C. elegans solitario + mutación dirigida = C. elegans social En el

El estudio de los cromosomas como entidades portadoras de la información genética debe
hacerse con mesura, sin caer en el misticismo críptico de considerar al cromosoma “algo más” que una asociación de ADN y proteínas ni en la simplificación de considerar la secuencia de nucleótidos como la
explicación de toda la información genética.
Es normal que tratando de hacer símiles para la comprensión
de conceptos por los alumnos se definan v.g. locus como un marco; una
ventana de reloj, algo donde está encajado el gen.
La impresión que este tipo de definiciones trae empare jada es que, al igual que un carrete de fotografía tiene un soporte donde
se van impresionando las imágenes y unas muescas laterales para
poder funcionar correctamente, el cromosoma tiene “algo” (etéreo o físico) donde se van colocando los
genes, además de una serie de estructuras (p.e. centrómero y telómeros) necesarias para su correcto
funcionamiento pero que no están incluidas en el concepto de locus.
Si se desea poner un símil, sería más
ajustado a la realidad del concepto de locus el de
la situación de una persona concreta en una fila
para sacar entradas de teatro. Si la persona se
quita no queda nada y si permanece está entre
otras dos, con paraguas, carrito de la compra e
impedimenta en general que le son propios a ella o
al grupo de amigos que juntos están en la fila.
El problema de este tipo de explicaciones
es que llegados a este punto es estrictam ente
necesario empezar a complicar el modelo pues la
fila tiene un comportamiento corporativo (avanza,
se para....) como una entidad de rango superior a
la suma de sus componente. Es la interacción de
los componentes entre sí y con el medio en el que
están el que determina su comportamiento.
En el otro extremo se encuentran casos que relacionan directamente el gen o la secuencia con el
fenotipo, como el análisis divulgativo que se ha hecho de los trabajos de Bono y Bargman sobre el carácter
social o solitario de Caenorhabditis elegans publicado en Cell en 1998.
C.elegans tiene un receptor de neuropéptidos funcional tanto si en una posición concreta de su
cadena aminoacídica tiene valina como si tiene fenilalanina.
Por otra parte C. elegans manifiesta una conducta solitaria en algunos casos y en otros es social; al
hacer el análisis de aminoácidos del receptor de neuropéptidos se observa que los solitarios portan valina y
los sociales fenilalanina. Para excluir cualquier otro cambio asociado a la variación de aminoácidos y
comportamiento se efectuaron experimentos de mutagénesis dirigida, observándose que el cambio aislado
de la secuencia codificadora de valina por la de fenilalanina trae parejo el cambio de comportamiento de
solitario a social.
Aunque podría parecer impecable la conclusión “la fenilalanina es responsable del carácter social
de C. elegans” no debe caerse en esta simplificación, sería como considerar que el manguito de la gasolina
es el responsable de la velocidad que alcanza un coche ya que si se disminuye su diámetro el coche va
más lento.
Tampoco es estrictamente correcto considerar que hay un gen (productor del receptor de
neuropéptidos) que es responsable del carácter social, pero estas afirmaciones se utilizan mucho y están
llenas de utilidad en el análisis genético.
C. elegans solitario
RECEPTOR DE NEUROPÉPTIDOS
VALINA
+ mutación dirigida =
RECEPTOR DE NEUROPÉPTIDOS
FENILALANINA
C. elegans social
EL COMPORTAMIENTO CORPORATIVO NO ES EL MISMO QUE EL DE CADA GEN INDIVIDUALMENTE
CONSIDERADO
DE MOMENT O NO E S P OSIB LE EXT RAP OLAR EL COMP ORTA MIEN TO C ORP ORAT IVO D E LOS
GENES EN LOS CROMOSOMAS DE LA SUMA DE LOS COMPORTAMIENTOS INDIVIDUALES DE LOS
GENES.
El estudio de los cromosomas y su comportamiento es el primer paso del camino hacia el
conocimiento de los controles supragénicos que tienen los fenotipos.
[email protected]
1
Curso 2006-2007
CITOGENÉTICA
Definición: (Sutton 1903) La citogenética es el campo de investigación que se desarrolla a partir de dos
ciencias, la genética y la citología.
La citogenética tradicionalmente comprende el estudio del comportamiento cromosómico
durante la mitosis y la meiosis, así como su relación con la transmisión y recombinación de los
genes.
Además en la actualidad se añade en la citogenética el estudio de la estructura de los
cromosomas con la idea amplia de considerar cromosoma como un continuo en el ciclo celular formado
por el DNA y sus asociados.
Nacimiento y antecedentes:
Del mismo modo que la genética nace al tratar de contestar la pregunta ¿cómo se transmiten los
caracteres?, la citogenética tiene su nacimiento en la cuestión ¿dónde están los genes?
La primera respuesta la presentaron a la comunidad científica de manera simultánea W alter
S U T T O N (U S A ) y T he odo r BO V E R I (A le m ania ) ca da u no inde pend ien tem e nte, recogien do los
conocimientos que en el momento se tenían, postularon en 1902 la TEORÍA CROMOSÓMICA DE LA
HERENCIA (los genes están situados sobre los cromosomas).
En ese momento los autores de esta teoría conocían los trabajos de:
·
1865 G. MENDEL (Transmisión de los caracteres).
·
1875 E. STRASBURGER (mitosis vegetal)
·
1877 E. STRASBURGER (fusión de núcleos en la fecundación vegetal).
·
1882 W . FLEMMING (mitosis animal; 1ª descripción de cromosomas que llama cromatina).
·
1882 - 1885 VARIOS (constancia del número de cromosomas).
·
1885 A. W EISMANN y E. STRASBURGER (Proponen: la cromatina es la base de la herencia).
·
1888 E. STRASBURGER (meiosis en plantas).
·
1888 Van BENEDEN (gametos portan ½ del número de cromosomas)
·
1888 T. BOVERI (identidad e individualidad persistente de los cromosomas).
·
1892 T. BOVERI (meiosis en Ascaris; apareamiento de los cromosomas).
·
1900 H. DE VRIES, C. CORRENS, E. TSCHERMAK (redescubren los trabajos de Mendel y los
corroboran con otros organismos).
·
1901C.E. McCLUNG (correlación entre cromosomas especiales y sexo).
En síntesis sabían que:
-Los gametos deben ser los portadores de la información.
-Los gametos de distinto sexo aportan, en principio, la misma cantidad de información genética.
-Los gametos de distinto sexo son muy diferentes y la estructura más parecida en los dos sexos es el
núcleo.
-Los espermatozoides prácticamente sólo llevan núcleo.
-Los elementos más conspicuos de los núcleos son los cromosomas.
En ese momento SUTTON y BOVERI proponen: LOS GENES ESTÁN SITUADOS SOBRE LOS
CROMOSOMAS pero.....
Objeciones a la teoría cromosómica de la herencia.
La principal contestación que se hizo a la teoría fue que no presentaba pruebas, proponía sólo
indicios por paralelismo entre genes y cromosomas y además:
Los cromosomas desaparecen en interfase.
No estaba probado que los cromosomas fuesen estructuras estables, es decir: ¿eran y contenían
lo mismo al desaparecer y al reaparecer?
EL CROMOSOMA: El término fue acuñado por W aldeyer en 1888 y en la actualidad, desde el punto de
vista genético se define el cromosoma como “una estructura de ligamiento que está constituida por una
secuencia lineal específica de información genética”. Una definición un poco más citológica pero
igualmente actual podría ser: “son estructuras autorreplicativas (de complejidad diferente en eucariotas y
procariotas) cuyo número por célula, morfología y organización son características específicas del
organismo”.
Estas definiciones no podían hacerse ni cuando Strasburger vio los primeros cromosomas en
vegetales, ni cuando Fleming los descubrió en animales ni cuando W aldeyer inventó el término ni tan
siquiera cuando se postuló la teoría cromosómica de la herencia. Probablemente en el principio del siglo
XX la definición de cromosoma sería: “estructuras inestables que aparecen al principio de las divisiones
celulares, durante las que tienen un comportamiento característico y que desaparecen al final de ellas. El
número y la morfología de los cromosomas son específicos de la especie y empiezan siendo estructuras
dobles (o se ven dobles al poco de aparecer) y acaban escindiéndose en dos estructuras sencillas”.
2
-01.01TEORÍA CROMOSÓMICA DE LA HERENCIA
ojo rojo (“los genes están situados en los cromosomas”)
Morgan encontró en el laboratorio un macho de ojos
blancos y emulando a Mendel lo cruzó con una hem bra de
ojos rojos (Fig.1.1). La F 1 resultó homogénea de ojos rojos
(rojo domina sobre blanco) y la F 2 , segregó 3/4 rojo; 1/4
blanco como en los experimentos mendelianos pero todos los
individuos de ojos blancos eran machos. Sigue los pasos de
M en de l y re tro cruza he m b ra F 1 y m ac ho de o jo b la nco
(Fig.1.2).
La descendencia es la esperada según los postulados
de Mendel.
Figura 1.1
ojo blanco
X
F1
X
ojo rojo
ojo rojo
F2
ojo blanco
F2
3/4 ojo rojo
F1
ojo rojo
X
1/4 ojo blanco
1/2
1/2
1/2
1/4
1/4
1/4
Figura 1.3
[email protected]
Retrocruzamiento
Figura 1.2
1/4
1/4
1/4
Cruzamiento recíproco
X
F1
X
F2
1/4
1/4
1/4
La obtención de hembras de ojos blancos en el retrocruzamiento
permite abordar el cruzamiento recíproco, hembra de ojo blanco y
macho de ojo rojo (Fig. 1.3). En este caso la F 1 resulta diferente, todos
los machos son de ojo blanco y todas las hembras de ojo rojo, y la F 2
resulta igual que el retrocruzamiento. Las irregularidades respecto a los
postulados de Mendel están asociadas al carácter sexo. El color blanco
se presenta tanto en machos como en hembras pero, por lo que se
observa en la F 2 del primer cruce (Fig. 1.1) y en la F 1 del segundo (Fig.
1.3), el color de ojo no se hereda independientemente del carácter
sexo.
En aquellos años se suponía que la determinación del sexo en
Drosophila era XX-X0, pero como para esta explicación es lo mismo, se
utiliza la nomenclatura correcta (XX hembra normal; XY macho normal;
X0 macho estéril; Y0 inviable; 00 inviable; XXX norm almente inviable
pero sobreviven unas pocas hembras).
Teniendo en cuenta estos datos y sabiendo que el carácter sexo
de un individuo está directamente relacionado con ciertos cromosomas,
Morgan propone la siguiente hipótesis explicat iv a : S i e l s e xo d e la s m o sc a s e st u vie s e
determinado por el número de cromosomas X
1/4
que lleva cada individuo (recuérdese que se
había establecido una correlación positiva
e n t re lo s cro m o s o m a s X y e l s e x o ) lo s
resultados obtenidos podrían explicarse si los
ge n e s d e ter m ina n te s d e l c olo r d el o jo s e
encontrasen en el cromosoma X.
3
-01.02-
Figura 1.1‘
ojo rojo
ojo blanco
X
w
X
Y
Si el carácter “color de ojos” estuviese controlado
por un factor que se situase sobre los cromosomas especia le s re la cio na do s co n el sexo , se e xplica ría n los
r e s u l ta d o s q u e n o s e a ju s t a n a lo s p r e s u p u e s t o s
mendelianos. (Fig. 1.1‘; 1.2’; 1.3‘)
+
X
X
+
F1
X
ojo rojo
ojo rojo
+
X
Y
F2
w
X
X
Retrocruzamiento
Figura 1.2‘
+
3/4 ojo rojo
F2
ojo blanco
1/4 ojo blanco
w
X
Y
+
X
X
?
1/2
+
X
Y
1/4
w
X
Y
+
1/2
1/4
1/4
1/4
1/4
Cruzamiento recíproco
X
w
X
X
w
X
X
w
+
X
Y
F1
X
w
X
X
+
1/4
X
X
w
X
X
1/2
1/4
Figura 1.3‘
F1
ojo rojo
X
F2
w
X
Y
w
+
X
Y
+
X
X
+
X
X
w
w
X
Y
w
Los experimentos de Morgan no prueban que el gen está
en los cromosomas. Establece una relación directa entre el sexo
y el carácter “color de ojo“.
En su momento se sabía:
sexo--directamente relacionado con cromosomas
sexo--directamente relacionado con carácter
deduce: cromosomas--directamente relacionados con carácter
(los genes están sobre los cromosomas)
No prueba nada pues existen otras muchas posibles
localizacione s de los genes qu e pe rm itirían interpretar los
resultados (por ejemplo, cualquier estructura que se encuentre en
el núcleo al igual que los cromosomas).
1/4
1/4
+
X
Y
Por otra parte los machos y las hem b ra s n o s ó lo se d if e re n cia n e n lo s
cromosomas, tienen distinto metabolismo,
desarrollo o fisiología. Tam bién p ueden
existir distintos niveles de manifestación por
diferencias en el sexo
1/4
w
w
w
X
Y
[email protected]
4
-01.03DEMOSTRACIÓN DE LA TEORÍA CROMOSÓMICA DE LA HERENCIA. (Calvin Bridges 1916)
Cuando ya se sabia que XX ; XY ; XXY ; X0 estéril; XXX mueren, YY mueren; Bridges trabajó con otro mutante
de color de ojos ligeramente más claro que el rojo normal, llamado vermilion (v) y sus experimentos se consideran hoy la
prueba irrefutable de que los genes están en los cromosomas.
ojo vermilion
Figura 1.4
ojo rojo normal
descendencia normal
1 de cada 1700 (demasiados para explicarse como mutación).
X
estéril
Al estudiar descendencias amplias de cruzamientos entre hembras vermilion y machos normales
(f ig .1 .4 ) en c u e n tra u n a a m p lia m a yo ría d e
d e s c e n d ie n t e s h e m b r a s d e o jo s n o r m a le s y
m ac h os ve rm ilion , p er o 1 d e ca d a 1 7 00
aproximadamente era o hembra vermilion o macho
normal y estéril. Las hembras vermilion cruzadas
co n m ach os n orm a le s fé rtile s, pro du cía n u na
descendencia de:
hembras - 96% normales, 4% vermilion
machos - 96% vermilion, 4% normales
Figura 1.5
v
v
96%
96%
4%
4%
B ridges conociendo el fenóme no de la “no-disyunción” cro mosómico, con frecuencias similares a las de los individuos no
e s p e r a d o s e n l a s d e s c e n d e n c i a s , p r o p o n e la s i g u ie n t e
explicación (Fig. 1.5):
+
X
v
+
v
+
+
gametos
+
v
v
v
v
v
+
48%
v
+
48%
gametos
Los dos primeros tipos de gametos de la hembra se producen
con frecuencias mayores (es lógico que los X apareen y el Y
migre aleatoriamente) y los dos últimos tipos se producen con
frecuencias menores (implica que no coorienten los dos X).
Paralelamente analizó los cromosomas de los descendientes
en pupas y observó que de las hembras la mitad aproximadamente tenían un cromosoma extra (distingue además que son
dos X y un Y) y la mitad (2n=8) dos X.
De esta forma relaciona el comportamiento de los cromosom as con el fenóm eno de la herencia del carácter directa mente.
Los resultados se explicarían plenamente si la información
genética se encontrase en los cromosomas.
D e esta m anera se prueba la hasta entonces teoría cro mosómica de la herencia, pero en su momento no se consideró una prueba definitiva porque manejaba frecuencias de
individuos relativamente bajas para tratar una propuesta tan
compleja donde intervenían CROMOSO MAS +CARÁCTER
+SEXO + NO DISYUNCIÓN, hubo que esperar algunos años
para que el grupo de Morgan pudiese abordar de nuevo el
problema con otro mutante de Drosophila.
v
v v
v
48%
+
v
v
4%
RIP
4%
+
5
v
RIP
Bibliografía: Genetics 1 (1-2): (1-52)(107-163) 1916
[email protected]
48%
v
-01.04Los trabajos de Bridges no fueron bien comprendidos por la totalidad de la comunidad científica, y
autores como Bateson publicaron en aquel momento fuertes opiniones contra la teoría cromosómica de la
herencia. Por eso el grupo de Morgan no dudó en volver sobre el tema cuando las condiciones biológicas para
la prueba de la teoría fueron más favorables.
Se conocía un mutante de Drosophila de cuerpo amarillo que se comportaba normalmente igual que
ojo blanco, era ligado al sexo y por tanto las hembras de cuerpo amarillo al cruzarse con machos de color de
cuerpo normal tenían una descendencia de machos de cuerpo amarillo y hembras de color de cuerpo normal.
Pero en 1922 L.V.Morgan, encontró una hembra excepcional, mosaico, a partir de la cual pudo obtener
otra de cuerpo color amarillo, también excepcional por la descendencia que produjo, y con su análisis despejó
dudas sobre las conclusiones de Bridges.
La hembra de cuerpo amarillo, cruzada con un macho normal, sólo
tenía hijas de cuerpo amarillo e hijos de cuerpo normal (Fig. 1.6).
Estas amarillas cruzadas con sus hermanos o con otros machos
normales producían la misma descendencia que su madre.
Los resultados eran los mismos que explicaba Bridges por fenóme nos de no disyunción pero en este caso no eran sólo el 4% de las hembras
las que heredaban el fenotipo de la madre, eran la totalidad en las que se
producía la no disyunción y de igual forma todos los machos recibían el
cromosoma X de su padre.
La explicación para transmitir siempre a la vez dos cromosomas X
es que estén unidos, y esta hipótesis puede comprobarse citológicamente
(Fig. 1.7)..
Figura 1.6
Figura 1.7
gametos
RIP
gametos
[email protected]
RIP
Si la hipótesis es correcta deben ocurrir que:
-Las hembras de comportamiento especial deben tener dos cromosomas X unidos.
-Estas hembras deben tener además un cromosoma Y.
-La mitad de los huevos no producirán moscas viables.
Las tres propuestas se estudiaron y quedó claramente comprobado que los genes se encuentran en
los cromosomas.
La teoría cromosómica de la herencia se enunció de forma más completa en los años siguientes, considerándose en la actualidad:
-Los genes están situados sobre los cromosomas (Sutton y Boveri 1903). (Bridges 1916)
-La ordenación de los genes sobre los cromosomas es lineal. (Sturtevant 1913, primeros mapas)
-La recombinación se corresponde con el intercambio de segmentos cromosómicos.(Jansens 1909).
6
-02.01EL CICLO CELULAR: Los cromosomas se pueden observar durante la división del núcleo (mitosis). El resto
del tiempo de vida de la célula no hay actividad cromosómica “visible” y por ello a este periodo se le llamó
interfase, definiéndolo como “un momento de reposo de la célula” (Fig. 2.1).
Figura 2.1
Sin embargo nada es menos cierto que el que la interfase sea una
mitosis
etapa de reposo. Durante este periodo la célula hace, de modo invisible, la
citocinesis
mayor parte de su actividad metabólica incluyendo la preparación de la división
celular.
La mayoría de los componentes celulares se están formando de
manera continua a lo largo de la interfase y, por tanto, resulta m uy difícil
establecer momentos o fases estrictas en la progresión del crecimiento de la
célula.
int
erf
as
e
Una excepción la constituye la síntesis de ADN pues la
replicación sólo tiene lugar durante una etapa concreta de la
TE
G2
N
IN
interfase. A este periodo de síntesis se le llama S.
mitosis (M)
Definida la mitosis (M) y el periodo de síntesis (S) el ciclo
celular queda dividido en 5 partes. La división comprende dos
citocinesis
etapas que se solapan ligeramente (mitosis y citocinesis) y la
CICLO CELULAR
interfase comprende tres, la de síntesis del ADN (S),la etapa entre
el final de la división y el principio de S, que se denominó gap 1
(G 1) y la que se desarolla entre el final de S y el comienzo de m
S
que se denominó gap 2 (G 2 ).
SE
A
G1
RF
Desde el punto de vista de la genética dos son las cosas
TE
IN
que interesan sobre todo en el ciclo celular, en primer lugar qué
o curre con la in fo rm a ció n ge né tica d ura nte cad a ciclo y e n
segundo lugar cómo se regula el ciclo celular en sí mismo .
La información genética se encuentra en los cromosomas y éstos aparecen con el comienzo de la
división con dos cromátidas cada uno, copia exacta una de otra. Durante el proceso van espiralizándose
(profase) hasta que su tamaño relativamente pequeño y grueso les permite los desplazamientos; con el
comienzo de la fase cinética se dice que se inicia la prometafase en la que el huso mitótico juega un papel fundamental y acaba por colocar todos los cromosomas en un plano, central en la célula, momento que ha dado
en llamarse metafase. Poco tiempo permanecen en quietud pues al escindirse el centrómero cada cromátida
es arrastrada a un polo de la célula llamándose a esta etapa de emigración anafase. Para acabar la división del
núcleo sólo queda que se vuelva a formar la envoltura nuclear englobando a las cromátidas reunidas en cada
polo y que éstas se desespiralicen y desaparezcan todo ello en un proceso que se conoce con el nombre de
telofase. Antes de terminar la telofase ya comienza el proceso la división del citoplasma o citocinesis. De esta
forma al final de la división celular a partir de una célula con 2n cromosomas y 4n moléculas de ADN se tienen
dos células con 2n cromosomas y 2n moléculas de ADN cada una siendo importante que, como las 4n
moléculas de ADN que entran en división son estrictamente iguales dos a dos y durante la división se separan
a polos opuestos moléculas idénticas, las células hijas tienen exactamente la misma información genética que
la célula de la que provienen (Fig. 2.3).
Figura 2.3
Con el final de la división los cromosomas dejan de ser
visib les y com ienzan la interfa se en la que no hay refere ncias
visuales. Se ha podido comprobar que cuando las células están
división
metabólicamente más activas y por tanto no se dividen, tienen su (El tamaño representado es aproximado a la
cromatina sin replicar; lo mismo ocurre con las células diferenciadas. relación real de la duración de las fases)
Las células que alargan su ciclo celular o no van a dividirse más, se detienen en G1.
Se ha podido comprobar que existe en G1 un punto sensible a las
Figura 2.4
m itosi
condiciones
externas (nutrientes etc) en el que la célula detiene su desarrollo si no
s
son favorables. Se localizó al final de G1 y se le llamó punto de restricción o punto
is
R (Fig. 2.4). Se interpretó como probable que existiera una proteína de disparo de la
es
c in
cito
que se necesita un determ inado nivel para que se pueda superar el punto de
G2
restricción R . Se postuló que debía ser una proteína inestable para que no se
almacenase fácilm ente en las células y su nivel fuese un exponente claro del
G1
momento metabólico en que se encontrase la célula y se la denominó U (unstable
protein). De esta forma se asegura que la información genética cuando comienza a
R
replicarse complete la duplicación preservándose su integridad y que las células que
S
G0
ya diferenciadas no van a dividirse tengan más material hereditario del necesario para
su metabolismo.
Mediante pulsos con marcadores se pudo determinar que el periodo S estaba muy estructurado y cada
fragmento de información genética tenía un momento concreto en el que se replicaba. Los segmentos más
tempranos terminan la replicación antes de acabar el periodo S pero aunque haya en la célula condiciones
para comenzar una 2ª replicación no la inician y esperan pacientemente a los segmentos más tardíos (se
verán peculiaridades en los cromosomas politénicos).
Figura 2.2
A
RF
SE
DI
VI
S IÓ
profase
prometafase
metafase
anafase
telofase
citocinesis
[email protected]
7
-02.02Una vez que se completa la replicación comienza una nueva etapa de actividad transcripcional en la
que se sintetizan y acumulan todos los componentes necesarios para llevar a buen término la división que
ha de hacerse sin síntesis nueva durante su desarrollo pues el material informativo está condensado en
forma cromosómica y es difícilmente accesible para la transcripción.
En resumen la información genética a lo largo del ciclo celular tiene distintos momentos de actividad
y estructura coordinados de tal manera que en condiciones naturales nunca comienza la siguiente etapa sin
haber finalizado la anterior. Existe un control del ciclo celular rígido, hasta tal punto que resultó difícil
abordarlo para su estudio pues en condiciones naturales no tiene posibilidades de variación compatibles
con la continuidad de la vida.
ESTUDIO DEL CONTROL DEL CICLO CELULAR:
La gran cantidad de proteínas sintetizadas durante la interfase y las pequeñas cantidades de cada
una de ellas hacía muy difícil encontrar alguna proteína que pudiera ser U ((proteína de disparo que hacía
superar el punto de restricción R) y que se había postulado como inestable, pero su búsqueda era sin lugar
a duda el punto en el que había que comenzar.
Después de varios años manejando estractos celulares en 1971 Masui y Markert presentaron ante
la comunidad científica los siguientes experimentos: De oocitos de rana (estaban sufriendo la meiosis)
aislan el estracto citoplásmico y le añaden núcleos de células diferenciadas (núcleos de espermatozoides).
Estos
n úcleo s
Figura 2.5
diferenciados
1.-Oocitos de rana en tampón
entraban en división
2.- Centrifugado
por lo que se postuló
3.-Eliminación de tampón y lisis
4.-centrifugación y separación de
la existencia de una
a
fracciones: a) lípidos
sustancia proteica
b) estracto citoplasma
b
c) restos celula.
que
indu cía la
5.- Eliminación de fracciones
c
6.núcleos
diferenciados
en
d ivisió n
y
la
estracto citoplásmico.
1
2
3
4
5
6
7
d en o m in a ron FP M
7.- Mitosis de núcleos
(factor promotor de la
maduración) (Fig. 2.5). El extracto también inducía la división en células somáticas y se comprobó poco
más adelante que su actividad oscilaba (era activo en mitosis o meiosis y no en interfase).
Por otra parte trabajando con levaduras se encontraron mutantes que se dividen con normalidad a
bajas temperaturas (23ºC) y no se dividen a temperaturas más altas (36ºC). También se encontraron este
tipo de mutantes en otros organismos como mamíferos con temperaturas críticas de 34 y 39ºC para
división y no división respectivamente.
En Saccharomyces cerevisiae se encontraron numerosos mutantes algunos de los cuales detenían
su crecimiento en un momento concreto del ciclo celular, unos al iniciar la mitosis, otros al principio de
S,.....(Fig. 2.6).
S e llamaron
Figura 2.6
CICLO CELULAR
Saccharomyces cerevisiae (divide por gemación)
m utantes de
(mutantes de ciclo celular dependientes de la temperatura)
ciclo
de
25ºC
37ºC
d i v i s i ó n
ce lula r, cd c
añadiéndose
u n núm e ro a
cada uno de
e llos.
Se
in te r p r e t a ro n
c o m o
m u tac io n e s
para proteínas
Detención después de S
Detención durante la división
Detención antes de S
necesarias en
cada uno de
los pasos que
detenían.
Vista la variedad de mutantes y la repetición de resultados que se producían en otros organismos
como S. pombe con una división más parecida a los eucariotas superiores (Fig. 2.7), se postuló que el ciclo
celular es un proceso secuencial en el que es necasario que se produzca un paso completo para empezar
el siguiente.
Figura 2.7
CICLO CELULAR Saccharomyces pombe (divide por escisión)
[email protected]
25ºC
37ºC
En plena fiebre de descripción de mutantes cdc se aisló por fin el FPM y se descubrió que estaba
compuesto por dos proteínas.
8
CANTIDAD DE PROTEÍNA
-02.03Hartwell y Nurse fueron los responsables de la identificación de uno de los componentes del Factor
Promotor de la Maduración; era una proteína coincidente con la proteína deficiente para los mutantes
cdc2,que no entraban en división. En otras palabras la proteína del gen CDC2 era uno de los componentes
del FPM. Se vio que era una proteína muy conservada evolutivamente, se encontraron genes cdc2 en todos
los organismos eucariotas y su producto era prácticamente igual desde las levaduras al hombre. Es sin duda
una proteína fundamental en la vida de los eucariotas y una buena candidata a ser la responsable del control
del ciclo celular en la entrada en división.
El análisis genético puso de manifiesto que los mutantes cdc2 tenían el enzima inactivo y como
consecuencia les era imposible entrar en división, mientras que mutantes cdc2 que producían una proteina
hiperactiva lanzaban a las células a una mitosis precoz. El producto de CDC2 era sin duda responsable, al
menos en parte, de la entrada en división.
Con el análisis bioquímico de esta proteína se determinó que su concentración era constante en todo
el ciclo celular. Sin ella se ha visto que no se desencadena la división y ella, como parte del FPM, es capaz
de desencadenar la división, ¿cómo actúa concretamente después de G2 si su concentración es constante
en todo el ciclo celular?
La respuesta llegó con la identificación y estudio de la otra parte del dímero FPM. Se debe a Hunt
quien determinó que era una proteína a la que llamó ciclina pues su concentración aumentaba a lo largo de
la interfase y desaparecía bruscamente durante la mitosis (Fig. 2.8).
La conclusión fue inmediata, es
la acción conjunta la que permite iniciar
Figura 2.8
la división; ésta prob ablem e nte está
desencadenada por cdc2 pero para que
cdc2 sea activa necesita determinados
ciclina
niveles de ciclina.
Para seguir indagando se ais laron los dos componentes del dímero,
cdc2
se u n ie ro n , se a ñ a d ie ro n a n ú cleo s
diferenciados y curiosamente ahora no
INTERFASE
INTERFASE
INTERFASE
INTERFASE
MITOSIS
MITOSIS
MITOSIS
se produjo la entrada en división.
Se volvió a buscar entre los mutantes de ciclo celular que detenían antes de la división y se encontró
el cdc25 descubriéndose que su producto era necesario para que el dímero cdc2 + ciclina fuese activo.
Figura 2.9
[email protected]
FPM activo
Tal como se indica en el esquema (Fig. 2.9), cdc2 no se degrada en todo el ciclo celular, la ciclina se
sintetiza a partir de G 1 y se van formando dímeros inactivos. cdc25 sólo se sintetiza durante G 2 y entonces
se une al dímero activándolo. de esta forma la acción de cdc25 asegura que no comience la división antes de
terminar S. El FPM activo desencadena la división por la acción de cdc2 que es una proteinquinasa soluble
que realiza las siguientes funciones: Fosforila la lámina; Fosforila el citoesqueleto; fosforila histona H1.. Como
consecuencia: se desorganiza la envoltura nuclear; se deshace el citoesqueleto y se acumula tubulina para
formar el huso mitótico; se espiralizan los crom osomas. Hasta hace poco se pensaba que también
fosforilaba (activaba) el enzima degradador de la ciclina.
Con el tiempo se vio que este modelo era una simplificación de lo que ocurría ya que en el proceso
intervienen otra serie de factores enzimáticos como la cdc20 o m ecánicos, poco conocidos, como el
apareamiento cromosómico.
9
-02.04La mitosis que comenzó siendo el punto de referencia para subdividir el ciclo celular, podría en la actualidad
del año 2006, describirse como el proceso que comienza con la acción fosforilativa de la quinasa FPM compuesto
por la proteína cdc2 + ciclina y activado por cdc25, cuyos efectos principales son:
Espiralización de los cromosomas mediante la fosforilación de proteínas no histonas (denominadas
condensinas) que se unen a determ inados sitios de los crom osom as y se aso cian entre sí produciendo el
plegamiento de la fibra de 30nm.
Fosforilación de los filamentos intermedios del citoesqueleto desorganizándolos con lo que a nivel
citoplásmico se relajan las uniones entre células y la forma de la célula tiende al quedar más libre a la esfericidad.
Por otra parte, a nivel nuclear se eliminan las uniones entre las filamentos interm edios que forman la lám ina
(asociación proteica que permite la estabilización de las uniones entre sáculos del retículo endoplásmico rugoso y
con ello la formación de la envoltura nuclear) con lo que la doble membrana que rodea al núcleo se vuelve inestable.
Alteración del equilibrio GTP - GDP en los microtúbulos del citoesqueleto y consecuentemente eliminación de
la polarización del núcleo; formación del huso; anclaje de los cromosomas, form ación de la placa metafásica:
migración a los polos de los cromosomas anafásicos.
Todos estos procesos, que desembocan en el reparto equitativo de la información genética en las células
hijas, deben explicarse al menos someramente para comprenderlos y rellenar con hipótesis razonables las partes
poco conocidas a día de hoy.
Los microtúbulos están formados por 13 protofilamentos constituidos por dímeros de tubulina α y β que le
confieren polaridad, cada microtúbulo tiene un extremo α que asocia nuevos dímeros más lentamente (es el polo -) y
un extremo β que asocia dímeros más rápidamente. Pero para que tenga lugar la adición de los dímeros, éstos
tienen que estar asociados a una molécula de GTP. Luego el GTP se hidroliza pasando a GDP y los túbulos con
GDP no son estables, los protofilamentos se separan y los dímeros se liberan al citosol. En resumen, aunque en
principio pueden asociarse nuevos dímeros y por tanto crecer el microtúbulo por sus dos extremos, lo normal es que
haya un polo de crecimiento (β) que tendrá una zona final de moléculas con GTP y un polo de retracción con dímeros
GDP. Con este modelo que dio en llamarse efecto noria, y con la existencia en la célula de lugares que parece que
favorecen el crecimiento llamados “centros de nucleación“ se produce un equilibrio que mantiene el citoesqueleto de
la célula.
La aparición en escena de una fuerte quinasa desequilibra los centros nucleadores y comienzan a crecer
rápidam ente los m icrotúbulos inestables (sin un casquete protector en el extrem o opuesto al del centro de
nucleación) mientras merman los estables que aportan las tubulinas para el crecimiento de los otros. de este modo
según dicen los autores, se desorganiza el sistema microtubular del citoesqueleto y se forma el huso mitótico. En
realidad todo resultaría más comprensible si se parte del hecho de que los microtúbulos tienen una zona de
crecimiento en el extremo opuesto al centro de nucleación (se ha comprobado que el polo + es el distal) y en el
otro lado (centriolos o zona de nucleación se concentrarían los extremos de retracción. La llegada de la quinasa
transforma los centros de nucleación en polos de crecimiento activo mientras haya tubulina disponible. El huso
se forma a partir de las microtúbulos inestables que ahora crecen por los dos extremos y se forma el huso
m ientras que los estables protegidos no pueden crecer y de alguna form a desconocida se desorganizan
aportando la tubulina para el crecimiento de los no protegidos. Cuando escasea la tubulina de la célula el centro
nucleador vuelve a funcionar como polo de retracción tubular pero en ese momento ya los otros extremos de los
microtúbulos se han asociado a las proteínas cinetocóricas los dos centriolos o centros de nucleación se
separarían por el crecimiento de las fibras y la redondez de la célula producida por la ausencia de citoesqueleto
los llevaría a extremos opuestos. probablemente en ese instante las fibras que no se hayan asociado a los
cinetocoros interaccionan entre ellas pero no se asocian, probablemente por ser extremos de la misma polaridad
yuxtapuestos y con el concurso de alguna proteína como la dineína, se deslizan unos sobre otros separando aún
más los centros nucleadores.
Al formarse el huso las fibras que rodean al núcleo presionan la envoltura nuclear que carente de la
consistencia que le proporciona la lámina se desorganiza fácilmente. este efecto puede observarse tratando las
células con colchicina que impide la polimerización de los microtúbulos, no se forma el huso y el tiempo de duración
de la envoltura se alarga sufucientemente como para que se puedan observar cromosomas muy espiralizados.
Desorganizada la envuelta nuclear se considera terminada la profase y los cromosomas ya tienen formados
los cinetocoros asociados a los centrómeros. La formación se produce en cada centrómero de cromátida de forma
opuesta a la colocación de las moléculas de cohesina que mantiene las crom átidas unidas y por tanto las dos
unidades cinetocóricas divergen 180º. Esta colocación hace muy probable que se asocien cada uno a fibras del huso
de distinto polo y esta unión impide que sigan polimerizándose nuevos dímeros de tubulina con lo que la fibra deja de
crecer en este extremo y va mermando en el polar; pero al estar el cromosoma anclado a los dos polos y con la
cohesina que impide la separación de las cromátidas, se produce un estacionamiento tensionado de los cromosomas
en el ecuador de la célula que dio en llamarse placa metafásica. Si se unieran las unidades cinetocóricas a túbulos
del mismo polo dejarían de crecer los microtúbulos y el cromosoma se desplazaría hacia un polo pero al llegar a
determinado paralelo se desorganizarían completam ente los restos de las microtúbulos asociados por lo que el
cromosoma libre es arrastrado de nuevo a la zona central de la célula.
10
-02.05En ese momento se produce lo que dio en llamarse “spindle checkpoint” (punto de control de unión al huso)
que mantiene los cromosomas en esa posición hasta que todos están tensionados y por ello en ningún polo se está
liberando tibulina. En el momento en que estén tensionados todos los cromosomas, se activa el “complejo promotor
de la anafase (APC, anaphase promoting complex) compuesto al menos por la proteína cdc20 y la 26S y cuyas
acciones inmediatas son: 1.- degradación de la ciclina del FPM. 2.- Actuar sobre la securina impidiendo que inhiba la
separasa que degrada la cohesina, lo que al final se traduce en una separación de las cromátidas que ya pueden
migrar a los polos. Pero esa migración debe hacerse rápidamente pues la degradación de la ciclina hace que cese su
actividad quinasa y comience de nuevo a organizarse la lámina, a desespiralizarse los cromosomas.....por ello a la
vez que se producen las 2 acciones inmediatas se activan las enzimas “cinesinas” (KLP59C en el polo + y KLP10A
en el - de las fibras del huso) que eliminando la tubulina arrastran a las cromátidas a los polos.
Mientras todo esto ocurre las fibras que no estaban unidas a los cinetocoros siguen desplazándose entre sí y
alejando de este modo los polos asegurándose que al volver a organizarse la envoltura no hay interacciones entre
las dos por una parte y lo que es más importante que en la zona central de la célula se condensen los elementos
necesarios para el desarrollo de la citocinesis.
Otros puntos importantes del ciclo celular que también están controlados son la entrada en S (no debe
iniciarse si no está acabada la división) en la que también estánr involucradas proteínas cdc que son dependientes
de ciclinas y por ello reciben el nombre genérico de CDK, “kinasas dependientes de ciclina”..
11
-03.01EL CROMOSOMA EUCARIÓTICO:
Cromosoma: El término fue acuñado por Waldeyer en 1888, hoy se define como estructura de liga miento constituida por una secuencia lineal específica de la información genética.
CONCEPTO INTERFÁSICO DE CROMOSOMA: Según la nomenclatura tradicional sólo es cromoso ma la estructura que se observa durante la división individualizadamente de otras similares. El término
cromatina queda relegado a la interfase y sería la forma interfásica del material genético nuclear de la célula.
Sin embargo desde el punto de vista de la genética el concepto de cromosoma permanece a lo largo
de todo el ciclo celular, ya que se define como soporte de los genes que asegura su correcto funcionamiento
y su adecuado reparto en la división.
Con la extensión del concepto de cromosoma a todo el ciclo celular se pueden entender expresiones
como replicación de los cromosomas, transcripción de los cromosomas y algunos casos especiales como los
cromosomas politénicos.
El cromosoma eucariótico debe considerarse como formado por una sola molécula de ADN que se
replica durante el periodo S, y está asociada a una serie de proteínas histonas y no histonas que modifican
su estructura y plegamiento a lo largo del ciclo celular.
ESTRUCTURA DEL CROMOSOMA: La macroestructura del cromosoma está directamente
relacionada con la función. En la actualidad se piensa que las cosas de las que se dice que “no sirven para
nada” en realidad revelan que “no se sabe para qué sirven”.
El estudio de la organización del cromosoma eucariótico se desarrolló históricamente por los
siguientes pasos: 1.- Morfología de los crom osomas (tinción uniform e). 2.- Diferenciación longitudinal
(bandeos cromosómicos). 3.- Diferenciación funcional de segmentos (comportamientos cromosómicos). 4.Análisis de secuencias y fragmentos.
Una vez demostrado en 1884 que el número de cromosomas es constante para los individuos de una
especie, aumentó el interés de la comunidad científica por estas estructuras y se trató de describirlas en lo
posible ya que sólo su número no es suficiente para definir especies. Para la clasificación de los cromosomas
se atiende a las m arcas más conspicuas de su morfología: posición del centrómero (m etacéntricos,
submetacéntricos, acrocéntricos, telocéntricos) o (meta, submeta, subtelo y telocéntrico) (Fig. 3.1); tamaño
relativo (total del crom osom a, brazo corto y brazo largo); constricciones secundarias (sobre todo el
nomenclatura de LEVAN et al 1964
organizador nucleolar) (Fig. 3.2).
4:4
Figura 3.1
metacéntrico
telómero
submetacéntrico
satélite organizador
nucleolar
centrómero
constricción
secundaria
M m
5:3
6:2
sm
st
7:1
7 .9 :0 .1
t
8:0
4
3
cromátida
cromátida
2
telómero
acrocéntrico
telocéntrico
T
1
0
1
0.1
constricción
secundaria
brazo corto constricción brazo largo
primaria
Figura 3.2
2
3
12
terminal
7.9
reg. terminal
sub-terminal
sub-mediano
mediano
[email protected]
regular mediano
Con el fin de superar los problemas que en
4
las comparaciones entre medidas absolutas se
5
metacéntrico
producen como consecuencia de la manipulación
6
(tinción, aplastamiento de célula y extensión de
7
submetacéntrico
cromosomas) y sobre todo del grado de espiraliza8
ción, se estab le cen fórm ulas que relaciona n al
telocéntrico
subtelocéntrico
menos dos medidas absolutas.
Figura 3.3
La relación más utilizada es el índice centromérico: .
Índice centromérico = Ic = long. brazo corto / long. total del cromosoma.
Al relacionar dos longitudes el índice centromérico resulta una medida relativa (sin unidades) que
puede compararse con otras medidas relativas de otros cromosomas homólogos o no. El índice centromérico
varía entre 0 y 0.5 y una vez conocido permite clasificar los cromosomas en las clases establecidas por la
posición del centrómero.
Otras medidas relativas utilizadas relacionan las longitudes de los brazos cromosómicos entre sí;
como ejemplo se presenta un esquema de la propuesta de Levan y colaboradores que clasifican los
cromosomas en 6 clases diferentes (Fig. 3.3).
A pesar de todos los esfuerzos clasificatorios de los cromosomas, en algunos casos no se consiguen
identificar individualizadamente y por ello se han buscado técnicas que permitan una diferenciación longitudinal de los cromosomas, es decir, técnicas que pongan de manifiesto marcas o bandas transversales a lo
largo del cromosoma. Esta diferenciación longitudinal además de la finalidad identificativa aporta información
sobre la estructura y funcionalidad de los cromosomas.
A las técnicas especiales de diferenciación longitudinal se les denomina “técnicas de bandeo”.
El primer intento de obtener un bandeo en cromosomas se debe a Darlington y Le Cour (1940).
Utilizaron liliáceas como material biológico por tener cromosomas grandes y en número bajo. Recogen
meristemos radiculares y los someten durante largos tiempos a bajas temperaturas (cerca de 0ºC). Este
tratamiento provoca la aparición de bandas transversales en los cromosomas.
-03.02La técnica presentaba algunos inconvenientes de los que el principal era la poca repetitividad del
proceso; además no todas las células se bandeaban igual. Por último el tratamiento con frío reducía enormemente el número de células en división.
A pesar de los inconvenientes la técnica puso de manifiesto que, tal como se suponía por la obser vación al principio de profase meiótica y de politénicos, los cromosomas tenían diferencias estructurales en
su longitud que probablemente implicaban diferencias en función.
El segundo intento corrió a cargo de Yamasaki (1956) que trató raíces de orquídeas con soluciones
ácidas y tiñó luego con orceína. Al hacer la preparación se pudieron observar bandas transversales. Esta
técnica con el tiempo fue desplazada por otras que tienen como denominador común el realizar primero la
extensión celular y luego el tratamiento para poner de manifiesto la diferenciación longitudinal.
Siguiendo una metodología propuesta por
Homo sapiens 2n=46
Figura 3.4
P a rd u e y G a ll (1 9 7 0 ) e in tr o d u c ie n d o lig e r a s
bandas C en individuo con
m od if icac ion es, se co n sigu iero n po ne r de
anomalía estructural en el
cromosoma Y.
manifiesto en cromosomas humanos pequeñas
bandas centroméricas, otras pericentroméricas en
algunos pares (1, 9 y 16) y otra en el área medio
distal del crom osoma Y (Fig. 3.4). Se interpretó
como la tinción selectiva de la heterocromatina
con s titutiva que pe rm an ece s ie m p re m á s
condensada que el resto. Se denominaron bandas
C. En la actualidad la técnica de bandeo C se utiliza
tanto en animales como en vegetales y consiste en
u n t r a t a m ie n t o d e h i d r ó lis is s u a ve c o n á c id o
seguida de una degradación de los cromosomas
mediante tratamiento con álcalis [(OH)2Ba ó OHNa]
pasando luego a reconstituir los cromosomas en
un a so lu ción s alina . C o n es te tra ta m ie nto lo s
cromosomas son degradados progresivamente por
la solución alcalina fuerte, salvo en aquellas zonas
donde se encuentran m ás com pactam ente
asociados a proteínas, más empaquetados y son
más difícilmente degradables. Esas bandas C presentan cierta variabilidad de tamaño lo que hizo considerar como posible que no contengan información
genética que se exprese.Ya antes del bandeo C comenzaron a desarrollarse una serie de técnicas que
añadían fluorocromos a preparaciones ya fijadas.
bandas G en individuo con
Figura 3.5
Estas sustancias fluorescentes (mostaza
anomalía estructural en el
d e q u i n a c r i n a o c l o r h id r a t o d e q u i n a c r i n a )
cromosoma Y.
mostraron afinidad por determinadas regiones de
los cromosomas dando lugar a un amplio patrón
d e b a n da s tra n sve rsa le s m u y re pe tib les . S e
llamaron bandas Q y el principal inconveniente
que tienen es que los fluorocromos “se gastan el
observarlos”. Aunque en la actualidad el problema
tra ta de so lve nta rse co n la u tiliza ció n de
s u s t a n c i a s a n t im a r c h i t a d o q u e a la r g a n la s
posibilidades de excitación de los fluorocromos,
las preparaciones tienen una vida corta sobre
todo en observación.
A partir de 1971 se describen multitud de
m éto d os de b an d eo qu e tie n en e n com ún e l
tratamiento con proteasas seguido de lavados con
soluciones salinas. Al teñir después (normalmente
c o n co lor an te de G ie m sa p o r lo q u e se
d enom ina n ba ndas G ) apa re cen band as
tra n sve rs a les e n lo s c ro m os o m a s qu e s o n
coincidentes con las bandas Q obtenidas con
quinacrinas (Fig.3.5). La coincidencia de estos 2 [email protected]
tipos de bandas aconsejan un análisis conjunto.
Se ha podido determinar que las quinacrinas se asocian preferentemente a los pares A-T ya que
anticuerpos fluorescentes anti-adenina producen un patrón de bandas en los cromosomas similar a las bandas Q. Las regiones con bandas Q+ deben tener un porcentaje de pares A-T significativamente mayor que
las zonas de bandas Q-.
Por otra parte las bandas G+ si se tiñen más intensamente con giemsa es porque las proteínas cro mosómicas han sido menos atacadas por las proteasas (la tripsina es la más empleada) y este efecto sin
duda es debido a la compactación pues cualitativamente no hay diferencias en proteínas entre bandas + y -.
13
-03.03Muy probablemente la secuencia determina el grado de compactación. Pero lo verdaderamente
interesante es determinar si esta distinta estructuralización de las zonas del cromosoma, determina una
distinta funcionalidad o es consecuencia de ella.
El siguiente paso se debe a Zakhalov y Esolina (1972) que sustituyeron durante una parte concreta
del periodo de replicación del ADN (S), alguno de los precursores de nucleótidos por análogos identificables
o marcados y analizaron posteriormente la morfología de los cromosomas durante la división siguiente.
La sustitución de la timina por su análogo 5-bromodesoxiuridina (Brdu) durante la replicación,
dependiendo de cómo se den los pulsos permite obtener los siguientes resultados:
Diferenciación longitudinal: Los segmentos cromosómicos bromosustituidos muestran en metafase un grado de
condensación menor de lo normal y se tiñen por eso más tenuemente. Si el pulso con 5-bromodesoxiuridina se da en el principio del
periodo S y luego se vuelve a poner como precursor timina, las zonas del cromosoma metafásico más teñidas serán las de replicación
tardía; aparecen una serie de bandas que son coincidentes con las G+ (Fig. 3.6). Si el pulso se da al final de S (las bandas oscuras
indicarán las zonas que replican tempranamente), aparecen bandas coincidentes con las G-.
Diferenciación transversal: Si se mantiene el cultivo una generación
Figura 3.6
entera en Brdu, en cada cromátida una hebra será bromosustituida pero en la
siguiente generación volviendo a los precursores normales habrá una cromátida
con dos hebras normales y otra con una hebra bromosustituida por lo que una
G2
se teñirá normal y la otra en toda su longitud más tenuemente. La utilidad de
mitosis (M)
esta diferenciación transversal, a todo lo largo del cromosoma, se verá en el
análisis de la metafase meiótica y en el estudio de los intercambios entre
cromátidas hermanas.
citocinesis
Cuando el aislamiento de productos génicos permitió la
localización física de los genes en el cromosoma se vio que
éstos estaban distribuidos en ambos tipos de bandas (G+ y G-)
S
pero cuando se analizó la función de los genes localizados se
G1
encontró que los genes localizados en las bandas G+ eran
B rd
específicos de tejidos (G specific), mientras que los localizados en
u
los bandas G- eran genes de m antenimiento general de la
[email protected]
célula (G keeping)
En resumen se puede concluir que las bandas tienen una clara funcionalidad en el cromosoma y, con
estos datos y alguno más se puede establecer un cuadro clasificatorio de las zonas cromosómicas:
T im in a
CICLO CELULAR
El llamado paleogenoma
se
corresponde
con bandas
pares de bases predominantes
A-T
C-G
G+ que son las que primero se
Promotores
TATA box
G-C box
espiralizan durante la división y
Replicación
tardía (S late )
temprana (S early )
se forman por acumulación de
cromómeros, son zonas ricas en
Espiralización de cromosomas
temprana
tardía
p a re s A -T , tie n e n re p lic a ció n
Tipo de genes
específicos (G specific )
mantenimiento (G keeping) tard ía pre sen tan p ro m oto res
TATA box y los genes son
PALEOGENOMA
NEOGENOMA
específicos de tejido.
El llamado neogenoma se corresponde con bandas G-, de espiralización más lenta, ricas en zonas
G-C, de replicación temprana, con promotores G-C box y genes de mantenimiento general de la célula.
Bandas
G+ (Q+)
G- (Q-)
Se han descrito otras técnicas de bandeo para diferenciar transversalmente los cromosomas, entre las que tiene interés la
descrita por Lejeune y Dutrillaux en 1971 permite obtener un bandeo en negativo del bandeo G. Se llaman bandas R precisamente por
ser las reversas (anglicismo por inversas) y son de utilidad en el estudio de las zonas G-, concretamente las regiones teloméricas que
no siempre se ven bien.
Con otras técnicas se pueden teñir regiones concretas de los cromosomas, cualquier región si se dispone de la secuencia
adecuada mediante hibridación in situ o, si la zona tiene una estructura diferente como pasa en los organizadores nucleolares,
mediante técnicas específicas (bandas N por teñir el NOR).
Por último debe señalarse que la estructura de los cromosomas debe presentar cierta variabilidad entre grandes grupos de
seres vivos ya que, por ejemplo, no se ha conseguido obtener bandas G en muchos grupos vegetales en los que se ha intentado.
BANDEOS EN CROMOSOMA 1 DE Homo sapiens
1
2
3
4-5
6
1 Bandas de fluorescencia 2 Bandas con colorante de Giemsa
3 Bandas reversas, invertidas respecto a las Q o G
4-5 Bandas de quinacrina
E JEMP LOS DE CÓ DIG OS P ARA D ES CRIBIR TÉ CNICAS D E
BANDEO:
Q
Bandas Q
QF
Bandas Q de fluorescencia
QFQ
Bandas Q de Fluorescencia por quinacrina
QFH
Bandas Q de fluorescencia por Hoechst 33258
G
GT
GTG
Bandas G
Bandas G por tripsina
Bandas G por tripsina con Giemsa
C
CBG
Bandas C
Bandas C por hidróxido bárico con Giemsa
R
RH
Bandas R
Bandas R por calentamiento
14
-03.04EUCROMATINA - HETEROCROMATINA:
Durante la interfase el cromosoma desespiralizado se observa en el núcleo como cromatina, pero no toda la
cromatina tiene el mismo aspecto. Utilizando productos que reaccionan específicamente con el ADN, se pueden ver
regiones más intensamente coloreadas que otras. A las más coloreadas se las llamó heterocromatina y a las menos
coloreadas eucromatina. (La reacción específica del ADN es la denominada de Feulgen, en la que el reactivo de
Schift interacciona con los aldehidos específicamente. Sólo se tiñe el ADN pues la célula no tiene aldehidos de forma
natural, pero se pueden provocar mediante hidrólisis suave de las cetosas de los nucleótidos que se desciclan y se
transforman en aldehidos).
La eucromatina tiñe menos intensamente porque está empaquetada de manera más laxa o relajada, en un
estado del que se piensa que es compatible con la transcripción. (Apoya este supuesto el que al localizar mediante
m ap as físicos los gen es en los crom osom as se h a visto que la práctica totalidad se encuentran en zonas
eucromáticas). Eucromatina y heterocromatina son estados de la cromatina.
La heterocromatina tiñe más intensamente y su empaquetamiento es más compacto que la eucromatina. La
heterocromatina empezó a observarse en núcleos interfásicos como grandes bloques asociados generalmente a la
cara interna de la envoltura nuclear; durante la división, en los cromosomas, la heterocromatina tiene una disposición
específica, como ya se ha descrito al hablar de bandeo C está en lugares concretos de los cromosomas y puede
presentar variación en cuanto a su cantidad (tamaño de cada uno de los bloques de heterocromatina) entre
cromosomas hom ólogos. Se ha podido comprobar que se hereda sin variaciones transmitiéndose los mismos
bloques de generación en generación.
De manera muy esporádica se han encontrado genes en la heterocromatina; los trabajos de Hilliker
demostraron que en Drosophila hay mutaciones letales para genes situados en zonas heterocromáticas aunque su
función sólo se ha podido determinar en algunos casos.
Del análisis molecular de estas zonas heterocromáticas se concluye que están relacionadas en muchas
ocasiones con secuencias m ás o menos cortas y m uy repetidas pero no siem pre es así, que una zona sea
heterocromática no sólo depende de su secuencia nucleotídica.
A todos estos datos sobre la heterocromatina llamada constitutiva o estable a lo largo de las generaciones y
del ciclo celular (que depende de la secuencia nucleotídica) hay que añadir casos especiales en que la cromatina que
en ocasiones es eucromática se comporta en otras como heterocromática (no depende de la secuencia sino de la
metilación). En resumen para englobar todos los casos en la actualidad se describe la heterocromatina como un
estado de la crom atina y a través de los casos especiales es como se trata de estudiar la estructura de la
heterocromatina.
EFECTO DE POSICIÓN VARIEGADO: La heterocromatina constitutiva tiene normalmente los bordes bien
definidos, sin embargo cuando por una anomalía estructural (inversión o translocación normalmente) un gen cambia
de posición (pasa a esta r cerca de la heterocromatina cuando antes no lo estaba), se inactiva el gen en algunas
células (no en todas) dando un aspecto de fenotipo variegado por lo que al
Figura 3.7
fenómeno se le llama efecto de posición variegado.(Fig. 3.7)
En hembras de Drosophila melanogaster con un cromosoma X de
ordenación normal portador del gen w (recesivo, color blanco del ojo) y otro
cromosoma X portador del gen w + y de una inversión cuyos puntos de rotura
X
w
w
inversión
y reunión están: uno distal y cerca del locus w + ,w y el otro dentro de la zona
heterocromática, aunque se esperaría ojo de color rojo normal aparecen
inversión
w
algunas facetas de color blanco. Esta variegación tiene que producirse por
inactivación del gen w + que se encuentra en el cromosom a portador de la
in v e r s i ó n y m u y p r ó x im o a la h e t e r o c r o m a t in a p e r ic e n t r o m é r ic a . L a
inactivación debe producirse por influencia de la heterocromatina, tiene que
ser por heterocromatinización de la zona del cromosoma donde se encuentra
w
w +.
inversión
w
Se comprobó con tinciones específicas que la heterocromatina en
algunas células se extendía más allá del punto de rotura y reunión de la En Drosophila melanogaster el cromosoma I (X)
tiene un gran bl oque de heterocrom atin a
inversión, invadiendo el segmento invertido.
c o n s ti t u t i v a s i t u a d o p e r i c e n t r o m é r ic a m e n t e
Para explicar esta heterocromatinización, que tiene como base o
(proximal). En una posición próxima al telómero
fu e n t e la h e te r o cr o m a t in a c o n st it u tiva , s e b u s ca r o n m u ta n t e s q u e la (distal) se encuentra situado el locus w + ,w cuyo
modificasen (aumentando o disminuyendo la variegación). Es decir, de entre alelo recesivo determina el color blanco del ojo.En
hembras portadoras de un cromosoma X con
las moscas con variegación se seleccionaron las que tenían más y menos las
orde nación norm al y el alelo recesivo w y otro
facetas blancas
crom oso ma X portador del alelo w + y con una
inversión cuyos puntos de rotura y reunión están,
+
En hembras heterocigotas para la inversión y el locus w w, se han
uno entre el locus w + ,w y el telómero y el otro en
encontrado mutantes que tenían una variegación menor de lo normal. Se la zon a h eterocrom ática pericentrom éric a, s e
observan algunas facetas del ojo de color blanco
comprobó que eran mutantes autosómicos y al gen se le llamó Su(var) siendo
entre las otras de color rojo normal.
el alelo normal Su(var)+
+
[email protected]
+
+
En hembras con el genotipo adecuado en los cromosomas sexuales para presentar variegación, se
encontraron otros mutantes con un número de facetas blancas mayor de lo normal (mayor variegación). Se comprobó
también que eran mutaciones autosómicas y al gen se le llamó E(var) por estimular la variegación siendo el alelo normal E(var)+ .
15
-03.05Estos mutantes que alteran el número de células
genes autosómicos que afectan la variegación:
Figura 3.8
afectadas también se ha visto que modifican el tamaño de
Su(var)
suprime variegación (m enos facetas blancas)
Su(var) + m antiene variegación normal
la inactivación en el cromosoma.
deleción suprime variegación (m enos facetas blancas)
[email protected]
Al analizar en hembras con genotipo para
estim ula variegación (más facetas blancas)
E(var)
va r ie g a c ió n e l f e n o t ip o q u e p r o d u c e n la s d is t in ta s
E(var) +
m antiene variegación normal
combinaciones de genes Su(var) + , Su(var) (Fig. 3.8) se
ejemplos de genotipos y fenotipos variegados:
w
Su(var)+
E(var) +
observa un claro efecto de dosis que se explica por la
variegación
normal
producción limitada de un producto génico relacionado
Su(var)+
E(var) +
inversión
w
con la inactivación o heterocromatinización.
w
Su(var)+
E(var) +
La deleción de Su(var) + , igual que el alelo Su(var)
variegación
menor
produce una disminución en el número de células que se
+
Su(var)
E(var)
inversión
w
inactivan.
w
Su(var)+
E(var) +
variegación
La adición de una dosis extra del gen Su(var) +
menor
inversión
deleción
E(var) +
w
produce un aumento en el núm ero de células que se
+
Su(var)
inactivan, (mayores niveles de producto génico aumentan
E(var) +
w
Su(var)+
la capacidad de heterocromatinización).
variegación
mayor
Su(var)+
Por otra parte la presencia del gen E(var) también
E(var) +
inversión
w
produce un aumento en el núm ero de células que se
w
Su(var)+
E(var) +
variegación
inactivan en el locus w + ,w.
mayor
E(var)
Su(var)+
inversión
w
A partir de la propuesta del efecto de dosis se ha
desarrollado el siguiente modelo:
La heterocromatinización se produce por metilación o por adición de complejo proteínico en una
d eterm inada zona crom osóm ica (la s d os p osib ilid ades no son excluyente s) lo cual de term ina una
compactación de la cromatina.
En especies como Drosophila que no metilan el
figura 3.9
MODELO DE HETEROCROMATINIZACIÓN POR PROTEÍNAS
A D N , la he t er o cro m a tiniza ció n p ro b a b le m e n te s e
plegamiento de la fibra de 300 nm. (dominios) formando una cromátida.
produzca por asociación con proteínas (Fig.3.9). La
La asociación con determinadas proteínas compacta más
la fibra de 700 nm. y la heterocromatiniza.
va riega ción se p rod uciría o no de pen diend o de la
disponibilidades de las células. No queda claro cómo se
produciría el límite de la heterocromatina.
En la mayoría de los organismos vivos la
he tero crom atin izac ión p are ce que se pro du ce po r
metilación de citosinas en determinadas secuencias. La
metilación a partir de un punto concreto progresaría
siempre que se encontrase a poca distancia otra de las
secuencias diana de metilación; una larga secuencia sin
diana impide que progrese.
Este modelo mucho más sencillo tendría como modificadores los genes encargados de la metilación
que dependiendo de cómo actuasen serían supresores o estimuladores. La metilación en sí produciría la
heterocromatinización impidiendo el acceso de las transcriptasas y retardando el de las polimerasas.
En resumen, la heterocromatina que es constitutiva de las células en condiciones normales es
estable y se transmite sin pérdidas ni ganancias de generación en generación. Esta heterocromatina
constitutiva (cuando se modifica en su situación por una anomalía estructural) crece en algunos casos y en
algunas células, invade de forma variegada, produciendo mosaicos si se dan las condiciones genotípicas
adecuadas para ello. También existe en algunos organismos lo que dio en llamarse heterocromatina
fa c ulta tiva que se d efin e co m o la croma tina que en un a serie de caso s va ría de eu cro matin a a
heterocromatina dependiendo de: estado de desarrollo; tipo celular; diferentes células de un tejido;
cromosoma específico..........
El caso más conspicuo de heterocromatina facultativa es el de la heterocromatinización del
cromosoma X en el sexo homogamético de mamíferos que se abordará al final del programa en el capítulo
de la compensación de la dosis génica.
+
+
+
+
+
Nº DIPLOIDE DE CROMOSOMA:
(especies más utilizadas en citogenética)
Homo sapiens: 2n=46
Drosophila melanogaster 2n=8
Drosophila virilis 2n=12
Alium cepa 2n=16
Secale cereale 2n=14
Triticum aestivum 2n=42
Triticum monococcum 2n=14
Triticum turgidum durum 2n=28
Nº DE CROMOSOMAS (casos extremos)
Crepis capilaris 2n=6
Crocus s.p. 2n=6
Ophioglossum (helecho) 2n=(aproximadamente) 500
Voaniola geradii (monocotiledónea) 2n=596
Sedum suaveolens (dicotiledónea) 2n=640
Myrmecia pilosula (hormiga) machos n=1; hembras 2n=2
Parascaris (nemátodo) somática 2n=60; germinal n=1 ó n=2
Lysandra atlantica (lepidóptero) 2n entre 430 y 470
Tympanoctomys barrarae (roedor) 2n= 102
16
-03.06-
**
*
*
**
**
CROMOSOMAS POLITÉNICO S DE D ro sop hila virilis
(2n=12)
*zona de baja replicación
**zona de alta replicación
*
CROMOSOMAS ESPECIALES: CROMOSOMAS POLITÉNICOS
En 1933 Painter, Meitz y Bauer descubrieron que las estructuras largas con engrosamientos y
estrías que Balbiani había descrito en 1881 en glándulas secretoras de dípteros eran en realidad un tipo
especial de crom osomas. S e les llam aron crom osom as politénicos (m uchos filam entos) y se pudo
determinar que están formados por sucesivas replicaciones de pares de cromosomas homólogos sin
separación ni de cromosomas ni de crom átidas (endorreduplicaciones). El número de crom osom as
politénicos que presenta una célula es n (1/2 de los de una célula diploide normal) ya que como punto de
iniciación de las endorreduplicaciones los cromosomas homólogos aparean o se asocian entre sí [por
ejemplo, Drosophila melanogaster (2n=8) tiene 4 cromosomas politénicos y D. virilis (2n=12) tiene 6]. Se han
descrito en algunos tejidos de algunos animales como las glándulas salivales de dípteros y en algunos
tejidos de algunos vegetales como el suspensor del guisante.
Las endorreduplicaciones se producen en cromosomas interfásicos y el aspecto bandeado de estos
cromosomas se debe a la coincidencia en el apareamiento de homólogos y en las endocopias de los
cromómeros (bandas) y la cromatina intercromomérica (interbandas). (Fig. 3.10)
Figura 3.10
APROXIMACIÓN ESQUEMÁTICA A LA ESTRUCTURA DE LOS CROMOSOMAS POLITÉNICOS
par de homólogos
1ª endorreduplicación
2ª endorreduplicación
aspecto de politénico
endocopias apareadas
endocopias apareadas
[email protected]
interbanda
Como la espiralización a nivel de cromómeros se mantiene en las endocopias, los cromosomas
politénicos resultan unas 200 veces más largos que los metafásicos y su diámetro al cabo de entre 13 y 16
endorreduplicaciones alcanza entre 100 y 250 µm.
17
-03.07Figura 3.11
velocidad de replicación
Tradicionalmente se han explicado las endorreduplicaciones como
mitosis
citocinesis
una modificación del ciclo celular tal que al acabar S las células pasan
directamente al ciclo siguiente en G1 (Fig.3.11). Sin embargo este modelo no
explica satisfactoriamente las observaciones realizadas por Sorsa y Sorsa al
n
microscopio electrónico de transmisión, consistentes en que el grosor de los
c ió
G2
lica
up
d
cromosomas politénicos no es homogéneo en toda su longitud, no todos los
e
rr
do
en
segmentos tienen el mismo número de endocopias. (Fig. 3.13)
G1
Las endocopias se
Figura 3.12
S
d
ic
o
t
o
m
iz
a
n
a
l
p
a
s
a
r
d
e
media
temprana
tardía
zonas m ás estrechas a
S
otras más anchas.
ta
l
Sabiendo
además
que
las
zonas
heterocromáticas
a
que replican durante el final del periodo S tienen un número
m u y bajo d e en do rre du plica cion es y que las zon as con
di a
me
n úm ero alto se corre spo nd en con zon as d e re plicación
temprana, en la actualidad los modelos de endorreduplicación
proponen que las células se mantienen siempre en la fase S
b aja
endorreduplicándose más veces las de replicación más temtardía
media
temprana
prana (en este caso lo importante es que es más rápida) y
S
menos las de comienzo de replicación más lento. (Fig.3.12)
Así, después de 13 endorreduplicaciones las zonas de replicación
más temprana estarán compuestas por 16.384 cromosomas en paralelo y en
el mismo tiempo las zonas heterocromáticas apenas se habrán endorreduplitardía
cado hasta 8 o 16 endocopias.
Figura 3.13
La finalidad de la politenia parece ser la obtención de más copias de
información que permitan transcribir más y obtener así un producto génico aspecto tras varias endorreduplicaciones
mucho más abundante. En este sentido se ha detectado transcripción en las
bandas de los politénicos aunque la cromatina se encuentra plegada sobre sí
misma (cromómeros) y niveles mayores de transcripción en las zonas de alta
endorreduplicación que reciben el nombre de ADN puff. Por contra las zonas estrechas tienen poca transcripción y en las zonas heterocromáticas ésta es nula.
Los genes de mantenimiento general de la célula (G k), con replicación temprana, tienen más
endorreduplicaciones y producen más proteína. Este hecho explica la endorreduplicación en tejidos con alta
actividad metabólica (glándulas salivales de dípteros) pero parece contrapuesto con que la sufran sólo unos
pocos tejidos y que no son más activos los genes específicos (G s ) de esos tejidos en concreto.
Existe un mecanismo para hiperactivar determinados genes en
Figura 3.14
determinados momentos del desarrollo, por supuesto en células con
puff producido por la desespiralización completa de una banda
politenia. Se trata de la desespiralización completa de una banda o zona
puff
de pequeñas bandas próximas entre sí, con lo que la transcripción se
m u ltip lic a e x p o n e n cia lm e n te . C u a n d o s e p ro d u c e e ste tip o d e
desespiralización se dice que se forma un puff (Fig. 3.14).
puff
Los puff son producidos por la acción directa de hormonas como
[email protected]
la ecdisona y son estructuras reversibles.
Los segmentos heterocromáticos están menos endorreduplicados y además de la fragilidad propia
d e su e str ec he z, p re se n ta n la p ro p ie d a d de te n e r cie rta te n de n cia a un irse e n tre sí. L a s zo n as
heterocromáticas que son muy extensas, como los centrómeros de Drosophila, quedan muy reducidas en las
células con politenia y además se asocian entre sí formando una estructura llamada cromocentro, de la que
salen los brazos cromosómicos.
Otras zonas heterocromáticas como telómeros y estrechamientos tienden también a unirse entre sí y
con los cromocentros con una frecuencia que según B arr y Ellison es proporcional a la cantidad de
heterocromatina. A este tipo de uniones esporádicas se les llamó apareamientos ectópicos.
Los patrones de bandas igual que los patrones de cromómeros en las etapas iniciales de la profase I
en meiosis, permiten identificar cromosom as e incluso regiones crom osóm icas muy pequeñas. E sta
característica hace de los cromosomas politénicos el material ideal para el análisis citogenético de anomalías
estructurales, para la realización de mapas físicos y para su integración con los genéticos.
El modelo que explica perfectamente la politenia
puff
Puff en chironomus
puede considerar solamente la velocidad de replicación.
Los cromosomas entran en una sucesión de replicaciones
a diferentes velocidades; al final las zonas rápidas tienen
muchas más endorreduplicaciones que las zonas lentas.
Los puffs ponen de manifiesto que toda la banda es una unidad de función
y funciona de forma coordinada. ello hace pensar que no debe contener
genes aleatoriamente asociados.
18
-04.01MEIOSIS:
En la gametogénesis o la esporogénesis, se llama meiosis al conjunto de dos divisiones del núcleo
(sin síntesis replicativa entre ellas) que preceden a la formación de los gametos o las meiosporas.
La meiosis es parte del proceso de diferenciación celular de los organismos eucariotas con repro ducción sexual que conduce a la formación de los gametos, sin embargo la mayoría de las definiciones
sólo hacen referencia a las divisiones del núcleo y los cromosomas (que es estrictamente la meiosis) sin
preocuparse si es parte de un proceso más am plio; com o ejem plo D arlington definió la m eiosis:
“ocurrencia de dos divisiones de un núcleo acompañadas por una sola división de sus cromosomas”.
En otras definiciones más tradicionales y un poco más amplias, a las divisiones de la meiosis se
les denomina primera división (I) (reduccional) y segunda división (II) ecuacional. Esta distinción entre
ecua ciona l y re du cciona l fue utilizad a co n a nteriorid ad al d escubrim iento de los fe nóm e nos de
sobrecruzamiento y sus consecuencias genéticas (la recombinación) y se entendía la primera división
como una reducción de la cantidad de información genética diferente (reduccional) mientras la segunda
división se entendía como un mantenimiento de la cantidad de información genética diferente en cada
célula hija (ecuacional).
Cuando se puso de manifiesto que existía intercambio entre cromosomas homólogos se abandonó
la nomenclatura reduccional-ecuacional, o en todo caso se decía que la primera división era en parte
reduccional y en parte ecuacional y la segunda era complementaria de la primera, también en parte
reduccional y en parte ecuacional.
Sin embargo es posible encontrar textos en los que la terminología reduccional-ecuacional no está
referida a la cantidad de información genética diferente sino al número de cromosomas, que en la primera
se reduce a la mitad y en la segunda se mantiene. Por ello la nomenclatura, obsoleta por otra parte, es
equívoca y lo más conveniente es no utilizarla.
La meiosis se caracteriza por:
Reconocimiento y apareamiento de los cromosomas homólogos
Sobrecruzamiento
Mantenimiento de uniones producidas por sobrecruzamiento (quiasmas)
Orientación de centrómeros homólogos a polos opuestos en 1ª división (sintélica)
Disyunción de cromosomas homólogos y migración al azar a los polos en 1ª división
La meiosis es responsable de:
Reducción del número de cromosomas a la mitad (de 2n a n)
Aumento de la variabilidad genética
Recombinación
Migración al azar de centrómeros
Reparación de defectos genéticos
Eliminación de letales gaméticos
Mantenimiento de una línea celular totipotente (la germinal) permitiendo la diferenciación de otras
líneas celulares.
La meiosis está precedida de una “interfase premeiótica” en la que las células se preparan para
las divisiones posteriores. Esta interfase es de mayor duración que las existentes entre dos mitosis, las
células crecen hasta alcanzar un tamaño mayor del habitual y se realiza la totalidad de la replicación de los
cromosomas si bien queda de un 0.3 a un 1% de la síntesis de DNA pendiente que se realizará durante la
profase. Así al entrar en meiosis los cromosomas tienen cada uno dos cromátidas hermanas completas.
Aunque la meiosis es un proceso continuo, cada división para su estudio se divide en fases o
etapas, en principio con los mismos criterios utilizados en la mitosis (profase, metafase, anafase y
telofase).
Primera división: profase I; metafase I; anafase I; telofase I.
Segunda división: profase II; metafase II; anafase II; telofase II.
En las dos divisiones la profase se corresponde con la espiralización de los cromosomas, la
metafase con el anclaje de los cinetocoros al huso y la colocación de los cromosomas en placa ecuatorial,
la anafase con la emigración de los cromosomas a los polos y la telofase con la desespiralización.
La profase I es una etapa muy larga y compleja en la que a la vez que los cromosomas se
espiralizan progresivamente intervienen en otra serie de procesos específicos de esta etapa. Por ello,
aunque es un proceso continuo, para su estudio se subdivide en una serie de etapas que se definen por
los procesos que van ocurriendo y que reciben los nombres: leptotena (filamento delgado), zigotena
(filam ento unid o), paquitena (filam ento grue so), diplotena (filam ento doble), d iacine sis (hacia el
movimiento).
[email protected]
19
-04.02-
LEPTOTENA: (filamentos delgados) (Fig.4.1). Comienza citológicamente la meiosis al hacerse visibles los cromosomas
como hebras largas y finas (a). Como consecuencia de la síntesis replicativa pre-meiótica cada cromosoma tiene dos
cromátidas pero no se ven individualizadamente al microscopio óptico.
Cromosomas ligeramente espiralizados (largos y finos)
cada uno con dos cromátidas
Figura 4.1
ESQUEMA DE MEIOSIS (2n=8)
LEPTOTENA
cromómeros
c
envoltura nuclear
cromosomas
secuencia de cromómeros
idéntica en homólogos
nucleolo único
d
b
a
bouquet
[email protected]
bouquet
cromosomas homólogos no apareados
elementos laterales de complejos
sinaptinémicos
Durante esta etapa se desarrollan a lo largo del cromosoma pequeñas áreas de engrosamiento; son los
cromómeros que se forman por el plegamiento sobre sí misma de la cromatina (Fig. 4.1 c). Los cromómeros, que pueden
diferenciarse por su tamaño y la separación existente entre ellos, se distribuyen según un patrón constante a lo largo de
cada cromosoma. Así se pueden identificar incluso fragmentos cromosómicos por la secuencia de cromómeros (esta
identificación es posible sobre todo en las etapas siguientes de la profase, cuando los crom osomas están m ás
espiralizados y asociados los homólogos entre sí).
Aunque la disposición de los cromosomas en el núcleo pueda parecer totalmente anárquica, ofreciendo en
general un aspecto de ovillo enredado, no es así en toda su extensión pues se observa sistemáticamente una mayor
concentración de los cromosomas en una zona que Thomas y Kaltsikes denominaron en 1976 “bouquet”. Analizado en
detalle el bouquet se ve formado por la aglomeración de cromosomas producidos por la concentración de telómeros en
una zona concreta del núcleo (Fig. 4.1 b).
Parece ser que en la mayoría de los casos el bouquet se produce por la acción de algunas proteínas cromosómicas no
histonas asociadas a heterocromatina que se unen a proteínas específicas de tipo contráctil que formando parte de la lámina, se
asocian a su vez con proteínas de la membrana interna de la envoltura nuclear. (Las proteínas contráctiles son del tipo de la tubulina y si
se tratan los premeiocitos con colchicina el bouquet no se forma). La fluidez de la membrana interna permite el movimiento de sus
proteínas con los telómeros asociados, facilitando su reunión y a la larga como se verá el apareamiento de los cromosomas homólogos.
En otras ocasiones el bouquet no se produce por asociación de telómeros sino por reunión de secuencias codificantes
idénticas; en el caso de Xenopus leavis todos los extremos de todos los cromosomas se unen por la zona que sintetiza RNAr 5S.
El hecho de que en meiocitos se encuentre sistemáticamente sólo un nucleolo, si las regiones del organizador nucleolar
(NOR) son activas en todos los cromosomas en que se encuentren, puede significar también un sistema para colocar en proximidad
secuencias homólogas.
en la actualidad se está trabajando en determinación de la existencia de un “a modo de bouquet” de centrómeros que también
facilitaría tanto el funcionamiento como la multiplicidad de los puntos de inicio del apareamiento.
El bouquet por tanto, es una estructura de importancia capital asociada al apareamiento de los cromosomas.
La mayor concentración de cromatina en la zona del bouquet implica que de forma normalmente opuesta se observen amplias
lazadas cromosómicas sueltas. Esto indica que los cromosomas no están comprimidos en el núcleo, que tienen espacio más que
suficiente para el movimiento. Este hecho que es fundamental para las aproximaciones estre homólogos que concluirán con el
apareamiento, se describió como algo inespecífico en 1905 por McClung que le dio el nombre de sinícesis, hoy en desuso.
En leptotena a la vez que progresa la espiralización, los cromosomas van asociando a su borde proteínas
básicas no histonas que forman un cordón continuo a lo largo del cromosoma. Esta estructura forma parte de los
complejos sinaptinémicos que están implicados en el proceso de apareamiento de los cromosomas homólogos y reciben
el nombre de elementos laterales de los complejos sinaptinémicos (EL) (Fig. 4.1 d).
cromómeros
Cada elemento lateral de los futuros complejos sinaptinémicos parece que es
una estructura única formada por proteínas básicas no histonas que tienen afinidad por
las sales de plata (platas amoniacales), resultando fácilmente teñibles para actuar como
densos a los electrones. En la zona de unión con la envoltura nuclear hay ARN y actina
o una proteína del mismo tipo (Fig. 4.2).
Algún tipo de mecanismo hace que su longitud se ajuste a la de los
cromosomas; conforme progresan éstos en la espiralización y se acortan, los elementos
elemento lateral
laterales ajustan su longitud a la del cromosoma.
corte transversal
cromátidas
No se ha detectado que los ELs sigan los plegamientos de la fibra de cromatina
en los cromómeros, más bien parece que permanecen fuera de los cromómeros y sólo en contacto con el cromosoma
en los segmentos en que éstos no se pliegan sobre sí mismos.
Durante la leptotena en el nucleolo se sintetiza una ribonucleoproteína que formará en el futuro el elemento
central de los complejos sinaptinémicos (EC). Estas moléculas permanecen acumuladas en la parte granular del
nucleolo hasta el reconocimiento de homólogos en la zigotena.
Se considera que la leptotena termina cuando comienza el apareamiento entre cromosomas homólogos, que es
tanto como decir que termina cuando comienza la fase siguiente. Esta aparente simpleza sirve para ilustrar que la meio sis debe entenderse como un proceso continuo, sin interrupciones bruscas, y que sólo para su mejor comprensión se
subdivide en fases y etapas.
LEPTOTENA
Figura 4.2
cromátidas
20
-04.03ZIG OT ENA : (filamentos asociados). (Fig. 4.3). S e de fin e com o la etapa de la pro fase I durante la que se produce el
apareamiento de los cromosomas homólogos “cromómero a cromómero” y en toda su longitud al final de esta etapa (d).
Durante la zigotena siguen espiralizándose los cromosomas y consecuentemente acortando su longitud y aumentando
su grosor (a). Los cromómeros adyacentes con la espiralización pueden asociarse entre sí formando otros más patentes, se
simplifica el patrón de cromómeros siendo el momento en que se aparean los cromosomas el más favorable para la identificación
de segmentos cromosómicos por la secuencia de cromómeros (b). Persiste la envoltura nuclear y el nucleolo si bien este último
mengua considerablemente.
Figura 4.3
ESQUEMA DE MEIOSIS (2n=8)
progresión del apareamiento
entre cromosomas homólogos
ZIGOTENA
[email protected]
final de zigotena
espiralización prograsiva
apareamiento progresivo
bivalentes
b
cromómeros bien patentes
merma
del nucleolo
progresión del apareamiento
entre cromosomas homólogos
final de zigotena
c
elemento lateral
complejo sinaptinémico
d
a
cromosomas homólogos
apareados en toda su longitud
Durante la zigotena se produce una pequeña síntesis de ADN al que se denominó zigDNA (algunos autores utilizan
zDNA pero puede resultar equívoco con las estructura Z del ácido desoxirribonucleico). Stern y Hotta en 1977 realizan los
primeros análisis bioquímicos de la profase I meiótica encontrando síntesis de ADN tanto en zigotena como en paquitena;
uniendo estos datos a los procesos de apareamiento y sobrecruzamiento que en ellos tienen lugar proponen subdividir la profase
I en cuatro etapas, a saber, prezigotena, zigotena, paquitena y post-paquitena
Como ya se ha indicado la síntesis de ADN en zigotena es cuantitativamente poco importante (junto con la de paquitena
suponen entre un 0.3 y un 1% de la síntesis total de ADN). Al principio se pensó que el zigDNA se distribuía por todo el
crom osoma siendo el responsable del reconocimiento entre zonas homólogas en el apaream iento de los cromosomas,
posteriormente se determinó que la síntesis se produce en presencia de un complejo lipoproteico (proteína r o proteína de
reasociación) y parece que no se une al resto del ADN hasta el principio de la separación de los cromosomas. De esta manera
su función queda en entredicho sin que se haya postulado con firmeza ninguna alternativa.
La zigotena es la etapa del apareamiento entre cromosomas homólogos. El apareamiento comienza en uno o en varios
puntos diferentes de los cromosomas homólogos. Tradicionalmente se consideró que los puntos de iniciación del apareamiento
eran fijos y se les dió el nombre de zigómeros (Sybenga en 1966 los define como unidades fijas e hipotéticas en las que se
supone que comienza el apareamiento de homólogos). En la actualidad, aceptando la existencia de puntos fijos de inicio del
apareamiento como los telómeros reunidos en el bouquet o los NOR de algunos anfibios, parece más lógico pensar en una
acción puramente mecánica del resto del cromosoma a la hora de aparearse.
El apareamiento está íntimamente relacionado con los complejos sinaptinémicos (CS) que son estructuras de las que
son parte los EL (elementos laterales ) formados en leptotena (c). Al aparearse segmentos homólogos de cromosomas, se
establecen entre ellos unos filamentos transversales que mantienen en paralelo los EL y desde el nucleolo se transportan las
ribonucleoproteínas granulares presursoras del elemento central (EC) y se depositan sobre los filamentos transversales y entre
los EL de forma más o menos uniforme, estabilizando los CS (Fig. 4.4).
Este depósito uniforme va eliminándose por trozos o concentrándose hasta que queda un fino elemento central típico y
unos acúmulos irregularmente distribuidos que se denominan nódulos zigoténicos. El número de nódulos zigoténicos va
disminuyendo conforme avanza la meiosis y se van haciendo más pequeños y redondeados.
Figura 4.4
cromatina
EC cromatina
EL
EL
EL
EL
cromatina EC
cromatina
EL=proteínas básicas no histonas+ARN+simil actina
EC=ribonucleoproteínas+ADN+miosina
Los complejos sinaptinémicos se han encontrado en las profases I
de todos los meiocitos.
Bioquímicamente considerados los EL están constituidos por
proteínas básicas no histonas que tiñen con platas amoniacales; además en
las zonas de unión con la envoltura nuclear tie nen AR N y actina o u na
proteína sim ilar. Los EC están constituidos por ribonucleoproteínas, con
proteínas diferentes a las de los EL pues no se tiñen con plata. A estas
ribonucleoproteínas se asocia miosina en forma de filamentos y se duda si
además hay algo de ADN asociado a ellas.
Las diferencias estructurales entre EL y EC hacen que con las
técnicas de “spreading” que es la habitual para la observación de complejos
sólo se tiñen los EL.
21
-04.04La formación de los complejos sinaptinémicos tiene lugar de la siguiente manera. En leptotena, cuando los
extremos de los cromosomas están unidos a un área restringida de la envoltura nuclear formando el bouquet, aparecen
los elementos laterales (EL) asociados a cada cromosoma lateralmente. Dada la espiralización que en ese momento
presentan los cromosomas, sólo una pequeña porción de la cromátida está en contacto con el EL
También en leptotena y en el nucleolo se sintetiza o se almacena la ribonucleoproteína que es precursora del
elemento central (EC).
En zigotena los EL se aproximan unos a otros y comienzan a aparearse respetando la homología entre ellos.
Se empiezan a formar los filamentos transversales que ponen en contacto los EL. Sólo después del reconocimiento de
los homólogos entre sí se transporta desde el nucleolo la ribonucleoproteína granular y se deposita entre ellos de forma
más o menos uniforme estabilizando el CS.
Del depósito más o menos uniforme se van eliminando trozos o concentrándose hasta que queda un fino y
típico EC e irregularmente distribuidos unos acúmulos de ribonucleoproteína que se denominan nódulos zigoténicos.
El número de nódulos zigotéticos va disminuyendo conforme avanza la meiosis y se van haciendo más
pequeños y redondeados. En paquitena queda una frecuencia de nódulos que es coincidente con la frecuencia de
recombinantes que se detecta posteriormente. Entonces a los nódulos se les llama nódulos de recombinación. Se
sabe que por cada sobrecruzamiento se forman dos recombinantes pero como se verá al analizar la recombinación de
los inicios de sobrecruzamiento sólo la mitad da lugar a intercambio entre cromátidas y por tanto a recombinantes.
Figura 4.5
Si hay un nódulo de recombinación en cada inicio de sobrecruzamiento
La frecuencia de nódulos es igual a la de recombinantes ya que:
2 inicios de recombinación
1 sobrecruzamiento
2 recombinantes
2 parentales
1 sin sobrecruzamiento
4 parentales
2 recombinantes
2 inicios de recombinación
La formación de los nódulos de recombinación por concentración permite explicar los fenómenos de
interferencia de quiasmas.
Los nódulos de recombinación fueron observados por primera vez por Rasmussen y Holm en 1978 y
relacionados con la recombinación por A. Carpenter en 1979.
Los complejos sinaptinémicos se desorganizan durante la paquitena pero donde se localizan los nódulos de
recombinación quedan restos que pueden detectarse incluso después de diplotena.
En la actualidad se acepta de modo general que los complejos sinaptinémicos (CS) son responsables del
ap are a m ie n to h o m ólo go e n m eio sis (sin é ste no se ría p osib le la rec om b ina ció n m e ió tica). A d em á s d e la s
observaciones y otros datos indirectos, apoya esta afirm ación los resultados obtenidos por el tratam iento con
mitom icina C (que inhibe la sín tesis d e ADN) dura nte la zigote na que im pedía la formación de CS y no ha y
recombinación. El mismo efecto pero reversible lo tiene el 2-desoxirribonucleósido de adenosina que inhibe la síntesis
de zig-ADN y mientras actúa no se ensamblan los complejos. En resumen la síntesis de ADN es indispensable para el
apareamiento.
Sin embargo la necesidad de los complejos sinaptinémicos para la recombinación es sólo en meiosis pues,
por una parte los procariotas tienen fenómenos de recombinación sin CS; la recombinación somática no está mediada
por CS. Tampoco debe dejar de citarse que la relación entre CS y apareamiento cromosómico está limitada a la meiosis pues en algunas células somáticas (ganglios cerebrales o glándulas salivales de dípteros) hay apareamientos de
homólogos sin complejos sinaptinémicos.
Complejos sinaptinémicos en meiosis aquiasmáticas:
Los machos de dípteros como Drosophila y las hembras de lepidópteros como Bombix no forman
sobrecruzamientos ni presentan, por tanto, recombinación entre homólogos; sin embargo el reparto de cromosomas
en anafase I es regular (un homólogo migra a cada polo) porque los cromosomas permanecen apareados hasta ese
momento. La estructura que mantiene unidos los cromosoma hasta el final de metafase I es una modificación perdurable de los CS.
En estos casos los CS hasta paquitena presentan un aspecto normal pero a partir de ahí se van adicionando
nuevos materiales a los EL que como consecuencia se engrosan, llegan a tapar completamente el espacio entre ellos.
En metafase I el CS transformado tiene una coloración uniforme y no se observa en él estructura tripartita. En anafase
I se separa de la cromatina y se libera al citoplasma. Este fenóm eno cuando se observó por primera vez al
microscopio óptico se interpretó como “eliminación de cromatina” describiéndose en varias especies de lepidópteros.
¿Qué mecanismos aparean a los homólogos?:
Los datos que se conocen sobre el proceso del apareamiento permiten especular sobre las causas que
desencadenan el proceso. Los extremos de los cromosomas se encuentran reunidos en una zona y anclados por
proteínas elásticas a la membrana interna de la envoltura nuclear; la fluidez de la membrana facilita la aproximación y
reconocimiento de homólogos. Sin embargo algunos autores consideran fundamental la asociación somática de
cromosomas homólogos que se definiría como una tendencia de los cromosomas homólogos a ocupar posiciones
próximas (ya se ha descrito en algunas células especiales como las salivales de dípteros, pero no se ha visto esta
asociación estrecha en la inmensa mayoría de las células estudiadas).
22
-04.05Antes de producirse el apareamiento los cromosomas están tan desespiralizados que no se puede apreciar si
existe tendencia de los homólogos a encontrarse más próximos entre sí que con cualquier otro cromosoma.
¿Existe una asociación somática de homólogos?
Como tal nunca se ha probado su existencia pero si se considera que en las telofases mitóticas, por reunirse
todos los centrómeros en el polo,, los telómeros de los cromosomas con índices centroméricos similares (incluidos los
homólogos) se concentran en un plano, y que los cromosomas apenas se desplazan durante las interfases, existe por
lo menos una facilitación en la formación del bouquet.
Por otra parte, que la proximidad tiene que ver con el bouquet y no con la asociación por homología lo pone
de manifiesto el siguiente experimento:
cromosomas 2n+1
isocromosoma (4s)
Figura 4.6
iso
Para estar próximos y poder aparear los homólogos necesitan el bouquet mientras que los dos brazos
idénticos del isocromosoma sin necesidad de otras estructuras siempre están unidos.
Figura 4.7
Hoy se cree que la dinámica del apareamiento comienza con
p r u e b a s d e a p a re a m ie n t o d e c ro m o s o m a s a l a za r, t e n ie n d o m á s
p r o b a b il id a d l o s q u e e s t á n m á s p ró xi m o s . S i s o n h o m ó l o g o s e l
apareamiento progresa y si no lo son las irregularidades producen una
tensión del apareamiento que “salta”, se deshace y cada cromosoma repu diado prueba con otro.
El proceso aunque al principio pueda ser un poco lento va cogiendo
velocidad progresivamente ya que los apareamientos homólogos persisten y
reducen drásticamente las posibilidades de pruebas de apareo.
iso
esquema del apareamiento al final de zigotena
en célula tratada con colchicina en premeiosis
Una vez que se ha presentado el modelo del inicio y la progresión
del apareamiento la pregunta es ¿cómo se reconocen exactamente los
cromosomas homólogos?
Se presentan a continuación una serie de posibilidades que pueden
combinarse entre sí o con otras ideas no expuestas aquí.
1ª posibilidad: La secuenca nucleotídica del ADN de las zonas apareantes, por tener grandes
coincidencias entre homólogos permite el reconocimiento específico.
2ª posibilidad: Los EL de cada par de homólogos son diferentes en algún nivel de su composición
y sólo es estable el apareamiento entre EL de homólogos.
3ª posibilidad: La secuencia en la colocación de fibrillas transversales, específica de cada
cromosoma, determina el reconocimiento. (Llevaría a preguntar ¿qué determina la secuencia de fibras
transversales?)
4ª posibilidad: La secuencia de tamaños de los plegamientos de la cromatina en dominios,
también específica para cada par de homólogos, determina el reconocimiento. (Los segmentos entredominios tienen tamaños diferentes que se repiten en homólogos).
Tomar como responsable la secuencia nucleotídica directamente presenta dificultades si se piensa en
complementariedad de bases (no se puede aceptar una desorganización de las dobles hélices, intercambio etc. en
toda la longitu d del apareamiento ) tampoco es probable que el tipo de giro, dete rm inado por las bases, sea
responsable pues la asociación a proteínas (histonas y no histonas) es fuerte.
Considerar que los EL de cada par de homólogos están constituidos por una proteína específica no explicaría
los apareamientos en haploides (en centeno se han descrito apareamientos de hasta el 84.8%) y muy difícilmente los
de los heterocigotos para translocaciones recíprocas.
Las posibilidades 3ª y 4ª no se han estudiado en absoluto pero no parecen malas candidatas para explicar el
apareamiento, máxime cuando se ha podido determinar que éste no es muy exacto y que se puede corregir según se
avanza en la meiosis. Ambas posibilidades no suponen un control directo del apareamiento, éste es la consecuencia
de la estructuración de la cromatina y está mediado por los complejos sinaptinémicos.
En Caenorhabditis elegans (2n=12; 6 bivalentes) al observar el apareamiento de homólogos se aprecia que el
inicio se produce sólo en un punto de cada bivalente, por uno de los extremos y no por el otro. A estas zonas se les
denomina centros de apareamiento meiótico (MPC) o regiones de reconocimiento de homología (HRR) y este último
nombre es debido a que, una vez conocida toda la secuencia del gusano, se encontró que en cada par de homólogos
había en esa zona una secuencia oligonucleotídica que era específica de par. Hay 6 secuencias diferentes cada una
de las cuales se encuentra sólo en uno de los extremos de un par de homólogos. La interpretación es que estás
secuencias están situadas en zonas no asequibles a las condensinas (zonas interdominios) y por sus características
se asocian a ellas determinadas proteínas con una disposición tal que la tex12 (proteína que form a las fibras
transversales de los complejos sinaptinémicos tenga una localización exacta en ambos homólogos.
[email protected]
23
-04.06Sin embargo hacer un razonamiento completamente mecanicista y sólo a nivel de reconocimiento
de homólogos es una simplificación del proceso de apareamiento ya que además existen genes que
controlan el apareamiento homólogo de los cromosomas, al menos en algunas especies como T. aestivum
ESQUEMA SIMPLIFICADO DE LA EVOLUCIÓN DEL TRIGO
GENOMIO A
Figura 4.8
genomio
ancestral
(n=7)
Triticum aestivum
genomios
GENOMIO B
GENO MIO A
GENOMIO D
*
GENOMIO B
Triticum aestivum
grupos de homeología
GENOMIO D
1
2
3
4
5
6
7
Los cromosomas homeólogos tienen un origen común, son parecidos entre sí pero no tanto como
lo son los homólogos.
[email protected]
En el apareamiento normal de los 42 cromosomas se forman 21 bivalentes, es decir, el apareamiento está
restringido a homólogos (Fig. 4.8).
Sears encontró un mutante en el que el apareamiento se produce tanto entre cromosomas homólogos como
h om eólogos ( * ), form ándo se m ultivalentes con encad enam iento que p erd ura ban h asta la metafase I. a l gen
determinante de este comportamiento se le denominó ph1b, alelo de un gen dominante que determina la condición
normal llamado Ph1, localizado en el brazo largo del cromosoma 5B. (Después se encontraron otros controladores del
apareamiento como el mutante ph2b, alelo de Ph2 del cromosoma 3D). Al gen Ph1 se le calificó como “supresor del
apareamiento homeólogo” puesto que en su ausencia se produce apareamiento entre cromosomas homeólogos.
Por otra parte, la ausencia de Ph1 se puede conseguir por deleción del brazo cromosómico 5BL y sobredosis
del mismo gen por duplicaciones del mismo brazo cromosómico (Fig. 4.9).
Ph1 Ph1 = normal = Sólo apareamiento homólogo
Ph1 ph1b
= normal = Sólo apareamiento homólogo
ph1b ph1b
= apareamientos homólogos y homeólogos (multivalentes encadenados)
nuli 5BL = apareamientos homólogos y homeólogos (multivalentes encadenados)
tetra 5BL
= univalentes (no se detectan apareamientos en metafase I)
Figura 4.9
1
2
3
4
7
5
6
nuli 5BL (ausencia de Ph1)
1
2
3
4
5
6
tetra 5BL (4 dosis de Ph1)
7
En estos resultados se aprecia un efecto de dosis, con 4 dosis de Ph1 (tetra 5BL) sólo hay univalentes, con 2
dosis hay bivalentes y con 0 dosis (nuli 4BL) hay multivalentes.
Además se pudo comprobar que los complejos no se alteran sea cual sea el genotipo para Ph1 (Gillies 1987).
Al analizar los apareamientos no se detectaron diferencias para los distintos genotipos en el principio de la
zigotena, como los cromosomas tienen varios puntos de iniciación del apareamiento se aprecian apareamientos de
varios cromosomas entre sí. Los portadores de algún gen Ph1 corregían con el tiempo el aparemiento pues en el final
de zigotena sólo se encuentran apareamientos entre dos cromosomas, pero en los ph1b ph1b y en los nuli 4BL nunca
se encontraba un apareamiento completo ni corregido y los encadenamientos entre bivalentes, producto de varios
puntos de iniciación, se mantenían pudiendo apreciarse después hasta en metafase I. (Holm 1988-89).
Con todos estos datos se acepta como válida la hipótesis formulada por Hobolth en 1981:
El gen normal Ph1 retrasa el sobrecruzamiento hasta que el apareamiento se limita únicamente a los
homólogos. En su ausencia el tiempo se acorta y los sobrecruzamientos se producen cuando no se han resuelto los
apareamientos homeólogos. En el caso de plantas con dosis extra el periodo anterior al sobrecruzamiento se hace tan
largo que se resuelve el apareamiento sin que se haya producido sobrecruzamiento y con la desorganización de los
complejos sinaptinémicos sólo quedan univalentes.
Naturalmente Ph1 no es un cronómetro, aunque su efecto sea temporal debe pensarse que su producto es
una proteína que, de alguna manera, retrasa la formación de los sobrecruzamientos, por ejemplo inactivando durante
un tiempo algún enzima de los que intervienen en el intercambio.
En resumen, el apareamiento debe considerarse como un proceso efectivo de unión de homólogos pero no
excesivamente exacto. Por otra parte aunque es claro que se produce mecánicamente por procesos de ensayo y error,
existe un control del procedimiento regulado genéticamente.
PAQUITENA (filamento grueso) los cromosomas entran en paquitena completamente apareados y siguen
espiralizándose paulatinamente a la vez que merma el nucleolo. Durante la paquitena tiene lugar la síntesis de ADN
que se denominó paq-ADN (P-ADN) que parece que está relacionado con la reparación de algún trozo de doble hélice.
Pero sobre todo en paquitena es el momento en que se produce el sobrecruzamiento, que es el intercambio entre
cromátidas homólogas que produce la recombinación genética y que se observa citológicamente bajo la forma de
quiasmas.
24
RECOMBINACIÓN: CONSIDERACIONES HISTÓRICAS
El redescubrimiento de los trabajos de Mendel trajo como consecuencia una serie de repeticiones y
comprobaciones experimentales utilizando otros organismos u otros caracteres con variabilidad para demostrar la
universalidad de las conclusiones.
Entre los trabajos de guisante (Pisum sativum) Bateson y Punnett estudiaron la independencia de la
transmisión de las características: color de la flor (Púrpura o roja) y forma del polen (Alargado o redondo).
Cruzaron las líneas no segregantes (parentales) Púrpura Alargado X roja redondo. (Figura 4.10a)
La F1 (homogénea) resultó Púrpura Alargado. Luego: (Púrpura P>p roja) (Alargado L>l redondo).
La F2 (que se esperaba 9:3:3:1) resultó segregante pero con las siguientes proporciones:
14 Púrpura Alargado; 1 Púrpura redondo; 1 roja alargado; 4 roja redondo.
Explicaron el exceso de combinaciones parentales por la existencia de alguna forma de acoplamiento
físico entre los alelos , dominantes por un lado y recesivos por otro.
Siguiendo con otros cruzamientos en los que los parentales eran:
Dominante 1, recesivo 2 X recesivo 1, Dominante 2, (Figura 4.10b) los autores encuentran relaciones numéricas
similares con defecto de las clases (Dominante 1 Dominante 2) y (recesivo 1 recesivo 2); por lo que para indicar el
comportamiento de los genes Dominantes se propone que se diga que se encuentran en repulsión.
Experimentos de Bateson y Punnett con caracteres de Phaseolus vulgaris
Parentales
Figura 4.10a
PRIMER
CRUZAMIENTO
Parentales
Figura 4.10b
CRUZAMIENTO
RECÍPROCO
X
X
F1
F1
F2
F2
9
3
3
1 Esperados
14
1
1
4 Observados
Hay un exceso de parentales por acoplamiento de dominantes
-
+
+
-
Los dominantes parecen repudiarse
Al trabajar con F2 no se puede apreciar bien si la proporción en que aumentan las combinaciones
parentales es la misma en el primer cruzamiento y en el recíproco si lo que disminuyen los no parentales es
proporcional
Por otra parte en 1909 Janssens publica sus trabajos sobre meiosis de anfibios y plantea la pregunta “¿por
qué dos divisiones tanto en animales como en plantas si con una sola se podría conseguir la haploidía? ¿qué
significan esos entrelazamientos que se observan a partir de diplotena entre cromátidas hermanas? ¿se pueden
intercambiar las cromátidas?” (Recuérdese que en la fecha no se había probado que los genes estaban en los
cromosomas).
De ésta y otras preguntas surge la teoría de los quiasmatipos que propone la existencia de intercambios
entre cromátidas, homólogas o hermanas lo que, según sus palabras, “abre el campo a una más amplia
explicación citológica de la teoría
de Mendel”.
Conociendo este trabajo Morgan
retoma los de Bateson y Punnett
y les encuentra una explicación
analizando casos similares en
Drosophila
(Fig.
4.10c).
Consiguen un nuevo enfoque
cuando
estudian
los
retrocruzamientos:
En el retrocruzamiento,
con
independencia,
se
esperaban 1:1:1:1. y en el caso
estudiado
se
observan
aproximadamente 8:8:1:1.
Se determina que las
combinaciones parentales son
más frecuentes y además que
no difieren significativamente
entre sí, ocurriendo lo mismo
con las combinaciones no
parentales.
25
-04.08En aquel mismo tiempo Morgan trataba de comprobar la teoría cromosómica de la herencia y propuso explicar la
transmisión preferentemente conjunta de dos genes porque se encuentren situados en el mismo cromosoma; pero, ¿cómo
explicar las combinaciones nuevas menos frecuentes? Conociendo también que los cromosomas se unían por parejas en la
meiosis y que al separarse luego parecía que en algunos puntos quedaban las cromátidas entrecruzadas, propuso que
cuando los cromosomas se unían en meiosis se intercambiaban partes de ellos por un proceso que llamó
entrecruzamiento.
Discutiendo sobre la separación espacial de los genes, a finales de 1911, Morgan plantea una vez más que la
diferente fuerza de transmisión conjunta de los genes puede deberse a diferencias en la separación espacial de los genes.
En ese momento Sturtevant (entonces era alumno interno) propuso: “Si eso es así se puede establecer la secuencia de los
genes de una forma lineal en los cromosomas”.
“Ese mismo día en casa (abandonando mis deberes de clase) utilicé la mayor parte de la noche en realizar el
primer mapa cromosómico que incluía los genes ligados al sexo y, w, v, m, y r.” (Sturtevant, Historia de la genética). El
trabajo se publicó en 1913 (ver teoría cromosómica de la herencia).
En 1931 se da un nuevo paso en los conocimientos de la recombinación de la mano de Creighton y McClintock que
demostraron la existencia de una correlación entre las nuevas combinaciones génicas y el intercambio entre cromosomas.
Utilizan variantes para el cromosoma 9 de maíz, tanto morfológicas como génicas. El locus determinante de
existencia de color en la semilla (semilla coloreada C>c incolora), se encuentra próximo a un extremo del cromosoma 9 y en
ese extremo no todos los cromosomas 9 son iguales, algunos presentan un abultamiento (knob) y otros no. Otro locus
determina la textura del polen (ceroso W x>wx feculento) se encuentra en el mismo brazo pero muy próximo al centrómero y
a una translocación del otro brazo (Fig.4.11).
Figura 4.11
c
Wx
c
Wx
c
wx
X
C
wx
Del análisis de las descendencias se concluye que siempre que hay intercambio entre las partes de los cromoso mas homólogos que se detectan por ser heteromorfos, hay intercambio entre los genes asignados a esas regiones.
El intercambio entre homólogos se produce de hecho pues aparecen en la descendencia cromosomas con el knob
y sin la translocación y viceversa, y el intercambio va acompañado por la recombinación o aparición de nuevas combina ciones de genes.
En los mismos años una nueva polémica se desató entre los citogenetistas: Una vez de acuerdo en llamar
entrecruzamiento o sobrecruzamiento al intercambio entre cromátidas, y quiasma al cruce que se observa en diplotena, (Fig.
12a),
Figura 4.12a
En diplotena se observa:
¿cual es la secuencia, prim ero el quiasm a y lue go el intercam bio o prim ero e l
intercambio y como consecuencia el quiasma?
La primera alternativa implica un desplazamiento de las cromátidas que se
desplazan mientras que en la segunda hipótesis no hay desplazamiento alguno (Fig.
4.12b).
intercambio
quiasma
Figura 4.12b
hipótesis clásica
hipótesis de los quiasmatipos
intercambio
quiasma
A la primera hipótesis se la denominó “clasica” pues se basaba en las descripciones de Robertson y otros en 1916
y fue defendida fundamentalmente por Sax. La segunda hipótesis se la denominó de los quiasmatipos por estar basaba en
las propuestas de Janssens (ver pag. anterior) y fue defendida principalmente por Darlington.
En los años siguientes se presentaron algunas evidencias para demostrar la certeza de la hipótesis defendida por
Darlington. Una de ellas fue la observación de bivalentes heteromorfos en meiosis (Fig. 4.13):
Figura 4.13
1
CLÁSICA
diplotenas
2
QUIASMATIPOS
26
N u n c a se o b se rv a ro n
diplotenas de tipo 1,
s ie m p r e a p a r e cí a n la s
dos cro m átida s d e
extremos iguales juntas.
[email protected]
-04.09-
Tal vez la evidencia más fuerte de la imposibilidad física de la hipótesis clásica la presentó Darlington con el
análisis de diplotenas que mostraban bivalentes encadenados (Figs. 4.14 y 4.15):
Figura 4.14
Figura 4.15
QUIASMATIPOS
[email protected]
CL
A
IC
La observación en diplotena de figuras
c o n d o s b iv a le n t e s e n c a d e n a d o s
apoya fuertemente las hipótesis de
Darlington, ya que en caso contrario,
p a r tie n d o d e u n a p a r e a m ie nt o d e
h o mó lo go s a mp lio , la s c rom á tid as
tend rían que separars e p rim ero en
una longitud muy amplia y después ir
e nebrándose para unirs e a la
homóloga. Si además en el siguiente
quiasma intervienen las crom átidas
complementarias los desplazamientos
serían prácticamente imposibles
ÁS
BIVALENTES
ENCADENADOS
L o s b iv a le n t e s e n c a d e n a d o s d e l
esquema, en zigotena, podrían tener
un apareamiento de homólogos prácticamente completo.
En paquitena, con este mismo grado
de apareamiento, las cromátidas que
intervienen en los sobrecruzamientos
tendrían que desenhebrarse y luego ir
enh ebrá ndo se d e nu evo d e fo rma
cruzada lo que resultaría sumamente
difícil.
Aunque pueda pensarse que la cita de esta controversia se encuentra hoy desfasada, la abundante repetición en
textos de esquemas como el que se reproduce a continuación hace aconsejable el repaso de aspectos que como el presente
ayudan a comprender que la información ocupa un espacio físico que limita y controla su funcionamiento.
El sobrecruzamiento o entrecruzamiento es un fenómeno físico que supone la rotura y reunión de
cromátidas.
La consecuencia citológica del proceso es el quiasma, que se puede observar en bivalentes de la meio sis desde que los cromosomas comienzan a separarse.
Como se verá a continuación la rotura y reunión de cromátidas, en algunos casos, tiene como conse cuencia genética la recombinación o formación de nuevas combinaciones génicas.
-04.10MECANISMO MOLECULAR DE LA RECOMBINACIÓN:
El mecanismo molecular de la recombinación no preocupaba en los años 30 del siglo XX pero en 1961 la
utilización de microorganismos con ADNs sencillos y la posibilidad de marcarlos con isótopos pesados permitió
comprobar que las dobles hélices de ADN se rompían en el sobrecruzamiento y se soldaban de manera cruzada
dando lugar a dobles hélices mixtas (semipesadas) que coincidían en ser recombinantes para m arcadores
moleculares (Meselson y W eigle en fago λ). Interesa entonces determinar el mecanismo molecular del proceso y
su universalidad tratando de ver si es igual en procariotas y en eucariotas.
Sin embargo los primeros modelos del mecanismo molecular de la recombinación surgen del análisis
genético de ascomycetos (Fig. 4.16).
Los ascomycetos tienen, entre otras características la
27de mantener juntos los productos de cada una de
las meiosis y además de forma ordenada ya que los planos de división son siempre paralelos. Si a esto añadimos
la existencia de una mitosis post-meiótica en la que se mantiene el orden, sin duda los ascomycetos son un buen
material para iniciar el análisis de la recombinación a nivel molecular ya que las 8 hebras de DNA que comienzan
la meiosis (4 dobles hélices por bivalente) se localizan ordenadamente una en cada una de las 8 esporas que se
[email protected]
-04.11-
Al hacer el análisis genético de los distintos alelos se encuentra que por regla general los alelos más próximos a los
extremos presentan mayor frecuencia de conversión que los alelos más alejados (centrales).
A este fenómeno se le denominó POLARIDAD en la conversión.
Aceptando que la conversión tiene algo que ver con el proceso de intercambio y que no existe prioridad de participación
de unas u otras cadenas de las dobles hélices, la polaridad parece indicar que el punto de iniciación del proceso no es aleatorio a
lo largo del gen, y mientras más cerca está la zona diferencial de un alelo del punto de iniciación del sobrecruzamiento, más
frecuencia tendrá de conversión.
mapa
Figura 4.20
Para el análisis de la relación entre el fenómeno de la conversión y el sobrecruza
a
c1 +
b
miento se construyen cepas heterocigotas para tres loci próximos entre sí, de los cuales el
región I
región II
c2
+
a+
central tiene un mapa alélico bien conocido (Fig. 4.20).
b+
Figura 4.21
(Para hacerlo más sencillo, suponemos que las combinaciones alélicas del locus central se diferencian tal como se
presenta en el esquema en el color de las esporas) (Fig. 4.21).
+ c2
Al estudiar las ascas con alguna espora convertida en el locus central, aparecen casos con conversión de un
c1 c 2
alelo y otros casos con conversión simultánea de los dos alelos del locus central, fenómeno que se denomina co+ +
Figura 4.22
conversión (Fig. 4.22).
La co-conversión aumenta cuanto menor es la distancia entre c1 y c2
c1 +
c1 +
c1 +
c1 +
(puntos exactos de diferencia entre los alelos).
c1 +
c1 +
c1 +
c1
+
Una vez detectadas las esporas convertidas y co-convertidas se analiza en
c1 +
+ c2
c1 +
c1 +
+
+
ellas la recombinación con los genes de los lados (a,a ; b,b ). La conversión va
c1 +
+ c2
c1c2
+ +
acompañada en e l 50% de los casos de recom binación entre lo s m arcadores
c1 +
+ c2
+ c2
+ c2
laterales; además se puede determinar si el sobrecruzamiento se produjo en la
+ c2
+ c2
+ c2
+ c2
región I o en la región II (ver mapa) y en la casi totalidad de los casos ocurre en la
+ c2
+ c2
+ c2
+ c2
región más próxima al alelo del locus c que se ha convertido.
+ c2
+ c2
+ c2
+ c2
c1 +
co-conversión
conversión de un alelo
En resumen.
la conversión está ligada al sobrecruzamiento
la conversión es un proceso que como mínimo afecta a una media cromátida
se producen heteroduplex no muy extensos (la co-conversión es poco frecuente)
hay polaridad en la conversión (el sobrecruzamiento no empieza en cualquier lugar).
Fundamentalmente con estos datos y en el primer modelo propuesto por Holliday el mecanismo para explicar cómo se
,
produce el sobrecruzamiento entre cromátidas sería muy parecido al que se presenta (Fig. 4.23):
Resolución del interm ediario con recombinación
Figura 4.23
Bivalente: 2 crom osom as hom ólogos
con 2 crom átidas cada uno.
5‘
3‘
5‘
3‘
5‘
3‘
Rotura e intercambio de 2 cadenas sencillas
de ADN con la mism a polaridad
5‘
3‘
5‘
3‘
5‘
3‘
5‘
3‘
5‘
3‘
5‘
3‘
5‘
3‘
Desplazamiento del punto de intercam bio.
form ación de heteroduplex
5‘
3‘
5‘
3‘
3‘
5‘
3‘
5‘
3‘
5‘
3‘
5‘
1 bivalente = 4 crom átidas = 4 dobles hélices
1
3‘
5‘
3‘
5‘
3‘
5‘
Intermediario de Holliday
3‘
5‘
3‘
5‘
3‘
5‘
3‘
5‘
3
3‘
5‘
3‘
5‘
5‘
3‘
3‘
5‘
5‘
3‘
5‘
3‘
5‘
3‘
3‘
5‘
La reparación de las diferencias en el heterodúplex
explicarían la conversión en estos m odelos
2
5‘
3‘
5‘
3‘
4
3‘
5‘
5‘
3‘
5‘
3‘
3‘
5‘
3‘
5‘
3‘
5‘
3‘
5‘
resolución del interm ediario sin recom binación
Partiendo de un bivalente, es decir, dos cromosomas homólogos con dos cromátidas hermanas cada uno (en total 4
dobles hélices (1)), se produce una rotura en una cadena de una doble hélice y otra aproximadamente a la misma altura de otra
cadena de la misma polaridad (tiene que ser de otra cromátida). Por uno de los extremos se intercambian (2) y se produce un
desplazamiento del punto de intercambio (3). El desplazamiento asegura el reconocimiento por complementariedad de las cadenas
pues la otra alternativa para explicar que el sobrecruzamiento sea exactamente entre las mismas secuencias es que la rotura se
produzca exactamente en el mismo punto y eso es más complicado sobre todo si se recuerda cómo se produce el apareamiento
entre homólogos. Además el desplazamiento podría ser el mecanismo que explicara la conversión génica.
Admitido el desplazamiento se establece una figura llamada intermediario de Holliday que se resuelve (4) con un nuevo
corte de dos cadenas con la misma polaridad. Si son las cadenas complementarias de las que se cortaron anteriormente, se produce un segundo intercambio y se completa el sobrecruzamiento entre cromátidas. Si son las mismas cadenas que se cortaron con
anterioridad se resuelve el intermediario sin sobrecruzamiento, quedando tan sólo un segmento heteroduplex en cada una de las
cromátidas que intervinieron en el proceso.
Como se indica en el esquema siguiente (Fig. 4.24), las zonas heteroduplex pueden permanecer como tales o corregirse
por un sistema de reparación explicando ordenaciones 4:4 anómalas y conversiones 5:3 o 6:2.
28
-04.12Figura 4.24
resolución del intermediario
sin reparación
ejemplo
con reparación
doble conversión
doble conversión
doble conversión
sin conversión
cadenas con la misma polaridad
cadenas con la misma polaridad
cadenas complementarias
de spl az am ie nt o d el
punto de intercambio
[email protected]
cadenas complementarias
i n t e rc a m b i o e n t r e
cadenas sencillas de
la misma polaridad
doble co-conversión doble co-conversión
Dependiendo del desplazamiento mayor o menor del
punto de intercambio y de las reparaciones, aparecen
distintos tipos de conversiones y co-conversiones.
Se pueden explicar todos los tipos, sin embargo con
estos modelos las frecuencias esperados difieren bastante de las observadas.
doble co-conversión
co-conversión
A partir de estos modelos el avance en el análisis del sobrecruzamiento y sus consecuencias citológicas y genéticas se
realiza mediante la combinación de análisis genético y técnicas citogenéticas y bioquímicas, de modo similar al explicado en el
capítulo del ciclo celular.
Colecciones de mutantes deficientes para recombinación y reparación posibilitaron el establecimiento de la secuencia de
pasos del proceso y el aislamiento de las moléculas intervinientes.
Por otra parte el sobrecruzamiento se ha detectado como un fenómeno universal que se produce de forma similar tanto
en procariotas como en eucariotas asexuales y por supuesto en eucariotas con reproducción sexual tanto en meiosis como en
mitosis.
La sencillez de los procariotas favoreció que los primeros avances y las primeras pruebas visuales se hiciesen en estos
organismos y aunque para los eucariotas al principio se propusieron modelos distintos y más complejos, conforme se iban
describiendo los funcionamientos en determinados pasos de unos y otros, pudo comprobarse que las diferencias no eran
sustanciales y cada uno de los intervinientes en el sobrecruzamiento en procariotas tenía sus homólogos en eucariotas, en
algunos casos bastante conservados evolutivamente.
Siendo bastante profundo el conocimiento que en la actualidad se tiene del proceso, conviene la descripción
pormenorizada del mecanismo molecular, pues aunque resulta eminentemente bioquímico tiene interés desde el punto de vista
genético. Así, si bien en el principio de los estudios del sobrecruzamiento fenómenos puramente genéticos como la conversión
llevaron a la elaboración de hipótesis congruentes que a la larga se revelaron como fundamentalmente acertadas, ahora se puede
obtener un mejor conocimiento de estos procesos y del comportamiento de los cromosomas durante el sobrecruzamiento por la
descripción de los pasos que realizan sus componentes moleculares.
Tomando como modelo Escherichia coli se comienza describiendo el proceso en procariotas (Fig. 4.25).
29
-04.13Figura 4.25
En E. coli se han detectado gran número de mutantes para
determinadas funciones de la recombinación y a partir de éstos se han
podido determinar las proteínas que actúan en cada momento y cómo es
su modo de acción con el apoyo del análisis bioquímico.
El fenómeno se produce cuando se encuentran en proximidad dos
dobles hélices de ADN (1).
Una exonucleasa 5‘-3’ (o tal vez el complejo RecBCD del que se
hablará a continuación) produce una rotura en las dos cadenas de una
doble hélice (2).
La doble rotura se produce en cualquier punto de la doble hélice.
1
El complejo RecBCD (trímero formado por los productos de los genes
RecB, RecC, RecD),se une a la doble hélice en el punto de la rotura (3) y actuando
como una helicasa corre por la secuencia nucleotídica hasta encontrar una región chi
(G C T G G T G G ) . E n b a c te ria s e s to s o c t á m e ro s s e e n c u e n t ra n a m p lia m e n te
distribuidos en intervalos de entre 20 y 40 kb.
Por la interacción con chi la recBCD pierde la proteína RecD y pierde la
capacidad de desplazarse más allá del octámero. En ese momento y quizás desde
antes de separarse de RecD, el complejo RecBC tiene la capacidad de digerir desde
5‘ una de las hebras dejando un DNA monocatenario con el extremo 3’ libre (4).
Esta hebra en el momento tiende a plegarse sobre sí misma formando
incluso si hay secuencias complementarias autoapareamientos (fold-back).
A la cadena sencilla se unen proteínas SSB que son desestabilizadoras de
la doble hélice y cuando interaccionan con monohebras impiden que se plieguen
sobre sí mismas formando fold-back (5)
Estas proteínas presentadoras SSB facilitan la intervención de la proteína
RecA
La RecA es una proteína abundante en las células (entre 1000 y 10000
monómeros por célula) que actúa de forma cooperativa asociándose cada monómero
a un grupo de tres nucleótidos (6). Tiene capacidad para desplazar los complejos
RecBC y de formar filamentos multímeros (de tres hebras, doble hélice + cadena
sencilla). Además desestabiliza la doble hélice quedando las tres cadenas
independientes.
Es importante la acción de RecA estirando la fibra de ADN hasta 1.5 veces
s u t a m a ñ o (e n d o b le h é li c e tip o B ) f a c ili ta n d o e l a p a re a m ie n t o d e b a s e s
complementarias.
La RecA tiene más intervención en el proceso pero en el momento que se
describe tiene importancia la intervención de otra serie de proteínas (RecE, RecF,
RecP) (7) que desplazan las SSB permitiendo que RecA busque complementariedad
e n t re la s h e b r a s y é s t a s p u e d a n e s ta b le c e r a p a re a m ie n t o s e n t re h e b ra s
complementarias de distinto cromosoma (la monohebra con una muesca aparea con
la complementaria de la doble hélice desplazando a la otra cadena).
RecA es responsable de la nueva síntesis a partir de la cadena digerida al
principio y tomando como molde la cadena desplazada de la doble hélice (8). Al final
de la síntesis los extremos de las cadenas probablemente se unen como ocurre en la
reparación de ADN.
Así se forma la estructura denominada intermediario de Holliday en el que
las 4 hebras quedan paralelas y próximas entre sí (Fig. 4.26)..
2
RecB
B
RecC
C
RecD
D
D
C B
B
C
D
3
Secuencia “Chi”
(GCTGGTGG)
RecB
B
RecC
C
RecD
D
D
C
B
D
C
B
4
SSB
C B
C
B
5
RecA
A
6
Figura 4.26
5‘
3‘
5‘
RecE
RecF
RecP
3‘
5‘
7
5‘
[email protected]
Para entender bien el proceso debe tenerse presente que cada
molécula de RecA tiene un tamaño de 100 A, lo que significa 5 veces el
diámetro de la doble hélice. Puede fácilmente englobar dos dobles hélices
y actuando varias moléculas cubrir un espacio grande de la secuencia.
8
El modelo que trata de representarse y el de la resolución del
i n t e rm e d i a r i o fu e ro n p r o p u e s to s p o r S zo s t a k y s u s
colaboradores
Es especialmente importante que en la formación del heteroduplex,
si hay muchos errores de apareamiento el proceso se interrumpe. Así se
evita la m ezcla de secuencias d ifere nte s y so bre todo h íbridos e ntre
especies diferentes. En la detención intervienen las proteínas MutS y MutL.
(Se encontró que las cepas de Salmonela deficientes para MutS y MutL
conjugaban co n otras e species co m o E.coli 100 0 veces m ás pue s no
importaba la falta de homología.
30
Figura 4.27
9
5‘
A
RuvA
3‘ 5 ‘
3‘ 5‘
‘
5‘ 3
5‘
A RuvA
10
3‘ 5‘
3‘ 5‘
‘
5‘ 3
A
RuvA
11
5‘
B RuvB
3‘ 5‘
3‘ 5‘
‘
5‘ 3
A
RuvA
5‘
12
-04.14aEl intermediario es en principio una estructura inestable que
debe evolucionar, resolverse (Fig. 4.27).
El conjunto de proteínas RecA una vez terminada su misión,
es sustituido por otra serie de proteínas enzimáticas que actuando
generalmente como multímeros resuelven el intermediario.
La primera en actuar es la RuvA que en bloques simples de 4
moléculas (o dobles de 8) desplazan la RecA (9) y aplanan la
estructura de las cuatro hebras de ADN (10).
La RuvA (22 kd.), aunque en el esquema se representa más
pequeña, tiene un tamaño mayor que el diámetro de la doble hélice y el
tetrámero tiene tamaño suficiente para mantener unido y envolver todo
el conjunto.
A la parte externa de cada tetrámero RuvA (4x22kd.) se
asocia un anillo hexamérico de RuvB (6x37kd.) (11). El conjunto actúa
como una translocasa que hace migrar a la estructura de holliday en la
misma dirección en la que se produjo la invasión de cadenas por
acción de la RecA (12).
Entre las dos proteínas hexaméricas RuvB, desplazando y
sustituyendo a RuvA, se coloca la resolvasa RuvC (13). Es una
proteína de sólo 19 kd. y operan las dos coordinadamente como un
dímero cortando pares de cadenas con la misma polaridad (dos
oscuras o dos claras) al azar.
Suponiendo que una RuvC corta e intercambia las cadenas
oscuras (5‘-3’ de izquierda a derecha), La otra RuvC cortaría en el 50%
de los casos otra vez las dos oscuras y en el 50% de los casos las dos
claras.
Si las dos enzimas cortan los mismos pares resulta una
continuidad entre dobles hélices sin recombinación (14) y con una zona
de heterodúplex.
Si las dos enzimas cortan pares de cadenas diferentes (15)
se produce también una zona heterodúplex y además
sobrecruzamiento entre las dos dobles hélices.
‘
3‘ 5
RuvB
B
3‘ 5
‘
5‘ 3‘
31
-04.14b-
Figura 4.27bis
A RuvA
Se especula con la posibilidad de que los sistemas
enzimáticos que intervienen sean dobles, respecto a los
re p re se n ta d os , p o r e llo s e p re se n ta u n e s qu em a
alternativo de la resolución del intermediario.
9
El intermediario es en principio una estructura inestable que
debe evolucionar, resolverse (Fig. 4.27bis).
A RuvA
El conjunto de proteínas RecA una vez terminada su misión,
es sustituido por otra serie de proteínas
enzimáticas que actuando
generalmente como multímeros resuelven el intermediario.
10
La primera en actuar es la RuvA que en bloques simples de 4
moléculas (o dobles de 8) desplazan la RecA (9) y aplanan la estructura
de las cuatro hebras de ADN (10).
La RuvA (22 kd.), aunque en el esquema se representa más
pequeña, tiene un tamaño mayor que el diámetro de la doble hélice y el
tetrámero tiene tamaño suficiente para mantener unido y envolver todo
el conjunto.
A RuvA
A la parte externa de cada tetrámero RuvA (4x22kd.) se
asocia un anillo hexamérico de RuvB (6x37kd.) (11). El conjunto actúa
como una translocasa que hace migrar a la estructura de holliday en la
misma dirección en la que se produjo la invasión de cadenas por acción
de la RecA (12).
11
B RuvB
A RuvA
12
B RuvB
Entre las dos proteínas hexaméricas RuvB, desplazando y
sustituyendo a RuvA, se coloca la resolvasa RuvC (13). Es una proteína
de sólo 19 kd. y operan las dos coordinadamente como un dímero
cortando pares de cadenas con la misma polaridad (dos oscuras o dos
claras) al azar.
Suponiendo que una RuvC corta e intercambia las cadenas
oscuras (5‘-3’ de izquierda a derecha), La otra RuvC cortaría en el 50%
de los casos otra vez las dos oscuras y en el 50% de los casos las dos
claras.
Si las dos enzimas cortan los mismos pares resulta una
continuidad entre dobles hélices sin recombinación (14) y con una zona
de heterodúplex.
Si las dos enzimas cortan pares de cadenas diferentes (15)
se produce también una zona heterodúplex y además sobrecruzamiento
entre las dos dobles hélices.
C
RubC
13
[email protected]
B RuvB
C
RubC
14
C
B RuvB
RubC
B RuvB
32
15
-04.15Por lo que se conoce hasta el momento el proceso es similar en eucariotas. El método de trabajo en estos
organismos está basado fundamentalmente en la búsqueda de analogías en secuencias o en proteínas que intervienen, y gracias a ello se ha logrado determinar que:
Además de la posibilidad de una endonucleasa inicial que al igual que en procariotas aquí no se
descarta,se ha encontrado que la proteína iniciadora de la recombinación es Spo11p en Saccharomyces, que
es parecida a las topoisomerasas y tiene homólogos estructurales en Caenorhabditis, Drosophila, Mus.....
Spo11p detecta o produce los cortes dobles y luego ocurre el desplazamiento hasta regiones iniciadoras
de la recombinación que coinciden con regiones promotoras de los genes,
Muy probablemente continúe el proceso con la intervención de Mre11p, también conservada de levaduras
a mamíferos, que se encargaría de producir una cadena sencilla.
El análogo de las SSB presentadoras se encontró en eucariotas y es llamada RPA.
Luego Rad52p facilita el ensamblaje del enzima análoga funcional de RecA.
Enzima de acción similar a RecA que en Saccharomyces se denomina Rad51p y parece que promueve
el intercambio entre cadenas. De la misma familia que RecA/Rad51p, es la proteína Dmc1p que se ubica igual
que las Rad51 y si está ausente se observa que no se forman complejos sinaptinémicos.
Se han encontrado análogos de las otras enzimas intervinientes en procariotas (por ejemplo Msh4p y
Msh5p son análogos de Muts) pero no siempre se ha logrado demostrar su actividad similar.
Toda esta descripción sirve para ilustrar la gran similitud existente entre procariotas y eucariotas y cómo
con estos modelos se pueden explicar a la perfección los resultados obtenidos en Saccharomyces (Fig. 4.28).
Recuérdese que la conversión sólo se produce cuando el punto de doble rotura es muy próximo a la región de diferencia alélica.
Figura 4.28
cadenas con la misma polaridad
cadenas con la misma polaridad
resolución del int ermediario
sin reparación
ejemplo
con reparación
cadenas complementarias
cadenas complementarias
Revisando los esquemas
anteriores
se ve que la resolución de intermediarios
se produce por corte y reunión de cade nas de la misma polaridad entre 4 cade nas sencillas muy próximas unas a las
otras. En este esquema al indicar los
marcadores de cada subcrom átida es
imposible la representación real de la
disposición de las hebras de ADN
F or mació n
de
h et er od úp le x po r
desplazamiento
conversión
Do ble rotur a de
d ob le
h él ic e,
digestió n y presentación.
Dependiendo del desplazamiento mayor o menor del
punto de intercambio y de las reparaciones, aparecen
distintos tipos de conversiones y co-conversiones. Las
frecuencias observadas se ajustan razonablemente a
las esperadas según este modelo.
conversión
conversión
co-conversión
doble co-conversión
co-conversión
33
-04.16La existencia de intermediarios se puso de manifiesto físicamente mediante los experimentos de
Potter y Dressler con plásmidos Col E1 (Fig. 4.29). Observaron al microscopio electrónico de transmisión
(MET) que además de las formas sencillas de plásmidos aparecían otras formas dobles y en ocho todas
ellas interpretables según el esquema.
Figura 4.29
Para determinar si la recombi Recombinación entre plásmidos Col E1
nación era específica de lugar y por
complementariedad de bases, digirieron
Intermediario (forma en 8)
formas sencillas
los plásmidos con un enzima de restricción que tuviese una sola diana en el
plásmido, Concretamente Eco RI (Fig.
4.30). Se observaron además de gran
n ú m e ro d e p lá s m id o s lin e a liza d o s ,
todos del m ismo tam año, algunos de
longitud doble con forma de χ (chi) es
decir, con 4 brazos iguales dos a dos en
longitud. Estas formas son indicativas
[email protected]
d e e m p are jam ien to co m plem en tar io
pues deja iguales distancias entre el
forma doble
punto de sobrecruzamiento y las dianas
de restricción.
Además Potter y Dressler encontraron que:
Figura 4.30
Las formas en 8 sólo eran estables a 0ºC, y cuando
se
ponían
a 37ºC se escindían en cuestión de minutos. Dicho
formas simples
de otra manera eran unas formas de transición que duraban
poco tiem po en condiciones m etabólicas norm ales, eran
intermediarios de otras formas.
Se podía apreciar en el centro de las formas χ que el
apareamiento no era tan perfecto como en el resto.
Las bacterias recA - (deficientes para el enzima RecA)
EcoR1
no formaban en ningún caso formas 8 ni χ.
Forma χ
La combinación de estas observaciones citológicas
junto con los análisis genéticos y moleculares del proceso
Digestión
hacen suponer que los modelos que se proponen y explican
EcoR1
en la actualidad deben ser bastante similares a la realidad,
pero no se de be o lvid ar que lo m ism o se d ecía co n lo s
primeros modelos y hoy todavía se postulan nuevos enzimas
formas simples recombinantes
necesarios para completar el proceso como son entre otros
las topoisomerasas que deben facilitar la resolución de los
cruces espaciales de las hebras de ADN.
Por el análisis de los mutantes para las proteínas descritas en la recombinación se ha podido
determinar que el proceso no está llamado solamente a la obtención de variabilidad secundaria en la
información genética ya que los mutantes bloquean los procesos de reparación de daño.
Cuando las roturas dobles ocurren en el periodo G1 la muesca se repara sin más, pero cuando la
doble rotura se produce después de S entra en funcionamiento inmediatamente el proceso de reparación
por invasión. Cuando el problema viene dado por el bloqueo de una de las hebras durante el periodo de
replicación (S), la hebra que avanza puede invadir la otra y obviarse así el problema.
En resumen, el proceso del sobrecruzamiento se ve que tienen al menos 3 finalidades: 1-Detener la
actividad celular cuando entre las dos dobles hélices que intervienen existen demasiadas diferencias de
secuencia como se ha visto en casos de conjugación entre especies bacterianas diferentes (es muy posible
que para detener el proceso en eucariotas las diferencias deban ser muchísimo mayores). 2-Reparar los
daños que se produzcan en G2 y los bloqueos durante la replicación. 3-Conseguir mediante el intercambio
de cromátidas mayor variabilidad en los gametos.
La interpretación en imágenes del
microscopio de la recombinación específica de
lu g a r p o r l a o b se rva c ió n d e q u ia s m a s n o
siempre es fácil pues los cromosomas de un
bivalente pueden llevar a error al estar girados
sobre su eje. En otras ocasiones como en la
figura adjunta la interpretación es fácil, siempre
que se ha ga con un po co de cuida do. Para
e je rcitarse d e te rm ine qu é fle ch a d e la s
repre se nta das en la fotografía n o señala un
quiasma.
(En el original de Gall no hay
flechas).
34
-04.17La
paquitena
es
fundamentalmente
la
etapa
de la
Durante la paquitena puede analizarse el
p
r
o
f
a
s
e
I
m
e
i
ó
t
i
c
a
e
n
l
a
q
u
e
s
e
p
r
o
d
u
c
e el
apareamiento de los cromosomas de modo indirecto,
sobrecruzamiento
(Fig.
4.31).
a través de la observación de los elementos laterales
ESQUEMA DE MEIOSIS (2n=8) PAQUITENA (final)
(EL)de los complejos sinaptinémicos.
Figura 4.31
espiralización prograsiva
La técnica de extensión permite ver los
complejos de células completas en un plano
comienza separación
de cromosomas
fold-back
merma
del nucleolo
La aparición de un autoapareamiento (fold.back) en un
cromosoma implica un apareamiento irregular de los
EL en otras zonas.
se observan
bivalentes
compactos
Durante la paquitena también tiene lugar la síntesis de un ADN al que se le denominó paq-ADN o PADN; esta síntesis en pequeñas cantidades parece que está relacionada con la reparación de algún trozo de
doble hélice en la mayoría de los casos.
El final de la paquitena se caracteriza por la desorganización de los complejos sinaptinémicos,
separándose los cromosomas que estaban apareados salvo por las zonas en las que se han producido
so b r e c ru z a m ie n to s e n t re cr o m á tid a s h o m ó lo ga s. E l n u c le o lo c o n tin ú a m e rm a n d o y la c r o m a tin a
espiralizándose de tal forma que es normal ver los bivalentes individualmente.
La compactación de la cromatina es tal que normalmente ya no se pueden apreciar cromómeros que
por su secuencia permitan identificar cromosomas o fragmentos de éstos
DIPLOTENA: (filamentos dobles) (Fig. 4.32): Es la cuarta etapa de la profase I meiótica durante la cual
continúa la espiralización de los cromosomas y la mengua del nucleolo. Los cromosomas que forman los
bivalentes tienden a separarse y aparece claramente visible que cada uno de ellos está formado por dos
filamentos (cromátidas). Los bivalentes en esta etapa y siguientes presentan una estructura cuádruple que ha llevado a algunos
autores, sobre todo en textos de genética humana, a denominarlos tétradas, pero este término en general está reservado para los
conjuntos de 4 productos meióticos que suelen aparecer juntos en el final de las meiosis masculinas vegetales que, por supuesto, no
aparecen en textos estrictamente humanos
[email protected]
Desde la diplotena en adelante, coincidiendo con la espiralización de los cromosomas, se va
m odifican do la m orfología de los bivalentes n o sólo en su lo ngitud, ta m bién parecen dism inuir lo s
entrecruzamientos. .
Así al principio de diplotena las figuras que se
ESQUEMA DE MEIOSIS (2n=8) DIPLOTENA o b s e r v a n s o n s e m e j a n t e s a “ c o l e t a s ” u “ o c h o s
Figura 4.32
espiralización prograsiva
encadenados” mientras que al final de la misma etapa, y
de form a m ás acusada en la siguiente, dism inuye el
número de “ochos”. Esta evolución de los bivalentes se
interpretó com o producida po r el movimiento de los
quiasmas hacia los extremos de los cromosomas y se le
llamó terminalización. Se explicaba en los siguientes
términos : al separarse los centrómeros conforme avanza
En los casos favorables
el estado de diplotena, se produce un corrimiento de los
se observa que sólo dos
q u ia s m as h a cia e l e xt re m o lib re de lo s b ra zo s
cromátidas intervienen
en el quiasma.
cromatídicos sin que cambie la posición del punto de
in te rc a m b io e n tre c ro m á tid a s (s e d e sp la za n la s
cromátidas una sobre otra). Este fenómeno que con el
merma
del nucleolo
tiempo se probó inexistente, iba eliminando quiasmas
conform e llegaban al extrem o de los cromosomas y
c u lm in a b a c o n la s e p a r a c ió n d e h o m ó lo g o s e n la
metafase I.
La disminución de “ochos” se explica fácilmente si se considera que el bivalente es una estructura
formada por 4 cromátidas que se disponen tridimensionalmente enrolladas sobre su eje pero se observan al
microscopio en un solo plano y algunas de la superposiciones entre cromosomas pueden semejarse a
quiasmas aunque las cromátidas estén separadas espacialmente en la dimensión que se elimina en la
observación al microscopio (la profundidad). Con el paso del tiempo la separación entre cromosomas se hace
más acentuada perdiéndose enrollamientos hasta quedar únicamente los cromosomas unidos por quiasmas.
Los cromosomas en algún momento de la profase I sufren un proceso de desespiralización que
normalmente se incluye en la diplotena. En un principio se describió en términos ambiguos y se le denominó
estado difuso. (En Hordeum es al final de paquitena y en tomate “después de paquitena”).
35
-04.18Se ha descrito en muchas especies y, aunque con peculiaridades específicas se le considera un fenómeno
general. Por ejemplo las coníferas comienzan la meiosis en septiembre y se detienen en un estado difuso hasta la
primavera. En el tomate (Moens 1964) se describe como la pérdida de avidez cromática de los cromosomas que
se extiende a la vez por todo el núcleo.
Ohno y sus colaboradores describen en la oogénesis de la mujer un especial estado difuso que denomina
dictiotena. La meiosis se inicia en fetos femeninos humanos hacia los 4 meses de gestación y en diplotena entran
en una etapa de desespiralización en la que permanecen hasta que con la madurez sexual cada mes reanuda la
meiosis un óvulo a partir de diacinesis (etapa siguiente de la profase I)
En cuanto al significado del estado difuso hay autores que lo relacionan con un momento de gran actividad
sintetizadora para preparar las siguientes divisiones de modo similar a cómo actúan los cromosomas plumosos de
los oocitos de anfibios. Sin embargo no es lógico pensar que esto sea general habiendo casos como el de la
dictiotena humana que puede durar entre 14 y 45 años o como el caso del paso del invierno en las coníferas.
Estos casos claramente podrían definirse como etapas de reposo.
Aunque sean contrapuestas las dos posibilidades no tiene que pensarse que sólo una de ellas se
produzca en la naturaleza.
El estado difuso es reversible y en su final los cromosomas vuelven a tomar un aspecto muy parecido al
que tenían en el momento de la diplotena en que empezaron a desespiralizarse si bien ahora y durante gran parte
de la etapa siguiente (diacinesis) muestran unos contornos poco definidos.
DIACINESIS: (hacia el movimiento) Fig.4.32.
Los bivalentes continúan acortándose por espiralización de los
(2n=8) DIACINESIS
Figura 4.33
cromosomas.
El nucleolo, si es que sigue apreciándose después del estado
difuso, sigue disgregándose hasta desaparecer.
Desaparece
Al final de la diacinesis la envoltura nuclear se desorganiza y los
el nucleolo
cromosomas, unidos homólogamente sólo por los quiasmas, quedan en
libertad para asociarse a las fibras del huso que ya ha completado su
formación al desplazarse hasta ocupar los polos de la célula.
La diacinesis termina con la rotura de la envoltura nuclear
METAFASE I:
Con la desorganización de la envoltura nuclear termina la profase I y los cromosomas comienzan una
serie de movimientos que finalizan con el anclaje de los centrómeros a las fibras del huso en el ecuador de la
célula, plano que dio en llamarse placa ecuatorial. Los movimientos muy probablemente están producidos por
corrientes citoplásmicas acentuadas por la desorganización del citoesqueleto que tiene lugar durante la entrada en
división, la formación del huso y la presión de éste sobre la envoltura nuclear en diacinesis que, sin duda
contribuye a la rápida desorganización de ésta.
Los cromosomas están asociados formando normalmente bivalentes pero los centrómeros homólogos
suelen estar bastante separados ya que es raro que ocurran sobrecruzamientos en sus proximidades. La
asociación de cinetocoro con fibras del huso provoca el acortamiento de éstas y con ello la migración a los polos
pero esta migración se vuelve inestable si no hay tensión con el otro polo y se sobrepasa lo que se puede llamar
determinado paralelo , con lo que el cinetocoro se suelta y sale despedido en dirección contraria (Fig. 4.34).
Cuando los centrómeros homólogos se unen a fibras del huso
de distinto polo la estructura cromosómica se estabiliza en la placa
ecuatorial tensionándose cada vez más (Fig. 4.35).
Los centrómeros en esta situación son centrómeros
completos, se dice que están coorientados y su coorientación se dice
que es sintélica (sinónimo de que a cada polo emigra un centrómero
completo arrastrando dos cromátidas
consigo).
Esta orientación sintélica trató
de explicarse en términos de una no
replicación del ADN del centrómero
durante la primera división meiótica.
Como no se encontró síntesis nueva
después de paquitena y antes de la
anafase II, se desestimó tal
posibilidad. En realidad la orientación
sintélica se produce por la acción de
una proteína llamada monopolina que
actuando sobre la cohesina (probablemente desplazándola) determina que las
dos unidades cinetocóricas se dispongan en paralelo.
La evolución de las formas de los bivalentes durante la fase de tensión de
metafase I hizo que se volviese a plantear la posibilidad de la terminalización, del
movimiento de los quiasmas hacia el telómero.
36
-04.19Si se miden las distancias relativas que hay entre centrómero y quiasma (a) y entre quiasma y
telómero (b), se ve que varían desde final de diplotena a final de metafase I (Fig. 4.36).
La relación b/a se hacía más pequeña con la maduración, lo que parecía
Figura 4.36
indicar que existía terminalización. Sin embargo marcando con timidina tritiada
a
a
(Jones 1977) para obtener cromátidas con distinto marcaje, nunca se observó
b
b
b
movimiento de cromátidas hacia los telómeros aunque disminuyese b/a.
b
a
a
La interpretación más plausible es que a crece en relación a b por la
diplotena
metafase I
tensión del huso y b puede incluso menguar con la maduración por la progresiva
espiralización de los cromosomas. A la disminución relativa de longitudes se llamó pseudoterminalización.
Con la separación de los cromosomas del bivalente termina la metafase I. Pero para separarse los
cromosomas es necesario resolver el quiasma: Este proceso no debe ser muy costoso o no más de lo que
implica romper las uniones proteicas existentes entre cromátidas hermanas cuando fragmentos de éstas (por
sufrir recombinación) van a polos diferentes (Fig. 4.37).
El proceso de separación de cromosomas homólogos tiene ciertas similitudes con el de la separación de
cromátidas en la mitosis; Las cromátidas hermanas unidas por la cohesina mantienen los homólogos juntos por
los quiasmas y cuando existe tensión entre homólogos en la placa metafásica se produce una situación similar al
“spindle checkpoint” que desencadena la acción de un APC (complejo promotor de la anafase) que tiene como
consecuencias inmediatas la desorganización de la cohesina en toda la longitud de las cromátidas salvo en la
zona centromérica que al estar asociada a las monopolinas no es atacable por la separasa. Por otra parte los
cromosomas migran a los polos rápidamente por lo que se supone que también en este caso se activan
cinesinas encargadas de la despolimerización de microtúbulos.
En ocasiones puede observarse que un par de cromosomas tienen un comportamiento retrasado
re specto a los d em ás, son los llam ad os he te ro picnó tico s; su ele n ser lo s cro m osom as se xua les y su
comportamiento retrasado y de tinción diferente al resto de los cromosomas hace pensar en el comportamiento
de la heterocromatina a lo largo del ciclo celular.
Tras la desorganización de la cohesina la seoparación de homólogos hace que durante la anafase los
cromosomas se observen en migración con las cromátidas unidas sólo por los centrómeros.
Figura 4.37
cromosomas
homólogos
sobrecruzamiento
próximo al telómero
la separación de cromosomas y la espiralización
permiten el movimiento
del trozo distal corto y la
torsión de una cromátida
sobre su hermana
las cromátidas hermanas
permanecen unidas en
toda su longitud
en anafase la
separación de
cromosomas se
produce sin deslizamiento de
quiasmas.
sólo se separan cromátidas
hermanas desde el sobrecruzamiento al telómero
ZIGOTENA
PAQUITENA
DIPLOTENA
no todos los quiasmas
se resuelven con giros
DIACINESIS
METAFASE I
ANAFASE I
aunque los quiasmas sean intersticiales
la separación no implica deslizamiento
ANAFASE I: Dura en tanto los cromosomas
emigran a los polos.
Las cromátidas que van unidas por el
centrómero son en parte hermanas y en parte
homólogas (producto de sobrecruzamientos).
TELOFASE I: Al igual que en la mitosis se
desespiralizan los cromosomas, se form a la
envoltura nuclear y el nucleolo vuelve a organizarse. Estos fenómenos de carácter general,
pueden en parte estar ausentes en algunos
organismos; incluso se han descrito casos de
m eiosis en los que los cromosomas pasan
directamente de final de anafase I a profase II.
Sin embargo en la mayoría de los
casos después de telofase I las células entran
en un periodo de interfase sin sínte sis de
ADN. De cada meiocito inicial se han formado
2 células hijas que se mantienen juntas sobre
todo en vegetales, cada una de las cuales
tiene n cromosomas.
2ª DIVISIÓN: Es prácticamente igual a una
mitosis y muchísimo más corta que la primera
d ivis ió n m e ió tic a . E n a n a f a s e II e m ig ra n
cromátidas a los polos y al final del proceso si
se completa se forman 4 productos meióticos
con n cromosomas cada uno.
La coorientación de medios centrómeros a cada polo en la 2ª división meiótica, al igual que en la
mitosis, recibe el nombre de anfitélica.
37
-05.01CROMOSOMAS B
La información genética de los eucariotas no se encuentra solamente en los cromosomas normales
(cromosomas A) hay miles de elementos autónomos que no obedecen a las leyes mendelianas de la
herencia. La mayoría de estos elementos son los transposones, elementos citoplásmicos y cromosomas B .
Dentro de los cromosomas B se incluyen una serie heterogénea de cromosomas (también
llamados supernum erarios, accesorios o cromosomas extra). Esta heterogeneidad hace m uy difícil
establecer descripciones y comportamientos generales y la casuística está plagada de excepciones y casos
anóm alos, sin em bargo al tratar de estudiarlos en su conjunto se pueden establecer las siguientes
conclusiones: Están presentes en algunos individuos de algunas poblaciones de bastantes especies de
animales y vegetales y que difieren de los cromosomas A’s en las siguientes características:
1.- No son indispensables para el organismo.
2.- Presentan herencia no mendeliana (se acumulan preferentemente).
3.- En números bajos para la especie no afectan de manera importante la eficacia biológica. Los números
relativamente altos conllevan la disminución de la fertilidad y de la tasa de crecimiento.
4.- No manifiestan genes de efecto mayor siendo sus efectos fenotípicos de variación continua.
5.- Su morfología es bastante uniforme en cada especie y diferente a la de los cromosomas A’s; suelen ser
pequeños y en su mayor parte heterocromáticos.
6.- En mitosis durante el desarrollo, pueden sufrir no disyunción sistemática produciéndose variaciones en
su localización dentro de un individuo.
Figura 5.1
Morfología (Fig. 5.1):
brazo largo
Dentro de una gran variación existente los cromosomas suelen ser
brazo corto heterocromatina
sub m etacén tricos co n el brazo la rgo casi com p leto d e h eterocrom atin a, y
normalmente más pequeños que los cromosomas A’s.
A partir de esta morfología más común se pueden encontrar casos de
Morfología habitual en los B’s
isocromosomas de brazo corto o isocromosomas de brazo largo producidos por
misdivisión.
iso B corto
Distribución:
Los B’s se han descrito en más de 1300 especies vegetales y en
alrededor de 500 especies animales y no se han buscado exhaustivamente
iso B largo
en muchas especies; hay B’s en un 5% de monocotiledóneas que se han escrutado ampliamente y en un
3.5% de dicotiledóneas.
Dentro de una especie no hay B’s en todas las poblaciones ni dentro de una población con estos
cromosomas se presentan en todos los individuos. Además tampoco están en igual núm ero en los
individuos portadores, predominan los números pares de forma sistemática por su modo de transmisión
con acumulación. Como ejemplo en centeno ( Secale cereale ) se encontraron cromosomas B en el 90% de
las poblaciones de Japón, en el 75% de las coreanas y en el 50% de las yugoeslavas (vaya Vd. a saber de
donde son ahora).
En algunos casos los cromosomas B sólo aparecen en algunos tejidos. Es el caso de Aegilops
mútica y Ae. speltoides (triticíneas) que sólo presentan B’s en los órganos aéreos, estando ausentes en las
raíces.
Mitosis :
Suelen comportarse normalmente con excepción de los casos ya descritos de no disyunción en
anafase. En la mayoría de los casos son heteropicnóticos.
Sufren a menudo misdivisiones, retrasos en placa y se pierden fácilmente.
Normalmente en vegetales los fenómenos de acumulación se producen durante las mitosis
postm eiótica s de las gametogénesis pero en anim ales, al menos en algunos casos conocidos, la
acumulación se produce en la meiosis (2ª div.) siendo las mitosis totalmente regulares.
Meiosis:
Durante el principio de la meiosis los B’s suelen comportarse con normalidad, en zigotena se sitúan
periféricamente y no aparean con los cromosomas A’s (en centeno se han encontrado apareamientos fragmentarios en un 5% de las células analizadas por complejos sinaptinémicos en plantas con 1 cromosoma
B). Si hay varios B’s los números pares dan menos problemas que los impares y cuando son varios pares
los problemas de apareamiento se hacen mayores pero lo que se resiente es el apareamiento general en el
meiocito.
Cuando llega el momento de emigrar a los polos no se comportan igual los cromosomas B’s de
todas las especies; como ya se ha indicado algunas tienen acumulación precisamente durante este
momento de la meiosis.
Además se han descrito en B’s los problemas típicos de los cromosomas pequeños, pérdidas,
univalentes, coorientación anfitélica en anafase I.
[email protected]
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[email protected]
-05.02Acumulación:
Es el proceso que determina la herencia no mendeliana de los B’s. Como ejemplo se presenta la
acumulación durante la gametogénesis tanto masculina como femenina en plantas, concretamente maíz
(Fig. 5.2).
En la línea masculina y
me
Figura 5.2
io s
en la primera mitosis después de
is
la meiosis, cada B se retrasa en
anafase y las dos cromátidas
hijas n o se sep ara n e n e se
momento de tal suerte que en
las d o s cé lu la s h ija s se
e n c u e n tr a n d if e re n cia s e n la
megaspora
cantidad de B’s, una se queda
n+1B
sin ellos y la otra pasa a tener
1ª mitosis
(acumulación)
número doble.
El núcleo de acumu
n
lac ió n d e los B ’s e s e l
n+2B
germinativo mientras que el otro n+1B n+1B
2n+2B
es el del tubo polínico (el núcleo
2ª mitosis
germ ina tivo tod avía sufre un a n+1B n+1B
s e g u n d a m ito s is , y a n o rm a l
d a nd o lu g ar a l n ú cle o
n
n+2B
1ª mitosis (acumulación)
germinativo y al endospérmico).
3ª
mitosis
n+2B (núcleo germinativo)
2n+4B
En la línea femenina
n (núcleo del tubo polínico)
ocurre más o menos lo m ismo
con acumulación en generativo y
s i n é r g i d a s y e li m in a c ió n e n
núcleo endospérmico 2n+2B
antípodas.
n+2B
2ª mitosis
embrión (2n+4B)
Existe un control de la
antípodas (n)
n+2B núcleo endospérmico
acumulación situado en la región
n+2B
n
distal del cromosom a B y que
sinérgidas n+2B
endospermo (3n+4B)
actúa en cis (sólo sobre el B).
El control podría muy probablemente responder a un efecto secundario de la heterocromatinización
en conjunción con unas divisiones (más hipotéticas) en las que se acortan los tiempos que duran la fases o
con algún otro mecanismo que determine que los cromosomas B’s no migren, se colapsen y luego queden
integrados en uno de los núcleos, probablemente en el que se quede con la mayor parte del citoplasma.
Origen y evolución:
El que se hayan encontrado secuencias de los A’s en todos los B’s que se han analizado deja claro el origen de
este tipo de cromosomas: los B’s derivan de los A’s.
Analizando las secuencias contenidas en los B’s se ha postulado como origen tanto cromosomas sexuales
como autosomas y tanto intraespecíficos como interespecíficos. Este último tipo pone de manifiesto la posibilidad de un
origen exógeno en algunos cromosomas supernumerarios, si bien parece ser que son los menos por la escasa casuística
encontrada.
Las secuencias también indican la existencia de derivados de cromosomas portadores de regiones del
organizador nucleolar (NOR). En la mayoría de los B’s se encuentran secuencias de DNA repetidas (pueden o no servir
para identificar cromosomas) y en muchas ocasiones secuencias derivadas de transposición (por acumulación de estas
secuencias puede entenderse que llegue a formarse un cromosoma extra o al menos que se alargue lo suficiente para
resultar estable si por tam año no lo fuese, de la mism a manera que por transposiciones se pueden explicar las
diferencias de tamaño de los cromosomas Y en algunos mamíferos).
Se ha descrito que los cromosomas B’s de vegetales tienen como norma general en cada especie una
morfología determinada lo cual hace pensar en un origen común, pero ese origen común es difícilmente explicable en
casos como el del centeno donde poblaciones yugoeslavas y coreanas cuyos B’s son morfológicamente iguales y
pertenecen a poblaciones perfectamente aisladas geográficamente.
Por otra parte además de la misma forma los B’s se caracterizan por ser en su mayor parte heterocromáticos,
heteropicnóticos y de comportamiento singular. Estas tres características las tienen los cromosomas sexuales de muchas
especies o al menos tienen la capacidad de comportarse como tales. No se trata de hacer sospechar que los B’s son
cromosomas sexuales extra, pero podrían explicarse por la conjunción de las características de heterocromatinización de
un cromosoma extra (derivado de un A y con un sistema de inactivación incorporado), comportamiento específico y
aisla m ie nto d e los A ’s (e n princip io po dría ser sim ple m en te la d ifere ncia d e tam a ño re spe cto a l resto de los
cromosomas).
Anomalías numéricas y mecanismos como algunas anomalías estructurales que se verán en su momento
podrían explicar el origen de este tipo de cromosomas.
Por último los B’s pueden ser un importante vehículo de evolución, su inactivación permite una alta tasa de
cambios y su aislamiento imperfecto respecto a los A’s la reincorporación de variabilidad el genoma principal o la
importación si son B’s de origen exógeno.
En un tema tan especulativo en su exposición debe citarse alguna bibliografía que lo trate con más extensión:
J.P.M. Camacho et al (2000) Phil. Trans R. Soc. Lond. B. 355, 163-178
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