6)_PROTOCOLO_Cactoblastis 4 dic CORRECCIONES[1]

SECRETARIA DE AGRICULTURA,
GANADERÍA. DESARROLLO RURAL,
PESCA Y ALIMENTACIÓN
DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL
CENTRO NACIONAL DE REFERENCIA FITOSANITARIA
PROTOCOLO PARA LA IDENTIFICACIÓN DE LA PALOMILLA DEL NOPAL
Cactoblastis cactorum Berg (Lepidoptera: Pyralidae).
Elabora (n):
Nombre
Cargo
Dr. Mariano Flores Dávila
Director General del
Firma
Laboratorio CISEF
Revisa (n):
Ing. María Esther García
Jefe de Área Entomología
Raya
Autoriza (n):
Dr. Mariano Flores Dávila
Director General
Datos de Control
Revisión: 00
Fecha de elaboración:
Mayo de 2011
Laboratorio:
Entomología
No. de Páginas:
16
ÍNDICE
Página
Antecedentes……………………………………………………………………………………………………………..
3
Importancia……………………………………………………………………………………………………………...
3
Daños……………………………………………………………………………………………………………………….
3
Clasificación………………………………………………………………………………………………………………
4
Descripción………………………………………………………………………………………………………………..
4
Adulto……………………………………………………………………………………………………………….
4
Huevecillo………………………………………………………………………………………………………..
.
5
Larva………………………………………………………………………………………………………………..
5
Pupa………………………………………………………………………………………………………………….
6
Protocolo…………………………………………………………………………………………………………………..
6
Toma de muestra………………………….………………………………………………………………..
6
Envío de muestra………………………….………………………………………………………………..
7
Conservación…………………….…………………………………………………………………………………….
7
Sacrificio en agua caliente…………………………………………………………………………….
8
Sacrificio en frío………………………………………………………………………………………………
8
Proceso de desplegamiento………………………………………………………………………….
9
Destrucción de la muestra y manejo de desechos……………………….………............
9
Técnica de montaje de genitalias de Lepidoptera (Janse, 1932)…………………..
10
Identificación………………………………………………………………………………………………….
11
Claves taxonómicas para la identificación de adultos de C. cactorum……….………
13
Claves taxonómicas para la identificación de larvas de C. cactorum………………….
15
Bibliografía…………………………………………………………………………………………………………………
16
2
ANTECEDENTES
Una de las mayores amenazas para la biodiversidad de México, en particular para diversas
especies de Opuntia entre las que se encuentran los nopales, es Cactoblastis cactorum
conocida como la palomilla del nopal, la cual es nativa de Sudamérica y se ha usado
exitosamente en Australia para el control biológico de opuntias introducidas. El peligro de C.
cactorum en nuestro país radica en el hecho de albergamos la mayor diversidad de especies
de Opuntia en el mundo, varias de las cuales pudieran ser hospederos de esta palomilla, tal y
como se ha documentado para un amplio número de especies.
En nuestro país existen 83 especies de opuntias, entre las que se encuentran los nopales, de
las cuales 53 son exclusivas de nuestro país y de acuerdo con reportes recientes 19 de ellas
tienen el potencial de ser dañadas. Las rutas más probables de ingreso son por migración
desde Florida (donde se ha reportado desde 1989) al norte del país, así como una migración
desde el Caribe (Conabio, 2010).
IMPORTANCIA
Las condiciones climáticas de México favorecen la invasión de esta palomilla y estudios
preliminares sugieren que la zona norte de México, que produce grandes cantidades de tuna y
nopal forrajero sería la más afectada. La invasión de la palomilla del nopal podría afectar tanto
las nopaleras silvestres como las cultivadas con impactos importantes sobre la biodiversidad y
la producción de nopales (CONABIO, 2010).
DAÑOS
Las larvas causan un daño físico al perforar y destruir los cladodios jóvenes que aun no se han
vuelto leñosos. El daño de la larva permite la entrada de patógenos microbianos a la planta,
que provocan infecciones secundarias, las cuales pueden ocasionar la muerte de todo el nopal.
3
CLASIFICACIÓN
Phylum: Arthropoda
Clase: Hexapoda
Orden: Lepidóptera
Familia: Pyralidae
Subfamilia: Phycitinae
Género: Cactoblastis
Especie: C. cactorum (Berg, 1885)
DESCRIPCIÓN
ADULTO: Las palomillas adultas son poco visibles, sus alas anteriores son de color café
grisáceo con dos franjas transversales ondeadas. Las alas son un poco más claras hacia el
margen lateral. Las alas posteriores son color gris pálido con una banda oscura a lo largo del
margen. En contraste, las palomillas de Melitara muestran considerablemente más blanco en el
ala anterior. Las palomillas tienen una expansión alar de 27 a 40 mm cuando son obtenidas de
hospederos óptimos, pero pueden ser considerablemente más pequeñas cuando se crían en
hospederos poco óptimos o en plantas hospederas pequeñas que les proporcionan alimento
limitado.
Generalmente las hembras son más grandes que los machos, sus alas son ligeramente más
obscuras y sus palpos más prominentes.
1
Figura 1. Adulto de Cactoblastis cactorum
1
http://www.senasica.gob.mx/?id=954
4
HUEVECILLO: Es cilíndrico y aplanado, como de 0.9 mm de ancho y 0.4 mm de largo.
Inicialmente es de color crema y, se obscurece a café y llega a ser casi negro poco antes de
que eclosione la larva. La hembra apila sus huevecillos como moneda para formar una cadena
o pequeño bastón, simulando a una espina de nopal.
2
Figura 2. Huevecillos de Cactoblastis cactorum
LARVA: Las larvas de primer instar (recién nacidas) tienen 2.5 mm de largo y son de color grisverdoso. Los últimos instares tienen un nítido color que va del salmón naranja saturado al rojo,
con puntos negros formando bandas transversales. Estas bandas transversales del último
instar (sexto) están casi siempre divididas en cuatro bloques separados y nunca se unen en la
línea media, distinguiéndose por lo tanto de otros grupos relacionados en el género. Las larvas
completamente desarrolladas miden unos 33 mm de largo antes de pupar, pero pueden ser
considerablemente más pequeñas cuando se crían en hospederos pequeños o poco óptimos
(Fig.3).
3
Figura 3. Larvas de Cactoblastis cactorum
2
3
http://www.senasica.gob.mx/?id=954
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5
PUPA: Las larvas maduras tejen un cocón blanco sedoso en el cual crean su pupa, usualmente
bajo residuos, por ejemplo en cladodios
secos, basura de hojas, cerca o sobre la planta
hospedera. Las crisálidas frecuentemente se cubren con suelo o partículas vegetales, lo cual
las hace difíciles de detectar (Fig. 4).
4
Figura 4. Pupa de Cactoblastis cactorum
PROTOCOLO
Toma de muestra
Las inspecciones visuales del daño o el uso de trampas cebadas con feromona del insecto son
las herramientas más efectivas para detectar esta palomilla y su posterior envío al laboratorio.
MATERIAL DE COLECTA
1. Red entomológica.
2. Frascos viales.
3. Bolsas de plástico.
4. Termo con agua caliente.
5. Plumas de tinta indeleble.
6. Hielera de unicel.
7. Caja para envío de muestras.
8. Hoja para toma de datos.
9. Lápiz de grafito.
10. Piezas de hielo: bolsas de gel congeladas (No emplear hielo seco).
11. GPS
12. Cámara fotográfica
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Envío de la muestras
Las muestras deben ser enviadas directamente al laboratorio, para su análisis inmediato. Los
ejemplares (larvas) de la palomilla del nopal deberán ser enviados en perfectas condiciones en
frascos (viales) con alcohol al 70%; mientras que los adultos pueden ser enviados directamente
de la trampa con feromona
o el adulto en bolsas de celofán trasparente o pueden ser
montados en un alfiler entomológico y enviarlos en una caja debidamente cerrada.
Las direcciones de los Laboratorios Fitosanitarios Aprobados, puede ser consultada en la
pagina del SENASICA: www.senasica.gob.mx
Datos de la Muestra
En ambos casos (larvas y adultos) se debe enviar todos los datos de la recolecta como son:
Hospedero.- Nombre común y Nombre científico.
Localidad.Nombre del recolector.
Fecha de recolecta.
Método de recolecta.
Coordenadas GPS (Sistema de Posicionamiento Global).
Otras observaciones
Si la muestra enviada cumple con todo lo anterior se reciben en el área de muestras por
procesar, éstas son ordenadas con base en su número de registro y se rotulan cada una de
ellas en el formato o bitácora respectiva.
Antes de iniciar la identificación de los ejemplares (larvas) es necesario tenerlos en condiciones
adecuadas aplicando lo siguiente:
CONSERVACIÓN
Los ejemplares (larvas) procesadas e identificadas se conservan en alcohola al 70% en frascos
con tapa (Fig. 5). Los adultos se conservan en cajas entomológicas a temperatura ambiente en
ambos casos deben estar etiquetados con todos los datos de recolecta.
7
Tapón de cierre hermético
Frasco vial
Etiqueta dentro del frasco
Alcohol
Especímenes
Diferentes tamaños de frascos
tapa de rosca.
con
Etiquetado de frasco vial.
Figura 5. Frascos viales.
Sacrificio en agua caliente
Los estados inmaduros poseen tejidos internos blandos y carnosos que se oxidan con facilidad
cuando se sacrifican directamente por inmersión en alcohol, ya que el grado de penetración por
cutícula de este reactivo es muy bajo, por este procedimiento las larvas se ponen negras lo que
dificulta e incluso obstaculiza su observación e
identificación para evitar esto, los tejidos
internos se desnaturalizan hirviendo las muestras como se detalla:
Se coloca agua en un vaso de precipitados, se coloca en una plancha de calentamiento,
cuando empieza a hervir se deja caer la larva viva, en contacto con el agua muere y despliega
todos sus apéndices, cuando se realiza en forma correcta y en un recipiente adecuado para el
tamaño del ejemplar, ésta se extiende en todo su tamaño. El tiempo que permanecerá
sumergido en agua hirviendo dependerá del tamaño de la larva, desde 30 segundos para
ejemplares muy pequeños (3 a 7 mm), hasta 5 minutos para ejemplares grandes (5 a 10 cm).
Después de trascurrido el tiempo, se apaga la plancha de calentamiento y se deja enfriar un
poco para que el ejemplar endurezca (3 a 5 min. son suficientes), se retira el ejemplar y se
coloca en alcohol al 70%.
Para identificar la larva es conveniente colocarla bajo el microscopio estereoscopio con la
cabeza del lado izquierdo del observador y colocarle alcohol al 70% cubriéndola en su
totalidad.
Sacrificio con frío
Colocar los ejemplares (insectos adultos) en el congelador del refrigerador por 10 minutos o
hasta que mueran y son transferirlos para su conservación a alcohol al 70%.
8
La limpieza de los ejemplares rara vez es necesaria, y es preferible no hacerlo, es mejor un
poco de polvo que dañar el insecto. La limpieza se realiza cuando los ejemplares han sido
recolectados de lodo, estiércol o excremento, etc. El procedimiento para eliminar la suciedad es
el siguiente: lavar el ejemplar con ayuda de una piceta con agua y una pizca de detergente,
enjuagar con agua corriente y colocarlo en alcohol al 70%. El polvo y la pelusa pueden ser
eliminados con la ayuda de un pincel calibre 00 de pelo de camello, previamente sumergido en
éter, cloroformo, acetona u otro líquido limpiador. Esto también elimina el aceite o grasa que
algunas veces exuda del espécimen ya montado (Borror et al., 1989).
Proceso de desplegamiento
Los adultos de la palomilla del nopal montados en alfiler entomológico se colocan en la tabla de
desplegamiento con el cuerpo en la sutura central, de tal manera que las alas queden
exactamente niveladas con la superficie de ésta, los demás insectos pueden ser acomodados
en la posición deseada, al colocarlos sobre una superficie lisa.
Figura 6. Tabla de desplegamiento.
DESTRUCCIÓN DE LA MUESTRA
Para ejemplares del ciclo biológico (huevo, larva, pupa y adulto) vivos de C. cactorum deben
colocarse en un frasco en alcohol al 70%. En caso que llegaran muestras vegetales, la
muestra se esteriliza y se manda a incineración.
9
Técnica de montaje de genitalias de Lepidoptera (Janse, 1932)
 El método consiste en separar el abdomen completo del cuerpo del insecto y colocarlo en
una solución de KOH al 10% cerca de media hora, posteriormente colocarlo en una caja
de disección y observando bajo una lupa o microscopio estereoscópico retirar la parte
requerida cuidadosamente.
 Colocar el abdomen en un tubo preparado con KOH al 10% durante 24 horas, o de 10 a
30 minutos al colocar el tubo en agua caliente.
 Enseguida con la ayuda de unas pinzas o pincel, transferir el abdomen a una solución
saturada de ácido cítrico en agua.
 De la solución de ácido cítrico, transferir el abdomen después de unos pocos minutos a
un vidrio de reloj con agua, eliminando el tejido soluble con la ayuda de unos pinceles.
 Posteriormente, con la ayuda de una pipeta preparada con un bulbo, succionar un poco
de agua limpia, insertar la punta de la pipeta en el interior del abdomen por la parte donde
éste se une al tórax, sosteniendo el abdomen con una brocha, inyectar cuidadosamente
el agua con el fin de eliminar el resto de las partículas indeseables.
 Cuando el abdomen ha sido aclarado satisfactoriamente, puede ser teñido con una
solución acuosa de magenta. La tinción se puede llevar a cabo en un tubo preparado
previamente con el colorante durante un período aproximado de 30 minutos. En caso de
que el abdomen se halla teñido en exceso, se debe colocar en agua para eliminar el
exceso.
El montaje del abdomen puede ser dorsoventral o lateral, pero es mejor hacerlo en aspecto
lateral, ya que de esta manera se muestran la mayoría de los órganos en su posición natural.
Sin embargo, la sobreposición de la valva oculta ciertas partes situadas bajo ésta, por esta
razón se recomienda separar la valva sin dañar las demás partes. Para lo cual se endurece el
abdomen al colocarlo en alcohol absoluto y posteriormente en xilol. Entonces, cuando el
abdomen esté endurecido, separar la valva en su punto de unión con el abdomen, con la ayuda
de una aguja o bisturí.
Cuando la monta del abdomen se realiza dorsoventralmente, se recomienda separar el edeago,
cortando cuidadosamente las membranas con la ayuda de una aguja, y con unas pinzas se
separa de entre las valvas y se monta cerca del abdomen.
El abdomen se puede pasar del alcohol al 98% a xilol hasta que sea montado en bálsamo de
Canadá o por un período de 30 a 60 minutos.
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IDENTIFICACIÓN
Bastoncillo de huevos: El bastoncillo de huevos de la palomilla del nopal (Fig. 7) no puede
distinguirse de manera confiable de los bastoncillos de huevos de otras especies nativas
de Melitara.
5
Figura 7. Bastoncillo de huevecillos de Cactoblastis cactorum.
Larvas: Los primeros estadios de la larva de Cactoblastis (Fig. 8) carecen de colores
distintivos y deben ser examinadas por especialistas para su identificación o deben
mantenerse en recipientes de crianza para obtener larvas de estadios más desarrolladas
que presenten la pigmentación típica de esta especie.
6
Figura 8. Larvas de C. cactorum en estadios inicial y final.
5
6
http://www.senasica.gob.mx/?id=954
http://www.senasica.gob.mx/?id=954
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Adultos: Las alas anteriores de Cactoblastis y Melitara son similares, ambas son de color café
grisáceo con franjas tranversales en zig-zag cerca de la base y con una franja doble en zigzag cerca del ápice (Fig. 9).
7
Figura 9. Adulto y larva de Melitara sp.
Las alas son de color más claro en las áreas anteriores entre las franjas en zig-zag. Los
palpos labiales de las hembras de Cactoblastis son largos, extendiéndose hacia el frente y
sobrepasando el largo de la cabeza, mientras que los palpos labiales en los machos son
cortos y curvados hacia arriba. Los palpos maxilares son grandes, tienen forma de abanico y
son visibles a los lados de los palpos labiales, característica que distingue a Cactoblastis de
Melitara y de otras especies que comúnmente se capturan en las trampas de feromona. (Fig.
10).
8
Figura 10. Palpos maxilares de Cactoblastis cactorum
7
8
http://mississippientomologicalmuseum.org.msstate.edu/Researchtaxapages/CactusMoths/pdfs/Cactusmoth-brochure-spanish.pdf
http://mississippientomologicalmuseum.org.msstate.edu/Researchtaxapages/CactusMoths/pdfs/Cactusmoth-brochure-spanish.pdf
12
Las antenas de ambos sexos son simples, sin ningún tipo de proyección pectinada, mientras
que las antenas en ambos sexos de Melitara son pectinadas.
En Cactoblastis y Melitara las extremidades medias tienen una franja negra oblicua en la tibia
(ver detalle en Fig. 11), la cual está ausente en otras especies que se capturan en las trampas de feromona. La probosis de los machos es corta e incospicua y está cubierta de
escamas en ambos géneros.
9
Figura 11. Banda en la tibia del segundo par de patas de Cactoblastis cactorum
Clave para la identificación de palomillas capturadas en las trampas que se utilizan en
el monitoreo de Cactoblastis cactorum, (de Brown, et. al., 2009).
1.
a) Longitud corporal (medida desde el palpo hasta el final del ala) es de 1/2-3/4
pulgada (1.27-1.90 cm), o longitud del ala extendida es de 3/8-5/8 pulgada
(0.95-1.59 cm). Si la longitud corporal es difícil de medir, proceder a la
siguiente alternativa……………………………….............…………………….. (2)
9
http://mississippientomologicalmuseum.org.msstate.edu/Researchtaxapages/CactusMoths/pdfs/Cactusmoth-brochure-spanish.pdf
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Figura 12. Cactoblastis cactorum.
b) Longitud corporal (medida desde el palpo hasta el final del ala) es menor que
1/2 (1.27 cm) o mayor que 3/4 (1.59 cm) de pulgada, o longitud del ala
extendida es menor de 3/8 (0.95 cm) o mayor de 5/8 (1.59 cm) de
pulgada...…………………………………..…………..DESCARTAR ESPECIMEN
2.
a) Palpos maxilares visibles y en forma de abanico (Fig. 13), probosis muy
pequeña y cubierta de escamas, tarsos de las extremidades posteriores sin
espinas. Proceder a la siguiente alternativa……………………………………. (3)
b) Palpos maxilares no visibles; tarsos de de las extremidades posteriores con
varias
espinas
(ver
detalle
en
foto);
proboscis
grande,
sin
escamas……………………….........……………..…..DESCARTAR ESPECIMEN
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10
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Figura 13. Palpos maxilares de C. cactorum.
http://mississippientomologicalmuseum.org.msstate.edu/Researchtaxapages/CactusMoths/pdfs/Cactusmoth-brochure-spanish.pdf
http://mississippientomologicalmuseum.org.msstate.edu/Researchtaxapages/CactusMoths/pdfs/Cactusmoth-brochure-spanish.pdf
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3.
a) Antenas filiformes y alas anteriores con franjas transversales en zig-zag (Fig.
12) cerca de la base y del ápice…………………………........…...Cactoblastis
cactorum
b) Antenas pectinadas o alas anteriores sin franjas transversales en zigzag….......................................……………………DESCARTAR ESPECIMEN
Clave para la identificación de larvas asociadas a Opuntia spp. (tomado de Habeck,
1990).
1. Larvas gregarias, rojizo o azulado-púrpura, se alimentan de los cladodios (pencas)……..2
1'. Larvas solitarias, no rojizo o azulado-púrpura, la alimentación en o sobre los cladodios........3
2. Larvas de color rojo anaranjado con manchas oscuras visibles formando bandas
transversales…………………………………………..………………Cactoblastis cactorum (Berg)
2'. Larvas blanco sucio a azul-violeta con pequeñas manchas oscuras que no forman bandas
transversales……………………………………….…………….……..Melitara prodenialis (Walker)
3. Larvas blanco sucio, sin manchas…………………………….Rumatha glaucatella (Hulst)
3'. Larvas oscuras…………..…………………………………………………………………………....4
4. Larvas que se alimentan por separado, en los brotes o frutos solamente……………………...
………………………………………………………………………………Ozamia lucidalis (Walker)
4'. Larvas que se alimentan en forma individual sobre el tejido muerto, pero más a menudo se
alimentan de cóccidos........................................................Laetilia coccidivora (J. H. Comstock)
15
BIBLIOGRAFÍA
Borror, D. J., C.A. Triplehorn and N. F. Johnson. 1989. An Introduction to the Study of Insects.
Saunders Collage Publishing. 6th Edition. USA. 875 pp.
Brown, R.L.; S. Lee y E. Martínez. 2009. Identificación de la palomilla del nopal, Cactoblastis
cactorum.
Mississippi
Entomological
Museum.
http://mississippientomologicalmuseum.org.msstate.edu/Researchtaxapages/CactusMot
hs/pdfs/Cactusmoth-brochure-spanish.pdf Consultada el 07 de diciembre de 2011.
Dirección General de Sanidad Vegetal. 2000 Palomilla exótica barrenadora del nopal
Cactoblastis cactorum (Berg). Ficha técnica DF-09.
Habeck, D.H. and F.D. Bennett. 1990. Cactoblastis cactorum Berg (Lepidoptera: Pyralidae), a
Phycitine New to Florida. Entomology Circular No. 333, August, 1990. Florida Dept.
Agric. & Consumer Serv. Division of Plant Industry. pp 4.
Zimmermann, H.G.; S. Bloem and H. Klein. 2004. Biología, Historia, amenazas, monitoreo y
control de la palomilla del nopal, Cactoblastis cactorum. FAO/IAEA. 61 p.
Paul de Bach. 1968. Control Biológico de las plagas de insectos y malas hierbas. Edit. CECSA.
pp. 764-765.
Steyskal, C. G., L. W. Murphy and M. E. Hoover. 1986. Insects and mites: Techniques for
collection and preservation. United States of Department Agriculture. Miscellaneous
Publication No. 1443. 103 pp.
Stehr, W. F. 1987. Inmature insects. Kendall Hunt Publishing Company, Duduque, Iowa. Vol 1.
754 pp.
Stehr, W. F. 1991. Immature insects Kendall/Hunt Publishing Company. Duduque, Iowa Vol 2.
975 pp.
http://www.conabio.gob.mx/conocimiento/cactoblastis/doctos/cactoblastis.html Consultada el
10 de Septiembre de 2011.
http://www.conabio.gob.mx/invasoras/index.php/Palomilla_del_nopal_en_M%C3%A9xico
Consultada el 10 de Septiembre de 2011.
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