Cuaderno de laboratorio - copia

 PROYECTO INTEGRADO DE LABORATORIO CURSO 4º ESO DEPARTAMENTO BIOLOGÍA‐GEOLOGÍA ELABORADO POR :
Mº DOLORES MARTÍNEZ CUEVAS Mª DEL MAR MOREDA MORENO
BLOQUE I TÉCNICAS GENERALES Normas generales de uso del laboratorio
Para el desarrollo de las prácticas es conveniente tener en cuenta algunas normas elementales
que deben ser observadas con toda escrupulosidad.
1. Antes de realizar una práctica, debe leerse detenidamente para adquirir una idea clara de su
objetivo, fundamento y técnica. Los resultados deben ser siempre anotados cuidadosamente
apenas se conozcan.
2. El orden y la limpieza deben presidir todas las experiencias de laboratorio. En consecuencia, al
terminar cada práctica se procederá a limpiar cuidadosamente el material que se ha utilizado.
3. Cada grupo de prácticas se responsabilizará de su zona de trabajo y de su material.
4. Antes de utilizar un compuesto hay que fijarse en la etiqueta para asegurarse de que es el que
se necesita y de los posibles riesgos de su manipulación.
5. No devolver nunca a los frascos de origen los sobrantes de los productos utilizados sin
consultar con el profesor.
6. No tacar con las manos y menos con la boca los productos químicos.
7. Todo el material, especialmente los aparatos delicados, como lupas y microscopios, deben
manejarse con cuidado evitando los golpes o el forzar sus mecanismos.
8. Los productos inflamables (gases, alcohol, éter, etc.) deben mantenerse alejados de las llamas
de los mecheros. Si hay que calentar tubos de ensayo con estos productos, se hará al baño
María, nunca directamente a la llama. Si se manejan mecheros de gas se debe tener mucho
cuidado de cerrar las llaves de paso al apagar la llama.
9. Cuando se manejan productos corrosivos (ácidos, álcalis, etc.) deberá hacerse con cuidado para
evitar que salpiquen el cuerpo o los vestidos. Nunca se verterán bruscamente en los tubos de
ensayo, sino que se dejarán resbalar suavemente por su pared.
10. Cuando se quiera diluir un ácido, nunca se debe echar agua sobre ellos; siempre al contrario:
ácido sobre agua.
11. Cuando se vierta un producto líquido, el frasco que lo contiene se inclinará de forma que la
etiqueta quede en la parte superior para evitar que si escurre líquido se deteriore dicha etiqueta
y no se pueda identificar el contenido del frasco.
12. No pipetear nunca con la boca. Se debe utilizar la bomba manual, una jeringuilla o artilugio
que se disponga en el Centro.
13. Las pipetas se cogerán de forma que sea el dedo índice el que tape su extremo superior para
regular la caída de líquido.
14. Al enrasar un líquido con una determinada división de escala graduada debe evitarse el error
de paralaje levantando el recipiente graduado a la altura de los ojos para que la visual al enrase
sea horizontal.
15. Cuando se calientan a la llama tubos de ensayo que contienen líquidos debe evitarse la
ebullición violenta por el peligro que existe de producir salpicaduras. El tubo de ensayo se
acercará a la llama inclinado y procurando que ésta actúe sobre la mitad superior del contenido
y, cuando se observe que se inicia la ebullición rápida, se retirará, acercándolo nuevamente a
los pocos segundos y retirándolo otra vez al producirse una nueva ebullición, realizando así un
calentamiento intermitente. En cualquier caso, se evitará dirigir la boca del tubo hacia la cara o
hacia otra persona.
16. Cualquier material de vidrio no debe enfriarse bruscamente justo después de haberlos
calentado con el fin de evitar roturas.
17. Los cubreobjetos y portaobjetos deben cogerse por los bordes para evitar que se engrasen.
Preparación de colorantes
1. Acido-Alcohol: (decolorante para tinción Ziehl-Neelsen)
o Ácido clorhídrico concentrado ..........................................................3 ml
o Etanol 95% ....................................................................................97 ml
2. Azul de metileno: Colorante de contraste para tinción de flagelos.
o Azul de metileno................................................................................1 g
o Agua destilada...............................................................................100 ml
3. Azul de metileno de Loeffler: Tinciones simples.
o Solución de hidróxido potásico al 1%.................................................1 ml
o Azul de metileno, sol. saturada en etanol al 95%...............................30 ml
o Agua destilada...............................................................................100 ml
4. Colorante para esporas:
o Solución acuosa saturada de verde malaquita
5. Colorante para flagelos de Leifson:
o Solución A
 Fucsina básica .........................................................................1,2 g
 Etanol 95%.............................................................................100 ml
o Solución B
 Ácido tánico................................................................................3 g
 Agua destilada.........................................................................100 ml
o Solución C
 Cloruro sódico..........................................................................1,5 g
 Agua destilada.........................................................................100 ml
Para preparar la solución de uso, se mezclan cantidades iguales de las soluciones
A, B y C y se guarda en frasco cerrado herméticamente en la nevera donde es
estable durante varias semanas.
6. Cristal violeta: Para tinción Gram y tinción simple.
o Cristal violeta (violeta de genciana)....................................................0,5 g
o Agua destilada.................................................................................100 ml
7. Eosina: Para observación de células sanguíneas.
o Eosina...............................................................................................0,3 g
o Ácido acético glacial......................................................................0,025 ml
o Agua destilada...................................................................................100 ml
8. Fucsina diluida: Para tinción Gram y tinción simple.
o Fucsina fenicada de Ziehl-Neelsen......................................................10 ml
o Agua destilada.................................................................................100 ml
9. Fucsina fenicada de Ziehl-Neelsen: Para tinción ácido-alcohol resistente.
o Fucsina básica......................................................................................1 g
o Etanol 95%........................................................................................10 ml
o Fenol 5% en solución acuosa............................................................100 ml
10. Hematoxilina: Para observación de células sanguíneas.
o Hematoxilina.........................................................................................2 g
o Agua destilada......................................................................................1 l
11. Lactofenol: Para preparaciones microscópicas en fresco de mohos.
o Ácido láctico.....................................................................................100 ml
o Fenol................................................................................................100 g
o Glicerol.............................................................................................200 ml
o Agua.................................................................................................100 ml
12. Lactofenol al Azul Algodón: Para preparaciones en fresco y tinciones de mohos.
o Solución de azul algodón
 Sol. saturada de azul algodón (a
 azul anilina soluble)......................10 ml
 Glicerol.....................................................................................10 ml
 Agua.........................................................................................80 ml
Mezclar esta solución con lactofenol a partes iguales
13. Lugol: Solución de yodo para tinción Gram.
o Yodo...................................................................................................1 g
o Yoduro potásico..................................................................................2 g
o Agua destilada.................................................................................300 ml
14. Orceína A: Tinción de cromosomas.
o Orceína................................................................................................2 g
o Ácido acético.....................................................................................45,8 ml
o Ácido clorhídrico 1 mol/l......................................................................8,3 ml
o Agua..................................................................................................45,8 ml
15. Orceína B: Tinción de cromosomas.
o Orceína................................................................................................2 g
o Ácido acético.....................................................................................55 ml
o Agua..................................................................................................55 ml
16. Safranina: Colorante de contraste para tinción Gram (preferible a la fucsina) y esporas.
o Safranina.........................................................................................0,25 g
o Agua destilada..................................................................................100 m
17. Sudán III: Tinción específica de grasas.
o Alcohol etílico...................................................................................100 ml
o Sudán III...................................................................................hasta saturación
18. Verde de metilo acético: Igual composición que la eosina (num. 7)
MANEJO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO MATERIAL Microscopio ÓPTICO Porta y cubre Papel de periódico y fotocopia en la que aparezcan las partes del microscopio. Pan de molde y placa de cultivo (para preparar la práctica siguiente.) Nota. Este día se preparará la siguiente práctica (observación del moho del pan) por lo que el alumnado deberá coger un trozo de pan de molde y humedecerlo. Después exponerlo durante varios minutos al aire, colocarlo en el interior de una placa de cultivo cerrada y sitúar la placa en un lugar cálido y oscuro donde permanecerá hasta la semana siguiente. REALIZACIÓN DE LA PRÁCTICA 1‐Identifica en tu microscopio las partes que aparecen en el esquema y aprende sus nombres para que te resulten conocidas cuando más adelante nos refiramos a ellas. 2‐Montaje de una preparación ficticia: 
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
Corta un trozo de periódico (más o menos cuadrado de 1 cm de lado) en el que se encuentre alguna letra. Echa un par de gotas de agua en el centro del porta y sobre ellas deposita el trozo de periódico sin que se arrugue. Coloca el cubre sobre la muestra poniendo cuidado de que no se formen burbujas. Para ello debemos bajarlo gradualmente. 3‐Observación de la preparación (enfoque del microscopio): Mover el espejo, diafragma y condensador hasta conseguir una iluminación adecuada. Colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas y observando que la letra esté derecha. Elegir el objetivo de MENOR AUMENTO girando el revólver.  Mirando lateralmente (no por el ocular) gira el macrométrico para subir la platina lo más posible; pero sin que llegue a tocar la preparación al objetivo.  Observando por el ocular, mover el mismo tornillo MUY DESPACIO y en sentido contrario, hasta obtener una visión suficientemente destacada de la muestra.  Una vez realizado éste enfoque aproximado, utilizar el tornillo micrométrico para un ajuste perfecto del enfoque.  ¿En qué posición se ve la letra?............................................................................  Mueve la preparación hacia la derecha. ¿Hacia qué lado se mueve la letra? ………………. Y si mueves la preparación hacia la izquierda ¿hacia dónde se mueve la letra?................ Este fenómeno puedes observarlo moviendo la preparación hacia adelante y hacia atrás.  Gira el revólver para cambiar a un objetivo de MAYOR AUMENTO (notarás que lo has colocado en el lugar debido cuando llegues a un ligero tope y además se veas el campo totalmente iluminado). Ajusta el enfoque con el micrométrico.  ¿Cambia la letra de posición con respecto a la visión con el objetivo anterior?............... Por consiguiente: “LA IMAGEN AL MICROSCOPIO ÓPTICO SIEMPRE SE VE …………….”  Con este segundo objetivo ¿ves la letra entera o por el contrario ves parte de ella?................................................ En éste caso ¿cómo es el área de observación mayor o menor?..................................... Por tanto: “A MÁS AUMENTO LA IMAGEN SE VE ………………………..GRANDE PERO EL CAMPO VISUAL ES……………………………” Anota lo siguiente: El ocular del microscopio utilizado tiene……………………..aumentos. El primer objetivo tiene……………. aumentos y el segundo……………..aumentos. Por lo tanto: En la primera observación la letra se vio con ………………………aumentos. En la segunda observación la letra se vio con ………………..aumentos. Utiliza de la misma forma, otro objetivo mayor. ACTIVIDAD Nombra cada una de las partes del microscopio óptico. PRÁCTICA MANEJO DE LA LUPA. OBSERVACIÓN DE HONGOS CON LUPA BINOCULAR. ESTUDIO DEL MOHO DEL PAN. OBSERVACIÓN DE UN CHAMPIÑON MATERIAL Lupa BINOCULAR y fotocopia en la que aparezcan las partes de la lupa. Pan de molde, agua y champiñones. Placa de cultivo y lancetas. Cuchilla o cuchillos. Material para la próxima práctica: lechuga, espinacas, hortalizas, hojarasca marchitas y sucias. Se llena un vaso con agua corriente. Agregar unas hojas de hortalizas, lechugas, acelgas, hojarasca, marchitas y sucias. Se dejará hasta la próxima semana. Se debe evitar los rayos directos del sol y temperaturas demasiado altas o bajas. El recipiente no se debe cerrar herméticamente. REALIZACIÓN DE LA PRÁCTICA: OBSERVACIÓN DEL MOHO DEL PAN Observación del moho del pan. El punto 1 deberán hacerlo la semana anterior. Debes coger un trozo de pan de molde y humedecerlo. Después exponlo durante varios minutos al aire, colócalo en el interior de una placa de cultivo cerrada y sitúa la placa en un lugar cálido y oscuro. Primero, se depositan sobre el pan esporas microscópicas presentes en el aire. Al encontrar las condiciones de humedad apropiadas, germinan. Poco después se forman las hifas, que no poseen tabiques. El conjunto de hifas que se desarrollan se denomina micelio. Al cabo de unos días e micelio cubrirá la superficie del pan o la fruta. 
Coge con una lanceta una pequeña muestra del moho y, después de colocarla sobre una placa, obsérvala con la lupa binocular. ACTIVIDAD ¿Qué observas? Dibújalo. Realiza dos dibujos, uno de observación directa y otro de la visión a través de la lupa. Nota: Las hifas semejan pequeñas raíces, son los rizoides, que penetran en el interior del pan, donde absorben los nutrientes tras segregar enzimas digestivas, que son las responsables del color y olor característicos de los mohos. Observarás la presencia de puntos negros, son los esporangios, situados en el borde de una hifa aérea, que se desarrolla por encima de los rizoides. Cuando el esporangio madura libera unas 50.000 esporas, que son transportadas por el aire hasta que encuentran un lugar apropiado para germinar. REALIZACIÓN DE LA PRÁCTICA: OBSERVACIÓN DE UN CHAMPIÑÓN En las setas el micelio es subterráneo. La parte aérea, muy desarrollada, constituye el aparato reproductor del hongo. En él se distinguen dos partes: pié y sombrerillo. Corta con la cuchilla el sombrerillo y obsérvalo bajo la lupa binocular. En la cara inferior del sombrerillo aparecen diminutos poros en las laminillas donde se forman la esporas. Separa con unas pinzas alguna laminilla y obsérvala con el binocular. ACTIVIDAD 
Dibuja una lupa binocular indicando sus partes. 
Realiza dos dibujos, uno de observación directa y otro de la visión a través de la lupa. FICHA DE TRABAJO PARA EL ALUMNADO ACTIVIDAD Nombra cada una de las partes del microscopio óptico. ACTIVIDAD 
Dibuja una lupa binocular indicando sus partes. 
Realiza dos dibujos, uno de observación directa y otro de la visión a través de la lupa. PRÁCTICA OBSERVACIÓN Y TINCIÓN DE PROTOZOOS MATERIAL Microscopio óptico / Pipeta / Portas y cubres / Vaso de precipitado /Hojarasca Azul de metileno, rojo neutro / Cuentagotas REALIZACIÓN DE LA PRÁCTICA. PRIMERA PARTE: OBSERVACIÓN DE PROTOZOOS SIN TEÑIR Se llena el vaso con agua corriente. Agregar unas hojas de hortalizas, lechugas, acelgas, hojarasca, marchitas y sucias. Se deja durante una semana en el laboratorio. (Se realizó la semana anterior). Se debe evitar los rayos directos del sol y temperaturas demasiado altas o bajas. El recipiente no se debe cerrar herméticamente. Con la pipeta, tomar unas gotas de líquido de la infusión en las cercanías de los restos vegetales. Con las pinzas finas puede tomarse algún residuo vegetal, muy pequeño, en avanzado estado de descomposición. Se deposita el producto obtenido en un porta colocando el cubre encima dejándolo caer como se cierran las tapas de un libro, para evitar que se formen burbujas de aire. Los bordes del cubre se secan con una tira de papel de filtro. Se toma una gota de agua de la infusión con un cuentagotas y se deposita sobre el portaobjetos. Si la gota se toma de la superficie, habrá mayor abundancia de paramecios. Si se toma del fondo, predominarán las amebas. ACTIVIDAD Trata de identificar todos los organismos que encuentres, haz un dibujo de ellos y anota los aumentos con que los has observado. REALIZACIÓN DE LA PRÁCTICA. SEGUNDA PARTE: TINCIÓN DE PROTOZOOS. 1. Se disuelve en la infusión un colorante para microscopia. Los más comunes son el azul de metileno, el verde de metilo acético o el lugo, pero tienen el inconveniente de mata a los infusorios y no se puede observar su movimiento. El rojo neutro los tiñe sin matarlos. (véase nota) Se toma una gota de la infusión con un cuentagotas y se deposita en el portaobjetos. 2. Se enfoca con el microscopio aumentando sucesivamente los aumentos hasta llegar a los adecuados que permitan una visión nítida. Se busca una zona en la que haya suficiente cantidad de infusorios. ( Conviene estar observando un rato hasta que el ojo se hay acostumbrado a descubrir los portozoos). 3. ¿Se observan distintas clases de protozoos? ACTIVIDAD Dibújese aproximadamente lo visto. NOTA Los tintes vienen normalmente en polvo o hay que hacer alguna mezcla. Conviene tener alguna orientación para el caso de que haya que prepararlos. Azul de metileno Si se dispone de azul de metileno en polvo, se disolverá en un tubo de ensayo con agua una punta de paleta o bisturí hasta que la disolución tenga un aspecto parecido a la tinta. (Hay que tomar poquísimo polvo de azul de metileno). Rojo neutro y verde de metilo Si están en polvo disolver en agua como en el caso anterior. Para el verde de metilo añadir unas gotas de ácido acético (o vinagre). TÉCNICAS DE SEPARACIÓN TÉCNICAS DE SEPARACIÓN Decantación. Consiste en separar mezclas heterogéneas de líquidos o líquidos y sólidos que tengan densidades distintas. Al quedar en reposo los materiales se depositan distintas alturas. Esta técnica está basada en una propiedad específica de los cuerpos llamada densidad que es el cociente entre la masa y el volumen. Filtración. Consiste en separar sustancias de una suspensión. El filtro permite el paso del líquido (o gas) e impide el de las partículas sólidas. Basado en la propiedad específica de los cuerpos llamado estado físico de la materia. Destilación. Consiste en separar los componentes de una disolución líquida cuyos puntos de ebullición sean distintos. Al hervir se evapora la sustancia con el punto de ebullición más bajo. Basada en el punto de ebullición. Extracción. Consiste en separar mezclas heterogéneas. Basad en la solubilidad en un disolvente. Cromatografía. Consiste en arrastrar cada sustancia de la mezcal por un disolvente a lo largo de una sustancia absorbente (papel de filtro) a una velocidad distinta. Basado en la propiedad específica de los cuerpos llamada solubilidad. PRACTICA CÁLCULO DE VOLUMEN EN UNA MEZCLA RECUERDA: A diferencia de los compuestos, una mezcla está formada por la unión de sustancias en cantidades variables y que no se encuentran químicamente combinadas. Por lo tanto, una mezcla no tiene un conjunto de propiedades únicas, sino que cada una de las sustancias constituyentes aporta al todo sus propiedades. Las mezclas están compuestas por una sustancia, que es el medio, en el que se encuentran una o más sustancias en menor proporción. Se llama fase dispersante al medio y fase dispersa a las sustancias que están en él. De acuerdo al tamaño de las partículas de la fase dispersa, las mezclas pueden ser homogéneas (las disoluciones) o heterogéneas (emulsiones, suspensiones y coloides). ACTIVIDAD 1 Seguro que conoces muchos ejemplos de mezclas, nombra diez y clasifícalas en homogéneas o heterogéneas. EJEMPLOS: la sangre, el agua del mar, el aire,….. Homogéneas Heterogéneas ACTIVIDAD 2 PRÁCTICA SEPARACIÓN DE COMPONENTES DE UNA MEZCAL POR FILTRACIÓN RECUERDA: Independiente del tipo de mezcla, los componentes de la misma, pueden ser separados con cierta facilidad a través de las técnicas de laboratorio, sin que cambien las propiedades físicas y químicas que estos tienen. Filtración: A través de materiales porosos como el papel filtro, algodón o arena se puede separar un sólido que se encuentra suspendido en un líquido. Estos materiales permiten solamente el paso del líquido reteniendo el sólido. ACTIVIDAD 1: Cómo hacer un filtro sencillo Materiales: Papel del filtro, tijeras, embudo ACTIVIDAD 2: Cómo hacer un filtro de agua Materiales: Dos vasos de yogur con orificios pequeños en la base, grava gruesa, grava fina, arena, dos vasos de precipitado, dos embudos. Procedimiento: ACTIVIDAD 3 Remueve agua lodosa y pon 100 cc en una probeta. Échalos a través de los distintos tipos de filtros. a) ¿Cuál de los filtros es mejor? b) ¿En qué te has basado para decidir cuál es el mejor filtro? PRÁCTICA SEPARACIÓN DE LOS COMPONENTES DE UNA MEZCA: DECANTACIÓN INTRODUCCIÓN La decantación sirve para separar una mezcla heterogénea y de componentes de distintas densidades. En nuestro experimento usaremos dos componentes líquidos de distintas densidades, agua y aceite, evidentemente el aceite es más denso que el agua y debido a ello el aceite queda arriba cuando se separan en el embudo de decantación. MATERIALES Embudo de decantación 3 Vasos de precipitado Probeta graduada Soporte universal Agua y aceite Varilla de vidrio Nuez doble. Se coloca en el palo vertical del soporte universal y así sostiene la pinza inmóvil. Pinza metálica. Se coloca en la nuez doble y sirve para sujetar el embudo de decantación. El montaje debe quedar como aparece en las fotografías siguientes: METODOLOGÍA 1.
2.
3.
4.
Primero montaremos el embudo como se indica en la fotografía. Si el embudo que vamos a utilizar es de 250 ml debemos medir 100ml de cada componente con la probeta, pero si el embudo es pequeño y su capacidad es de 150ml, la cantidad de los líquidos será solo de 50ml cada uno. Dichos líquidos se añaden en un vaso de precipitado y se mezclan bien con una varilla de vidrio. Añadimos la mezcla al embudo de decantación y esperamos a que ambos líquidos se separen. Una vez separados, vamos a vaciar el embudo. Para ello colocamos un vaso de precipitado debajo del embudo y con mucho cuidado abrimos la llave del embudo para que caiga el primer líquido y una vez que haya terminado de caer cerramos la llave para que no se cuele ni un milímetro del otro líquido. Una vez que tenemos el agua en nuestro vaso de precipitado, ahora hacemos lo mismo para el aceite, colocamos el otro vaso debajo del embudo de decantación y abrimos la llave para que el aceite caiga. ACTIVIDADES 1.
2.
3.
Observa que las medidas de agua y aceite ¿cuántos mililitros obtienes de cada líquido? ¿Por qué ambos líquidos no se mezclan? Dibuja un embudo de decantación. PRÁCTICA SEGUNDA PARTE SEPARACIÓN DE LOS COMPONENTES DE UNA MEZCA: FILTRACIÓN II INTRODUCCIÓN La mezcla está formada por sal y arena, es una mezcla heterogénea, se pueden distinguir sus dos componentes. La arena no es soluble en agua, la sal si lo es. MATERIALES 
Embudo 
Vaso de precipitado 
Base y soporte 
Varilla de vidrio para agitar 
Papel para fabricar el vidrio METODOLOGÍA 1. Se prepara un papel de filtro y se elabora un filtro que se coloca en el embudo 2. El embudo se coloca en el soporte vertical. 3. Se echa la mezcla de sal y arena en un vaso de precipitado y mezclamos. 4. Se añade agua a la mezcla (la sal se disuelve en agua y la arena permanece en el fondo). Con la ayuda de una varilla de vidrio removeremos la nueva mezcla hasta que la sal quede completamente disuelta en el agua. 5. Para separar la disolución de sal en agua se recurre a la filtración donde la arena queda retenida en el papel de filtro y la sal puede separarse del agua por evaporación del disolvente. Si disponemos de cristalizador haremos lo siguiente: a) Colocaremos el embudo en el soporte y debajo colocaremos el cristalizador. Se echa la mezcla y se espera a que caiga todo el agua al cristalizador. Esto ocurre porque las disoluciones no pueden ser separadas mediante el método de filtración. b) Dejamos el cristalizador a temperatura ambiente y se espera a que el agua se evapore, quedando en el cristalizador la sal. c) Mediante estos dos métodos (filtración y cristalización) es posible separar la mezcla de sal y arena. PRÁCTICA EXTRACCIÓN DE YODO CON GASOLINA SEPARACIÓN DE LOS COMPONENTES DE MEZCAS HOMOGÉNEAS La solubilidad de una sustancia es una propiedad que depende del disolvente que interviene. La distinta solubilidad que una sustancia presenta según el disolvente, es la base del proceso de separación de sustancias que se llama extracción. Mediante esta técnica se extraen las esencias y perfumes de las plantas y flores, el café y en general las infusiones. OBJETIVO Extraer el yodo disuelto en el agua utilizando la propiedad de que el yodo es más soluble en gasolina que en agua. Después bastará dejar evaporar la gasolina para obtener el yodo puro. MATERIAL 
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

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Dos tubos de ensayo Un vidrio de reloj Yodo sólido Gasolina Agua MÉTODO 1.
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3.
4.
5.
Disuelve unos cristalitos de yodo en agua en un tubo de ensayo. ¿Qué color tiene la disolución? Añade gasolina a la disolución anterior y agita la mezcla. Deja reposar y observa que quedan dos capas. ¿Cuál queda arriba? ¿De qué color son cada una? Separa la capa superior y recógela con cuidado en otro tubo de ensayo Coloca una porción del líquido extraído en un vidrio de reloj y déjalo evaporar a temperatura ambiente. Se observará como se forman cristales de yodo ACTIVIDAD Escribe brevemente en tú cuaderno lo que has realizado y dibuja lo que has obtenido. PRÁCTICA SEPARACIÓN DE LOS COMPONENTES DE LA CLOROFILA POR CROMATOGRAFÍA OBJETIVO Separar las sustancias componentes de la clorofila: xantofila, clorofila A, clorofila B y caroteno utilizando la propiedad de que los componentes tienen diferente velocidad de difusión en el papel de filtro. MATERIAL 
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Un vaso de precipitado Una pajita Un mortero Papel de filtro (fase sólida) Alcohol etílico (eluyente) Hojas verdes MÉTODO 1. Toma unas hojas verdes (de yedra o espinacas), tritúralas en un mortero y añade una pequeña cantidad de alcohol etílico. Vierte un poco de esta disolución en una cápsula de petri y coloca un trozo de papel de filtro. Dóblalo de forma que quede vertical. 2. Deja pasar un día y observa lo que ocurre. Comprobarás que se han separado cuatro bandas de diferente color que corresponden en orden descendente a : xantofilas (color amarilla), clorofila B (color verde oscuro), clorofila A (color verde claro) y carotenos (amarillo anaranjado) 3. El montaje quedará de la siguiente forma: ACTIVIDAD Describe lo que has realizado y dibuja lo que has obtenido. SEPARACIÓN DE LOS COMPONENTES DE LA CLOROFILA POR CROMATOGRAFÍA II SEPARACIÓN DE LOS DIFERENTES COMPONENTES DE LA TINTA DE UNA ROTULADOR POR CROMATOGRAFÍA INTRODUCCIÓN La tinta está compuesta por la mezcla de varios compuestos de diferentes colores. Cada uno de ellos tiene una solubilidad diferente en el etanol que vamos a utilizar. MATERIALES Papel de filtro Vaso de precipitado. Etanol METODOLOGÍA Hacemos una mancha con un rotulador en el papel de filtro. Sujetamos la tira de papel con un lápiz y la colocamos sobre la boca de un vaso de precipitado e introducimos su extremo en el etanol que hay en el fondo del mismo El disolvente comienza a subir por el papel (capilaridad) y arrastra a cada componente de la mezcla a diferente velocidad debido a la solubilidad diferente en cada caso, separando los colores. BLOQUE II CITOLOGÍA PRÁCTICA OBSERVACIÓN DE CÉLULAS DE LA EPIDERMIS DE CEBOLLA (Allium cepa) Introducción Las células de la epidermis de las hojas internas del bulbo de cebollas, son de forma alargada y bastante grandes. La membrana celular celulósica se destaca muy clara. Los núcleos son grandes y muy visibles, en su interior se perciben granulaciones , son los nucléolos. El citoplasma tiene aspecto bastante claro, en el que se distinguen algunas vacuolas grandes débilmente coloreadas Material Microscopio
Frasco lavador
Papel de filtro
Cubreobjetos
Portaobjetos
Bisturí
Pinzas de disección
Trozo de cebolla
Cuentagotas
Caja de Petri
Colorante: verde metilo
Procedimiento 1. ‐Toma un trozo de cebolla y marca con incisiones del bisturí una pequeña cuadrícula en la parte interior del trozo de cebolla. 2.‐ Extrae con ayuda de la pinza un trozo de la fina película que hay entre las hojas de la cebolla. 3.‐ Pon una gota de agua en el portaobjetos y coloca encima la fina piel extraída. Procura que no se arrugue. Ponle un cubreobjetos encima. 4.‐ Coloca el portaobjetos en el microscopio. ¡Recuerda! Debes empezar siempre enfocando el mínimo aumento. 5.‐ Gira el revólver del microscopio al aumento medio y dibuja lo observado. 6.‐ Saca el portaobjetos del microscopio, levanta el cubreobjetos y coloca el portaobjetos encima de una placa de Petri. 7.‐ Añade unas gotas de verde de metilo. Espera 5 minutos. (Se muestra en las fotografías anteriores) 8.‐ Con unas pinzas sujeta el porta y retira el exceso de colorante vertiendo agua con el frasco lavador encima de la muestra. Seca los alrededores de la muestra con papel filtro. 9.‐ Añade unas gotas de agua y procura que no se formen burbujas de aire. 10.‐ Coloca el cubre sobre el portaobjetos y coloca la preparación en el microscopio a unos 200‐400 aumentos para observar bien el resultado. Actividades Dibuja lo que ves y contesta las siguientes cuestiones: 1.-Indica qué dibujo representa mejor la imagen que has observado en el microscopio.
2.- ¿Cuáles son las partes de la célula que has observado claramente?
3.- ¿Por qué no se observan otros componentes de la célula?
PRÁCTICA OBSERVACIÓN DE LA EPIDERMIS DE LA HOJA DE LIRIO (Iris germanica) Introducción Las células de la epidermis de la hoja de lirio son alargadas e incoloras, tienen núcleos bien visibles. Cada estoma está formado por dos células simétricas arriñonadas, células estomáticas, éstas son las únicas de la epidermis que contienen granos de clorofila. Entre estas dos células se percibe un orificio de forma oval, el ostiolo. Si aparecen granos de cloroplastos en las células de la epidermis pertenecen al parénquima clorofílico de la célula. Material Microscopio
Frasco lavador
Papel de filtro
Cubreobjetos
Portaobjetos
Bisturí
Pinzas de disección
Trozo de epidermis de
lirio
Cuentagotas
Caja de Petri
Colorante: verde metilo
Preparación 1. Hacer una incisión transversal, con una cuchilla, de medio centímetro de longitud, en el tercio superior de la hoja. Con las pinzas tirar de uno de los bordes del corte rasgando en sentido longitudinal de la hoja. Se desprenderá fácilmente una fina membrana, que es la epidermis de la hoja. 2. Se recortan pequeños fragmentos 3. Colocarla sobre el porta con un par de gotas de agua y taparla con el cubre presionando con cuidado. 4. Observar al microscopio, primero con los mínimos aumentos, luego pasar a aumentos mayores. Actividades Dibuja lo que has observado indicando los aumentos. PRÁCTICA OBSERVACIÓN DE CÉLULAS DE LA MUCOSA BUCAL HUMANA Introducción La mucosa bucal constituye un tejido epitelial o de revestimiento. Es de tipo pluriestratificado de descamación, por lo que es sencillo obtener muestras de sus células. Al microscopio se observan con facilidad tras teñirlas, ya que son transparentes, y destaca su núcleo redondeado y central. Materiales Microscopio Cubeta Pocillo de montar Cuentagotas Soporte tinciones Azul de metileno Mechero Porta y cubreobjetos Aguja enmangada Técnica de la preparación Introducir un dedo en la cavidad bucal. Paspar suavemente con la uña la car interna del carrillo. Limpiar el producto obtenido, del borde interno de la uña, con una aguja. Deposítese sobre una gotita de agua en un portaobjetos. Hacer suavemente una extensión frotando con la aguja sobre el porta. Calentar hasta la desecación, a la llama del mechero, sin que llegue a quemar el porta sobre el dorso de la mano. Colocar el porta sobre el soporte de tinción encima de la cubeta. Agregar unas gotas de azul de metileno sobre toda el área de extensión realizada. Déjese actuar el colorante un par de minutos. Inclinando el porta verter el colorante en la cubeta. Irrigar con el cuenta gotas unas gotas de agua para lavar la preparación hasta que no suelte color. Poner unas gotas de agua limpia en el centro de la preparación. Poner un cubreobjetos, de forma que este caiga como se cierran las tapas d un libro; dejando caer suavemente el cubre se evita que queden burbujas de aire entre el porta y el cubre. Observación al microscopio Fijar la preparación sobre la platina haciendo uso de las pinzas de presión. Empleando aumentos débiles localizar el área de la preparación más idónea para la observación (enfocar las células aisladas que son las que mejor se observan. Cambiar a otro objetivo con aumento más fuerte. El material observado procede de la capa superficial del epitelio de la mucosa bucal. En su mayoría son células muertas o células en degeneración. El azul de metileno tiñe intensamente el núcleo, y con menos color el citoplasma, que suele ser algo granuloso. Actividades Dibuja en tu cuaderno de actividades lo que observes en el microscopio anotando el número de aumentos que has utilizado. Debes ver una imagen similar a la que se muestra a continuación, donde se observan claramente los núcleos, la membrana y el citoplasma. Nota: además de células de la mucosa es posible observar bacterias de la mucosa bucal (Streptococos). PRÁCTICA 14:OBSERVACIÓN DE BACTERIAS FIJADAS Y
TEÑIDAS POR TINCIÓN SIMPLE

OBJETIVOS
1. Realizar una tinción simple de bacterias procedentes de distintas muestras naturales.
2. Realizar dos tipos de fijaciones bacterianas y saber en qué casos se recomienda una u otra.
3. Observar la morfología bacteriana y aprender a distinguir los distintos tipos de
agrupaciones que existen.
4. Practicar con el microscopio al máximo aumento y con el correcto empleo del aceite de
inmersión
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MATERIAL
Material de
Laboratorio
Reactivos
Material biológico
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Mechero Bunsen o de alcohol
Asa de siembra o aguja enmangada
Pinzas
3 Portaobjetos
Cubeta de tinción
Microscopio y aceite de inmersión
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Azul de metileno al 1%
Muestras bacterianas de origen natural: yogur, vinagre,
sarro dental, etc.
PROCEDIMIENTO
A) BACTERIAS DEL YOGUR
El yogur es un producto lácteo producido por la fermentación natural de la leche. A escala
industrial se realiza la fermentación añadiendo a la leche
dosis del 3-4% de una asociación de dos cepas bacterianas:
el Streptococcus termophilus, poco productor de ácido, pero
muy aromático, y el Lactobacillus bulgaricus, muy
acidificante. En esta preparación se podrán, por tanto,
observar dos morfologías bacterianas distintas (cocos y
bacilos) y un tipo de agrupación (estreptococos, cocos en
cadenas arrosariadas). Además, el tamaño del lactobacilo
(unos 30µm de longitud) facilita la observación aunque no se tenga mucha práctica con el
enfoque del microscopio.
1. Después de encender el mechero, esteriliza el asa de siembra con la llama del mechero,
toma una mínima porción de yogur en una pequeña gota de agua y realiza un frotis
(extenderla sobre todo el portaobjetos.).
2. Pasar el portaobjeto por la llama del mechero para fijar la muestra, sin dejar de moverlo
para impedir la fractura del cristal.
3. Añadir una gota de azul de metileno al 1 % obre la preparación durante 1-2 minutos.
4. Lavar la muestra con el frasco lavador, cuidadosamente, para eliminar el exceso de
colorante.
5. Dejar evaporar el agua sobrante moviendo la preparación en abanico.
6. Añadir una gota de aceite de inmersión a la muestra, colocarlo sobre el microscopio y
observar al máximo aumento del microscopio.
A) BACTERIAS DEL VINAGRE
El vinagre es una solución acuosa rica en ácido acético resultante de la fermentación
espontánea del vino o de bebidas alcohólicas de baja graduación. La acetificación del vino es
producida por bacterias aeróbicas del ácido acético, principalmente Acetobacter aceti, aunque
también Gluconobacter. Se trata de bacilos rectos con flagelos polares.
1. Tomar con una aguja enmangada una pequeña porción de madre de vinagre natural o de
la telilla que se forma sobre la superficie de los vinos agriados.
2. Extender la muestra en el portaobjetos con una gota de agua y hacer el frotis.
3. Fijar con calor y secar al aire moviendo en abanico.
4. Teñir 5 minutos con azul de metileno, lavar el exceso de colorante y secar.
5. El montaje puede hacerse con una gota de glicerina o de agua antes de colocar el cubre;
también puede observarse sin cubre mediante la técnica de inmersión.
B) BACTERIAS DEL SARRO DENTAL
El sarro dental es un depósito consistente y adherente localizado sobre el esmalte de los
dientes. Está constituido principalmente por restos proteicos, sales minerales y bacterias junto con
sus productos metabólicos. La flora bacteriana de la cavidad bucal es muy variable dependiendo
de las condiciones que se den en el momento de hacer la preparación, pero suelen abundar
bacterias saprófitas, pudiéndose observar gran variedad de morfologías: espiroquetas,
cocobacilos, diplococos y bacilos.
1. Con un palillo de dientes extrae una muestra del sarro dental, raspando la punta sobre los
dientes y disolver la muestra en una gota de agua que previamente se ha colocado sobre
el portaobjetos.
2. Dejar secar y fijar con calor.
3. Teñir 2-3 minutos con azul de metileno, lavar el exceso de colorante y secar.
4. Observar al microscopio con aceite inmersión.
Guarda las preparaciones, para poder compararlas con la tinción de gram que vas a realizar en la
siguiente práctica.
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CUESTIONES
1. Haz un esquema de la preparación del yogurt localiza los dos tipos de bacterias que producen el yogur (relaciona
el nombre científico con la forma de la bacteria) Haz un esquema de la preparación del vinagre y compara la
forma de las bacterias Acetobacter con las observadas en la preparacióndel yogurt.
2. Dibuja lo que ves en el microscopio en cada una de las preparaciones.
3. ¿De qué color aparecen teñidas las bacterias?
4. Identifica los tipos de bacterias presentes en las muestras.
5. ¿Qué forma tienen?¿aparecen aisladas o agrupadas?. Tipo de asociación
6. Haz un recuento de cada uno de los tipos bacterianos de cada una de las preparaciones y exprésalo en forma de
porcentaje. ¿Cuál es la bacteria mayoritaria en cada caso?.
PRÁCTICA
PREPARACIÓN DE UN MEDIO DE CULTIVO
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PROCEDIMIENTO
a) Preparación del medio
1.- Monta la rejilla, el mechero y el vaso de precipitado como se indica la figura. Se añaden todas las
sustancias constituyentes del medio en el vaso de precipitado, exceptuando la gelatina o el agar, y se pone
en el fuego hasta la ebullición.
Material de
Laboratorio
Sustancias
constituyentes del
medio
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Papel de aluminio.
Algodón hidrófilo.
Papel de filtro.
Tres placas de Petri.
Tres tubos de ensayo.
Mechero Bunsen o de alcohol
Trípode y rejilla
Embudo.
Vaso de precipitado.
Asa de siembra o aguja enmangada
Esterilizador ( puede ser una olla a presión)
Estufa
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60 cc de agua.
0.6 g de glucosa.
1,5 g de pastillas de caldo de pollo ( lípidos y proteínas)
3 hojas de gelatina o 3 g de agar.
Bicarbonato.
PRÁCTICA ¿POR QUÉ DEBEMOS LAVARNOS LAS MANOS? INTRODUCCIÓN Como sabes, lavarse las manos, sobre todo antes de comer o de tocar zonas de la piel con heridas, es muy importante pero ¿cuál es la razón?. Con esta sencilla investigación podrás deducirla fácilmente. MATERIALES Rotulador indeleble. Tres placas de Petri con medio de cultivo Servilletas de papel. Las placas de Petri son unas cajas transparentes con tapadera, dentro de las cuales se coloca una sustancia (medio de cultivo) que sirve para alimentar a los microorganismos. Gracias a este medio de cultivo los microorganismos pueden desarrollarse y reproducirse hasta aumentar enormemente su número y formar colonias observables a simple vista. 1.
Rotula las placas de Petri del uno al tres. 2.
Destapa la placa 1 y pasa la yema de los dedos sobre el medio de cultivo. Después cierra la placa. 3.
Lávate las manos solo con agua y sécalas con una servilleta de papel. Toca el medio de cultivo de la placa 2 como en el punto anterior y luego ciérrala. 4.
Lávate ahora las manos con agua y jabón, y repite todo el proceso con la placa 3. 5.
Coloca las tres placas boca abajo en una estufa de cultivo a 28‐32ºC. para evitar confusiones anota con un rotulador en la base de cada placa las condiciones en las que estaban los dedos correspondientes (sin lavar, lavados con agua, lavados con agua y jabón) 6.
Pasadas 48 horas observa las placas de Petri. ACTIVIDADES 1.
¿Qué observas en las placas? ¿A qué es debido? 2.
Analiza los resultados de las tres placas y extrae conclusiones que puedan tener aplicación en la vida cotidiana. 3.
¿Te parece adecuado que los organismos encargados de la Sanidad Pública exijan el cumplimiento de normas muy estrictas para manipular alimentos? ¿Por qué? 4.
Cita algunas situaciones en las que resulte imprescindible adoptar medidas higiénicas. BLOQUE III GENÉTICA PRÁCTICA OBSEVACIÓN DE MITOSIS DE CÉLULAS VEGETALES EN DIVISIÓN INTRODUCCIÓN Para observar la mitosis en células vegetales se utilizan tejidos meristemáticos, en los que las células se multiplican constantemente, por lo que será fácil “sorprender” algunas células en distintas fases mitóticas. MATERIALES Raíces de cebolla/Alubias, garbanzos o lentejas Vaso de precipitado Palillos de dientes Placa de petri Papel de filtro Estufa Cuchilla Vidrio reloj Aguja enmangada Orceína acética ClH 1N Mechero Portaobjetos Cubreobjetos PROCEDIMIENTO 1. Empezaremos observando el proceso de división celular o mitosis. Se emplearán como material biológico raicillas de cebolla, aunque también se podrían utilizar las raíces obtenidas a partir de otros bulbos (ajos, puerros, jacintos, tulipanes, etc). Para conseguir raíces en crecimiento se coloca el bulbo de cebolla (al que previamente se habrán eliminado las raíces secas) sobre un vaso de precipitado ( si es necesario se sujeta mediante unos palillos). Se llena el vaso con agua hasta que toque superficialmente la zona donde van a crecer las raicillas. Al cabo de 2 o 3 días empezarán a crecer las raíces. 2. Por otro lado, se utilizará como material biológico semillas de diversas especies: alubias, garbanzos, lentejas, etc. Para la germinación de las semillas, se ponen en una placa de petri con unos discos de papel de filtro empapado de agua. Las placas se introducen en la estufa a 23‐25ºC hasta que se produzca la germinación. En caso de no disponer de estufa en el laboratorio del instituto, se procederá de la siguiente manera: una vez están las semillas en la placa de petri las meteremos en el frigorífico 48 horas y después las dejaremos a temperatura ambiente. Gracias al choque térmico aceleraremos el proceso de germinación. Cuando las raíces tengan 1 cm se retiran de la placa y se eligen las semillas no contaminadas por hongos. 3. Elige una raíz joven (de unos 2 cm), lávala con agua y corta la punta a 5 mm del extremo. 4. Coloca la punta de la raíz en un vidrio de reloj. Para ablandar los tejidos e iniciar la tinción, se cubre la raíz con orceína acética y clorhídrico 1N en la proporción de 9:1, es decir, 9 gotas de orceína por cada gota de HCl. Si estas realizando la tinción en raíces de semillas también se podrían utilizar los colorantes: carmín acético o hematoxilina. 5. La hidrólisis debe hacerse en caliente, a unos 60º. Para ello, calienta el vidrio de reloj a la llama del mechero, justo hasta que empiecen a desprenderse tenues vapores, teniendo mucho cuidado de que no hierva. Retíralo para que se enfríe durante 8 minutos y repite esta operación 3 veces, añadiendo más orceína si hiciera falta, de modo que el líquido cubra en todo momento la punta de la raíz. 6. Saca la raicilla con la aguja enmangada y colócala sobre el portaobjetos. Con la cuchilla corta el ápice a unos 2 mm. El resto se descarta ya que las células meristemáticas se encuentran en el extremo, bajo la cofia. 7. Añade unas gotas de ácido acético al 45% (orceínaB) para terminar de ablandar los tejidos. 8. Limpia con papel de filtro los posibles residuos del colorante. Coloca el cubreobjetos y realiza un squash o aplastamiento. Para ello sitúa la preparación en un papel de filtro doblado y presiona con el dedo pulgar para aplastar el tejido y eliminar el exceso de colorante. Si al retirar el papel de filtro se ve que la muestra no queda suficientemente aplastada, se puede presionar el cubre en la zona donde está la raicilla con la parte posterior de la aguja enmangada. En cualquier caso hay que evitar que el cubreobjetos se deslice sobre el portaobjetos en el curso de la presión, y se debe conseguir una monocapa de células a través de la que pase la luz. 9. Observa al microscopio. Al principio con un aumento pequeño, para localizar las células meristemáticas mejor teñidas y en un solo plano. Luego, con mayor aumento, tratar de identificar células en cada una de las fases mitóticas. Actividades 1. Dibuja con cierto detalle, una célula en cada una de las fases de la mitosis: profase, metafase, anafase y telofase. 2. Contesta a las siguientes cuestiones: a. ¿Por qué es más fácil encontrar mitosis en las células que se encuentran en el extremo de las raicillas y no aparecen en las zonas más alejadas? b. ¿En qué momento de la mitosis se identifican mejor los cromosomas para su recuento? PRÁCTICA OBSEVACIÓN DE MEIOSIS DE CÉLULAS VEGETALES EN DIVISIÓN Y RECUENTO CROMOSÓMICO INTRODUCCIÓN Para ver células en meiosis habrá que recurrir a los órganos reproductores: estambres o carpelos, donde se producen los gametos. Los capullos florales de diversas especies de las familias liliáceas o compuestas son especialmente adecuados, por el número y tamaño de sus cromosomas. MATERIAL Igual al material de la práctica anterior (material para teñir raíz de cebolla) Capullos florales Tubos de ensayo Etanol Ácido acético Cloroformo Portaobjetos PROCEDIMIENTO 1. Se eligen botones florales todavía en un estado de desarrollo incipiente, antes de que se llegue a abrir la flor. 2. Para interrumpir la meiosis se deben fijar las células. Para ello se sumergen en tubos de ensayo con una mezclas de seis partes de etanol, tres partes de ácido acético y una parte de cloroformo (fijador Camoir). Es ente estado se puede conservar el material de estudio durante meses e incluso años. (Es preferible mantenerlo en frío). 3. Lavar el material de estudio con agua y extraer las anteras. 4. Colocar las anteras directamente en un portaobjetos y proceder a ablandar los tejidos y a teñir siguiendo el mismo método que en la raíz de cebolla. 5. Observar al microscopio. Para ver con nitidez los cromosomas será necesario utilizar el objetivo de inmersión. 6. Además de células en mitosis, habrá también algunas células en meiosis. A partir de una célula en la que se diferencien bien todos los cromosomas trata de hacer un recuento cromosómico, teniendo en cuenta que el número varía según se trate de células en mitosis o en diferentes estadios de la meiosis. ACTIVIDADES  Contesta la siguiente cuestión: ¿Cuántos cromosomas presentarán las células resultantes de la meiosis en las anteras de una flor de cebolla si 2n=16?  Haz un dibujo indicando lo que observas. PRÁCTICA
AISLAMIENTO Y OBSEVACIÓN DEL ADN
La base material de la herencia es el ADN, sustancia ácida que se encontró en el núcleo de las células eucariotas
(de ahí el nombre de ácido nucleico). Allí, se asocia a proteínas formando los filamentos de cromatina (visibles
cuando la célula está en reposo) que se enrollan sobre sí mismos para dar lugar a los cromosomas, que son
visibles cuando la célula se divide.
La estructura de la cromatina es filamentosa, por lo que cuando aislamos ADN, este aparece a nuestros ojos como
pequeños hilos. Mediante tinción posterior del material aislado, podremos observar esta estructura al microscopio.
Vamos a extraer los filamentos de cromatina de los núcleos celulares de un tejido animal y a separar las proteínas
del ADN a las que se encuentra asociado formando dichos filamentos, que se organizan en cromosomas en la
división celular. A continuación procederemos a su tinción y observación microscópica.
MATERIAL
Hígado de ternera o de pollo Mortero
Arena lavada fina
2 Matraces
Gasa
Embudo
Vaso de precipitado
Papel de filtro
Batidora (no es imprescindible)
Cloruro sódico al 10% Orceína acética o hematoxilina
Detergente lavavajillas Etanol de 96% Pipeta Varilla
Portaobjetos y cubreobjetos
PROCEDIMIENTO
1. Corta un trozo de hígado de ternera o de pollo de unos tres centímetros de lado (unos 10 gramos de
peso) y pártelo en fragmentos lo más pequeños posible. Deposítalos en un mortero, al que añadirás unos
50 ml de agua y unos gramos de arena lavada fina. Muele el material hasta que se transforme en una
masa semilíquida de aspecto homogéneo. Si dispones de una batidora, es preferible obtener el extracto
batiendo en ella el hígado y el agua; conseguirás romper las membranas celulares.
2. Deja reposar la mezcla para que sedimenten las partículas de arena y los restos de tejido más
gruesos. Toma el sobrenadante y viértelo sobre un matraz pequeño, a través de un embudo en el que
habrás dispuesto como filtro un par de trozos de gasa. Repite la operación de filtrado varias veces,
pasando a otro matraz, hasta que queden separados todos los restos de partículas sólidas del tejido y
dispongas, al menos, de unos 10 ml de extracto filtrado.
3. Toma 5 ml y añade 5 ml de cloruro sódico al 10%. El medio hipertónico hace que los núcleos celulares
liberen su contenido. Mezcla y deja actuar unos minutos.
4. Deposita 5 ml de esta mezcla en un vaso de precipitado y añade 2 ml de detergente de lavavajillas.
Mezcla suavemente y deja en reposo cinco minutos; este detergente iónico separará las proteínas del
ADN. Observa la formación de una fina telilla.
5. Agrega 10 ml de etanol de 96º frío, dejándolo resbalar con la pipeta por las paredes del vaso. Se va
separando el fluido en dos fases. Inmediatamente, haz rotar una varilla, con suavidad, sobre sí misma y
en la misma dirección. Es preferible que la varilla sea de sección cuadrada.
6. En la interfase entre el extracto y el alcohol, va precipitando el ADN y se va enrollando en la varilla,
hasta mostrase a simple vista como una maraña de filamentos blanquecinos.
7. Deposita algunos de estos filamentos bien extendidos en un portaobjetos. Añade unas gotas de
orceína acética o de hematoxilina y deja teñir unos cinco minutos. Coloca el cubreobjetos y limpia los
restos de colorante con papel de filtro.
8. Lleva al microscopio la preparación obtenida y observa a pequeños y medianos aumentos, localizando
zonas en que los filamentos estén más sueltos. Finamente, observa con los mayores aumentos.
ACTIVIDAD
Describe y dibuja lo que observas.
EXTRACCIÓN DE ADN
OBJETIVOS
 Observación de que la estructura de la cromatina es filamentosa, por lo que cuando aislamos ADN,
este aparece a nuestros ojos como pequeños hilos.
La base material de la herencia es el ADN, sustancia ácida que se encontró en el núcleo de las
células eucariotas (de ahí el nombre de ácido nucleico). Allí, se asocia a proteínas formando los filamentos
de cromatina (visibles cuando la célula está en reposo) que se enrollan sobre sí mismos para dar lugar a
los cromosomas, que son visibles cuando la célula se divide.
 MATERIAL
 Mortero
 Matraz pequeño
 Gasas
 Pipeta y propipeta
Material de
 Probeta
Laboratorio
 Vaso de precipitado
 Varilla de vidrio, preferentemente de sección cuadrada
 Gasa o tela para filtrar, también puede usar un filtro de
café.
 Arena lavada
 Cloruro sódico 2M
Reactivos
 SDS o Detergente de lavavajillas
 Etanol a 96º frío
Material biológico
 Hígado de pollo

PROCEDIMIENTO
1.
Corta un trozo de hígado de ternera o de pollo de unos tres centímetros de lado (unos l0 g de peso) y pártelo en fragmentos
lo más pequeños posible (figura1). Deposítalos en un mortero, al que añadirás unos 50 ml de agua y unos gramos de arena
lavada fina. Muele el material hasta que se transforme en una masa semilíquida de aspecto homogéneo (figura 2). Si
dispones de batidora, es preferible obtener el extracto batiendo en ella el hígado y el agua; conseguirás romper las
membranas celulares.
FIGURA 1
FIGURA 2
2.
Deja reposar la mezcla para que sedimenten las partículas de arena y los restos de tejido más gruesos. Toma el
sobrenadante y viértelo sobre un matraz pequeño, a través de un embudo en el que habrás dispuesto como filtro
un par de trozos de gasa o de tela. Repite la operación de filtrado varias veces, pasando a otro matraz, hasta que
queden separados todos los restos de partículas sólidas del tejido y dispongas, al menos, de unos l0 ml de
extracto filtrado (figura 3). Mide el volumen final de filtrado que has obtenido con la probeta (figura 4).
FIGURA 4
FIGURA 3
3. Añadir al filtrado un volumen igual de cloruro sódico 2M. Con éste medio hipertónico conseguimos producir el
estallido de los núcleos para que queden libres las fibras de cromatina (figura 5). Mezcla y deja actuar unos minutos.
FIGURA 6
FIGURA 5
4.A continuación se añade 1 centímetro cúbico de SDS (figura 6). (Nota: Si no se dispone de este producto puede sustituirse por
un detergente de vajillas, tipo Mistol o similar). La acción de este detergente iónico es formar un complejo con las proteínas y
separarlas del ADN. Así nos quedará el ADN libre de las proteínas que tiene asociadas. Mezcla suavemente y deja en reposo
cinco minutos. Observa la formación de una fina telilla.
5. Por último hay que proteger el ADN de enzimas que puedan degradarlo y para aislarlo hay que hacer que precipite en
alcohol. Añadir 50 centrímetros cúbicos de alcohol de 96º muy frío. Hay que hacerlo de forma que el alcohol resbale despacio
por las paredes del vaso y se formen dos capas. En la interfase, precipita el ADN (figura 7).
6. Introducir una varilla de vidrio e ir removiendo en la misma dirección. En la fotografía número 9 se indica con mayor
precisión las capas. Sobre la varilla se van adhiriendo unas fibras blancas, visibles a simple vista, que son el resultado de la
agrupación de muchas fibras de ADN (figura 8).
FIGURA 7
FIGURA 8
7.- Resuspender elADN obtenido en etanol en un tubo de ensayo.
CUESTIONES
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Al finalizar la experiencia se obtiene un mucus blanco y fibroso que sería el
ADN. ¿Es posible que la molécula de ADN se visualice a simple vista? ¿Por
qué?.
A partir de la respuesta anterior, ¿qué se supone que contiene “el ADN”
obtenido en la experiencia?
Describe los resultados obtenidos y las estrategias seguidas en el proceso.
¿De qué fuentes se puede extraer ADN?
¿Encontrariamos diferencias si hubiesems extraído el ADN de una muestra
vegetal?
FIGURA 9
BLOQUE IV BIOQUÍMICA IDENTIFICACIÓN DE NUTRIENTES PRESENTES EN LOS ALIMENTOS Todos los seres vivos están constituidos por los mismos tipos de nutrientes: agua, sales minerales, glúcidos, lípidos, proteínas y ácidos nucleicos. Como es sabido, estos compuestos se hallan en continua renovación y son precisos nuevos aportes para compensar las pérdidas que se producen, para llevar a cabo los procesos de crecimiento y para obtener la energía necesaria para la actividad vital. En esta práctica vamos a detectar e identificar la existencia de algunos nutrientes importantes presentes en los alimentos. MATERIALES Tubos de ensayo. Pipetas Mechero Bunsen Balanza Estufa de desecación Vidrios de reloj Solución de Fehling A Solución de Fehling B. Solución de Lugol Solución de Na OH al 20% Sudán III Acetona Distintos alimentos: patata, miel, huevo, jamón York, salchicha, pan, manzana, aceite, leche entera. PROCEDIMIENTO EXPERIMENTO 1. AGUA. El agua es la molécula más abundante en los organismos vivos y representa, así mismo, un alto porcentaje del peso de los alimentos que es, precisamente, lo que vamos a determinar con este experimento. 1. Corta distintos alimentos en trozos pequeños o toma pequeñas cantidades de ellos, colócalos en cápsulas de porcelana diferentes y pésalos. 2. Anota los valores obtenidos, a continuación, introduce las cápsulas en la estufa de desecación a 80º. 3. Al cabo de 24 horas, sácalas y vuelve a pesarlas. Anota los nuevos valores obtenidos 4. Conviene dejar las cápsulas con los alimentos en la estufa otras 24 horas para comprobar que el peso no varía. Si esto no fuera así, únicamente debes anotar el valor obtenido cuando se mantiene constante. ACTIVIDADES 1. ¿Cuál es el porcentaje de agua presente en los distintos alimentos estudiados? 2. Cita alimentos que conozcas con gran cantidad de agua. EXPERIMENTO 2. GLÚCIDOS SENCILLOS Alimentos necesarios: miel y patata Los monosacáridos y algunos disacáridos son glúcidos reductores, cuya presencia se puede poner de manifiesto fácilmente por medio de una reacción redox, llevada a cabo entre ellos y sulfato de cobre (II). Las soluciones de esta sal tienen color azul. Tras la reacción con el glúcido reductor, se forma óxido de cobre (I)de color rojo. De esta forma, el cambiode color indica que se ha producido la citada reacción y, por tanto, que el glúcido está presente. 1. Pon en un tubo de ensayo una pequeña contidad de miel y un poco de agua caliente para diluirla. Una vez hecha la dilución, añade con una pipeta 1ml de solución de Fehling A(que contiene sulfato de cobre (II)) y 1mL de solución de Fehling B (que lleva hidróxido de sodio para alcalinizar el medio y permitir la reacción ). Utiliza una pipeta diferente para cada solución. 2. Calienta a la llama del mechero y observa el resultado. 3. Repite el experimento con un poco de patata machacada y dispersa en agua caliente. ACTIVIDADES 1. Describe los resultados obtenidos en cada caso. EXPERIMENTO 3. ALMIDÓN El almidón es un polisacárido vegetal que adquiere una coloración azul oscura característica con el yodo. Con ayuda de una pipeta, añade unas gotas de lugol (yodo disuelto en solución de yoduro de potasio) a unos trozos de patata, salchicha y jamón de York. ACTIVIDADES 1. Describe los resultados obtenidos en cada caso. EXPERIMENTO 4. LÍPIDOS Los lípidos son insolubles en agua, pero solubles en disolventes orgánicos como la acetona. Por otra parte, el colorante denominado Sudán III tiñe específicamente los lípidos de color rojo. 1. Pon en dos tubos de ensayo 2mL de aceite. 2. Añade a uno de ellos 2 mL de agua, y al otro, 2 mL de acetona. Agita bien ambos tubos y déjalos reposar. Observa el resultado. 3. A continuación, añade unas gotas de Sudán III a cada tubo. Precaución: antes de agitar el tubo con la acetona, tápala para evitar que el producto entre en contacto con los dedos. ACTIVIDADES 1. Describe los resultados obtenidos en cada caso. EXPERIMENTO 5. PROTEÍNAS Las proteínas producen una coloración violeta característica con el sulfato de cobre (II) en medio básico. 1. Deposita unos 3 mL de clara de huevo en un tubo de ensayo (es conveniente diluirla en poco con agua) y añade 3mL de la solución de Na OH y unas gotas de una solución de sulfato de cobre (puede servir la solución de Fehling A). Agita y observa el resultado. 2. Repite el experimento con un trozo de jamón de York triturado. ACTIVIDADES 1. Describe los resultados obtenidos en cada caso. EXPERIMENTO 6.IDENTIFICACIÓN DE NUTRIENTES EN LA LECHE Trata de identificar los nutrientes investigados en los experimentos anteriores en un alimento de consumo diario como la leche. Para ello, deposita cuatro muestras en diferentes tubos de ensayo, donde estudiarás la presencia de glúcidos reductores, almidón, lípidos y proteínas. Pon además otra muestra en una cápula de porcelana para averiguar el contenido de agua. ACTIVIDADES 1. Describe los resultados obtenidos en cada caso. RECONOCIMIENTO DE LA VITAMINA C MATERIALES Solución de indofenol: 0,5g de inofenos en un poco de alcohol etílico. Diluir hasta 500mL con agua destilada. Probeta Cuatro tubos de ensayo Zumo de manzana (1) Zumo de uva (2) Zumo de limón(3) Zumo de pomelo (4) Cuentagotas PROCEDIMIENTO 1. Vierte 5mL de solución de indofenol en cada uno de los tubos de ensayo, previamente rotulados con los números 1, 2, 3 y 4. 2. Añade el zumo de manzana, gota a gota, en el primer tubo de ensayo, hasta que el indofenol pierda su color. Anota el número de gotas que echaste. 3. Repite la operación anterior con los tres zumos restantes y los tubos 2, 3 y 4. Anota en cada caso las gotas de zumo que añadiste para que el indofenol perdiera su color. El indofenol es un líquido azul que pierde color en presencia de la vitamina C. Cuanto mayor sea la cantidad de vitamina C contenida ya en el zumo, menor será la que hay que añadir para que el indofenol se descolore por completo. ACTIVIDADES 1. ¿Varía la cantidad de vitamina C en los zumos de frutas? 2. ¿Qué zumo contiene más vitamina C? 3. ¿Qué zumo contiene menos vitamina C?