caracterzacion morfologica y molecular de tomate de arbol

PONTIFICIA UNIVERSIDAD CATÓLICA DEL ECUADOR
SEDE IBARRA
PUCE - SI
ESCUELA DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y AMBIENTALES
E.C.A.A.
INFORME FINAL DE TESIS
TÍTULO:
CARACTERIZACIÓN MORFOAGRONÓMICA Y MOLECULAR DE
DE LA
COLECCIÓN DE TOMATE DE ÁRBOL (Cyphomandra betacea Sendt)
Sendt)
DEL BANCO DE GERMOPLASMA DEL INIAP, ECUADOR
PREVIA OBTENCIÓN DEL TITULO DE INGENIERA AGROPECUARIA
AUTORAS:
CHALAMPUENTE DORIS
PRADO PRISCILA
ASESOR:
BIÓL. GALO PABÓN
IBARRA - 2005
AUTORIA
Declaramos que la presente investigación es de total responsabilidad de las
autoras.
………………………………
Doris Salomé Chalampuente Flores
C.I. 100261053-1
……………………………
Priscila Fernanda Prado Beltrán
C.I. 171274322-6
2
PRESENTACIÓN
La presente investigación titulada “Caracterización morfoagronómica y molecular
de la colección de tomate de árbol (Cyphomandra betacea Sendt) del banco de
germoplasma del INIAP” está conformada por cinco capítulos que se detallan en
los acápites siguientes.
El Capítulo I, está conformado por: planteamiento del problema que detalla los
problemas relacionados con el cultivo de tomate de árbol, como la pérdida de
variedades puras y la proliferación de plagas y enfermedades; justificación se
hace hincapié en la importancia de la caracterización morfológica y molecular
para la identificación de material promisorio, y la conservación del germoplasma;
objetivos se plantea estudiar la variabilidad genética de la colección de tomate de
árbol mediante la identificación de caracteres morfológicos discriminantes y la
caracterización molecular mediante la técnica RAPDs.
El Capítulo II, se detalla toda la revisión bibliográfica del cultivo de tomate de
árbol, la caracterización y evaluación del germoplasma y la técnica molecular
RAPDs, obtenida en libros y páginas web.
El Capítulo III, está dividido en dos etapas: caracterización morfoagronómica
en la que se detalla la ubicación en campo de la granja de la Unión de
Organizaciones Campesinas e Indígenas de Cotacachi (UNORCAC), materiales y
la metodología de análisis multivariado empleado en la evaluación de los
descriptores en estudio; en la caracterización molecular se detalla la ubicación
del laboratorio de Biotecnología del Departamento Nacional de Recursos
Fitogenéticos y Biotecnología (DENAREF) del INIAP, así como los protocolos
3
empleados en la caracterización molecular y el análisis estadístico de los
resultados obtenidos.
En el Capítulo IV, se presentan los resultados obtenidos en la caracterización
morfoagronómica, y molecular de tomate de árbol, así como la discusión de
estos resultados y la correlación de las dos fases en estudio.
En el Capítulo V, se establecen las conclusiones y recomendaciones a las que se
llegó con el análisis de los resultados obtenidos, así como la estrecha relación
genética entre las accesiones que fueron evaluadas en la presente investigación.
4
DEDICATORIA
A mi Dios por el diario vivir
A mi Papi Héctor y a mi mami Josefina por el apoyo incondicional que me han
brindado durante este tiempo, permitiendo culminar con una etapa más de mi vida
profesional. Gracias padres por todo su amor.
A mis hermanos Christian, Héctor, Sandra, Daniel, Andrés por su cariño y
comprensión.
A mi hermana Lix, Juan y mis sobrinos, gracias por todo.
A mis abuelitos y tíos por su apoyo moral y todo su cariño.
A todos los quiero mucho.
DORIS
5
A mi papi, por ser el mentor de lo que ahora soy, por enseñarme a soñar y a
entender que por el camino más difícil, siempre se llega a la cumbre.
A mi mamita, por su ternura y entrega, y por darme cada día fuerzas y valor para
salir adelante.
A mis hermanas, por ser mis cómplices, y por todo el apoyo recibido .
A mis sobrinos, por ser la alegaría que llena mi corazón
A mis abuelitos por que su apoyo y cariño
Al ti Wilito, por estar siempre a mi lado, y por todos los momentos compartidos
Priscila
6
AGRADECIMIENTO
A la Pontificia Universidad Católica del Ecuador Sede Ibarra, y en especial a la
Escuela de Ciencias Agrícolas y Ambientales por abrirnos sus puertas durante los
años de carrera estudiantil, y a los docentes por habernos impartido los
conocimientos que nos formaron como profesionales.
Al Instituto Nacional Autónomo de Investigaciones Agropecuarias en las personas
Ing. Victor Hugo Cardoso Director General, Dr. Julio Delgado Director de
Investigaciones. A la “Estación Experimental Santa Catalina” en la persona del
Ing. Luis Fernando Rodríguez Director de la Estación.
Al Departamento Nacional de Recursos Fitogenéticos y Biotecnología del INIAP, y
en especial a su Líder M.Sc. César Tapia por habernos dado la apertura para
realizar la presente investigación, por la confianza depositada en nuestro trabajo y
la amistad brindada; a la Biól. Gabriela Piedra por brindarnos sus conocimientos
desinteresadamente, por su apoyo y amistad incondicional, gracias “madre”; y a
todo el personal que forma parte del DENAREF que de una u otra manera
contribuyeron con la culminación de esta investigación.
Al Biól. Galo Pabón por la amistad, el apoyo y por aportar con sus conocimientos
en el desarrollo de esta tesis.
Al Departamento de Agricultura de los Estados Unidos USDA y en especial a Dr.
David Willams y la Dra. Karen Willams; a la Secretaría del Programa de Apoyo
Alimentario PL-480 por el financiamiento recibido para el desarrollo de la presente
investigación.
7
Al IPGRI por la asistencia técnica.
A nuestros queridos compañeros y amigos de la promoción 2000 “B” con quienes
compartimos muchos momentos agradables, y que los llevaremos siempre en
nuestros corazones.
A todas las personas que de una u otra manera colaboraron con la culminación de
esta investigación.
8
RESUMEN
Los recursos fitogenéticos se conservan para ser utilizados y ello solo es posible
si se conocen sus características y posibles usos. La información que permitió
conocer el germoplasma de tomate de árbol (Cyphomandra betacea Sendt) se
obtuvo a partir de la caracterización y evaluación de 37 accesiones colectadas en
provincias
del norte, centro
y sur del Ecuador, para lo que se utilizó 48
descriptores morfoagronómicos (21 cuantitativo y 27 cualitativos). Con el paquete
estadístico SAS (Sistema de Análisis Estadístico) se determinó la similitud
genética en base a descriptores morfológicos, y con el algoritmo de Gower se
calculó una matriz de distancias genéticas, que analizadas con el agrupamiento
jerárquico de Ward generó un fenograma que reveló tres grupos principales de
accesiones, con una estrecha relación genética. Los descriptores cualitativos que
aportaron a la discriminación entre grupos fueron: color de la lámina foliar, color
de las nervaduras, color de los brotes apicales, color primario de la epidermis del
fruto, color del mucílago adherido a la semilla y color de la semilla; los
descriptores cuantitativos de alto poder discriminante están relacionados con el
tamaño del fruto; estos descriptores permitieron identificar siete morfotipos dentro
de la colección de tomate de árbol. Por otro lado, para la caracterización
molecular se empleo la técnica RAPDs (Polimorfismos de ADN Amplificados al
Azar), mediante la cual se evaluó 37 polimorfismos que utilizando el coeficiente de
Jaccard se calculó la matriz de similitud para las accesiones; las relaciones
genéticas de las 37 accesiones estudiadas fueron evaluadas en un dendrograma,
en el que no se observó un agrupamiento definido de las accesiones debido a que
el número de polimorfismos evaluados no fue el adecuado para esta especie. El
resultado de la correlación entre datos morfoagronómicos y moleculares no fue
significativo en el presente estudio, lo que quiere decir que la relación genética
entre entradas de la colección es estrecha, siendo necesario el uso de otras
técnicas moleculares que permitan detectar esta baja variabilidad; por lo que el
estudio de la variabilidad de C. betacea se generó únicamente de los datos
obtenidos en la caracterización morfoagronómica. Se identificó posibles
9
materiales promisorios con características deseables de producción y tolerancia a
plagas y enfermedades, con los que se podrá iniciar programas de
fitomejoramiento.
10
ABSTRACT
The plant genetic resources are preserved to be used afterwards. It is possible
only if their characteristics and potential applications are known. The information
that allowed us to know the germplasm of tree tomato (Cyphomandra betacea
Sendt) was obtained from the characterization and evaluation of 37 accessions
collected in central, north and south provinces of the country. To carry out this
investigation, it was used 48 morphoagronomical descriptors (21 quantitative and
27 qualitative). The genetic similarity was determined using the statistical package
SAS (System of Statistical Analysis) based on morphologic descriptors, besides, a
genetic distances matrix was calculated using the algorithm of Gower. They were
analyzed using the Ward method of clustering and generated a phenogram that
revealed three main groups of accessions that have a close genetic relation. The
qualitative descriptors that contributed to the discrimination among groups were:
foliar sheet colour, veins colour, apical buds colour, primary colour of the
epidermis of the fruit, mucilage adhered to the seed colour and seed colour; the
quantitative descriptors of high discriminant reference are related to the size of the
fruit. These descriptors permitted to identify seven morphotypes inside the
collection tree tomato. On the other hand, to carry out the molecular
characterization it was used the RAPDs (Random Amplified Polymorphisms of
DNA) technique, by means of which was evaluated 37 polymorphisms that using
the coefficient of Jaccard, the matrix of similarity for the accessions was
calculated. The genetic relations of the 37 accessions involved in the investigation
were evaluated in a phenogram, where it was not observed a defined grouping of
the accessions due to the number of Polymorphisms evaluated was not the
adequate
for
this
species.
The
result
of
the
correlation
between
morphoagronomical and molecular data was not significant in the current
investigation. It means that the genetic relation among entrances of the collection
is close, being necessary the use of molecular techniques that detect this low
variability. Therefore, the variability of C. betacea investigation was generated
only based on the data obtained since the morphoagronomic characterization. It
11
was identified possible promising germplasm with desirable characteristics of
production and resistance to plagues and illnesses, which will be helpful to initiate
programs of plant improvement.
12
PORTADA
1
PRESENTACIÓN
3
DEDICATORIA
5
AGRADECIMIENTO
7
RESUMEN
9
ABSTRACT
11
INDICE
13
CAPITULO I
INTRODUCCIÓN
19
1.1
PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
19
1.2
JUSTIFICACION
21
1.3
OBJETIVOS
23
1.3.1
OBJETIVO GENERAL
23
1.3.2
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
23
1.4
HIPÓTESIS
CAPITULO II
2.1
24
MARCO TEORICO
TOMATE DE ÁRBOL
25
25
2.1.1
ORIGEN, TAXONOMIA E IMPORTACIA DEL CULTIVO
25
2.1.2
DESCRIPCIÓN BOTANICA Y FENOLÓGICA
27
2.1.2.1
Tallo
27
2.1.2.2
Hojas
28
2.1.2.3
Flores
28
2.1.2.4
Fruto
28
2.1.2.5
Semillas
29
2.1.2.6
Descripción fenológica
29
2.1.3
AGRONOMÍA
30
2.1.3.1
Condiciones Agro Ecológicas
30
2.1.3.2
Requerimientos edáficos
30
2.1.3.3
Técnicas del cultivo
31
2.1.3.4
Cosecha
33
2.1.3.5
Plagas y Enfermedades
34
2.1.4
USOS Y COMPOSICIÓN NUTRICIONAL
34
13
2.1.4.1
Usos
34
2.1.4.2
Composición Nutricional
34
2.1.5
RECURSOS GENÉTICOS
36
2.2
CARACTERIZACIÓN Y EVALUACIÓN DEL GERMOPLASMA
2.2.1
37
MÉTODOS DE CARACTERIZACIÓN MORFOLÓGICA Y EVALUACIÓN
AGRONÓMICA
38
2.2.2
MÉTODOS MOLECULARES
39
2.2.2.1
Reacción en cadena de la polimerasa
40
2.2.2.2
Polimorfismos del ADN Amplificados al Azar RAPDs
42
2.3
RELACIÓN ENTRE LA CARACTERIZACIÓN MORFOLÓGICA
Y MOLECULAR
CAPITULO III
3.1
MATERIALES Y METODOS
MATERIALES
46
48
48
3.1.1
DE CAMPO
48
3.1.1.1
Insumos
48
3.1.1.2
Herramientas
48
3.1.1.3
Recursos Humanos
49
3.1.1.4
Material de Oficina
49
3.1.2
DE LABORATORIO
49
3.1.2.1
Materiales de laboratorio
49
3.1.2.2
Reactivos
50
3.2
METODOS
50
3.2.1
UBICACIÓN
51
3.2.2
CARACTERÍSTICAS AGROCLIMÁTICAS
52
3.2.3
DESCRIPCIÓN DE LA INVESTIGACIÓN
52
3.2.3.1
Caracterización Morfológica y Evaluación Agronómica
52
3.2.3.2
Análisis Estadístico para la Evaluación en Campo
54
3.2.3.3
Caracterización Molecular
56
3.2.3.4
Análisis Estadístico para datos Moleculares
59
3.2.3.5
Relación de datos Morfológicos y Moleculares
61
14
CAPÍTULO IV
4.1
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
RESULTADOS
63
63
4.1.1 DATOS PASAPORTE
63
4.1.1.1
Provincia de Colección
63
4.1.1.2
Altitud
63
4.1.2 CARACTERIZACIÓN MORFOAGRONÓMICA
63
4.1.2.1
Variabilidad Morfológica
64
4.1.2.2
Agrupamiento de las Entradas
65
4.1.2.3
Valor discriminante de los Caracteres
65
4.1.2.4
Análisis de los caracteres Cualitativos discriminantes
para los Grupos
67
4.1.2.5
Estructura de los Agrupamientos
70
4.1.2.6
Análisis de la ubicación Espacial
72
4.1.2.7
Análisis de los Agrupamientos
72
4.1.2.8
Descriptores Morfológicos y Agronómicos
77
4.1.3 CARACTERIZACIÓN MOLECULAR
94
4.1.3.1
Extracción de ADN
94
4.1.3.2
Productos de Amplificación
94
4.1.3.3
Análisis de Agrupamiento
95
4.1.4 CORRELACION ENTRE MARCADORES MORFOLOGICOS Y MOLECULARES
95
4.1.5 IDENTIFICACION DE MATERIAL PROMISORIO
96
4.2
CONSIDERACIONES FINALES
97
5.
CAPITULO V
5.1
CONCLUSIONES
101
5.2
RECOMENDACIONES
103
CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
101
15
Lista de Tablas
Tabla 1
Tabla 2
Tabla 3
Tabla 4
Tabla 5
Tabla 6
Parámetros usados para la estimación de la variabilidad
genética de la colección de tomate de árbol (C. betacea) del
DENAREF – INIAP
110
Distribución de las 37 entradas de Cyphomandra betaacea porr
grupos, según el análisis de agrupamiento jerárquico de Ward,
evaluados en la granja de la UNORCAC, Cotacachi – Ecuador, 111
2004
Parámetros usados para la estimación del valor discriminante
en caracteres cualitativos para la colección ecuatoriana del
tomate de árbol (Cyphomandra betacea) del DENAREF-INIAP
Valores promedio para caracteres cuantitativos de los grupos
definidos del análisis del agrupamiento de Ward en la
colección de tomate de árbol del DENAREF – INIAP
Valor promedio y desviación estándar para caracteres
cuantitativos de mayor valor discriminante para la colección de
tomate de árbol (Cyphomandra betacea)
Frecuencias de los grupos de accesiones de la colección de
tomate de árbol (Cyphomandra betacea Sent), según el estado
de los caracteres cualitativos.
Tabla 7
Morfotipos identificados en la colección
betacea Sendt)
(Cyphomandra
Tabla 8
Rendimiento del ADN genómico de tomate de árbol
112
113
114
115
118
110
Primers y fragmentos RAPDs evaluados en la colección de C.
Tabla 9
betacea
120
16
Lista de Figuras
Figura 1
Croquis del ensayo
111
Figura 2
Flujograma del análisis estadístico para
morfoagronómicos la colección de C. betacea
Figura 3
Distribución geográfica de las accesiones de la colección de
tomate de árbol
123
Figura 4
Agrupamiento jerárquico de WArd de la colección de tomate
de árbol, según datos morfoagronómicos
124
Figura 5
Dendrograma de 16 entradas de C. betacea en el
agrupamiento 1
125
Figura 6
Dendrograma de 13 entradas de C. betacea en el
agrupamiento 2
126
Figura 7
Dendrograma de 8 entradas
agrupamiento 3
127
Figura 8
Distribución de las accesiones de C. betacea de Ubicación
espacial y las distancias de Mahalanovis entre grupos.
128
Figura 9
Cuantificación de ADN genómico
129
Figura 10
Patrones RAPDs observados para la colección de C.
betacea del INIAP.
130
Figura 11
los
datos
de C. betacea en el
Dendrograma de la colección de tomate de árbol basado en
polimorfismos RAPDs
112
131
17
Lista de Anexos
Anexo 1
Datos pasaporte de la colección de tomate de árbol
131
Anexo 2
Lista descriptores utilizados para
la caracterización
morfoagronómica para tomate de árbol
134
Anexo 3
Matriz de similitud generada de los datos morfológicos
144
Anexo 4
Matriz de similitud generada a partir de datos moleculares
145
Anexo 5
Base de datos de los descriptores morfológicos y
agronómicos
146
Anexo 6
Caracteres cualitativos discrimininantes para los subgrupo
del Grupo 1
148
Anexo 7
Caracteres cualitativos discriminantes para los subgrupo del
Grupo
149
Anexo 8
Caracteres cualitativos discriminante para los subgrupos del
Grupo
150
Anexo 9
Caracteres cuantitativos discriminantes para los subgrupos
del Grupo 1
151
Anexo 10
Anexo 11
Caracteres cuantitativos discriminantes para los subgrupos
del
Grupo 2
Caracteres cuantitativos discriminantes para los subgrupos
del Grupo 3.
152
153
18
CAPITULO I
INTRODUCCIÓN
1.1
PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
En el Ecuador se estima una producción de 4 062 has del cultivo de tomate de
árbol, de las cuales 3 920 has se encuentran en la sierra, distribuidas entre las
provincias de Azuay, Bolívar, Carchi, Cotopaxi, Imbabura, Loja, Pichincha y
Tungurahua (INEC, 2003). Estas áreas de producción se han establecido debido
a la gran demanda del frutal a nivel nacional, sin embargo los niveles de
producción se han visto afectados por la proliferación de plagas y enfermedades
incrementando los costos de producción y disminuyendo la calidad del fruto,
reduciendo de dos a tres años la vida útil del cultivo.
Albornoz (1992), en observaciones de frutos recolectados en el callejón
interandino determinó que en el Ecuador no existen variedades puras,
clasificándolas en cinco grupos básicos de acuerdo a sus características, estas
son: amarillo, criollo redondo, criollo puntón, negro o púrpura y rojo o mora. En la
actualidad el cultivo se caracteriza por la gran heterogeneidad en colores, formas
y tamaños de frutos en todos los huertos y dentro de una misma plantación,
fenómeno derivado de constantes hibridaciones y mezclas de material genético
producidas a lo largo del tiempo, generado la pérdida de variedades puras.
La investigación científica en muchos frutales andinos, entre ellos el tomate de
árbol, esta iniciando y pese al trabajo constante de instituciones y centros de
investigación nacionales, es muy poco el conocimiento que se posee sobre estos
frutales, por lo que es necesario diseñar una estrategia de uso y conservación de
estos recursos fitogenéticos. En el caso del tomate de árbol, se han logrado
avances en cuanto a mejora genética, enfocada mayormente hacia la producción
19
o la calidad del fruto, sin embargo no hay estudios de los caracteres vegetativos,
lo mismo que en aspectos relacionados con respuesta a plagas y enfermedades,
estrés ambiental abiótico y vida post-cosecha.
20
1.2
JUSTIFICACIÓN
El fenómeno de erosión genética, es la constante de un sin número de cultivos
que constituyen la base alimentaria en muchas comunidades. Es así que la
pérdida de estos recursos fitogenéticos o germoplasma vegetal representa una
seria amenaza a la seguridad alimentaria, por lo que es deber de la comunidad
científica generar investigaciones que propongan su uso en la agricultura e
industria.
La caracterización morfológica tiene como finalidad proteger los recursos
genéticos que generalmente se pierden por mal manejo en el cultivo ya sea por el
reemplazo de variedades originarias de una región por variedades mejoradas, o
por destrucción de la vegetación montañosa (Albornoz, 19992).
Mediante la caracterización y evaluación del germoplasma de tomate de árbol se
pretende establecer analogías y diferencias entre accesiones, e identificar el
material promisorio que será de gran utilidad al momento de definir estrategias de
manejo del cultivo, como base para la solución de un elevado número de
problemas agronómicos, relacionados con producción, adaptabilidad, patología y
entomología de este cultivos. Además se generará información científica desde el
punto de vista botánico y molecular aportando con conocimientos útiles para
fitomejoradores, promotores campesinos y agricultores conservacionistas que
permitan el óptimo aprovechamiento de estos recursos.
Por otro lado, la identificación de los centros de variabilidad de Cyphomandra
betacea Sendt en el Ecuador, permitirá establecer estrategias para la
conservación y uso racional del germoplasma de esta especie, reduciendo de
esta manera la erosión genética.
21
El
Departamento
Nacional
de
Recursos
Fitogenéticos
y
Biotecnología
(DENAREF) del Instituto Nacional Autónomo de Investigaciones Agropecuarias
(INIAP), dispone de una colección de 37 entradas de tomate de árbol
(Cyphomandra betacea Sendt) colectadas en la Sierra ecuatoriana, la que fue
caracterizada morfológica y molecularmente. Los resultados obtenidos en la
presente investigación permitirán ampliar los conocimientos de la variación
genética que se ha venido dando en los últimos años.
22
1.3
OBJETIVOS
1.3.1
OBJETIVO GENERAL
Estudiar la variabilidad genética de la colección de tomate
de árbol
(Cyphomandra betacea Sendt) del banco de germoplasma de DENAREF INIAP, mediante la caracterización morfológica y molecular, y evaluación
agronómica preliminar.
1.3.2
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Caracterizar morfoagronómicamente 37 entradas
de tomate de árbol
(Cyphomandra betacea Sendt), mediante el empleo de descriptores
morfológicos y agronómicos.
Determinar los caracteres cuantitativos y cualitativos de alto poder
discriminante, que permitan identificar relaciones genéticas entre grupos y
entradas de la colección.
Caracterizar molecularmente 37 accesiones de la colección de tomate de
árbol del INIAP, mediante la técnica RAPDs (Random Amplified
Polymorphic DNA).
Determinar correlaciones entre caracteres morfológicos y moleculares
utilizando técnicas de análisis multivariado.
23
Identificar y seleccionar materiales promisorios en base a criterios de
tolerancia a plagas y enfermedades y producción.
1.4
HIPÓTESIS
Las entradas de la colección nacional de tomate de árbol de la Estación
Experimental Santa Catalina-INIAP presentan variabilidad genética.
Los descriptores agromorfológicos empleados
permiten identificar diferenciar
genéticas entre los materiales en estudio.
Entre los materiales de la colección nacional de tomate de árbol existen
materiales promisorios relacionados en aspectos de calidad, producción y
resistencia a plagas y enfermedades que puedan ser utilizados en planes de
fitomejoramiento.
24
CAPITULO II
MARCO TEÓRICO
2.1
TOMATE DE ÁRBOL
A continuación se detalla la revisión bibliográfica del tomate de árbol, describiendo
su origen, taxonomía y los aspectos agronómicos de importancia para el
desarrollo de este cultivo.
2.1.1
ORIGEN, TAXONOMÍA
E IMPORTANCIA DEL CULTIVO
El género Cyphomandra, al cual pertenece el tomate de árbol, abarca entre 25 y
50 especies originarias de América tropical, en latitudes que van desde los 20° N
hasta los 30° S, encontrándose dispersas en América del Sur (García et al, 2002
citado por León et al, 2004).
Hasta hace pocos años, muchos autores mantenían que el tomate de árbol era
nativo de la región andina, principalmente de la vertiente oriental de Ecuador y
Perú, sin embargo de acuerdo a evidencias moleculares, estudios morfológicos y
datos de campo, el tomate de árbol está estrechamente relacionado con un
complejo de materiales silvestres bolivianos, por lo que se cree que las
variedades cultivadas se originaron en esa región (Bohs y Nelson, 1999, citado
por León et al, 2004).
El tomate de árbol es un cultivar autóctono ecuatoriano, puesto que existen
variedades
propias,
seleccionadas
y
domesticadas
por
los
pobladores
aborígenes, colonos y agricultores, a partir de las especies silvestres que aún se
conservan entre la vegetación montañosa subtropical y de altura (Albornoz, 1992).
25
El tomate de árbol (Cyphomandra betacea Sendt), posee la siguiente estructura
taxonómica (Feicán et al, 1999; León et al, 2004).
REINO:
Plantae (Vegetal)
DIVISIÓN:
Magnoliphyta (Angiospermas)
CLASE:
Magnoliopsida (Dicotiledóneas)
ORDEN:
Solanales
FAMILIA:
Solanaceae
GENERO:
Cyphomandra
ESPECIE:
Cyphomandra betacea Sendt
Se le conoce popularmente con el nombre de "tomate de árbol" aunque recibe
otros nombres comunes tales como: "tomate cimarrón, tomate extranjero,
granadilla y contragallinazo" en Centroamérica; " berenjena y tomate de palo" en
México; "tomate de monte, tomate silvestre, pepino de monte, gallinazo panga y
tamarillo" en Colombia y Perú; "chilto, sima, tomate de lima" en Bolivia; "tomate
chimango, tomateiro da serra" en Brasil; y en Nueva Zelanda país donde ha sido
introducido alrededor del año 1970, se la designó como "Tamarillo" (www.sica.
gov.ec/agronegocios/Biblioteca/Convenio%20MAG%20IICA/productos/tomatearbo
l_mag.pdf).
El cultivo del tomate de árbol es antiguo en el Ecuador principalmente en zonas
como Patate y Baños, a pesar de que se cultiva en toda la serranía ecuatoriana.
Desde hace 15 años se ha incrementado la demanda interna, extendiéndose
comercialmente a otras zonas de producción principalmente en los valles
interandinos temperados, en donde se cultivan alrededor de 5 000 has, con
rendimientos que oscilan entre 60 – 80 t/ha/año. La variedad más difundida es la
tradicional anaranjada, habiéndose introducido últimamente el tomate “mora”, de
color morado y pulpa más rojiza, pero de palatabilidad inferior (www.ibiologia.
unam.mx/jardin/gela/page2.html).
26
Este cultivo es altamente productivo, ya que ha dado sustento y desarrollo
económico a agricultores, que en pequeñas extensiones de terreno (0.5-1 ha) han
logrado incrementar sus ingresos y mejorar sus condiciones de vida (www.sica.
gov.ec/agronegocios/productos%20para%20invertir/frutas/tomate%20arbol/princip
al.htm).
El tomate de árbol tiene excelentes cualidades nutritivas y medicinales que han
sido poco difundidas. Es considerado dentro de la medicina natural como una de
las frutas que fortalecen el cerebro, y contribuye a curar migrañas y cefaleas
severas (www.ibiologia.unam.mx/jardin/gela/page2.html).
2.1.2
DESCRIPCIÓN BOTÁNICA Y FENOLÓGICA
Las características botánicas de C. betacea y su fenología se detalla a
continuación.
2.1.2.1
Tallo
El tallo inicialmente es suculento para luego tornarse leñoso a medida que se
desarrolla y ramifica (tres ramas principales), lo que ocurre cuando alcanza una
altura entre 1 y 2 metros dependiendo del genotipo de la planta, el clima y
fertilidad del suelo (http://www.sica.gov.ec/agronegocios/productos%20para %20
invertir/frutas/tomate%20arbol/epftomarbol.pdf), sin embargo esta forma de
desarrollo puede variar con podas de formación (Sánchez et al, 1996).
27
2.1.2.2
Hojas
La hoja es de inserción alterna y caducifolia, tiene cierto aroma a almizcle y forma
más o menos acorazonada, en la base, y ovalada con punta en el ápice. Su rango
de tamaño está entre 10 a 30 cm de largo, y de 4 a 12 cm de ancho (http://
www.sica.gov.ec/agronegocios/productos%20para%20invertir/frutas/tomate%20ar
bol/epftomarbol.pdf). Son de color verde oscuro o brillante, la nervadura central y
laterales son prominentes (Feicán et al, 1999).
2.1.2.3
Flores
Son fragantes y están distribuidas en pequeños racimos axilares, supra axilares o
en cimas escorpioides. Tienen color blanco o rosado con cinco pétalos largos
unidos por la base. El cáliz se forma de una base semejante a una campana de
cinco dientes agudos (Feicán et al, 1999). Son por lo regular autógamas, es decir
de auto polinización, existiendo también la posibilidad de polinización cruzada por
factores como el viento y la presencia de insectos. Las flores no polinizadas
tienden a caer prematuramente (http://www.sica.gov.ec/agronegocios/productos
%20para%20invertir/frutas/tomate%20arbol/epftomarbol.pdf).
2.1.2.4
Fruto
Son largos y colgantes nacen solos o en racimos en número de tres a 12 frutos. El
rango de tamaño oscila entre 5 a 10 cm de largo y de 3.8 a 5 cm de ancho.
Tienen forma elipsoidal u ovoide más o menos alargada. El color de la pulpa o
carne del fruto varía en un rango que va desde anaranjado claro a oscuro, tiene
contextura firme, suculenta y muy agradable al paladar, se presenta rodeando las
dos bandas de semillas insertas longitudinalmente (http://www.sica.gov.ec/
agronegocios/productos%20para%20invertir/frutas/tomate%20arbol/epftomarbol.p
28
df). La cáscara o piel del fruto es dura y desagradable al gusto, de colores
anaranjado y morado (Sánchez et al, 1996).
2.1.2.5
Semillas
Las semillas de naturaleza comestible son delgadas, casi planas y circulares, más
largas y duras que las del tomate riñón y se encuentran rodeadas de la pulpa
(Feicán et al, 1999).
2.1.2.6
Descripción Fenológica
No se encuentran reportadas investigaciones que permitan conocer las fases de
crecimiento de esta planta, por esta razón se dispone de descripciones
fenológicas muy ambiguas y son el resultado de observaciones de campo e
información proporcionada por campesinos (Albornoz, 1992).
La propagación más frecuente es por semilla, sin embargo también puede
hacerse por esquejes. La planta tiene un tiempo de vida aproximado de tres a
cuatro años y la floración inicia de ocho a diez meses después de la siembra
(Feicán et al, 1999).
El período de floración comienza simultáneamente con la ramificación del tallo
principal donde aparece la primera inflorescencia y las siguientes en el extremo
de las ramas, la floración es continua y el número de inflorescencias está en
relación directa con la ramificación de la planta (Albornoz, 1992).
29
La planta es perennifolia y la emisión de hojas es continua, sin embargo estas
caen sucesivamente quedando el tallo principal y la parte inferior de las ramas
desprovistas de follaje (Feicán et al, 1999).
2.1.3
AGRONOMÍA
Las condiciones agro ecológicas y edáficas óptimas para el desarrollo del cultivo,
de tomate de árbol se detallan a continuación (www.ibiologia.unam.mx/jardin/
gelapage2.html).
2.1.3.1
Condiciones Agro Ecológicas
Clima:
Templado seco y sub-cálido húmedo
Temperatura:
13° C – 24° C
Humedad:
70% - 80%
Pluviosidad:
600 –1500 mm
Altitud:
1800 – 2800 m.s.n.m.
Formación ecológica:
Bosque húmedo montano bajo (bh-MB)
Bosque seco montano bajo (bs-MB)
2.1.3.2
Requerimientos Edáficos
Textura:
Francos, franco arenosos, sueltos, con buen drenaje y
aireación
Acidez:
pH 6.5 – 7.0
Tipo de suelo:
Ricos en materia orgánica
30
2.1.3.3
Técnicas del Cultivo
Los aspectos técnicos que deben tomarse en consideración para el cultivo del
tomate de árbol son:
A)
Almácigo
Las semillas extraídas de frutos maduros se dejan secar de 10 a 15 días al
ambiente y luego se colocan en un almácigo, con un sustrato compuesto por una
parte de tierra cultivable, una de arena y una parte de materia orgánica (Feicán et
al, 1999)
B)
Repique y Transplante
La germinación tarda alrededor de 30 días y cuando las plantas tienen de 15 a 20
cm de alto (3 ó 4 hojas) se realiza el repique, es decir el transplante de plántulas
del almácigo a fundas. Después de 60 días se transplanta al terreno definitivo
(Feicán et al, 1999).
C)
Preparación del Terreno
Se realiza una arada y cruzada para hacer un volteado del suelo, debe hacerse
con pasadas de 30 a 40 cm de profundidad, e incorporar materia orgánica para
incrementar la microflora y micro fauna del suelo (Albornoz, 1992).
31
D)
Trazado y Plantación
Según Feicán et al (1999), las distancias de siembra más usadas son: 2,50 m x
1,50 m (2600 plantas por ha), 2 m x 2 m (2500 plantas por ha) ó 1,8 m x 1,8 m
(3600 plantas por ha).
Los hoyos deben tener un tamaño de 0,40 x 0,40 x 0,40 m de ancho, largo y
profundidad respectivamente. Si la siembra se realiza por surcos, la planta debe
ser colocada en la parte alta para evitar el encharcamiento de ésta cuando se
efectúen los riegos o se presenten precipitaciones fuertes que provoquen
inundación en el terreno (www.sica.gov.ec/agronegocios/Biblioteca/Convenio%
20MAG%20IICA/productos/tomate_arbol_mag.pdf).
E)
Fertilización
Según Feicán et al (1999), la fertilización se realiza de acuerdo al nivel de
nutrientes disponibles en el suelo y debe ser permanente durante el ciclo de
cultivo, se recomienda los valores en kg/ha/año que se detallan en el Cuadro 2.1.
Cuadro 2.1
Requerimientos nutricionales del tomate de árbol de
acuerdo al contenido de nutrientes del suelo.
NIVEL
N
P2O5
K2O
MgO
BAJO
710 – 780
280 – 330
1180 – 1280
130 – 150
MEDIO
630 – 710
230 – 280
1110 – 1180
110 – 130
ALTO
590 – 630
170 – 230
1170 – 1110
90 – 110
Fuente: INIAP – BULLCAY, 1998
32
F)
Riegos
El cultivo de tomate de árbol requiere una precipitación anual entre 600 y 1 500
mm distribuidos durante todo el año. En épocas secas es necesario regar la
plantación para mantener un nivel adecuado de humedad en el suelo y de
contenido de agua en las plantas, que permitirá tener un desarrollo vegetativo
normal, buena producción y cosechas de calidad (Feicán et al, 1999).
G)
Podas
Para las podas de formación se recomienda conservar de tres a cuatro ramas
principales, en el transcurso del crecimiento se deben eliminar brotes o chupones
que aparecen sobre el tallo principal (www.ibiologia.unam.mx/jardin/gela/page2
.html). Se realizan también podas fitosanitarias para eliminar periódicamente las
ramas dañadas, enfermas o afectadas mecánicamente, especialmente por la
influencia del viento (Feicán et al, 1999).
2.1.3.4
Cosecha
Según la variedad, el tomate de árbol se cosecha cuando está amarillo con visos
rojos y textura firme (www.ibiologia.unam.mx/jardin/gela/page2.html). La cosecha
es manual y se debe dejar el pedúnculo inserto en el fruto para evitar excesiva
deshidratación, el ingreso de hongos en la base y para dar una agradable
presentación al exhibirlo. Generalmente, dependiendo de la cantidad de frutos
maduros y de la extensión a cosechar, se realizan cosechas cada 10 a 15 días
(http://www.sica.gov.ec/agronegocios/productos%20para%20invertir/frutas/tomate
%20arbol/epftomarbol.pdf).
33
2.1.3.5
Plagas y Enfermedades
Según León et al (2004) las enfermedades más comunes que afectan a este
cultivo son: antracnosis de la fruta (Colletotrichum gloesporoides), oidio (Oidium
spp.), virus (Virus Y de la papa, virus de la mancha anular del tomate y virus del
mosaico de la alfalfa), que atacan ramas, hojas y frutos. Las plagas más
importantes son áfidos (Myzus sp.), chinches (Leptoglosus zanatus) y nemátodos
de la raíz (Meloidogyne incognita).
2.1.4
USOS
Y
COMPOSICIÓN NUTRICIONAL
Las características nutricionales y los usos que se dan al tomate de árbol se
detallan a continuación.
2.1.4.1
Usos
Se sirve fresco sin emplear la corteza, y se utiliza para la preparación de jaleas,
jugos, helados, dulces, mermeladas y ensaladas. Industrialmente se han
fabricado mermeladas, néctares, jugos turbios, y conservas con resultados muy
satisfactorios. Se observa un rendimiento de 83 a 86% en pulpa, en comparación
a otras frutas como la tuna, el mango y el melón que ofrecen rendimientos de
45%,
64%
y
59%
respectivamente
(http://www.sica.gov.ec/agronegocios
/productos%20para%20invertir/frutas/tomate%20arbol/epftomarbol.pdf).
2.1.4.2
Composición Nutricional
El tomate de árbol tiene gran contenido de agua, siendo un fruto de moderado
valor calórico a expensas de su aporte de hidratos de carbono. Destaca su
contenido de provitamina A o beta caroteno. La vitamina A es esencial para la
34
visión, el buen estado de la piel, el cabello, las mucosas, los huesos y para el
buen funcionamiento del sistema inmunológico. Contiene además vitamina C que
interviene en la formación de colágeno, huesos y dientes, glóbulos rojos y
favorece la absorción del hierro de los alimentos y la resistencia a las infecciones;
ambas vitaminas (A y C), cumplen una función antioxidante. En menor proporción
contiene otras vitaminas del grupo B, como la B6 o piridoxina, necesarias para el
buen funcionamiento del sistema nervioso. Su contenido de fibra (soluble, pectina)
es alto mejorando el tránsito intestinal (www.frutas.consumer.es/documentos/
tropicales/tamarillo/intro.php).
El tomate de árbol tiene buenas cualidades físicas, nutritivas y organolépticas,
pese a sus características alimenticias sobresalientes no se da la importancia que
merece dentro de la alimentación humana (Feicán et al, 1999). La composición
nutricional de 100 g de pulpa de tomate de se detalla en el Cuadro 2.2.
Cuadro 2.2 Composición nutricional del tomate de árbol en 100 g de pulpa
COMPONENTES
Acidez
Brix
Calorías
pH
Humedad (%)
Carbohidratos (g)
Ceniza (g)
Fibra (g)
Proteína (g)
Caroteno (IU)
Calcio (mg)
Fósforo (mg)
Hierro (mg)
Niacina (mg)
Riboflavina (mg)
Tiamina (mg)
Vitamina C (mg)
Vitamina E (mg)
CONTENIDO
1,93 - 1,60
11,60 - 10,50
30
3,17 - 3,80
86,03 - 87,07
7
0,6
1,1
2
1000
9
41
0,9
1,07
0,03
0,1
25
2010
Fuente: Caribbean Fruit, CORPEI
35
2.1.5
RECURSOS GENÉTICOS
Las variedades nativas de tomate de árbol en el país debieron haber sido
sometidas a selección y domesticación por los primeros pobladores del Ecuador a
partir de las especies silvestres, que aún se conservan entre la vegetación
montañosa subtropical y de altura desde la provincia del Carchi hasta Loja en la
Sierra y en provincias del Oriente como Napo y Pastaza (Albornoz, 1992).
Según Albornoz (1992), el cultivo de tomate de árbol en el Ecuador muestra gran
heterogeneidad ya sea en formas y tamaños de los frutos, este fenómeno es
generado por hibridación y mezcla de material genético que se da por la
polinización mixta del cultivo (autógama y entomófila).
Las poblaciones muestran variabilidad en el color y espesor de la pulpa del fruto,
así como en el color del follaje tierno, y el color de los brotes apicales. Según los
agricultores, el color del follaje verde amarillento está relacionado con la
producción de frutos morados, y el follaje púrpura con la producción de frutos
rojos o anaranjados. La forma de los frutos varía de esféricos a ovoides con ápice
puntón o redondo (Albornoz, 1992).
Según Albornoz (1992), en el Ecuador existen posiblemente cinco variedades o
cultivares: Amarilla, conocida con el nombre de “Oro de Inca”, se caracteriza por
tener árboles de tamaño medio, el follaje y los brotes apicales son de color verde
claro, frutos de forma ovoide con ápice puntón y de color amarillo, el mucílago
adherido a la semilla es anaranjado claro, y presenta precocidad a la cosecha.
Negra o “tomate de altura”, se caracteriza por tener árboles de tamaño medio, el
follaje es verde medio y los brotes apicales son de color púrpura claro, frutos de
forma ovoide con ápice puntón y de color púrpura, el mucílago adherido a la
semilla es púrpura, y es un cultivar tardío. Criollo puntón, se caracteriza por
36
presentar árboles de tamaño medio, el follaje verde oscuro y brotes apicales
púrpura oscuro, frutos de forma ovoide con ápice puntón y de color anaranjado
oscuro, y el mucílago adherido a la semilla es anaranjado claro. Criollo redondo
presenta árboles de tamaño bajo, el follaje verde oscuro y los brotes apicales son
de color púrpura oscuro, frutos de forma esféricos con ápice redondo y de color
anaranjado oscuro, el mucílago adherido a la semilla es anaranjado claro, y
presenta precocidad a la cosecha. Tomate mora, “rojo o mora” posible variedad
híbrida de “negra” por una de las ancestrales, quizás con criollo redondo; se
caracteriza por tener árboles de tamaño medio, el follaje verde medio y los brotes
apicales son de color púrpura claro, frutos de forma ovoide con ápice redondo y
de color púrpura, y el mucílago adherido a la semilla es púrpura.
León et al ( 2004) menciona otros genotipos o cultivares que son los siguientes:
Anaranjado gigante
Mora gigante
Morado Neocelandés
2.2
CARACTERIZACIÓN Y EVALUACIÓN DEL GERMOPLASMA
El proceso de caracterización de germoplasma es un factor estratégico en el
proceso investigativo debido a que es un componente de peso decisivo en la
solución de los problemas actuales y futuros, relacionados con el desarrollo de
nuevas alternativas dirigidas a la obtención de variedades vegetales mediante la
utilización de métodos tradicionales o biotecnológicos (IPGRI, 1995; Karp et al,
1997).
Para la caracterización y evaluación del germoplasma se pueden usar los
siguientes métodos:
37
2.2.1
MÉTODOS DE CARACTERIZACIÓN MORFOLÓGICA Y EVALUACIÓN
AGRONÓMICA
Este método se desarrolla en el campo e incluye dos fases de toma de datos:
caracterización y evaluación, que sirven para diferenciar accesiones de una
colección dada, determinar materiales promisorios y su utilidad, así como para
identificar su estructura y variabilidad genética (Jaramillo y Baena, 2000).
La caracterización de germoplasma se realiza en una población representativa de
la accesión mediante el empleo de descriptores que son caracteres o atributos
referentes a la forma, estructura o comportamiento de un individuo dentro de un
banco de germoplasma (Taba, 1991).
La evaluación, por su parte, consiste en describir las características agronómicas
de las accesiones que generalmente corresponden a variables cuantitativas
influenciadas por el ambiente y de baja heredabilidad. El objetivo último del
proceso de evaluación es ampliar la información necesaria para determinar el
potencial de uso de
la especie evaluada; dicho proceso se realiza mediante
descriptores (Jaramillo y Baena, 2000).
Los caracteres morfológicos han sido muy usados para la identificación de
especies, familias y géneros de plantas. Así mismo, las características
morfológicas y etnobotánicas han sido el tema de numerosos estudios en
genética de poblaciones y agricultura, donde la resistencia a plagas,
enfermedades
y
rendimiento
han
sido
factores
determinantes
para
el
fitomejoramiento (Falconer, 1981; citado por Tapia, 1998).
38
El método de caracterización involucra el uso de caracteres que son usualmente
dominantes o recesivos, siendo los más útiles para la descripción morfológica
aquellos menos influenciados por el ambiente, como son la flor y el fruto; le siguen
en importancia las hojas, ramas, raíces y tejidos celulares (Enríquez, 1991;
Lefebvre y Chevre, 1995).
Los métodos morfológicos son útiles para estimar niveles de variabilidad de los
caracteres dentro y entre plantas de un cultivar de tal manera que se puedan
definir caracteres discriminantes de la especie en estudio, los mismos que pueden
ser utilizados para posteriores procesos de caracterización y evaluación (Wolf,
1998).
2.2.2
MÉTODOS MOLECULARES
Las técnicas moleculares, han permitido conocer y caracterizar el contenido
genético de los organismos, así como estudiar su diversidad, las relaciones
genéticas y el grado de similitud entre individuos de poblaciones naturales o
mejoradas. Han encontrado utilidad en estudios de mapeo genético, filogenia,
sistemática molecular, estrategias de mejoramiento asistido por marcadores
moleculares e identificación varietal (Ferreira y Grattapaglia, 1998).
Un marcador molecular es cualquier característica química o molecular medible
que es heredada según el Modelo Mendeliano Simple (Walton, 1993 citado por
Tapia, 1998), incluyendo tanto a los que analizan directamente los ácidos
nucleicos (ADN y RNA) como también a los que analizan los productos del ADN
como son las proteínas (principalmente las isoenzimas). Ferreira y Grattapagllia
(1998) definen como marcador molecular a cualquier fenotipo molecular oriundo
de la expresión de un gen o de un segmento específico de ADN correspondiente
a regiones codificantes o no codificantes del genoma y cuya secuencia puede o
39
no ser conocida, que presenta diferencias entre individuos y un patrón de
heredabilidad medible.
Los marcadores moleculares exploraran la variación de las secuencias del ADN
de los individuos en estudio y, por lo mismo, han generado una herramienta
eficiente para distinguir entre genotipos estrechamente relacionados (Weising et
al, 1994)
Los marcadores bioquímicos o moleculares como isoenzimas o fragmentos de
ADN, pueden ser utilizados para caracterizar el genotipo de un individuo a partir
de muestras de células o de tejidos por lo que pueden ser utilizados en cualquier
fase del desarrollo de la planta, siempre que sea posible obtener suficiente ADN
(Ferreira y Grattapaglia, 1998).
2.2.2.1
Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR)
La "Reacción en Cadena de la Polimerasa" (Abrev. PCR; del inglés, "Polymerase
Chain Reaction") es una técnica poderosa, que comprende la síntesis in vitro de
millones de copias de un segmento específico de ADN en presencia de ADN
polimerasa. Un ciclo de PCR consta de tres etapas: denaturación, anillamiento o
pareamiento y elongación o polimerización (Ferreira y Grattapaglia, 1998):
A)
Denaturación
El ADN de doble cadena es desnaturalizado mediante el aumento de la
temperatura que puede variar de 92 a 950C. En esta fase los enlaces de
hidrógeno que unen la cadena se rompen por aumento de la temperatura y
40
permanecen así hasta que la temperatura baje y pueda favorecer el anillamiento
de los primers.
B)
Anillamiento o Pareamiento
La temperatura es rápidamente reducida entre 37 y 600C, dependiendo
especialmente del tamaño y la secuencia del primer utilizado. Esta disminución de
temperatura permite la hibridación de cada primer con las secuencias
complementarias que flanquean la región “blanco”.
C)
Elongación o Polimerización
La temperatura es elevada a 720 C para que la enzima ADN polimerasa realice la
extensión de la cadena a partir de cada terminal 3’ de los primers, mediante la
incorporación de nucleótidos a la secuencia de ADN molde, de manera que se
produce una cadena complementaria en el proceso.
La cantidad de ADN de la secuencia-blanco se duplica en cada ciclo y la
amplificación sigue una progresión geométrica de manera que después de 30
ciclos, se produce más de un millón de veces la cantidad inicial de la secuencia
de interés. Esta escala de amplificación permite, por lo tanto iniciar con
cantidades mínimas de ADN (nanogramos) y terminar la reacción con cantidades
grandes de ADN de una secuencia específica (Ferreira y Grattapaglia, 1998).
Los
fragmentos
amplificados
pueden
ser
visualizados
realizando
una
electroforesis en gel de agarosa y tiñendo los fragmentos con bromuro de etidio
que es un colorante que se intercala en la cadena de ADN y produce una
41
fluorescencia anaranjada cuando es expuesto a la luz ultravioleta (Ferreira y
Grattapaglia, 1998).
2.2.2.2
Polimorfismos del ADN Amplificado al Azar (RAPDs)
La técnica RAPDs (Abrev. RAPD; del inglés Random Amplified Polymorphic DNA)
es una modificación de la PCR con un primer de secuencia arbitraria. Desde su
descripción, el uso de marcadores RAPDs en el análisis genético y en el
mejoramiento de plantas ha tenido una difusión extremadamente rápida. Las
aplicaciones incluyen la obtención de “fingerprints” genómicos de individuos,
variedades y poblaciones, así como el análisis de la estructura y diversidad
genética en poblaciones naturales, de mejoramiento y bancos de germoplasma.
La utilización de marcadores RAPDs también es utilizada para la construcción de
mapas genéticos de alta cobertura genómica y localización de genes de interés
económico (Rafalski et al, 1991; Caetano-Anollés et al, 1991; Williams et al, 1993;
Tingey y Delfuto, 1993; citado por Ferreira y Grattapaglia, 1998).
Pillips et al (1998) informa que la eficiencia de la técnica RAPDs depende de
cuatro factores: número de ciclos de amplificación, al respecto se debe tener
en cuenta que en los primeros ciclos el producto se incrementa más rápidamente
que en los ciclos finales; cantidad de ADN inicial, las muestras con
concentraciones relativamente altas de ADN producen rendimientos más bajos de
amplificación que las reacciones en que se usan bajas concentraciones; longitud
del ADN, la eficiencia es inversamente proporcional a la longitud del ADN; y
temperatura factor que regula el proceso de amplificación.
42
A)
Base Genética
La técnica de RAPDs tiene dos características distintivas de la PCR: utiliza un
primer único en vez de un par de primers que tienen secuencia arbitraria formada
por 10 nucleótidos, por tanto su secuencia es desconocida (Ferreira y
Grattapaglia, 1998).
Para que ocurra la amplificación de un fragmento RAPD en el genoma analizado
las secuencias de ADN complementarias al primer arbitrario deben estar
suficientemente adyacentes (<4000 pares de bases) y en orientación opuesta, de
manera que sea posible la amplificación exponencial de este segmento. En
función de la gran cantidad de ADN producido, el fragmento amplificado puede
ser visualizado entre dos y 10 bandas en gel de agarosa mediante electroforesis
(Ferreira y Grattapaglia, 1998).
B)
Base Molecular de los Loci RAPD
La base molecular del polimorfismo RAPD no es enteramente conocida. No
obstante, las evidencias experimentales indican que diferencias de solo un par de
bases
(mutaciones
de
punto)
son
suficientes
para
causar
la
no
complementariedad del primer con el sitio de iniciación e impedir así la
amplificación de un segmento (Williams et al, 1990; citado por Ferreira y
Grattapaglia, 1998).
Entre las causas para la generación de polimorfismos se puede citar: deleciones
en el sitio de complementariedad del primer; inserciones que provocan que dos
sitios de iniciación se ubiquen a una distancia superior a 4000 pb imposibilitando
que la enzima ADN polimerasa pueda actuar; inversiones de cualquiera de los
sitios de iniciación o de segmentos localizados entre ellos; o bien, sustituciones de
43
nucleótidos que pueden afectar la complementación del primer con el ADN molde
(Williams et al, 1993; Weising et al, 1994)
C)
Competencia por Sitios de Amplificación RAPDs
La competitividad de un sitio de amplificación arbitraria es determinada
esencialmente por su complementariedad con el primer utilizado. Sin embargo, en
algunos casos los segmentos son amplificados aunque la complementación entre
los sitios de iniciación y el primer no sea perfecta (Williams et al, 1990).
Parece ser que el pareamiento perfecto en la extremidad 3’ del primer, a partir del
cual se inicia la polimerización es más crítico que en el pareamiento 5’, esto se
debe a que está permitido un cierto nivel de no complementariedad que varía con
la composición de las bases (Williams et al, 1990; citado por Ferreira y
Grattapaglia, 1998). Los pareamientos GC son evidentemente más estables que
los AT debido al tipo de enlace trivalente (Ferreira y Grattapaglia, 1998).
D)
Dominancia de los Marcadores RAPDs
Una característica fundamental de los marcadores RAPDs es su comportamiento
como marcadores genéticos dominantes. En esta técnica se distinguen dos
estados: presencia o ausencia de la banda, asumiendo que cada banda
corresponde a un locus con dos alelos (Williams et al, 1990). La dominancia en
este caso no se refiere al concepto clásico de interacción genética entre alelos de
un mismo locus, sino puramente al punto de vista de la interpretación relativa
entre genotipo y fenotipo de un individuo (Ferreira y Grattapaglia, 1998).
44
El genotipo homocigótico recesivo (aa), que corresponde al fenotipo nulo, es
identificado por la ausencia de banda en el gel, mientras que los genotipos
homocigóticos dominante (AA) y heterocigóticos (Aa) don identificados por la
presencia de la banda en el gel y considerados como una misma clase fenotípica.
Es precisamente en esta instancia en la cual estriba la dominancia de la técnica
RAPDs, al detectar solamente un alelo por locus (Ferreira y Grattapaglia, 1998).
E)
Ventajas de los RAPDs
Esta técnica tiene una serie de ventajas prácticas que se resumen en simplicidad,
rapidez y bajo costo. No requiere el desarrollo previo de una biblioteca de sondas
específicas para el organismo de interés, pudiendo utilizar un conjunto único de
primers arbitrarios (Ferreira y Grattapaglia, 1998).
Es una técnica rápida y no radioactiva. El tiempo de amplificación dura alrededor
de tres horas y es completamente automatizado. Utiliza una mínima cantidad de
ADN (Ferreira y Grattapaglia, 1998).
Por basarse en PCR, la técnica RAPDs es mucho más sensible en la detección
de polimorfismo a nivel de ADN distribuido por todo el genoma del organismo
(Ferreira y Grattapaglia, 1998).
El costo de esta técnica es bajo, tanto de implementación como de operación ya
que no requiere de instalaciones de laboratorio sofisticado, con relación a otros
marcadores moleculares (Ferreira y Grattapaglia, 1998).
45
F)
Limitaciones de los Marcadores RAPDs
La principal limitación de los marcadores RAPDs es el bajo contenido de
información genética por locus, debido a que los genotipos heterocigóticos no
pueden ser discriminados directamente de los homocigóticos. La sensibilidad de
la técnica hace que cualquier modificación en el proceso de amplificación se
detecte nuevos loci y que otros anteriormente visualizados pasen desapercibidos
(Ferreira y Grattapaglia, 1998).
Los RAPDs pueden presentar el inconveniente de una baja consistencia
(repetitividad), sin embargo empleando una metodología controlada y constante
(termociclador, tipo y concentración de reactivos, etc.), pueden conseguirse
resultados satisfactorios (www.webcd.usal.es/web/transgen00/Unidadesdocumen
01/ caballero/cap7htm).
2.3
RELACIÓN ENTRE LA CARACTERIZACIÓN MORFOLÓGICA Y
MOLECULAR
Es
importante
establecer
el
grado
de
concordancia
entre
los
rasgos
morfoagronómicos y los marcadores moleculares, ya que los estudios que
combinan estas dos técnicas maximizan la información y la utilidad de las
colecciones
de
germoplasma.
Los
caracteres
morfoagronómicos
son
influenciados por el ambiente y algunos de ellos son poco convenientes para el
estudio de la biodiversidad; por otro lado los marcadores moleculares, no
consideran las interacciones del genotipo con el medio ambiente, sin embargo la
combinación de estos dos métodos de caracterización pueden proveer un amplio
y real conocimiento de la diversidad de las especies (Hillis, 1987).
No siempre existe una adecuada correlación entre los marcadores morfológicos y
46
moleculares por lo que se han desarrollado dos métodos de consenso: técnicas
de consenso que enfatizan la estabilidad e información en común; y la
combinación de técnicas, que enfatiza el poder descriptivo y parsimonia global
(Miyamoto, 1985).
La manera de comparar matrices de datos es calculando para los caracteres
moleculares, los coeficientes de similitud en base a Jaccard o Nei principalmente,
mientras que los datos morfológicos se realiza una transformación (z) en cada
característica y luego se ejecuta una transformación de rangos o análisis de
componentes principales. Este tipo de comparación da como resultado la
identificación de correlaciones entre los caracteres morfológicos y moleculares
(Mantel, 1967)
47
CAPÍTULO III
MATERIALES Y MÉTODOS
3.1
MATERIALES
Los materiales utilizados en la presente investigación tanto de campo y laboratorio
como de oficina se detallan a continuación.
3.1.1
DE CAMPO
Los materiales de campo que se utilizaron en la presente investigación son los
siguientes:
3.1.1.1
Insumos
Semilla de las 37 accesiones (Colección DENAREF).
Fungicidas ( Ridomil, Mancozeb, Cursate, Antracol, Fitoraz).
Insecticidas (Curacron, Kañón plus, Cipermetrina, Basudín, Malathion
57%).
Fertilizantes (Hidrocomplex, 10 – 30 – 10, sulpomag, 0 – 0 - 60).
Foliares
Humus
3.1.1.2
Herramientas
Azadones
Palas
Barras
48
Balanza
Bomba de fumigar
3.1.1.3
Recurso Humano
Técnicos INIAP
Tesistas
3.1.1.4
Material de Oficina
Libro de campo
Computadora
Hojas
Cámara fotográfica
Otros
3.1.2
DE LABORATORIO
Los materiales de laboratorio utilizados en la presente investigación se detallan a
continuación:
3.1.2.1
Materiales de laboratorio
Morteros y pistilos
Tubos eppendorf de 2 y 0.6 ml
Puntas amarillas
Puntas azules
Erlenmeyer de vidrio de 250 y 1000 ml
Micro pipetas
49
Micro centrifuga
Micro estufa
Baño María
Termocicladores MJPTC100
Cámara de electroforesis
3.1.2.2
Reactivos
Buffer de extracción de ADN ( CTAB, Tris, EDTA y NaCl)
Cloroformo/ Alcohol isoamílico
Etanol, Isopropanol
Tris – EDTA (TE)
Tris – Ácido Acético – EDTA (TAE)
Agarosa
Bromuro de etidio
Buffer 5X (MgCl2, KCl, BSA)
Agua grado de biología molecular
Primer RAPDs Operon
dNTPs
Taq polimerasa
3.2
MÉTODOS
La metodología empleada en la presente investigación se detalla en los siguientes
párrafos.
50
3.2.1
UBICACIÓN
La presente investigación se desarrolló en dos etapas, la primera etapa
denominada Caracterización morfológica y evaluación agronómica y la
segunda etapa Caracterización molecular.
ETAPA 1. Caracterización morfológica y evaluación agronómica
La etapa 1 de la presente investigación se realizó en:
Provincia:
Imbabura
Cantón:
Cotacachi
Parroquia:
San Francisco
Comunidad:
Eloy Alfaro
Sitio:
Granja de la Unión de Organizaciones
Campesinas e Indígenas de Cotacachi (UNORCAC)
ETAPA 2. Caracterización molecular
La etapa 2 se realizó en:
Provincia:
Pichincha
Cantón:
Mejía
Parroquia:
Cutuglahua
Sitio:
Instituto Nacional Autónomo de Investigaciones
Agropecuarias (INIAP). Departamento Nacional de
Recursos Fitogenéticos y Biotecnología (DENAREF).
Estación Experimental Santa Catalina (EESC), Quito.
51
3.2.2
CARACTERÍSTICAS AGROCLIMÁTICAS
ETAPA 1
Altitud:
1 500 m.s.n.m.
X coord:
693067.2 UTM
Y coord:
9533871.0 UTM
Temperatura media anual:
20.5° C
Precipitación media anual:
642,2 mm
Déficit hídrico:
388 mm
Meses secos:
8 meses
Uso anterior:
Barbecho
Tipo de suelo:
Franco Arenosos
Fuente: UNORCAC, 2003
3.2.3
DESCRIPCIÓN DE LA INVESTIGACIÓN
El procedimiento general para el desarrollo de las dos etapas de la presente
investigación se detalla a continuación.
3.2.3.1
Caracterización Morfológica y Evaluación Agronómica
El ensayo estuvo constituido por 37 entradas de la colección nacional de tomate
de árbol del Banco de Germoplasma del DENAREF – INIAP, el detalle de los
datos pasaporte de las accesiones caracterizadas se encuentran en el Anexo 1.
Se inició con la geminación de las semillas en los bancos de propagación, a los
15 días se realizó el repique de las plantas con sus respectivos códigos a fundas,
en un sustrato que estuvo compuesto de una parte de cascarilla de arroz, una
52
parte de pomina y una parte de tierra. Estas plántulas permanecieron en los
invernaderos durante tres semanas y luego fueron trasladadas a la granja de la
UNORCAC – Cotacachi, para la aclimatación de las mismas. El transplante se
realizó a los dos meses del repique.
La preparación del terreno fue mecanizada, dando un pase de arado y uno de
rastra, los hoyos realizados tuvieron una dimensión de 0,40 x 0,40 x 0,40 cm, se
trazó a una distancia de 1,50 m entre plantas y 2 m entre hileras, se
transplantaron 12 plantas por hilera. Para la fertilización de fondo se utilizaron 100
g de hidrocomplex y 4,5 kg de humus por hoyo. Cada tres meses las plantas
fueron fertilizadas utilizando sulpomag, úrea, muriato de potasio, 10-30-10 y
humus de lombriz.
Se sembraron 12 plantas por hilera a una distancia de 1,5 m entre plantas y 2 m
entre hileras, dando un área de 3 m2 por planta. Cada hilera tuvo 18 m de largo y
2 m de ancho, resultando un área total de 36 m2 por entrada. Para eliminar los
efectos de borde, se evaluaron solamente diez plantas, dando un área neta de 30
m2 por entrada. El área total del ensayo fue 1 332 m2, y un área neta de 1 110 m2,
el croquis de la distribución en campo se encuentra en la Figura 1.
Constantemente se realizaron deshierbas y podas de formación y sanitarias. Los
controles fitosanitarios se dieron de acuerdo a la incidencia de plagas y
enfermedades, se realizaron aplicaciones principalmente para pulgón (Aphis sp.),
chinche (Leptoglossus zonatus), lancha (Phytophthora infestans) y antracnosis
(Colletotrichum sp.).
Para el registro de caracteres morfológicos y evaluación agronómica se utilizó
preliminarmente la lista de descriptores establecida por Albornoz (1992), a la que
53
se le hicieron modificaciones en ciertos estados de los caracteres, ya que en el
presente estudio se observó algunos caracteres y estados diferentes. Se
evaluaron 48 descriptores morfológicos y agronómicos (21 cuantitativos y 27
cualitativos). El detalle de los descriptores utilizados en esta investigación se
encuentra en el Anexo 2.
3.2.3.2
Análisis Estadístico para la Evaluación en Campo
En el flujograma de la Figura 2, se observan los análisis estadísticos realizados
para la caracterización morfológica. En los siguientes acápites se detalla cada uno
de los análisis .
A)
Matriz de similitud y distancia
La similitud general entre dos entradas es función de sus similitudes individuales
en cada uno de los caracteres para los cuales son comparados. Utilizando el
paquete estadístico SAS versión 6.12 (SAS Institute Inc., 1990) y la distancia de
Gower (1967), se estimó la similitud taxonómica entre cada par de entradas para
caracteres continuos, mientras que para los cualitativos se utilizó el coeficiente de
asociación que se detalla a continuación:
Sij = Σ Sij / n
Donde:
n
=
número de caracteres cualitativos
Sij
=
coeficiente de asociación entre las entradas i y j
Luego se transformó en una matriz de distancia (D1), mediante el complejo Sij:
D1(i,j)= ( 1 - Sij)
54
Además se calculó una Matriz de Distancia Euclideana:
D2(i,j)= Σ (X ki – X kj) 2 / n
Donde:
X ki = registro estandarizado del carácter k en la entrada i
X kj = registro estandarizado del carácter k en la entrada j
Dando la matriz final:
D = ( n1D1 + n2D2) / (n1+n2)
La estructura taxonómica de las entradas fue analizada por medio del
agrupamiento jerárquico de Ward (1963) que hace posible encontrar en cada
estado aquellos dos grupos cuya unión produzca el mínimo incremento en la
suma total de cuadrados del error, dentro de grupos.
La elección del número de grupos de entradas se hizo con los criterios de Pseudo
F y Pseudo t2 utilizando el procedimiento CLUSTER del paquete estadístico SAS.
B)
Determinación del valor discriminante entre grupos
Mediante este análisis se reconocieron dentro del grupo de caracteres utilizados
aquellos que tuvieron el mayor valor discriminante y que por lo tanto permitieron
una eficiente identificación de la relación entre los clones o entradas de la
población en estudio para un determinado carácter y para el grupo de caracteres.
55
Caracteres Cuantitativos
El valor discriminante o índice “D” de un descriptor cuantitativo es el número de
diferencias significativas detectadas por la prueba Duncan, expresadas como una
fracción del número total de posibles comparaciones dentro de un grupo de
clones. Con el análisis de esta comparación se identificó los descriptores de
mayor valor discriminantes (Engels, 1983), que permitió la formación de grupos
dentro de la colección.
Caracteres Cualitativos
El valor índice “D” para caracteres cualitativos se basa en el número de pares de
taxa que un cierto descriptor puede separar y en la cantidad de información que
este descriptor comparte con otros descriptores del mismo estudio (Engels, 1983).
La comparación de valores “D” entre el grupo de descriptores permitió seleccionar
aquellos con mayor valor discriminante. En general, la magnitud de “D” expresa
la mayor o menor relación entre clones de un grupo con relación a un
determinado carácter; entre mayor sea la relación de los clones de un grupo,
menor será el valor “D” (Engels, 1983).
El valor discriminante para separar grupos se estimó sobre la base del análisis de
frecuencias y las estadísticas de Cramer (Kendall & Stuart, 1979), coeficiente de
asociación (Fienberg, 1977) y Chi cuadrado X2 (Cochran, 1954).
3.2.3.3
Caracterización Molecular
Los procedimientos que se llevaron a cabo para la caracterización molecular se
detallan en los párrafos siguientes.
56
A)
Extracción de ADN genómico
Para la extracción de ADN de C. betacea, se colectaron de dos a tres hojas de
plantas jóvenes (15 a 30 días) de cada accesión, que fueron envueltas con papel
aluminio y colocadas sobre hielo hasta su extracción. Se siguió el protocolo
establecido por Colombo (1998) modificado por Piedra∗ (2004, comunicación
personal).
Para el proceso de extracción de ADN, las muestras colectadas fueron
maceradas en morteros con 300 µl de buffer de extracción, se colocó el macerado
en un tubo Eppendorf de 2 ml con 30 µl de antioxidante (β-mercapto etanol), a
continuación se aforó la muestra a 2 ml y se homogenizó mediante agitación, se
incubó a 65º C por una hora y media, agitando cada 30 minutos. Posteriormente
se dejó enfriar y se centrifugaron por diez minutos a 14000 r.p.m. El sobrenadante
fue transferido a un nuevo tubo, y se añadió 1 ml de Cloroformo/Alcohol
Isoamílico (CIA 24:1). Nuevamente la muestra fue homogenizada y se centrifugó
por cinco minutos a 14000 r.p.m. El sobrenadante fue transferido a otro tubo y se
repitió la limpieza con CIA. Una vez finalizada la limpieza, el ADN fue precipitado
con Isopropanol, obteniendo un pellet o pastilla al que se le realizó una nueva
limpieza con Etanol/Acetato de Sodio y finalmente con Etanol/Acetato de Amonio.
Se colocó la muestra en la microestufa por una hora a 37º C con la finalidad de
secar el pellet. Una vez eliminado los residuos de alcohol, se procedió a diluir el
pellet de ADN en TE (Tris-HCl EDTA) a 65ºC por 30 min; para eliminar el ARN se
colocó ARNasa (10 µg/ml; R-4642, SIGMA) por 30 min a 37ºC. Finalmente las
muestras fueron almacenadas a -20ºC hasta su utilización.
∗
Piedra, G. 2004. Protocolo de Extracción de ADN (Comunicación personal). DENAREF - INIAP. Quito, Ecuador.
57
B)
Cuantificación del ADN
La integridad y concentración de ADN fueron analizadas por electroforesis en
geles de agarosa 0,8% en tampón TAE 1X y cuantificado comparativamente
utilizando el estándar ADN Low Mass Ladder (10068-013, INVITROGEN),. La
electroforesis se realizó a 70 V por 15 minutos. Sobre la base de estas
determinaciones, la concentración de ADN de cada una de las accesiones se
estandarizó en tampón TE 0,1M tartrazine hasta lograr una concentración final de
1,25 ng /µl.
C)
Reacción RAPDs
En cada tubo de reacción se colocó una alícuota de los siguientes componentes:
Componentes
1 Rx
ADN (1.25 ng /µl)
1,5 µl
5X buffer
2,2 µl
Primer (1,0 µM)
0,4 µl
dNTPs (2,5 mM cada uno)
0.8 µl
Taq polimerasa (5U/µl)
0,13 µl
H2O ultra pura
2,3 µl
Volumen final
7,33 µl
La reacción fue cubierta con una gota de aceite mineral (para evitar la
evaporación de los componentes) y esta fue amplificada en un termociclador MJ
– Research, de acuerdo al siguiente programa:
58
1 Denaturación inicial
Temperatura
ºC
94
2 Denaturación cíclica
94
30 seg.
3 Anillamiento
42
1 min.
4 Elongación
72
2 min.
Paso
Tiempo
5 min.
40 veces el paso 2 hasta el paso 4
6 Elongación final
72
7 min.
7 Conservación de la muestra
4
5 min.
Los productos de amplificación fueron visualizados en geles de agarosa al 2% en
tampón TAE 1X con bromuro de etidio. La electroforesis fue realizada a 110 V.
Se usó el estándar 1Kb DNA Ladder Marker (10381-010 INVITROGEN) como
marcador de referencia. Para la visualización de las bandas se colocó el gel bajo
un transiluminador UV y posteriormente las bandas fueron documentadas.
Primer evaluados
Se probaron 145 primers pertenecientes a los Kits OPA, OPAC, OPAN, OPAM,
OPR, OPS, OPW, OPAA, de Operon Technologies en un sondeo preliminar
(screening) para el que se escogieron cinco accesiones morfológicamente
diferentes. Como resultado del proceso de screening se seleccionaron ocho
primers que presentaron polimorfismos reproducibles y confiables, los mismos
que se emplearon para amplificar el ADN de las 37 accesiones estudiadas.
3.2.3.4
Análisis Estadístico para Datos Moleculares
Las bandas polimórficas fueron evaluadas a través de las variables presencia (1)
o ausencia (0) y se registraron por inspección en una matriz de datos binarios en
el programa NTEDIT del paquete estadístico NTSYS pc ver.2,0 (Applied Biostatistic
59
Inc, 1998). No se tomaron en cuenta polimorfismos que involucren datos dudosos.
Los tamaños de las bandas polimórficas se calcularon mediante la aplicación
LENGTH (Templeton & Lawrence, 1988) y se expresaron en pb.
La principal ventaja de esta codificación es la de dar el mismo peso a todos los
individuos independientemente del número de bandas. El número de locus es el
número de bandas diferentes observadas en el germoplasma en estudio. Al
comparar dos accesiones, los estados posibles a un mismo locus son:
ACCESIÓN Y
ACCESIÓN X
+
-
+
a
b
-
c
d
Hay que recalcar que el número de dobles ausencias (carácter <<d>>)
corresponde al número de loci homocigotos para el alelo nulo en dos individuos
ya que solo informa sobre la ausencia del alelo amplificado lo que no constituye
una evidencia de similitud entre dos accesiones. Por lo tanto, la selección del
índice de similaridad sobre este tipo de marcadores moleculares tiene que
basarse en las características de la técnica usada.
A)
Matriz de similitud y distancias
Utilizando el coeficiente de Jaccard se calculó la similitud genética entre pares de
accesiones mediante la opción SIMQUAL del paquete estadístico NTSYS. La base
molecular para la presencia de una banda RAPDs no está claramente entendida,
pero se considera que la ausencia de una banda compartida no necesariamente
implica un ancestro común o similitud genética entre las muestras, clones o
accesiones. Por lo tanto el coeficiente de Jaccard fue considerado como el mejor
algoritmo para obtener la matriz de similitud y distancia en este estudio, puesto
60
que este coeficiente no considera a la ausencia de banda entre dos muestras
como elemento a favor de la similitud entre ellas, y se expresa de la siguiente
manera:
F=
Mxy
______________
(Mt – Mxyo)
Donde:
F
= Coeficiente de Jaccard
Mxy
= número de fragmentos compartidos entre dos accesiones
Mt
= número total de bandas en la matriz de datos
Mxyo
= número de bandas en la matriz
Sobre la matriz obtenida se aplicó la técnica de Cluster análisis empleando el
método de agrupamiento UPGMA (Media Aritmética No Ponderada; Sneath &
Sokal, 1973) mediante la opción de SAHN CLUSTERING del paquete estadístico
NTSYS.
Mediante la opción TREE DISPLAY fueron visualizados los agrupamientos o
relaciones entre entradas de la colección generándose diagramas arborescentes
o dendrogramas que mostraron las relaciones genéticas entre accesiones.
3.2.3.5
Relación de Datos Morfológicos y Moleculares
Se utilizó la opción MXCOMP del paquete estadístico NTSYS, la cual procede de la
siguiente manera: Utiliza las matrices de distancia moleculares “X” obtenidas con
el coeficiente de Jaccard y las morfológicas “Y” obtenidas con el coeficiente de
Gower; y se las correlaciona entre ellas con el valor estadístico Mantel (1967),
que se define como:
61
Z = ∑j ∑k X jk Y jk
Donde
X jk y Y jk = son elementos de js líneas y ks columnas de Xnxn y Ynxn,
respectivamente, y k es < j.
62
CAPÍTULO IV
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1
RESULTADOS
Los resultados obtenidos de la caracterización morfoagronómica y molecular, así
como la comparación estadística de estas dos fases se detalla a continuación:
4.1.1
4.1.1.1
DATOS PASAPORTE
Provincias de Colección
Las 37 accesiones evaluadas en el presente estudio, fueron colectadas en ocho
provincias de la Sierra ecuatoriana tanto del norte (Carchi, Imbabura y Pichincha),
centro (Tungurahua y Chimborazo) y sur del país (Cañar, Azuay y Loja). La
distribución geográfica de las colectas se observa en la Figura 3.
4.1.1.2
Altitud
Las colectas fueron realizadas en altitudes comprendidas entre los 1 360 y 2 670
m.s.n.m. y seis de las accesiones evaluadas (ECUs-12883, 12884, 12885, 5546,
5579, 6690) fueron colectadas bajo los 2 000 m.s.n.m. (Anexo 1).
4.1.2
CARACTERIZACIÓN MORFOAGRONÓMICA
Los resultados obtenidos del análisis estadístico de los descriptores morfológicos
y agronómicos evaluados en la colección de tomate de árbol del INIAP, se
detallan en los siguientes acápites.
63
4.1.2.1
Variabilidad morfológica
Para determinar la variabilidad de los datos morfológicos de la colección de C.
betacea se usaron como parámetros estadísticos, la media aritmética y el
coeficiente de variación para los 21 descriptores cuantitativos (Tabla 1).
Mientras más bajo sea el valor de coeficiente de variación más homogéneo serán
los
datos y por lo tanto la variación será menor por lo que, con los valores
observados, el descriptor días a la madurez fisiológica presentó un valor de 6%,
siendo el carácter de menor variabilidad, por otro lado el descriptor número de
frutos cosechados por inflorescencia presentó un valor de 27,83% siendo el de
mayor variación.
Los descriptores que mayor variación presentaron en la evaluación fueron:
número de frutos cosechados por inflorescencia (27,83%), tamaño del eje
transversal de la semilla (24,37%), número de frutos caídos por inflorescencia
(22,51%), y número de flores y botones por inflorescencia (19,43%). Esta alta
variación observada es producto, posiblemente, de la influencia del ambiente
sobre estos caracteres, por lo que deberían ser evaluados en otros ciclos de
cultivo o realizar repeticiones en otras localidades que permitan verificar los
valores obtenidos en la presente investigación.
Los descriptores que presentaron menor coeficiente de variación fueron días a la
madurez fisiológica (6,01%), tamaño del eje transversal mayor del fruto (6,09%),
tamaño del eje longitudinal de la semilla (6,58%), y días de duración de floración
(6,83%). Como se había mencionado anteriormente, los valores bajos de
coeficiente de variación indican que hay homogeneidad en los resultados y por lo
tanto un buen manejo del experimento, por lo que se puede considerar estos
descriptores para evaluaciones preliminares de germoplasma de tomate de árbol.
64
4.1.2.2
Agrupamiento de las Entradas.
El agrupamiento jerárquico de Ward (1963) obtenido a partir de la matriz de
distancia generada por el algoritmo de Gower, identificó tres grupos de entradas
(Tabla 2), representadas gráficamente en el dendrograma que puede observarse
en la Figura 4. Este dendrograma muestra la variabilidad y parentesco genético
entre entradas y grupos de accesiones.
4.1.2.3
Valor Discriminante de los Caracteres
Los parámetros estadísticos para la selección de descriptores discriminantes
cualitativos y cuantitativos se detallan en los párrafos siguientes.
A)
Caracteres cualitativos
Para determinar los descriptores discriminantes de los 27 caracteres cualitativos
evaluados, se aplicó la prueba X2, determinando a seis caracteres como
altamente significativos al 1%, cuatro como significativos al 5% y siete caracteres
como no significativos (Tabla 3).
En la Tabla 3 se detallan los resultados de la prueba X2, coeficiente de asociación
(P) y Cramer de los caracteres cualitativos analizados. Los descriptores con
valores totalmente homogéneos (diez descriptores) no fueron considerados dentro
del análisis (Anexo 5).
Se determinaron seis caracteres discriminantes por ser los que presentaron un
mayor valor de X2 y son altamente significativos: color del mucílago adherido a
la semilla (39,37), color de la semilla (37,75), color de la lámina foliar (37,00),
65
color de las nervaduras (37,00), color primario de la epidermis del fruto
(33,15), y color de los brotes apicales (31,98); como se puede observar hay
caracteres que describen tanto la parte vegetativa como el fruto. Estos caracteres
identificados por su mayor valor discriminante, pueden utilizarse para establecer
diferencias entre grupos genéticos.
Los descriptores de mayor valor según la prueba de Cramer fueron: color de la
lámina foliar y color de las nervaduras con un valor de 1,00, y color de los
brotes apicales con 0,93, por lo que son los de mayor contribución en la
discriminación entre grupos genéticos.
B)
Caracteres cuantitativos
Según Engels (1983), un carácter para el cual los grupos genéticos tengan
valores marcadamente distintos, tendrá un valor “D” máximo de 1. El presente
estudio tuvo un valor de 1 entre las comparaciones posibles entre grupos y por lo
tanto fue posible seleccionar los descriptores cuantitativos de mayor poder
discriminante.
Los valores de la prueba de Duncan y promedios calculados para los descriptores
cuantitativos evaluados se detallan en la Tabla 4. De los 21 caracteres
cuantitativos evaluados solo tres resultaron discriminantes: tamaño del eje
longitudinal del fruto, tamaño del eje transversal mayor y transversal menor
del fruto (Tabla 5).
Los
valores
de
desviación
estándar
de
los
descriptores
cuantitativos
discriminantes son bajos (Tabla 5), esto quiere decir que los datos de las
accesiones de cada grupo no presentan alta variación.
66
4.1.2.4
Análisis de los Caracteres Cualitativos Discriminantes para los
Grupos
Los descriptores o caracteres cualitativos están constituidos por varios estados
que expresan la variabilidad de la colección. La relación de los agrupamientos con
los estados de los caracteres de mayor poder discriminante permite comprender
con facilidad la naturaleza del agrupamiento (Tabla 6).
A)
Color de la lamina foliar
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
Verde claro
Verde medio
Verde oscuro
G1
G2
G3
El Grupo 1 y 2 presentaron el 100% de las entradas laminas foliares de color
verde oscuro, mientras que el grupo 3 en su totalidad presentó laminas foliares de
color verde normal.
67
B)
Color de las nervaduras
100
80
60
Amarillo
Marron claro
Marron oscuro
40
20
0
G1
G2
G3
Tanto el grupo 1 como el grupo 2 presentaron en el 100% de las entradas
nervaduras de color marrón oscuro y el grupo 3 se diferencia por presentar
nervaduras de color marrón claro.
C)
Color de los brotes apicales
100
80
60
Verde claro
40
Purpura claro
Purpura oscuro
20
0
G1
G2
G3
El Grupo 1 y 2 presentaron el 100% brotes apicales de color púrpura oscuro,
mientras que el Grupo 3 presentó en su totalidad brotes apicales de color púrpura
claro.
68
D)
Color primario de la epidermis del fruto
100
80
Am arillo
60
Anaranjado claro
40
Anaranjado oscuro
Morado
20
Rosado oscuro
0
G1
G2
G3
Respecto al color primario de la epidermis del fruto solo el grupo 1 tiene frutos de
color anaranjado claro con el 68,75% y el 31,25% presentaron frutos de color
anaranjado oscuro. El grupo 2 presentó el 92,31% de las entradas frutos de color
anaranjado oscuro y una entrada (7,69%) fue de color rosado oscuro. El grupo 3
presentó el 50% de las entradas de color morado, el 37,5% fueron de color
anaranjado oscuro y una accesión (12,5%) fue de color rosado oscuro.
E)
Color del mucílago adherido a la semilla
100
Incoloro
80
Anaranjado claro
60
Anaranjado medio
40
Anaranjado oscuro
Purpura claro
20
Purpura oscuro
0
G1
G2
G3
El grupo 1 presentó el 93,75% de las entradas con mucílagos adheridos a la
semilla de color anaranjado medio y el 6,25% fueron anaranjado oscuro. El grupo
2 tiene 30,77% de entradas mucílago adherido a la semilla de color anaranjado
oscuros, y el 61,54% de las entradas fueron de color anaranjado medio y una
accesión (7,69%) presentó color púrpura oscuro. El grupo 3 se destaca por
69
presentar mucílagos adheridos a la semilla de color púrpura claro en todas sus
accesiones.
F)
Color de la semilla
100
80
Crem a claro
60
Crem a oscuro
40
Pardo
Purpura claro
20
Purpura oscuro
0
G1
G2
G3
El grupo 3 es homogéneo porque el 100% de las entradas presenta semillas de
color púrpura claro. El grupo 2 presentó el 92,31% semillas de color crema
oscuro, el 7,69% fueron de color púrpura oscuro. El grupo 1 presenta 75% de las
entradas semillas de color crema oscuro y 25% fueron pardas.
4.1.2.5
Estructura de los Agrupamientos
El Grupo 1 consta de 16 entradas agrupando el mayor número de accesiones,
que han sido colectadas en el norte y sur del país, este grupo se encuentra a una
distancia genética de 0,047 en relación a los otros dos grupos (G2, G3). Las
accesiones de este grupo muestran una estrecha relación y parentesco,
dividiéndose en cuatro subgrupos A, B, C, y D (Figura 5) de acuerdo a los estados
de los caracteres cualitativos y cuantitativos discriminantes, el subgrupo A tiene
una distancia genética de 0,0076; el subgrupo B se encuentra a una distancia de
0,017; el subgrupo C está a una distancia de 0,015; estos tres subgrupos tienen
una estrecha relación genética, ya que se encuentran en un mismo cluster a una
distancia de 0,039 del subgrupo D.
70
Con base en los Anexos 6 y 9, el subgrupo B se diferencia del resto de subgrupos
por presentar frutos de color anaranjado oscuro; y el subgrupo D se diferencia por
presenta frutos de mayor tamaño dentro del Grupo 1.
El Grupo 2 está conformado por 13 entradas, que fueron colectadas al norte y sur
del país, se encuentra separada de los otros dos grupos (G1, G3) a una distancia
genética de 0,038 y se divide en dos subgrupos A y B (Figura 6); el subgrupo A
se encuentra a una distancia genética de 0,032 y el subgrupo B está separado
genéticamente a 0,016, valores de distancia genética similares a las del Grupo 1.
Con base a los Anexos 7 y 10, el subgrupo A se diferencia del subgrupo B por
presentar el color del mucílago adherido a la semilla de color anaranjado claro, sin
embargo los dos subgrupos presentan frutos de tamaño similar.
El Grupo 3 consta de ocho entradas colectadas al norte, centro y sur del país; se
separa del grupo 1 y 2 a una distancia genética de 0,051. De igual manera este
grupo se divide en dos subgrupos A y B (Figura 8), el subgrupo A se encuentra a
una distancia genética de 0,018 y el subgrupo B está separado por una distancia
de 0,033, mostrando una relación genética similar a la del Grupo 1 y 2.
Con base a los Anexos 8 y 11, el subgrupo A se diferencia del subgrupo B por el
color morado de la epidermis del fruto y por presentar frutos de menor tamaño.
71
4.1.2.6
Análisis de la Ubicación Espacial
En la Figura 8, se encuentra representada gráficamente la ubicación espacial de
las entradas, que están en función de las ecuaciones construidas a partir del
coeficiente de Gower en el análisis discriminante canónico.
La distancia que separa el Grupo 1 del Grupo 2 es de 3,99; el Grupo 2 está
separado del Grupo 3 por una distancia de 7,71 y la distancia que existe entre el
Grupo 3 y el Grupo 1 es de 13,14; siendo estos dos últimos grupos los que menos
características comparten, encontrando mayor relación genética entre los grupos
1 y 2.
4.1.2.7
Análisis de los Agrupamientos
El análisis del agrupamiento jerárquico de Ward formó tres grupos de entradas,
pudiendo identificarse siete morfotipos grupo de accesiones que comparten
caracteres morfológicos y agronómicos similares de acuerdo a los caracteres
compartidos en la caracterización morfológica realizada en el presente estudio. A
continuación se detalla las características de cada grupo y sus respectivos
morfotipos.
Grupo 1
Las 16 entradas de este grupo han sido colectadas en Carchi (3), Imbabura (1),
Pichincha (1), Tungurahua (1), Chimborazo (1), Cañar (1), Azuay (5), y Loja (3),
Los estados de los descriptores cualitativos discriminantes que presentó el Grupo
1 son: mucílago adherido a la semilla anaranjado medio; epidermis del fruto
72
de color anaranjado claro u oscuro; lámina foliar verde oscuro; nervaduras color
marrón oscuro; brotes apicales de color morado oscuro y semillas crema oscuro
o pardas (Tabla 6).
Para los descriptores cuantitativos discriminantes (Tabla 5), el tamaño
longitudinal del fruto presentó un promedio de 5,76 cm; el eje transversal
mayor dio un valor promedio de 4,59 cm; y para el eje transversal menor fue de
3,30 cm; siendo los frutos de menor tamaño dentro de la colección.
Para los descriptores de interés agronómico el grupo presentó valores promedios
de 225 días al inicio de floración; 30 flores y dos frutos cosechados por
inflorescencia, siendo un valor bajo para producción; para el descriptor días a la
madurez fisiológica el grupo presentó un promedio de 416 días, considerándolo
como precoz en la presente investigación (Tabla 4). Durante el ciclo de cultivo en
el que se realizó la presente caracterización, el grupo presentó de media a alta la
incidencia de virus.
Dentro de este grupo se han identificado dos morfotipos (M1 y M2),y el detalle de
los caracteres evaluados se detalla en la Tabla 7.
Morfotipo 1. Este morfotipo consta de 11 accesiones: ECU-3473, ECU-3789,
ECU-5546, ECU-5579, ECU-6690, ECU-12781, ECU-12873, ECU-12874, ECU12880, ECU-12890, ECU-12895, provenientes de las provincia de Carchi,
Imbabura, Azuay, Tungurahua, Pichincha y Loja.
73
Morfotipo 2. Este morfotipo consta de cinco accesiones (ECU-12883, ECU12884, ECU-12886, ECU-12887, ECU-12889), provenientes de las provincias de
Azuay y Loja.
La diferencia entre los dos morfotipos está dada por el color anaranjado oscuro de
la epidermis del fruto presente en el morfotipo 2.
Grupo 2.
Las 13 entradas de este grupo han sido colectadas en Carchi (1), Imbabura (5),
Tungurahua (5), Azuay (1), y Loja (1).
Los estados de los descriptores cualitativos discriminantes evaluados para este
grupo son: mucílago adherido a la semilla de color anaranjado medio,
anaranjado claro o púrpura oscuro; epidermis del fruto de color anaranjado
oscuro o rosado oscuro; lámina foliar verde oscuro; nervaduras marrón oscuro;
brotes apicales morado oscuro y semillas de color crema oscuro o púrpura
oscuro. Las entradas de este grupo presentaron frutos de forma ovoide (Tabla 6).
Para los descriptores cuantitativos discriminantes, el tamaño longitudinal del
fruto presentó un promedio de 7,24 cm; el promedio del eje transversal mayor
fue de 5,40 cm; y el eje transversal menor presentó un promedio de 4,01 cm
(Tabla 5); siendo los frutos de mayor tamaño dentro de la colección, comúnmente
se los conoce como tomates gigantes (León et al., 2004).
Para los descriptores de interés agronómico, este grupo presentó valores
promedio de 236 días al inicio de floración, siendo el grupo con floración tardía; 41
74
flores y tres frutos cosechados por inflorescencia, siendo un valor medio para
producción; para el descriptor días a la madurez fisiológica el grupo presentó un
promedio de 415 días, pese a que este grupo fue considerado como tardío para la
floración, mostró una madurez fisiológica precoz en la presente investigación
(Tabla 4). Durante el ciclo de cultivo en el que se realizó la presente
caracterización, el grupo presentó de baja a media la incidencia de virus.
Dentro de este grupo se han identificado dos morfotipos (M3 y M4), y sus
caracteres cualitativos se detallan en la Tabla 7.
Morfotipo 3. Este morfotipo consta de 12 accesiones (ECU-12871, ECU-12872,
ECU-12876, ECU-12877, ECU-12879, ECU-12882, ECU-12885, ECU-12888,
ECU-12891, ECU-12893, ECU-12894A, ECU-12898), provenientes de las
provincias de Azuay, Carchi, Imbabura, Tungurahua y Loja.
Este morfotipo se caracteriza por presentar la epidermis de color anaranjado
oscuro y el mucílago adherido a la semilla de color anaranjado medio.
Morfotipo 4. Este morfotipo consta de la accesión ECU-12896A, que es de la
provincia de Tungurahua. A este morfotipo se lo conoce comúnmente como
blanco hueso, debido a que en estado inmaduro la epidermis del fruto es de color
blanco amarillento, y al llegar a la madurez se torna de color rosado oscuro,
además presenta mucílago adherido a la semilla de color púrpura oscuro.
Grupo 3.
Es el grupo está conformado por el menor número de accesiones, que han sido
colectada en Carchi (1), Imbabura (1), Tungurahua (4), Azuay (1), y Cañar (1).
75
Los estados de los descriptores cualitativos discriminantes que presentó este
grupo fueron: mucílago adherido a la semilla púrpura claro; epidermis del fruto
de color anaranjado oscuro o morado; lámina foliar verde medio; nervaduras
marrón claro; brotes apicales y semillas de color púrpura claro (Tabla 6).
Para los descriptores cuantitativos discriminantes, el promedio del tamaño
longitudinal del fruto fue de 6,50 cm; para el eje transversal mayor fue de 4,89
cm; y el eje transversal menor dio un promedio de 3,70 cm (Tabla 5), siendo los
frutos de tamaño medio dentro de la colección.
Para los descriptores de interés agronómico, este grupo presentó valores
promedio de 227 días al inicio de floración; 34 flores y tres frutos cosechados por
inflorescencia, siendo un valor medio para producción; para el descriptor días a la
madurez fisiológica el grupo presentó un promedio de 430 días, siendo así el
grupo más tardío en la presente investigación (Tabla 4). Durante el ciclo de cultivo
en el que se realizó la presente caracterización, el grupo presentó de baja a
media la incidencia de virus.
Dentro de este grupo se ha identificado tres morfotipos (M5, M6 y M7), y sus
caracteres cualitativos se detallan en la Tabla 7
Morfotipo 5. Este morfotipo consta de cuatro accesiones (ECU-3472, ECU12782, ECU-12875, ECU-12897), provenientes de las provincias de Azuay,
Cañar, Carchi y Tungurahua. Este morfotipo se caracteriza por presentar frutos de
color morado.
76
Morfotipo 6. Está conformado por tres accesiones (ECU-12892, ECU-12894B,
ECU-12878), provenientes de las provincias de Imbabura y Tungurahua. Se
caracteriza por presentar frutos de color anaranjado oscuro, a este morfotipo se lo
conoce comúnmente como mora gigante (León et al., 2004).
Morfotipo 7. A este morfotipo pertenece la accesión ECU-12896B, proveniente
de la provincia de Tungurahua. Se diferencia de la accesión ECU-12896A que se
encuentra en el Grupo 2 porque presentó la pulpa de color anaranjado claro.
Igualmente a este morfotipo se le conoce comúnmente como blanco hueso.
4.1.2.8
Descriptores Morfológicos y Agronómicos
A continuación se detallan los resultados de los caracteres morfológicos y
agronómicos evaluados en la presente investigación, cabe recalcar que este
análisis no se realizó en base al agrupamiento definido anteriormente, sino por
accesiones para la identificación de materiales promisorios.
Los descriptores morfológicos y agronómicos fueron evaluados desde el inicio de
la floración hasta la madurez fisiológica en diez plantas para las variables
cualitativas y cuantitativas. La lista de descriptores morfológicos y agronómicos se
detalla en el Anexo 2.
A)
Fuste
Altura del fuste (cm): El valor mínimo observado en la colección fue de 80 cm
para el ECU-3789, y el valor máximo de 123,33 cm para el ECU-12891. El valor
promedio para esta variable fue de 105,96 cm, mientras que el coeficiente de
variación observado fue de 10,46% (Tabla 1).
77
Albornoz (1992), reporta como valor mínimo 88,21 cm, y como valor máximo 132
cm, siendo valores similares a los reportados en la presente investigación.
B)
Copa
Densidad de la copa: La colección presentó 19 entradas (51,4%) con copa
semidensa, 15 (40,5%) con copa densa y tres (8,11%) presentaron copas ralas
(Anexo 5).
Este descriptor está influenciado por el manejo agronómico principalmente por las
podas fitosanitarias en las que se eliminan hojas viejas y enfermas, reduciendo en
ciertos casos la densidad de la copa.
Hábito de la copa: De las 37 entradas evaluadas, 30 (81,1%) presentaron copas
de hábito convergente, esto quiere decir que las ramas tienden a ir hacia arriba;
seis entradas (16,22%) presentaron copas de hábito normal es decir en forma de
parasol, mientras que el ECU-12875 tuvo hábito de copa en forma caediza.
(Anexo 5). Según Bohs (1994) el hábito de copa convergente, es una
característica del género Cyphomandra.
C)
Follaje
Forma del pecíolo: El 100% de las accesiones presentaron pecíolos de forma
cilíndrica (Anexo 5), siendo un descriptor que no presenta variabilidad dentro de la
colección caracterizada. El comportamiento homogéneo observado en este
caracter concuerda con lo reportado por Albornoz (1992), lo que puede deberse a
una estrecha base genética entre las entradas de la colección en estudio.
78
Longitud del pecíolo (cm): La colección presentó para este descriptor un valor
mínimo de 4,76 cm para el ECU-3473, y un valor máximo de 10,50 cm (ECU12897), un promedio de 8,61 cm, y un coeficiente de variación 13,44% (Tabla 1).
Estos valores son bajos comparados con los resultados observados por Albornoz
(1992), ya que en su estudio el valor mínimo fue de 10,4 cm y valor máximo de
12,4 cm. En el presente estudio estos datos se tomaron en el tercio inferior de la
copa, presentando tamaños distintos de hojas y pecíolos tanto en el tercio medio
como en el superior.
Forma de la lámina foliar: El 100% de la colección presentó hojas cordadas
(Anexo 5), es decir que no se encontraron plantas con dimorfismo foliar. Según
Bohs (1994) este carácter es una clave dicotómica para reconocer a la especie
Cyphomandra betacea, por lo que es poco probable observar variación en este
carácter dentro de esta especie.
Tamaño del eje longitudinal de la lámina foliar (cm): El valor mínimo para este
descriptor fue de 13,33 cm (ECU-3473), y el máximo 25,66 cm para el ECU12873, un promedio de 10,56 cm, con un coeficiente de variación de 20,90%
(Tabla 1).
Albornoz (1992) reporta para este caracter un valor mínimo de 24 cm, que en
comparación con los resultados de esta investigación es un valor más alto, sin
embargo cabe mencionar que el tamaño de la lámina foliar depende del estado de
crecimiento del árbol como de la ubicación de la hoja en la copa.
79
Tamaño del eje transversal de la lámina foliar (cm): El ECU-3473 presentó el
valor mínimo (9,53 cm) dentro de la colección, mientras que el valor máximo fue
21,51 cm para el ECU-12891, y un promedio de 17,17 cm, con un coeficiente de
variación de 11,34% (Tabla 1).
Color de la lámina foliar: El 78,38% de las entradas (29) presentaron hojas de
color verde oscuro, mientras el 21,62% (8) fueron verde medio (Anexo 5), se
podría decir que el color verde oscuro es un carácter dominante dentro de la
colección.
Nervaduras de la lámina: El 100% de las entradas de la colección presentó
nervaduras prominentes (Anexo 5). El comportamiento homogéneo del caracter
observado en la presente investigación concuerda con lo reportado por Albornoz
(1992), lo que puede deberse a una estrecha base genética entre las entradas de
la colección en estudio.
Color de la nervadura: Las hojas color verde oscuro presentaron nervaduras de
color marrón oscuro, mientras que las hojas verde medio mostraron nervaduras
de color marrón claro (Anexo 5). Al parecer estos caracteres están relacionados.
Color de los brotes apicales: En la colección se observó que los árboles que
presentan hojas de color verde oscuro tienen los brotes apicales púrpura oscuro,
y los árboles con hojas verde medio presentaron brotes púrpura claros (Anexo 5),
por lo que se puede afirmar que estos caracteres están relacionados.
80
Después de analizar los resultados obtenidos para los descriptores: Color de la
lámina foliar, color de las nervaduras y color de los brotes apicales se puede
afirmar que hay una estrecha correlación entre estos.
D)
Flor
Tamaño del cáliz (mm): Esta variable presentó un valor mínimo de 4,66 mm para
el ECU-12889, un máximo de 7,10 mm (ECU-3472) un tamaño promedio de 5,56
mm, y con un coeficiente de variación de 8,17% (Tabla 1). El dato de valor mínimo
observado concuerda con lo reportado por Albornoz (1992), ya que en su estudio
el valor mínimo fue de 4,5 mm.
Color del cáliz: La colección presentó en su totalidad flores con cáliz de color
verde claro (Anexo 5). Los resultados obtenidos de este caracter en la presente
investigación concuerdan con lo reportado por Albornoz (1992), pudiendo ser un
carácter de herencia simple que se mantiene dentro de los cultivares.
Tamaño de la corola (mm): El valor mínimo encontrado en la colección fue de
8,4 mm para el ECU-12892, el valor máximo de 11,77 mm (ECU-12877), con
tamaño de corola promedio de 10,56 mm, con un coeficiente de variación de
7,43% (Tabla 1). No se puede hacer una comparación con lo reportado por
Albornoz (1992) ya que en su investigación mide el tamaño de corola con la flor
totalmente abierta y en la parte superior, mientras que en el presente estudio se
midió en la parte media de la flor.
Color primario de la corola: El 81,08% de las entradas (30) de la colección
presentó corolas de color rosado, mientras que el 18.9% (7) presentó corolas
81
blancas (Anexo 5), pudiendo ser un carácter dominante dentro de la especie en
estudio.
Color secundario de la corola: No se encontró variabilidad para este descriptor
ya que dentro de la colección todas las flores presentaron corolas con color
secundario púrpura oscuro (Anexo 5).
Sin embargo es importante mencionar que a pesar de Albornoz (1992) dentro de
su estudio reporta corolas de un solo color en su mayoría ligeramente rosada, en
el presente estudio se observaron corolas bicolores, por lo que fue necesario
agregar el carácter color secundario de la corola a la lista de descriptores. Este
cambio en la uniformidad del color de la corola, pudo haberse producido debido a
las mezclas varietales que se han venido produciendo.
Tipo de inflorescencia: El 100% de la colección presentó inflorescencias tipo
cima-bipara escorpoide (Anexo 5), que concuerda con lo reportado por Albornoz
(1992), ya que en su investigación también observó el mismo tipo de
inflorescencia para todos los cultivares estudiados, lo que puede deberse a una
estrecha base genética entre las entradas de la colección en estudio.
Número de flores y botones por inflorescencia: El ECU-3473 presentó un valor
mínimo de 11 flores y botones por inflorescencia, y un valor máximo de 50 para el
ECU-12877; un promedio de 36 flores y botones, y con un coeficiente de variación
de 19,43% (Tabla 1). Comparando con los resultados reportados por Albornoz
(1992), se pude mencionar que hay valores similares.
82
Cabe mencionar que los ECUs-12891, 12878, 12896A y 12897 presentaron de 45
a 49 flores y botones por inflorescencia siendo un dato relevante para procesos
de selección, ya que con un adecuado manejo agronómico se puede llegar a
obtener un mayor número de frutos por inflorescencia.
Número de frutos cuajados por inflorescencia: La colección presentó un valor
mínimo de siete frutos cuajados por inflorescencia para el ECU-3473, el valor
máximo fue de 33 para los ECUs-12896A, 12878, 12877, un promedio de 24
frutos cuajados y con coeficiente de variación de 19,50% (Tabla 1).
Analizando los valores observados para los dos últimos descriptores, la accesión
ECU-3473, presentó el menor número de flores y botones así como un menor
número de frutos cuajados por inflorescencia. Por el contrario las accesiones
ECU-12877, ECU-12878, y ECU-12896A fueron las que mayor número de flores y
botones presentaron, así como un mayor número de frutos cuajados por
inflorescencia. Con esto datos se pueden considerar estas entradas como
material promisorio para programas de fitomejoramiento enfocado hacia la
producción.
E)
Fruto
Forma del fruto: En la colección se observó que 24 entradas (64,86%)
presentaron frutos ovoides, 11 (28,73%) fueron frutos de forma elíptica y los
ECUs-3789 y 12781 (5,41%) presentaron frutos esféricos (Anexo 5). Esto
concuerda con las tres formas de fruto descritas por Albornoz (1992), que son
ovoide, esférica y elíptica.
83
Forma del extremo apical del fruto: El 81,08% de las entradas (30) presentaron
extremos apicales puntones, y apenas el 18,92% (7) tuvieron extremos redondos
(Anexo 5), lo que demuestra que la colección presenta en su mayoría frutos con
extremo apical puntón.
La forma de fruto preferida en el mercado nacional e internacional son los de
forma elíptica y con extremo apical puntón, por lo que en procesos de selección
se debería tomar en cuenta estos parámetros.
Tamaño del eje longitudinal del fruto (cm): El ECU-3789 presentó frutos con
tamaño mínimo de 4,77 cm, un valor máximo de 8,05 cm para el ECU-12896A,
un promedio de 6,44 cm, y con un coeficiente de variación de 8,83% (Tabla 1).
Los valores reportados por Albornoz (1992), fueron de 5,45 cm para el valor
mínimo y el valor máximo fue de 7,73 cm, que son similares a la presente
investigación.
Tamaño del eje transversal mayor del fruto (cm): El valor mínimo encontrado
en la colección fue de 4.01 cm (ECU-12880), el tamaño máximo fue de 5,90 cm
para el ECU-12896A, un promedio de 4,94 cm, y con un coeficiente de variación
de 6,08% (Tabla 1).
Tamaño del eje transversal menor del fruto (cm): El ECU-12880 presentó un
valor mínimo de 2,81 cm, el valor máximo fue de 4,29 cm para el ECU-12891, el
promedio del eje transversal menor del fruto fue de 3,63 cm, y con un coeficiente
de variación de 7,87% (Tabla 1).
84
Dentro de la colección, la accesión ECU-12896A fue la que presentó frutos de
mayor tamaño según los resultados obtenidos en los caracteres: tamaño del eje
longitudinal del fruto y tamaño del eje transversal mayor del fruto.
El mercado internacional demanda frutos de 8 cm para el tamaño longitudinal y 5
cm para el tamaño del eje transversal mayor (www.sica.gov.ec/agronegocios
/BibliotecaConvenio%20MAG%20IICA/productos/tomate_arbol_mag.pdf); por
lo
tanto, los ECUs que cumplen con estas condiciones son: ECU-12898 con 7,96 cm
de largo y 5,10 cm de longitud del eje transversal, el ECU-12891 con 7,86 cm de
largo y 5,56 cm de longitud del eje transversal y el ECU-12882 con 7,41 cm de
largo y 5,28 cm de longitud del eje transversal; por otro lado, el ECU-12896A no
entraría dentro de este grupo por otras características que serán discutidas más
adelante y que no concuerdan con los parámetros de exportación.
Estos ECUs pueden ser considerados dentro de programas de fitomejoramiento,
que estén enfocados hacia la producción de frutos para la exportación.
Color primario de la epidermis del fruto: Se observaron 19 entradas (51,35%)
con frutos color anaranjado oscuro, 11 (29,73%) fueron anaranjado claro, cinco
entradas (13,51%) fueron de color morado y los ECUs-12896A y 12896B (5,41%)
presentaron color rosado oscuro (Anexo 5), estos dos últimos ECUs en estado
inmaduro son de color blanco amarillento, color característico de algunas
especies silvestres, y que en estado maduro se torna rosado oscuro, este cultivar
puede ser una mezcla varietal entre un material silvestre y uno cultivado.
Son las pocas las accesiones que presentan color morado de los frutos, la pérdida
de este material puede ser efecto de la poca aceptación de este fruto por los
consumidores.
85
Color secundario de la epidermis del fruto: Se observaron 32 entradas
(86,49%) que presentaron frutos con el color secundario de la epidermis morado
claro y cinco (13,51%) fueron color morado oscuro (Anexo 5).
Albornoz (1992) en su estudio reporta frutos de un solo color sin embargo
concluye que las mezclas varietales o metaxenia producen cambios fenotípicos,
como los que se han venido presentándose en los últimos años, debido a este
fenómeno se han presentado cambios en el germoplasma caracterizado, por lo
que fue necesario agregar el carácter color secundario de la epidermis del
fruto para la evaluación del mismo.
Actualmente el resultado del proceso de las mezclas varietales ha generado un
cambio en la uniformidad del color del fruto. Este parámetro es considerado como
un requisito para comercialización, que puede volverse crítico, especialmente si
se trata de exportación de la fruta, en donde se demanda frutos de color
homogéneo anaranjado claro y oscuro (www.sica.gov.ec/agronegocios /Biblioteca
Convenio%20MAG%20IICA/productos/tomate_arbol_mag.pdf).
Veteado de la epidermis del fruto: El 100% de las entradas presentaron frutos
ligeramente veteados (Anexo 5), siendo un descriptor que no aporta para la
diferenciación varietal. Según Albornoz (1992) este es un carácter ancestral que
se encuentra en algunas especies silvestres y en todos los cultivares
ecuatorianos.
Color de la pulpa: En la colección se encontró 28 entradas (75,68%) que
presentaron frutos con pulpas de color anaranjado medio, cinco (13,51%) tuvieron
pulpas anaranjado claro, tres (8,11%) fueron de color anaranjado oscuro y solo el
ECU-12896A presentó frutos con pulpa color crema (Anexo 5). Estos resultados
86
no concuerdan con lo reportado por Albornoz (1992) ya que en su estudio todos
los cultivares presentaron pulpas color anaranjado claro, lo que pudo deberse al
estado de madurez del fruto, luminosidad y apreciación visual.
Grosor de la pulpa (mm): El valor mínimo encontrado en la colección fue de 3,08
mm para el ECU-12886, el valor máximo fue de 7,91 mm para el ECU-12891, un
promedio de 5,32 mm, y con un coeficiente de variación de 16,02% (Tabla 1).
Valores que no concuerdan con lo reportados por Albornoz (1992), ya que el valor
mínimo fue de 7,70 mm y el máximo fue de 8,30 mm.
Para fines agroindustriales, este descriptor resulta interesante ya que mientras
más gruesa sea la pulpa del fruto, mayor será los rendimientos en los productos
elaborados, cabe mencionar que este también es un descriptor que puede ser
tomado en cuenta en programas de mejoramiento.
Grosor del mucílago que contiene la semilla: El 70,87% de las entradas (26)
presentaron mucílagos de grosor intermedio, el 21,62% (8) tuvo mucílago de
grosor abundante y tres entradas (ECU-12877, ECU-12888, ECU-12891)
presentaron escaso el grosor del mucílago que contiene la semilla (Anexo 5).
Con los datos obtenidos se puede afirmar que las accesiones que tienen un
mucílago abundante, presentaron pulpa de tamaño menor a diferencia de las que
presentaron mucílago escaso cuya pulpa es de mayor tamaño como es el caso
del ECU-12891.
Color del mucílago que contiene la semilla: El 100% de la colección presentó
incoloro el mucílago que contiene la semilla (Anexo 5). El comportamiento
homogéneo de este caracter observado en la presente investigación concuerda
87
con lo reportado por Albornoz (1992), lo que puede deberse a una estrecha base
genética entre las entradas de la colección en estudio.
Color del mucílago adherido a la semilla: En la colección se observaron 22
entradas (59,46%) con mucílago adherido a la semilla color anaranjado medio,
ocho (21,62%) púrpura claro, cuatro (10,81%) anaranjado claro y el ECU-12896A
presentó el mucílago adherido a la semilla de color púrpura oscuro (Anexo 5).
Los frutos de tomate de árbol de mucílago adherido a la semilla color anaranjado
claro
u
oscuro,
tienen
mayor
aceptación
en
mercados
nacionales
e
internacionales (www.sica.gov.ec/agronegocios/BibliotecaConvenio%20MAG%20
IICA/productos/tomate_arbol_mag.pdf). Es así que los ECUs-12898, 12891 y
12882, cumplen con este parámetro. Además, cabe resaltar que estas accesiones
también se ajustan a los requisitos mencionados anteriormente en cuanto a color
primario de la epidermis y tamaño de fruto.
El ECU-12896A, a pesar de que presenta el tamaño requerido para su
exportación, se observó que el color de la epidermis y del mucílago adherido a la
semilla, no son considerados en este tipo de comercialización.
Número de frutos por inflorescencia: El valor mínimo observado en la colección
fue de un fruto por inflorescencia (ECU-12890, ECU-12874), el valor máximo fue
de cinco para el ECU-12894A, un promedio de 3 frutos por inflorescencia de y con
un coeficiente de variación de 27,83% (Tabla 1).
Se observó que los ECUs- 12885, 12889, 12892, 12894B, 12895, 12897 y 12898,
presentaron cuatro frutos por inflorescencia, considerándolos también materiales
de alta producción, que pueden ser evaluados en programas de mejoramiento
genético.
88
Número de frutos caídos por inflorescencia: El valor mínimo encontrado dentro
de la colección fue de cuatro frutos para el ECU-3473, el valor máximo fue de 30
frutos caídos por inflorescencia para el ECU-12877, un promedio de 21 y con un
coeficiente de variación de 22,51% (Tabla 1).
Se identificó al ECU-12877 como la accesión con mayor número de flores y
botones por inflorescencia (50), así como frutos cuajados (33), pese a esto es la
accesión que presentó mayor número de frutos caídos, cosechando tres frutos por
inflorescencia. Con estos datos se puede indicar que es la entrada con mayor
susceptibilidad al efecto de vientos y manejo agronómico.
Con un manejo de fertilización adecuado, se pude reducir el nivel de pérdida de
frutos caídos, incrementando los niveles de producción dentro de una plantación,
además los ECUs que en la presente investigación presentaron menor número de
frutos pueden ser considerados en programas de mejoramiento.
Número de semillas por fruto: El valor mínimo de semillas por fruto fue de 155
para el ECU-12873, el valor máximo fue de 367 para el ECU-12877, un promedio
de 261 semillas por fruto y con un coeficiente de variación de 16,38% (Tabla 1).
Valores similares a los reportados por Albornoz (1992), que fueron de 175
semillas para el valor mínimo y de 384 semillas para el máximo. Este caracter
tiene relevancia para agricultores que se dedican a la producción de plantas de
tomate de árbol.
Tamaño del eje longitudinal de la semilla (mm): El tamaño mínimo encontrado
en la colección fue de 3,55 mm para el ECU-12893, el valor máximo fue de 5 mm
(ECU-12896A), un tamaño promedio del eje longitudinal de la semilla de 4 mm, y
con un coeficiente de variación de 6,57% (Tabla 1).
89
Tamaño del eje transversal de la semilla (mm): El ECU-12897 presentó un
valor mínimo de 3,05 mm, el valor máximo fue de 4,25 mm para el ECU-12896A,
un promedio de 3,62 mm y con un coeficiente de variación de 24,37% (Tabla 1).
En el presente estudio se identificó al ECU-12896A como el fruto que presentó
mayor tamaño así como el tamaño de semillas, además fue una de las
accesiones que con mayor número de semillas, esto puede a que es un cultivar
con características ancestrales. Cabe mencionar que las especies silvestres
producen mayor número de semillas para su sobrevivencia.
Color de la semilla: En la colección se observaron 23 entradas (62,16%) que
presentaron semillas color crema oscuro, nueve (24,32%) fueron púrpura claro,
cuatro (10,81%) fueron pardas y el ECU-12896A (2,70%) presentó semillas color
púrpura oscuro (Anexo 5).
Según Albornoz (1992), el color de la semilla cambia con el estado de maduración
de los frutos, las semillas son más claras en frutos pintones, más oscuras en los
frutos maduros fisiológicamente y muy oscuras en los frutos en proceso de
fermentación, por lo que se debe considerar estos aspectos al momento de
evaluar este descriptor.
F)
Descriptores agronómicos
Altura de la planta (cm): La colección presentó plantas con altura mínima de 131
cm para el ECU-12896B, la altura máxima fue de 212,5 cm para el ECU-12896A,
con un promedio de 176,83 cm y un coeficiente de variación de 10,38% (Tabla 1).
90
Cabe mencionar que las entradas ECU-3473 (139,66cm) y ECU-12882 (137cm)
también presentaron alturas mínimas, y las accesiones en las que se observó
alturas máximas fueron ECU-6690 (208,85 cm), ECU-5546 (201,85 cm) y ECU12891 (212,16 cm).
Los valores reportados por Albornoz (1992) fueron de 190 cm para el valor
mínimo y 230 cm para el valor máximo, comparando con los resultados del
presente estudio se puede decir que la colección presentó plantas bajas, lo que
puede ser efecto de adaptación a las condiciones climáticas y edáficas de la zona.
Los productores de tomate de árbol prefieren árboles de tamaño bajo, ya que esto
facilita el manejo fitosanitario y de cosecha, por los que debería tomarse en
cuenta los ECUs que presentan tamaño bajo de planta para programas de
mejoramiento genético, en el que se podría realizar cruzas entre plantas con altos
rendimientos, tolerancia a plagas y enfermedades y con frutos de características
deseables en el mercado.
Días al inicio de la floración: El valor mínimo fue de 197 días para el ECU12882 considerándolo como precoz dentro de la colección en el presente estudio;
el máximo de 261 días para el ECU-12898 siendo el más tardío, un promedio de
230 días y con un coeficiente de variación de 7,11% (Tabla 1) este valor indica
que el comportamiento precoz de la accesión anteriormente mencionada se
mantendrá en otros ciclos de cultivo por lo que puede ser evaluada para
fitomejoramiento.
Días de duración de la floración: El valor mínimo observado fue de 31 días para
el ECU-12895, el valor máximo fue de 69 días para el ECU-12887, un promedio
de 56 días y con un coeficiente de variación de 12,13% (Tabla 1).
91
Días a la madurez fisiológica: El valor mínimo observado fue de 382 días para
el ECU-12893, considerándolo como precoz dentro del presente estudio; el valor
máximo fue de 494 días para el ECU-12878 siendo el más tardío, un promedio de
418 días y con un coeficiente de variación de 6% (Tabla 1)
Los descriptores días al inicio de floración, duración de la floración y madurez
fisiológica no coinciden con los valores reportados por Albornoz (1992), ya que
estos descriptores están influenciados por las condiciones agroclimáticas y el
manejo agronómico que se al cultivo, sin embargo la accesión identificada como
precoz en el presente estudio puede ser evaluada en programas de mejoramiento
genético.
G)
Susceptibilidad a plagas y enfermedades
Incidencia de pulgón (Aphis sp, Mysus sp.): El 43,24% de las entradas (16)
presentaron baja incidencia de pulgones, el 51,35% (19) presentaron incidencia
media y apenas el 5,41% de las entradas ECU-12884 y ECU-12888, presentaron
una alta incidencia de pulgones (Anexo 5).
Como se puede observar en el presente estudio, la incidencia de pulgón no fue un
problema en la producción de tomate de árbol, sin embargo es importante el
control de esta plaga porque es un vector en la transmisión de virus.
Incidencia de chinche (Leptoglosus sp.): En la colección se observó que 33
entradas (89,19%) presentaron una incidencia media y cuatro (10,41%) que son
los ECUs-12890, 12872, 12877 y 12892 presentaron una alta incidencia (Anexo
5).
92
La presencia de chinches en el presente ciclo de cultivo, no tuvo influencia directa
con la producción, pese a esto los frutos se ven alterados externamente lo que
puede afectar la comercialización del producto.
Incidencia de lancha (Phytophthora infestans): El 100% de las entradas
presentaron una incidencia media a la presencia de lancha (Anexo 5).
Se puede afirmar que todos los cultivares de la colección de tomate de árbol del
presente estudio, presentaron una incidencia media al ataque de Phytophthora
infestans; cabe recalcar que durante el ciclo de investigación se realizaron
constantes monitoreos para efectuar los controles fitosanitarios correspondientes.
Incidencia de virus: En la colección se observó que 17 entradas (45,95%)
presentaron una baja presencia de virus, 12 entradas (32,43%) presentaron
incidencia media y ocho accesiones (21,62%) presentaron alta incidencia de virus
(Anexo 5). La sintomatología para la identificación de virus en el que se basó el
presente estudio fue dada mediante comunicación personal (Cevallos∗, 2003).
Es necesario mantener un constante monitoreo para definir estrategias de control
de plagas y enfermedades, además es importante la selección de frutos de
plantas vigorosas y sanas para obtener mejores resultados al momento de la
propagación.
∗
Cevallos, G. 2003. Sintomatología viral en tomate de árbol (comunicación personal). Granja Tumbaco INIAP. Quito,
Ecuador.
93
4.1.3
CARACTERIZACIÓN MOLECULAR
Los resultados obtenidos de la caracterización molecular y el análisis realizado
con el paquete estadístico NTSYS se detallan a continuación.
4.1.3.1
Extracción de ADN
Al realizar la extracción de ADN de Cyphomandra betacea con tejido fresco se
logró obtener un ADN de buena calidad, con rendimientos bajos de algunas
accesiones en tanto que otros presentaron altos rendimientos (Tabla 8).
El ADN obtenido fue visualizado en un gel de agarosa como una banda única de
alto peso molecular (Figura 9).
4.1.3.2
Productos de amplificación
En un sondeo preliminar de 145 primers arbitrarios se seleccionaron ocho primers
que amplificaron productos polimórficos y reproducibles que fueron evaluados en
las 37 accesiones de tomate de árbol utilizadas en la presente investigación. Los
primers polimórficos y sus secuencias de nucleótidos 5’ - 3’ se encuentran
detallados en la Tabla 9.
De las 94 bandas RAPDs observadas, 37 fueron polimórficas, con una tasa de
polimorfismos de 3,92 polimorfismos por primer. El rango de amplificación
observado fue de 5 a 16 productos obtenidos y el tamaño de las bandas varió de
300 a 1500 pb (Tabla 10).
Solamente las bandas intensas y polimórficas que presentaron una amplificación
consistente fueron analizadas, mientras que las bandas dudosas o borrosas no
94
fueron consideradas para el análisis. En la Figura 10, se muestra un ejemplo de la
amplificación obtenida.
4.1.3.3
Análisis de Agrupamiento de los Datos moleculares
(Cluster analysis)
Los valores de similitud obtenidos en la comparación dos a dos entre todas las
variables estudiadas estuvieron en un rango de 0,08 a 1,0, con un valor medio de
0,54 (Anexo 4).
En la Figura 11 se representa gráficamente las relaciones genéticas del
germoplasma en estudio, como se puede observar no hay un agrupamiento
definido de las entradas como en el caso del dendrograma morfológico, ya que
con los resultados del análisis de agrupamiento, se ubican en un mismo cluster
accesiones que son diferentes morfológicamente; esto indica que hay una
estrecha relación genética entre cada una de las accesiones, y que los
polimorfismos evaluados no son los suficientes para determinar la baja
variabilidad genética del tomate de árbol.
4.1.4
CORRELACIÓN ENTRE MARCADORES MORFOLÓGICOS Y MOLECULARES
Para realizar este análisis se compararon las matrices de distancias generadas a
partir del algoritmo de Gower (caracteres morfológicos) y del coeficiente de
Jaccard (caracteres moleculares). En el caso de descriptores morfológicos las
comparaciones se realizaron con matrices generadas a partir de la totalidad de los
descriptores; para marcadores moleculares se utilizó las 37 bandas polimórficas.
95
El valor de correlación obtenido a partir de este análisis fue de 0,036, que es un
valor bajo en comparación con otros estudios de caracterización (Piedra, 2002 y
Tapia 1998); la comparación de estas matrices dio como resultado una
probabilidad de 0.66, lo que quiere decir que la comparación entre caracteres
morfológicos y moleculares no es significativa, demostrando así que no hay
relación entre las dos etapas del presente estudio,
4.1.5
IDENTIFICACIÓN DE MATERIAL PROMISORIO
La caracterización morfoagronómica realizada en el presente estudio, ha
permitido identificar posibles materiales promisorios dentro de la colección de
tomate de árbol.
Para la selección de material élite se tomó en cuenta descriptores relacionados
con producción, tolerancia a virus y características del fruto que demanda el
mercado nacional e internacional.
Como materiales promisorios se han identificado las accesiones ECU-5546, ECU12871, ECU-12876, ECU-12879, ECU-12882, ECU-12885, ECU-12888, ECU12893, ECU-12894A,
Estos materiales presentan un promedio de 25 a 28 frutos cuajados, siendo 23 la
media para la colección, con una producción de dos a cinco frutos cosechados
por inflorescencia siendo un valor de relevancia en producción; el tamaño del fruto
oscila de 6 a 7 cm, y de color anaranjado para la epidermis del fruto y el mucílago
adherido a la semilla, estas dos últimas características permiten ser competitivos
en mercados nacionales e internacionales.
96
Se destaca el ECU-12882 por ser la accesión que presentó plantas de menor
altura (137 cm) y que presentó las características anteriormente mencionadas, por
lo que podría ser evaluada en un programa de fitomejoramiento en el que se
pretenda conseguir árboles de tamaño bajo y de alta producción.
En el presente estudio se destaca el ECU-12893 por la precocidad a la cosecha,
material que puede ser evaluado en futuros estudios de mejoramiento, y que
puede se difundida a los productores de tomate de árbol por sus características
tanto de tamaño, color y producción.
Uno de los problemas agronómicos que tiene mayor influencia en la producción
de tomate de árbol es la incidencia de virus, las accesiones seleccionadas como
promisorios mostraron una alta tolerancia a virus, confirmando así la importancia
de evaluar estos materiales en otros ciclos de cultivo o en programas de
mejoramiento con la finalidad de identificar materiales élites que permitan el
desarrollo de variedades mejoradas con características de alto rendimiento y con
cierta tolerancia a plagas y enfermedades que afectan al cultivo.
Por otro lado, se debería comenzar un programa de cruzamiento con especies
silvestres relacionadas para buscar genes de tolerancia que no han sido
identificados en estos materiales promisorios
4.2
Consideraciones Finales
La evaluación de la variabilidad genética de 37 accesiones de tomate de árbol
(Cyphomandra betacea Sendt) mediante la caracterización morfológica, permitió
identificar tres grupos de entradas, que no coinciden con el agrupamiento
97
propuesto por Albornoz (1992), ya que para este estudio se utilizó el análisis
multivariado para la discriminación de estos grupos.
Se identificó seis descriptores cualitativos de alto poder discriminante, como color
de la lámina foliar, color de las nervaduras, color de los brotes apicales, color de
la epidermis del fruto, color del mucílago adherida la semilla y color de la semilla,
para conformación de grupos. Albornoz (1992) utilizó los mismos descriptores
cualitativos para identificar cultivares o grupos, incluyendo la forma del fruto en su
análisis, descriptor que no es tomado como discriminante en el presente estudio,
Dentro de los descriptores cuantitativos discriminantes, se identificaron tres
descriptores, tales como tamaño del eje longitudinal del fruto, tamaño del eje
transversal mayor y menor del fruto, estos descriptores son de gran utilidad para
evaluar el germoplasma de tomate de árbol, ya que en el presente estudio la
diferencia de tamaños de los frutos fue notable para cada grupo.
Con el análisis morfológico realizado se determino que el germoplasma de tomate
de árbol presentó una estrecha relación genética, sin embargo se observó
variedad de formas y colores de frutos por lo que se realizó la identificación de
morfotipos, Albornoz (1992) explica este fenómeno como resultado de las
mezclas varietales que se han venido dando en los últimos años.
Dentro del Grupo 1 se identificó materiales que pertenecen al grupo criollo
redondo y criollo puntón, que en el estudio de Albornoz (1992) estos dos
cultivares comparten ciertas características. Por otro lado el Grupo 2 comparte
características del cultivar anaranjado gigante descrito por León et al (2004), y en
la actualidad es el cultivar de mayor aceptación y demanda en el mercado. En el
Grupo 3 se ubican los cultivares rojo o mora propuestos por Albornoz (1992), que
98
de igual manera comparten características vegetativas que los diferencia del
resto. Entonces se puede decir que, los cultivares que comparten características
similares en el estudio de Albornoz (1992), en la presente investigación esta
relación las hace ubicarse en un mismo grupo.
Se observó que las distancias genéticas entre accesiones fueron bajas, a pesar
de esto, se identificó siete morfotipos que puede ser efecto de las mezclas
varietales que realizan los agricultores dentro de una misma parcela, lo que ha
inducido a la pérdida de la pureza de las variedades.
La caracterización molecular empleando la técnica RAPDs en tomate de árbol, no
generó la suficiente información que permita detectar la relación genética de la
colección de C. betacea, en el presente estudio se encontró 37 polimorfismos que
no fue el número adecuado para identificar la variabilidad genética a nivel
molecular, sin embargo en otras especies se han logrado caracterizar el
germoplasma utilizando un mínimo de 30 polimorfismos.
Por lo tanto, en la presente investigación, la variabilidad genética del tomate de
árbol está dada solo por la caracterización en campo, ya al comparar los datos
morfoagronómicos con los moleculares, los resultados obtenidos fueron no
significativos, es decir que no hay relación entre alguna entre las fases de estudio,
debido principalmente a la técnica utilizada y disponible al momento de la
investigación, ya que este técnica realiza un análisis del ADN al azar, por lo que
en colecciones que tiene una base genética estrecha, se corre el riego de no
detectar suficientes bandas polimórficas, que permitan una mayor relación entre la
matriz de distancia morfológica y la matriz de distancia molecular.
99
Para determinar los centros de mayor diversidad de tomate de árbol encontrada
del país, se hizo un análisis de la distribución de los morfotipos por provincia de
colección, observando que en la provincia de Tungurahua se colectó seis de los
siete morfotipos identificados, de igual manera en la provincia del Azuay se
colectó cuatro morfotipos; siendo estas dos provincias las que presentaron mayor
variabilidad genética.
Los esfuerzos realizados en este frutal a nivel de fitomejoramiento han sido muy
puntuales lo que ha ocasionado que los agricultores no cuenten con variedades
mejoradas con características deseables, en relación a calidad, rendimiento,
precocidad y tolerancia a plagas y enfermedades. En esta investigación que se
caracterizó germoplasma de zonas productoras del país se constata visiblemente
que los productores manejan variedades criollas que son bastante susceptibles a
varias plagas y enfermedades, lo que conlleva a una baja en la producción y en la
disminución de la vida de la plantación; todos estos factores han repercutido en
los costos de producción, así como en la degradación ambiental y humana ya que
se tiene que realizar muchos controles con pesticidas para poder tener altas
producciones que generen utilidades a los agricultores.
100
CAPITULO V
CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
5.1
CONCLUSIONES
La caracterización morfoagronómica, permitió ampliar el conocimiento de la
variabilidad de tomate de árbol y su estrecha relación genética.
La caracterización morfológica y evaluación agronómica evaluada con las
distancias de Gower y el agrupamiento de Ward, generaron tres grupos
jerárquicos dentro de la colección de tomate de árbol.
De los 27 descriptores cualitativos evaluados, seis resultaron ser de alto
poder discriminante, y corresponden a: color del mucílago adherido a la
semilla, color de la semilla, color de la lámina foliar, color de las
nervaduras, color primario de la epidermis del fruto, y color de los brotes
apicales.
De los 21 descriptores cuantitativos evaluados, tres resultaron ser de alto
poder discriminante, y corresponden a: tamaño del eje longitudinal del
fruto, tamaño del eje transversal mayor del fruto y tamaño del eje
transversal menor del fruto. Estos caracteres a pesar de estar influenciados
por el ambiente y manejo agronómico, son de alto poder discriminante, por
lo que resultan útiles para una diferenciación preliminar entre grupos.
Los descriptores que presentaron menor coeficiente de variación fueron,
días a la madurez fisiológica (6%), tamaño del eje transversal mayor del
101
fruto (6,08%) y tamaño del eje longitudinal de la semilla (6,58%) por lo que
estos descriptores pueden ser utilizados para una evaluación preliminar de
tomate de árbol.
La caracterización molecular no permitió un agrupamiento definido de las
entradas como lo observado en la caracterización morfológica. Esto se dio
por la estrecha relación genética que existe entre las accesiones de tomate
de árbol, además la técnica RAPDs no detectó esta mínima variación
genética del germoplasma.
La comparación entre datos morfológicos y moleculares dio un valor de
correlación no significativo (0,036), lo cual indica un bajo grado de
concordancia lo que se puede observar en los dendrogramas.
La provincia de Tungurahua es un centro de diversidad genética de tomate
de árbol, ya que se colectó seis morfotipos (M3, M5, M6, M7, M8, M9) de
los siete identificados en la colección; otro centro de diversidad es la
provincia del Azuay donde se colectó cuatro morfotipos (M1, M2, M4, M5,
M7).
El proceso de caracterización realizado en el presente estudio, ha
permitido identificar posibles materiales promisorios dentro de la colección
de tomate de árbol, que podrán ser evaluados en futuras investigaciones y
validar así los resultados obtenidos, que será de gran utilidad al momento
de definir programas de fitomejoramiento.
102
5.2
RECOMENDACIONES
Para caracterizaciones futuras de tomate de árbol se recomienda evaluar
especies silvestres y cultivadas, con el fin de determinar la relación
genética y definir estrategias para fitomejoramiento.
Se recomienda utilizar los caracteres color del mucílago adherido a la
semilla, color de la lámina foliar, color de las nervaduras, color primario de
la epidermis del fruto, color de los brotes apicales y tamaño del eje
longitudinal del fruto, para futuras caracterizaciones o evaluaciones
preliminares de germoplasma de tomate de árbol.
Evaluar molecularmente el germoplasma de tomate de árbol con técnicas
más eficientes en la detección de polimorfismos, como son AFLPs (Del
inglés Amplified Fragment Length Polymorphism) y Microsatélites (Abrev.
SSRs, del inglés Simple Sequence Repeats).
Se recomienda realizar otro ciclo de cultivo en diferentes zonas
productoras de tomate de árbol, con las posibles líneas promisorias
seleccionadas en la presente investigación, con el fin de validar los
resultados obtenidos en cuanto a producción y tolerancia a plagas y
enfermedades.
Se
debería
establecer
estrategias
para
la
conservación
in
situ,
especialmente en los centros de mayor variabilidad de este germoplasma
(Tungurahua y Azuay) para mantener la diversidad y evitar la erosión
genética.
103
Se recomienda a los agricultores evitar mezclar cultivares en una misma
parcela, ya que debido al tipo de polinización autógama y alógama del
tomate de árbol se producen mezclas varietales en el ciclo de cultivo.
Realizar investigaciones en la producción de plántulas in vitro libres de
virus, para garantizar la calidad y rendimiento de los frutos, para poder
incursionar en mercados internacionales donde la demanda de este frutal
se ha venido incrementando.
104
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109
Tabla 1.
Parámetros usados para la estimación de la variabilidad
genética de la colección de tomate de árbol (C. betacea) del
DENAREF – INIAP.
Valor
mínimo
Valor
máximo
PROMEDIO
CV %
80
123,33
105,96
10,46
4,76
10,50
8,61
13,44
13,33
25,66
20,90
10,56
9,53
21,51
17,17
11,34
Tamaño del cáliz
4,66
7,10
5,65
8,17
Tamaño de la corola
8,40
11,77
10,56
7,43
11,0
50,0
36,10
19,43
7,0
33,0
23,91
19,50
4,77
8,05
6,44
8,83
4,01
5,90
4,94
6,08
2,81
4,28
3,63
7,87
3,08
7,91
5,32
16,02
1,0
5,0
2,86
27,83
4,0
30,0
20,95
22,51
155,0
367,0
261,27
16,38
3,55
5,0
4,0
6,58
3,05
4,25
3,62
24,37
Altura de las planta
131,0
212,5
176,83
10,38
Días al inicio de la floración
197,0
261,0
230,0
7,11
Días de duración de floración
31,0
69,0
56,24
12,13
Días a la madurez fisiológica
382,0
494,0
418,72
6,0
Descriptor
Altura del fuste
Longitud del pecíolo
Tamaño del eje longitudinal de
la lámina foliar
Tamaño del eje transversal de
la lámina foliar
Número de flores y botones por
inflorescencia
Número de frutos cuajados por
inflorescencia
Tamaño del eje longitudinal del
fruto
Tamaño del eje transversal
mayor del fruto
Tamaño del eje transversal
menor del fruto
Grosor de la pulpa
Número de frutos por
inflorescencia
Número de frutos caídos por
inflorescencia
Número de semillas por fruto
Tamaño del eje longitudinal de
la semilla
Tamaño del eje transversal de
la semilla
110
Tabla 2.
Distribución de las 37 accesiones de Cyphomandra betacea por
grupos, según el análisis de agrupamiento jerárquico de Ward,
evaluados en la granja de la UNORCAC, Cotacachi – Ecuador,
2004.
GRUPO 1
No. del
banco
Sitio de
colecta
GRUPO 2
No. del
banco
GRUPO 3
Sitio de
colecta
Imbabura
No. del
banco
ECU-6690
Carchi
ECU-12876
ECU-12874
Carchi
ECU-12894A Tungurahua ECU-12894B Tungurahua
ECU-12883
Loja
ECU-12872
Carchi
ECU-12878
Imbabura
ECU-12884
Loja
ECU-12877
Imbabura
ECU-3472
Cañar
ECU-12887
Azuay
ECU-12879
Imbabura
ECU-12782
Azuay
ECU-12886
Azuay
ECU-12898
Tungurahua ECU-12875
Carchi
ECU-12889
Azuay
ECU-12885
Loja
ECU-12781
Azuay
ECU-12888
Azuay
ECU-12880
Imbabura
ECU-12891
Tungurahua
ECU-12890
Azuay
ECU-12893
Tungurahua
ECU-12895
Chimborazo ECU-12871
ECU-5546
Tungurahua ECU-12896A Tungurahua
ECU-5579
Loja
ECU-12873
Carchi
ECU-3789
Pichincha
ECU-3473
Cañar
ECU-12882
ECU-12892
Sitio de
colecta
Tungurahua
ECU-12897
Tungurahua
ECU-12896B Tungurahua
Imbabura
Imbabura
111
Tabla 3.
Parámetros usados para la estimación del valor discriminante
en caracteres cualitativos para la colección ecuatoriana del
tomate de árbol (Cyphomandra betacea) del DENAREF INIAP.
2
COEFICIENTE
DE
ASOCIACIÓN
(P)
CRAMER
(V)
CARACTER
X
Color del mucílago adherido a la semilla a
39.373**
1.032
0.729
Color de la semilla a
37.753**
1.010
0.714
Color de la lámina foliar a
37.000**
1.000
1.000
Color de las nervaduras a
37.000**
1.000
1.000
Color primario de la epidermis del fruto a
33.145**
0.946
0.669
Color de los brotes apicales a
31.985**
0.930
0.930
Incidencia de virus
14.949*
0.636
0.449
Color de la pulpa
12.034ns
0.570
0.403
Color secundario de la epidermis del
fruto
Grosor del mucílago que contiene la
semilla
11.866*
0.566
0.566
10.502*
0.533
0.377
Forma del fruto
8.585ns
0.482
0.341
Forma del extremo apical del fruto
6.849*
0.430
0.430
Incidencia de pulgón
5.565ns
0.388
0.274
Densidad de la copa
5.132ns
0.372
0.263
Color primario de la corola
5.126ns
0.372
0.372
Color del mucílago que contiene la
semilla
3.726ns
0.317
0.317
Hábito de la copa
3.819ns
0.321
0.227
a
**
*
ns
Caracteres de mayor valor discriminante
Altamente significativo al 1 % de probabilidad
Significativo al 5% de probabilidad
No significativo
112
Tabla 4.
Valores promedio para caracteres cuantitativos de los tres
grupos definidos del análisis del agrupamiento de Ward en la
colección de tomate de árbol del DENAREF - INIAP.
Descriptor
G1
G2
G3
Altura del fuste
100,785 B
111,952 A
106,548 AB
Longitud del pecíolo
8,4013 A
8,9838 A
8,4563 A
19,6719 B
22,1354 A
21,3575 AB
15,6475 B
18,9092 A
17,3925 A
Tamaño del cáliz
5, 6463 A
5,6162 A
5,7175 A
Tamaño de la corola
10,4056 A
10,8800 A
10,3775 A
31,438 B
41,00 A
37,500 A
Tamaño del eje longitudinal de
la lámina foliar
Tamaño del eje transversal de
la lámina foliar
Número de flores y botones por
inflorescencia
Número de frutos cuajados por
inflorescencia
Tamaño del eje longitudinal del
fruto
Tamaño del eje transversal
mayor del fruto
Tamaño del eje transversal
menor del fruto
20.250 B
28.077 A
24.500 A
5,7613 C
7,2400 A
6.4988 B
4.5900 C
5.4015 A
4.8938 B
3.3025 C
4.0085 A
3.6962 B
Grosor de la pulpa
4.3731 B
6.2646 A
5.7000 A
2.3125 B
3.2308 A
3.3750 A
17.688 B
24.692 A
21.400 AB
217.00 B
298.15 A
289,88 A
4,0031 A
4.0615 A
3.9313 A
3.7956 A
3.5431 A
3.4088 A
Altura de las planta
174.657 A
182.283 A
172.344 A
Días al inicio de la floración
225.813 A
236.846 A
227.250 A
Días de duración de floración
56.938 A
54.769 A
57.250 A
Días a la madurez fisiológica
416.00 A
415.08 A
430.13 A
Número de frutos por
inflorescencia
Número de frutos caídos por
inflorescencia
Número de semillas por fruto
Tamaño del eje longitudinal de
la semilla
Tamaño del eje transversal de
la semilla
Letras diferentes determinan diferencias significativas al 5% con la prueba de rango múltiple de
Duncan y determinan las variables discriminantes entre grupos.
113
Tabla 5.
Valor promedio y desviación estándar para caracteres
cuantitativos de mayor valor discriminante para la colección de
tomate de árbol (Cyphomandra betacea)
Descriptor
G1
G2
G3
Valor
“D”
Tamaño del eje longitudinal
del fruto
Tamaño del eje transversal
mayor del fruto
Tamaño del eje transversal
menor del fruto
5,76 ± 0,52
7,24 ± 0,53
6,50 ± 0,72
1
4,59 ± 0,31
5,40 ± 0,27
4,89 ± 0,31
1
3,30 ± 0,28
4.01 ± 0,24
3,70 ± 0,37
1
114
Tabla 6.
Frecuencias relativas de los tres grupos de accesiones
obtenidos según el análisis de agrupamiento jerárquico de
Ward, de la colección de Cyphomandra betacea, según el
estado de los caracteres cualitativos de mayor poder
discriminante.
CARACTER
Color de la lámina
foliar
1. Verde claro
2. Verde normal
3. Verde oscuro
Color de las
nervaduras
1. Amarillo
2. Marrón claro
3. Marron oscuro
Color de los brotes
apicales
1. Verde claro
2. Púrpura claro
3. Púrpura oscuro
Color primario de la
epidermis del fruto
1. Amarillo
2. Anaranjado claro
3. Anaranjado oscuro
4. Morado
5. Rosado oscuro
Color del mucílago
adherido a la semilla
1. Incoloro
2. Anaranjado claro
3. Anaranjado medio
4. Anaranjado oscuro
5. Púrpura claro
6. Púrpura oscuro
Color de la semilla
1. Crema claro
2. Crema oscuro
3. Pardo
4. Púrpura claro
5. Púrpura oscuro
G1 (%)
(43,2)
G2 (%)
(35,1)
G3 (%)
(21,6)
Total
Accesiones
(%)
------------16 (100,00)
------------13 (100,00)
------8 (100,00)
-------
------8 (21,62)
29 (78,38)
------------16 (100,00)
------------13 (100,00)
------8 (100,00)
-------
------8 (21,62)
29 (78,38)
------8 (100,00)
-------
------9 (24,32)
28 (75,68)
------------16 (100,00)
------1 (7,69)
12 (92,31)
------11(68,75)
5 (31,25)
-------------
------------12 (92,31)
------1 (7,69)
------------3 (37,50)
4 (50,00)
1 (12,50)
------11(29,73)
19 (51,35)
5 (13,51)
2 (5,41)
------------15 (93,75)
1(6,25)
-------------
------4 (30,77)
8 (61,54)
------------1 (7,69)
------------------------8 (100, 0)
-------
------4 (10,81)
22 (59,46)
2 (5,41))
8 (21,62)
1 (2,70)
------12 (75,00)
4 (25,00)
-------------
------11 (92,31)
------------1 (7,69)
------------------8 (100,00)
-------
------23 (62,16)
4 (10,81)
9 (24,32)
1 (2,70)
115
Tabla 7.
Morfotipos del Grupo 1, determinados en base a caracteres cualitativos evaluados en la caracterización
morfológica de la colección de tomate de árbol (Cyphomandra betacea Sendt) del DENAREF - INIAP.
M1
M2
3473, 3789, 5546, 5579, 6690. 12781,
12873,12874, 12880, 12890, 12895
12883, 12884, 12887, 12886,
12889
Rala/ Semidensa/Densa
Semidensa
No. identificación banco de
germoplasma
Densidad de la copa
Hábito de la copa
Normal/Convergente
Convergente
*Color de la lámina foliar
Verde oscuro
Verde oscuro
*Color de las nervaduras
Marrón oscuro
Marrón oscuro
*Color de los brotes apicales
Púrpura oscuro
Púrpura oscuro
Rosada
Rosada
Color primario de la corola
Forma del fruto
Elíptico/ Esférico/ Ovoide
Ovoide
Forma del extremo apical del fruto
Puntón/ Redondo
Puntón/ Redondo
*Color primario de la epidermis del fruto
Anaranjado claro
Anaranjado oscuro
Púrpura claro
Púrpura claro
Color secundario del fruto
Color de la pulpa
Grosor del mucílago que contiene la semilla
*Color del mucílago adherido a la semilla
*Color de la semilla
* Descriptores cualitativos de alto poder discriminante
Anaranjado medio
Anaranjado medio
Abundante
Intermedio/ Abundante
Anaranjado medio
Anaranjado medio
Crema oscuro
Crema oscuro
11
Tabla 7.
Morfotipos del Grupo 2, determinados en base a caracteres cualitativos evaluados en la caracterización
morfológica de la colección de tomate de árbol (Cyphomandra betacea Sendt) del DENAREF - INIAP.
M3
M4
12871, 12872, 12876, 12877, 12879, 12882,
12885, 12888, 12891, 12893, 12894A, 12898,
12896A
Densa / semidensa
Densa
Normal / Convergente
Convergente
No. identificación banco de
germoplasma
Densidad de la copa
Hábito de la copa
*Color de la lámina foliar
Verde oscuro
Verde oscuro
*Color de las nervaduras
Marrón oscuro
Marrón oscuro
*Color de los brotes apicales
Púrpura oscuro
Púrpura oscuro
Color primario de la corola
Blanco / Rosado
Blanco
Forma del fruto
Ovoide
Ovoide
Forma del extremo apical del fruto
Puntón
Puntón
Anaranjado oscuro
Rosado oscuro
Púrpura claro
Púrpura claro
Anaranjado claro / Anaranjado medio
Crema
*Color primario de la epidermis del fruto
Color secundario de la epidermis del fruto
Color de la pulpa
Grosor del mucílago que contiene la semilla
*Color del mucílago adherido a la semilla
*Color de la semilla
* Descriptores cualitativos de alto poder discriminante
Intermedio / Escaso
Intermedio
Anaranjado claro /Anaranjado medio
Púrpura oscuro
Crema oscuro
Púrpura oscuro
11
Tabla 7.
Morfotipos del Grupo 3, determinados en base a caracteres cualitativos evaluados en la caracterización
morfológica de la colección de (Cyphomandra betacea Sendt) del DENAREF - INIAP.
M5
M6
M7
3472, 12782, 12875, 12897
12892, 12894B, 12878
12896B
Densa / semidensa
Convergente
Semidensa
Hábito de la copa
Convergente
Convergente
Convergente
*Color de la lámina foliar
Verde medio
Verde medio
Verde medio
*Color de las nervaduras
Marrón claro
Marrón claro
Marrón claro
*Color de los brotes apicales
Púrpura claro
Púrpura claro
Púrpura claro
Color primario de la corola
Rosado
Rosada
Blanco
Forma del fruto
Ovoide
Elíptico
Ovoide
Forma del extremo apical del fruto
Puntón
Puntón
Puntón
*Color primario de la epidermis del fruto
Morado
Anaranjado oscuro
Rosado oscuro
Púrpura oscuro
Púrpura claro
Púrpura claro
Anaranjado medio / oscuro
Anaranjado medio
Anaranjado claro
No. identificación banco de
germoplasma
Densidad de la copa
Color secundario de la epidermis del fruto
Color de la pulpa
Grosor del mucílago que contiene la semilla
Intermedio/ abundante
Intermedio
Intermedio
*Color del mucílago adherido a la semilla
Púrpura claro
Púrpura claro
Púrpura claro
*Color de la semilla
Púrpura claro
Púrpura claro
Púrpura claro
* Descriptores cualitativos de alto poder discriminante
11
Tabla 8.
Rendimiento de ADN de 37 entradas de C. betacea del banco de
germoplasma del DENAREF – INIAP.
ENTRADA
CANTIDAD
ADN (ng/(µl)
ENTRADA
CANTIDAD
ADN (ng/µl)
ECU-3472
60
ECU-12883
200
ECU-3473
40
ECU-12884
150
ECU-3789
100
ECU-12885
200
ECU-5546
60
ECU-12886
100
ECU-5579
60
ECU-12887
100
ECU-6690
60
ECU-12888
200
ECU-12781
60
ECU-12889
200
ECU-12782
100
ECU-12890
150
ECU-12871
60
ECU-12891
180
ECU-12872
200
ECU-12892
100
ECU-12873
100
ECU-12893
200
ECU-12874
100
ECU-12894A
100
ECU-12875
200
ECU-12894B
100
ECU-12876
40
ECU-12895
30
ECU-12877
100
ECU-12896A
200
ECU-12878
40
ECU-12896B
40
ECU-12879
150
ECU-12897
200
ECU-12880
40
ECU-12898
20
ECU-12882
60
11
Tabla 9.
Primers y fragmentos RAPDs polimórficos evaluados en la colección de C. betacea Sendt. del
DENAREF - INIAP.
Secuencia de
Nº de
Rango de
nucleótidos
productos
Amplificación
5’ – 3’
obtenidos
(pb)
OPAC – 09
AGAGCGTACC
8 – 10
300 – 1000
479, 326
OPAC – 19
AGTCCGCCTG
5–2
350 – 1000
881, 798, 708, 668, 593, 548
OPAN – 12
AACGGCGGTC
8 – 11
350 – 1200
999, 749, 722
OPAM – 07
AACCGCGGCA
5 – 16
320 – 1100
1038, 758, 727, 654, 600, 550, 503, 428, 408, 361, 308
OPAM – 15
GATGCGATGG
9 – 10
480 – 1100
736
OPAM – 16
TGGCGGTTTG
7 – 10
300 – 1000
691, 600, 565
OPR – 16
CTCTGCGCGT
7 – 16
400 – 1500
1335, 1006, 890, 759, 715, 688, 613, 567, 477
OPS – 13
GTCGTTCCTG
7–9
500 – 800
751, 649
Primer
A= Adenina C= Citosina G= Guanina T= Tiamina
Polimorfismos evaluados
(pb)
12
ECU-12986B
ECU-12986A
ECU-12892
ECU-12877
ECU-12890
ECU-12875
ECU-12883
ECU-12872
ECU-12984B
ECU-12894A
ECU-12879
ECU-128885
ECU-12895
ECU-12882
ECU-12876
ECU-12873
ECU-12893
ECU-12884
ECU-12887
ECU-12888
ECU-12889
ECU-12880
ECU-12898
ECU-12874
ECU-12878
ECU-12871
ECU-12886
ECU-12891
ECU-12897
ECU-12782
ECU-12781
ECU-6690
ECU-5579
ECU-5546
ECU-3789
ECU-3473
Ubicación en campo de las accesiones evaluadas de tomate de árbol (Cyphomandra betacea), en la granja
de la UNORCAC- Cotacachi.
ECU-3472
Figura 1.
1, 5 m
* * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * *
* * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * *
* * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * *
* * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * *
* * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * *
* * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * *
* * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * *
* * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * *
* * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * *
* * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * *
* * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * *
* * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * *
* Plantas de tomate de árbol
2m
12
FIGURA 2. Flujograma del análisis estadístico de los datos morfológicos de
la colección de C. betacea del DENAREF - INIAP
REGISTRO DE DATOS
(Matriz )
ANÁLISIS
DISCRIMINANTE
MATRIZ DE SIMILITUD
(Gower)
VALOR
DISCRIMINANTE
MATRIZ DE DISTANCIAS
(Gower)
DENDROGRAMA
(Algoritmo de Ward)
INTERPRETACIÓN DE
RESULTADOS
ANÁLISIS DE
UBICACIÓN ESPACIAL
12
FIGURA 3. Distribución geográfica de las accesiones de la colección de
tomate de árbol (Cyphomandra betacea Sendt) del banco de germoplasma
del INIAP (Fuente DENAREF)
12
Figura 4.
Agrupamiento jerárquico de Ward de la colección del tomate de
árbol (Cyphomandra betacea), basada en distancias genéticas
de Gower, según los datos agromorfológicos. (M= morfotipo)
6690
Grupo 1
Carchi
12874
Carchi
12781
Azuay
12880
Imbabura
12883
Loja
12884
Loja
12887
Azuay
12886
Azuay
12889
Azuay
5546
Tungurahua
5579
Loja
3789
Pichincha
12890
Azuay
12895
Chimborazo
M1
M2
M1
Grupo 2
Grupo 3
Grupo 1
Grupo 2
Grupo 3
12873
Carchi
3473
Cañar
12879
Imbabura
12898
Tungurahua
12893
Tungurahua
12871
Imbabura
12896A
Tungurahua
12882
Imbabura
12872
Carchi
12877
Imbabura
12876
Imbabura
12894A
Tungurahua
12885
Loja
12888
Azuay
12891
Tungurahua
3472
Cañar
12782
Azuay
12875
Carchi
12897
Tungurahua
12892
Tungurahua
12894B
Tungurahua
12878
Imbabura
12896B
Tungurahua
M3
M4
M3
M5
M6
M7
12
Figura 5.
Fonograma de 16 entradas de C. betacea que conforman el Grupo 1.
0
C ar chi
6 690
A
C ar chi
1 287 4
A
Az uay
1 278 1
A
Imba b ura
1 288 0
A
L oja
1 288 3
B
L oja
1 288 4
B
Az uay
1 288 7
B
Az uay
1 288 6
B
Az uay
1 288 9
B
Tungur ahua
5 5 46
C
L oja
5 5 79
C
P ichincha
3 7 89
C
1 289 0
D
C himbora zo
1 289 5
D
C ar chi
1 287 3
D
C aña r
3 4 73
D
Azuay
0, 04
0, 17
0, 3
12
Figura 6.
Fenograma de 13 entradas de C. betacea que conforman el Grupo 2
0
Imbabura
12879 A
Tungurahua
12898 A
Tungurahua
12893 A
Imbabura
12871 A
Tungurahua
12896A A
Imbabura
12882 A
Carchi
12872 B
Imbabura
12877 B
Imbabura
12876 B
Tungurahua
12894A B
Loja
12885 B
Azuay
12888 B
Tungurahua
12891 B
0, 04
0, 17
0, 3
12
Figura 7.
Fonograma de 8 entradas de C. betacea que conforman el Grupo 3.
0
Cañar
3472 A
Azuay
12782 A
Carchi
12875 A
Tungurahua
12897 A
Tungurahua
12892 B
Tungurahua 12894B B
Imbabura
12878 B
Tungurahua 12896B B
0, 04
0, 17
0, 3
12
Figura 8.
Ubicación espacial de los accesiones de tomate de árbol y distancias de Mahalanobis entre grupos.
7, 41
3, 99
13, 14
12
FIGURA 9. Determinación de la concentración de ADN de la colección de
C. betacea Sendt, mediante electroforesis en gel de agarosa.
M 1
2
3
4
5
6
7
8
9 10 11 12
ADN
100 ng/µl
60 ng/µl
40 ng/µl
20 ng/µl
10 ng/µl
5 ng/µl
ARN
M 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24
ADN
12
FIGURA 10 Perfiles RAPDs obtenidos en tomate de árbol (C. betacea Sendt) con el primer OPR-16. Carriles 1-29: ADN
amplificado. A la izquierda el tamaño en pares de bases (pb) de algunas bandas polifórmificas evaluados.
1
1355 pb
1006 pb
759 pb
613 pb
2
3
4
5
6
7
8
9
10 11 12 13 14 15 16
17 18 19 20 21 22 23 24 25 26
27 28
29
13
ANEXO 1.
ECU
3472
3473
3789
5546
5579
6690
12781
12782
12871
12872
12873
12874
Datos pasaporte de la colección nacional de tomate de árbol (Cyphomandra betacea Sent)
LOCALIDAD
Ecuador. Cañar. Azogues. Mercado Azogues;
02º44’ S, 78º50’ W; 2500 m.s.n.m.
Ecuador. Cañar. Azogues. Mercado Azogues;
02º44’ S, 78º50’ W; 2500 m.s.n.m.
Ecuador. Pichincha. Quito. Tumbaco;
00º12’ S, 78º24’ W, 2200 m.s.n.m.
Ecuador. Tungurahua. Baños. Río Negro. Santa Inés;
01º24’ S, 78.14 W, 1360 m.s.n.m.
Ecuador. Loja. Sozoranga. Sozoranga. Panecillo;
04º19’ S, 79º47’ W, 1650 m.s.n.m.
Ecuador. Carchi. Tulcán. Maldonado. Maldonado;
00º53’ N, 78º07’ W, 1530 m.s.n.m.
Ecuador. Azuay. Guachapata. Guachapata. Don Julio;
02º44.27’ S, 78º39.16’ W, 2501 m.s.n.m.
Ecuador. Azuay. Guachapata. Guachapata. Don Julio;
02º44.27’ S, 78º39.16’ W, 2501 m.s.n.m.
Ecuador. Imbabura. Pimampiro. Pimampiro. El Inca.
0°21.426’S, 77°57.818’W, 2440 m.s.n.m.
Ecuador. Carchi. Bolívar. Cuesaca;
0°30.809’N, 77°53.031’W, 2670 m.s.n.m.
Ecuador. Carchi. Bolívar. Cuesaca;
0°30.809’N, 77°53.031’W, 2670 m.s.n.m.
Ecuador. Carchi. Tulcán. Maldonado. La Pradera;
0°49.626’N, 78°02.275’W, 2360 m.s.n.m.
OBSERVACIONES
COLECTOR
Fruto rojo
RC-1027
Fruto anaranjado
RC-1030
RC-1068
CS-012
CS-046
CP-022
ACX-053
ACX-051
8 km desde el parque de Pimampiro hasta C. Tapia, M. Tacán,
El Inca. Densidad de siembra: 1 x 1
F. Paredes
C. Tapia, M. Tacán,
Entre plantas 1.5 m y entre surcos 1 m.
F. Paredes
C. Tapia, M. Tacán,
Entre plantas 1.5 m y entre surcos 1 m.
F. Paredes
C. Tapia, M. Tacán,
F. Paredes
13
continuación ANEXO 1...
12875
12876
12877
12878
12879
12880
12882
12883
12884
12885
12886
Ecuador. Carchi. Bolívar. Cuesaca;
0°30.809’N, 77°53.031’W, 2670 m.s.n.m.
Ecuador. Imbabura. Antonio Ante. Atuntaqui. Tierra
Blanca;
0°20.433’N, 78°12.408’W, 2220 m.s.n.m.
Ecuador. Imbabura. Antonio Ante. Atuntaqui. Tierra
Blanca;
0°20.433’N, 78°12.408’W, 2220 m.s.n.m.
Ecuador. Imbabura. Antonio Ante. Atuntaqui. Tierra
Blanca;
0°20.433’N, 78°12.408’W, 2220 m.s.n.m.
Ecuador. Imbabura. Antonio Ante. Atuntaqui. Tierra
Blanca;
0°20.433’N, 78°12.408’W, 2220 m.s.n.m.
Ecuador. Imbabura. Urcuquí. Cahuasqui. Las
Cochas;
0°30.748’N, 78°12.468’W, 2160 m.s.n.m.
Ecuador. Imbabura. Antonio Ante. Atuntaqui. Tierra
Blanca;
0°20.433’N, 78°12.408’W, 2220 m.s.n.m.
Ecuador. Loja. Loja. Yongana. Yongana;
4°22.338’S, 79°10.481’W, 1740 m.s.n.m.
Ecuador. Loja. Loja. Yongana. Maco;
4°22.273’S, 79°09.873’W, 1935 m.s.n.m.
Ecuador. Loja. Loja. Yongana. Maco;
4°22.273’S, 79°09.873’W, 1935 m.s.n.m.
Ecuador. Azuay. Gualaceo. Bulcay;
2°51.993’S, 78°46.634’W, 2040 m.s.n.m.
C. Tapia, M. Tacán,
F. Paredes
Gigante
C. Tapia, M. Tacán,
F. Paredes
C. Tapia, M. Tacán,
F. Paredes
C. Tapia, M. Tacán,
F. Paredes
C. Tapia, M. Tacán,
F. Paredes
C. Tapia, M. Tacán,
F. Paredes
Fruto mora
Material traído de Ambato
C. Tapia, M. Tacán,
F. Paredes
M. Tacán, F.
Paredes
M. Tacán, F.
Paredes
M. Tacán, F.
Paredes
M. Tacán, F.
Paredes
13
continuación ANEXO 1…
12887
12888
12889
12890
12891
12892
12893
12894A
12894B
12895
12896A
12896B
12897
12898
Ecuador. Azuay. Gualaceo. Bulcay;
2°51.993’S, 78°46.634’W, 2040 m.s.n.m.
Ecuador. Azuay. Sevilla de Oro. Sevilla de Oro.
Chimal;
2°49.215’S, 78°38.933’W, 2270 m.s.n.m.
Ecuador. Azuay. Sevilla de Oro. Sevilla de Oro. La
Tina;
2°48.638’S, 78°39.585’W, 2160 m,s,n,m.
Ecuador. Azuay. Gualaceo. Bulcay. Tulipa;
2°48.085’S, 78°40.034’W, 2350 m.s.n.m.
Ecuador. Tungurahua. Pelileo. Pelileo. Oriente;
1°20.034’S, 78°31.875’W, 2360 m.s.n.m.
Ecuador. Tungurahua. Pelileo. Pelileo. San Blas;
1°19.964’S, 78°31.867’W, 2350 m.s.n.m.
Ecuador. Tungurahua. Pelileo. Pelileo Grande.
Oriente; 1°20.081’S, 78°31.556’W, 2345 m.s.n.m.
Ecuador. Tungurahua. Pelileo. Pelileo. Guadalupe;
1°20.081’S, 78°31.556’W, 2245 m.s.n.m.
Ecuador. Tungurahua. Pelileo. Pelileo. Guadalupe;
1°20.081’S, 78°31.556’W, 2245 m.s.n.m.
Ecuador. Chimborazo. Penipe. Bilbao. Bilbao;
1°26.513’S, 78°30.080’W, 2120 m.s.n.m.
Ecuador. Tungurahua. Pelileo. Cotalo. Cusua;
1°25.598’S, 78°29.231’W, 2100 m.s.n.m.
Ecuador. Tungurahua. Pelileo. Cotalo. Cusua;
1°25.598’S, 78°29.231’W, 2100 m.s.n.m.
Ecuador. Tungurahua. Patate. La Matriz. La
Esperanza; 1°20.459’S, 78°29.509’W, 2260 m.s.n.m.
Ecuador. Tungurahua. Patate. La Matriz. La
Esperanza; 1°20.459’S, 78°29.509’W. 2260 m.s.n.m.
M. Tacán, F.
Paredes
M. Tacán, F.
Paredes
M. Tacán, F.
Paredes
Séptimo año. El mejor para sacar semilla.
Maduro. Rojo pálido. Altura de planta:
baja
Maduro. Rojo pálido. Altura de planta:
baja
M. Tacán, F.
Paredes
M. Tacán, F.
Paredes
M. Tacán, F.
Paredes
M. Tacán, F.
Paredes
M. Tacán, F.
Paredes
M. Tacán, F.
Paredes
M. Tacán, F.
Paredes
M. Tacán, F.
Paredes
M. Tacán, F.
Paredes
M. Tacán, F.
Paredes
M. Tacán, F.
Paredes
13
Anexo 2.
Lista de descriptores para la caracterización morfoagronómica
de tomate de árbol (Cyphomandra betacea Sent)
Los datos se tomaron de diez plantas provenientes de cada entrada.
1.
Altura del fuste.
Midiendo en centímetros desde el cuello de la planta hasta el sitio en que el tallo
se divide en tres ramas primarias, al momento que aparece la inflorescencia
apical.
2.
Densidad de la copa
Los datos se determinaron por apreciación visual, la tendencia general es de diez
árboles por entrada.
3.
1.
Densa
2.
Semidensa
3.
Rala
Hábito de la copa
Se determinó visualmente de acuerdo a cómo se distribuyen las ramas.
4.
1.
Normal:
Ramas en forma de parasol.
2.
Convergente:
Ramas tienden a dirigirse hacia el eje axil.
3.
Caediza:
Ramas formen una dirección hacia abajo.
Forma del Pecíolo
Se hizo un corte transversal, al nivel medio de su longitud, en 10 hojas, una por
cada árbol de las entradas, se registrará según las siguientes características.
5.
1.
Cilíndrico
2.
Aplanado
Longitud del pecíolo (cm)
Se midió la longitud en centímetros desde la base del limbo hasta el sitio de unión
con el fuste, en las 10 hojas ya señaladas.
13
6.
Forma de la lámina
Se determinó por apreciación visual en las hojas ya señaladas, según las
siguientes características:
7.
1.
Ovaladas
2.
Lanceoladas
3.
Oval – lanceoladas
4.
Cordadas
Plantas con dimorfismo foliar
Se determinó según las siguientes características:
8.
1.
Cordadas y lobuladas
2.
Sin dimorfismo
Tamaño del eje longitudinal de la lámina foliar (cm)
En 10 hojas ya señaladas se midió desde la base del pecíolo al ápice de la hoja
sacando el promedio en centímetros.
9.
Tamaño del eje transversal de la lámina foliar (cm)
En las hojas ya señaladas se midió al nivel de su diámetro mayor, así mismo se
sacó el promedio en centímetros.
10.
Color de la lámina (atlas de colores)
Los rangos de colores para el haz, envés son los mismos, se determinó según la
siguiente escala de colores:
1.
Verde claro
2.
Verde medio
3.
Verde oscuro
13
11.
Nervaduras de la lámina
Se determinó visualmente, según las siguientes características:
12.
1.
No prominentes
2.
Prominentes
Color de las nervaduras
Se determinó según la siguiente escala de colores:
13.
1.
Amarillo
2.
Marrón claro
3.
Marrón oscuro
Color de los brotes apicales
Se determinó visualmente, según la siguiente escala de colores:
14.
1.
Verde claro
2.
Púrpura claro
3.
Púrpura oscuro
Tamaño del cáliz (mm)
Se midió en milímetros, en los sépalos desde la base hasta el ápice.
15.
Color del cáliz
Se determinó mediante la siguiente escala de colores (5):
16.
1.
Verde claro
2.
Verde medio
3.
Verde oscuro
Tamaño de la corola
Se midió el promedio del diámetro de la corola, en milímetros.
13
17.
Color primario de la corola
Se evaluó mediante los siguientes colores.
1. Blanco
2. Rosado
18.
Color secundario de la corola
Se evaluó mediante los siguientes colores.
1. Púrpura claro
2. Púrpura oscuro
19.
Tipo de inflorescencia
Se determinó según el tipo de ramificación, en diez inflorescencias una por cada
árbol de cada entrada, para la caracterización se puede tomar las iniciales de los
términos botánicos.
20.
1. Cima
(C)
2. Cima escorpioide
( C.E )
3. Cima bípara escorpioide
( C.B.E )
Número de flores y botones por inflorescencia
Se contó las cinco primeras inflorescencias (50% de los diez árboles por entrada),
que entren en floración, esto significa una por cada árbol y por cada entrada;
contando el número de flores abiertas más los botones claramente visibles, al
momento en que se abre la primera flor.
21.
Número de frutos cuajados por inflorescencia
En las inflorescencias señaladas se contó el número total de frutos cuajados
después de la polinización de las mismas.
22.
Forma del fruto
Se cortó los frutos longitudinalmente por el eje axil, colocando sobre un papel la
cara cortada y graficando el perímetro de cinco frutos por accesión.
1.
Esférico
13
23.
2.
Elíptico
3.
Ovoide
4.
Piriforme
Forma del extremo apical del fruto
Se determinó por observación directa.
24.
1.
Redondo
2.
Puntón
Tamaño del eje longitudinal del fruto (cm)
Midiendo con un calibrador en centímetros y milímetros, de cinco frutos por
entrada y luego obteniendo la media de cada una de las tres medidas.
25.
Tamaño del eje transversal mayor del fruto (cm)
Midiendo con un calibrador en centímetros y milímetros, de cinco frutos por
entrada y luego obteniendo la media de cada una de las tres medidas.
26.
Tamaño del eje transversal mayor del fruto (cm)
Midiendo con un calibrador en centímetros y milímetros, de cinco frutos por
entrada y luego obteniendo la media de cada una de las tres medidas.
27.
Color primario de la epidermis del fruto
Se determinó por observación directa, en los cinco frutos ya seleccionados, se
usará la siguiente escala de colores.
28.
1.
Amarillo
2.
Anaranjado claro
3.
Anaranjado oscuro
4.
Morado
5.
Rosado oscuro
Color secundario de la epidermis del fruto
13
Se determinó por observación directa, en los cinco frutos ya seleccionados, se
usará la siguiente escala de colores.
29.
1.
Morado claro
2.
Morado oscuro
Veteado de la epidermis del fruto
Determinando la menor o mayor apariencia de unas franjas o vetas de color
verdes oscuros, pardos o púrpuras que van del extremo basal en dirección del
ápice del fruto, así:
30.
1.
No veteado
2.
Ligeramente veteado
3.
Claramente veteado
Color de la pulpa
En cinco frutos por accesión, se efectuó un corte al nivel del diámetro mayor
ecuatorial, por observación directa se determinó en la siguiente escala de colores:
31.
1.
Anaranjado claro
2.
Anaranjado medio
3.
Anaranjado oscuro
4.
Crema
Grosor de la pulpa (mm)
En los cinco frutos cortados transversalmente, se midió en milímetros y décimas
de milímetros con un calibrador, desde la epidermis hasta el límite externo de la
capa mucilaginosa.
32.
Grosor del mucílago que contiene la semillas
Este descriptor se refiere a la capa mucilaginosa que se encuentra hacia el
interior, después de la pulpa, este mucílago engloba totalmente a las semillas
implantadas en la placenta, se lo evaluó por apreciación visual en:
1. Escaso
2. Intermedio
13
3. Abundante
33.
Color del mucílago que contiene las semilla
Se lo puede calificar también de mucílago externo, en oposición al mucílago
“adherido” a las semillas. El color se evaluó por observación directa, o usando un
atlas de colores.
34.
1.
Incoloro
2.
Anaranjado claro
3.
Anaranjado oscuro
Color del mucílago “adherido” a la semilla
Este mucílago se lo puede calificar de mucílago interno, está completamente
adherido a cada una de las semillas; se diferencia del extremo porque en
ocasiones contiene antocianinas. Además se encuentra, junto con las semillas
inmerso en el mucílago externo.
1. Incoloro
2. Anaranjado claro
3. Anaranjado medio
4. Anaranjado oscuro
5. Púrpura claro
6. Púrpura oscuro
35.
Número de frutos por inflorescencia
En las cinco inflorescencias señaladas por entrada, se contó el número de frutos
obtenidos.
36.
Número de frutos caídos por inflorescencia
Se determinó en las inflorescencias señaladas, por diferencia entre el número de
frutos cuajados y el número de frutos en madurez fisiológica.
1. Escaso
2. Intermedio
3. Abundante
14
37.
Número de semillas por fruto
Contando en cinco frutos por entrada, el número de semillas de cada uno, luego
sacando la media aritmética.
38.
Tamaño del eje longitudinal de la semillas (mm)
Se midió en milímetros, en diez semillas viables, tomando al azar en cada uno de
los cinco frutos escogidos.
39.
Tamaño del eje transversal de la semillas (mm)
Se midió en milímetros, en diez semillas viables, tomando al azar en cada uno de
los cinco frutos escogidos.
40.
Color de las semillas
Se determinó por apreciación visual, en las muestras de los cinco frutos
escogidos:
1. Crema claro
2. Crema oscuro
3. Pardas
4. Púrpura claro
5. púrpura oscuro
41.
Altura de las plantas
Se midió en centímetros desde el suelo al límite superior de la copa, cuando se
inicie la primera cosecha.
42.
Días al inicio de floración
Estos datos fueron tomados durante el primer ciclo de cosecha, contando los días
desde la fecha de siembra, hasta el 50% de los árboles de cada entrada
presenten por lo menos una primera flor abierta.
43.
Duración de la Floración por inflorescencia
14
En las cinco inflorescencias señaladas se contó los días de inicio de floración
hasta cuando no se vean ni botones ni flores potencialmente funcionales.
44.
Días a la madurez fisiológica
Se contó los días desde la siembra en el semillero, hasta cuando se inició la
cosecha 50% de árboles de cada entrada, en la primera cosecha.
45.
Incidencia de pulgón (aphis sp, mysus sp)
Se monitoreó la presencia de pulgón durante el desarrollo del cultivo en el área
neta de investigación. Se evaluó según los siguientes rangos:
1. Baja incidencia
2. Media incidencia
3. Alta incidencia
46.
Incidencia de chinche (Leptoglosus sp)
Se monitoreó la presencia de chinche durante el desarrollo del cultivo en el área
neta de investigación. Se evaluó según los siguientes rangos:
1. Baja incidencia
2. Media incidencia
3. Alta incidencia
47.
Incidencia de lancha (Phytophthora infestans)
Se monitoreó la presencia de lancha durante el desarrollo del cultivo en el área
neta de investigación. Se evaluó según los siguientes rangos:
1. Baja incidencia
2. Media incidencia
3. Alta incidencia
48.
Incidencia de virus
Se monitoreó la incidencia de virus durante el desarrollo del cultivo en el área neta
de investigación. Se evaluó según los siguientes rangos:
14
1. Baja incidencia
2. Media incidencia
3. Alta incidencia
14
ANEXO 3.
1
2
3
Matriz de similitud generada a partir de datos morfológicos, utilizando la distancia de Gower
4
5
6
7
8
9
10 11 12 13 14
15 16 17 18 19 20 21 22
23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37
1 0.000
2 0.317 0.000
3 0.295 0.187 0.000
4 0.250 0.187 0.137 0.000
5 0.252 0.206 0.174 0.127 0.000
6 0.267 0.172 0.222 0.153 0.135 0.000
7 0.286 0.191 0.142 0.123 0.171 0.106 0.000
8 0.122 0.281 0.295 0.289 0.276 0.254 0.290 0.000
9 0.275 0.266 0.250 0.236 0.231 0.223 0.239 0.255 0.000
10 0.218 0.293 0.260 0.201 0.231 0.215 0.214 0.305 0.209 0.000
11 0.300 0.208 0.218 0.190 0.213 0.147 0.167 0.262 0.192 0.217 0.000
12 0.268 0.183 0.217 0.151 0.134 0.044 0.105 0.241 0.208 0.205 0.131 0.000
13 0.136 0.338 0.360 0.334 0.319 0.310 0.305 0.168 0.282 0.289 0.275 0.287 0.000
14 0.190 0.241 0.217 0.160 0.160 0.149 0.167 0.272 0.132 0.089 0.190 0.134 0.249 0.000
15 0.268 0.302 0.265 0.214 0.239 0.225 0.221 0.356 0.217 0.063 0.229 0.210 0.338 0.092 0.000
16 0.155 0.336 0.318 0.290 0.293 0.271 0.314 0.164 0.263 0.213 0.264 0.263 0.269 0.210 0.242 0.000
17 0.232 0.272 0.254 0.190 0.224 0.212 0.202 0.309 0.107 0.115 0.178 0.197 0.261 0.073 0.121 0.249 0.000
18 0.279 0.204 0.216 0.134 0.140 0.096 0.100 0.285 0.220 0.223 0.185 0.089 0.286 0.147 0.226 0.317 0.214 0.000
19 0.222 0.241 0.206 0.227 0.255 0.269 0.244 0.236 0.182 0.217 0.249 0.273 0.284 0.171 0.225 0.238 0.173 0.284 0.000
20 0.241 0.179 0.224 0.130 0.139 0.127 0.131 0.260 0.158 0.136 0.150 0.109 0.274 0.086 0.145 0.262 0.118 0.108 0.192 0.000
21 0.258 0.186 0.217 0.150 0.155 0.106 0.133 0.236 0.174 0.161 0.144 0.092 0.299 0.107 0.168 0.244 0.139 0.141 0.205 0.064 0.000
22 0.250 0.233 0.205 0.194 0.222 0.170 0.182 0.264 0.162 0.114 0.147 0.155 0.311 0.072 0.113 0.189 0.102 0.210 0.171 0.122 0.099 0.000
23 0.195 0.246 0.238 0.164 0.187 0.156 0.117 0.235 0.201 0.209 0.225 0.131 0.211 0.126 0.213 0.308 0.190 0.100 0.258 0.129 0.152 0.190 0.000
24 0.240 0.194 0.194 0.143 0.161 0.162 0.135 0.238 0.152 0.159 0.148 0.153 0.284 0.109 0.167 0.237 0.139 0.147 0.141 0.075 0.095 0.116 0.152 0.000
25 0.278 0.258 0.225 0.177 0.207 0.190 0.173 0.292 0.127 0.157 0.178 0.170 0.325 0.106 0.142 0.256 0.142 0.187 0.198 0.114 0.109 0.117 0.179 0.101 0.000
26 0.256 0.251 0.215 0.134 0.189 0.153 0.106 0.310 0.176 0.127 0.196 0.139 0.285 0.086 0.135 0.245 0.123 0.114 0.209 0.095 0.115 0.114 0.098 0.118 0.124 0.000
27 0.307 0.173 0.183 0.225 0.223 0.163 0.186 0.236 0.192 0.207 0.160 0.128 0.294 0.169 0.215 0.309 0.224 0.179 0.219 0.174 0.160 0.160 0.215 0.159 0.205 0.230 0.000
28 0.294 0.303 0.266 0.211 0.240 0.220 0.224 0.334 0.152 0.130 0.205 0.213 0.366 0.119 0.090 0.220 0.147 0.228 0.225 0.145 0.170 0.112 0.217 0.145 0.079 0.138 0.260 0.000
29 0.163 0.350 0.354 0.315 0.307 0.280 0.317 0.196 0.291 0.152 0.281 0.263 0.238 0.194 0.200 0.104 0.223 0.320 0.258 0.259 0.242 0.194 0.306 0.284 0.288 0.250 0.264 0.273 0.000
30 0.256 0.296 0.262 0.219 0.250 0.239 0.224 0.342 0.104 0.160 0.208 0.225 0.296 0.117 0.161 0.276 0.066 0.236 0.209 0.154 0.171 0.151 0.222 0.164 0.125 0.166 0.253 0.146 0.279 0.000
31 0.300 0.188 0.233 0.208 0.204 0.143 0.176 0.263 0.163 0.243 0.137 0.115 0.318 0.161 0.250 0.265 0.217 0.161 0.268 0.142 0.148 0.144 0.186 0.146 0.145 0.189 0.125 0.185 0.285 0.195 0.000
32 0.152 0.391 0.315 0.265 0.344 0.324 0.282 0.196 0.313 0.292 0.276 0.319 0.183 0.297 0.324 0.190 0.288 0.295 0.301 0.286 0.312 0.291 0.224 0.285 0.301 0.241 0.377 0.296 0.260 0.294 0.339 0.00000
33 0.256 0.305 0.248 0.227 0.245 0.238 0.225 0.316 0.122 0.127 0.170 0.222 0.303 0.113 0.133 0.224 0.064 0.232 0.187 0.158 0.178 0.105 0.220 0.150 0.147 0.145 0.242 0.134 0.226 0.088 0.225 0.27826 0.000
34 0.232 0.264 0.233 0.178 0.204 0.189 0.184 0.319 0.179 0.083 0.194 0.176 0.299 0.055 0.075 0.226 0.084 0.191 0.186 0.107 0.130 0.063 0.176 0.130 0.124 0.091 0.218 0.096 0.206 0.123 0.195 0.29625 0.101 0.000
35 0.124 0.336 0.313 0.253 0.271 0.283 0.277 0.204 0.251 0.137 0.268 0.265 0.204 0.147 0.172 0.109 0.160 0.279 0.195 0.198 0.222 0.159 0.267 0.223 0.218 0.182 0.312 0.194 0.084 0.209 0.293 0.18824 0.173 0.131
0.000
36 0.273 0.354 0.292 0.264 0.276 0.277 0.303 0.338 0.173 0.225 0.246 0.271 0.318 0.165 0.199 0.262 0.177 0.284 0.241 0.246 0.257 0.182 0.264 0.232 0.193 0.244 0.269 0.156 0.300 0.167 0.230 0.30441 0.179 0.185
0.249 0.000
37 0.181 0.343 0.380 0.341 0.315 0.325 0.317 0.231 0.247 0.277 0.315 0.301 0.192 0.253 0.327 0.238 0.249 0.293 0.293 0.270 0.308 0.314 0.296 0.291 0.288 0.308 0.311 0.314 0.211 0.242 0.280 0.28056 0.272 0.294
0.174 0.263 0.000
1=ECU-13472; 2=ECU-3473; 3=ECU-3789; 4=ECU-5546; 5=ECU-5579; 6=ECU-6690; 7=ECU-12781; 8=ECU-12782; 9=ECU-12871; 10=ECU-12872; 11=ECU-12873; 12=ECU-12874; 13=ECU-12875;
14=ECU-12876; 15=ECU-12877; 16=ECU-12878; 17=ECU-12879; 18=ECU-12880; 19=ECU-12882; 20=ECU-12883; 21=ECU-12884; 22=ECU-12885; 23=ECU-12886; 24=ECU-12887; 25=ECU-12888;
26=ECU-12889; 27=ECU-12890; 28=ECU-12891; 29=ECU-12892; 30=ECU-12893; 31=ECU-12895; 32=ECU-12897; 33=ECU-12898; 34=ECU-12894A; 35=ECU-12894B; 36=ECU-12896A; 37=ECU-12896B
14
ANEXO 4
1
Matriz de similitud generada a partir de datos moleculares, utilizando el coeficiente de Jaccard
2
3
4
5
6
7
8
9
10 11 12 13 14
15 16 17 18 19 20 21 22
23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37
1 1.000
2 0.444 1.000
3 0.280 0.346 1.000
4 0.280 0.400 0.400 1.000
5 0.291 0.360 0.500 0.421 1.000
6 0.347 0.478 0.227 0.285 0.181 1.000
7 0.400 0.652 0.476 0.347 0.304 0.500 1.000
8 0.370 0.538 0.500 0.320 0.391 0.280 0.500 1.000
9 0.250 0.269 0.368 0.444 0.388 0.315 0.380 0.347 1.000
10 0.304 0.320 0.300 0.238 0.250 0.190 0.318 0.291 0.263 1.000
11 0.478 0.423 0.500 0.363 0.318 0.380 0.500 0.521 0.400 0.400 1.000
12 0.318 0.280 0.388 0.250 0.411 0.090 0.333 0.500 0.210 0.277 0.350 1.000
13 0.434 0.333 0.260 0.260 0.166 0.272 0.391 0.360 0.285 0.227 0.347 0.300 1.000
14 0.360 0.423 0.428 0.363 0.260 0.380 0.500 0.458 0.473 0.333 0.600 0.285 0.409 1.000
15 0.523 0.400 0.217 0.333 0.227 0.285 0.291 0.320 0.238 0.300 0.363 0.315 0.450 0.304 1.000
16 0.391 0.521 0.400 0.400 0.350 0.285 0.476 0.375 0.368 0.300 0.363 0.315 0.380 0.428 0.333 1.000
17 0.320 0.440 0.380 0.450 0.272 0.333 0.454 0.416 0.227 0.173 0.347 0.368 0.250 0.347 0.260 0.450 1.000
18 0.375 0.440 0.318 0.208 0.217 0.272 0.454 0.416 0.285 0.227 0.291 0.300 0.363 0.347 0.450 0.260 0.428 1.000
19 0.545 0.423 0.250 0.250 0.260 0.160 0.320 0.346 0.166 0.400 0.333 0.421 0.476 0.333 0.578 0.363 0.291 0.476 1.000
20 0.363 0.434 0.368 0.368 0.136 0.315 0.526 0.409 0.200 0.263 0.400 0.352 0.421 0.473 0.300 0.368 0.500 0.421 0.473 1.000
21 0.478 0.608 0.428 0.304 0.318 0.318 0.500 0.521 0.272 0.333 0.391 0.350 0.476 0.454 0.428 0.578 0.291 0.347 0.523 0.473 1.000
22 0.375 0.440 0.450 0.380 0.400 0.272 0.454 0.360 0.421 0.421 0.409 0.368 0.363 0.476 0.318 0.450 0.250 0.304 0.409 0.421 0.631 1.000
23 0.304 0.434 0.300 0.238 0.250 0.315 0.450 0.291 0.142 0.263 0.217 0.352 0.350 0.272 0.368 0.529 0.421 0.350 0.400 0.333 0.473 0.421 1.000
24 0.181 0.208 0.375 0.222 0.105 0.235 0.315 0.350 0.333 0.250 0.411 0.266 0.352 0.333 0.222 0.375 0.277 0.277 0.142 0.333 0.263 0.210 0.250 1.000
25 0.407 0.464 0.478 0.360 0.320 0.222 0.480 0.444 0.280 0.333 0.440 0.409 0.458 0.440 0.307 0.360 0.346 0.458 0.500 0.454 0.500 0.590 0.454 0.272 1.000
26 0.222 0.565 0.318 0.450 0.272 0.400 0.523 0.307 0.285 0.350 0.291 0.238 0.428 0.347 0.318 0.450 0.363 0.363 0.291 0.421 0.409 0.428 0.421 0.277 0.458 1.000
27 0.166 0.291 0.142 0.200 0.277 0.150 0.285 0.318 0.294 0.157 0.181 0.235 0.250 0.368 0.200 0.142 0.136 0.315 0.238 0.222 0.238 0.250 0.157 0.125 0.250 0.315 1.000
28 0.421 0.363 0.277 0.210 0.294 0.157 0.238 0.333 0.166 0.235 0.388 0.428 0.200 0.250 0.352 0.277 0.263 0.263 0.315 0.235 0.250 0.200 0.235 0.214 0.318 0.142 0.055 1.000
29 0.333 0.250 0.333 0.333 0.350 0.285 0.291 0.320 0.444 0.300 0.500 0.190 0.208 0.363 0.217 0.217 0.260 0.208 0.111 0.130 0.250 0.380 0.181 0.222 0.307 0.260 0.263 0.150 1.000
30 0.400 0.476 0.333 0.333 0.277 0.210 0.421 0.450 0.222 0.222 0.368 0.400 0.315 0.300 0.333 0.500 0.470 0.315 0.368 0.466 0.368 0.315 0.375 0.285 0.363 0.250 0.111 0.461 0.142 1.000
31 0.375 0.384 0.380 0.318 0.473 0.272 0.391 0.478 0.285 0.350 0.550 0.368 0.200 0.347 0.318 0.260 0.428 0.363 0.409 0.350 0.291 0.304 0.285 0.210 0.400 0.250 0.190 0.333 0.318 0.388 1.000
32 0.450 0.333 0.190 0.250 0.333 0.142 0.217 0.428 0.150 0.210 0.350 0.375 0.238 0.227 0.250 0.250 0.238 0.181 0.350 0.210 0.285 0.181 0.150 0.187 0.240 0.130 0.235 0.333 0.190 0.400 0.368 1.000
33 0.166 0.240 0.263 0.263 0.150 0.095 0.350 0.318 0.222 0.222 0.238 0.235 0.315 0.238 0.200 0.200 0.136 0.136 0.181 0.222 0.238 0.190 0.157 0.200 0.250 0.190 0.111 0.266 0.090 0.250 0.136 0.166 1.000
34 0.227 0.363 0.210 0.277 0.222 0.294 0.300 0.217 0.166 0.400 0.250 0.250 0.333 0.250 0.437 0.210 0.200 0.333 0.388 0.312 0.315 0.333 0.400 0.214 0.318 0.333 0.187 0.285 0.150 0.266 0.263 0.111 0.187 1.000
35 0.500 0.375 0.181 0.238 0.250 0.190 0.318 0.291 0.142 0.411 0.333 0.352 0.421 0.400 0.444 0.238 0.173 0.350 0.555 0.333 0.333 0.285 0.263 0.176 0.391 0.285 0.294 0.400 0.130 0.294 0.350 0.437 0.222 0.400
1.000
1=ECU-13472; 2=ECU-3473; 3=ECU-3789; 4=ECU-5546; 5=ECU-5579; 6=ECU-6690; 7=ECU-12781; 8=ECU-12782; 9=ECU-12871; 10=ECU-12872; 11=ECU-12873; 12=ECU-12874; 13=ECU-12875;
36 0.250 0.166 0.105 0.235 0.250 0.250 0.142 0.238 0.187 0.187 0.277 0.200 0.100 0.210 0.105 0.105 0.222 0.047 0.095 0.117 0.150 0.157 0.117 0.153 0.125 0.100 0.214 0.142 0.400 0.133 0.294 0.384 0.062 0.142
0.187 1.000
37 0.500 0.500 0.280 0.333 0.409 0.291 0.458 0.480 0.250 0.304 0.478 0.450 0.269 0.416 0.333 0.391 0.434 0.375 0.545 0.363 0.416 0.320 0.363 0.181 0.461 0.320 0.333 0.285 0.280 0.333 0.650 0.526 0.120 0.227
0.500 0.315 1.000
14
ANEXO 5.
Base de datos morfoagronómica de la colección de tomate de árbol (Cyphomandra betacea Sendt)
ECU
3472
3473
3789
5546
5579
6690
12781
12782
12871
12872
12873
12874
12875
12876
12877
12878
12879
12880
12882
12883
12884
12885
12886
12887
12888
12889
12890
12891
12892
12893
12895
12897
12898
12894A
12894B
12896A
12896B
d1
d2 d3 d4
d5
d6 d7
118,50 2 2 1 7,51 4 2
94,00 3 1 1 4,76 4 2
80,00 1 1 1 8,50 4 2
107,57 2 2 1 9,81 4 2
103,50 2 2 1 9,00 4 2
122,80 3 2 1 8,55 4 2
82,75 2 2 1 7,25 4 2
98,20 1 1 1 7,95 4 2
107,33 1 1 1 9,01 4 2
118,56 2 2 1 10,10 4 2
102,36 1 2 1 8,42 4 2
109,06 2 2 1 8,26 4 2
103,80 2 3 1 6,67 4 2
117,36 2 2 1 9,56 4 2
117,76 2 2 1 9,24 4 2
114,22 1 2 1 9,64 4 2
116,16 2 2 1 9,81 4 2
100,66 3 2 1 7,88 4 2
84,16 1 1 1 8,01 4 2
96,62 2 2 1 9,96 4 2
96,50 2 2 1 8,58 4 2
110,14 1 2 1 9,52 4 2
105,01 2 2 1 7,83 4 2
100,66 1 2 1 8,72 4 2
101,57 1 2 1 7,87 4 2
119,16 2 2 1 9,20 4 2
89,05 1 1 1 8,64 4 2
123,33 1 2 1 10,16 4 2
105,09 2 2 1 9,46 4 2
113,75 2 2 1 8,21 4 2
102,86 1 2 1 9,06 4 2
115,16 1 2 1 10,50 4 2
106,00 1 2 1 7,78 4 2
122,50 2 2 1 8,87 4 2
113,50 2 2 1 9,48 4 2
116,75 1 2 1 8,65 4 2
84,20 2 2 1 6,44 4 2
d8
20,90
13,33
19,62
22,62
20,30
18,42
17,80
21,50
21,20
22,45
25,56
18,75
18,78
20,38
23,31
21,92
21,98
20,35
20,83
20,63
19,18
24,21
17,66
21,28
18,84
19,10
19,78
23,98
22,18
21,38
20,37
23,96
21,90
24,00
24,00
23,30
17,62
d9
d10 d11 d12 d13 d14 d15 d16 d17 d18 d19 d20 d21 d22 d23 d24
16,47
2
2
2
2 7,10
1 10,55
2
2
3
40 27
3
2 5,72
9,53
3
2
3
3 5,83
1 9,33
2
2
3
11
7
2
2 5,46
15,98
3
2
3
3 6,00
1 10,71
2
2
3
44 27
1
1 4,77
15,95
3
2
3
3 5,57
1 10,28
2
2
3
41 25
3
1 6,07
15,25
3
2
3
3 6,12
1 10,87
2
2
3
34 23
3
2 5,48
14,04
3
2
3
3 6,00
1 10,57
2
2
3
35 24
2
2 5,42
13,87
3
2
3
3 5,18
1 10,87
2
2
3
33 22
1
1 5,10
15,95
2
2
2
2 5,31
1 10,50
2
2
3
31 20
2
2 6,13
18,06
3
2
3
3 6,08
1 10,25
1
2
3
33 25
3
2 6,60
18,73
3
2
3
3 5,41
1 10,33
2
2
3
42 28
3
2 7,25
17,21
3
2
3
3 6,12
1 9,87
2
2
3
42 18
2
2 6,35
16,01
3
2
3
3 5,55
1 11,11
2
2
3
29 22
2
2 5,74
14,64
2
2
2
2 4,85
1 9,28
2
2
3
32 18
3
2 6,61
18,12
3
2
3
3 5,54
1 11,27
2
2
3
39 25
3
2 7,02
18,93
3
2
3
3 5,50
1 11,77
2
2
3
50 33
3
2 7,27
19,31
2
2
2
2 6,05
1 11,33
2
2
3
46 33
2
2 7,03
18,98
3
2
3
3 5,41
1 9,25
2
2
3
40 25
3
2 7,17
16,05
3
2
3
3 6,00
1 11,33
2
2
3
27 16
3
1 5,10
16,83
3
2
3
3 5,00
1 9,50
2
3
3
37 25
3
2 7,41
17,26
3
2
3
3 5,87
1 9,75
2
2
3
28 19
3
2 5,56
16,85
3
2
3
3 6,00
1 10,16
2
2
3
33 23
2
2 5,96
19,54
3
2
3
3 5,85
1 11,14
2
2
3
37 27
2
2 7,37
15,55
3
2
3
3 5,50
1 11,00
2
2
3
29 22
3
1 6,00
17,28
3
2
3
3 5,00
1 10,77
2
2
3
30 18
3
2 5,95
17,11
3
2
3
3 5,42
1 11,00
1
2
3
38 26
3
2 6,58
17,68
3
2
3
3 4,66
1 10,33
2
2
3
36 26
3
1 6,33
15,29
3
2
3
3 5,22
1 10,18
2
2
3
24 16
2
2 6,44
21,51
3
2
3
3 5,83
1 11,66
1
2
3
45 31
3
2 7,86
19,11
2
2
2
2 5,55
1 8,40
2
2
3
40 24
2
2 7,37
18,51
3
2
3
3 5,75
1 11,12
1
2
3
42 29
3
2 6,33
16,56
3
2
3
3 5,72
1 9,36
1
2
3
27 16
2
2 6,45
20,50
2
2
2
2 6,08
1 11,16
2
2
3
49 32
3
1 5,83
18,90
3
2
3
3 5,60
1 11,40
2
2
3
41 30
3
2 7,96
21,25
3
2
3
3 5,62
1 11,25
2
2
3
41 28
3
2 7,25
19,82
2
2
2
2 5,60
1 11,40
2
2
3
38 25
3
2 7,48
19,35
3
2
3
3 6,00
1 11,50
1
2
3
48 33
3
2 8,05
13,34
2
2
2
2 5,20
1 10,40
1
2
3
24 17
3
2 5,82
14
Continuación Anexo 5…
ECU
3472
3473
3789
5546
5579
6690
12781
12782
12871
12872
12873
12874
12875
12876
12877
12878
12879
12880
12882
12883
12884
12885
12886
12887
12888
12889
12890
12891
12892
12893
12895
12897
12898
12894A
12894B
12896A
12896B
d25
4,62
4,06
4,64
4,94
4,33
4,40
4,80
4,81
4,96
5,23
4,55
4,50
4,78
5,43
5,51
5,24
5,64
4,01
5,28
4,41
4,46
5,64
4,83
4,85
5,28
5,20
4,72
5,56
5,05
5,07
4,74
4,53
5,10
5,62
5,42
5,90
4,70
d26 d27 d28
3,50
4
2
3,13
2
1
3,54
2
1
3,34
2
1
3,11
2
1
2,94
2
1
3,55
2
1
3,53
4
2
3,50
3
1
3,98
3
1
3,33
2
1
3,26
2
1
3,55
4
2
3,70
3
1
4,11
3
1
4,06
3
1
4,08
3
1
2,81
2
1
4,23
3
1
3,12
3
1
3,03
3
1
4,11
3
1
3,43
3
2
3,61
3
1
3,98
3
1
3,86
3
1
3,26
2
1
4,28
3
1
4,06
3
1
3,80
3
1
3,52
2
1
3,15
4
2
3,82
3
1
4,27
3
1
4,20
3
1
4,25
5
1
3,52
5
1
d29 d30 d31 d32 d33 d34 d35 d36 d37 d38 d39 d40
d41
d42 d43 d44 d45 d46 d47 d48
2
2 3,97
2
1
5
3
24 298 4,10 3,50
4 177,33 204
59 407
1
2
2
1
2
2 3,66
2
1
3
3
4 183 4,16 3,50
3 139,66 204
59 407
2
2
2
2
2
2 4,64
2
1
3
2
25 185 3,92 3,61
3 160,35 203
59 407
2
2
2
1
2
2 4,50
2
1
3
2
23 206 4,07 3,58
3 201,85 203
59 407
2
2
2
3
2
2 4,25
2
1
3
2
21 259 3,87 3,46
3 174,62 215
62 434
1
2
2
3
2
2 3,78
3
1
3
2
22 171 4,14 3,57
2 208,85 230
66 434
1
2
2
3
2
2 4,31
3
1
3
2
20 211 4,03 3,52
2 163,62 227
66 424
2
2
2
2
2
2 5,32
2
1
5
2
17 283 4,03 3,68
4 180,68 220
64 407
1
2
2
3
2
1 5,50
2
1
2
3
22 270 4,34 3,68
2 175,83 236
55 404
1
2
2
2
2
2 6,58
2
1
3
3
25 306 4,05 3,57
2 194,16 252
57 450
2
3
2
1
2
3 5,06
2
1
4
2
16 155 4,25 3,84
2 175,87 248
57 433
2
2
2
2
2
2 4,66
3
1
3
1
21 164 3,90 3,55
2 183,11 236
55 437
1
2
2
3
2
3 5,00
3
1
5
3
16 266 3,85 3,54
4 149,28 235
54 390
1
2
2
1
2
2 6,00
2
1
3
3
22 304 3,74 3,23
2 181,63 235
54 409
1
2
2
1
2
2 7,44
1
1
3
3
30 367 4,00 3,55
2 186,11 243
55 448
2
3
2
1
2
2 6,55
2
1
5
4
29 309 3,82 3,31
4 189,00 198
57 494
1
2
2
2
2
1 6,62
2
1
2
3
21 286 4,01 3,57
2 183,00 235
54 399
2
2
2
1
2
2 4,75
3
1
3
2
14 250 3,59 3,35
2 170,83 236
55 434
1
2
2
3
2
2 3,75
2
1
2
3
22 272 4,47 3,81
2 137,00 197
69 390
2
2
2
1
2
2 3,87
2
1
3
3
16 219 3,96 3,36
2 176,12 235
54 421
2
2
2
3
2
2 4,33
2
1
3
2
21 274 3,98 3,25
2 172,00 236
55 391
3
2
2
3
2
2 5,92
2
1
3
4
22 312 4,22 3,67
2 179,00 242
54 404
2
2
2
1
2
2 3,08
3
1
3
3
19 276 3,93 3,25
2 172,83 236
55 409
1
2
2
2
2
2 4,50
2
1
3
2
14 260 4,11 3,53
2 170,33 198
69 391
2
2
2
2
2
2 6,28
1
1
3
2
23 226 3,66 3,06
2 184,57 236
55 406
3
2
2
2
2
2 4,91
3
1
3
4
21 297 3,85 3,09
2 189,66 236
55 434
2
2
2
2
2
2 4,95
2
1
3
1
14 198 4,33 3,89
2 164,63 235
54 390
1
3
2
1
2
2 7,91
1
1
3
3
29 333 4,00 3,57
2 212,16 240
56 446
2
2
2
2
2
2 6,70
2
1
5
4
21 347 3,91 3,28
4 181,30 260
58 466
1
3
2
1
2
1 6,42
2
1
2
3
26 241 3,55 3,12
2 167,25 226
41 382
2
2
2
1
2
2 4,72
2
1
3
4
12 164 3,96 3,38
2 170,18 235
31 403
1
2
2
2
2
3 4,66
3
1
5
4
28 216 3,79 3,05
4 193,00 226
57 391
2
2
2
2
2
1 6,40
2
1
2
4
26 293 3,80 3,36
2 172,60 261
59 442
2
2
2
1
2
2 6,62
2
1
3
5
23 340 3,96 3,62
2 183,87 241
49 426
2
2
2
1
2
2 7,10
2
1
5
4
22 326 3,82 3,29
4 177,16 240
55 445
2
2
2
1
2
4 6,00
2
1
6
3
30 326 5,00 4,25
5 212,50 235
54 390
1
2
2
1
2
1 6,30
2
2
5
3
14 274 4,13 3,62
4 131,00 235
54 441
1
2
2
1
14
ANEXO 6
Entradas del Grupo 1 y el registro de sus estados para los caracteres cualitativos de mayor poder
discriminante.
ENTRADA
SUBGRUPO
Color
lámina
foliar
Color
nervadura
Color
brotes
apicales
Color
primario
epidermis
del fruto
Color del
mucílago
adherido
a la semilla
Color de
la semilla
ECU-6690
ECU-12874
ECU-12781
ECU-18880
Carchi
Carchi
Azuay
Imbabura
A
A
A
A
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
2
2
2
2
3
3
3
3
2
2
2
2
ECU-12883
ECU-12884
ECU-12887
ECU-12886
ECU-12889
Loja
Loja
Azuay
Azuay
Azuay
B
B
B
B
B
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
2
2
2
2
2
ECU-5546
ECU-5579
ECU-3789
Tungurahua
Loja
Pichincha
C
C
C
3
3
3
3
3
3
3
3
3
2
2
2
3
3
3
2
2
2
ECU-12890
ECU-12895
ECU-12873
ECU-3473
Azuay
Chimborazo
Carchi
Cañar
D
D
D
D
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
2
2
2
2
3
3
3
3
2
2
2
3
14
ANEXO 7
Entradas del Grupo 2 y el registro de sus estados para los caracteres cualitativos de mayor poder
discriminante.
ENTRADA
SUBGRUPO
Color
lámina
foliar
Color
nervadura
Color
brotes
apicales
Color
primario
epidermis
del fruto
Color del
mucílago
adherido
a la semilla
Color de la
semilla
ECU-12879
ECU-12898
ECU-12893
ECU-12871
ECU-12896A
ECU-12882
Imbabura
Tungurahua
Tungurahua
Imbabura
Tungurahua
Imbabura
A
A
A
A
A
A
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
5
3
2
2
2
2
6
2
2
2
2
2
5
2
ECU-12872
ECU-12877
ECU-12876
ECU-12894A
ECU-12885
ECU-12888
ECU-12891
Carchi
Imbabura
Imbabura
Tungurahua
Loja
Azuay
Tungurahua
B
B
B
B
B
B
B
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
2
2
2
2
2
2
2
14
ANEXO 8
Entradas del Grupo 3 y el registro de sus estados para los caracteres cualitativos de mayor poder
discriminante.
ENTRADA
SUBGRUPO
Color
lámina
foliar
Color
nervadura
Color
brotes
apicales
Color
primario
epidermis
del fruto
Color del
mucílago
adherido
a la semilla
Color de
la semilla
ECU-3242
ECU-12782
ECU-12875
ECU-12897
Cañar
Azuay
Carchi
Tungurahua
A
A
A
A
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
4
4
4
4
5
5
5
5
4
4
4
4
ECU-12892
ECU-12894B
ECU-12878
ECU-12896B
Tungurahua
Tungurahua
Imbabura
Tungurahua
B
B
B
B
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
3
3
3
5
5
5
5
5
4
4
4
4
15
ANEXO 9
Entradas del Grupo 1 y su promedio para los caracteres cuantitativos de mayor valor discriminante.
ENTRADA
SUBGRUPO
Tamaño eje
longitudinal del
fruto
Tamaño eje
transversal mayor
del fruto
Tamaño eje
transversal menor
del fruto
ECU-6690
ECU-12874
ECU-12781
ECU-18880
Carchi
Carchi
Azuay
Imbabura
A
A
A
A
5,42
5,74
5,10
5,10
4,40
4,50
4,80
4,01
2,94
3,26
3,55
2,81
ECU-12883
ECU-12884
ECU-12887
ECU-12886
ECU-12889
Loja
Loja
Azuay
Azuay
Azuay
B
B
B
B
B
5,56
5,96
5,95
6,00
6,33
4,41
4,46
4,85
4,83
5,20
3,12
3,03
3,61
3,43
3,86
ECU-5546
ECU-5579
ECU-3789
Tungurahua
Loja
Pichincha
C
C
C
6,07
5,48
4,77
4,94
4,33
4,64
3,34
3,11
3,54
ECU-12890
ECU-12895
ECU-12873
ECU-3473
Azuay
Chimborazo
Carchi
Cañar
D
D
D
D
6,44
6,45
6,35
5,46
4,72
4,74
4,55
4,06
3,26
3,52
3,33
3,13
15
ANEXO 10 Entradas del Grupo 2 y su promedio para los caracteres cuantitativos de mayor valor discriminante.
ENTRADA
SUBGRUPO
Tamaño eje
longitudinal del
fruto
Tamaño eje
transversal mayor
del fruto
Tamaño eje
transversal menor
del fruto
ECU-12879
ECU-12898
ECU-12893
ECU-12871
ECU-12896A
ECU-12882
Imbabura
Tungurahua
Tungurahua
Imbabura
Tungurahua
Imbabura
A
A
A
A
A
A
7,17
7,96
6,36
6,60
8,05
7,41
5,64
5,10
5,07
4,96
5,90
5,28
4,08
3,82
3,80
3,50
4,25
4,23
ECU-12872
ECU-12877
ECU-12876
ECU-12894A
ECU-12885
ECU-12888
ECU-12891
Carchi
Imbabura
Imbabura
Tungurahua
Loja
Azuay
Tungurahua
B
B
B
B
B
B
B
7,25
7,27
7,02
7,25
7,37
6,58
7,88
5,23
5,51
5,43
5,62
5,64
5,28
5,56
3,98
4,11
3,70
4,27
4,11
3,98
4,28
15
ANEXO 11 Entradas del Grupo 3 y su promedio para los caracteres cuantitativos de mayor valor discriminante.
ENTRADA
SUBGRUPO
Tamaño eje
longitudinal
del fruto
Tamaño eje
transversal
mayor del fruto
Tamaño eje
transversal menor
del fruto
ECU-3242
ECU-12782
ECU-12875
ECU-12897
Cañar
Azuay
Carchi
Tungurahua
A
A
A
A
5,72
6,13
6,61
5,83
4,62
4,81
4,78
4,53
3,50
3,53
3,55
3,15
ECU-12892
ECU-12894B
ECU-12878
ECU-12896B
Tungurahua
Tungurahua
Imbabura
Tungurahua
B
B
B
B
7,37
7,48
7,03
5,82
5,05
5,42
5,24
4,70
4,06
4,20
4,06
3,52
15