la tráquea que hace más dif ícil el tratamiento endoscópico de estas lesiones. La intubación debe realizarse antes de realizar la cirugía traqueal. Puede utilizarse una aguja hipodérmica colocada a través de la parte distal de la tráquea para cualquier cuerpo extraño con el fin de que el material no pase caudalmente. El ave se coloca en decúbito dorsal, con la cabeza dirigida hacia el cirujano. La parte frontal del ave debe levantarse 45° con respecto a la cola, para así facilitar la visualización intraoperatoria de tórax. Se hace una incisión en la piel adyacente a la entrada torácica. Se identifica el buche, se disecciona de forma roma y se desplaza hacia la derecha. Se penetra en el saco aéreo interclavicular y se levanta la tráquea. El músculo esternotraqueal (unido bilateralmente a la cara ventral de la tráquea) se secciona transversalmente. Pueden colocarse suturas de sujeción dentro de la tráquea para desplazarla en dirección anterior. En la mayor ía de las especies es imposible exteriorizar completamente la siringe. Ahora puede realizarse una traqueotomía, cortando la mitad de la circunferencia traqueal, a través del ligamento que hay entre los cartílagos traqueales adyacentes (utilizando una hoja de un bistur í del número 11). El material extraño puede extraerse haciendo un legrado utilizando una cuchara de Volkmann, y los cuerpos extraños (p. ej., semillas) pueden eliminarse por el sitio de la traqueotomía o pueden desplazarse cranealmente utilizando un catéter adecuado a modo de sonda, o a veces introduciendo aire ● 165 con fuerza con una jeringa hipodérmica. La incisión se repara con suturas discontinuas únicas (Maxon de 6/0, sólo dos o tres suturas) colocada para incluir dos anillos a cada lado de la incisión. Si se requiere un acceso adicional, los músculos pectorales superficiales pueden levantarse y puede realizarse la osteotomía de la clavícula. Cuando se cierra, los dos extremos de la clavícula se aproximan pero no vuelven a juntarse. El músculo se vuelve a colocar en su sitio y se sutura en su posición. El buche se sutura hacia atrás en su sitio para crear una reparación hermética sobre el saco aéreo interclavicular, utilizando una sutura continua con material absorbible. La piel se cierra en la forma habitual. Traquectomía En los casos en los que se produce una estenosis traqueal grave, generalmente después de un traumatismo (lo más habitual es que se asocie a intubación reciente, especialmente en los guacamayos) o una infección, debe hacerse una resección traqueal y eliminar el tejido afectado (fig. 4.60). Dependiendo del sitio de la lesión, la mayor ía de las especies pueden perder hasta cinco anillos traqueales, en cuyo caso, se realiza la aposición estrecha de los cartílagos tras la cirugía, utilizando material de sutura que provoque una reacción tisular mínima (p. ej., polidioxanona, Ethicon), para minimizar el riesgo de formación de granulomas intraluminales. El traumatismo de los tejidos traqueales durante la cirugía debe reducirse al mínimo. Es preferible colocar suturas en la tráquea en el momento de la resección, para facilitar la aposición y la anastomosis. Se utilizan de dos a cuatro suturas (dependiendo del tamaño del paciente) que se colocan previamente antes hacer ningún nudo. Figura 4.60 Traqueotomía con reflexión de los músculos pectorales superficiales y resección de la clavícula izquierda para aumentar el acceso a la entrada torácica. 166 ● CAPÍTULO 4: Anestesia y cirugía de las partes blandas Figura 4.61 Sitio de la biopsia pulmonar bajo la sexta costilla. Figura 4.62 Puntos de referencia para la biopsia pulmonar: A, escápula; B, octava costilla; C, incisión sobre la sexta costilla. Biopsia pulmonar apoyo térmico y nutricional, así como la minimización del estrés, son vitales. Puede obtenerse endoscópicamente a través de la cirugía de los sacos aéreos (el método que prefiere el autor). Las radiograf ías de alta definición o la TC le pueden ser útiles al cirujano para localizar un área de tejido pulmonar con anomalías evidentes del cual obtener la biopsia, que es más probable que produzca resultados útiles. El ave se apoya en decúbito lateral, con la pata extendida caudalmente y el ala en abducción dorsal. Se localiza la quinta costilla (es decir, quinta de ocho) (generalmente en la extremidad caudal de la escápula). Se hace una incisión en la piel sobre la costilla desde la escápula hasta el nivel de la apófisis uncinada. La incisión se continúa hacia abajo sobre la costilla (fig. 4.61). El tejido pulmonar puede visualizarse a cada lado de la costilla. Se elimina una sección de la costilla (0,5 cm) que rodea el pulmón y se obtiene una biopsia utilizando unas tijeras para iris desde la parte de debajo de la posición de la costilla (fig. 4.62). Después se cierra la piel sola. Enmudecimiento de las aves El Royal College of Veterinary Surgeons considera que esta intervención es una mutilación y muy acertadamente es ilegal en el Reino Unido. Incluso en los países donde no está prohibida, es una intervención de riesgo con resultados inciertos a corto y a largo plazo, es decir, muchas aves siguen vocalizando a pesar del enmudecimiento quirúrgico. Cuidados postoperatorios Los cuidados postoperatorios afectan mucho a los resultados de la intervención. La prevención de autotraumatismos, una rápida recuperación, analgesia suficiente, líquidos, BIBLIOGRAFÍA Antinoff N, Hoefer HL, Rosenthal KL, Bartick TE (1997) Smooth muscle neoplasia of suspected oviductal origin in the cloaca of a blue fronted Amazon parrot (Amazona aestiva). Journal of Avian Medicine and Surgery 11: 268–272. Bartels KE (ed.) (2002) Lasers in medicine and surgery. Veterinary Clinics of North America – Small Animal Practice 32: xiii–xv. Best R (1996) Breeding problems. In: Beynon PH, Forbes NA, HarcourtBrown NH (eds) Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl, pp. 208–215. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. 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Proceedings of the Association of Avian Veterinarians, Denver, pp. 35–37. 5 Intervenciones médicas Administración de fármacos ● Jesus Naldo Los fármacos pueden administrarse a las aves por cualquiera de las siguientes vías principales: parenteral, oral, nebulización y tópica. Cada una tiene sus propias ventajas e inconvenientes, que deben tenerse en cuenta antes de elegir una vía determinada (tabla 5.1). Administración parenteral Implica la administración de fármacos utilizando una aguja o un instrumento parecido del equipo. La vía parenteral es el método de elección para tratar a las aves gravemente enfermas que requieren un tratamiento inmediato, directo e intensivo (figs. 5.1-5.10). Puede administrarse una dosis exacta con un estrés mínimo y pueden alcanzarse rápidamente concentraciones sanguíneas. Las vías principales de administración que se han utilizado en las aves son la vía intramuscular (i.m.), intravenosa (i.v), subcutánea (s.c.), intraperitoneal (i.p.), intrasinusal (i.s.), intraósea (i.o.), intratraqueal (i.t.) e intranasal (i.n.). Existen varios fármacos que se pueden administrar a las aves mediante inyección. Existen algunas consideraciones generales que deben tenerse en cuenta, independientemente de la vía utilizada o del fármaco administrado. Son las siguientes. ● ● TABLA 5.1 Vías diferentes de inyección y sitios recomendados Vía de administración Sitios de inyección Intramuscular Músculo pectoral Músculo cuádriceps Vena subclavia Vena yugular derecha Vena metatarsiana medial Red inguinal Zona interescapular Región axilar Cavidad peritoneal Narinas Senos infraorbitarios Tibiotarso proximal Cúbito distal Orofaringe Anillos del cartílago traqueal Intravenosa Subcutánea Intraperitoneal Intranasal Intrasinusal Intraósea Intratraqueal ● ● La elección de la aguja (tamaño y longitud) es importante. Las agujas lesionan el tejido y, aunque parece que es leve, puede ser muy importante, especialmente en las aves pequeñas. En términos generales, es deseable que la aguja tenga un calibre tan estrecho y una longitud tan corta como sea posible para que sea consistente con la administración eficaz del fármaco. Sin embargo, hay que observar que una aguja fina puede no ser adecuada para los compuestos espesos y viscosos y que una aguja demasiado corta puede hacer imposible depositar un fármaco (que puede ser irritante) profundamente en la musculatura. Cuando se elige la zona, hay que tener en cuenta las circunstancias particulares. Por ejemplo, las inyecciones irritantes producen degeneración muscular, por lo que hay que asumir que puede producirse algún deterioro del vuelo si se utilizan los músculos pectorales, o de la deambulación o la carrera si se utilizan los músculos de la pata. Una guía útil es inyectar estos compuestos dentro de la masa muscular, que es menos probable que cause molestias o efectos adversos para el ave. Así, en las aves terrestres como las codornices, que prefieren andar en vez de volar, generalmente deben ponerse las inyecciones en los músculos pectorales, mientras que a un halcón, que depende mucho más de su capacidad para volar, es más seguro administrarle las inyecciones en los músculos de las patas. Hay que tener en cuenta el volumen del fármaco inyectado. Como pauta general, los volúmenes máximos que pueden administrarse mediante inyecciones intramusculares por zona son los siguientes: guacamayos y cacatúas 1 ml; amazonas o loro gris, 0,5 ml; cacatúas y aratingas pequeños, 0,2 ml; periquitos, canarios y pinzones, 0,1 ml (Rupley, 1997). A las aves que pesan más de 1.500 g se les puede administrar un volumen de hasta 1,5 ml en cada sitio. Si deben administrarse volúmenes mayores, deben ponerse inyecciones en varios sitios. Las inyecciones múltiples en el mismo lado del pecho o el uso de fármacos irritantes pueden producir necrosis o atrofia muscular. Las inyecciones subcutáneas son preferibles cuando se inyectan grandes volúmenes. Sin embargo, parte del fármaco puede derramarse, y los fármacos irritantes pueden producir necrosis y ulceración de la piel. Las inyecciones intravenosas deben administrarse sólo durante las urgencias y para administrar fármacos de una sola dosis. Cuando se utiliza esta vía, se © 2010. Elsevier España, S.L. Reservados todos los derechos Administración parenteral ● 169 Figura 5.1 Inyección intramuscular en el músculo pectoral de un halcón peregrino (Falco peregrinus). Figura 5.2 Inyección intramuscular en el músculo pectoral de un halcón sacre (Falco cherrug) anestesiado con isoflurano. Figura 5.3 Venopunción de la vena subclavia de una cacatúa de las Molucas (Cacatua moluccencis) anestesiada con isoflurano. Se ha utilizado el mismo sitio para administrar fármacos intravenosos. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 5.4 Administración de líquidos intravenosos en la vena subclavia de un halcón sacre anestesiado con isoflurano. Figura 5.5 Inyección intravenosa en la vena metatarsiana medial de un halcón borní (Falco biarmicus). Figura 5.6 Administración intraósea en el cúbito distal de un halcón híbrido sacre/gerifalte (Falco cherrug-Falco rusticolus). 170 ● CAPÍTULO 5: Intervenciones médicas Figura 5.7 Infusión nasal en un halcón peregrino. Figura 5.8 Infusión sinusal en un halcón peregrino. Figura 5.9 Compresor de aire, nebulizador y cámara de nebulización que se utilizan para las aves pequeñas. Figura 5.10 Cámaras de nebulización y compresores de aire utilizados para halcones y otras aves grandes. ● ● ● ● consiguen concentraciones terapéuticas rápidamente; sin embargo, los hematomas son frecuentes. Las inyecciones intraóseas pueden utilizarse para fármacos no irritantes y para la administración repetida de fármacos. Las inyecciones intratraqueales se utilizan para administrar fármacos en los pulmones y las vías respiratorias de las aves (Jenkins, 1997). Es una vía eficaz para administrar anfotericina B a las aves con aspergilosis. Pueden administrarse con seguridad volúmenes de hasta 2 ml/kg de fármacos hidrosolubles utilizando una aguja de alimentación de metal de pequeño diámetro. El fármaco se inyecta en la tráquea haciendo algo de fuerza, y después se libera al ave y se le permite que se recupere. La inyección en el seno infraorbitario es útil para infundir y administrar fármacos a las aves con sinusitis. También puede utilizarse para desprender exudados y cuerpos extraños de los senos o para obtener muestras para citología, cultivo y antibiograma. Puede utilizarse agua estéril y una solución de antibióticos o antifúngicos para el tratamiento de la sinusitis. No deben usarse soluciones irritantes para inyectar los senos (Rupley, 1997). La infusión nasal puede utilizarse con fines terapéuticos y diagnósticos en las infecciones de los senos infraorbitarios. Pueden utilizarse antibióticos y antifúngicos recomendados para la nebulización en una dosis inferior. Las cantidades de líquidos para la inoculación nasal son de 1-3 ml para un periquito y de hasta 10-15 ml para un guacamayo o cacatúa grandes (Jenkins, 1997; Rupley, 1997). He utilizado un volumen de hasta 40 ml en cada narina para desplazar cantidades grandes de rinolitos y restos en los halcones. Administración oral La administración de fármacos u otros compuestos por vía oral es muy recomendable, especialmente en términos de facilidad de administración. La administración oral puede incluir: 1) incorporación de un compuesto en el alimento o el agua, o 2) la administración mediante una sonda en el buche o el estómago. Las cuestiones prácticas de esta última se analizan más adelante, pero primero se ofrecen algunas pautas generales sobre la administración oral. ● La administración en los alimentos o el agua, aunque aparentemente es fácil, puede plantear problemas. Algunas aves raramente beben, si es que lo hacen alguna vez, y por lo tanto la administración en el agua de bebida puede ser inútil. Las aves que no están sanas es posible que no se alimenten o pueden tomar cantidades de comida muy pequeñas, por lo que es posible que no ingieran los compuestos/ fármacos incluidos en los alimentos, y mucho menos Nebulización ● 171 TABLA 5.2 Administración oral: ventajas e inconvenientes Vía de administración Ventajas Inconvenientes Directamente por boca: cápsulas/comprimidos Puede administrarse por el dueño Proporciona un volumen del fármaco definido administrado a un ave individual Líquidos y suspensiones a través de una sonda en el buche o el estómago Muy útil para trastornos asociados al aparato gastrointestinal Permite una posología precisa Llega rápidamente al intestino Buena absorción No se requiere manejar a las aves. No se produce estrés Las aves se automedican varias veces al día El consumo de los alimentos es más consistente que el consumo de agua Muy práctico cuando hay un gran número de aves Útil para la prevención, el seguimiento del tratamiento o el tratamiento de los trastornos asociados al aparato gastrointestinal Concentraciones intestinales o concentraciones sanguíneas fiables No se requiere manejar al ave, no se produce estrés Las aves se automedican varias veces al día Probablemente es la única vía posible cuando se medica a grandes bandadas o aves salvajes Disminuye la contaminación bacteriana en el agua de bebida Ayuda a controlar la multiplicación de las bacterias en la orofaringe Puede ser estresante tanto para el paciente como para la persona que administra el fármaco Se limita a las aves domesticadas y relativamente dóciles La absorción en el intestino puede ser impredecible Requiere mucho tiempo cuando hay que medicar a un gran número de aves Puede ser estresante, debido al manejo repetido Riesgo de regurgitación y aspiración Se requiere mucho tiempo cuando existe un gran número de aves Alimentos medicados Agua de bebida medicada © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. ● los absorban. Aun cuando el ave esté comiendo y bebiendo, puede no tomar el fármaco de forma adecuada si nota el aspecto o el olor del compuesto en el alimento. Aunque se ingiera el compuesto, aparentemente en cantidades adecuadas, la absorción desde el aparato gastrointestinal puede ser insuficiente para alcanzar concentraciones sanguíneas adecuadas del fármaco (esto no es aplicable a los fármacos que actúan sólo por su actividad dentro del aparato intestinal). La absorción puede ser inadecuada en cualquier circunstancia o puede reducirse si el buche, el estómago o el intestino están llenos de alimento. La eficacia de los fármacos que actúan dentro del intestino puede llegar a reducirse si se han ingerido grandes cantidades previamente. Se apreciará, por lo tanto, que la administración oral de fármacos, aunque es muy tentadora, y a veces muy útil, no carece de inconvenientes (tabla 5.2). Antes de iniciar este curso de acción, el veterinario debe comprobar los puntos mencionados antes y asegurarse de que es probable que el tratamiento sea eficaz. Cuando se ponen fármacos en los alimentos, puede hacerse de varias formas. Las aves que se están alimentando con una dieta en puré o pienso de una marca registrada pueden tener el compuesto incluido como fuente (el fabricante) o mezclado en una fase posterior por el dueño o el veterinario. En el caso de las aves que comen fruta, el compuesto puede inyectarse en un alimento que el animal prefiera especialmente. Las aves que se alimentan a base de carne o animales enteros pueden tener algunos fármacos secretados dentro de la carne o del cuerpo de la presa. No es satisfactorio en las aves anoréxicas El olor puede afectar a la ingestión de alimentos Interacción impredecible entre el fármaco y los alimentos Dependiendo del tipo de fármaco utilizado, puede producirse una absorción insuficiente para alcanzar las concentraciones sanguíneas terapéuticas (v. también ingestión de agua, más adelante) La ingestión y absorción de antibióticos administrados en el agua de bebida son poco precisos, especialmente en las especies adaptadas a condiciones áridas que beben muy poco Algunos fármacos no son estables o solubles en agua Raramente se consiguen las concentraciones sanguíneas terapéuticas La ingestión inadecuada de antibióticos puede causar resistencia bacteriana al fármaco Cuando se va a administrar en el agua de bebida, asumiendo que el ave pertenece a una especie que bebe con regularidad, la cuestión del aspecto y la palatabilidad se convierte en algo destacado. Algunos fármacos alteran la coloración del agua, y esto puede desanimar al ave a beber o reducir su ingesta. Por otro lado, el olor de un fármaco puede reducir la palatabilidad. El efecto del color puede minimizarse proporcionando al ave agua en un bebedero de color marrón oscuro o coloreado de forma parecida antes de comenzar la medicación. La palatabilidad es menos fácil de resolver pero, en algunos casos, añadir azúcar u otra sustancia dulce al agua puede ayudar a enmascarar el sabor del fármaco. Debe estar claro a partir del párrafo anterior que la administración oral no es una panacea. Antiguamente, un tratamiento estándar para las aves de jaula enfermas en muchos hospitales veterinarios era «oxitetraciclina en el agua de bebida». Durante años, muchos autores han llamado la atención sobre la poca fiabilidad de este abordaje y los veterinarios modernos especializados en aves saben que deben ser más emprendedores para que los fármacos sean más eficaces. Nebulización La nebulización, que se ha utilizado para la administración local en las vías respiratorias superiores, permite que el fármaco penetre en los sacos aéreos, que pueden ser el sitio de varias infecciones importantes, incluyendo aspergilosis, micoplasmosis e infección por Escherichia coli. Una unidad nebulizadora ideal debe producir partículas tan pequeñas como de 3 πm de diámetro con el fin de alcanzar los sacos aéreos y los pulmones. Los 172 ● CAPÍTULO 5: Intervenciones médicas TABLA 5.3 Tratamiento con nebulización: ventajas e inconvenientes Ventajas Inconvenientes Puede conseguirse un tratamiento eficaz causando menos estrés, aunque haya que repetir la dosificación Los fármacos pueden liberarse directamente en el sitio de la infección, incluyendo los que son relativamente tóxicos cuando se administran por vía parenteral Humidifica el aire inspirado Puede contaminar el entorno No se producen concentraciones del fármaco en la sangre ni en las vías respiratorias inferiores Habitualmente debe combinarse con tratamiento sistémico parabronquios de las aves tienen un tamaño que var ía de 0,5-2 mm y los capilares aéreos var ían de 3-10 πm de diámetro (King y McLelland, 1984). Es probable que la nebulización penetre hasta una parte limitada del aparato respiratorio inferior; sin embargo, suele observarse mejor ía clínica. En la tabla 5.3 se resumen las ventajas e inconvenientes de este tratamiento. El equipo de nebulización consta de lo siguiente: Compresor de aire. Oxígeno. Nebulizador. Cámara cerrada. ● ● ● ● En la tabla 5.4 se enumeran algunos de los antibióticos y antifúngicos que se nebulizan habitualmente. Debe utilizarse un antibiótico de amplio espectro para iniciar la nebulización antes de tener los resultados del cultivo y el antibiograma. La selección del antibiótico puede modificarse dependiendo del antibiograma. Los pacientes deben nebulizarse durante 10-30 min, dos a cuatro veces al día, además de administrarles un tratamiento sistémico (Rupley, 1997). Existe un nuevo desinfectante procedente de Sudáfrica, F10, que es un amonio cuaternario, libre de aldehído, con compuestos de biguanidina con actividad virucida, bactericida, fungicida y esporicida de espectro completo (Verwoerd, 2001). Se ha utilizado F10 diluido 1:250 para nebulizar psitácidas, avutardas y rapaces con aspergilosis o saculitis aérea bacteriana (Bailey y Sullivan, 2001; Chitty, 2002; Forbes, 2001; Stanford, 2001; Verwoerd, 2001). Se ha utilizado en los loros grises combinado con terbinafina oral (Chitty, 2002) y en las rapaces combinado con itraconazol (Forbes, 2001; Stanford, 2001). Los distintos factores que hacen de F10 un fármaco ideal para la nebulización incluyen que: los pacientes lo toleran bien, es seguro para los seres humanos y se ha utilizado para la desinfección en la fabricación de alimentos en Sudáfrica. No es irritante para los tejidos y no es corrosivo para los metales ni los plásticos (Verwoerd, 2001). A las aves con signos clínicos de trastornos respiratorios se les nebuliza con F10 como parte de la estabilización inicial antes de la investigación diagnóstica (Chitty, 2002; Stanford, 2001). Administración tópica La administración tópica de fármacos tiene la ventaja de que se aplican directamente en la zona de la lesión; sus ventajas e inconvenientes se resumen en la tabla 5.5. TABLA 5.4 Algunos fármacos habituales que se administran mediante nebulización Fármaco Posología Duración y frecuencia de la administración Bibliografía Acetilcisteína al 20% 200 mg/9 ml de agua estéril 200 mg/8 ml de agua estéril y 1 ml de amikacina o gentamicina 25 mg/10 ml de suero salino 10 mg/10 ml de suero salino 100 mg/15 ml de suero salino 200 mg/10 ml de suero salino 100 mg/10 ml de suero salino 15 min dos veces al día Rupiper et al., 2000 15 min dos veces al día 15 min dos veces al día 15-20 min cuatro veces al día 15 min dos veces al día 10-30 min dos-cuatro veces al día 15 min dos veces al día 15 min dos veces al día 30-60 min 20-30 min dos-tres veces al día Rupiper et al., 2000 Rupiper et al., 2000, Rupley 1997 Aminofilina Anfotericina B Carbenicilina Cefotaxima Cloranfenicol Clotrimazol Desinfectante F10* Doxiciclina Enrofloxacino Eritromicina 100 mg/10 ml de suero salino 200 mg/15 ml de suero salino Solución al 1% 10 ml de una dilución 1:250 Hidrocloruro de terbinafina Piperacilina 200 mg/15 ml de suero salino 100 mg/10 ml de suero salino 50 mg/10 ml de suero salino 100 mg/10 ml de suero salino 200 mg/10 ml de suero salino 200 mg/15 ml de suero salino 50 mg/10 ml de suero salino 50 mg/8 ml de agua estéril y 1 ml de acetilcisteína al 20% 500 mg y 1 ml de acetilcisteína al 20% en 500 ml de agua destilada 100 mg/10 ml de suero salino Sulfadimetoxina Sulfato de amikacina 200 mg/15 ml de suero salino 50 mg/10 ml de suero salino Tilosina 100 mg/10 ml de suero salino o 1 g de polvo/50 ml de DMSO o agua destilada Espectinomicina Gentamicina * Rupiper et al., 2000, Rupley 1997 Rupley 1997 15-20 min cuatro veces al día 15-20 min cuatro veces al día 15 min tres veces al día 15 min tres veces al día 15-20 min cuatro veces al día 15-20 min cuatro veces al día 15 min tres veces al día 15 min tres veces al día Rupiper et al., 2000 Forbes 1996 Rupiper et al., 2000 Bailey and Sullivan 2001, Chitty 2002, Forbes 2001, Stanford 2001, Verwoerd 2001 Forbes 1996 Forbes 1996 Rupiper et al., 2000 Rupley 1997 Forbes 1996 Forbes 1996 Forbes 1996, Rupley 1997 Rupiper et al., 2000 20 min tres veces al día Dahlhausen et al., 2000 10-30 min dos-cuatro veces al día 15-20 min cuatro veces al día 15 min dos veces al día Rupley 1997 10-60 min dos veces al día Health and Hygiene (Pty) Ltd, PO Box 347, Sunninghill 2157, South Africa; www.healthandhygiene.net Forbes 1996 Forbes 1996, Rupiper et al., 2000, Rupley 1997 Forbes 1996, Rupiper et al., 2000, Rupley 1997 Enema ● 173 TABLA 5.5 Tratamiento tópico: ventajas e inconvenientes Fármacos tópicos Ventajas Inconvenientes Ungüentos oftálmicos Permanecen en los ojos y ejercen su acción terapéutica durante más tiempo que las gotas o las soluciones oculares Puede administrarse directamente en los orificios nasales de las aves para tratar la sinusitis Útil para las infecciones localizadas, como dermatitis o traumatismos cutáneos, en los que no se recomiendan las inyecciones sistémicas Una cantidad excesiva de ungüento que contamina la piel de los párpados puede producir irritación y mutilación Cremas y ungüentos Gotas para los oídos y los ojos Aerosol rociador de antibióticos/antihelmínticos Polvo Torundas de gasa impregnadas con ungüentos de antibióticos/ DMSO Bolas de polimetilmetracrilato (AIPMMA) impregnadas con antibióticos Útiles para tratar la rinitis mediante instilación en los orificios nasales externos Se prefieren a los ungüentos porque limitan la lesión de las plumas No produce obstrucción de las plumas El color del rociador tiñe las plumas dando un aspecto desagradable Útil para el tratamiento de ectoparásitos Útiles para el tratamiento de la inflamación de las partes blandas localizadas en las patas Útiles para el tratamiento de las infecciones de las patas y otras heridas infectadas, isquémicas. Pueden conseguirse concentraciones locales mayores de antibióticos sin afectar a la irrigación vascular y la integridad de los tejidos El uso de bolas de polimetilmetacrilato impregnadas con antibióticos (AIPMMA) tras la desbridación quirúrgica ofrece un método eficaz para administrar antibióticos en una zona infectada, isquémica (Klemm, 1993). Esta técnica se ha utilizado en las aves para el tratamiento de osteomielitis, celulitis (Wheler et al., 1996) y pododermatitis (Remple y Forbes, 2000). Algunos antibióticos que pueden incorporarse en las bolas de AIPPMA incluyen piperacilina, rifampina, amoxicilina, clindamicina, enrofloxacino y gentamicina (Remple y Forbes, 2000). BIBLIOGRAFÍA Bailey TA, Sullivan T (2001) Aerosol therapy in birds using a novel disinfectant. Exotic DVM 3(4): 17. Chitty J (2002) A novel disinfectant in psittacine respiratory disease. Proceedings of the Association of Avian Veterinarians, Monterey, pp. 25–27. Dahlhausen B, Lindstrom JG, Radabaugh S (2000) The use of terbinafine hydrochloride in the treatment of avian fungal disease. Proceedings of the Association of Avian Veterinarians, Portland, pp. 35–39. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Puede producir obstrucción de las plumas Puede producir automutilación Puede causar intoxicación si se ingiere cuando el ave se limpia Las cremas que contienen esteroides pueden causar polidipsia si se utilizan en exceso Acción terapéutica de corta duración Forbes NA (1996) Respiratory problems. In: Beynon PH, Forbes NA, Lawton MPC (eds) Manual of Psittacine Birds, pp. 147–157. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. Forbes NA (2001) Aspergillosis in raptors. International Falconer 9: 44–47. Jenkins JR (1997) Hospital techniques and supportive care. In: Altman RB, Clubb SL, Dorrestein GM, Quesenberry K (eds) Avian Medicine and Surgery, pp. 232–252. WB Saunders, Philadelphia. Rupley AE (1997) Manual of Avian Practice. WB Saunders, Philadelphia. Stanford M (2001) Use of F10 in psittacines. Exotic DVM 3(4): 18. Verwoerd D (2001) Aerosol use of a novel disinfectant as part of an integrated approach to preventing and treating aspergillosis in falcons in the UAE. Falco 17: 15–18. Wheler CL, Machin KL, Lew LJ (1996) Use of antibiotic-impregnated polymethacrylate beads in the treatment of chronic osteomyelitis and cellulitis in a juvenile bald eagle (Haliaeetus leucocephalus), Proceedings of the Association of Avian Veterinarians, Tampa, pp. 187–194. LECTURAS COMPLEMENTARIAS Dorrestein GM (1996) Principles of therapy. In: Beynon PH, Forbes NA, Harcourt-Brown NH (eds) Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl, pp. 47–54. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. Dorrestein GM (2000) Nursing the sick bird. In: Tully TN, Lawton MPC, Dorrestein GM (eds) Avian Medicine, pp. 74–111. Butterworth-Heinemann, Oxford. Flammer K (1994) Antimicrobial therapy. In: Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR (eds) Avian Medicine: Principles and Application, pp. 434–456. Wingers Publishing, Lake Worth, FL. Forbes NA, Lawton MPC (1996). Examination, basic investigation and principles of therapy. In: Beynon PH, Forbes NA, Lawton MPC (eds) Manual of Psittacine Birds, pp. 27–37. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. Rosskopf WJ, Woerpel RW (1996). Practical avian therapeutics with dosages of commonly used drugs. In: Rosskopf WJ Jr, Woerpel RW (eds) Diseases of Cage and Aviary Birds, 3rd edn, pp. 255–259. Williams & Wilkins, Baltimore. King AS, McLelland J (1984) Birds: Their Structure and Function, 2nd edn. Baillière Tindall, London. Klemm KW (1993) Antibiotic bead chains. Clinical Orthopaedics and Related Research 295: 63–76. Remple JD, Forbes NA (2000) Antibiotic-impregnated polymethyl methacrylate beads in the treatment of bumblefoot in raptors. In: Lumeij JT, Remple JD, Redig PT et al. (eds) Raptor Biomedicine III, pp. 255–263. Zoological Education Network, Lake Worth, FL. Rupiper DJ, Carpenter JW, Mashima TY (2000) Formulary. In: Olsen GH, Orosz SE (eds) Manual of Avian Medicine, pp. 553–589. CV Mosby, St Louis. Enema Jaime Samour Un enema es una intervención médica habitual que se realiza con frecuencia en medicina en los mamíferos 174 ● CAPÍTULO 5: Intervenciones médicas para aliviar el estreñimiento. Este trastorno rara vez se observa en los pacientes aviarios debido a las diferencias en cuanto a la fisiología del sistema digestivo. Sin embargo, las aves afectadas con deshidratación grave y algunos trastornos crónicos pueden sufrir impactación del aparato gastrointestinal inferior, especialmente las rapaces, o de urolitos que producen impactación de la cloaca. En estos casos está indicado un enema, o más correctamente un lavado cloacal. Las sondas esofágicas que se utilizan habitualmente para pequeños mamíferos son ideales para este fin. En las aves más pequeñas son más adecuados los catéteres uretrales. Se prepara una solución de lavado utilizando 100 ml de agua caliente a 37 °C, 5 ml de aceite vegetal o parafina líquida y 1 ml de un detergente líquido. La sonda o el catéter se lubrican con aceite o con parafina líquida y se insertan suavemente en la cloaca. Entonces puede inyectarse la solución de lavado utilizando una jeringa (figs. 5.11 y 5.12). Figura 5.11 Una sonda esofágica es ideal para administrar enemas a las aves de mediano tamaño. La sonda se lubrica y se inserta suavemente en la cloaca. Se muestra una avutarda hubara (Chlamydotis undulata) a la que se le está poniendo un enema como tratamiento colateral de la paresia por captura. (Por cortesía del Dr. T. A. Bailey.) Fluidoterapia Thomas A. Bailey El objetivo de la fluidoterapia es reemplazar la pérdida de líquidos por un proceso patológico o por la restricción de la ingesta (Blood y Studdert, 1988), y es una parte necesaria del tratamiento de la mayor ía de las aves lesionadas o debilitadas, que se asume que se presentan en un estado de deshidratación (Harrison, 1986). El agua corporal total, el agua extracelular y el volumen de sangre en las aves adultas constituyen aproximadamente el 60%, 18-24% y 4,4-14,3% del peso corporal, respectivamente (Jones y Pollock, 2000). Las necesidades de líquido de mantenimiento diarias no se conocen. Sin embargo, las necesidades de líquido de mantenimiento diarias para las rapaces y las psitácidas se han estimado en 50 ml/kg/día, o aproximadamente el 5% el peso corporal (Redig, 1984). En ausencia de datos en contra, es probable que esta estimación sea adecuada para muchas especies de aves, aunque se sabe que el consumo de agua puede variar del 5 al 30% del peso corporal en muchas especies que se mueven libremente. La cantidad de agua necesaria se relaciona de forma inversa con el tamaño del cuerpo y también puede variar dependiendo de la edad, el estado reproductor, la ingestión dietética y el tipo de alimentos consumidos (National Research Council, 1994). Por ejemplo, las aves jóvenes, en crecimiento, suelen beber comparativamente volúmenes mayores de agua que las aves adultas, y la deshidratación suele ser más grave en los pollos que en los adultos debido a que el agua total del organismo es mayor en los pollos. La diferencia de la ingestión de agua en los gallos domésticos (Gallus domesticus) se ilustra en la tabla 5.6. El estado de hidratación puede estimarse a partir de los signos clínicos y la anamnesis. El aspecto de los ojos, la hidratación corneal, la presión ocular y la sequedad de la mucosa oral proporcionan información útil sobre si un ave está deshidratada. La elasticidad de los pliegues cutáneos sobre la cara dorsal del metatarso y la turgencia, el tiempo de llenado y el volumen luminal de la vena y la arteria braquiales tras la compresión digital son buenos indicadores del estado de hidratación (Abou-Madi y Kollias, 1992; Jones y Pollock, 2000): ● ● ● Deshidratación moderada ( 5%): tiempo de llenado de la vena cubital superior de 1-2 s y fruncido breve de la piel. Deshidratación grave ( 10%): ojos hundidos, membranas pegajosas, fruncimiento de la piel y los párpados. Deshidratación extrema (15%): todos los signos indicados antes y debilidad, aumento de la frecuencia cardíaca, mala calidad del pulso y colapso. TABLA 5.6 Diferencias de la ingestión de agua en las aves de corral domésticas Figura 5.12 La solución de lavado contiene agua caliente, parafina líquida y detergente líquido y se inyecta a través de una sonda utilizando una jeringa grande. Obsérvese que un ayudante está sujetando al ave. Es muy recomendable realizar esta operación sobre una batea. (Por cortesía del Dr. T. A. Bailey.) Fase Necesidades (% del peso corporal al día) Adulto Crecimiento Gallina ponedora 5,5 18-20 13,6 Fuente: Quesenberry and Hillyer, 1995. Fluidoterapia: aplicación clínica TABLA 5.7 Hallazgos de laboratorio en las aves con deshidratación Aumento del hematocrito Aumento de las proteínas totales Aumento de urea plasmática Aumento del 15-30% ( 55% en los adultos) Aumento del 20-40% con deshidratación 6,5-15,3 normal Fuente: Lumeij 1987; Martin and Kollias 1989. Deshidratación estimada (%) peso corporal (g) déficit de líquidos (ml). © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. La mitad del déficit de líquidos totales se administra a las 12-24 h junto con las necesidades de líquidos de mantenimiento diarias. El 50% restante se divide en las siguientes 48 h con los líquidos de mantenimiento diarios. Más adelante se proporciona un ejemplo. Heidenreich (1995) opina que la cantidad máxima de líquidos que puede administrarse de una vez a un ave sana es de 90 ml/kg/h mediante un goteo a una velocidad de 1,5 ml/kg/min. Figura 5.13 Los líquidos subcutáneos pueden administrarse en un flanco lateral, la axila o la región intraescapular en los casos de deshidratación leve. 175 Fluidoterapia: aplicación clínica Una avutarda hubara de 900 g presentaba tricomoniasis de la cavidad orofar íngea. El ave tenía anorexia y, a partir de la anamnesis y los datos clínicos, se estimó que tenía una deshidratación de aproximadamente el 10%. ● Como con los mamíferos, la anemia o la hipoproteinemia pueden afectar a la precisión del hematocrito (Hto) o los sólidos para detectar la deshidratación (tabla 5.7). Además, existen cambios relacionados con la edad en la hematología y el perfil bioquímico de la sangre de las aves jóvenes, por lo que los cambios en las aves jóvenes deben interpretarse comparando el hematocrito, las proteínas totales y la urea plasmática con la de las aves normales del mismo grupo de edad. Aunque no se conocen las necesidades de líquidos de muchas especies, se ha estimado que las necesidades de líquidos de mantenimiento diarias de las rapaces y las psitácidas son de 50 ml/kg/día, o aproximadamente el 5% del peso corporal (Redig, 1993). Puede calcularse una estimación del déficit de líquidos de un ave basándose en su peso corporal: ● ● Déficit de líquido estimado total 0,1 (10%) 900 (g) 90 ml. Necesidades de líquidos de mantenimiento diarias a 50 ml/kg 50 0,9 45 ml: ● Necesidades de líquidos durante las primeras 12-24 h 45 0,5 (90) 90 ml. ● Necesidades de líquidos durante las primeras 24-48 h 45 0,5 (90) 90 ml. Los suplementos de líquidos pueden administrarse por vía oral, subcutánea (figs. 5.13 y 5.17), vía intravenosa (fig. 5.14) o mediante una cánula intraósea (fig. 5.15). En la tabla 5.8 se presentan las ventajas e inconvenientes de cada uno de estos métodos. En el cuadro 5.1 se ofrece más información sobre la técnica con cánulas i.o. Se han utilizado con éxito suero salino con dextrosa al 5%, suero salino de lactato de Ringer y productos comerciales como refrescos a base de cola descarbonatados, Pedialyte® (suero oral, Abbott Laboratories, EE. UU.) y Lectade® (compuesto de rehidratación oral, Pfizer, Reino Unido), para la rehidratación oral. Aunque las aves con deshidratación leve pueden tratarse de forma conservadora utilizando líquidos orales o subcutáneos, en otros casos se recomiendan las vías intravenosa o intraósea. En el apéndice VIII se presenta una lista completa de los fármacos utilizados en Figura 5.14 Los líquidos y los fármacos intravenosos pueden administrarse lentamente a través de un catéter de mariposa en la vena yugular derecha. 176 ● CAPÍTULO 5: Intervenciones médicas Figura 5.15 Radiografía que muestra una cánula intraósea en el cúbito distal de una avutarda kori (Ardeotis kori). fluidoterapia. A continuación se resume la selección de los líquidos intravenosos. Se considera que los cristaloides son los líquidos iniciales de elección en las aves con shock o deshidratación. Treinta minutos después de administrar líquidos a un ave, sólo la cuarta parte de los líquidos totales permanecen en el compartimento vascular (Dorrestein, 2000). Así, los beneficios circulatorios obtenidos de la fluidoterapia son transitorios y el tratamiento debe repetirse. Es útil tener una incubadora pequeña en la sala de exploración o de tratamiento para poder calentar los líquidos a 38-39 °C antes de administrarlos. Usar líquidos calientes es especialmente importantes en los recién nacidos. Redig (1996) recomienda utilizar un bolo intravenoso rápido inyectado a una velocidad de 10 ml/kg/min utilizando una aguja de calibre 25 o un catéter durante las primeras 24-48 h del tratamiento de reemplazo. También puede administrarse con seguridad una inyección con un bolo i.v. lento de 10-25 ml/kg de líquidos cristaloides durante un per íodo de 5 min cada 8 a 12 h. Puesto que la mayor ía de los trastornos que se observan habitualmente desplazan al paciente aviario hacia un estado de acidosis metabólica, se recomienda la solución de suero salino de lactato de Ringer (Redig, 1993). El lactato se metaboliza a bicarbonato en el hígado. Pueden ser necesarios los suplementos de bicarbonato en los estados muy acidóticos. Si no es posible medir el bicarbonato de la sangre, puede administrarse una dosis de 1 mmol/kg cada 15-30 min hasta un máximo de 4 mmol/kg/día (Hernandez y Aguilar, 1994). En los casos de lesión tisular grave, catabolismo extremo e insuficiencia renal, puede administrarse gluconato cálcico lentamente como cardioprotector, y puede administrarse glucosa para facilitar el movimiento de potasio a través de las membranas celulares (Dorrestein, 2000). Puede utilizarse suero salino hipertónico (7,5%) como tratamiento de reanimación para restaurar la función circulatoria. Produce una expansión rápida del plasma y después de su uso deben administrarse líquidos isotónicos. El suero salino hipertónico está indicado en casos de shock hemorrágico y edema pulmonar y está contraindicado en la deshidratación y los traumatismos craneoencefálicos (Dorrestein, 2000). En la clínica de perros y gatos, un método adecuado para administrar suero salino hipertónico con un coloide es diluir NaCl al 23,4% con hetastarch al 6% o dextrano 70 al 6% para hacer una solución al 7,5% e infundirla a una velocidad de 4 ml/kg (Day y Bateman, 2006). Los coloides son polisacáridos de alto peso molecular, con un tamaño de las partículas parecido al de la albúmina, que se limitan al compartimento plasmático. Están indicados para sustituir el volumen plasmático en casos de shock hipovolémico causado por hemorragia, quemaduras, pérdida de agua y electrólitos debido a vómitos o diarrea persistentes. El efecto es parecido al de la administración de suero salino hipertónico, aunque la duración (24 h) es mayor. Redig (1984) observó una mejor ía TABLA 5.8 Tipos de fluidoterapia: ventajas e inconvenientes Vía Ventajas e inconvenientes Líquidos orales Sólo son eficaces con deshidratación leve La dextrosa al 5% puede ser mejor que la solución de lactato de Ringer Contraindicados cuando existe estasis del aparato gastrointestinal Contraindicados en decúbito lateral Contraindicados con convulsiones y traumatismos craneoencefálicos No son eficaces para el shock Se utilizan principalmente para la deshidratación leve Menos eficaces para el tratamiento del shock debido a vasoconstricción periférica Eficaces para proporcionar líquidos de mantenimiento Se administran en el flanco lateral o en las regiones inguinales La dosis se divide entre varios sitios a 5-10 ml/kg/sitio Evitar administrarlos alrededor de la base del cuello debido a la comunicación con el saco aéreo cervicocefálico Expansión rápida del volumen circulatorio Perfusión renal rápida Indicados en el shock Indicados en la deshidratación grave Usar una vez en la vena yugular derecha Usar una vez en la vena metatarsiana medial Usar varias veces con una cánula intraósea cubital Utilizar una vez con una cánula intraósea tibial La inyección de un gran volumen de líquido en la vena cubital o metatarsiana es difícil y puede causar hematomas Líquidos subcutáneos Líquidos intravenosos o intraóseos Sonda de alimentación y apoyo nutricional Cuadro 5.1 Líquidos intraóseos: más información ● ● ● ● ● ● Líquidos Sangre Antimicrobianos Nutrición parenteral Coloides Glucosa Ventajas de las cánulas intraóseas ● ● ● ● ● Útiles en los casos extremadamente debilitados en los que las venas están demasiado colapsadas Fácil de colocar y de mantener Tolerancia Inmovilización reducida del paciente Menos estresante si se compara con la venopunción repetida Las cánulas intraóseas pueden colocarse en cualquier hueso con una cavidad medular amplia ● ● Cúbito distal en las aves de tamaño mediano a grande que requieren días de tratamiento Tibia proximal para el tratamiento a corto plazo Nota: se ha demostrado en las palomas que el 50% de los líquidos administrados en el cúbito entran en la circulación sistémica en 30 s. 177 adicional que debe tenerse en cuenta cuando se administran líquidos incluye: ● ● Puede utilizarse una cánula intraósea para administrar ● ● ● Calor. Multivitaminas. Dextrano de hierro. Antibióticos, si es necesario. BIBLIOGRAFÍA Abou-Madi N, Kollias GV (1992) Avian fluid therapy. In: Kirk RW, Bonagura JD (eds) Current Veterinary Therapy IX, pp. 1154–1159. WB Saunders, Philadelphia. Blood DC, Studdert VP (1988) Baillière’s Comprehensive Veterinary Dictionary. Baillière Tindall, London. Day TK, Bateman S (2006) Shock syndromes. In: DiBartola S (ed.) Fluid, Electrolyte and Acid-base Disorders in Small Animal Practice, pp. 540–564. Saunders, St Louis. Dorrestein GM (2000) Nursing the sick bird. In: Tully TN, Lawton MPC, Dorrestein GM (eds) Avian Medicine, pp. 74–111. Butterworth-Heinemann, Oxford. Harrison GJ (1986) What to do until a diagnosis is made. In: Harrison GJ, Harrison LR (eds) Avian Medicine: Principles and Application, pp. 356–362. WB Saunders, Philadelphia. Heidenreich M (1995) Birds of Prey. Medicine and Management, pp. 125–128. Blackwell Science, Oxford. Hernandez M, Aguilar RF (1994) Steroid and fluid therapy for treatment of shock in the critical avian patient. Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine 3: 190–199. Jones MP, Pollock CG (2000) Supportive care and shock. In: Olsen GH, Orosz SE (eds) Manual of Avian Medicine, pp. 17–47. Mosby Publishing, St Louis. Lumeij JT (1987) Plasma urea, creatinine and uric acid concentration in response to dehydration in racing pigeons. Avian Pathology 16: 377–382. Martin HD, Kollias GV (1989) Evaluation of water deprivation and fluid therapy in pigeons. Journal of Zoo and Wildlife Medicine 20: 173–177. Mathews KA (2006) Monitoring fluid therapy and complications of fluid therapy. In: DiBartola S (ed.) Fluid, Electrolyte and Acid-base Disorders in Small Animal Practice, pp. 377–391. Saunders, St Louis. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. National Research Council (1994) Nutrient Requirements of Poultry, 9th edn. National Academy Press, Washington, DC. espectacular en las especies aviarias que tenían shock cuando se les administraba 10-20 ml/kg de dextrano al 6%. Los efectos adversos en los mamíferos incluyen hipervolemia y anafilaxia. Este no es el caso, debido a que el volumen de dextrano inyectado supera un tercio del volumen plasmático. Si se supera esta proporción, dextrano tiene una acción de tipo heparina y puede producirse hemorragia intensa (Jones y Pollock, 2000). Los coloides están contraindicados en la sepsis, la sobrecarga del volumen, los síndromes de derrame capilar y las coagulopatías (Mathews, 2006). La oxiglobina (Biopure) es una hemoglobina bovina polimerizada de glutaraldehído, ultrapurificada, en una solución de lactato de Ringer modificada. En los perros, la oxiglobina proporciona un apoyo para el transporte de oxígeno, mejorando los signos clínicos de la anemia durante al menos 24 h, independientemente de los trastornos subyacentes. Se ha utilizado con éxito en muchas especies de aves con anemia grave. Se ha demostrado que las transfusiones de sangre homóloga son beneficiosas para las aves con anemia crónica (Hto 20%) (Dorrestein, 2000) y son factibles en situaciones en las que hay una gran cantidad de aves donantes de la misma especie disponibles. La evolución de los casos puede monitorizarse utilizando el hematocrito o las proteínas totales. El tratamiento Quesenberry KE, Hillyer EV (1994) Supportive care and emergency therapy. In: Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR (eds) Avian Medicine: Principles and Application, pp. 382–416. Wingers Publishing, Lake Worth, FL. Redig PT (1984) Fluid therapy and acid–base balance in the critically ill avian patient. Proceedings of the Association of Avian Veterinarians, Boulder, pp. 59–74. Redig PT (1993) Fluid therapy and acid-base balance in the critically ill avian patient. In: Redig PT (ed.) Medical Management of Birds of Prey. A Collection of Notes on Selected Topics, pp. 49–60. Raptor Center, University of Minnesota, St Paul, MN. Redig PT (1996) Avian emergencies. In: Beynon PH, Forbes NA, HarcourtBrown NH (eds) Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl, pp. 30–41. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. Sonda de alimentación y apoyo nutricional Thomas A. Bailey El apoyo nutricional es fundamental para la recuperación con éxito de los pacientes aviarios que no comen voluntariamente. La alimentación enteral utiliza el aparato digestivo, mientras que la alimentación parenteral evita el aparato digestivo y aporta los nutrientes directamente en el sistema vascular. El apoyo nutricional enteral 178 ● CAPÍTULO 5: Intervenciones médicas generalmente se proporciona a las aves utilizando una sonda que se introduce en el buche, o directamente en el esófago distal en las aves que no tienen buche. El equipo necesario para la alimentación con sonda incluye: ● ● ● Catéteres de alimentación de plástico de varios diámetros. Jeringas con punta para catéter. Espéculos orales para el pico. La alimentación con sonda debe evitarse en los pacientes deshidratados y en las aves con trastornos gastrointestinales, incluyendo vómitos, estasis del buche e íleo (Harrison, 1986; Quesenberry y Hillyer, 1994). Debe utilizarse una sonda de alimentación estéril para cada ave para prevenir la diseminación de la enfermedad. Los fármacos parenterales deben administrarse antes que la alimentación con sonda, porque si se administran después, muchas aves los regurgitan. Los fármacos orales pueden administrarse mezclados con los alimentos. La alimentación con sonda es bastante más fácil con la ayuda de un asistente (fig. 5.16), pero una persona sola puede hacerlo en las aves de tamaño pequeño a mediano. La siguiente descripción se aplica a un ave de tamaño mediano, como una avutarda hubara, pero puede adaptarse a otras especies. Se estira el cuello del ave verticalmente con la cabeza sujeta alrededor de las mandíbulas. La sonda se introduce en la cavidad oral y hacia abajo hacia el esófago, sobre el lado derecho del cuello. Puede observarse la colocación de la sonda humedeciendo las plumas en el lado derecho de la región del cuello o palpando la sonda en la parte proximal del cuello. El cuello debe mantenerse completamente extendido durante la alimentación para impedir la regurgitación. En las aves con buche, la sonda se dirige al interior del buche, mientras que en las aves sin buche, como las avutardas, la sonda puede introducirse en la parte media o distal del esófago. En las aves sin buche es importante no forzar el extremo del tubo más allá del esófago distal (esto puede causar traumatismo iatrogénico del proventr ículo y/o la molleja, que puede producir perforación del aparato digestivo y la muerte). Tras la alimentación la sonda se retira cuidadosamente para impedir el reflujo y el ayudante continúa sujetando a la avutarda con el cuello extendido hasta que el ave se libera dentro de su jaula. Si se produce reflujo de los alimentos durante la alimentación con la sonda, el ave debe liberarse inmediatamente y dejar que se limpie ella misma la cavidad oral. La mayor ía de las aves hospitalizadas se alimentan entre una y cuatro veces al día según su estado clínico y sus necesidades calóricas. La frecuencia de la alimentación depende del temperamento y del estado clínico del ave. Cuando se trata con especies poco conocidas, se recomienda utilizar pocos volúmenes al principio para calibrar la cantidad de líquidos que el ave puede manejar. Pueden añadirse los siguientes fármacos a las dietas líquidas (Coles, 1997; Dorrestein, 2000): ● ● La metilcelulosa puede ayudar a hacer más lento el tránsito gastrointestinal y absorber las enterotoxinas. La lactulosa tiene un efecto laxante leve y también absorbe enterotoxinas. La alimentación con sonda está contraindicada en las aves con íleo e impactación. La esofagostomía y la duodenostomía también se han utilizado para el apoyo nutricional de especies de aves hospitalizadas (Dorrestein, 2000). Necesidades nutricionales El tamaño, el peso, el estado reproductor y la estación afectan a las necesidades calóricas diarias de las aves. La tasa metabólica basal (TMB) es la cantidad mínima de energía necesaria para el mantenimiento diario. Puede estimarse la TMB de las aves teniendo en cuenta la escala metabólica utilizando la siguiente ecuación (Quesenberry et al., 1991): TMB K (Wkg0,75), donde K 129 en las paserinas y 78 en las aves no paserinas. El factor K es una constante teórica para las kilocalor ías consumidas en 24 h para varias especies de aves, mamíferos y reptiles. Las necesidades energéticas de mantenimiento (NEM) son la TMB mas la energía adicional necesaria para la actividad f ísica, la digestión y la absorción. Las NEM de los animales hospitalizados son aproximadamente un 25% superiores a la TMB. En las aves paserinas, las NEM var ían de 1,3-7,2 veces la TMB. Con el crecimiento, el estrés y las enfermedades, los animales se encuentran en un estado hipermetabólico, y las necesidades energéticas diarias superan las de mantenimiento. La cantidad del aumento de la demanda depende del tipo de lesión o del estrés y var ía entre una y tres veces las necesidades de mantenimiento diarias. En la tabla 5.9 se enumeran los ajustes del mantenimiento para el estrés. Aunque no es exacta, la escala metabólica puede utilizarse para estimar las necesidades metabólicas diarias aproximadas de las aves. Fórmulas de nutrición entérica Figura 5.16 Alimentación forzada en una avutarda kori adulta (Ardeotis kori) afectada de paresia por captura. Una jeringa y una sonda estomacal disponible comercialmente para la alimentación de los corderos recién nacidos son ideales para este fin. Existen muchas fórmulas para nutrición entérica que se comercializan para los seres humanos. Algunas de estas dietas están disponibles en formulaciones líquidas y Fórmulas de nutrición entérica TABLA 5.9 Ajustes para el mantenimiento en el estrés, como un múltiplo de las NEM Factor NEM Inanición Cirugía programada Traumatismo leve Traumatismo intenso Crecimiento Sepsis Quemaduras Lesiones craneales 0,5-0,7 1-1,2 1-1,2 1,1-2 1,5-3 1,2-1,5 1,2-2 1-2 179 Cuadro 5.2 Ejemplo de escala metabólica para estimar las necesidades calóricas diarias aproximadas de una avutarda hubara Una avutarda hubara que pesaba 1.200 g se presentó con septicemia secundaria a enteritis bacteriana. Las NEM estimadas fueron de 1,5 TMB, las necesidades calóricas diarias pueden estimarse como: Fuente: tomado de Quesenberry and Hillyer, 1994. ● otras en polvo que puede mezclarse con agua. Las dietas var ían en cuanto a la densidad calórica, el contenido de proteínas, grasa e hidratos de carbono, y su osmolaridad. En la tabla 5.10 se enumeran algunos de los productos entéricos que se han utilizado. En conveniente conocer la densidad calórica exacta por milímetro para calcular las necesidades de mantenimiento diarias. Una vez abiertas, las fórmulas entéricas líquidas pueden guardarse refrigeradas durante 2 o 3 días. Los productos en polvo pueden coagularse si se utiliza una cantidad inadecuada de agua para la mezcla. Antes de la alimentación, las fórmulas pueden calentarse suavemente, por ejemplo en una jeringa bajo un grifo de agua caliente. Los productos en polvo suelen mezclarse con líquidos orales, como Pedialyte® (Abbott Laboratories) y Duphalyte® (Duphar Ltd). Es importante asegurarse de que las aves a las que se les administra nutrición entérica están correctamente hidratadas, porque muchos productos son hiperosmolares y contribuyen a la deshidratación si las necesidades de líquido no se satisfacen (Quesenberry et al., 1991). La mejor forma de evaluar una alimentación entérica es pesar al animal todos los días. En el cuadro 5.2 se ofrece un ejemplo de una aplicación clínica de nutrición enteral. Es importante animar a las aves hospitalizadas a alimentarse por sí mismas tan pronto como sea posible. Esto puede hacerse ofreciéndoles pequeñas porciones de sus alimentos frescos preferidos. Nosotros ofrecemos gusanos de la carne, grillos, otros invertebrados (como escarabajos) y pequeños ratones rosados a las avutardas en el National Avian Research Center, Emiratos Árabes Unidos. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. ● ● ● TME 78 (1,20,75) o 89 kcal/día 1,5 89 kcal/día 134 kcal/día aproximación de NEM 1,2 134 kcal/día 161 kcal/día aumento para la sepsis. Si se conoce el contenido energético de la fórmula de alimentación, las necesidades calóricas diarias se dividen entre las calor ías por mililitro de la fórmula para calcular el volumen total necesario de la fórmula al día. Por ejemplo, utilizando una fórmula con 1 kcal/ml, el volumen total de la fórmula por día para la avutarda hubara ser ía: ● 161 kcal/día 1 kcal/ml 161 ml necesidades diarias. BIBLIOGRAFÍA Coles BH (1997) Avian Medicine and Surgery, 2nd edn, pp. 240–279, Blackwell Science, Oxford. Dorrestein GM (2000) Nursing the sick bird. In: Tully TN, Lawton MPC, Dorrestein GM (eds) Avian Medicine, pp. 74–111. Butterworth-Heinemann, Oxford. Harrison GJ (1986) What to do until a diagnosis is made. In: Harrison GJ, Harrison LR (eds) Avian Medicine: Principles and Application, pp. 356–362. WB Saunders, Philadelphia. Quesenberry KE, Maudlin G, Hillyer EV (1991) Review of methods of nutritional support in hospitalized birds. Proceedings of the European Association of Avian Veterinarians, Vienna, pp. 243–254. Quesenberry KE, Hillyer EV (1994) Supportive care and emergency therapy. In: Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR (eds) Avian Medicine: Principles and Application, pp. 382–416. Wingers Publishing, Lake Worth, FL. TABLA 5.10 Productos entéricos comerciales: nutrientes por 100 kcal de energía Productos Proteínas (g) Grasas (g) Hidratos de carbono (g) Densidad calórica (Kcal/ml) 4,2 3 3,36 4,98 13,36 10,96 1 1 8,3 0,25 5,2 5,9 3 8,3 1,27 5,9 3,7 4,65 6,13 2,15 3,22 0,95 16,5 13,16 16,95 4,19 4,3 3,8 LÍQUIDOS Ensure PediaSure GELES/SÓLIDOS Dieta Hill’s a/d Nutri-plus gel POLVOS Cerelac Complan Sustagen 180 ● CAPÍTULO 5: Intervenciones médicas Figura 5.17 Administración de líquidos a una avutarda hubara (Chlamydotis undulata) gravemente deshidratada. La administración de líquidos es necesaria para mantener el equilibrio de electrólitos en las aves en casos de deshidratación grave debido a inanición, diarrea o hemorragia. El ave había pasado 48 h en una jaula de transporte antes de que fuera confiscada. Ajuste metabólico de los fármacos Thomas A. Bailey Las dosis de los fármacos y la vacunación de las aves no domésticas suelen estimarse extrapolando la posología de otras especies, si estos datos existen, pero la eficacia y la seguridad de este método no siempre son satisfactorios (Dorrestein, 1991). Se ha considerado que las diferencias anatómicas y fisiológicas son responsables de algunas de las dificultades de extrapolar la posología para las aves a partir de las dosis prescritas para los mamíferos (Dorrestein, 1991). A medida que aumentan los conocimientos sobre la disposición y el metabolismo de los fármacos, se están haciendo evidentes las grandes diferencias que existen en cuanto a la dosis, el intervalo de administración y la distribución orgánica, no sólo entre las aves y los mamíferos, sino también entre las distintas especies de aves (Dorrestein, 1993; Baggot, 1995). Idealmente, la administración de un fármaco debe basarse en los conocimientos de la farmacocinética de cada fármaco en la especie en la cual se está administrando. Aunque se han realizado algunos estudios farmacocinéticos en las aves, no se han realizado estudios de la mayor ía de los fármacos que se utilizan habitualmente en la práctica clínica. Incluso en el futuro, es poco realista esperar que estén disponibles datos farmacocinéticos derivados de estudios en las aves para más de un puñado de fármacos, por lo que con frecuencia suele ser necesario hacer estimaciones de las dosis necesarias de los fármacos y de las frecuencias de las dosis. El ajuste alométrico proporciona un método para examinar las consecuencias estructurales y funcionales de los cambios de tamaño o los ajustes entre los organismos que por otra parte son parecidos (Schmidt-Nielson, 1984). Se ha observado que muchas variables fisiológicas pueden relacionarse con el peso corporal (W) mediante fórmulas matemáticas; por ejemplo, las velocidades de producción y consumo var ían según W0,5 y la duración de los procesos biológicos var ía según W1 (Kirkwood, 1983). Actualmente se ha establecido bien el uso de los principios alométricos para ajustar los parámetros fisiológicos entre los animales de varios tamaños y se utiliza mucho para estimar las necesidades de energía y por lo tanto las necesidades de alimentos de los animales salvajes que viven en libertad y en cautividad (Kirkwood y Bennett, 1992; Kirkwood, 1996). La captación, distribución y eliminación de los fármacos que se han administrado a los animales afectan de forma parecida a los procesos fisiológicos que pueden ajustarse alométricamente (Sedgwick, 1993). Así, cuando se utilizan fármacos nuevos cuyas dosis no se conocen en otras aves, es posible utilizar ecuaciones alométricas para ayudar a calcular las dosis. Se recomienda al lector que consulte la bibliograf ía para entender mejor las teor ías, aplicaciones y errores del uso de los ajustes metabólicos y extrapolar así la dosis entre diferentes especies (Kirkwood y Bennett, 1992; Pokras et al., 1993; Sedgwick, 1993). Aunque parece que las ecuaciones alométricas son intimidantes, es importante ser capaz de utilizarlas para extrapolar las dosis de los fármacos de unas especies a otras. Una vez que se está familiarizado con este abordaje mediante hojas de trabajo descrito por Sedgwick (1993), es relativamente sencillo escribir los cálculos en uno de los programas de hoja de cálculo o de base de datos que se utilizan habitualmente y las dosis pueden calcularse rápidamente en la clínica. Esta información puede proporcionar un punto de partida para la posología de un fármaco poco conocido y es mejor que la alternativa de adivinarla. Aunque el rango del tamaño de las aves no es tan grande como en otros grupos de animales, cuando consideramos la diferencia de tamaño entre las Otididae, un pollo recién nacido de avutarda de cresta roja (Eupodotis ruficrista) pesa 30 g y una avutarda kori adulta grande (Ardeotis kori) pesa 15 kg, por lo que estamos tratando con diferencias de 500 veces. Creo que se ha prestado poca atención a la selección de las dosis para tratar a los pollos y a las aves jóvenes con una fracción pequeña del peso de las aves adultas y realmente debemos prestar más atención al uso de los ajustes metabólicos para guiarnos en el cálculo de las dosis y el intervalo de dosis adecuado según el tamaño. En los siguientes dos ejemplos me he basado mucho en las publicaciones de Sedgwick (1993) y Pokras et al. (1993). El coste de energía mínimo específico (CEME) para cualquier animal puede calcularse de la siguiente forma: CEME K (Wkg0,75 / Wkg) K (Wkg0,25). donde K constante de energía (tabla 5.11). La dosis del CEME para un fármaco se calcula dividiendo la frecuencia de dosis (mg/kg) del animal de control por el CEME del control (cuadros 5.3 y 5.4). La frecuencia del tratamiento es el número de veces que se administra la dosis de un fármaco a un paciente en un día (24 h) cuando un régimen de tratamiento es un múltiplo de uno. La frecuencia del CEME es la frecuencia de los tratamientos de un animal de control divididos entre el CEME (v. cuadros 5.3 y 5.4). Se proporcionan dos hojas de cálculo de ejemplo. La primera muestra cómo se extrapola un régimen de tratamiento establecido para acitromicina a partir de los seres humanos (especie de control) en el que la frecuencia de la dosis se ha establecido Ajuste metabólico de los fármacos ● 181 TABLA 5.11 Grupos de energía de Hainsworth (Sedgwick, 1993) Grupo Constante (K) Temperatura central media (°C) Aves paserinas Aves no paserinas Mamíferos placentarios 129 78 70 42 40 37 Cuadro 5.3 Ejemplo 1: dosis de CEME y frecuencia de CEME ajustando hojas de trabajo extrapolando los regímenes de posología estándar para acitromicina de los seres humanos a tres tipos de avutardas diferentes según la edad y el tamaño Cálculos del CEME en la especie de control: La tasa de la dosis para acitromicina en un ser humano (peso corporal 70 kg) es 500 mg (7 mg/kg) cada 24 h. Especie de control: seres humanos (peso Wkg 70 kg) La tasa de dosis es 500 mg (7 mg/kg) cada 24 h CEME K (Wkg0,75/Wkg) K (Wkg0,25) 24,2 La dosis de CEME es la tasa de dosis divida entre CEME 7/24,2 0,3 Dosis CEME 0,3 Frecuencia (número de intervalos de tratamiento por 24 h) 24/24 1 Frecuencia de CEME es la frecuencia dividida entre CEME 1/24,2 0,04 Frecuencia de CEME 0,04 Especie, edad y peso CEME Cálculos de la tasa de dosis Cálculos de la frecuencia de dosis Régimen Pollo de avutarda de cresta amarilla (0,05 kg) 78 (0,050,25) 165 165 0,3 49,5 165 0,04 6,6 50 mg cada 4 h Avutarda hubara macho adulta (1,5 kg) 78 (1,50,25) 70,5 70,5 0,3 21,2 70,5 0,04 2,8 21 mg cada 8 h Avutarda kori macho adulta (15 kg) 78 (150,25) 40 40 0,3 12 40 0,04 1,6 12 mg cada 12 h © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Cuadro 5.4 Ejemplo 2: dosis CEME y frecuencia CEME ajustando una hoja de trabajo extrapolando los regímenes de dosis estándar para enrofloxacino establecidos para las avutarda hubaras adultas de tres clases diferentes según la edad y el tamaño Cálculos de CEME en la especie de control: La tasa de dosis para enrofloxacino en una avutarda hubara adulta (peso corporal 1,5 kg) es 10 mg/kg cada 12 h (Bailey et al., 1998) Especie de control: avutarda hubara (peso Wkg 1,5 kg) La tasa de dosis es de 10 mg/kg cada 12 h CEME K (Wkg0,75/Wkg) K (Wkg0,25) 70,5 La dosis CEME es la tasa de la dosis dividida entre CEME 10/70,5 0,15 Dosis CEME 0,15 Frecuencia (número de intervalos de tratamiento por 24 h) 24/12 2 La frecuencia de CEME es la frecuencia dividida entre CEME 2/70,5 0,03 Frecuencia de CEME 0,03 Especie, edad y peso CEME Cálculos de la tasa de dosis Cálculos de la frecuencia de dosis Régimen Pollo de avutarda de cresta amarilla (0,05 kg) 78 (0,050,25) 165 165 0,15 25 165 0,03 4,9 25 mg cada 6 h Avutarda de cresta amarilla hembra adulta (15 kg) 78 (0,50,25) 93 93 0,15 14 93 0,03 2,8 14 mg cada 8 h Avutarda kori macho adulta (0,5 kg) 78 (150,25) 40 40 0,15 6 40 0,03 1,2 6 mg cada 24 h 182 ● CAPÍTULO 5: Intervenciones médicas siguiendo ensayos farmacológicos para avutardas de distintas clases y distintas edades y tamaños. En la segunda se muestra cómo extrapolar un régimen de tratamiento establecido para enrofloxacino desde avutardas hubaras adultas (especie de control) en el que la tasa de dosis se ha establecido siguiendo ensayos farmacológicos (Bailey et al., 1998) para avutardas de diferentes tamaños y edades. Los mejores datos para seleccionar un animal de control a partir de los cuales extrapolar los regímenes de tratamiento proceden de los estudios farmacocinéticos realizados en la especie de control. Claramente, deber íamos tener más confianza en los valores de enrofloxacino para nuestros tres tipos diferentes de avutardas, que fueron extrapolados a partir de investigaciones farmacocinéticas en avutardas hubaras (Bailey et al., 1998), en vez de en los valores de acitromicina, que fueron extrapolados a partir de los seres humanos. La acitromicina se ha utilizado a una dosis de 43 mg/kg cada 24 h en las psitácidas (Rupiper et al., 2000), lo que no es muy diferente de los resultados de los cálculos alométricos. Incluso con las limitaciones de los ajustes alométricos, creo que los resultados de estos ejemplos ayudan a demostrar que las dosis de los fármacos deben interpretarse con cuidado y demuestran que una dosis de un fármaco utilizado con seguridad en las aves adultas puede tener un efecto diferente en los pollos. Kirkwood JK (1983) Influence of body size in animals on health and disease. Veterinary Record 113: 287–290. Kirkwood J (1996) Nutrition of captive and free-living wild animals. In: Kelly NC, Wills JM (eds) Manual of Companion Animal Feeding, pp. 235–241. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. Kirkwood JK, Bennett PM (1992) Approaches and limitations to the prediction of energy requirements in wild animal husbandry and veterinary care. 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El crecimiento excesivo de las uñas y las garras se observa con frecuencia en las aves cautivas de varios órdenes, pero en especial en las psitaciformes, las paseriformes y las falconiformes (figs. 5.18 y 5.19). Este trastorno está causado por un desgaste insuficiente asociado al uso de perchas de diámetro demasiado pequeño y a superficies de la percha demasiado suaves. Las uñas y las garras de las aves están formadas por una envoltura queratinizada, dura, que cubre las caras dorsal y lateral, mientras que la superficie ventral está formada por una estructura más blanda. Las uñas y las garras se cortan utilizando cortaúñas, una navaja multiusos con una hoja curva, un conjunto de Figura 5.18 Sobrecrecimiento de las garras de un halcón sacre (Falco cherrug). El uso de perchas inadecuadas, especialmente durante la estación de la muda, suele ser responsable de este trastorno. Figura 5.19 Sobrecrecimiento y deformación de las garras en un halcón sacre. El corte y el remodelado regular previenen estas deformidades. BIBLIOGRAFÍA Baggot JD (1995) Pharmacokinetics: disposition and fate of drugs in the body. In: Adams HR (ed.) Veterinary Pharmacology and Therapeutics, 7th edn, pp. 18–52. Iowa State University Press, Ames, IA. Bailey TA, Sheen RS, Silvanose C et al. (1998) Clinical pharmacology and pharmacokinetics of enrofloxacin after intravenous, intramuscular and oral administration in houbara bustard (Chlamydotis undulata macqueenii). Journal of Veterinary Pharmacology and Therapeutics 21: 288–297. Dorrestein GM (1991) The pharmacokinetics of avian therapeutics. Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice 21: 1241–1263. Corte de garras/uñas y pico limas de metal pequeñas o limas para uñas de grano fino, según convenga (figs. 5.20-5.23). En las aves pequeñas, las uñas que crecen demasiado se cortan utilizando cortaúñas pequeños, de los que suelen utilizarse en los niños, y después se da forma a las uñas utilizando limas de metal en las aves más grandes, o limas para uñas de grano fino en las especies más pequeñas. Para recortar las garras de las aves más grandes, en especial las aves de presa, es preferible utilizar cortaúñas de tipo guillotina de los que se utilizan habitualmente para los perros. Las garras se moldean utilizando una navaja multiusos y utilizando una combinación de limas de metal planas y redondeadas. Para dar forma a las garras duras también puede utilizarse una taladradora manual de Dremel portátil que pueda conectarse a una fresadora. Durante el proceso pueden producirse hemorragias si las uñas o las garras se cortan demasiado. Generalmente sólo es necesario cortar las puntas, 3 mm en las especies más pequeñas y hasta 5-8 mm en las aves más grandes. Las hemorragias de las uñas y las garras pueden detenerse utilizando un lápiz de nitrato de plata, termocauterización o electrocauterización. ● 183 Con mucha frecuencia, los clínicos tienen que tratar uñas o garras desprendidas o rotas. Puede hacerse una cubierta protectora utilizando varias capas de pegamento de cianoacrilato, polvos antibióticos y polvos de talco (Molnar y Ptacek, 2001). Como alternativa, también puede utilizarse pegamento de cianoacrilato y bicarbonato sódico en polvo fino para conseguir el mismo efecto. Los picos de las aves de jaula y de pajareras y de las aves de presa también son propensos a crecer en exceso debido a la falta de desgaste (figs. 5.24 y 5.25). Las deformidades del pico, en especial en las psitaciformes, también se observan con frecuencia y generalmente se asocian al uso continuo del pico para colgarse, encaramarse y moverse por la jaula. Otros trastornos médicos asociados a las deformidades del pico incluyen neoplasias, deficiencias nutricionales, infestación por ácaros knemidocópticos y lesiones traumáticas. El pico puede cortarse utilizando instrumentos parecidos a los que se utilizan para cortar las uñas. Los cortaúñas son muy útiles en la mayor ía de las especies. Figura 5.20 Materiales y equipo que se utilizan habitualmente para arreglar las garras de las aves de presa que viven en cautividad. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 5.22 Las navajas multiusos (que habitualmente se utilizan para cortar alfombras) equipadas con una hoja curva son herramientas muy útiles para dar forma a las garras de los halcones. Figura 5.21 Los cortaúñas de tipo guillotina son ideales para cortar las garras de los halcones y las uñas de otras aves. Figura 5.23 Las limas de uñas de grano fino dan el toque final en el proceso de corte y remodelación de las garras. Siempre está indiciado aplicar aceite mineral o parafina al final de la intervención. 184 ● CAPÍTULO 5: Intervenciones médicas Figura 5.24 Halcón sacre (Falco cherrug) con un pico extremadamente largo. No es infrecuente que los picos de estas aves se rompan durante la alimentación. Después de cortarlo, puede darse forma al pico utilizando limas de uñas en las especies pequeñas o una combinación de limas de metal planas y redondeadas en las aves grandes. En las aves con un pico duro y sólido, como los guacamayos y las cacatúas, puede ser más adecuado utilizar una taladradora manual de Dremel con un accesorio adecuado para lijar. Las caras laterales del pico son propensas a las grietas y las fisuras (figs. 5.26-5.28). A veces es necesario el limado periódico para evitar problemas más graves, incluyendo fracturas. Es muy recomendable cortar la punta del pico de las aves de presa cautivas utilizadas para cetrer ía al comienzo de la estación de muda. Arreglar es el término antiguo de cetrer ía que significa el corte y remodelado de las garras y los picos en las falconiformes. Figura 5.25 En cautividad, los cálaos son propensos a sufrir grietas, fisuras y fracturas del pico, muchos de estos trastornos están relacionados con el alojamiento, el manejo o la nutrición inadecuados y en muchos casos con enfermedades. Figura 5.27 Una grieta grande con una fisura difusa en la cara lateral del pico de un halcón sacre. Figura 5.26 Los tucanes cautivos también son propensos a sufrir anomalías del pico, incluyendo fisuras y fracturas. Figura 5.28 Un caso parecido en un halcón sacre que muestra un diente tomial normal y una grieta con fisura leve más allá del pico. Materiales e instrumental utilizados para los injertos En la literatura se han descrito varias técnicas para reparar grietas, fisuras y fracturas del pico (Rosskopf y Woerpel, 1996; Altman, 1997; Clipsham, 1997). Las técnicas incluyen la reparación del pico utilizando agujas, alambre de acero inoxidable y resinas acr ílicas y epoxi (figs. 5.29 y 5.30). ● 185 Clipsham R (1997) Beak repair, rhamphorthotics. In: Altman RB, Clubb SL, Dorrestein GM, Quesenberry K (eds) Avian Medicine and Surgery, pp. 773–786. WB Saunders, Philadelphia. Molnar L, Ptacek M (2001) Traumatic injuries of beak and talon of captive raptors. Proceedings of the European Association of Avian Veterinarians, Munich, pp. 246–247. Rosskopf WJ, Woerpel RW (1996) Beak repair and surgery. In: Rosskopf WJ Jr, Woerpel RW (eds) Disease of Cage and Aviary Birds, 3rd edn, pp. 718–721. Williams & Wilkins, Baltimore. Reparación de plumas Jaime Samour Figura 5.29 Un halcón sacre con un surco unilateral profundo a un lado del pico. Obsérvese la ausencia de un diente tomial bien definido. La integridad de las plumas primarias o rémiges y las plumas de la cola o rectrices es de máxima importancia para que las especies destinadas a liberarse de nuevo a su medio natural o para que las aves de presa utilizadas en el antiguo deporte de la cetrer ía puedan volar. Invariablemente, las plumas tienden a doblarse o romperse durante la cautividad en los centros de rescate y rehabilitación debido a un diseño inadecuado de la pajarera o de la jaula, a golpes durante el aterrizaje, a peleas con las presas durante el entrenamiento o la caza, o debido a prácticas de transporte y manejo inadecuadas. Reparar las plumas o injertar, un término de cetrer ía medieval, es el arte de reparar las plumas dobladas o rotas. Las técnicas de injertos modernas implican la sustitución total o parcial de la pluma o el entablillado. Para una sustitución de la pluma total o parcial es necesario disponer de una pluma que sea de la misma especie, el mismo lado (p. ej., pluma de ala), tamaño, sexo, edad y color. Los centros de rescate y rehabilitación, los entusiastas de la cetrer ía y los hospitales veterinarios dedicados a las rapaces generalmente disponen de una colección de plumas de las mudas y plumas obtenidas de cadáveres. Se recomienda realizar la exploración y la reparación de las plumas bajo anestesia inhalatoria general. Materiales e instrumental utilizados para los injertos © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. ● Figura 5.30 El mismo halcón después de reparar el pico. El surco se preparó llenando los bordes para crear un lecho adecuado para rellenarlo. En este caso se utilizó acrílico dental para rellenar la deficiencia y se utilizaron pinturas acrílicas para dar color al pico. También puede reparase el pico utilizando varias capas de pegamento de cianoacrilato y polvo de bicarbonato sódico fino. ● ● ● ● ● BIBLIOGRAFÍA Altman RB (1997) Beak repair, acrylics. In: Altman RB, Clubb SL, Dorrestein GM, Quesenberry K (eds) Avian Medicine and Surgery, pp. 787–799. WB Saunders, Philadelphia. ● ● ● Tijeras de punta fina, cortantes, pequeñas, de 130 y 160 mm de longitud. Cortaúñas de guillotina, mediano y grande (p. ej., para gatos y para perros). Agujas de injertar, realizadas con horquillas de acero, grandes, 50 1,5 mm, medianas de 40 1,5 mm, cortas, 30 1,5 mm, finas, 25 1 mm. Pinzas para el pelo (aluminio) de 90 mm de longitud. Limas de uñas, gruesas y finas. Pegamento de cianoacrilato, en tubo, 2 g. Pegamento de epoxi, de secado rápido (5 min), tubos dobles, 4,2 g. Bicarbonato sódico, en polvo, fino. Alicates curvados, de punta fina, de 130 mm de longitud. 186 ● ● ● ● ● ● ● CAPÍTULO 5: Intervenciones médicas Alicates, de 200 mm de longitud. Hilo de metal plano, de 150 mm de longitud, unido a un mango de plástico. Brochetas para barbacoa, palillos de bambú, de diferentes diámetros (las brochetas para barbacoa son ideales). Palitos de aluminio, agujas de punto, de los números 14 (2 mm), 13 (2,2 mm), 12 (2,5 mm), 11 (3 mm), 10 (3,2 mm) y 9 (3,7 mm). Navaja multiusos, con hojas intercambiables y punta fina. Cartulinas, finas, cuadradas, de 5 5 cm. Reparación de las plumas dobladas El tratamiento para corregir las plumas dobladas var ía dependiendo de la gravedad de la lesión. Generalmente, en los casos leves las plumas dobladas pueden estirarse aplicando vapor durante unos minutos con una olla hirviendo. En la mayor ía de los casos graves es necesario aplicar agua caliente directamente sobre la zona afectada y estirar el eje de la pluma mediante manipulación digital. Puede producirse una flexión de moderada a intensa a diferentes niveles del eje. Las plumas dobladas se reparan utilizando la técnica de entablillado (figs. 5.31-5.38). El doblez se estira sobre su eje dorsoventral o laterolateral con un par de alicates eléctricos curvos, de punta fina. La cara ventral del eje de la pluma se corta entonces 12-15 mm en cada dirección desde el doblez. Se coloca una pequeña cantidad de algodón en el surco que se ha creado y se fija firmemente con pegamento de cianoacrilato. Cuando el pegamento se combina con el algodón, se crea un entramado de refuerzo interno fuerte. La superficie ventral del eje de la pluma alrededor del doblez se lima con una lima fina para uñas. Se unta una capa fina de pegamento de cianoacrilato sobre la zona aproximadamente 10 mm a cada lado del doblez. Figura 5.31 Materiales e instrumental utilizados por el autor para reparar las plumas. Figura 5.32 Vista ventral del ala derecha de un halcón sacre (Falco cherrug) que muestra las primeras tres plumas (clasificación de cetrería árabe) con fracturas parciales que producen un doblez grave en el centro del eje. Este tipo de fracturas se produce con frecuencia cuando los halcones golpean la percha o la tierra durante las peleas con sus presas. Figura 5.33 El primer paso consiste en hacer una incisión longitudinal sobre la fractura que se extiende aproximadamente 10 mm en cada dirección de la fractura. La incisión debe incluir sólo la capa superior del eje de la pluma. Figura 5.34 El doblez se estira sobre sus caras dorsoventral y laterolateral utilizando unos alicates curvados de punta fina. Se inserta un tapón alargado de algodón haciendo una presión suave dentro del eje de la pluma utilizando el lado romo de una navaja multiusos. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Sustitución parcial de plumas ● 187 Figura 5.35 Se coloca una pequeña cantidad de pegamento de metacrilato directamente sobre la incisión, impregnando el tapón de algodón. Se aplica presión lateralmente sobre la incisión utilizando unos alicates curvados de punta fina hasta que se seca el pegamento. Cuando la bola de algodón impregnada en pegamento se seca proporciona un refuerzo interno fuerte para el eje de la pluma dañada. Figura 5.37 La superficie superior de la capa que se ha creado se lima utilizando una lima para uñas fina. Esta intervención puede repetirse dos o tres veces para crear una capa tan densa como sea necesario. Figura 5.36 La superficie del eje de la pluma alrededor de la incisión se lima utilizando una lima de uñas. Se aplica en la zona una capa fina de pegamento de metacrilato. Se espolvorea una pequeña cantidad de bicarbonato sódico directamente sobre la superficie del pegamento. El polvo se une al pegamento, creando una capa dura parecida al cemento sobre el doblez. Figura 5.38 Ahora las plumas están reparadas con una férula de refuerzo dura formada sobre la fractura original. La férula externa es translúcida, por lo que no es necesario colorearla. Se aplica una pequeña cantidad de bicarbonato sódico directamente sobre la superficie del pegamento fresco. El bicarbonato sódico se une con el pegamento creando una capa dura de tipo cemento sobre el doblez. La intervención puede repetirse dos o tres veces para crear una capa tan gruesa como sea necesario. La superficie y los bordes de la capa nueva que se ha creado se liman con una lima de uñas fina. La férula externa es translúcida, por lo que no es necesario colorearla. parte distal de la pluma. Si la fractura es completa y el fragmento de pluma se ha perdido, puede conseguirse un fragmento parecido de una pluma de un donante. A la inversa, si el fragmento está disponible, puede volver a unirse. En ambos casos, los extremos de los fragmentos se alisan con unas tijeras de punta fina y una lima fina para uñas para que la unión sea casi perfecta. Se inserta cuidadosamente una aguja de injerto previamente preparada, hecha con una horquilla de acero, de la longitud y el diámetro adecuados, en ambos fragmentos para hacer un canal estrecho. También puede utilizarse con el mismo fin una broca de diámetro fino. Entonces la aguja se fija al fragmento con una pequeña cantidad de pegamento de cianoacrilato. El fragmento se une al resto de la pluma y se comprueba si la alineación es correcta. Después se aplica más pegamento en el extremo libre de la aguja del fragmento, que entonces se une al resto de la pluma (figs. 5.39 y 5.40). Debe aplicarse presión sobre el Sustitución parcial de plumas La sustitución parcial de plumas está indicada si se ha producido una fractura en la parte central del eje o en la 188 ● CAPÍTULO 5: Intervenciones médicas Sustitución total de plumas La sustitución total de plumas está indicada cuando la pluma se ha roto en la región proximal del eje de la pluma (figs. 5.41-5.50). Tras explorar y determinar el número de plumas que hay que sustituir, el área debe prepararse. Primero, las plumas coberteras se doblan hacia atrás y se sujetan en su lugar utilizando cinta adhesiva de 2,4 cm Figura 5.39 Este halcón sufrió fracturas de las tres primeras plumas primarias (cetrería árabe), con pérdida de fragmentos distales. Deben conseguirse fragmentos parecidos de plumas de un donante con el fin de mantener la simetría bilateral y asegurar un rendimiento adecuado del vuelo. Figura 5.41 Materiales, instrumental y equipo utilizados por el autor para la sustitución completa de las plumas. Figura 5.40 Un halcón peregrino (Falco peregrinus) sufrió una fractura de una pluma cobertera, con pérdida del fragmento distal. El fragmento se fijó utilizando una aguja de injerto previamente preparada fabricada con una horquilla de acero. sitio del injerto con unos alicates eléctricos de punta fina durante aproximadamente 30 s para que el pegamento se seque. Las caras dorsal y ventral de la línea de fractura se liman con una lima para uñas fina. En la sustitución parcial es muy recomendable aplicar una férula externa ventral, fabricada con varias capas de pegamento de cianoacrilato y bicarbonato sódico, además del método descrito arriba, para obtener un resultado más satisfactorio y eficaz. La cara dorsal del sitio del injerto puede colorearse si es necesario con un rotulador. El inconveniente principal de este método es que la pluma tiende a volver a romperse cerca de la punta de la aguja de injerto r ígido cuando se somete a tensión. Figura 5.42 Clasificación según la cetrería árabe de las plumas de las alas y la cola. Sustitución total de plumas Figura 5.43 Vista ventral del ala izquierda de un halcón sacre que muestra una fractura de la pluma secundaria (clasificación de la cetrería árabe), con pérdida de un segmento de un tercio distal. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 5.45 Se aplica una pequeña cantidad de pegamento caliente directamente en el eje de la pluma nueva que se ha seleccionado. Se inserta inmediatamente en el eje una aguja de injerto de aluminio del diámetro adecuado, ya que el pegamento tiende a secarse en segundos. ● 189 Figura 5.44 Se ha conseguido una pluma adecuada, teniendo en cuenta la especie, el sexo, la edad y el tamaño del individuo, y el color y las marcas de la pluma. La pluma se mide y se corta asegurándose de que se mantiene la simetría bilateral. Figura 5.46 Entonces se injerta la pluma dentro del eje hasta el doble de la longitud comprobada y en el ángulo correcto. Figura 5.47 Se prepara pegamento epoxi de secado rápido y se inserta dentro del eje utilizando una jeringa de tuberculina. Obsérvese que se ha colocado una pequeña cartulina detrás del sitio de trabajo para evitar que el pegamento se derrame sobre las plumas adyacentes. Figura 5.48 Entonces se coloca la nueva pluma dentro del eje y el pegamento epoxi que sobra se limpia utilizando bastoncillos de algodón. para exponer la base del eje. La pluma rota se corta aproximadamente a 15-25 mm desde la piel con un cortaúñas. La nueva pluma se coloca en su sitio para evaluar la longitud, asegurándose de que se conserva la simetr ía bilateral con el ala opuesta cuando se sustituye una pluma del ala o con el lado opuesto si se sustituye una pluma de la cola. Si la pluma del lado opuesto se ha perdido, el veterinario o el técnico deben seguir el patrón caracter ístico del ala o la cola de esa especie. Por ejemplo, en un halcón peregrino, la primaria 10 (número 1 en cetrer ía árabe) es aproximadamente 5-8 mm más corta que la primaria 9 (número 2 en cetrer ía árabe) (v. fig. 5.42). 190 ● CAPÍTULO 5: Intervenciones médicas Figura 5.50 Se colocan pinzas para el pelo para asegurar que las plumas permanecen en la posición correcta mientras se seca el pegamento. injerto deben limpiarse por completo utilizando bastoncillos de algodón, y después se aplica una pequeña cantidad de bicarbonato sódico para terminar el proceso de limpieza. El ala o la cola deben colocarse en su posición anatómica natural, y todas las plumas deben sujetarse con pinzas para el pelo hasta que se seque el pegamento. Es fundamental asegurarse de que la varilla de bambú hecha con una brocheta de barbacoa se sumerge en agua antes de utilizarse, ya que las varillas de bambú viejas y secas son muy frágiles. Las espigas de bambú también pueden hacerse con tallos de bambú verdes cortados frescos. También pueden utilizarse varillas de aluminio de peso ligero para el mismo fin. Estas pueden fabricarse con agujas de hacer punto, que se encuentran normalmente en las mercer ías y en las tiendas de manualidades y están disponibles en diferentes diámetros. Estas son las agujas que prefiero utilizar. Estas agujas tienen varias ventajas. Primero, las agujas de punto son baratas y es fácil conseguirlas; segundo, las varillas que se hacen con estas agujas pueden cortarse y se les puede dar forma utilizando herramientas de ferreter ía normales, como con alicates duros y limas planas, por ejemplo; tercero, y más importante, las varillas pueden doblarse para asegurar una alineación adecuada. Recientemente se ha publicado una revisión útil y exhaustiva sobre las diferentes técnicas utilizadas para reparar y sustituir las plumas (Remple, 2003). Se describe metódicamente una nueva técnica para los quistes de las plumas y la reparación bajo la piel. En las figuras 5.51-5.53 se ilustra una técnica relacionada para adaptar un equipo de telemetr ía a las plumas de la cola de un halcón con el fin de localizarle mientras vuela libremente. Es esencial tener unos conocimientos ornitológicos generales para sustituir las plumas correctamente. La pluma se corta, y se prepara una varillas de bambú de aproximadamente 80-100 mm de longitud afilando ambos extremos hasta aproximadamente el diámetro del eje de la pluma nueva y el eje vacío del ala. La espiga de madera se pega primero dentro del eje de la pluma nueva con epoxi de secado rápido. Después se inyecta más pegamento con una jeringa de tuberculina de 1 mm dentro del eje, asegurándose de que la pluma está correctamente alineada. Las fracturas del extremo proximal de las plumas en crecimiento (p. ej., plumas «verdes» o «de sangre») se corrigen aplicando primero un tapón hecho con una bola de algodón durante unos días y esperando hasta que el folículo de la pluma ha dejado de sangrar. Las pinzas de cocodrilo pequeñas, que habitualmente se utilizan para retirar los cuerpos extraños del oído, son adecuadas para retirar el tapón de algodón. Cuando la hemorragia se ha detenido y se considera que el eje de la pluma ha crecido completamente, se une una pluma nueva utilizando la técnica descrita anteriormente. Debe colocarse un trozo pequeño de cartulina debajo del sitio del injerto para impedir que el pegamento se extienda hasta las plumas adyacentes. Los restos de pegamento alrededor del sitio del Figura 5.51 Actualmente se utilizan mucho los transmisores de radio y los equipos de telemetría en el deporte de la cetrería. Un kit para la cola consta de un radiotransmisor de pilas, pequeño, que se adapta a un aéreo largo y se monta sobre un clip de acero inoxidable, y una pinza de las plumas de la cola. En la fotografía se muestran distintos tipos de pinzas para plumas y herramientas de fijación, junto con un radiotransmisor. Figura 5.49 Se aplica una pequeña cantidad de bicarbonato sódico en el sitio de trabajo para que se aglutine con los residuos de pegamento. Recorte y corte de las alas Figura 5.52 Fijación de una pinza de plumas de la cola Marshal® a un halcón peregrino utilizando una herramienta de fijación Marshal® especializada. La pinza se fija en la pluma cobertera central. Algunos operadores prefieren añadir una pequeña cantidad de pegamento epoxi para asegurar una sujeción adecuada. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 5.53 El radiotransmisor se ha fijado en la cola del halcón. El uso del equipo de telemetría permite al cetrero localizar al halcón cuando vuela durante una sesión de entrenamiento o mientras vuela para cazar. ● 191 Figura 5.54 El recorte de las alas es una intervención de avicultura muy simple que se realiza para impedir que las aves vuelen. El inconveniente principal de esta intervención es que el vuelo sólo se altera durante un período de tiempo relativamente corto. El ala del ave se extiende completamente para prepararse para la intervención. (Por cortesía del Dr. T. A. Bailey.) Figura 5.55 El recorte de las alas se realiza simplemente cortando un poco las plumas primarias sólo de un ala, utilizando unas tijeras fuertes o una cizalla para vendaje. (Por cortesía del Dr. T. A. Bailey.) BIBLIOGRAFÍA Remple JD (2003) Feather tricks: practical pearls for the avian practitioner. Proceedings of the European Association of Avian Veterinarians, Tenerife, pp. 185–190. Recorte y corte de las alas Jaime Samour El recorte y el corte de las alas son técnicas diseñadas para impedir que las aves vuelen. Están indicadas cuando las aves como las aves acuáticas, grullas, cigüeñas y flamencos se alojan en corrales abiertos, o las especies terrestres muy nerviosas se mantienen en pajareras grandes. El recorte de las alas se realiza cortando simplemente un poco las plumas primarias de un ala solamente, utilizando unas tijeras fuertes (figs. 5.54 y 5.55). Se recomienda dejar intactas la primera y la segunda plumas, puesto que dan al ala cerrada un aspecto más natural. Siempre debe evitarse el corte excesivo (fig. 5.56), puesto que el objetivo del recorte del ala es impedir que el ave realice un vuelo enérgico y sostenido, pero no impedir que el ave vuele del todo. Un recorte excesivo podr ía producir accidentes si el ave es incapaz de escapar de los compañeros de jaula o de 192 ● CAPÍTULO 5: Intervenciones médicas Figura 5.56 En este caso se cortaron todas las plumas primarias. Sin embargo, se recomienda que se dejen intactas la primera y la segunda plumas, puesto que cuando el ala está cerrada da un aspecto más natural. (Por cortesía del Dr. T. A. Bailey.) Figura 5.57 El corte de las alas es una intervención relativamente fácil cuando se realiza en aves jóvenes. La técnica se basa en la amputación de la punta del ala justo por debajo de la articulación carpiana utilizando unas tijeras. No es necesaria la anestesia. La hemorragia puede detenerse utilizando lapiceros de nitrato de plata o pegamento quirúrgico comercialmente disponible. (Por cortesía del Dr. T. A. Bailey.) moverse libremente dentro del recinto. El recorte del ala debe realizarse sólo cuando las plumas han crecido completamente, puesto que cortar las plumas «verdes» o «de sangre» produce una hemorragia profusa. El inconveniente principal de esta intervención es que sólo impide el vuelo un per íodo de tiempo relativamente corto. Es necesario coger a las aves cada 2 o 3 meses para realizar otra vez esta intervención. Existen técnicas más permanentes para impedir que las aves vuelen, incluyendo la patagiectomía, tenotomía y tenectomía de los tendones extensores, neurectomía, fusión de la articulación carpiana mediante cerclaje y sujeción (fig. 5.57). La mayor ía de estas técnicas (tenotomía, tenectomía) no son fiables, y las aves son capaces de volar en un corto espacio de tiempo. Otras técnicas, como la patagiectomía, la fusión de la articulación carpiana y la neurectomía son caras y requieren mucho tiempo. Por lo tanto, el corte es el método que más se utiliza en los aviarios y los zoológicos de todo el mundo. Idealmente, el corte debe realizarse cuando las aves tienen alrededor de 1 semana de edad. La intervención a esta edad es relativamente simple y se realiza utilizando sólo unas tijeras. El ala del ave se corta por el extremo proximal del hueso metacarpiano, aunque esto a veces es dif ícil de evaluar en aves tan jóvenes. Generalmente, el muñón seccionado no sangra, pero es muy recomendable tener preparado un pegamento quirúrgico comercial para aplicarlo en la herida en caso de hemorragia. En las aves adultas, el corte de las alas es una intervención quirúrgica mucho más larga. La cirugía debe realizarse bajo anestesia completa. El área alrededor de la articulación metacarpiana se prepara para la cirugía y se hace una incisión circular sobre la piel, alrededor de 2-5 cm desde la articulación dependiendo del tamaño del ave. Se ha recomendado ligar los vasos sanguíneos más grandes antes de seccionar el músculo y los tendones. Después se cortan los huesos utilizando una sierra ortopédica. La piel se sutura mediante una sutura en bolsa de tabaco o suturas discontinuas simples. Después se colocan un apósito y un vendaje en la punta del ala. Una alternativa a este método consiste en amputar la punta del ala desarticulando la articulación carpiana en vez de seccionando la punta del ala justo por debajo de la articulación. La alula se deja en su sitio para conseguir un aspecto más natural. Lewandowski y Sikarskie (1996) describieron una técnica de corte diferente. El área alrededor de la articulación metacarpiana se infiltra primero con un anestésico local y después se aplica una cinta de caucho de castración justo por encima del sitio de la incisión. La piel y los tejidos subyacentes, incluyendo los huesos, se cortan utilizando un cortahuesos de doble acción. Entonces se aplica un apósito y un vendaje al muñón. No se consideran necesarias las suturas. Más recientemente, se ha descrito una técnica para impedir el vuelo a las palomas y las cacatúas. El ave se coloca en decúbito esternal y se hace una incisión quirúrgica sobre el hombro. Después de desbridar los músculos, se hace una disección roma del tendón del músculo supracoracoides y se retira una pequeña sección, de aproximadamente 4-5 mm. La fascia muscular y la piel se suturan. Después de la intervención, ninguna de las aves pudo realizar la extensión dorsal normal del ala, pero todas pudieron volar cuando se las llevó al exterior. Los autores concluyeron que ni la tenectomía unilateral ni bilateral del músculo supracoracoides fueron métodos eficaces para impedir que volaran las palomas y las cacatúas (Degernes y Feduccia, 2001). BIBLIOGRAFÍA Lewandowski AH, Sikarskie JG (1996) Pinioning. A quick and simple technique. 1st International Conference of Zoo and Avian Medicine: pp. 414–415. Degernes LA, Feduccia A (2001) Tenectomy of the supracoracoideus muscle to deflight pigeons (Columba livia) and cockatiels (Nymphicus hollandicus). Journal of Avian Medicine and Surgery 15: 10–16. Vendajes y apósitos Vendajes y apósitos Judith C. Howlett La aplicación de un vendaje es una habilidad para la que los veterinarios y los técnicos veterinarios deben ser competentes. Un vendaje debe ser cómodo para el paciente, parecer © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 5.58 «Vendaje en balón» en las patas de un halcón sacre (Falco cherrug) recientemente operado de pododermatitis. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 5.60 La misma ave de la figura 5.59 en la que se muestra la forma correcta de anclar el vendaje al ala para que no se resbale. El autor utiliza actualmente un vendaje adhesivo, como Vetrap® en vez de Sleek®, como la elección preferida para la capa terciaria. ● 193 profesional y servir para la finalidad para la que se ha diseñado. Deben seguirse varios principios para evitar complicaciones. Deben estar suficientemente acolchados, aplicarse de forma uniforme y cómoda y en tres capas, y colocarse evitando el tejido de granulación o el epitelio nuevamente formados. Existen muchos vendajes y apósitos disponibles, de los más simples a los más sofisticados, algunos de los cuales se enumeran a continuación (figs. 5.58-5.63). Figura 5.59 Apósito y vendaje aplicados al ala de una avutarda hubara (Chlamydotis undulata) tras sujetarle el ala. Figura 5.61 Un grupo de avutardas hubaras con vendajes protectores del ala bilaterales. Estos vendajes se fijan a las alas de las aves que acaban de llegar para impedir lesiones durante el período de adaptación. Las aves de la fotografía se albergaron en unas instalaciones de cuarentena del National Avian Research Center, Emiratos Árabes Unidos. 194 ● CAPÍTULO 5: Intervenciones médicas Figura 5.62 Vendaje en 8 en el ala de un halcón sacre (Falco cherrug) aplicado inmediatamente después de la cirugía para estabilizar una fractura del cúbito. Es necesario tratar cuidadosamente este tipo de vendaje para evitar lesionar la membrana patagial. Funciones de los apósitos y los vendajes Figura 5.63 Un vendaje simple aplicado al ala de un halcón sacre tras la cirugía para inmovilizar una fractura del radio. En este caso se colocó una aguja intramedular única junto con el vendaje. Este vendaje consta de dos anillos realizados con cinta adhesiva de 2,4 cm con el fin de sujetar las plumas primarias en su lugar y de impedir que el halcón abra el ala. Este es el vendaje de elección que se utiliza en las alas de los halcones tras la cirugía en nuestro hospital para reducir e inmovilizar las fracturas del cúbito y/o el radio. Protección ● ● ● ● Proteger las heridas tras la cirugía y prevenir la desecación. Proporcionar aislamiento térmico. Impedir que se causen heridas con pico y las garras. Proteger las heridas de microorganismos patógenos. Presión ● ● Como una primera medida complementaria para prevenir la hemorragia y el edema y reducir el espacio muerto. Para reducir la inflamación tras traumatismos o cirugía. Apoyo ● ● ● Como una primera medida complementaria para minimizar la lesión mayor de una fractura simple. Para inmovilizar la parte afectada y por lo tanto aliviar el dolor tras la cirugía o un traumatismo. Para mantener los catéteres intravenosos e intraóseos. Absorción, entorno húmedo, sujeción en su lugar ● Los apósitos absorben los exudados y ayudan a desbridar la superficie de la herida. ● ● Los apósitos ayudan a mantener un entorno húmedo para fomentar la granulación y la reepitelización tan rápidamente como sea posible. Un vendaje correcto mantiene un apósito en su lugar. Comodidad ● Para proporcionar comodidad al paciente. Otras características de un apósito ideal ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● Baja adherencia o sin adherencia. Que requieran cambios poco frecuentes. Libre de partículas contaminantes. Seguro de utilizar (no tóxico, no sensibilizante, no alergénico). Cómodo y moldeable. Buenas caracter ísticas de absorción (heridas que exudan). Impermeable a microorganismos. Estéril. Disponible en un rango adecuado de tamaños/formas. Buena relación precio/eficacia. Objetivos de manejo del tratamiento de la herida © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Proceso de selección El apósito correcto para tratar las heridas depende no sólo del tipo de herida sino también de la fase del proceso de cicatrización. Cuando se selecciona un apósito, es esencial tener buenos conocimientos del proceso de cicatrización de las heridas, además de conocer las propiedades del apósito disponible. El éxito del tratamiento de la herida requiere tener en cuenta estos dos factores juntos. Muchos de los principios y técnicas del tratamiento de las heridas y del vendaje de los mamíferos se aplican a las aves, aunque tienen que considerarse las diferencias anatómicas. Continuamente se están desarrollando materiales para apósitos para heridas de los seres humanos gracias a que aumentan los conocimientos sobre el proceso de cicatrización. Los nuevos apósitos mantienen las heridas húmedas e impiden la formación de costras, lo que aumenta significativamente la velocidad de la reepitelización. La adaptación de estos productos a la medicina aviaria ha mejorado significativamente el tratamiento y la cicatrización de las heridas. Tras la evaluación inicial del tipo de herida y la estabilización adecuada (si es necesario) del ave, es esencial lavar la herida para eliminar tanto los restos visibles como los microscópicos antes de colocar ningún apósito. En medicina humana, el líquido preferido para irrigar las heridas es el suero salino normal o incluso el agua del grifo, ya que no son tóxicos para los tejidos. El uso de antibióticos para enjuagar las heridas es controvertido, y las soluciones fuertes de antisépticos como clorhexidina pueden ser tóxicas para los tejidos en cicatrización, un anacronismo que debe evitarse. Algunos apósitos se comercializan especialmente como fármacos limpiadores de heridas. Los estudios han demostrado que los limpiadores de heridas realmente no eliminan las bacterias, sino que simplemente las redistribuyen. Después de lavar la herida, pueden desbridarse los tejidos no viables. La profesión médica ha «redescubierto» recientemente la miel, un remedio antiguo para tratar las heridas infectadas. Después de una investigación de 10 años realizada en hospitales de Australia, Nueva Zelanda y el Reino Unido en 2006, Medihoney™ lanzó dos nuevos productos para el cuidado de las heridas basados en la miel. Existen varios informes publicados que describen la eficacia de la miel para reducir las infecciones de las heridas, sin efectos adversos, y también hay algunas pruebas que indican que la miel puede fomentar activamente la cicatrización. Es una buena práctica utilizar métodos estandarizados para evaluar las heridas para asegurar que la información útil se documenta de forma fiable y consistente. Evaluación de heridas La evaluación de las heridas debe incluir: ● ● ● ● Localización de la herida. Causa de la herida. Forma. Etiología. ● ● ● ● 195 Tipo de tejido: 1. Necrosado (generalmente negro, cubierto de epidermis desvitalizada). 2. Icoroso (contiene una capa de líquido viscoso con células muertas, de color amarillento). 3. Clínicamente infectado/maloliente (de color amarillento/verdoso). 4. De granulación (tejido de granulación muy vascularizado, de aspecto rojizo). 5. De epitelización (se observan pruebas de los bordes de la herida de color rosado). Tamaño. Exudado. Objetivos de manejo del tratamiento de la herida Herida necrosada seca. Desbridar y proporcionar un entorno húmedo para la herida. ● Herida icorosa. Limpieza, desbridamiento, absorción, llenar el espacio muerto y proporcionar un entorno húmedo para la herida. ● Herida con mucho exudado. Controlar las grandes cantidades de exudado para ayudar a prevenir la maceración a la vez que se mantiene un entorno húmedo para la herida. ● Heridas de cavidades. Proteger, hidratar y llenar un espacio muerto. ● Heridas con granulación/epitelización. Proteger, llenar el espacio muerto y proporcionar un entorno húmedo para la herida. ● Desgarro de la piel. Proteger, fijar, absorber y proporcionar un entorno húmedo para la herida. ● Quirúrgica. Proteger, absorber y proporcionar un entorno húmedo para la herida. Las tres capas principales del vendaje y los apósitos se resumen en la tabla 5.12. ● ● ● ● Capa primaria o de apósito: el apósito que está en contacto con la herida. Debe ser estéril, mantenerse en su sitio en contacto con la herida aunque el paciente se mueva y proporcionar un clima húmedo para la herida, así como ayudar al desbridamiento y fomentar la granulación y la reepitelización. Capa secundaria: para la absorción de líquidos y exudados de la herida, acolchar la herida para protegerla de traumatismos, sujetar o inmovilizar una extremidad y proporcionar protección para las fracturas subyacentes. Capa terciaria: sirve para sujetar las otras capas en su sitio, proporciona presión y mantiene las capas internas protegidas del entorno. Cuidados de los vendajes ● ● Los vendajes deben protegerse de la suciedad y de la humedad. Es necesaria una buena observación para comprobar si el vendaje o el apósito se han movido y la presencia de úlceras, olores desagradables, descargas y decoloración. 196 ● ● CAPÍTULO 5: Intervenciones médicas Hay que impedir que el ave interfiera con el vendaje; en las psitácidas puede ser necesario utilizar un collar isabelino o un dispositivo parecido para sujetar el cuello. ● La mayor ía de los apósitos pueden dejarse en el sitio durante 3 a 7 días y no deben moverse para mantener la temperatura y la humedad constante e impedir el acceso de bacterias. Si las heridas se infectan o el apósito se contamina, es imprescindible cambiarlo. TABLA 5.12 Materiales de los apósitos Apósito: marca y fabricante Descripción y aplicación CAPA PRIMARIA Apósitos adhesivos Malla fina y almohadillas de tejido abierto y torundas de gasa Apósitos antimicrobianos Actisorb® plus (Johnson & Johnson) Actisorb® Silver 220 (Johnson & Johnson) Acticoat™ con Silcryst™ (Smith & Nephew) Inadine® (Johnson & Johnson) Apósitos de alginato cálcico Sorbsan (Pharma-Plast Ltd, Steriseal Division) Sorbsan Plus (Pharma-Plast Ltd) 3M™ Tegagen™ Alginate Dressing (3 M Health Care Ltd) Kaltostat® (ConvaTec Ltd) Kaltogel® (ConvaTec Ltd) AlgiSite™ M (Smith & Nephew) Melgisorb® (Mölnlycke) Apósitos de colágeno Apósitos y partículas de Collamend (Genitrex Animal Health and Nutrition) Miel Medihoney™ Antibacterial Wound Gel Medihoney™ Antibacterial Medical Honey Apósitos hidrocelulares (espuma) Allevyn™ (Smith & Nephew) Allevyn™ Cavity Wound Dressing (Smith & Nephew) Tielle® (Johnson & Johnson) Lyofoam (Seton Healthcare Group) Mepilex® (Mölnlycke) Vendaje de húmedo a seco. Torundas de gasa empapadas en suero salino caliente con cambios diarios que pueden utilizarse en los primeros 3 a 4 días en las heridas abiertas, muy contaminadas, para favorecer el desbridamiento y la eliminación del tejido necrosado. Después pueden utilizarse apósitos hidroactivos Los inconvenientes de los apósitos húmedos a secos son que el entorno húmedo puede favorecer el crecimiento de bacterias y el cambio regular del apósito puede alterar el proceso de cicatrización. Desde que empezaron a utilizarse los hidrogeles y los hidrocoloides, se han quedado obsoletos Adecuados para las heridas con descargas purulentas y contaminadas. Contienen carbón activado y plata, que inhiben el crecimiento bacteriano. El apósito crea un entorno favorable para la cicatrización eficaz de la herida mediante la adsorción y eliminación de microorganismos que contaminan e infectan las heridas. El carbono activado también se une a las endotoxinas bacterianas Acticoat™ con nanocristales de Silcryst™ actúa de una forma similar a Actisorb® Silver 220 Apósito para heridas antimicrobiano tópico impregnado con un ungüento que contiene povidona yodada al 10% (PVP-I). Las moléculas de povidona proporcionan una liberación sostenida de yodo Apósito de alginato biodegradable muy absorbente derivado de algas marinas que se aplican para limpiar varias lesiones secretoras; se consigue una gran absorción a través de un gel hidrófilo fuerte que limita las secreciones de la herida y minimiza la contaminación bacteriana. Las fibras de alginato atrapadas en una herida pueden biodegradarse fácilmente. Estos apósitos de cavidad se presentan en varias formas (cuerdas, cintas, relleno) dependiendo del producto. Área de uso: heridas icorosas, heridas de cavidad, no adecuado para heridas necrosadas secas o heridas infectadas. La mayoría requiere un apósito secundario Contiene colágeno y puede utilizarse con hidrogeles y apósitos MVP. Adecuado para su uso con heridas por desenguantado, quemaduras y laceraciones. Las partículas ofrecen un contacto excelente con la superficie de la herida, pueden absorber 60 veces su propio peso en líquidos; ayudan a eliminar exudados y materiales infecciosos de la herida; actúan como un agente desbridador enzimático. Los apósitos son membranas de colágeno porosas que pueden utilizarse sobre cualquier tipo de herida y en cualquier fase de cicatrización. Producen líquido que contiene factores de crecimiento. Interactúan con el lecho de la herida para formar un entorno óptimo para la cicatrización de la herida. Proporcionan una matriz para la epitelización celular Antibacterial Wound Gel y Antibacterial Medical Honey vienen envasados en tubos de un solo uso. El gel es muy viscoso y se recomienda para utilizarlo en úlceras, zonas quirúrgicas y quemaduras. Las heridas profundas, las heridas con senos y necrosadas, y quirúrgicas se tratan mejor con miel Estos productos constan de una espuma de poliuretano hidrófoba o una película con espuma de poliuretano con o sin bordes adhesivos. El lado del apósito que está en contacto con la piel se ha tratado con calor para colapsar las células de la espuma y así permitir que absorba líquidos mediante capilaridad. Los apósitos son permeables a los gases y al vapor de agua, pero resisten la penetración de soluciones acuosas y exudados de la herida. Cuando se utilizan, los apósitos absorben sangre u otros líquidos tisulares y el componente acuoso se pierde mediante evaporación a través de la parte posterior del apósito. El apósito mantiene un entorno húmedo y caliente en la superficie de la herida, que contribuye a la formación de tejido de granulación y a la reepitelización. La mayoría de las espumas son adecuadas para las heridas con exudado de ligero a medio. Pueden mantenerse en su sitio con esparadrapo o un vendaje: generalmente no se requiere un apósito secundario. No se recomienda para las heridas secas o superficiales Objetivos de manejo del tratamiento de la herida ● 197 TABLA 5.12 Materiales de los apósitos (cont.) Apósito: marca y fabricante Hidrocoloide o apósitos hidroactivos Granuflex® (ConvaTec) DuoDerm® (ConvaTec) DuoDerm® ExtraThin (ConvaTec) Comfeel Hydrocolloid Dressing (Coloplast) 3M™ Tegasorb™ Hydrocolloid Dressing (3 M Health Care Ltd) 3M™ Tegasorb™ Thin Hydrocolloid Dressing (3 M) RepliCare™ Ultra (Smith & Nephew) Hidrogeles IntraSite™ Gel (Smith & Nephew) Granugel (ConvaTec) Nu-Gel® (Johnson & Johnson) Purilon Hydrogel (Coloplast) Vetalintex Wound Hydrogel (Robinson Animal Healthcare) Apósitos de baja adherencia Melolin™ (Smith & Nephew) Mepitel® (Mölnlycke Health Care) Mepore® (Mölnlycke) Mesorb® (Mölnlycke) N-A Ultra® (Johnson & Johnson Medical) Release® (Johnson & Johnson) Tricotex (Smith & Nephew) Apósitos de polisacáridos Debrisan® beads Debrisan® Paste (Pharmacia & Upjohn Ltd) Iodosorb™ (Smith & Nephew) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Iodoflex™ (Smith & Nephew) Apósitos de matriz de poliuretano Cutinova™ Hydro (Smith & Nephew) Hydro-Selective™ Dressing Descripción y aplicación La mayoría de las membranas opacas semiflexibles son impermeables al vapor húmedo y actúan como una barrera física sobre una herida necrosada, y ayudan a rehidratarla. El tejido necrosado posteriormente se separa dejando un material debajo parcialmente liquenificado, amarillento, que se conoce como muda. El apósito se adhiere a la piel normal, pero no a las heridas, y forma una masa gelatinosa sobre la herida que crea una buena atmósfera para la cicatrización. Los hidrocoloides fomentan la formación de tejido de granulación y proporcionan alivio del dolor recubriendo las terminaciones nerviosas con gel y exudado. Estos apósitos se han utilizado con éxito en varias especies de aves y son especialmente útiles para las heridas extensas con una producción excesiva de exudado. También para las heridas que cicatrizan lentamente y las que necesitan desbridamiento. DuoDerm ExtraThin se ha utilizado con éxito en traumatismos crónicos del cuero cabelludo y se mantienen en su lugar con pinceladas de pegamento tisular Vetbond (3 M). DuoDerm ExtraThin tiene absorción limitada y se ha utilizado para el tratamiento de las heridas con exudados ligeros. También puede utilizarse como un apósito secundario sobre hidrogeles y alginatos. DuoDerm puede cambiarse una vez a la semana una vez que comienza el proceso de cicatrización. En su estado intacto, la mayoría de los apósitos hidrocoloides son impermeables al vapor de agua, pero cuando tiene lugar el proceso de gelificación, el apósito se vuelve progresivamente más permeable. Los hidrocoloides no son adecuados para heridas infectadas La estructura básica de los hidrogeles consta de un polímero formador de gel al 2-3% como carboximetilcelulosa sódica, almidón modificado o alginato sódico, propilenglicol al 20% y agua al 80%. El gel se coloca sobre la herida y se cubre con una capa secundaria adecuada (p. ej., MVP o apósitos hidrocoloides finos) que impide la pérdida de la humedad del gel o la absorción por la capa externa. El gel aporta agua al tejido muerto y lo rehidrata, y así se elimina más fácilmente. Los hidrogeles son adecuados para su uso en heridas secas, «icorosas» o necrosadas y heridas con exudado ligero. Son adecuados para todas las fases de la cicatrización de las heridas excepto para las heridas infectadas o con muchos exudados Los apósitos de baja adherencia son la alternativa actual a los apósitos secos tradicionales como las bolas de algodón, las gasas y los paños de hilo. N-A Ultra es realmente no adherente, los otros apósitos se consideran de baja adherencia. La mayoría son adecuados para heridas secas o con pocos exudados. Mepitel, Mesorb y Mepore pueden utilizarse sobre heridas con un nivel de exudación medio a elevado, aunque puede ser necesario un apósito secundario para absorber el exceso de exudado Constan de lechos de dextranómero pálido de gránulos de 0,1-0,3 mm de diámetro. Cuando se introducen en una herida con exudado 1 g de gránulos absorben hasta 4 g de exudado, cuando se aplican a heridas icorosas relativamente pequeñas los gránulos absorben líquidos y extraen progresivamente los restos bacterianos y celulares de la superficie de la herida. No deben utilizarse en heridas secas o con pocos exudados Consta de lechos de gránulos hidrófilos de cadexómero (un hidrogel de almidón modificado, que es biodegradable) impregnados con yodo elemental. Son adecuados para las cavidades con exudados infectados. Es necesario cambiar el apósito con regularidad si la herida exuda mucho, lo que se aprecia por la pérdida de color del yodo Consta de una pasta de yodo de cadexómero estéril que se encuentra entre la gasa protectora y se cambia cuando cambia el color Cutinova Hydro es un apósito que se ha desarrollado recientemente como un sucesor de los hidrocoloides. Se ha diseñado para ofrecer los beneficios de los hidrocoloides y ninguno de sus inconvenientes. Su estructura especial ofrece una forma única de acción, absorbiendo agua del líquido de la herida pero dejando agentes de cicatrización de la herida esenciales detrás de la herida. Cutinova Hydro, por lo tanto, combina todos los beneficios demostrados de limpieza y cicatrización de las heridas húmedas con la capacidad de dejar los factores de crecimiento, agentes esenciales en la herida que está cicatrizando y otras proteínas naturales sobre el lecho de la herida (Continúa) 198 ● CAPÍTULO 5: Intervenciones médicas TABLA 5.12 Materiales de los apósitos (cont.) Apósito: marca y fabricante Apósitos de tul (no medicados) Jelonet™ (Smith & Nephew) Paratulle (Seton) Apósitos de tul (medicados) Fucidin Intertulle (Leo Laboratories Ltd) Bactigras™ (Smith & Nephew) Serotulle (Seton) Clorhexitulle (Roussel) Sofra-Tulle (Roussel) Apósitos de película adhesiva permeable al vapor (MVP) Bioclusive® (Johnson & Johnson) OpSite™ Flexigrid™ (Smith & Nephew) 3M™ Tegaderm™ Transparent Film Dressing (3 M Health Care Ltd) Tegaderm™ Plus (3 M) Mefilm® (Mölnlycke) Capa secundaria Almohadillada Algodón absorbente Softband Orthoband Vendaje Vendaje de tejido abierto blanco Vendaje adaptable Crinx® (Smith & Nephew) Bioband (Leatherite PTY Ltd, Australia) Vet-Band™ (Millpledge Veterinary) Vetband® (Smith & Nephew) Capa terciaria Vendaje adhesivo elástico Elastoplast (Smith & Nephew) Treatplast (Animalcare) Veterinary Flexoplast (Robinson) Vendaje cohesivo 3 M Vetrap Bandaging Tape (3 M Health Care Ltd) Coflex (Valley Vet Supply) Coban (3 M) Wrapz™ (Millpledge Veterinary) Co-Form™ (Millpledge Veterinary) Easifix® Descripción y aplicación Pueden utilizarse para las heridas superficiales limpias. El tul contiene diferentes pesos de parafina por unidad de área. La parafina disminuye la adherencia del apósito a la herida pero requiere cambios frecuentes para impedir que se seque y se incorpore dentro del tejido de granulación. Siempre es necesario colocar un apósito secundario Los apósitos de tul medicados suelen utilizarse incorrectamente para las heridas superficiales infectadas. Bactigras, Clorhexitulle y Serotulle son parecidos, contienen clorhexidina al 0,5%. Estos apósitos son adecuados si se considera necesario el uso de un producto antiséptico. El uso de Fucidin Intertulle y Sofra-Tulle está disminuyendo dentro de la asistencia sanitaria, ya que ambos productos contienen antibióticos tópicos y lanolina, que tienen el riesgo de sensibilización cutánea Los apósitos MVP son membranas de poliuretanos transparentes, flexibles, finos, con un refuerzo adhesivo. Son permeables al oxígeno, pero no al agua o las bacterias, permitiendo que se acumule exudado líquido debajo del apósito. El mantenimiento de un entorno aerobio bajo el apósito impide la formación de costras y fomenta la epitelización más rápida, a la vez que previene la desecación de la herida, y también disminuye el dolor asociado con la falta de humedad y las terminaciones nerviosas en carne viva Estos, así como las membranas hidrocoloides, están indicados para varias heridas de las aves, pero los apósitos MVP son más adecuados para áreas en las que es difícil poner un vendaje (p. ej., heridas de la cabeza) debido a la calidad adhesiva superior y a la flexibilidad del material. Los apósitos se cambian cada 2 o 3 días al principio, con más frecuencia si se produce un exceso de exudado que da lugar a un derrame de líquido desde la parte inferior del apósito. Tegaderm Plus está recubierto con una capa de adhesivo acrílico que contiene yodo disponible al 2% en forma de un yodóforo; cuando está en contacto con la piel se libera lentamente el yodo Debe utilizarse suficiente almohadillado, especialmente en los puntos de presión y en las áreas que se traumatizan fácilmente (p. ej., las puntas de las alas) Un vendaje de algodón, que ahora se ha sustituido por un vendaje adaptable Puede aplicarse firmemente sobre el apósito y almohadillado iniciales y, como su nombre indica, se adapta a la zona que se va a vendar Pueden aplicarse varias capas. Bioband es un vendaje impregnado con un antimicrobiano que impide el crecimiento de bacterias grampositivas y gramnegativas y disminuye el riesgo de que el vendaje se convierta en una fuente de contaminación externa Generalmente se aplica como capa externa para dar un apoyo extra y sujetar los otros vendajes en su sitio. Hay que tener cuidado para no colocarlo demasiado apretado o unirlo demasiado a las plumas o la piel Consta de un tejido de poliéster no tramado, permeable al vapor de agua, que contiene bandas longitudinales de elastano de poliéster. El tejido se recubre con una sustancia autoadherente que da al vendaje la capacidad de adherirse a sí mismo y no a la piel. Sin embargo, hay que tener cuidado cuando se coloca porque no se puede mover entre los giros del vendaje para igualar la presión en las áreas locales. La tensión excesiva tiene el riesgo de crear un efecto de torniquete Escayolas protectoras para las patas Eliminación de apósitos ● ● ● ● Los vendajes deben eliminarse utilizando unas tijeras de punta redonda o una cizalla para vendajes; hay que tener cuidado para no cortar la piel ni interferir con el proceso de cicatrización de la herida. La eliminación de los apósitos actuales depende del tipo que se utilice; puede ser necesario empaparlos con suero salino. Los apósitos contaminados deben desecharse de la forma correcta, y las tijeras utilizadas para la intervención deben lavarse y esterilizarse. Hay que lavarse las manos con una solución antiséptica antes de volver a colocar un nuevo apósito. ● 199 PÁGINAS WEB DE INTERÉS 3 M Health Care Ltd: http://cms.3m.com/cms/GB/en/2-163/ilkluFY/view. jhtml Coloplast: http://www.coloplast.co.uk/ ConvaTec Ltd: http://www.convatec.com/UK/ Genitrix Animal Health Ltd: http://www.genitrix.co.uk/products/ collamend.htm Johnson & Johnson: http://www.jnj.com/home.htm Medihoney: http://www.medihoney.com/ Mölnlycke Health Care: http://www.molnlycke.com/index. asp?id3142&lang2 Robinson Animal Healthcare: http://www.robinsoncare.com/ AnimalDressings.htm Smith & Nephew Medical Ltd: http://wound.smith-nephew.com/uk/ Home.asp Veterinary Wound Management Society: http://www.vwms.org/ El rango de apósitos disponibles es diverso y, dependiendo de su estructura y composición, los apósitos pueden utilizarse para absorber exudados, combatir la infección, aliviar el dolor, fomentar el desbridamiento autolítico y proporcionar y mantener un entorno húmedo en la superficie de la herida para fomentar el tejido de granulación y el proceso de epitelización. Algunos apósitos simplemente absorben los exudados y por lo tanto pueden ser adecuados para utilizarlos en varias heridas diferentes. Otros tienen una función especializada claramente definida y por lo tanto tienen un rango más limitado de indicaciones. La cicatrización de las heridas es un proceso dinámico; no hay un apósito adecuado para todos los tipos de heridas y algunos son adecuados para el tratamiento de una herida única durante todas las fases del proceso de cicatrización. El manejo adecuado de las heridas requiere un abordaje flexible de la selección de los apósitos y entender el proceso de cicatrización. Sin tener en cuenta estos conocimientos, el proceso se vuelve más arbitrario y potencialmente ineficaz. LECTURAS COMPLEMENTARIAS Cousquer G (2005) Wound management in the avian wildlife casualty. World Wide Wounds. Available online at: http://www.worldwidewounds.org World Wide Wounds: www.worldwidewounds.org Escayolas protectoras para las patas Jaime Samour Las escayolas protectoras para las patas están indicadas para reducir los traumatismos relacionados con la presión en las heridas creadas nuevas en los cuidados postoperatorios de la pododermatitis o infección de las garras (figs. 5.64-5.68). Halliwell (1981) propuso primero la aplicación de una cinta termoplástica (Hexcelite®) para inmovilizar las extremidades de las aves de presa. Remple y Remple (1987) describieron un método de escayolado utilizando la misma cinta termoplástica como tratamiento complementario para la cirugía de la infección de las garras en los halcones. Después de la cirugía, se aplicaban un apósito y un vendaje en el tarsometatarsiano distal y la garra utilizando un vendaje no adhesivo elástico (Vetrap®, 3 M). También se colocaban vendajes individuales, más ligeros, alrededor de la primera falange de cada dedo. Degernes LA (1994) Trauma medicine. In: Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR (eds) Avian Medicine: Principles and Application, pp. 417–422. Wingers Publishing, Lake Worth, FL. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Fowler A (2005) How to Manage Open Wounds in Wildlife. National Wildlife Rehabilitation Conference. Available online at: http://www.nwrc.com.au/ forms/anne_fowler_1.pdf Merck Veterinary Manual (2006) Emergency medicine and critical care: wound management. Available online at http://www.merckvetmanual. com/ Molan PC (2001) Honey as a topical antibacterial agent for the treatment of infected wounds. World Wide Wounds. Available online at: http://www. worldwidewounds.org Morgan DA (1999) Wound management products on the Drug Tariff. Pharmaceutical Journal 263: 820–825. Available online at: http://www. pjonline.com/Editorial/19991120/education/wounddressings.html Redig PT (1996) Avian emergencies. In: Beynon PH, Forbes NA, HarcourtBrown NH (eds) Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl, pp. 30–41. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. Stewart J (2002) Next generation products for wound management. World Wide Wounds. Available online at: http://www.worldwidewounds.org Thomas S (1997) A structured approach to the selection of dressings. World Wide Wounds. Available online at: http://www.worldwidewounds.org Figura 5.64 Vista ventral de las garras vendadas de un halcón después de realizarle cirugía debido a pododermatitis. Las escayolas protectoras se proporcionan con una ventana en el centro del la escayola para evitar el traumatismo directo en la herida quirúrgica. 200 ● CAPÍTULO 5: Intervenciones médicas Figura 5.65 Vista lateral de la escayola protectora. Figura 5.66 Las escayolas protectoras para las patas permiten al halcón estar de pie cómodamente sobre su percha. Figura 5.67 Escayola protectora para garras fabricada con una cinta termoplástica. La escayola consta de una pieza de la cinta envuelta alrededor del tarsometatarsiano que se extiende hacia la primera falange de cada dedo. Un segundo trozo de cinta se utiliza para hacer un puente debajo de la garra, dejando una hendidura bajo la superficie plantar. Figura 5.68 Un halcón sacre (Falco cherrug) con una escayola para las patas fabricada con espuma de poliestireno de grado alto. Las escayolas de las patas también pueden construirse con caucho blando del que se utiliza habitualmente para fabricar sandalias de playa. La escayola consistía en una pieza de cinta termoplástica envuelta alrededor del tarsometatarso y extendiéndose hacia la primera falange de cada dedo. Se utilizaban tiras estrechas de cinta no adhesiva para fijar cada dedo a la escayola. Se utilizaba un trozo de cinta termoplástica de doble grosor para hacer un puente debajo de la garra, dejando una hendidura debajo de la superficie plantar de la garra. Esta pieza se aseguraba a ambos lados del tarsometatarso. Antes de su aplicación, la cinta termoplástica debe sumergirse en agua caliente para que se haga flexible y sea fácil de manipular. Remple (1993) propuso un nuevo método para escayolar las garras para el tratamiento posquirúrgico de la infección de las garras. Se hicieron escayolas plantares o «zapatos» preformados utilizando un polímero plástico de estireno comercialmente disponible que habitualmente se utiliza para reparar la carrocer ía de los coches (Bondo). Se prepararon escayolas de diferentes tamaños y formas utilizando moldes. Se deja un área hueca grande en el centro de la escayola para asegurar una protección adecuada de la zona nueva operada. Tras la cirugía se vendan la garra y los dedos, hasta la primera falange, utilizando una cinta no adhesiva elástica (Vetrap). La escayola se pega al vendaje. Riddle y Hoolihan (1993) diseñaron un método de escayolar compuesto adaptado a la forma para las patas y las alas de las aves. El método de escayolado se ha utilizado principalmente para el cuidado postoperatorio de los halcones operados de infección de las garras. Tras la cirugía, la primera falange de cada dedo se vendó utilizando un vendaje no adhesivo elástico. Se aplicó una pequeña cantidad de pegamento epoxi de secado rápido sobre la superficie ventral de cada dedo. Después se hizo una pequeña bola de algodón y se recubrió en la misma cinta no adhesiva para formar un cilindro. Esto se fijó entonces sobre la superficie plantar de la garra en el punto de la base de la primera falange de cada dedo. El cilindro se aseguró a la garra utilizando la misma cinta no adhesiva. Se recubrió el cilindro con pegamento epoxi fresco y se aseguró a la garra utilizando la misma cinta Férulas externas no adhesiva. Se recubrió todo el vendaje y el cilindro con pegamento epoxi fresco. Las secciones del vendaje alrededor del tarsometatarso y el extremo distal de los dedos se dejaron sin pegamento para permitir una capa tampón blanda entre la escayola y la piel. La sección inferior del cilindro se cortó para proporcionar una ventana para la zona plantar de la garra y permitir la inspección periódica y volver a colocar el apósito en la herida. Harcourt-Brown (1996) describió el uso de un apósito de hidrocoloide adherente combinado con un material de escayolado plástico para el cuidado postoperatorio de la infección de las garras. Más recientemente, Remple (2005) propuso el uso de un material dental compuesto de silicona para crear una escayola protectora flexible y adaptable para ayudar a la cicatrización en los cuidados postoperatorios de las infecciones de las garras. Con esta técnica se crea un zapato mucho más suave que con cualquiera de las técnicas descritas anteriormente (Remple y Remple, 1987; Remple, 1993; Riddle y Hoolihan, 1993; Harcourt-Brown, 1996). Yo apoyo el uso de zapatos protectores de caucho blando grueso del que se utiliza habitualmente para hacer las sandalias de playa. Pueden fabricarse de diferentes tamaños y guardarse. Otros cirujanos prefieren utilizar anillos almohadillados (con forma de donut) que se unen a las patas del ave utilizando vendajes elásticos no adhesivos (N. Forbes, comunicación personal). El uso de escayolas protectoras en el tratamiento postoperatorio de la infección de las garras no se limita sólo a las rapaces. Recientemente se ha descrito el uso de zapatos protectores de neopreno en pingüinos (Reidarson et al., 1999). Los zapatos incluyeron un talón elevado para prevenir el deslizamiento sobre las superficies de hielo y se sujetaron a las patas de las aves utilizando cintas de Velcro. Probablemente pueda utilizarse una técnica similar en los cuidados postoperatorios de la infección de las plantas en otras especies, como los flamencos, las aves zancudas y costeras y las aves acuáticas grandes. BIBLIOGRAFÍA © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Halliwell WH (1981) New thermoplastic casting material and its application to birds of prey. In: Cooper JE, Greenwood AG (eds) Recent Advances in the Study of Raptor Diseases, pp. 123–129. Chiron Publications, Keighley. Harcourt-Brown NH (1996) Foot and leg problems. In: Beynon PH, Forbes NA, Harcourt-Brown NH (eds) Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl, pp. 147–168. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. Remple JD, Remple CJ (1987) Foot casting as adjunctive therapy to surgical management of bumblefoot in raptorial species. Journal of the American Animal Hospital Association 23: 633–639. Remple JD (1993) Raptor bumblefoot: a new treatment technique. In: Redig PT, Cooper JE, Remple JD et al. (eds) Raptor Biomedicine, pp. 154–160. University of Minnesota Press, Minneapolis. Remple JD (2005) Use of a composite silicone dental impression material to create a form-fitting, flexible, support cushion to facilitate wound healing in bumblefoot. Proceedings of the European Association of Avian Veterinarians, Arles, pp. 467–469. Reidarson TH, McBain J, Burch L (1999) A novel approach to the treatment of bumblefoot in penguins. Journal of Avian Medicine and Surgery 13(2): 124–127. Riddle KE, Hoolihan J (1993) Form-fitting, composite-casting method for avian appendages. In: Redig PT, Cooper JE, Remple JD et al. (eds) Raptor Biomedicine, pp. 161–164. University of Minnesota Press, Minneapolis. ● 201 Férulas externas Jaime Samour Las férulas externas se utilizan habitualmente en medicina aviaria para inmovilizar extremidades lesionadas o fracturadas en los pacientes aviarios. Se comercializan varios materiales que pueden utilizarse para esta finalidad, pero muchos clínicos prefieren fabricar sus propios dispositivos de inmovilización con materiales que se utilizan habitualmente en la práctica veterinaria. Los tipos de materiales ideales para las férulas externas incluyen cintas termoplásticas ortopédicas comerciales, férulas para dedos almohadilladas de aluminio y material de almohadillado adecuado. El uso de cintas termoplásticas como material primario para las férulas externas es muy recomendable, puesto que puede moldearse para adaptarse casi perfectamente a la extremidad. Las férulas de aluminio para dedos también pueden utilizarse como material primario para las férulas externas en el caso de fracturas óseas (p. ej., tarsometatarsianas). Unas de las zonas que con más frecuencia requieren férulas externas en las aves son el radio y el cúbito. Coles (1985) describió un método para inmovilizar las fracturas en estas zonas. El método supone suturar una sección cortada de cinta ortopédica almohadillada por debajo con un material de almohadillado adecuado (p. ej., espuma de poliuretano). Se colocan suturas a través de la cinta ortopédica y el material de almohadillado y se fijan firmemente alrededor de la base de las plumas secundarias del ala. Coles (1985) describió una férula externa muy utilizada para inmovilizar las fracturas del hueso carpometacarpiano y los dedos en las lesiones de la punta de las alas. El método implica «envolver» la punta del ala utilizando una sección cortada de una placa de rayos X. Las dos secciones de la placa de rayos X se sujetan en su lugar mediante suturas colocadas a través de la placa, la piel y entre el eje de las plumas primarias. Las férulas de Schroeder-Thomas también se han utilizado para inmovilizar las patas fracturadas en diferentes especies de aves (Redig, 1986). Pueden hacerse utilizando alambre de acero de 1-2 mm o varillas de aluminio. Esta férula es especialmente útil para inmovilizar las patas fracturadas de especies con patas cortas y fuertes, como las aves de presa y las psitácidas. También debe acolcharse una sección redondeada alrededor de la zona femoral para evitar la abrasión de la piel. La férula debe doblarse ligeramente alrededor de las articulaciones para acomodar la pata en una posición estática normal. Entonces la pata se fija firmemente a la férula utilizando cinta no adhesiva. Las fracturas de los huesos tibiotarsianos y tarsometatarsianos son muy comunes en las aves pequeñas. Altman (1982) propuso el uso de dos secciones de una cinta de óxido de cinc enfrentadas una a la otra y colocadas a cada lado de la zona afectada. La cinta se fija firmemente comprimiendo las dos secciones, muy cerca de la extremidad, utilizando pinzas arteriales. La férula puede retirarse más adelante utilizando un disolvente adecuado. 202 ● CAPÍTULO 5: Intervenciones médicas LISTA DE PRODUCTOS MENCIONADOS Hexcelite®, Hexcel Corporation, Dublin, CA, EE. UU. Veterinary Thermoplastic®, Imex Veterinary Inc., 1227 Market Street, Longview, TX 75604, EE. UU. Sam Splint®, Moore Medical Corp., PO Box 2620, New Britain, CT 060502620, EE. UU. BIBLIOGRAFÍA Altman RB (1982) Disorders of the skeletal system. In: Petrak ML (ed.) Diseases of Cage and Aviary Birds, p. 260. Lea & Febiger, Philadelphia. Coles BH (1985) Avian Medicine and Surgery. Blackwell Science, Oxford. Redig PT (1986) Modification of the Schroeder–Thomas splint for birds. In: Harrison GJ, Harrison LR (eds) Clinical Avian Medicine and Surgery, p. 391. WB Saunders, Philadelphia. tamaños y generalmente están fabricados con vinilo o material acr ílico claro. También pueden estar fabricados con cualquier material de poco peso, r ígido, pero flexible, como secciones cortadas de placas de radiograf ía. En el mercado se han introducido varias versiones modificadas de los collares isabelinos tradicionales. Existe un dispositivo de inmovilización del cuello con forma tubular que proporciona una sujeción más confortable alrededor del cuello que el dispositivo tradicional con forma de disco. Recientemente, ha aparecido en el mercado un accesorio de inmovilización del cuello esférico. Es un collar de plástico esférico que tiene dos secciones interconectadas y está disponible en diferentes diámetros. Este collar proporciona una fijación confortable alrededor del cuello y los dueños de las mascotas pueden colocarlo y retirarlo. Collares isabelinos LISTA DE PRODUCTOS MENCIONADOS Jaime Samour Los collares isabelinos son dispositivos muy útiles que se utilizan habitualmente para impedir que las aves se piquen las plumas, se autolesionen o estropeen los vendajes y las zonas recién operadas. El objetivo es crear una barrera f ísica entre el pico cortante y la zona afectada. Los collares isabelinos suelen estar disponibles en varios Avian Spherical Collar®, GHN Inc., 9299 Mooring Circle, Fort Myers, FL 33912-4919, EE. UU.; http://www.aviancollar.com Veterinary Specialty Products Inc., PO Box 9311, Mission, KS 66201, EE. UU.; http://www.vet-products.com Hexcelite®, Hexcel Corporation, Dublin, CA, EE. UU. Veterinary Thermoplastic®, Imex Veterinary Inc., 1227 Market Street, Longview, TX 75604, EE. UU. Sam Splint®, Moore Medical Corp., PO Box 2620, New Britain, CT 060502620, EE. UU. Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos 6 Luxación y fractura de cuello Jesus Naldo La luxación o fractura de cuello es la pérdida de continuidad de la sección cervical de la columna vertebral. Las fracturas de cuello son un tema en discusión, ya que los clínicos opinan que estas no son posibles en las aves debido a la estructura anatómica compacta de sus vértebras cervicales. Las lesiones que dan lugar a una luxación o fractura de la columna vertebral cervical son traumáticas en origen y normalmente se producen en aves que chocan contra las vallas o el tejado de los recintos. En nuestra experiencia, tanto las fracturas como las luxaciones de cuello han sido diagnosticadas (figs. 6.1-6.5). En la mayor ía de los casos, las aves afectadas se encuentran muertas junto a las vallas o paredes de sus aviarios. El examen externo normalmente revela un hematoma en la piel del cuello y tumefacción del tejido subcutáneo debido al hematoma. A veces se acompañan de una magulladura en la cabeza. El diagnóstico inicial de luxación o fractura se realiza por el examen f ísico de la columna vertebral cervical. Las luxaciones cervicales y las fracturas se confirman con posterioridad por el examen radiográfico y el post mortem. Figura 6.1 Avutarda kori (Ardeotis kori) adulta. Luxación cervical traumática con hemorragia grave. © 2010. Elsevier España, S.L. Reservados todos los derechos Figura 6.2 Radiografía ventrodorsal de una avutarda hubara (Chlamydotis undulata) con luxación de la porción media de la columna vertebral cervical. Figura 6.3 Radiografía lateral del mismo pájaro de la figura 6.2. 204 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos Figura 6.5 Avutarda hubara adulta. Fractura de la cara lateral del cuerpo vertebral junto con la apófisis articular proximal de la 7.a vértebra cervical. Figura 6.4 Avutarda hubara adulta. Luxación entre la 4.a y 5.a vértebras cervicales. Lesiones en ojos y párpados Stephen J. Kellner La anatomía del globo ocular de las aves var ía en gran medida de la del ojo de los mamíferos. Estas diferencias se hacen importantes cuando se realizan procedimientos quirúrgicos. El globo ocular es muy grande, comparado con el tamaño del ave, principalmente debido al volumen del segmento posterior. Se distinguen tres formas diferentes básicas: la forma tubular de los búhos, la forma globosa de las rapaces diurnas y la forma aplanada en la mayor ía de los pájaros. La forma se mantiene por el cartílago de la esclera del segmento posterior y por los huesecillos esclerales en la esclera del segmento intermedio. La pupila es circular y sus movimientos tienen lugar fundamentalmente como respuesta a la acomodación y al control voluntario y no a la luz. El cristalino de las aves es blando y flexible. Las suturas del cristalino en las aves se aplican formando puntos de sutura, a diferencia de las líneas de sutura con forma de «Y» de los mamíferos. El aparato de acomodación en las aves está en contacto directo con las lentes y es capaz de realizar cambios de refracción de 80-90 dioptr ías. La retina es avascular y falta un tapetum. El disco óptico normalmente no puede visualizarse por la presencia de la superposición del peine. Tanto los conos como los bastones están presentes en la retina. A diferencia de los mamíferos, las aves tienen cuatro tipos de conos. Además de la porción visible de los mamíferos del espectro de azul, verde y rojo, los pájaros tienen un cuarto tipo de conos para detectar la longitud de onda ultravioleta. La piel que cubre todo el cráneo en la mayor ía de las especies de aves no es muy elástica y está adherida al hueso. Cualquier herida de más de unos pocos días, incluidas las laceraciones de los párpados, cuando se contraen, da como resultado una fibrosis. El párpado inferior de las aves es el más móvil, contiene una lámina tarsiana fibroelástica, y debemos tener especial cuidado cuando reparamos el párpado inferior. Incluso las heridas muy pequeñas deben tratarse quirúrgicamente sin ningún retraso. La desbridación debe ser mínima. La mayor ía de las lesiones se manejan bajo anestesia local, con hidrocloruro de proximetacaína al 5% y empleando para el cierre de la herida un material de sutura monofilamento no reabsorbible de 6/0 en una única capa quirúrgica. Las lesiones de los párpados originadas por un traumatismo deben diferenciarse de las lesiones originadas por una infección de poxivirus. Las cicatrices de los párpados no deben confundirse con la agenesia de los párpados o coloboma de los párpados, y las inflamaciones de los párpados originadas por los traumatismos deben diferenciarse de las blefaritis e hiperqueratosis en las deficiencias de vitamina A. La membrana nictitante en las aves está muy bien desarrollada, es muy fina y casi transparente. La lesión de la membrana nictitante evita la difusión de la película de la lágrima precorneal, el parpadeo protector y la limpieza de la superficie corneal, y tiene graves consecuencias. La membrana nictitante a menudo se traumatiza en las aves de presa. Las aves rapaces con problemas corneales tienen una tendencia a una cicatrización corneal lenta e incluso a ausencia de la misma, por lo que debe realizarse un examen de las lesiones del tercer párpado. Estas lesiones deben ser corregidas quirúrgicamente con una sutura no reabsorbible de 10/0 o reabsorbible de 8/0 bajo anestesia general. Los cuerpos extraños, tales como las semillas de hierba o parte de las plumas, pueden alojarse entre el párpado inferior y la membrana nictitante. La eliminación con anestesia local es un procedimiento sencillo. El globo ocular es muy grande en las aves, con una gran cámara posterior, una cámara anterior pequeña y una córnea. Se reconocen varias formas de globo ocular, que la mantienen por los huesecillos esclerales de la parte intermedia y el cartílago hialino de la esclera de la cámara posterior. Las lesiones corneales y la queratitis suceden en aves rapaces después de colisiones accidentales y en otras aves durante el transporte. Las úlceras corneales pueden desarrollarse y suelen excluirse las infecciones (figs. 6.6 y 6.7). Las lesiones corneales importantes y dolorosas se ven beneficiadas por la tarsorrafia temporal. También esta © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Lesiones en ojos y párpados ● 205 Figura 6.6 Descemetocele como secuela de una lesión corneal en un pato. Figura 6.8 Desgarro del iris después de una colisión accidental en un búho. Figura 6.7 Queratitis fúngica que se desarrolló después de un tratamiento prolongado de una erosión corneal con antibióticos en un loro. Figura 6.9 Hipopión estéril en la cámara anterior de un milano real (Milvus milvus) después de una uveítis. puede realizarse con anestesia local, empapando un bastoncillo de algodón y aplicándolo sobre la piel durante medio minuto y utilizando tres o cuatro suturas no reabsorbibles de 6/0. A diferencia de la situación en los mamíferos, realizar un colgajo de la membrana nictitante no es recomendable, debido a la delicada naturaleza de la misma y a la intensidad del músculo piramidal que controla el movimiento del tercer párpado. Los desgarros del iris y la uveítis son lesiones que se ven frecuentemente después de un traumatismo, especialmente en la aves rapaces (figs. 6.8-6.10). El hipema y la hemorragia del vítreo pueden ser de gran extensión y la fractura de los huesecillos esclerales también puede diagnosticarse, lo cual conduce eventualmente a phthisis bulbi. Como consecuencia, se desarrollará una catarata secundaria, con una lesión amplia del tejido iridial y que normalmente cicatriza de manera irregular con tratamiento tópico a base de corticoides y antibióticos. Como el músculo iris es estriado, la midriasis terapéutica o diagnóstica no puede realizarse con atropina. La Figura 6.10 Uveítis aguda en un ratonero común (Buteo buteo) después de una colisión accidental. 206 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos Figura 6.11 Catarata secundaria en un periquito (Melopsittacus undulatus). aplicación de bromuro de vecuronio (4 mg/ml, una gota cada 15 min) permite un adecuado examen oftalmoscópico de las lentes, el vítreo y el fundus. Debido a la posibilidad de importantes efectos secundarios, el uso de vecuronio no se recomienda más que para los exámenes oftalmológicos estándar. La catarata secundaria (fig. 6.11) debe diferenciarse de la catarata congénita asociada con microftalmos (especialmente en aves rapaces), la catarata hereditaria (canario) y la catarata asociada senil. La extracción de la catarata extracapsular se realiza en pájaros, pero la recuperación de una visión completa o adecuada no es posible en todos los casos. La electrorretinograf ía se recomienda antes de eliminar la catarata para evaluar la función de la retina. La luxación de las lentes se ve a menudo en los ojos con un traumatismo muy grave y la lentectomía, por lo tanto, no se realiza de manera rutinaria. La hemorragia del vítreo y los desgarros o el desprendimiento de retina pueden ocurrir después de heridas o accidentes por arma de fuego. El tratamiento del proceso inflamatorio con corticoesteroides y la prevención de un trauma posterior en pájaros temporalmente ciegos con la caja de aislamiento y el propio confinamiento deben iniciarse lo antes posible (figs. 6.12 y 6.13). El tratamiento del traumatismo de la cámara posterior del ojo normalmente es conservador y afecciones como la hemorragia del vítreo pueden llevar semanas hasta su disolución. Una lesión muy importante del ojo requiere la enucleación. Dos son las técnicas quirúrgicas que pueden realizarse. En ambas la hemostasia es vital, deben utilizarse suturas de pequeño calibre (6/0-8/0) y habrá que realizar maniobras delicadas para evitar la tracción excesiva sobre el globo ocular, que podr ía ocasionar fisuras del septo orbitario y lesiones del quiasma óptico, ocasionando ceguera en el ojo contralateral. El abordaje transaural incluye la eliminación del globo ocular intacto y es especialmente recomendable en búhos y si el globo ocular es necesario para histopatología. Después de eliminar las plumas, se realiza una incisión entre el canto lateral y el margen anterior auricular por debajo de la esclera. La piel se diseca para exponer la parte posterior del globo y la conjuntiva. Se aplica una presión digital delicada para movilizar medialmente el globo, y el nervio óptico y los músculos extraoculares se seccionan. La hemorragia se controla envolviendo la órbita con gasas o esponjas Figura 6.12 Un halcón peregrino (Falco peregrinus) con párpados «sellados». El «sellado» es tradicionalmente llevado a cabo por los tramperos de halcones en Oriente para domar halcones que viven en libertad recién capturados. Las campanas normalmente no se usan, ya que los halcones capturados pueden quitárselas fácilmente. Una puntada se coloca en el borde proximal del párpado inferior empleando una aguja de coser estándar y un hilo fino de algodón. Los dos hilos se fijan con un nudo en la parte superior de la cabeza para «sellar» los ojos. Este procedimiento muy a menudo origina laceraciones de los párpados y córnea e infecciones relacionadas. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 6.13 Un halcón sacre (Falco cherrug) que muestra lesiones extensas de viruela en el párpado inferior. Los halcones en Oriente Medio a menudo se ven afectados por la viruela aviaria durante los viajes de caza a los países vecinos, como Pakistán. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) hemostáticas. La conjuntiva, la membrana nictitante y hasta una porción de 2 mm del margen del párpado se eliminan y los párpados se suturan con sutura reabsorbible. La enucleación del globo con colapso incluye la eliminación de las partes de la esclerótica osificante del segmento intermedio del ojo para poder tener acceso a las estructuras retrobulbares. Después de eliminar las plumas, la línea de incisión se realiza desde el canto lateral y se extiende dorsalmente hasta el margen auricular anterior. La córnea entonces se incide en el limbo dorsal a unos 180° y se diseca la conjuntiva hasta los 360°. Una parte de la esclera y de sus huesecillos se escinden lateralmente con unas tijeras insertadas entre la úvea lateral y la esclera. El globo puede entonces colapsarse hacia dentro y la cámara posterior se hace accesible para eliminar las partes posteriores. Después de eliminar la conjuntiva, la membrana nictitante y el margen del párpado, la incisión se cierra con suturas absorbibles. Los pájaros salvajes que tienen una reducción de la visión no pueden liberarse de manera segura en hábitat normal y, aunque algunos pájaros pueden adaptarse a la vida en cautividad, esto suele ser especialmente dif ícil en las aves de presa. Lesiones de la quilla LECTURAS COMPLEMENTARIAS Hendrix DVH, Sims MH (2004) Electroretinography in the Hispaniolan Amazon parrot (Amazona ventralis). Journal of Avian Medicine and Surgery 18: 89–94. Kern TJ (1997) Disorders of the special senses. In: Altman RB, Clubb SL, Dorrestein GM, Quesenberry K (eds) Avian Medicine and Surgery, pp. 563–589. WB Saunders, Philadelphia. ● 207 ambas alas. Esto normalmente ocasiona que las aves se golpeen constantemente contra el suelo de las jaulas y aviarios, produciéndose lesiones graves. En otras especies, como las avutardas, las cigüeñas y las grullas, las lesiones de la quilla se asocian al golpeteo Kern TJ, Paul-Murphy JR, Murphy CJ et al. (1996) Disorders of the third eyelid in birds: 17 cases. Journal of Avian Medicine and Surgery 10: 12–18. Lavach JD (1996) Diseases of the avian eye. In: Rosskopf WJ Jr, Woerpel RW (eds) Diseases of Cage and Aviary Birds, 3rd edn, pp. 380–386. Williams & Wilkins, Baltimore. Williams D (1994) Ophthalmology. In: Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR (eds) Avian Medicine: Principles and Application, pp. 673–694. Wingers Publishing, Lake Worth, FL. Lesiones de la quilla Jaime Samour © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Las lesiones de la quilla se describen como la pérdida de continuidad de la piel y, a menudo, de los músculos pectorales adyacentes alrededor de la carina o prominencia de la parte media ventral del hueso de la quilla (figs. 6.14-6.16). Las lesiones graves pueden incluso convertirse en laceraciones o hendiduras de la carina. Las heridas profundas ulcerativas alrededor de la región de la quilla se diagnostican con gran frecuencia en las psitácidas (Hochleithner y Hochleithner, 1996) y se asocian habitualmente con automutilaciones. Este tipo de lesiones se producen por el pico afilado durante el intensivo desplumado del área pectoral. Este problema de comportamiento puede incrementarse y llegar a producir heridas ulcerativas en la piel y tejidos subyacentes. Las lesiones de la quilla también pueden asociarse a un corte de plumas inadecuado en muchas especies, y en particular en las grandes psitácidas. Normalmente, sólo deben cortarse las primeras plumas de un ala. No obstante, es una práctica común entre los propietarios noveles o los aviculturistas el cortar las primeras plumas de Figura 6.14 Herida abierta reciente de la quilla en un halcón sacre (Falco cherrug) después de un choque en el «aterrizaje». El ave sufrió un corte intenso en la piel y tejidos subyacentes cuando chocó contra el suelo rocoso. Figura 6.15 Herida abierta crónica con fibrosis asociada e infección en la región de la quilla de una avutarda hubara (Chlamydotis undulata). La lesión estaba causada por el choque repetido contra la verja de la jaula. Figura 6.16 Lesión ulcerativa seca sobre la quilla de un halcón sacre. Esta lesión fue el resultado de un desapercibido y repetitivo choque en el «aterrizaje». Se observa el anillo de granulación alrededor de la lesión. Las lesiones de este tipo se reparan por desbridación en un patrón semicircular alrededor de la lesión y por resección parcial del hueso de la quilla. La técnica recomendada para suturar es la aplicación de un patrón de suturas interrumpidas y el uso de segmentos cortos de tubos de plástico para evitar la tensión sobre los bordes de la herida. Alternativamente, se puede incorporar una gasa o apósito de algodón en la sutura con el mismo propósito. 208 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos repetido contra las vallas de los corrales abiertos o las paredes de los aviarios y cercados. Las aves de presa que se emplean en el deporte de la cetrer ía a menudo se lesionan en los aterrizajes al chocar contra el suelo. Durante los ejercicios de entrenamiento, el halcón puede equivocarse al agarrar el cebo ofrecido muy cerca del suelo o hacer una mala captura de la presa durante un juego de cacer ía y chocar contra el suelo. Hochleithner y Hochleithner (1996) describieron recientemente una técnica quirúrgica para la solución de las lesiones ulcerativas de la quilla de las psitácidas. Esta técnica no sólo es adecuada para reparar las lesiones de la quilla de las psitácidas, sino que también puede usarse para corregir lesiones similares en otras especies. La técnica implica la eliminación del tejido necrótico y posterior disección roma de los músculos pectorales adyacentes a la quilla y la resección parcial ósea. Los músculos se suturan usando un patrón de sutura de puntos sueltos horizontales y la piel se sutura con un patrón similar, pero los nudos de esta incluirán una esponja de gasa que minimizará la tensión sobre los bordes de la herida. Luxaciones y fracturas Las luxaciones y fracturas de la articulación del carpo son a menudo el resultado de un traumatismo importante. (figs. 6.17-6.19). El mejor tratamiento para las luxaciones de la articulación del carpo es la utilización de fijadores externos. Las luxaciones crónicas a menudo son muy dif íciles de corregir y con frecuencia dan lugar a una anquilosis parcial o total. Martin et al. (1993) revisaron ocho casos de luxación de codo en aves de presa. Más recientemente, Ackermann y Redig (1997) publicaron un artículo muy útil acerca de la reparación quirúrgica del codo en rapaces. Las fracturas del carpometacarpo son frecuentes en muchas especies de aves. Este tipo de fractura a menudo se asocia con lesiones de las puntas de BIBLIOGRAFÍA Hochleithner M, Hochleithner C (1996) Surgical treatment of ulcerative lesions caused by automutilation of the sternum in psittacine birds. Journal of Avian Medicine and Surgery 10: 84–88. Lesiones en las puntas de las alas Jaime Samour Las lesiones en las puntas de las alas ocurren también con frecuencia en muchas especies de aves y normalmente se asocian a un traumatismo. Existen diferentes tipos de lesiones en las puntas de las alas de las aves y pueden clasificarse en las siguientes categor ías: heridas y úlceras, luxaciones y fracturas, bursitis, edema y síndrome de la gangrena seca. Figura 6.17 Herida en la articulación del carpo que muestra una ulceración con una fibrosis media en una avutarda hubara (Chlamydotis undulata). Heridas y úlceras Estas lesiones normalmente se producen al estrellarse las aves contra las vallas, verjas o paredes de sus recintos. Las heridas de las puntas de las alas normalmente son verticales, sobre la cara frontal de la articulación carpiana. Las lesiones repetidas en el mismo lugar, dan lugar a heridas ulceradas, fibrosis y en casos extremos, anquilosis de la articulación. El tratamiento primario consiste en la desbridación del tejido fibroso, si está presente, y la aplicación de suturas. Es esencial la cobertura y vendaje, no sólo para que cicatrice la herida, sino con una función protectora de la punta del ala en lesiones posteriores. Un aspecto importante que hay que recordar es sujetar el vendaje a las plumas, ya que los vendajes en las puntas de las alas tienden a caerse. Y es esencial corregir o eliminar la causa principal que provoca las lesiones, minimizando las alteraciones y almohadillando las paredes de las jaulas y recintos. Figura 6.18 Lesión crónica en la articulación del carpo en una avutarda hubara. Obsérvese el crecimiento tumoral en la cara ventral de la articulación debido a una fibrosis proliferativa. Este tipo de lesiones son también causadas por un traumatismo repetido en la punta de las alas al chocarse contra las paredes de las verjas o jaulas. Pododermatitis ● 209 y corticoesteroides, cataplasmas y apósitos combinados con vendajes apropiados. Edema y síndrome de gangrena seca Figura 6.19 Lesión aguda en la articulación del carpo en una avutarda hubara. La herida es abierta y sangra abundantemente. Estas lesiones son susceptibles de padecer miasis en los países tropicales; deben ser suturadas y debe aplicárseles un apósito y vendaje. las alas cuando las aves jóvenes comienzan a ejercitarse con el nuevo plumaje de sus alas. Este es un hecho que pasa sin ser diagnosticado durante largo tiempo en las grandes especies terrestres, como las cigüeñas, grullas y avutardas (J. Naldo, comunicación personal). La mejor corrección para las fracturas a este nivel es la reducción e inmovilización con una férula externa, como sugiere Coles (1985), o un vendaje adecuado (Degernes, 1994; McCluggage, 1996, 1997). Este síndrome se caracteriza por el edema y trasudado alrededor de la base de las plumas primarias más distales y la necrosis avascular, que se describen como signos clínicos. Este tipo de lesiones se han diagnosticado con mayor frecuencia en las aves de presa. La etiología concreta es desconocida, pero las bajas temperaturas puede que sean las responsables, ya que el síndrome a menudo se diagnostica en países cálidos durante los inviernos y a principios de la primavera. Las aves de presa que se guardan atadas en perchas, y por lo tanto menos activas, se ven afectadas con mayor frecuencia en comparación con otras aves que se guardan en aviarios, donde pueden volar libremente (Forbes, 1991; Simpson, 1996). Puede aplicarse un tratamiento que intente restablecer la adecuada circulación sanguínea, con administración de antibióticos y corticoesteroides. El pronóstico normalmente es reservado, ya que muchas de las aves afectadas pueden perder la parte distal de la punta del ala (Forbes, 1991; Simpson, 1996). BIBLIOGRAFÍA Bursitis La inflamación de la cápsula sinovial de la articulación del carpo se diagnostica con frecuencia en las aves de presa atadas (fig. 6.20) (Cooper, 1978; Simpson, 1996). «Llaga» es el viejo término que usan los cetreros para describir este problema. La bursitis de la articulación del carpo es el resultado de las lesiones repetidas en la parte ventral del ala contra el suelo cuando las aves intentan escapar al aproximarse el cuidador. El tratamiento de la bursitis incluye antibióticos Ackermann J, Redig P (1997) Surgical repair of elbow luxation in raptors. Journal of Avian Medicine and Surgery 11: 247–254. Coles BH (1985) Avian Medicine and Surgery. Blackwell Science, Oxford. Cooper JE (1978) Veterinary Aspects of Captive Birds of Prey. Standfast Press, Saul, Gloucestershire. Degernes LA (1994) Trauma medicine. In: Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR (eds) Avian Medicine: Principles and Application, pp. 417–433. Wingers Publishing, Lake Worth, FL. Forbes NA (1991) Wing tip edema and dry gangrene in birds. Veterinary Record 129(3): 58. Martin HD, Bruecker KA, Herrick DD et al. (1993) Elbow luxations in raptors: a review of eight cases. In: Redig PT, Cooper JE, Remple JD, Hunter DB (eds) Raptor Biomedicine, pp. 199–206. University of Minnesota Press, Minneapolis. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. McCluggage DM (1996) Bandaging and collaring. In: Rosskopf WJ Jr, Woerpel RW (eds) Diseases of Cage and Aviary Birds, 3rd edn, pp. 672–674. Williams & Wilkins, Baltimore. McCluggage DM (1997) Bandaging. In: Altman RB, Clubb SL, Dorrestein GM, Quesenberry K (eds) Avian Medicine and Surgery, pp. 829–836. WB Saunders, Philadelphia. Simpson GN (1996) Wing problems. In: Beynon PH, Forbes NA, HarcourtBrown NH (eds) Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl, pp. 169–179. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. Pododermatitis Nigel H. Harcourt-Brown Figura 6.20 «Llaga» o bursitis de la articulación del carpo en un halcón sacre (Falco cherrug). Las lesiones de este tipo están causadas por heridas repetitivas de la cara ventral del ala. La pododermatitis (los clavos) es una enfermedad que afecta casi exclusivamente a las aves con sobrepeso, inactivas y con acceso a malas perchas, así como a aves enfermas crónicamente. Se ve casi siempre en aves en 210 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos cautividad, principalmente halcones de cetrer ía, pero no normalmente en halcones en libertad, y también en búhos, aves acuáticas, cacatúas y ocasionalmente otras especies. La enfermedad ha sido revisada por Harcourt-Brown (1994, 1996, 2000) y más recientemente por Cooper (2002). Mueller et al. (2000) encontraron que la inactividad y falta de ejercicio desempeñan un papel muy importante en el desarrollo de los clavos. La incidencia en los halcones salvajes capturados se reduce a la mitad, si se les entrena dos veces al día en lugar de una vez. Las aves salvajes capturadas alojadas en aviarios donde pueden volar durante la muda también han demostrado una menor incidencia de clavos que los que permanecen atados y encaramados en bloques. Lierz (2003) describe una incidencia de clavos del 10,1% en 4.193 halcones empleados en cetrer ía en los Emiratos Árabes Unidos. La máxima incidencia tiene lugar a los 2 meses de la captura y después de que termine la temporada de caza y se termina con el entrenamiento. Los halcones sacre (Falco cherrug) y los halcones gerifalte (Falco rusticolus) son los que se ven a menudo más afectados que los halcones peregrinos. Lierz observó que al final de la temporada de caza, una parada repentina del ejercicio diario ocasiona más casos de pododermatitis que un descenso gradual del ejercicio a lo largo de 6 semanas. Las siguientes consideraciones están basadas en estudios en halcones, pero pueden ser aplicadas casi por completo a casos en otras especies. En las aves con sobrepeso o defecto de ejercicio ocurren una serie de acontecimientos predecibles; estos han sido clasificados en tres (Cooper, 1978)o cinco (Oaks, 1993; Remple, 1993) grandes categor ías. Los cambios son dinámicos, por lo que la separación puede ser arbitraria, y normalmente están originados, en primer lugar, por una pobre circulación sanguínea en la pata (figs. 6.21-6.23). Al existir una escasa perfusión, la pata del ave está menos capacitada para responder a las infecciones, como consecuencia de la necrosis por presión o debido a heridas punzantes. La escasa perfusión también obstaculiza la cicatrización. Figura 6.22 La coloración del tegumento de un halcón sacre inmaduro (Falco cherrug) es normalmente azul, pero esta ave ha tenido un clavo muy temprano: la almohadilla digital y metatarsiana se ha aplanado, la escama reticulada se ha hecho plana y lisa, y existe una hiperemia reactiva en esas áreas. Figura 6.23 Se ven cambios proliferativos tempranos en la pata de un halcón peregrino, y son muy grandes en los puntos de máxima carga del peso. Aunque la piel ha perdido su flexibilidad y hay un engrosamiento en las almohadillas digitales, además de los cambios evidentes de la almohadilla metatarsiana, la infección del tejido subcutáneo todavía no ha ocurrido. Figura 6.21 Cara plantar del pie de un halcón peregrino (Falco peregrinus) normal. Las escamas reticuladas de las almohadillas digitales y metatarsianas tienen una apariencia papiliforme bien definida y el tegumento es de color amarillo. El tratamiento está basado en la eliminación del tejido lesionado y especialmente del material purulento, eliminando la infección, favoreciendo las condiciones que permitan un incremento del aporte sanguíneo en las áreas afectadas y devolviendo al área plantar de la pata un aspecto lo más normal posible. Para ello es necesario Pododermatitis ● 211 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. realizar una serie de cambios combinando medicación, medidas quirúrgicas y de tratamiento (figs. 6.24-6.33). Después del tratamiento, una pata que no tenga tejido cicatricial y tenga una apariencia relativamente normal Figura 6.24 Una única lesión proliferativa se ha engrosado, formando un «cuerno». Se ha producido una separación entre la epidermis adelgazada alrededor y el cuerno hiperqueratinizado, lo cual ha permitido que la infección pase a través del tegumento. Se forma un absceso en la superficie plantar de la pata. Figura 6.25 En los casos en que los cambios mencionados no se notan, a menudo cuando las aves se alojan en un aviario grande para pasar su muda anual, el ave puede sufrir importantes cambios cuando se interrumpe su tratamiento. Estas aves han estado en decúbito esternal durante algún tiempo antes de la presentación; las patas se han hinchado mucho y contienen pus. Las lesiones del esternón se tratan de manera similar a la sugerida en la figura 6.16. Figura 6.26 La etiología del clavo está íntimamente unida a la mala circulación sanguínea de las patas, que da lugar a un fallo en el tejido desvitalizado para responder a la infección y también para cicatrizar. Un molde de látex de la vascularización de la pata de un halcón peregrino con un clavo muestra la falta de respuesta vascular a la inflamación. El tratamiento debe centrarse en las técnicas que incrementen el aporte vascular al área afectada de la pata. Figura 6.27 El Astroturf (fácilmente disponible como felpudos en ferreterías o grandes almacenes) proporciona una superficie de rendimiento constante que también distribuye el peso del ave a través de los diferentes puntos de contacto cuando se cuelgan. Todas las superficies de las perchas deben cubrirse con Astroturf, especialmente durante el tratamiento de los clavos o cualquier otra afección que cause cojera de una sola extremidad (p. ej., la fractura de una pata). 212 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos Figura 6.28 Una hembra de halcón sacre con pododermatitis plantar con material purulento y tejido cicatricial infectado eliminado. Se ha aplicado una bolsa de tabaco para reducir el defecto. Los dedos de la patas se han vendado previamente a una férula, utilizando varias capas de material blando, formando un vendaje y una simple capa de cinta de óxido de cinc. Figura 6.31 La extirpación quirúrgica de los tejidos alterados, que se muestran en la figura 6.30, permitió una reconstrucción más normal de la cara plantar de la pata. Las suturas de la piel se colocaron para evitar el espacio muerto y enfrentar los bordes de la piel. Figura 6.29 Un tapón completo de tejido purulento con una infección profunda alrededor, que se ha eliminado del halcón sacre de la figura 6.24. Figura 6.32 La pata ha sido preparada para una férula de la pata, a la manera de Riddle y Hoolihan (1993). Los vendajes se utilizan para amortiguar los dedos, para evitar problemas de presión en este lugar y la superficie plantar de la pata; se coloca un vendaje temporal sobre la zona quirúrgica para evitar que esta esté en contacto con la férula. Cuando se prepare, la férula puede ser vendada o pegada a los vendajes de los dedos. Se prefiere el vendaje si la pata va a ser curada regularmente. Figura 6.30 Un halcón sacre adulto que presenta dos costras e hinchazón en las patas. Los cambios están presentes desde hace varios meses. La base de la pata estaba deformada con tejido cicatricial. La costra se ha eliminado en esta imagen. Pododermatitis ● 213 En algunos casos hay inflamación, pero no formación de pus; y debe administrarse el tratamiento antibiótico y antiinflamatorio hasta que haya desaparecido la inflamación (durante 7-10 días). En otros casos, con una gran costra y sin infección, puede aplicarse una pomada con ácido fusídico (Fucidin pomada, Leo Laboratories) sobre la costra y alrededor de la piel dos veces al día hasta que la costra se levante o pueda eliminarse. Las pomadas con corticoesteroides no se deben emplear. Las patas secas y escamosas deben cubrirse con crema de manos. La mayor ía de casos avanzados de pododermatitis se encuentran infectados por Staphylococcus spp. (figs. 6.34 y 6.35). La lincomicina, la clindamicina y el marbofloxacino son compuestos muy útiles en estos casos; la mayor ía de las infecciones estafilocócicas son sensibles a estos antibióticos. Figura 6.33 El material utilizado para la férula es la masilla de reparación para la carrocería de coche (Repair Metal for Good, Henkel Home Improvements). Un círculo de acero inoxidable de una aguja ortopédica «reciclado» se puede usar para reforzar la varilla en el interior de la férula. Se usa un pulidor para darle forma al interior de la férula y garantizar que el peso del ave es asumido por los vendajes alrededor de los dedos. Estas férulas son duraderas y pueden ser reutilizadas. respecto a su propia cara plantar es mucho más probable que permanezca sana y no que se deforme por una masa o tejido cicatricial. Sin embargo, las aves que sufren pododermatitis son más propensas a verse afectadas de nuevo, especialmente si se las mantiene en las mismas condiciones. Las inflamaciones graves de las patas deben ser estudiadas radiológicamente. En todos los casos de pododermatitis en halcones, a pesar del estadio de la enfermedad, deben realizarse los siguientes cambios de tratamiento (Harcourt-Brown, 1996): ● ● © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. ● ● ● ● Una buena dieta con suplementación mineral y vitamínica. Recubrir todas las superficies de las perchas con Astroturf o un producto similar: el cemento, la madera o las perchas cubiertas con cuerda no son muy adecuadas. Las aves que están permanentemente en aviarios tienen que tener perchas de diferentes tamaños, preferiblemente suspendidas; así tendrán cierta elasticidad al posarse. Las perchas anchas y lugares favoritos que actúan de perchas deben cubrirse con Astroturf. Si el ave está alojada en el interior, el suelo debe cubrirse con viruta de madera nueva y seca, especialmente si el ave se tumba más de lo que se cuelga de la percha. Debe ponerse una capa de entre unos 7-10 cm de profundidad sobre el suelo seco permanentemente. Los suelos húmedos permiten que se desarrollen mohos, y el ave tiene el riesgo de padecer de aspergilosis. Si el ave se aloja en el exterior, la superficie de elección será la hierba fresca. Conviene alejar al ave de grava, cemento, etc. Reducir el peso del ave hasta su peso de vuelo. Las aves de aviario deben ser encadenadas y manipuladas tan pronto como sea posible. Esto permite un tratamiento más directo de la afección. Aumentar el ejercicio: volar hasta tres veces al día en aves atadas con cordel puede ayudar a resolver la pododermatitis; volar libremente es incluso mejor. Figura 6.34 Pododermatitis bilateral grave de presentación aguda en un esmerejón (Falco columbarius). Se ha retirado la costra, se ha tomado una muestra con hisopo y se ha administrado lincomicina; sus patas se han vendado con un vendaje almohadillado. Del cultivo se han aislado Staphylococcus aureus, sensibles a la lincomicina. Figura 6.35 A pesar del apropiado tratamiento que se realizó, el esmerejón de la figura 6.34 no respondió correctamente. La endoscopia reveló lesiones indicativas del síndrome de hígado y riñón grasos. El pronóstico era muy grave, y por eso el ave fue sacrificada. Esta es una imagen endoscópica a través del septo oblicuo que revela un lóbulo craneal pálido y aumentado de tamaño del riñón izquierdo, cubierto por el ovario. 214 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos La lincomicina y el marbofloxacino son inyectables y fáciles de dar en tabletas, en la comida (lincomicina: 50 mg/kg dos veces al día por vía oral; marbofloxacino: 10 mg/kg una vez al día por vía oral). La clindamicina tiene una presentación en cápsulas, lo que hace difícil su división. Estos antibióticos se absorben bien en el intestino y llegan hasta las fascias tendinosas, articulaciones, huesos y otros tejidos infectados. Los antibióticos preoperatorios suelen ser útiles, ya que eliminan la infección y reducen la hinchazón e inflamación antes de la cirugía. La cefalexina, la amoxicilina, la amoxicilina potenciada con ácido clavulánico y la ampicilina no son muy útiles. Las figuras 6.36 y 6.37 ilustran otros casos de pododermatitis avanzada en los que pueden contrastarse otras causas. Si el ave tiene dolor, el tratamiento antibiótico debe combinarse con el analgésico. Tanto el meloxicam como el carprofeno son compuestos útiles que pueden administrarse por vía oral (carprofeno: 1-2 mg/kg dos veces al día; meloxicam 0,1-0,2 mg/kg dos veces al día) y en inyectable (carprofeno Figura 6.36 Un cirujano con buena intención amputó la pata gravemente traumatizada de un halcón peregrino. Esta fotografía de los restos, que antes fueron una pata normal, se tomó 10 días después de la amputación. La discapacidad crónica de una sola pata o una amputación siempre terminan con el sacrificio de las aves en cautividad debido a la pododermatitis, incluso en las especies que habitualmente no se ven afectadas por esta lesión. Figura 6.37 Un caso de pododermatitis crónica en una ninfa (Nymphicus hollandicus) debido a una falta completa de ejercicio de vuelo, obesidad y malnutrición a largo plazo (dieta sólo con semillas). Muchos casos de pododermatitis pueden mejorar en estas especies si hay cumplimiento por parte del dueño; si el dueño no es colaborador y comprometido, el ave morirá. Los requisitos incluyen una dieta baja en calorías y suplementación de vitaminas y minerales: las dietas de tamaño pequeño todo-en-uno son las ideales; las perchas se cubrirán con un refuerzo de acolchamiento de alfombras de goma; no se pondrá papel de lija en el suelo de la jaula; se establecerán períodos diarios regulares fuera de la caja para pasear y, si es posible, algún ejercicio de vuelo. 1 mg/kg s.c.). Estos hacen que el ave se sienta más confortable y reducen la hinchazón, pero no deben emplearse para sustituir a los antibióticos. Los antiinflamatorios no esteroideos deben darse siempre en el postoperatorio. La falta de respuesta a la terapia con antibióticos, o una infección muy agresiva, hace vital la bacteriología. Los cultivos deben tomarse desde la zona más profunda y activa de las áreas de la infección. Algunos casos están infectados con bacterias gramnegativas (p. ej., Pseudomonas spp.) y otras con hongos o levaduras. La clindamicina, la enrofloxacina, el marbofloxacino, el sulfa-trimetoprim, el ketoconazol y el itraconazol podrán ser los empleados. La administración oral de medicamentos es la vía de elección en los casos que requieran varias semanas o incluso meses de terapia. Las infecciones graves hacen que el pronóstico sea peor. Remple y Forbes (2000) demostraron que se podía emplear cuentas de polimetilmetacrilato impregnadas con antibióticos introducidos durante la cirugía en áreas infectadas crónicamente, permitiendo que el antibiótico pasara a los tejidos adyacentes lentamente, consiguiendo concentraciones significativas en la zona. Y dado que el efecto es local, se pueden utilizar antibióticos relativamente tóxicos, como la gentamicina, con seguridad. En las patas de las aves, el pus siempre es caseoso, a menos que se mezcle con el líquido sinovial de la articulación o de la vaina tendinosa. La cirugía es necesaria para eliminar el pus y el tejido cicatricial. Debe usarse una antibioterapia preoperatoria durante 5 días y se deben realizar los cambios de tratamiento rutinarios recomendados. El ave debe anestesiarse y se sitúa en decúbito dorsal. La pata debe prepararse para el procedimiento quirúrgico realizando el lavado y la aplicación de solución jabonosa alcohólica de clorhexidina para piel; pues esta esteriliza y penetra mejor que otras rutinas. Se debe eliminar todo el tejido cicatricial de la piel y del tejido subcutáneo, así como todo el material purulento mediante disección. El pus a menudo forma abscesos en la membrana de la piel entre los dedos y alrededor del tarsometatarso distal; la eliminación deja una bolsa o espacio muerto. La introducción de las cuentas impregnadas con antibióticos en estos espacios previene la formación de abscesos de nuevo. Las vainas tendinosas y cápsulas articulares infectadas requieren eliminación del pus y lavado; cualquier desgarro o incisión debe ser reparado una vez eliminada la infección. El propósito de la cirugía una vez eliminada la infección es recuperar el aspecto plantar de una pata normal. Si es posible, la piel debe suturarse para permitir una cicatrización por primera intención. Las suturas monofilamento son las mejores: polidioxanona, nailon o supramid (Braun). Si la pata está muy infectada y deformada, se puede emplear una sutura en forma de bolsa de tabaco para reducir la herida, pero deberemos realizar limpiezas y colocación de apósitos diariamente. Esto favorece la cicatrización por segunda intención y su consumación a través del agujero de la férula de la pata (v. fig. 6.32). A veces es necesaria una segunda intervención para reconstruir la almohadilla del metatarso. En cualquier caso, es muy recomendable, para ayudar al proceso de cicatrización, vendar la pata durante el postoperatorio, permitiendo que la sangre circule sobre los tejidos en proceso de cicatrización (v. «Escayolas protectoras para las patas» en el capítulo 5). Algunos casos muy graves de pododermatitis tienen una progresión de uno o más de los siguientes estadios: infección grave y penetrante con pus en las vainas Esqueleto de las aves y tratamiento de las fracturas tendinosas de los flexores, que originan deformación de los dedos y a veces artritis séptica de las articulaciones falángicas, artritis séptica de las articulaciones metatarsofalángicas, rotura de los tendones flexores, habitualmente de la articulación metatarsofalángica, y osteomielitis del hueso sesamoideo ventral del origen del dedo II. Todas estas afecciones tienen mal pronóstico, pero es posible salvar a algunas de esas aves (Harcourt-Brown, 1994). No obstante, el tratamiento es caro y conlleva una importante inversión de tiempo por parte del dueño, y también es doloroso y estresante para el ave, por lo que la eutanasia debe considerarse como una opción. ● ● ● Cooper JE (1978) Veterinary Aspects of Captive Birds of Prey, Standfast Press, Saul, Gloucestershire. Cooper JE (2002) Foot conditions. In: Birds of Prey: Health and Disease, pp. 121–131. Blackwell Science, Oxford. Harcourt-Brown NH (1994) Diseases of the pelvic limb of birds of prey. FRCVS Thesis, Royal College of Veterinary Surgeons, London. Harcourt-Brown NH (2000) Birds of Prey: Anatomy, Radiology, and Clinical Conditions of the Pelvic Limb. CD-ROM, Zoological Education Network, Lake Worth, FL. Lierz M (2003) Aspects of the pathogenesis of bumblefoot in falcons. Proceedings of the Association of Avian Veterinarians, Tenerife, pp. 178–184. Mueller MG, Wernery U, Koesters J (2000) Bumblefoot and lack of exercise among wild and captive-bred falcons tested in the United Arab Emirates. Avian Diseases 44: 676–680. Oaks JL (1993) Immune and inflammatory responses in falcon staphylococcal pododermatitis. In: Redig PT, Cooper JE, Remple JD et al. (eds) Raptor Biomedicine, pp. 72–87. University of Minnesota Press, Minneapolis. Remple JD (1993) Raptor bumblefoot: a new treatment technique. 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Reducir la morbilidad al aplicar los dispositivos nos lleva a reducir la morbilidad general del paciente y obtener una rápida recuperación. También se busca la conservación de la longitud del hueso y la alineación angular y rotacional del miembro, pero la reducción exacta y anatómica de los fragmentos óseos en muchos casos no es necesaria. Entre las caracter ísticas de los dispositivos ortopédicos para llevar a cabo estos objetivos se encuentran la rigidez, la versatilidad, la eficacia, la maleabilidad y el bajo peso. 215 Existen muchos diseños y objetivos funcionales que el dispositivo para la fijación debe ser capaz de cumplir. BIBLIOGRAFÍA Harcourt-Brown NH (1996) Foot and leg problems. In: Beynon PH, Forbes NA, Harcourt-Brown NH (eds) Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl, pp. 163–167. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. ● ● El dispositivo debe neutralizar las fuerzas que aplican tensión, torsión, flexión y cizallamiento sobre el hueso. En caso de fracturas oblicuas o conminutas, también es esencial evitar el colapso del foco de fractura. El dispositivo debe permitir un cierto grado actividad durante la marcha y movimiento, sin lesionar el miembro ni el resto de las partes adyacentes del cuerpo. El dispositivo debe promover el intercambio de carga en la medida en que la fractura lo permita. Las fracturas oblicuas no tienen habilidad inherente para compartir la carga; por lo tanto, la fijación debe ser lo suficientemente fuerte como para soportar toda la carga aplicada sobre el hueso. A medida que la cicatrización progresa, el fijador puede ser parcialmente retirado en el proceso que se conoce como desestabilización dinámica, compartiendo así la carga con el hueso cicatricial e incrementando el porcentaje de cicatrización. Con una buena fijación y un buen estado vascular general en el foco de fractura, la cicatrización suele llevarse a cabo entre 18-25 días, tiempo que está dentro de la vida útil de los dispositivos para la fijación. Sin embargo, la mayor ía de las fracturas requieren más tiempo, y la integridad de los fijadores debe mantenerse durante todo el per íodo. La pérdida de las agujas no es una consecuencia inevitable y puede evitarse con la adecuada colocación y uso de agujas enroscadas con rosca positiva. Esqueleto de las aves y tratamiento de las fracturas El fijador es la mitad de la ecuación en la reparación de una fractura; el paciente es la otra mitad. El esqueleto de las aves es fundamental y significativamente diferente de los esqueletos de los mamíferos y presenta desaf íos únicos para la fijación de las fracturas. Las corticales de los huesos son finas y quebradizas, pero muy fuertes. Su fuerza viene dada por su anatomía monocasco (es decir, como la cáscara de huevo). Un defecto en su pared reduce en gran medida su fuerza. También hay menor capacidad para soportar los accesorios de fijación. Es esencial que las agujas de los fijadores tengan un agarre sólido en las dos corticales. Hay escasez de partes blandas sobre los huesos largos. Por ello, los fragmentos óseos de la fractura conminuta pueden desplazarse y son propensas a perder su aporte vascular. Además, la piel es muy fina y los fragmentos óseos se exteriorizan fácilmente. El hueso muy expuesto es más a menudo inviable y se originan secuestros en 23 semanas si no se eliminan. Hay escasez de hueso esponjoso en el esqueleto de las aves y, hasta la fecha, no se han probado clínicamente métodos fiables para el injerto óseo. Por último, en relación con las fracturas del miembro pélvico, dado que la locomoción de las aves es bípeda, una fractura unilateral supone que la extremidad contralateral debe manejar una fuerza tremenda. El tratamiento satisfactorio de la fractura en aves requiere no sólo la aplicación de una buena fijación, sino también el tratamiento de esos otros muchos desaf íos que son únicos en las aves. 216 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos Materiales Los materiales y dispositivos que se utilizan principalmente para resolver las fracturas de las aves son agujas intramedulares, tanto clavos de Steinmann como agujas (las agujas de Kirschner o K-wires son agujas con un diámetro menor de 1,6 mm); los fijadores externos (FE) emplean barras y conectores convencionales o una barra conectora de polímero (metacrilato o resina epoxi), y rótulas de fibra de carbono. La estabilización con placas óseas ha recibido escasa atención en las diferentes especies de aves por diferentes y variadas razones, incluidas la morbilidad asociada a la colocación, la necesidad de seguimiento quirúrgico para quitar las placas en el caso de aves salvajes destinadas a ser liberadas y la falta de una eficacia demostrada (Christen et al., 2005). Al final del capítulo puede encontrarse un listado de los productos mencionados en las páginas siguientes. Para los FE, se pueden emplear agujas parcialmente enroscadas, agujas de rosca positivaa diseñadas específicamente para aves y animales exóticos pequeños y que están disponibles comercialmente. Estas nos ofrecen una gran energía de sujeción en las finas corticales. Estas agujas también pueden tener superficie rugosa en la porción terminal del lado opuesto enroscado diseñado para que se agarre la matriz acr ílica de los materiales adhesivos. Las agujas con rosca negativa pueden emplearse como una aguja de anclaje secundario en una estructura compleja, pero no se deben usar en aplicaciones de alta tensión, ya que son más propensas a romperse en el punto de unión entre la rosca y la aguja. También hay disponibles agujas enroscadas en el centro de rosca positiva especiales para los fijadores tipo II y en tamaños grandes, las cuales son útiles en aves que pesan más de 4-5 kg. Los materiales como el metacrilato y resina epoxi son una categor ía de materiales que se utilizan para conectar las agujas de un FE. Entre los acr ílicos pueden ser adecuados los acr ílicos dentalesb o los productos para reparar los cascos de los caballos.c,d El acr ílico puede moldearse sobre la aguja en forma de masa mientras fragua o puede cargarse en una jeringuilla durante su fase líquida e inyectarse en un material moldeable como un drenaje Penrose o una paja de plástico. Las resinas epoxi son menos adecuadas por su carácter más viscoso y pegajoso antes de fraguar y ser más flexibles y blandas hasta que fraguan. La resina epoxi Plumber se suplementa con una masa moldeable a mano que la hace más fácil de usar, pero es menos r ígida que cuando fraguan los acr ílicos. Las resinas epoxi tienen la ventaja de que, como los adhesivos, se unen íntimamente a las agujas de los FE, mientras que los acr ílicos forman sólo un cierre mecánico. Los otros tipos de materiales usados para las barras de los fijadores externos son cintas de precintoe,f,g que tienen resinas termolábiles impregnadas en la matriz de material sintético. Estas cintas son irrompibles y tienen una capacidad sustancial para soportar fuerza. Algunas de ellas (p. ej., Hexcelite) tienen un carácter adhesivo medio, por lo que se adhiere a las agujas de los FE. Son inodoras y moldeables para adquirir cualquier configuración, según la situación de la aguja. Los termoplásticos requieren inmersión en agua caliente para activar la resina y pueden ser recalentados más tarde, por ejemplo con una pistola o secador de calor o una compresa de agua caliente, y así se podrán hacer ajustes en el fijador. Su unión a las agujas de acero puede incrementarse con un revestimiento de una última capa mediante un pegamento de cianocrilatoh justo antes de aplicar la cinta o esparadrapo (R. Hess, comunicación personal). Aunque existen varios métodos diferentes para reparar diversas fracturas aviarias descritos en la literatura científica, la construcción conocida como fijador esquelético externo-interno tie-in (TIF, también denominada fijador híbrido) y variaciones de la misma han dado resultados excepcionales en una variedad de fracturas que afectan a la mayor ía de los huesos largos (Redig, 2000). Este fijador consiste en una aguja intramedular que rellena aproximadamente tres cuartas partes de la cavidad medular y dos agujas colocadas en las porciones más proximal y distal del hueso afectado para poder formar el fijador externo (fig. 6.38a-c). La aguja intramedular se dobla en un ángulo de 90° en el punto de salida y se rota en el mismo plano que las agujas colocadas para el fijador externo. Se coloca una pieza de tubo fino de látex (p. ej., un drenaje Penrose) sobre las agujas como molde. El molde se rellena con el acr ílico reparador de los cascos de caballo inyectándolo con una jeringuilla; así se consigue fijar todas las agujas juntas. Esta técnica se desarrolló para conseguir una estabilidad rotacional y longitudinal en las fracturas de húmero sin recurrir a una coaptación externa, como los vendajes en ocho, durante el per íodo postoperatorio y se ha ido extendiendo a otros huesos largos. La coaptación en forma de ocho se utiliza como fijación adicional en las fracturas del ala en algunas circunstancias. Este capítulo está organizado de acuerdo a la disposición de los huesos en el esqueleto apendicular, comenzando por el miembro pectoral. Los abordajes quirúrgicos, las técnicas de fijación y las radiograf ías pre- y postoperatorias de los casos reales se utilizan para presentar un amplio pero detallado resumen. Métodos de fijación para las fracturas del húmero Consideraciones generales El húmero puede dividirse en tres zonas para la evaluación de las fracturas y la selección del dispositivo para la fijación. La zona proximal se extiende desde la región subcondilar, cerca de la articulación del hombro, hasta la parte distal de la cresta pectoral. La zona diafisaria se extiende desde el final de la porción distal de la cresta pectoral hasta el vértice de la curvatura diafisaria distal, y la zona distal, que incluye la porción curvada del húmero distal. Un método para la fijación de las fracturas de la zona proximal del húmero: la banda de tensión tie-in Las fracturas que se producen más a menudo en la zona proximal son transversas. Uno de los factores que complican la fijación es la curvatura de este segmento óseo. Adicionalmente, con frecuencia es dif ícil porque existe poco apoyo en el fragmento proximal con la aguja Métodos de fijación para las fracturas del húmero Cúspide de la cresta pectoral Epicóndilo © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. (a) (b) Figura 6.38 (a-c) Véase el pie de figura en la página siguiente. ● 217 218 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos 90° de curvatura del clavo intramedular Barra acrílica Aguja de FE (c) Figura 6.38 (a) Colocación de un clavo intramedular (IM) por inserción retrógrada del clavo en el fragmento proximal del húmero. (b) Reducción de la fractura y colocación normógrada del clavo IM en el fragmento distal humeral y colocación de las agujas de un fijador externo (FE) en las localizaciones proximal y distal. (c) El fijador híbrido completado (TIF). Se aprecia los 90° de curvatura del clavo intramedular y la inclusión del mismo a lo largo de ambas agujas de FE en la barra acrílica conectora cilíndrica. intramedular, como se utiliza convencionalmente en la fijación TIF, y no hay suficiente hueso para aceptar una aguja proximal del fijador externo al lugar de fractura. Una alternativa es una variación del TIF utilizando una banda de tensión (fig. 6.39). El método se parece a uno usado para la reparación de las fracturas proximales de húmero en humanos. Esto incluye la exposición del húmero proximal desde su cara dorsal (v. fig. 6.39d) y la colocación de dos pequeñas agujas de pequeño diámetro cruzadas en el lugar de la fractura en el fragmento proximal. Estas agujas se dirigen de manera retrógrada para que cada una de ellas salga por cada una de las caras de la cresta pectoral (v. fig. 6.39e). La fractura se reduce y las agujas entonces se dirigen hacia el fragmento distal, obteniendo como resultado la aplicación de presión sobre los bordes de la fractura. Un cerclaje (es el único lugar donde se puede recomendar la colocación de un cerclaje) se pasa a través de un agujero perforado transversalmente en el fragmento distal alrededor del diámetro del hueso distal al lugar de la fractura y otro taladrando a través del borde de la cresta pectoral justo detrás del punto de salida de las agujas (v. fig. 6.39f). La elevación del periostio del músculo deltoides y del pectoral del húmero es necesaria para poder llevar a cabo estas maniobras. Una vez que se sitúa el cerclaje, este se anuda en forma de ocho, completando de esta manera la banda de tensión. Se deja que las agujas sobresalgan sobre la cabeza del húmero para su futura retirada (en aves pequeñas –menos de 300 g– es suficiente la colocación de las agujas). La musculatura se sutura de nuevo en la cresta pectoral y la piel se cierra por encima. Para dar un soporte adicional, se pueden colocar dos agujas del FE en el fragmento distal. En este caso, las agujas protruirán desde el fragmento proximal y se doblarán en 90° conectando una barra de metacrilato que reúna y enlace todos los elementos con la configuración tie-in. El ala se vendará pegada al cuerpo durante 1 semana. (a) Métodos de fijación para las fracturas del húmero ● 219 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. (b) (c) (d) (e) (f) Figura 6.39 (a-i) Véase el pie de figura en la página siguiente. 220 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos (g) (h) (i) Figura 6.39 Tratamiento de una fractura proximal de húmero. (a) Radiografía preoperatoria de una fractura en el segmento proximal del húmero de un águila calva (Haliaeetus leucocephalus). En este caso, la fractura transversa se acompañaba con una ablución parcial de la cresta pectoral. (b) Ilustración del método de fijación de banda de tensión para a. Tras la exposición quirúrgica del fragmento proximal, dos agujas Kirschner de 1,6 mm de diámetro fueron situadas retrógradamente en cruz desde los fragmentos dorsal y ventral hasta la cresta pectoral en el fragmento proximal. La fractura se redujo y las agujas se dirigieron de manera normógrada en el fragmento distal. Se realizaron agujeros transversos en el fragmento distal, uno distal al foco de la fractura al diámetro del hueso y otro a través del borde de la cresta pectoral. Se pasó un cerclaje en forma de ocho a través de los agujeros y detrás de las agujas. (c) Preparación del lugar de la cirugía para un abordaje dorsal del húmero. Las plumas se retiraron desde un lugar craneal al hombro hasta justo distal a la cara medial del húmero. (d) Exposición del lugar de fractura. El vientre del músculo deltoides fue dividido longitudinalmente y retirado, dejando su anclaje a la diáfisis del húmero intacto mientras se permitía la exposición del borde de la cresta pectoral. Ventral a la cresta, el músculo pectoral mayor se elevó. (e) Colocación de agujas cruzadas. Dos agujas de Kirschner de 1,6 mm se colocaron retrógradamente en el fragmento proximal, atravesando el espacio intramedular y saliendo a cada lado de la cresta pectoral. Tras esto, la fractura fue reducida y las agujas se dirigieron hacia el fragmento distal. (f) Colocación y cierre de un cerclaje en forma de ocho. El cerclaje largo tensado es el cerclaje en forma de ocho. El cerclaje pequeño tensado es uno de los muchos usados para unir una porción avulsionada de la cresta pectoral. (g) Radiografía postoperatoria. Se ha conseguido un realineamiento anatómico normal, preservando la curvatura del húmero proximal. (h) Radiografía 23 días después de la operación. Alineamiento y aproximación de los fragmentos satisfactorios, evolución del callo óseo favorable. El grado de movilidad pasiva de la terapia física comenzó en el día 2 del postoperatorio. (i) Radiografía 31 días después de la operación. La cicatrización fue completa. Una aguja cruzada fue eliminada, la otra no era recuperable. El alambre del cerclaje fue un implante permanente. Aplicación del TIF en las fracturas de la diáfisis del húmero: TIF arquetípico Las fracturas diafisarias del húmero se reparan fácilmente, a no ser que haya una excesiva conminución o una exteriorización amplia de los fragmentos óseos. La mayor ía de las fracturas diafisarias son oblicuas, y el fragmento proximal tiende a proyectarse hacia la superficie dorsal del ala, o bien el fragmento distal atraviesa la piel en la superficie ventral o empuja contra el radio y el cúbito debido a la contracción de los músculos extensores del carpo. El nervio radial atraviesa la diáfisis desde la zona caudal hacia la craneal y debe preservarse durante el abordaje quirúrgico dorsal. La manipulación de este nervio es un rasgo caracter ístico en el tratamiento de las fracturas diafisarias. El tendón del tr íceps recorre distalmente la zona caudal del hueso, envolviendo Métodos de fijación para las fracturas del húmero el cóndilo distal y desplazándose por el olécranon. El músculo tr íceps es muy fuerte y el momento de flexión que aplica sobre el húmero es una fuerza que debe ser contrarrestada con la fijación. Los pasos que se requieren para la colocación del TIF en la fractura de la diáfisis humeral se ilustran en la figura 6.38a-c y se muestran en la serie de imágenes quirúrgicas y radiograf ías de la figura 6.40. El método de las agujas cruzadas para reparar las fracturas distales es una variación del procedimiento tie-in; sin embargo, la colocación de las agujas es técnicamente (a) (b) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. (f) (c) (g) Figura 6.40 (a-k) Véase el pie de figura en la página siguiente. 221 Un método de fijación para las fracturas distales y subcondilares del húmero: las agujas cruzadas TIF (e) (d) ● (h) 222 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos (i) (k) ( j) Figura 6.40 Fijación de una fractura diafisaria media de húmero con un fijador híbrido o tie-in. (a) Radiografía preoperatoria. Este caso consistía en una fractura cerrada, diafisaria media, transversa, en un búho chico (Asio otus). (b) Introducción de una aguja intramedular (IM). La aguja se insertó de manera retrógrada en el fragmento proximal en el foco de fractura. Obsérvese la retracción del nervio radial con una lazada de gasa. (c) Colocación de las agujas de un fijador externo (FE). Se emplearon agujas enroscadas con rosca positiva (Imex Veterinary Inc., Texas, EE.UU.). La primera se situó en la diáfisis proximal a los cóndilos a la altura del epicóndilo, donde el tendón del origen del supinador y del extensor digital común se anclan (v. fig. 6.38b). (d) La segunda aguja de FE se situó en la diáfisis del húmero proximal en el punto adyacente al vértice de la curvatura de la cresta pectoral. (v. fig 6.38b), un punto que puede ser palpado como referencia. Para proteger las partes blandas de las lesiones con los taladros de las agujas, se creó un túnel con una hemostática y los músculos que la rodeaban fueron retraídos. (e) Imagen intraoperatoria tomada en el momento en que la aguja IM se colocó en los fragmentos proximal y distal, ambos de 1,15 mm de diámetro. Las agujas de la interfase del FE acrílico se han instalado (Imex Veterinary, Longview, TX). (f) Doblado de la aguja IM. Para unir la aguja IM al FE, el extremo de la aguja IM se dobló 90°. Para hacer esto, es imperativo estabilizar la aguja con pinzas de bloqueo para evitar transmitir las fuerzas de flexión al hueso. (g) Anclaje de la barra del fijador. La aplicación de la barra del fijador se lleva a cabo forzando una pieza tubular de pared de plástico fino (p. ej., un drenaje Penrose de 10 mm de diámetro) sobre las agujas. Entonces se rellena con un material acrílico para reparar los cascos de los caballos inyectado a través de la boquilla de una jeringuilla de irrigación. Cuando el acrílico haya fraguado, el exceso de material se recorta. (h) «Almohadillado». Se colocaron gasas estériles de 2 2 entre el fijador y la piel para absorber los fluidos exudados y reducir la inflamación postoperatoria y el movimiento de las partes blandas. Las gasas deben cambiarse cada 18-24 h en el postoperatorio. Obsérvese el uso del acrílico para la barra del fijador en este caso. (i) Radiografía postoperatoria después de completar el TIF. Nosotros elegimos utilizar sólo una aguja proximal y otra distal en el FE en este caso, para reducir la morbilidad en los alrededores de las partes blandas gravemente traumatizados adyacentes al foco de fractura (compárese con la fig. 6.48). (j) Radiografía 21 días después de la operación. La aguja intramedular se ha eliminado, pero las agujas del FE y la barra conectora se dejaron en su lugar durante 1 semana más. (k) Radiografía después de la eliminación del fijador; la cicatrización fue completa en 30 días. diferente de la colocación de la aguja intramedular convencional. Parte de la estabilidad conseguida se debe a la presión lateral de las agujas sobre las paredes de la cavidad neumática del hueso. Se colocan dos agujas de manera retrógrada, saliendo por la cara del cóndilo opuesto al de la cavidad intramedular por el que se introdujo y con un ángulo de 20-30° con respecto al eje longitudinal del hueso. Se deben introducir retrógradamente hasta que se nivelan los extremos o justo ligeramente por debajo del borde del lugar de la fractura (fig. 6.41a). Se reduce la fractura y las agujas se dirigen hacia el fragmento proximal, 1-2 cm al mismo tiempo, alternativamente, hasta que se asientan en el fragmento proximal (fig. 6.41b). El error más frecuente en este momento es insertar una aguja demasiado lejos por delante de la otra. Las agujas del fijador externo se insertan como se ha descrito anteriormente. Se usa una barra de acero inoxidable convencional (de diámetro de 3,2 mm) del dispositivo KE para pequeños animales con las correspondientes rótulas que conectarán las agujas de la fijación junto con al menos una de las agujas cruzadas intramedulares, obteniendo la configuración tie-in (v. fig. 6.41b). Las radiograf ías tomadas del caso ilustran este tipo de tratamiento de la fractura y se muestran en las figuras 6.41c y 6.41d. Métodos de fijación para las fracturas del húmero ● 223 (a) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. (b) (c) (d) Figura 6.41 Método TIF con agujas cruzadas para las fracturas femorales y humerales distales. (a) Colocación de agujas de pequeño diámetro en los fragmentos de una fractura distal humeral donde no hay hueso suficiente para obtener agarre en el fragmento distal con una aguja convencional intramedular. (b) TIF con agujas cruzadas tal como se aplicaría a una fractura distal de húmero. (c) En esta radiografía postoperatoria de un gran búho cornudo se muestra la relación de las agujas cruzadas en los cóndilos y el lugar de la fractura, así como la manera de incorporar esas agujas al fijador en el TIF. (d) Radiografía 4 semanas después de la operación y después de eliminar el fijador; se muestra la fractura completamente cicatrizada. 224 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos Métodos de fijación de las fracturas diafisarias del miembro anterior Consideraciones generales La mayor ía de las fracturas del miembro anterior pueden ser reparadas aplicando el TIF al cúbito y estabilizando el radio con una aguja intramedular para evitar la sinostosis (puente óseo entre el radio y el cúbito). Métodos menos complejos, como el vendaje en forma de ocho (fig. 6.42), pueden utilizarse si no es necesario el restablecimiento de la capacidad de vuelo. (a) Aspectos importantes en la colocación de las agujas en diferentes fijadores El método y la localización de la situación de las agujas intramedulares en el radio y el cúbito es fundamental para minimizar la morbilidad articular. El radio puede repararse mediante la colocación de una aguja intramedular de manera retrógrada con la salida de la aguja en el extremo distal. La anatomía de la articulación del carpo permite esto sin una excesiva morbilidad. El cúbito debe ser abordado de manera normógrada insertando la aguja en el extremo proximal justo distal al punto de inserción de anclaje del tendón del tr íceps (fig. 6.43a). (b) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Métodos de fijación de las fracturas diafisarias del miembro anterior ● (c) (d) (e) (f ) 225 Figura 6.42 El vendaje en forma de ocho es mucho más fácil de aplicar con el animal anestesiado y en decúbito esternal. El ala afectada se extiende parcialmente y las plumas terciarias se identifican e incluyen en el vendaje (a). Se emplea gasa para la primera capa del vendaje (p. ej., Johnson & Johnson Kling). El extremo libre de la gasa se sujeta en su posición con los dedos de una mano en la cara ventral del ala en el borde anterior (b) y se lleva desde debajo del ala por detrás de plumas terciarias y sobre la superficie dorsal. Se aplican cuatro vueltas de gasa de esta manera, prestando atención a mantener la gasa distribuida de manera uniforme entre el codo y la axila. Después de esto, la capa se extiende llevando la gasa alrededor del borde craneal del ala, anterior al húmero (c) y continuando con una figura en ocho hasta que se obtiene un voluminoso, que no apretado, envoltorio aplicado (d). Se aplica sobre la gasa una envoltura de un vendaje elástico no adherente (p. ej., 3M Vetrap). Este debe empezar en el codo de la misma manera que la envoltura con la gasa inicial (e) y se extiende cranealmente, completando la figura en ocho como se ve en (f). Cuando el vendaje se ha completado, debe estabilizarse el codo y la articulación del carpo sin sobreflexionar el carpo. El borde craneal de las plumas primarias debe estar paralelo a las plumas secundarias. 226 ● CAPÍTULO 6: (a) (b) Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos Área aproximada de inserción del tendón del tríceps Métodos de fijación de las fracturas diafisarias del miembro anterior ● 227 © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. (c) (d) Figura 6.43 Ilustraciones para la colocación de una aguja IM en el cúbito. La aguja del cúbito se introduce por la cara caudal del cúbito, entre los folículos de las últimas plumas secundarias (las más proximales) y casi perpendiculares al eje longitudinal del hueso (a). Se realiza una perforación alargada en la corteza del hueso y se reduce el ángulo de la aguja con el hueso, y, según la aguja penetra la cortical del cúbito, ambos se alinean longitudinalmente. La aguja entonces se dirige normogradamente a través de la fractura reducida y se asienta en el extremo distal del hueso (b). Hay que tener cuidado de no penetrar el extremo distal del cúbito. Para obtener el resultado final, se transforma la aguja del cúbito en un fijador tie-in añadiendo unas agujas para un FE, se dobla la aguja intramedular 90° (c) y se aplica una barra conectora (d). 228 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos La colocación retrógrada de la aguja intramedular en el cúbito está contraindicada, ya que, con la salida de la aguja por el olécranon, puede lesionar la articulación, el tendón del tr íceps, o ambos. Además, una aguja que sale por el olécranon puede causar lesión articular con el movimiento asociado a la terapia f ísica controlada durante el per íodo postoperatorio. A continuación se detallan recomendaciones específicas para la fijación de varios tipos y localizaciones de fracturas. Fracturas de la diáfisis proximal del cúbito, con el radio intacto o fracturado Si el radio está intacto y la fractura del cúbito es estable (p. ej., las fracturas transversas bien alineadas) una opción de tratamiento adecuado es la simple coaptación con un vendaje en ochoi,j (v. fig. 6.42). Hay que asegurarse de que el cúbito está bien alineado en ambas proyecciones radiográficas ventrodorsal y caudocraneal cuando se elige esa opción. Si el radio está fracturado, se puede emplear una aguja intramedular en el radio sin fijación en el cúbito (fig. 6.44), especialmente si esta es conminuta, o también es viable colocar un tipo I de FE en el cúbito (fig. 6.45) (un TIF no se puede usar, dado lo extremadamente corta que es la porción proximal del cúbito en este caso). La aguja del radio puede colocarse introduciéndola por el foco de fractura del radio y de manera retrógrada hacia el metacarpo; asimismo, con una buena técnica, esta puede introducirse con el motor por el extremo distal del radio y de manera normógrada hacia el fragmento proximal después de la reducción de la fractura. En algunos casos, cuando la fractura del cúbito tiene una localización muy próxima, sólo se puede colocar una aguja del FE tipo I en el fragmento proximal, pero por lo menos dará una estabilidad longitudinal y rotacional en este segmento óseo. La coaptación con un vendaje en forma de ocho o la colocación del esparadrapo para sujetar el ala al cuerpo durante 7-10 días proporciona más ventajas. La terapia f ísica puede llevarse a cabo dentro de la primera semana eliminando temporalmente el vendaje bajo anestesia. Fracturas diafisarias y distales del cúbito, con el radio intacto o fracturado A continuación detallaremos varias opciones para la reparación del radio y el cúbito y la elección dependerá de las caracter ísticas de la lesión y el resultado deseado. Las figuras 6.43a-d ilustran los pasos básicos para la aplicación de una barra de acr ílico-TIF en el cúbito. (a) (b) (c) Figura 6.44 Este gavilán de cola roja (Buteo jamaicensis) fue admitido con una fractura conminuta de radio y cúbito de alta energía (a) que se reparó con la colocación retrógrada de una aguja IM sólo en el radio (b) para preservar las partes blandas restantes en los alrededores de la fractura de cúbito. El ala se mantuvo con un vendaje de coaptación en forma de ocho y se consiguió una unión satisfactoria en 33 días (c). Métodos de fijación de las fracturas diafisarias del miembro anterior (a) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. ● ● Para las fracturas de cúbito en las que el radio está intacto y no se requiere una vuelta al vuelo necesariamente, una coaptación con un vendaje en ocho puede ser adecuada. Si es necesaria la vuelta al vuelo, se tendrán más posibilidades de éxito con una fijación con aguja intramedular, un FE tipo I, o un fijador tie-in (preferiblemente, véase más adelante). Para fracturas simples de uno o ambos huesos, el radio o el cúbito, las agujas intramedulares se aplicarán como muestra la figura 6.46. Este método aporta un alineamiento y estabilización longitudinal, pero requiere un vendaje en forma de ocho en el postoperatorio durante 10-14 días. Puede utilizarse la inserción normógrada de la aguja en el cúbito (v. fig. 6.43a,b). En las fracturas conminutas de cúbito se aplica un FE tipo I (fig. 6.47). Obsérvese el uso de tres agujas en el FE en cada fragmento de la fractura para proporcionar una adecuada estabilidad. 229 (b) Figura 6.45 Radiografías de la fijación con un FE en el cúbito y una aguja IM en el radio. Este gavilán de Cooper (Accipiter cooperi) fue admitido con fracturas de radio y cúbito (a). Se insertó una aguja intramedular en el radio de manera retrógrada, saliendo por el carpo. Se aplicó un tipo I de FE al cúbito con una barra conectora acrílica (b). La cicatrización progresó normalmente y la fijación se eliminó en 28 días (c). El enclavijamiento del cúbito con una aguja IM puede ser una alternativa aceptable en este caso. (c) ● ● ● La mejor opción para cualquier fractura de cúbito en los dos tercios distales del hueso es un fijador TIF (fig. 6.48) cuando se desea que vuelva a volar y cuando la fractura y las partes blandas permiten su aplicación. El TIF se aplica como se muestra en la figura 6.43. Las pequeñas agujas del FE se pueden colocar a lo largo de la diáfisis del cúbito en aves con miembros anteriores muy largos (águilas, grullas) para aportar estabilidad adicional. En la figura 6.48b, se ve el uso de dos agujas en el FE con la convencional barra y las rótulas de Kirshner-Ehmer como fijación temporal. Esto puede aplicarse con rapidez durante el examen a la recepción del animal y puede evitar que se exterioricen los fragmentos óseos y favorecer la circulación mientras se espera realizar la oportuna fijación definitiva. La reparación de la fractura puede retrasarse de esta manera hasta un máximo de 1 semana; el ala con este fijador aplicado temporalmente se debe mantener unida al cuerpo mientras tanto. 230 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos (a) (c) Casos especiales del miembro anterior: radio fracturado proximal o distalmente, con el cúbito intacto Entre las opciones de tratamiento se encuentran: 1) coaptación y no fijación, recomendada sólo para las fracturas de radio muy proximales, y 2) colocación de una aguja intramedular típicamente situada retrógradamente, con salida por el extremo distal del radio, en el caso de fracturas de radio diafisarias y distales. (b) Figura 6.46 Agujas IM, una en el radio y otra en el cúbito, que ofrecen resultados satisfactorios donde ambos huesos están fracturados. La aguja del radio se coloca primero retrógradamente en el fragmento distal, saliendo por el metacarpo. Esta águila dorada (Aquila chrysaetos) fue admitida con una lesión por proyectil de baja energía en el radio y el cúbito (a) acompañada de una mínima lesión en las partes blandas. Se insertaron agujas intramedulares en el radio y el cúbito, la primera de manera retrógrada saliendo por el carpo, la segunda de manera normógrada (b). Ambas fracturas cicatrizaron completamente en 70 días (c). Las fracturas proximales de radio a menudo ocurren en halcones y ocasionalmente en otras rapaces, originadas frecuentemente por las redes de alambre suspendidas. Estas puede que vayan acompañadas o no de diferentes grados de luxación de codo (fig. 6.49). En la mayor ía de los casos el fragmento proximal es muy corto para la colocación de agujas. La coaptación es lo que se emplea más frecuentemente; se aplica durante 3-4 semanas combinada con terapia f ísica intermitente comenzando después de la segunda semana. Si el cúbito está luxado desde el húmero, la imbricación de los bordes del tendón del tr íceps y del Métodos de fijación del metacarpo principal (a) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. (c) tendón extensor digital común suelen ayudar para estabilizar la articulación. Entre las consecuencias indeseables se encuentran la artritis del codo y la no-unión. La mejor manera de reparar las fracturas de radio que se sitúan en los tres cuartos distales del hueso es con el enclavijamiento intramedular (fig. 6.50). El radio es un hueso muy móvil incluso cuando el cúbito está intacto y el ala se estabiliza con un vendaje en ocho; el radio tiende a moverse, de ahí la necesidad de inmovilización. Hay una alta probabilidad de formación de sinostosis, es decir, un puente óseo entre los dos huesos, especialmente en las fracturas que se localizan más distalmente, si el radio no está estabilizado. ● 231 (b) Figura 6.47 Este gavilán de cola roja presentaba una fractura diafisaria del cúbito en la que existía desplazamiento de los fragmentos y un alto riesgo de sinostosis con el radio si no se llevaba a cabo la reducción y estabilización. (b) Radiografía, 2 semanas después de la operación, que muestra la implantación de un fijador externo de tipo I. Debido a la presencia de lesión de partes blandas en el foco de la fractura, se eligió este tipo de fijación en lugar de un TIF. Para asegurar la estabilidad y longevidad del fijador, se emplearon tres agujas enroscadas de rosca positiva, colocadas perpendicularmente al hueso, a cada lado del foco de la fractura. (c) Radiografía, 5 semanas después de la operación y después de la eliminación del fijador. Puede observarse una cicatrización de la fractura con la formación de un mínimo callo externo. Métodos de fijación del metacarpo principal Consideraciones generales El tratamiento de las fracturas de los huesos metacarpianos mayores constituye un desaf ío. La mayor ía de las fracturas metacarpianas son fracturas de alta energía. La energía del agente causante de la fractura, ya sea una valla de alambre, líneas de alta tensión o proyectiles, se concentra sobre un área muy pequeña que tiene una escasa protección por las partes blandas. La pequeña 232 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos (b) (a) (c) (d) (e) Figura 6.48 (a) Vista ventrodorsal y craneocaudal de unas fracturas diafisarias de radio y cúbito en un gavilán de cola roja causadas por un proyectil. El grado de desplazamiento de los fragmentos puede verse rápidamente en la vista craneocaudal. (b) Aplicación temporal de un fijador de dos agujas. Colocado rápidamente en el momento de la admisión y acompañado de una coaptación en forma de ocho, este dispositivo se emplea para restablecer la longitud del hueso y eliminar la tensión de las partes blandas hasta que la fijación quirúrgica completa se pueda llevar a cabo. (c) Radiografía intraoperatoria que muestra la colocación de la aguja IM en el radio y el cúbito, y las agujas del FE en el cúbito distal y proximal, concretamente las mismas que se usaron para el fijador temporal. (d) Vistas ventrodorsal y craneocaudal, 3 semanas después de la operación. Puede observarse claramente la formación del callo. (e) Vistas ventrodorsal y craneocaudal, 5 semanas después de la operación y después de la cicatrización de la fractura y eliminación del material de la fijación. cantidad de partes blandas absorbe una buena porción de esa energía y sufre una importante lesión en este proceso. Las fracturas típicas del metacarpo son abiertas o conminutas. Los huesos metacarpianos menores pueden suministrar un soporte interno y repartir las fuerzas si no están fracturados, logrando que el pronóstico mejore. El porcentaje de éxito con cualquier tipo de tratamiento es más bajo que el que tienen otro tipo de fracturas en huesos largos, excepto en el tarsometatarso. El rango de las opciones de tratamiento va desde la coaptación usando una férula reforzada (férula de bordes curvados) y el vendaje en forma de ocho hasta los FE tipo I. Las fracturas del metacarpo son altamente inestables y restablecer la carga compartida no es posible; por lo tanto, el fijador o el dispositivo de coaptación deben soportar la carga por completo durante la cicatrización. Los TIF han tenido menos éxito que otros modos de fijación. Métodos de fijación del metacarpo principal (a) (c) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. (a) (c) (b) Figura 6.49 Fractura proximal de radio (dentro de los 2-3 diámetros del hueso del codo). (a) Admisión. (b) Tres semanas. (c) Cinco semanas. Este halcón peregrino fue admitido con una fractura transversa de baja energía y cerrada del radio proximal. El cúbito estaba intacto y los elementos de la articulación del codo estaban luxados. En esta localización, el radio está protegido y se mantiene por las partes blandas. Esta fractura se maneja adecuadamente con una coaptación y un vendaje en forma de ocho; con todo, los resultados estuvieron acompañados de degeneración articular. (b) Figura 6.50 Fractura distal de radio en un águila calva (Haliaeetus leucocephalus) causada por un proyectil. (a) La flecha indica el lugar de la fractura. (b) Vista postoperatoria ventrodorsal después de colocar una aguja IM. En este caso, la aguja ha sido introducida por el extremo distal del radio al metacarpo y dirigida de manera normógrada desde el fragmento distal hasta el proximal. (c) Cinco semanas después de la operación y después de que la fractura ha cicatrizado, la fijación se ha eliminado. El lugar de la fractura se indica con la flecha. ● 233 234 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos La coaptación es adecuada para las fracturas de baja energía, transversas, reducibles, especialmente si los metacarpianos pequeños están intactos. Dado que el ala debe consolidarse con una férula durante más de 3 semanas, la morbilidad potencial relacionada con la inmovilización es importante. Las férulas deben ser de material moldeable (p. ej., las férulas Samk o las de plástico termomoldeable para veterinaria [VTP]f de bordes curvados) y han sido medios utilizados satisfactoriamente para la coaptación en la estabilización de las fracturas del metacarpo (figs. 6.51 y 6.52). La fijación externa convencional es otra elección para las fracturas del metacarpo de alta intensidad con conminución y lesiones muy extensas de las partes blandas, para su reducción, alineamiento y estabilización, que puede llevarse a cabo con una mínima manipulación de las partes blandas. La opción menos deseable es la aguja intramedular, y debemos conocer la morbilidad asociada con la implantación de la aguja, pues no se ganará estabilidad sin una coaptación posterior del miembro. Los fijadores tie-in no han sido siempre eficaces. El retraso en la aplicación de una fijación 5-7 días después de la lesión permite que las partes blandas se recuperen antes de volverlos a lesionar con la colocación de un material duro, lo que ha llevado a mejorar la cicatrización en las fracturas del metacarpo. Este hecho es particularmente cierto en los halcones, donde las fracturas del metacarpo se acompañan muy a menudo por un edema de moderado a grave. Este debe reducirse antes de llevar a cabo la reparación de la fractura. Esto puede realizarse mediante la aplicación de calor dos veces al día en el ala durante unos 5-10 min, la aplicación de dimetilsulfóxido (DMSO) sobre el área una o dos veces, y la administración periférica de sustancias vasodilatadoras (p. ej., la isoxuprinal). Mientras tanto, el ala debe mantenerse con un vendaje en forma de ocho y unido al cuerpo. Ningún otro hueso del esqueleto aviario requiere tanta atención durante la evaluación y selección del dispositivo de fijación para maximizar todo el potencial de cicatrización de la fractura. Recomendaciones específicas de tratamiento (a) Las fracturas diafisarias conminutas o distales de los huesos mayores del metacarpo pueden ser reparadas con una coaptación mediante una férula de bordes curvos de una sola cara (v. figs. 6.51 y 6.52) o con un FE tipo I, como se ilustra en la figura 6.53. El método tie-in para las fracturas del fémur Consideraciones generales (b) Figura 6.51 Una férula con borde curvado hecha con material moldeable para un águila pescadora (Pandion haliaetus). El termoplástico veterinario (VTP®, Imex) es un vendaje termoactivado. (a) Una tira del material se cortó suficientemente larga para cubrir la distancia desde el extremo proximal de la articulación radiocubital carpometacarpiana hasta más allá de la segunda falange y suficientemente ancha para cubrir la anchura de los huesos del metacarpo. (b) Se dobló haciendo un ángulo recto en el material, como se muestra (VTP® se sumerge en agua caliente para moldearse). Se colocó sobre la cara ventral del ala con el borde doblado envolviendo el borde craneal. Muchas piezas de esparadrapo colocadas dorsal y ventralmente, presionando las superficies opuestas, y juntadas todo lo posible, se usaron para sujetar la férula directamente sobre el ala. Después el ala se cubrió de una manera convencional con un vendaje en forma de ocho con almohadilla de gasa añadida a la superficie dorsal para presionar la férula ligeramente sobre los elementos óseos mientras se aplicaba el vendaje en ocho. Con una abundante protección por las partes blandas, dada la importante musculatura de la zona, el fémur responde muy favorablemente a la mayor ía de las fijaciones que se realizan. El abordaje para la fijación se asemeja al del húmero y las agujas intramedulares y los FE tie-in funcionan muy bien. Para la inserción de la aguja intramedular, el fémur se aborda por su cara lateral. El ave se tumba sobre su cara contralateral. La extremidad afectada se abduce y la porción distal del ala ipsolateral se coloca debajo de la pata, entre el lado medial de la pata y la pared del cuerpo. La incisión se realiza aproximadamente en la posición de las 4 en punto sobre la cara femoral, como se ve desde el extremo distal, y va desde los cóndilos y desde la porción distal hasta la proximal. Se realiza una disección roma para separar el músculo cuádriceps femoral del grupo muscular flexor ventral. La arteria y la vena femoral discurren profundamente y en sentido ventral al fémur; y pueden ser visualizadas, pero no constituyen un serio peligro durante la reparación del hueso. El método tie-in para las fracturas del fémur (a) (c) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Fracturas del fémur Las fracturas femorales pueden tratarse de manera muy similar a las del húmero. La aplicación de un fijador TIF se ilustra esquemáticamente en la figura 6.54. En las fracturas diafisarias, la aguja intramedular del TIF se introduce normalmente en el lugar de la fractura de manera retrógrada hasta la porción proximal. La aguja distal del FE se sitúa de lateral a medial en los cóndilos. La aguja proximal del FE se coloca de lateral a medial palpando el borde dorsal del acetábulo y seleccionando un punto en el fémur a 2-4 mm de distancia. Normalmente se selecciona una aguja más pequeña que la usada distalmente, ya que debe compartir la cavidad medular con la aguja intramedular. Como la cara medial del fémur no puede ser palpada, la determinación de la adecuada profundidad del taladro de la aguja debe ser por «intuición». Caracter ísticamente, la resistencia a la rotación de la aguja cuando se encaja puede sentirse cuando el trocar de la aguja taladra a través de la cortical. Por lo tanto, se siente resistencia al atravesar la primera cortical, se deja de sentir cuando la aguja está taladrando la cavidad neumática ● 235 (b) Figura 6.52 Este cernícalo americano (Falco sparverius) fue admitido con una fractura cerrada y diafisaria mayor del metacarpiano acompañada de una contusión grave de las partes blandas (a). Se aplicó una férula de bordes curvados (hecha con un material de una férula de aluminio con revestimiento de espuma, Sam Splint®) y la fractura cicatrizó despacio a los 24 días (b). La unión completa se realizó en 60 días (c). y aumenta de nuevo la resistencia cuando el trocar golpea la cortical opuesta. Se debe ejercer una presión menor sobre la aguja mientras se continúa taladrando. De dos a tres vueltas enteras del mandril, después de un aumento de la resistencia, son suficientes para asentar la aguja en la cortical opuesta. Las desviaciones angulares del mandril de la aguja deben sentirse entonces en todo el fragmento óseo, moviéndose al mismo tiempo. Si no se detecta un gran movimiento del hueso, esto significa que sólo una cortical ha sido atravesada. Después de colocar las agujas del FE, la porción externa de la aguja intramedular se dobla a 90° y el resto de componentes se unen con una barra y rótulas o con una barra acr ílica. Las fracturas del fémur proximal pueden repararse empleando un sistema de cerclaje en banda de tensión utilizando dos agujas y un cerclaje (Harcourt-Brown, 1996). Las fracturas distales pueden ser reparadas con agujas cruzadas, método similar al del húmero distal (v. anteriormente). De nuevo, atando una o ambas agujas cruzadas al FE, nos da una estabilidad excelente. Un ejemplo de tratamiento de fractura femoral en un águila calva con la colocación de un TIF se muestra en la figura 6.55. 236 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos (b) (a) Agujas del FE Agujas del FE (c) (d) Figura 6.53 Aplicación de un fijador de tipo I a una fractura proximal del metacarpiano mayor en un halcón peregrino (Falco peregrinus). (a) Obsérvese el desplazamiento vertical de los fragmentos que se muestran en la vista craneocaudal. (b) Intraoperatoriamente, las agujas del FE fueron empleadas para manipular los fragmentos y alinearlos y se verificó radiográficamente antes de aplicar la barra acrílica. (c, d) Se hizo un enganche temporal con una barra convencional Kirschner-Ehmer y un dispositivo que se empleó para sujetar los fragmentos alineados mientras se aplicaba y fraguaba la barra acrílica. La fractura cicatrizó en 6 semanas y todos los elementos de fijación se eliminaron. El método tie-in para las fracturas del fémur (a) ● 237 (b) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 6.54 Aplicación de un fijador de tipo I a una fractura femoral. (a) Después de la exposición y suave elevación del fragmento proximal, la aguja IM, seleccionada para que rellene al menos el 70% de la cavidad medular, se inserta en el foco de fractura. (b) La fractura se reduce y la aguja se dirige y se coloca en el fragmento distal. Se localiza un lugar para las dos agujas que forman una X. La aguja más distal se coloca primero, y se dirige a través de los cóndilos. Dado que no comparte el espacio medular con la aguja IM, esta puede ser una aguja fuerte (p. ej., 1,6 mm) en un paciente de 1 kg. (a) Figura 6.55 (a-c) Véase el pie de figura en la página siguiente. (b) 238 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos (c) Figura 6.55 Águila calva (Haliaeetus leucocephalus) con una fractura diafisaria femoral. (a) Radiografía de la admisión. (b) Radiografía intraoperatoria tomada para comprobar la colocación de las agujas IM y del FE. (c) Radiografía tomada 5 semanas después de la operación, y después de la cicatrización de la fractura y la eliminación de todo el material. Métodos de fijación para las fracturas del tibiotarso La colocación cuidadosa de la aguja intramedular mitiga este problema potencial. Consideraciones generales Entre las rapaces capturadas con propósitos de cetrer ía, las fracturas del tibiotarso en el primer tercio proximal se ven con frecuencia debido a accidentes por abatimiento (Harcourt-Brown, 1996). Estas son típicamente fracturas transversas de baja energía. Las aves salvajes afectadas padecen la mayor ía de las veces fracturas complicadas de alta energía y conminutas que afectan al tibiotarso. Debido a la gran musculatura del muslo, especialmente en la región proximal, las fracturas del tibiotarso pocas veces son abiertas y el pronóstico es bueno. Existen dos advertencias para las aves salvajes afectadas: 1) las fracturas de tibiotarso a menudo se acompañan de lesión nerviosa, lo que origina un retorno lento en el uso del miembro inferior, y 2) las lesiones espinales a menudo acompañan a estas fracturas pero son dif íciles de detectar en el momento de la admisión debido a la falta de sensibilidad en el miembro roto. La equivocación en la adecuada evaluación de este problema nos conducirá a un infructuoso e innecesario procedimiento de fijación. Una advertencia adicional para cualquier fractura de tibiotarso es evitar la utilización de una sola aguja intramedular, ya que esta no proporciona una adecuada estabilidad rotacional. Mientras que un FE tipo II ha sido recomendado por muchos cirujanos y ha dado resultados satisfactorios (Redig 1986a; Hess, 1994, Harcourt-Brown, 1996; Bennett 1997), nosotros hemos encontrado que una adaptación El tibiotarso es un hueso muy recto con una cavidad esponjosa estrecha y otra que se estrecha de proximal a distal. Los dos tercios proximales están bien protegidos por las partes blandas y las cargas primarias durante su uso son compresivas. El hueso es irregularmente triangular en la primera mitad proximal, con la base del triángulo apoyada y orientada de medial a mediocaudal. El tratamiento ortopédico satisfactorio de las fracturas de este miembro obliga a un alineamiento rotacional de las articulaciones de la rodilla y del tarso y a un alineamiento de lateral a medial de los fragmentos; el alineamiento anteroposterior es menos importante. Para preservar la integridad del pie contralateral, es deseable que la carga sea inmediata en el postoperatorio, aunque a menudo las partes blandas resultan deterioradas a pesar de que la fijación sea capaz de soportar carga. Las fracturas más frecuentes en el tercio proximal son transversas, por lo que permiten repartir la carga. El TIF ha demostrado una gran efectividad en el tratamiento de las fracturas de este hueso. Ambos extremos del tibiotarso se encuentran protegidos por los huesos adyacentes de la extremidad y las articulaciones asociadas; por lo tanto, la afectación de los extremos proximal y distal es un factor de morbilidad cuando se inserta una aguja intramedular. Fracturas del tibiotarso Métodos de fijación para las fracturas del tibiotarso ● 239 del TIF nos da resultados excepcionales, por lo que este método será el de elección en todos los casos excepto en los que exista una conminución importante, en los que el tipo II de fijador externo sea la elección apropiada, o en las fracturas muy distales, donde las agujas cruzadas serán las recomendadas (Harcourt-Brown, 1996). Para la aplicación del TIF en el tibiotarso, la aguja intramedular se introduce por la cara medial de la meseta tibial de la articulación femorotibial y se dirige de manera normógrada por el fragmento proximal (fig 6.56). La aguja Aguja de FE proximal © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Sitio de la fractura Sitio de la fractura Aguja de FE distal (a) Figura 6.56 (a-d) Véase el pie de figura en la página siguiente. (b) 240 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos Cresta tibial Peroné Aguja IM Aguja de FE distal Cresta supratendinosa (c) (d) Figura 6.56 Aplicación de un fijador del tibiotarso. (a) Vista lateral de la introducción de una aguja IM en el tibiotarso. Véase el texto para más detalles de inserción de la aguja. (b) Colocación relativa de las agujas IM y las agujas del FE proximal y distal. (c) Vista del TIF desde la parte lateral del tibiotarso. (d) Vista craneocaudal del TIF aplicado al hueso tibiotarso. Obsérvese que la parte distal de las agujas del FE se insertan proximalmente a la cresta supratendinosa y que la barra conectora se encuentra en la cara lateral de la extremidad. Métodos de fijación para las fracturas del tibiotarso (a) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. (c) atraviesa la piel a lo largo del borde medial del tendón rotuliano, casi paralelo a la superficie articular. El trocar de la aguja se deja por debajo del tendón, empujándolo más tarde lateralmente. La aguja se alinea con el eje longitudinal del fragmento tibiotarsiano proximal y se avanza distalmente. La fractura se reduce y la aguja se avanza hacia el fragmento distal. Para seleccionar la aguja intramedular se utiliza el diámetro de la cavidad medular de la porción distal como medida para este hueso fundamentalmente en la porción distal (Harcourt-Brown, 1996). Las agujas enroscadas de los FE se colocan transversalmente distal y proximalmente. La aguja distal debe colocarse a 1-2 veces el diámetro del hueso proximal a la articulación del tarso para evitar lesionar la vascularización y los tendones al final del hueso, y no debe dirigirse distal a la porción supratendinosa del corvejón (v. fig 6.56d). La aguja proximal se debe introducir en la cara craneolateral, justo distal a la meseta tibial y craneal al peroné. Esta debe dirigirse caudomedialmente, para evitar el paquete neurovascular de la cara medial del tibiotarso proximal (Harcourt-Brown, ● 241 (b) (d) Figura 6.57 Fractura proximal del tibiotarso y el peroné en un cárabo norteamericano (Strix varia). (a) Radiografía en el momento de la admisión. (b) Radiografías craneocaudal y lateral postoperatorias después de la reparación de la fractura tibiotarsiana con un TIF. (c) Radiografía, 3 semanas después de la operación. La curación está progresando bien y las agujas IM se han eliminado. Los elementos del FE se quedaron en el lugar para continuar el apoyo de la fractura. Fueron retirados 5 semanas más tarde. (d) Radiografía 5 semanas después de la operación; todos los elementos de la fijación de la fractura se han eliminado y esta está bien curada (flecha). 2000). La aguja intramedular se dobla de nuevo en 90° y se dirige lateralmente y así se podrá juntar con las agujas del FE a una barra acr ílica o a las rótulas de un fijador convencional y a la barra (v. fig 6.56d). En el postoperatorio, se esperará que no se cargue el peso en la extremidad afectada durante 3-5 días, debido a la aparición de una neuroparálisis temporal, que se produce por la propia lesión o por el procedimiento quirúrgico; «andar sobre los nudillos» es común. Es importante vendar los dedos del miembro afectado con material protector (p. ej., Vetrap®) para evitar la abrasión de la superficies dorsales. Simultáneamente, la carga del peso asimétrica predispone a la formación de clavos en el pie contralateral, por lo que también deberemos realizar un vendaje protector (la fig. 6.57 muestra las radiograf ías de la secuencia de la cicatrización). Las fracturas proximales del tibiotarso en las que el fragmento proximal es demasiado pequeño para colocar un TIF pueden manejarse mediante un fijador transarticular, como demuestra la figura 6.58. 242 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos (a) (c) (b) Figura 6.58 Método de fijación transarticular para las fracturas tibiotarsianas proximales. (a) Azor de Cooper con fractura proximal del tibiotarso producida en una pelea con una hembra de faisán. (b) El fragmento proximal era demasiado corto para ser estabilizado adecuadamente con un fijador convencional de tipo II. En consecuencia, se aplicó un fijador transarticular de tipo I, que consta de agujas enroscadas de 1,15 mm de diámetro, de rosca positiva, con interfase acrílica, con dos agujas distales, a la fractura, una aguja en alfiler en el fragmento corto proximal del tibiotarso, y dos en el fémur. Una pieza de drenaje Penrose de 9,6 mm de diámetro se hizo pasar a través de las agujas y la extremidad se colocó con la rodilla flexionada en una posición de apoyo normal. El tubo se rellenó con acrílico de reparación de cascos de caballo. Al lugar de la fractura se accedió desde la cara medial y la alineación de los huesos después de la reducción se observó visualmente mientras se aplicaba la barra fijadora y el acrílico fraguaba. Cuando el tubo llegó a endurecerse con el ángulo agudo de la rodilla, parte del tubo se eliminó después de que el acrílico endureciera y la superficie cóncava de la parte flexionada se reforzó con más material acrílico. (c) La curación de la fractura fue lenta, pero la unión se logró en 27 días. Una aguja se rompió debajo de la piel y se dejó en el mismo lugar. Se necesitaron 4 meses para recobrar la función plena. Métodos de estabilización y fijación para las fracturas tarsometatarsianas Al igual que el metacarpo, el metatarso tiene una escasez de partes blandas que lo recubren y, por lo tanto, muchos de los mismos problemas de tratamiento. Anatómicamente, es algo distinto en el sentido de que la cavidad medular en el primer tercio en halcones y búhos no existe, mientras que en halcones la cavidad medular recorre toda la longitud (Harcourt-Brown, 2000). En una sección transversal, es un hueso en forma de «U» que se forma embriológicamente por la fusión de los elementos óseos del tarso y metatarso. Los tendones flexores Métodos de estabilización y fijación para las fracturas tarsometatarsianas discurren por un canal sobre la cara caudal; las venas se localizan en la cara lateral y medial, y el aporte sanguíneo arterial discurre a lo largo, junto con los nervios, sobre la cara craneal. Además, el hueso está protegido por las superficies articulares en ambos extremos. Estos factores se combinan para hacer que el enclavijamiento intramedular sea una mala elección como fijación. Adicionalmente, cuando un ave se cuelga a descansar, el hueso se posiciona con el ángulo de la superficie de la percha, por lo que la carga del peso aplica sobre el hueso fuerzas de flexión, así como fuerzas de rotación. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. (a) ● 243 Elecciones para la fijación En aves que pesan por encima de 150 g, con fracturas cerradas y de otro tipo poco complicadas, un efectivo medio de estabilización es la coaptación con una férula de esparadrapo combinada con una fijación del tarso con esparadrapo en flexión; de esta manera el tarsometatarso se feruliza por el tibiotarso (figs. 6.59 y 6.60). Una inmovilización r ígida con material termoplástico puede utilizarse, particularmente en las fracturas cerradas en las que no se requieren cuidados de ninguna (b) (b) Figura 6.59 Fracturas tarsometatarsianas: (a) coaptación con una férula de esparadrapo (b, c), combinado con la inmovilización y flexión de la articulación tibiotarsiana. 244 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos (a) (b) Figura 6.60 Este cernícalo americano se presentó con una fractura cerrada a la mitad del eje tarsometatarsiano. (a) La fractura se estabilizó con una férula y cinta de Altman y la pata se ferulizó al tibiotarso utilizando gasa Vetrap®, que se aplicó directamente a la pata. (b) La fractura curó sin incidentes en 18 días. (a) (b) (c) (d) Figura 6.61 Este halcón pálido o mexicano (Falco mexicanus) se presentó con una fractura abierta y transversal del tarsometatarso (a). (b, c) Con el fin de facilitar el acceso a la herida para un tratamiento adecuado, se aplicó un fijador de tipo II. (d) La curación fue completa en 35 días. Cuidados postoperatorios de los pacientes con fracturas reparadas herida. La férula de Schroeder-Thomas es todavía otra alternativa para las aves que pesan menos del 1-1,5 kg (Redig, 1986b). La aplicación de un fijador a la manera de un FE tipo II puede emplearse en una amplia variedad de situaciones y es el método de elección en cualquier situación en la que exista conminución o una herida abierta que requiera cuidados (fig. 6.61). Hay que tener cuidado para que las agujas no atraviesen el canal del flexor sobre la cara caudal del hueso. Debido a las fuerzas de flexión aplicadas a este hueso, es útil colocar tres agujas, no dos, a cada lado del foco de fractura, si es posible. Cuidados postoperatorios de los pacientes con fracturas reparadas © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. En el postoperatorio, debe realizarse a los pacientes una inspección dentro de las 24 h siguientes a la cirugía. En los casos poco complicados, se levanta el vendaje y se limpia la herida quirúrgica. Se aplica una fina capa de pomada triantibiótica (p. ej., neomicina, bacitracina, polimixina B) sobre la línea de sutura y los orificios de las agujas y se aplica de nuevo un vendaje ligero absorbente. Las fracturas complicadas y abiertas requerirán (a) Figura 6.62 (a-c) Véase el pie de figura en la página siguiente. ● 245 un tratamiento diario de la herida hasta que el tejido de granulación esté en marcha. Las cefalosporinas, antibióticos bactericidas, tienen que administrarse en el postoperatorio (p. ej., cefotaxima, Claforanm) y los pacientes con enrofloxacina (Baytril®n) o amoxicilina y ácido clavulánico (Clavamox®o) vía oral se les debe mantener en el postoperatorio, hasta por 5 días. En pacientes con fracturas abiertas, contaminadas y huesos infectados, se usará en su lugar la clindamicina (Antirobe®p). En el postoperatorio se tomarán radiograf ías a los 10-14 días y a los 20-24 días postoperatorios y a intervalos quincenales a partir de entonces, si es necesario. A partir de los 10 días postoperatorios, se pueden hacer ajustes en la alineación. Alrededor del día 21, las fracturas no complicadas deben evolucionar favorablemente hacia una cicatrización completa y se puede realizar la eliminación parcial del montaje –desestabilización dinámica– (Egger, 1993) del fijador. Algunas fracturas puede que estén cicatrizadas. Si la cicatrización no progresa adecuadamente, radiográficamente se apreciará evidencia de secuestro alrededor de las 3 semanas. El secuestro debe ser eliminado quirúrgicamente cuando se visualice claramente y la reevaluación del paciente y el proceso de reparación se hagan de modo acorde. En casos no complicados, toda fijación debe eliminarse a las 6 semanas. La tensión del hueso normalmente es importante en este punto y al paciente se le puede permitir utilizar ese miembro por completo. (b) 246 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos Tratamiento del patagio (c) Figura 6.62 (a-c) Rango de movimiento pasivo de terapia física para la prevención de la contracción patagial que se realiza en una lechuza Tengmalm (Aegolius funereus). Estas sesiones se llevan a cabo bajo anestesia en el postoperatorio inmediato antes de despertar y después de la primera semana; cada sesión dura alrededor de 5 min y consiste en extensiones y flexiones repetidas, con manipulaciones amplias y mantenidas. Terapia física para el tratamiento de las fracturas de las alas La terapia f ísica como forma pasiva de ejercicio para mantener el rango de movilidad (PROM) se empieza 1-2 días después de la intervención para las fracturas de húmero y alrededor de 10 días en otras fracturas de las alas. El paciente es anestesiado de manera normal para ello. El PROM se hace en sesiones de 5 min dos veces a la semana durante las primeras 1-2 semanas, tras las cuales no se espera conseguir mayores progresos. Deben alternarse ejercicios de estiramiento y mantenimiento con movimientos de rango de movilidad por el tiempo que el miembro lo permita (fig 6.62). Hay que tener cuidado para no sobreextender el miembro durante estos ejercicios. La contracción intensa del patagio a menudo acompaña a las fracturas que han sido estabilizadas mediante coaptación con un vendaje en ocho o a las que no se ha provisto de una terapia postoperatoria f ísica para conseguir el rango de movilidad. El hueso puede cicatrizar satisfactoriamente, pero puede que haya una restricción importante en el ala para la extensión después de que la fractura haya consolidado (fig 6.63). Hay dos formas de prevenir este problema. La primera es aplicar una adecuada fijación de la fractura que permita un rango de movilidad completo en el postoperatorio, sin necesidad de una inmovilización adicional con un vendaje (p. ej., un fijador híbrido). La segunda es instaurar una terapia f ísica pasiva y un masaje patagial dentro de la primera semana postoperatoria y mantenerla a lo largo del proceso de cicatrización. Esta se realiza bajo anestesia con isofluorano y la sesión tiene una duración aproximada de 5 min cada 2 días. El ejercicio consiste en movimientos del rango de movilidad y elasticidad y manipulaciones de sujeción (v. fig 6.62). Es necesario poner especial atención en las áreas focales engrosadas a lo largo del borde craneal del ala (ligamento propatagial). El masaje y estiramiento de este ligamento las minimizará o eliminará. Este procedimiento se instaurará a partir del segundo día del postoperatorio, para así evitar los problemas de contracción del patagio y la reducción en la extensión del ala. Las laceraciones del patagio pueden manejarse bien suturándolas o dejando que cicatricen por segunda intención. De todas las maneras, las fibras elásticas del patagio no soportan suturas y el área de la herida debe ser protegida del movimiento durante la cicatrización. Un método recomendable para proporcionar esta protección consiste en usar un stent de cartón de manila (carpeta de archivador) que se corta con una forma y tamaño (a) Figura 6.63 Durante la curación de una fractura de húmero puede producirse una grave contracción patagial si: (a) un vendaje en ocho se utiliza para proporcionar un soporte coaptivo (especie: cernícalo), y (b) no se da terapia física postoperatoria (especie: águila pescadora). (b) Luxaciones ● 247 (a) (b) (c) (d) Figura 6.64 Tratamiento de una herida patagial utilizando un stent de cartón. (a) Herida no perforada en cara ventral del patagio (halcón híbrido). (b) Aplicación de apósito sobre la herida. (c) Sutura en los agujeros perforados en el stent de cartón cubriendo la herida. (d) Stent terminado en su lugar. El ala debe estar unida al cuerpo y se somete a ejercicios, con un rango de movimientos pasivos dos veces a la semana. aproximadamente un 20% más grande que el área de la herida. Después de que se aplique un material protector sobre la herida, este cartón se colocará sobre la herida. Se aplicarán suturas a través del patagio y del cartón, trabajando alrededor del per ímetro de este último (fig 6.64). Debido a la dehiscencia de las suturas en el patagio, este stent se sustituye a intervalos semanales o más a menudo si es necesario, hasta que la herida haya cicatrizado. Luxaciones © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Luxaciones del codo La reparación quirúrgica de las luxaciones caudodorsales del codo ha tenido un éxito moderado (Ackerman y Redig, 1997). Esta intervención debe realizarse muy pronto en el per íodo postraumático (p. ej., a los 2-3 días) para tener éxito. Se debe realizar una incisión curvada sobre la superficie lateral del ala que incluya el extremo distal del húmero y la porción proximal del antebrazo. El tendón donde se origina el músculo supinador, si está intacto, se seccionará para exponer la articulación. El final del cúbito se repondrá en su lugar con la ayuda de un periostótomo plano situado entre el cúbito proximal y el cóndilo humeral y apalancando el cúbito distalmente hasta que este se alinee con el cóndilo humeral. La aplicación de tracción sobre el cúbito distal ayuda a esta maniobra. Los dos extremos seccionados del tendón del supinador serán suturados. Se creará un ligamento seudolateral suturando los bordes del tendón del tr íceps al tendón del extensor digital común con el material de sutura de elección para el cirujano. Después del cierre, se estabilizará el codo con un fijador externo transarticular durante 7-10 días. La terapia f ísica se instaura seguida de la eliminación del fijador y el ala se mantiene inmovilizada en contraste con la coaptación. Las luxaciones menores del codo pueden tratarse de manera más efectiva en comparación con la simple coaptación con una incisión sobre la piel del codo y suturando el borde del tendón del tr íceps al del extensor digital común. Este procedimiento está muy recomendado con un fundamento de prevención en pacientes con fracturas de radio proximal (v. fig 6.48), ya que estas a menudo tienen un cierto grado de subluxación cubital asociadas a las mismas que no se evidencian durante el examen f ísico ni radiológico. 248 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos Luxaciones de la rodilla Las luxaciones de la rodilla deben repararse con fijadores externos transarticulares que incluyan la implantación de agujas enroscadas para el FE en el fémur y el tibiotarso, que serán entonces conectadas con una barra acr ílica moldeable al contorno de la rodilla y situadas parcialmente flexionadas como en una posición de estar posadas (v. fig. 6.58). Si el acr ílico se moldea dentro de un tubo de látex (drenaje Penrose), la flexión de la rodilla creará un área de estrechamiento más delgada en la barra acr ílica. Esto se remedia reforzando con una cucharada de material acr ílico el ángulo agudo después de quitar el tubo de látex de la superficie de la barra del fijador. Otro método de estabilización de la rodilla incluye la colocación de agujas intramedulares en ambos huesos, fémur y tibiotarso (Bowles y Zantop, 2002). Las agujas sobresalen por sus respectivos huesos en la rodilla y se unen con una cucharada de material acr ílico. La luxación de los elementos del hombro y del fémur se trata típicamente con reposo en la jaula y, en el caso del hombro, un vendaje coaptivo del ala contra el cuerpo durante un per íodo de 10-14 días. AGRADECIMIENTOS Los autores quieren expresar su sincero agradecimiento a los veterinarios residentes del Raptor Center, incluidos los doctores David Howard, Elizabeth Stone, Janette Ackermann, Jalila Abu, Juli Ponder, Hugo López y Miguel Saggese, quienes han sido fundamentales en la larga progresión del desarrollo y comprobación de estos métodos, junto al equipo de técnicos veterinarios del TRC, incluidos Lori Arent, MS, Toni Guarnera, CVT, y Jane Goggin, que han empleado incontables horas, con grandes habilidades y atenciones durante los cuidados postoperatorios de los pacientes ortopédicos. Quisiera expresar un agradecimiento especial dirigido al Dr. Chikako Akaki, que ha realizado las ilustraciones originales para este libro, ha fotografiado las radiograf ías y ha guardado todos los distintos componentes en orden durante varias revisiones del desarrollo. Además, las revisiones de las actuales ilustraciones, junto con otras nuevas para esta edición, fueron proporcionadas por Giovanny Rojas, un diseñador grafico/publicitario profesional que ofreció su experiencia. Gracias también a los Dres. Larry Wallace y Denny Aron por mostrar un especial interés, guiándome en los principios ortopédicos y brindándome sus muchas sugerencias para aplicarlas al tratamiento de las fracturas de las aves. Por último, gracias a Animal Care Products, 3M Co., St Paul, MN, por su generosa donación de pantallas y películas radiográficas de tierras raras, que ha permitido una documentación radiográfica completa de la evaluación y cicatrización de la fractura, y a Imex Veterinary Inc., Texas, por fabricar y proporcionar el hemifijador acr ílico empleado en el desarrollo y las pruebas clínicas de estos métodos. Parte de este material ha sido publicado previamente en Proceedings of the Association of Avian Veterinarians. BIBLIOGRAFÍA Ackerman J, Redig PT (1997) Surgical repair of elbow luxations in raptors. Journal of Avian Medicine and Surgery 11: 247–254. Bennett RA (1997) Orthopedic surgery. In: Altman RB, Clubb SL, Dorrestein GM, Quesenberry K (eds) Avian Medicine and Surgery, pp. 733–766. WB Saunders, Philadelphia. Bowles HL, Zantop DW (2002) A novel surgical technique for luxation repair of the femorotibial joint in a Monk Parakeet (Myiopsitta monachus). Journal of Avian Medicine and Surgery 16: 34–38. Christen C, Fischer I, von Rechenberg B et al. (2005) Evaluation of a maxillofacial miniplate compact 1.0 for stabilization of the ulna in experimentally induced ulnar and radial fractures in pigeons (Columba livia). Journal of Avian Medicine and Surgery 19(3): 185–190. Egger EL (1993) External skeletal fixation – general principles. In: Slatter DH (ed.) Textbook of Small Animal Surgery, 2nd edn, pp. 1641–1656. WB Saunders, Philadelphia. Harcourt-Brown NH (1996) Foot and leg problems. In: Beynon PH, Forbes NA, Harcourt-Brown NH (eds) Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl, pp. 147–168. Iowa State University Press, Ames, IA. Harcourt-Brown NH (2000) Tendon repair in the pelvic limb of birds of prey. In: Lumeij JT, Remple JD, Redig PT et al. (eds) Raptor Biomedicine III, pp. 201–238. Zoological Education Network, Lake Worth, FL. Hess R (1994) Orthopedic techniques for the pelvic limb. In: Fudge AM, Redig PT (eds) Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine, pp. 63–72. WB Saunders, Philadelphia. Redig PT (1986a) Non-surgical management of avian fractures. In: Harrison GJ, Harrison LR (eds) Clinical Avian Medicine and Surgery. WB Saunders, Philadelphia. Redig PT (1986b) Evaluation and non-surgical management of avian fractures. In: Harrison GJ, Harrison LR (eds) Clinical Avian Medicine and Surgery, pp. 380–394. WB Saunders, Philadelphia. Redig PT (2000) The use of a hybrid fixator (intramedullary pin-external skeletal fixator) for stabilization of long bone fractures in raptors – a review of 26 cases. In: Lumeij JT, Remple JD, Redig PT et al. (eds) Raptor Biomedicine III, pp. 239–254. Zoological Education Network, Lake Worth, FL. LECTURAS COMPLEMENTARIAS Bennett RA, Kuzma AB (1992) Fracture management in birds. Journal of Zoo and Wildlife Medicine 23: 5–38. Brown RE, Klemm RD (1990) Surgical anatomy of the propatagium. Proceedings of the Association of Avian Veterinarians, pp. 176–181. Degernes LA, Roe SC, Abrams CF Jr (1998) Holding power of different pin designs and pin insertion methods in avian cortical bone. Veterinary Surgery 27: 301–306. Howard DJ, Redig PT (1994) Orthopedics of the wing. In: Fudge AM, Redig PT (eds) Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine, pp. 51–62. WB Saunders, Philadelphia. Piermattei DL, Flo GL (1997). Brinker, Piermattei and Flo’s Handbook of Small Animal Orthopedics and Fracture Repair, 3rd edn, p. 743. WB Saunders, Philadelphia. Rochat MC, Hoover JP, Digesualdo CL (2005) Repair of a tibiotarsal varus malunion in a bald eagle (Haliaeetus leucocephalus) with a type 1A hybrid external skeletal fixator. Journal of Avian Medicine and Surgery 19: 121–129. Simpson GN (1996) Wing problems. In: Beynon PH, Forbes NA, HarcourtBrown NH (eds) Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl, pp. 169–179. British Small Animal Association, Cheltenham. LISTA DE PRODUCTOS MENCIONADOS a Acrylic Half-pins®, Imex Veterinary Inc., 1227 Market Street, Longview, TX 75604, EE.UU. b Caulk® Dental Acrylic, Dentsply International Inc., York, PA 17405, EE.UU. c Technovit®, Jorgensen Laboratories, Inc., 1450 North Van Buren Ave., Loveland, CO 80538, EE.UU. d e f Hoof Wall Restorative Material, Equithane, 600 East Hueneme Road, Oxnard, CA 93033-8600, EE.UU. Hexcelite®, Hexcel Corporation, Dublin, CA, EE.UU. Veterinary Thermoplastic®, Imex Veterinary Inc., 1227 Market Street, Longview, TX 75604, EE.UU. g Bolite®, Jorgensen Laboratories, Inc., 1450 North Van Buren Ave., Loveland, CO 80538, EE.UU. h Vetbond®, 3M Animal Care Products, St Paul, MN 55144–1000, EE.UU. i Kling Gauze®, Johnson & Johnson Products, Inc., New Brunswick, NJ 08093, EE.UU. j Vetrap®, 3M Animal Care Products, St Paul, MN 55144–1000, EE.UU. k Sam Splint®, Moore Medical Corp., PO Box 2620, New Britain, CT 060502620, EE.UU. Heridas l ● 249 Isoxsuprine, Geneva Pharmaceuticals, Inc., 2655 West Midway Blvd, Bloomfield, CO 80038-0446, EE.UU. m Claforan®, Aventis Pharmaceuticals, 399 Interpace Parkway, Parsippany, NJ 07054, EE.UU. n Baytril®, Bayer Corporation, Pharmaceutical Division, 400 Morgan Lane, West Haven, CT 06516, EE.UU. o Clavamox®, Pfizer, Inc., 235 East 42nd St New York, NY 10017-5155, EE.UU. p Antirobe®, Pharmacia & Upjohn, 100 Route 206, North Peapack, NJ 07477, EE.UU. Heridas Thomas A. Bailey Una herida es una lesión corporal causada por medios f ísicos, con la interrupción de la continuidad de las estructuras (Blood y Studdert, 1988; figs. 6.65-6.76). Las heridas se clasifican en: ● ● Figura 6.66 Una gran herida en la cara interna de la zona de la tibia en una pata de un halcón sacre (Falco cherrug). Las peleas entre halcones son frecuentes, en particular cuando tratan de robarse la comida. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Abiertas: cuando la causa rompe la cobertura de la superficie del cuerpo (p. ej., piel o membrana mucosa). Estas lesiones pueden ser vistas, y la pérdida de sangre, estimada. Los principales tipos de heridas abiertas se describen en el cuadro 6.1. Cerradas: cuando la lesión no penetra el grosor de la piel para causar una rotura en el recubrimiento del organismo. Esta categor ía incluye desde pequeñas contusiones hasta graves lesiones de órganos internos (p. ej., rotura del hígado). Debido a que estas heridas no pueden ser vistas, la pérdida de sangre es dif ícil de evaluar. Los principales tipos de heridas cerradas se describen en el cuadro 6.2. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 6.67 Una herida semejante a la de la figura 6.66, pero en la zona craneal de la región femorotibial de la pata de un halcón sacre. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 6.65 Halcón borní o lanario (Falco biarmicus) con una gran herida transversal en toda la zona occipital de la cabeza. La herida se produjo durante un encuentro con un gran halcón dentro de un vehículo de caza. Los bordes de la incisión se ven ligeramente hinchados debido a la proliferación de tejido de granulación. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 6.68 Un clavo al rojo vivo fue introducido a través de los orificios nasales de este halcón peregrino (Falco peregrinus), con la consiguiente pérdida de tejido. La lesión fue causada de forma artificial. Los veterinarios de Oriente Medio emplean comúnmente este método para el tratamiento de la rinitis en las aves comunes. Estas lesiones «por marca» siguen siendo comunes en los halcones, los animales domésticos e incluso en personas en todo el Oriente Medio. El ave fue sacrificada por razones humanitarias. (Por cortesía de Dr. J. Samour.) 250 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos Figura 6.69 El mismo halcón de la figura 6.68, vista lateral. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 6.72 Lesión por constricción de la anilla en la pata de una avutarda kori (Ardeotis kori) causada por el uso de una pequeña banda de metal. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 6.70 Este halcón sacre fue «marcado» por su propietario en un intento por tratar una gran lesión proliferativa de viruela aviaria. Todo el puente nasal se necrosó y se desprendió. El ave fue sacrificada por motivos humanitarios. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 6.73 Una lesión similar a la constricción de la figura 6.72, causada por un lazo enredado alrededor de la base del dedo posterior de un halcón sacre. Estas lesiones son comparables a las causadas por hilos de algodón, de uso común como material de anidación, o por cordajes de las bolsas de alimentos, que se enredan alrededor de los dedos de los pies de las aves de jaula. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 6.71 Halcón sacre que muestra una extensa abrasión en la región del tarso metatarsiano de la pata debido al uso inadecuado de cordones y lazos de cetrería. Lesiones similares se observan en el medio silvestre en aves de presa atrapadas utilizando trampas de alambre. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 6.74 Necrosis distal avascular de un dedo del pie en un halcón sacre, debido a las costras producidas por el virus de la viruela aviaria. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Heridas Figura 6.75 Herida lacerada en la cara lateral de una avutarda kori. La herida se produjo durante una pelea con un compañero. Las agresiones durante la temporada de cría son un suceso muy común entre los miembros de esta especie. 251 Figura 6.76 Amplia y grave abrasión debajo del ala de una avutarda hubara (Chlamydotis undulata) producida por un arnés muy apretado de cintas de teflón (obsérvese la banda oscura que atraviesa la lesión). El arnés en cuestión se colocó en el ave como parte de un estudio de telemetría por satélite. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Cuadro 6.1 Heridas abiertas: tipos principales Cuadro 6.2 Heridas cerradas: tipos principales Incisa Causada por un instrumento afilado, por lo que los bordes de la piel están cortados y claramente definidos. Estas heridas pueden penetrar en profundidad y lesionar estructuras más profundas Contusión (moratón) Causada por un golpe con un instrumento romo, que produce la rotura de vasos sanguíneos en la piel y las partes blandas por debajo Lacerada Causada por accidentes de tráfico, desgarros o peleas. Estas heridas son irregulares en cuanto a la forma, con los bordes dentados desiguales, y suele haber pérdida de piel. Hay riesgo de infección por la suciedad incrustada y la contaminación bacteriana. Si hay áreas de piel y tejido subcutáneo arrancadas y desgarradas, como un colgajo suelto, se conocen como heridas avulsionadas Punción Causada por un golpe de un instrumento afilado como uñas, espinas, anzuelos y garras de aves de presa o dientes en heridas por mordedura. Aunque la herida sea pequeña, puede penetrar profundamente. La infección es muy común © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. ● Contusa Una herida contusa es aquella en la que hay un moratón Abrasión Causada por el roce de la capa superior de la piel (epidermis) que expone la dermis Hematoma Si la pérdida de sangre por debajo de la piel es más grande que en una contusión, se forma una hinchazón redondeada, llena de líquido, denominada hematoma. Esta se ve con frecuencia después de la técnica de venopunción de la vena braquial 252 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos Cicatrización de las heridas ● Las heridas cicatrizan por uno de estos dos métodos: 1) cicatrización por primera intención, o 2) cicatrización por granulación. La cicatrización por primera intención ocurre cuando los bordes de la herida no están muy separados y se mantienen unidos por los coágulos de sangre. Los vasos sanguíneos crecen dentro del coágulo y promueven la cicatrización a través de la producción de un tejido cicatricial, que mantiene los bordes de la herida juntos. La cicatrización por primera intención sólo puede tener lugar en las heridas incisas donde los bordes se mantienen muy juntos, lo cual puede conseguirse suturando o vendando mientras la cicatrización tiene lugar (v. «Vendajes y apósitos», en el capítulo 5). La cicatrización por granulación ocurre cuando los bordes de la herida están muy separados, y el proceso es lento. El tejido de granulación es húmedo, rojo brillante y está formado por grupos de células sobre el tejido externo de la herida. La granulación rellena el espacio entre los bordes de la herida y, cuando está al nivel de la superficie de la piel, nuevas células epiteliales se distribuyen en la parte superior para completar el proceso de cicatrización. El tejido de granulación normalmente cura heridas con laceración, avulsión e infección, y el proceso de reparación lleva varias semanas. ● Tratamiento de las heridas El tratamiento de las heridas abiertas comprende los siguientes pasos: ● ● ● ● ● ● ● ● Control de la hemorragia: el primer objetivo es localizar el origen de la hemorragia y proporcionar una hemostasia rápida. Eliminar la causa de la lesión. Eliminar los cuerpos extraños contaminantes: suciedad, grano y plumas es lo que se encuentra a menudo en las heridas. Lavar la herida con suero salino templado eliminará la mayor ía de los contaminantes. Si se sospecha infección bacteriana, se deben tomar muestras para cultivo y aislamiento de la bacteria después de haber eliminado los contaminantes de la superficie. Eliminar las plumas alrededor de la herida: es mejor cortar las plumas de las cercanías de la herida. Eliminar el tejido necrótico, que debe desbridarse quirúrgicamente. Lavar la herida empleando una solución antiséptica adecuada como la clorhexidina o el F10 diluido. Aplicar un apósito sobre la herida (v. «Vendajes y apósitos», en el capítulo 5). ● Colocar un drenaje en las heridas contaminadas. Insertar un polymath. Tratar el shock: una fluidoterapia especial debe comenzar en una fase muy temprana (v. «Fluidoterapia», en el capítulo 5). El vendaje y la desbridación dos veces al día preparan las heridas infectadas o viejas para poderlas cerrar en pocos días. El tratamiento de las heridas cerradas, como las contusiones y hematomas, consiste en un vendaje firme que limite la inflamación. El tratamiento de la heridas/lesiones traumáticas en las especies aviarias se resume en el cuadro 6.3. Los colgajos de avance cervicales dorsales simples se han utilizado en tres especies de aves diferentes con defectos de piel craneal. La cicatrización tuvo éxito por completo en los tres casos (Gentz y Linn, 2000). Recientemente se han publicado comentarios útiles sobre el tratamiento de heridas en rapaces (Burke et al., 2002) y el uso de colgajos e injertos de piel para el tratamiento de heridas en rapaces (Stroud et al., 2003). Se ha descrito el empleo de xenoinjertos para la reparación de defectos de piel en aves (Hernández-Divers y Hernández-Divers, 2003). Estos injertos se fabrican utilizando submucosa del intestino delgado porcino. Los autores concluyen que las heridas tratadas cicatrizan en 6 semanas con cuidados menos intensos que los que se requieren para una cicatrización por segunda intención. Las heridas de mayor tamaño, que tienen una lesión tisular extensa y que además están contaminadas o infectadas deben manejarse como las heridas abiertas. Este tipo de heridas deben dejarse cicatrizar por contracción y epitelización. El correcto uso de los vendajes y la medicación ayuda a proporcionar un ambiente óptimo para la cicatrización de las heridas. Las heridas traumáticas deben dejarse abiertas para que drenen y cierren. La miasis causada por moscas es una complicación frecuente en las heridas de las aves, particularmente en los climas tropicales y en aves alojadas en recintos abiertos o aviarios al aire libre. Aunque es normalmente una complicación después de una lesión traumática, puede ocurrir también en pacientes hospitalizados con heridas vendadas. El tratamiento de la miasis comprende la eliminación de las larvas, lavado e irrigación con una solución de un antiséptico diluido o agua oxigenada. La inyección parenteral de ivermectina o la aerosolización del área afectada con ivermectina al 0,0005% (Malley y Whitbread, 1996) están también recomendados. Los productos que contienen cumafos (p. ej., Negasunt, Bayer) deben utilizarse con moderación alrededor del área afectada para evitar la reinfección, pero no se deben aplicar directamente sobre la herida. Entre las otras lesiones traumáticas que no se clasifican estrictamente como heridas, se encuentran: la constricción en anillo, las quemaduras, la necrosis avascular distal, la automutilación y la congelación. Tratamiento de las heridas ● 253 Cuadro 6.3 Tratamiento de las lesiones más frecuentes de heridas traumáticas en especies aviaries Daños en la vascularización de las plumas Quitar las plumas dañadas de los folículos afectados, pero con cuidado de no ocasionar lesión en el epitelio germinal. Sellar el conducto abierto con pegamento quirúrgico o emplear una presión leve para la pérdida de sangre Lesiones del pico o garras El tratamiento se puede hacer con agentes cauterizantes, como las varillas de nitrato de plata o un bistur í eléctrico. Las garras dañadas gravemente requerirán la amputación. Molnar y Ptacek (2001) describieron la reparación de las lesiones de las garras en rapaces utilizando una mezcla con pegamento de cianocrilato, polvo de talco y un antibiótico para hacer un «capuchón para la garra» colocada sobre la apófisis distal del dedo. Una técnica similar se ha utilizado para proteger las garras dañadas y las lesiones de pico en halcones, empleando pegamento de cianocrilato y bicarbonato sódico (J. Samour, comunicación personal) Lesiones de la orofaringe Puede necesitarse anestesiar al ave y suturar la herida directamente empleando un electrobistur í. La epinefrina tópica puede ser de utilidad Lesiones de los dientes o relacionadas con las garras Irrigación, lavado y drenaje. Frecuentemente las bacterias, especialmente Pasteurella spp., infectan estas heridas y pueden causar una septicemia fatal Traumatismos en las puntas de las alas Estos suelen ser abrasiones, y lo mejor es limpiarlas y vendarlas. Sin embargo, la resolución quirúrgica puede estar indicada en las heridas incisas o laceraciones recientes (v. «Lesiones en las puntas de las alas», con anterioridad) Heridas de la cabeza Normalmente están causadas por un traumatismo, y pueden conllevar una extensa pérdida de piel sobre el cráneo. El uso de apósitos hidrocoloides o hidroactivos puede acelerar la cicatrización. Estas heridas pueden necesitar ser suturadas en el lugar Lesiones de la quilla Suelen requerir una solución quirúrgica. Ya que normalmente son causadas por un impacto traumático, estas lesiones precisan un dispositivo que proteja de futuras lesiones (v. «Lesiones de la quilla», con anterioridad) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Articulaciones infectadas Las causas infecciosas de cojera en aves corredoras pueden ser el resultado de una tendosinovitis, una artritis o una osteomielitis. La infección de las articulaciones, a menudo la articulación tibiotarsiano-tarsometatarsiana, puede ser el resultado de una herida traumática o de una diseminación hematógena. Los protocolos de tratamiento para las artritis sépticas deben ser agresivos. Se ha usado el lavado articular, la antibioterapia, los fármacos antiinflamatorios, los analgésicos, los rosarios de polimetacrilato impregnados de antibiótico, el dimetilsulfóxido tópico y la inyección intraarticular de antibióticos. Los métodos para realizar estos rosarios antibióticos han sido discutidos por Remple y Forbes (2000) 254 ● CAPÍTULO 6: Consideraciones médicas relacionadas con los traumatismos BIBLIOGRAFÍA Blood DC, Studdert VP (1998) Baillière’s Comprehensive Dictionary. Baillière Tindall, London. Burke HF, Swaim SF, Amalsadvala T (2002) Review of wound management in raptors. Journal of Avian Medicine and Surgery 16: 180–191. Gentz EJ, Linn KA (2000) Use of a dorsal cervical single pedicle advancement flap in three birds with cranial skin defects. Journal of Avian Medicine and Surgery 14: 31–36. Hernandez-Divers SJ, Hernandez-Divers SM (2003) Xenogeneic grafts using porcine small intestinal submucosa in the repair of skin defects in 4 birds. Journal of Avian Medicine and Surgery 17: 224–234. Malley AD, Whitbread TJ (1996) The integument. In: Beynon PH, Forbes NA, Harcourt-Brown NH (eds) Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl, pp. 129–140. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. Molnar L, Ptacek M (2001). Traumatic injuries of beak and talons of captive raptors. Proceedings of the European Association of Avian Veterinarians, Munich, pp. 246–247. Remple JD, Forbes NA (2000) Antibiotic impregnated polymethylacrylate beads in the treatment of bumblefoot in falcons. In: Lumeij JT, Remple JD, Redig PT et al. (eds) Raptor Biomedicine III, pp. 255–266. Zoological Education Network, Lake Worth, FL. Stroud PK, Amalsadvala T, Swaim SF (2003) The use of skin flaps and grafts for wound management in raptors. Journal of Avian Medicine and Surgery 17: 78–85. LECTURAS COMPLEMENTARIAS Harrison GJ, Woerpel RW, Rosskopf WJ, Karpinski LG (1986) Symptomatic therapy and emergency medicine. In: Harrison GJ, Harrison LR (eds) Avian Medicine: Principles and Application, pp. 362–375. WB Saunders, Philadelphia. Hiscock S (1989) First aid. In: Lane DR, Cooper BC (eds) Jones’s Animal Nursing, 2nd edn, pp. 22–96. Butterworth-Heinemann, Oxford. Redig PT (1996) Avian emergencies. In: Beynon PH, Forbes NA, HarcourtBrown NH (eds) , pp. 30–41. British Small Animal Veterinary Association, Cheltenham. Trastornos relacionados con el manejo Osteopatías metabólicas ● James Kirkwood El uso de la terminología que describe los trastornos de crecimiento, mineralización, maduración y mantenimiento óseo es inconsistente en la literatura. El término osteopatía metabólica cubre varias entidades clínicas que incluyen las que se describen a continuación (Fowler, 1986) y en las figuras 7.1-7.4. Figura 7.1 Radiografía de un cuervo común (Corvus corax), aproximadamente 3 semanas después de la eclosión, con osteopatía nutricional grave. Esta ave se crió en cautividad. Existen varias deformidades esqueléticas asociadas a fracturas patológicas debido a una mineralización muy pobre de los huesos. Esto se debe a una deficiencia de calcio y se desarrolla rápidamente en las aves carnívoras que se alimentan de carne sin hueso. © 2010. Elsevier España, S.L. Reservados todos los derechos ● 7 Osteoporosis: depleción de la matriz osteoide, orgánica, del hueso. En este trastorno, que puede estar causado por caquexia prolongada, falta de uso de los huesos o senilidad, la mineralización del osteoide restante es normal. Osteomalacia: reblandecimiento y debilidad de los huesos debido a la disminución de la mineralización de la matriz del osteoide. Es una consecuencia frecuente de la deficiencia de calcio. Los depósitos de osteoide pueden aumentar en momentos de estrés en respuesta a la debilidad del hueso. Figura 7.2 Radiografía de un cuervo maduro con deformidad del tibiotarso derecho. Esta ave se crió en cautividad. Es probable que esta deformidad se origine debido a una fractura patológica durante el crecimiento. 256 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo Figura 7.3 Radiografía de un pollo de grulla damisela (Anthropoides virgo) con raquitismo. Las placas de crecimiento son anormalmente gruesas (proximal a distalmente), incluso para esta ave de crecimiento muy rápido, y la línea de mineralización de la placa de crecimiento es irregular. ● ● ● Raquitismo: fracaso de la mineralización del osteoide o de la parte de maduración de la placa de crecimiento cartilaginosa en los animales jóvenes, en crecimiento. En las radiograf ías se aprecia ensanchamiento y distorsión de las placas de crecimiento. El raquitismo puede estar causado por varios desequilibrios de nutrientes, aunque el término suele utilizarse para definir la deficiencia de un nutriente específico (generalmente vitamina D3). Osteodistrofia fibrosa: un trastorno en el que se produce resorción osteoclástica del osteoide y sustitución por tejido conjuntivo muy celular en respuesta a la debilidad del hueso. Esto puede producirse en respuesta a osteoporosis (debido a deficiencia de proteínas prolongada) o a osteomalacia (debido a un desequilibrio de calcio en la dieta prolongado). Hiperparatiroidismo nutricional secundario: la hipocalcemia (típicamente causada por deficiencia de calcio en la dieta) estimula la liberación de la hormona paratiroidea (PTH), que, a su vez, estimula la movilización de calcio desde el hueso. Esto produce osteomalacia en los adultos y raquitismo en los jóvenes. Etiología En las aves, las osteopatías metabólicas más frecuentes son las que se producen como resultado de los trastornos de la mineralización, y estos generalmente se deben a desequilibrios de la dieta. Según mi experiencia, la causa Figura 7.4 Radiografía de la articulación intertarsiana de un pollo de grulla damisela con raquitismo (aumento mayor que en la figura 7.3). La placa de crecimiento es anormalmente gruesa y la mineralización de la placa es irregular. más frecuente de la disminución de la disponibilidad de calcio para depositarse en los huesos es la deficiencia simple de calcio en la dieta, pero puede estar relacionada con otros factores. La falta de disponibilidad de calcio puede deberse a una deficiencia en la dieta o a una disminución de la absorción. La absorción puede disminuir cuando existe deficiencia de vitamina D, si la dieta contiene exceso de grasa o de ácido f ítico, o si la proporción entre el fósforo y el calcio es elevada. La deficiencia de vitamina D puede estar causada por concentraciones bajas en la dieta, malabsorción o fracaso de los procesos de síntesis, lo que puede ocurrir cuando existen hepatopatías o nefropatías o en condiciones de exposición inadecuada a la luz ultravioleta. El raquitismo también puede estar causado por una cantidad incorrecta de fósforo en la dieta, como se ha observado en las rheas (Rhea americana) (Gröne et al., 1995). Especies susceptibles Todas las especies de aves son susceptibles. Las osteopatías metabólicas se han observado en aves que viven en libertad (p. ej., cuando disminuye la disponibilidad del calcio en el entorno debido a lluvias ácidas) y cuando los buitres seleccionan trozos de porcelana o de plástico en vez de hueso para complementar las dietas de sus cr ías. Sin embargo, teniendo en cuenta con qué facilidad se producen osteopatías metabólicas en las aves silvestres criadas en cautividad, es curioso lo poco que parece que afecten a las aves salvajes. Osteopatías metabólicas Un punto muy importante que raramente se incluye en la literatura es que, debido a su tasa de crecimiento muy rápida, las aves tienen unas necesidades mayores de calcio durante el crecimiento que otros taxones. Las aves altriciales, que son criadas por sus padres en el nido, alcanzan el tamaño adulto cinco veces más deprisa que los mamíferos que tienen el mismo tamaño cuando son adultos (Kirkwood y Webster, 1984). La densidad del calcio en las aves adultas es muy parecida a la de los mamíferos (todos los vertebrados contienen aproximadamente un 2,5% de calcio basado en la materia seca), por lo que las aves altriciales en crecimiento generalmente tienen que depositar aproximadamente cinco veces más calcio que los mamíferos del mismo tamaño adulto. Por tanto, necesitan dietas con una proporción mayor entre el calcio y la energía que otros taxones (Kirkwood, 1996), y cuando la concentración dietética de calcio es demasiado baja, pueden desarrollar osteopatías metabólicas graves en unos días. Las especies que tienen más riesgo de deficiencia de calcio son las que crecen más deprisa (especies altriciales) y que se cr ían de forma artificial (es decir, criadas en cautividad) por personas sin información o inexpertas. Esto suele observarse en las aves carnívoras jóvenes que se han alimentado con dietas que no contienen huesos. Se sabe que algunas especies de aves seleccionan alimentos ricos en calcio para sus cr ías, y esa capacidad puede estar muy generalizada en las aves. En la medida en que estos elementos están disponibles en sus pajareras, es menos probable que las aves padres proporcionen dietas desequilibradas que los seres humanos. Por tanto, las aves cautivas criadas por sus padres tienen menos riesgo que las que se cr ían de forma artificial. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Signos clínicos Los signos clínicos dependen de la especie, la edad, la duración de la causa predisponente (p. ej., deficiencias dietéticas) y otros factores. Una debilidad gradual del esqueleto en un adulto, o el fracaso de la mineralización del esqueleto durante el crecimiento, pueden hacerse evidentes de forma repentina cuando se producen fracturas patológicas. Las aves con osteopatía metabólica grave generalmente muestran cojera y dificultad para moverse, pero incluso las anomalías esqueléticas muy graves a veces se pasan por alto en las cr ías de las aves, y una disminución del apetito puede ser el motivo de la presentación inicial. Las osteopatías metabólicas deben sospecharse en cualquier ave que está en fase de crecimiento, pero que no crece. Puede producirse distorsión del pico, curvas en la línea del esternón y, si existen fracturas patológicas, pueden ser evidentes las deformidades macroscópicas de las extremidades. Cambios post mortem Las fracturas patológicas post mortem pueden ser evidentes y los huesos largos pueden ser anormalmente flexibles (en los pollos jóvenes en los que ha fracasado el proceso de mineralización) o fracturarse fácilmente. También pueden ser evidentes las distorsiones del pico y/o el esternón y de otras partes del esqueleto. También pueden apreciarse signos de un mal estado f ísico general. ● 257 Radiografía La radiograf ía es muy útil para confirmar el diagnóstico y evaluar la gravedad de las lesiones. Puede producirse una desmineralización considerable antes de que pueda detectarse cualquier cambio mediante radiograf ía. En los casos relativamente leves, puede apreciarse adelgazamiento de las cortezas y un patrón trabecular más pronunciado. Pueden observarse fracturas patológicas y depósitos subperiósticos de hueso nuevo. Hematología/bioquímica sanguínea En las osteopatías metabólicas, es probable que las concentraciones de fosfatasa alcalina estén elevadas y, en las últimas fases, puede haber hipocalcemia. La hematología y la bioquímica sanguínea no son especialmente útiles para el diagnóstico de las osteopatías metabólicas, pero son muy útiles en el proceso de determinar la causa. A partir de estos resultados, puede descartarse que otros trastornos subyacentes (p. ej., del riñón o el hígado, v. anteriormente) formen parte de la etiología. Evaluación de la dieta La evaluación detallada de la ingestión diaria de alimentos y de la composición de los nutrientes de la dieta es un componente importante de la investigación para determinar con precisión la causa del problema. Debe conseguirse información del dueño sobre la dieta. Se requiere una lista completa de todos los componentes de la dieta, con una estimación correcta (o medidas precisas, si pueden realizarse) de la cantidad de cada elemento que consume el ave al día. A partir de aquí, puede realizarse una estimación de la ingestión diaria de energía, calcio, fósforo y otros nutrientes utilizando una base de datos de nutrición (p. ej., Animal Nutritionist, N-Squared Computing, OR) o tablas de datos de la composición de nutrientes de los alimentos (p. ej., Paul y Southgate, 1987). La deficiencia de calcio de la dieta suele ser fácil de demostrar de esta forma. Puesto que las concentraciones de vitaminas de los alimentos son más variables y más dif íciles de predecir, la estimación de la ingestión diaria de vitaminas obtenida de esta forma debe interpretarse con cuidado. Tratamiento Los casos relativamente leves de osteopatías metabólicas causadas por desequilibrios o deficiencias de la dieta y en los que no hay otra causa subyacente responden bien y rápidamente si se corrige la dieta y puede ser posible corregir las deformidades leves de los huesos de las extremidades con férulas. Si el trastorno es grave, con múltiples fracturas patológicas, está indicada la eutanasia. Prevención Proporcionar una dieta con un equilibrio adecuado de nutrientes es la clave para prevenir todas las osteopatías metabólicas, e incluso las formas más raras (es decir, las que están causadas por hepatopatías o nefropatías subyacentes). Sin embargo, es más fácil decirlo que hacerlo. Existen dos 258 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo dificultades. La primera es que los conocimientos sobre las necesidades nutricionales, no de todas pero sí de algunas especies, son escasos (v., p. ej., Scott, 1986; Robbins, 1983); segundo, la preparación de dietas bien equilibradas para insectívoros o fructívoros, por ejemplo, puede ser una tarea compleja. Una vez que se han decidido los componentes en los que debe basarse la dieta y sus proporciones aproximadas (que deben basarse en los conocimientos sobre los hábitos de alimentación de las especies en el entorno salvaje), debe estimarse la composición de nutrientes de la dieta, utilizando el método descrito anteriormente o, mejor todavía, analizarse. Pueden compararse las concentraciones dietéticas, al menos de calcio, fósforo y vitamina D3, con las recomendaciones adecuadas. Deformidades por torsión y flexión de los huesos largos en aves en crecimiento James Kirkwood Figura 7.6 Desviación hacia dentro de la parte distal del tibiotarso en un ánade azulón (Anas platyrhynchos). Esto puede asociarse a tasas excesivas de ganancia de peso durante las primeras fases de crecimiento. Descripción Las deformidades por torsión y/o flexión de los tibiotarsos y los huesos tarsometatarsianos (figs. 7.5-7.11) y/o de los huesos de las alas, además de las que pueden atribuirse a las osteopatías metabólicas (v. más arriba), son frecuentes durante el per íodo de crecimiento en algunas especies de aves que se cr ían en cautividad (Kirkwood, 1993). Estas deformidades pueden producir desviaciones mediales o laterales, o rotaciones hacia dentro o hacia fuera de las partes inferiores de las extremidades. El síndrome se conoce de varias formas, «de la pata extendida», «síndrome de la pata inclinada» o «debilidad de la pata». La etiología de las deformidades comparables de los huesos de las alas produce «ala de ángel» o «ala extendida», en las que se produce una rotación hacia fuera, que probablemente es parecida. Algunas de estas distorsiones de los huesos de las extremidades pueden desarrollarse bastante deprisa (horas a días) y, si son graves, Figura 7.7 Rotación intensa (aproximadamente de 90°) del tibiotarso izquierdo de una barnacla nené (Branta sandvicensis) durante el crecimiento. Figura 7.5 Distorsión leve de la pata izquierda de una avutarda de cresta roja (Eupodotis ruficrista). Parece que se debe a la rotación del tibiotarso más que a la flexión hacia fuera del tarsometatarso. Deformidades por torsión y flexión de los huesos largos en aves en crecimiento ● 259 Figura 7.8 Articulación intertarsiana de un rea (Rhea americana) en crecimiento. Puede apreciarse una lesión en el lado izquierdo de la parte recientemente mineralizada del tarsometatarso proximal. Puede haber sido causada por un traumatismo o, posiblemente, por un trastorno metabólico de la placa de crecimiento unos días antes. Esto causó una flexión ligera del tarsometatarsiano proximal. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 7.10 Sección a través de la placa de crecimiento del tarsometatarso proximal de un rea en crecimiento, que ilustra la profundidad de la zona de proliferación (célula plana), en cuyo interior los vasos sanguíneos penetran profundamente desde el lado metafisario (distal). Figura 7.9 Huesos tarsometatarsianos de un rea joven, con deformidades por torsión y flexión. Figura 7.11 Deformidad por flexión lateral del tarsometatarso proximal de un sarus (Grus antigone) en crecimiento. El extremo proximal del tarsometatarso de esta especie crece rápidamente y parece probable, por tanto, que esta deformidad esté causada por un trastorno de la placa de crecimiento (trastorno metabólico), que produjo un enlentecimiento del lado lateral de la placa unos días antes de realizar la radiografía. 260 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo comprometen mucho la locomoción y la capacidad para caminar, por lo que pueden causar complicaciones potencialmente mortales. Como las osteopatías metabólicas, estas deformidades pueden ser frecuentes en las aves criadas en cautividad, pero parece que son muy raras en las aves que viven en libertad (aunque se han observado, p. ej., por Kreeger y Walser, 1984). Etiología Parece que existen varios factores que influyen en la incidencia de estos trastornos. Algunos factores pueden ser genéticos, puesto que las deformidades son más frecuentes en las especies grandes, de patas largas y precoces. Sin embargo, también afectan a aves acuáticas y gallináceas pequeñas y otras especies, y se han observado con una incidencia muy elevada en algunas estirpes de pollos domésticos criados en determinadas condiciones. Parece que la incidencia está influenciada por factores del entorno que pueden facilitar el crecimiento rápido, incluyendo el acceso ad libitum a dietas ricas en energía o proteínas y la falta de ejercicio. Varios desequilibrios o deficiencias de nutrientes se han relacionado con la etiología, pero en algunos casos parece que estas deformidades se producen incluso cuando las dietas están aparentemente bien equilibradas (Riddell, 1981). Algunos, y posiblemente todos, estos trastornos se originan debido a alteraciones de la placa de crecimiento. La velocidad a la que crece el extremo de un hueso en crecimiento está en función del número de células que se dividen en la placa de crecimiento cartilaginosa, la frecuencia a la que se dividen y el tamaño al que crecen antes de mineralizarse. Las aves de patas largas lo son porque los huesos de sus patas crecen rápidamente, y no durante un per íodo largo, si se compara con las que tienen las patas más cortas, y las tasas de crecimiento superiores a 1 mm/día no son poco frecuentes (Kirkwood et al., 1989). La diferencia de la velocidad del crecimiento de los huesos entre las especies se debe en gran medida a la variación del número de células que se dividen y, por tanto, al grosor de la placa de crecimiento cartilaginoso (Kember et al., 1990); por tanto, el precio del crecimiento rápido es la necesidad de unas placas de crecimiento relativamente gruesas (en el plano de crecimiento). Estas estructuras metabólicamente muy activas están irrigadas por vasos sanguíneos que hacen protrusión profundamente por encima y por debajo y que les aportan los nutrientes necesarios (Wise y Jennings, 1973), y los traumatismos y otras lesiones alteran fácilmente su función. Cualquier trastorno, como la alteración local de la irrigación sanguínea, hace más lento el crecimiento a un lado de la placa, lo que rápidamente causa una curvatura. Signos clínicos y post mortem Incluyen la rotación o la desviación de las extremidades inferiores. En la radiograf ía, además de la deformidad, el aspecto del hueso y de las placas de crecimiento puede ser normal. Debido a la velocidad rápida de crecimiento, las lesiones de la placa de crecimiento que dan lugar a la deformidad enseguida empiezan a desplazarse «hacia abajo» de la placa que avanza y es probable que queden ocultas cuando comienza a mineralizarse pocas horas después de producirse el problema. Tratamiento Si se detecta en una fase temprana, los cambios del tratamiento dirigidos a limitar la ingestión de alimentos ricos en energía o ricos en proteínas y a aumentar el nivel de actividad pueden detener la evolución de la deformidad del hueso de la extremidad. Las deformidades graves son dif íciles de tratar y es dif ícil manejar a las aves con estas deformidades. Stewart (1989), Jensen et al. (1992), Greenacre et al. (1994) y Gilsleider (1992) han descrito abordajes para el tratamiento, incluyendo la osteotomía desrotacional. Prevención La incidencia de estas distorsiones de los huesos de las extremidades pueden minimizarse alimentando a las aves con dietas correctamente equilibradas, evitando el acceso ad libitum a dietas ricas en proteínas y ricas en energía, animando a las aves a realizar ejercicio corriendo en el exterior, facilitando el acceso a la luz solar, y tomando medidas para minimizar el riesgo de traumatismos de las extremidades (y esfuerzos bruscos). Tendón deslizado, ala de ángel y dedos enrollados James Kirkwood Tendón deslizado Definición El tendón deslizado es el nombre que se da al trastorno en el que el tendón del gastrocnemio, en vez de discurrir sobre la parte caudal de la articulación intertarsiana, se desplaza lateral o medialmente. Esto impide la extensión eficaz de la extremidad inferior. Las aves afectadas tienen una cojera intensa y son incapaces de caminar con normalidad. El trastorno a veces se denomina perosis. Etiología En muchos libros de texto antiguos sobre nutrición de las aves, se afirmaba que la causa de la perosis era una deficiencia de manganeso. Sin embargo, otras deficiencias de nutrientes (incluyendo deficiencias de vitamina B6 y B12, biotina, colina y metionina) y otros factores también pueden causar o predisponer a este trastorno. Puede producirse como una secuela de deformaciones mediales o laterales del tarsometatarso (cuya etiología es compleja y multifactorial, v. más arriba), porque, una vez que el tibiotarso y el tarsometatarso quedan desalineados, se producen unas fuerzas oblicuas considerables sobre el tendón, especialmente cuando se extiende la articulación. Inanición Signos clínicos y post mortem Las aves afectadas son incapaces de extender la articulación intertarsiana de forma eficaz y, por tanto, no pueden caminar o mantenerse de pie con normalidad sobre la extremidad afectada. A la palpación, puede sentirse que el tendón es móvil; cuando la articulación intertarsiana se flexiona, tiende a deslizarse hacia la cara medial o lateral de la articulación. Típicamente, es una enfermedad de las aves jóvenes, en crecimiento y precoces, pero también puede ser el resultado de un traumatismo en los adultos de cualquier especie. ● 261 de las plumas primarias, que puede aparecer ya a los 2 días de edad (Sukhanova, 1992), haciendo que la punta del ala gire hacia fuera (Kear, 1973; Olsen 1994), el calor excesivo al principio del per íodo de crecimiento (White, 1985), una ingestión elevada de proteínas (Olsen, 1994), deficiencia de manganeso (Olsen, 1994) y factores genéticos (Wallach y Boever, 1983). Tratamiento y prevención Generalmente, el ala de ángel se corrige pegando el ala con cinta sobre sí misma (en vez de alrededor del cuerpo) en la posición anatómica normal durante 3-5 días. Tratamiento y prevención © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. El tratamiento es dif ícil y, aunque la etiología no se conoce del todo, se cree que se relaciona principalmente con deficiencias de la dieta; así, proporcionar una dieta bien equilibrada es el abordaje principal para la prevención. A lo largo de los años, se han propuesto varias técnicas quirúrgicas para corregir los tendones deslizados, principalmente en las anseriformes. Una técnica especialmente útil consiste en diseccionar el tendón desplazado desde cualquier adherencia y volver a colocarlo en el surco troclear. Entonces se sutura la vaina del tendón al periostio lateral y al retináculo, utilizando suturas sueltas simples con material absorbible fino (Olsen, 1994). Recientemente, se ha descrito una técnica innovadora para reparar el tendón deslizado en un gansito. La técnica supuso la colocación de una grapa quirúrgica en cada cóndilo del tibiotarso distal. El tendón volvió a colocarse sobre la tróclea entre dos grapas y se mantuvo en su lugar utilizando un tejido y haciendo un nudo con un cable estéril sobre el tendón y a través de las grapas (Brown, 2000). La piel se suturó utilizando suturas sueltas simples. Las grapas y el nudo de cable se retiraron 4 días después, puesto que el ave era incapaz de caminar libremente utilizando la extremidad, y se observó que el tendón estaba atrapado con el nudo de cable y no podía moverse libremente a lo largo de la tróclea. A pesar de ello, el ave se recuperó sin incidentes y continuó creciendo hasta hacerse adulta (Brown, 2000). También se ha demostrado la utilidad de una intervención no invasiva, que consiste en colocar grapas sobre la piel para reducir temporalmente el tendón desplazado. Ala de ángel Dedos enrollados Definición Los dedos enrollados son la rotación media de las falanges en las aves jóvenes en crecimiento. Este trastorno se observa con más frecuencia en las avutardas (Naldo et al., 1998) y las ratites (Stewart, 1994). Etiología Se ha sugerido que los dedos enrollados se desarrollan de forma secundaria a perosis (Gewalt y Gewalt, 1966). La deficiencia de riboflavina y la malposición embrionaria son factores que pueden causar este trastorno (Anderson, 1983). En los avestruces, la incidencia de dedos enrollados parece que se relaciona con anomalías genéticas, problemas de incubación y suelos inadecuados durante la primera semana de vida (Stewart, 1994). Tratamiento y prevención Los dedos enrollados se corrigen habitualmente colocando férulas sujetándolas con cinta adhesiva. En las especies más grandes, está más indicado utilizar cinta termoplástica, tubos de goma o férulas almohadilladas de aluminio. Inanición James Kirkwood Definición El ala de ángel o ala deslizada puede definirse como la rotación lateral de la parte distal del ala en aves jóvenes en crecimiento. Parece que este trastorno afecta principalmente a algunas especies de aves acuáticas (Kear, 1973; Olsen, 1994) y avutardas (Sukhanova, 1992; Naldo et al., 1998). Etiología Existen diferentes factores que pueden contribuir al desarrollo del ala de ángel, y que incluyen el peso añadido de las quillas llenas de sangre durante el crecimiento rápido Definición La desnutrición es el estado de depleción grave de las reservas de energía debido a la ausencia total de ingestión de alimentos. La disminución crónica de la ingestión a niveles inferiores de los necesarios para satisfacer las demandas energéticas se denomina inanición. A menos que se inviertan, ambas causan la muerte debido al consumo total de las reservas de energía o a complicaciones secundarias (metabólicas o infecciosas). En el momento de la muerte, pueden haberse utilizado todos los lípidos no estructurales. El aporte de alimentos regula el límite final del tamaño 262 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo de las poblaciones y, puesto que las demandas de las poblaciones que viven en libertad suelen superar el aporte, la desnutrición es una causa común de mortalidad en los animales de muchas especies y una causa de mortalidad en masa. En los animales cautivos, la desnutrición es rara, pero la inanición puede deberse a un cálculo erróneo de las necesidades (especialmente en los polluelos recién nacidos) o a la inmovilización excesiva de la ingestión de alimentos en las aves que se utilizan para la cetrer ía para que mantengan el «entusiasmo». Etiología La inanición puede estar causada por: 1) factores del entrono que causan una disminución de la ingestión de alimentos (p. ej., fracaso del aporte de alimentos o condiciones climáticas que impiden la búsqueda de comida) o un aumento del gasto energético (p. ej., climas fr íos), y 2) factores intr ínsecos que disminuyen el apetito o que comprometen la capacidad para encontrar, aprehender, ingerir, digerir o metabolizar los alimentos. La ausencia completa de ingestión de alimentos produce una depleción rápida de los almacenes de glucógeno e intercambio al catabolismo de las grasas y proteínas. En la desnutrición, los hidratos de carbono derivan del catabolismo de las proteínas mediante gluconeogénesis. Durante el ayuno, la pérdida de peso se debe a la pérdida de grasa, proteínas y agua, en unas proporciones que hacen que la densidad energética que normalmente se pierde en los tejidos (peso) sea de aproximadamente 2-3 kcal/g (Kirkwood, 1981; Robbins, 1983). Signos clínicos En las últimas fases se producen debilidad y letargia. Las aves con desnutrición están delgadas a la palpación y pueden pesar tan poco como el 66% de lo normal. Pueden tener anemia, leucopenia, aumento de la urea y la creatinina, hipoproteinemia y quizá hipocalcemia (fig. 7.12). Hallazgos post mortem El rigor mortis puede ser débil o estar ausente, se observa ausencia de grasa, consumo muscular y ausencia de otras patologías importantes (aunque puede haber signos de infecciones oportunistas). El aparato digestivo suele estar vacío, aunque no siempre es así. Tratamiento y prevención Excepto en los casos extremos, las aves afectadas suelen responder bien cuando se les proporciona un aporte adecuado de alimentos de buena calidad. En los casos extremos, en el tratamiento inicial es importante administrar líquidos y nutrientes por vía parenteral. Evidentemente, la prevención en los animales cautivos depende de una alimentación adecuada. Idealmente, debe vigilarse el estado corporal (peso) y, si no se proporcionan alimentos ad libitum, la vigilancia debe ser estrecha. Figura 7.12 El halcón sacre (Falco cherrug) de la fotografía se presentó con antecedentes de disminución del apetito de 2 semanas de duración. Tenía una emaciación intensa y estaba deshidratado. En la exploración se descubrió que el halcón tenía una infección grave por cándidas que afectaba al buche. AGRADECIMIENTOS La mayor parte de mi trabajo sobre el crecimiento óseo de las aves se realizó en el Institute of Zoology, Londres. Estoy muy agradecido al Sr. Tony Fitzgerald y a otros miembros del personal del Veterinary Science Department del Institute of Zoology por realizar las radiograf ías y al Sr. Terry Dennett por la fotograf ía. BIBLIOGRAFÍA Anderson MP (1983) Bone disease in neonatal and juvenile birds. Proceedings of the American Association of Zoo Veterinarians, pp. 171–175. Brown CS (2000) An innovative repair method for slipped tendon. 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La velocidad de crecimiento de las aves se relaciona con su peso corporal final, la tasa metabólica y la ingestión de alimentos. En las aves salvajes existe un equilibrio entre la velocidad de crecimiento y el tiempo que el ave depende de sus padres. Existen muchos motivos por los que para las aves jóvenes representa una ventaja crecer rápidamente hasta independizarse, pero la velocidad se equilibra por el riesgo para los padres (Starck y Ricklefs, 1998). Las cr ías de aves altriciales (como los loros) dependen completamente de sus padres para que las alimenten y protejan durante el crecimiento, y permanecen en el nido; pero crecen rápidamente. Este crecimiento rápido es posible si los huesos permanecen débiles; la deformidad se previene manteniendo al ave en un espacio de anidamiento pequeño que le impide moverse mucho. Excepto cuando se están alimentando, estos bebés permanecen amontonados, en estrecha relación unos con otros, y apoyándose entre ellos (fig. 7.13). Carrier y Leon (1990) exploraron el patrón de crecimiento de los huesos de la gaviota de California (Larus californicus). Las cr ías nuevas de gaviota pueden empezar a correr y a nadar en los primeros 2 días después de la eclosión. Sin embargo, no vuelan hasta que tienen al menos 42 días de edad. Se evaluó la fuerza de los huesos largos rompiendo la tensión; esto demostró que los huesos de las extremidades inferiores tenían una fuerza relativa parecida a la de las aves adultas a lo largo del per íodo de crecimiento debido al aumento del espesor; Osteodistrofia conductual © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Nigel H. Harcourt-Brown Existen pocas dudas de que la causa de la osteodistrofia en las aves criadas en cautividad, como los loros, es principalmente la mala nutrición, pero otros factores también pueden intervenir, causando deformidad ósea. Existen pocos estudios en los que se haya revisado la incidencia de la osteodistrofia juvenil en las aves. Se realizaron radiograf ías de todo el cuerpo como parte de su exploración clínica a un grupo de 36 loros grises (Psittacus erithacus), criados a mano, no relacionados entre sí. Todas las aves habían terminado de crecer, su esqueleto era maduro, y sus dueños no pensaban que hubieran sufrido ningún problema ortopédico. En este grupo, se encontró que el 44% tenían signos radiológicos de osteodistrofia juvenil previa que se había producido durante el Figura 7.13 En un nido de loros (Pionus fuscus), las aves jóvenes descansan en montones apoyándose unas sobre otras. Esta conducta tiene muchas ventajas; ayudar al crecimiento óseo normal es una de ellas. 264 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo los huesos de las alas estaban relativamente menos desarrollados y débiles durante todo el per íodo de crecimiento. Cuando las aves alcanzaban la masa corporal máxima y comenzaban a ejercitar las alas, la fuerza de los huesos de las alas aumentaba rápidamente hasta igualar a la de las aves adultas. Basándose en varios parámetros, Carrier y Leon (1990) dedujeron que existía una equivalencia temporal entre el desarrollo y las necesidades de energía: el desarrollo temprano de las aves requiere un aporte de energía que podr ía utilizarse «mejor» para otras funciones más cr íticas para el desarrollo. En un loro típico (p. ej., loro crepuscular, Pionus fuscus), Harcourt-Brown (2003) demostró que, en circunstancias «normales», los loros no empiezan a caminar hasta que termina la madurez esquelética y hasta que la mayor ía de las plumas han dejado de crecer, se vuelven neumáticos y el peso es el menor posible. En el nido, estas aves se movían relativamente muy poco, manteniéndose en un grupo muy unido que soportaba su esqueleto en crecimiento, relativamente débil (v. fig. 7.13). A los 50 días de edad, en el momento en el que los huesos dejaron de crecer, trepaban hasta la entrada del nido, pero volvían a entrar en él si se asustaban. El día 51 empezaron a mover las alas vigorosamente dentro del nido. El día 53 los loros mayores salieron del nido. Utilizando las medidas obtenidas de las radiograf ías, los huesos de las patas ya no parecían más gruesos (y, por tanto, más fuertes) que los de las alas. Durante el curso de este estudio, se observó un reflejo conductual: las aves en crecimiento que se sacaban del nido y se colocaban solas en una superficie plana se mantenían de pie y caminaban hasta que se las sujetaba (fig. 7.14). En cuanto se colocaban otra vez con sus hermanos, volvían a amontonarse con ellos y se recostaban. Esta conducta refleja una gran ventaja en una cavidad de anidamiento grande. Un ave bebé que se separa de sus hermanos caminará hasta que se choque con ellos y después reasumirá su posición en el montón, lo que le proporciona calor, protección y apoyo esquelético, así como una «posibilidad de tener suerte» en el momento de alimentarse. Otros grupos de aves altriciales comparten el reflejo de apiñarse/caminar. Los zoólogos lo han observado en las rapaces (Newton, 1978) y las paserinas pequeñas, como el carricero común (Acrocephalus scirpaceus) (A. Radford, comunicación personal). Ahora se cr ían muchos loros en cautividad y, debido a este reflejo, se les suele permitir moverse de esta forma anormal, e incluso se les anima a ello. Se ha supuesto que este aumento de la actividad normal y la ausencia de apoyo de los hermanos podr ían predisponer a estas aves criadas a mano a desarrollar deformidades óseas patológicas. Cuando las aves se ponen de pie y caminan, el tibiotarso soporta la mayor tensión, por lo que primero se deforma este hueso. Si las aves se alimentan con una dieta con deficiencias de calcio y vitamina D3, la mala mineralización del esqueleto aumentará la incidencia y la gravedad de estas anomalías esqueléticas. Cuando se cr ían en cautividad aves jóvenes de cualquier especie, parece una precaución sensata intentar imitar su conducta natural cuando le cuidan sus padres en la naturaleza (figs. 7.15 y 7.16). Idealmente, a las aves que crecen en nidos se les debe proporcionar un nido de las mismas dimensiones. En una ocasión en que se criaron cautivos turacos de mejillas blancas (Turaco leucotis) con una dieta aparentemente bien equilibrada, les siguieron afectando las deformidades óseas durante el crecimiento. Sin cambiar la dieta, esto se previno en la siguiente nidada manteniendo a las aves en un nido para turacos durante el per íodo de crecimiento; se movieron menos y parecía que estaban mejor apoyados (J. Wayne, comunicación personal). Muchas aves de patas largas, como las grullas (Gruidae) y los flamencos (Phoenicopteridae), son relativamente hiperactivas cuando carecen del cuidado y la guía de sus padres (fig. 7.17). Esto causa deformidades rotacionales de los huesos largos así como deformidades Figura 7.14 Un loro (Pionus senilis) criado por sus padres, en la mitad de su período de crecimiento, aislado de sus hermanos, aunque no se le anime, se pone de pie y empieza a caminar. Su pesado compartimento visceral hace necesario que extienda las patas, aplicando una fuerza anormal sobre los tibiotarsos y el fémur; las posibilidades de que se produzcan deformidades por flexión y rotación son evidentes. Figura 7.15 Las grullas damisela (Anthropoides virgo) pasan tiempo protegiendo a su descendencia y buscándoles comida. Las patas de estas aves jóvenes crecen muy deprisa. Las aves buscan comida y se la dan a las aves jóvenes. Cuando los llaman para comer, los pollos llegan de una forma lenta y deliberada; las llamadas de alerta provocan una respuesta de agazapamiento. (Por cortesía de S. Parkes.) Osteodistrofia conductual Figura 7.16 Cuando las grullas no están buscando comida se sientan de forma protectora y el polluelo se sienta entre ellas, lo que permite al ave joven reposar. En los corderos, se ha demostrado que el crecimiento del hueso tiene lugar durante el período de reposo (Noonan et al., 2004); es probable que ocurra lo mismo en las aves, lo que hace que el reposo sea muy importante para los huesos de crecimiento rápido. (Por cortesía de Mr. J. Chitty.) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 7.17 La fotografía muestra una grulla manchú (Grus japonensis) que se está criando de forma artificial. Esta ave es mucho más activa que los pollos criados por los padres, pasa más tiempo caminando y corriendo sin impedimentos sobre una superficie concreta. La alarma causa un aumento de los movimientos y movimientos de pánico. (Por cortesía de Mr. J. Chitty.) ● 265 que existen en varios tamaños, pero suelen ser relativamente grandes. La caja suele estar recubierta con papel absorbente, como papel de cocina; en la parte superior del plástico, puede hacerse una superficie resbaladiza. Generalmente, las aves se sacan de la caja para alimentarlas, lo que también es una medida higiénica. Suelen sujetarse con la mano mientras se las alimenta, lo que puede forzar a las patas en posturas anormales. Cuando las aves crecen, intentan salir de las cajas y, con frecuencia, utilizan las alas para subir. Descansan sobre su esternón y, en las cajas pequeñas, con las alas colgando a los lados. Cuando las aves han llegado a la mitad o dos tercios de su crecimiento, suelen colocarse, como un grupo, en una caja grande donde puedan caminar. Los loros de compañía jóvenes suelen venderse a sus nuevos dueños antes de que las plumas hayan crecido del todo y mientras todavía se les cr ía a mano. Desde una edad temprana, los loros jóvenes responden a la alimentación y a la persona que les alimenta con entusiasmo. Es muy frecuente que se permita a los pollos que están a mitad del proceso de crecimiento correr detrás de la cuchara o la jeringa con la que se les alimenta. La alimentación a mano fomenta las conductas f ísicas anormales en los loros que están creciendo y otras aves, lo que exacerba los efectos de una dieta deficiente y fomenta la aparición de deformidades esqueléticas. Es posible que en algunas aves el ejercicio excesivo sea un factor etiológico principal, más que menor, de las deformidades óseas. Puede limitarse el movimiento de las aves durante la cr ía en cautividad imitando las condiciones de anidamiento naturales tanto como sea posible: un área de anidamiento limitada con paredes sólidas altas y un suelo blando que pueda adaptarse a la forma del cuerpo (p. ej., virutas de madera con papel de cocina); la presencia de hermanos, otros loros de tamaño parecido o un almohadillado adecuado para sustituir el apoyo de los hermanos para las aves que están solas; reducir la intensidad de la luz en los per íodos en los que no se les está alimentando; y tener mucho cuidado cuando se mueve y se alimenta a las aves jóvenes. Muchos criadores ya hacen esto con sus aves. BIBLIOGRAFÍA Carrier D, Leon LR (1990) Skeletal growth and function in the California gull (Larus californicus). Journal of the Zoological Society of London 222: 375–389. Harcourt-Brown NH (2003) The incidence of juvenile osteodystrophy in handreared grey parrots (Psittacus e. erithacus). Veterinary Record 152: 438–439. Newton I (1978) Feeding and development of sparrowhawk Accipiter nisus nestlings. Journal of the Zoological Society of London 184: 465–487. por flexión. Se han observado cambios parecidos en las aves de corral que se alimentan ad libitum, y la sobreactividad causada por un fotoper íodo excesivo (23 h de luz) mientras están creciendo aumenta la incidencia de anomalías óseas, incluyendo deformidades por rotación; Whitehead (1992) revisó este tema. En las aves jóvenes criadas en cautividad, la edad a la que les separa de sus padres var ía, pero es posible criarlas a mano desde el momento de la eclosión. Los loros más jóvenes son más fáciles de entrenar y alimentar a mano que los más mayores. Es muy dif ícil mantener a las aves limpias. Para combatir este problema, las aves en crecimiento se mantienen en cajas de plástico, Noonan KJ, Farnum CE, Leiferman EM et al. (2004) Growing pains: are they due to increased growth during recumbency as documented in a lamb model? Journal of Pediatric Orthopaedics 24: 726–731. Starck JM, Ricklefs RE (1998) Avian Growth and Development. Oxford University Press, New York. Whitehead CC (1992) Bone Biology and Skeletal Disorders in Poultry. Carfax Publishing, Abingdon. LECTURAS COMPLEMENTARIAS Classen HL, Riddell C (1989) Photoperiodic effects on performance and leg abnormalities in broiler chickens. Poultry Science 68: 873–879. Harcourt-Brown NH (2004) Development of the skeleton and feathers of dusky parrots (Pionus fuscus) in relation to their behaviour. Veterinary Record 154: 42–48. 266 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo Huff WE (1980) Evaluation of tibial dyschondroplasia during aflatoxicosis and feed restriction in young broiler chickens. Poultry Science 59: 991–995. Kestin SC, Su G, Sorensen P (1999) Different commercial broiler crosses have different susceptibilities to leg weakness. Poultry Science 78: 1085–1090. Paresia por captura Thomas A. Bailey Este apartado trata sobre la paresia por captura, que es una causa importante de mortalidad de las aves durante los episodios de captura y transporte (Spraker et al., 1987). Aunque cuando se capturan ungulados salvajes se produce un trastorno muy parecido que se conoce muy bien (Harthoorn y Young, 1974; Harthoorn, 1976; Wallace et al., 1987; Robinson et al., 1988; Spraker, 1993), esta complicación ha recibido menos atención en las aves. Se conoce por un amplio rango de nombres, como distrofia muscular, trastorno de la captura, miopatía de la captura, polimiopatía de la captura, enfermedad por exceso de tensión, enfermedad del músculo blanco, parálisis de las patas, necrosis muscular, necrosis muscular idiopática, rabdomiólisis del ejercicio, miopatía por estrés, miopatía transitoria, degeneración muscular difusa y síndrome de estrés del músculo blanco (Spraker, 1993). Definición Blood y Studdert (1988) definieron la paresia como «parálisis ligera o incompleta, e incluye a los animales que pueden intentar levantarse, pero que no son capaces de hacerlo, los que pueden levantarse con ayuda, los que pueden levantarse y caminar con grandes dificultades como caídas frecuentes, y los que pueden ponerse de pie y caminar sin ayuda, pero con ligeros trastornos locomotores». Especies afectadas La paresia por captura y otras miopatías degenerativas se han descrito en las siguientes especies: ● ● ● ● ● ● ● Flamenco común (Phoenicopterus ruber roseus) y flamenco enano (Phoeniconaias minor) (Young, 1967). Secretario (Sagittarius serpentarius) (Heerden, 1977). Avestruces (Struthio camelus), emúes (Dromaius novaehollandiae) y reas (Rhea Americana) (Heerden, 1977; Rae, 1992; Stewart, 1994; Tully et al., 1996). Aguja colipinta (Limosa lapponica) (Minton, 1980). Grulla canadiense (Grus canadensis) (Windingstad et al., 1983; Carpenter et al., 1991). Grulla trompetera (Grus americana) (Gainer, 1988). Barnacla canadiense (Branta canadensis) (Chalmers y Barrett, 1982). Figura 7.18 Avutarda hubara (Chlamydotis undulata) recostada, con paresia relacionada con la captura. ● ● ● ● Pavos (Meleagris gallopavo) (Atkinson y Forrester, 1987; Spraker et al., 1987; Jessup, 1993). Grulla coronada cuelligr ís africana (Balearica regulorum gibbericeps) (Brannian et al., 1981). Avutarda hubara (Chlamydotis undulata macqueenii), avutarda kori (Ardeotis kori) y avutarda de cresta roja (Eupodotis ruficrista, fig. 7.18) (Bailey et al., 1996a, 1996b). Pavo doméstico (Meleagris gallopavo) (Cardona et al., 1992). Patogenia No se conoce bien la patogenia exacta de la paresia por captura, pero implica el metabolismo anaerobio durante una actividad muscular intensa (Harthoorn, 1976; Wallace et al., 1987). El ácido láctico que produce el músculo causa acidosis local y sistémica, que produce lesiones y signos clínicos de paresia (Harthoorn, 1976; Chalmers y Barrett, 1982). El pH bajo a nivel tisular produce un aumento de la permeabilidad de las membranas celulares y lisis celular, por lo que se liberan enzimas intracelulares en la sangre, como creatina cinasa (CK), lactato deshidrogenasa (LDH) y aspartato aminotransferasa (AST) (Harthoorn, 1975; Chalmers y Barrett, 1982). Las concentraciones elevadas de CK y AST en el suero o el plasma reflejan así la lesión del músculo esquelético y cardíaco. Parece que el aumento de las concentraciones séricas de CK es un índice más sensible y específico de la lesión muscular tanto en los mamíferos (Chalmers y Barrett, 1982) como en las aves (Franson, 1982; Lumeij, 1988a, 1988b, 1993; Cardona et al., 1992). Hay que observar que no todos los aumentos de la actividad plasmática de CK indican enfermedad: por ejemplo, se sabe que las concentraciones de CK aumentan de forma espectacular en las avutardas sanas cuando se las maneja (Bailey et al., 1997). Signos clínicos y anamnesis Se ha considerado que existen varios factores que predisponen a las aves a la paresia por captura, e incluyen: Paresia de la captura ● ● ● ● ● ● ● ● Persecución extenuante durante las operaciones de captura. Manejo y ejercicio prolongado. Traslados. Malas condiciones de transporte. Posibles deficiencias de vitamina E y de selenio. Trastornos intercurrentes. Climas cálidos. Sujeción de las alas. ● ● ● ● Depresión. Paresia o parálisis de las extremidades. Sentarse sobre los tarsos. Decúbito lateral o esternal con rechazo a levantarse o moverse. Muerte durante o después de la captura, el manejo o el traslado. Anamnesis Causa posible Traumática Fracturas o luxaciones vertebrales Fracturas múltiples Fracturas pélvicas Dislocaciones o esguinces Neuritis (nervios periféricos) Encefalitis o encefalomielitis Abscesos intervertebrales Septicemia con infección espinal Nefritis Infecciones víricas, incluidos PMV-3, reovirus, papovirus y virus de Pacheco Infecciones bacterianas, que incluyen Chlamydia, Listeria, Yersinia, Salmonella y Streptococcus Infecciones fúngicas, incluida la aspergilosis, que afectan al sistema nervioso central Sospecha de deficiencia de vitamina E/selenio Fracturas múltiples secundarias a osteopatía metabólica Parálisis del obturador por puesta difícil Huevos aglutinados o retraídos Rotura de las patas por hipocalcemia Huevos ectópicos, puesta abdominal Adenocarcinoma renal Fibrosarcoma Otras neoplasias o lesiones que ocupan espacio Botulismo Intoxicación por plomo Intoxicación por flurazolidona e ionóforos Litiasis cloacal Infecciosa Metabólica/ nutricional Reproductora En muchos casos se produce mortalidad aguda y se cree que está causada por necrosis y traumatismos del miocardio, mientras que la necrosis de los músculos de los muslos y las alas produce parálisis de las extremidades (Young, 1967). La disposición generalmente excitable de las ratites predispone a estos animales a miopatía, especialmente en los centros donde las condiciones no son adecuadas. Los factores dietéticos son importantes cuando se investigan los brotes de miopatías. Se ha observado miopatía en los pelícanos (Pelicanus occidentalis) tras la hipovitaminosis E causada por alimentación con alimentos rancios (Shivaprasad et al., 2002). La intoxicación por monensina se ha relacionado con miopatía degenerativa en los avestruces (Baird et al., 1997). Neoplásica Envenenamiento Otras ● ● Diagnóstico diferencial Hay que tener en cuenta otras causas de paresia o parálisis de las extremidades inferiores y descartarse en el diagnóstico diferencial de este trastorno. En la tabla 7.1 se presenta una lista completa de las causas posibles de paresia y parálisis en las aves. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Diagnóstico El diagnóstico de la paresia por captura se basa en tener en cuenta la anamnesis, los signos clínicos y la detección de concentraciones plasmáticas elevadas de CK, AST y LDH. 267 TABLA 7.1 Diagnóstico diferencial de las causas de paresia y parálisis en las aves Los signos clínicos de la paresia por captura son: ● ● Hemorragia en la musculatura de las patas y las alas. Petequias en el miocardio. La histopatología es importante para el diagnóstico de este trastorno, porque no siempre se detectan lesiones visibles macroscópicamente en la exploración post mortem (Gainer, 1988). Microscópicamente, los cambios principales incluyen necrosis del miocardio y del músculo esquelético. También pueden detectarse signos de insuficiencia renal. En otro apartado se describen exhaustivamente los cambios microscópicos asociados a este trastorno (Young, 1967; Windingstad et al., 1983; Spraker et al., 1987; Carpenter et al., 1991; Rae, 1992). Tratamiento Cambios post mortem Los siguientes hallazgos macroscópicos se han observado en la exploración post mortem de aves que murieron debido a paresia por captura (Young, 1967; Windingstad et al., 1983; Spraker et al., 1987; Carpenter et al., 1991; Cardona et al., 1992; Rae, 1992): El objetivo principal del tratamiento es controlar el shock y la hipertermia (fig. 7.19): ● ● ● ● ● Focos blancos o pálidos de pequeños a grandes y bandas en el miocardio, los músculos de las extremidades posteriores y los músculos pectorales. Roturas musculares. ● ● ● Bicarbonato sódico intravenoso y oral para corregir la acidosis. Fluidoterapia para restaurar la presión arterial y el volumen sanguíneo. Vitamina E y selenio por vía parenteral y complejos vitamínicos. Corticoesteroides. Enfriar al ave si tiene hipertermia. Posiblemente, estimulantes cardíacos y respiratorios. 268 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo ● ● ● ● Utilizar técnicas de captura adecuadas y aprobadas para la especie que se va a capturar. Ser consciente de que algunas especies, como los pavos salvajes, son más susceptibles a este trastorno que otras (Spraker et al., 1987). Transportar a las aves en contenedores bien ventilados. Condicionar y entrenar a los grupos de animales, lo que puede disminuir la mortalidad asociada a los métodos más antiguos de captura, que implicaban utilizar la fuerza. BIBLIOGRAFÍA Figura 7.19 El tratamiento de apoyo, incluida la fisioterapia, es importante para las aves con paresia relacionada con la captura. Atkinson CT, Forrester DJ (1987) Myopathy associated with megaloschizonts of Haemoproteus meleagridis in a wild turkey from Florida. Journal of Wildlife Diseases 23: 495–498. Bailey TA, Samour JH, Naldo J et al. (1996a) Causes of morbidity in bustards in the United Arab Emirates. Avian Diseases 40: 121–129. Bailey TA, Nicholls PK, Samour JH et al. (1996b) Post-mortem findings of bustards in the United Arab Emirates. Avian Diseases 40: 296–305. Bailey TA, Wernery U, Naldo J, Samour JH (1997) Concentrations of creatine kinase and lactate dehydrogenase in captive houbara bustards (Chlamydotis undulata macqueenii) following capture. Comparative Haematology International 7: 113. Baird GJ, Caldow GL, Peek IS, Grant DA (1997) Monensin toxicity in a flock of ostriches. Veterinary Record 140: 624–626. Blood DC, Studdert VP (1988) Baillière’s Comprehensive Veterinary Dictionary. Baillière Tindall, London. Brannian RE, Graham DL, Creswell J (1981) Restraint associated myopathy in East African crowned cranes. Proceedings of the American Association of Zoo Veterinarians, Seattle, pp. 21–23. Cardona CJ, Bickford AA, Galey FD et al. (1992) A syndrome in commercial turkeys in California and Oregon characterized by rearlimb necrotizing myopathy. Avian Diseases 36: 1092–1101. Carpenter JW, Thomas NJ, Reeves S (1991) Capture myopathy in an endangered sandhill crane (Grus canadensis pulla). Journal of Zoo and Wildlife Medicine 22: 488–493. Figura 7.20 Puede fabricarse un cabestrillo para sujetar a las aves con paresia. Chalmers GA, Barrett MW (1982) Capture myopathy. In: Hoff GL, Davis JW (eds) Non-infectious Diseases of Wildlife, pp. 84–89. Iowa State University Press, Ames, IA. Franson JC (1982) Enzyme activities in plasma, liver, and kidney of black ducks and mallards. Journal of Wildlife Diseases 18: 481–485. Se ha intentado sujetar a las aves afectadas en cabestrillos (fig. 7.20) y proporcionarles fisioterapia en forma de masajes y sumergiéndoles las extremidades en agua templada. Los casos leves de paresia pueden recuperarse, pero el pronóstico es malo para los casos graves. Prevención La miopatía por captura es dif ícil de tratar y deben realizarse todos los esfuerzos posibles para prevenir el problema. Las recomendaciones para minimizar el problema son: ● ● ● Suplementos de vitamina E y de selenio antes de los episodios de captura, manejo y/o traslado (Mushi et al., 1998). Capturar a las aves los días con condiciones medioambientales aceptables. Reducir al mínimo la duración del manejo y el forcejeo para evitar la hipertermia. Gainer RS (1988) Capture mortality of a young whooping crane (Grus americanus). Proceedings of the American Association of Zoo Veterinarians and American Association of Wildlife Veterinarians, Toronto, p. 57. Harthoorn AM (1975) Operative factors in capture myopathy. Proceedings of the World Veterinary Congress, Thessalonika. Harthoorn AM (1976) The Chemical Capture of Animals, pp. 103–106. Baillière Tindall, London. Harthoorn AM, Young E (1974) A relationship between acid–base balance and the acute phase of capture myopathy (so-called over-straining disease) in zebra (Equus burchelli) and an apparent therapy. Veterinary Record 95: 337–342. 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Intoxicación por cloruro de amonio en falconiformes Mushi EZ, Isa JEW, Chabo RG, Binta MG (1998) Selenium-vitamin E responsive myopathy in farmed ostriches (Struthio camelus) in Botswana. Avian Pathology 27: 326–328. Rae M (1992) Degenerative myopathy in ratites. Proceedings of the Association of Avian Veterinarians, New Orleans, pp. 328–335. Robinson WF, Wyburn RS, Grandage J (1988) The skeletal system. In: Robinson WF, Huxtable CRR (eds) Clinicopathologic Principles for Veterinary Medicine, pp. 383–384. Cambridge University Press, Cambridge. Shivaprasad HL, Crespo R, Puschner B et al. (2002) Myopathy in brown pelicans (Pelicanus occidentalis) associated with rancid feed. Veterinary Record 150: 307–311. Spraker TR (1993) Stress and capture myopathy in artiodactylids. In: Fowler ME (ed.) Zoo and Wild Animal Medicine Current Therapy 3, pp. 481–489. WB Saunders, Philadelphia. Spraker TR, Adrian WJ, Lance WR (1987) Capture myopathy in wild turkeys (Meleagris gallopavo) following trapping, handling and transportation in Colorado. Journal of Wildlife Diseases 23: 447–453. Stewart J (1994) Ratites. In: Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR (eds) Avian Medicine: Principles and Application, pp. 1307–1308. Wingers Publishing, Lake Worth, FL. Tully TN, Hodgin C, Morris M et al. (1996) Exertional myopathy in an emu (Dromaius novaehollandiae). Journal of Avian Medicine and Surgery 10: 96–100. Wallace RS, Bush M, Montali RJ (1987) Deaths from exertional myopathy at the National Zoological Park from 1975 to 1985. Journal of Wildlife Diseases 23: 454–462. Windingstad RM, Hurley SS, Sileo L (1983) Capture myopathy in a free-flying greater sandhill crane (Grus canadensis tabida) from Wisconsin. Journal of Wildlife Diseases 19: 289–290. Young E (1967) Leg paralysis in the greater flamingo and lesser flamingo. International Zoo Yearbook 7: 226–227. Toxicología © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Jaime Samour La toxicología es el área de la medicina que estudia la actividad de las sustancias químicas sobre los sistemas biológicos. Normalmente, estos compuestos se denominan tóxicos o sustancias tóxicas, venenos y toxinas. El término toxina debe utilizarse sólo y exclusivamente para definir una proteína producida por un organismo biológico, como una planta superior, algunos animales y bacterias patógenas, que es tóxica para otros organismos vivos. La toxicosis, el envenenamiento y la intoxicación se relacionan con los trastornos causados por la actividad de compuestos químicos. Las sustancias tóxicas pueden ser exógenas o endógenas. Las sustancias exógenas son las que se originan en el exterior del organismo. Incluyen: 1) compuestos sintéticos o fabricados por el hombre, como los pesticidas, y 2) compuestos naturales o que se producen de forma natural, como los que se encuentran en las plantas y los hongos tóxicos. Las sustancias tóxicas endógenas son las que se originan en el interior del organismo, e incluyen principalmente toxinas producidas por bacterias u hongos patógenos. Las aves en cautividad son especialmente susceptibles a varias toxicosis debido a su naturaleza curiosa. Con mucha frecuencia se permite a las aves de compañía que vuelen libremente dentro de las casas y pueden acceder fácilmente a productos domésticos, como detergentes, pesticidas, desinfectantes, plantas tóxicas y ● 269 agentes inhalantes, que pueden dañarlas. En los aviarios, los zoológicos, los parques y las granjas, las aves pueden entrar en contacto con materiales de construcción, plantas tóxicas o elementos que les arrojan los visitantes y que también podr ían ser perjudiciales para su salud. Las aves que viven en libertad entran en contacto con mucha frecuencia con sustancias tóxicas, como pesticidas, fertilizantes y herbicidas en las granjas y las tierras de cultivo, plomo de perdigones o plomadas de pesca en las charcas, los lagos y los r íos, y una gran cantidad de compuestos potencialmente dañinos en las zonas industriales, las obras y los vertederos. La toxicología aviaria es un área extensa que incluye la descripción completa de todas las sustancias potencialmente tóxicas para las aves, y se sale del ámbito de este libro. En este apartado se incluyen las toxicosis más frecuentes que han observado los clínicos en las especies aviarias. Para obtener más información sobre toxicología aviaria, el lector puede consultar Petrak, 1982; Cooper, 1985; Harrison, 1986; Osweiler, 1986; Rosskopf y Woerpel, 1986; Humphreys, 1988; LaBonde, 1991, 1996a; Lumeij et al., 1993; Porter, 1993; Dumonceaux y Harrison, 1994; Bauck y LaBonde, 1997; Lang, 1997. Intoxicación por cloruro de amonio en falconiformes El cloruro de amonio (NH4Cl) o muriato amónico es una sal inorgánica, comercialmente disponible como cristales incoloros higroscópicos o como un polvo cristalino blanco, con un sabor salino suave. La dosis que causa una probabilidad de mortalidad del 50% (es decir, la dosis letal mediana [LD50]) en la rata es de 1.650 mg/kg. Su aplicación tanto en medicina humana como veterinaria es la acidificación de la orina y el aumento de la tasa del flujo urinario, pero también se utiliza mucho como expectorante secretor y para aumentar los cilios. Es probable que esto se consiga por el aumento directo o indirecto de la frecuencia de latido de los cilios en el aparato respiratorio, pero la forma exacta de acción o el mecanismo que participa no se conocen bien (Brander et al., 1991). Cuando los animales domésticos y las personas ingieren cloruro amónico, se metaboliza en el hígado y se convierte en urea y ácido hidroclórico, produciendo una acidosis intensa. Se excreta a través de la vía urinaria (Gilman et al., 1985). Las aves son uricotélicas, excretan los productos finales del metabolismo del nitrógeno como ácido úrico. Este se sintetiza en el hígado y se excreta mediante filtración glomerular, pero principalmente por secreción tubular (King y McLelland, 1984). Así, en los mamíferos, y posiblemente en las aves, cuando se administra por vía oral una dosis elevada de cloruro amónico o si existe insuficiencia hepática, se produce hiperamonemia aguda. Como resultado, las concentraciones de NH3 son demasiado elevadas para la capacidad de detoxificación del hígado, por lo que actúa como una sustancia citotóxica, principalmente en el cerebro. A veces, dependiendo de la dosis ingerida y del proceso digestivo, se producen carbamatos como 270 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo metabolitos tóxicos, que actúan como inhibidores reversibles de la colinesterasa (Forth et al., 1983). En los países del Golfo Pérsico, el cloruro amónico se conoce como schnather, palabra árabe que utilizan mucho los cetreros y los comerciantes relacionados con la medicina árabe tradicional, que normalmente lo venden en forma de cristales. Durante la fase inicial del per íodo de caza (noviembre), un gran número de cetreros del Golfo administran de forma habitual cloruro amónico a los halcones que están a su cargo para mejorar su capacidad para cazar. Otros cetreros administran cloruro amónico a aves determinadas que no son capaces de matar a las presas o no muestran interés por ellas durante el primer vuelo de caza. Normalmente, el método requiere la participación de dos personas, una que sujeta el halcón y otra que introduce un cristal pequeño (10-25 mm de diámetro) de cloruro amónico en el buche del ave inmovilizada. Como alternativa, también es una práctica común introducir varios cristales pequeños de cloruro amónico en un trozo de algodón, formando un saco pequeño, que se ata por un extremo con un trozo de cuerda fina de aproximadamente 25 cm de largo. Cuando el saco pequeño se introduce de forma forzada para alimentar al animal, se deja que el otro extremo del hilo sobresalga de la boca para poder recuperar el saco después de unos minutos. La teor ía que subyace a esta técnica es que la actividad química del NH4Cl elimina los «depósitos de grasa dentro del estómago», haciendo que el ave tenga más hambre y, por tanto, esté más interesada en la caza. Signos clínicos Dos o tres minutos después de la administración del cloruro amónico, el halcón suele vomitar violentamente, expulsando grandes cantidades de un moco espeso, de color verde amarillento (fig. 7.21), a veces con hebras blanquecinas y el cristal parcialmente disuelto. No obstante, Figura 7.22 El ave de la figura 7.21 ha expulsado la «bolsa» utilizada para envolver los cristales de cloruro amónico. Con mucha frecuencia, los halcones mueren cuando los cristales grandes se rompen en fragmentos más pequeños y el ave no puede vomitar todo el cloruro amónico ingerido. los cetreros están muy familiarizados con los efectos tóxicos de esta sustancia y saben, probablemente debido a las experiencias negativas previas, que si el ave no puede vomitar el cristal ingerido en 5-10 min, sin duda morirá. A este respecto, yo he presenciado la muerte de varios individuos en los 15 min siguientes a la ingestión. A veces, un trozo grande del cristal ingerido se rompe en trozos más pequeños dentro del buche (fig. 7.22), produciendo sólo el vómito parcial del cristal de cloruro amónico que había deglutido al principio, un hecho que generalmente pasa desapercibido para el cetrero. En este caso, el ave se vuelve letárgico y anoréxico, pierde peso rápidamente y comienza a expulsar excrementos de color verde metálico oscuro, caracter ísticos. En la fase terminal, el ave es incapaz de mantenerse de pie en su soporte, permanece en el suelo la mayor ía del tiempo y la respiración se hace disneica. Después de un per íodo corto, generalmente 4-8 h, que se caracteriza por convulsiones y opistótonos, se produce la muerte. Los signos clínicos se desarrollan en 3-7 días, dependiendo de la cantidad total de cloruro amónico ingerido, aunque ha habido casos en los que el ave ha muerto hasta 2 semanas después. Cambios patológicos Figura 7.21 Intoxicación por cloruro amónico en un halcón peregrino (Falco peregrinus). Tres minutos después de la alimentación forzada con la sustancia tóxica, el ave comenzó a vomitar. Obsérvese la pared manchada con moco verde. Los cambios patológicos macroscópicos que se observan en la exploración post mortem de las aves afectadas incluyen congestión generalizada de la mucosa y presencia de moco de color verde metálico, oscuro, en todo el aparato digestivo. El hígado está friable y de un color verde metálico oscuro, uniforme. Los riñones muestran edema perirrenal leve y congestión cortical y medular de leve a intensa. Los hallazgos histológicos son inespecíficos. El hígado presenta congestión de moderada a intensa y pigmento de color castaño dorado (posiblemente hemosiderina), con células de Kupffer y macrófagos. Otras lesiones son variables. En algunas aves se aprecia revestimiento Intoxicación por plomo perivascular por plasmocitos y otras células mononucleares. También se observan focos pequeños, subcapsulares, muy dispersos, de necrosis coagulada temprana y vacuolización del citoplasma de los hepatocitos. A veces, la necrosis se asocia a infiltración de células mononucleares. Es posible que algunas de estas lesiones sean secundarias a pododermatitis. Los riñones muestran nefrosis tubular de leve a intensa. Muchos túbulos están dilatados y/o parcialmente ocluidos con material amorfo acidófilo o ligeramente basófilo, probablemente debido a nefrosis por uratos. Fuentes Signos clínicos Pinturas con base de plomo, pinturas sin plomo con agentes de secado con plomo, plomadas para pescar, perdigones, baterías, linóleo, yeso, masilla de albañilería, gases de carburantes, objetos domésticos e industriales cubiertos de plomo Signos generales: debilidad, pérdida de peso, letargia, anorexia Signos hematológicos: punteado basofílico, vacuolización intracitoplásmica de eritrocitos Signos renales: poliuria, hematuria, hemoglobinuria Signos gastrointestinales: diarrea, heces oscuras, íleo del aparato digestivo superior, regurgitación Signos neurológicos: ataxia, tumores cerebrales, torneo, inclinación de la cabeza, alas caídas, paresia, hiperestesia, parálisis, ceguera, convulsiones © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. clínicos pueden ser agudos o crónicos y, habitualmente, la gravedad depende de la cantidad de plomo ingerido. Bailey et al. (1995), recientemente, han informado de intoxicación por plomo en una bandada de avutardas hubara (Chlamydotis undulate) tras la ingestión de escamas de pintura a base de plomo. Para obtener más información sobre la intoxicación por plomo en otras especies de aves, consulte Redig et al., 1980; MacDonald et al., 1983; Harrison, 1986; Dement et al., 1986; Mautino, 1990; Dumonceaux y Harrison, 1994; LaBonde, 1996b; y Bauck y LaBonde, 1997. En la tabla 7.2 se muestran las fuentes más frecuentes de plomo y los signos clínicos relacionados con la intoxicación en las aves. Diagnóstico En las figuras 7.23-7.35 se ilustran los signos, el diagnóstico clínico y post mortem, y el tratamiento del envenenamiento por plomo. El diagnóstico de la intoxicación por plomo en las aves se basa en: AGRADECIMIENTOS ● Quiero dar las gracias al Veterinary Record por permitirme reproducir parte de Samour JH, Bailey TA, Keymer IF (1995) Use of ammonium chloride in falconry in the Middle East. Veterinary Record 137: 269-270. ● Intoxicación por plomo ● La toxicosis por plomo o plumbismo es la intoxicación por metales pesados más frecuente en las aves que viven en libertad y en las aves que viven en cautividad, y quizá es la forma más frecuente de intoxicación en las especies aviarias de todo el mundo. Las aves pueden ingerir plomo deliberadamente, como en el caso de las aves acuáticas que ingieren perdigones como arenilla, o accidentalmente, como en el caso de las aves de presa cautivas que ingieren perdigones ocultos en un ave o un mamífero que ha muerto por un disparo. El plomo es relativamente insoluble, pero pueden absorberse pequeñas cantidades a través del aparato gastrointestinal, causando una amplia variedad de signos clínicos. Los signos 271 TABLA 7.2 Fuentes y signos clínicos relacionados con la intoxicación por plomo Consideraciones fisiológicas y patológicas La actividad bioquímica del cloruro amónico como acidificador puede ser responsable de la estimulación del apetito a nivel del sistema nervioso central. En los animales domésticos, se sabe que los grupos de neuronas del hipotálamo lateral fomentan el apetito, y que los sistemas transmisores noradrenérgico y colinérgico también participan en la estimulación del apetito (Klemm, 1984). Probablemente, y quizá más correctamente, el cloruro amónico puede ser responsable de una irritación química crónica de las terminales del apetito en el aparato digestivo superior. En las falconiformes, las papilas gustativas se localizan en la base de la lengua. Existen 30-40 axones que conectan cada papila gustativa con el sistema nervioso central a través del nervio glosofar íngeo (King y McLelland, 1984). Las terminales autónomas del buche, el esófago y la molleja también pueden estimularse por esta acción química, enviando mensajes constantes de hambre al hipotálamo. Los cetreros suelen observar que, tras la administración de cloruro amónico, el halcón parece más alerta durante la caza y tiene hambre todo el tiempo. Es dif ícil evaluar la validez de esta afirmación, pero, a pesar de su efecto aparentemente favorable, el cloruro amónico sigue siendo una sustancia muy tóxica, responsable de la muerte de un importante número de halcones. ● ● ● ● Anamnesis clínica. Radiología (presencia de cuerpos extraños radiopacos en el buche y el aparato gastrointestinal). Perfil bioquímico de la sangre (aumento de AST, LDH y creatina fosfocinasa [CPK]). Hematología (hemoglobina [Hb] y recuento de eritrocitos bajo, vacuolas intracitoplásmicas, punteado basófilo). Análisis de sangre (las concentraciones sanguíneas de 20 μg/dl son indicativas de intoxicación por plomo y las concentraciones de 50 μg/dl o superiores confirman el diagnóstico). Análisis tisular (las concentraciones de los tejidos embebidos de 3 y 6 partes por millón (ppm) indican intoxicación por plomo y las concentraciones de 6 ppm o superiores confirman el diagnóstico). Tradicionalmente, en medicina veterinaria las concentraciones sanguíneas de plomo se han estimado utilizando espectrometr ía de absorción atómica con incineración de grafito. Sin embargo, últimamente se ha introducido un 272 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo Figura 7.23 Radiografía laterolateral de un halcón sacre (Falco cherrug) que muestra un perdigón de plomo de un arma de fuego dentro del ventrículo. En Oriente Medio, igual que en otros países, los halcones se intoxican con frecuencia con plomo cuando se alimentan de aves pequeñas que han muerto por disparos de rifles de aire comprimido o de escopetas y contienen perdigones o fragmentos de perdigones dentro del cuerpo. Figura 7.26 Cisne común de la figura 7.25 sometido a un lavado del proventrículo y la molleja para eliminar los perdigones de plomo y las partículas de plomo, que constituye una parte fundamental del tratamiento primario de la intoxicación por plomo. (Por cortesía de Mr. N. A. Forbes.) Figura 7.24 Vista endoscópica de un perdigón de plomo dentro del ventrículo del halcón de la figura 7.23. Figura 7.27 Bala de un rifle de aire comprimido dentro del ventrículo de un halcón gerifalte (Falco rusticolus). A veces es necesario eliminar la bala con ayuda de la endoscopia, utilizando endoscopios rígidos o flexibles cuando no puede extraerse del ventrículo mediante lavado gástrico. Figura 7.25 Radiografía de un cisne común (Cygnus olor) con intoxicación por plomo. Los cisnes y otras aves acuáticas se intoxican con plomo al ingerir perdigones y plomadas que utilizan habitualmente los pescadores, del fondo de los estanques poco profundos y los lagos. (Por cortesía de Mr. N. A. Forbes.) Intoxicación por plomo ● 273 Figura 7.28 Cisne común. Arriba: esófago normal sin abrir (obsérvese que esta especie no tiene buche), proventrículo y molleja. Abajo: distensión del esófago y el proventrículo causada por la impactación de materias vegetales debida a envenenamiento por plomo. (Por cortesía de Mr. A. Hunt.) Figura 7.31 Un caso parecido de intoxicación por plomo en un azor común (Accipiter gentilis). (Por cortesía de Mr. N. A. Forbes.) Figura 7.29 Cisne común. Esófago, proventrículo y molleja abiertos para mostrar la impactación con materia vegetal debida a envenenamiento por plomo. (Por cortesía de Mr. A. Hunt.) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 7.32 Águila moteada (Aquila clanga) inmadura con intoxicación por plomo. Los signos nerviosos, como ataxia, temblores de la cabeza, ceguera, alas caídas, parálisis y convulsiones, son característicos de la intoxicación por plomo avanzada. (Por cortesía del Dr. U. Wernery.) Figura 7.30 Busardo mixto (Parabuteo unicinctus) con intoxicación por plomo. Obsérvese la posición deprimida, «sentado como un perro», a causa de la debilidad general y progresiva de las patas. (Por cortesía de Mr. N. A. Forbes.) 274 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo Figura 7.33 Radiografía de un halcón peregrino con perdigones de plomo dentro del buche y el proventrículo. (Por cortesía de Mr. N. A. Forbes.) nuevo método electroquímico (LeadCare System®) en el mercado para utilizarlo en las especies aviarias (Samour y Naldo, 2002). Este sistema se basa en la electroquímica y en un sensor que detecta las concentraciones de plomo en sangre completa (v. fig. 7.30). La mayor ía del plomo se transporta en los eritrocitos. Cuando se mezcla sangre completa con el reactivo del tratamiento, el plomo presente en los eritrocitos se elimina y queda disponible para su detección. Cuando se realiza una prueba, el analizador hace que el plomo sea recogido por el sensor. Después de un corto per íodo de tiempo, el analizador elimina el plomo, lo mide y convierte el resultado en una concentración sanguínea de plomo que puede medirse. Los resultados se expresan en μg/dl. El rango de medidas superior del analizador es de 65 μg/dl. Los resultados superiores a este valor se expresan como «alto». Tratamiento Tratamiento primario ● Eliminar los cuerpos extraños (lavado del buche o gástrico, endoscopia, cirugía). Tratamiento quelante ● ● ● Figura 7.34 Águila real (Aquila chrysaetos) con envenenamiento crónico por plomo. Obsérvese el proventrículo dilatado. (Por cortesía de Mr. N. A. Forbes.) ● Calcioedetato disódico (CaNa2 EDTA), 10-40 mg/kg i.m. dos veces al día. En una publicación reciente, se informa sobre el uso de una solución de CaNa2 EDTA al 25% en los halcones a una tasa de dosificación de 100 mg/kg, sin diluir, i.m., dos veces al día durante 5-25 días consecutivos (Samour y Naldo, 2004) sin observar ningún efecto negativo. d-penicilamina (PA), 55 mg/kg v.o. dos veces al día durante 10 días. Dimercaprol (BAL), 2,5 mg/kg i.m. cada 4 h durante 2 días, seguido por la administración dos veces al día hasta que se resuelvan los signos clínicos. Ácido dimercaptosuccínico (DMSA), 25-35 mg/kg v.o. dos veces al día/5 días/semana durante 3-5 semanas. Tratamiento de apoyo ● Líquidos con glucosa/electrólitos i.v. o s.c., corticoesteroides, antibióticos, vitamina B12, vitamina B1, fármacos antifúngicos y sulfato de magnesio. Intoxicación por cinc Figura 7.35 El LeadCare System® se utiliza mucho para el diagnóstico de la intoxicación por plomo en las aves. El sistema se basa en la electroquímica y un sensor detecta las concentraciones de plomo en sangre completa. La intoxicación por cinc o «enfermedad del alambre nuevo» es un trastorno tóxico relativamente frecuente que afecta principalmente a las aves que viven en cautividad. Los alambres galvanizados y los bebederos y comederos galvanizados que se fabrican actualmente generalmente son la fuente principal de intoxicación por cinc en las aves que viven en cautividad. Algunos recubrimientos galvanizados pueden contener hasta un 99,9% de cinc, mientras que otros pueden tener un 98% de cinc y un 1% de plomo (Howard, 1992). Algunas monedas también tienen una alta proporción de cinc. Un ánade azulón (Anas platyrhynchos) se llevó a una clínica para su exploración porque presentaba debilidad Intoxicación por cobre TABLA 7.3 Fuentes y signos clínicos relacionados con la intoxicación por cinc Fuentes Signos clínicos Alambres y mallas galvanizados, comederos y bebederos galvanizados, algunas monedas Letargia, pérdida de peso, anemia, regurgitación, polidipsia, poliuria, hiperglucemia, ataxia, convulsiones y letargia, y era incapaz de caminar. En una radiograf ía pudo observarse un cuerpo extraño grande, de forma irregular, en la zona gástrica. Se realizó la cirugía y se recuperaron 12 monedas de 2 peniques ingleses muy desgastadas de la molleja. No se analizaron los tejidos, pero se hizo un diagnóstico presuntivo de intoxicación por cinc (J. Samour, observación no publicada). Se ha informado de la intoxicación por cinc en un sisón negro alioscuro (Eupodotis afra) (Lloyd, 1992) y en un guacamayo azul (Anodrhynchus hyacinthus) (Romagnano et al., 1995). Más recientemente, la intoxicación por cinc se diagnosticó en una bandada de periquitos ventrinaranjas (Neophema chrysogaster) que se albergaban en una jaula nueva. Los periquitos no mostraban ningún signo de enfermedad antes de morir. La mayor ía de las aves se encontraron muertas sin lesiones histológicas evidentes. Las aves afectadas tenían una concentración media de cinc de 154,3 μg/g en los riñones, 289,8 μg/g en el hígado y 723,6 μg/g en el páncreas (Holz et al., 2000). En un informe reciente, se da una descripción detallada del diagnóstico y el tratamiento de la intoxicación por cinc en una grulla carunculada (Bugeranus carunculatus) de una colección zoológica (Barrows et al., 2005). Los signos clínicos de la intoxicación por cinc son muy parecidos a los que se han descrito para el plomo. Para obtener más información sobre la intoxicación por cinc en otras especies de aves, el lector puede consultar Harrison, 1986; Howard, 1992; Dumonceaux y Harrison, 1994; LaBonde, 1996a; Bauck y LaBonde, 1997; y Van Sant, 1997. En la tabla 7.3 se presentan las fuentes más comunes de cinc y los signos relacionados con la intoxicación. ● 275 Tratamiento quelante ● ● ● CaNa2 EDTA, 10-40 mg/kg i.m. dos veces al día. PA, 55 mg/kg v.o. dos veces al día durante 10 días. BAL, 2,5 mg/kg i.m. cada 4 h durante 2 días, y después dos veces al día hasta que se resuelvan los signos clínicos. Nota: El CaNa2 EDTA o la PA son agentes quelantes útiles, pero quizá el BAL sea el fármaco más indicado en los casos de intoxicación por cinc. Tratamiento de apoyo Como se ha descrito para la intoxicación por plomo. Intoxicación por cobre Existen escasas referencias en la literatura sobre la intoxicación por cobre en las especies aviarias. Esto puede deberse al hecho de que el cobre se utiliza menos en el entorno de las aves o en los parques para aves que el plomo o el cinc. Frank y Borg (1979) observaron una concentración de cobre en el hígado superior a 3.000 mg/kg y una concentración de cobre en el riñón superior a 50 mg/kg en un cisne común (Cygnus olor) que mostraba los signos clínicos típicos que se asocian a la intoxicación por cobre. Yo he sido testigo de un caso de intoxicación por cobre en un kiwi común (Apteryx australis) en un zoológico tras la ingestión de tres segmentos de cable eléctrico de cobre, de 3-5 cm de longitud, que se dejaron en su recinto los electricistas tras realizar un trabajo de mantenimiento de rutina. La concentración de cobre en el hígado del kiwi era de alrededor de 3.500 mg/kg (J. Samour, observación no publicada). Para obtener más información sobre la intoxicación por cobre en otras especies de aves, se recomienda al lector que consulte Dumonceaux y Harrison, 1994. Las fuentes posibles de cobre y los signos clínicos relacionados con la intoxicación por cobre se enumeran en la tabla 7.4. Diagnóstico La intoxicación por cinc generalmente se diagnostica por: ● ● © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. ● ● Anamnesis clínica. Radiología. Análisis de sangre (concentraciones de cinc de 200 μg/dl indican intoxicación por cinc). Análisis tisular (las concentraciones de cinc en el tejido pancreático superiores a 1.000 μg/g indican intoxicación por cinc). Diagnóstico La intoxicación por cobre puede diagnosticarse por: ● ● ● Anamnesis clínica. Radiología. Análisis tisular. Tratamiento El tratamiento de la intoxicación por cinc es muy parecido al tratamiento que se ha descrito para la intoxicación por plomo. Tratamiento primario ● Eliminar los cuerpos extraños (lavado del buche o gástrico, endoscopia, cirugía). TABLA 7.4 Fuentes y signos clínicos relacionados con la intoxicación por cobre Fuentes Signos clínicos Cables eléctricos, algunas monedas, suplementos de cobre excesivos en la dieta, fármacos antialgas (sulfato de cobre) Anemia, debilidad, pérdida de peso, letargia Resultados post mortem: aspecto del hígado de color negro metálico 276 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo Tratamiento Tratamiento quelante ● PA; en los mamíferos se han recomendado 52 mg/kg/ día v.o. durante 6 días. Tratamiento de apoyo Como se ha descrito para la intoxicación por plomo. Botulismo El botulismo (figs. 7.36 y 7.37) es un trastorno neuroparalítico tóxico causado por la ingestión de toxinas de Clostridium botulinum. Existen al menos siete tipos de toxinas producidas por diferentes cepas de C. botulinum. El tipo C es responsable de la mayor ía de las toxicosis que se han observado en las aves en todo el mundo. Los tipos A y E, que son más importantes para el botulismo humano, también se han relacionado con brotes de intoxicación en las aves. C. botulinum es un bacilo grampositivo, móvil, formador de esporas, anaerobio, que habitualmente se encuentra en la materia vegetal en putrefacción de las zonas pantanosas y los humedales, Figura 7.36 Gaviota cabecinegra grande (Larus ichthyaetus) con intoxicación por Clostridium botulinum. Obsérvese el signo clínico típico de parálisis de las alas que se manifiesta por el aspecto de «alas caídas». A las gaviotas que tienen la costumbre de alimentarse de restos les afecta muy a menudo la intoxicación por C. botulinum cuando se alimentan en basureros cerca de asentamientos de seres humanos. (Por cortesía del Dr. U. Wernery.) Figura 7.37 Aspecto típico de cintura de avispa de un ratón blanco tras la inoculación intraperitoneal de la toxina de Clostridium botulinum. (Por cortesía del Dr. U. Wernery.) y en los cadáveres de animales en descomposición. El bacilo también puede encontrarse en los cereales, el forraje y el heno en descomposición y mal almacenados. En las aves acuáticas se han documentado muchos brotes de botulismo, pero también puede afectar a las gaviotas, las golondrinas de mar y otras especies acuáticas. El botulismo también se ha documentado en avestruces en cautividad (Shakespeare, 1995). En Oriente Medio, esta enfermedad se ha observado en palomas domésticas (Columba livia) silvestres y en tórtolas turcas (Streptopelia decaocto) después de alimentarse con pienso comercial que se había almacenado incorrectamente en un silo (J. Samour, observación no publicada). Este trastorno tóxico se observa con más frecuencia durante los meses más cálidos del año, debido a que aumenta la alcalinidad del agua estancada y a las condiciones anaerobias de los sustratos de las charcas y los pantanos. Las toxinas de C. botulinum afectan al mecanismo de liberación de acetilcolina en las secciones terminales de los nervios periféricos, causando una parálisis aguda, flácida y descendente. Otros signos clínicos incluyen disnea, hipersalivación, descarga nasal y ocular, y diarrea. Para obtener más información sobre el botulismo en las aves, consulte Bennett, 1994; LaBonde, 1996a; y Gerlach, 1997 (figs. 7.38 y 7.39). Figura 7.38 Exploración post mortem de un halcón gerifalte (Falco rusticolus). El halcón murió por enterotoxemia causada por Clostridium perfringens. Obsérvese el intestino muy congestionado. (Por cortesía del Dr. U. Wernery y el Dr. J. Kinne.) Figura 7.39 Mucosa intestinal del halcón gerifalte de la figura 7.38. Obsérvense los cambios hemorrágicos extensos causados por enteritis grave. (Por cortesía del Dr. U. Wernery y el Dr. J. Kinne.) Intoxicaciones por compuestos farmacológicos Diagnóstico ● ● ● ● ● Anamnesis clínica. Cultivo. Análisis de toxinas en los tejidos (hígado y riñón congelados). Análisis de toxinas en el agua y los alimentos (se envían congelados). Prueba de neutralización con inoculación en ratones. ● Administración de antitoxina (0,05-1 ml/día). Tratamiento de apoyo ● ● ● 277 TABLA 7.5 Micotoxinas importantes en medicina aviaria producidas por hongos o levaduras Micotoxina Hongo o levadura Signos clínicos y patológicos Aflatoxina B1 Aspergillus flavus, A. parasiticus Ocratoxina A Aspergillus ochraceus, Penicillium citrinum, P. viridicatum Vomitoxina (deoxinivalenol) Tricotecenos, satratoxinas, toxina T2, diacetoxi-scirpenol Fusarium roseum, Gibberella zeae Stachybotrye atra, Fusarium roseum, F. scirpi, F. tricinctum, F. equiseti, F. culmorum Anorexia, letargia, signos del sistema nervioso central (SNC), muerte súbita, hepatitis, esplenitis, pancreatitis Signos del SNC, signos hepatotóxicos y nefrotóxicos, depresión del sistema inmunitario y de la médula ósea Vómitos, regurgitación, diarrea Lesiones ulcerativas necrosantes del aparato digestivo superior, cuello flácido y parálisis de las alas, dermatitis por contacto, necrosis distal Tratamiento Tratamiento primario ● Enjuagues, catárticos y laxantes. Alimentación con sonda. Glucosa/líquidos con electrólitos i.v. o s.c., antibióticos y vitaminas B12 y B1. Tratamiento © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Micotoxicosis Micotoxicosis es un término general que se utiliza para describir una serie de trastornos tóxicos causados por la ingestión de alimentos contaminados con toxinas de diferentes hongos y levaduras saprófitos y fitopatógenos. Estas toxinas se denominan normalmente micotoxinas. Las micotoxinas son metabolitos secundarios, que no se producen para el beneficio de los hongos o las levaduras. Habitualmente, los hongos y las levaduras crecen sobre ingredientes de los alimentos básicos y alimentos comerciales granulados si se almacenan durante per íodos largos de tiempo y en condiciones de temperatura y humedad relativa inadecuadas. Algunos hongos crecen incluso en el propio buche cuando las condiciones del entorno son adecuadas. Dumonceaux y Harrison (1994) proporcionaron información más detallada de las micotoxicosis en las aves. Scheideler y Kunze (1997) describieron el efecto de las micotoxinas (aflatoxina B1 y vomitoxina) en pollos jóvenes de avestruces. Como describió Pier (1990), la aflatoxina es tóxica para los patitos con una LD50 oral de 0,36 mg/kg, y para los pollitos con una LD50 oral de 6,5 mg/kg. Las micotoxinas más importantes para las aves producidas por hongos o levaduras se enumeran en la tabla 7.5. Diagnóstico ● ● ● ● Anamnesis clínica. Cambios post mortem. Análisis histopatológico. Análisis cuantitativo de toxinas en los alimentos y el contenido gastrointestinal. Generalmente, los intentos de tratamiento de los casos clínicos de aflatoxicosis no tienen éxito. Sin embargo, otras micotoxicosis, si no son crónicas o graves, generalmente se resuelven cuando se elimina la fuente de la intoxicación y con la ayuda del tratamiento de apoyo. Intoxicaciones por compuestos farmacológicos Existen numerosos compuestos farmacológicos que son potencialmente tóxicos para las aves. En la mayor ía de los casos, el efecto tóxico de un compuesto en particular se relaciona con la administración de una dosis superior a la recomendada. A la inversa, la toxicidad puede deberse a la administración de un compuesto en particular durante un per íodo de tiempo más largo del que habitualmente se recomienda (Harrison, 1986; Dumonceaux y Harrison, 1994; LaBonde, 1996a; Bauck y LaBonde, 1997). En un estudio reciente, se observó toxicosis sospechosa por fenbendazol en dos especies de buitres y marabúes africanos. Un grupo de diez buitres dorsiblancos africanos (Gyps africanus), tres buitres orejudos (Torgos tracheliotus) y seis marabúes africanos (Leptoptilos crumeniferus) se trataron de forma habitual para los parásitos gastrointestinales utilizando 47-60 mg/kg durante 3 días consecutivos. Seis buitres dorsiblancos africanos, un buitre orejudo y un marabú africano murieron después de un corto per íodo de depresión y anorexia. Los análisis hematológicos revelaron leucopenia intensa en todos los casos. En la exploración histológica se observó enteritis necrosante grave, hepatitis bacteriana y pruebas de septicemia (Bonar et al., 2003). En los últimos 10 años se ha observado una disminución sostenida de la población de al menos tres especies 278 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo TABLA 7.6 Efectos tóxicos potenciales de los compuestos farmacológicos habituales en las aves Compuesto farmacológico Signos clínicos y patológicos ANTIBIÓTICOS Cefalosporinas Cloranfenicol Gentamicina Doxiciclina Ticarcilina Oxitetraciclinas Combinaciones farmacológicas de trimetoprima-sulfa, furazolidona Tilosina Nefrotóxicos, hepatotóxicos Nefrotóxicos Nefrotóxicos Necrosis tisular, anomalías del cartílago en las aves en crecimiento Combinada con tobramicina puede ser hepatotóxica Necrosis tisular, inflamación, nefrotóxico, el uso prolongado puede deprimir la flora intestinal Regurgitación, depresión general, estasis del aparato gastrointestinal Convulsiones ANTIFÚNGICOS Anfotericina B Flucitosina Nefrotóxicos, hepatotóxicos, vómitos, convulsiones Anemia, depresión de la médula ósea, leucopenia ANTIHELMÍNTICOS/ANTIPARASITARIOS Fenbendazol Ivermectina Levamisol Pracicuantel Signos del SNC Letargia, depresión y muerte en algunas psitácidas pequeñas cuando se administra i.m. Regurgitación, ataxia, disnea, hepatotoxicidad Depresión general, muerte ANTIPROTOZOOS Dimetridazol Signos del SNC, hepatotoxicidad VITAMINAS A D3 Osteodistrofia, hiperplasia paratiroidea, dermatitis Mineralización de los órganos, nefrosis, aumento de las concentraciones séricas de calcio ANTICOCCIDIOS/ANTIPROTOZOOS Monensina Ataxia, disnea, miopatía degenerativa, muerte (Baird et al., 1997) de buitres en el subcontinente indio. Las especies afectadas incluyen el buitre hindú (Gyps indicus), el buitre pico fino (Gyps tenuirostris) y el buitre de dorso blanco (Gyps bengalensis) (Prakash 1999; Gilbert et al., 2002). Esta crisis ha provocado una respuesta internacional inmediata para investigar la causa de esta disminución. Tras realizar muchas pruebas de seguimiento sanitario, no se ha podido detectar una causa común de esta mortalidad extensiva. Sin embargo, en la exploración post mortem se ha observado gota visceral grave en alrededor del 85% de los cadáveres explorados. Las investigaciones toxicológicas extensivas para metales pesados, pesticidas y herbicidas no han revelado ningún resultado importante. En la exploración toxicológica más exhaustiva se detectó el fármaco antiinflamatorio no esteroideo diclofenaco, en residuos de 0,051-0,643 μg por gramo de riñón en 25 de 25 buitres que tenían gota visceral (Risebrough, 2004; Oaks et al., 2004; Green et al., 2004). El grupo de control, que constaba de buitres que habían muerto por otras causas, era negativo para la presencia de diclofenaco. En 2005, el gobierno de la India anunció la eliminación progresiva de diclofenaco para su uso veterinario en 6 meses (anónimo, 2006). En la tabla 7.6 se muestran los signos clínicos y patológicos que se asocian al uso de determinados compuestos farmacológicos en las aves. Intoxicación por pesticidas Pesticida es un término amplio que comprende grupos de productos químicos que se utilizan habitualmente para erradicar los animales y plantas indeseables y destructivos. Estos compuestos químicos pueden clasificarse en tres grupos principales: insecticidas, rodenticidas y herbicidas. La mayor ía de los casos de intoxicación por pesticidas en las aves se producen debido a negligencia o accidente. Con mucha frecuencia, no se siguen correctamente las instrucciones del fabricante y el pesticida se aplica directamente a las aves o alrededor de las pajareras. Con respecto a esto, yo he presenciado varios casos en los que los dueños de las aves intentaron tratar a las aves con infestación por pulgas o piojos y rociaron directamente a las aves con productos que habitualmente se utilizan para moscas y cucarachas. A la inversa, los pesticidas se aplican con frecuencia o se colocan en zonas a las que las aves tienen acceso directo y los ingieren, ya sea en su forma pura o a través de alimentos o agua contaminados. Los signos clínicos var ían mucho dependiendo del compuesto y el grado de intoxicación. Los signos clínicos que se observan con más frecuencia incluyen trastornos gastrointestinales, como anorexia, regurgitación, vómitos y diarrea, signos del sistema nervioso central, convulsiones, disnea, cianosis y muerte. Para obtener más información sobre la intoxicación por pesticidas en las aves, se recomienda al lector que consulte Harrison, 1986; Lumeij et al., 1993; Porter, 1993; Dumonceaux y Harrison, 1994; LaBonde, 1996a; y Bauck y LaBonde, 1997. En las tablas 7.7-7.9 se enumeran los pesticidas más habituales que son potencialmente tóxicos para las aves. Generalmente, el diagnóstico se basa en la anamnesis clínica y en la exploración forense para un compuesto tóxico en particular. El tratamiento de los casos graves de intoxicación por pesticidas generalmente no tiene éxito, Otros compuestos tóxicos TABLA 7.7 Insecticidas habituales potencialmente tóxicos para las aves Compuesto tóxico Fuente/acción Hidrocarburos clorados Utilizados habitualmente alrededor de los animales vivos: lindano, metoxiclor, toxafeno Tóxicos para su uso alrededor de animales vivos: aldrín, dieldrín, hexacloruro de benceno, clordano, endrín Diclorvós, malatión, paratión, diacinón, fentión, triclorfón, coumafós Carbaril, carbofurano, metomil, propoxur Piretrinas: piretrum es un insecticida que se utiliza mucho y se extrae de las flores de Chrysanthemum cinerariaefolium Piretroides: son preparados sintéticos fabricados con piretrinas puras. Incluyen aletrín, cipermetrina, decametrina, fenvalerato, fluvalinato, permetrina, tetrametrina Oganofosfatos Carbamatos Compuestos de origen vegetal TABLA 7.8 Rodenticidas habituales potencialmente tóxicos para las aves Compuesto tóxico Fuente/acción Rodenticidas anticoagulantes Piraminil Fosfuro de cinc Warfarina, brodifacoum, coumafuril Crimidina Vacor Se utiliza mucho, porque los roedores afectados habitualmente mueren al descubierto Castrix ● 279 principalmente Microcystis aeruginosa y Anabaena flosaquae (Alonso-Andicoberry et al., 2002). Otros compuestos tóxicos Existe un amplio rango de productos domésticos e industriales que son potencialmente tóxicos para las aves (fig. 7.40). En la literatura, aparecen referencias esporádicas con descripciones definidas de toxicosis causadas por compuestos determinados (Dumonceaux y Harrison, 1994; LaBonde, 1996a; Lang, 1997). En la tabla 7.10 se describen algunas de las intoxicaciones más comunes relacionadas con diversos compuestos. Existe mucha información sobre las propiedades tóxicas para los mamíferos, especialmente los herbívoros, o para los seres humanos de la mayor ía de las especies de plantas que se consideran tóxicas para las aves. Sin embargo, sólo se han diagnosticado algunos casos clínicos de toxicosis causados por plantas tóxicas (Harrison, 1986; Dumonceaux y Harrison, 1994; LaBonde, 1996a; Bauck y LaBonde, 1997). En la tabla 7.11 se enumeran las especies de plantas mencionadas en la literatura como potencialmente tóxicas para las aves. TABLA 7.9 Herbicidas habituales potencialmente tóxicos para las aves Compuesto tóxico Fuente/acción Herbicidas con hormonas de plantas Ácido 2-4-diclorofenoxiacético, ácido 2,4,5-triclorofenoxiacético, ácido 2-metil-4 clorofenoxiacético, ácido 2,2dicloropropiónico Atracina, cianacina, prometrina, propacina, metribucina, simacina Barbán, clorprofam, dialato, pebulato, trialato, vernolato Diurón, fenurón, linurón, monolinurón, norea Compuestos de triacina Compuestos de tiocarbamato Compuestos de fenilurea Pentaclorofenol También se utiliza como fungicida, insecticida, conservador de la madera y molusquicida © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. pero en algunos casos la salud puede recuperarse hasta la normalidad, eliminando la fuente del tóxico y administrando un tratamiento de apoyo. Plantas tóxicas Existe mucha controversia en la literatura médica sobre qué especies de plantas y qué parte de la planta tienen un riesgo definitivo de intoxicación para las aves. También parece que existen discrepancias sobre qué especies de aves son susceptibles a la intoxicación tras la ingestión de determinadas plantas. En el verano de 2001, un gran número de flamencos comunes ( 579) (Phoenicopterus rubber) murieron envenenados en el Parque Nacional de Doñana. Otras especies de aves acuáticas también perecieron en el mismo brote. Se sospechó de que la causa fue la presencia repentina en el agua de un florecimiento denso de cianobacterias, Figura 7.40 Golondrina de mar inmadura parcialmente cubierta de petróleo. Los vertidos de petróleo son muy frecuentes en las zonas litorales de todo el mundo y cada año son responsables de la muerte de centenares de aves costeras. Generalmente, la muerte se produce porque las plumas quedan cubiertas de aceite y las aves no pueden moverse libremente y alimentarse. La muerte también puede producirse debido a la hipotermia y a la ingestión directa de petróleo. TABLA 7.10 Otros compuestos potencialmente tóxicos para las aves Compuesto tóxico Fuente Etilenglicol Chocolate Nicotina Amoníaco, cloro, hidróxido sódico Sulfito de selenio Arsénico Monóxido de carbono Compuestos anticongelantes Disponible comercialmente Productos del tabaco, humo del tabaco Desinfectantes, limpiadores Mercurio Cloruro sódico Silicona Nitratos Vapores de politetrafluoroetileno Petróleo Champús para perros Bloques minerales contaminados Automóviles, hornos de combustión y hornos domésticos/humos de cocinas Recubrimiento de espejos Sal doméstica, rocas de sal Musgo esfagnáceo Fertilizantes Cazuelas de cocina recubiertas de teflón sobrecalentado, recubrimiento de las tablas de planchar, algunos calefactores, algunas lámparas Petróleo crudo o sus derivados 280 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo TABLA 7.11 Plantas potencialmente tóxicas para las aves Nombre científico Nombre común Nombre científico Nombre común Amarylidaceae Rhododendron occidentale Persea americana Poinciana gilliesii Acepodium podograria Robinia pseudoacacia Microcystis aeruginosa Buxus sempervirens Arctium minus Ranunculaceae Caladium spp. Trichodesma incanum Ricinus communis Prunus spp. Montana rubens Sesbania vesicaria Caltha polustris Datura spp. Daphne spp. Dieffenbachia spp. Hedera helix Alocasia y Colocasia spp. Claviceps purpurea Digitalis purpurea Conium maculatum Hyacinthus orientalis Hydrangea spp. Iris spp. Arisaema spp. Solanum pseudocapsicum Datura stramonium Juniperus virginiana Delphinium spp. Amarilis Azalea Aguacate Ave del paraíso Gingidio Acacia común Cianobacterias Madera de boj Bardana Ranúnculo Caladio Bunge Semilla de ricino Cereza Clemátide Grano de café Prímula Datura Adelfilla Diefenbaquia Hiedra común Guanacaste Cornezuelo Dedalera Cicuta Jacinto Hortensia Flor de lis Arisema Cereza de Jerusalén Estramonio Enebro Espuela de caballero Convallaria majalis Lobelia spp. Astragalus y Oxtropis spp. Kalanchoe spp. Cannabis sativa Phoradendron villosum Asclepias spp. Prunus caroliniana Aconitum spp. Ipomoea spp. Kalmia latifolia Narcissus spp. Solanum spp. Quercus spp. Nerium oleander Petroselinum sativum Philodendron scandens Euphorbia pulcherrima Phytolacca americana Conium maculatum Solanum tuberosum Arbus precatoius Ligustrum vulgare Rhododendron simsii Rheum rhaponticum Abrus precatorius Symplocarpus foetidus Ornithogalum umbellatum Nicotiana spp. Parthenocissus spp. Wisteria spp. Taxus media Lirio de los valles Lobelia Astrágalo Kalanchoe Marihuana Muérdago Algodoncillo Celinda Acónito Don Diego de día Calmia Narciso Belladona Roble Adelfa Perejil Filodendro Poinsetia Hierba carmesí Cicuta Patata (brotes) Peonia de Cuba Aligustre Rododendro Ruibarbo Abro Col fétida Campanilla blanca Tabaco Madreselva Glicina Tejo Fuente: adaptado de Harrison 1986 y LaBonde 1996a. En la figura 7.36 se ilustra un caso inusual de intoxicación en un halcón sacre (Falco cherrug) mordido en la garra por una culebra de Schokar (Psammophis schokari). En los mamíferos domésticos se han observado con frecuencia mordeduras de serpiente, pero, según mis conocimientos, nunca se había documentado en un ave. Recientemente, se observó en un loro gris africano (Psittacus erithacus) macho adulto un incidente curioso de intoxicación sospechosa por chocolate. El loro se llevó al veterinario aproximadamente 12 h después de haber ingerido un donut grande de chocolate. El ave murió 24 h después de la presentación. Los cambios post mortem macroscópicos y los resultados histopatológicos posteriores fueron consistentes con los cambios que se observan en los perros tras la ingestión de dosis letales de teobromina, la metilxantina que se encuentra en el chocolate (Cole y Murray, 2005) (fig. 7.41). Figura 7.41 Un caso poco habitual de mordedura de una culebra de Schokar (Psammophis schokari), una serpiente levemente venenosa que habita en zonas de vegetación escasa en Oriente Medio, a un halcón sacre en la garra posterior. La serpiente mordió al halcón durante un ejercicio de entrenamiento cuando este aterrizó inadvertidamente cerca de donde estaba escondida la serpiente. El halcón recibió atención veterinaria 12 h después del incidente, pero era demasiado tarde y el ave murió inmediatamente después del ingreso. Trastornos del aparato digestivo BIBLIOGRAFÍA Alonso-Andicoberry C, García-Villada L, Lopez-Rodas V, Costas E (2002) Catastrophic mortality of flamingos in a Spanish national park caused by cyanobacteria. The Veterinary Record 151: 706–707. Anonymous (2006) Action plan for vulture conservation in India. Ministry of Environment and Forests, New Delhi, India, pp. 1–18. 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El 282 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo objetivo de este apartado es ayudar al diagnóstico diferencial de los trastornos del aparato digestivo. La revisión trata principalmente de los aspectos patológicos del sujeto; no se intenta cubrir este amplio tema con detalle. Los trastornos que se conocen mejor simplemente se han enumerado, y el análisis se limita principalmente a los datos que tienen un interés especial, a trabajos que no se han publicado anteriormente o que se han documentado poco, o sobre los que existe poca información. Para obtener más información, el lector debe consultar otros capítulos de este libro, y los libros de texto de Arnall y Keymer (1975), Burr (1982), Petrak (1982), Griner (1983), Gabrisch y Zwart (1984), Cooper (1985), Fowler (1986), Ritchie et al. (1994), Beynon et al. (1996a, 1996b), Randall y Reece (1996), Ritchie (1996), Rosskopf y Woerpel (1996) y Altman et al. (1997). Aunque sabemos mucho sobre los trastornos del aparato digestivo, todavía existen muchas lagunas en nuestros conocimientos. Las enfermedades se enumeran según las estructuras anatómicas principales a las que afectan: el pico; la cavidad bucal y oral, incluyendo la faringe (orofaringe) y la lengua; el buche o ingluvia; el proventr ículo; la molleja o el ventr ículo; el intestino (duodeno, intestino delgado e intestino grueso, incluyendo el ciego); el páncreas; la cloaca y el hígado. El ciego es rudimentario en muchas especies y no está presente en la mayor ía de las psitácidas, incluyendo los periquitos (Melopsittacus undulatus), a pesar del informe de Shanthikumar (1987) sobre Heterakis gallinae en el ciego de los periquitos. Merece la pena observar que, aunque parece que hay una incidencia mayor de neoplasias en los periquitos que en cualquier otra especie de vertebrados, las neoplasias del aparato digestivo son relativamente poco frecuentes en la mayor ía de las especies. Para obtener información más detallada, especialmente con respecto a las psitaciformes, véase Latimer, 1994. Pico En el cuadro 7.1 y en las figuras 7.42-7.52 se presentan algunas anomalías del pico. Cuando se explora el pico buscando anomalías, es importante conocer su aspecto normal, porque su forma y color var ían dependiendo de la especie (v. Arnall y Keymer, 1975, para ver ilustraciones). Un pico sano debe ser suave, con brillo, y tener un color y una forma simétricos. La coloración y el filo o la brusquedad del pico suelen ser específicos de las especies. En algunas especies de psitácidas, por ejemplo, una coloración suave puede indicar que el ave es joven, porque el pico se oscurece cuando el ave madura. En otras especies ocurre lo contrario, los jóvenes de la especie tienen el pico de color más oscuro. Existen muchos tipos de anomalías del pico, cuyas causas en muchos casos son una conjetura y no se han demostrado (como se define en el cuadro 7.1). Por ejemplo, varios tipos de deformidad y una mala calidad del pico se han atribuido a desnutrición, como deficiencias de vitaminas A y D, ácido pantoténico, biotina y ácido Cuadro 7.1 Anomalías del pico Mala calidad: seco, superficie laminada y sobrecrecimiento; desnutrición, hepatopatía, senilidad, sarna cnemidocóptica, EPPP (v. más adelante) Enfermedad del pico y las plumas de las psitácidas (EPPP): infección por circovirus. Cambio de color y crecimiento progresivo. Dilatación del pico con desarrollo de líneas defectuosas asociadas a pérdida de plumas Crecimiento transversal: enfermedad crónica respiratoria, EPPP Hendiduras: secuelas de recorte o traumatismos, desnutrición «Pico de goma»: hiperparatiroidismo secundario en todas las especies «Pico en tijera»: etiología desconocida; se cree que se produce por alimentar a los recién nacidos colocando la jeringuilla siempre en el mismo lado de la orofaringe Maloclusión y anfractuosidad: las causas incluyen desgaste insuficiente y desgarros, desnutrición, osteopatía metabólica y traumatismos. Sarna (infestación por Cnemidocoptes pilae) en las psitaciformes más pequeñas Dilatación del pico superior: las causas incluyen desgaste insuficiente y desgarro, por descuido Dilatación del pico inferior: se considera que el picoteo obsesivo del alambre de la jaula en las psitaciformes es una causa Hiperqueratosis: cambios debidos a senilidad y, posiblemente, a hipovitaminosis A crónica Neoplasias que causan deformidad: en las psitaciformes: carcinoma, fibrosarcoma, adenocarcinoma, queratoma, osteosarcoma Deformidades del pico de las crías y las aves jóvenes: hereditarias y/o congénitas. En las psitaciformes, a veces se asocian a alimentos pegajosos o húmedos cuando se alimentan a mano Deformidad del pico de etiología desconocida Otras deformidades: traumatismos (p. ej., secuela del recorte); quemaduras por picar cables eléctricos o utensilios de cocina, especialmente en las psitaciformes; infecciones bacterianas localizadas con osteomielitis; necrosis del pico causada por cigomicosis (infección por Zygomycetes); sarna cnemidocóptica, etc. fólico, pero no existen pruebas experimentales que lo apoyen. De todas estas deficiencias, en las psitaciformes la hipovitaminosis A es la más convincente, especialmente cuando existen signos de hiperqueratosis. Pico Figura 7.42 Cacatúa galerita (Cacatua galerita) con hendidura longitudinal y separación de la mandíbula inferior. La desnutrición y un traumatismo posterior son causas posibles. Obsérvese también la superficie laminada asimétrica de la vaina córnea de las mandíbulas, es decir, ranfoteca maxilar (superior) y ranfoteca mandibular (inferior). (Por cortesía de Mr. T. Dennett, Zoological Society of London.) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 7.44 Periquito inmaduro (Melopsittacus undulatus) con maloclusión, posiblemente de origen hereditario o congénito. (Por cortesía de Mr. A. D. Malley.) Figura 7.46 Tucán (Ramphastos sp.) anciano con descamación del pico que se asocia con frecuencia a la senilidad. (Por cortesía de Mr. T. Dennett, Zoological Society of London.) ● 283 Figura 7.43 Cacatúa galerita con osteomielitis que se origina en la base de la mandíbula superior y afecta a los orificios nasales externos. Ello ha interferido con el crecimiento del pico y puede haber causado la formación de escamas en la superficie de la ranfoteca. (Por cortesía de Mr. A. D. Malley.) Figura 7.45 Lorito senegalés (Poicephalus senegalus) que muestra el denominado «pico en tijera». La mandíbula superior está desviada hacia la izquierda del ave y la inferior hacia la derecha. A veces esto se produce cuando el ave es joven y se le alimenta a mano con alimentos pegajosos o húmedos. (Por cortesía de Mr. T. Dennett, Zoological Society of London.) Figura 7.47 Pingüino del El Cabo (Spheniscus demersus) anciano con hiperqueratosis de ambas mandíbulas. Posiblemente, la hipovitaminosis A crónica haya contribuido. (Por cortesía de Mr. T. Dennett, Zoological Society of London.) 284 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo Figura 7.48 Amazona alinaranja (Amazona amazonica) con deformidad y sobrecrecimiento de la ranfoteca maxilar de etiología desconocida. La descamación, el alargamiento de la ranfoteca y las líneas de defecto que se observan en ambas mandíbulas (especialmente cerca de la base del pico) parecen la EPPP, pero este trastorno es menos frecuente en los Amazona spp. que en otras psitácidas como Cacatua spp. (Por cortesía de Mr. A. D. Malley.) Figura 7.51 Vista lateral de la cabeza de un avestruz (Struthio camelus) de 4 meses de edad con un pico superior muy deformado asociado a un entorno con una temperatura incorrecta durante la incubación artificial. El avestruz se sacrificó por motivos humanitarios. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 7.49 Gorrión doméstico (Passer domesticus) melanístico con sobrecrecimiento notable del pico. La mandíbula superior está muy dilatada y la inferior está engrosada, curvada ventralmente y ha crecido en exceso. Causa desconocida. El plumaje muestra melanismo casi completo. (Por cortesía de Mr. T. Dennett, Zoological Society of London.) Figura 7.52 Pollo de avestruz de la figura 7.51. Vista dorsal. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Figura 7.50 Periquito con sobrecrecimiento muy intenso del pico causado por abandono. (Por cortesía de Mr. A. D. Malley.) Parece que las psitácidas son propensas a dos presentaciones de desviación del pico frecuentes durante el per íodo de crecimiento: el denominado «pico de tijera», en el que el pico superior crece hacia el lado del pico inferior (Speer, 2003a); y el prognatismo, en el que el pico inferior es más largo que el pico superior (Clipsham, 1989, 1992; Speer, 1995, 2003b). Clipsham (1992) y Martin y Ritchie (1994) y más recientemente Tully et al. (2005) han propuesto diferentes técnicas y materiales para corregir estas anomalías. Cavidad bucal y faringe (orofaringe), lengua y glándulas salivales ● 285 El difteroide o la denominada «viruela húmeda», que afecta a la cavidad bucal, a veces se extiende hacia abajo hacia la faringe y afecta a la laringe, e incluso a la parte proximal de la tráquea. Esta infección vírica también puede causar septicemia, especialmente en las paserinas pequeñas (p. ej., los canarios [Serinus canaria]). Puede asociarse o no a la forma cutánea. En las psitácidas, la enfermedad es más frecuente en las aves más grandes, importadas recientemente. En la fase temprana de la «viruela húmeda», el exudado fibrinoso recubre la mucosa bucal y más adelante se vuelve de color castaño grisáceo y caseoso. Las áreas focales rápidamente confluyen hasta que en los casos avanzados afectan a todas las mucosas. Si se hace un legrado de estas lesiones caseosas, se observa una superficie hemorrágica con destrucción del epitelio. Figura 7.53 Loro gris africano (Psittacus erithacus) con queratoma sublingual, probablemente causado por hipovitaminosis A. (Por cortesía de Mr. A. D. Malley.) Cavidad bucal y faringe (orofaringe), lengua y glándulas salivales Herpesvirus de las anátidas (enteritis vírica del pato o peste del pato) (fig. 7.55) Puede causar membranas diftéricas y ulceración de la mucosa bucal, y de la mucosa de otras zonas del aparato gastrointestinal (v. el apartado de esofagitis, más adelante). Hipovitaminosis A La hipovitaminosis A (fig. 7.53) produce metaplasia del epitelio de las glándulas salivales y lagrimales, y es un problema frecuente en las psitaciformes que se alimentan con semillas grandes y que se mantienen con dietas con determinadas semillas. Existen pruebas de que algunas especies, como el loro ecléctico (Eclectus roratus), tienen unas necesidades especialmente altas de esta vitamina. Las infecciones fúngicas y bacterianas generalmente son una secuela de esta forma de desnutrición. Histológicamente, las lesiones se caracterizan por metaplasia escamosa del epitelio de los conductos de las glándulas salivales, que en los casos crónicos causa oclusión debido a la formación de masas homogéneas de queratina y restos celulares, necrosados. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Necrosis de las mucosas Se asocian a Escherichia coli, Pseudomonas spp., Mycobacterium avium y otras infecciones bacterianas. Estas infecciones pueden ser secuelas de traumatismos. La tricomoniasis (infección por Trichomonas gallinae) puede ser una causa, especialmente en las palomas (Columbidae) y en las aves de presa (falconiformes). Puede ser una secuela de la deficiencia de vitamina A. Recientemente, se ha descrito la estomatitis por Pseudomonas aeruginosa en los halcones sacre (Falco cherrug) que viven en cautividad como una secuela de la infección por Trichomonas (Samour, 2000a). Viruela El virus produce membranas diftéricas y ulceración de las mucosas. Afecta principalmente a las falconiformes, galliformes, columbiformes, psitaciformes y paseriformes. Afecta a aves de otros órdenes con menos frecuencia. Candidiasis (infección por Candida albicans) Se produce de forma secundaria a desnutrición (p. ej., hipovitaminosis A), tratamiento prolongado con antibióticos o alimentación con alimentos mucilaginosos, mal preparados, cuando los recién nacidos se alimentan a mano. Afecta a muchas especies de aves, y a veces se asocia a Aspergillus spp. Últimamente, se ha descrito cómo diagnosticar la candidiasis en los halcones (falconiformes) y un tratamiento nuevo en Arabia Saudí (Samour y Naldo, 2002a). Mucormicosis de la lengua (infección por Absidia corymbifera) A veces se denomina cigomicosis o ficomicosis, y es secundaria a desnutrición y tratamiento prolongado con antibióticos. Infestación por Capillaria spp., especialmente por C. contorta Es rara en las psitácidas, y se observa con más frecuencia en las galliformes y las falconiformes. Traumatismos Pueden estar causados por cuerpos extraños alojados debajo de la lengua (fig. 7.54) o en la garganta, o por quemaduras. 286 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo Figura 7.54 Loro gris africano con un absceso en la lengua. Obsérvese la inflamación redondeada en la base en el lado izquierdo del ave. La parte anterior de la lengua es normal. La causa puede haber sido la punción de la lengua por un cuerpo extraño agudo. (Por cortesía de Mr. A. D. Malley.) Hemorragia La hemorragia puede estar causada por traumatismos, infecciones bacterianas o una deficiencia de vitaminas A o K, o de calcio. Neoplasias En las psitaciformes, pueden ser fibrosarcomas o carcinomas de células escamosas. La lengua de las psitácidas que se alimentan con semillas es corta, roma, lisa y muscular, pero la de las que se alimentan con frutas (p. ej., loris [Loridae]), tiene papilas en la punta que no deben confundirse con lesiones. Halitosis La halitosis a veces es un signo clínico de lesiones de la boca (v. fig. 7.54), el buche o el proventr ículo, otros trastornos digestivos (v. más adelante) y también de trastornos de las vías respiratorias altas, especialmente cuando son de etiología bacteriana y/o fúngica. Esófago y buche Esofagitis, ingluvitis y necrosis Están causadas por infecciones bacterianas mixtas y/o fúngicas, infección por herpesvirus en las palomas y por el virus de la enteritis del pato o la infección por herpesvirus de las anátidas en las aves acuáticas (v. fig. 7.55). Keymer (1958a) observó por primera vez el síndrome de necrosis del esófago y el buche en los periquitos (Melopsittacus undulatus) y se ha asociado a una microflora bacteriana mixta, como ilustraron Arnall y Keymer (1975). Se caracteriza por bordes elevados, paralelos y amarillentos de material necrosado sobre la mucosa. En los casos graves, las lesiones pueden extenderse desde Figura 7.55 Esofagitis grave debida a una infección por herpesvirus de las anátidas en un cisne común (Cygnus olor). Obsérvense las lesiones hemorrágicas, de color rojizo, y las lesiones necrosantes confluentes, de color castaño, más avanzadas, que afectan a los pliegues longitudinales del esófago. El virus también produce lesiones vasculares en otras zonas del aparato gastrointestinal. La unión esofágico-proventricular puede aparecer como un anillo hemorrágico. Suele encontrarse sangre libre en el intestino delgado de varias especies de aves acuáticas. En una fase posterior, se forman placas necrosadas blanquecinas en la mucosa intestinal. También se producen lesiones cecales y hemorragias cloacales, y/o la necrosis también es común. Las lesiones que se encuentran en los cisnes y los gansos (Anser spp.) son diferentes de las que se observan en los patos (Keymer y Gough, 1986). (Crown copyright.) el esófago cervical al torácico y afectar a la mayor ía del buche. Parece probable, al menos en algunos casos, que estas lesiones sean una secuela de tricomoniasis. Generalmente, las aves afectadas vomitan y tienen diarrea. La tricomoniasis es un trastorno especialmente importante del aparato digestivo superior y del aparato respiratorio en las columbiformes y las falconiformes (Samour y Cooper, 1995; Samour, 2000b; Samour y Naldo, 2003, 2005), en las cuales se conoce como «frunce». La estasis ingluvial se produce principalmente en los recién nacidos alimentados a mano y en las aves ancianas, debilitadas. En el poliomavirus aviario (PVA) de las psitácidas, incluidas las enfermedades de las cr ías de periquitos (ECP), se produce una degeneración vesicular del epitelio con formación de cuerpos de inclusión. En un informe reciente que comprende desde 1994 hasta 2004, se describió ingluvitis esclerosante en 12 especies de aves, incluyendo tres cacatúas ninfas (Nymphicus hollandicus), dos guacamayos (Ara spp.), dos amazonas (Amazona spp.), una cacatúa blanca (Cacatua alba), un loro gris africano (Psittacus erithacus), un aratinga ñandai (Nandayus nenday), una perdiz copetona (Eudromia elegans) y un gallo rojo (Gallus gallus var. Domestica). El diagnóstico se realizó mediante histopatología, que se caracteriza por engrosamiento o aumento de la densidad de la túnica serosa de la ingluvia debido a serosis y neovascularización y, en ocasiones, edema (Garner, 2005). Impactación esofágica y/o ingluvial Está causada por picar e ingerir el recubrimiento de tela de la jaula; debilidad extrema y desnutrición; y envenenamiento por plomo, especialmente en las anseriformes. Esófago y buche ● 287 Puede ser una secuela de la estasis ingluvial (v. más adelante) y causar autointoxicación. Infestación del esófago y/o el buche por Capillaria contorta y otras Capillaria spp. Raro en las psitácidas, se observa principalmente en las falconiformes (Cooper, 1969) y las galliformes. Candidiasis esofágica y/o ingluvial Véase el apartado sobre cavidad bucal anteriormente. Figura 7.57 Cría de cacatúa ninfa (Nymphicus hollandicus) que muestra impactación intensa del buche. (Por cortesía de Mr. A. D. Malley.) Tricomoniasis esofágica y/o ingluvial Véase el apartado sobre cavidad bucal anteriormente. Inflación ingluvial Cálculos ingluviales (fig. 7.56) Un ejemplo en un periquito (Melopsittacus undulatus) fue de composición mixta (Arnall y Keymer, 1975). Los cálculos de uratos pueden representar uratos ingeridos de los excrementos. Todos los tipos son raros. Estasis ingluvial (fig. 7.57) Se asocia a infecciones bacterianas y/o fúngicas, PVA, incluidas las ECP, dieta incorrecta y cuerpos extraños. Puede estar causada por la formación de gas debido a estasis e infección bacteriana. «Síndrome del buche agrio» Es la ingluvitis y ulceración de la mucosa debido a alimentos rancios de mala calidad, o infecciones bacterianas o fúngicas localizadas. También se ha asociado a candidiasis (figs. 7.58 y 7.59) y a tricomoniasis. Secuela de la estasis. Buche colgante © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. La distensión es una secuela de la estasis ingluvial y/o inflación. Suele asociarse a bacterias gramnegativas. Puede producir hipertrofia de la mucosa ingluvial y flacidez, con vaciamiento lento del buche. Figura 7.56 Cálculo ingluvial procedente de un periquito, que contenía potasio, fosfatos y oxalatos, y tenía una reacción a la cistina positiva muy intensa. (Por cortesía de Sr. G. Dibley.) Figura 7.58 Candidiasis del buche en una cría de lori (familia Loriidae). Obsérvese el material epitelial, necrosado, blanco cremoso, que afecta a la mucosa del buche. En la cavidad bucal también hay lesiones menos extensas. (Por cortesía de Mr. A. D. Malley.) 288 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo Figura 7.59 Candidiasis ingluvial en una perdiz (Perdix perdix). El epitelio del buche muestra necrosis extensa y colapso notable de material necrosado, de color blanco amarillento. Figura 7.60 Proventrículo de un amazona (Amazona sp.) que muestra dilatación e impactación debidas a un trastorno por dilatación proventricular. En el envenenamiento por plomo y en las aves debilitadas puede producirse un aspecto parecido. (Por cortesía de Mr. A. D. Malley.) Regurgitación del contenido del buche Galanteo que muestran algunas aves psitácidas sanas (p. ej., periquitos). Representa vómitos en las aves enfermas (causas multifactoriales). Neoplasias En las psitaciformes, incluye leiomiosarcoma y carcinoma de células escamosas. Proventrículo El proventr ículo es el estómago glandular. La regurgitación de los jugos gástricos puede ser responsable de algunos casos de buche agrio (v. más arriba). En comparación con el esófago y el buche, el proventr ículo sólo sufre lesiones con poca frecuencia. Figura 7.61 Periquito afectado por levaduras gástricas aviarias. Obsérvese el aspecto ahuecado deprimido con las alas ligeramente alejadas del cuerpo. (Por cortesía de Mr. A. D. Malley.) Enfermedad por dilatación proventricular en las psitaciformes También se conoce como síndrome de dilatación proventricular de las psitácidas (SDPP), enfermedad consuntiva de los papagayos, dilatación gástrica neuropática, neuritis de los ganglios mesentéricos y encefalomielitis, dilatación gástrica neuropática y neuropatía esplácnicoinfiltrativa. Probablemente está causada por una infección vírica. La enfermedad por dilatación proventricular (EDP) es la enfermedad más importante del proventr ículo en las psitaciformes (figs. 7.60-7.62). En los casos típicos se observa leiomiositis linfocítica, multifocal, a veces con infiltración linfocítica de los ganglios nerviosos. Los signos clínicos incluyen pérdida de peso, regurgitación intermitente, diarrea y la presencia de semillas no digeridas en las excreciones. Los signos neurológicos son Figura 7.62 Levaduras gástricas de las aves (Macrorhabdus ornithogaster) en el proventrículo de un periquito. Tinción de Gram, 100. (Por cortesía de Mr. A. D. Malley.) Proventrículo una secuela, con incoordinación y cojera. Este trastorno se caracteriza histológicamente por infiltración de células linfoplasmocíticas en los nervios viscerales del aparato gastrointestinal (Lumeij, 1994; Boutette y Taylor, 2004). Clark (1984) sugirió que la desnutrición puede ser una causa importante de la dilatación proventricular, y cree que la impactación que se produce en este trastorno puede asociarse a la hinchazón rápida de las semillas secas en contacto con las secreciones proventriculares. La presión y la isquemia que se producen pueden ser suficientes para interferir con el peristaltismo. Cuando algunas semillas pueden pasar a través de la molleja, el ave continúa comiendo para satisfacer su apetito, dando lugar a mayor distensión del órgano. Sin embargo, las investigaciones más recientes (Gough y Drury, 1996; Gough et al., 1996; Gregory et al., 1997) indican que un virus de aproximadamente 80 nm de diámetro puede ser la causa de la enfermedad. No puede excluirse la posibilidad de que la desnutrición pueda ser un factor predisponente. Aunque parce que esta enfermedad afecta principalmente a las aves psitácidas, recientemente se ha producido un caso curioso de EDP en un halcón peregrino (Falco peregrinus) (Shivaprasad et al., 2005). Parece que esta es la primera vez que se ha observado esta enfermedad en aves de presa. Impactación proventricular y de la molleja (figs. 7.63 y 7.64) © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Además de causar impactación en las psitaciformes, la EDP también se ha sospechado en algunas especies no psitácidas (es decir, ciconiiformes, anseriformes, piciformes y paseriformes). Las impactaciones también pueden asociarse a envenenamiento por plomo, desnutrición, infecciones bacterianas y/o fúngicas y, en ocasiones, parasitismo. Figura 7.63 Impactación del proventrículo y la molleja de un avestruz de 3 meses de edad causada por la ingestión repetida de material vegetal áspero y fibroso. (Por cortesía del Dr. U. Wernery.) ● 289 Figura 7.64 Radiografía laterolateral de un halcón sacre (Falco cherrug) que muestra impactación intensa del ventrículo con arena fina del desierto. En Oriente Medio, los halcones suelen alimentarse en sus soportes. Sin embargo, es frecuente que los halcones obtengan alimentos del suelo e ingieran arena fina adherida a los alimentos, lo que provoca impactación. (Por cortesía del Dr. J. Samour.) Candidiasis (infección por Candida albicans) La candidiasis en poco frecuente en las psitácidas y, generalmente, es una extensión de la infección del buche y el esófago torácico. Infestación por nematodos del estómago (proventrículo) (fig. 7.65) Afecta principalmente a: estrutioniformes (avestruces), Libostrongylus (= Ornithostrongylus) douglassi; pelecaniformes y charadriiformes, Contracaecum spp.; anseriformes, Echinuria spp.; columbiformes, Tetrameres fissipina y Dispharynx nasuta; y psitaciformes, Synhimantus (Dispharynx) nasuta (varios sinónimos; también conocido como Spirura incerta, Habronema incertum y Cyrnea incerta). Los nematodos del estómago se limitan casi por completo a las aves importadas recientemente que vivían en libertad. Existe mucha confusión con respecto a la nomenclatura de estos nematodos en las psitácidas. Los taxonomistas helmintólogos, especialmente en el pasado, han cambiado no sólo los nombres de las especies, sino también el género de estos parásitos. Los veterinarios también suelen ser culpables de causar confusión, porque los helmintólogos no identifican correctamente los parásitos. Según Linda Gibbons, International Institute of Parasitology, St Albans, Reino Unido (comunicación personal, 1991), actualmente el género Spiroptera está obsoleto y los parásitos de este género se clasifican ahora como Acuaria o Spirura. Esto significa que Spiroptera incerta, al que dieron nombre Keymer (1982) y Shanthikumar (1987), ahora es Spirura incerta. El género Dispharynx se ha relegado a un subgénero del género Synhimantus y, por tanto, debe escribirse entre paréntesis después del nombre del género. Según Shanthikumar, 290 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo Cuerpos extraños Afecta principalmente a las estrutioniformes y las rheiformes, pero también a otras aves, como anseriformes, galliformes, psitaciformes y paseriformes. Neoplasias En las psitaciformes: adenocarcinoma. Molleja o ventrículo Las lesiones de la molleja son relativamente poco frecuentes. Enfermedad por dilatación proventricular Véase «Proventr ículo», más arriba. Erosión del recubrimiento córneo de la molleja Figura 7.65 Ánade azulón (Anas platyrhynchos). Distensión e impactación parcial del proventrículo (estómago) causadas por infestación con el nematodo Echinuria (sinónimo Acuaria) sp. (Por cortesía de Mr. T. Dennett, Zoological Society of London.) Synhimantus (Dispharynx) nasuta afecta a los periquitos y otras psitácidas. Sin embargo, como todos los parásitos del estómago, requiere un huésped intermedio invertebrado y sólo se encuentra en las aves que viven en libertad o que se han capturado recientemente, o en las que se mantienen en pajareras en el exterior con suciedad y plantas en crecimiento. Atonía En las psitaciformes, suele asociarse a estasis del buche, que da lugar a autointoxicación. Es un resultado típico del envenenamiento por plomo (v. «Esófago y buche», anteriormente). Posiblemente causas nutricionales y cuerpos extraños. Ingestión excesiva de arena fina, muy afilada en las psitaciformes. La erosión de la capa córnea, especialmente en la unión proventricular, puede estar causada por hipovitaminosis A o por la alimentación con ácidos grasos muy poliinsaturados, como los que contiene el aceite de hígado de bacalao, cuando no están protegidos por una concentración dietética adecuada de vitamina E. Infestación por nematodos del estómago Véase también «Proventr ículo», anteriormente. La infestación por Amidostomum anseris afecta a los gansitos (anseriformes) (fig. 7.66). Burr (1982) ha observado el nematodo Porrocaecum ensicaudatum en la molleja de las Hipertrofia de etiología desconocida Afecta a los guacamayos (Ara spp.) y las cacatúas (Cacatua spp.). Proventriculitis Se asocial a levaduras gástricas de las aves (Macrorhabdus ornithogaster), especialmente en las psitaciformes y, con menos frecuencia, en las paseriformes y en aves de otros órdenes. La causa se atribuyó originalmente a megabacterias. Pueden participar virus (p. ej., adenovirus). Los factores que contribuyen pueden ser deficiencias de la dieta, especialmente hipovitaminosis A. Figura 7.66 Nematodo de la molleja (Amidostomum anseris) en un ganso (Anser sp.). Estos nematodos blanquecinos, parecidos a hilos, son claramente visibles y han causado daños considerables en la capa córnea negruzca, teñida de bilis y sangre, del ventrículo. (Crown copyright.) Molleja o ventrículo ● 291 psitaciformes. Sin embargo, esto puede ser un ejemplo de identificación incorrecta, puesto que el parásito se encuentra normalmente en el intestino delgado de las aves paserinas (Keymer, 1982). Atrofia muscular Posiblemente, deficiencia de vitamina E y selenio. Síndrome de disfunción micótica Especies de hongos que penetran en la pared de la molleja. Figura 7.68 Impactación grave del aparato intestinal de un halcón peregrino (Falco peregrinus). La impactación fue causada por un excremento sólido formado por arena, partículas de plumas y heces secas. El halcón estaba muy deshidratado. Ventriculitis traumática Perforación y/o erosiones y ulceraciones (v. también «Proventr ículo», más arriba) de la capa queratinizada de la molleja («recubrimiento córneo») causadas por cuerpos extraños, como trozos del alambre de la jaula. A veces, debido a la actividad muscular de la molleja, penetran objetos agudos que perforan la pared y causan peritonitis. Hemosporidiosis En las psitaciformes, se producen megaloesquizontes en la musculatura de la molleja. La identificación precisa no es tan clara y se ha atribuido de forma variable a Leucocytozoon, Akiba o Haemoproteus spp. Neoplasias © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. En las psitaciformes, las neoplasias que se limitan a la molleja son poco frecuentes: por ejemplo, un adenocarcinoma secretor de moco en la molleja de un lori domicela (Domicella domicella) descrito por Appleby y Keymer (1971), y un adenoma en un lorito murciélago (Loriculus vernalis) registrado por Griner (1983) (figs. 7.67-7.73). Figura 7.67 Periquito espléndido (Neophema splendida) con impactación del asa proximal del duodeno y congestión intestinal del asa distal asociados a pseudomoniasis. (Por cortesía de Mr. A. D. Malley.) Figura 7.69 Disección del aparato intestinal del halcón de la figura 7.68, que muestra el excremento responsable de la impactación y una sección transversal del mismo. Figura 7.70 Intususcepción o invaginación de un segmento del intestino grueso de un avestruz de 6 meses de edad. Obsérvese el asa intestinal muy congestionada y casi necrosada. (Por cortesía del Dr. U. Wernery.) 292 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo Intestino, incluido el ciego En las figuras 7.67-7.78 se ofrecen algunos ejemplos de trastornos intestinales. Figura 7.71 Periquito espléndido. El intestino delgado estaba impactado con numerosos nematodos (Ascaridia spp.). (Por cortesía de Mr. A. D. Malley.) Figura 7.74 Tuberculosis intestinal (infección por Mycobacterium avium) con nódulos necrosados, múltiples, muy diseminados, que afectan al intestino de un arao (Uria aalge). Tanto la mucosa como la pared del intestino estaban afectadas. Obsérvese la ausencia de ciego. Se ha retirado el aparato digestivo anterior al duodeno. (Por cortesía de Mr. T. Dennett, Zoological Society of London.) Figura 7.72 Tucán (Ramphastos spp.). Enteritis diftérica grave del intestino delgado causada por una infestación intensa por ascaris (Capillaria spp.). Obsérvese la membrana diftérica necrosada de color blanco amarillento que cubre la mayoría de la mucosa, cuya parte expuesta adyacente muestra enrojecimiento y congestión intensos de la superficie epitelial. (Por cortesía de Mr. T. Dennett, Zoological Society of London.) Figura 7.75 Salmonelosis (infección por Salmonella typhimurium) que afecta al aparato intestinal de un guacamayo (Ara sp.). La mucosa del proventrículo está ligeramente enrojecida, pero el duodeno, el páncreas y los restos del aparato intestinal tienen un color negro morado. El epitelio intestinal se encontró notablemente congestionado, y se encontraron múltiples nódulos necrosados, principalmente discretos, a lo largo de la pared intestinal. Muchos de ellos eran visibles a través de la pared del intestino, así como sobre la superficie mucosa donde el intestino se había abierto. La molleja estaba vacía y mostraba una coloración de la bilis verdosa en la capa córnea. Obsérvese la ausencia de ciego. (Por cortesía de Mr. T. Dennett, Zoological Society of London.) Figura 7.73 Tuberculosis (infección por Mycobacterium avium) con una lesión necrosada caseosa grande y redondeada, que afecta a la unión ileocecal de un pavo real común (Pavo cristatus). Obsérvese la presencia del ciego bien desarrollado. (Por cortesía de Mr. T. Dennett, Zoological Society of London.) Intestino, incluido el ciego ● 293 Infecciones bacterianas Figura 7.76 Somormujo lavanco (Podiceps cristatus). Parte del intestino delgado abierto para mostrar una infestación por cestodos (especie no identificada). El ave se encontraba en buen estado físico y murió accidentalmente. No había pruebas de que los nematodos estuvieran desempeñando una función patógena. © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Figura 7.77 Tiflitis nodular (infestación por Heterakis isolonche) en un faisán orejudo marrón (Crossoptilon mantchuricum). Ambos ciegos estaban muy afectados por la formación de nódulos en la pared cecal, que son visibles exteriormente. Estos nódulos contienen el parásito embebido en tejido conjuntivo proliferativo. (Crown copyright.) Figura 7.78 Cisne común. El intestino delgado se ha abierto para mostrar una infestación intensa por acantocéfalos o gusanos de cabeza espinosa (especie no identificada). Estos parásitos requieren un huésped intermedio invertebrado acuático y pueden ser patógenos. (Por cortesía de Mr. A. Hunt.) Salmonelosis (Salmonella spp., especialmente infección por S. typhimurium) (v. fig. 7.75); infección por Escherichia coli; pasteurelosis (infección por Pasteurella spp.); yersiniosis (infecciones por Yersinia pseudotuberculosis y raramente Y. enterocolitica); tuberculosis (Mycobacterium avium en todos los órdenes de aves (v. figs. 7.73-7.74) e infecciones por M. tuberculosis y M. bovis en las psitaciformes); seudomoniasis (infección por Pseudomonas aeruginosa, v. fig. 7.74); aeromoniasis (infección por Aeromonas hydrophila); enteritis necrótica asociada a Clostridium spp. en los loris arcoíris (Trichoglossus haematodus) (v. más adelante); y clamidiosis o psitacosis (infección por Chlamydophila psittaci). No se conoce bien la función de otros microorganismos en las infecciones entéricas de las psitaciformes (p. ej., Campylobacter jejuni y Serratia y Citrobacter spp.). Casi todas estas bacterias, con la excepción de M. tuberculosis y M. bovis, infectan a la mayor ía de las demás especies de aves. La enteritis clostridial causada por Clostridium perfringens se conoce bien en las galliformes, pero C. colinum es la causa en las codornices (Colinus virginianus y Coturnix coturnix). La infección por C. perfringens también se ha descrito en las esfenisciformes, columbiformes y paseriformes. La tiflitis causada por Treponema spp. también afecta a veces a otras especies (p. ej., galliformes y anseriformes). Es necesario realizar más estudios sobre la microflora normal del intestino de las aves con el fin de evaluar la patogenia de las bacterias. Infecciones víricas En las psitaciformes, incluyen paramixovirus (PMV) grupo 1 (enfermedad de Newcastle), grupo 5 (virus de Kunitachi de los periquitos) y, posiblemente, grupos 2 y 3; y la enfermedad de Pacheco (herpesvirus), que causa diarrea hemorrágica y se sospecha que enteritis vírica (de tipo enterovirus) en las cacatúas (Cacatua spp.). La enteritis por herpesvirus de las anátidas con cloacitis afecta a las anseriformes; adenovirus en las psitácidas y palomas; enteritis por rotavirus en los faisanes (Phasianus colchicus); y posiblemente reovirus en algunas especies. Aunque la patogenia de la mayor ía de las especies de bacterias se conoce bien, no puede decirse lo mismo de los virus, especialmente de los coronavirus, reovirus y rotavirus. McOrist (1991) observó un ejemplo de enteritis vírica en las cacatúas que viven en libertad, que se cree que está causada por un microorganismo de tipo enterovirus. Se encontró en la cacatúa galah (Eolophus roseicapilla) y en la cacatúa galerita (C. galerita). Los signos clínicos fueron diarrea y pérdida de peso. En la necropsia, se observó que el duodeno estaba distendido con líquido amarillento. La exploración histológica reveló proliferación de las criptas y atrofia de las vellosidades. En los enterocitos se observaron cuerpos de inclusión intracitoplásmicos pequeños de un enterovirus mediante microscopia electrónica. Se han encontrado partículas de tipo circovirus (asociadas a excrementos «acuosos») en la bolsa cloacal de palomas jóvenes (Columba livia), pero 294 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo no se ha establecido su función etiológica (Gough y Drury, 1996). La virología aviaria es un campo de estudio que crece rápidamente. Para obtener más información sobre las infecciones víricas del aparato digestivo, el lector debe consultar los libros de texto mencionados en los párrafos de introducción. Es necesario investigar más la patogenia de los virus aviarios, especialmente en las psitácidas y otras aves no gallináceas. Infecciones fúngicas Infección por Candida albicans. Infestaciones por protozoos La giardiasis (infección por Giardia spp.) afecta especialmente a las aves psitaciformes, pero también a las anseriformes y las galliformes; la hexamitiasis (infección por Hexamita spp.) afecta a las galliformes, columbiformes y, más raramente, a las psitaciformes, incluyendo los periquitos; la denominada disenter ía por protozoos asociada a Hexamita, Trichomonas y Blastocystis spp. afecta a las aves de caza (galliformes); y la coccidiosis (infecciones por Eimeria e Isospora spp.) afecta principalmente a las galliformes, pero también a otros órdenes (p. ej., anseriformes, columbiformes y psitaciformes). La microsporidiosis se ha observado en ocasiones en las psitaciformes. Histomonas meleagridis produce tiflitis y hepatitis en algunas aves gallináceas (v. «Hígado», más adelante). Coclosomiasis (Cochlosoma spp.) en las paseriformes. Fudge (1991) ha afirmado que la giardiasis es muy frecuente en las cacatúas en Norteamérica. La coccidiosis en las psitaciformes es un diagnóstico frecuente, pero incorrecto, realizado por aficionados, probablemente porque es frecuente en las aves de corral y en las aves de caza. El primer registro confirmado de la infección en las psitaciformes parece que es el que hizo Keymer (1958b), que identificó una Eimeria sp. en un periquito. Farr (1960) encontró el parásito 2 años después en México y lo denominó Eimeria dunsingi. Desde entonces, la coccidiosis se ha observado en otras psitácidas, pero sigue siendo una enfermedad poco frecuente. Sin embargo, es probable que muchas aves tengan infecciones subclínicas durante un largo per íodo de tiempo, como han sugerido Hooimeijer y Fortune (1991), que encontraron una Eimeria sp. en un amazona frentiazul (Amazona aestiva) que había permanecido completamente aislado durante 2 años aproximadamente. Infestación por nematodos Incluyen Ascaridia spp., especialmente Ascaridia hermaphrodita, en el intestino delgado de las psitaciformes (v. fig. 7.71); infestaciones por Capillaria spp. del intestino delgado en las psitaciformes y algunos otros órdenes (v. fig. 7.72); Ascaridia columbae, Capillaria columbae y C. longicollis en las palomas; infestación del ciego por Heterakis gallinae en varias especies de galliformes y H. isolonche en el pavo real (Pavo spp.) y algunas especies de faisanes (Phasianinae). (v. fig. 7.77.) Otros muchos nematodos afectan a todas las especies de aves. Infestaciones por acantocéfalos Shanthikumar (1987) ha observado Mediorhynchus grande en varios loros (Trichoglossus: Psitteuteles versicolor). Los acantocéfalos son muy raros en las psitácidas. Las aves acuáticas son huéspedes frecuentes (v. fig. 7.78), pero estos parásitos también infestan a muchas otras especies de paseriformes y aves de presa (falconiformes). Infestaciones por cestodos Existen varias especies que afectan a las psitaciformes, pero Raillietina spp. probablemente son los más frecuentes. Los cestodos a veces producen impactación del intestino, y son especialmente prevalentes en los loros grises (Psittacus erithacus) y las cacatúas (Cacatua spp.). Un considerable número de especies afectan a una amplia variedad de aves, y los géneros Dilepis y Choanotaenia son especialmente frecuentes en las paseriformes, Raillietina en las galliformes y las columbiformes, e Hymenolepis en las anseriformes. Infestaciones por trematodos Se han encontrado en raras ocasiones en las psitaciformes. La incidencia de infestación es mayor en las anseriformes y otras especies acuáticas. Atrofia de las vellosidades/ síndrome de malabsorción Enfermedad crónica, con frecuencia mortal, que se asocial a pérdida de peso en los periquitos. Baker (1985) ha descrito en los periquitos la atrofia de las vellosidades que da lugar al síndrome de malabsorción. El único dato post mortem macroscópico fue una dilatación de los dos tercios proximales del intestino. El contenido intestinal puede ser normal o ligeramente mucoso. Sin embargo, la exploración histológica inicialmente muestra una reacción inflamatoria masiva, que llena y distiende mucho la lámina propia de las vellosidades. Las células inflamatorias son predominantemente linfocitos, con un pequeño número de plasmocitos. La reacción inflamatoria persiste y las vellosidades se acortan y tienden a fusionarse. Las criptas aumentan tanto en tamaño como en el número de células que las recubre. Se cree que este estado puede persistir durante meses. En los casos de larga duración, las células de la mucosa aparentemente normales son sustituidas por células globosas. Posteriormente, la enfermedad puede causar la muerte. La causa de la enfermedad no se conoce. Sin embargo, se ha observado que se parece a la enfermedad inmunoproliferativa del intestino delgado de los perros Basenji y, por tanto, puede participar una reacción inmunitaria. Vólvulos Poco frecuentes, pero se han observado en las estrutioniformes (Wade, 1992). Páncreas © ELSEVIER. Fotocopiar sin autorización es un delito. Enteropatías no específicas Causan enteritis y diarrea. Probablemente, la «enteritis» es la enfermedad más frecuente que aparece en los libros sobre aves de jaula y pajareras escritos por los criadores de aves y otros no veterinarios. De hecho, la enteritis confirmada como una entidad específica no es tan frecuente como generalmente se cree. Esto se debe a que, en la exploración post mortem, el aparato intestinal suele estar demasiado autolisado para que pueda confirmarse la enteritis histopatológicamente y la diarrea no indica necesariamente enteritis, como frecuentemente suponen los no veterinarios. En algunas especies de aves, el aspecto normal de las heces a veces se confunde con diarrea. Por tanto, es fundamental que el clínico conozca el aspecto de las excreciones normales de las especies que está explorando (p. ej., en las especies frugívoras, las excreciones son líquidas). Además de a enteritis, la diarrea puede asociarse a hepatopatía. La gota visceral y los trastornos renales suelen causar excreción excesiva de uratos, y esto puede confundirse con diarrea. La presión sobre el intestino, debido a neoplasias abdominales, especialmente en los periquitos, puede producir signos de diarrea. Aunque la enteritis verdadera puede asociarse a trastornos de la dieta, generalmente se debe a septicemias causadas por infecciones bacterianas y víricas. Esto también ocurre en las infestaciones por protozoos del intestino (v. anteriormente) y, a veces, está causado por helmintos, especialmente Capillaria spp. En las psitácidas, es más probable que Ascaridia spp. cause impactación intestinal que enteritis. Esto se debe a que los parásitos generalmente afectan al duodeno y a la parte superior del yeyuno, donde en las psitácidas la luz del intestino es más amplia que más caudalmente. McOrist (1991) ha registrado una enteritis necrótica en los loros arcoíris que viven en libertad en Australia. Se pensó que la causa eran bacterias del complejo Clostridium perfringens. En la necropsia, la enfermedad se caracterizaba por dilatación e inflamación agudas del intestino delgado. La exploración histológica reveló «necrosis e inflamación agudas de la mucosa, con hileras de bacterias clostridiales unidas a la superficie de la luz de los enterocitos de las vellosidades». Aunque la enteritis clostridial se conoce bien en algunas especies de gallináceas, parece que es rara en las psitácidas. De hecho, la mayor ía de las infecciones bacterianas que se enumeran más arriba se conocen bien en otras especies de aves. Sin embargo, la aeromoniasis es una excepción, y se conoce mejor como una enfermedad de los anfibios y los peces. Panigrahy et al. (1981) la han descrito en las cacatúas (Nymphicus hollandicus). Un tipo frecuente de enteropatía es la que se observa en las psitaciformes pequeñas y las paseriformes importadas recientemente (G. Jackson e I. F. Keymer, datos no publicados). Parece que se relaciona con el estrés y, probablemente, con hipoglucemia. Las aves mueren en un estado f ísico razonablemente bueno, con la molleja contraída y habitualmente vacía. El intestino delgado contiene material mucoso negro y sangre digerida o parcialmente digerida. Parece que este síndrome se produce ● 295 después de la inanición, debido a no haber recibido alimentos durante varias horas o después de un cambio de dieta que es desconocida e inaceptable para el ave. La mucosa intestinal suele tener un aspecto hemorrágico. En la exploración bacteriológica, habitualmente pueden aislarse Escherichia coli no hemolíticos en el cultivo puro. La perforación intestinal suele causar peritonitis. Las causas incluyen cuerpos extraños de muchos tipos; infestaciones intensas por Ascaridia spp. (especialmente en los periquitos australianos), otros nematodos y cestodos. Impactación del colorrecto Generalmente es secundaria a la impactación del oviducto, incluyendo «huevos aglutinados» y neoplasia renal. Enterolitiasis Un trastorno raro que han observado Kollias et al. (1984). En una cacatúa blanca (Cacatua alba) se encontró un enterolito que pesaba 11,5 g en la luz de la flexura duodenal. Tenía una textura subcristalina y contenía una proporción elevada de oxalatos. Prolapso rectal Causado por esfuerzo, también produce prolapso de la cloaca (v. más adelante). Secundario a trastornos intestinales y otros. Neoplasias En las psitaciformes: adenocarcinoma, leiomiosarcoma. Páncreas El páncreas está rodeado por el asa duodenal y tiene funciones tanto endocrinas como exocrinas. Para obtener información sobre la disfunción endocrina del páncreas, véase «Trastornos endocrinos». Las enfermedades del páncreas en las psitaciformes son relativamente raras, pero cada vez se observan con más frecuencia a medida que aumenta el uso de la bioquímica sanguínea en el diagnóstico clínico. Pancreatitis Parece que Wallner-Pendleton et al. (1983) describieron por primera vez la pancreatitis con cuerpos de inclusión (PCI) en los inseparables (Agapornis sp.). Se cree que está causada por un adenovirus. Los adenovirus también causan pancreatitis en algunas especies de gallináceas. Otros virus que causan pancreatitis son PMV-1 en las palomas domésticas; PMV-3 en las psitaciformes (Neophema spp., v. «Atrofia» más adelante); virus de la gripe aviaria en algunas gallináceas; herpesvirus en psitaciformes; y herpesvirus de las anátidas en las anseriformes. La pancreatitis suele causar poliuria. 296 ● CAPÍTULO 7: Trastornos relacionados con el manejo Necrosis pancreática aguda Causa desconocida. Pass et al. (1986) han descrito una necrosis pancreática aguda en la cacatúa galah o en la cacatúa rosa. Se ha afirmado que las lesiones difieren considerablemente de las de la PCI, y se produce necrosis masiva tanto del tejido endocrino como exocrino. Las aves afectadas están muy obesas, y el páncreas se observa inflamado y edematoso. En el tejido necrosado se han encontrado sales de calcio. También hay lesiones en la grasa abdominal, el hígado y el bazo. No se conoce con precisión la causa exacta, aunque se cree que las lesiones están causadas por la liberación de enzimas proteolíticas pancreáticas en el sistema circulatorio y en los tejidos. Diabetes mellitus Se ha diagnosticado con poca frecuencia hasta hace relativamente poco tiempo (v. «Trastornos endocrinos», más adelante). Atrofia Parece que Beach (1962) observó atrofia pancreática por primera vez en un periquito. Los signos que mostraba el ave indicaban disfunción endocrina más que exocrina. A principios de los años ochenta, en Inglaterra, Keymer (datos no publicados) observó lesiones patológicas asociadas a atrofia del órgano en periquitos (Neophema splendida). Las lesiones eran muy extensas. Tres aves tenían pancreatitis grave, que parecía que era primaria y podía haber causado atrofia posteriormente. Había infiltración intensa con células mononucleares y algunos fibroblastos de los tejidos intersticiales. Las células infiltradas eran principalmente linfocitos y plasmocitos. Había muy pocos granulocitos. Las células acinares mostraban alguna pérdida de gránulos cimógenos. Los intentos de aislar virus en huevos embrionados de aves y cultivo celular no tuvieron éxito. Simpson (1993) describió datos similares en Neophema spp. y se sospechó que la causa de la pancreatitis era una infección por PMV-3, como observaron los investigadores de Bélgica y Holanda. Desde los informes de Beach (1962), Hasholt (1972) y Quesenberry y Liu (1986) también han observado atrofia pancreática. Las lesiones descritas por estos últimos investigadores no son diferentes de las del síndrome de atrofia infecciosa de los pollos domésticos, según C. J. Randall (comunicación personal, 1986). Evide
