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Vol. 6
G u ía Téc n i c a d e P reservación en Biblio t e c a s
EVALUACIÓN Y SELECCIÓN DE PRODUCTOS PARA
EL CONTROL DEL BIODETERIORO EN LOS FONDOS
HISTÓRICOS DE LA BIBLIOTECA NACIONAL DE COLOMBIA
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Gu í a Té c n i c a d e P reservación en Bibliotec as
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1. Resumen
2. Introducción
3. Planteamiento del problema y justificación
4. Objetivos
5. Marco teórico
6. Metodología
7. Resultados y discusión
8. Conclusiones y recomendaciones
9. Bibliografia
10. Anexos
Artículos/Aydee Camila Vargas Ángel
Biblioteca Nacional de Colombia
Diseño gráfico/Diagramación/Ilustración
Sebastian Rojas Acero
Taller Digital/Conservación
Guía Técnica para la Preservación en Bibliotecas
©Biblioteca Nacional de Colombia – 2011
Ministerio de Cultura
Biblioteca Nacional de Colombia
Calle 24 No. 5-60
(57+1) 3816464
Bogotá, Colombia.
www.bibliotecanacional.gov.co
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El papel es objeto de numerosos factores de deterioro biótico y abiótico, que pueden causar la degradación irreversible de importantes
documentos y obras de arte gráfica, consolidadas como patrimonio documental. Muchos agentes químicos y físicos pueden favorecer estos
procesos y los microorganismos, en especial los hongos filamentosos, juegan un papel importante en el biodeterioro de este soporte. Es por
ello que el grupo de Conservación de la Biblioteca Nacional de Colombia centra su acción en la conservación del patrimonio bibliográfico
y documental mediante la implementación de medidas preventivas y de conservación interventiva de manuscritos, encuadernaciones,
impresos, entre otros.
Así, este trabajo propuso evaluar agentes químicos para el control del biodeterioro en dos fases. La primera en respuesta a la eliminación de
los microorganismos (tres morfotipos de hongos filamentosos: Cladosporium Morfotipo 1, Penicillium Morfotipo 6, Aspergillus Morfotipo
1, un morfotipo de levadura: Rhodotorula mucilaginosa y un morfotipo de Bacilos esporulados Gram positivos RI0020) como agentes
causales del biodeterioro a través de la evaluación de agentes químicos con la metodología de Dilución-Neutralización propuesta en
las Normas Técnicas Colombianas 5540 y 5473, y la segunda estableciendo los posibles cambios físico-químicos que podían
generarse en el soporte papel como efecto secundario por la aplicación del producto, por medio de la evaluación
del cambio cromático y la cuantificación de azúcares reductores por la técnica del ácido 3,5-dinitrosalicílico,
como indicador de la degradación del soporte.
Las pruebas de laboratorio evidenciaron que los amonios cuaternarios (QAS) son agentes
microbicidas eficaces frente a los cinco microorganismos evaluados, el Enilconazol
presenta buena actividad frente a hongos filamentosos y la bacteria Gram
positiva, y el Etanol 75% manifiesta su efecto únicamente sobre hongos,
por el contrario, la Plata coloidal presenta un bajo espectro mostrando
actividad exclusivamente sobre el hongo xerófilo Aspergillus morfotipo 1
y la levadura. Respecto a las pruebas físico-químicas, se encontró que
los QAS generan cambios cromáticos en el papel manual y que
ningún agente químico genera degradación del soporte;
por ello, las posibles correlaciones entre la composición
del papel y la del agente químico se presentan y
discuten.
Concluyendo, todos los productos evaluados presentaron actividad al menos frente a dos de los microorganismos con los
que se enfrentaron, sin embargo, se
evidenció que los QAS son los más
efectivos. Por ello, se puede optar
por su uso en los procesos de
saneamiento documental en
soporte tipo papel industrial.
Para los procesos de saneamiento sobre papel manual
se puede considerar el uso
de Clinafarm spray.
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2. INTRODUCCIÓN
Colombia posee un patrimonio documental rico, variado y valioso, conformado por manuscritos y algunos
de los primeros libros impresos en Europa y América, periódicos, revistas, libros publicados hoy, fotografías,
mapas, partituras, grabados, folletos, vídeos, discos, cintas e inclusive publicaciones digitales de años recientes
(Biblioteca Nacional, 2009).
De la materialidad de las unidades documentales, el soporte más representativo es el papel, material que
presenta alta susceptibilidad frente a factores ambientales, biológicos, químicos y físicos. El biodeterioro de
este soporte puede evidenciarse por la presencia de manchas, debilitamiento y faltantes estructurales, que
pueden llevar a la pérdida total o parcial del documento (Archivo General de la Nación, 2010).
La Biblioteca Nacional de Colombia actualmente trabaja en el Programa Nacional de Preservación (PNP)
derivado del Decreto 763 del 2009 por el cual se reglamenta parcialmente la Ley 397 de 1997, modificada por
la Ley 1185 de 2008 y la Ley 814 de 2003 en lo pertinente al Patrimonio Cultural de la Nación de naturaleza
material y al Régimen Especial de Protección de los Bienes de Interés Cultural, que tiene como objetivo
formular las directrices y el manejo para la salvaguarda y conservación de la memoria documentada que
en cualquier soporte custodian bibliotecas tanto públicas como patrimoniales del país. En ese contexto, el
Grupo de Conservación de la Biblioteca Nacional de Colombia ha encaminado esfuerzos para el desarrollo
de investigaciones en el control de los diversos factores que atentan contra el documento como registro
testimonial de la información.
De acuerdo con lo anterior se llevo a cabo la investigación conjunta con la Pontificia Universidad Javeriana
sobre el biodeterioro de las unidades documentales del Fondo Anselmo Pineda, ésta permitió conocer los
diferentes microorganismos (hongos, levaduras y bacterias) implicados en la degradación del material, y
se constituyó en el insumo para establecer el banco de cepas del laboratorio del Grupo de Conservación
de la Biblioteca Nacional, el cual cuenta con aproximadamente 57 diferentes morfotipos de hongos, siendo
los filamentosos los más representativos. El trabajo de aislamiento y conservación es una tarea permanente
que ha permitido obtener nuevos microorganismos como bacterias, a partir de unidades con indicadores de
biodeterioro.
En ese escenario, y considerando que los microorganismos son un factor relevante de deterioro y generan
afecciones en la salud de los funcionarios, el siguiente trabajo se llevo a cabo con el fin de evaluar diferentes
agentes químicos como productos de control para el biodeterioro, conociendo la microbiota causante del
deterioro de las unidades bibliográficas de la Biblioteca Nacional y evaluando además posibles efectos
secundarios de éstos sobre la materialidad de los soportes.
Igualmente, es un trabajo que contribuye en gran medida, a la mejora continua de los procedimientos en el
ámbito de saneamiento documental, al apoyar la implementación del programa de rotación de productos
desinfectantes, reducir el impacto ambiental por el uso inadecuado de los mismos y reducir los costos para la
entidad, al conocer los productos de síntesis química más eficicaces (menor concentración).
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3. PLANTEAMIENTO
DEL PROBLEMA Y
JUSTIFICACIÓN
En las bibliotecas se conocen las constantes amena-
zas que generan las condiciones ambientales de los
depósitos, los diferentes tipos de contaminación, las
prácticas inadecuadas de almacenamiento, consulta y reproducción, entre otros (Biblioteca Nacional,
2009); sin embargo, no se suelen tomar las medidas
de control necesarias. En ocasiones estos espacios
ofrecen las condiciones microclimáticas (temperatura y humedad) adecuadas para el crecimiento de
microorganismos e insectos y además debido a la
naturaleza orgánica del papel, sustrato ideal para diferentes organismos, dichos lugares contribuyen a
la proliferación de los mismos, siendo los hongos los
microorganismos más comúnmente encontrados
(Nieves et al., 2009). Los hongos son capaces de hidrolizar una gran variedad de polímeros, incluyendo
la celulosa, como resultado de su eficiente complejo enzimático (Da Silva et al., 2006); así, los hongos
celulolíticos pueden utilizar el papel como sustrato
cuando se presentan condiciones medioambientales favorables consiguiendo destruir este soporte en
corto tiempo y este proceso se conoce como biodeterioro (Adamo et al., 2003).
Ante situaciones como ésta, que amenazan
permanentemente las colecciones, es necesario
desarrollar acciones preventivas y correctivas que
incluyan, además de la preservación de la salud
de los funcionarios y usuarios de las bibliotecas, la
conservación de las colecciones bibliográficas y
documentales. Específicamente frente al problema
del biodeterioro, el grupo de Conservación de la
Biblioteca Nacional implementó durante los últimos
años el uso del agente antimicrobiano Timsen, para
realizar procesos de saneamiento documental, en
forma masiva y puntual, de acuerdo con el nivel de
afectación de cada unidad bibliográfica.
Aunque el Timsen, como amonio cuaternario,
presenta ventajas en su uso como agente
desinfectante sobre las unidades bibliográficas, su
permanente utilización en los últimos años, como
el de cualquier otro agente microbicida, ha podido
generar un problema, pues la constante presión
sobre los microorganismos puede desencadenar
mecanismos de resistencia, y no sólo es una dificultad
en la Biblioteca, lo es en general en el campo de
la conservación de bienes culturales, ya que este
producto se ha empleado indiscriminadamente.
Esta particularidad se ha evidenciado en las rutinas
de control de calidad post tratamiento del material
documental, donde se ha observado crecimiento
de colonias bacterianas y fúngicas luego de una
semana de intervención.
Aunado a lo anterior, el personal del Grupo de
Conservación y Restauración de la Biblioteca
Nacional de Colombia desconocía alternativas a este
desinfectante y cuál era la concentración efectiva
del producto para tratamientos de biodeterioro e
inclusive de saneamiento ambiental.
De acuerdo con lo anterior, es importante señalar
que como medida preventiva en varios sectores
industriales como el de alimentos, hospitales, entre
otros, se ha implementado el programa de rotación
de desinfectantes, siendo esta la mejor medida para
evitar la aparición de fenómenos de adaptación y
resistencia microbiana, especialmente cuando se
define una situación de riesgo con la permanencia
de microorganismos después de los procesos de
saneamiento.
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Así, este proyecto no sólo se propuso evaluar este
amonio cuaternario sobre la microbiota propia
de la Biblioteca Nacional de Colombia (bacterias,
hongos filamentoso y levaduras), establecer su
concentración de trabajo y así verificar su efectividad,
sino además evaluar otros productos de control de
síntesis química: Clinafarm spray®, Wescosan®, Plata
coloidal y Etanol 75% como alternativa para eliminar
los microorganismos y que no generen efectos
secundarios sobre los materiales constitutivos del
papel, percibidos en cambios en la resistencia de su
estructura, variaciones en el pH y otros efectos en
las propiedades físico-químicas.
De esta manera, los resultados de la investigación
contribuyen a formular alternativas de productos
para implementar el programa de rotación de
desinfectantes en la Biblioteca, para ejecutar las
tareas de saneamiento documental y ambiental
siguiendo una metodología idónea, en miras de
asistencia técnica pertinente en esta materia para
las bibliotecas a nivel local y regional del país.
4. OBJETIVOS
4.1. Objetivo General
Evaluar cinco agentes microbicidas para el control
del biodeterioro de las unidades documentales en
soporte papel de la Biblioteca Nacional de Colombia,
considerando los posibles efectos secundarios sobre
el material.
4.2. Objetivos específicos
4.2.1.
Evaluar la susceptibilidad de los
microorganismos aislados con mayor frecuencia de
los fondos documentales de la Biblioteca Nacional de
Colombia frente a cinco agentes químicos: Timsen,
Clinafarm®, Wescosan®, Plata coloidal y Etanol al
75% de acuerdo con la metodología establecida en
la normatividad vigente (Dilución-neutralización).
4.2.2. Evaluar los posibles efectos secundarios de
los productos de control sobre el papel, mediante
pruebas físico-químicas como medición de cambios
cromáticos y de azúcares reductores como indicador
de la degradación del soporte.
5. MARCO TEÓRICO
5.1.
Biocidas aplicados en el campo de la
conservación y restauración del Patrimonio
Documental.
Las fuentes históricas constituyen la materia prima
de la historia. Comprenden todos los documentos,
archivos y objetos que trasmiten una información
significativa referente a los hechos que han tenido
lugar, especialmente en el pasado, los cuales han
sido salvaguardados en variedad de soportes a lo
largo del tiempo (Pascual, 2010). Así, se demuestra
que el valor que los documentos representan es
muy grande y por ello surge el interés de conservar
y preservar ese legado, pues así se logran transmitir
los testimonios de la historia que se han desarrollado
con los años.
El deterioro biológico de los documentos constituye
uno de los motivos de pérdida de información
y para enfrentar este problema han surgido
diferentes metodologías, para la identificación de
los agentes causales y su control; ejemplo de ello
son la microscopía electrónica de barrido (Guiamet
et al., 2011), espectroscopia FTIR (Zotti et al., 2008),
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implementación de radiaciones gamma (Da Silva
et al., 2006,), tratamiento con diferentes productos
como mezclas de metil y propil parabenos (Neves
et al., 2009), compuestos antifúngicos (BHT, BHA,
azoles) e inhibidores de la quitinsintasa (Fabrii et al.,
1997), entre otros.
Uno de los agentes químicos de mayor empleo en
las décadas de los 80’s y 90’s fue el timol, usado en
forma cristalina como sólido sublimable. Diversos
estudios indican que no elimina los propágulos de
hongos ni las células bacterianas, puede ocasionar
alergias e irritación en las vías respiratorias y
además se le atribuyen efectos cancerígenos. Otros
químicos como o-fenilfenol (OFF), formaldehido,
p-formaldehido, pentaclorofenol, óxido de etileno
y etanol al 70% también fueron ampliamente
utilizados, sin embargo, su alta toxicidad, al igual
que la del timol, y la baja efectividad del etanol al
70% contra bacterias, descartó su uso (Valentin,
2005; Tiano, 2002).
En la actualidad, se ha recurrido al uso de agentes
químicos fungicidas y bactericidas aplicados por
imprimación, baño o por cámaras de gas. Sin
embargo, numerosos trabajos evidencian que
algunos de los microbicidas aún usados producen
cambios en las propiedades físico-químicas de
los soportes y son agentes capaces de ocasionar
problemas medioambientales y de salud (Valentin,
2005). Por ello, se hace evidente la necesidad de
evaluar agentes químicos responsables con el medio
ambiente, efectivos en su propósito de biocontrol
y que además no generen ningún impacto sobre
los documentos históricos. Específicamente en la
Biblioteca Nacional, el biodeterioro se ha tratado en
forma puntual por imprimación, localmente sobre
las zonas afectas.
5.2. Biocidas
En general biocida, es un término que describe
agentes químicos usualmente de amplio espectro
que inactivan microorganismos. Son moléculas
orgánicas o inorgánicas utilizadas para desinfectar,
sanitizar o esterilizar objetos y superficies, y para
preservar materiales del proceso de degradación
microbiológica (Chapman, J, 2003; McDonnell &
Russell, 1999).
Los antisépticos son biocidas o productos
que destruyen o inhiben el crecimiento de
microorganismos en un tejido vivo, y los
desinfectantes son igualmente biocidas pero
generalmente son productos aplicados en objetos
inanimados o superficies (McDonnell, G & Russell,
D, 1999). Entre los factores que afectan la actividad
antimicrobiana de los biocidas se encuentran el
tiempo de contacto, la concentración, la temperatura,
el pH, la presencia de materia orgánica y el tipo
de microorganismo, considerando que existen
diferencias en la estructura y fisiología de cada uno
de ellos (Russell, A.D, 2003).
De esta manera, los mecanismos de acción de los
biocidas pueden dividirse en cuatro categorías: (i)
los biocidas oxidativos participan en reacciones
de oxidación mediada por radicales de la materia
orgánica, (ii) agentes electrofílicos que incluyen
iones inorgánicos como la plata, cobre y mercurio
y biocidas orgánicos como el formaldehido y las
isotiazolinonas, (iii) biocidas catiónicos como los
amonios cuaternarios y alcoholes, que desestabilizan
la membrana conduciendo a la rápida lisis celular y
finalmente, (iv) agentes protonóforos, como algunos
ácidos débiles como el sórbico y benzoico, que
interfieren con la habilidad de la membrana celular
para mantener el balance de pH, resultando en
acidificación del interior de las células e interrupción
del metabolismo (Chapman, J, 2003).
5.2.1. Alcoholes
Los alcoholes presentan actividad antimicrobiana
de amplio espectro contra bacterias en su forma
vegetativa, virus y hongos, pero no tienen acción
esporicida, pueden inhibir la esporulación y la
germinación de esporas, pero este efecto es
reversible. Por no ser esporicidas los alcoholes
no son recomendados para esterilización, pero
son ampliamente utilizados para desinfección de
superficies y tejidos vivos. Bajas concentraciones
también se utilizan como preservantes y para
potencializar la actividad de otros biocidas.
Generalmente la actividad antimicrobiana de los
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alcoholes es baja a concentraciones por debajo
del 50% y óptima en el rango de 60 a 90%. Su
mecanismo de acción se basa en el daño a la
membrana celular y denaturación de proteínas que
conduce a la interrupción del metabolismo y lisis
celular (McDonnell, G & Russell, D, 1999).
5.2.2. Aldehídos
Están incluido dentro de los agentes electrofílicos,
que reaccionan covalentemente con nucleófilos
celulares, inactivando enzimas. Su acción se dirige
a bacterias esporuladas y no esporuladas, afectando
las uniones intermoleculares de los grupos aminos
de las proteínas bacterianas (Russell, 2003).
antisépticos y desinfectantes durante mucho
tiempo. Su mecanismo de acción se basa en el
daño a la membrana celular conduciendo a la
lisis y fuga de los constituyentes intracelulares
(McDonnell, G & Russell, D, 1999). Específicamente,
los vapores de timol (compuesto fenólico) fueron
ampliamente utilizados en labores de conservación
y control del biodeterioro, sin embargo, debido a
los riesgos que representan para la salud humana
y a los efectos deletéreos causados en los soportes,
fueron reemplazados por otro tipo de compuestos
(Rakotonirainy & Lavédrine, 2005).
5.2.5. Amonios cuaternarios
Las sales de plata y otros metales pesados como el
cobre actúan sobre los grupos funcionales de las
enzimas fúngicas, causan la liberación de iones de
potasio del plasma y membrana citoplasmática. Los
iones de plata pueden interactuar con los ácidos
nucleídos específicamente las bases nitrogenadas
del DNA (McDonnell, G & Russell, D, 1999).
Los compuestos de amonio cuaternario (QAS)
representan una familia de compuestos
antimicrobianos, considerados como agentes activos
catiónicos potentes por su actividad desinfectante,
ya que son activos frente a bacterias Gram positivas
y Gram negativas, hongos y virus (Buffet-Bataillon
et al.; 2011). Tienen como estructura básica al ión
amonio (NH4), la cual al ser modificada, da lugar a
las diferentes generaciones y su acción es atribuida
a la inactivación de enzimas, desnaturalización de
proteínas esenciales y la rotura de la membrana
celular.
La Plata coloidal fue evaluada al resultar ser una
opción como producto innovador en el área de
conservación documental en el país, pues su uso
se ha visto encaminado al tratamiento de aguas y
patologías humanas. Es eficaz frente a un amplio
rango de bacterias (Gram positivas y Gram negativas),
hongos filamentosos y levaduras. Frente a su acción,
se han propuesto diferentes mecanismos como la
inhibición de las enzimas implicadas en el proceso
respiratorio de óxido-reducción celular, interacción
con radicales tipo tiol presentes en membrana
celular, modificación en el transporte celular de K+ e
interacción con el ADN causando daño en los ácidos
nucleicos (Chamakura, 2011).
El Timsen, actualmente utilizado en los procesos
de saneamiento llevados a cabo en la Biblioteca, es
una sal mejorada de amonio con elevada actividad
microbiocida, compuesto altamente estable,
desprovisto de olor y en soluciones preparadas es
incoloro (BAM, s.f.). Según la Agencia Internacional
para la Investigación sobre el Cáncer y la
Administración de Salud y Seguridad Ocupacional, el
Timsen no es carcinogénico, no es irritante ni emana
gases, rompe la tensión superficial en un 56% por
lo que proporciona un gran poder de penetración
y además es 100% biodegradable (Alvarado et al.,
2010).
5.2.3. Compuestos de Plata
5.2.4. Fenoles
Debido a su actividad antimicrobiana, los
compuestos fenólicos han sido utilizados como
Wescosan® es un desinfectante catiónico a base de
amonio cuaternario de cuarta generación. El dimetil
di-octil-decil cloruro de amonio combinado con
glutaraldehído y glioxal otorgan al producto un gran
poder microbicida, resistencia a materia orgánica,
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menor producción de espuma y mayor capacidad
de biodegradación (West químicos, 2010).
6.1. Microorganismos de
prueba - Criterios de inclusión
5.2.8. Azoles
La actividad microbicida de los cinco agentes
fue evaluada frente a tres morfotipos de hongos
filamentosos: Cladosporium Morfotipo 1, Penicillium
Morfotipo 6, Aspergillus Morfotipo 1, un morfotipo
de levadura: Rhodotorula mucilaginosa y un
morfotipo de Bacilos esporulados Gram positivos
RI0020.
Los azoles forman una familia heterogénea de
fármacos que comparten la presencia de un
anillo azólico central y con ello el mecanismo de
acción antifúngico, que consiste en la inhibición
de la síntesis del ergosterol. Estos actúan sobre los
sistemas enzimáticos dependientes del citocromo
P450, lo que interfiere en el metabolismo del
lanosterol llevando a una disminución del ergosterol
y, de forma secundaria, a un acúmulo de esteroles
anómalos (esteroles 14-alfa-metilados) (Howard,
2006).
Clinafarm spray® es un producto que contiene
Enilconazol, un compuesto fungicida azol que inhibe
la síntesis del ergosterol por el bloqueo en la acción
de 14-alfa-demetilasa. Fue seleccionado debido a
que los principales contaminantes sensibles a este
compuesto son hongos tales como Aspergillus,
microorganismos ampliamente recuperados de
los ambientes y unidades documentales de la
Biblioteca, aunque también se ha demostrado
que posee actividad contra cocos y bacilos Gram
positivos (Dragpharma, 2003).
6. METODOLOGÍA
La metodología que se desarrolló está basada en
la normatividad existente para la evaluación de
desinfectantes químicos según AOAC International
(Asociación oficial de Químicos Analistas), AFNOR
(Association Française de Normalisation) e ICONTEC
(Instituto Colombiano de Normas Técnicas y
Certificación) bajo las Normas Técnicas Colombianas
5540 y 5473.
Dichos microorganismos, fueron aislados a partir de
los fondos documentales de la Biblioteca Nacional
de Colombia por lo que son considerados agentes
deteriorantes propios de las colecciones; la mayoría
de estos corresponden a hongos filamentosos,
siendo los géneros de mayor frecuencia de aparición
Penicillium sp., Aspergillus sp. y Cladosporium
sp, como se reporta en el estudio realizado por
Manrique y Patiño (2011). Así mismo, la levadura
Rhodotorula mucilaginosa y la bacteria Gram
positiva esporulada fueron aisladas a partir de
documentación con indicadores de biodeterioro
sugiriendo su participación en el deterioro del
material bibliográfico custodiado por la Biblioteca
Nacional de Colombia.
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6.2. Evaluación de la actividad microbicida de los
agentes químicos: Timsen, Clinafarm®, Wescosan®,
Plata coloidal y Etanol 75%
6.2.1.
ensayo
Preparación del Inóculo - Suspensión de
6.2.1.1. Bacterias y Levaduras
Se realizaron suspensiones de los microorganismos
en solución de cloruro de sodio - triptona (Anexo 2)
con ayuda de perlas de vidrio y agitador Vortex. El
número de células en la suspensión se ajustó a un
valor comprendido entre 1,5 x 108 UFC/ml y 5,0 x
108 UFC/ml para el inóculo bacteriano y de 1,5 x
107 UFC/ml y 5,0 x 107 UFC/ml para el inóculo de
levaduras, mediante espectrofotómetro (longitud
de onda 620nm) conociendo que los valores idóneos
de la densidad óptica se encuentran entre 0,150 y
0,460 para el inóculo bacteriano y de 0,200 y 0,350
para el inóculo de levaduras – NTC 5540 y NTC 5473
(ICONTEC, 2007).
Posteriormente, para evaluar la viabilidad, se realizó
recuento de células a partir de diluciones seriadas,
sembrando en superficie las diluciones 10-6 y 10-7
sobre medio TSA (bacterias), y 10-5 y 10-6 sobre
medio MEA (levaduras) por triplicado. Las placas se
incubaron a 30 ± 1 °C durante 20h-48 h.
6.2.1.2. Hongos Filamentosos
Se realizaron suspensiones de los microorganismos
en solución estéril de polisorbato 80 al 0,05 % y se
verificó bajo microscopio la ausencia de micelio y
propágulos germinados. El número de células en
la suspensión se ajustó a un valor comprendido
entre 1,5 x 107 conidios/ml y 5,0 x 107 conidios/
ml, estimando el número de células por medio de
cámara de New Bauer - NTC 5540 (ICONTEC, 2007).
Luego se realizó recuento para evaluar la viabilidad
de las células, a partir de diluciones seriadas y
sembrando en superficie las diluciones 10-5 y 10-6
sobre medio MEA para los hongos Penicillium
Morfotipo 6 y Cladosporium Morfotipo 1 y sobre
DG-18 para Aspergillus Morfotipo 1, por triplicado.
Las placas se incubaron a 30 ± 1 °C durante 72h-96h.
Pasado el tiempo de incubación se realizó el
recuento de UFC.
6.2.2. Soluciones de ensayo del
producto
Las soluciones de ensayo del producto se prepararon
a diferentes concentraciones partiendo de la solución
concentrada del producto (Timsen, Clinafarm
spray®, Wescosan®). Las diferentes concentraciones
correspondieron a: 1) la indicada por el fabricante;
2) una concentración por encima que corresponde
al doble de la indicada en la etiqueta del producto
y 3) una concentración por debajo que corresponde
a la mitad de la recomendada. El solvente utilizado
fue agua destilada. Estas soluciones del producto de
ensayo se prepararon a una concentración 1,25 veces
mayor de la deseada, pues durante el procedimiento
el producto resulta diluido en un 80%.
Como excepción, la Plata coloidal se evaluó una
única concentración, partiendo del hecho de que el
producto ya venía listo para usar.
6.2.3. Actividad microbicida
de los agentes químicos
comerciales
6.2.3.1. Condiciones
experimentales
a) Temperatura (°C): La temperatura obligatoria
del ensayo fue de 20 °C (NTC 5540 y 5473)
b) Tiempo de contacto (t, min): El tiempo de
contacto obligatorio fue de 60 min (NTC 5540
y 5473); los tiempos de contacto adicionales
correspondieron a 15 min y 30 min ± 10s.
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c) Neutralizantes: el agente neutralizador que
se utilizó tanto para los compuestos de amonio
cuaternario como para el azol y la plata coloidal
fue el recomendado por las NTC 5540 y NTC
5473 correspondiente a Polisorbato 80- LecitinaHistidina (ICONTEC, 2007) (Anexo 2).
6.2.3.2. Método de diluciónneutralización
Para determinar la concentración de producto que
tiene acción microbicida, se preparó una solución
con 1,0 mL del inóculo microbiano, 1,0 mL de
solución Cloruro de sodio -Triptona y 8,0 mL de una
de las soluciones de ensayo del producto en un tubo
estéril. Ésta se mantuvo a temperatura controlada de
20 ± 1 °C para el tiempo de contacto seleccionado t.
Transcurrido el tiempo t, se tomó 1,0 mL de la mezcla
de ensayo y se transfirió a un tubo contenido con
1,0 mL de agua destilada y 8,0 mL del neutralizador.
La temperatura se mantuvo controlada a 20 ± 1 °C.
Después de un tiempo de neutralización de 5min ±
10s, se tomó una muestra de la mezcla de ensayo
neutralizada y se sembró en superficie: bacterias:
TSA y hongos filamentosos y levaduras: MEA y DG18, por triplicado. Las placas fueron incubadas a
25 ± 1 °C por 72-96 horas en el caso de los hongos
filamentosos, a 30 ± 1°C por 42-48 horas para las
levaduras y a 30 ± 1°C por 24 horas para las bacterias.
Después del tiempo de incubación, se realizó el
recuento de UFC y los datos fueron enfrentados
contra los resultados de viabilidad.
Bajo las mismas condiciones se evaluaron todas las
soluciones de ensayo del producto.
tomó una alícuota de esta mezcla y se sembró en
superficie: bacterias: TSA y hongos filamentosos y
levaduras: MEA y DG-18, por triplicado. Las placas
fueron incubadas a 25 ± 1 °C por 72-96 horas en el
caso de los hongos filamentosos, a 30 ± 1°C por 4248 horas para las levaduras y a 30 ± 1°C por 24 horas
para las bacterias. Pasado el tiempo de incubación se
realizó el recuento de UFC. Los resultados obtenidos
fueron comparados con los datos de viabilidad.
6.2.3.4. Verificación de la
ausencia de toxicidad del
neutralizador frente a los
microorganismos de trabajo
Para cerciorarse de que el agente neutralizador
por si solo no causara ningún efecto sobre los
microorganismos de prueba, se mezcló 8,0 mL de
neutralizador y 1,0 mL de agua destilada en un
tubo estéril, al cual se añadió 1,0 mL de suspensión
del microorganismo ajustada a 102 células/mL.
La temperatura se mantuvo controlada a 20 ± 1
°C durante 5 min ± 10 s. Transcurrido el tiempo, se
tomó una alícuota de esta mezcla y se sembró en
superficie, por triplicado. Las placas se incubaron a
25 ± 1°C por 72-96 horas en el caso de los hongos
filamentosos, a 30 ± 1°C por 42-48 horas para
las levaduras y a 30 ± 1°C por 24 horas para las
bacterias. Pasado el tiempo de incubación se realizó
el recuento de UFC.
Los resultados obtenidos fueron comparados con
los datos de viabilidad.
6.2.3.3. Prueba del neutralizador
6.2.4. Verificación de la actividad
microbicida del Etanol 75%
Para comprobar que el neutralizador lograba
detener la acción del producto, se mezclaron
partes iguales de una de las soluciones de ensayo
del producto con el neutralizador (4,0 mL).
Seguidamente, se añadieron 2,0 mL de suspensión
del microorganismo ajustada a 102 células/mL.
La temperatura se mantuvo controlada a 20 ± 1°C
durante 5 min ± 10 s. Transcurrido el tiempo, se
Para evidenciar el efecto microbicida que posee el
etanol 75%, usado como solvente de los productos
a evaluar en los procesos de saneamiento llevados a
cabo en la Biblioteca Nacional de Colombia, se evaluó
su actividad utilizando la metodología descrita en
el numeral 6.2.3.2. Esto permitió relacionarlo como
posible agente potenciador de los demás productos
usados en los procesos de saneamiento.
conservamos 12
6.2.5. Interpretación de los
resultados
La actividad microbicida de los agentes químicos
comerciales se calculó bajo los parámetros
establecidos por la normatividad Internacional
vigente, trazable a las NTC en Colombia.
Así, para cada concentración del producto y cada
condición experimental, se calculó la Reducción
(Log R) en el número de UFC/mL en la suspensión del
ensayo N. Seguidamente, para cada microorganismo
del ensayo, se registró la concentración más baja del
producto que cumplió con un Log R= 4 en el caso
de actividad fungicida y Log R= 5 para la actividad
bactericida (NTC 5540 Y 5473).
La concentración más baja del producto activo frente
al microorganismo, es la concentración microbicida
determinada según la normatividad.
6.3. Pruebas Físico químicas
para establecer posibles efectos
secundarios sobre el soporte
Para llevar a cabo la evaluación de los posibles
efectos secundarios que el agente químico podría
generar sobre el papel, se utilizaron patrones de
soporte en papel manual e industrial suministrados
por los restauradores del grupo de conservación de
la Biblioteca Nacional de Colombia. Los productos
utilizados para llevar a cabo estos ensayos fueron
seleccionados de acuerdo con los resultados
obtenidos bajo el numeral 6.2.
6.3.1. Selección del material en
soporte papel para los ensayos
Para llevar a cabo los ensayos físico-químicos se
utilizaron dos tipos de papel (manual e industrial)
sin técnicas de registro. La selección del material
fue aleatoria y se tuvo en cuenta que estuvieran
libres de cualquier signo de biodeterioro y fueran
lo más homogéneas. La medida establecida para las
probetas o muestras de papel correspondió a 3cm
x 5cm.
6.3.2. Envejecimiento acelerado
de las muestras de papel
Para simular el envejecimiento natural de los
soportes tipo celulósico, como el papel, las muestras
fueron sometidas a envejecimiento acelerado
(Norma Tappi T453) considerando el parámetro
temperatura, pues es uno de los principales factores
abióticos que pueden modificar las matrices en
condiciones inadecuadas de almacenamiento. Esta
etapa se desarrolló en el Laboratorio del Grupo de
Conservación y Restauración del Archivo General
de la Nación bajo la asesoría de la Química Natalia
Delgado.
Las muestras fueron puestas en contacto con los
agentes químicos por imprimación. La concentración
del producto utilizada fue seleccionada bajo los
resultados obtenidos en la primera fase del proyecto
correspondiente a la evaluación de la actividad
microbicida de los agentes químicos. Se aseguró en
todos los casos de tener una muestra de papel sin
desinfectante como control.
Para el envejecimiento, las muestras se dispusieron
en el horno a una temperatura constante de 105±2 °C.
Los tiempos (en horas) seleccionados de exposición
a esta condición fueron de 72±0.75 y 144±1.5
correspondientes a 25 y 50 años respectivamente,
de envejecimiento natural.
Finalmente, con el fin de evaluar degradación del
soporte a lo largo del tiempo como efecto secundario
por acción de los agentes químicos, se realizó la
cuantificación de azucares reductores por el método
colorimétrico del ácido 3,5-dinitrosalicílico (DNS).
Inicialmente se realizó una curva patrón mediante
la cuantificación de diferentes concentraciones
de glucosa, preparando las muestras a partir de
una solución concentrada de glucosa 40mM. La
metodología usada para la medición de estos
azúcares se encuentra descrita en el Anexo 4. Las
determinaciones de absorbancia se realizaron a una
conservamos 13
longitud de onda de 540nm, ajustando el cero de
absorbancia con el blanco de la prueba.
Para cuantificar azúcares reductores en las muestras
de papel, se preparó un extracto acuoso con el
soporte, utilizando 0.17g del papel y 2.55mL de
agua destilada. Para ello, la probeta fue troceada en
pequeños fragmentos lo que facilitó su maceración
con agua destilada. La mezcla fue dejada en reposo
durante 24 horas y posteriormente centrifugada. En
último lugar, se realizó la cuantificación siguiendo la
metodología descrita en el protocolo.
6.3.3. Cambio cromático
Se evaluó el cambio en el color del soporte al
tiempo cero y para los dos tiempos mencionados
anteriormente. Para ello se realizó un registro
fotográfico evidenciando el cambio cromático como
un efecto directo del producto sobre el material
(contacto agente químico-papel).
Esta etapa se desarrolló en el Laboratorio del
Grupo de Conservación de la Biblioteca Nacional
de Colombia bajo el asesoramiento de la Fotógrafa
documental Constanza Medina, y bajo las
condiciones de captura ya estandarizadas con las
que trabaja la Biblioteca (Anexo 3).
6.4. Estrategia de análisis
Para facilitar el análisis estadístico de los datos
obtenidos en el estudio, se procedió a codificar la
información para cada tratamiento realizado. Así, se
establecieron códigos de 6 dígitos organizados de la
siguiente forma (Tabla 1):
Tabla 1. Codificación de los tratamientos biológicos
DÍGITO 1
DÍGITO 2
DÍGITO 3 y 4
DÍGITO 5 y 6
DÍGITO 5 y 6
Microorganismo
Agente
Concentración
Tiempo
Tiempo
0,5:100
5
15
1:100
10
2:100
20
0,3%
30
0,6%
60
1,2%
12
0,5g/L
5
1g/L
10
2g/L
20
Aspergillus
Morfotipo 1
Cladosporium
Morfotipo 1
Penicillium
Morfotipo 6
1
2
3
Clinafarm
Wescosan
Timsen
1
2
3
Rhodotorula
mucilaginosa
4
Plata
Coloidal
4
5ppm
50
Bacilo Gram
positivo
RI0020
5
Etanol
5
75%
75
30
60
conservamos 14
Así, por ejemplo el código 445015 significa que el
procedimiento metodológico fue realizado con
Rhodotorula mucilaginosa frente al agente químico
Plata coloidal a una concentración de 5ppm, y con
un tiempo de contacto de 15 minutos.
Los resultados de la actividad microbicida de los
productos sobre los diferentes géneros microbianos,
fueron estadísticamente evaluados mediante una
prueba de comparación de medias (ANOVA de un
sólo factor) y analizados mediante de la prueba
PostHoc de Duncan, en el programa SPSS. Esto nos
permitió conocer si existían diferencias significativas
entre los tratamientos, para cada agente químico y
cada microorganismo evaluado.
Para la presentación de los resultados se usó
estadística descriptiva (comparativa usando tablas,
gráficos y medidas descriptivas como el promedio
y la desviación estándar) utilizando el programa
SigmaPlot 12.0.
De la misma forma, los resultados obtenidos en
los ensayos físico-químicos fueron codificados
(Tabla 2) y sometidos al mismo análisis estadístico y
presentación de resultados.
Tabla 2. Codificación de los tratamientos fisicoquímicos
DIGITO 1
Tipo de papel
DIGITO 2
Agente
Manual
1
Industrial 2
Clinafarm
Wescosan
Timsen
1
2
3
DIGITO 3 y 4
Concentración
DIGITO 5 y 6
Tiempo de envejecimiento
0,5:100
0,3%
0,5g/L
25 años
50 años
05
03
05
25
50
7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
7.1. Evaluación de la actividad microbicida de los agentes químicos: Timsen®, Clinafarm®, Wescosan®,
Plata coloidal y Etanol 75%.
Para iniciar, se observó que el agente neutralizador
seleccionado cumplió con su objetivo de detener la
actividad microbicida de los agentes, pudiendo así
realizar una medida exacta de los microorganismos
sobrevivientes después de los tratamientos
probados; los resultados mostraron que después
de cinco minutos de contacto a 20°C la suspensión
mantuvo el número de células con la que se partió
(resultados no mostrados). De igual forma, se
evidenció que el agente neutralizador utilizado no
era tóxico para ninguno de los microorganismos
de prueba observándose que no hubo reducción
logarítmica de la suspensión utilizada para el ensayo
(resultados no mostrados).
Los resultados de esta primera fase se dividieron en
dos partes. El primer análisis estadístico relacionó
los datos de reducción (LogR) obtenidos por cada
producto frente a los cinco microorganismos de
prueba. Para los cinco casos, ANOVA mostró que
existen diferencias significativas entre los resultados
para cada microorganismo, al obtenerse datos de
significancia menores a 0.05 (Anexo 6). La prueba
de comparaciones múltiples PostHoc de Duncan
dividió los resultados LogR en subconjuntos de
acuerdo con la cantidad de logaritmos reducidos
y que para los cinco diferentes casos se disponen
desde la A hasta la N. Las figuras 1A, 1B, 1C, 1D y 1E
presentan dichos resultados.
conservamos 15
A1
A2
conservamos 16
A3
A4
A5
Figura 1. Resultados de reducción logarítmica para los cinco microorganismos de prueba frente a A1)
Clinafarm, A2) Wescosan, A3) Timsen, A4) Plata Coloidal y A5) Etanol 75%.
conservamos 17
Clinafarm spray®, Wescosan® y Timsen® muestran
actividad contra todos los microorganismos de
prueba. La plata coloidal mostró un bajo espectro al
evidenciarse actividad sólo frente al hongo xerófilo
Aspergillus Morfotipo 1 y Rhodotorula mucilaginosa
(Figura A4). De igual forma, se observa que el Etanol
75% no es activo frente al Bacilo Gram positivo
(Figura A5).
Para todos los productos se observa que no hay
diferencias importantes entre los resultados
obtenidos para cada concentración evaluada y
el tiempo de contacto al que estuvo expuesto el
microorganismo con el producto (Figura 1). Sin
embargo, las concentraciones por debajo de la
recomendada por el fabricante suelen ser las que
menor actividad presentan en conjunto con el
tiempo de contacto más bajo, lo cual generalmente
no compromete la eficacia de los productos
evidenciada en la reducción de 4-5 logaritmos como
lo exige la normatividad. La única excepción se da
frente al bacilo Gram positivo donde los mayores
tiempos de contacto con el producto Clinafarm
muestran la reducción celular exigida en la norma.
La segunda parte del análisis estadístico relacionó
los datos de reducción (Log R) obtenidos para
cada microorganismo frente a los cinco productos
evaluados. Al igual que en la primera parte, ANOVA
reveló que existen diferencias significativas entre
los resultados para cada agente químico, al mostrar
datos de significancia menores a 0.05 (Anexo 7). La
prueba de comparaciones múltiples PostHoc de
Duncan dividió los resultados LogR en subconjuntos
de acuerdo con la cantidad de logaritmos reducidos
y que para los cinco diferentes de distribuyen
desde la A hasta la K. Las figuras 2A, 2B, 2C, 2D y 2E
presentan dichos resultados.
B1
conservamos 18
B2
B3
conservamos 19
B4
B5
Figura 2. Resultados de reducción logarítmica para B1) Aspergillus M1, B2) Cladosporium M1, B3) Penicillium
M6, B4) Rhodotorula mucilaginosa y B5) Bacilo Gram positivo RI0200, frente a los cinco agentes químicos.
conservamos 20
De acuerdo con lo anterior, se evidencia que cada
microorganismo presenta mayor susceptibilidad a
ciertos principios activos. Así, se puede observar que
en general, los hongos filamentosos Cladosporium
M1 y Penicillium M6 son susceptibles a todos los
productos (Figura 3 – B2 y B3), exceptuando a la
Plata coloidal, y el hongo xerófilo Aspergillus M1
es sensible frente a todos los productos evaluados
(Figura 3 – B1); Rhodotorula mucilaginosa es más
sensible al efecto de los QAS y en menor grado al
Enilconazol (principio activo del Clinafarm) (Figura
3 – B4) y por su lado, el bacilo Gram (+) es más
susceptible al Wescosan, QAS de cuarta generación,
y a la mayor concentración de Timsen (Figura 3 – B5).
Adicionalmente, y de acuerdo con lo propuesto
en la normatividad, se determinó la concentración
microbicida de cada agente químico para cada
microorganismo, registrando la concentración más
baja del producto que cumplió con un Log R= 4 en
el caso de actividad fungicida y Log R= 5 para la
actividad bactericida (NTC 5540 Y 5473).
Tabla 3. Concentración microbicida para cada agente químico evaluado de acuerdo con el microorganismo de
prueba.
Microorganismo
Agente químico
Concentración
microbicida (CM)
Aspergillus
Morfotipo 1
Clinafarm spray®
0,5:100
Wescosan®
0,3%
Timsen ™
0,5 g/L
Plata Coloidal
5 ppm
Clinafarm spray®
0,5:100
Wescosan®
0,3%
Timsen ™
0,5 g/L
Plata Coloidal
---
Clinafarm spray®
0,5:100
Wescosan®
0,3%
0,3%
Timsen ™
0,5 g/L
Plata Coloidal
---
Clinafarm spray®
0,5:100
Wescosan®
0,3%
Timsen ™
2 g/L
Plata Coloidal
5ppm
Clinafarm spray®
2:100
Wescosan®
0,3%
Timsen ™
0,5 g/L
Plata Coloidal
---
Cladosporium
Morfotipo 1
Penicillium
Morfotipo 6
Rhodotorulla
mucilaginosa
Bacilo Gram +
Esporulado
Partiendo de lo anterior, se hace la relación de cada
agente químico frente a cada microorganismo.
Si bien es conocido que los azoles tienen
especificidad hacia hongos filamentosos y
levaduras, considerando que su mecanismo
de acción se relaciona con la inhibición en la
síntesis de ergosterol y toxicidad directa sobre los
fosfolípidos presentes en membrana, se observó
efecto microbicida sobre la suspensión bacteriana
al reducir la concentración celular en 4 logaritmos
(Figuras A1 y B5). Aunque no hay muchos estudios
que muestren la actividad antibacterial de este
antifúngico, Rostom y col. (2009) atribuyen a los
azoles una actividad efectiva en la inhibición de la
proteína transportadora enoil- acil reductasa (Fabl)
un novedoso target antibacteriano. En su estudio,
los resultados revelaron que los compuestos azoles
evaluados tuvieron efecto antibacterial sobre
bacterias Gram positivas y Gram negativas, siendo
las Gram positivas las más sensibles a su actividad
microbicida, en especial S. aureus y B. subtilis
(Rostom et al., 2009).
Por otro lado, en el estudio de Emami y col. (2008)
se observa que los valores de concentración del
producto efectivas frente a levaduras como Candida
albicans y Saccharomyces cerevisiae y hongos
filamentosos como Aspergillus niger fluctúan entre
valores de 0.25 y 32 μm/mL, siendo las levaduras
los microorganismos más sensibles al efecto de
los azoles. Esto difiere de los resultados obtenidos
en este estudio, pues Rhodotorula mucilaginosa
resultó ser el microorganismo menos sensible a
la acción del Enilconazol; esta resistencia puede
asociarse a mecanismos celulares y moleculares,
por ejemplo, alteraciones en la enzima diana
(14-α-esterol desmetilasa), disminuyendo con ello
la afinidad de la enzima por los azoles, alteración
en otras enzimas de la ruta de biosíntesis del
ergosterol o a bombas de flujo activas que liberan
el antifúngico al exterior de la célula (Cowen et al.,
2002; Marichal et al, 1999). Comparándose el valor
conservamos 21
de la concentración microbicida (CM) para el azol de
éste estudio, que fue de 1.5 μm/mL, con los valores
obtenidos en el reporte de Emani y col., se puede
mencionar que Clinafarm se encuentra en el rango
de los más efectivos, frente a los tres diferentes tipos
de microorganismos.
Los amonios cuaternarios (QAS), son desinfectantes
ampliamente usados en diferentes industrias,
pues su naturaleza anfifílica y por lo tanto sus
propiedades surfactantes los hace eficaces,
reduciendo la tensión superficial y atrayendo cargas
negativas como las encontradas en la superficie
bacteriana, causando finalmente un daño citolítico
(Caillier et al., 2009). Los resultados de este estudio
demuestran que tanto el Timsen como el Wescosan
son desinfectantes efectivos contra los cinco
microorganismos evaluados, siendo el Wescosan el
agente químico que mejores resultados presentó
logrando reducir suspensiones microbianas entre
5 y 6 logaritmos (Figura A2)(Anexo 9). La mayor
eficacia del Wescosan puede atribuirse a que éste
agente químico es un QAS de cuarta generación, lo
que significa que posee cadenas dialquílicas lineales
y contrario al Timsen, no posee anillo bencénico lo
que contribuye a su mayor poder microbicida (West
químicos, 2010). Además, este agente presenta una
pequeña cantidad de glutaraldehído, compuesto
de alto espectro y actividad esporicida (McDonell y
Russel, 1999), que potencia la actividad del principio
activo.
Al igual que en este estudio, Cailler y col. reportan
en su investigación que los QAS presentan una
actividad antibacteriana y antifúngica óptima, en
su caso contra los microorganismos evaluados
Staphylococcus aureus, Aspergillus niger y Candida
albicans, en concentraciones aproximadas de
253μg/L, 140μg/L y 261μg/L respectivamente, sin
embargo Pseudomonas aeruginosa, la bacteria
Gram negativa usada, fue un poco más resistente
al efecto microbicida evidenciándose efecto con
concentraciones aproximadas de 324μg/L. Ellos
confieren el efecto de los diferentes QAS a la naturaleza
de la cadena lateral de hidrocarburos reportando
que la longitud de la cadena de hidrocarburos
juega un papel importante en la actividad biológica
debido a su influencia en la hidrofobicidad general
de los compuestos (Caillier et al., 2009). Aún así, es
importante mencionar que para este estudio la CM
para el Wescosan es de 300mg/L y para el Timsen
de 200mg/L, concentraciones aproximadamente
1000 veces más alta que las evaluadas por Cailler y
col. (2009) y que por ello pueden haberse obtenido
resultados favorecedores. Estos resultados permiten
considerar a los QAS como productos para los
procesos de saneamiento documental, pues su
espectro es alto, la concentración efectiva es baja,
y sus costos son relativamente bajos, puntos que
se tienen en cuenta dentro de los procesos de
conservación y los administrativos de la biblioteca.
Si bien llegaran a causar daños importantes en las
matrices documentales, comprobándose esto con
la evaluación de otros parámetros como humedad
relativa y exposición a radiaciones UV, podrían
tenerse en cuenta para los procesos de saneamiento
ambiental de los depósitos.
Por otro lado, la evaluación de la Plata Coloidal
mostró resultados interesantes al evidenciarse
efecto microbicida solamente sobre Aspergillus
Morfotipo 1, hongo xerófilo aislado del fondo
documental Anselmo Pineda y la levadura
Rhodotorula mucilaginosa (Figura A4). Contrario a
lo esperado, no se observó reducción logarítmica en
la solución microbiana para los hongos filamentosos
Penicillium Morfotipo 6, Cladosporium Morfotipo 1
y el Bacilo Gram positivo esporulado, encontrándose
reportes en los que las nanoparticulas de plata
causan un efecto adverso sobre bacterias Gram
positivas como Staphylococcus aureus y Bacillus
subtilis en soluciones con concentraciones mayores
a 2 μg/mL de Ag (Zhang et al., 2008) y sobre
hongos levaduriformes como Candida glabrata
y Saccharomyces cerevisiae en concentraciones
de 5 μm/mL (Rodríguez et al., 2011). Aunque la
concentración del producto evaluado es superior
a la utilizada por Zhang y col., e igual a la utilizada
por Rodríguez y col. se evidenció inactividad frente
a estos tres microorganismos.
Se ha descrito que la actividad antimicrobiana de
la Plata depende, además de la estabilidad coloidal,
directamente del tamaño y forma de la partícula,
pues partículas más pequeñas tienen mayor
proporción de superficie específica en relación al
volumen y más átomos de metal en la superficie
disponibles para interactuar con la membrana
de los microorganismos (Chamakura et al., 2011;
Ruparelia et al., 2008; Zhang et al., 2008). Conforme
conservamos 22
a esto podría indicarse que el agente químico usado
no presentó las condiciones de tamaño y forma de
partícula necesarias para generar efectos adversos
sobre todos los microorganismos del estudio.
reporta Tiano (2002), este producto ya ha sido
utilizado en procesos de saneamiento documental,
pero suele ser descartado al observarse inactividad
frente a bacterias.
Respecto a los resultados con Cladosporium
Morfotipo 1 (Anexo 8), la resistencia puede atribuirse
a la presencia de melanina en sus esporas, pues es
sabido que este compuesto es importante para la
supervivencia y la longevidad de los propágulos
(Urán y Cano, 2008). Se ha sugerido que la presencia
de melanina en muchos microorganismos genera
mayor resistencia a los compuestos antimicrobianos
y principalmente a los antimicóticos, y es por ello
que los hongos dematiáceos suscitan un especial
interés entre los otros hongos que sintetizan
melaninas pues estos presentan mayor resistencia
a los antimicóticos disponibles (Urán y Cano, 2008).
A pesar de los resultados y considerando que los
hongos xerófilos son una población muy importante
de microorganismos en las bibliotecas, la Plata
coloidal se descarta como un desinfectante a usar
en los procesos de saneamiento, pues su espectro
es bajo y otros desinfectantes como los amonios
cuaternarios pueden realizar el mismo efecto de
inhibición.
7.2. Pruebas Físico químicas
para establecer posibles efectos
secundarios sobre el soporte.
Finalmente, de acuerdo con lo esperado el etanol
75% mostro buena actividad frente a los hongos
pero nula acción sobre el bacilo Gram positivo.
Aunque McDonell y Russel (1999) mencionan que
los alcoholes exhiben actividad frente a bacterias
en su forma vegetativa incluida Micobacterium, en
concentraciones superiores al 50%, relacionan dicha
actividad a alcoholes de tipo isopropil, que difiere
del evaluado en el estudio siendo un etil-alcohol,
y a ello puede deberse la diferencia en resultados.
También reportan que los alcoholes pueden inhibir
la germinación de esporas, pero que dicha acción
puede ser reversible, lo que difiere de este estudio,
pues la mejor actividad se presentó frente a hongos
filamentosos (Figura A5).
Para el caso de la Biblioteca Nacional de Colombia, su
uso puede encaminarse como potenciador de otros
agentes, pues aunque este agente es activo contra
hongos filamentosos, población aislada con mayor
frecuencia de los fondos documentales y depósitos,
las bacterias también constituyen un importante
grupo que hay que controlar. Además, como lo
La realización de estos ensayos se llevo a cabo con
tres productos: Clinafarm®, Wescosan® y Timsen®.
Esta selección se baso en los resultados obtenidos
para la primera fase, justificándose en las buenas
actividades de los agentes y su espectro de acción.
De igual manera, las concentraciones de elección
correspondieron a las obtenidas bajo los parámetros
de la norma como “concentración microbicida”
expuestas en la Tabla 3, siendo las más bajas (la
mitad de la concentración recomendada por el
fabricante) las utilizadas.
Los resultados del análisis estadístico para la
cuantificación de azúcares reductores mediante
la técnica del ácido dinitrosalicilico (Anexo 10)
muestran que no hay diferencias significativas en
la cantidad de azúcares del soporte después de
aplicado el producto con tiempos de envejecimiento
A1 de 25 y 50 años, encontrándose valores de
significancia superiores a 0.05. Aún así, es necesario
mencionar que los valores de la desviación estándar
son altos y por lo tanto se difiere la existencia de
diferencias importantes entre las réplicas de los
experimentos (Figura 3). Esto se puede relacionar con
posibles errores de manipulación durante el proceso
y con la heterogeneidad de los extractos acuosos de
las muestras, pues al analizar la composición de las
matrices de papel se observa que estos soportes
estan compuestos por material fibroso y aditivos
funcionales como encolantes, abrillantadores
ópticos y agentes consolidantes, que pueden
variar en composición para cada tipo de papel, y
en cantidad para cada trozo del mismo (Vaillant y
Valentin, 1996). Lo anterior, también puede explicar
la posible existencia de interferentes de la reacción
de DNS, al desconocerse la composición exacta de
las muestras de papel.
conservamos 23
Contrario a lo esperado se evidencia que la cantidad
de azúcares reductores no es variable a lo largo
del tiempo, tanto en papel manual e industrial
después de la impregnación del producto, pues
los datos de los controles mostraron el mismo
comportamiento (Figura 3 - B1 y B2). Con estos
resultados se infiere que los agentes quimicos
evaluados para el control del biodeterioro no son
agentes causales de la degradación del soporte, o
si bien lo son, la degradación no esta relacionada
con la descomposición de la célulosa, principal
componente del papel. De existir degradación en
el soporte, ésta podría atribuirse a factores como la
temperatura (termodegradación), radiaciones UV
(fotodegradación) y ataque de microorganismos
y/o sus metabolitos (biodegradación), que en todos
los casos puede favorer la hidrólisis ácida o alcalina
del material celulósico, y su oxidación (Vaillant y
Valentin, 1996).
Aunque para la cuantificación de azúcares
reductores, se usa el método de DNS con mayor
frecuencia debido a su rapidez, conveniencia y
menor toxicidad (Colombatto y Beauchemin, 2003),
en este estudio se recomienda el uso de técnicas más
sensibles, como la Técnica de Somogyi-Nelson, capaz
de detectar ázucares reductores en concentraciones
desde 20μg/mL (González y Castellanos, 2003), pues
se conoce que el método de DNS presenta una
desventaja, además de una sensibilidad mil veces
menor, al no existir una estequiometría relacionada
con el desarrollo de color, ya que por lo general,
los equivalentes reductores de los oligómeros se
incrementan al aumentar el grado de polimerización
de los azúcares y por ello el número real de grupos
reductores hemiacetal es sobreestimado (Haltrich
et al., 1996). Lo anterior permite explicar por qué
se evidenciaron mayor cantidad de azúcares
reductores en el papel industrial, pues se sabe que
la diferencia existente entre estos dos tipos de papel
es primordialmente el tipo de fibra vegetal usada,
siendo para el papel manual el algodón esparto y
para el industrial las fibras madereras (Bringas, s.f ).
Esto también se puede explicar, al conocerse que los
papeles elaborados a partir de fibras madereras son
más susceptibles a la degradación tanto por factores
bióticos y abióticos, pues la lignina presente es
sensible a procesos de hidrólisis y oxidación (Vaillant
y Valentin, 1996).
Figura 3. Concentración de glucosa (mM) en papel impregnado con 3 agentes químicos para papel industrial
y manual después de 25 años y 50 años de envejecimiento.
conservamos 24
Los resultados de cambio cromático, mostraron
datos interesantes al evidenciarse cambio en el color
del soporte después del envejecimiento acelerado
únicamente para papel manual, en especial aquellas
muestras impregnadas con QAS. Como se observa en
las Figura 4 y 5, la muestra presenta bordes amarillos
que son notorias al ser comparadas con las muestras
control (Anexo 11). Este cambio de color se puede
relacionar con presencia de cloro en la composición
de los amonios cuaternarios, siendo el principio
activo del Timsen es el Alquil-Dimetil-Bencil-Amonio
Clorado y para el Wescosan es el Dimetil-Di OctilDecil Cloruro de Amonio, y se sabe que residuos de
este elemento pueden generar ácido clorhídrico
(HCl), un ácido fuerte, que al disociarse en H+ Cl‐,
genera un protón que puede romper el enlace B‐
acetal de la celulosa, principal componente del
papel manual. Dicha presencia de ácidos en el papel
pueden difundirse, atacando las zonas amorfas de la
celulosa, dado que contienen agua intermolecular,
y esto lleva a la pérdida de resistencia mecánica del
papel y por supuesto a su amarillamiento (Odor, s.f.;
Calderón, 2003). Otro factor importante, y reportado
en la fabricación de papel manual, es la presencia de
A
polímeros complejos como las proteínas presentes
en las colas animales empleadas en el proceso de
impermeabilización del papel (Asunción, 2004) y
de sustancias utilizadas como aglutinantes, entre
ellas, la gelatina (Alarcón, s.f ) que además de
favorecer el ataque microbiológico favorecen el
cambio cromático del mismo, pues retienen el cloro
acumulándose lentamente y finalmente amarillando
y debilitando el soporte (Cotton Incorporated, 2002).
La ausencia de cambio cromático en el papel
industrial puede deberse a la diferencia de fibras
usadas en su elaboración del mismo, pues aunque
éste presenta en su estructura lignina aportada por
las fibras madereras, y es sabido que este compuesto
posee una región molecular en la que la diferencia
de energía entre dos orbitales atómicos cae en el
rango del espectro visible de los grupos cromóforos,
a los que se atribuye el amarillamiento (Piantanida
et al., 2005), las condiciones experimentales
evitaron la exposición de las muestras a rayos UV
que pudiesen afectar los resultados de cambio
cromático proporcionados exclusivamente por los
agentes químicos.
B
Figura 4. Captura fotográfica detallada para muestra de papel manual impregnado con A) Timsen 0.5g/L y B)
Wescosan 0.3% después de 25 años de envejecimiento.
conservamos 25
posee actividad frente a al bacilo Gram positivo
relacionando dicho efecto con la inhibición de la
proteína transportadora enoil- acil reductasa. Por
otra parte, la Plata Coloidal no resultó ser un agente
microbicida efectivo frente a los microorganismos
de prueba, propios de los fondos documentales y
ambientes de la Biblioteca Nacional de Colombia,
encontrado que su espectro de acción es el más bajo
de todos los productos evaluados. La resistencia de
Cladosporium frente a este agente se atribuye a la
presencia de melanina en sus esporas, pues se sabe
que este compuesto juega un papel importante
para la supervivencia y la longevidad de las mismas.
Finalmente, y conforme a lo esperado, no se observó
actividad por parte del Etanol 75% frente al Bacilo
Gram positivo.
Figura 5. Captura fotográfica detallada para muestra
de papel manual impregnado con A) Timsen
0.5g/L y B) Wescosan 0.3% después de 50 años de
envejecimiento.
8. CONCLUSIONES Y
RECOMENDACIONES
8.1. Conclusiones
En general todos los productos evaluados
presentaron actividad al menos frente a dos de
los microorganismos con los que se enfrentaron.
Sin embargo, se evidenció que los QAS son los
más efectivos logrando actuar frente a los cinco
microorganismos y en general cumpliendo con
lo exigido por la normatividad al reducir entre
4 y 5 logaritmos las suspensiones de ensayo.
Diferente a lo esperado, se observó que el Clinafarm
Respecto a las pruebas físico químicas realizadas
para evidenciar cambios en el soporte por la
aplicación de estos productos, se encontró que los
QAS son generadores de amarillamiento en papel
manual, tanto después de 25 años como 50 años de
envejecimiento, lo cual se atribuye a la presencia de
cloro en sus principios activos, que puede formar
compuestos ácidos favoreciendo el debilitamiento
del soporte y generando cambios de color y que
además puede acumularse gradualmente en los
componentes proteicos, presentes en aditivos
funcionales como colas animales y aglutinantes
usados especialmente en la fabricación de papel
manual, generando así el amarillamiento. Por
el contrario, se observó que ninguno de los
compuestos genera cambios de color en papel
industrial después de 25 y 50 años de envejecimiento.
Finalmente, se evidencia que la cuantificación de
azúcares reductores no se puede relacionar con la
degradación del soporte, pues no se encontraron
diferencias significativas en la cantidad de azúcares
presentes en las muestras sometidas a tratamiento
y los controles.
Por lo anterior, se concluye que los productos
Wescosan y Timsen pueden ser utilizados para
el control del biodeterioro sobre soporte papel
tipo industrial, y el producto Clinafarm puede ser
utilizado sobre papel manual, todos a la mitad de la
concentración recomendada por el fabricante.
conservamos 26
8.2. Recomendaciones
1. En caso de optar por la utilización de los
productos aquí evaluados, se recomienda
efectuar análisis de envejecimiento acelerado
con los parámetros de humedad relativa y
radiaciones UV, para relacionar posibles efectos
de éstos factores y los productos químicos sobre
la matriz del soporte papel.
2. Se recomienda: realizar la evaluación de los
productos utilizando como solvente Etanol 75%,
para así evidenciar si existe un efecto sinérgico
entre los agentes químicos, o si definitivamente
el etanol no potencia la actividad de los mismos.
3. Se recomienda: realizar un análisis de fibras
de papel antes y después de la aplicación del
agente químico para evidenciar cambios más
específicos en la composición de las matrices.
4. Se recomienda: utilizar técnicas más sensibles
para la medición de azúcares reductores, que
puedan detectar cantidades pequeñas de
los mismos y así poder relacionarlas con la
descomposición del soporte.
5. Se recomienda: realizar evaluación de los
productos para el control del biodeterioro frente
a los microorganismos de interés simulando las
condiciones in situ.
6. Se recomienda: evaluar la pertinencia de
implementar un programa de rotación de
desinfectantes, considerando como alternativa
los productos analizados en este estudio.
7. Dada la posibilidad de efectos secundarios
en el soporte papel con agentes químicos, se
recomienda estudiar productos de síntesis
natural para el control del biodeterioro.
conservamos 27
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conservamos 31
ANEXO 1 Medios de cultivo y reconstitución de cepas
• Agar tripticasa de soya (TSA)
-Triptona, digestión pancreática de caseína
15,0 g/L
-Peptona de soya, digestión pancreática de harina de soya 5,0 g/L
-Cloruro de sodio (NaCl)
5,0 g/L
-Agar
15,0 g/L
Usar agua destilada como diluyente. Se esteriliza en autoclave. Después de la esterilización, el pH del medio
debe ser equivalente a 7,2 ± 0,2 cuando se mide a 20 °C.
• Agar extracto de malta (MEA)
-Extracto de malta
30,0 g/L
-Peptona de soya
3,0 g/L
-Agar
15,0 g/L
Usar agua destilada como diluyente. Se esteriliza en autoclave. Después de la esterilización el pH del medio
debe ser equivalente a 5,6 ± 0,2 cuando se mide a 20ºC.
• Agar DG-18
- Peptona
5 g/L
-Peptona de soya, digestión pancreática de harina de soya 5,0 g/L
- Glucosa
1 g /L
- Sulfato de Magnesio
0,5 g/L
- Dicloran
- Cloranfenicol
- Agar
0,002 g/L
0,05 g/L
15 g/L
- Glicerol
220 g/L
Usar agua destilada como diluyente. Se esteriliza en autoclave. Después de la esterilización el pH del medio
debe ser equivalente a 5,6 ± 0,2 cuando se mide a 25ºC.
• Reconstitución de las cepas (Pedroza et al., 2007)
- Hongos filamentosos: retirar un sobre de cada uno de los hongos del refrigerador. Bajo condiciones de
esterilidad destapar el sobre de papel y retirar un disco de papel con cepa preservada. Transferir y sembrar el
disco invertido de tal manera que el micelio quede en contacto con el agar PDA. Incubar las cajas a 25ºC por
cinco días. Verificar la pureza del aislamiento realizando una preparación con azul de lactofenol y presencia de
bacterias por medio de una coloración de Gram.
conservamos 32
- Hongos levaduriformes: retirar un tubo eppendorf del congelador, dejar descongelar el vial a temperatura
ambiente. Bajo condiciones de esterilidad destapar el tubo, flamear la boca y tomar una muestra. Sembrar
por aislamiento la asada sobre agar PDA. Incubar las cajas a 30ºC por 48 horas. Verificar pureza del aislamiento
mediante coloración de Gram.
- Bacterias: retirar un tubo eppendorf del congelador, dejar descongelar el vial a temperatura ambiente. Bajo
condiciones de esterilidad destapar el tubo, flamear la boca y tomar una muestra. Sembrar por aislamiento
la asada sobre agar nutritivo. Incubar las cajas a 37ºC por 24 horas. Verificar pureza del aislamiento mediante
coloración de Gram.
ANEXO 2 Soluciones de trabajo
• Diluyente - Solución de cloruro de sodio triptona
- Triptona, digestión pancreática de caseína
1,0 g
- Cloruro de sodio (NaCI)
8,5 g
- Agua destilada
1L
Se esteriliza en autoclave. Después de la esterilización el pH del medio debe ser equivalente a 7,0 ± 0,2 cuando
se mide a 20 °C.
• Neutralizador recomendado por la NTC 5540 y 5473
- Polisorbato 80
30 g/L
- L-histidina
1 g/L
- Lecitina
3 g/L
Mezclar en solución de cloruro de sodio triptona o en tampón fosfato de concentración 0,0025 mol/L
• Disolución tampón de fosfato 0,25 mol/L
- Potasio dihidrógeno fosfato
34 g
- Agua destilada
500 mL
Se lleva a volumen a 1000mL y se esteriliza en autoclave. Ajustar a pH 7,2± 0,2 con solución de NaOH 1mol/L.
conservamos 33
ANEXO 3 Características macro y microscópicas de los
microorganismos del estudio
Aspergillus Morfotipo 1
Cladosporium Morfotipo 1 Penicillium Morfotipo 6
Microorganismo
Características macroscópicas
Características microscópicas
Anverso blanco crema, reverso café en la parte central y
verde oscuro en la parte externa de la colonia, con textura
pulverulenta, sin pigmento difusible al medio.
Hifas hialinas, metula ramificada, conidioforos
hialinos, fiálides en forma de botella, conidios
esféricos y hialinos.
Anverso verde oscuro, reverso verde oliva con textura
pulverulenta, sin pigmento difusible al medio.
Hifa delgada, conidióforos cortos, conidios
ovales y dematiaceos.
Anverso blanco, reverso blanco y amarillo en la zona central,
textura pulverulenta, sin pigmento difusible al medio.
Hifa hialina gruesa, vesícula rodeada por
fiálides de las cuales se desprenden conidios
hialinos pequeños.
conservamos 34
Bacilo Gram positivo Espo- Rhodotorula Mucilaginosa
rulado
Microorganismo
Características macroscópicas
Características microscópicas
Colonias naranjas brillantes, de textura cremosa y
húmeda-mucoide.
Células ovales de 2.5 – 6.5 um de tamaño, que
tiñen con cristal violeta.
Colonias blancas-crema, de textura cremosa y
opacas.
Bacilos Gram positivos curvos, esporulados y de
tamaño mediano.
ANEXO 4 Condiciones de captura fotográfica
– Biblioteca Nacional de Colombia
Para la captura fotográfica se tuvieron en cuenta los siguientes parámetros:
Tabla 1. Parámetros estandarizados para captura fotográfica
CÁMARA SONY 360 ALFA
Lente
SONY DT 16 -105MM
Dimensiones de la captura
1014 X 1526
Resolución
350 PPP
Profundidad de Bits
24
Punto de foco
F/11
Tiempo de exposición
1/5
Velocidad ISO
100
Tamaño
138,800 KB
conservamos 35
Tener en cuenta que las capturas se realizaron en la caja de luz como lo indica la Figura 1, bajo la estandarización
de foto documentación con la que se trabaja en la Biblioteca Nacional de Colombia. El fondo de trabajo fue de
color negro como se observa en la Figura 2.
Figura 1. Caja de Luz para captura fotográfica
documental
Figura 2. Captura fotográfica de las probetas
con fondo negro.
ANEXO 5 Cuantificación de azúcares reductores por la técnica
del ácido 3,5-dinitrosalicílico
Metodología descrita en el manual de laboratorio de procesos biotecnológicos (Pedroza et al., 2007)
•
Curva patrón para la determinación de azúcares reductores
- Preparación de las soluciones de concentración conocida (1mM-40mM): preparar las muestras de diferentes
concentraciones a partir de la solución stock de glucosa 40mM, teniendo en cuenta la Ley de la Volumetría.
- Determinación de la concentración de glucosa por DNS: a partir de cada una de las soluciones de concentración
conocida, depositar 0.25mL de cada una en tubos 16x100 mm y seguir el protocolo descrito en la tabla 1.
conservamos 36
Tabla 1. Metodología para elaborar curva patrón de glucosa
Concentración mM
Reactivo
Blanco
1
2
4
6
8
10
Glucosa (ml)
-
0.25
0.25
0.25
0.25
0.25
0.25
Agua (ml)
0.25
-
-
-
-
-
-
0.25
0.25
0.25
0.25
0.25
0.25
Reactivo DNS 0.25
(ml)
Calentar a ebullición los tubos de 16x100 mm sin el papel aluminio por cinco minutos y
posteriormente detener la reacción por inmersión de los tubos en hielo durante cinco minutos.
Agua destilada (ml)
2.50
2.50
2.50
2.50
2.50
2.50
2.50
Proteger los tubos de la luz y realizar las determinaciones de absorbancia a una longitud de onda
de 540nm, ajustar el cero de la absorbancia con el blanco de la prueba.
• Absorbancias de la curva patrón
Tabla 2. Resultados de la curva patrón de glucosa
Absorbancia 540nm
[ ] Glucosa Réplica 1
(mM)
1
0,029
Réplica 2
Réplica 3
Abs
0,024
0,025
0,026
Desviación
Estándar
0,0026
2
4
0,093
0,205
0,073
0,181
0,089
0,199
0,085
0,195
0,0106
0,0125
6
0,308
0,342
0,283
0,311
0,0296
8
0,453
0,459
0,485
0,466
0,0170
10
0,59
0,551
0,582
0,574
0,0206
15
20
1,223
1,616
1,24
1,624
1,244
1,537
1,236
1,592
0,0112
0,0481
25
1,996
1,958
1,96
1,971
0,0214
30
2,459
2,222
2,397
2,359
0,1229
35
2,759
2,757
2,801
2,772
0,0248
40
3,113
2,883
3,039
3,012
0,1174
conservamos 37
Figura 1. Curva patrón de Glucosa
•
Representación gráfica de los resultados
Depositar 50mL de agua destilada en un vaso de
precipitado de 250mL, adicionar 1.6g de hidróxido de
sodio y disolver con agitación en plancha magnética
a temperatura ambiente. Posteriormente, adicionar
lentamente 43.8g de tartrato de sodio y potasio
hasta que se disuelva por completo. Para proteger
el reactivo de la luz, envolver el vaso de precipitado
con papel aluminio y agregar lentamente 1g de
DNS. Completar con agua destilada hasta 100mL
en un balón aforado de 100mL. Dejar en agitación
durante 12 horas en un frasco oscuro. Almacenar a
temperatura ambiente y en frasco oscuro. Rotular el
frasco con el nombre y concentración de la solución,
así como la fecha de preparación y el nombre del
responsable del reactivo (Miller, 1959).
•
Reactivos
- Ácido 3,5-di-nitrosalicílico (DNS)
Componentes:
-Ácido 3,5-di-nitrosalicílico 1g
-Tartrato de sodio y potasio 43.8g
-Hidróxido de sodio 1.6g
-Agua destilada
- Solución patrón de glucosa 40mM
Componentes:
-Glucosa anhidra 7.2g
- Agua destilada 1L
En 500mL de agua destilada disolver 7.2g de
glucosa anhidra, completar a 1000mL en un balón
volumétrico. Almacenar en tubos falcon de 15mL
y congelar a -15°C. Rotular el frasco con el nombre
y concentración de la solución, así como la fecha
de preparación y el nombre del responsable del
reactivo.
conservamos 38
ANEXO 6 ANOVA y pruebas PostHoc
– Evaluación de agentes químicos
•
Clinafarm
conservamos 39
•
Wescosan
conservamos 40
•
Timsen
conservamos 41
• Plata Coloidal
conservamos 42
ANEXO 7 ANOVA y pruebas PostHoc
– Microorganismos evaluados
• Aspergillus Morfotipo 1
conservamos 43
• Cladosporium Morfotipo 1
conservamos 44
• Penicillium Morfotipo 6
conservamos 45
• Rhodotorula mucilaginosa
conservamos 46
• Bacilo Gram positivo Esporulado RI0020
conservamos 47
ANEXO 8 Registros fotográficos
– Resultados Plata Coloidal frente a Cladosporium Morfotipo 1
A1
B2
A2
B3
A3
C1
Figura 1. Resultados de la Plata Coloidal frente a Cladosporium Morfotipo 1. A) Viabilidad del Inóculo. B)
Evaluación del Agente químico vs. Microorganismo. C) Prueba de la actividad y la toxicidad del Agente
Neutralizante
B1
C2
conservamos 48
ANEXO 9 Registros fotográficos
– Resultados Wescosan frente a Penicillium Morfotipo 6
Figura 1. Resultados de Wescosan frente a Penicillium Morfotipo 6. A) Viabilidad del Inóculo. B) Evaluación
del Agente químico vs. Microorganismo. C) Prueba de la actividad y la toxicidad del Agente Neutralizante
conservamos 49
ANEXO 10 ANOVA y pruebas PostHoc
– Determinación de azúcares reductores
•
Papel Manual
•
Papel Industrial
•
•
25 Años
50 Años
conservamos 50
ANEXO 11 Cambio cromático
– Papel Manual e Industrial
•
Tiempo cero
D
Figura 1. Registro fotográfico de las muestras de papel industrial y manual para el tiempo cero. Los
productos aplicados a las muestras corresponden A) Clinafarm-Papel Industrial, B) Wescosan-Papel
Industrial, C) Timsen-Papel Industrial, D) Clinafarm-Papel Manual, F) Wescosan-Papel Manual y G)
Timsen-Papel Manual.
conservamos 51
•
25 años
Figura 2. Registro fotográfico de las muestras de papel industrial y manual para 25 años de envejecimiento.
Los productos aplicados a las muestras corresponden H) Timsen-Papel Manual, I) Wescosan-Papel Manual, J)
Clinafarm-Papel Industrial y K) Timsen-Papel Industrial.
Figura 3. Registro fotográfico de las muestras de papel industrial y manual para 50 años de envejecimiento.
Los productos aplicados a las muestras corresponden L) Clinafarm-Papel Manual, M) Timsen-Papel Manual,
N) Clinafarm-Papel Industrial y O) Wescosan-Papel Industrial.
conservamos 52
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1. Codificación de los tratamientos biológicos.
Tabla 2. Codificación de los tratamientos fisicoquímicos.
Tabla 3. Concentración microbicida para cada agente químico evaluado de acuerdo al microorganismo de
prueba.
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Resultados de reducción logarítmica para los cinco microorganismos de prueba frente a A1)
Clinafarm, A2) Wescosan, A3) Timsen, A4) Plata Coloidal y A5) Etanol 75%.
Figura 2. Resultados de reducción logarítmica para B1) Aspergillus M1, B2) Cladosporium M1, B3) Penicillium
M6, B4) Rhodotorula mucilaginosa y B5) Bacilo Gram positivo RI0200, frente a los cinco agentes químicos.
Figura 3. Concentración de glucosa (mM) en papel impregnado con 3 agentes químicos para A1) papel
manual, A2) papel industrial, B1) después de 25 años de envejecimiento y B2) después de 50 años de
envejecimiento.
Figura 4. Captura fotográfica detallada para muestra de papel manual impregnado con Timsen (0.5g/L) y
Wescosan (0.3%) después de 25 años de envejecimiento.
Figura 5. Captura fotográfica detallada para muestra de papel manual impregnado con Timsen (0.5g/L)
después de 50 años de envejecimiento.
ÍNDICE DE ANEXOS
Anexo 1. Medios de cultivo y reconstitución de cepas.
Anexo 2. Soluciones de trabajo.
Anexo 3. Características macro y microscópicas de los microorganismos del estudio.
Anexo 4. Condiciones de captura fotográfica – Biblioteca Nacional de Colombia.
Anexo 5. Cuantificación de azúcares reductores por la técnica del ácido 3,5-dinitrosalicílico.
Anexo 6. ANOVA y pruebas PostHoc – Evaluación de agentes químicos.
Anexo 7. ANOVA y pruebas PostHoc – Microorganismos evaluados.
Anexo 8. Registros fotográficos – Resultados Plata Coloidal frente a Cladosporium Morfotipo 1.
Anexo 9. Registros fotográficos – Resultados Wescosan frente a Penicillium Morfotipo 6.
Anexo 10. ANOVA y pruebas PostHoc – Determinación de azúcares reductores.
Anexo 11. Cambio cromático – Papel Manual e Industrial.