Energía y Metabolismo Vegetal

Fisiología Vegetal
Parte II: ENERGÍA Y METABOLISMO VEGETAL
La fotosíntesis y la fijación del CO 2 son procesos fundamentales para la
vida en la tierra, pues son un conjunto de reacciones que permiten la reducción
el CO2 atmosférico con ayuda de la energía incidente de la luz solar, formando
carbohidratos o materia orgánica. Se trata del proceso inverso a la respiración.
Los pigmentos fotosintéticos son moléculas proteicas de enorme importancia,
pues muestran capacidad para captar la energía electromagnética solar,
jugando el papel de intermediarios energéticos. Destacan entre ellos la
clorofila, los carotenoides y las biliproteínas.
Sólo el 40% de la radiación solar corresponde con la luz visible, y es
aprovechable por la vegetación. Cuando el pigmento intercepta la radiación,
queda excitado, y se inicia una cadena de transporte de electrones similar a la
de la respiración mitocondrial. El pigmento que capta inicialmente el electrón
va a quedar reducido, y va a actuar por lo tanto como reductor de otro
intermediario de la cadena de transporte, de menor poder reductor que el
primero. Ante dos pares red-ox, el de menor potencial (E0) tomará el papel de
reductor, y el de mayor E0 tomará el papel de oxidante.
La transferencia de electrones desde los pigmentos reductores
excitados a los pigmentos inactivos en la cadena de transporte de electrones
presenta pérdidas de energía en cada paso, pero puede permitir a las células
vegetales la producción neta de ATP y NADPH 2, que son los verdaderos
productos de la fotosíntesis. Estas moléculas de elevado contenido energético
podrán ser utilizados para la síntesis de otros compuestos metabólicos a partir
de la fijación de CO2. La vía reductiva de las pentosas fosfato es la ruta
metabólica clásica por la que se transformará el CO 2 en carbohidratos, y
dentro de la misma es fundamental el papel del enzima rubisco.
La fijación de CO2 se produce inicialmente en moléculas de tres átomos
de carbono, en el denominado metabolismo C3. Esto fue descubierto por Calvin
y colaboradores, que trabajaron con carbono marcado radioactivamente ( 14C).
Posteriormente, trabajando con el mismo isótopo, se encontró un grupo de
plantas que inicialmente fijan el carbono a metabolitos de cuatro átomos de
carbono; se trata del metabolismo C4, una adaptación a las temperaturas
cálidas. Finalmente las crasuláceas y plantas crasas adaptadas a la aridez
desarrollan un metabolismo CAM.
I/ Fotosíntesis:
A/ Organización del Aparato Fotosintético:
1.- Estructura del Aparato Fotosintético:
La hoja es un órgano vegetal adaptado especialmente para cubrir las
funciones fotosintéticas, y se conforma de distintos tejidos. El mesófilo
esponjoso cumple en particular las funciones de fotosíntesis y fijación de
dióxido de carbono. Contiene espacios aéreos, comunicados con el exterior a
través de estomas, que facilitan los intecambios gaseosos entre las células y el
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medio. Los estómas están formados por dos células de la guarda o células
oclusivas capaces de reducir su potencial hídrico hasta deshincharse y
permitir la apertura de un poro; el ostiolo.
Epidermis
inferior
Estoma
Mesófilo
esponjoso
Espacios Aéreos
Haz vascular
Mesófilo en
empalizada
Epidermis
inferior
En el interior de las células se encuentran los cloroplastos, orgánulos
exclusivos de células de los organismos fotosintéticos, que llevan a cabo los
procesos de fotosíntesis e incorporación del carbono inorgánico. El estroma es
el plasma interno del cloroplasto donde se encuentran los tilacoides y otros
gránulos. Existe una doble membrana que recubre al cloroplasto, así como
sucede en las mitocondrias. La membrana externa es altamente permeable a la
difusión de metabolitos hasta el espacio intermembranoso, no así la membrana
interna que delimita el estroma.
Los tilacoides o lamelas son subsistemas de membrana que delimitan un
espacio interno o lumen del tilacoide del resto del estroma. Presentan una
elevada superficie total de membrana. Se diferencian los tilacoides del
estroma, lisos e individuales, y los tilacoides de los grana, que son grupos de
tilacoides que se apilan formando discos (grana). Todo el sistema de tilacoides
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suele presentar continuidad de las membranas, y presentan membranas muy
fluídas gracias a los sulfolípidos y los galactolípidos.
Los pigmentos fotosintéticos se encuentran formando grandes
complejos en las membranas de los tilacoides; se trata de los fotosistemas.
Estos fotosistemas son responsables de la formación del ATP.
En el estroma se encuentran libres los enzimas que reducen NADP, y los
enzimas solubles del ciclo reductivo de las pentosas fosfato (rubisco) y de la
ruta oxidativa de las pentosas fosfato. También se produce el metabolismo de
lípidos y otros compuestos. Puede encontrarse ADN cloroplástico, dependiente
del ADN nuclear, donde se sintetizan los enzimas componentes de los
fotosistemas. También se encuentran ribosomas 70S que demuestran la
semiautonomía genética del cloroplasto, y apoyan junto con el ADN propio la
teoría según la cual mitocondrias y cloroplastos son el resultado de la simbiosis
de procariontes en las células eucariontes. También se encuentran
plastoglóbulos, reservorios de lípidos, y amiloplastos donde se acumulan los
productos de la fotosíntesis.
2.- Radiación Solar y su Captación por el Cloroplasto:
Los complejos clorofila-proteína presentan capacidad para absorber la
energía de las radiaciones electromagnéticas de entre 400nm y 740nm, es
decir, en el espectro de la luz visible. Se trata en realidad del 28% del espectro
solar, pero el 40% de la radiación que alcanza la superficie de la tierra. Esto es
debido a la absorción por gases de la atmósfera de las radiaciones
ultravioletas (ozono O3, estratosfera) e infrarrojas o caloríficas (CO2, CH4, vapor
de agua). Esto modifica la radiación desde que alcanza la superficie de la
atmósfera hasta la superficie del sustrato.
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La radiación electromagnética se caracteriza por un vector eléctrico y
un vector magnético, ambos perpendiculares. Los fotones se desplazan en el
tiempo y el espacio con movimientos ondulatorios en ambos planos. La
radiación electromagnética se caracteriza por su ondulación y su energía.
Cada radiación aporta una cantidad de energía exacta o cuanto (quantum). Se
trata de un paquete de energía que puede ser transmitido entero, o no ser
transmitido.
La longitud de onda  es la distancia entre dos puntos de la onda que se
encuentran en la misma fase, y suele medirse en nanómetros (nm). La
velocidad de la onda en el vacío es constante y corresponde a la velocidad de
la luz o celeridad (c = 3.108 m.s-1), pero puede calcularse en función de la
longitud de la onda y de su frecuencia () cómo (en el vacío):
𝑐 = 𝜆. 𝜈
Un fotón que se desplaza lleva una cuanto de energía (E q), que es
proporcional de su longitud de onda. Cuanto mayor sea su longitud de onda
menor es el cuanto de energía que transporta (infrarrojos), y sucede lo
contrario cuanto menor es la longitud de onda (ultravioleta). La energía del
cuanto Eq se calcula en función de la frecuencia de la onda y la constante de
Plank (h=6,6262.10-34 J.s-1). Cuanto mayor sea la frecuencia (menor longitud de
onda) mayor será la energía del cuanto; = c/.
Para realizar las estimaciones energéticas de la fotosíntesis en fisiología
vegetal, no se utiliza la relación de una molécula de pigmento con un fotón. En
su lugar se contempla la relación de un mol de moléculas de pigmento con un
mol-cuanto de fotones de luz visible. Se trata un número de cuantos equivalente
al número de avogadro (N=6,023.1023). Así se puede calcular la energía einstein
en lugar de la energía del cuanto como:
𝐸𝐸𝐼𝑁𝑆𝑇𝐸𝐼𝑁 = 𝑁. 𝑕. 𝜈
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Así podemos clasificar los diferentes pigmentos por las longitudes de
onda máximas y mínimas cuyos cuantos pueden absorber. Por ejemplo la
clorofila a absorbe los cuantos de la radiación que se encuentra entre 430nm
(azul) y 660nm (rojo).
La energía electron-voltio (eV) es la energía desarrollada por un electrón
al atravesar una diferencia de potencial de un voltio. La energía puede medirse
en unidades eV utilizando la constante de faraday (f=9,65 C.mol-1):
𝐸 𝑒𝑉 =
𝐸𝐸𝐼𝑁𝑆𝑇𝐸𝐼𝑁 (𝑘𝐽. 𝑚𝑜𝑙𝑐𝑢𝑎𝑛𝑡𝑜 −1 )
𝑓 (𝐶. 𝑚𝑜𝑙 −1 )
3.- Los Pigmentos Fotosintéticos:
Los principales pigmentos fotosintéticos son clorofilas (verdes),
carotenoides (anaranjados o amarillos), y ficobiliproteínas (amarillo verdoso).
Estas últimas son moléculas muy similares a la bilirrubina y la biliverdina
hepáticas de muchos animales.
Los pigmentos cuentan con una cabeza polar hidrofóbica porfirílica con
un tetrapirrol ciclado semejante al del fitocromo (anillos A, B C y D), y parecido
también al grupo hemo de la hemoglobina animal con un ión magnesio en lugar
de hierro. Existe ciclación de un quinto anillo pentagonal en el caso particular
de las clorofilas. Los anillos presentan dobles enlaces próximos y distintos
radicales libres como grupos metilo. Los distintos tipos de pigmentos (por
ejemplo los distintos tipos de clorofilas) se diferencian por presentar distintos
radicales libres.
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Las plantas superiores presentan clorofilas a y b, de estructura casi
idéntica y con una cadena de fitol. Se diferencian por el radical R 2 que hace
más polar a la clorofila b, y más soluble en agua a clorofila a. Presentan un
sistema de dobles enlaces conjugados específico que permite la absorción de
la luz visible propio de clorofila a y bacterioclorofila.
La cola de los pigmentos es un alcohol de 20 átomos de carbono (fitol)
hidrofóbico que aporta a la molécula de clorofila el carácter anfipático.
Los orbitales de los átomos del pigmento aceptan un determinado
número máximo de electrones (fotones), además cada uno con un cuanto de
energía característico y restringido. Si reciben radiaciones con otro cuanto son
totalmente incapaces de absorberlas. La energía del cuanto es capaz de hacer
que los elecrones que orbitan alrededor de los átomos se aproximen a los
mismos, en una situación energéticamente más elevada.
Debido a su capacidad para absorber cuantos de determinada cantidad
de energía, cada pigmento tiene su propio espectro de absorción de luz. Varía
con los pigmentos, pero cambia también ligeramente para un mismo pigmento
dependiendo del medio o disolvente en que se encuentra. Por ejemplo las
clorofilas a y b tienen espectros muy similares y absorben luz de los dos
extremos de luz visible (azul y rojo) pero no de la región central (verde). Sus
máximos de absorción son ligeramente diferentes; para clorofila a se
encuentran a 430nm y 670nm, y para la clorofila b a 450nm y 640nm. La
clorofila c se encuentra en algas pardas y dinoflagelados. La bacterioclorofila
es propia de procariontes.
Los carotenoides son un grupo variado de pigmentos que están
presentes en todos los organismos fotosintéticos, como carotenos o xantófilas.
Las ficobiliproteínas sólo se encuentran en algas rojas y cianobacterias. Los
carotenoides son hidrocarburos poco solubles en agua, similares al fitol, y
derivados de los isoprenoides (ácidos grasos). Ocho grupos de isopreno activo
(5 carbonos) pueden unirse formando el carotenoide de 40 átomos de carbono,
También pueden dar lugara a ABA y GA. Inicialmente dos isoprenos se unen
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Fisiología Vegetal
formando terpenos (10C), posteriormente diterpenos (20C), y finalmente los
tetraterpenos (40C) con 8 dobles enlaces (formados entre isoprenos).
El primer tetraterpeno que se forma es el licopeno, que es el pigmento
que da su coloración roja al tomate. Este es el precursor de los otros
carotenoides derivados por hidroxilación, hidrogenación, deshidrogenación,
ciclación en los extremos.
En función de la ciclación en el extremo 1 los carotenoides pueden ser
acíclicos (no hay ciclación), monocíclicos o dicíclicos. Además se diferencian
carotenos, que son hidrocarburos puros (C, H) y xantofilas que son sus
derivados oxigenados (C, H, O).
Los carotenos son más polares e hidrofóbicos que las xantofilas. Su
región central suele ser conservada como en el licopeno, pudiendo variar los
extremos. Se trata por ejemplo de la zeaxantina (protector del aparato
fotosintético), la neoxantina, la violaxantina, la luteína o el -caroteno.
La longitud de onda máxima de los carotenoides es similar a la de la
clorofila b; 450nm (azul). Su papel principal dentro del aparato fotosintético es
también similar al de la clorofila b, pues ambos son pigmentos auxiliares de la
clorofila a; captan cuantos de luz diferentes a los de la clorofila a y luego
transmiten su energía a la misma, pigmento central. Además los carotenoides
protegen a la planta y en particular al aparato fotosintético de los posibles
daños causados por las radiaciones de determinadas longitudes de onda.
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Fisiología Vegetal
Las ficobiliproteínas son proteínas capaces de absorber la radiación
gracias a un tetrapirrol lineal similar al del fitocromo (la clorofila tiene uno en su
cabeza, pero es cíclico). Absorben radiación entre 500nm y 600nm, donde
ningún otro pigmento tiene capacidad de absorber, gracias a un sistema de
dobles enlaces; por ello algas rojas y bacterias son los únicos seres con
capacidad para aprovechar estas longitudes de onda. Destacan las
ficocianinas (con cromoforo ficocianobilina) y las ficoeritrinas (con
ficoeritrobilina) muy semejantes.
Se trata de holoproteínas unidas a un cromóforo por un enlace tioeter en
Cys, que forman así una cromoproteínas (apoproteína). La parte proteica
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contiene dos cadenas ( y ). Están organizadas en ficobilisomas que son
estructuras de mayor tamaño, cilíndricas, adyacentes a las membranas
fotosintéticas alrededor del fotsistema II. Recolectan luz pero sólo para este
fotosistema.
Los complejos proteína-clorofila se agrupan en las membranas
fotosintéticas formando complejos de unión en los que todos los pigmentos se
unen a proteínas de membrana; se trata de los fotosistemas I y II. En los
fotosistemas existen pigmentos centrales (clorofila a) y pigmentos auxiliares o
accesorios, adyacentes. Todos los pigmentos absorben radiación solar, y los
pigmentos accesorios transmiten la energía a los centrales. El fotosistema I se
encuentra en las lamelas del estroma, y el fotosistema II en las lamelas de los
grana. Otros fotosistemas contienen exclusivamente pigmentos auxiliares,
como los LHCP, o carecen de pigmentos (cictocromo b6/f o la ATPsintasa).
La realización eficiente de estos procesos de transmisión de la energía de
excitación requiere que los pigmentos y transportadores están colocados de
una forma determinada, con una orientación correcta y una distancia de
separación específica, además de estar ordenados en una secuencia
específica.
B/ Etapas Radiofísica y Fotoquímica de la Fotosíntesis:
1.- Excitación y Desexicitación de la Clorofila a:
La energía física de la radiación electromagnética solar deberá ser
transformada por la fotosíntesis en la energía química de los enlaces de los
hidratos de carbono. Cuando la energía es absorbida por las clorofilas u otros
pigmentos no se producen reacciones químicas, pues inicialmente la energía
captada permanece en estado físico permitiendo las transiciones electrónicas
redox y la transmisión de la energía entre las moléculas. Cuando la energía de
excitación es transmitida a través de los pigmentos auxiliares hasta el centro
de reacción, comienza la cadena de transporte de electrones, en la que el
efector es el primer reductor.
El espectro de absorción de la fotosíntesis depende de la absorción de
los distintos pigmentos y de su absorción en distintas longitudes de onda. Para
realizar una valoración de la fotosíntesis se utilizan la fijación de CO 2, la
producción de O2 y se calcula el espectro de acción de la fotosíntesis.
Lógicamente se espera que la acción de la fotosíntesis a distintas longitudes de
onda se corresponda a las longitudes de onda de los pigmentos presentes que
pueden absorber. Los espectros obtenidos con soluciones de pigmentos
purificados contribuyen conjuntamente en el espectro total de la fotosíntesis,
de manera que por norma general deberíamos esperar:
𝐴𝑓𝑜𝑡𝑜𝑠 í𝑛𝑡𝑒𝑠𝑖𝑠 =
𝐴𝑏𝑠𝑝𝑖𝑔𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜𝑠
Existen sin embargo ciertas discrepancias entre ambos espectros,
puesto que una parte de la radiación absorbida por los carotenoides está
destinada a proteger el aparato fotosintético y no a realizar la fotosíntesis, y
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Fisiología Vegetal
esto explica que su espectro de absorción sea mayor a su espectro de acción.
Por otra parte además se produce la caída en el rojo, que se refiere a la
incapacidad de aprovechar la radiación absorbida por las clorofilas en la
región del rojo; es decir que existe absorción pero no acción.
Durante el proceso fotosintético los electrones que se encuentran en los
orbitales moleculares, que pueden estar implicados en los enlaces
moleculares, pueden moverse. Además pueden contener uno o dos electrones
y encontrarse en situaciones de estabilidad (poco reactivo) o inestabilidad.
Cada electrón de un orbital (con 2 electrones) tiene un spin opuesto. El
spin es el momento angular de la rotación del electrón en el orbital, y puede ser
de +1/2 o -1/2.
+1/2
-1/2
Cuando una molécula contiene es su orbital un electrón con spin +1/2 y
otro con -1/2 se dice que la molécula es estable, pues existe un equilibrio de
spin (spin=+1/2-1/2=0).
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Fisiología Vegetal
Los orbitales de valencia de los átomos son varios. Los más energéticos
son los utilizados para formar los enlaces covalentes de las moléculas. Existen
sin embargo otros orbitales vacíos o libres donde pueden ser aceptados
nuevos electrones. Los electrones de valencia, ante aportes energéticos,
pueden desplazarse hacia orbitales vacíos más energéticos. De hecho estos
orbitales suelen estar vacíos porque la molécula no tiene una carga energética
suficiente para desplazar hasta ahí a sus electrones.
Las transiciones de electrones entre distintos orbitales energéticos
depende en el caso de los pigmentos fotosintéticos de los cuantos de energía
aportados por las radiaciones. Las transiciones de energía más sencillas son
las que requieren cuantos menores. Pueden producirse cuatro tipos de
transiciones energéticas entre los orbitales.
El singlete fundamental (S0) corresponde al contenido de energía típico
de una molécula no excitada, con sus dos electrones en el orbital de valencia.
Para calcular si hay singlete en una molécula se utiliza el spin neto multiplicado
por dos (2 electrones) y se suma 1:
𝑆 = 2. 𝑠𝑝𝑖𝑛 + 1
En un singlete fundamental hay dos electrones con spin opuesto, y se
obtiene un valor S0=1 singlete. Si existiese un electrón de spin positivo S=2
singletes, y si es negativo S=-2 singletes. En estos casos se habla de dobletes
(2 singletes). Cada electrón contiene el nivel de energía característico del
orbital molecular en que se encuentre.
Cuando un electrón recibe un cuanto de energía que le permite
exactamente la transferencia desde su orbital fundamental (S0) hasta un orbital
vacío energéticamente superior (S1), entonces cambia de orbital y se habla de
un singlete excitado. Si durante el cambio de orbital no se invierte el sentido de
giro del spin, el spin neto sigue siendo 0 (singlete), como suele suceder en los
pigmentos. Sin embargo esto puede cambiar durante la transición energética
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Fisiología Vegetal
en cuyo caso el spin neto pasa a ser 1 y S = 3 singletes = 1 triplete. El triplete
contiene mayor cantidad de energía, y esta energía extra deberá ser perdida.
𝑄𝑢𝑎𝑛𝑡𝑢𝑚 = Δ𝐸 = 𝐸𝑆1 − 𝐸𝑆0
SINGLETE FUNDAMENTAL
SINGLETE EXCITADO
S1
E
TRIPLETE
S0
+1/2
-1/2
Existen en realidad dos orbitales vacíos más energéticos que el orbital
de valencia en el estado fundamental (antienlazantes), con niveles energéticos
crecientes. El orbital S2 (orbital molecular *) es energéticamente superior, y
corresponde a cuantos de energía que corresponden aproximadamente a
430nm (278 kJ.mol-1). El orbital S1 (orbital molecular *) es energéticamente
superior su nivel energético corresponde a cuantos de radiaciones de
alrededor de 660nm (181 kJ.mol-1).
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Fisiología Vegetal
Dentro de cada orbital molecular existen de hecho subniveles
vibracionales de energía, próximos entre sí. De no ser así los pigmentos sólo
podrían absorber un cuanto muy preciso, y sólo podrían absorber luz
monocromática de dos longitudes de onda concretas (se obtendrían bandas de
absorción). Los pigmentos absorben una longitud de onda máxima, pero
absorben progresivamente menores cantidades de las longitudes de onda
próximas.
En preparaciones con concentraciones muy elevadas de clorofila puede
observarse una emisión fluorescente de un color rojizo después de excitación
por luz solar. Esto demuestra que parte de la energía captada de la radiación
es emitida en forma de fluorescencia, aunque otra gran parte pasará a formar
parte de la cadena de transporte de electrones. De hecho las moléculas en su
estado más energético son altamente inestables y tienden a liberar toda su
energía en un periodo de tiempo muy breve (tS2=10-12 s, tS1= 10-9 s). Cuando un
pigmento excitado encuentra a tiempo (entre 10-12 y 10-9 segundos) un oxidante
capaz de absorber su energía de excitación, se la cederá. De no ser así la
energía será liberada en forma de calor o fluorescencia o fosforescencia.
La energía de excitación de un orbital cae a saltos ente los subniveles
vibracionales de energía, hasta el subnivel más bajo posible. En cada salto,
existen pérdidas de energía que suelen ser liberadas en forma de radiación
infrarroja (calor).
Se pueden producir conversiones internas cuando el electrón pasa de
un orbital molecular al que se encuentra justo por debajo sin pérdidas, o cruces
intersistémicos cuando los electrones excitados han formado un triplete, y
deben revertir el sentido de giro del spin para formar un singlete, para lo que
también liberan energía.
Por ejemplo, si una molécula recibe un cuanto de energía suficiente para
desplazar un electrón hasta el nivel S 1, el electrón tardará alrededor de 10-9
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Fisiología Vegetal
segundos en alcanzar el subnivel vibracional más bajo. Según descienda entre
los subniveles liberará energía calorífica. Si en algún subnivel contacta con una
molécula capaz de absorber la energía se producirá una transferencia del
electrón. Si esto no sucede y el electrón alcanza el subnivel más bajo, pasará al
orbital de valencia emitiendo fluorescencia (o fosforescencia). Debido al paso a
subniveles vibracionales inferiores, la longitud de onda de la fluorescencia se
encuentra desplazada respecto de la luz absorbida por el pigmento.
2.- Transferencia de Energía entre Pigmentos Accesorios:
La cadena de transporte de electrones se inicia cuando una clorofila a
excitada cede un electrón y pasa a estar oxidada reduciendo a otro compuesto
del fotosistema. En este caso la energía ha sido aprovechada para la
fotosíntesis. Para ello primero debe producirse la transferencia de energía de
excitación entre los pigmentos accesorios, hasta los efectores p680 y p700
formados por clorofila a. En el centro de reacción las reacciones químicas
almacenan parte de la energía transportando electrones desde la clorofila a
efectora hasta una molécula aceptora. Entonces una molécula donadora
reduce de nuevo a la clorofila.
Se calcula que por una molécula de clorofila a se encuentran entre 200 y
300 pigmentos accesorios de tres tipos. Muchos pigmentos juntos actúan como
antenas que transportan la energía de la luz captada y se la transfieren al
centro de reacción. La antenas de pigmentos accesorios pueden ser intrínseca
o proximal de los fotosistemas o centros de reacción, (complejos clorofila aproteína) o extrínsecas o distales si se encuentran en la periferia (clorofilas a y
b y carotenoides).
Las moléculas de pigmento funcionan como bipolos oscilantes (cargas
negativas oscilantes) que puede desexcitarse sin pérdida de energía si
encuentran otro pigmento suficientemente próximo y adecuadamente
orientado para asimilar el bipolo. Además el pigmento acceptor debe ser
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Fisiología Vegetal
menos energético, menos reductor y captar radiación de mayor longitud de
onda. La transferencia puede producirse por resonancia o por excitón.
Si pasa demasiado tiempo (superior a 10 -9 segundos) sin encontrar un
pigmento aceptor se producen pérdidas por fluorescencia. Si el tiempo que
tarda se encuentra entre 10-9 y 10-12 segundos se produce una transferencia
por resonancia desde el subnivel vibracional más bajo del pigmento más
energético, al menos energético en un subnivel intermedio que contiene la
misma cantidad de energía que el anterior. Así la energía va dirigida
vectorialmente desde pigmentos más energéticos (tipo 1), a los menos
energéticos (tipo 3) que interaccionan con los efectores de los fotosistemas.
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Fisiología Vegetal
Cuando los electrones son transferidos por resonancia no pueden retroceder
debido a la pérdida energética; este fenómeno es llamado trampa.
Cuando dos pigmentos similares con solapamiento de orbitales
interaccionan antes de que se produzca la cascada vibracional, en menos de
10-12 segundos, se produce una transferencia de electrones por excitón
deslocalizado. Este tipo de transferencia no implica pérdidas caloríficas, y
además es reversible.
Al aumentar el número de dobles enlaces conjugados próximos entre sí
aparecen nuevos subniveles vibracionales, y disminuye la distancia que separa
los niveles  enlazante y * antienlazante, de forma que la transición entre estos
orbitales se hace menos energética. Por ello cuantos más dobles enlaces tiene
un pigmento, mayor es el número de energía que puede acumular.
Cuando los electrones alcanzan al efector se produce la separación de
cargas, y un electrón es extraído del agua, separándolo de los protones (H+).
Los complejos fotosistema con sus proteínas estructurales y los pigmentos
accesorios ligados (aceptores, protectores y efectores) se conocen muy bien
actualmente. La cadena de transporte de electrones entre los elementos de los
fotosistemas se producen por reacciones de reducción y oxidación en las que
las moléculas de mayor E0 (potencial reductor) tienden a reducir a las de menor
E0. Se diferencian dos fotosistemas (I y II) con distintas propiedades.
El efector (P) permite la separación de cargas, y va a reducir a una
molécula aceptora (A), primer eslabón de la cadena de transporte de
electrones. El aceptor es un reductor fuerte, pero no tanto como el efector
excitado P*, potente donador de electrones. Después de ceder su electrón, P*
queda oxidado en la forma P+. Entonces debe recuperar el electrón desde un
eslabón inferior de la cadena (un donador asociado al fotosistema) retornando
a su estado de reductor pobre P, y posteriormente absorber un nuevo cuanto
de luz para excitarse formando P*, fuerte reductor.
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C/ Transporte de Electrones:
1.- Los Fotosistemas:
Los fotosistemas son agrupaciones de pigmentos y proteínas que llevan
a cabo los procesos de la cadena de transporte de electrones. Algunas
moléculas son incapaces de captar luz, pero actúan como intermediarios entre
los pigmentos permitiendo la transferencia efectiva de electrones. El complejo
de citocromo b6/f es un ejemplo de una importante molécula transportadora de
eletrones entre los dos fotosistemas.
El fotosistema II está formado por la pareja redox p680/p680 + (oxidante
fuerte – reductor débil) (máximo absorbido a 680nm) y es capaz de oxidar al
agua, donador final. En la fotosíntesis oxigénica esto da lugar a la producción
de O2 y H+. Se trata de dos moléculas de clorofila a unidas.
El fotosistema I está formado por la pareja p700/p700 + (oxidante débil –
reductor fuerte) (máximo absorbido a 700nm) y es capaz de captar electrones
de p680+ a través del citocromo b6/f y reducir un NADP+, aceptor final. Ambos
fotosistemas tienen distintos potenciales E 0, pero funcionan de manera
análoga.
El funcionamiento lineal de ambos fotosistemas da lugar de forma
espontánea al funcionamiento según un diagrama en Z, que requiere por
supuesto de la energía de la radiación solar incidente sobre el sustrato. Según
este diagrama, el electrón tiende hacia las zonas de mayor E0 (notar que el eje
E0 está invertido).
Los pigmentos de los fotosistemas están ordenados de manera que
aquellos que absorben longitudes de onda más cercanas a las del efector se
encuentran situados más cerca de los efectores. Los efectores son los
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Fisiología Vegetal
pigmentos de clorofila del fotosistema que absorben la longitud de onda
máxima (p700, p680), y están unidos a proteínas. Así se produce la separación
de carga, la reacción más rápida. A partir de aquí las reacciones son cada vez
más lentas.
El material fotosintético en solución adaptado a la oscuridad presenta un
determinado espectro de absorción (con máximos en 430nm y 660nm). El 100%
de los pigmentos tienen singletes de electrones en los niveles S 0 (P). Cuando
comienza la incidencia de luz algunos pigmentos comienzan a mostrar
singletes y tripletes excitados en determinado porcentaje (P*), y otros han
perdido sus electrones excitados (P+). Por ello la absorción del material
fotosintético en solución cambia ante la luz.
El espectro diferencial corresponde al espectro de absorción en luz
menos el espectro de absorción en oscuridad. Este tipo de espectros ponen de
manifiesto la pérdida de absorción en el máximo de absorbancia (700nm),
debido a la oxidación de los pigmentos fotosintéticos con la energía de dichas
longitudes de onda.
p700
p680
Las longitudes de onda inferiores o iguales a 680nm excitan más
efectivamente a p680, pero también pueden excitar a p700. La velocidad de
transferencia del cit b6/f marca la velocidad máxima de reacción para este tipo
de luz, por saturación.
Las longitudes de onda superiores a 680nm sólo pueden excitar a p700 y
al fotosistema I. En este caso el citocromo b6/f se encuentra completamente
oxidado. El citocromo, durante la noche, queda totalmente reducido pues capta
electrones pero no puede cedérselos a p700 en ausencia de luz.
La distribución asimétrica de los fotosistemas en los tilacoides tiene un
valor funcional. El fotosistema II se encuentra mayoritariamente apilado en los
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Fisiología Vegetal
grana, mientras que el fotosistema I no se encuentra apilado, y está en las
lamelas del estroma.
2.- La Cadena de Transporte Lineal:
La transferencia de electrones y protones en los tilacoides se produce
vectorialmente, mediante la actividad de 4 complejos proteicos. Se produce
liberación de protones en el lumen durante la oxidación del agua por el
fotosistema II, y durante la reoxidación del plastoquinol (PQ) por el complejo
del citocromo b6/f. Estos protones difunden a través de la ATPsintasa durante la
síntesis de ATP.
Los acceptores (NADP+) se encuentran hacia el lado del estroma,
mientras que los compuestos oxidados (H 2O) se encuentran en el lado del
lumen. Así se produce una separación de carga vectorial a través de la
mambrana, y se acumulan protones en el lumen del tilacoide, cargado
positivamente respecto al estroma. Los electrones son tomados inicialmente a
partir del agua, por lo que durante la fotofosforilación oxigénica se produce
oxígeno. El O2 puede ser así utilizado para valorar la fotosíntesis. Este gas
disuelto puede difundir a través de la membrana. Los hidrogeniones formados
no pueden difundir debido a su carga.
El transporte lineal desde el fotosistema II hasta el fotosistema I depende
de la excitación del citocromo intermediario por el fotosistema II, y por lo tanto
de la calidad de la luz (inferior a 680nm). Si la luz es infrarroja el citocromo
queda oxidado, y el fotosistema I extrae electrones de la luz.
Los cuatro complejos del transporte lineal de electrones presentan una
separación física. La plastoquinona (PQ) es una molécula hidrosoluble de
pequeño tamaño que difunde en el interior de la membrana, y transporta
electrones desde el fotosistema II y el complejo citocromo b6/f. La plastocianina
71
Fisiología Vegetal
(PC) es una molécula pequeña hidrosoluble que se encuentra en el lumen de los
tilacoides y transporta electrones entre el citocromo y el fotosistema I. No está
ligada a la membrana.
3.- El Fotosistema II:
En los fotosistemas la clorofila a interacciona con muchos otros
compuestos y proteínas que modifican ligeramente sus características
espectrales. Esto explica que p680 y p700 absorban a distintas longitudes de
onda máximas.
El donador inicial de electrones es el agua del lado del lúmen de los
tilacoides en vegetales y cianobacterias, pero pueden ser compuestos
orgánicos como sucede en bacterias verdes y purpúreas. El proceso por el que
dos moléculas de agua forman una molécula de dioxígeno, cuatro protones y
cuatro electrones recibe el nombre de fotólisis del agua, y tiene lugar en el
fotosistema II para reducir a p680+, el oxidante más fuerte del fotosistema. El
agua es un oxidante muy fuerte, por lo que p680 + debe serlo aún más. p700+ no
es suficientemente fuerte como para oxidar agua. La aparición de p680 en la
historia natural es fundamental para el estado actual de la vida en la tierra.
Cuando el efector capta los electrones forma p680 reducido, y entonces puede
absorber un cuanto de luz formando p680*, de poder reductor muy superior a
p680.
El fotosistema II sólo es capaz de aceptar un electrón, y sin embargo
durante la fotólisis de dos moléculas de agua deben formarse 4 electrones
simultáneamente. Por ello existen intermediarios que captan los electrones del
agua y los ceden a p680+. El primer intermediario contiene 4 átomos de
manganeso (Mn) pudiendo retener un electrón cada uno de ellos hasta que sea
requerido por el fotosistema. Se encuentra en la región del lúmen del tilacoide.
Se trata del complejo OEC (oxigen envolving center). Este complejo absorbe
dos moléculas de agua y las fija. Por cada electrón cedido al segundo
intermediario Yz (resto Tyr), libera un protón al lumen, y finalmente, después de
72
Fisiología Vegetal
ceder los cuatro electrones (estado S4), libera O2 y vuelve a tomar dos
moléculas de agua (estado S0).
Se han realizado experimentos de medición del desprendimiento de O 2
por número de cuantos de luz recibidos, utilizando flashes de luz muy cortos e
intensos para sincronizar la excitación de todos los p680 de la preparación (1
cuanto por fotosistema por flash), que demuestran que existe una periodidad
de 4 cuantos de luz por cada molécula de dioxígeno liberada. El primer pico de
liberación de O2 se produce al tercer cuanto, pero el siguiente a los 7, y
después a los 11, con una periodicidad de cuatro cuantos. El hecho de que el
primer pico se produzca al tercer cuanto se explica porque determinado
porcentaje de intermediarios puede haber perdido electrones y encontrarse en
estado S1, aunque en oscuridad la mayoría suele encontrarse en estado S 0.
El primer aceptor de los electrones del p680* del fotosistema II es la
feocitina (Pheo), molécula similar a la clorofila a pero carente de magnesio.
73
Fisiología Vegetal
Existen dos moléculas de feocitina en el fotosistema, pero sólo una de ellas es
funcional. Los siguientes acceptores son las plastoquinonas Q A y QB.
El pool de plastoquinonas corresponde al conjunto de plastoquinonas
libres y solubles en la membrana lipídica; PQ. Las plastoquinonas unidas al
fotosistema II son QA y QB, pero son moléculas idénticas a las del pool de
plastoquinonas libres. Como intermediarios, pueden donar o ceder electrones.
De hecho el distinto funcionamiento de las tres depende exclusivamente de su
disposición en el sistema. El balance final del fotosistema II es la oxidación del
agua y la reducción del pool de PQ.
Una PQ necesita tomar dos electrones del fotosistema II y dos protones
del estroma para reducirse formando plastoquinol PQH 2. Los dos electrones
son cedidos al fotosistema I a nivel del lumen, y los dos protones son de hecho
liberados al lumen del tilacoide. En realidad, sin embargo, el p680 sólo puede
ceder un único electrón en el fotosistema II. Por ello las plastoquinonas ligadas
al complejo deben actuar de formas distintas. De hecho Q B toma un primer
electrón, y después un segundo electrón que desestabiliza su unión al
complejo, formando una PQH2 libre en el interior de la membrana. Cuando cede
los electrones al fotosistema I se transforma en PQ y vuelve a ligarse al
fotosistema en forma de QB.
4.- El Fotosistema I:
El citocromo b6/f es un intermediario fundamental puesto que permite el
transpaso de los electrones de PQH2 tomados del fotosistema II hasta la
plastocianina (PC-) soluble en el lumen, que al ser reducida formará PCH 2. La
plastocianina difunde sobre la superficie de la membrana hasta que puede
transferir los electrones al fotosistema I. El funcionamiento del complejo
citocromo b6/f es muy interesante pues da lugar a una cadena de transporte de
electrones cíclica y al efecto de aumento de Emerson.
El centro de reacción del fotosistema I es similar al del fotosistema II.
Está formado por dos proteínas centrales psaA y psaB que ligan a los
cofactores de la transferencia de electrones.
Los electrones alcanzan el fotosistema I gracias a la plastocianina PCH 2
del lúmen. Esta molécula cede los electrones al p700 + que al absorber un
cuanto de luz forma p700*, de un poder reductor tan elevado que va a poder
reducir a NADP+. La molécula de p700* cede sus electrones a una clorofila a
(A0) que a su vez los transfiere a una filoquinona (A 1) más próxima a estroma.
Después el electrón es transferido a los centros sulfoférricos Fe-SX, Fe-SA y FeSB, para finalmente ser donado a la ferredoxina libre del estroma.
74
Fisiología Vegetal
Los centros sulfoférricos Fe-S se conforman por una apoproteína que
puede encontrarse unida a uno, dos o cuatro átomos de hierro no hémicos,
asociados a átomos de azufre unidos a cys. Catalizan la transferencia de un
eletrón.
La ferredoxina, por ser más accesible al encontrarse soluble en el
estroma, fue uno de los primeros componentes de la cadena de transporte de
electrones en ser descubierto. La dos moléculas de feredoxina oxidada (FdOX)
toman dos electrones del fotosistema I formando 2 Fd-. Gracias a la enzima del
estroma Ferredoxin-NADP+ reductasa se produce la oxidación de las dos
ferredoxinas formándose una molécula de NADPH 2, de elevado poder reductor
para el metabolismo vegetal (no más reductora que los acceptores del
fotosistema I).
5.- El Complejo Citocromo b6/f y el Ciclo Q:
Este complejo, intermediario entre los fotosistemas II y I, es un complejo
de proteínas transmembrana sin pigmentos, que cuenta con tres tipos de
transportadores de electrones. La proteína rieske Fe-S toma un electrón de la
PQH2 y lo cede al citocromo f (tipo c), que los cede a su vez a la plastocianina
(PC). Por otro lado se encuentran dos citocromos b6 (tipo b) de bajo potencial y
de alto potencial que toman y transfieren el otro electrón de la PQH2. El máximo
de absorción de los citocromos presenta tres picos, dos de los cuales se
75
Fisiología Vegetal
encuentran entre los 500nm y los 600nm. El tercer pico coincide con la zona de
máxima absorción de la clorofila, por lo que existe ruido. Por ello para detectar
cambios en el mecanismo de acción de los citocromos se utilizan longitudes de
onda de 500-600nm. Muestran espectros distintos cuando están oxidados (Fe 3+)
o reducidos (Fe2+).
Citocromo c
=550nm
Existen dos componentes del complejo que no transportan linealmente
los electrones; se trata de los citocromos b6. Estos citocromos van a dar lugar
al ciclo Q de transporte de elecrones. PQH2 transfiere dos electrones al
complejo; uno de ellos es transportado linealmente hasta la PC - por rieske Fe-S
y citocromo f, pero el otro entrará en el ciclo Q por acción de los citocromos b6l
(bajo potencial) y b6h (alto potencial). Van a retornar a las PQ.
76
Fisiología Vegetal
De hecho existen dos sitios de unión para plastoquinonas en la región
interna de membrana. El sitio QP es el más cercano al lumen del tilacoide, y une
PQH2 para captar sus dos electrones. Más cercano al estroma se encuentra el
sitio QN que toma PQ- y le cede un primer electrón de una molécula de PQH 2, y
después un segundo. La molécula de PQ reducida finalmente es liberada, y va a
tomar dos protones del estroma, que después transferirá al lumen en el sitio
QP.
Sin ciclo Q, se aportan 4 protones al lumen por cada dos electrones
transportados linealmente. Con el ciclo Q, sin embargo, se transportan 6
protones al lumen por cada 2 eletrones (de hecho debe sumarse para uno de
los dos electrones que entrará en el ciclo Q 1H ++1/2H++1/4H++1/8H+…).
Una gran parte de la energía de la luz es almacenada inicialmente en un
gradiente de concentración de protones a través de la membrana del tilacoide.
Durante la fotofosforilación se producirá la transducción biológica de la
energía, formándose ATP.
6.- Efecto del Aumento de Emerson:
El efecto de aumento de emerson también es conocido como la caída en
el rojo, y demuestra que existen dos fotosistemas que funcionan
independientemente. La caída en el rojo se produce cuando se aplica una luz
monocromática de longitud de onda superior a 680nm a una preparación
fotosintética, y cae su eficacia fotosintética. Lo descubrió aplicar en una
preparación de Chlorella una luz de estas características, y observar que se
producía un descenso importante de de la fotosíntesis; el fotosistema II (p680)
no puede excitarse. Después aplicó dos longitudes de onda; la anterior y una
igual a 680nm, observando un aumento de la fotosíntesis.
Así Emerson demostró que existen dos fotosistemas y que ambos deben
funcionar juntos. El fotosistema II debe actuar antes que el fotosistema I, y sólo
puede ser excitado por luz de 680nm o inferior. A partir de 680nm se produce la
caída en el rojo y cae notablemente el rendimiento de acción de la fotosíntesis
frente al espectro de absorción. Aunque p700 absorbe luz, no puede
77
Fisiología Vegetal
producirse oxígeno. Sucede lo mismo en la zona azul donde los carotenoides
absorben luz con función protectora, no fotosintética. Al aplicar dos longitudes
de onda (1=680nm y 2 variable) se observa un aumento de del rendimiento de
fotosíntesis cuando 2 > 680nm que cuando es inferior, ya que se activa así con
mayor eficacia p700, ya siendo activado a su máxima eficacia p680 por 1.
Los dos fotosistemas funcionan en serie formando una cadena lineal de
transporte de electrones desde un donador final de electrones, el agua, y un
aceptor final, el NADP+. La eficiencia con la que trabaja un fotosistema es
fundamental para el rendimiento total de todo el proceso. Si el fotosistema I no
puede funcionar no se podría liberar oxígeno en el fotosistema II.
Efecto del aumento
de Emerson
D/ Fotofosforilación:
1.- Actividad de Hidrogeniones:
Los hidrogeniones o protones han se acumulan en el lumen del tilacoide
y eliminados del estroma durante la cadena de transporte de electrones. Por
cada molécula de agua fotolizada se añaden 6 protones al lumen, cuatro de los
cuales son extraídos del estroma (los otros dos corresponden a la propia
molécula de agua).
78
Fisiología Vegetal
En fase de oscuridad la concentración de protones está equilibrada en
ambos compartimentos, y pHL=pHE. Al comenzar a incidir la radiación de luz
comienza la cadena de tranporte de electrones y los protones son activamente
transportados hacia el lumen.
Los protones acumulados representan una importante fuente de energía
para la planta, pues su salida se produce a favor de un gradiente
electroquímico muy fuerte. Es facilitada por el complejo ATPsintasa de la
membrana del tilacoide, que permite la salida de los protones aprovechando la
energía del gradiente electroquímico para sintetizar ATP con ADP+Pi. La
reacción de síntesis de ATP se produce a expensas de un importante aporte de
energía, debido al enlace fuertemente energético que la molécula forma con su
tercer fostato.
La actividad de los hidrogeniones (aH) depende de su gradiente de
concentración (c), corregido por el coeficiente de actividad de estos iones ().
En una solución muy diluída no hay interacción entre las moléculas, y el
coeficiente de actividad es 1 (no modifica a c). En soluciones concentradas
aumenta el número de interacciones y disminuye . La energía ligada a los
protones es superior en el lumen que en el estroma. Al pasar a través de la
ATPsintasa los iones pierden su energía de actividad de forma proporcional a
su gradiente de concentración, y la ceden al enlace fosfato de ATP.
𝑎𝐻 = 𝛾𝐻 . 𝑐𝐻
Pero el gradiente de concentración de H+ también tiene un factor
eléctrico, y no sólo afecta a los protones sino también a otras moléculas
cargadas. De hecho el gradiente de protones genera un potencial eléctrico a
través de la membrana, de forma que el lumen está cargado positivamente
respecto al estroma. Los iones de carga positiva tienden a pasar al estroma. La
fuerza química y el potencial eléctrico pueden formalizarse conjuntamente
como dos fuerzas que se suman gracias al gradiente de potencial
electroquímico de un ión (i) en julios por mol. Representa la energía libre en
julio que se encuentra disponible en un mol de una sustancia. Para los protones
tenemos H(lumen) >>> H(estroma). Cualquier proceso, aunque ocurra en
ausencia de luz, que de lugar a este gradiente de potencial electroquímico, se
ve acompañado por la fosforilación de ATP. De hecho se puede calcular la
energía aportada por un mol de hidrogeniones para la fotofosforilación como
E.
Δ𝐸 = 𝜇𝐻 𝐿 − 𝜇𝐻 𝐸
Jagendorf y Uribe (1966) demostraron experimentalmente por primera
vez que el establecimiento de un potencial de gradiente electroquímico de
protones a través de la membrana de tilacoides puede dar lugar a la
fosforilación de ATP. Realizaron un experimento de transición ácido-base en
oscuridad. Equilibraron tilacoides aislados en un medio a pH=4, y luego, en
presencia de ATP + Pi ajustaron el pH a 8, y observaron síntesis neta de ATP en
oscuridad.
79
Fisiología Vegetal
También pueden realizarse experimentos de transición luz orscuridad
con una solución de tilacoides. Para ello deben exponerse los tilacoides en luz
en ausencia de ADP, y después rápidamente colocarlos en oscuridad con ADP
+ Pi. En este caso, de nuevo, hay síntesis de ATP en oscuridad.
2.- La Fosforilación por ATPsintasa:
El complejo multiproteico transmembrana del tilacoide ATPsintasa tiene
el papel fundamental de sintetizar ATP a partir de la energía de actividad de los
hidrogeniones. Esta molécula queda inactivada si el gradiente electroquímico
es pequeño, y su velocidad de acción depende de hecho de este gradiente. Se
forma por muchas subunidades proteicas asociadas en un complejo de
membrana.
a
La región F0 atraviesa la membrana. CF0 se forma por 14 copias de
subunidades c. Se trata de un anillo concéntrico a modo de canal para
protones, donde se inserta el vástago que conecta CF0 y CF1. El giro del
vástago es facilitado por los movimientos circulares de las subunidades c por
protonación y repulsión. La subunidad a es un canal hidrofóbico que permite la
salida de los protones desde el lúmen hasta la mitad de la membrana, y
80
Fisiología Vegetal
porteriormente desde la mitad de la membrana hasta el estroma. En la mitad de
la membrana los hidrogeniones van a protonar a las subunidades c en restos
Asp. En este paso se producen interacciones electrostáticas de repulsión entre
las subunidades a y c. Cuando la subunidad c se une a H+ forma Asp-H sin
carga, e interacciona con la membrana lipídica cambiando su afinidad. Al
liberar el protón, Asp- es lipofóbico y gana afinidad por la subunidad a. Esto
permite que gire CF0. El canal de protones no colineal de la subunidad a fuerza
a los protones a atravesar la membrana protonando una subunidad del anillo
CF0.
La región F1 es externa a la membrana y se encuentra del lado del
estroma. La región CF1 o cabeza es un heterohexámero formado por 3
subunidades  y 3 . Las subunidades  y  son subunidades reguladoras. Por
último la subunidad  interacciona con CF1 y CF0; se trata de un vástago cuyo
giro forzado por la salida de los protones en CF0 permite la fosforilación del
ATP.
La fosforilación del ATP sucede de forma similar a como lo hace una
ATPasa, pero inversamente. Funcionalmente existen tres sitios de unión para
ATP, cada uno de ellos formado por un dímero -. El giro del vástago 
modifica la conformación de cada sitio funcional de O (open) a L (light) y luego
a T (tight). La conformación O proporciona el sitio inicial para la unión de un
ADP y un Pi liberándose un ATP. La conformación L aproxima a ambos sutratos.
En posición T se facilita la síntesis de un ATP.
81
Fisiología Vegetal
Según la hipótesis quimiosmótica (Mitchell) la energía de la luz se
transduce a energía de un gradiente de potencial electroquímico de
hidrogeniones, que sirve para la transducción biológica de la energía y la
fosforilación de ADP. Según la hipótesis conformacional (Boyer) la
fotofosforilación implica cambios conformacionales en las subunidades del
heterohexámero de la ATPsintasa. De hecho ambas hipótesis son ciertas pues,
como hemos visto, el giro del vástago forzado por la salida de los
hidrogeniones es lo que fuerza los cambios conformacionales en la ATPsintasa
(las subunidades del heterohexámero no giran).
3.- Potencial Electroquímico y Velocidad de Fotofosforilación:
El potencial electroquímico para un ión i dado (i) a través de una
membrana impermeable (en J.mol-1) corresponde a la energía disponible por
mol de i para realizar un trabajo. La energía estándar disponible en un mol del
mismo ión (i*) debe ser tenida en cuenta, para estimar la energía disponible en
el estado de referencia. Depende de la actividad del ión en función de su
concentración a cada lado de la membrana (que estima la energía libre del mol
de ión), y las diferencias de potencial eléctrico entre ambos departamentos,
que depende de la diferencia de cargas generadas por la diferencia de
concentración del ión.
El término químico debido a la concentración del ión en una única
solución es:
𝜇𝑖 ∗ +𝑅. 𝑇. ln 𝑎𝑖
𝑅 = 8,3143 𝑃𝑎. 𝑚3 . 𝑚𝑜𝑙 .1 . 𝐾 −1 : constante
de los gases perfectos.
𝑎𝑖 : actividad del ión i.
𝜇𝑖 ∗: energía estándar.
𝑇: temperatura en grados kelvin.
El término eléctrico debido a la carga del ión en una única solución es:
𝑧𝑖 . 𝐸. 𝐹
𝐸: voltios.
𝐹: constante de faraday en C.mol-1.
𝑧𝑖 : Carga del ión i ( 𝑧𝐻 = 1).
Finalmente podemos obtener el potencial electroquímico del ión en una
única solución, que equivale a la suma del término químico dependiente de
concentración y el término eléctrico dependiente de la carga:
𝜇𝑖 = 𝜇𝑖 ∗ +𝑅. 𝑇. ln 𝑎𝑖 + 𝑧𝑖 . 𝐸. 𝐹
El incremento de potencial electroquímico para el hidrógeno entre el
lumen y el estroma a través de la membrana tilacoidal (Δ𝜇𝐻 𝐿−𝐸 = 𝜇𝐻 𝐿 − 𝜇𝐻 𝐸 )
corresponde realmente a la energía liberada durante la salida de estos iones a
través de la ATPsintasa. Depende del potencial electroquímico del mismo ión a
82
Fisiología Vegetal
ambos lados de la membrana, y por lo tanto los términos eléctrico y químico
deben ser restados. Se restarán las del estroma (menor potencial) a las del
lumen, obteniéndose normalmente valores positivos.
Δ𝜇𝐻 𝐿−𝐸 = 𝜇𝐻 𝐿 ∗ −𝜇𝐻 𝐸 ∗ + 𝑅. 𝑇. ln 𝑎𝐻 𝐿 − 𝑅. 𝑇. ln 𝑎𝐻 𝐸 + 𝑍𝐻 𝐿 . 𝐸𝐿 . 𝐹 − 𝑍𝐻 𝐸 . 𝐸𝐸 . 𝐹
Teniendo en cuenta que por un lado 𝜇𝐻 𝐿 ∗ −𝜇𝐻 𝐸 ∗= 0 , por otro lado
tenemos 𝑍𝐻 = 1 tanto en el lumen como en el estroma, y finalmente
reemplazando ln 𝑎𝐻 𝐿 = 2,303. log 𝑎𝐻 𝐿 = −2,303. 𝑝𝐻 (siendo negativo obtenemos
Δ𝑝𝐻 𝐸−𝐿 en lugar de Δ𝑝𝐻 𝐿−𝐸 ), obtenemos la formula completa de la diferencia de
potencial electroquímico que se establece a través de la membrana es:
Δ𝜇𝐻 𝐿−𝐸 = 𝑅. 𝑇. 2,303. Δ𝑝𝐻𝐸−𝐿 + 𝐹. Δ𝐸 𝐿−𝐸
La velocidad de fosforilación de la ATPsintasa depende de las
concentraciones disponibles de sustratos y productos (ATP, ADP, Pi) y la
energía aportada por Δ𝜇𝐻 𝐿−𝐸 . En la fotólisis de dos moles de agua se generan
40kJ de energía, por lo que la estequiometria de la relación entre protones
movilizados y energía liberada es de 10 kJ.mol de H +.
La fotofosforilación por la ATPsintasa sólo se produce activamente para
𝐿−𝐸
Δ𝜇𝐻
> 10𝐽. 𝑚𝑜𝑙 −1 , pero no para valores inferiores. Por otro lado si la luz es
demasiado contínua e intensa pueden llegarse a generar diferencias de
potencial electroquímico demasiado elevadas que pueden resultar
perjudiciales para el aparato fotosintético. El movimiento de iones de cloro
hacia el lumen del tilacoide puede neutralizar la diferencia de carga eléctrica si
esta es excesiva, al igual que la salida de magnesio hacia el exterior. Así, en
condiciones normales, Δ𝐸𝐿−𝐸 = 20𝑚𝑉 y el término eléctrico es poco significativo
a través de la membrana del tilacoide. La mayor parte de la diferencia de
potencial se debe por lo tanto a Δ𝑝𝐻 𝐸−𝐿 .
El complejo ATPsintasa también puede presentan actividad ATPasa.
Esta actividad debe ser inactivada de forma específica en condiciones de
oscuridad, pues en caso contrario podría haber pérdidas de ATP que no
aportarían nada al organismo vegetal. De hecho la activación del complejo
viene contolada por la protonación y reducción del residuo Cys de la proteína
del vástago por el lado del estroma. Se produce activación por reducción en luz
gracias a la proteína tirodoxina y el enzima tirodoxina reductasa. Por otro lado
a activación del vástago sólo puede producirse cuando este se desplaza hacia
el estroma, y esto requiere que se haya generado un Δ𝑝𝐻 𝐸−𝐿 positivo y
suficientemente energético. La diferencia de la concentración de protones (o
de pH) presenta una doble función, pues es necesaria tanto para permitir la
activación del vástago, sólo en condiciones de luz, como para forzar el giro del
vástago permitiendo la fotofosforilación del ADP.
4.- El Acoplamiento, Desacopladores e Inhibidores:
El acoplamiento se produce durante la fotofosforilación; se trata de la
transducción energética electromagnética a energía de enlaces bioquímicos.
83
Fisiología Vegetal
Se ha demostrado que existe acoplamiento mediante experimentos de
transición acido-base, y transición luz-oscuridad. Se dice que la síntesis de
ATP está acoplada a la cadena de tranporte de electrones.
También existe un acoplamiento inverso, por el cual el transporte de
electrones continuado requiere la actividad de la ATPsintasa. Si el complejo
ATPsintasa no funcionase se produciría una acidificación excesiva del lumen
de los tilacoides, y esto inhibe la casión de hidrogeniones por PQH2, y por lo
tanto también la cesión de los electrones asociados. El bloqueo de esta
reacción concreta es responsable de que se inhiba por completo la cadena de
transporte de electrones y el ciclo Q. De esta manera, si el número de cuantos
incidentes por unidad de tiempo supera la capacidad de funcionamiento del
sistema, se inhibe la cadena de transporte de electrones. Además, aunque no
haya exceso de luz, se requiere que los protones sean continuamente
expulsados al estroma por ATPsintasa.
Si se aíslan tilacoides con una sustancia A + que cumpla las funciones de
aceptor del NADP+, y con ADP y Pi puede tener lugar la fotosíntesis de forma
normal, pero ante carencia de alguno de los sustratos de la reacción los
protones no pueden salir y se produce acidificación del lumen, además de
bloquearse el transporte de electrones.
Los desacopladores son compuestos implicados en el desacoplamiento
de la fosforilación y la cadena de transporte de electrones. De hecho los
desacopladores son sustancias que permiten el transporte de eletrones de
forma independiente de la fosforilación de ATPsintasa, permitiendo la salida de
protones del lumen por diferentes mecanismos. Así puede reducirse el NADP +
en ausencia de los sustratos ADP y Pi, es decir, de forma desacoplada.
Rupturas en la membrana del tilacoide o malfunción del complejo ATPsintasa
pueden ser considerados como agentes desacopladores. Por ejemplo si se
despega del complejo ATPsintasa la unidad funcional CF 1, la salida de protones
a través de CF0 no produce fosforilación.
Los agentes quelantes son capaces de extraer cationes del lumen.
Existen otros productos y proteínas que facilitan y median la salida de protones
por difusión facilitada al estroma. Por ejemplo los protonóforos son canales que
permiten la salida de hidrogeniones. Los ionóforos son antiportadores de
protones y otro catión (por enemplo K+), como FCCP, CCCP, valina o micina.
La aminas también son desacopladores que pueden atravesar la
membrana en su forma no protonada (R-NH2). Se trata por ejemplo de la 9aminoacridina. La forma no protonada puede difundir pasivamente y se reparte
equitativamente a ambos lados de la membrana. Cuando aumenta la diferencia
de pH, los R-NH2 entran al lumen y se protonan, y los R-NH3+ salen al estroma
donde ceden sus protones. La cadena de transporte de electrones queda así
desacoplada. Las sales de amonio (R-NH3 y R-NH4+) funcionan de la misma
manera y pueden actuar como desacopladores.
Los desacopladores permiten la disipación del gradiente de potencial
electroquímico de los hidrogeniones en caso de que se sature el complejo
ATPsintasa, pudiendo inhibir la fotofosforilación y disminuir la velocidad de
actividad de la ATPsintasa. De hecho la cadena de transporte de electrones
tiene capacidad para funcionar más rápido de lo que permitiría la ATPsintasa.
84
Fisiología Vegetal
La medición del acoplamiento de la cadena de transporte de electrones
puede realizarse en una solución de tilacoides aislados, donde se añade al
medio un aceptor A, ADP, y Pi. Con estos sustratos no se inhibe la
fotofosforilación acoplada, aunque en teoría puede haber transporte de
electrones desacoplados sin ADP o Pi. De hecho al iluminar una preparación de
tilacoides aislados en ausencia de Pi y con desacopladores añadidos en
concentraciones crecientes se puede medir el transporte de electrones (E.T.)
basal (sin Pi) y el que se produce de forma desacoplada y acoplada (con Pi).
Cuando la concentración de desacoplador es muy elevada, el transporte basal
iguala al desacoplado. El transporte basal indica que pueden escapar protones
del lumen aún en ausencia de desacoplador añadido.
Los inhibidores del transporte de electrones son sustancias que inhiben
la cadena de transporte de electrones bloqueando un paso concreto de la
cadena de transferencias. DCMU impide el paso de electrones de Q A a QB. El
metil viológeno (MV o paraquat) bloquea al aceptor natural NADP+, y es un
aceptor no fisiológico que sustituye a la ferredoxina. DBMIB es un análogo de
las quinonas que compite con PQ inhibiendo la transferencia de electrones al
complejo citocromo b6/f. A elevadas concentraciones de inhibidor el
desacoplador no tiene efecto.
85
Fisiología Vegetal
También existen inhibidores de la transferencia de energía que inhiben
la actividad de ATPsintasa. Los inhibidores de CF1 no permiten la
fotofosforilación ni el transporte acoplado, pero sí el transporte basal. Los
inhibidores de CF0 inhiben también el transporte basal. Si hay desacopladores
estos inhibidores no afectan al transporte desacoplado.
Numéricamente el acoplamiento representa la cantidad de ATP (P ó
producto) sintetizado por cada 2 electrones. Teniendo en cuenta el ciclo Q se
tranportan 6 protones por cada 2 electrones. El complejo ATPsintasa requiere
transportar 4 protones para sintetizar un ATP. Por lo tanto el valor del
acoplamiento es teóricamente de P/2e - = 1,5, es decir, se forman 1,5 ATP por
cada dos electrones transportados. Experimentalmente se obtiene valores de
P/2e- = 1,3 cuando se utilizan aceptores no fisiológicos como el metil viológeno
(MV). Sin embargo, al utilizar al aceptor fisiológico ferredoxina se obtienen
valores de P/2e- = 1,6 superiores a los teóricos.
𝑃
𝑣𝑠𝑖𝑛𝑡𝑒𝑠𝑖𝑠 𝑑𝑒 𝑢𝑛 𝐴𝑇𝑃
=
−
2. 𝑒
𝑣𝑡𝑟𝑎𝑛𝑠𝑝𝑜𝑟𝑡𝑒 𝑑𝑒 2 𝑒𝑙𝑒𝑐𝑡𝑟𝑜𝑛𝑒𝑠
Las diferencias entre los valores teóricos (1,5 ATP/2e-) y los obtenidos en
la práctica con aceptores no fisiológicos como MV (1,3 ATP/2e-) pueden
encontrar distintas explicaciones. Al trabajar con aceptores no fisiológicos
como el MV pueden escapar protones del lumen, lo que se pone de manifiesto
con el transporte basal, y además el ciclo Q no se produce obligatoriamente. El
resultado es que el numero de protones netos transportados por la cadena al
lumen sea inferior a 6 por cada dos electrones.
Los valores con ferredoxina (1,6 ATP/2e -), el aceptor fisiológico, son sin
embargo superiores a los teóricos. En este caso no se producen escapes de
hidrogeniones, y el ciclo Q tiene lugar de forma obligatoria. Además la
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Fisiología Vegetal
ferredoxina permite que se produzca un transporte de electrones cíclico que
tiene lugar alrededor del fotosistema I.
5.- Ferredoxina y Fotofosforilación Cíclica:
La ferredoxina está implicada en un transporte de electrones cíclico
alrededor del fotosistema I, que no implica al fotosistema II. En este proceso no
existehidrólisis de agua ni desprendimiento de oxígeno. Debe además implicar
a un intemediario actualmente no bien conocido que sea capaz de tomar
electrones de la ferredoxina reducida y cedérselo a la plastoquinona en lugar
de al NADP+. Este intermediario es la Ferredoxina-PQ óxido-reductasa, un
complejo enzimático transmembrana.
El complejo NADPH deshidrogenasa también es capaz de ceder
electrones oxidando NADPH a la PQ. Este complejo transmembrana ha sido
encontrado en mitocondrias. Sus genes han sido encontrados en cloroplastos,
pero este complejo no es abundante.
Este transporte cíclico de electrones implica además un nuevo ciclo Q, y
el transporte de 4 protones más al lumen del tilacoide por cada 2 electrones
bombeados. Este tipo de transporte de electrones da lugar a una
fotofosforilación cíclica, puesto que los mismos electrones permiten acumular
protones en el lumen sin desprendimiento de oxígeno, y sin formación de
NADPH2 ni reducción de ningún otro aceptor final.
Por la vía lineal, seguida por el 100% de electrones ante un aceptor que
no sea ferrodoxina, P/2e- = 1,3<1,5. Como esta vía puede no satisfacer las
necesidades de la planta ante déficit de ATP o exceso de NADPH2, se recurre a
la vía cíclica donde P/2e- = 1,6>1,5.
La vía reductiva de las pentosas fosfato requiere ATP:NADPH 2 en
proporciones 3:2, es decir, 1,5 ATP por cada NADPH 2. Teniendo en cuenta que
87
Fisiología Vegetal
2 electrones son necesarios para reducir un NADPH 2 en cualquier caso, la
velocidad P/2e- = 1,3 es insuficiente para una fijación eficaz del CO 2.
6.- El Ciclo Agua-Agua:
El ciclo agua-agua corresponde a la fotofosforilación pseudocíclica. Los
electrones captados del agua del lumen terminan formando agua en el
estroma. Esto aporta hidrogeniones al lumen pero no forma NADPH 2.
En el cloroplasto, dependiendo de la disponibilidad de NADP +, el O2 del
estroma puede actuar como aceptor final de electrones. En este caso se forma
anión superóxido tóxico. El enzima transmembrana superóxido dismutasa
(SOD) debe actuar rápido para evitar daños, y forma H 2O2 tomando 2 protones
del estroma, gracias a un átomo de cobre. Este enzima toma un electrón de un
anión superóxido transformándolo en O2 de nuevo, y se lo cede a otro anión
superóxido que formará el peróxido de hidrógeno.
H2O2 también es tóxico, y puede dar lugar a un grupo hidroxilo y un
radical hidroxilo. Ascorbato peroxidasa es un enzima que se encuentra libre en
el estroma y en la membrana. Cede dos protones y dos electrones al H 2O2
fomando dos moléculas de agua. El ascorbato cede los electrones y queda
oxidado en monoaldehido ascorbato (MDA). Debe ser reducido por MDA
reductasa, captando dos electrones y dos protones que son transferidos desde
la ferrodoxina.
El ciclo agua-agua permite la recaptación del oxígeno formado por la
fotólisis del agua en el lumen para formar agua de nuevo, y es muy importante
en condiciones de aridez o estrés hídrico, pues evita las pérdidas de agua.
Para formar dos moléculas de agua a partir de un O 2 se requiere el transporte
de 4 electrones. Es muy difícil de medir pues no se libera O 2 y es difícil medir la
reducción del aceptor final.
E.T. y
FOTOFOSFORILACIÓN
Lineal (P/2e- = 1,3)
Cíclica (P/2e- = 1,6)
Pseudocíclica
O2 NETO
EFECTOR
ACEPTOR
MAX
Si
No
No
p680 y p700
p680
P680 y p700
Si
No
Agua
<680nm
<680nm
>680nm
88
Fisiología Vegetal
La reoxidación del NADP+ tiene lugar en el ciclo reductivo de las
pentosas fosfato, ruta metabólica por la cual las plantas son capaces de fijar el
dióxido de carbono atmosférico. Esto permite que haya disponibilidad de
NADP+ para la fotosíntesis. Sucede del mismo modo para el ATP y el ADP + Pi.
En el cloroplasto deben actuar en acoplamiento la cadena de transporte de
electrones, la fotofosforilación, y el ciclo reductivo de las pentosas fosfato.
En el ciclo reductivo de pentosas-P (RPP) se consume una proporción de
3 ATP por cada 2 NADPH2. La proporción de ATP y NADPH2 producido en los
tilacoides es como hemos visto variable. Oscila entre 1,25 y 1,5 ATP por cada
NADP+ que es reducido. Existe por lo tanto una tendencia al exceso de
producción de NADPH2, siendo la producción de ATP saturante para el ciclo
RPP. Cuando no hay NADP+ disponible, el dioxígeno del estroma acepta los
electrones del fotosistema I. Esto permite generar más ATP sin necesidad de
reducir NADP+ lo que permite generar más NADP+ en el ciclo RPP.
7.- Adaptaciones del Aparato Fotosintético:
El efector p700, al igual que los efectores de bacterias fotosintéticas, se
forma por un dímero de clorofila a. No presenta fotooxidación ni
fotodestrucción.
El efector p680 funciona de forma diferente. Se trata en este caso un
tetrámero de clorofila a que es sensible al exceso de iluminación, que puede
causar fotooxidación, por lo que cesa su actividad.
Si p680 es destruido se perderían gran parte de los pigmentos
accesorios de la antena. Esto podría suceder a determinadas longitudes de
onda elevadas como 700nm, provocando un descenso importante en el flujo de
electrones. Esto se soluciona en la naturaleza mediante adaptaciones del
aparato fotsintético. Por ello alrededor del fotosistema II se encuentran
proteínas y moléculas que protejen al complejo, y en particular a su efector (y
también algunas en el fotosistema I).
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Fisiología Vegetal
Las LHCP (light harvesting clorofile proteins) protegen a los complejos
fotosintéticos de las radiaciones solares dañinas. Se encuentran distintos
tipos, como las LHCa (1, 2, 3…), las LHCb (1, 2...). Las LHCP son capaces de
captar luz de longitud de onda inferior a 680nm y transferirla a p680.
Ante un exceso de luz y falta de CO 2 (por ejemplo con los estomas
cerrados) p680 se fotooxida y el ciclo RPP se detiene por falta de carbono
inorgánico. En este caso las LHCP son móviles y pueden despegarse del
fotosistema II inactivo, por acción de una kinasa ATPasa del tilacoide, y
asociarse a la antena del fotsistema I. La activación del enzima kinasa a
expensas de APT se produce durante la transición de estado. Una fosfatasa del
tilacoide facilita la desfosforilación y el retorno al fotosistema II.
El complejo citocromo b6/f es el mediador entre los dos fotosistemas, y
controla la situación general de transferencia de electrones entre ambos. Es
lógico que sea este complejo el que perciba las diferencias de transferencia de
electrones o de potencial reductor de los dos fotosistemas. Por lo tanto tiene
capacidad para regular la fosforilación de las LHCP (o LHC II).
El complejo citocromo b6/f se encuentra en la membrana formando
dímeros, y la proteína sulfoférrica rieke interviene en la estabilización del
dímero. El desprendimiento de LHCP del fotosistema II ha sido atribuído a una
repulsión electrostática. La unión de PQH2 en su sitio de unión del complejo
citocromo provoca un cambio conformacional en el mismo, pasando la proteína
rieske de posición proximal a distal. Esto favorece la interacción entre LHCP y
kinasa. La kinasa fosforila tanto al complejo citocromo como a la LHCP.
En la transición de estado no sólo hay movimiento de las LHCP, sino que
el complejo citocromo b6/f también se desplaza desde los grana a las lamelas
del estroma. En el estado II se favorece así el transporte cíclico de electrones.
90
Fisiología Vegetal
Además de la transición de estado, existen otros dos mecanismos que
los vegetales emplean para evitar daños en p680. Entre ellos destaca la
actuación del O2 en el ciclo de agua-agua, ante carencia de NADP+ o de agua, y
el efecto protector de los carotenoides.
El efecto protector de los carotenoides son notables. Se puede observar
que el máximo de absorción de los carotenoides corresponden con la caída del
rojo, en las longitudes de onda que p680 no es capaz de absorber. Absorbiendo
energía de excitación sencillamente protegen al aparato fotosintético de la
fotooxidación.
Cuando las clorofilas se excitan y forman un triplete, el triplete debe ser
eliminado. Puede eliminarlo el oxígeno formando un oxígeno singlete. Los
carotenoides desactivan el estado de triplete de las clorofilas (1) evitando la
formación de oxígeno singlete (90% de los casos). Además desactivan el estado
de singlete del oxígeno (2) formado por causa de clorofilas excitadas (99,99%
de los casos). En algunos casos muy raros se produce la oxidación de
carotenoides por oxígeno siglete (3) formado por clorofila excitada.
La zeaxantina es una xantofila que actúa en condiciones de exceso de
iluminación y riesgo de fotooxidación del aparato fotosintético. La violaxantina
puede interconvertirse en zeaxantina pasando por un único intermediario, la
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Fisiología Vegetal
antheraxantina. Esta transformación es catalizada por enzimas que se activan y
forman la zeaxantina cuando la radiación es muy intensa, es decir, a mediodía.
La reconversión a violaxantina requiere NADPH.
8.- Quenching:
La clorofila en estado de singlete excitado puede liberar su energía de
tres formas; por radiación fluorescente, por radiación calorífica, o por
quenching fotoquímico. Por ejemplo cuando PQ se acumula, los LHCP se
desplazan y pueden emitir fluorescencia.
La clorofila emite fluorescencia cuando se encuentra diluída en éter. En
solución diluída emite un 32% de los cuantos en forma de fluorescencia, y el
68% restante formará tripletes. En soluciones concentradas se producen
agregados de clorofila en los que hay transferencias de energía de excitación
por excitón o por resonancia. En vivo hay un 6% de emisión de fluorescencia en
condiciones normales, debida mayoritariamente al fotosistema II. También hay
formación de agregados de clorofila. Los tripletes tienden a ser desactivados
por el oxígeno y los carotenoides.
92
Fisiología Vegetal
En ausencia de aceptor, exceso de luz, o presencia de DCMU, el PQH2 no
puede reaccionar y p680 no es capaz de transferir su energía. Los pigmentos
accesorios están organizados en trampa cerrada y no transmiten energía a
p680, y este no puede transferir los electrones de la fotólisis del agua.
Entonces aumenta la emisión de fluorescencia por el fotosistema II.
El quenching, descenso o atrapamiento de la fluorescencia tiene lugar
cuando los pigmentos accesorios se disponen en trampa abierta, en ausencia
de inhibidores del transporte de electrones como DCMU, con iluminación
limitante y en presencia de aceptor.
El estudio de los cambios en la cadena de transporte de electrones, en
ocasiones difíciles de medir por otros métodos, puede ser valorada por la
cinética de la evolución de fluorescencia. El rendimiento de la fluorescencia
puede ser medido en tejidos completos y no es necesario romper el aparato
fotosintético para extraer los tilacoides.
En material adaptado a la oscuridad las antenas se diponen en trampa
abierta. Al comenzar la iluminación se puede detectar una fluorescencia basal
(F0) de 6%. Si aumenta la intensidad de la luz se saturan las reacciones
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Fisiología Vegetal
fotoquímicas, y las antenas se disponen en trampa cerrada. Entonces se
observa una fluorescencia máxima (Fm) emitida por todos los pigmentos de
alrededor de 35%. El material se encuentra adaptado así a la luz. Si
posteriormente disminuye la intensidad de luz, disminuye el rendimiento de
fluorescencia del material adaptado a luz debido a que se produce quenching.
Ante nuevos pulsos de luz saturantes el rendimiento de fluorescencia es
inferior al primero (Fm’<Fm).
El quenching o atrapamiento de la fluorescencia puede medirse como la
diferencia entre Fm y Fm’. Existen distintos mecanismos de atrapamiento de
fluorescencia, y se diferencian un quenching fotoquímico (qP) que se produce
cuando la captación de fluorescencia es reutilizada para hacer funciona a la
cadena de transporte de electrones, y un quenching no fotoquímico (qE + qT +
qI).
El quenching por acidificación del lumen (qE) se produce cuando hay
daño y fotooxidación de los pigmentos en condiciones naturales. Los
pigmentos degradados no funcionan, por lo que no pueden captar luz ni emitir
fluorescencia. Se pierde rápidamente después de la adaptación a la luz.
El quenching por transición de estado (qT) corresponde a la
desactivación de clorofilas por carotenoides, y en particular por la zeaxantina
que se forma a partir de violaxantina si el lumen se acidifica.
El quenching fotoinhibitorio (qI) es debido a la fotoinhibición o
destrucción de los propios pigmentos del aparato fotosintético Cuando el
material queda adaptado a la luz, después de un primer pulso de luz saturante,
el qI es el que más tarda en recuperarse.
La fotodestrucción del fotosistema II provoca importantes disfunciones
del aparato fotosintético, y puede ser muy dañino para los tejidos vegetales.
Puede producirse ante iluminación excesiva, o en condiciones naturales por
estrés hídrico. Existen tres mecanismos preparados para evitar estos daños en
el fotosistema: El ciclo agua-agua (se recupera agua), la inhibición del
fotosistema II por transición de estado ante acúmulo de PQH2 por movimiento
de LHCP hacia los fotosistemas I, y por último la inhibición de la
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Fisiología Vegetal
fotofosforilación. Ante excesos de luz el p680, y en particular el heterodímero
D1, son los primeros pigmentos dañados. El cloroplasto tiene capacidad para
sintetizar D1, y también muchas otras proteínas implicadas en los procesos
fotosintéticos, gracias a su auntonomía genética. Las nuevas D1 sintetizadas
deben ser reincorporadas junto a los demás componentes del fotosistema II.
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