INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL UNIDAD PROFESIONAL

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Manual de Practicas Laboratorio de Química- Bioorgánica
Alejandro Cruz, Itzia I. Padilla Martínez, Efrén V. García Báez
INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL
UNIDAD PROFESIONAL INTERDISCIPLINARIA DE
BIOTECNOLOGÍA
ACADEMIA DE QUÍMICA
LABORATORIO DE QUÍMICA BIOORGÁNICA
MANUAL DE PRÁCTICAS
Autores:
Alejandro Cruz
Itzia I. Padilla Martínez
Efrén V. García Báez
México D.F. Octubre-2009
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Manual de Practicas Laboratorio de Química-Bioorgánica
Alejandro Cruz, Itzia I. Padilla Martínez, Efrén V. García Báez
CONTENIDO
PRÓLOGO
3
GUÍA PARA EL TRABAJO DE LABORATORIO
4
ORGANIZACIÓN DE LOS INFORMES DEL LABORATORIO
4
COMPORTAMIENTO PERSONAL EN EL LABORATORIO
5
PRÁCTICA 1. Separación y purificación de compuestos orgánicos. Punto de fusión y
cristalización.
6
PRÁCTICA 2. Extracción y Cromatografía
13
PRÁCTICA 3. Propiedades quimicas de halogenuros de alquilo y Alcoholes
28
PRÁCTICA 4. Medición de la densidad, indice de refracción y punto de ebullición de
una serie homologa de hidrocarburos alifáticos (C6,C8,C10,C12)
40
PRÁCTICA 5. Síntesis del cloruro de terc-butilo a partir de terc-butanol
48
PRÁCTICA 6. Aldehidos y cetonas. Síntesis de dibenzalacetona
51
PRÁCTICA 7. Acidos carboxilico. Síntesis del acido acetil salicílico (aspirina)
65
PRÁCTICA 8. Aminas, propiedades químicas y síntesis de acetanilida
71
PRÁCTICA 9. Síntesis de la benzocaina I
79
PRÁCTICA 10. Síntesis de la benzocaina II
84
PRÁCTICA 11. Reacciones de identificación de aminoácidos y proteínas
95
PRÁCTICA 12. Reacciones de identificación de carbohidratos
102
PRÁCTICA 13. Cinética de la hidrólisis de la sacarosa mediante rotación óptica
117
PRACTICA 14. Reconocimiento de lípidos
121
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PRÓLOGO
El objetivo principal de compilar este conjunto de prácticas de LABORATORIO DE
QUÍMICA BIOORGANICA es que éstas apoyen y complementen el programa teórico que
se imparte de la asignatura.
La selección de las prácticas se hizo con la intención de ilustrar algunos de los
métodos de obtención de los diferentes tipos de compuestos aromáticos y no aromáticos y
mostrar también las diferentes técnicas de aislamiento y purificación de los productos de
reacción obtenidos ó biomoléculas para uso de interés farmacéutico.
Con este manual de prácticas se pretende que el alumno maneje algunos reactivos
tanto orgánicos como inorgánicos para la obtención de compuestos que contengan nuevos
grupos funcionales y que conozca sus aplicaciones, alcances y limitaciones en su
preparación. Además, se pretende que el alumno compruebe las características de algunos
de los métodos más comunes en la síntesis de compuestos orgánicos.
Las prácticas se presentan explícitamente, de tal forma que el alumno sea capaz de
proceder por sí solo. Además, el profesor proporcionará información complementaria para
lograr la exitosa realización de la práctica.
Con la finalidad de facilitar la comprensión y el desarrollo del tema involucrado, cada
práctica contiene una breve introducción sobre la naturaleza de los compuestos a obtener y
una serie de cuestiones que involucra la revisión de material adicional.
Se anexa a esta serie de prácticas una práctica relacionada con el reconocimiento de los
lípidos que son moléculas con función de RESERVA ENERGÉTICA. Se consumen para
producir energía cuando se han agotado los Glúcidos. Se acumulan en las células del Tejido
Adiposo Subcutáneo, o en el que rodea a algunos órganos o incrustándose en las paredes
arteriales en forma de Colesterol.
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I.
GUÍA PARA EL TRABAJO DE LABORATORIO.
El programa experimental aquí esbozado requiere de mucha actividad y organización.
El logro de su exitosa realización depende de que el alumno revise cuidadosamente los
protocolos escritos, así como los antecedentes teóricos, antes de que inicie su trabajo en el
laboratorio.
Todos los experimentos están probados y optimizados para consumir la menor
cantidad de reactivos posibles, respete las cantidades utilizadas y evite el desperdicio de
sustancias químicas.
La mayoría de los experimentos se harán en grupos pequeños de tres a cinco
personas. Independientemente del trabajo en equipo, todos los estudiantes son
particularmente responsables de colectar el total de datos obtenidos y de hacer su reporte
individual.
ORGANIZACIÓN DE LOS INFORMES DE LABORATORIO
Un buen reporte (cuaderno de trabajo) debe mostrar:
- Que se han entendido los principios básicos del experimento.
- La habilidad para seguir el protocolo.
- La habilidad para realizar las manipulaciones prácticas de tal manera que se obtengan los
resultados esperados.
- La habilidad para describir en forma ordenada y lógica los resultados obtenidos.
- La capacidad para obtener conclusiones razonables de los resultados obtenidos.
Su reporte se calificará de forma individual en este manual de trabajo de acuerdo a: los
Resultados, el Análisis, el Cuestionario y las Conclusiones. Los mismos deben
presentarse con pulcritud, claridad y sin faltas de ortografía. Si el reporte requiere de la
presentación de gráficas, recuerde que todos los ejes deben estar perfectamente rotulados,
con unidades claramente definidas, cada gráfica o tabla deberá llevar su pie de figura. Por
último, toda información obtenida de referencias bibliográficas que usted incluya en su
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reporte deberá ser citada en el texto en los espacios correspondientes a las referencias
adicionales.
COMPORTAMIENTO PERSONAL EN EL LABORATORIO
Tratar todos los reactivos como si fueran cáusticos o tóxicos, si se derrama cualquiera
de ellos limpie inmediatamente el sitio en el que ocurrió. Si los reactivos se derraman en su
piel, limpie inmediatamente y lave la zona de contacto. Familiarícese con la localización y
uso de extinguidores así como con las regaderas de emergencias. Precauciones especiales
se señalan en las instrucciones particulares de cada práctica, ponga atención en ellas.
Los estudiantes deberán portar una bata blanca para proteger sus ropas, así como
guantes y lentes de seguridad para protección de manos y ojos.
Cualquier accidente que resulte en un daño personal, no importa que tan leve sea,
repórtelo a la brevedad con el profesor encargado del laboratorio. Esto es para su propia
protección.
Ciertos instrumentos estarán presentes, otros no. No utilice el equipo si tiene usted
dudas o dificultades para operarlo, solicite el apoyo de su profesor.
Si usted deja material para ser almacenado en el laboratorio, deberá estar
adecuadamente identificado, indicando fecha, contenido y propietario, de no ser así será
desechado.
Parte de su responsabilidad en el laboratorio es su seguridad, no introduzca alimentos, ni
utilice equipo de sonido que pueda distraer su atención. Deje limpia el área de trabajo, esto
incluye desechar los materiales químicos en el lugar o depósito adecuado. Pregunte a su
profesor el lugar en el que se colocarán los residuos obtenidos durante la experimentación.
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PRÁCTICA No. 1
SEPARACION Y PURIFICACION DE COMPUESTOS ORGANICOS.
PUNTO DE FUSIÓN Y CRISTALIZACIÒN
1.
OBJETIVOS
Que el alumno:
1.1. Separé y purifique una sustancia orgánica mediante de la técnica de cristalización.
1.2. Mida el punto de fusión de sustancias puras y de mezclas y utilice el punto de
cómo medida de pureza.
2.
INTRODUCCIÓN
El fundamento de la separación de una mezcla química, se basa en la diferencia de
solubilidad del componente a separar en el disolvente de la mezcla y el disolvente
extrayente. En la práctica es muy utilizada para separar compuestos orgánicos de raíces,
semillas, hojas, etc.
La cristalización es un proceso típico de laboratorio en el que un sólido cristalino en
solución se separa de una mezcla a través de cambios en su solubilidad. La disminución en
este parámetro conlleva a la producción de soluciones saturadas y sobresaturadas que
resultan en la formación de cristales a partir de la solución. El proceso de cristalización
depende del grado de sobresaturación que se logre en la solución, formación de núcleos y el
crecimiento de cristales ó partículas amorfas.
La sobresaturación se puede alcanzar por: evaporación del disolvente de la solución,
el enfriamiento de la solución por la adición de otros solutos, o el cambio en la polaridad de
los disolventes.
Dependiendo de las condiciones de la cristalización, es posible controlar o modificar
la naturaleza de los cristales obtenidos.
Una variante a la cristalización simple es el proceso fraccionado que también es muy
útil. La disolución de sólidos similares puede evaporarse hasta que empieza la
cristalización. Los cristales serán más ricos en un sólido que en otro. Cristalizaciones
repetidas (recristalización) conducen a la preparación de cristales más puros del
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componente menos soluble y a una disolución que contiene solamente disolvente con el
componente más soluble.
Frecuentemente el uso de una mezcla de dos disolventes en el proceso de
cristalización es más satisfactorio que un solo disolvente, esta mezcla debe ser homogénea
totalmente, es decir, los componentes deben ser miscibles y uno de los disolventes debe
disolver fácilmente al compuesto a separar, mientras que el otro sólo debe disolverlo
ligeramente.
El proceso de cristalización consta de los siguientes pasos:
* Disolver la sustancia en el disolvente a una temperatura elevada.
* Filtrar la solución caliente para remover las impurezas insolubles.
* Dejar enfriar la solución para que se depositen los cristales de la sustancia.
* Filtrar la solución fría para separar los cristales de la solución sobrenadante
(conocido como licor o líquido madre).
* Lavar los cristales para remover el licor madre adherido.
* Secar los cristales para remover las trazas del disolvente.
Existen varios factores que se deben considerar para seleccionar un disolvente para la
cristalización. Un buen disolvente para este proceso es aquel que disuelva una moderada
cantidad de la sustancia a elevadas temperaturas, pero que solo disuelva una pequeña
cantidad de este a bajas temperaturas; el disolvente deberá disolver fácilmente a las
impurezas (excepto a las impurezas mecánicas) aún a bajas temperaturas, el disolvente no
debe reaccionar con la sustancia a purificar, de preferencia debe tener baja flamabilidad,
baja toxicidad y bajo costo.
Las impurezas pueden colocarse en las siguientes categorías: impurezas mecánicas
(partículas insolubles en la mayoría de los disolventes comunes, se pueden eliminar
filtrando la solución caliente), impurezas coloridas (el color puede eliminarse por la adición
de algún adsorbente como el carbón activado y filtrando la solución en caliente) y las
impurezas solubles (compuestos que se remueven por cristalización, dado que al ser
altamente solubles en el disolvente se retienen en el licor o líquido madre).
Una sustancia cristalina pura presenta generalmente un punto de fusión característico
y un rango de la temperatura de fusión muy pequeño, aproximadamente de 0.5 a 1.0 °C.
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La presencia de impurezas producen generalmente una disminución de la temperatura
de fusión, es decir, el compuesto empieza a fundir a temperaturas inferiores a la esperada,
esto trae como consecuencia que el rango de fusión se incremente, mientras mayor es la
cantidad de impurezas mayor es la depresión del punto de fusión y por tanto mayor también
el rango de fusión.
La depresión en el punto de fusión producida por las impurezas es una consecuencia
de los efectos que estos compuestos producen en la presión de vapor de la mezcla sólida, la
presencia de contaminantes solubles produce una disminución en la presión de vapor de la
mezcla y simultáneamente un descenso en la temperatura de fusión.
Tomando como base este fenómeno, la determinación de esta constante física se usa
frecuentemente como criterio de identidad y de pureza.
3 SECCION EXPERIMENTAL
3.2 PRIMERA PARTE: Determinación del Punto de Fusión
3.2.1 Material y equipo
Cubreobjetos
Equipo para determinar el punto de fusión Fisher-Johns
Equipo para la determinación del punto de fusión Fisher-Johns
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3.2.3 Procedimiento experimental
1. Limpiar perfectamente la platina metálica del aparato para determinar puntos de fusión.
2. Colocar aproximadamente 0.05 g (3 ó 4 cristales pequeños) de la sustancia a probar en
un cubre objetos limpio, y llevarlo a la superficie de la platina metálica.
3. Ajustar la lupa a la altura de los ojos para observar los cristales e iniciar el calentamiento,
tomar la lectura de las temperaturas en el termómetro del aparato, cuando se inicie y
finalice la fusión del compuesto.
NOTA: Conservar la velocidad de calentamiento entre 3 y 5 o C por minuto
4. Bajar la temperatura de la platina antes de repetir la operación.
5. Determinar la temperatura y rango de fusión de los siguientes compuestos y mezclas.
a) ácido benzóico; b) 75% de ácido benzóico y 25% de anhídido ftálico; c) 50% de
ácido benzóico y 50% de anhídido ftálico; d) 25% de ácido benzóico y 75% de anhídido
ftálico; e) anhídrido ftálico.
NOTA: En una misma corrida, se pueden colocar varias muestras.
3.3 SEGUNDA PARTE. Purificación de acetanilida por recristalización
3.3.1 Material y equipo
2 Vasos de precipitados de 250 mL
3 Matraces Elenmeyer de 125 mL
1 Embudos de filtración de vidrio
1 Agitador
1 Soporte universal
Cubreobjetos
1 Pinza de tres dedos
1 Probeta de 100 mL
1 Anillo
Euipo para medir el punto de fusión
1 Baño maría
Parrilla de calentamiento
3.3.2 Reactivos
Anhídrido ftálico
Carbón activado
Acetanilida grado técnico
Ácido benzóico
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3.3.3
Procedimiento experimental
a). Pesar 0.5 g de muestra de acetanilida grado técnico.
b). Observar su color y determinar su punto de fusión.
c). Transferir el resto de la muestra a un matraz Erlenmeyer de 125 mL, adicionar 20 mL de
agua destilada y calentar la mezcla hasta ebullición.
d). Si no se ha disuelto, adicionar pequeñas porciones de agua caliente y agitar hasta que la
acetanilida se disuelva completamente.
e). Adicionar 5 mL más de agua caliente y dejar enfriar.
f). Adicionar con mucho cuidado 0.1 g de carbón activado.
g). Volver a calentar durante 5 minutos para facilitar la eliminación de impurezas coloridas.
h). Filtrar la solución en caliente y recibir el filtrado en otro matraz Erlenmeyer de 125 mL.
Si en el transcurso de la filtración se solidifica el compuesto, agregar un poco de agua
caliente.
i). El filtrado se deja enfriar para que cristalice la acetanilida.
j). Filtrar para recuperar los cristales en un pedazo de papel filtro previamente pesado.
k). Lavar los cristales dos veces con una pequeña cantidad de agua fría, ya que la
acetanilida es soluble aún en agua fría (0.5 g /100 mL).
3.4. Instrucciones particulares
3.4.1. No pipetear los reactivos con la boca. Usar probeta para medirlos.
3.4.2. En el procedimiento de cristalización de acetanilida, disolver el compuesto en la
mínima cantidad de agua caliente posible, si durante la filtración en caliente se forman
cristales, calentar nuevamente la solución hasta su disolución.
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1.
Reportar la masa en gramos de ácido benzóico y acetanilida obtenidos en la
extracción. Calcular el rendimiento porcentual y reportar los puntos de fusión del ácido
benzóico, de la acetanilida.
Cálculos:
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4.2. Indicar los cálculos realizados para determinar el volumen de NaOH requerido para
extraer el ácido benzóico.
4.3. Reportar los puntos de fusión obtenidos para el ácido benzóico, el anh. ftálico y las
mezclas en la siguiente tabla y compararlos con los reportados en la literatura.
Rango de fusión Rango de
fusión teórico.
experimental
Substancias
a) Ácido benzóico
b) 75% de ácido benzóico y 25% de anhídrido ftálico.
c) 50% de ácido benzóico y 50% de anhídido ftálico.
d) 25% de ácido benzóico y 75% de anhídrido ftálico.
e) Anhídrido ftálico
4.4.
Haga una gráfica de punto de fusión contra el % de composición para las mezclas
anteriores. Discuta el resultado.
4.5 Reportar las temperaturas de fusión de la acetanilida antes y después de cristalizar.
Investigar en la bibliografía a que se debe la variación del punto de fusión de la acetanilida
4.6.
Hacer el cálculo de rendimiento en el proceso de recristalización.
5. CONCLUSIONES
Los integrantes de equipo, analizaran su información práctica con la teoría y concluirán
sobre el resultado de su practica.
6. CUESTIONARIO
6.1 ¿Se podrá extraer el ácido benzóico de su mezcla con acetanilida usando solo agua
destilada en vez de NaOH? Por qué?
6.2 ¿Que ventajas y desventajas tiene la cristalización con respecto a la extracción como
métodos de purificación?
6.3 Definir el concepto de punto de fusión.
6.4 ¿Qué se entiende por solvatación?
6.5 ¿Por qué algunas sustancias se disuelven en un disolvente y otras no?
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6.6 ¿Cómo se elige el disolvente adecuado para efectuar una cristalización?
6.7 ¿Cuándo y para que se utiliza el carbón activado?
6.8 ¿Qué precauciones deben tomarse con los disolventes inflamables y tóxicos?
6.9 ¿Cuáles son los métodos que se emplean para inducir la cristalización?
7.
BIBLIOGRAFIA
7.1.
Abbott, D. y Andrews, R. S., Introducción a la Cromatografía, 3ª Ed., Alhambra,
España, 1983.
7.2.
Brewster, R.Q., Curso Práctico de Química Orgánica, 2ª Ed.., Alhambra, España,
1979.
7.3
Wilcox, C.F., Experimental Organic Chemistry a Small-Scalle Approach, Mc
Millan, U.S.A., 1976.
7.4.
McKay, D.C., Dale G. H., and Weedman J. A., Ind. Eng.Chem. 52, 197-198 (1960).
7.5.
Vogel, A. I., Elementary Practical Organic Chemistry Part I, Small Scale
Preparations, Longmans, (1978).
7.6.
Wilcox, C.F., Experimental Organic Chemistry. A Small Scale Aproach, Mc Millan
Jr, (1988).
7.7.
Barrow, Gordon M. Química Física, Reverte(1976).
7.8.
Pomilio, A. y Vitale, A. Métodos Experimentales de Laboratorios en Química
Orgánica Serie de Química Monografía No. 33. OEA.
8. BIBLIOGRAFIA ADICIONAL.
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PRÁCTICA No. 2
EXTRACCION Y CROMATOGRAFIA
1. OBJETIVOS
Que el alumno:
1.1. Separe los componentes de una mezcla mediante la aplicación de las técnicas de
extracción y purificación de compuestos orgánicos.
1.2. Realice una cromatografía de adsorción mediante la aplicación de los conceptos
fundamentales.
1.3 .Elija el eluyente apropiado para extraer y separar una mezcla de colorantes
mediante una cromatografía en capa fina.
1.4 .Separe una mezcla de colorantes mediante una cromatografía en columna.
2. INTRODUCCIÓN
La gran mayoría de los compuestos orgánicos, ya sean naturales o sintéticos no se
encuentran puros, y para determinar sus propiedades físicas y químicas o poderlos usar
como medicamentos, conservadores, edulcorantes, intermediarios de reacción, etc. es
necesario que lo sean. La extracción y la cromatografía son técnicas muy importantes, ya
que permiten separar y purificar sustancias químicas.
La extracción es la técnica más empleada para separar un producto orgánico de su
mezcla de reacción o aislarlo de sus fuentes naturales. Puede definirse como la separación
de un componente de una mezcla por medio de un disolvente. Si el compuesto a separar se
encuentra en una mezcla líquida, la extracción se llama líquido-líquido, si se encuentra en
una mezcla sólida, la extracción se llama sólido-líquido.
La cromatografía es una técnica que permite separar los componentes de una mezcla. Esta
separación se logra utilizando un sistema bifásico: fase estacionaria donde se retienen los
compuestos a separar y fase móvil que desplaza de forma diferencial los compuestos a
través de la fase estacionara.
(A) Dependiendo de la naturaleza de las fases, se pueden distinguir distintos tipos de
cromatografía:
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Cromatografía sólido-líquido: la fase estacionaria es un sólido y la móvil un líquido.
Cromatografía líquido-líquido: ambas fases son líquidos y en la estacionaria el líquido
se ancla a un soporte sólido.
Cromatografía líquido-gas: la fase estacionaria es un líquido no volátil sobre soporte
sólido y la fase móvil un gas.
Cromatografía sólido-gas: la fase estacionaria es un sólido y la móvil un gas.
La mezcla a separar se deposita sobre la fase estacionaria y la fase móvil atraviesa el
sistema desplazándo los componentes de la mezcla a distintas velocidades que dependen de
la afinidad de los mismos por cada una de las fases (Figura 1). Se denomina elución a la
migración de los componentes de la mezcla a lo largo de la fase estacionaria impulsados
por la móvil.
Existen otras clasificaciones para los distintos tipos de cromatografía:
(B) En función de la interacción que se establece entre los componentes de la mezcla y
las fases móvil y estacionaria:
Cromatografía de adsorción: se producen interacciones de tipo polar siendo la fase
estacionaria un sólido.
Cromatografía de partición: la separación se basa en las diferencias de solubilidad de
los componentes de la mezcla entre las dos fases siendo ambas líquidas. Cuando la fase
estacionaria es menos polar que la móvil se denomina cromatografía en fase inversa.
Cromatografía de intercambio iónico: se producen intercambios entre iones presentes
en la fase estacionaria y los del compuesto orgánico solubilizado e ionizado en la fase
móvil.
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Figura 1. Elución de los componentes de una mezcla
(C) En función del tipo de soporte empleado para la fase estacionaria:
Cromatografía en columna: utiliza como soporte una columna de vidrio.
Cromatografía en capa fina: el soporte es una placa de vidrio, aluminio o plástico.
La cromatografía se puede emplear para:
Conocer el número de componentes de una mezcla e identificarlos por comparación con
patrones, a este tipo de cromatografía se le conoce como Cromatografía Analítica.
Separar mezclas de compuestos y como método de purificación, con este fin se le conoce
como Cromatografía Preparativa.
Cromatografía de adsorción
La cromatografía de adsorción emplea una fase estacionaria sólida de carácter polar,
adsorbente y una fase móvil líquida, eluyente. Se utiliza tanto con fines analíticos como
preparativos y la separación de los componentes de la mezcla viene determinada por las
interacciones polares de los componentes de la misma con las fases estacionaria y móvil.
Por lo tanto, los compuestos más difíciles de separar mediante este tipo de cromatografía,
serán aquellos que tengan una polaridad muy similar.
Fase estacionaria: adsorbente
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Está constituida por un sólido poroso, finamente granulado, con centros activos polares en
su superficie donde se adsorben las moléculas de los compuestos que se van a
cromatografiar. Cuanto menor sea el tamaño de partícula de este material mayor será la
capacidad de adsorción.
La adsorción se debe a interacciones intermoleculares del tipo dipolo-dipolo, dipolo-dipolo
inducido o enlaces de hidrógeno entre el adsorbente y el soluto. El adsorbente más utilizado
es la gel de sílice (Figura 2) donde las interacciones tienen lugar entre los grupos Si—OH y
Si—O—Si; también se emplea con relativa frecuencia alúmina (Al2O3).
Figura 2. Estructura del gel de sílice e interacciones
con algunos compuestos polares
El adsorbente debe ser inerte con las sustancias a cromatografiar. La gel de sílice presenta
carácter ácido y la alúmina puede adquirirse con carácter neutro, ácido o básico.
Fase móvil: eluyente
Es un disolvente en el que los componentes de las mezcla son, al menos, parcialmente
solubles. Al aumentar la polaridad del disolvente aumenta la velocidad de elución de los
compuestos de la mezcla. Se puede utilizar un único disolvente o una mezcla de disolventes
e incluso llevar a cabo la elución con un gradiente de polaridad aumentando
progresivamente la proporción del disolvente más polar.
Retención
Las moléculas de soluto S se adsorben en los centros polares de la fase estacionaria X y, a
medida que se produce la elución, van siendo desplazadas por las moléculas de disolvente/s
que constituyen la fase móvil M. La retención de un soluto se puede justificar por la
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competencia que se establece entre S y M por adsorberse a los centros polares X, es decir,
depende de los valores de las constantes de los equilibrios:
—X + S —X•••S
—X + M —X•••M
que están en función de:
• La polaridad del compuesto a eluir que depende de sus grupos funcionales.
• La naturaleza del adsorbente.
• La naturaleza del disolvente.
Orden de polaridad de los compuestos orgánicos:
Ácidos carboxílicos > Fenoles > Alcoholes y Tioles > Aminas > Ésteres > Aldehídos y
Cetonas > Hidrocarburos Aromáticos > Hc. Halogenados > Éteres > Hc Insaturados >
Alcanos
Cuanto más polar sea un compuesto mas se retendrá en la fase estacionaria. Por ejemplo, se
retiene más un alcohol que un hidrocarburo.
Orden de polaridad de los eluyentes más habituales:
H2O > CH3-OH > (CH3)2CH-OH > CH3-CN > Dioxano > CH3COOEt > THF > CH2Cl2
(Cloruro de metileno) > CHCl3 (Cloroformo) > CCl4 (Tetracloruro de carbono) >
CH3(CH2)4CH3
Para un mismo compuesto, un aumento en la polaridad de la fase móvil hace que se
desplace con más facilidad de la fase estacionaria. Por ejemplo, se eluirá más rapidamente
una amina en acetonitrilo que en hexano.
Para compuestos poco polares, que se retienen poco en el adsorbente, se utilizan eluyentes
apolares o poco polares como, por ejemplo, hexano. Para compuestos muy polares, que
quedan muy retenidos en el adsorbente, se emplean eluyentes muy polares como, por
ejemplo, metanol o mezclas metanol-diclorometano.
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Para compuestos de polaridad media se emplean eluyentes de polaridad intermedia y son
muy aconsejables en estos caso las mezclas en distintas proporciones de hexano acetato de
etilo
Cromatografía analítica en capa fina (CCF)
La fase estacionaria (adsorbente) se encuentra depositada, formando una capa fina de un
espesor uniforme sobre una placa de vidrio, plástico o una lámina metálica. La mezcla a
analizar se deposita con un capilar a una pequeña distancia del borde inferior de la placa (3
mm) (Figura 3) y se introduce en una cubeta donde está la fase móvil (eluyente), que
ascenderá a lo largo de la capa por capilaridad eluyendo a los componentes de la mezcla a
distintas velocidades, lo que provoca su separación (Figura 4). Cuando el frente del
disolvente se encuentra a 3 mm del borde superior, se saca la placa de la cubeta, se marca
hasta donde ha llegado el eluyente y se deja secar para, a continuación, proceder al la
visualización de las manchas correspondientes a los productos cromatografiados.
Figura 3. Aplicación de la muestra.
Figura 4. Desarrollo de la placa
Determinación del Rf
Se conoce como Rf (rate factor) la relación entre las distancias recorridas por un
compuesto y por el disolvente desde el origen del cromatograma.
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Rf = Distancia recorrida por el compuesto/ Distancia recorrida por el disolvente
Cada compuesto en unas condiciones cromatográficas determinadas: adsorbente,
disolvente, temperatura, etc., tiene un valor constante y característico de Rf. Sin embargo,
solo se pueden establecer comparaciones entre los Rf de dos compuestos cuando los dos se
eluyan juntos en la misma placa. La distancia recorrida por el compuesto se mide desde el
centro de la mancha (Figura 5).
Figura 5.- Determinación del Rf de dos compuestos A y B.
Visualización del Cromatograma
 Con luz UV (ultravioleta). Las placas suelen llevar incorporado un indicador
fluorescente que absorbe luz UV y emite luz visible, generalmente verde. Cuando se
cromatografían sustancias que absorben en el UV donde se encuentra el compuesto
no absorbe el indicador y como resultado vemos una mancha que indica su
presencia.
 Con un agente revelador. Se emplea cuando las sustancias no absorben radiación
UV. El revelador reacciona con los productos absorbidos dando lugar a compuestos
coloreados y por tanto se utilizará uno u otro en función del compuesto que se
quiera visualizar. Algunos ejemplos: H2SO4 concentrado en etanol para azúcares,
ninhidrina para aminoácidos y yodo para compuestos insaturados y aromáticos.
Aplicaciones de la CCF
La CCF es una técnica cualitativa muy utilizada en los laboratorios de Química Orgánica
para:
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 Determinar el número de componentes de una muestra: Precaución si solo hay una
mancha muy retenida o aparece junto al frente del disolvente hay que probar otro
eluyente (Figura 6).
Figura 6.- Separación de dos componentes A y B de una mezcla. (a) Eluyente poco polar
(b) Eluyente de polaridad adecuada (c) Eluyente muy polar
 Comprobar la pureza de un compuesto: aparecerá una sola mancha. Se debe
comprobar que solo hay una mancha utilizando distintos eluyentes.
 Determinar la identidad de dos compuestos: Hay que tener precaución, pues valores
deRf iguales (o prácticamente iguales) para dos compuestos en una misma placa no
garantizan inequívocamente su identidad. En la misma placa hay que cromatografiar
una mezcla de los compuestos cuya identidad se quiere comprobar (Figura 7).
Figura 7. Comprobación de la no
identidad de dos compuestos A y B.
M, Mezcla de ambos.
 Seguir la evolución de una reacción: cada cierto tiempo se cromatografían en una
misma placa los reactivos y la mezcla de reacción (Figura 8).
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Figura 8. Evolución de una reacción
entre dos compuestos A y B (reactivos)
para
dar lugar a un compuesto C. Mezcla de
reacción = MR.
 Determinar el disolvente más apropiado para llevar a cabo una separación
mediante una cromatografía preparativa (en columna o en placa).
 Seguir el progreso de una cromatografía en columna (CC).
Cromatografía en columna (CC)
Es el método más utilizado para la separación y purificación de compuestos orgánicos,
sólidos o líquidos, a escala preparativa. La fase estacionaria (adsorbente) se coloca en una
columna de vidrio que termina en un estrechamiento con una llave y se impregna con el
eluyente (fase móvil). La mezcla a separar se deposita en la parte superior de la columna y
la fase móvil atraviesa el sistema (Figura 9). Los compuestos se van eluyendo disueltos en
el eluyente, se van recogiendo ordenadamente en fracciones de pequeño volumen (1,2,.....)
y se analizan por CCF (Figura 8). Los productos van saliendo de la columna según su
polaridad, primero salen los menos polares que son los menos retenidos por el adsorbente y
los últimos los más polares por su mayor retención en la fase estacionaria. El adsorbente
más utilizado para este tipo de cromatografía es la gel de sílice y en segundo lugar la
alúmina. El tamaño de partícula del adsorbente es importante para la separación y su
elección depende en gran medida de que la elución de la cromatografía se realice por
gravedad o a media presión (flash chromatography). En una elución a media presión se
pueden emplear tamaños de partícula más pequeños, que permiten una separación más
eficaz. Sin embargo, en una elución por gravedad el uso de tamaños de partícula pequeños
impedirían el flujo del disolvente. Antes de realizar una separación en cromatografía de
columna hay que elegir adecuadamente el disolvente haciendo ensayos en CCF.
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Figura 9.- Esquema de montaje de una
Cromatografía en Columna
3..SECCIÓN EXPERIMENTAL
EXTRACCION
3.1 Material y equipo para la extracción
3.1.2 Reactivos
1 Propipeta (jeringa)
Ácido benzóico
1 Matraz erlenmeyer de 125 mL.
Solución de NaOH 0.1 N
3 Pipetas graduadas de 1mL (1), 5mL (2) y 10mL (1)
Acetanilida
2 Vasos de precipitados de 100 mL
HCl conc.
1 Soporte universal
Cloruro de Metileno
1 Pinza de tres dedos con nuez
Equipo para medir el punto de fusión
Balanza granataria y analítica
3.1.1 Procedimiento experimental
Separación de una mezcla de ácido benzóico-acetanilida (1:1) por extracción sólidolíquido
1. Agregar 0.5 g de la mezcla en un matraz erlenmeyer de 125 mL.
2. Calcular el volumen de NaOH 0.1 N necesario para que reaccione completamente el
ácido benzóico.
3. Adicionar el volumen calculado de NaOH 0.1 N al matraz erlenmeyer y agitar
vigorosamente.
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4. Filtrar con papel filtro para separar el sólido que no se disolvió.
5. Regresar el sólido retenido en el papel filtro al matraz y extraer una vez más con igual
volumen de NaOH.
6. Filtrar, recibiendo el líquido en el mismo recipiente donde se tiene el primer filtrado.
7. Adicionar HCl concentrado al filtrado hasta llegar a pH = 2.
8. Separar el sólido precipitado por filtración (en un papel previamente pesado).
9. Dejar secar el sólido obtenido, pesarlo y calcular el % de rendiniento de la reacción.
10. Medir el punto de punto de fusión del producto.
CROMATOGRAFIA
3.2.1. Materiales
1
Soporte universal
1
Vaso de precipitados de 100 mL
2
Pinzas de tres dedos con nuez
1
Pipeta de 1 mL
1
Bureta de 25 mL
3
Matraces erlenmeyer
1
Probeta de 100 mL
4
Tubos de ensaye de 5 mL
1
Placa cromatográfica de gel de sílice 1
Cubeta para cromatografía o un vaso de
sobre alumninio de 2 x 5 cm
precipitdos de 50 mL y un vidrio de reloj
1
Embudo pequeño
1
Varilla de vidrio de 15 cm
3.2.2, Sustancias
1g
Arena
Algodón
5g
Silica gel
100 mL
Etanol 96°
5 mL
Hexano
5 mL
Acetato de etilo
5 mL
Metanol
5 mL
Agua destilada
5 mL
Acetona
5 mL
Trietilamina
20 mg
Violeta cristal
20 mg
Anaranjado de metilo
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3.3. Determinación del eluyente apropiado para separar una mezcla de violeta cristal
(VC) y anaranjado de metilo(AM).
3.3.1. Preparación de la cromatoplaca.
Se marca una línea recta sobre la placa coromatográfica con lápiz, a 3-5 mm del borde
inferior mas corto, debe cuidarse de no estropear la superficie. Se disuelve un cristal de VC
en 1 mL de etanol (disolución de V), un cristal de anaranjado de metilo en 1 mL de etanol
(disolución de A) y un cristal de cada uno de ellos en 2 mL de etanol (M). Se tienen tres
disoluciones: V, A y M. Se introduce un tubo capilar en la disolución V, tomando una
pequeña cantidad de la misma y por su extremo se coloca en la placa de cromatografía,
sobre la línea de origen, a unos 2 mm del borde izquierdo de la placa. A la misma altura y a
unos 2 mm del borde derecho se coloca con otro capilar una mancha de la solución A y en
la parte central de la placa una mancha de la solución M de nuevo con un capilar diferente
(¡Cuidado, no confundir los capilares de cada disolución!). Se puede utilizar el mismo
capilar para hacer la aplicación, siempre y cuando se lave con etanol agua 1:1 antes de
volver a usarse (ver Figuras 3 y 4).
3.3.2 Elución de la cromatoplaca.
Las aplicaciones (manchas) se dejan secar y se introducen en el interior de una cubeta de
cromatografía conteniendo de 3-5 mL del disolvente a probar, de modo que el disolvente no
toque la zona en la que se encuentran las aplicaciones (Figura 4). Se tapa la cubeta y
cuando el disolvente ha ascendido a alcanzar 5 mm del borde superior se saca la placa y se
marca, con lápiz, el nivel del disolvente en un extremo de la misma. Es importante que
mientras dure la elución, el sistema permanezca sin perturbaciones. Se deja secar y se
miden las distancias recorridas por el frente del disolvente y para cada aplicación para
calcular el valor de Rf ( Figura 5). Los eluyentes a probar son: cloroformo, acetato de etilo,
etanol, agua, metanol, y etanol-trietilamina en una proporción 9:1. Un equipo puede utilizar
un eluyente diferente y después comparar todos los cromatogramas.
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A partir de los resultados obtenidos, seleccionar el eluyente más adecuado o la combinación
de eluyentes adecuada para separar la mezcla de colorantes VC y AM. Haga el análisis de
los resultados y seleccione el eluyente más adecuado para esta separación.
3.3.3 Separación por cromatografía en columna de una mezcla de VC y AM.
3.3.3.1 Preparación de la columna y de la muestra.
Se sujeta la columna, en posición vertical, a un soporte utilizando dos pinzas: una cerca de
la llave y otra en la parte superior y se introduce un pequeño copo de algodón en su
extremo inferior sin apretar y luego 1 cm aproximadamente ade arena o tierra de
diatomáceas.. Se coloca un erlenmeyer debajo de la columna y un embudo en la parte
superior (Figura 9).
En un vaso de precipitados se prepara una suspensión con 5g de gel de sílice (adsorbente) y
50 mL del eluyente seleccionado. Se añade un poco de etanol a la columna y luego se vierte
la suspensión previamente preparada en su interior. Se abre la llave, se golpean suavemente
las paredes de la columna mientras dura la sedimentación del adsorbente para que este se
compacte adecuadamente procurando que no se formen burbujas y evitando que se seque la
gel de sílice. El eluyente que se va recogiendo de la columna se incorpora al vaso donde se
preparó la suspensión adsorbente-eluyente para así recuperar la gel de sílice que hubiera
podido quedar y se transvasa todo de nuevo a la columna.
3.3.3.2 Elución de la columna
Se deja que el eluyente baje hasta una altura sobre el adsorbente de 1-2 mm, se cierra la
llave de la columna se quita el embudo y con una pipeta se añade cuidadosamente 1 mL de
una solución preparada de violeta cristal y naranja de metilo en etanol. Se abre la llave de la
columna para que esta disolución quede inmersa en la gel de sílice y se vuelve a cerrar
cuando la disolución de colorantes alcanza una altura de 1 mm sobre el adsorbente.
Se añade con una pipeta 0.5 mL del eluyente con mucho cuidado y muy lentamente para no
perturbar el frente de la columna. A continuación, se abre la llave y de deja que el nivel del
eluyente alcance 1 mm por encima del adsorbente. Se coloca un copo de algodón sobre la
superficie de adsorbente y se añaden 5 mL del eluyente, se abre la llave y se continúa
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añadiendo eluyente para desarrollar la columna hasta que se recoja el primer colorante.
Después se utiliza una mezcla de disolventes: etanol/trietilamina en proporción 9:1 como
eluyente para el segundo colorante ( Figura 10).
Figura 10.- Esquema de separación de dos componentes por Cromatografía en Columna
3.4. Instrucciones Particulares
No permitir que el nivel del líquido eluyente sobrepase el nivel de la fase móvil (sílica)
durante todo el proceso.
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1 A partir de los resultados obtenidos por CCF:
4.1.1 Dibuje todos los cromatogramas obtenidos.
4.1.2 Calcule el Rf para cada compuesto.
4.1.3 ¿Cuál de los dos colorantes es el compuesto más polar?
4.1.4 ¿Cuál es el disolvente más adecuado para esta separación?
4.1.5 ¿Sería adecuado utilizar metanol en esta separación?
4.2 A partir de los resultados obtenidos por CC:
4.2.1 Haga seis dibujos que muestren el desarrollo de la columna durante el transcurso del
experimento.
4.2.2 ¿Se separaron los colorantes de acuerdo con lo previsto por CCF? Explique.
4.2.3 ¿Cuál es la función de añadir trietilamina al etanol para eluir al segundo colorante?
Explique.
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4.2.4 ¿Qué ventajas tiene la CC con respecto a la CCF?
4.2.5 Que esperaría si se utiliza una sílica gel de menor tamaño de partícula (mayor
mallaje)?
5. CONCLUSIONES
Los integrantes de equipo, analizaran su información práctica con la teoría y concluirán
sobre el resultado de su practica
6. CUESTIONARIO
5.1. ¿Por qué los derivados halogenados suben más que los alcoholes en una cromatografía
encapa fina?
5.2. Al cambiar un eluyente menos polar por otro más polar ¿cómo se afecta la velocidad de
elución de un alcohol? ¿y la de una cetona?
5.3. El valor del Rf ¿depende del adsorbente utilizado? ¿y del eluyente?
5.4. Sugerir un ensayo para determinar la pureza de un compuesto por CCF
5.5. Investigue las estructuras químicas y los usos de los colorantes VC y AM, ¿a qué grupo
genérico pertenecen c/u?
5.6. Investigue cinco referencias bibliográficas sobre cromatografía existentes en la
biblioteca de UPIBI y cítelas.
7.- BIBLIOGRAFÍA
7.1 “Manual de prácticas de laboratorio de química orgánica”, Departamento de química
orgánica,
Facultad
de
Farmacia,
Universidad
de
Alcalá,
España:
www2.uah.es/quimica-organica/docencia/
7.2 Harris, C. Daniel, Análisis químico cuantitativo, 2ª Edición, Ed. Reverté, 2001, p.
628.
7.3 Douglas A. Skoog, F. James Holler, and Timothy A. Niewman, “Principios de
análisis instrumental, Quinta ed. 1992, Ed. Mc Graw Hill.
8. BIBLIOGRAFIA ADICIONALES.
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PRÁCTICA No. 3
PROPIEDADES QUIMICAS DE HALOGENUROS DE ALQUILO Y
ALCOHOLES
1. OBJETIVOS
Que el alumno:
1.1. distinga los hidrocarburos: alcanos, alquenos y aromáticos, mediante reacciones
químicas,
1.2.Identifique halogenuros de alquilo, mediante reacciones químicas específicas.
1.3.Identifique los alcoholes, mediante reacciones químicas específicas.
1.4.Compare halogenuros de alquilo y alcoholes mediante sus propiedades físicas y
químicas.
2. INTRODUCCIÓN
Halogenuros de alquilo
Los compuestos orgánicos halogenados pueden ser considerados como derivados de
los hidrocarburos (por la sustitución de uno o más hidrógenos por un halógeno).
De acuerdo a sus características químicas, se pueden clasificar en las siguientes categorías.
Alquilo
Halogenuros
Primarios
R
Secundarios
R2
CH X
Terciarios
R3
C
Alílicos
CH2
Bencílicos
Vinilo
CH2
CH
X
X
CH CH2
CH2
X
X
X
X
Arilo
Los halogenuros de alquilo son en general moléculas relativamente reactivas y sufren
reacciones de sustitución y eliminación. Los halogenuros de arilo y de vinilo generalmente
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son inertes a las reacciones de sustitución y eliminación debido a la influencia que ejercen
las insaturaciones sobre el enlace carbono halógeno de estos compuestos. El enlace C−X es
un enlace muy polarizado que conduce a la asociación de las moléculas por atracción de
dipolos permanentes. En los alcoholes las asociaciones atractivas entre moléculas ocurren
por enlaces del tipo puente de hidrógeno (un tipo particular de interacción dipolo-dipolo),
lo que ocasiona que los puntos de ebullición de los halogenuros de alquilo sean más bajos
que los alcoholes correspondientes
La reacción principal de los R-X es la sustitución nucleofílica, las reacciones de los
halogenuros de alquilo primarios usualmente sigue un mecanismo SN2 (substitución
nucleofílica de segundo orden) y sus reactividades relativas presentan el siguiente orden:
metílico >> primario > secundario. En muchas reacciones típicas que se efectúan por este
mecanismo la velocidad de reacción para el Me-X puede ser de 10 a 20 veces más rápida
que para su análogo de etilo (Et-X). Este tipo de reacción se evidenciará en esta práctica con
el reactivo de KI en acetona.
Las reacciones de los derivados terciarios siguen un mecanismo del tipo SN1
(sustitución nucleofílica unimolecular): el paso determinante de la reacción es el
rompimiento heterolítico del enlace carbono-halógeno para formar el intermediario
(carbocatión). Los halogenuros de alquilo secundarios pueden reaccionar por mecanismos
del tipo SN1 y SN2 o un híbrido de ambos, esto dependerá de las condiciones de reacción.
El proceso SN2 se ve favorecido por nucleófilos fuertes, alta concentración del reactivo y
solventes poco polares. El mecanismo SN1 es favorecido por nucleófilos débiles y baja
concentración, y especialmente en solventes altamente polares.
Hidrocarburos
Los hidrocarburos pueden clasificarse básicamente en tres tipos: a) los saturados que
incluyen alcanos y los cicloalcanos, b) los insaturados dentro de los que se encuentran los
alquenos (olefinas) y los alquinos (acetilenos), c) los aromáticos.
Los alcanos y cicloalcanos son prácticamente inertes desde el punto de vista químico,
a causa de esta baja reactividad, se les denomina parafinas (compuestos de poca afinidad).
No existen pruebas químicas simples para identificar a los hidrocarburos saturados, estos
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deben en general ser detectados indirectamente al dar negativas las pruebas químicas de
insaturación o aromaticidad. Para el caso de los alquenos, cicloalquenos y alquinos, la
presencia de insaturaciones se puede confirmar por medio de reacciones de cishidroxilación, con una solución acuosa de permanganato de potasio (prueba de Baeyer) y
por la adición de una molécula de Br2, entre otras pruebas. Casi todos los alquenos y
alquinos reaccionan con estos reactivos. El número de dobles enlaces se puede determinar
cuantitativamente si se mide la cantidad de bromo consumido.
Prueba de Baeyer:
R
R
R
+
2 KMnO4
R
HO
R
R
R
R
OH
+
2 MnO2
+
2 KOH
Los alquenos son fácilmente oxidados por ciertos reactivos, incluyendo
permanganato de potasio acuoso. El producto orgánico depende de las condiciones de
reacción, la cis-hidroxilación se favorece bajo condiciones suaves y el rompimiento a un
ácido dicarboxílico se favorece bajo condiciones más vigorosas:
La prueba de permanganato de Baeyer es más selectiva que la reacción con Bromo;
sin embargo, también presenta sus limitantes, puesto que casi todas las moléculas que se
pueden oxidar, como los aldehídos y fenoles, dan positiva esta reacción. Afortunadamente,
los dos procesos son complementarios, se recomienda realizar primero la prueba de Baeyer
y si es positiva, continuar con la prueba del bromo. Los alquenos y los alquinos son los
únicos hidrocarburos que son solubles en ácido sulfúrico frío.
Adición de Br2
R
R
CCl4
+
R
R
Br2
R
R
+ Br
- Br
Br
R
- 30 -
R
R
Br
Br
R
R
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La excepción a la reacción del bromo son aquellas moléculas que contienen grupos
fuertemente atractores de electrones cerca del enlace múltiple; otra complicación de esta
prueba es la tendencia de los enlaces C-H adyacentes al doble enlace a reaccionar con el
bromo a través de una reacción de sustitución (vía radicales libres) que produce la
formación de ácido bromhídrico. Estas reacciones de sustitución se pueden detectar por la
formación de niebla ácida, cuando se sopla en la parte superior del tubo de reacción.
Por otro lado, los compuestos aromáticos constituyen una familia de especies
químicas muy extensa y variada; todos sus integrantes guardan una estrecha relación con el
benceno, miembro más sencillo del grupo de los hidrocarburos aromáticos. La presencia de
la estructura electrónica aromática, estabilizada por la deslocalización de los electrones pi,
les confiere un comportamiento químico singular si se les compara con otras especies
análogas. Los compuestos aromáticos no sufren las reacciones típicas de alquenos. Sin
embargo, distan de ser inertes y en condiciones adecuadas, experimentan fácilmente
reacciones de sustitución electrofílica aromática (reacciones en las que un electrófilo
sustituye a uno de los hidrógenos del anillo aromático).
Alcoholes
Los alcoholes son derivados de los hidrocarburos saturados o insaturados a los que se
les ha reemplazado un átomo de hidrógeno por un grupo hidroxilo (-OH). La química de los
alcoholes también dependen del tipo de grupo R al que esté unido el OH, con base en esto se
les puede clasificar en las siguientres especies: alquílicas, arílicas, vinílicas y bencílicas.
Los alcoholes alquílicos pueden ser: primarios (RCH2OH), secundarios (R2-CH-OH),
terciarios (R3C-OH) y alílicos (CH2=CH2-CH2-OH). Si el OH está unido directamente a un
doble enlace se denomina vinílico. Los alcoholes reaccionan como ácidos con bases fuertes,
sin embargo también pueden comportarse como bases con ácidos fuertes o de Lewis.
Las principales reacciones químicas de los alcoholes involucran la ruptura heterolítica
de la unión C-OH por lo que pueden sufrir reacciones de sustitución o eliminación de
manera análoga a los halogenuros de alquilo.
Algunas de las reacciones características de los alcoholes permiten distinguir
alcoholes primarios y secundarios de los alcoholes terciarios. La prueba de Lucas
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proporciona cierta información de la estructura del alcohol, puesto que se basa en la
conversión del alcohol al cloruro de alquilo correspondiente (insoluble en agua). La
facilidad de dicha reacción depende de la estabilidad del carbocatión que se forma y
permite diferenciar los alcoholes primarios y secundarios de los terciarios. Los alcoholes
alílicos se comportan como los terciarios (puesto que pueden estabilizar la carga del catión
por deslocalización).
Si el grupo -OH está unido a un anillo aromático los compuestos se denominan
fenoles. El efecto que el grupo hidroxilo ejerce sobre la molécula es el de proporcionar una
polaridad considerable, les permite asociarse por medio de enlaces por puente de
hidrógeno, presentan además características hidrofílicas (afinidad por el agua) y les
confiere propiedades ácidas (ej. fenoles). Sus puntos de ebullición y de fusión son más altos
que los de los alcanos y alquenos correspondientes debido a las fuerzas de atracción que se
presentan entre los hidroxilos.
Por otro lado, los fenoles poseen dos grupos funcionales importantes: el anillo
bencénico y el grupo hidroxilo, por lo que las propiedades químicas de estos compuestos
incluyen las características de ambos. El protón del grupo hidroxilo aromático es más ácido
que el protón de los alcoholes alifáticos, así mismo el anillo bencénico es más susceptible al
ataque por reactivos electrofílicos. Dos de las reacciones químicas que permiten identificar
en forma rápida un fenol es su reacción con álcalis y su reacción con cloruro férrico.
Muchos fenoles y algunos compuestos relacionados (enoles) forman complejos de
coordinación con el ión férrico de colores rojos, azules, púrpuras o verdes.
3. SECCIÓN EXPERIMENTAL.
3.1 Materiales
20
Tubos de ensayo
1
Gradilla
3
Pipetas de 5 mL
1
Parrilla de calentamiento
1
Baño maría
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3.2 Reactivos
3.2.1. Halogenuros de alquilo
Sustancias de prueba: clorobenceno,
Solución de nitrato de plata
cloruro de bencilo, diclorometano, cloruro de t-butilo y
en etanol al 2%
cloruro de sec-butilo
KI al 15% en acetona
Solución ácido nítrico
diluido (1:20)
3.2.2. Hidrocarburos
Solución de Br2 en CCl4 al
Acetona
3%
Sustancias de prueba: Ciclohexano, ciclohexeno,
Tetracloruro de carbono
aceite comestible, benceno y tolueno.
Solución de KMnO4 al 1%
-Solución acuosa de Br2 al
3%
3.2.3. Alcoholes
Reactivo de Lucas
solución acuosa de cloruro
férrico al 3%
Sustancias de prueba: metanol, n-butanol, t-butanol, sec-
Sodio metálico
butanol, fenol y resorcinol
Reactivo de Lucas: Enfriar 21 mL de HCl concentrado y adicionar 27.2 g de ZnCl2
anhidro, agitar hasta disolución y colocarla a temperatura ambiente.
3.3 Procedimiento experimental
3.3.1. Propiedades Químicas de los halogenuros
3.3.1.1 Reacción con nitrato de plata.
-Se colocan en diferentes tubos de ensayo 0.2 mL de los siguientes halogenuros:
clorobenceno, cloruro de bencilo, diclorometano, cloruro de t-butilo y cloruro de secbutilo. Rotular cada tubo previamente.
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-Adicionar 1 mL de una solución etanólica de AgNO3 al 2%, agitar y dejar en reposo los
tubos bien tapados.
-Se tiene una prueba positiva si se presenta un precipitado del haluro de plata (blanco)
dentro de los primeros cinco minutos. Si no se presenta reacción en este tiempo, abrir los
tubos y calentar ligeramente en baño maría, hasta que la solución empiece a ebullir,
durante dos minutos. Anotar sus observaciones.
-Si se forma un precipitado, ya sea a temperatura ambiente o por calentamiento, verifique
que se trata del haluro de plata y no de una sal de plata proveniente de un ácido orgánico,
adicionar 1 gotas de ácido nítrico diluido. Las sales de plata se disuelven, el haluro de
plata no.
3.3.1.2 Reacción con yoduro de potasio.
-Se colocan en diferentes tubos de ensayo 0.2 mL de los halogenuros probados en el
procedimiento anterior.
-Adicionar 1 mL de una solución de KI al 15% en acetona, agitar y dejar reposar.
-Se obtiene una prueba positiva cuando se presenta un precipitado blanco dentro de los
primeros cinco minutos. Si no ocurre la reacción, calentar los tubos en baño de agua a
50°, después de cinco minutos enfriar a temperatura ambiente. Anotar las observaciones.
3.3.2. Reacciones Químicas de Insaturación.
3.3.2.1 Prueba de Permanganato o de Baeyer.
Colocar en un tubo de ensayo 3 gotas del líquido (30 mg del sólido) a probar más 1
mL de acetona. Adicionar unas gotas de solución acuosa de permanganato de potasio al
1%, agitar vigorosamente y observar el tubo. Se tendrá una prueba positiva cuando en el
lapso de 1 minuto se pierda el color púrpura y se forme un precipitado café insoluble.
3.3.2.2 Prueba de Bromo en Solución Orgánica.
En un tubo de ensayo colocar 3 gotas del líquido (o 30 mg del sólido) a probar,
adicionar 1 mL de tetracloruro de carbono y de 5 a 6 gotas de una solución de bromo al 3%
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en tetracloruro de carbono y agitar. La desaparición del color proporciona una prueba
positiva, exponer el tubo a la luz y observar si existe la aparición de niebla en la parte
superior del líquido.
NOTA: Todos los experimentos anteriores hacerlos con ciclohexano, ciclohexeno, aceite
comestible, benceno y tolueno.
3.3.3. Propiedades Químicas de Alcoholes y Fenoles.
3.3.3.1 Propiedades ácidas.
-Se colocan en un tubo de ensaye 1.0 mL de etanol y en otro tubo de ensaye 1.0 mL de tbutanol.
-A cada tubo se le añade un trozo muy pequeño de sodio metálico.
-Observe y tome el tiempo que tarda en llevarse a cabo cada reacción.
-Una vez terminada la reacción, vacíe el contenido de cada tubo en sendos vidrios de reloj,
deje que se evapore el disolvente.
-Añada 1 mL de agua destilada y mida el pH con papel indicador.
3.3.3.2 Prueba de Lucas.
-Se colocan en un tubo de ensaye 1.5 mL del reactivo de Lucas
-Se adicionan 5 gotas del alcohol a analizar (n-butanol, t-butanol y sec-butanol), se agita
vigorosamente y se deja reposar.
-Se anota el tiempo requerido para la formación del cloruro de alquilo, que aparece como
una capa insoluble o una emulsión. Los alcoholes terciarios presentan una separación de
fases inmediata, los secundarios requieren cerca de 5 minutos para reaccionar y los
primarios aproximadamente una hora.
3.3.3.3 Reacción del Complejo Férrico.
-Se colocan aproximadamente 10 mg (fenol, resorcinol y n-butanol) de la sustancia a
analizar en un tubo de ensayo y se disuelve en 2 mL de etanol.
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-Se adicionan unas gotas de solución acuosa de cloruro férrico al 3%, y se agita
vigorosamente.
-Se compara el color de la solución con un tubo testigo al que solo se le debe agregar etanol
y el cloruro férrico. Anotar sus observaciones.
3.4. INSTRUCCIONES PARTICULARES.
3.4.1 Varios de los reactivos utilizados en esta práctica son tóxicos, el bromo puede además
causar quemaduras.
3.4.2 Manejar las soluciones con especial cuidado y en la campana de extracción.
3.4.3 Las pruebas químicas se realizarán con pequeñas cantidades que pueden ser
manejadas fácilmente en frascos de reactivos por lo que la posibilidad de inhalación es
mínima.
3.4.4 Manejar los reactivos en una área ventilada y con precaución, puesto que a los
hidrocarburos aromáticos se consideran tóxicos y carcinógenos.
3.4.5 Los compuestos fenólicos en estado puro o soluciones concentradas son tóxicos y
causan quemaduras, evite el contacto con la piel.
3.4.6 Evitar la inhalación de los vapores de los halogenuros de alquilo que se producen en
la prueba de Lucas. Recuerde que son tóxicos.
3.4.7 La solución de FeCl3 3% debe prepararse el día de la práctica.
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1. Complete la siguiente tabla en base a reactividad observada de los Halogenuros
Compuesto
Reacciones
Tipo de halogenuro
AgNO3
T. amb.
KI
calor T. amb.
Diclorometano
Clorobenceno
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calor
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Cloruro de bencilo
Cloruro de ter-butilo
Cloruro de sec-butilo
4.1.2. Escriba las ecuaciones químicas que representen la reactividad observada.
4.1.3. Discuta la reactividad observada de los diferentes tipos de halogenuros probados con
AgNO3 y KI.
4.1.4. Comente la reactividad en función del tipo de halogenuro empleado. Explique.
4.2. Reacciones Químicas de Insaturación
Nombre del
REACCIONES
Compuesto
Br2/CCl4
KMnO4
Ciclohexano
Ciclohexeno
Aceite comestible
Benceno
Tolueno
4.2.1 Escriba las ecuaciones químicas que representen la reactividad observada.
4.2.2 Discuta la reactividad observada de los alcanos, los alquenos y los hidrocarburos
aromáticos con Br2/CCl4 y con KMnO4.
4.3. Reacciones Químicas de Alcoholes y Fenoles
Propiedades ácidas
Compuesto
Tiempo de reacción (Observaciones)
metanol
t-butanol
Prueba de Lucas
n-butanol
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t-butanol
sec-butanol
Reacción con FeCl3
Compuesto
Observaciones
Fenol
n-butanol
Resorcinol
4.3.2. Escriba las ecuaciones químicas que representen la reactividad observada.
4.3.3. Discuta la reactividad observada de los alcoholes con sodio y con ZnCl2 (reactivo
de Lucas). Comente el porqué los alcoholes no reaccionan como ácidos con
hidróxido de sodio.
4.3.4. Comente la reactividad en función del tipo de alcohol empleado. Explique.
5. CONCLUSIONES
Los integrantes de equipo, analizaran su información práctica con la teoría y concluirán
sobre el resultado de su practica
6. CUESTIONARIO
6.1. Describa el mecanismo de reacción de un halogenuro de alquilo con AgNO3.
6.2. Describa el mecanismo de reacción de un halogenuro de alquilo con KI.
6.3. Escriba el mecanismo general para una reacción de eliminación E1 y E2.
6.4. Describa el mecanismo de reacción de los alcoholes en la reacción de substitución
nucleofílica con el reactivo de Lucas. Explique a partir de esto la diferencia en la velocidad
de reacción de los alcoholes probados.
6.5. ¿Qué prueba química utilizaría para diferenciar entre: 1-butanol y terbutanol, fenol y
alcohol undecílico, 1-butanol y cloruro de butilo? Explique su respuesta.
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6.6. Investigue cuáles de los siguientes hidrocarburos son saturados y cuales insaturados,
señale que tipo de pruebas le permiten diferenciarlos: Pineno, Aceite de parafina, Gasolina
y Ciclohexano.
Hidrocarburo
saturado ó insaturado
Prueba(s) química (s)
Pineno
Aceite de parafina
Gasolina
Ciclohexano
6.7. ¿Qué alqueno es el producto principal cuando cada uno de los siguientes alcoholes son
deshidratados con ácido? Escriba las estructuras: a) 2-metil-2-butanol; b) 3-metil-2-butanol.
7.
BIBLIOGRAFÍA.
7.1 Fessenden R. J., y Fessenden J.S., Química Orgánica. Grupo Editorial
Interamericano(1983).
7.2 Solomons. T. W. G., Química Orgánica, Ed. Limusa, (1983).
7.3 Wingrove, A. S. y Caret, R. L., Química Orgánica, Harla, (1984).6.4. Hart, H. and
Schuetz, R. D., Organic Chemistry, Hounghton Mifflin Company (1986).
7.4 Shriner, R. L., Fuson, R.C., and Curtin, D., Systematic Identification of Organic
Compounds, John Wiley and Sons, (1964).
7.5 Wilcox, C. F., Experimental Oraganic Chemistry, A Small Scale Aproach., Mc.
Millan Jr. (1988).
7.6 Wilcox, C.F., Experimental Organic Chemistry. A Small Scale Aproach, M. Millan
Jr. (1983).
7.7 Vogel, A.I., Elementary PRÁCTICAl Organic Chemistry part I. Small Scale
Preparations, Longmono (1978).
7.8 Pine, S. H. Hendrickson, J. B. Craw, D. J. y Hammond, G. S., Química Orgánica,
Ed. Mc. Graw Hill (1985).
8. BIBLIOGRAFIA ADICIONAL
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PRACTICA No. 4
MEDICION DE LA DENSIDAD, INDICE DE REFRACCION Y PUNTO DE
EBULLICION DE SERIE HOMOLOGA DE HIDROCARBUROS ALIFATICOS
(C6,C8,C10 y C12)
1.
OBJETIVOS:
Que el alumno:
-Determine la densidad de la serie homologa de alcanos
-Discuta a partir de los resultados experimentales, algunas propiedades fisicoquiicas de
alcanos
-Analize, si la densidad se puede utilizar como criterio para establecer la pureza de un
líquido.
-Determine el índice de refracción de hexano, octano, decano, dodecano
-Determine el punto de ebullición como criterio de pureza e identidad de substancias
químicas.
2. INTRODUCCION
La densidad de los líquidos se mide de una manera similar a como se midió la densidad de
los sólidos. En este caso también se emplearán tres métodos: el del picnómetro, el de la
probeta y el del principio de Arquímedes. Es necesario tener en cuenta la temperatura
porque ésta influye en el valor de la densidad: a medida que aumenta la temperatura, la
densidad del líquido se hace ligeramente menor. ¿Por qué?
Un picnómetro (figura 1) es un pequeño frasco de vidrio de volumen exacto y conocido
(Vp). Se pesa vacío (wp), luego se llena completamente (incluído el capilar) con el líquido
cuya densidad se desea determinar y finalmente se pesa (wpl). Con estos datos se puede
calcular la densidad del líquido:
(1)
- 40 -
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Soluciones Una solución es una mezcla homogénea de dos o más componentes. A aquél
componente que se encuentra en mayor cantidad se conviene en llamarlo solvente y a los
demás solutos. Cuando uno de los componentes es el agua, entonces la solución se
denomina acuosa y el solvente es el agua. Cuando la solución tiene únicamente dos
componentes se llama binaria.
Figura 1.
Picnómetro
La concentración de un soluto en una solución es la cantidad relativa del soluto con
respecto a una determinada cantidad de solvente o de solución. Una de las formas más
usadas para expresar la concentración es el porcentaje peso a peso que se calcula como:
Porcentaje p/p =
(2)
Así por ejemplo, una solución de NaCl de concentración 2.5% p/p indica que por cada
100 g de la solución hay 2.5 g de NaCl. La densidad de una solución acuosa se mide del
mismo modo como se mide la densidad de un líquido puro. El sentido de la vista es en
extremo importante para el hombre en la observación , ya que proporciona una gran parte
de información en torno al mundo. Cuando la luz pasa de un medio a otro, parte de la luz
incidente se refleja en la frontera. El resto pasa al nuevo medio. Si un rayo de luz incide a
cierto ángulo respecto de la superficie(no perpendicularmente), el rayo se desvía cuando
entra al nuevo medio. Esta desviación se denomina refracción. La figura 2 muestra un rayo
que pasa de un medio a otro. El ángulo θ1 es el ángulo de incidencia y es el ángulo de
refracción. El rayo se desvía hacia la normal cuando entra al líquido, esto siempre sucede
cuando el resto entra en un medio en el que la velocidad de luz es menor que en el aire.
- 41 -
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La refracción es la causa de varias ilusiones ópticas comunes. Por ejemplo una persona
que permanece en pie en aguas pocos profundas parece como si tuviera piernas mas cortas.
El ángulo de refracción depende de la velocidad de la luz en los dos medios así como el
ángulo incidente. En tanto el índice de refracción de un líquido esta dado por la relación
entre el seno del ángulo de incidencia de un rayo de luz en el aire, con respecto al seno del
ángulo de refracción en el liquido, tal como lo muestra la figura 2.
Figura 2.
La aplicación del índice de refracción en la Química es que permite determinar
características de los líquidos (en este caso sustancias orgánicas), como la pureza,
composición, e igualmente características de las reacciones en la obtención de sustancias
binarias a través del uso del refractómetro, instrumento muy utilizado en procesos químicos
en el laboratorio como la destilación, rectificación, nitración y esterificación entre otras,
porque permite analizar de una manera más eficiente y experimental los resultados
obtenidos en los procesos anteriormente nombrados.
La pureza e identidad de una substancia orgánica queda establecida cuando sus
constantes físicas (punto de fusión y de ebullición, peso molecular, índice de refracción,
rotación específica, espectro de absorción, etc.) y sus propiedades químicas son idénticas a
las registradas en la bibliografía científica para dicha substancia.
Por la sencillez de la determinación de los puntos de fusión y ebullición, y sobre
todo porque son las constantes que con más frecuencia se pueden encontrar en la
- 42 -
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bibliografía, constituye su determinación una de las operaciones de rutina en el laboratorio
de química orgánica.
Recordemos que el punto de fusión de una substancia se define como la temperatura
en que a la presión atmosférica, se encuentra en equilibrio con los estados sólido y líquido
de dicha substancia. Los puntos de fusión para una substancia pura no deben tener
variación mayor de un grado (1oC).
El punto de ebullición de una substancia se define como la temperatura a la cual su
presión de vapor es igual a la presión atmosférica normal (760 mmHg). Una determinación
exacta requiere el uso de aparatos complicados, en los cuales el termómetro está tan cerca o
en contacto con la fase líquida como con la gaseosa, cuando se ha alcanzado el equilibrio.
Pero en las determinaciones de rutina en química, se puede emplear un matraz de
destilación ordinario y alguno de los métodos semimicro (método de Siweloboff) o
microquímico (Emich).
3.
SECCIÓN EXPERIMENTAL
3.1 Materiales y reactivos: Medición de la densidad
Picnómetro
hexano
Balanza analítica
octano
Papel higiénico
decano
decano
3.2 Materiales y reactivos Índice de refracción
Tubos de ensayo.
Reactivos
Pipeta.
Etanol al 96%.
Refractómetro.
Agua destilada.
Termómetro.
hexano
Paño limpiador.
octano
Cetona.
decano
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3.2 Materiales y reactivos punto de ebullición
Equipo
Reactivos
Pinzas
Hexano
Mechero
Octano
Tubo de Thiele
Decano
Tubo de Ensaye (5x50
Tubos capilares
Termómetro
Fusímetro
Tapones monohoradado
3.4.1 Determinación de la densidad por el método del picnómetro
a) Mida en una balanza analítica el peso del picnómetro vacio, registre en su bitácora el
peso y la temperatura.
b) Enjuague primero el picnómetro con un poco del líquido de interés antes de llenarlo.
Mida el peso del picnómetro con el líquido de interés y registre en su bitácora el peso y la
temperatura.
La densidad se calcula por medio de la ecuación 1.
Temperatura del líquido (T): __________ ºC
Peso del picnómetro vacío (wp): __________ g
Volumen del picnómetro (Vp): __________ mL
Anote los demás datos en la tabla 3.1.
3.4.2. Procedimiento índice de refracción
La medición del índice de refracción se divide en dos partes:
La primera parte consiste en aprender a cuidar y manejar el refractómetro, y tomando
medidas precavidas se busca obtener el índice de refracción de el etanol en diferentes
concentraciones cuando esta combinado con agua. cada grupo determinado procede a
tomar dos medidas del índice de refracción de la sustancia en diferentes porcentajes de
etanol; para ello cada grupo debe hacer las concentraciones adecuadas de etanol en el agua
- 44 -
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empleando alcohol etílico al 96% (ya que este es muy económico), y por medio de cálculos
buscar la manera más apropiada para realizar dicha combinación binaria aproximándose a
los porcentajes requeridos.
En la segunda parte, teniendo hexano, octano y decano se procede a medir el índice de
refracción empleando un refractómetro. Se mide la temperatura en la cual se obtuvieron las
lecturas y se comparan con las reportadas en la literatura.
3.4.3 Procedimiento: determinar el punto de ebullición de la serie homologa
1
En un tubo pequeño (3 mm de diámetro de 6 a 8 cm de longitud), se colocan de 5 a 6
gotas de la muestra.
2
Se introduce un tubo capilar cerrado por un extremo y la sección abierta dirigida al
fondo del primer tubo. Se liga al tubo, conteniendo el capilar, a un termómetro,
procurando que la columna del líquido quede pegada al bulbo.
3
Tubo y termómetro se introducen en un Thiele o en un baño de los que se emplean para
determinar puntos de fusión, se calienta el baño lentamente hasta que el capilar empiece
a desprender burbujas.
4
Se detiene el calentamiento y se anota la temperatura que registró el termómetro en el
momento en el que dejan de desprenderse burbujas. La temperatura leída corresponde al
punto de ebullición de la muestra a la presión ambiente.
Todas las demás muestras se determinan de la misma manera
4. DISCUSION Y RESULTADOS
4.1 Datos obtenidos con el picnómetro
Método del picnómetro
Líquido wpl (g)
wpl- wp (g)
pentano
hexano
octano
decano
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4.2 Complete el cuadro.
PUNTO DE EBULLICION
Compuesto
Formula
Peso
P. Ebullición P.
Molecular
teórico
Ebullición
experimental
pentano
hexano
octano
decano
4.3 INDICE DE REFRACCION
Indice de fracción
Teórico
Practico
pentano
hexano
octano
decano
5. CONCLUSIONES
El alumno concluirá si los objetivos se cumplieron. Se oberva alguna tendencia en la serie
homologa?
6 CUESTIONARIO
6.1. ¿Qué factores afectan el índice de refracción?
6.2. Es posible identificar un liquido conociendo únicamente su índice de refracción?
Justique su respuesta
6.3. ¿Son el índice de refracción y la densidad de un liquido directa o inversamente
proporcional?
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6.4 ¿Cree usted que el índice de refracción se puede utilizar para determinar el fin de una
reacción.
6.5. ¿Por que es importante la determinación de los puntos de fusión y de ebullición ?
6.6 ¿Como se determinan puntos de fusión mixtos ? (sustancias mezcladas)
6.7 ¿ Qué se entiende por curva de corrección ?
6.8 Defina lo que es Punto de ebullición.
6.9 ¿En que consiste el método microquímico de Emich para determinar puntos de
ebullición ?
6.10 Cite otras propiedades físicas de las substancias que pueden ayudarnos a identificarlas.
7. BIBLIOGRAFIA
8.1http://docencia.udea.edu.co/cen/tecnicaslabquimico/02practicas/practica03.htm
8.2.http://www.google.com.mx/search?hl=es&q=practica+de+determinacion+puntos+de+e
bullicion&btnG=Buscar&meta=
8. BIBLIOGRAFIA ADICIONAL
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PRÁCTICA No. 5
SINTESIS DEL CLORURO DE terc-BUTILO A PARTIR DE terc-BUTANOL
1.
OBJETIVOS
El alumno:
1.1.
Síntetizará del cloruro de terc-butilo mediante reacción de susbstitución
nucleofílica del terc-butanol.
1.2
Purificará y caracterizará el cloruro de tercbutilo.
2. INTRODUCCION
La conversión de alcoholes en cloruros de alquilo se puede efectuar por varios
procedimientos. Con alcoholes primarios y secundarios se usan frecuentement cloruro de
tionilo y haluros de fósforo;tambien se pueden obtener calentando el alcohol con acido
clorhidrico concentrado y cloruro de zinc anhidro. Los alcoholes terciarios s convierten al
haluros de alquilo con ácido clorhidrico solo y en algunos casos sin calentamieno.
CH3
H3C
C OH
CH3
HCl
H3C
CH3
C Cl
+ H2O
CH3
Terc-butanol
Cloruro de terc-butilo
3. SECCION EXPERIMENTAL
Materiales
Reactivos
Parrilla calentamiento
tercbutanol
Balanza analítica
Acido clorhídrico
Sistema de destilaciónsimple
Bicarbonato de sodio
Matraz esférico 250 ml/junta 24/40
hielo
1.Embudo de separación
2. Vasos de precipitados de 100ml
Barra de agitaciòn
termomentro
Bomba de agua
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En un matraz de fondo redondo provisto de una barra magnética se añaden 18 mL de
alcohol terc-butílico y 60 mL de ácido clorhídrico concentrado. Sin tapar, se agita la mezcla
suavemente. Después de un minuto aproximadamente, se aumenta la agitación y se agita
vigorosamente durante cinco minutos más. Finalmente la mezcla se transvasa a un embudo
de decantación y se deja en reposo hasta que las dos capas se separen completamente.
La capa acuosa se saca del embudo y se desprecia. El cloruro de terc-butilo se lava con
unos 25 mL de disolución saturada de bicarbonato sódico. El embudo de llave, destapado,
se agita suavemente mediante un ligero movimiento circular hasta que cese el fuerte
desprendimiento gaseoso. Entonces se tapa el embudo, se invierte cuidadosamente y se abre
la llave para igualar la presión. A continuación se agita, primero con suavidad, luego
enérgicamente, abriendo la llave con frecuencia para que salgan los gases. Por último se
saca y se desprecia la capa de bicarbonato y el cloruro de terc-butilo se lava una vez más
con unos 20 mL de agua. Tras decantar la capa acuosa, se transvasa el cloruro de terc-butilo
bruto a un erlenmeyer pequeño y se deja secar con cloruro cálcico escoriforme (como el
cloruro de terc-butilo es muy volátil, conviene mantener tapado el erlenmeyer y agitar éste
de vez en cuando, para acelerar el secado). El líquido del erlenmeyer se decanta a un
matraz de fondo redondo y se destila recogiendo la fracción que destila entre 48-52ºC(es
aconsejable enfriar el matraz de recogida en un baño de agua-hielo). Determinar el
rendimiento de la reacción.
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1 Anote las propiedades fisicoquimicas observadas del producto de reacción y comparelas
con las reportadas en la literatura.
4.2 Calcule el rendimiento de la reacción
5. CONCLUSIONES
El alumno concluirá en base a su experimentación si se alcanzaron los objetivos de la
práctica.
6. CUESTIONARIO
6.1 ¿Cuál es el mecanismo de reacción para la obtención del cloruro de terbutilo
- 49 -
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6.2 Consulte la toxicidad del cloruro de terbutilo, del terbutanol, acido clorhidrico
6.3 Los residuos de la reacción contienen agua,cloruro de calcio y terbutanol. ¿Qué es
necesario hacer antes de desecharlos por el drenaje?
6.6 Reporte los espectros de IR del terbutanol y del cloruro de terbutilo, asignado las
bandas características de los grupos funcionales.
7. BIBLIOGRAFIA
7.1 "Curso Práctico de Química Orgánica" R. Brewster, C.A. Vanderwert y W.E. McEwen.
Ed. Alhambra, Madrid, 1965.
7.2 "Química Orgánica Experimental". H.D. Durst y G.W. Gokel. Ed. Reverté, Barcelona,
1985
7.3.http://search.conduit.com/Results.aspx?q=SINTESIS+DEL+CLORURO+DE+TERTBUTILO&ctid=CT2
126482&octid=CT2126482
8. BIBLIOGRAFIA ADICIONAL
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PRACTICA No. 6
ALDEHIDOS Y CETONAS; SINTESIS DE DIBENZALACETONA
1. OBJETIVOS
1.1. Identificar el grupo carbonilo mediante reacciones químicas.
1.2. Demostrar la influencia de los sustituyentes del carbono carbonílico en los aldehídos y
cetonas mediante reacciones químicas específicas.
1.3. Sintetizar la dibenzalacetona mediante una reacción de condenzación aldolica cruzada
2.
INTRODUCCION
Uno de los grupos funcionales más importantes en química orgánica es el grupo
carbonilo (C=O), figura 1. Existen muchas clases de compuestos carbonílicos,
dependiendo de que grupos R2 estén unidos a la unidad C=O, sin embargo, la química de
los grupos carbonilo es muy similar, independientemente de su estructura exacta. Cuando
un grupo R1 es un grupo alquilo, alquenilo, alquinilo o arilo, al grupo R1-C=O se le conoce
como grupo acilo. El grupo acilo forma parte de la estructura de un gran número de
compuestos, por ejemplo, los ácidos carboxílicos (R2 = OH), ésteres R2 = OR), tioésteres
(R2 = SR), amidas (R2 = NHR), anhídridos (R2 = O(O=)CR), halogenuros de ácidos (R2 =
Cl), que conjuntamente con los aldehídos (R2 = H) y cetonas [R2 = alquilo o fenilo],
participan como intermediarios fundamentales en la biosíntesis de moléculas de
importancia biológica en los organismos vivos.
Figura 1. Grupo carbonilo
- 51 -
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Reactividad química de los compuestos carbonílicos
Particularmente la conducta química y espectroscópica de de los compuestos
carbonílcos dependen principalmente del grupo carbonilo, además de algunas variaciones
que se manifiestan por las diferencias en la naturaleza química de los grupos R unidos a él.
El doble enlace carbono-oxígeno del grupo carbonilo se encuentra polarizado
debido a la alta electronegatividad del oxígeno respecto a la del carbono, por tanto los
compuestos carbonílicos tienen momento bipolar grande. En consecuencia, el carbono
carbonílico tiene carga parcial positiva por lo que es un sitio electrófilo y es atacado por
nucleófilos. A la inversa, el oxígeno carbonílico tiene carga parcial negativa y es u sitio
nucleófilo. Así, una de las reacciones más generales para esta clase de compuestos son las
adiciones de agentes nucleófílicos.
En los aldehídos y cetonas, los grupos H y R que están unidos al grupo acilo, no
pueden estabilizar una carga negativa y por tanto no pueden actuar como grupos salientes.
Sin embargo, en los ácidos carboxílicos y sus derivados, los grupos acilo que están
unidos a sustituyentes G que contienen átomos de oxígeno, halógeno o nitrógeno, pueden
estabilizar una carga negativa y por tanto pueden funcionar como grupos salientes en
reacciones de sustitución nucleofílica.
- 52 -
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Ionización de los ácidos carboxílicos.
Los ácidos carboxílicos, como su nombre lo indica, tienen la capacidad ionizarse en
agua y producir iones hidronio (H3O+), por lo que sus soluciones tienen pH menor que 7.0.
Para la mayoría de los ácidos carboxílicos, la constante de acidez Ka es del orden de
10-5. Por ejemplo, el ácido acético tiene Ka = 1.8 x 10-5 que corresponde a un pKa de 4.72.
En términos prácticos, los valores de Ka del orden de 10-5 significan que solo están
disociadas alrededor de 1 % de las moléculas en una solución 0.1 M, en contraste con el
100 % de disociación encontrado para los ácidos minerales como el HCl y H2SO4.
Aunque mucho mas débiles que los ácidos minerales, los ácidos carboxílicos son
mucho mas fuertes como ácidos que los alcoholes. Por ejemplo, la Ka para el etanol es
aproximadamente de 10-16, lo que hace al etanol un ácido más débil. La mayor acidéz del
ácido acético con respecto del etanol, se debe a que el anión carboxilato que resulta de la
ionización se estabiliza por resonancia.
- 53 -
Manual de Practicas Laboratorio de Química-Bioorgánica
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Los ácidos carboxílicos reaccionan con bases como:
a) hidróxidos de metales alcalinos o alcalinoterreos como el hidróxido de sodio (NaOH); b)
carbonatos (Na2CO3) o bicarbonatos (NaHCO3) de metales alcalinos o alcalinoterreos para
formar las sales carboxílicas (carboxilatos) de los metales correspondientes.
c) con amoniaco (NH3) o aminas (RNH2) para formar carboxilatos de amonio o
alquilamonio.
Reactividad de hidrógenos α y condenzación aldólica.
Muchas de las reacciones de importancia de los compuestos carbonílicos, tienen
lugar sobre el átomo de carbono adyacente al grupo carbonilo (carbono α). Un ejemplo, es
la enolización, proceso en el cual, un átomo de hidrógeno unido al carbono α de un
compuesto carbonílico (hidrógeno α) se desplaza al oxígeno carbonílico, a este proceso
también se le conoce como TAUTOMERIA CETO-ENOLICA.
- 54 -
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Los hidrógenos α al grupo carbonilo de aldehídos y cetonas, poseen una acidéz
considerablemente mayor que sus hidrocarburos análogos. Eso es atribuído a la capacidad
del grupo carbonilo de para deslocalizar la carga negativa de la base conjugada, mejor
conocido como el equilibrio CARBANION-ENOLATO, especie que participa también en
el proceso de enolización catalizada por bases.
Los iones enolato participan en algunos procesos sintéticos de la química orgánica
que son de mayor importancia. La mayoría de las reacciones del ión enolato, tiene lugar a
través del carbanión como nucleófilo, y no a través del oxígeno del enolato, también
sabemos que el átomo de carbono carbonílico es electrófilo.
La combinación de ambas especies, la nucleofílica del carbanión enolato y la
electrofílica del carbono carbonílico, conduce a un importante grupo de métodos sintéticos
conocidos como REACCIONES DE CONDENSACION DEL CARBONILO. Un ejemplo
de estas reacciones es la CONDENSACION ALDOLICA, que es el resultado de combinar
dos moléculas de aldehído (monómeros) para generar un aldol (dímero).
Por otra parte, los aldehídos que no contienen hidrógenos α, no pueden formar iones
enolato, por lo que no pueden dimerizarse en una condenzación aldólica. Sin embargo,
estos aldehídos se pueden hacer reaccionar con otros aldehídos o cetonas que contengan
hidrógenos
α,
produciéndose
una
condenzación
CONDENZACION ALDOLICA CRUZADA.
- 55 -
entre
ambos,
conocida
como
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Una condenzación aldólica cruzada es más útil cuando solo uno de los carbonos
vecinos al grupo carbonilo tiene hidrógenos α. Por ejemplo, las metilcetonas pueden ser
usadas en las condenzaciones aldólicas cruzadas con aldehídos que no contienen
hidrógenos α (aldehídos aromáticos o formaldehído), ejemplo:
O
O
H
+
O
H3C
BENZALACETOFENONA
Pruebas de identificación de aldehidos y cetonas
a) Centraremos nuestra atención en aquellas reacciones que permiten diferenciar los
aldehídos y cetonas de otro tipo de compuestos y que proporcionan un esquema útil
de identificación química, así como un criterio químico esencial. Por ejemplo, la
reacción de aldehídos y cetonas con aminas primarias da lugar a la formación de
iminas, conocidas como bases de Schiff, y constituyen intrmediarios importantes en
la biosíntesis de aminoácidos. Algunos productos del tipo imínicos como las
oximas, hidrazonas, fenilhidrazonas, 2,4-dinitrofenilhidrazonas y semicarbazonas,
se forman a partir de aldehídos o cetonas con los compuestos nitrogenados
hidroxilamina, hidracina, fenilhidrazina, 2,4-dinitrofenilhidrazina y semicarbazina
respectivamente, constituyen derivados estables que se pueden caracterizar con
relativa facilidad. En especial las 2,4-dinitrofenilhidrazonas (DNFH) son derivados
sólidos de alto peso molecular, cuyo color depende del grado de conjugación de los
aldehídos o cetonas, por lo que se les emplea como medio de identificación química
de compuestos que tienen la función aldehído o cetona.
b) Otro tipo de reacción que proporciona información valiosa es la oxidación. Las
cetonas no se oxidan con facilidad como ocurre con los aldehídos que forman
rápidamente ácidos carboxílicos. El permanganato de potasio (KMnO4) y el
dicromato de potasio (K2Cr2O7) son los compuestos más empleados, pero no son los
únicos que se pueden utilizar, también agentes oxidantes suaves como las sales de
plata y cobre son muy empleadas.
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c) El reactivo de Tollens (solución alcalina de hidróxido de plata amoniacal), se utiliza
para la identificación química de aldehídos, formandose un espejo de plata al
oxidarse el compuesto en prueba.
d) El reactivo de Benedict (solución alcalina de citrato o tartrato cúprico), también es
útil , sin embargo es más sensible el reactivo de Tollens.
e) Por otro lado, la prueba de la Fucsina de Shifft amoniacal, muestra la fácil
formación de aductos de SO2 de aldehídos pero no de cetonas. Algunas otras
reacciones se utilizan para distinguir a los aldehídos de las cetonas como lo es la
prueba del Yodoformo, bisulfito, etc.
3.
SECCION EXPERIMENTAL.
3.1. Material y equipo.
15 tubos de ensayo
2 pipetas graduadas de 1 mL
1 embudo de filtración
1 matraz erlenmeyer de 125 mL
1 agitador devidrio
2 vasos de precipitados de 250 mL
1 Baño maría.
3 pipetas graduadas de 5 mL
1 parrilla de calentamiento
1 pinza para tubo de ensayo
3.2. Reactivos
Reactivos
de
prueba:
Benzaldehído,
Glucosa, Solución etanólica de verde de
Acetaldehído, Ciclohexanona, acetona, etanol, ácido bromocresol al 0.02%
acético y ácido benzoico.
Solución de nitrato de plata al 5 %
Agua destilada
Solución de hidróxido de amonio al 2 %
Etanol 96 %
Solución acuosa de CuSO4 al 7 %
Solución de KMnO4 al 0.3 %
Solución de NaOH 0.5 N
Acido sulfúrico concentrado
Solución de NaOH al 10 %
Solución de HCl concentrado
Papel filtro
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Solución de 2,4-dinitrofenilhidrazina.
a) Colocar 0.3 g de 2,4-dinitrofenilhidrazina en u vaso de precipitados de 50 mL.
b) Adicionar 1 mL de agua y 1 mL de H2SO4 concentrado.
c) Agitar, dejar enfriar y adicionar 15 mL de etanol.
Solución alcalina de tartrato de sodio y potasio.
a) Disolver 4 g de tartrato de sodio y potasio y 14 g de NaOH en 100 mL de agua.
Solución de yodo al 10 % en yoduro de potasio.
a) Disolver 10 g de yodo en una solución que contenga 20 g de yoduro de potasio
3.3. Procedimiento experimental
3.3.1. Reacciones del grupo carbonilo.
3.3.1.1 Reacción con la 2,4-dinitofenilhidracina
a) A 1.0 mL de reactivo de 2,4-dinitrofenilhidracina, adicionar unas gotas del
compuesto a identificar (glucosa, benzaldehído o acetona) o si es sólido, ± 50 mg
disuelto en una mínima cantidad de etanol del 95 %.
b) Una prueba positiva se obtiene con la formación de un precipitado de color amarillo
a rojo.
c) Si no aparece un precipitado dentro de los primeros 15 minutos, calentar
ligeramente por 5 minutos, dejar reposar y observar.
- 58 -
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3.3.1.2. Reacción de Tollens, identificación del grupo aldehído (formación del espejo
de plata.
a) Colocar en un tubo d ensayo 1.0 mL de una solución de nitrato de plata al 5 %.
b) Adicionar gota a gota 1.0 mL de solución de NaOH al 10 % (observar la formación
de un precipitado)
c) Con agitación constante, adicionar gota a gota una solución diluida de amoniaco
(aproximadamente al 2 %) hasta que se disuelva el precipitado (no exceder la
cantidad de amoniaco).
d) Agregar unas gotas de la sustancia a identificar (benzaldehído o acetona), agitar y
dejar reposar 10 minutos.
e) Si no se observa ninguna reacción, calentar los tubos en un baño de agua a 40°C
durante 10 minutos y dejar reposar.
f) La prueba es positiva cuando se forma un espejo de plata. Hacer esta prueba con los
5 reactivos.
Nota: los compuestos orgánicos insolubles en agua, se pueden disolver en alcohol.
3.3.1.3. Reacción con permanganato de potasio.
a) En un tubo de ensayo, colocar 6 gotas del reactivo a evaluar (benzaldehído o
acetona)
b) Agregar 1 o 2 gotas de solución de permanganato de potasio al 0.3 % y agitar.
c) Si en el transcurso de 1 minuto no se observa alguna reacción, adicionar 1 gota de
solución de hidróxido de sodio al 10 %.
3.3.1.4. Reacción de Fehling (para aldehídos o azúcares reductores)
a) En un tubo de ensayo adicionar:
a) 1 mL de solución acuosa al 7 % de CuSO4
b) 1 mL de solución alcalina de tartrato de sodio y potasio
c) 0.5 mL (0.5 g) de la muestra a analizar (glucosa o acetona).
- 59 -
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b) Colocar los tubos en un baño de agua hirviendo durante 10 minutos
c) Anotar sus observaciones
3.3.1.5. Reacción del haloformo (identificación de metilcetonas)
En un tubo de ensayo mezclar:
a) Tres gotas del líquido a probar (benzaldehído y acetona)
b) 2 mL de agua
c) 2 mL de hidróxido de sodio al 10 %.
d) Adicionar gota a gota y con agitación, una solución de yodo al 10 % en yoduro de
potasio hasta que un color café persista (esto indica un exceso de yodo).
Con algunos compuestos, el precipitado de yodoformo (color amarillo) aparece casi de
inmediato y en frío. Si esto no ocurre en los primeros 5 minutos:
a) Calentar la solución a 60 °C.
b) Si desaparece el color café, adicionar más solución de yodo hasta que el color persista
mínimo por dos minutos.
c) En este momento, adicionar algunas gotas de la solución de hidróxido de sodio para
eliminar el exceso de yodo y diluir la mezcla con 5 mL de agua.
d) Dejar reposar 5 minutos a temperatura ambiente.
3.3.2. Reacción de neutralización de los ácidos carboxílicos (formación de una sal)
a) En tres tubos de ensayo que contienen 2 mL de agua y 2 gotas de bromocresol, adicionar:
b) En el primero, dos gotas de agua (control).
c) En el segundo, dos gotas de ácido acético.
d) En el tercero, un cristal de ácido benzoico y solubilizar.
e) A cada uno de los tres tubos anteriores, adicionar gota a gota una solución de NaOH 0.5
M hasta el vire del indicador bromocresol. Anotar observaciones.
- 60 -
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3.3.3. Síntesis de dibenzalacetona.
En un matraz erlenmeyer de 125 mL colocar:
a) 0.4 g de hidróxido de sodio y disolver con 2 mL de agua destilada.
b) 2 mL de alcohol etílico al 95 %.
c) Enfriar a 0°C la solución formada sobre un baño de hielo-sal
d) Adicionar 0.3 mL de acetona
e) Adicionar 0.8 mL de benzaldehído
f) Agitar la mezcla de reacción durante 15 minutos, tiempo en el cual se forma un
sólido amarillo que posteriormente se convierte en un precipitado floculento.
g) Filtrar sobre un embudo Buchner.
h) Lavar el sólido resultante con agua fría.
i) Recristalizar de alcohol etílico
j) Filtrar, secar y determinar el punto de fusión y sacar el rendimiento de la reacción.
Nota: Si al recristalizar el producto presenta una coloración rojiza, neutralizar el exceso de
hidróxido de sodio con una solución de ácido clorhídrico al 50 % hasta obtener un pH de 78.
3.4. Instrucciones particulares
a) El material de vidrio que se utiliza en cada prueba, debe estar perfectamente limpio
para evitar interferencia de contaminantes que lleven a una falsa interpretación.
b) No oler directamente ningún reactivo ni mezcla de reacción y evitar el contacto de
los reactivos con la piel, particularmente tener especial cuidado con la 2,4dinitrofenilhidrazina porque es cancerígena y los ácidos carboxílicos son corrosivos.
c) En la reacción de Tollens, el reactivo de hidróxido de plata amoniacal, debe
prepararse justo en el momento de usarse. Una solución en reposo de éste
compuesto puede descomponerse y depositar un precipitado explosivo de nitruro de
plata (Ag3N). Para asegurar la eliminación total de trazas de este reactivo, adicionar
al término de la prueba ácido nítrico concentrado a los tubos de ensayo y colocar
esta solución en un frasco de desecho.
- 61 -
Manual de Practicas Laboratorio de Química-Bioorgánica
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4.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1. Resumir las observaciones de cada prueba en las tablas siguientes:
4.1.1 Reacción con la 2,4-dinitrofenilhidrazina
Compuesto
Observaciones
Glucosa
Benzaldehído
Acetona
4.1.2 Diga que tipo de compuestos caracteriza esta prueba y cuales son sus limitantes:
4.1.2 Reacción de Tollens
Compuesto
Observaciones
Benzaldehído
Acetona
4.1.3 Diga que tipo de compuestos caracteriza esta prueba y cuales son sus limitantes
4.1.3 Reacción con permanganato de potasio
Compuesto
Observaciones
Benzaldehído
Acetona
4.1.4 Diga que tipo de compuestos caracteriza esta prueba y cuales son sus limitantes
4.1.4 Reacción de Fehling
Compuesto
Observaciones
Glucosa
Acetona
62
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4.1.5 Diga que tipo de compuestos caracteriza esta prueba y cuales son sus limitantes
4.1.5 Reacción del haloformo
Compuesto
Observaciones
Benzaldehído
Acetona
4.1.6 Diga que tipo de compuestos caracteriza esta prueba y cuales son sus limitantes
4.1.6 Reacción de ácidos carboxílicos con NaOH
Compuesto
Observaciones
Control
Ácido acético
Ácido benzoico
4.1.7 Diga que tipo de compuestos caracteriza esta prueba y cuales son sus limitantes
4.2. Reportar el punto de fusión del compuesto sintetizado y compararlo con el de la
literatura.
4.3. Anexar copia de los espectros infrarrojos reportados en la literatura para un
aldehído y una cetona, (se discutirá al final del curso).
5.
CONCLUSIONES
El alumno concluirá si los objetivos se cumplieron
6.
CUESTIONARIO
6.1. Escriba las ecuaciones de las reacciones químicas que tienen lugar en cada
experimento.
5.2. Explicar:
a) ¿a que se debe la reactividad del grupo carbonilo?
b) ¿que tipo de reacciones pueden presentar?
63
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5.3 Investigar en que tipo de compuestos de origen natural se encuentran presentes el
grupo aldehído y cetona.
7.
BIBLIOGRAFÍA
7.1. Mayo, D. W. and P. Ke, R. M. Microscale Organic Laboratory. Jhon Wiley and
Sons, 1977.
7.2.Wilcox, C. F. Experimental Organic Chemistry. A Small-Scale Approach. Ed. Mc.
Millan, 1978.
7.3.Pavia, D. L., Lampan, G. M., Kriz, S. G. Introduction to Organic Laboratory
Technique. W. B. Saunders Company. London, 1976.
7.4. Voguel, A. I. A Text book of Practical Organic Chemistry. Ed. Longmans, London,
1982.
7.5. Pasto, D., Jonson, C. R., Determinación de Estructuras Orgánicas. Ed. Reverté, S.
A. México, 1974.
8. BIBLIOGRAFIA ADICIONAL
64
Manual de Practicas Laboratorio de Química-Bioorgánica
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PRÁCTICA No. 7
ACIDOS CARBOXILICOS-SINTESIS DEL ÁCIDO ACETILSALICÍLICO
1. OBJETIVOS
Que el alumno:
1.1 Sintetice ácido acetilsalicílico (un analgésico) mediante reacción del ácido salicílico y
anhídrido acético en un proceso no contaminante.
1.2 Analice la pureza de los principios activos obtenidos mediante las técnicas: purificación
por cromatografía y punto de fusión.
1.3 Identifique la formación del ácido acetilsalicílico mediante la técnica espectroscópica de
IR y RMN
1.4 Analice mediante comparación las dos metodologías de síntesis y concluya.
2. INTRODUCCIÓN
El ácido acetilsalicílico se utiliza ampliamente como analgésico, para mitigar el dolor, y como
antipirético, para bajar la fiebre. Mejor conocido como aspirina, también reduce la
inflamación y aún es capaz de prevenir ataques cardiacos. No obstante que para algunas
personas presenta efectos secundarios, se le considera lo bastante segura para ser vendida sin
prescripción médica. Debido a que es fácil de preparar, la aspirina es uno de los fármacos
disponibles menos costosos. Es producida en grandes cantidades. De hecho la industria
farmoquímica produce cerca de 200 toneladas de éste farmoquímico cada año. Una tendencia
actual dentro de la química es el desarrollo de tecnologías químicas benignas al medio
ambiente, que utilicen en forma eficiente las materias primas, de preferencia renovables,
eliminando la generación de desechos y evitando el uso de reactivos y disolventes tóxicos y/o
peligrosos en la manufactura y aplicación de productos químicos. A esta nueva rama de la
química se le ha denominado química verde.
En esta práctica se sintetizará la aspirina utilizando anhídrido acético para acetilar el grupo
fenólico del denominado ácido salicílico, utilizando un procedimiento libre de disolventes.
- 65 -
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O
O 1) NaOH (TA)
O
OH
+
O
O
O
OH
2) HCl
+
COOH
OH
O
3. SECCIÓN EXPERIMENTAL.
3.1 Materiales y equipos
3.2 Reactivos
1 Vaso de precipitados de 100 mL Ácido salicílico
0.560 g
1 Pipeta graduada de 10 mL
Anhídrido acético
1.2 mL
1 Matraz kitazato c/manguera
Acetato de etilo
10 mL
1 Espátula de acero inoxidable
Hexano
10 mL
1 Embudo buchner
Carbonato de sodio
1g
1 Matraz erlenmeyer de 125 mL
Ácido clorhídrico 1:1 en agua 10 mL
1 Agitador de vidrio
1 Papel filtro
1 Mortero con pistilo
1 cromatoplaca
1 Vaso de precipitados de 10 mL
3.3 Procedimiento Experimental
3.3.1 Síntesis de la aspirina
En un vaso de precipitados de 100 mL coloque 0.560 g (4 mmol) de ácido salicílico y 1.2 mL
(1.3 g, 12.68 mmoles) de anhídrido acético. Con una varilla de vidrio mezcle bien los dos
reactivos. Una vez que se obtenga una mezcla homogénea, adicione 4 lentejas de NaOH (o
KOH) previamente molidas y agite nuevamente la mezcla con la varilla de vidrio por 10
minutos. Adicione lentamente 6 mL de agua destilada y posteriormente una solución de ácido
clorhídrico 1:1 gota a agota, hasta que el pH de la solución sea de 3. La mezcla se deja enfriar
en un baño de hielo. El producto crudo se aísla por medio de una filtración al vacío. Los
cristales del ácido acetilsalicílico se bajan con agua bien fría (el ácido acetil salicílico se
redisuelve en agua tibia). Purifique el producto crudo por medio de una recristalización con 9
- 66 -
Manual de Practicas Laboratorio de Química-Bioorgánica
Alejandro Cruz, Itzia I. Padilla Martínez, Efrén V. García Báez
mL de una mezcla de acetato de etilo:hexano (6:4). Aisle los cristales por medio de una
filtración al vacío. Determine el rendimiento y el punto de fusión.
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1 Escriba el mecanismo para la transformación del ácido salicílico en el ácido
acetilsalicílico.
4.2 Indique la función de cada una de las sustancias utilizadas en la síntesis.
4.3
Calcule el rendimiento con base en el ácido ácido salicílico
4.4 Dibuje la cromatoplaca, indicando los valores de Rf para el ácido salicílico y el ácido
acetilsalicílico.
4.5 Obtenga sus conclusiones acerca de la pureza del producto obtenido, así como de la
idoneidad del método de síntesis, con base en el punto de fusión (comparado con el punto
de fusión reportado para el producto puro), el análisis del cromatrograma y el rendimiento
obtenido.
4.6 Asigne las principales bandas de adsorción de los espectros de IR para el ácido salicílico y
la aspirina.
OH
COOH
MeO
O
O
COOH
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Alejandro Cruz, Itzia I. Padilla Martínez, Efrén V. García Báez
5. CONCLUSIONES
El alumno en base al trabajo experimental, concluirá si los objetivos de la práctica se
alcanzaron en base a los resultados obtenidos.
6. CUESTIONARIO
6.1 Investigue las diferencias entre el los alcoholes y los fenoles.
6.2 Investigue si es posible obtener la aspirina a partir de ácido salicílico por reacción con
cloruro de acetilo.
6.3 ¿Qué prueba química utilizaría para diferenciar entre el ácido salicílico y la aspirina?
Explique su respuesta..
6.4 ¿Cómo se identifica por IR la presencia de un éster? Explique.
7. BIBLIOGRAFÍA.
7.1 Fessenden, R.J. y Fessenden. J. S., Química Orgánica, Ed. Interamericana (1983).
7.2 Solomons. T. W. G., Química Orgánica, Ed. Limusa, (1983).
7.3 Wingrove, A. S. y Caret, R. L., Química Orgánica, Harla, (1984).6.4. Hart, H. and
Schuetz, R. D., Organic Chemistry, Hounghton Mifflin Company (1986).
7.4 Shriner, R. L., Fuson, R.C., and Curtin, D., Systematic Identification of Organic
Compounds, John Wiley and Sons, (1964).
7.5 Wilcox, C. F., Experimental Oraganic Chemistry, A Small Scale Aproach., Mc. Millan
Jr. (1988).
7.6 Wilcox, C.F., Experimental Organic Chemistry. A Small Scale Aproach, M. Millan Jr.
(1983).
7.7 Vogel, A.I., Elementary PRÁCTICAL Organic Chemistry part I. Small Scale
Preparations, Longmono (1978).
7.8 Pine, S. H. Hendrickson, J. B. Craw, D. J. y Hammond, G. S., Química Orgánica, Ed.
Mc. Graw Hill (1985).
7.9 Curzons, A.D.; Constable, D.J.C.; Mortimer, D.N; and Cunningham, V.L.; Green
Chemistry, 2001, 3, 1-6.
8. BIBLIOGRAFIA ADICIONAL
- 68 -
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PRACTICA No. 8
IDENTIFICACIÓN Y REACTIVIDAD DE AMINAS
1.- OBJETIVOS.
Que el alumno
1.1. Identificar los tipos de aminas alifáticas mediante reacciones químicas àcido-base.
1.2. Identificar aminas aromáticas mediante reacción con ácido nitroso.
1.3. Sintetizar acetanilida mediante reacción de anhídrido acético y anilina.
2.- INTRODUCCION.
Las aminas son sustancias moderadamente polares; poseen puntos de ebullición
mayores que los compuestos no polares, pero menores que los alcoholes o ácidos carboxílicos
de peso molecular comparable. Las aminas primarias y secundarias forman enlaces de
hidrógenos fuertes entre si y con el agua. Las aminas terciarias no forman enlaces de
hidrógenos entre ellas, pero si lo hacen con moléculas de agua u otros disolventes próticos.
R
H
R
H
N
H
H
N
H
R
O
R
H
H
N
H
H
N
H
H
N
R
H
O
H
H
N
H
H
Puentes de hidrógeno entre si
R
Puentes de hidrógeno con el agua
Las aminas son menos básicas que los iones hidróxido o etóxido, pero más básicas que
los alcoholes, éteres y esteres, por la misma razón que el amoniaco es más básico que el agua,
por lo tanto forma soluciones acuosas ligeramente alcalinas por formación del hidróxido de
amonio.
Acido 2
Base
2
_
+
NH4(H2O) + OH (H2O)
Base 1 Acido 1
NH3 + H2O
Base 1
Acido 2
+
N
H
Acido 1
Base 2
O
O
H
H
H
Solución
Alcalina
N
H
H
H
H
H
Conjugados
H
Conjugados
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_
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a)Aminas Alifáticas
Una amina alifática es más básica que el amoniaco, porque los grupos alquilo donan
densidad electrónica hacia el nitrógeno (efecto inductivo), dejando así mas disponible al par
de electrones libres para ser compartido con un ácido. Por otro lado, cuando las aminas se
convierten en su correspondiente ión amonio, los grupos alquilo liberadores de electrones
tienden a dispersar la carga positiva, estabilizándola, del mismo modo que es estabilizado un
carbocatión. Las diferencias en basicidad entre aminas alifáticas primarias < secundarias >
terciarias se deben a una combinación de efectos inductivos (favorece) y estéricos
(desfavorece).
Aminas alifáticas
N
N
R
R
H
H
Primaria
a)
H
N
R
R
Secundaria
R
R
Terciaria
Aminas Aromáticas
Las aminas aromáticas son menos básicas que las aminas alifáticas debido a que el par
de electrones del nitrógeno se encuentra comprometido parcialmente por resonancia con el
anillo aromático, por lo que está menos disponible para ser compartido con un ión hidrógeno.
Los sustituyentes (G) en la parte aromática tienen un efecto determinante en la basicidad, es
decir sustituyentes electrodonadores (
electroatractores (
) la incrementan, de lo contrario, sustituyentes
) la disminuyen. En la medida en que el grupo G sea mas electroatractor
de densidad electrónica, la amina será menos básica, sin embargo, los hidrógenos serán más
ácidos.
G
N
H
H
Estas aminas se asemejan en muchas reacciones a las aminas alifáticas, pero difieren
en el comportamiento químico con respecto al ácido nitroso.
- 70 -
Manual de Practicas Laboratorio de Química-Bioorgánica
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b)
Aminas Heterocíclicas
Un tipo de amina muy importante es aquel donde el nitrógeno forma parte de un anillo. Estas
aminas heterocíclicas pueden ser saturadas o no, alifáticas o aromáticas. En algunos casos, el
par de electrones del nitrógeno está en conjugación con los electrones π del anillo, lo que lo
hace aromático y el nitrógeno pierde su bacicidad, haciendo a su hidrógeno más ácido como el
pirrol, imidazol e indol.
H
N
N
N
N
Piperidina
H
H
H
H
H
Pirrolidina
N
N
N
imidazol
Pirrol
Aromáticos (6 e π)
Piperazina
N
N
Piridina
N
N
Pirimidina
Indol H
N
Quinolina
d) Basicidad de aminas
La manera más conveniente de medir la basicidad de una amina, consiste en considerar
la acidez (pKa) de la sal de amonio correspondiente. Puesto que una amina muy básica retiene
con fuerza a un protón, su ión amonio correspondiente es relativamente poco ácido (pKa alto).
Por el contrario, una amina débilmente básica retiene a un protón con menos fuerza, y por
tanto su ión amonio correspondiente es relativamente más ácido (pKa bajo).
Las aminas pueden separarse de compuestos no básicos por su solubilidad en ácidos;
una vez separados puede regenerarse alcalinizando la solución acuosa.
- 71 -
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e) Aminas naturales
Las aminas se encuentran ampliamente distribuidas en la naturaleza, tanto en plantas
como en animales y muchas de ellas tienen actividad biológica. Por ejemplo, la trimetilamina
se halla en los tejidos animales y es en parte la causa del olor característico de muchos peces;
la epinefrina (adrenalina) y la norepinefrina son catecolaminas y se conocen como aminas
SIMPATOMIMETICAS, debido a que, en cierta medida, imitan la acción fisiológica de la
ADRENALINA, como neurotransmisores en el sistema nervioso.
OH
OH
N
HO
N
HO
H
H
CH3
H
HO
HO
NOREPINEFRINA
EPINEFRINA (ADRENALINA)
Las aminas naturales de origen vegetal alguna vez fueron conocidas como “álcalis
vegetales”, ya que sus soluciones acuosas son básicas, pero ahora se les conoce como
alcaloides. Por ejemplo, la quinina es un antipalúdico importante aislado de la corteza del
árbol sudamericano Cinchona; La cafeína es una sustancia aislada del café que se usa como
estimulante del sistema nervioso central; la morfina fue el primer alcaloide puro aislado del
opio (zumo de la adormidera) y se ha utilizado para aliviar el dolor; la heroína es un derivado
de la morfina y se obtiene por síntesis química por diacetilación de la morfina.
HO
OCH3
O
H
OH
H3C
N
N
N
N
O
CH3
Qinina (antipalúdico)
Cafeína
O
O
H
N
O
CH3
N
H N
CH3
HO
H
Morfina (analgésico)
O
O H
O
H
H N
CH3
Heroína
f) Reactividad de las aminas
La química de las aminas está dominada por el par de electrones no compartido del
nitrógeno. Debido a este par, las aminas son básicas y nucleófilas. Reaccionan con:
- 72 -
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a) ácidos de Bronsted para formar sales de amonio
b) ácidos de Lewis (cationes metálicos) para formar compuestos de coordinación.
c) halogenuros de alquilo para formar alquilaminas
d) cloruros o anhídridos de ácidos carboxílicos] para formar amidas (acilamidas)
Una reacción característica de las aminas aromáticas es con ácido nitroso para la formación de
sales de diazonio, azocompuestos que son base de los colorantes orgánicos.
- 73 -
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e) Identificación de aminas
Es posible identificar a las aminas primarias y secundarias de las terciarias por la
preparación de derivados sólidos que tienen puntos de fusión conocidos. Por ejemplo, los
derivados acetilados, que se obtienen rápidamente por la reacción con anhídrido acético,
cloruro de benzoilo o cloruro de bencen sulfónilo.
La caracterización de aminas terciarias es posible mediante la formación de sus
correspondientes picratos de amonio y metilyoduros que son también derivados sólidos de
puntos de fusión característicos.
En el caso particular de aminas primarias aromáticas, es posible diferenciarlas por su
reacción con el ácido nitroso para formar sales de diazonio, clase de compuestos que se
caracterizan por su gran versatilidad en la síntesis de colorantes.
3. SECCION EXPERIMENTAL.
3.1. Material y equipo
10 tubos de ensaye
3 pipetas graduadas de 5 mL
1 refrigerante
1 termómetro
1 Balanza analítica
2 pinzas univerzales
1 embudo de filtración
1 soporte universal
1 barra magnética
1 parrilla de calentamiento
1 baño maría
1 bomba de recirculación H2O
2 vasos de precipitados de 50 ml
2vasos de precipitados de 200 ml
2 matraces erlenmeyer de 100ml
1 matraz erlenemyer de 100 ml
1 balanza granataria
1 determinador de puntos de fusión
.
3.2. REACTIVOS
Solución acuosa de HCl al 10%
Anilina
Solución acuosa de NaOH al 10%
Trietilamina
Solución acuosa de NaOH 3N
o-toluidina
Solución acuosa de nitrito de sodio al 20%
β-naftol
Acetato de sodio trihidratado
agua destilada
Ácido acetico
Anhídrido acetico
- 74 -
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Ácico acetico glacial
dietilamina
3.3. Reacciones de aminas
3.3.1. Basicidad
Colocar en diferentes tubos de ensayo unas 3 gotas de las siguientes aminas: otoluidina, anilina, etilamina, dietilamina y trietilamina. A cada uno de los tubos:
1) Adicionar 1m de agua, agitar y tomar el valor del pH.
2) Calentar ligeramente la mezcla y observar la solubilidad del compuesto.
3) Agregar ácido clorhídrico al 10 % hasta disolver (calentar si es necesario).
4) Finalmente, adicionar unas gotas de solución de hidróxido de sodio al 10% hasta
que se formen dos fases.
5) Anotar las observaciones de los pasos 1) al 4).
3.3.2. Reacción con ácido nitroso.
1) Preparación de la solución 1.
a) En un vaso de precipitados de 50 mL disolver 0.1 g de β-naftol en 6.3 mL de
hidróxido de sodio 3N.
b) Enfriar la solución a una temperatura entre 0 - 5 °C.
2) Preparación de la solución 2.
a) En un segundo vaso de precipitados de 50 mL colocar 1.0 mL de anilina, 3.0 mL de
ácido clorhídrico concentrado y 5.0 mL de agua.
b) Enfriar la mezcla en un baño de hielo-sal hasta una temperatura entre 0 - 5 °C.
c) Adicionar a esta solución fría, 5.0 mL de solución acuosa fría y recientemente
preparada de nitrito de sodio al 20%.
d) Agitar vigorosamente y mantener la temperatura entre 0 – 5 °C, anotar
observaciones.
- 75 -
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3) Adicionar lentamente y con agitación la solución 2 a la solución 1, dejar reposar el
producto en el baño de hielo durante 15 minutos, y anotar sus observacio
nes.
3.3.3. Síntesis de acetanilida.
En un matraz balón de 100 mL:
a) Adicionar 3.0 mL de ácido acético glacial
b) Disolver 1.4 mL de anilina
c) Adicionar 1.8 mL de anhídrido acético.
d) Colocarle un refrigerante y la mezcla de reacción se calienta a reflujo en un baño maría
durante 15 minutos.
e) Enfriar el matraz a temperatura ambiente
f) Adicionar con precaución por la parte superior del refrigerante1.0 mL de agua destilada
(para hidrolizar el exceso de anhídrido acético o cualquier derivado bisacetilado)
g) Calentar a reflujo durante 5.0 minutos y enfriar
h) Verter con agitación la mezcla de reacción a un vaso de precipitados que contenga 7.08.0 mL de agua fría.
i) Dejar reposar 15 minutos con agitación ocasional.
j) Filtrar los cristales y lavarlos con un poco de agua fría.
k) Dejar secar, pesar y determinar su punto de fusión
76
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3.4. Instrucciones particulares
3.4.1 Las aminas son tóxicas al contacto con la piel
3.4.2 Realice cada reacción para los tres tipos de aminas.
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1. Reportar las diferencias en la solubilidad de las aminas cuando se encuentran en medio
ácido y básico.
4.2. Reportar las diferencias observadas para las aminas primarias, secundarias y terciarias
al formar derivados sólidos y acetilados.
4.3. Anexar copias de los espectros infrarrojos reportados en la literatura de una amina
primaria, secundaria y terciaria, así como una amina aromática (se analizarán al final
del curso)
4.4. Calcular el rendimiento de la acetanilida
5. CONCLUSIONES
Los integrantes de equipo, analizaran su información práctica con la teoría y concluirán
sobre el resultado de su practica.
6. CUESTIONARIO.
5.1. Escribir las reacciones que tienen lugar en cada experimento.
Basicidad.
Reacción con ácido nitroso.
5.2. ¿Cómo podría distinguir fácilmente entre muestras de β-naftilamina y acetanilida?
5.3. ¿Se puede concluir que una sustancia es una amina terciaria porque forma un picráto?,
Explique.
5.4. ¿como podría preparar anilina a partir de clorhidrato de anilina?. Escriba la reacción.
5.5. ¿Qué derivado prepararía para distinguir entre 4-metil anilina y metilanilina?. Escriba
la reacción.
- 77 -
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7. BIBLIOGRAFÍA
7.1. Wingrove, S. A. y Carret, R. L. Química Orgánica, Ed. Harla, 1981.
7.2. Gould, E. S., Mechanism and Structure in Organic Chemistry, Ed. Holt Rinehart.
7.3. Wilcox, C. F., Experimental Organic Chemistry a Small-Scale Approach. MacMillan
Publishing Company, 1988.
7.4. Fessenden R. J. Fessenden J. S., Química Orgánica, Ed. Iberoamericana, 1989.
7.5. March, J., Advanced Organic Chemistry, 5ª Edition, Ed. Wiley, 1988.
8. BIBLIOGRAFIA ADICIONAL.
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PRÁCTICA No. 9
OBTENCIÓN DE BENZOCAÍNA I
1. OBJETIVOS
Que el alumno:
1.1 Sintetice ésteres mediante dos metodologías diferentes.
1.2 Sintetice benzocaína (un anestésico local) mediante reacción del ácido paminobenzoico con etanol en medio ácido.
1.3 Analice la pureza de los principios activos obtenidos mediante las técnicas:
purificación por cromatografía y punto de fusión. la benzocaína mediante la técnica
espectoscópica de IR.
1.4 Analice mediante comparación las dos metodologías de síntesis y concluya.
2. INTRODUCCIÓN
Los fundamentos en cuanto a la reactividad de los ácidos carboxílicos se han planteado en
la práctica anterior. En esta práctica se realizan dos procedimientos diferentes para
esterificar. La síntesis de la benzocaína implica la esterificación de un ácido carboxílico con
etanol en medio ácido.
La síntesis de la benzocaina a partir de la p-Toluidina involucra cuatro reacciones, la
primera consiste en transformar al grupo amino en la amida correspondiente, para
protegerlo. El producto resultante se trata con KMnO4 para oxidar al metilo al ácido
benzóico. En una tercera reacción, se desprotege al grupo amino mediante la hidrólisis de la
amida, para generar al ácido p-amino benzoico (PABA), en cual finalmente es esterificado
para dar como producto final el anestésico local benzocaina.
A continuación se describen las distintas reacciones para la obtención de la benzocaina a
partir de la p-toluidina.
- 79 -
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Formación de la amida. Esta reacción implica la conversión de la comercialmente
disponible p-Toluidina es su correspondiente amida, la N-acetil-p-toluidina. El
procedimiento empleado para la preparación de esta amida, es el tratamiento de la ptoluidina con anhídrido acético. La razón por la cual de realiza la acetilación es para
proteger algrupo amino (-NH2) frente a la oxidación con KMnO4 que es el siguiente paso,
de no ser protegido el grupo amino este se oxidaría hasta el grupo nitro (-NO2). En esta
reacción se utiliza un grupo protector, este grupo protector es el grupo acilo. Un grupo
protector es un grupo funcional que adherido durante una serie de reacciones protege una
posición ó un grupo funcional de una molécula, un buen grupo protector es aquel que es
fácilmente adherido al sustrato de la molécula y que es fácilmente extraído de la misma,
una vez que halla cumplido su papel de protector.
O
H
NH2
O
O
+
O
+
O
CH3
p-toluidina
N
OH
CH3
anhídrido
acético
N-acetil-p-toluidina
ácido acético
Como resultado la amida formada es de gran estabilidad para las siguientes reacciones y el
grupo metilo puede ser oxidado en el siguiente paso sin destruir la función del grupo amino
durante el proceso.
Oxidación con permanganato de potasio. En esta reacción de lleva a cabo la oxidación del
grupo metilo al correspondiente grupo carboxílico, empleando para ello un agente oxidante
fuerte, el KMnO4. Durante la oxidación, la solución de color violeta del ión permanganato
se convierte en una precipitado de color marrón que es el dióxido de manganeso (MnO2),
esto es porque durante el proceso de oxidación el ión Mn(VII) es reducido al ión Mn(IV).
- 80 -
Manual de Practicas Laboratorio de Química-Bioorgánica
Alejandro Cruz, Itzia I. Padilla Martínez, Efrén V. García Báez
O
H
O
H
N
N
1) OH-
+
+
2 KMnO4
2) H3O+
CH3
2 MnO2
COOH
ácido-p-acetamidobenzóico
N-acetil-p-toluidina
Hidrólisis de la amida. En este procedimiento se hidroliza el grupo funcional amida, es
decir, es retirado el grupo protector acilo, obteniéndose así el ácido p-Amino benzoico
(PABA). El producto puede ser recristalizado en ácido acético diluido.
O
H
N
NH2
H3O+
COOH
COOH
ácido-p-acetamidobenzóico
ácido p-aminobenzóico
Esterificación. Finalmente, la benzocaina se prepara por la esterificación directa del ácido
p-amino benzoico, empleando para ello etanol y H2SO4 concentrado.
NH2
NH3
+
1) H3O+
OH
2) Na2CO3
COOH
ácido p-aminobenzóico
O
O
p-aminobenzoato de etilo
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3. SECCIÓN EXPERIMENTAL.
3.1 Materiales y equipos
3.2 Reactivos
1 Matraz bola de 50 mL juntas 19/23
0.560 g
Ácido p-aminobenzóico 500 mg
1 Refrigerante 19/23
1.2 mL
Alcohol etílico al 96%
50 mL
1 Baño de hielo
10 mL
H2SO4 concentrado
0.5 mL
1 Parrilla con calentamiento
10 mL
NaHCO3
1g
2 Pinzas de tres dedos con nuez
1g
Acetato de etilo
10 mL
1 Soporte universal
10 mL
Hexano
10 mL
Papel pH
1 Papel filtro
1 Vaso de precipitados de 100 mL
1 Cromatoplaca
1 Vidrio de reloj de 5 cm
1 Bomba de vacío
3.3 SECCION EXPERIMENTAL
3.3.1 Síntesis de la benzocaína parte 1
En un matraz balón de 50 mL, coloque 500 mg del ácido p-aminobenzoico y adicione 10
mL de etanol al 95 %, enfríe la solución en un baño de hielo para luego adicionar 0.5 mL
de H2SO4 concentrado, someta la mezcla a reflujo por 2 horas. Una vez transcurrido el
tiempo del reflujo, la disolución se transfiere a un vaso de precipitados de 100 mL, el
matraz se enjuaga con 5 mL de agua destilada y se transfiere el contenido al vaso de
precipitados. Enfríe la solución en un baño de hielo-agua y añada poco a poco y con
agitación NaHCO3 en forma sólida hasta que la solución deje de efervecer (pH = 9).
Induzca a la cristalización por enfriamiento y filtre. El sólido resultante se recristaliza de
una mezcla de etanol-agua y se determina su punto de fusión. Haga una cromatoplaca
comparativa con el PABA, utilizando como eluyente una mezcla de hexano:acetato de etilo
4:6. Reporte los Rf de cada una.
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4. RESULTADOS Y DISCUSION
4.1. Escriba el mecanismo para la transformación del ácido p-aminobenzóico en el paminobenzoato de etilo.
4.2. Indique la función de cada una de las sustancias utilizadas en la síntesis.
4.3. Calcule el rendimiento con base en el ácido p-aminobenzóico.
4.4. Dibuje la cromatoplaca, indicando los valores de Rf para el PABA y la benzocaína
cada sustancia.
4.
CONCLUSIONES
El alumno concluirá sobre los objetivos alcanzados en esta práctica
5.
CUESTIONARIO
6.1 Calcule el rendimiento de la reacción para la obtención de la benzocaina
6.1 Reporte todas las propiedades fisicoquimicas de la benzocaina
7. BIBLIOGRAFIA
7.1 Fessenden, R.J. y Fessenden. J. S., Química Orgánica, Ed. Interamericana (1983).
7.2 Solomons. T. W. G., Química Orgánica, Ed. Limusa, (1983).
7.3 Wingrove, A. S. y Caret, R. L., Química Orgánica, Harla, (1984).6.4. Hart, H. and
Schuetz, R. D., Organic Chemistry, Hounghton Mifflin Company (1986).
7.4 Shriner, R. L., Fuson, R.C., and Curtin, D., Systematic Identification of Organic
Compounds, John Wiley and Sons, (1964).
7.5 Wilcox, C. F., Experimental Oraganic Chemistry, A Small Scale Aproach., Mc.
Millan Jr. (1988).
7.6 Wilcox, C.F., Experimental Organic Chemistry. A Small Scale Aproach, M. Millan
Jr. (1983).
8. BIBLIOGRAFIA ADICIONAL
- 83 -
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PRÁCTICA No 10
OBTENCIÓN DE BENZOCAÍNA II
1. OBJETIVOS
Que el alumno:
1.5 Purifique y mida las propiedades fisicoquímicas de la benzocaina.
1.6 Analice la pureza de los principios activos obtenidos mediante las técnicas: purificación
por cromatografía y punto de fusión. la benzocaína mediante la técnica espectoscópica
de IR y RMN.
.
2. INTRODUCCIÓN
La benzocaína o p-aminobenzoato de etilo es el éster etílico del ácido p-aminobenzoico
(PABA). Es un anestésico local, empleado como calmante del dolor. Actúa bloqueando la
conducción de los impulsos nerviosos al disminuir la permeabilidad de la membrana
neuronal a los iones sodio.
La benzocaína es hidrolizada por las colinesterasas plasmáticas y, en un grado mucho
menor, por las colinesterasas hepáticas, a metabolitos que contienen PABA. Se elimina
principalmente por metabolismo, seguido de la excreción renal de los metabolitos.
Está habitualmente indicada para la anestesia local previa de un examen, endoscopia o
manipulación con instrumentos u otras exploraciones de esófago, laringe, intervenciones
dentales y cirugía oral. Además, es incorporada a algunos preservativos masculinos
(condones) con el objetivo de retardar la eyaculación debido a que reduce la sensibildad del
glande, aunque también puede llegar a dificultar la erección y posteriormente la
eyaculación.
Además de los fármacos diseñados con la ayuda de métodos computacionales se ha
determinado la estructura tridimensional de diversos fármacos en uso clínico, obtenidos o
diseñados por otros métodos, y de sus respectivos blancos moleculares. Algunos ejemplos
son la aspirina unida a la enzima cycloooxigenasa I (aunque se sabe que también se une a la
cycloooxigenasa II; de ahí sus efectos secundarios de irritación del estómago, gastritis y
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daño renal), el imatinib (Gleevec®) empleado en el tratamiento de ciertos tipos de
enfermedades malignas (específicamente la leucemia mieloide crónica y los tumores del
estroma gastrointestinal) y la atorvastatina (Lipitor®), usada en el tratamiento de la
hiperlipidemia. Esta información está siendo de gran utilidad para el diseño de nuevos
fármacos. La Resonancia Magnetica Nuclear es importante para determinar las poibles
estructuras de los fármacos, asi como las interacciones intermoleculares entre fármaco y
receptor.
3. SECCIÓN EXPERIMENTAL.
3.1 Materiales y equipos
3.2 Reactivos
1 Baño de hielo
0.560 g
Ácido p-aminobenzóico
500 mg
1 Parrilla con calentamiento
1.2 mL
Alcohol etílico al 96%
50 mL
2 Pinzas de tres dedos con nuez
10 mL
H2SO4 concentrado
0.5 mL
1 Soporte universal
10 mL
NaHCO3
1g
1g
Acetato de etilo
10 mL
10 mL
Hexano
10 mL
Papel pH
1 Papel filtro
1 Vaso de precipitados de 100 mL
1 Cromatoplaca
1 Vidrio de reloj de 5 cm
1 Bomba de vacío
1 equipo de RMN
1
1 Equipo de IR
3.1 Síntesis de la benzocaína parte 2.
Una vez transcurrido el tiempo del reflujo, la disolución se transfiere a un vaso de
precipitados de 100 mL, el matraz se enjuaga con 5 mL de agua destilada y se transfiere el
contenido al vaso de precipitados. Enfríe la solución en un baño de hielo-agua y añada poco
a poco y con agitación NaHCO3 en forma sólida hasta que la solución deje de efervecer (pH
= 9). Induzca a la cristalización por enfriamiento y filtre. El sólido resultante se recristaliza
de una mezcla de etanol-agua y se determina su punto de fusión. Haga una cromatoplaca
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comparativa con el PABA, utilizando como eluyente una mezcla de hexano:acetato de etilo
4:6. Reporte los Rf de cada una.
Al polvo seco se toma un espectro de IR en KBr y un espectro de RMN para comprobar el
producto obtenido.
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1 Síntesis de la benzocaína
4.1.1
Obtenga sus conclusiones acerca de la pureza del producto obtenido, así como de la
idoneidad del método de síntesis, con base en el punto de fusión (comparado con el
punto de fusión reportado para el producto puro), el análisis del cromatrograma y el
rendimiento obtenido.
4.1.2
Asigne las principales bandas de adsorción de los espectros de IR para el PABA y la
benzocaína.
5. CONCLUSIONES
El alumno concluirá sobre el desarrollo de la práctica, si se alcanzaron los objetivos y metas
iniciales.
6. CUESTIONARIO
6.1 Asigne las principales bandas de adsorción de los espectros de IR para el PABA y la
benzocaína , figuras a y b
Figura a
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Figura b
6.2 Asigne los espectros de RMN de 1H y 13C figuras c y d.
Figura c
Figura d
Figura d
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7. BIBLIOGRAFÍA.
7.7 Fessenden, R.J. y Fessenden. J. S., Química Orgánica, Ed. Interamericana (1983).
7.8 Solomons. T. W. G., Química Orgánica, Ed. Limusa, (1983).
7.9 Wingrove, A. S. y Caret, R. L., Química Orgánica, Harla, (1984).6.4. Hart, H. and
Schuetz, R. D., Organic Chemistry, Hounghton Mifflin Company (1986).
7.10
Shriner, R. L., Fuson, R.C., and Curtin, D., Systematic Identification of
Organic Compounds, John Wiley and Sons, (1964).
7.11
Wilcox, C. F., Experimental Oraganic Chemistry, A Small Scale Aproach.,
Mc. Millan Jr. (1988).
7.12
Wilcox, C.F., Experimental Organic Chemistry. A Small Scale Aproach, M.
Millan Jr. (1983).
8. BIBLIOGRAFIA ADICIONAL
- 88 -
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PRÁCTICA No. 11
REACCIONESDE IDENTIFICACIÓN DE AMINOÁCIDOS Y PROTEÍNAS
1. OBJETIVOS
Que el alumno:
1.1 Identifique los aminoácidos mediante el ensayo de ninhidrina y otras pruebas
colorimétricas.
1.2 Precipite las proteínas mediante diversos procedimientos fisicoquímicos.
1.3 Identifique cualitativamente la presencia de proteínas mediante la reacción del
biuret.
1.4 Cuantifique la cantidad de proteínas como SAB (seroalbúmina bobina) presente en
una muestra mediante el uso del método de Folin-Lowry.
2. INTRODUCCIÓN
Estructura y clasificación de los aminoácidos.
Como su nombre indica los aminoácidos son compuestos que poseen un grupo
amino (-NH2) y un grupo ácido carboxílico (-COOH) en su estructura. Los aminoácidos
son los precursores de los péptidos y de las proteínas, y en ellos el grupo amino y el grupo
carboxilo, se encuentran unidos al mismo átomo de carbono, conocido como carbono-α
(α-aminoácidos). La estructura general de los α-aminoácidos (a excepción de la prolina,
que es cíclica) se muestra en la Figura.
- 89 -
Manual de Practicas Laboratorio de Química-Bioorgánica
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Como se puede apreciar, el carbono-α (a excepción de la glicina) es un carbono
quiral y como tal presentan dos enantiómeros (l- y d-). Los 20 α-aminoácidos presentes en
las proteínas son de la serie L- y en su representación de Fischer poseen el grupo amino
hacia la izquierda. La diferencia entre los aminoácidos viene dada por el resto -R, o cadena
lateral, unida al carbono-α. Atendiendo a la naturaleza del grupo -R los α-aminoácidos
pueden clasificarse en:
Neutros o apolares
Polares sin carga
Polares con carga negativa
Polares con carga positiva
Neutros o Apolares. Son 8 los aminoácidos que se clasifican como poseedores de
cadenas laterales no polares. La alanina, valina, leucina e isoleucina, poseen cadenas
laterales de hidrocarburos alifáticos. La metionina posee una cadena lateral de éter tiólico
(C-S-C). La prolina es el único aminoácido cíclico, pues el grupo -R se cierra sobre el N
del grupo α-amino (realmente es un amina secundaria). Por su parte, la fenilalanina y el
triptófano contienen grupos aromáticos.
Polares sin carga. Siete son los α-aminoácidos cuyo resto -R es polar pero sin
carga. La glicina posee la cadena más simple, un átomo de hidrógeno. La serina y la
treonina son portadores de un grupo hidroxilo (-OH). La asparragina y la glutamina,
poseen cadenas laterales portadoras de un grupo amida, y por hidrólisis dan lugar,
respectivamente, a aspartato y glutamato, dos aminoácidos con carga negativa. La tirosina
posee un grupo fenólico y la cisteína debe su polaridad a la presencia de un grupo tiólico (SH).
Polares con carga negativa. Existen dos α-aminoácidos cuyo resto polar posee
carga negativa a pH fisiológico, debida a la presencia de un grupo carboxilo (-COOH) , el
ácido glutámico y el ácido aspártico.
Polares con carga positiva. Tres son los α-aminoácidos que poseen restos -R
cargados positivamente a pH fisiológico. La lisina posee una cadena lateral de butilamonio,
- 90 -
Manual de Practicas Laboratorio de Química-Bioorgánica
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la arginina presenta un grupo -R de guanidina y la histidina es portadora de un grupo -R
de imidazolio.
Dentro del conjunto de los aminoácidos naturales, existen unos que pueden ser
sintetizados por las células humanas a partir de otras sustancias, pero también hay
aminoácidos que debemos tomarlos en la dieta, ya que nuestras células no pueden
sintetizarlos o, cuando menos, no en cantidad suficiente para satisfacer la demanda del
organismo; se conocen con el nombre de aminoácidos esenciales y son valina, leucina,
isoleucina, treonina, metionina, fenilalanina, triptófano y lisina.
Propiedades ácido-base de los aminoácidos y los péptidos
El pH del medio en el que se encuentre el aminoácido es esencial para determinar
sus propiedades ácido-base, aspecto importante pues de ello dependen las propiedades
químicas y la funcionalidad biológica de los péptidos y proteínas que forman.
Las propiedades ácido-base de un aminoácido vienen determinadas por los grupos
protonables que posea. Un aminoácido puede actuar bien como ácido o como base
(sustancias anfóteras), pudiendo tener hasta tres grupos con carácter ácido-base: el αamino, el α-carboxilo y, en algunos casos, el resto -R. Lo importante es que estos grupos
poseen un carácter ácido-base débil, lo que hace que, dependiendo del pH, el
correspondiente equilibrio pueda desplazarse en un sentido o en otro (hacia la forma
protonada o hacia la desprotonada.
El enlace peptídico
Los aminoácidos se encuentran unidos en los péptidos y las proteínas
mediante un enlace amida (-CO-NH-) Este enlace se forma por reacción entre el grupo α- 91 -
Manual de Practicas Laboratorio de Química-Bioorgánica
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COOH de un aminoácido y el α-amino del siguiente (con pérdida de una molécula de agua)
y recibe el nombre de enlace peptídico.
Entre los años 1930-1940, Pauling y Corey, mediante el estudio de Rayos X
de cristales de aminoácidos, dipéptidos y tripétidos, dilucidaron la estructura tridimensional
del enlace peptídico. Así, descubrieron que la unión C-N del enlace peptídico era más corta
que en la mayor parte de los demás enlaces C-N y llegaron a la conclusión de que el enlace
debía tener algún carácter de doble enlace, por la aparición de dos formas resonantes.
Luego dedujeron que los 4 átomos que rodeaban al enlace peptídico C-N (O, Cα, Cα, H)
estaban situados en el mismo plano, de tal manera que el oxígeno del grupo carbonilo y el
hidrógeno del N-H estarían en posición trans. Esta ordenación es rígida, y es el resultado de
la estabilización por resonancia de las formas anteriormente citadas.
Partiendo de estos dos hechos, puede describirse el armazón de una cadena
polipeptídica como constituido por una serie de planos, con posibilidad de giro en los C-α.
De esta forma se puede escribir la estructura de un péptido como una sucesión de planos en
la que los grupos -R se van alternando.
Niveles estructurales de las proteínas
La conformación que presenta una proteína va a depender directamente de
los distintos niveles estructurales que posee, niveles que a continuación se detallan:
a) Estructura primaria. Se refiere a la posición que ocupa cada aminoácido en la cadena
polipeptídica, es decir nos da idea de la secuencia de la proteína. La importancia de este
- 92 -
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nivel radica en que la posición que ocupa cada aminoácido dentro de la cadena va a
condicionar enormemente el resto de los niveles estructurales y en último término la
función que desempeña la proteína.
b) Estructura secundaria. Se refiere a la ordenación regular y periódica de la cadena
polipeptídica en una dirección determinada. Básicamente, podemos encontrar dos tipos de
estructura secundaria, la hélice-α y la conformación-ß.
c) Estructura terciaria. Hace referencia al modo en que se curvan o pliegan en el espacio
los segmentos de hélice-α y/o conformación-ß, que presenta una cadena polipeptídica de
los proteínas globulares. La conformación espacial de las proteínas depende lógicamente
de su estructura primaria, así las cadenas laterales de los aminoácidos en las proteínas
globulares se hallan distribuidas espacialmente de acuerdo con sus polaridades.
d) Estructura cuaternaria. Muchas proteínas globulares son oligoméricas, es decir están
formadas por más de una subunidad polipeptídica. La posición espacial que ocupa cada una
de estas subunidades respecto a las otras queda determinada por la estructura cuaternaria.
Propiedades fisicoquímicas de las proteínas
Las proteínas son coloides y poseen las características propias de estos. Las proteínas son
solubles en agua y en disoluciones acuosas de sustancias polares. El proceso de disolución
de las proteínas está íntimamente ligado con la hidratación de las macromoléculas, así que
cualquier factor que altere esta propiedad, disminuirá la solubilidad de las proteínas en agua
y favorecerá la precipitación. La disminución de la hidratación de las partículas se logra
fácilmente agregando sustancias deshidratantes como el alcohol, acetona o sales de metales
alcalinos, que producen una precipitación reversible, mientras que las sales derivadas de
metales pesados producen una precipitación irreversible por la pérdida de la carga eléctrica.
Las proteínas son también electrolitos anfóteros esto es que poseen simultáneamente
propiedades ácidas y básicas. En disolución, las partículas proteínicas pueden variar su
carga de positiva a negativa, dependiendo del pH del medio, pudiendo llegar al punto
isoiónico. En consecuencia, los factores principales en la estabilización del estado de
agregación de los coloides proteínicos son la hidratación de las partículas y la aparición de
la carga eléctrica del mismo signo debido a la disociación de los grupos básicos y ácidos.
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3. SECCIÓN EXPERIMENTAL
3.1 Materiales y equipos
Identificación de aminoácidos
20 Tubos de ensaye de 10 mL
Identificación de proteínas
1
Mortero con pistilo
1
Matraz aforado de 250 mL
4
Gasas
1
Matraz aforado de 100 mL
1
Espectrofotómetro a 750 nm
1
Celda para el espectrofotómetro
3.2 Reactivos
Preparación de las muestras
SAB
10 mg
NaOH al 0.5%
30 mL
Acido acético al 5%
Identificación de aminoácidos
Precipitación de proteínas
Sol. de ninhidrina al 1% en etanol
2 mL
Sol. saturada de (NH4)2SO4
Sol. de glicina al 0.2% en agua
2 mL
Sol. de NaOH al 10%
Sol. de cisteína al 0.2% en agua
2 mL
(NH4)2SO4 cristalino
Sol. de leucina al 0.2% en agua
2 mL
H2SO4 conc.
Sol. de ácido aspártico al 0.2% en agua
2 mL
HCl conc.
Sol. de fenilalanina al 0.2% en agua
4 mL
HNO3 conc.
Clara de huevo
1
Etanol absoluto
Grenetina
1g
acetona
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Vacuna de toxoide tetánico
1
Etilén glicol
Sol. de fenol al 0.1 % en agua
2 mL
CuSO4 al 1% en agua
Sol de NaOH saturada
Sol de NaOH al 10%
Sol. de sacarosa al 10%
Sol. de acetato de plomo al 0.5%
0.1 mL
Determinación cuantitativa de
proteínas
Albúmina bobina (100 µg/mL)
2.0 mL
Solución A (2g de NaOH , 10 g
de Na2CO3 y 0.1 g de tartrato de
sodio y potasio en 500 mL)
Solución B ( 0.5 g de CuSO4-5H2O
Reactivo C (mezclar, justo antes
disolver y aforar a 100 mL con agua
de usar, 100mL de solución A y
destilada)
2.0 mL de solución B)
Reactivo D (se toman 25 mL del reactivo
de Folin (2N) con una pipeta volumétrica
y se afora a 50 mL con agua destilada)
3.3. Procedimiento Experimental
3.3.1 Preparación de las muestras.
3.3.1.1 Preparación de la muestra de albúmina de huevo. Se separa una clara de huevo y
se le adicionan 100 mL de agua destilada y 75 mL de una disolución saturada de
NaCl. Se homogeneiza sin provocar espuma y se filtra a través de varias capas de
gasa, se enjuaga la gasa con 20 mL más de agua destilada. La disolución se
transfiere a un matraz aforado de 250 ml y se afora con agua destilada.
3.3.1.2 Preparación de la muestra de gelatina. Se prepara una disolución de grenetina
comercial al 1% p/v. Se pesan 100 mg de grenetina y se añaden en 50 mL de
agua destilada fría, se agita y deja reposar por 10 min. La disolución se calienta a
ebullición, se enfría y se afora a 100 mL con agua destilada.
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3.3.1.3 Preparación de la muestra de vacuna. Se toman 1.0 mL de la vacuna y se diluyen
a un volumen de 100 mL con agua destilada.
3.3.2 Reacciones de identificación de aminoácidos.
3.3.2.1 Reacción con ninhidrina. En sendos tubos de ensayo se vierten 2 mL de las
disoluciones de glicina, cisteína, leucina, ácido aspártico, fenilalanina, clara de
huevo, grenetina y vacuna. A cada tubo se le añaden cinco gotas de la disolución
de ninhidrina y se calienta a baño maría hasta la aparición de una coloración
violeta.
_
O
O
O
H
OH
+ NH2
OH
C
COOH
_
HO
O
+ CO2
RCH
R
O
O
( color púrpura)
a-aminoácido
O
Ninhidrina
+
N
3.3.2.2 Ensayo xantoproteico (amarillo). Esta reacción es positiva para aminoácidos
aromáticos. En diferentes tubos de ensayo se vierten 2 mL de las disoluciones de
fenol, fenilalanina, albúmina, clara de huevo, grenetina y vacuna. Se añade 1 mL
de HNO3 concentrado (¡cuidado!). Se calienta en baño maría hasta la aparición de
un color amarillo. Los tubos con las proteínas y la fenilalanina se dejan enfriar y
se neutralizan con una disolución saturada de NaOH (colocar los tubos en el
hielo), esto hace que la coloración amarilla se convierta en anaranjada. La base de
esta reacción se explica de acuerdo con el esquema siguiente para el fenol:
NaO
NO2
HO
HNO3 HO
NaOH
-H2O
Fenol
N
O
O
-H2O
Nitrofenol
amarillo
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Sal nitroquinoidal
anaranjada
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3.3.2.3 Reacción del triptofano. En diferentes tubos de ensayo se vierte 1 mL de las
disoluciones de proteína: albúmina, clara de huevo, grenetina y vacuna. Se les
añaden 2 gotas de la disolución de sacarosa y se homogeneiza. En el fondo de
cada tubo de ensaye de deja bajar 1 mL de H2SO4 no se agite, se deja reposar y en
presencia de triptofano, en la región interfacial aparece una coloración rojo
guinda en forma de un anillo. Esta reacción se basa en el hecho de que la sacarosa
se hidroliza en medio ácido hasta hidroximetilfurfural que al combinarse con el
triptofano forma un complejo de color rojo guinda.
HOH2C
HO
HO
O
OH O
CH2OH
O
HO
Sacarosa HO
OH
+
H
CH2OH
H
H2
C C
COOH
O
+
Complejo Rojo-guinda
N
NH2
H
Triptófano
CHO
Hidroximetilfurfural
3.3.2.4 Reacciones para aminoácidos con azufre. En sendos tubos de ensayo se vierten 2
mL de las disoluciones de glicina, cisteína, albúmina, clara de huevo, y vacuna. A
cada tubo se le añaden 0.5 mL de la disolución saturada de NaOH, se calienta a
ebullición, después de enfriar se agregan 2 gotas de la disolución de
Pb(CH3COO)2. Observe la aparición o no de PbS como un precipitado negro.
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3.3.3 Reacciones de precipitación de las proteínas.
3.3.3.1 Precipitación con sulfato de amonio. En dos tubos de ensayo se vierte 1 mL de la
disolución de clara de huevo. Al primer tubo se le agregan de 1 a 2 mL de la
disolución de sulfato de amonio saturada, hasta observar la precipitación de la
proteína, en ese momento se detiene la adición y se añade de 1 a 2 mL de agua
destilada hasta la desaparición paulatina del precipitado. Al segundo tubo, se le
añade 1 mL de la disolución saturada de sulfato de amonio hasta observar la
precipitación de las globulinas. Dejar reposar durante 5-10 minutos, las
disoluciones se decantan o filtran a otros tubos de ensayo y se les añade
(NH4)2SO4 cristalino poco a poco hasta la precipitación de las albúminas.
3.3.3.2 Precipitación con ácido mineral. En tres tubos de ensaye se colocan 1 mL de HCl,
H2SO4 y HNO3 concentrados. A cada tubo se le añade 1 mL de la disolución de
clara de huevo, resbalando por la pared y sin agitar, de tal manera que se formen
dos fases. En la interfase aparece el precipitado en forma de un anillo blanco.
Homogeneizar con cuidado y observar si permanece o no el precipitado.
3.3.3.3 Precipitación con disolventes orgánicos. En tres tubos de ensayo se vierte 1 mL
de la disolución de clara de huevo y se añade 200 mg de NaCl. Al primer tubo se
le añaden 2-3 mL de acetona, al segundo 2-3 mL de etanol y al tercero 2-3 mL de
etilénglicol, los tubos se agitan y se dejan en reposo en un baño de hielo-agua.
Hacer las observaciones pertinentes después de 5 min. En los tubos donde
aparezca un precipitado, decantar y dejar la proteína en el tubo, añadir 2 mL de
agua destilada, agitar y observar si la proteína se redisuelve o no.
3.3.4 Reacciones de identificación de proteínas.
3.3.4.1 Reacción de Biuret. En tres tubos de ensaye se vierte 1 mL de las soluciones de
proteína: clara de huevo, grenetina y vacuna. En otros cuatro tubos de ensaye se
vierte 1 mL de las disoluciones de aminoácidos: glicina, cisteína, leucina, ácido
aspártico y fenilalanina. A cada tubo se le añade 1 mL de la disolución saturada
de NaOH, se mezcla y se añaden 3-5 gotas de la disolución de CuSO4. Se
homogeniza y se observa la aparición o no de una coloración violeta-rojizo.
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3.3.5 Determinación cuantitativa de proteínas utilizando el método de Lowry.
3.3.5.1 Preparación de la curva patrón. Preparar siete tubos de ensayo y numerarlos.
Añadir las cantidades de disolución patrón de albúmina bobina (100 µg/mL) y
de reactivos C y D que se indican en la tabla siguiente. Se añade la disolución
de albúmina, el agua y el reactivo C, se homogeneiza y se mantiene a
temperatura ambiente por 10 minutos. Transcurrido ese tiempo se añade el
reactivo D, se homogeneiza y se deja a temperatura ambiente por 30 minutos.
Se registra la absorbancia a una longitud de onda de 750 nm.
Tubo Patrón
Reactivo
Agua/mL E
albúmina/µL C/mL
Reactivo
E
A 750 proteína
S
D/mL
S
nm
1
0.0
3.0
0.7
P
0.3
P
2
100
3.0
0.6
E
0.3
E
3
200
3.0
0.5
R
0.3
R
4
300
3.0
0.4
A
0.3
A
5
400
3.0
0.3
0.3
6
500
3.0
0.2
10 0.3
7
700
3.0
0.0
0.3
8
100
3.0
0.6
M
0.3
M
9
200
3.0
0.5
I
0.3
I
10
500
3.0
0.2
N
0.3
N
µg/mL
30
3.3.5.2 Preparación de las muestras. Las muestras para cuantificar el contenido de
proteína se preparan de la forma en que se indica en la tabla anterior con los
volúmenes de la disolución de proteína que se indica para los tubos 8 (clara de
huevo), 9 (grenetina) y 10 (vacuna).
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4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1 Reacciones de identificación de aminoácidos
4.1.1 Elabore una tabla en la que se sistematicen los resultados obtenidos de las pruebas
para identificar aminoácidos.
4.1.3 Indique los posibles aminoácidos presentes en cada una de las proteínas de prueba.
4.2 Reacciones de precipitación de las proteínas
4.2.1 Elabore una tabla en la que sistematice los resultados obtenidos con los diferentes
agentes precipitantes.
4.2.2 Explique por qué precipitan primero las globulinas y luego la albúmina de la clara
de huevo utilizando el (NH4)2SO4.
4.2.3. Sistematice las diferencias en cuanto a la precipitación de las proteínas presentes en
la clara de huevo utilizando sales, ácidos minerales y disolventes orgánicos.
Explique las diferencias encontradas.
4.3 Reacciones de identificación de proteínas.
Elabore una tabla en la que sistematice los resultados obtenidos la prueba del biuret.
4.3 Determinación cuantitativa de proteínas utilizando el método de Lowry.
4.3.1 Elabore una curva patrón de concentración de SAB (µg/mL) (eje x de las abscisas)
contra la absorbancia (eje y de las ordenadas).
4.3.2 De acuerdo con la absorbancia medida para cada muestra de proteína (clara de
huevo, grenetina y vacuna), determine la concentración de la misma en µg/mL de
proteína.
4.3.3 Tomando en cuenta las diluciones hechas para preparar la muestra, calcule el
contenido de proteína por huevo, por gramo de grenetina o por mL de vacuna.
Desarrolle los cálculos explícitamente.
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5. CUESTIONARIO
5.1 La presencia de aminoácidos se puede determinar mediante la reacción con ninhidrina
para formar un producto de color púrpura intenso. Explique la formación de este
producto con un mecanismo de reacción detallado y comente la razón por la cual esta
prueba es específica para α-aminoácidos.
5.2 Haga un esquema que de la reacción xantoprotéica con el triptofano. Mencione el
nombre de otros aminoácidos dan positiva esta reacción.
5.3 Explique la razón por la cual las proteínas dan reacción positiva con la ninhidrina si se
trata de polímeros en los que tanto los grupos amino como los ácidos carboxílicos se
han convertido en enlaces peptídicos.
5.4 Mencione los fundamentos para la precipitación fraccionada de las proteínas presentes
en la clara de huevo utilizando sales como el (NH4)2SO4.
5.5 Mencione los fundamentos para la precipitación de las proteínas utilizando ácidos y
disolventes orgánicos.
5.6 Investigue la reacción química que se lleva a cabo en la prueba del biuret con
proteínas.
5.7 En que rango de concentración la absorbancia es lineal con respecto a la concentración
de proteína en la curva patrón.
6. CONCLUSIONES
7. BIBLIOGRAFÍA.
7.1. Fox, M. A., Whitesell, J. K., Química Orgánica, 2ª Ed. Addison Wesley Longman,
México (2000).
7.2 Solomons. T. W. G., Química Orgánica, Ed. Limusa, (1983).
7.3 Wingrove, A. S. y Caret, R. L., Química Orgánica, Harla, (1984).6.4. Hart, H. and
Schuetz, R. D., Organic Chemistry, Hounghton Mifflin Company (1986).
7.4 Chechetkin, A. V., Voronianski, V. I., Pokusay, G. G., Prácticas de bioquímica del
ganado y aves de corral, Mir, Moscú (1984).
7.5 Henry, R. J., Cannon, D. C., Winkelman, J. W., Quimica Clínica, Bases y Técnicas,
Tomo I, JIMS, Barcelona 1986.
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PRÁCTICA No. 12
REACCIONES DE IDENTIFICACIÓN DE CARBOHIDRATOS
1. OBJETIVOS
Que el alumno:
1.1 Distinga a los azúcares reductores de los no-reductores mediante la prueba de
Fehling y Tollens.
1.2 Reconozca efímeros mediante la formación de ozazonas.
1.3 Identifique almidón mediante la prueba del lugol.
1.4 Realice la hidrólisis enzimática de almidón mediante el uso de amilasa.
1.5 Hidrolice celulosa en medio ácido.
1.6 Identifique los productos de la hidrólisis de polisacáridos mediante la prueba de
Fehling.
1.7 Identifique los grupos funcionales presentes en los azúcares mediante el uso de la
técnica espectroscópica de IR.
2. INTRODUCCIÓN
Los carbohidratos, también llamados glúcidos, se pueden encontrar casi de manera
exclusiva en alimentos de origen vegetal. Constituyen uno de los tres principales grupos
químicos que forman la materia orgánica junto con las grasas y las proteínas. Los
carbohidratos son los compuestos orgánicos más abundantes de la biosfera y a su vez los
más diversos. Normalmente se los encuentra en las partes estructurales de los vegetales y
también en los tejidos animales, como glucosa o glucógeno. Estos sirven como fuente de
energía para todas las actividades celulares vitales. Aportan 4 kcal/gramo al igual que las
proteínas y son considerados macro nutrientes energéticos al igual que las grasas. Los
podemos encontrar en una innumerable cantidad y variedad de alimentos y cumplen un rol
muy importante en el metabolismo. Por eso deben tener una muy importante presencia de
nuestra alimentación diaria. En una alimentación variada y equilibrada aproximadamente
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unos 300gr./día de hidratos de carbono deben provenir de frutas y verduras, las cuales no
solo nos brindan carbohidratos, sino que también nos aportan vitaminas, minerales y
abundante cantidad de fibras vegetales. Otros 50 a 100 g. diarios deben ser complejos, es
decir, cereales y sus derivados. Siempre preferir a todos aquellos cereales que conservan su
corteza, los integrales. Los mismos son ricos en vitaminas del complejo B, minerales,
proteínas de origen vegetal y obviamente fibra. La fibra debe estar siempre presente, en una
cantidad de 30 gr. diarios, para así prevenir enfermedades y trastornos de peso como la
obesidad. En todas las dietas hipocalóricas las frutas y verduras son de gran ayuda, ya que
aportan abundante cantidad de nutrientes sin demasiadas calorías.
Las funciones que los glúcidos cumplen en el organismo son, energéticas, de ahorro de
proteínas, regulan el metabolismo de las grasas y estructural.
Energéticamente, los carbohidratos aportan 4 KCal (kilocalorías) por gramo de
peso seco. Esto es, sin considerar el contenido de agua que pueda tener el alimento en el
cual se encuentra el carbohidrato. Cubiertas las necesidades energéticas, una pequeña parte
se almacena en el hígado y músculos como glucógeno (normalmente no más de 0,5% del
peso del individuo), el resto se transforma en grasas y se acumula en el organismo como
tejido adiposo. Se suele recomendar que minimamente se efectúe una ingesta diaria de 100
gramos de hidratos de carbono para mantener los procesos metabólicos.
•
Ahorro de proteínas: Si el aporte de carbohidratos es insuficiente, se utilizarán las
proteínas para fines energéticos, relegando su función plástica.
•
Regulación del metabolismo de las grasas: En caso de ingestión deficiente de
carbohidratos, las grasas se metabolizan anormalmente acumulándose en el
organismo cuerpos cetónicos, que son productos intermedios de este metabolismo
provocando así problemas (cetosis).
•
Estructuralmente, los carbohidratos constituyen una porción pequeña del peso y
estructura del organismo, pero de cualquier manera, no debe excluirse esta función
de la lista, por mínima que sea su contribución.
Los carbohidratos son los compuestos más abundantes en la naturaleza, cuya fórmula
molecular Cn(H2O)m indica que los átomos de carbono están combinado con moléculas de
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agua, de ahí el nombre de carbohidratos o hidratos de carbono. Casi todas las plantas y
animales los sintetizan y emplean para almacenar energía. Las plantas almacenan energía
convirtiendo la glucosa en almidón, mientras que los animales almacena energía
convirtiendo la glucosa en glucógeno. La celulosa constituye las paredes celulares de las
plantas y forma su armazón estructural, es el principal constituyente de la madera, un
material resistente y muy flexible. En la mayor parte de los organismos vivos, la glucosa se
oxida a dióxido de carbono y agua para suministrar la energía que requieren las células. Los
carbohidratos se utilizan en la industria alimentaria, para la fabricación de materiales de
construcción, en la industria textil y farmacéutica, entre otras. Recientemente, su uso se ha
extendido a la fabricación de biocombustibles. Los azúcares o carbohidratos pueden ser
monosacáridos, disacáridos, trisacáridos, oligosacáridos y polisacáridos.
Monosacáridos.
Los monosacáridos o azúcares simples son carbohidratos que no se pueden hidrolizar a
compuestos más sencillos como la glucosa y la fructuosa. La glucosa es un
polihidroxialdehído, mientras que la fructuosa es una polihidroxicetona. A los
polihidroxialdehídos se les llama también aldosas (ald = aldehído, osa = azúcar) mientras
que a las polihidroxicetonas se les llama cetosas (ceto = cetona, osa = azúcar). Los
monosacáridos reaccionan de acuerdo a los grupos hidroxilo y carbonilo que poseen por lo
tanto son compuestos bifuncionales.
Las aldosas contienen un grupo aldehído y varios grupos hidroxilo por lo que forman
hemiacetales cíclicos. La glucosa forma ciclo de seis miembros con un enlace hemiacetal
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entre el carbono del aldehído y el grupo hidroxilo en la posición C5. A este tipo de
hemiacetales cíclicos de seis miembros también se les conoce como piranosas.
Muchas aldopentaosas y cetohexosas forman anillos de cinco miembros, como en el caso
de la fructosa. A este tipo de hemiacetales cíclicos de cinco miembros también se les
conoce como furanosas.
Disacáridos.
Los disacáridos o azúcares simples son carbohidratos que no se pueden hidrolizar a
compuestos más sencillos. Los disacáridos se producen cuando se combinan químicamente
dos monosacáridos. Consideremos tres de los más importantes disacáridos: la maltosa, la
lactosa y la sacarosa. La hidrólisis de estos tres disacáridos produce diferentes
combinaciones de monosacáridos:
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maltosa
glucosa + glucosa
lactosa
glucosa + galactosa
sacarosa
glucosa + fructosa
Sacarosa
Pruebas químicas de monosacáridos y disacáridos.
Los monosacáridos y la mayoría de los disacáridos poseen poder reductor, que deben al
grupo carbonilo que tienen en su molécula. Este carácter reductor puede ponerse de
manifiesto por medio de una reacción redox llevada a cabo entre ellos y el sulfato de Cobre
(II). Las soluciones de esta sal tienen color azul. Tras la reacción con el glúcido reductor se
forma óxido de Cobre (I) de color rojo. De este modo, el cambio de color indica que se ha
producido la citada reacción y que, por lo tanto, el glúcido presente es reductor.
La sacarosa es un disacárido que no posee carbonos anoméricos libres por lo que carece de
poder reductor y la reacción con el licor de Fehling es negativa. Sin embargo, en presencia
de HCl y en caliente, la sacarosa se hidroliza, es decir, incorpora una molécula de agua y se
descompone en los monosacáridos que la forman, glucosa y fructosa, que sí son reductores.
La prueba de que se ha verificado la hidrólisis se realiza con el licor de Fehling y, si el
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resultado es positivo, aparecerá un precipitado rojo. Si el resultado es negativo, la hidrólisis
no se ha realizado correctamente y si en el resultado final aparece una coloración verde en
el tubo de ensayo se debe a una hidrólisis parcial de la sacarosa.
Los azúcares no forman derivados simples con la fenilhidrazina, cada molécula de
monosacárido condensa a dos moléculas de fenilhidrazina para formar una osazona, en la
ue tanto C1 como C2 se han convertido en fenilhidrazonas. Por lo tanto, una cetosa forma
la misma osazona que se aldosa relacionada, perdiendo la estereoquímica en C2. Por lo
tanto los efímeros en C2 producen la misma osazona.
Polisacáridos.
Son compuestos formados por la unión de muchos monosacáridos. Pertenecen al grupo de
los glúcidos y cumplen funciones tanto de reserva energética como estructurales. Los
polisacáridos son polímeros cuyos monómeros son los monosacáridos, que se unen
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repetitivamente mediante enlaces glucosídicos. Estos compuestos llegan a tener un peso
molecular muy elevado, que depende del número de residuos o unidades de monosacáridos
que participen en su estructura. Pueden descomponerse en polisacáridos más pequeños, así
como en disacáridos o monosacáridos, mediante hidrólisis, que en la materia viva es
catalizada por enzimas llamadas glucosidasas. Los polisacáridos tienen la fórmula general:
-[Cx(H2O)y)]n- donde y es generalmente igual a x - 1.
Celulosa es un polisacárido
Según la función biológica, los polisacáridos se clasifican en los siguientes grupos:
Polisacáridos de reserva: la principal molécula proveedora de energía para las células de
los seres vivos es la glucosa. Cuando ésta no es descompuesta en el catabolismo energético
para extraer la energía que contiene, es almacenada en forma de polisacáridos de tipo α(1>4), representado en las plantas por el almidón y en los animales por el glucógeno.
Polisacáridos estructurales: se trata de glúcidos que participan en la construcción de
estructuras orgánicas. Entre los más importantes tenemos a la celulosa que es el principal
componente de la pared celular en las plantas y a la quitina, que cumple el mismo papel en
los hongos, además de ser la base del exoesqueleto de los artrópodos y otros animales
emparentados.
Otras funciones: la mayoría de las células de cualquier ser vivo suelen disponer este tipo de
moléculas en su superficie celular. Por ello están involucrados en fenómenos de
reconocimiento celular (ejemplo: Complejo Mayor de Histocompatibilidad), protección
frente a condiciones adversas (Ejemplo: Cápsulas polisacarídicas en microorganismos) o
adhesión a superficies (ejemplo: la formación de biofilmes o biopelículas, al actuar como
una especie de pegamento.)
Se distinguen dos tipos de polisacáridos según su composición:
Homopolisacáridos:
están
formados
por
la
repetición
de
un
monosacárido.
Heteropolisacáridos: están formados por puro bodyboarding y la repetición ordenada de un
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disacárido formado por dos monosacáridos distintos (o, lo que es lo mismo, por la
alternancia de dos monosacáridos). Algunos heteropolisacáridos participan junto a
polipéptidos (cadenas de aminoácidos) de diversos polímeros mixtos llamados
peptidoglucanos, mucopolisacáridos o proteoglucanos. Se trata esencialmente de
componentes estructurales de los tejidos, relacionados con paredes celulares y matrices
extracelulares.
El almidón. Es un polisacárido vegetal formado por dos componentes: la amilosa y la
amilopectina. La primera se colorea de azul en presencia de yodo debido no a una reacción
química sino a la adsorción o fijación de yodo en la superficie de la molécula de amilosa, lo
cual sólo ocurre en frío. Como reactivo se usa una solución denominada lugol que contiene
yodo y yoduro potásico. Como los polisacáridos no tienen poder reductor, la reacción de
Fehling da negativa. Las disoluciones de almidón tienen numerosas propiedades típicas; la
más conocida es la reacción con el yodo. Las disoluciones de yodo-yoduro potásico
reaccionan con la amilosa y generan un fuerte color azul característico en la superficie de
los gránulos de almidón. Esto se debe al complejo que se establece entre una molécula de
yodo con cada 6-8 glucosas. Es decir, en presencia del yodo las cadenas de amilosa se
estabilizan en una configuración helicoidal con seis restos de glucosa por vuelta de hélice, y
las moléculas de yodo forman un complejo situándose en el eje.
Como para desarrollar perfectamente la coloración se requiere un mínimo de 40
monosacáridos, las cadenas muy cortas de amilosa en lugar de azul, producen un color rojo.
Esto significa que el color azul del complejo depende de la longitud de la cadena implicada.
Aparentemente el complejo amilosa-yodo se establece por la inclusión del I2 en la hélice.
Por otra parte, la amilopectina sólo acompleja una pequeña cantidad de I2 y desarrolla una
coloración roja.
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3. SECCIÓN EXPERIMENTAL
3.1 Materiales
20
Tubos de ensaye de 10 mL
1
Gradilla
1
Pinzas para tubo de ensaye
2
Pipetas de 5 mL
1
Vaso de precipitaddos de 100 mL
1
Baño María
1
Parrilla de calentamiento
1
Tira papel pH
3.2 Sustancias
10 mL
Sacarosa al 1% en agua
10 mL
Glucosa al 1% en agua
10 mL
Fructuosa al 1% en agua
10 mL
Almidón
al
1%
en
agua
previamente hervido
10 mL
Solución de Fehling Aa
5 mL
Solución de NaOH al 10%
2 mL
Solución de lugolc
6 mL
Solución de AgNO3 al 2.5%
5 mL
NH4OH al 5%
10 mL
NaOH al 5%
100 mL
Fenilhidrazina
12 mL
Solución de resorcinold
1 mL
Solución de sulfato de cobalto 100 mg
al 2%
10 mL
Solución de Fehling Bb
Solución de HCl al 5%
Algodón
e
3 mL
Acetona
3 mL
Solución de H2SO4 al 72%
3 mL
Hexano
(a) Fehling A: 34.65 g de CuSO4·5H2O en 500 mL de agua.
(b) Fehling B: 173 g de tartrato de sodio y potasio y 62.5g de NaOH en 500 mL de agua.
(c) En 100 mL de agua se disuelven 20 g de yoduro de potasio y 10 g de yodo, se afora a
500 mL con agua. Esta disolución debe mantenerse en la oscuridad.
(d) Se prepara al 0.05% en 100 mL de ácido clorhídrico al 20%.
(d) Se prepara al 2% en agua.
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3.3.1 Identificación de monosacáridos.
3.3.1.1 Prueba de Fehling. Ponga en los tubos de ensayo 3 mL de la solución de glucosa,
fructosa y sacarosa. Añada 1 mL de solución de Fehling A y 1 mL de Fehling B.
Caliente los tubos en un baño de agua hirviendo por 10 min. La reacción será
positiva si la muestra se torna de color rojo y será negativa si queda azul o cambia
a un tono azul-verdoso. Observe y anote los resultados obtenidos en una tabla.
3.3.1.2 Prueba de Tollens. Coloque en un tubo de ensayo limpio 1 mL de solución de
nitrato de plata al 2.5%, agregue una gota de hidróxido de sodio al 5% y después
gota a gota y con agitación una solución de hidróxido de amonio al 5% justo hasta
que se disuelva el óxido de plata que precipitó, evitando cualquier exceso de
NH4OH. Este reactivo debe usarse recién preparado y debe destruirse con un
exceso de ácido nítrico al terminar de utilizarlo, ya que forma compuestos
explosivos. Agregue al reactivo recién preparado 3mL de solución del azúcar
(glucosa, fructosa y sacarosa), agite y caliente brevemente en baño maría, sin dejar
de agitar durante el calentamiento. La aparición de un espejo de plata indica
prueba positiva para azúcar reductor. Una vez terminada la prueba el tubo de
ensayo se deberá limpiar con ácido nítrico para destruir el espejo de plata.
3.3.1.3 Formación de ozazonas. Coloque en un tubo de ensayo limpio 10 gotas de la
solución del azúcar y agregue tres gotas de fenilhidrazina. Caliente la mezcla en
baño de agua durante 10-20 minutos. Decante y seque con papel adsorbente los
cristales, obsérvelos en un microscopio y determine su punto de fusión. El tiempo
de formación de la osazona y la apariencia de los cristales será diferente para los
distintos azúcares, excepto para los epímeros en C-2.
3.3.1.4 Reacción con resorcinol. Coloque 2 mL de una disolución de resorcinol preparada
con 0.05 g de resorcinol disueltos en 100 mL de ácido clorhídrico al 20% y
añádale 3 mL de la disolución del azúcar y caliente 3 min a baño María. Observe.
3.3.2 Identificación de disacáridos.
3.3.2.1 Tome 3mL de solución de sacarosa. Realice la prueba de Fehling como se indica
en el experimento anterior. Observe y anote los resultados en una tabla.
3.3.2.2 Tome 3mL de solución de sacarosa y añada 10 gotas de HCl diluido (5%).
Caliente a ebullición en un baño María durante 15 min. Deje enfriar y neutralice
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añadiendo 3mL de solución alcalina de NaOH. Realice la prueba de Fehling como
se indica en el experimento anterior. Observe y anote los resultados en una tabla.
3.3.2.3 Tome 3mL de solución de sacarosa y añada 10 gotas de disolución de sulfato de
cobalto. Añada 1 mL de disolución de hidróxido de sodio al 10%. Observe y anote
los resultados en una tabla.
3.3.3 Identificación de polisacáridos.
3.3.3.1 Coloque en un tubo de ensayo 3mL de la solución de almidón. Añada 3 gotas de la
solución de lugol. Observe y anote los resultados. Caliente suavemente, sin que
llegue a hervir, hasta que pierda el color. Enfríe el tubo de ensayo al grifo y
observe cómo, a los 2-3 minutos, reaparece el color azul.
3.3.3.2 Coloque en un tubo de ensayo 3mL de la solución de almidón. Añada 1 mL de
saliva humana, mantenga el tubo entre 37 a 40 °C durante 15 minutos. Enfríe el
tubo al chorro del agua. Divida el contenido en dos porciones iguales en sendos
tubos de ensaye, al primero añádale tres gotas de la solución de lugol; al segundo
hágale la prueba de Fehling como se indica en el experimento 1.1. Observe y
anote los resultados.
3.3.3.3 Coloque un poco de algodón en tres tubos de ensaye y añada 3 mL de agua al
primero, 3 mL de acetona al segundo y 3 mL de hexano al tercero, observe.
3.3.3.4 Coloque un poco de algodón en un tubo de tal manera que ocupe sin compactar
aproximadamente 1 mL, añada 3 mL de H2SO4 (72%) y espere hasta que el
algodón se haya disuelto completamente (15-20 min), vacíe el contenido del tubo
sobre 30 mL de agua (¡con precaución!) y se hierve. La disolución se neutraliza
con una disolución de NaOH concentrada y se realiza la prueba de Fehling de
acuerdo con el experimento 1.1, observe y anote los resultados.
3.3.4 Identificación de la muestra problema.
3.3.4.1 Realice las pruebas de identificación para monosacáridos a 3 mL de la muestra
problema.
3.3.4.2 Realice las pruebas de identificación para sacarosa a 3 mL de la muestra
problema.
3.3.4.3 De acuerdo con los resultados anteriores realice, si así lo estima conveniente, las
pruebas para la identificación de polisacáridos.
- 112 -
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4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1 Determinación colorimétrica de los carbohidratos
Azúcar
Resultado
Resultado
Resultado
Feheling
Tollens
Fenilhidrazina
Resorcinol
Resultado
Lugol
Glucosa
Fructosa
Sacarosa
Sacarosa
hidrolizada
Almidón
Almidón
hidrolizado
Celulosa
Celulosa
hidrolizada
Problema
4.2 Formulas químicas de los azucares empleados
AZÚCAR
FORMULA MOLECULAR
GLUCOSA
FRUCTOSA
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CELULOSA
SACAROSA
ALMIDÓN
5. CONCLUSIONES
El alumno en base a su desarrollo experimental concluirá si los objetivos planteados al inicio
de la práctica se realizaron con éxito, si no, explicará de una forma breve los inconvenientes
en el desarrollo del experimento.
6. CUESTIONARIO
5.1 Presentar los datos obtenidos en la tabla 1.(resultado positivo ó negativo de la prueba,
tipo de color, intensidad y tiempo en cada reacción).
5.2 Representar la fórmula estructurales de cada uno de los azucares ensayados en el
recuadro que aparece en la tabla 2.
5.3 Sobre la base de la estructura química de cada azúcar, explicar.
5.4 por qué cada uno de ellos da o no da positivo en las distintas pruebas
5.5 las diferencias observadas en el desarrollo de la reacción para cada uno de ellos.
5.6 Investigue si el resorcinol dará prueba positiva para los azucares (justifique su
respuesta).
- 114 -
Manual de Practicas Laboratorio de Química-Bioorgánica
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5.7 En base a los ensayos realizados a la muestra de problema, de que carbohidrato se
trata?
5.8 El análisis de los espectros de IR de la glucosa y la fructuosa, muestra la ausencia de
la banda característica para el grupo carbonilo, explique la razón de ésto.
7. BIBLIOGRAFÍA.
7.1 Wade, Química Orgánica, Prentice Hall (2006).
7.2 Solomons. T. W. G., Química Orgánica, Ed. Limusa, (1983).
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Manual de Practicas Laboratorio de Química-Bioorgánica
Alejandro Cruz, Itzia I. Padilla Martínez, Efrén V. García Báez
7.3 Wingrove, A. S. y Caret, R. L., Química Orgánica, Harla, (1984).6.4. Hart, H. and
Schuetz,
R. D., Organic Chemistry, Hounghton Mifflin Company (1986).
7.4 Shriner, R. L., Fuson, R.C., and Curtin, D., Systematic Identification of Organic
Compounds, John Wiley and Sons, (1964).
7.5 Wilcox, C. F., Experimental Oraganic Chemistry, A Small Scale Aproach., Mc. Millan
Jr. (1988).
7.6 Vogel, A.I., Elementary Practical Organic Chemistry part I. Small Scale Preparations,
Longmono (1978).
8. REFERENCIAS ADICIONALES
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PRACTICA No.13
CINÉTICA DE HIDRÓLISIS DE LA SACAROSA MEDIANTE ROTACIÓN
OPTICA
1. OBJETIVOS:
El alumno:
Realizara la hidrólisis e inversión de la sacarosa y comprobara la identificación de ésta
mediante pruebas químicas y utilizando un polarímetro
2. INTRODUCCION
Para calcular la rotación específica de azúcares tome en cuenta la siguiente información: el
ángulo de rotación específica depende del espesor y concentración de la muestra, de la
longitud de onda del rayo incidente y también, aunque en menor grado, de la temperatura
del disolvente utilizado. De modo que la rotación específica [α] de una sustancia se expresa
de la siguiente forma:
[α ]tλ
=
100 ⋅α
l ⋅c
Donde α representa los grados de rotación medidos en el polarímetro; t es la temperatura; λ
es la longitud de onda, generalmente se usa la línea D del sodio; l es el largo del tubo en dm
y c la concentración de la sustancia expresada en g/100 mL de disolución.
3. SECCION EXPERIMENTAL
3.1 Materiales
15
Tubos de ensayo.
1
1
Pipeta de 5 mL.
1
Probeta de 25 mL.
1
Erlenmeyer de 125 mL.
1
Vaso de pp. de 400 mL.
1
Gradilla.
1
Pinzas p/tubo de ensayo.
1
Vidrio de reloj.
1
Mechero c/manguera.
1
Anillo metálico.
1
Tela de alambre c/asbesto.
1
Recipiente eléctrico Baño María.
1
Pinza de 3 dedos c/nuez.
- 117 -
Espátula.
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1
Recipiente de peltre.
1
Polarímetro.
1
Pipeta de 1 mL.
3.2 Reactivos
10 mL
Solución de sacarosa al 10 %.
1 mL
1 mL
Solución de HCl al 20% preparada 5 mL
Fenolftaleína en solución.
Reactivo de Fehling.
por el profesor.
5 mL
Solución de NaOH al 2 %.
10 mL
Reactivo de Benedict.
2 mL
Reactivo de yodo-yoduro.
2g
Almidón soluble.
3mL
HCl concentrado.
2 mL
NAOH al 2%.
NOTAS
Nota 1: El alumno preparará la disolución de HCl al 20% a partir de HCl concentrado.
Nota 2: La formación de un precipitado rojo y la decoloración de la disolución, indica
prueba positiva para azúcar reductora.
Nota 3: Una decoloración de la disolución y formación de un precipitado que va de amarillo
hasta rojo, indica prueba positiva.
Nota 4: Debido a la lentitud de la inversión del azúcar se recomienda preparar estas
disoluciones al iniciar la sesión de laboratorio.
Nota 5: Salmuera: disolución saturada de NaCl.
Nota 6: Para efectuar la prueba del yodo deberá enfriar la muestra ya que el complejo yodoalmidón se disocia en caliente.
Es muy importante verificar que las disoluciones tienen las concentraciones deseadas.
3.3
3.3.1- Hidrólisis de la sacarosa (inversión)
Coloque en un tubo de ensaye 3 mL de una disolución de sacarosa al 10 %, agregue 0.5 mL
ácido clorhídrico al 20 % (Nota1) y caliente en baño maría durante 10 minutos.
Enfríe la disolución y neutralice con cuidado y lentamente con NaOH al 2% usando
Fenolftaleína como indicador (o bien puede utilizar papel pH).
Divida la disolución en 2 partes iguales y haga las siguientes pruebas:
- 118 -
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-Prueba de Fehling. Mezcle 1 mL de la disolución A* y 1 mL de la disolución B* en un
tubo de ensayo, agregue una parte de la disolución de sacarosa invertida y caliente a
ebullición (Nota2). Haga la misma prueba para una muestra de la disolución de sacarosa al
10%.
Observe y anote sus resultados.
-Prueba de Benedict. Coloque 1 mL de la disolución de Benedict y agregue 3 gotas de la
disolución de sacarosa invertida, caliente a ebullición y deje enfriar a temperatura ambiente,
(Nota3).
Haga la misma prueba para una muestra de la disolución de sacarosa al 10%, observe y
anote sus resultados.
3.4- Determinación de la rotación específica de la sacarosa y del azúcar invertido
Prepare una disolución con 1 g de sacarosa en 10 mL de agua destilada, y úsela para llenar
el tubo del polarímetro de modo que no queden burbujas. Identifique este tubo con la letra A
y mida su rotación óptica.
Prepare otra disolución con 1g de sacarosa en 10 mL de agua destilada y 4 mL de HCl al 20
%, y úsela para llenar otro tubo del polarímetro identificado con la letra B. Posteriormente
determine su rotación óptica (Nota4).
Por último, llene un tercer tubo con una mezcla de las disoluciones A y B en proporción de
40:60 y mida la rotación óptica.
4. RESULTADOS Y DISCUSION
Con los datos de rotación específica [α] calculados llene la tabla 1, compare sus resultados
con los reportados en la literatura y saque sus conclusiones:
Tabla 1. Valores de rotación específica
Sustancia
[α]20 reportada
Sacarosa.
+ 66.5º
Glucosa.
+ 52º
Fructosa.
-92º
Azúcar Invertido.
-19.9º
[α] experimental
5. CONCLUSIONES
El equipo concluirá en base a sus datos experimentales lo importante de la práctica
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6. CUESTIONARIO
6.1¿Por qué el azúcar invertido es más dulce que la sacarosa?
6.2Explique por qué se le llama inversión a la hidrólisis de la sacarosa.
6.3¿Por qué no se pueden desechar libremente los afluentes líquidos al drenaje?
6.4Diga qué tratamiento debería dársele en cada uno para poder desecharlos.
6.5En la hidrólisis del almidón qué resultados espera de la prueba e Benedict, de la prueba
yodo-yoduro efectuadas al inicio de la reacción de la hidrólisis y al final de la reacción.
6.6 Defina los siguientes conceptos: actividad óptica, rotación específica y luz polarizada
7. BIBLIOGRAFÍA
7.1. Moore J. A. y Dalrympe D. L. “Experimental Methods in Organic Chemistry” 2ª, Ed.
W. B. Saunders Co. Pág 259-269.
7.2. Jacobs T.L., Truce W. E. Y Robertson G. Ross., “Laboratory Practice of Organic
Chemistry”, 5ª Ed., Mac Millan Pub. Co. Inc., U.S.A. 1974. Pág. 311-316
7.3 Hudlicky, “Experiments in Organic Chemistry”, 3ª Ed. Avery Publishing Group, Inc.
U.S.A., 1985, Pág. 104-106
7.4 Streitwieser A., Heathcok H. C., “Introduction to Organic Chemistry”, Mac Millan Pub.
Co. Inc., U.S.A. 1976, Pág. 693-732.
7.5 Royston M. Roberts, John C. Gilbert, Stephen F. Martin, Experimental Organic
Chemistry (A miniscale approach). U.S.A., Ed. Saunders College Publishing, 1994, Pág.
641-651.
7.6 Devore G, Química Orgánica, Editorial Publicaciones Cultural, S. A, México 1969.
8. BIBLIOGRAFIA ADICIONAL.
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PRACTICA No. 14
RECONOCIMIENTO DE LÍPIDOS
1. OBJETIVOS
Que el alumno:
1.1 Identifique algunos lípidos mediante el uso de algunas propiedades de los lípidos.
1.2 Reconozca a los lípidos mediante sus propiedades fisicoquímicas
1.3 Identifique cualitativamente a los lípidos mediante tinción con Sudan II.
1.4 Elabore un jabón mediante la reacción de saponificación de una grasa.
1.5 Obtenga colesterol a partir de tejido nervioso.
1.6 Identifique el colesterol mediante pruebas colorimétricas cualitativas.
2. ANTECEDENTES
Los lípidos, son un grupo de compuestos químicamente diversos, solubles en solventes
orgánicos (como cloroformo, metanol o benceno), y casi insolubles en agua. La mayoría de
los organismos, los utilizan como reservorios de moléculas fácilmente utilizables para
producir energía (aceites y grasas). Los mamíferos, los acumulamos como grasas, y los peces
como ceras; en las plantas se almacenan en forma de aceites protectores con aromas y sabores
característicos. Los fosfolípidos y esteroles constituyen alrededor de la mitad de la masa de
las membranas biológicas. Entre los lípidos también se encuentran cofactores de enzimas,
acarreadores de electrones, pigmentos que absorben luz, agentes emulsificantes, algunas
vitaminas y hormonas, mensajeros intracelulares y todos los componentes no proteícos de las
membranas celulares.
Los lípidos, pueden ser separados fácilmente de otras biomoléculas por extracción con
solventes orgánicos y pueden ser separados por técnicas experimentales como la
cromatografía de adsorción, cromatografía de placa fina y cromatografía de fase reversa.
La función biológica más importante de losa lípidos es la de formar a las membranas
celulares, que en mayor o menor grado, contienen lípidos en su estructura. En ciertas
membranas, la presencia de lípidos específicos permiten realizar funciones especializadas,
como en las células nerviosas de los mamíferos. La mayoría de las funciones de los lípidos, se
deben a sus propiedades de autoagregación , que permite también su interacción con otras
biomoléculas. De hecho, los lípidos casi nunca se encuentran en estado libre, generalmente
- 121 -
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Alejandro Cruz, Itzia I. Padilla Martínez, Efrén V. García Báez
están unidos a otros compuestos como carbohidratos (formando glucolípidos) o a proteínas
(formando lipoproteínas).
Estas importantes biomoléculas se clasifican generalmente en: Lípidos saponificables
y no saponificables.
Además de los anteriores, existen lípidos anfipáticos en cuya molécula existe una
región polar opuesta a otra apolar. Estos lípidos forman las bicapas lipídicas de las
membranas celulares y estabilizan las emulsiones (liquido disperso en un líquido).
Los ácidos grasos de importancia biológica, son ácidos monocarboxílicos (ej. Ác
laurico: CH3(CH2)10COOH) de cadenas alifáticas de diverso tamaño y que pueden contener o
no insaturaciones:
Los ácidos grasos naturales insaturados (líquidos a temperatura ambiente), son
isómeros geométricos cis que pueden ser monoinsaturados (ej. Ácido oleíco (ácido 9octadecenoíco) CH3(CH2)7CH=CH(CH2)7COOH) o poliinsaturados (ej. Ácido araquidónico
(ácido 5,8,11,14-eicosatetraenoico) CH3(CH2)4(CH=CHCH2)4(CH2)2COOH).
Figura: representación del ácido oleico.
Los ácidos grasos poliinsaturados, desde el punto de vista nutricional se consideran
como esenciales pues no son sintetizados por los mamíferos; fisiológicamente, se encuentran
formando sales o jabones (formando micelas).
Los ácidos grasos de cadena larga, insolubles en agua, forman ésteres con alcoholes y
tioésteres con la coenzima A. Compuestos de importancia biológica como las prostaglandinas,
tromboxanos y leucotrienos, son derivados de ácidos grasos poliinsaturados de 20 carbonos
como el ácido araquidónico.
En los acilgliceroles (o acilglicéridos), uno o más de los grupos hidroxilo (OH) de la
molécula de glicerol, están esterificados de ahí que se dividan en monoacil, diacil y
triacilgliceroles; en estos últimos, todos los hidroxilos del glicerol (3), están esterificados con
ácidos grasos. Estos ácidos grasos pueden ser iguales entre ellos o diferentes y dependiendo
de la longitud de las cadenas que esterifican al glicerol y de su grado de insaturación, los
- 122 -
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triacilgliceroles (triacilglicéridos), se dividen en grasas (sólidas) o aceites (líquidos). Estas
moléculas, son hidrofóbicas y no forman micelas.
Glicerofosfolípidos, fosfogliceridos, fosfolipidos, fosfoacilgliceroles
Componentes principales de las membranas, consisten de un glicerol-3-fosfato
esterificado en C1 y C2 por ácidos grasos y en el grupo fosforil con un grupo X polar que es
generalmente un derivado de un alcohol (X= agua: ácido fosfatídico; X= etanolamina:
fosfatidiletanolamina; X= colina: fosfatidilcolina (lecitina); X= serina: fosfatidilserina; X=
myo-inositol: fosfatidilinositol; X= glicerol: fosfatidilglicerol y X= fosfatidilglicerol:
difosfatidilglicerol (cardiolipina)).
Figura: representación del glicerol-3-fosfato y glicerofosfolípido.
El grupo X polar derivado de un alcohol puede ser igual a: X= agua: ácido fosfatídico;
X= etanolamina: fosfatidiletanolamina; X= colina: fosfatidilcolina (lecitina); X= serina:
fosfatidilserina; X= myo-inositol: fosfatidilinositol; X= glicerol: fosfatidilglicerol y X=
fosfatidilglicerol: difosfatidilglicerol (cardiolipina)).
Los plasmalógenos son fosfoglicéridos en los que el glicerol fosfato tiene unido en el
C1, mediante un enlace tipo éter, un alcohol de cadena larga. Comúnmente, la parte polar de
los plasmalógenos es etanolamina, colina o serina.
- 123 -
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Los esfingolípidos, son componentes importantes de las membranas, derivados del
aminoalcohol insaturado esfingosina o dihidroesfingosina (C18).
Este alcohol, se une a un ácido graso de cadena larga por medio de un enlace amina
para formar una ceramida.
Las ceramidas, se encuentran en pequeñas cantidades en los tejidos de plantas y
animales, pero dan origen a los esfingolípidos más abundantes:
Las esfingomielinas, son los esfingolípidos más comunes; son ceramidas esterificadas
con fosforilcolina o fosforiletanolamina. Aunque las esfingomielinas difieren químicamente
de la fosfatidilcolina y la fosfatidiletanolamina, sus conformaciones y distribuciones de carga
son muy similares. La mielina que rodea y aísla eléctricamente a muchos axones en las
neuronas del tejido nervioso, es particularmente rica en esfingomielinas.
- 124 -
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Cuando las ceramidas se combinan con un azúcar forman a los glucoesfingolípidos,
que se dividen en: cerebrósidos (o glucoesfingolípidos), son los esfingolípidos más simples,
su cabeza polar consiste de una unidad de azúcar.
Los galactocerebrósidos, que se encuentran en las membranas celulares neuronales
del cerebro, tienen una cabeza polar de β-D galactosa.
Los glucocerebósidos, que también tienen un residuo de β-D galactosa se encuentran
en membranas celulares de otros tejidos. A diferencia de los fosfolípidos, los cerebrósidos
carecen de grupos fosfato y por lo tanto, son frecuentemente compuestos no ionicos. Los
residuos de algunos galactocerebrósidos están sulfatados en la posición 3 formando
compuestos conocidos como sulfátidos.
Los gangliósidos son el grupo más complejo de los esfingolípidos. Son oligosacáridos
de ceramidas que incluyen entre sus residuos de azúcar al menos un residuo de ácido siálico
(ácido N–acetilneuramínico (NAM) y sus derivados). Los gangliósidos son componentes
primarios de la superficie de las membranas celulares y constituyen una fracción significativa
(aproximadamente 6%) de los lípidos del cerebro, en otros tejidos, están presentes en
cantidades mucho menores.
- 125 -
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Ceras
Las ceras son lípidos completamente insolubles en agua; se encuentran en la superficie
de plantas y animales, donde funcionan como impermeabilizante, están constituidas por
ácidos grasos esterificados (generalmente con número par de átomos de carbono) a alcoholes
de cadena larga (de 10 a 30 carbonos). Los ácidos grasos que forman parte de estos lípidos,
pueden ser ramificados, insaturados o formar anillos.
Terpenos
Se encuentran en la mayoría de los organismos, pero constituyen el grupo más
abundante de los aceites vegetales, de hecho son los responsables de los aromas y sabores
específicos de las plantas, mientras mayor sea la cantidad de oxígeno en la molécula, mayor
será su aroma. Estos compuestos, se forman a partir del ispreno (unidad de 5 átomos de
carbono); pueden contener desde una hasta ocho unidades. Las unidades pueden arreglarse
linealmente (como en el escualeno) o cíclicamente (como en la limonina). Dentro de los
terpenos se clasifica a los carotenoides que son tetraterpenos muy importantes en los
mamíferos, especialmente el β-caroteno que es precursor de la vitamina A (11-cis-retinal).
También las vitaminas liposolubles D (colecalciferol) y K son consideradas como terpenos.
Esteroides
Los esteroides, son lípidos simples no saponificables, en su mayoría de origen
eucarionte, derivados del ciclopentanoperhidrofenantreno
El colesterol es el esteroide más abundante en los animales, se clasifica como un esterol por
la presencia de un hidroxilo (OH) en el C3 y su cadena lateral alifática de 8 a 10 átomos de
carbono.
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El colesterol, es un componente mayoritario de las membranas plasmáticas animales y
se encuentra en menor cantidad en las membranas de los organelos. El grupo OH en la
molécula, le da un débil carácter anfífilo y el núcleo esteroide, es una estructura no polar,
rígida y planar. Por lo tanto, es un determinante importante de las propiedades de la
membrana. Este esteroide, es abundante también en lipoproteínas del plasma sanguíneo, en
donde aproximadamente el 70% de este es esterificado por ácidos grasos de cadena larga para
formar ésteres de colesterol.
EL colesterol es el precursor metabólico de las hormonas esteroides, que son
substancias que regulan una gran variedad de funciones fisiológicas, que incluyen el
desarrollo sexual y el metabolismo de los carbohidratos. El papel del colesterol en
enfermedades cardiovasculares (link hormonas esteroides).
Las plantas contienen muy poco colesterol. Entre los esteroles que se encuentran
comúnmente en sus membranas se encuentran el estigmasterol y el β-sitosterol, que difieren
del colesterol solo en las cadenas alifáticas. Las levaduras y hongos contienen otros esteroles
en sus membranas como el ergosterol que tiene un doble enlace (C7-C8). Los procariontes no
contienen en sus membranas ningún esterol, excepto los micoplasmas.
Los derivados del colesterol son: los ácidos biliares, las hormonas esteroides –
estrógenos, progestágenos, glucocorticoides, mineralocorticoides y andrógenos- y la vitamina
D, que deriva del colesterol aunque propiamente no es un esteroide.
3. SECCIÓN EXPERIMENTAL
3.1 Materiales
3.2 Reactivos
Tubos de ensayo
Solución de NaOH al 20%
Gradilla
Solución de Sudán III
Varillas de vidrio
Tinta china roja
Mechero ó parrilla
éter, cloroformo o acetona
Vasos de precipitados
Aceite de oliva
Pipetas
Yeso
Morteros de porcelana limpios y secos
50 g de sesos de animal desmenuzados
Espátula
Cloroformo
Placa de vidrio
Ácido súlfurico concentrado
Embudos de vidrio
Ácido acético
Papel filtro
Anhídrido acetico
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3.3 Procedimiento experimental
3.3.1 Saponificación
3.3.1.1Fundamento
Las grasas reaccionan en caliente con el hidróxido sódico o potásico
descomponiéndose en los dos elementos que las integran: glicerina y ácidos grasos. Éstos se
combinan con los iones sodio o potasio del hidróxido para dar jabones, que son en
consecuencia las sales sódicas o potásicas de los ácidos grasos. En los seres vivos, la
hidrólisis de los triglicéridos se realiza mediante la acción de enzimas específicos (lipasas)
que dan lugar a la formación de ácidos grasos y glicerina.
3.3.1.2 Técnica
a)Colocar en un tubo de ensayo 2ml de aceite y 2ml de NaOH al 20%.
.
Agitar enérgicamente y colocar el tubo al baño María de 20 a 30 minutos.
.
Pasado este tiempo, se pueden observar en el tubo 3 fases: una inferior clara que contiene
la solución de sosa sobrante junto con la glicerina formada, otra intermedia semisólida que
es el jabón formado y una superior lipídica de aceite inalterado.
.
3.3.2 Tinción
3.3.2.1 Fundamento
Los lípidos se colorean selectivamente de rojo-anaranjado con el colorante Sudán III.
3.3.2.2 Técnica
.
Disponer en una gradilla 2 tubos de ensayo colocando en ambos 2ml de aceite.
.
Añadir a uno de los tubos 4-5 gotas de solución alcohólica de Sudán III.
.
Al otro tubo añadir 4-5 gotas de tinta roja.
.
Agitar ambos tubos y dejar reposar.
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.
Observar los resultados: en el tubo con Sudán III todo el aceite tiene que aparecer teñido,
mientras que en el tubo con tinta, ésta se irá al fondo y el aceite no estará teñido.
3.3.3 Solubilidad
3.3.3.1.Fundamento
Los lípidos son insolubles en agua. Cuando se agitan fuertemente en ella se
dividen en pequeñísimas gotas formando una emulsión de aspecto lechoso, que es transitoria,
pues desaparece en reposo por reagrupación de las gotitas de grasa en una capa que, por su
menor densidad, se sitúa sobre el agua.
Por el contrario, las grasas son solubles en disolventes orgánicos, como el éter,
cloroformo, acetona, benceno, etc.
3.3.3.2.Técnica
.
Poner 2ml de aceite en dos tubos de ensayo.
.
Añadir a uno de ellos 2ml de agua y al otro 2ml de éter u otro disolvente orgánico,
.
Agitar fuertemente ambos tubos y dejar reposar.
.
Observar los resultados: Se verá cómo el aceite se ha disuelto en el éter y, en cambio no lo
hace en el agua y el aceite subirá debido a su menor densidad.
3.3.4 Aislamiento de Colesterol del Tejido Nervioso
3.3.4.1 Técnica
3 gramos de cerebro desmenuzado se tritura cuidadosamente en un mortero con 6 g de yeso.
La masa espesa obtenida se aplica con ayuda de una espátula sobre la placa de vidrio en una
capa fina y seca en el armario secador a 40ºC sobre la llama de un mechero. La masa reseca
se separa de la placa con un escarpelo en un mortero seco y se tritura convirtiéndola en polvo.
El polvo se traslada a un tuvo de ensayo, se le vierten 6 ml de cloroformo, se agita
cuidadosamente durante 5 ml y se filtra. El filtrado obtenido se utiliza para las reacciones
coloreadas de reconocimiento del colesterol.
3.3.5 Reacciones coloreadas del colesterol
El principio del método. Bajo la acción de los agentes deshidratantes el colesterol se
transforma en un hidrocarburo con dobles enlaces conjugados: el colesterileno, que al
interaccionar con el ácido sulfúrico y el anhídrido acético, da compuestos complejos
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intensamente coloreados. Reacciones semejantes son características también para otros
esteroles.
3.3.5.1 Reacción con el acido sulfurico
Reacción de Schiff: en un tuvo de ensayo seco se vierte 1 ml de extracto de colesterol
en cloroformo y con cuidado, por la pared, se hace deslizar 1ml de ácido sulfúrico
concentrado. En el contacto de los líquidos se observa la aparición de un anillo de color rojo.
Reacción de Salkovsky: En un tubo de ensayo seco se vierte 1ml de extracto de
colesterol en cloroformo y 1ml de ácido sulfúrico. Los líquidos se mezclan agitando el tubo
de ensayo. Al separarse las capas, el extracto superior de cloroformo resulta coloreado de rojo
y el inferior de un color rojo amarillento con fluorescencia verde. Si al extracto inferior del
liquido se le añade 1ml de ácido acetico, aparece una coloración roja rosada, mientras que la
fluorescencia se mantiene.
3.3.5.2 Reacción con anhídrido acetico y acido sulfurico
Reacción de Liebermann-Burkhardt:En un tubo de ensayo se vierten 2 ml de
extracto de colesterol en cloroformo, se añaden gota a gota 10 ml de anhídrido acético, 2
gotas de ácido sulfúrico, y se mezcla todo cuidadosamente. El líquido adquiere primero una
coloración roja, luego una violeta, azul y, por último, verde.
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Reportar en su bitácora los resultados de todos y cada uno de los ensayos obtenidos.
5. CONCLUSIONES
El alumno concluirán en base a la experiencia adquirida en el laboratorio sobre el desarrollo
de esta práctica si los objetivos se cumplieron.
6. CUESTIONARIO
7.1 ¿Qué son los jabones?
7.2 ¿Cómo se pueden obtener los jabones?
7.3 ¿Por qué en la saponificación del aceite la glicerina aparece en la fase acuosa?
7.4 ¿Qué enzima logra en el aparato digestivo la hidrólisis de las grasas?
7.5 Indica lo que ocurre con la mezcla aceite-Sudán III y aceite-tinta y explica a qué se debe
la diferencia entre ambos resultados.
7.6 ¿Qué ocurre con la emulsión de agua en aceite transcurridos unos minutos de reposo?, ¿Y
que ocurre con la de benceno y aceite?¿A qué se deben las diferencias observadas entre
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7. BIBLIOGRAFIA:
7.1 V. Chechetkin, V.I. Voronianski, G.G. Pokusay, Practicas de Bioquímica del ganado y
aves de corral, Editorial Mir-Moscu, 1994, paginas 128-149.
7.2 E. Vazquez-Contreras, Bioquímica y Biologogía Molecular en línea. Instituto de
Química-UNAM. http://laguna.fmedic.unam.mx/~evazquez/0403/tipos%20lipidos.html.
8. BIBLIOGRAFIA ADICOIONAL
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