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Técnicas de
caracterización de
suelos y abonos
orgánicos
Cipriano García Gutiérrez
Jaime Alberto Félix Herrán
Presentación
Esta obra es una compilación de métodos para el análisis físico,
Primera edición: Fundación Produce Sinaloa, A.C., 2014
D. R. © 2014 Cipriano García Gutiérrez
Jaime Alberto Félix Herrán
D. R. © 2014 Fundación Produce Sinaloa, A.C.
Gral. Juan Carrasco, núm. 787 norte, Culiacán, Sinaloa, C. P. 80000
www.fps.org.mx
[email protected]
Tel. (667) 7120216 y 7120246
Colección: Tecnologías para el productor
ISBN
Prohibida la reproducción parcial o total de la presente publicación
por cualquier medio, sin la previa autorización por escrito de los
propietarios de los derechos reservados.
Editado y hecho en México
químico, microbiológico y molecular de suelos y abonos orgánicos.
La intención principal es proveer a investigadores, estudiantes
y técnicos, el acceso a técnicas básicas para la caracterización de
suelos y abonos orgánicos, ya que la información contenida en los
diferentes capítulos es de utilidad para profesionales que trabajan
en campos como la ecología, agronomía, microbiología, biología y
geología.
Los análisis incluidos actualmente pueden efectuarse con diferentes
equipos de manera automatizada; no obstante, las técnicas básicas
que aquí se presentan son realizables con equipo y materiales de
bajo costo en un laboratorio común. Los métodos incluidos son
fácilmente reproducibles, y las técnicas son relativamente sencillas
de realizar por profesionales con conocimientos teóricos básicos de
suelos y abonos orgánicos.
También se incluyen métodos que requieren experiencia en el
manejo de técnicas, conocimientos más profundos y equipo
moderno. Contiene además sugerencias para orientar al usuario
en la interpretación de los resultados que se obtengan a partir de
estos análisis.
Confiamos en que la obra sea de utilidad a profesionales y técnicos
que se desempeñan en el manejo de suelos, así como a los
productores interesados en la conservación y el aprovechamiento
de suelos de uso agrícola, para mejorar la producción en los cultivos
de hortalizas, granos y frutales.
Cipriano García Gutiérrez
Jaime Alberto Félix Herrán
Índice
Pág.
CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA Y ORGÁNICA
11
DE SUELOS Y ABONOS ORGÁNICOS
MUESTREO Y ANÁLISIS DE SUELO Y ABONO
ORGÁNICOS SÓLIDOS
11
Muestreo de suelos
6
Preparación de muestras de suelo para su análisis
12
PROPIEDADES FÍSICAS DE SUELOS Y ABONOS
ORGÁNICOS SÓLIDOS
18
Capacidad de retención de agua
Contenido de humedad
19
20
Textura del suelo
21
PROPIEDADES QUÍMICAS DE SUELOS Y ABONOS
ORGÁNICOS SÓLIDOS
25
pH
25
Conductividad eléctrica
Nitrógeno inorgánico (Kjeldahl)
Fósforo extraíble por el método Olsen
Fósforo extraíble por el método Bray y Kurtz
modificado
Capacidad de intercambio catiónico (K+, Na+,
Mg+2 y Ca+2).
27
28
31
PROPIEDADES ORGÁNICAS DEL SUELO Y
ABONOS ORGÁNICOS SÓLIDOS
Contenido de materia orgánica
Relación C/N y % de S
Contenido de ácidos húmicos, fúlvicos y carbono
orgánico de suelos y abonos orgánicos sólidos
35
39
50
50
53
56
7
8
Medición de la tasa de respiración de la biomasa
microbiana en suelos y abonos orgánicos sólidos.
60
Determinación del CH4 y N2O liberados por la
microflora del suelo y la degradación aerobia de
la materia orgánica
63
Bibliografía
67
TÉCNICAS DE MICROBIOLOGÍA, BIOQUÍMICA Y
BIOLOGÍA MOLECULAR PARA EL ANÁLISIS DE
SUELOS Y ABONOS ORGÁNICOS
73
BIOMASA MICROBIANA DE SUELOS Y ABONOS
ORGÁNICOS SÓLIDOS
73
Determinación de Carbono de la biomasa
microbiana del suelo y de un abono orgánico por
el método de fumigación-incubación.
Determinación de Carbono de la biomasa
microbiana del suelo y de un abono orgánico por
el método de fumigación- extracción.
Cuantificación de nitrógeno inorgánico ( NO

2

3,
Extracción de esporas de Hongos MicorrícicoArbusculares de suelo
Clarificación-tinción de raíces y estimación de
la colonización radical por hongos micorrícicoarbusculares
Determinación de la proteína inmunoreactiva
(Glomalina) por ELISA
112
113
113
115
121
Técnicas de biología molecular
125
Extracción de DNA total del suelo
125
74
Purificación del DNA total por electroforesis en
gel de agarosa
127
80
Extracción de RNA de suelo
Amplificación del DNA por reacción en cadena de
la polimerasa
Amplificación aleatoria de DNA polimórfico
(RAPDs)
84

4)
NO y NH
Determinación de la actividad de la
deshidrogenasa
EVALUACIÓN DE MICROORGANISMOS DE
SUELOS Y ABONOS ORGÁNICOS SÓLIDOS
Método común de siembra microbiológica
Cuenta viable de bacterias totales
Cuenta viable de actinomicetos
Cuenta viable de propágulos de hongos
Cuenta viable de levaduras
Medio para grupos fisiológicos
Método para solubilizadores de fósforo
Método para fijadores de nitrógeno
Información del análisis
Ensayo in vitro de actividad supresiva contra
fitopatógenos
Hongos Micorrícico-Arbusculares
92
94
95
96
100
102
103
106
107
108
111
Análisis del polimorfismo en la longitud de los
fragmentos de restricción
Análisis de diversidad genética de la comunidad
microbiana en suelo por electroforesis en gel de
gradiente desnaturalizante PCR-DGGE
Glosario de unidades
Bibliografía
129
130
132
134
136
139
141
9
Jaime Alberto Félix Herrán1
Cipriano García Gutierréz2
Adolfo Dagoberto Armenta Bojórquez3
10
Muestreo y análisis de suelo y abono orgánico sólido
La interpretación de los resultados obtenidos del análisis de
muestras de suelo o abonos es más completa cuando cuenta con
información del sitio de muestreo: topografía, tamaño y tipo de
partícula, cobertura vegetal, productividad, material parental y
análisis químicos previos, así como antecedentes sobre el manejo
del sitio, presencia animal, temperatura media, precipitación pluvial,
materia orgánica, pH del suelo, entre otras.
El muestreo de suelos y abonos orgánicos sólidos tiene como
objetivo obtener una muestra representativa cuya composición
puede usarse para caracterizar un sitio con respecto a la variable
medida que pueda ser tratada estadísticamente.
Mediante este proceso la heterogeneidad de estos parámetros
del suelo pueden ser estimados en su valor promedio, colectando
un determinado número de muestras simples o submuestras para
obtener una muestra compuesta.
1 Profesor de los programas educativos de Ingeniería Forestal e Ingeniería
en Desarrollo Sustentable de la Universidad Autónoma Indígena de
México. Benito Juárez No. 39, Mochicahui, El Fuerte, Sinaloa. C. P. 81890.
E-mail: [email protected]
2 Profesor investigador del departamento de biotecnología agrícola CIIDIR
(COFAA) IPN Unidad Sinaloa. Juan de Dios Bátiz Paredes No. 250, Guasave,
Sinaloa. C.P. 81049, E-mail: [email protected]
3 Profesor investigador del departamento de biotecnología agrícola CIIDIR
(COFAA) IPN Unidad Sinaloa. Juan de Dios Bátiz Paredes No. 250, Guasave,
Sinaloa. C.P. 81049, E-mail: [email protected]
11
Para muestras de suelo que serán utilizadas para análisis químicos
se recomienda que se congelen o sequen lo antes posible. Para
análisis microbiológicos se recomienda analizar la muestra lo más
pronto posible, o bien se pueden almacenar las muestras de suelo
húmedo a temperatura ambiente o a 4 °C cuando no se puede
analizar inmediatamente.
El análisis de suelo con fines de fertilidad inicia con la toma de
muestra, la cual debe ser representativa del suelo en estudio. Si
la muestra no es representativa de lo que hay en el campo, los
resultados carecerán de importancia. El mayor riesgo de error en
el análisis de suelo está en la toma de la muestra, por lo que es
necesario tomar en cuenta los siguientes aspectos:
12
Época de muestreo
La época de muestreo y la mejor fecha para la toma de muestra es
después de cosechar y antes del siguiente ciclo agrícola.
Para realizar el muestreo se requieren los siguientes materiales:
• Una barrena de cilindro cerrado o pala recta. La herramienta
debe garantizar que la muestra obtenida tenga el mismo volumen
en espesor y profundidad, de un tamaño suficiente que facilite y
permita la formación de las muestras compuestas, que sea fácil de
limpiar, resistente al desgaste, útil en suelos arenosos secos y en
arcillosos húmedos, y que no contamine las muestras con impurezas.
• La barrena debe ser fácil de manejar y permitir rápidez en el
muestreo.
• Bolsas de plástico transparente con capacidad para 2 kg de
suelo.
• Marcadores de tinta indeleble.
• Libreta de notas y bolígrafo.
• Plano, mapa o fotografía aérea de la zona de muestreo.
Delimitación de área
Es necesario evitar el exceso de superficie en la unidad de muestreo.
Algunos estudios indican que dependiendo de su homogeneidad
no debería ser de más de 20 ha. Incluso en suelos considerados
relativamente homogéneos es recomendable disminuir a 10 ha la
unidad de muestreo.
En general se puede decir que mientras mayor superficie
considere la unidad de muestreo, menor será la representatividad
del análisis de suelos.
Antes de iniciar el muestreo es importante: dividir el terreno,
cuando sea necesario por su diferencia en contenido de sales,
cultivo anterior, manejo, pendiente drenaje, color, textura, entre
otros, se deben omitir pequeñas áreas no representativas que antes
de ser terreno de cultivo tuvieron otro uso como corrales, basureros
y construcciones.
Para la toma de muestra en el campo se indican las siguientes
instrucciones:
a)En una hoja trazar un plano de terreno y colindancias, con el
fin de saber exactamente la localización del área muestreada.
b)Localizar y situar los puntos de muestreo del terreno en el
interior del plano previamente trazado. Esto es para que la persona
pueda localizar y efectuar las indicaciones que en el laboratorio se
le recomienden para cada muestra.
13
Toma de submuestras
Las técnicas aprobadas para tomar muestras representativas de un
área son varias y el uso de una técnica o de otra dependerá del
criterio de la persona que realice dicho muestreo, las técnicas más
usuales son: muestreo en zig-zag y muestreo en esquinas y el centro.
Este tipo de muestreo se realiza solo en terrenos homogéneos se
recomienda tomar un mínimo de veinte submuestras por muestra
de suelo en 10 ha.
Para muestrear el terreno en caso de haber muchos residuos
orgánicos, se limpia la superficie con la pala para retirar estos
residuos y con ello evitar errores en las determinaciones químicas.
En cuanto al procedimiento de muestreo es recomendable no
tomar muestras cercanas a las orillas del predio donde suele haber
exceso o falta de fertilización, debido a las vueltas y operación de la
maquinaria en tales sitios.
Se recomienda retirarse de las orillas del predio al menos 20
m, así como de árboles, cercos o sitios inusuales. Las submuestras
normalmente se colocan en una cubeta de plástico marcada con la
profundidad de muestreo, cuando se toman muestras de más de un
estrato.
14
Profundidad de muestreo
a)La profundidad del muestreo se determina en función del
objetivo que se persigue.
b)Cuando el muestreo es para evaluar la fertilidad de los suelos
se puede hacer a la profundidad de máxima exploración radical del
cultivo en. Sin embargo, en la mayoría de los cultivos anuales se
recomienda realizarlo a una profundidad entre 0–20 o 0–30 cm.
c)En el muestreo de suelos con pastos o prados se sugiere hacer
un muestreo a una profundidad entre 5–10 cm.
d)En frutales la recomendación es hacer un muestreo a intervalos
de 30 cm hasta el sitio de máxima densidad de raíces.
e)En el caso de suelos con sales, el muestreo se realiza a la
profundidad donde germina la semilla, que es entre 0 y 5 cm.
f)Para determinar la actividad microbiana del suelo, el muestreo
se realiza en los primeros 10 cm.
g)Es importante señalar que las profundidades a las que se ha
hecho referencia, comienzan a contar después de haber removido
los residuos orgánicos no descompuestos.
Es importante la profundidad de muestreo deba contemplar
todo el perfil de suelo señalado, debido a que las propiedades de
los suelos cambian considerablemente a pequeñas profundidades.
Muestra compuesta
a)La homogeneización de las submuestras debe realizarse dentro
de una cubeta o tina de plástico con capacidad para 30 kg de suelo,
evitando la contaminación con otros materiales.
b)El mezclado dentro de la cubeta o tina de plástico se realiza
con una pala de aluminio o de acero inoxidable, generalmente es
suficiente mezclar con las manos.
c)Después del mezclado de las muestras, estas se vacían sobre
una superficie limpia y se forma una torta circular, la cual se divide
en cuatro partes iguales, de las cuales se desechan dos cuartos
opuestos y con los dos restantes se repite el proceso de mezclado.
d)Repetir el proceso tantas veces como sea necesario, hasta que
la muestra final tenga un peso de 1.5 kg.
e)La homogeneización de las submuestras puede realizarse en
campo cuando se tienen muchas submuestras, o en el laboratorio si
la cantidad de submuestras es pequeña.
Información del análisis
Debe incluir:
1.Nombre del productor o interesado.
2.Lugar donde fue colectada la muestra (poblado más cercano),
si fuera posible sobre un plano o mapa referenciado.
3.Nombre del cultivo anterior y cultivo a establecer y el motivo
del muestreo.
4.Fecha de colecta de la prueba.
5.Fuente de agua y fertilización anterior.
Comentarios
1.Es importante conocer más acerca de la historia del terreno
a muestrear y del cultivo, datos como fórmula de fertilización
edáfica o foliar, dosis aplicadas, época de aplicación, manejo en
general del suelo y del cultivo, rendimientos promedios del cultivo
y características climáticas y de relieve de la región. Cuando esta
información se obtiene previa al muestreo, es de gran utilidad para
definir las unidades de muestreo.
2.Se debe cuidar que los materiales y herramientas utilizados
en el muestreo no adicionen sustancias o elementos extraños
que puedan aumentar la concentración de algún nutrimento en la
muestra o que los sustraigan.
Preparación de muestras de suelo para su análisis
Este método de preparación de muestras de suelo tiene el propósito
de caracterizarlo y/o almacenarlo para su análisis posterior. Una vez
obtenida la muestra de suelo debe ser llevada al laboratorio en
donde deberá ser preparada, para luego someterla a los procesos
de análisis correspondientes.
La preparación de la muestra es tan importante como el
muestreo y análisis de la misma, ya que los errores cometidos
pueden invalidar el resultado del análisis químico. La preparación de
la muestra de suelo incluye el traslado, recepción, registro, secado,
molienda, tamizado, homogeneizado, y el almacenamiento para
su conservación. Con el propósito de evitar la contaminación de
la muestra de suelo y asegurar mayor precisión y exactitud en el
resultado del análisis, esta operación se debe realizar en un lugar
especial y limpio.
15
• Etiquetas
• Hojas de plástico de 40 x 70 cm
• Mazo de madera
• Cilindro de madera
• Libreta de registro
• Tamices de acero inoxidable de malla <2 mm
• Frascos de vidrio de 1 L (Litro) o cajas de cartón de 2 kg de
capacidad
16
Traslado de la muestra al laboratorio
a.Una vez obtenida la muestra en el campo, esta debe ser
cuidadosamente mezclada y las partículas más grandes reducidas
de tamaño.
b.Cada muestra debe ir acompañada de una identificación donde
se indique claramente su procedencia, nombre del interesado,
profundidad de colecta, relieve, cultivo, historial de fertilización,
aplicación de mejoradores, así como las determinaciones requeridas,
según el propósito del estudio.
c.Durante el traslado es necesario evitar el efecto de factores
como la humedad exterior, O2, CO2, luz, calor y otros materiales que
puedan cambiar la naturaleza de la muestra.
d.Se debe evitar manejar la muestra con materiales que puedan
contaminarla, por ejemplo recipientes que se oxiden y cintas
adhesivas, entre otros.
Recepción y registro
a.Cuando llegan las muestras al laboratorio deberán registrarse
con la identificación de campo y una lista de las determinaciones
requeridas, incluyendo los métodos.
b.La identificación de campo de la muestra debe incluir los
siguientes datos: nombre del interesado, procedencia, fecha del
muestreo, número de muestras o submuestras, profundidad de
colecta, pendiente del terreno, manejo del terreno, entre otros.
c.El laboratorio asignará un número de registro a cada muestra, el
cual se sugiere hacer con números seriados para facilitar el manejo
interno.
Secado
a.El secado se realiza con el propósito de facilitar el manejo de
la muestra, mejorar la homogeneización y disminuir los cambios
químicos indeseables.
b.Las muestras de suelo se secarán al ambiente.
c.El secado debe realizarse extendiendo la muestra de suelo sobre
una superficie que no contamine. Puede secarse sobre charolas de
plástico, vidrio, aluminio, fibra de vidrio o sobre una superficie de
polietileno o papel.
d.La muestra debe extenderse logrando un espesor inferior a 2.5
cm, colocarse a la sombra a una temperatura no mayor a 35 °C y
una humedad relativa entre 30 y 70%.
Molienda
a.Para realizar la molienda deben retirarse, las rocas y el material
orgánico visible.
b.La molienda se realiza con un mazo de madera o con un molino
para suelos.
Tamizado
a.El suelo molido se hace pasar por un tamiz con aberturas de
2 mm de diámetro (malla 10) de acero inoxidable. Este grado de
fineza es conveniente para la mayoría de los análisis requeridos con
el propósito de diagnosticar el estado del suelo.
b.Una vez tamizado el material se separan 1.5 kg de suelo,
cantidad suficiente para realizar las determinaciones químicas y
físicas que permitirán caracterizar el suelo desde el punto de vista
de su fertilidad.
Homogeneizado
a.Este paso es necesario para evitar sesgo en la selección de
la submuestra que va a ser destinada para las determinaciones
analíticas.
b.El homogeneizado puede lograrse utilizando bolsas de plástico
(pueden ser las mismas donde estaban originalmente las muestras),
haciendo girar la muestra en todas direcciones.
Pesaje
a.Una vez tamizada y homogeneizada la muestra de suelo, se
extrae la submuestra que va a ser utilizada para cada una de las
17
18
determinaciones analíticas.
b.Esto debe realizarse con espátulas y con la ayuda de pinceles
de pelo de camello para limpiar completamente la espátula.
c.La submuestra extraída debe ser pesada con balanza de
precisión, de preferencia con aproximación de ± 0.1%.
profundo, para fracturar las capas más resistentes a fin de mejorar las
condiciones para el desarrollo de las raíces, pero no es fácil cambiar
características físicas como la textura, el color y las relacionadas con
las características del perfil.
Almacenamiento
a.Una vez que las determinaciones analíticas han sido realizadas,
las muestras deben almacenarse para posteriores comprobaciones
u otros usos. Para esto pueden ser utilizados los frascos de vidrio
o de plástico perfectamente cerrados, para disminuir los cambios
químicos.
b.Los recipientes deben permanecer herméticamente cerrados
y debidamente etiquetados. Para esto se recomienda conservar el
número de registro en el laboratorio.
c.La muestra almacenada puede sufrir cambios lo cual debe
tomarse en cuenta para usos posteriores. En todo caso, es
conveniente especificar si los resultados analíticos provienen de
muestras recientes o con cierto tiempo de almacenamiento.
La determinación de la capacidad de retención de agua (CRA) es un
modelo de base física ampliamente utilizado por los investigadores,
ingenieros y técnicos para estimar la disponibilidad de agua para las
plantas y la calidad del suelo.
Propiedades físicas de suelos y abonos orgánicos sólidos
Las propiedades físicas del suelo, determinan principalmente la
rigidez, la permeabilidad, la facilidad de penetración de las raíces,
retención de humedad y resistencia al laboreo.
Es necesario conocer las propiedades físicas del suelo para
entender como influyen estas en el desarrollo de las plantas, y estas
propiedades están estrechamente relacionadas con las propiedades
químicas y las biológicas, aunque las propiedades físicas pueden
contribuir a compensar las propiedades químicas o biológicas
deficientes, la productividad del suelo no depende solamente de las
características físicas.
Las propiedades físicas de un suelo se alteran con menor facilidad
durante el manejo del mismo que sus propiedades químicas. Sin
embargo, la estructura y porosidad del suelo pueden alterarse en
determinadas condiciones de manejo.
En los suelos inundados, el agricultor puede provocar cambios
en propiedades indirectas como son la humedad, la aireación y
la temperatura del suelo. El drenaje también puede aumentar la
profundidad efectiva del arraigo radical.
A menudo se utilizan técnicas de labranza como el arado
Materiales y métodos
• Frasco de vidrio de 250 mL
• Estufa con circulación forzada de aire y temperatura controlada
• Balanza con aproximación de 0.01 g
• Pinzas
• Desecador
• Piseta
• Papel filtro
• Embudo
Procedimiento
Para determinar la CRA de un suelo o abono orgánico sólido, la
cantidad de agua retenida por unidad de suelo seco, se puede
seguir el siguiente procedimiento.
1.Pesar 10 g de muestra por triplicado y secarlo a 105 °C durante
48 h (horas).
2.Se deja enfriar y se pesa nuevamente (A). La diferencia de peso
entre peso inicial y peso seco nos indica la humedad relativa de la
muestra.
3.Por otro lado, se corta un papel filtro el cual se coloca en un
embudo. Se humedece el papel y se pesa el embudo con el papel
(B).
4.Posteriormente se pone la muestra sobre el papel filtro
humedecido.
5.Por último se agrega agua lentamente para saturar la muestra
y el excedente de agua se drena.
6.Una vez drenada el agua se pesa nuevamente la muestra
húmeda más el papel y embudo (C).
19
7.La fórmula para el cálculo de la CRA (en % p/p) es:
CRA  % =
C
 B  A
100 
10 g
A= peso seco
B= peso del embudo + papel filtro húmedo
C= peso embudo + papel filtro + muestra húmeda
20
Interpretación de resultados
La CRA de un suelo o abono orgánico sólido indica la capacidad
que tiene de retener agua, a lo que también se le conoce como
capacidad de campo, estando relacionada con el contenido de
humedad del mismo. Es recomendable que sea alta, para que pueda
ser reservorio de agua para la planta y funciones metabólicas de los
microorganismos nativos.
La CRA es importante cuando se va a establecer un experimento,
por ejemplo en la determinación de la tasa de respiración de un
suelo o abono orgánico sólido, y también en la determinación de
biomasa microbiana del suelo.
El método gravimétrico para la determinación de humedad de los
suelos, sean estos orgánicos o minerales. El método se basa en la
medición o determinación de la cantidad de agua expresada en g
(gramos) que contiene una muestra de suelo. Esta masa de agua se
referencia de la masa de suelo seco de la muestra. La determinación
de la masa de agua se realiza por la diferencia en peso entre la
masa de suelo húmedo y la masa de suelo seco. Se considera como
suelo seco al secado en la estufa a 105 °C, hasta obtener un peso
constante.
Materiales y métodos
• Botes de aluminio para humedad
• Estufa con circulación forzada de aire y temperatura
controlada
• Balanza con aproximación de 0.01 g
• Pinzas
• Desecador
Procedimiento
Para determinar el contenido de humedad de un suelo o abono
orgánico sólido, o cantidad de agua presente por unidad de suelo
seco, se sigue el siguiente procedimiento:
1.Para determinar el contenido de agua expresado como
porcentaje de humedad. Se pesan 20 g de la muestra (Psh) en un
bote de aluminio de peso conocido (PB).
2.La muestra en el bote se coloca en un horno a 105 °C por 24 h.
3.Los botes se dejan enfriar en un desecador, registrando el peso
(PB + PSS).
4.Para calcular el contenido de humedad (% p/p) en relación a
suelo seco se usa la siguiente fórmula:
%H=
PB  Psh   PB  Pss  100
 
PB  Pss   PB 
PB= Peso del bote con tapa (g).
Psh = Peso de la muestra húmeda (g).
Pss = Peso de la muestra seca (g).
La textura del suelo se define como la proporción relativa de
arena, limo y arcilla presente en una muestra. Da una idea general
de las propiedades físicas del suelo. Su determinación es rápida y
aproximada.
En general el problema más común es separar los agregados
y analizar solo las partículas. En el presente método se elimina la
agregación debida a la materia orgánica y la floculación por los
cationes calcio y magnesio.
No se eliminan otros cementantes como carbonatos. El tiempo
de lectura es de 40 s (segundos) para la separación de partículas
mayores de 0.05 mm (arena) y de 2 h para partículas de diámetro
mayores de 0.002 mm (limo y arena).
Estos límites han sido establecidos por el Departamento de
Agricultura de Estados Unidos (USDA, por sus siglas en inglés) y se
han usado para construir el triángulo de texturas. A continuación se
detalla el método para la determinación de la textura del suelo por
el procedimiento de Bouyoucos.
21
Materiales y métodos
• Hidrómetro de Bouyoucos con escala de 0–60
• Probetas de 1000 mL
• Cilindro de Bouyoucos
• Agitador con motor para dispersión
• Agitador magnético
• Termómetro de -10–110 °C
• Piseta
Reactivos
Tomar 208.3 mL de peróxido de hidrógeno o si es sólido pesar 300
g de peróxido de hidrógeno y aforar a 1 L (Litro) con agua destilada.
Este reactivo se utiliza cuando la muestra de suelo presenta alto
contenido de materia orgánica.
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Pueden utilizarse cualquiera de los siguientes dispersantes de
suelo
Disolver 30 g de oxalato de sodio en 1 L de agua destilada.
Disolver 50 g de metasilicato de sodio en 1 L de agua destilada,
ajustar la solución hasta que se obtenga una lectura de 36 g/cm3
con el hidrómetro.
Disolver 50 g de (Na3PO3)6 en agua destilada y aforar a 1 L.
Procedimiento
1.Pesar 60 g de suelo de aspecto fino o 120 g de suelo de aspecto
grueso en un vaso de precipitados de 500 mL, agregar 40 mL de agua
oxigenada y dejar que se evapore hasta sequedad, agregar otros
40 mL y observar la reacción. Evaporar nuevamente a sequedad.
Repetir hasta que no haya efervescencia al agua oxigenada.
2.En general dos veces son suficientes para la mayoría de los
suelos. Después de eliminar la materia orgánica y llevar a sequedad
del suelo, pesar 50 g si es suelo de textura arcillosa o 100 g si es suelo
de textura arenosa y ponerlos en un vaso de precipitado de 250 mL.
Adicionar agua destilada hasta cubrir la superficie con una lámina
de 2 cm. Agregar 5 mL de oxalato de sodio y 5 mL de metasilicato
de sodio y dejar reposar durante 15 min. Si el suelo tiene mucha
arcilla puede prolongarse el tiempo hasta 30 min.
3.Pasar las muestras de los vasos de precipitado al recipiente del
agitador mecánico, pasando todo el material con la ayuda de una
piseta. Activar el agitador a velocidad alta y dispersar por 5 min. Al
finalizar el tiempo de agitación, bajar la copa del dispersor y pasar
el contenido a una probeta de 1000 mL o al cilindro de Bouyoucos,
enjuagando la copa con una Piseta.
4.Con el hidrómetro dentro de la suspensión, agregar agua
destilada hasta completar 1 L en el caso de la probeta y si utiliza el
cilindro de Bouyoucos llevar a la marca inferior (1113 mL). Sacar el
hidrómetro y suspender el suelo con un agitador de mano operando
durante un minuto.
5.Tomar las lecturas del hidrómetro a los 40 s (segundos) y
después de 2 h de terminada la dispersión con el agitador de mano.
6.Para hacer una lectura, colocar el hidrómetro dentro de la
probeta 20 s antes del momento de la determinación, cuidando de
alterar lo menos posible la suspensión. Después de hacer la lectura
se saca el hidrómetro, se lava, se seca y se toma la temperatura. Si,
por alguna razón al hacer la lectura se acumula espuma alrededor
del hidrómetro, agregar unas gotas de alcohol etílico al 97%.
Cálculos
Corregir las lecturas del hidrómetro agregando 0.36 por cada °C
arriba de 19.5 °C restando la misma cantidad por cada °C debajo
de dicha temperatura (Cuadro 1). Si la muestra de suelo es de 50
g, la lectura a los 40 s, multiplicada por 2, es igual al % de arcilla
más limo. Restando del 100% se obtiene el % de arena. La lectura
obtenida a las 2 h multiplicada por 2 es igual al % de arcilla. El % de
limo se obtiene por diferencia. Cuando se usan 100 g de muestra
no debe multiplicarse por 2, ya que el hidrómetro está calibrado
considerando 100 g de suelo. Con los % de limo, arena y arcilla se
determina la textura correspondiente con el triángulo de texturas
(Figura 1).
23
Cuadro 1. Corrección de lectura del hidrómetro para la
determinación de textura de suelos.
Temp. °C
15.0
15.5
16.0
16.5
17.0
17.5
18.0
18.5
19.0
19.5
20.0
20.5
21.0
24
Corrección
-
1.62
1.44
1.26
1.08
0.90
0.72
0.54
0.36
0.18
0
0.18
0.36
0.54
Temp. °C
21.5
22.0
22.5
23.0
23.5
24.0
24.5
25.0
25.5
26.0
26.5
27.0
27.5
28.0
Corrección
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
Figura 1. Triángulo de texturas.
0.18
0.90
1.08
1.26
1.44
1.62
1.80
1.98
2.15
2.34
2.52
2.70
2.858
3.06
Propiedades químicas de suelos y abonos orgánicos sólidos
El suelo es una estructura dinámica formada por materiales orgánicos
y minerales que se encuentra en constante cambio por los procesos
físicos, químicos y biológicos que en el ocurren.
La química del suelo es una de las ramas que estudia las
condiciones químicas o bioquímicas por ejemplo los procesos de
adsorción, intercambio iónico y quelación, al igual que el estudio de
la estructura, composición y funciones del humus (materia orgánica
humificada) que están relacionadas con el crecimiento de las plantas.
El estudio de las fracciones coloidales, inorgánicas, orgánicas o
mixtas. Los procesos químicos dirigidos a modificar las condiciones
naturales de los suelos para lograr una mayor producción vegetal, y
en los que están involucrados aspectos como el pH y la fertilización.
El conocimiento de la dinámica química de los elementos
esenciales para las plantas y sus interrelaciones. Los procesos
químicos y biológicos que se desarrollan en el suelo, son aspectos
en cuyo conjunto pueden incluirse derivaciones de importancia
para el estudio del mismo.
En esta sección se explicará la metodología para las siguientes
determinaciones: pH, nitrógeno inorgánico por el método Kjeldahl,
fósforo extraíble por el método Olsen, fósforo extraíble por el
método Bray y Kurtz modificado, y la capacidad de intercambio
catiónico.
La acidez afecta la disponibilidad de nutrimentos en el suelo
dependiendo del tipo de microorganismos que habitan en los
sustratos. Si el pH es alto (de neutro a alcalino, entre 7 y 8) y el
contenido de nitrógeno es alto (relación C/N baja entre 10 y 15) las
bacterias y actinomicetos tendrán un desarrollo más favorable; y
para los hongos es favorable el pH bajo (entre 5 y 6) y bajo contenido
de nitrógeno (alta relación C/N más de 50). Muchos nutrimentos
tienden a ser menos disponibles a pH de 7.5–8.0, ejemplos de
esto son Fe++, Mn++ y Zn++, por el contrario la disponibilidad de
molibdeno es mayor a pH alcalino, el fósforo no es soluble en el
suelo, pero a pH 6.5 su disponibilidad es alta.
Esta medición se basa en la determinación de la actividad del ión
+
H mediante el uso de un electrodo cuya membrana es sensitiva
al pH. En el caso de los suelos y composts el pH se mide de la
suspensión sobrenadante de una mezcla de relación muestra: agua
(1:2).
25
26
Materiales y métodos
Los reactivos utilizados en esta determinación deben ser grado
analítico y el agua utilizada en la precipitación de las soluciones
debe ser destilada o desionizada.
• Agua destilada
• Soluciones reguladoras de referencia, pH 4.00, 7.00 y 10.00,
las cuales se adquieren preparadas o concentradas para diluirse de
acuerdo a la instrucción. Estas soluciones deben estar a temperatura
ambiente al momento de calibrar el medidor de pH.
• Potenciómetro o medidor de pH equipado con electrodo de
vidrio en combinación con electrodo de referencia.
• Balanza con 0.1 g de sensibilidad.
• Frascos de vidrio o plástico transparente de boca ancha con
capacidad de 50 a 100 mL.
• Pipeta volumétrica de 20 mL.
• Varilla de vidrio que sirva como agitador manual.
• Piseta.
• Cinta métrica.
Procedimiento
1.Se pesan 10 g de muestra y se le agregan 20 mL de agua
destilada.
2.Se agita manualmente durante 30 min y se deja en reposo por
tres horas.
3.Se calibra el potenciómetro a pH 4.0 y 7.0 o bien a 7.0 y 10.0
dependiendo si medirá acidez o alcalinidad.
4.Introduzca el electrodo en el sobrenadante y registre el pH
medido.
Interpretación de resultados
En el Cuadro 2 se observa la clasificación del suelo en cuanto a su
valor de pH.
Cuadro 2. Clasificación del suelo según su pH.
Clasificación
Fuertemente ácido
Moderadamente ácido
Neutro
Medianamente alcalino
Fuertemente alcalino
pH
<5.0
5.1-6.5
6.6-7.3
7.4 - 8.5
> 8.5
La conductividad eléctrica de una muestra de suelo o abono
orgánico se mide del extracto de pasta saturada. El término extracto
de saturación se usa en este método para designar al extracto
acuoso que se obtiene por filtración al vacío de una pasta de suelo
saturada hecha con agua destilada.
El término sales solubles del suelo se usa para referirnos a los
constituyentes inorgánicos del suelo que son apreciablemente
solubles en el agua. La conductividad eléctrica del extracto de
pasta saturada es uno de los índices más difundidos para evaluar
la concentración salina del suelo a nivel de laboratorio. Se puede
emplear en suelos con diferente grado de salinidad, en caso de que
el valor obtenido este fuera de las categorías de clasificación se
puede diluir el extracto.
La conductividad eléctrica es una medida de la capacidad de
un material para transportar la corriente eléctrica. Una solución
acuosa que contiene iones tiene esa propiedad. La conductividad
de una solución electrolítica depende de la concentración total de
iones presentes en el agua, de la movilidad de cada uno de los
iones disueltos, su valencia y de la temperatura a la que se hace la
determinación.
Se prepara una pasta de suelo saturada con agua, se filtra al
vacío y en el extracto se determina la conductividad eléctrica. Este
método proporciona la medida más representativa del total de sales
solubles del suelo debido a que se relaciona estrechamente con el
contenido de agua del suelo bajo condiciones de campo.
Materiales y métodos
• Medidor de conductividad de lectura directa (conductímetro)
• Agua destilada
Solución estándar de KCl 0.01 N.
Disolver 0.7455 g de KCl en agua destilada y aforar a 1 L. La
conductividad eléctrica de esta solución a 25 °C es 1.412 dS/m.
Procedimiento
Preparación de la pasta saturada
1.Colocar entre 100 y 400 g de suelo en un vaso plástico con
tapa.
2.Mientras mayor es el contenido de arcilla del suelo menor es la
27
cantidad de muestra necesaria.
3.Agregar agua suficiente para saturar la muestra.
4.Revolver suavemente con una espátula y agregar agua o suelo
hasta alcanzar el punto de saturación.
Los criterios para este punto son:
• Cuando se golpea al vaso contra el mesón no debe acumularse
agua en la superficie
• La pasta brilla por reflejo de la luz
• La pasta fluye lentamente cuando el vaso se inclina
• La pasta se desliza libre y limpiamente de la espátula (excepto
en los suelos con alto contenido de arcilla).
• Evitar el exceso de agitación, especialmente en los suelos
arcillosos, porque la incorporación de aire dificulta la visualización
del punto de saturación.
28
Obtención de extracto de saturación
• Transferir la pasta a un embudo Büchner provisto de un filtro de
tamaño de poro ≤ 3 m.
• Aplicar vacío y colectar el filtrado. Si el filtrado inicial sale turbio,
devolverlo al embudo.
Interpretación de resultados
Por su conductividad eléctrica los suelos se clasifican como se
indica en el Cuadro 3.
Cuadro 3. Clasificación de la salinidad de suelos en función de
su conductividad eléctrica.
Categoría
C.E. (dS/m)
S.I. (%)
Normal
<4
<15
Salino
>4
<15
Salino Sódico
>4
> 15
Sódico
<4
> 15
C.E.= conductividad eléctrica.
S.I.= sodio intercambiable expresado en %.
La determinación del contenido de nitrógeno de muestras de
suelos y abonos orgánicos sólidos se hace por Kjeldahl. Este
método se utiliza como índice de disponibilidad de nitrógeno en
suelos. Se realizará su evaluación para generar recomendaciones
de fertilización. El nitrógeno inorgánico determinado con este
procedimiento ha mostrado una alta relación con la respuesta de
la planta en estudios de correlación de métodos químicos. Se basa
en la extracción del amonio intercambiable por equilibrio de la
muestra con KCl 2 N y su determinación por destilación mediante
arrastre de vapor en presencia de MgO. La adición de la aleación de
Devarda (NOM-021-RECNAT-2000) permite incluir la determinación
de nitratos y nitritos.
Materiales y métodos
• Balanza analítica
• Matraz de destilación
• Destilador con arrastre de vapor
• Microburetas de 5 mL, graduadas a intervalos de 0.01 mL
• Matraces Erlenmeyer de 125 mL
• Agitador horizontal regulado a 180 opm (oscilaciones por
minuto)
Mezcla de ácidos
Se pesan 12.5 g de ácido salicílico y se disuelven en 500 mL de ácido
sulfúrico concentrado.
NaOH 50%
Pesar 250 g de NaOH y aforar a 500 mL con agua destilada (hervir
el agua para eliminar el CO2).
H3BO3 40%
Se pesan 200 g de ácido bórico y se afora a 500 mL con agua
destilada.
H2SO4 0.05 N
Tomar 1.4 mL de ácido sulfúrico concentrado y aforar a 1000 mL con
agua destilada.
Valoración del ácido sulfúrico con carbonato de sodio.
1.Se pesan 0.05 g de bicarbonato de sodio (NaHCO3) y se
disuelven en 10 mL de agua destilada (hervir el agua para eliminar
el CO2 que haya absorbido y dejar enfriar).
2.Agregar 9 gotas de mezcla de indicadores (ver abajo) y titular
con ácido sulfúrico.
29
3.La normalidad real del ácido sulfúrico se calcula con la
fórmula:
N=
NH2SO4 =
PesoNaHCO3 (g)

P-eqNaHCO3

Vol.tituladoH2SO4
kgss= kg de suelo seco
Vol. muestra= Volumen de la muestra
Vol. Bco= Volumen del blanco
Nácido= Normalidad del ácido valorado
14= miliequivalentes de nitrógeno
10= vol. de digestado que se usa en la destilación

PesoNaHCO3 = Peso del bicarbonato de sodio.
P-eqNaHCO3 = Peso equivalente del bicarbonato de sodio=
0.053.
Vol. tituladoH2SO4 = Volumen titulado del ácido sulfúrico.
Mezcla de indicadores
Se pesan 0.5 g de verde bromocresol y 0.1 g de rojo de metilo, se
afora a 100 mL con alcohol etílico.
30
Procedimiento
1.Se pesan 0.1 g de muestra previamente tamizada (malla <
5mm), se agregan 6 mL de mezcla de ácidos para predigerir la
muestra. Se deja en reposo 24 h.
2.Se agregan 1.1 g de mezcla catalizadora a base de sulfatos con
catalizador de selenio. Se calienta a 150 °C por 20 min.
3.Después se sube la temperatura a 390 °C y se calienta por 3 h.
4.Se baja la temperatura a 150 °C y se calienta por 1 h. La
coloración de la solución cambia a azul claro.
5.Se deja enfriar, posteriormente se agregan 10 mL de agua
destilada. Se filtra la solución y se guarda en viales. A esta solución
se le llama digestado.
6.Se toman 10 mL del digestado y se le agregan 10 mL de NaOH
40%, y se colocan en el matraz para destilación.
7.El destilado se recibe en 20 mL de ácido bórico 40% (la
manguera debe estar sumergida en el ácido bórico para asegurar
que se condense la mayor cantidad de la muestra, con 9 gotas de
mezcla de indicadores).
8.El destilado se debe titular con ácido sulfúrico valorado.
9.Para calcular el porciento de nitrógeno, se usa la siguiente
fórmula:
(Vol.muestra  Vol.Bco ) (Nácido ) (14)
 %N
(Pmuestra ) (10)
Si el resultado es en miligramos de N por kg de suelo seco,
mg-N/kgss, use la siguiente fórmula:
N=
(Vol.muestra  Vol.Bco ) (Nácido ) (14)(1000 mg)(1000 g)
 mg  N / kgss
(Pmuestra ) (10)(1 g)(1 kg)
Si ocupa el resultado en partes por millón o centimoles por
kg de suelo seco, Cmol(+)/kgss, use la siguiente fórmula:
N=
31
(Vol.muestra  Vol.Bco ) (Nácido ) (14)
(71.428)  Cmol( ) / kgss
(Pmuestra ) (10)
Interpretación de resultados
Los resultados de los análisis de nitrógeno inorgánico pueden
interpretarse conforme al Cuadro 4.
Cuadro 4. Clases de suelo de acuerdo al contenido de N
inorgánico para cereales.
Clase
N inorgánico en el suelo (mg-N/kgss)
Muy bajo
Bajo
Medio
Alto
Muy alto
0-10
10-20
20-40
40-60
> 60
Se le llama así a esta técnica porque se utiliza una solución para
extraer el fósforo presente en la muestra de suelo. El fósforo es
extraído con una solución de NaHCO3 0.5 M ajustada a pH 8.5.
En suelos neutros, calcáreos o alcalinos, que contienen fosfatos
de calcio, este extractante disminuye la concentración de calcio
en solución a través de una precipitación del CaCO3, por lo tanto
la concentración de fósforo en solución se incrementa. En suelos
ácidos que contienen fosfatos de aluminio y fierro tales como la
variscita y estrengita, la concentración de fósforo en solución se
incrementa conforme el pH se eleva. Este extractante evita que
se presenten reacciones secundarias en suelos ácidos y calcáreos,
debido a que el nivel de aluminio, calcio y fierro se mantiene muy
bajo en dicha solución. Para esta determinación se usa el método
de Olsen (1965).
32
Materiales y métodos
• Tubos de polietileno de 100 mL
• Papel Whatman núm. 42 o equivalente
• Agitador mecánico recíproco, ajustado a 180 opm
• Balanza analítica
• Matraces volumétricos de 50 mL
• Bureta de 10 mL
• Espectrofotómetro UV-Visible para leer a 882 nm y celdas de
vidrio
NaOH 1 M
Pesar 5.26 g de NaOH y disolverlo en 100 mL de agua destilada
hervida (el NaOH reacciona con el CO2 al hervir el agua se libera
CO2).
NaHCO3 0.5 M
Disolver 42 g de NaHCO3 en 1 L de agua destilada. Ajustar el pH
de esta solución a 8.5 mediante la adición de NaOH 1 M. Llevar
a volumen con agua destilada. Guardar la solución en recipiente
de plástico y revisar el pH de la solución antes de usarse, volver a
ajustar a pH 8.5.
Tartrato de antimonio y potasio al 0.5%
Pese 0.5 g de K(SbO)C4H4O6½H2O y afore a 100 mL con agua
destilada.
Molibdato de amonio
Disolver 20 g de (NH4)6Mo7O244H2O en 300 mL de agua destilada.
Agregue lentamente bajo agitación constante y con cuidado 450
mL de H2SO4 14 N (194.9 mL de H2SO4 concentrado diluido a 500
mL con agua destilada). Agregue 100 mL de una solución al 0.5%
(p/v) de tartrato de antimonio y potasio. Afore las mezclas a 1 L con
agua destilada. Este frasco se debe tapar con papel aluminio para
protegerlo de la luz.
Solución reductora
Disolver 0.5 g de ácido ascórbico con un poco de molibdato de
amonio y aforar a 100 mL con la misma solución. Esta solución se
debe preparar cada vez que se va a realizar la prueba.
Solución estándar de fósforo (200 mg/L= 200 ppm)
Pesar 0.8786 g de fosfato de potasio monobásico (KH2PO4) seco al
horno a 105 °C, Disolver en agua y aforar a 1 L. Guardar en envase
de plástico o vidrio (no Pyrex) y conservar en refrigeración. Algunos
autores recomiendan adicionar 25 mL de H2SO4 7 N (97.8 mL de
H2SO4 concentrado aforado a 500 mL con agua destilada) antes de
aforar para conservar la solución libre de contaminantes biológicos.
Procedimiento
1.Se pesan 2.5 g de muestra, previamente tamizada (malla 2
mm). Se le añaden 50 mL de solución extractante.
2.Se coloca en un agitador horizontal a 180 opm durante 30 min.
3.La solución se filtra con papel whatman núm. 42, o bien la
solución se puede centrifugar a 2500 rpm (revoluciones por minuto)
por 10 min.
4.Del filtrado se toma una alícuota de 5 mL y se coloca en un
matraz aforado de 50 mL. A este volumen se le adicionan 30 mL de
agua destilada.
5.Se agregan 5 mL de solución reductora, se agita manualmente
y se afora a 50 mL con agua destilada.
6.Se deja en reposo 30 min.
7.Leer la absorbancia en espectrofotómetro de luz visible a 882
nm. Después de 30 min y antes de 60 min.
8.Se compara el resultado con la curva estándar (ver más abajo), y
se calcula la concentración de fósforo, en mg-P/kgss, con la siguiente
fórmula:
33
 Vol.inicial   Vol.final 
mg-Pextraible /kgss =  CC 

 100 
Peso
alícuota


muestra 

CC= mg/L de P en la solución. Se obtiene graficando la curva
de estándar (absorbancia contra mg/L) e interpolando en la misma
los valores de absorbancia de las muestras analizadas a las cuales
previamente se les ha restado el valor promedio de los blancos o
por medio de una regresión simple.
Vol. inicial= volumen del extractante (NaHCO3).
Vol. final= volumen al que se afora con H2O destilada.
Alícuota= volumen de filtrado.
Pesomuestra= g de muestra.
34
Se lee después de los 30 min porque el bicarbonato efervesce
al mezclarse con la solución reductora a base de ácido ascórbico,
por lo que al esperar este período de tiempo se asegura de que se
hayan salido las burbujas de aire.
Además al agregar la solución reductora se forma un complejo
fosfo-molibdato, el cual da una coloración azul, dependiendo de
la concentración de fósforo será la intensidad del color, pero este
complejo empieza a precipitar a los 60 min, por lo que después de
este tiempo la medición no será exacta.
Para realizar la curva estándar (Figura 2), se requiere información,
que se obtiene de la siguiente forma:
1.Se toman volúmenes de 0, 2, 4, 6, 8, 10, 14, 16 y 20 mL de
solución estándar (5 ppm), en un matraz aforado de 50 mL.
2.Se agregan 5 mL de solución extractora, y 30 mL de agua
destilada.
3.A este volumen se agregan 5 mL de solución reductora de
ácido ascórbico, y se afora a 50 mL con agua destilada.
4.Agitar manualmente y leer después de 30 min pero antes de 60
min en espectrofotómetro de luz visible a 882 nm.
5.Se realiza una regresión simple utilizando la información
obtenida.
Figura 2. Curva de la solución estándar de fósforo (5 ppm) a 882
nm.
Interpretación de resultados
Los resultados de los análisis pueden interpretarse de forma
aproximada con el Cuadro 5.
Cuadro 5. Clases de suelo de acuerdo a la concentración de P
extraíble-Olsen.
Clase
Bajo
Medio
Alto
mg-P/kgss
<5.5
5.5-11
> 11
Debe recordarse que para cada condición climática y cultivo
se genera un nivel diferente de aprovechamiento del fósforo del
suelo. Si se conocen los criterios de interpretación para algún suelo
y cultivo, estos se reportarán junto con el resultado del análisis.
Este método se utiliza para la determinación de fósforo extraible
en suelos o abonos orgánicos sólidos con pH de neutro a ácido.
El fósforo determinado por este método esta relacionado con la
35
respuesta de los cultivos. A contrario del método Olsen donde
se utiliza bicarbonato de sodio como solución extractora, en esta
técnica se emplea una combinación de HCl y NH4F, esta mezcla
remueve formas de fósforo ácido soluble como los fosfatos de
calico y una porción de los fosfatos de aluminio y hierro. El NH4F
disuelve los fosfatos de aluminio y hierro al formar un ión complejo
con estos iones metálicos en solución ácida.
Reactivos
Pesar 37 g de NH4F y aforar a 1 L. Conservar esta solución en botella
de polietileno.
Diluir 20.59 mL de HCl concentrado en agua destilada, y aforar a
500 mL.
36
Mezclar 30 mL de la solución de NH4F 1 N con 50 mL de la solución
HCl 0.5 N, y aforar a 1 L con agua destilada. La solución resultante
contiene la siguiente concentración NH4F 0.03 N y HCl 0.025 N, esta
mezcla es estable por más de un año si se conserva en frasco de
polietileno.
Pese 0.5 g de K(SbO)C4H4O6½H2O, disuelva en agua destilada y
afore a 100 mL.
Tomar 194.4 mL de H2SO4 concentrado y aforarlo a 500 mL con agua
destilada.
Pese 20 g de (NH4)6Mo7O244H2O y disuelva en 300 mL de agua
destilada. A esta solución vierta 450 mL de H2SO4 14 N lentamente
y bajo constante agitación y con cuidado, posteriormente agregue
100 mL de tartrato de antimonio y potasio 0.5%. Afore la mezcla a
1 L con agua destilada. Este frasco se debe mantener tapado y con
papel aluminio y protegido de la luz.
Solución reductora
Pese 0.50 g de ácido ascórbico y disuelva en 30 mL de la solución
de tartrato de antimonio y potasio 0.5% y afore a 100 mL con la
misma solución. La solución debe prepararse cada vez que se realiza
la prueba.
Solución estándar de fósforo (200 mg/L de P= 200 ppm)
Pesar exactamente 0.8786 g de fosfato de potasio monobásico
(KH2PO4) seco al horno a 105 °C, Disolver en agua y aforar a 1 L.
Guardar en envase de plástico o vidrio (no Pyrex) y conservar en
refrigeración. Algunos autores recomiendan adicionar 25 mL de
H2SO4 7 N (97.8 mL de H2SO4 concentrado aforado a 500 mL con
agua destilada) antes de aforar para conservar la solución libre de
contaminantes biológicos.
Solución estándar de fósforo (5 mg/L de P= 5 ppm)
Disolver 1 mL (medidos con bureta) de la solución de 200 ppm en
200 mL con agua destilada.
Procedimiento
1.Se pesan 2.5 g de muestra, previamente tamizado (malla 2
mm). Se le añaden 25 mL de solución extractante.
2.Se coloca en un agitador horizontal a 180 opm durante 5 min.
3.La solución se filtra con papel Whatman núm. 42 o bien
la solución se puede centrifugar a 2500 rpm por 10 min. Debe
recordarse que el papel filtro puede tener cantidades altas de
fósforo.
4.Tomar una alícuota de 5 mL de extracto y colocarla en un matraz
aforado de 50 mL, verter 40 mL de agua destilada.
5.Agregar 5 mL de la solución reductora, agitar y aforar a 50 mL
con agua destilada
6.Se deja en reposo 30 min, y se lee la absorbancia en un
espectrofotómetro de luz visible a 882 nm. Después de 30 min y
antes de 60 min.
7.Se compara el resultado con la curva estándar (ver más abajo),
y se calcula la concentración de fósforo, con la siguiente fórmula:
 Vol.inicial   Vol.final 
mg-Pextraible /kgss =  CC  

 100 
ì g) muestra
Peso(
ícuota
al   alícuota 
 Peso
37
CC= mg/L de P en la solución. Se obtiene graficando la curva
de estándar (absorbancia contra mg/L) e interpolando en la misma
los valores de absorbancia de las muestras analizadas a las cuales
previamente se les ha restado el valor promedio de los blancos o
por medio de una regresión simple.
Vol. inicial= volumen del extractante.
Vol. final= volumen al que se afora con H2O destilada.
Alícuota= volumen de filtrado.
38
Se lee después de los 30 min porque el bicarbonato bulle al
mezclarse con la solución reductora a base de ácido ascórbico,
por lo que al esperar este período de tiempo se asegura de que se
hayan salido las burbujas de aire.
Además al agregar la solución reductora se forma un complejo
fosfo-molibdato, el cual da una coloración azul, dependiendo de
la concentración de fósforo será la intensidad del color, pero este
complejo empieza a precipitar a los 60 min, por lo que después de
este tiempo la medición no será exacta.
Para realizar la curva estándar (Figura 3) se requiere información
que se obtiene de la siguiente forma:
1.Se toman volúmenes de 0, 1, 2, 3, 4 y 6 mL de solución estándar
(5 ppm), en un matraz aforado de 50 mL.
2.Se agregan 5 mL de solución extractora.
3.A este volumen se agregan 5 mL de solución reductora de
ácido ascórbico, y se afora a 50 mL con agua destilada.
4.Agitar manualmente y leer después de 30 min pero antes de 60
min en espectrofotómetro de luz visible a 882 nm.
5.Se realiza una regresión simple utilizando la información
obtenida.
Figura 3. Curva de la solución estándar de fósforo (5 ppm) a 882
nm.
Interpretación de los resultados
Los resultados se reportan en mg-P/kgss, y pueden ser interpretados
de manera aproximada con el Cuadro 6.
Cuadro 6. Clases de suelo de acuerdo a la concentración de P
extraíble.
Clase
Bajo
Medio
Alto
kgss= kg de suelo seco.
mg-P/kgss
< 15
15-30
> 30
Este método consiste en la saturación de la superficie de intercambio
de las partículas minerales con un catión índice, el ión amonio; el
lavado del exceso de saturante con alcohol etílico; el desplazamiento
del catión índice con K+ y la determinación del amonio mediante
destilación. En esta determinación se emplea el acetato de amonio
como reactivo saturante.
39
Materiales y métodos
Diluir 57 mL de ácido acético glacial (99.5%) con agua destilada a
un volumen de 500 mL. Agregar 60 mL de hidróxido de amonio
concentrado, diluir con agua a un volumen de 990 mL, mezclar
completamente, ajustar a pH 7.0 y diluir a un volumen final de 1 L
con agua destilada.
Una alternativa consiste en pesar y disolver 77 g de acetato de
amonio en 900 mL de agua destilada y de ser necesario ajustar a pH
7.0 y entonces completar 1 L con agua destilada.
Se usa el alcohol etílico grado industrial.
Pesar 100 g de cloruro de sodio grado analítico y aforar a 1 L con
agua destilada en un matraz aforado.
Usar H3BO3 al 2% en agua destilada (pesar 20 g y aforar a 1 L con
agua destilada) que contenga 10 mL del indicador mixto por L de
solución.
Para preparar HCl 0.01 N se toma un volumen de 0.8264 mL de HCl
concentrado y se disuelven en 1 L de agua destilada.
Valoración del HCl
Tomar 5 mL de HCl que se desea valorar, agregar tres gotas de
anaranjado de metilo, adicionar la solución de NaHCO3 1 N (pesar
84.01 g de NaHCO3 anhídrido y disolver en 1 L de agua destilada). El
vire de color es de canela a amarillo. Para determinar la normalidad
real del bicarbonato de sodio, se emplea la fórmula:
N=
40
Pesar 53.50 g de NH4Cl y disolver en agua destilada. Ajustar a pH
7.0 con hidróxido de amonio y aforar a 1 L con agua destilada en un
matraz aforado.
(PNaHCO3 )(NNaHCO3 )
P-eq
PNaHCO3 = peso de bicarbonato de sodio para 1 L.
NNaHCO3 = normalidad calculada.
P-eq= peso equivalente del sodio.
Pesar 13.38 g de NH4Cl y disolver en agua destilada. Ajustar a pH
7.0 con hidróxido de amonio y aforar a 1 L con agua destilada en un
matraz aforado.
Para calcular la normalidad real del HCl valorado
NHCl =
Mezclar volúmenes iguales de rojo de metilo 0.66% y de verde
de bromocresol 0.99%. Ambos disueltos en alcohol etílico al 95%:
• Rojo de metilo: disolver 0.66 g de rojo de metilo en 100 mL de
alcohol etílico al 95%. Aforar a 100 mL con etanol.
• Verde de bromocresol: disolver 0.99 g de verde de bromocresol
en 100 mL de alcohol etílico al 95%. Aforar a 100 mL con etanol.
Disolver 0.1 g de anaranjado de metilo en 100 mL de agua destilada
y aforar a 100 mL con agua destilada.
(NNaHCO3 )(Vol. promedio)
Alícuota
alicuota
NNaHCO3 = normalidad real del bicarbonato de sodio.
Vol. promedio= volumen promedio gastado de NaHCO3 para
titular el HCl.
Alícuota= volumen usado para la titulación.
Disolver 400 g de NaOH en agua destilada previamente hervida
y aforar a 1 L.
41
Disolver 16.98 g de nitrato de plata en agua destilada y aforar a 1 L.
Pesar 7.742 g de La(NO3)36H2O en un matraz aforado de 250 mL
con agua destilada y añadir 17.5 mL de HNO3 concentrado y aforar
a 250 mL.
Tomar 50 mL de la solución de lantano acidificado en un matraz
aforado de 500 mL y aforar con agua destilada.
Disolver 11.12 g de CsCl y 250 mL de Al(NO3)9H2O en 500 mL de
agua destilada en un matraz aforado de 1 L, añadir 20 mL de HNO3
2 M y aforar con agua destilada.
42
Disolver 12.5 mL de HNO3 concentrado en agua destilada, aforar a
100 mL en un matraz aforado.
Procedimiento
1.Pesar 5 g de muestra secada al aire y tamizada (malla 2 mm) en
un tubo para centrífuga de 50 mL con 33 mL de solución de acetato de
amonio. Se coloca en un agitador horizontal a 180 opm (oscilaciones
por minuto) durante 10 min. Después se centrifuga a 2500 rpm por
10 min, para que el sobrenadante se aclare. El sobrenadante se
decanta en un matraz de 100 mL y se repte la extracción otras dos
veces, aforar con acetato de amonio y guardarlo para la posterior
determinación de las bases intercambiables (solución A). El suelo se
guarda para continuar el proceso.
2.A la pastilla de suelo se le agregan 30 mL de la solución de
cloruro de amonio 1 N; agitar durante 10 min y luego centrifugar
a 2500 rpm por 10 min, hasta que el sobrenadante esté claro y
desecharlo. Adicionar 30 mL de la solución de cloruro de amonio
0.25 N, agitar durante 10 min, centrifugar a 2500 rpm durante 10
min y desechar el sobrenadante. El suelo se lava con porciones de
30 mL de alcohol etílico 97% agitando durante 10 min, centrifugar
a 2500 rpm durante 10 min y eliminar el sobrenadante cada vez. El
lavado termina cuando la prueba de cloruros en el decantado sea
mínima.
3.Prueba de cloruros: pipetear 10 mL del sobrenadante alcohólico
en un tubo de ensaye y agregar 4 o 5 gotas de nitrato de plata, si
se observa un ligero precipitado blanco, la reacción es positiva y
se debe continuar el lavado hasta que la prueba de cloruros sea
negativa.
4.Se reemplaza el amonio absorbido con tres porciones de 33 mL
de cloruro de sodio 10%, en agitación horizontal a 180 opm durante
10 min y después se centrifuga a 2500 rpm durante 10 min cada vez.
5.Cada reemplazo se decanta en un matraz volumétrico de 100
mL y se afora el volumen graduado con agua destilada. Determinar
el amonio a partir de una alícuota de 5 mL la cual se transfiere
a un matraz Kjeldahl de 300 mL, se le agregan 10 mL de NaOH
40% y se conecta al aparato de destilación. Recoger el producto
de la destilación en un matraz Erlenmeyer que contenga 20 mL de
ácido bórico y gotas de indicador. Para determinar la capacidad de
intercambio catiónico expresada en Cmol (+)/kgss por titulación con
HCl 0.01 N se emplea la siguiente fórmula:
CIC = (200)(V)(N) = Cmol    /kgss
kgss= kg de suelo seco.
V= Vol. (mL) de HCl empleado al titular el destilado.
N= Normalidad del HCl.
 100   100   100 mL   100g 
200 = 
=



 alícuota   Psuelo   10 mL   5g 
Para determinar el contenido de Ca y Mg intercambiables
1.Preparar una curva estándar a partir de una solución de 100
ppm (ver más adelante).
2.Se colocan 10 mL de la solución A en un tubo de ensaye.
3.Se agregan 2.5 mL de cloruro de lantano acidificado. Para leer
Mg a 285.2 nm.
4.Tomar 2 mL de la primera dilución (2:50) y aforar a 25 mL. Se
toma una alícuota de 10 mL y se agregan 2.5 mL de cloruro de
lantano para leer Ca a 422.7 nm.
5.Leer en espectrofotómetro de absorción atómica, usando una
flama aire-acetileno. Comparar el resultado con la curva estándar
para determinar la concentración con la siguiente fórmula:
43
Ca =
(ppmCC)(Dm)(Dv)(100)
= Cmol(+)/kgss
(P-eq)(1000)
1. 3.Se toman alícuotas de 0, 1, 2, 3 y 4 mL de esta solución.
Aforar a 50 mL con agua destilada.
2. 4.Leer en espectrofotómetro de absorción atómica a 422.7
nm en flama aire-acetileno.
kgss = kg de suelo seco
ppmCC = ppm en curva estándar = Lectura
Pendiente
Dm = dlución de masa =
Aforoinicial
Pmuestra
 Aforo1era dilución  Aforo2da dilución 
Dv = dlución de volumen = 


 Alícuota era
 Alícuota da
1 dilución 
2 dilución 

P-eq = peso equivalente del Ca = PM
valencia
44
(ppmCC)(Dm)(Dv)(100)
Mg =
= Cmol(+)/kgss
(P-eq)(1000)
kgss= kg de suelo seco
ppmCC = ppm en curva estándar = Lectura
Pendiente
Dm = Dilución de masa =
Aforoinicial
Pmuestra
Figura 4. Curva de la solución estándar de Ca (100 ppm) a 422.7
nm.
Para la curva estándar (0–0.5 ppm de Mg; Figura 5)
1.Pesar 1 g del estándar de Mg y disolver en 1000 mL de agua
destilada, para una concentración de 1000 ppm.
2.Se toman 10 mL de la solución estándar de 1000 ppm de Mg y
se afora a 100 mL con agua destilada.
3.Se pipetean 0, 1, 2, 3, 4 y 5 mL de esta solución. Aforar a 50 mL
con agua destilada.
4.Leer en espectrofotómetro de absorción atómica a 285.2 nm en
flama aire-acetileno.
 Aforo1era dilución 
Dv = Dilución de volumen = 

 Alícuota era

1 dilución 
P-eq = Peso equivalente del Ca = PM
valencia
Si se lee directa (sin diluir), la dilución de volumen se anula.
Para la curva estándar (0–0.4 ppm de Ca; Figura 4)
1.Pesar 1 g del estándar de Ca y disolver en 1000 mL de agua
destilada, para una concentración de 1000 ppm.
2.Se toman 10 mL de la solución estándar de 1000 ppm de Ca y
se afora a 100 mL con agua destilada.
Figura 5. Curva de la solución estándar de Mg (100 ppm) a 285.2
nm.
45
Determinación de Na y K intercambiables
1.Se añade 1.0 mL de la solución A en un tubo de ensaye.
2.Añadir 1.0 mL de la solución de cloruro de cesio acidificada.
3.Añadir 8 mL de agua destilada y agitar manualmente.
4.Leer en espectrofotómetro de emisión de flama. Comparar el
resultado con la curva estándar para determinar la concentración
con la siguiente fórmula:
Para la curva estándar (5–40 ppm de Na; Figura 6)
1.Pesar 1 g del estándar de Na y disolver en 1000 mL de agua
destilada, para una concentración de 1000 ppm.
2.Se toman 10 mL de estándar de 1000 ppm de Na y se afora a
100 mL.
3.Se pipetean 5, 10, 20, 30 y 40 mL de esta solución. Aforar a 50
mL con agua destilada.
4.Leer en espectrofotómetro de emisión de flama.
(ppmCC)(Dm)(Dv)(100)
= Cmol(+)/kgss
(P-eq)(1000)
kgss = kg de suelo seco
Na =
ppmCC = ppm en curva estándar = Lectura
Pendiente
Dm = Dilución de masa =
46
Aforoinicial
Pmuestra
47
Dv = Dilución de volumen =  Aforo 
Alícuota


P-eq = Peso equivalente del Ca = PM
valencia
K=
(ppmCC)(Dm)(Dv)(100)
= Cmol(+)/kgss
(P-eq)(1000)
kgss = kg de suelo seco
ppmCC = ppm en curva estándar= Lectura
Pendiente
Dm = Dilución de masa =
Aforoinicial
Pmuestra
Dv = Dilución de volumen =  Aforo 
Alícuota


P-eq = Peso equivalente del Ca = PM
valencia
Figura 6. Curva de la solución estándar de Na (100 ppm).
Para la curva estándar (5–30 ppm de K; Figura 7)
1.Pesar 1 g del estándar de K y disolver en 1000 mL de agua
destilada, para una concentración de 1000 ppm.
2.Se toman 10 mL de la solución de 1000 ppm de K y se afora a
100 mL.
3.Se pipetean 1, 10, 20 y 30 mL de esta solución. Aforar a 50 mL
con agua destilada.
4.Leer en espectrofotómetro de emisión de flama.
Cuadro 7. Cuadro de Grim para inferir el tipo de arcilla en una
muestra de sustrato según su CIC.
Grupo de arcillas
CIC (Cmol(+)/kgss)
Caolinitas
3-15
Esmectitas
80-150
Micas hidratadas
10-40
Vermiculitas
100-150
Cloritas
10-40
Figura 7. Curva de la solución estándar de K (100 ppm).
48
Interpretación de resultados de la capacidad de intercambio
catiónico (CIC)
La CIC no deberá expresarse como meq/100gss, ya que las unidades
en el Sistema Internacional son Cmol(+)/kgss, por lo tanto los valores
de la CIC se dividirán entre 100, para que la CIC se exprese como
Cmol(+)/kgss. El signo (+) es añadido para indicar que la CIC deberá
ser expresada como moles de cationes monovalentes; por lo tanto
los iones divalentes cuentan el doble.
La CIC es una propiedad química a partir de la cual es posible
inferir acerca del tipo de arcilla presente, de la magnitud de la
reserva nutrimental y del grado de intemperismo de los suelos. El
resultado numérico de la determinación sirve además como base
en el cálculo del porcentaje de saturación de bases que es un dato
ampliamente usado en los estudios pedológicos y de fertilidad. Para
poder inferir sobre los minerales arcillosos presentes en los suelos
hay que considerar la medición hecha por Grim 1953, (Cuadro 7)
en los silicatos laminares del tipo 1:1 y 2:1 empleando acetato de
amonio 1 N pH 7.0.
Con respecto al grado de intemperismo se considera que un
valor de CIC inferior a 10 Cmol(+)/kgss en un horizonte B con más
de 30–40% de arcilla indica la ausencia de minerales primarios
intemperizables y la acumulación de minerales secundarios del
grupo caolinítico y óxidos libres. Por lo que respecta a la reserva
nutrimental se considera que esta es abundante cuando la CIC es
mayor de 25 Cmol(+)/kgss (Cuadro 8). La fertilización se realizará
de conformidad con la clasificación elaborada con los resultados
analíticos obtenidos con métodos apropiados tanto en suelos
ácidos como alcalinos.
Cuadro 8. Fertilidad del suelo según su capacidad de intercambio
catiónico (CIC).
Fertilidad del suelo
CIC (Cmol(+)/kgss)
Muy alta
Alta
Media
Baja
Muy baja
> 40
25-40
15-25
5-15
>5
Interpretación de resultados de calcio, magnesio y potasio (Ca,
Mg y K)
Los resultados de los análisis de las bases intercambiables pueden
interpretarse en el Cuadro 9.
49
Cuadro 9. Fertilidad del suelo según su capacidad de intercambio
catiónico (CIC).
Cmol(+)/kgss
Muy baja
<2
<0.5
<0.2
Baja
2-5
0.5-1.3
0.2-0.3
Media
5-10
1.3-3.0
0.3-0.6
Alta
> 10
> 3.0
> 0.6
Análisis de propiedades orgánicas del suelo y abonos
orgánicos sólidos
50
Se realiza por el método estequiométrico de Walkley y Black, que se
basa en la oxidación del carbono orgánico del suelo por medio de
una disolución de dicromato de potasio y el calor de reacción que
se genera al mezclarla con ácido sulfúrico concentrado.
Después de un cierto tiempo de espera, la mezcla se diluye y
se adiciona ácido fosfórico para evitar interferencias de Fe3+ y el
dicromato de potasio residual (que no reaccionó) es valorado con
sulfato ferroso, utilizando difenilamina como indicador.
Por este procedimiento se detecta entre 70–84% del carbón
orgánico total, por lo que es necesario introducir un factor de
corrección, el cual varía dependiendo del suelo.
Se puede utilizar el valor obtenido para el carbono orgánico total,
multiplicando este valor por el factor de Van Brenmelen (1.724).
Ácido sulfúrico concentrado (H2SO4)
El manejo del ácido concentrado se hace en campana de flujo
laminar, con sus debidas precauciones.
Ácido fosfórico concentrado (H3PO4)
El manejo del ácido concentrado se hace en campana de flujo
laminar, con sus debidas precauciones.
Indicador de difenilamina
Pesar 0.5 g de difenilamina y disolverlos en 20 mL de agua destilada,
añadir 100 mL de H2SO4 concentrado.
Sulfato ferroso (FeSO4·7H2O) 1 M
Pesar 278 g de sulfato ferroso y disolverlos en agua destilada a
la que previamente se le añaden 80 mL de H2SO4 concentrado.
Dejar enfriar y aforar a 1 L con agua destilada. Esta solución debe
ser valorada con K2Cr2O7 1 N antes de realizar la determinación
(normalidad exacta del sulfato ferroso).
Para titular el sulfato ferroso
Se toman 10 mL de sulfato ferroso que se desea valorar, y se le
agregan 5 a 10 gotas de indicador de difenilamina, y se titula con
K2Cr2O7 1 N.
NFeSO4 7H2Oreal 
 Vol.
FeSO 4 7H2O
N
K 2Cr2O 7

Vol. gastadoK 2Cr2O7
Vol.FeSO4 7H2O = alícuota empleada
NK2Cr2O7 = normalidad del dicromato de potasio
Dicromato de potasio (K2Cr2O7) 1 N o 0.166 M
Pesar 48.83 g de K2Cr2O7 (para 0.166 M) o pesar 147.09 g de K2Cr2O7
(para 1 N) y aforarlo a 1 L, con agua destilada. Esta medición debe
ser muy precisa y el recipiente debe estar seco, porque el dicromato
reacciona con el carbono orgánico del suelo y un peso impreciso
puede afectar el resultado.
Vol. gastadoK 2Cr2O7 = volumen de dicromato de potasio gastado
para la titulación
Procedimiento
Se pesan 0.5 g de muestra tamizada (0.5 mm) y se añaden 10 mL de
K2Cr2O7 1 N y se agita; posteriormente se agregan 20 mL de H2SO4
concentrado y se agita otra vez.
Se deja en reposo 30 min sobre una lámina de asbesto o sobre
51
una mesa de madera, con el fin de aprovechar al máximo el calor
generado de la reacción. Se añaden 200 mL de H2O destilado y 5 mL
de H3PO4 concentrado para eliminar las interferencias por Fe, para
después adicionar de 5 a 10 gotas de indicador de difenilamina,
dándole una coloración rojo oscuro (ladrillo) a la solución, al titularla
con sulfato ferroso vira a verde claro.
Simultáneamente correr un blanco por cada serie para obtener
el factor de corrección, para lo cula se toman 10 mL de K2Cr2O7 y se
le agregan 20 mL de H2SO4, finalmente titular con sulfato ferroso
valorado.
Para calcular el porciento de materia orgánica se utiliza la
siguiente fórmula:
 VSFBCO  VSFM 
%Corgánico  
 NFeSO4 7H2O  0.39  mcf 
 Peso muestra 

52

VSFBCO = Volumen de sulfato ferroso usado en el blanco (mL).
VSFM = Volumen de sulfato ferroso usado en la muestra (mL).
NSF = Normalidad del sulfato ferroso.
Pesomuestra = peso de la muestra empleada (g).
mcf = factor de corrección de humedad   100


peso
seco


%Materia orgánica   Corgánico  1.724 
Si al añadir el dicromato de potasio al suelo la solución se torna
verdosa o si se gastan menos de 2 mL de sulfato ferroso al titular la
muestra, se debe reducir el peso de la muestra a la mitad.
de la suposición de que la materia orgánica contiene un 58% de C,
 100 
 58   1.72413793 .


Alternativamente puede emplearse una solución de sulfato
ferroso amoniacal 0.5 N, pesar 196.1 g de Fe(NH4)2(SO4)26H2O,
disolverlos en 800 mL de agua destilada con 20 mL de H2SO4
concentrado y aforar a 1 L.
Interpretación de resultados
Los valores de referencia para clasificar la concentración de la
materia orgánica en los suelos minerales y volcánicos se presenta
en el Cuadro 10.
Cuadro 10. Clasificación de suelos según su origen en función
de su contenido porcentual de materia orgánica.
53
Muy bajo
Bajo
Medio
Alto
Muy Alto
Suelos volcánicos
Suelos no volcánicos
≤ 4.0
4.1-6.0
6.1-10.9
11.0-16.0
≥ 16.1
≤ 0.5
0.6-1.5
1.6-3.5
3.6-6.0
≥ 6.0
El factor 0.39 resulta de multiplicar
 12  100 
 12 
 4000  77  100   0.38961039 . Donde: 
 es



 4000 
 100 
el peso miliequivalente del C, 
 es un factor de corrección
 77 
debido a que se supone que el método solo oxida el 77% del C, y
100 es la conversión a porcentaje. En la mayoría de los laboratorios
se sigue usando el factor de Van Brenmelen de 1.724 para estimar
la materia orgánica a partir del carbono orgánico, el cual resulta
Carbono total por combustión seca
Para determinar el contenido de carbón y nitrógeno total de una
muestra de suelo o abono orgánico, así como el porcentaje de azúfre
se puede utilizar el método de combustión seca, que se basa en la
oxidación del carbono orgánico y la descomposición térmica de los
carbonatos minerales en un quemador de temperatura media.
El CO2 liberado es atrapado en un compuesto y la determinación
se puede hacer por titulación o por gravimetría. Los procedimientos
por volumetría y conductimetría se usan en instrumentos comerciales
para determinar el CO2 de la muestra de suelo o abono orgánico
sólido.
Alternativamente el CO2 liberado se puede reducir a CH4 usando
54
H2 y un catalizador a base de Ni, la cuantificación se hace por
cromatografía de gases acoplada a un detector de ionización de
flama.
En el método por combustión seca, la muestra se mezcla con
un catalizador (CoO y/o MnO) y se calienta con una resistencia, en
presencia de O2 purificado, el CO2 es absorbido por ascarita o algún
otro absorbente. Otros gases absorbibles que se forman durante
la combustión son removidos del O2 antes de alcanzar el bulbo de
absorción del CO2.
El O2 (comercial comprimido) primero se pasa por un tren
con H2SO4 concentrado para remover el NH3 e hidrocarburos, un
absorbente como cal sodada para remover el CO2, y perclorato de
magnesio anhidro Mg(ClO4)2 para remover el vapor de agua.
La tasa de flujo de O2 es controlado por una válvula de aguja y se
mide con un medidor de flujo. El tren para determinar el C total por
combustión seca se compone de lo siguiente (Figura 8):
• Cilindro de oxígeno y regulador de presión (A).
•Tren de purificación del oxígeno (limpia impurezas en la corriente
de O2) que consiste de H2SO4 concentrado para remover el NH3 e
hidrocarburos, un absorbente como cal sodada para remover el
CO2, y perclorato de magnesio anhídroMg(ClO4)2 para remover el
vapor de agua (B).
• Indicador de flujo y válvula de aguja para controlar el O2 (C).
• Resistencia o inductor de combustión (D)
a)Resistencia del quemador equipada con un control de
temperatura y un indicador para operar de 900 a 1000 °C.
b)Insertador de muestras.
c)Tubo para la combustión, de 2.5 cm de diámetro por 75 cm
(cerámica de zirconio o equivalente).
• Trampa para el polvo insertada en la salida del tubo para
combustión (E).
• Trampa para azufre llena con MnO2 activado (F).
• Horno de catálisis (G), oxida el O2 a CO2.
• Limpiador del gas (H), remueve óxidos de nitrógeno y azufre,
halógenos, y vapor de agua de la corriente de gas:
a)Torre de ácido sulfúrico para remover el vapor de agua y para
prolongar la vida útil de la trampa de perclorato de magnesio
anhídro.
b)Trampa para vapor de agua llena con perclorato de magnesio
anhidro.
• Bulbo para absorber el dióxido de carbono (I) (absorbe el CO2
para pesarlo), es un tubo de Nesbitt, Fleming o Turner empacado
con un absorbente de CO2 y perclorato de magnesio anhidro. El
bulbo contiene lo siguiente de abajo para arriba: fibras finas de
vidrio, capa de 3 cm de absorbente de 8 – 14 mm de malla (por
ejemplo ascarita), capa de 2 cm de absorbente de 14 – 20 mm de
malla, capa de 1 cm de perclorato de magnesio anhi dro, y fibra fina
de vidrio.
• Trampa de grasa (J)-sella el equipo de la atmósfera en caso
de presión trasera generada por una excesiva demanda de oxígeno
durante la combustión, y para indicar el flujo de gas de salida.
Figura 8. Diagrama de bloques del tren de
combustión seca (Allison y cols., 1965)
Materiales y métodos
• Gas oxígeno.
• Ácido sulfúrico concentrado.
• Dióxido de manganeso activado.
• Asbesto platinizado, 5% Pt, u óxido cúprico (alambre o en
granulos) bajo en C para el catalizador del tubo de combustión.
• Óxido cúprico en polvo, bajo en C, que sirve como acelerador
cuando se mezcla con la muestra de suelo o abono orgánico sólido.
• Alundum o siderita o equivalente, grado refractario, tamaño de
malla 60–0, libre de C.
• Perclorato de magnesio anhidro.
• Dióxido de carbono, tamaño de malla de 14–20, por ejemplo
ascarita, caroxita e indicarb.
• Estándar de C (dextrosa o ácido benzoico).
Procedimiento
Se coloca la muestra en un tubo de 7.5 cm, adicionando asbesto
platinizado y CuO granular como catalizadores. Se calienta la
muestra a una temperatura de 950 °C se conecta el aparato al flujo
55
de corriente de oxígeno (O2) a una velocidad de 100 mL/min durante
10 min. Se quita el tubo y se pesa ya que la materia orgánica en
presencia del oxígeno es convertida en CO2, el incremento en el
peso del bulbo que absorbe el CO2 comparado con un blanco, nos
permite calcular el contenido de carbono total en la muestra, así
como también emite los resultados para el porcentaje de nitrógeno
total y el porcentaje de azufre.
  gCO2muestra - gCO2Bco  
%CTotal  
  0.2727 100 
gmuestra seca


56
Interpretación de resultados
La relación C/N, aporta un dato importante de la materia orgánica,
pues los microorganismos para desplegar su actividad necesitan
primariamente del nitrógeno. Las leguminosas llegan a una C/N
entre 10–15 (baja), pues contienen una mayor cantidad de proteínas
en sus tejidos. Debido a esta baja relación C/N las leguminosas son
más fácilmente mineralizables por la microflora del suelo que los
cereales.
Contenido de ácidos húmicos, fúlvicos y carbono orgánico
Las sustancias húmicas representan la mayor parte de la materia
orgánica del suelo, tambien conocida como humus, estas se dividen
en tres componentes: los ácidos fúlvicos, ácidos húmicos y las
huminas.
Los ácidos húmicos y los fúlvicos son los fragmentos del humus,
solubles en álcalis, mientras que las huminas son la fracción
insoluble. Las sustancias húmicas se componen de grupos carboxilo
e hidroxilo, con gran potencial de oxido-reducción y asociacióndisociación.
Algunos de los usos de estas sustancias son: en agricultura
influyen significativamente en la calidad y productividad del suelo,
mejorando las propiedades físicas, las condiciones de humedad
y la capacidad de intercambio catiónico; los ácidos húmicos
reaccionan con el fósforo y calcio, formando complejos fosfohúmicos y calcio-húmicos respectivamente; el primer complejo
mejora la disponibilidad para la planta, mientras que el calcio le
confiere estabilidad a los ácidos húmicos; por lo tanto se podría
pensar que el abono orgánico sólido con alto contenido de ácidos
húmicos presentan un mayor contenido de fósforo disponible para
las plantas y un menor contenido de calcio en su forma catiónica;
tambien forma complejos con el amonio, formando humato de
amonio, el cual estimula significativamente el crecimiento en
plantas; las sustancias húmicas reducen los metales pesados a sus
formas menos reactivas, lo que favorece la biorremediación de
suelos contaminados.
Existen muchas teorías sobre cómo se forman las sustancias
húmicas, como son la teoría de la condensación de amino-azúcares,
la teoría de la lignina y la teoría de los polifenoles. Hoy en día,
algunos investigadores suponen que se producen a partir de la
lignina.
La materia orgánica se compone de carbohidratos (celulosa,
hemicelulosa, almidón, azúcares, entre otros), lignina, polifenoles
(taninos, entre otros), proteínas, lípidos, pigmentos, alcaloides
y otros compuestos menores. Los compuestos más complejos
de la materia orgánica fresca son la lignina y taninos, los cuales
se descomponen muy lentamente: la lignina se compone de
unidades de fenilpropano, estas unidades al degradarse producen
ácidos y aldehídos fenólicos, los cuales por demetilación producen
polifenoles, estos al oxidarse mediante las enzimas feniloxidasas
pasan a quinonas, estas últimas por condensación con unidades
de aminoácidos formarán los ácidos fúlvicos, y estos evolucionarán
a ácidos húmicos; los taninos son polímeros polifenólicos que al
degradarse liberan unidades de polifenoles, de ahí el proceso es
igual al de la lignina, hasta la formación de ácidos fúlvicos, debido
a esto se pueden considerar a los polifenoles como los precursores
de los ácidos húmicos.
La relación ácidos húmicos:fúlvicos (AH/AF) indica un grado de
polimerización de la materia orgánica humificada y puede utilizarse
como un índice de madurez o evolución del humus, debido a que
provee de información relacionada con la formación de moléculas
complejas (AH) a partir de moléculas sencillas (AF). En el abono
orgánico sólido la predominancia general de ácidos húmicos orienta
a inferir una evolución del humus.
Materiales y métodos
Pesar 4 g de NaOH y aforar a 100 mL con agua destilada previamente
calentada.
57
Se pesan 147.09 g de K2Cr2O7 y aforar a 1 L de agua destilada. Pesar
con precisión y en un recipiente seco.
destilada y 5 mL de H3PO4 conc., adicionar de 5 a 10 gotas de
indicador de difenilamina, para titular con sulfato ferroso 1 M. Vira
de color a verde claro.
Cálculos
Pesar 278.01 g de sulfato ferroso, agregar 80 mL de ácido sulfúrico
concentrado y aforar a 1 L con agua destilada.
Corg. =
V
SFBCO
N
K 2Cr2O7
58

 V
 VSFM NSF 1.2  VTotalextracto 
alicuota  Pmuestra 
= mgC/gss
Pesar 0.5 g de difenilamina en 20 mL de agua y añadir 100 mL de
ácido sulfúrico concentrado.
gss = gramos de suelo seco
Procedimiento
Por la técnica de Sánchez-Monedero y cols. (1996) se toma 1 g de
muestra al cual se le adicionan 20 mL de NaOH 1 M, posteriormente
se pone en agitación constante por 4 h, centrifugar por 15 min a
8000 g (gravedad) (3000 a 4000 rpm), al recuperar el sobrenadante
por decantación se separa en dos volúmenes iguales.
A la fracción 1 de sobrenadante se le determina el contenido
de carbono orgánico extraíble total. La fracción 2 se utiliza para
conocer el contenido de carbono orgánico de los ácidos fúlvicos,
para lo cual hay que adicionar ácido sulfúrico concentrado al
sobrenadante hasta ajustar a pH 2.0 (si la muestra proviene de un
abono orgánico maduro, adicionando de 10 a 15 gotas de ácido
sulfúrico concentrado se logra ajustar el pH a 2.0), al entrar en
contacto el H2SO4 con el NaOH se produce una reacción exotérmica,
por lo que se debe agitar el recipiente para que la muestra no se
derrame, cuando se forman coágulos de color café pardo.
Almacenar a 4 °C por 24 h (el precipitado que se forma son los
ácidos húmicos), centrifugar 15 min a 8000 g (3000 a 4000 rpm) y
medir el contenido de carbono orgánico del sobrenadante (si no se
forma bien el coágulo, puede deberse a la falta de ácido sulfúrico o
bien de tiempo en la centrifugación).
VSFM = Volumen de sulfato ferroso usado en la muestra
Determinación del carbono extraible de la muestra
Se toma una alícuota de 5 mL del sobrenadante de la muestra, al
que se le adicionan 5 mL de K2Cr2O7 1 N y 20 mL de ácido sulfúrico,
agitar, posteriormente dejar en reposo 30 min sobre una lámina
de asbesto o sobre una mesa de madera, añadir 200 mL de agua
VSFBCO = Volumen de sulfato ferroso usado en el Blanco
NSF = Normalidad del sulfato ferroso amoniacal
NK 2Cr2O7 = Normalidad del dicromato de potasio
1.2 = 1 mL de K2Cr2O7 oxidan 1.2 mg de C
VTotal extracto = 20 mL
VAlícuota = 5 mL
Pmuestra = 1 g
CAH  CET  CAF
CAH = Carbono extraíble de los ácidos húmicos
CET = Carbono extraíble Total
CAF = Carbono extraíble de los ácidos fúlvicos
Interpretación de resultados
El contenido de sustancias húmicas y carbono orgánico está en
función del contenido de materia orgánica de la muestra. Al haber
un alto contenido de materia orgánica se espera un alto contenido
de carbono orgánico y sustancias húmicas.
En el abono orgánico sólido el contenido de sustancias húmicas
varía en función de la relación C/N, contenido de lignina y taninos,
el contenido de Ca y Mg, y el contenido de humedad de la materia
vegetal a utilizar.
59
60
Dependiendo de estos contenidos se acelerará o retardará la
degradación de la materia orgánica hasta humus. Por ejemplo, las
leguminosas presentan una baja relación C/N (10 – 15), un bajo
contenido de lignina y taninos, y un alto contenido de Ca y Mg, lo
que hace que la descomposición sea más rápida, sin embargo al
final el humus tendrá muy bajo contenido de materia orgánica y
sustancias húmicas, pero tendrá un alto contenido de minerales (Ca
y Mg).
Los cereales presentan un elevado contenido de lignina y
taninos, al igual que relación C/N, por lo que conlleva un proceso de
humificación más lento con mayor contenido de materia orgánica
y mayor contenido de ácidos húmicos y fúlvicos pero con bajo
contenido de nutrimentos disponibles para la planta.
Es importante recordar que el contenido de humedad del
sustrato es un factor clave en la degradación de la materia orgánica
debido al papel tan importante que juega el agua en las funciones
metabólicas de los microorganismos y en los cambios físicos que
produce.
Se utilizó la técnica de Jenkinson y Powlson (1976), la cual permite
cuantificar el contenido de carbono del suelo (expresado como CO2)
que fue respirado por los microorganismos del suelo en diferentes
períodos de tiempo.
Materiales y métodos
Pesar 40 g y disolver en medio litro de agua destilada hervida, aforar
a 1 L.
Valoración del HCl 1 y 0.1 N
Tomar 5 mL de HCl que se desea valorar agregar 3 gotas de
anaranjado de metilo, adicionar la solución de NaHCO3 1 N (pesar
84.01 g de NaHCO3 anhídrido y disolver en 1 L de agua destilada). El
vire es de canela a amarillo. Para determinar la normalidad real del
bicarbonato de sodio:
NNaHCO3 =
(PNaHCO3 )(NNaHCO3 )
P-eq
PNaHCO3 = Peso de bicarbonato de sodio para 1 L
NNaHCO3 = Normalidad calculada
P  eq = peso equivalente del sodio
Para calcular la normalidad real del HCl valorado:
NHCl =
(NNaHCO3 )(Alícuota)
vol. promedio
NNaHCO3 = Normalidad real del bicarbonato de sodio
Vol. promedio = volumen promedio gastado de NaHCO3 para
titular el HCl
Alícuota = volumen usado de HCl para la titulación
Tomar 82.64 mL de HCl concentrado al 37.5% de pureza y disolverlo
en 1 L de agua destilada.
Indicador anaranjado de metilo
Si está en forma ácida pesar 0.1 g de anaranjado de metilo en 100
mL de agua; si está como sal, pesar 0.1 g de anaranjado de metilo
y disolverlo en 100 mL de agua destilada, al final agregar 1.5 mL de
HCl 0.1 N.
HCl 0.1 N
Tomar 8.264 mL de HCl concentrado al 37.5% de pureza y disolverlo
en 1 L de agua destilada.
Indicador fenolftaleína
Pesar 0.5 g de fenolftaleína y disolver en 50 mL de alcohol etílico,
aforar a 100 mL con agua destilada.
61
Procedimiento
Se utiliza la técnica de Jenkinson y Powlson (1976), la cual permite
cuantificar el contenido de carbono del suelo (expresado como CO2)
que fue liberado por la respiración de microorganismos del suelo en
diferentes períodos de tiempo. Se toman 25 g de muestra al cual se
le ajusta la capacidad de retención de agua (CRA) al 40%.
Al completar lo anterior al frasco donde se procesa la muestra
humedecida se introduce en un frasco de aproximadamente 960 mL
en cuyo fondo se agregan 50 mL de agua destilada para mantener
la atmósfera húmeda. Junto con el frasco de muestra se introduce
otro frasco con 20 mL de NaOH 1 N.
El frasco de 960 mL se cierra herméticamente y se incuba en
condiciones de oscuridad y a 25 °C durante 1, 3, 5 y 7 días. Al cabo
de cada período de incubación, el frasco con NaOH 1 N se saca e
inmediatamente se cierra hasta su análisis por titulación.
62
Titulación del NaOH
Primero se titula una alícuota de una muestra de NaOH 1 N recién
preparado para tomarlo como blanco en el tiempo cero de la
incubación.
Luego, se toma una alícuota de 5 mL de la muestra (NaOH 1 N)
para colocarla en un frasco con 20 mL de agua destilada. A la cual se
le adicionan una o dos gotas de fenolftaleína y se procede a titular
con HCl 1 N, adicionando ácido hasta que el líquido vira de rosa
intenso a transparente.
Posteriormente se agregan cinco gotas de naranja de metilo (con
esto tornará el líquido un color amarillo-claro, de no ser así habrá
que repetir el procedimiento) y se adiciona HCl 0.1 N hasta que se
vira del color amarillo-claro a canela. Anotar la cantidad de HCl 0.1
N consumido para lograr el cambio de color.
Los resultados se expresan como mg-C/kg de muestra seca.
0.1 N
pH 11  8
vire de rosa a transparente
Anaranjado de metilo
3. NaHCO3 + HCl 
 NaCl + CO 2 + H2O pH 7  4
0.01 N


 4 x VHCl  VHCl
x NHCl x 12   1000 mg   1000 g 
M
BCO
ss
 
mgC  CO2 /kgss = 

 
Pmuestra
1
g
1
kg


 
muestra
ss


 
kgss = suelo seco
VHClM = mL de HCl consumidos por la muestra
VHClBCO = mL de HCl consumidos por el Bco.
NHCl = Normalidad del acido clorhídrico
4 = volumen utilizado de NaOH, de 20 mL iniciales se toman 5
mL.
12 = equivalente químico del C
Pmuestra = Peso de la muestra
Interpretación de resultados
La cantidad de carbono mineralizado que se mide en la retrotitulación
está en función de la abundancia y actividad de microorganismos
aerobios de la muestra. En este parámetro también influye la
humedad de las muestras, porque de esta depende el desarrollo
de las funciones metabólicas de los microorganismos. La tasa de
respiración se puede utilizar como un parámetro de actividad
microbiana en muestras de suelos y en suelos enriquecidos con
abonos orgánicos.
Determinación del CH4 y N2O liberados por la microflora del
suelo y la degradación aerobia de la materia orgánica
1. CO 2 + 2NaOH  Na 2CO 3 + H2O
fenolftaleina
2. 2Na 2CO3 + 2HCl 
 2NaHCO3 + 2NaCl
Para calcular el contenido de carbono mineralizado por la
microflora de la muestra, en mgC-CO2/kgss, se utilizará la siguiente
fórmula:
vire de amarillo a canela
neutralización
Un gas de efecto invernadero es aquel que absorbe radiación
en determinadas longitudes de onda del espectro de radiación
infrarroja que es emitido por la superficie y por las nubes.
El gas, a su vez, emite radiación infrarroja desde un nivel en el
63
64
que la temperatura es más baja que en la superficie.
El calentamiento ocurre, porque parte de la energía absorbida
queda atrapada, por lo que la superficie tiende a calentarse. En
la atmósfera, los gases de efecto invernadero son, básicamente:
vapor de agua (H2O), dióxido de carbono (CO2), óxido nitroso (N2O),
metano (CH4) y ozono (O3).
Más aún las concentraciones atmosféricas globales de CO2, CH4
y N2O han aumentado como resultado de las actividades humanas
desde 1750, y ahora han excedido los valores previos a la revolución
industrial obtenidos de muestras de hielo de hace cientos de años,
los incrementos globales en la concentración de CO2 se deben a
la quema de combustibles fósiles y al cambio de uso del suelo,
mientras los incrementos del CH4 y N2O se deben principalmente a
la agricultura.
En términos de impacto en el ambiente, de acuerdo al Panel
Intergubernamental de Expertos sobre el Cambio Climático (IPCC)
creado en 1988 por la Organización Meteorológica Mundial
(OMM) y el Programa de las Naciones Unidas para el Medio
Ambiente (PNUMA), el CH4 y el N2O contribuyen 21 y 310 veces,
respectivamente, más que el CO2 al calentamiento global.
La agricultura es una fuente y a la vez un sumidero de gases de
efecto invernadero (GEI) y el uso intensivo del suelo ha aumentado
el intercambio de carbono (C) y nitrógeno (N) entre el suelo y la
atmósfera, siendo responsable de al menos el 20% de las emisiones
totales de GEI, y de cerca del 50% de las emisiones de metano y del
70% de las de óxido nitroso, en cuanto a las emisiones de dióxido
de carbono, la agricultura juega un papel relativamente pequeño.
Los suelos con alto contenido de materia orgánica presentan una
mayor absorción o retención de CO2, 15 a 20% mayor contenido
que en suelos convencionales, equivalente a sacar 3500 lb-CO2/ha
(lb de CO2 por ha), además favorecen la eliminación del metano por
medio de su oxidación biológica por organismos metanotróficos.
El nitrógeno contenido en la materia orgánica mineralizable se
libera gradualmente, lo que permite que los niveles de nitrógeno libre
y en forma de nitratos y amonio sea más bajo, y por consiguiente las
emisiones de óxido nitroso son menores; pero al incorporar residuos
vegetales, especialmente los que provienen de plantas fijadoras de
nitrógeno, emiten cantidades significativas de óxido nitroso, pero
no al nivel generado por los fertilizantes químicos.
El proceso de compostaje provoca un impacto en la calidad del
aire, por la producción de: NH3, CH4 y N2O. La liberación de estos
gases esta directamente ligada a la relación C/N de los materiales
originales, si presentan un alto contenido de proteínas, la relación
C/N será baja, por lo que la descomposición será rápida, liberando
más metano y dióxido de carbono, pero se liberará poco óxido
nitroso, por el contrario si el material esta muy lignificado, la
relación C/N será alta, por lo tanto la descomposición será lenta, en
este caso se liberará menos dióxido de carbono y metano, pero se
liberará más óxido nitroso, por lo que es necesario tener materiales
con relación C/N intermedia.
Condiciones de corrida en cromatografía de gases para
cuantificación de metano
• Detector de Ionización de Flama (FID)
• Temperatura inicial del horno: 55 °C
• Temperatura del detector: 65 °C
• Temperatura final del horno: 100 °C
• Columna: stainless steel4 (ss)
• Soporte: aluminio activado
• Capilar: 10 m CP-Sil 5 CB (0.25 mm de diámetro interno) Long5:
1 m OD 1/8
• Empaque: 1 m 10% SE-30 (2 mm de diámetro interno)
• Ancho del tubo: 10 m CP-Sil 5 CB (0.53 mm de diámetro interno)
• Rango de malla: 100-120
• Gas acarreador: H2 30 mL/min
• Aire 250 mL/min
Procedimiento
1.Pesar 30 g de suelo y colocar en frasco de 250 mL, ajuste la CRA
al 40%. Deje airear y tape herméticamente con tapón de goma.
2.Incube a 25 °C y realice muestreos periódicos a los 0, 7, 14 y
28 días, tomando muestras a su vez a las 0, 24 y 48 h después de
cada período de incubación. Los muestreos se harán tomando 1
mL de gas en cada frasco con una jeringa e inyectando este en el
cromatógrafo. Abrir a los 15 días para evitar anaerobiosis.
3.Las concentraciones del gas se calculan a partir de una curva
estándar elaborada con CH4 50 ppm usando 0, 250, 500 y 1000 ppm
del gas.
65
Condiciones de corrida en Cromatografía de Gases para
cuantificación de óxido nitroso
• Detector de captura de electrones (DEC)
• Temperatura inicial del horno: 35 °C
• Temperatura del detector: 250 °C
• Temperatura del inyector: 65 °C
• Temperatura final del horno: 100 °C
• Columna: Stainless steel4 (ss) Porapack Q
• Soporte: aluminio activado
• Capilar: Long5: 1 m OD 1/8
• Rango de malla: 80/100
• Gas acarreador: He flujo 55 mL/min
66
Procedimiento
1. Pesar 30 g de suelo y colocar en frasco de 250 mL, ajuste la
CRA al 40%. Deje airear y tape herméticamente con tapón de goma.
2.Incube a 25 °C y realice muestreos periódicos a los 0, 7, 14
y 28 días, tomando muestras a su vez a las 0 y 48 h después de
cada período de incubación. Los muestreos se harán tomando 1
mL de gas de cada frasco con una jeringa e inyectando este en el
cromatógrafo. Abrir a los 15 días para evitar anaerobiosis.
Las concentraciones del gas se calculan a partir de una curva
estándar elaborada con N2O 50 ppm usando 0, 250, 500 y 1000 ppm
del gas.
4 Acero inoxidable.
5 Largo.
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TÉCNICAS DE CARACTERIZACIÓN DE SUELOS Y ABONOS
ORGÁNICOS
Editado por Fundación Produce Sinaloa, A.C, siendo el coordinador
del área de divulgación José Nedel Sánchez Valencia,se terminó de
imprimir en Manjarrez Impresores, S. A. de C. V., José Aguilar Barraza
140 Poniente, Jorge Almada, Culiacán, 80200 (Sinaloa) en el mes de
julio de 2014.
La corrección de estilo estuvo a cargo de Óscar Paúl Castro Montes.
El diseño, a cargo de Loreto Monzón Márquez,se realizó con tipos
Segoue de 11:13, 10:12 y 9:11 puntos.
La edición consta de 1000 ejemplares impresos en papel bond de
70 kg.
Agradecimientos:
Al CIIDIR-IPN Unidad Sinaloa, por las facilidades dadas para
la realización de este libro, a través del proyecto: SIP Diseño y
evaluación de bioinsecticidas micro y nanoencapsulados para el
control de plagas del tomate en Sinaloa. Clave 20140490.
A la Fundación Produce Sinaloa A.C., por su valioso apoyo en la
redacción de estilo y el cuidado en el proceso de edición.
A la Fundación Produce Sinaloa A.C., por el apoyo económico para la
publicación y distribución de este libro. A los miembros del comité
de arbitraje por su revisión y sugerencias y aportaciones a la obra.
A los participantes, por sus aportaciones y entusiasmo para la
realización de la obra.