Vigilancia ambiental emisario

UNIVERSIDAD POLITÉCNICA DE VALENCIA
INSTITUTO DE INVESTIGACIÓN PARA LA GESTIÓN INTEGRADA DE ZONAS
COSTERAS
Vigilancia Ambiental del Emisario Submarino de REFRESCO IBERIA, S.L.U.
(Oliva-Valencia)
28/11/2012
1.-INTRODUCCIÓN
A requerimiento de REFRESCO IBERIA, S.L.U. se ha realizado, por parte del
INSTITUTO DE INVESTIGACIÓN PARA LA GESTIÓN INTEGRADA DE ZONAS COSTERAS
(IGIC) de la Universidad Politécnica de Valencia, la vigilancia ambiental del emisario
submarino que la empresa tiene instalado en la localidad de Oliva (Valencia).
La Vigilancia ambiental de este emisario constaba de tres componentes:
1. vigilancia estructural
2. valoración de los efectos sobre los sedimentos
3. valoración de los efectos sobre las biocenosis
El presente informe incluye la cadena de custodia con los datos identificativos de
las muestras y las técnicas analíticas empleadas y finalmente los resultados analíticos
obtenidos.
2.- CADENA DE CUSTODIA Y MÉTODOS EMPLEADOS
Los días 12, 17 y 26 de junio y 9 y 20 de agosto de 2012 personal especializado
del INSTITUTO DE INVESTIGACIÓN PARA LA GESTIÓN INTEGRADA DE ZONAS
COSTERAS (IGIC) realizó la localización del emisario, la valoración de su integridad
estructural y funcional, se tomaron muestras de sedimento para la caracterización
granulométrica y físicoquímica, para la determinación de la influencia sobre la
biocenosis en la zona de vertido, en la zona con presencia de fanerógamas marinas, se
prospecto la biocenosis del entorno de punto de vertido del emisario y se determino la
biocenosis de fitoplancton que puede estar influida por el vertido.
El día 12, 17 y 26 de junio de 2012, se efectuaron las prospecciones del entorno
del punto de vertido, en inmersión con escafandra autónoma, para la localizar el punto
de vertido, reconocer las biocenosis de la zona de afección y localizar el punto más
cercano en el que esté la fanerógama Posidonia oceánica.
El día 9 de agosto de 2012 se tomaron 18 muestras de agua para la
determinación de la comunidad fitoplanctonica y características fisicoquímicas del
agua, 15 en el área de influencia del emisario (S1, S2, S3, C1, C2, C3, C4, E1, E2, E3, F1,
F2, F3, F4, F5) y 3 en un transecto situado a más de un kilometro al Norte del punto de
vertido (T1, T2, T3).
El día 20 de agosto de 2012 se tomaron 5 muestras de sedimentos en las
inmediaciones del punto de vertido del emisario (SED 1, SED 2, SED 3, SED 4 y SED 5),
para el análisis de la granulometría del sedimento, materia orgánica y para la
determinación de la comunidad de macrofauna bentónica. También se realizaron
inmersiones puntuales en el área de estudio para establecer las biocenosis presentes
en la zona.
En total se han registrado xx estaciones de muestreo, cuyas coordenadas de
presentan en la tabla 1
ESTACIÓN
Huso
UTM X
UTM Y
MUESTRA
S1
30S
756733
4308804
FITOPLANCTON
S2
30S
757115
4308487
FITOPLANCTON
S3
30S
757476
4308127
FITOPLANCTON
C1
30S
756633
4309127
FITOPLANCTON
C2
30S
757047
4308818
FITOPLANCTON
C3
30S
757463
4308470
FITOPLANCTON
C4
30S
757854
4308131
FITOPLANCTON
E1
30S
756969
4309096
FITOPLANCTON
E2 (EMISARIO)
30S
757341
4308741
FITOPLANCTON
E3
30S
757746
4308436
FITOPLANCTON
F1
30S
757240
4309342
FITOPLANCTON
F2
30S
757321
4309054
FITOPLANCTON
F3
30S
757649
4309031
FITOPLANCTON
F4
30S
757701
4308762
FITOPLANCTON
F5
30S
758025
4308712
FITOPLANCTON
T1
30S
754600
4310542
FITOPLANCTON
T2
30S
754919
4310858
FITOPLANCTON
T3
30S
755218
4311208
FITOPLANCTON
SED1
30S
757272
4308811
SEDIMENTO Y
ESTACIÓN
Huso
UTM X
UTM Y
MUESTRA
BIOCENOSIS
SEDIMENTO Y
SED2 (EMISARIO)
30S
757341
4308741
BIOCENOSIS
SEDIMENTO Y
30S
SED3
757377
4308703
BIOCENOSIS
SEDIMENTO Y
30S
SED4
757411
4308667
BIOCENOSIS
SEDIMENTO Y
30S
SED5
757482
4308594
BIOCENOSIS
L1
30S
755632
4309797
BIOCENOSIS
L2
30S
758338
4312752
BIOCENOSIS
L3
31S
240950
4310008
BIOCENOSIS
L4
30S
758581
4307108
BIOCENOSIS
L5
30S
758479
4309883
BIOCENOSIS
L6
30S
759165
4310624
BIOCENOSIS
L7
30S
759843
4311366
BIOCENOSIS
L8
31S
240226
4309598
BIOCENOSIS
L9
31S
241704
4309501
BIOCENOSIS
L10
31S
241564
4307377
BIOCENOSIS
Tabla 1. Posición de las estaciones de muestreo.
MUESTREO DE SEDIMENTOS
En cada punto se recogieron cuatro réplicas (una para la determinación de la
granulometría, contenido en materia orgánica, Eh, determinación de Clostridium
sulfitoreductores y presencia de Beggiatoa y las otras tres para la caracterización de la
macrofauna bentónica).
Para la determinación granulométrica de los sedimentos se utilizó el método
referenciado en Buchanan, J.B. (1984) Sediment Analysis. In: Holme,N.A.;
McIntyre,A.D. (eds.) Methods for the Study of Marine Benthos. Blackwell Scientific
Publications. Oxford. Pp. 41-65. La granulometría se hizo mediante tamizado en seco.
Los tamices utilizados para el tamizado en seco fueron: 2mm, 1mm, 500 µm, 250 µm,
125 µm, 63 µm y la bandeja base. Los resultados del tamizado en seco se combinaron
para obtener el porcentaje en peso que corresponde a cada fracción granulométrica.
Se representan a continuación las correspondientes curvas granulométricas simple y
acumulada. La representación de la curva granulométrica simple sirve para determinar
el carácter unimodal, bimodal o polimodal de cada muestra. Por otra parte, la curva
granulométrica acumulada se emplea para obtener los percentiles, los cuales sirven
para calcular los parámetros granulométricos (Tamaño medio, Grado de Selección,
Asimetría y Angulosidad) mediante el método gráfico clásico de Folk y Ward (1957). La
relación entre el diámetro de las partículas y Ф se aprecia en la tabla.
Diámetro
>2 mm
Ф
-1
2 mm-1 mm
0
1 mm-0,5 mm
1
0,5 mm-0,25 mm
2
0,25 mm-0,125 mm
3
0,125 mm- 0,063 mm
4
<0,063 mm
5
Tabla 2. Relación entre el diámetro de las partículas y Ф
Para la determinación de la materia orgánica total se utilizó el método por
calcinación referenciado en M.A.P.A. (1994) Métodos oficiales de Análisis. Ministerio
de Agricultura, Pesca y Alimentación. El material utilizado fue el siguiente:
-
Estufa Memmert
-
Mufla de incineración
-
Serie de tamices
-
Vibrador
Las muestras para el estudio de la macrofauna son cuantitativas y fueron
recogidas con una draga tipo Ponar que tiene un área de muestreo de 0,06 m². Las
muestras se tamizaron con tamiz de 0,5 mm para retener la macrofauna (figura 1).
Antes de fijar las muestras, éstas se trataron con una solución de MgCl2 al 6%. Este
compuesto tiene un efecto anestésico, que contribuye a la liberación de organismos
que puedan estar adheridos a las partículas de sedimento. Posteriormente fueron
fijadas con formol al 5-10 % tamponado y no son apartadas de su conservación
excepto para realizar las determinaciones correspondientes. Para la determinación de
los distintos géneros y especies de la macrofauna bentónica se utilizó literatura
especializada. El material necesario incluye:
-
Draga tipo Ponar
-
Lupa Wild
-
Microscopio
Figura 1. Proceso de toma de muestras de macrofauna del sedimento.
MUESTREO DE FITOPLANCTON
Las muestras para el análisis cuantitativo de fitoplancton se tomaron en botes
de vidrio ámbar de 125 ml (un 80% de su capacidad para poder homogeneizar) y se
fijaron in situ con una solución de formaldehido al 20% neutralizada con
hexametilenentramina hasta alcanzar una concentración final del 4%. (Throndsen,
1978). Se almacenaron en oscuridad para evitar la fotooxidación y a temperatura
ambiente puesto que se analizaron en un periodo inferior a 3 semanas y no fue
necesaria la refrigeración.
La técnica utilizada para el recuento de fitoplancton es la descrita en la norma
UNE EN 15204:2006, basada en la técnica estándar de sedimentación de Utermöhl,
(1958). Esta norma no cubre el análisis de picoplancton, el análisis de las alfombras
flotantes de cianobacterias o las técnicas de preparación para diatomeas. El
fundamento de esta técnica es que tras la conservación y el almacenamiento, la
muestra se homogeneiza y se coloca una submuestra en una cámara de sedimentación
Cuando las algas se han depositado en el fondo de la cámara, se identifican y se
procede a su recuento utilizando un microscopio invertido.
En este estudio se ha utilizado cámaras de sedimentación Hydro-bios que
consisten en una columna vertical, con una base a través de la cual puede observarse
el sedimento en un microscopio invertido. La columna se llena con la muestra y se deja
que las partículas de la muestra sedimenten en el fondo de la cámara. El grosor de la
placa base no excede de 0,17 mm para que no afecte a la calidad de la imagen. La
cámara debe llenarse directamente con el bote de la muestra. El volumen exacto
depende la de la densidad de fitoplancton. Para aguas oligotróficas son necesarios
volúmenes de sub-muestra más grandes (hasta 100 ml). En el caso de biomasas altas
pueden utilizarse diluciones para prevenir la colmatación de las partículas por
adhesión y para optimizar el proceso de recuento. En el caso de muestras marinas se
utiliza para la dilución agua de mar filtrada. En cuanto al tiempo de sedimentación para
las muestras de agua marina conservadas con formaldehido se recomienda un periodo
de sedimentación de al menos 16 h por cm, por lo que para las cámaras de
sedimentación utilizadas en este estudio los tiempos de sedimentación son:
Tabla 3. Tiempo de sedimentación fijación con formol.
El recuento e identificación se realizaron a 400x aumentos con un microscopio
invertido LEICA DMIL. La superficie de recuento varía dependiendo de la abundancia
de cada especie. Normalmente se realizaron recuentos de toda la cámara, pero en el
caso de especies muy abundantes se realizaron recuentos de 1 o 2 transectos o 5
campos aleatorios. Los recuentos se realizaron según la metodología Andersen y
Throndsen (2003). Esta metodología no incluye la fracción de fitoplancton de pequeño
tamaño (picoplancton y parte de nanoplancton). La comunidad de fitoplancton fue
clasificada hasta el menor nivel taxonómico posible de acuerdo con Delgado y Fortuño
(1991) y Tomas (1997); cuando la identificación fue imposible, los diferentes taxones
fueron agrupados en “dinoflagelados pequeños n.i “(n.i=no identificados) y “
diatomeas n.i”. Como apoyo a la identificación de especies se tomaron muestras
concentradas mediante una red de plancton (50 µm de malla) y se utilizó un
microscopio vertical LEICA DM 2500 con un objetivo de 63X (630 aumentos).
Además se recogieron muestras de agua para la determinación de los
nutrientes disueltos en agua (amonio, nitritos, nitratos, fosfatos y silicatos), fósforo
total, concentración de clorofila y materia orgánica disuelta coloreada. Se midió la
profundidad de penetración de la luz medida con el disco Secchi, la temperatura del
agua, el oxígeno disuelto, la salinidad y el ph.
Para la determinación de los distintos parámetros en AGUAS se utilizaron los
métodos referenciados en el STANDARD METHODS 21 edición, 2005, APHA, excepto el
especificado.
PARÁMETRO
Sólidos suspendidos
REFERENCIA
2540.D
Amonio
4500-NH3.F
Nitrito
4500-NO2-.B
Nitrato
4500-NO3-.E
Fosfatos (PSR)
4500-P.E
Ácido ortosilícico
4500-Si.C
Clorofila a
10200.H
Oxígeno Disuelto
Oxímetro óptico
Salinidad
Conductimetro
Tabla 4. Métodos de análisis del agua.
La toma de muestras se realizo con botellas oceanográficas tipo Niskin desde
una embarcación fuera borda (figura 2).
Figura 2: Toma de muestras de agua y fitoplancton y caracterización.
CARACTERIZACIÓN DE LA BIOCENOSIS BENTÓNICA
La Caracterización de la biocenosis se realiza a partir de las muestras de
sedimento (SED1 a SED5) y se complementan con observaciones visuales realizadas
para determinar la posición y extensión de las comunidades (L1a L10). En este proceso
se busco el límite de pradera de Posidonia oceanica más cercana al emisario para
establecer un punto de referencia permanente. Este punto referenciado como L10 está
situado a 5 Km de distancia de la salida del emisario. En el punto L10 se midió la
densidad de fascículos y la cobertura de pradera. Estos reconocimientos lo realizan una
pareja de técnicos mediante equipos de buceo autónomo (figura 3).
Figura 3: Buceadores en inmersión con escafandra autónoma.
VIGILANCIA ESTRUCTURAL DEL EMISARIO
La Vigilancia estructural del emisario la realizan una pareja de buceadores con
equipo autónomo y con la ayuda de propulsores subacuáticos SCOOTER APOLLO AV2 y
equipo de captura de imágenes y video subacuático.
3.- RESULTADOS Y DISCUSIÓN
3.1.- Análisis granulométrico.
La clasificación granulométrica de los sedimentos (SED1, SED2, SED3, SED4 y
SED5) se ha representado en las figuras 4 a 8 como el porcentaje en peso y el
porcentaje acumulado frente a cada fracción granulométrica (ф) en las distintas
estaciones de muestreo.
Figura 4. Porcentaje en peso y porcentaje acumulado frente a cada fracción granulométrica para
la estación SED-1.
Figura 5. Porcentaje en peso y porcentaje acumulado frente a cada fracción granulométrica para
la estación SED-2.
Figura 6. Porcentaje en peso y porcentaje acumulado frente a cada fracción granulométrica para
la estación SED-3.
Figura 7. Porcentaje en peso y porcentaje acumulado frente a cada fracción granulométrica
para la estación SED-4.
Figura 8. Porcentaje en peso y porcentaje acumulado frente a cada fracción granulométrica
para la estación SED-5.
En todas las muestras se observa una distribución unimodal con una clara
dominancia de ф3, es decir arenas finas. La distribución de pesos acumulados muestra
que se trata de arenas finas bien calibradas. En ningún caso se observa presencia de
finos ф5, ni siquiera en SED2 que corresponde a la salida del emisario. Está
característica implica que no es significativo el aporte de materiales sedimentables
finos (ni orgánicos, ni inorgánicos) por parte de este emisario.
3.2.- Análisis del contenido en materia orgánica.
En la tabla 5 se muestran los datos obtenidos del porcentaje de materia orgánica en
los sedimentos muestreados.
Estación
% MO
SED-1
SED-2
SED-3
SED-4
SED-5
1,31
1,11
1,04
1,03
1,20
Tabla 5. Contenido en materia orgánica (%) en las estaciones muestreadas
Todos los valores son bajos y en todo caso los valores más altos se encuentran en
los puntos más alejados del vertido y curiosamente el más elevado es el menos
influido por los aportes, ya que el transporte general es norte-sur.
3.3.- Análisis del Clostridium sulfito reductores, Eh y Beggiatoa.
En ninguna de las estaciones donde se recoge sedimento se han observado
recubrimientos de Beggiatoa (tabla 6), esto es concordante con la escasa
concentración de materia orgánica medida y con el potencial redox positivo (tabla 6)
que indica que los sedimentos están bien oxigenados en los primeros centímetros. No
se ha detectado la presencia de Clostridium sulfitoreductores (tabla 6) y no es
esperable su presencia puesto que la hidrodinámica del sector, el flujo de agua
subterránea a través del sedimento mantienen un sedimento pobre en materia
orgánica muy bien oxigenado.
En la figura 9 se observan los sedimentos de los aledaños del emisario submarino de
Refresco Iberia (figura 9A y 9B) sin ningún tipo de presencia de Beggiatoa. En la misma
figura, la sección 9C y 9D muestran un sedimento fuertemente reducido y con
recubrimientos de Beggiatoa en instalaciones de piscicultura y en un emisario de la
comunidad valenciana. La diferencia radica en el elevado aporte de materia orgánica
que en estos casos se realiza.
Estación
Eh (mV)
SED-1
SED-2
SED-3
SED-4
SED-5
72
98
110
108
83
Clostridium Beggiatoa
No detectado
No detectada
No detectado
No detectada
No detectado
No detectada
No detectado
No detectada
No detectado
No detectada
Tabla 6. Potencial redox y bacterias del sedimento de las estaciones muestreadas
Figura 9. La imagen A corresponde al punto SED 1 y la imagen B corresponde al punto SED 2. En A y B no
se aprecian recubrimientos de Beggiatoa. Las imágenes C y D, son un ejemplo de dos casos de
recubrimientos más o menos extensos de Begiattoa asociados a vertidos al mar de materia orgánica en
una instalación de piscicultura (C) y en un emisario submarino (D).
3.4.- Comunidad fitoplanctónica y caracterización del agua que la soporta.
La biocenosis planctónica, y más directamente el fitoplancton, puede estar
directamente influido por el vertido de nutrientes disueltos y materia orgánica que
aportan los vertidos al mar. Se han tomado muestras en 18 puntos de muestreo, 15 en
un área en el entorno del emisario submarino (E2) y 3 en un transecto situado al
Norte. La zona denominada emisario cubre aproximadamente una superficie de 2,3
Km2 y su centro (salida del emisario E2 está separada unos 3 km de distancia del
transecto control, y en cualquier caso el borde más próximo del área emisario está a
más de dos kilómetros del transecto control. En la figura 10 puede observarse la
distribución espacial de los puntos de muestreo.
Figura 10. Distribución espacial de las estaciones de muestreo para el estudio de la comunidad
fitoplanctonica.
Se ha identificado la presencia de 67 taxones de los que 16 son potencialmente
tóxicos, y de estos 8 están incluidos en la lista de la IOC del 2009. El grupo con mayor
número de taxones en el área del emisario es el de dinoflagelados (31) seguido por el
de diatomeas (23), aunque en el transecto control los valores se igualan y son 11 y 12
respectivamente. Sin embargo, las diatomeas son claramente más abundantes en las
dos zonas y están bastante por encima del número de dinoflagelados y euglenofitas
(figura 11 y tabla 9).
Figura 11. Abundancia media en células por litro para los diferentes grupos de fitoplancton.
Las diferencias entre abundancias medias para la zona del emisario y el punto
control no son significativas para el caso de de las diatomeas, pero sí que lo son para el
resto (dinoflagelados, euglenofitas, clorofíceas y dictyocales, sin embargo las
diferencias son mínimas y son más grandes en las dos áreas al aumentar la
profundidad que entre áreas (figura 12). Esta distribución y las abundancias
observadas no difieren de las observadas en otras zonas de costa cercanas influidas
por los aportes de los humedales costeros como es el caso de Gandia.
Figura 12. Porcentaje de la abundancia de los diferentes grupos de fitoplancton en los 18 puntos de
muestreo.
La tabla 7 que se muestra a continuación muestra la abundancia de los
diferentes taxones en las dos áreas. La comparación de los porcentajes de abundancia
dejan patente que las diferencias no son mínimas para las especies dominantes.
Zona del EMISARIO
ESPECIE
TRANSECTO Control
ABUNDANCIA
%ABUNDANCIA
Bacillariphyceae ni
3480
14,12
Euglena sp.
2440
Bacillaria paxillifera (Müller) Hendey
ESPECIE
ABUNDANCIA
%ABUNDANCIA
Bacillariphyceae ni
1000
24,39
9,90
Navícula spp.
520
12,68
2200
8,93
Amphora spp.
480
11,71
Amphora spp.
Leptocylindrus mediterraneus (H. Peragallo)
Hasle
1760
7,14
300
7,32
1600
6,49
Euglena sp.
Leptocylindrus mediterraneus (H. Peragallo)
Hasle
240
5,85
Achnanthes sp.
1560
6,33
Achnanthes sp.
200
4,88
Navícula spp.
1160
4,71
Eutreptiella gimnastica Throndsen
160
3,90
Hermesinum adriaticum Zacharias
1040
4,22
Pleurosigma sp.
120
2,93
Gymnodinium sp.
920
3,73
Gymnodinium sp.
80
1,95
Heterocapsa sp.
560
2,27
Pyrocystis elegans
80
1,95
80
1,95
Eucampia sp.
560
2,27
Noctilluca scintillans (Macartney) Kofoid &
Swezy
Proboscia alata (Brightwell) Sundström
480
1,95
Coscinodiscus sp.
80
1,95
Diploneis sp.
400
1,62
Ceratium furca Ehrenberg
80
1,95
Fragilariopsis spp.
400
1,62
80
1,95
80
1,95
1,46
Rhizosolenia spp.
Protoperidinium sphaericum (Murray &
Whitting) Balech
Pentapharsodinium tyrrhenicum Zingone et
Marino
Alexandrium sp.
360
1,46
Eutreptiella gimnastica Throndsen
360
80
1,95
Bicosoeca sp.
320
1,30
Bacillaria paxillifera (Müller) Hendey
40
0,98
Pyrocystis elegans
280
1,14
Hermesinum adriaticum Zacharias
40
0,98
Prorocentrum micans Ehrenberg
240
0,97
Diploneis sp.
40
0,98
40
0,98
Scrippsiella sp.
240
0,97
Protoceriatum reticulatum (Claparède &
Lachmann) Butschli
Licmophora spp.
240
0,97
Protoperidinium diabolus(Cleve) Balech
40
0,98
Sphaerocystis sp.
240
0,97
Protoperidinium spp.
40
0,98
Noctilluca scintillans (Macartney) Kofoid &
Swezy
200
0,81
Asteromphalus spp.
40
0,98
Prorocentrum minimum (Pavillard) Schiller
Protoceriatum reticulatum (Claparède &
Lachmann) Butschli
200
0,81
Dinobryon spp.
40
0,98
200
0,81
Centrodinium maximum Pavillard
40
0,98
Coscinodiscus sp.
Thalassionema nitschioides (Grunow)
Merschkowsky
200
0,81
Polykrikos kofoidii Chatton
40
0,98
200
0,81
Planktoniella sp.
40
0,98
Ceratium furca Ehrenberg
160
0,65
Heterocapsa sp.
0
0,00
Gonyaulax pacifica Kofoid
160
0,65
Eucampia sp.
0
0,00
Protoperidinium diabolus(Cleve) Balech
Cylindroteca closterium (Ehrenberg) Reimann
& Lewin
160
0,65
Proboscia alata (Brightwell) Sundström
0
0,00
160
0,65
Fragilariopsis spp.
0
0,00
Rhizosolenia spp.
Protoperidinium sphaericum (Murray &
Whitting) Balech
160
0,65
Alexandrium sp.
0
0,00
120
0,49
Bicosoeca sp.
0
0,00
Protoperidinium spp.
120
0,49
Prorocentrum micans Ehrenberg
0
0,00
Bleakeleya sp.
120
0,49
Scrippsiella sp.
0
0,00
Pleurosigma sp.
120
0,49
Licmophora spp.
0
0,00
Striatella unipunctata (Lyngbye) Agardh
120
0,49
Sphaerocystis sp.
0
0,00
Ceratium longirostrum Gourret
Pentapharsodinium tyrrhenicum Zingone et
Marino
Protoperidinium divergens (Ehrenberg)
Balech
Protoperidinium punctulatum (Paulsen )
Balec
80
0,32
0
0,00
80
0,32
Prorocentrum minimum (Pavillard) Schiller
Thalassionema nitschioides (Grunow)
Merschkowsky
0
0,00
80
0,32
0
0,00
80
0,32
Gonyaulax pacifica Kofoid
Cylindroteca closterium (Ehrenberg) Reimann
& Lewin
0
0,00
Asteromphalus spp.
80
0,32
Bleakeleya sp.
0
0,00
Guinardia striata (Stolterfoth) Hasle
80
0,32
Striatella unipunctata (Lyngbye) Agardh
0
0,00
Hemiaulus hauckii Grunow ex Van Heurck
80
0,32
0
0,00
Halosphaera sp.
80
0,32
0
0,00
Dinobryon spp.
80
0,32
Ceratium longirostrum Gourret
Protoperidinium divergens (Ehrenberg)
Balech
Protoperidinium punctulatum (Paulsen )
Balec
0
0,00
Ceratium arietinum Cleve
40
0,16
Guinardia striata (Stolterfoth) Hasle
0
0,00
Ceratium fusus Ehrenberg
40
0,16
Hemiaulus hauckii Grunow ex Van Heurck
0
0,00
Ceratium karstenii Pavillard 1Cleve 1900)
40
0,16
Halosphaera sp.
0
0,00
Dinophysis rotundata Claparède & Lachmann
40
0,16
Ceratium arietinum Cleve
0
0,00
Dinophysis sacculus Stein
40
0,16
Ceratium fusus Ehrenberg
0
0,00
Dinophysis tripos Gourret
40
0,16
Ceratium karstenii Pavillard 1Cleve 1900)
0
0,00
Diplopsalis asymmetrica Drebes & Elbrachter
40
0,16
Dinophysis rotundata Claparède & Lachmann
0
0,00
Peridinium quinquecorne Abé
40
0,16
Dinophysis sacculus Stein
0
0,00
Podolampas palmipes Stein
Prorocentrum compresum (Bailey) Abè ex
Dodge
40
0,16
Dinophysis tripos Gourret
0
0,00
40
0,16
Diplopsalis asymmetrica Drebes & Elbrachter
0
0,00
Prorocentrum lima (Ehrenberg,) Stein
40
0,16
Peridinium quinquecorne Abé
0
0,00
Prorocentrum triestinum Schiller
40
0,16
0
0,00
Prorocentrum spp.
40
0,16
Podolampas palmipes Stein
Prorocentrum compresum (Bailey) Abè ex
Dodge
0
0,00
Hemidiscus spp.
40
0,16
Prorocentrum lima (Ehrenberg,) Stein
0
0,00
Odontella mobiliensis (Bailey) Grunow
40
0,16
Prorocentrum triestinum Schiller
0
0,00
Chlorophyceae spp.
40
0,16
Prorocentrum spp.
0
0,00
Pyramimonas sp.
40
0,16
Hemidiscus spp.
0
0,00
Centrodinium maximum Pavillard
0
0,00
Odontella mobiliensis (Bailey) Grunow
0
0,00
Polykrikos kofoidii Chatton
0
0,00
Chlorophyceae spp.
0
0,00
Planktoniella sp.
0
0,00
Pyramimonas sp.
0
0,00
Skeletonema costatum (Greville) Cleve
0
0,00
Skeletonema costatum (Greville) Cleve
0
0,00
Tabla 7. Especies y su porcentaje de abundancia en las dos áreas.
Respecto de las características fisicoquímicas de las aguas (tabla 8), es
necesario resaltar que en todos los puntos de muestreo presentaron una
concentración de oxígeno cercana a 7 mg/l y una saturación máxima. Destacan los
gradientes claros desde la playa a mar abierto para los sólidos suspendidos, amonio,
nitratos, fosfatos y clorofila. Aunque todos los valores son relativamente bajos para un
área costera con aportes de aguas superficiales (desembocadura del riu Molinell) y con
aportes de aguas subterráneas abundantes en todo el sector correspondiente al frente
del humedal costero (marjal de Pego-Oliva).
En la tabla 10 se presenta la abundancia (células por litro) de las 16 especies
potencialmente nocivas encontradas en la zona. Ninguno de los valores observados
supone un riesgo puesto que se encuentran por debajo de los valores para los que hay
precedentes en cuanto a efectos tóxicos o dañinos sobre el ecosistema. Los valores de
referencia para iniciar medidas de mitigación o gestión se han obtenido del Manual de
Microalgas Marinas Dañinas (Hallegraef et al., 2003) y son concentraciones de 200 cel
l-1 en el caso de Alexandrium spp, 500 cel l-1 para Gymnodinium spp.,500 cel l-1 para
Dinophysis spp. y Prorocentrum lima, 200000 cel l-1 para Pseudo-nitzschia spp. 500 cel
l-1 para especies neurotóxicas y 200000 para las ictiotóxicas. Sin embargo, es necesario
constatar que el área cercana al emisario, que coincide con la desembocadura del río
Molinell es un área de riesgo puesto que en ella encontramos una variedad elevada de
especies potencialmente nocivas, aunque los valores de abundancia están lejos de
poder implicar problemas de toxicidad.
Por todo lo anteriormente expuesto, parece claro, que si bien el área
considerada como zona de emisario no ha presentado abundancias de fitoplancton
elevadas y sigue unos patrones de distribución espacial similares a los de cualquier
otra zona de costa, se han encontrado bastantes especies potencialmente tóxicas que
podrían generar problemas si los aportes de nutrientes se incrementasen y pudiesen
proliferar sin limitación y en condiciones favorables respecto al resto de especies.
Temperatura
(°C)
Oxigeno
disuelto
(mg/l)
Oxigeno
disuelto Profundidad
(%)
(m)
T1
---
---
---
1,5
8,03
36,5
55,0
1,38
20
S1
---
---
---
1,5
8,08
37,8
56,9
0,89
S2
---
---
---
1,5
7,96
28,9
44,9
Ph
Solidos en Materia
Salinidad Conductividad Clorofila suspension orgánica
(‰)
(mS/cm)
(mg/m3)
(mg/l)
coloreada
Fósforo Fósforo
soluble
total
(µM)
(µM)
Amonio
(µM)
Nitritos
(µM)
Nitratos
(µM)
Silicio
(µM)
0,092
4,07
0,54
7,08
0,79
0,89
6,19
16
0,069
0,59
0,04
0,84
0,13
0,15
2,32
2,83
20
0,438
1,25
0,20
7,78
0,14
0,41
18,03
Nombre Puntos
S3
---
---
---
1,5
8,15
38,3
57,6
1,95
13
0,069
1,24
0,19
1,84
0,14
0,32
2,96
E3
26,7
6,90
105,8
5,4
8,16
38,2
58,1
0,52
8
0,092
<0,10
0,02
0,40
0,09
0,13
5,63
C4
27,4
6,92
107,9
3,8
8,16
38,4
58,6
0,44
6
0,115
0,10
0,01
0,36
0,06
0,13
2,94
C3
27,5
6,97
108,4
4,6
8,17
38,3
58,3
0,60
9
0,115
0,20
0,02
1,62
0,03
0,11
3,22
F1
26,9
6,89
106,1
5,4
8,15
38,4
57,7
0,61
7
0,023
<0,10
0,03
0,66
0,04
0,11
4,75
C1
27,1
6,96
107,9
4,0
8,15
38,3
57,6
0,86
8
0,092
<0,10
0,03
1,10
0,09
0,13
3,92
F2
27,2
6,98
108,5
5,6
8,18
38,5
57,8
0,61
6
0,046
<0,10
0,02
0,71
0,03
0,11
2,81
C2
27,3
6,96
107,9
4,8
8,15
38,5
58,0
0,60
7
0,023
<0,10
0,01
1,14
0,11
0,13
2,05
E2
27,5
6,92
107,7
5,6
8,15
38,5
58,0
0,60
7
0,138
0,50
0,01
2,40
0,09
0,22
5,57
E1
27,2
6,91
107,0
5,4
8,14
38,3
57,5
0,60
9
0,046
1,40
0,35
1,10
0,47
0,53
3,74
F4
27,3
6,97
108,2
6,8
8,16
38,2
57,9
0,66
8
0,023
<0,10
0,02
0,79
0,06
0,11
3,33
T2
27,5
6,89
107,2
5,4
8,16
38,4
57,7
0,61
9
0,115
<0,10
0,02
1,27
0,08
0,14
4,16
T3
27,1
6,91
106,9
6,5
8,15
38,3
57,5
0,52
6
0,069
<0,10
0,03
2,01
0,06
0,13
2,85
F3
26,9
6,92
106,8
5,6
8,15
38,4
57,9
0,67
7
0,092
<0,10
0,02
0,79
0,01
0,10
4,17
F5
27,3
6,99
108,1
7,2
8,12
38,6
57,8
0,60
6
0,046
<0,10
0,02
1,05
0,02
0,13
7,44
Tabla 8. Caracterización del agua asociada a la biocenosis fitoplanctonica
GRUPO
ABUNDANCIA MEDIA (células/l)
MÁXIMA ABUNDANCIA (células/l)
ZONA
EMISARIO
TRANSECTO
CONTROL
MUESTREO
COMPLETO
ZONA
EMISARIO
TRANSECTO
CONTROL
MUESTREO
COMPLETO
317
227
302
560
320
560
1016
960
1007
2760
1720
2760
187
153
181
480
240
480
19
0
16
120
0
120
8
0
7
80
0
80
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
27
13
24
80
40
80
69
13
60
120
40
120
0
0
0
0
0
0
1643
1367
1597
3280
2300
3280
Dinoflagelados
Diatomeas
Euglenofitas
Cloroficeas
Prasinoficeas
Haptofitas
Rafidofitas
Crisofitas
Dictyocales
Criptofitas
Células totales
Tabla 9. Abundancia de grupos fitoplanctónicos (media y máxima) en células por litro en la zona de transecto control y en el área del emisario
Abundancia (células/l)
Taxón
Grupo
Tipo
celular
Daño
S1
S2
S3
C1 C2 C3 C4 E1 E2 E3
80
40
80
Alexandrium sp.
DINO
i
Ceratium fusus
DINO
i
PSP, bf
Fishkilling
Dinophysis rotundata
DINO
i
DSP
Dinophysis sacculus
DINO
i
DSP
Dinophysis tripos
DINO
i
DSP
Gymnodinium spp.
DINO
i/c
bf
Heterocapsa sp.
DINO
i
bf
Noctilluca scintillans
DINO
i
bf
Prorocentrum lima
DINO
i
DSP
Prorocentrum minimum
DINO
i
NTX, bf
Prorocentrum triestinum
DINO
i
bf
Protoceratium reticulatum
DINO
i
STX
Scrippsiella spp.
DINO
i
bf
Cylindrotheca closterium
DIAT
i
bf
120
Thalassionema nitzschioides
DIAT
c
bf
80 120
Eutreptiella gimnastica
FL
i
bf
120 120
F1 F2 F3 F4 F5
T1 T2 T3
40 120
40
40
40
40
200 200 240
40
40 40
40
240 40
120
40
80 40 40
40
40
40
40
40 80 40
40
80
40
200
40
40 80
80
80
40
80
40
40
40
40 40
40
80
80
Tabla 10. Abundancia de especies potencialmente nocivas en los diferentes puntos de muestreo. Grupos taxonómicos: dinoflagelados(DINO), diatomeas (DIAT), rafidofitas
(RAPH), flagelados (FL) y haptofitas (HAPT).Tipo de células: célula individual (i), formando cadenzas o colonias(c); Efectos dañinos: Paralytic shellfish poisoning (PSP),
Diarrhetic shellfish posisoning (DSP), Amnesic shellfish poisoning (ASP), Neurotoxic (NTX), Azasparacid shellfish posinong (AZP), (fish killing) ictiotóxica.
3.4.- Comunidades bentónicas.
La biocenosis bentónica se ha estudiado en una amplia zona de 16 Km2 (figura
13) y en dos puntos más fuera de esa área para determinar un punto de control en LIC
de la Almadrava ya que se consideraba importante evaluar la incidencia futura sobre
un hábitat prioritario como Posidonia oceanica.
Figura 12. Área de estudio de la biocenosis y localización de los puntos de toma de muestras u
observación “in situ”.
La caracterización bionómica realizada a partir de la integración de los recorridos
de prospección realizados en el entorno del emisario submarino, los recorridos
perpendiculares a la costa y las observaciones en los puntos L1 a L10, permiten hacer las
siguientes consideraciones:
La sucesión de comunidades desde la costa es la siguiente:
- 24 -
1.-La franja sublitoral más superficial, desde el litoral hasta 2 metros, que es la zona
afectada por la rompiente está ocupada por arenas y arenas finas no demasiado bien
clasificadas.
2.- La comunidad de Arenas finas bien Calibradas se extiende desde 2-3 hasta 18
metros de profundidad. Aunque es necesario matizar que a partir de 9 metros comienza
un enfangamiento ligero que se acentúa con la profundidad. A partir de 9 metros de
profundidad encontramos multitud de parches ocupados por la fanerógama Cymodocea
nodosa, constante hasta 16 metros de profundidad. Estas praderas de Cymodocea son
laxas como muestra la figura 14.
Figura 13. Praderas de Cymodocea nodosa entre 9 y 16 metros de profundidad
3.- En el punto L9 se ha detectado la presencia de un enclave de coralígeno sobre
mata muerta de Posidonia a 19 metros de profundidad (figura 14).
- 25 -
Figura 14. Concreciones biogénicas que conforman la comunidad de coralígeno, punto L9.
4.- La pradera de Posidonia más cercana al emisario se sitúa en el punto
denominado L10 (figura 15), a una distancia de 4750 metros del emisario de Refresco
Iberia. Este punto situado a 8 metros de profundidad presenta una pradera discontinua
con una cobertura del 60 % y densidades de haces de 280±40 haces/m2. Su estado de
conservación es bueno. La cantidad de epifitos sobre las hojas era alta pero semejante al
que encontramos en las praderas de la zona.
- 26 -
Figura 15. Posidonia oceánica en el punto L10.
5.- La salida del emisario situada a 6 metros de profundidad está ocupada por
arenas finas bien calibradas y se ha realizado un estudio de detalle para evaluar su
influencia estableciendo 5 puntos de muestreo SED1 a SED 5, correspondiendo SED 2 a la
salida del emisario. El análisis cuantitativo de la macrofauna de estos fondos de arenas
finas bien calibradas han dado los siguientes resultados:
En los fondos sedimentarios, entre los que emerge las salidas del emisario , los
organismos dominantes suelen ser los que viven enterrados en el sedimento o se mueven
sobre su superficie. Muchos organismos viven enterrados pero se alimentan en la
superficie del sedimento como Magelona, poliqueto muy abundante en la zona que
podemos ver en la figura 16. Estos fondos presentan una abundancia de organismos muy
alta, como muestran los resultados de la tabla 11, de hasta 3779 individuos por cada
- 27 -
Figura 16. Poliqueto con apéndices que emergen del sedimento.
metro cuadrado. Los grupos faunísticos más abundantes son los poliquetos con
densidades por encima de 2000 ind/m2, seguidos por moluscos bivalvos y crustáceos con
valores entorno a 500 ind/m2. El resto de grupos, otros moluscos, equinodermos, etc
presentan densidades extremadamente bajas en comparación a estos grupos
dominantes
Densidad
Estación
Total
Polychaeta
Bivalvia
Crustacea
SED-1
SED-2
SED-3
SED-4
SED-5
3320
3779
3241
3442
3534
2228
2680
2339
2550
2497
581
574
568
572
649
589
494
434
430
478
2
Tabla 11. Densidad de individuos (in/m ) totales y de las principales clases en cada punto de muestreo.
- 28 -
En la tabla 12 aparece el número de especies registradas en cada punto.
Especies
Estación
Totales
SED-1
SED-2
SED-3
SED-4
SED-5
75
70
63
62
61
Polychaeta Bivalvia Crustacea
43
35
30
31
35
14
15
16
11
12
7
11
10
11
7
Tabla 12. Números de especies totales y de las principales clases en cada punto de muestreo.
No hay demasiadas diferencias entre puntos ni en la composición especifica, ni el
número de especies encontradas, ni en las densidades. Entre las especies de poliquetos
más abundantes, encontramos Owenia fusiformis, Drilonereis filum, Aponuphis grubii,
y Magelona. Muy destacable es la presencia del contingente de carnívoros como
Goniada maculata, Glycera tridactyla y Nephtys hombergii. Entre los bivalvos destaca
Venus casina, Donax semiestriatus, Ensis minor, Tellina tenuis y Tellimya ferruginosa.
Entre los crustáceos destacan el tanaidáceo Apseudes latreilli, los decápodos Diogenes
pugilator, Philocheras trispinosus y Philocheras monacanthus, y el anfípodo Ampelisca
spinipes.
A partir del estudio de estos tres grupos principalmente, en general podemos
concluir que el poblamiento está compuesto mayoritariamente por un contingente de
especies características de fondos de arenas finas bien calibradas y no se percibe la
presencia de especies indicadoras de materia orgánica, por lo que puede descartarse
una afección del emisario sobre el sistema bentónico.
La observación directa del funcionamiento del emisario permite afirmar que
cumple con las características necesarias para no generar una influencia directa sobre
las comunidades bentónicas adyacentes por aporte de materia orgánica. Sin embargo
es inevitable, que las pequeñas afecciones a la comunidad plantónica se acople
indirectamente a la comunidad bentónica.
- 29 -
Por tanto, teniendo en cuenta la nula presencia de especies oportunistas,
indicadoras de materia orgánica e indicadoras de contaminación, nos inclinamos a pensar
que el funcionamiento del tratamiento de las aguas vertidas es adecuado y que no
parece probable una alteración del sistema bentónico como consecuencia de este
vertido.
En conclusión, consideramos que la zona de afección del emisario se encuentra en
una situación de calidad ambiental relativamente alta, dentro del rango esperable para
una comunidad de este tipo. En general, el estado de conservación de las comunidades
bentónicas, praderas de Cymodocea y sobre todo Posidonia oceanica es bueno y no
parece que exista ninguna afección como consecuencia del vertido realizado desde el
emisario submarino de Refresco Iberia.
3.5.- Estado de conservación y funcionamiento del emisario submarino de Refresco
Iberia.
Tras la localización del punto de salida del vertido se realizo un recorrido a lo largo
de su trazado hasta tierra. El emisario está totalmente cubierto por arena en todo su
trazado excepto en el punto de vertido. El tramo final presenta una bifurcación que acaba
en dos salidas con 4 difusores plásticos en cada salida (figura 17). La salida situada más al
norte (figura 17 A y B) sobre sale unos 60 centímetros sobre el lecho marino, mientras
que la situada más al Sur (figura 17 C), a unos 8 metros de distancia, queda más cerca del
sedimento. Entre ambas salidas, posiblemente en la zona de bifurcación está situado el
muerto de señalización (figura 17 D)
- 30 -
Figura 17. Salida del emisario submarino de Refresco Iberia.
En las cercanías, a unos 50 metros al norte se pueden encontrar unas estructuras
de protección (figura 18) que emergen del sustrato pero no hay vertido en ese punto.
La revisión del sedimento del trazado nos permite afirmar que la tubería mantiene
su integridad puesto que no se han detectado fugas, que serían detectables en el
sedimento al formarse excavaciones generadas por el flujo en el punto de rotura. Se filmo
el emisario en funcionamiento y no se han detectado anomalías.
- 31 -
- 32 -
HOJA DE VISADOS
Informe concluido en el Grau de Gandia a 28 de noviembre del 2012.
Fdo.: Miguel Rodilla Alamá
Profesor Titular de Universidad
Departamento de Ingeniería Hidráulica y Medio Ambiente
El INSTITUTO DE INVESTIGACIÓN PARA LA GESTIÓN INTEGRADA DE ZONAS
COSTERAS (IGIC) mantiene una estricta confidencialidad en todos los trabajos
realizados.
- 33 -