HLA-B27-FITC/ HLA-B7-PE

IOTest®
HLA-B27-FITC/
HLA-B7-PE
REF A07739
50 determinaciones; 1 mL
20 µL / determinación
IOTest
Anticuerpos Conjugados
IVD
ESPAÑOL
Especificaciones del
componente 1
Especificaciones del
componente 2
Especificidad
Clon
Hibridoma
Inmunógeno
HLA-B27
HLA-ABC-m3
NS1 x Balb/c
Antígeno HLA-B27 parcialmente purificado,
extraído de la línea Bordin (HLA-B27+)
HLA-B7
BB7.1
NS1 x Balb/c
Antígeno HLA-A2, B7 parcialmente purificado,
obtenido por deslaminación de la papaína
Inmunoglobulina
Especie
Origen
Purificación
IgG2a
Ratón
Ascitis
Cromatografía
IgG1
Ratón
Ascitis
Cromatografía
Fluorocromo
λ de excitación
Pico de emisión
Isotiocianato de fluoresceína (FITC)
R Ficoeritrina (PE)
488 nm
488 nm
525 nm
575 nm
PBS pH 7,2 que contiene 2 mg / mL de BSA y 0,1% NaN3
Tampón
APLICACIÓN
Esta mezcla de anticuerpos conjugados a
fluorocromos permite la identificación y la
numeración de las poblaciones celulares que
expresan el antígeno HLA-B27 presentes en las
muestras biológicas humanas por citometría de
flujo.
El papel del anticuerpo monoclonal de
especificidad HLA-B7 consiste en poner de
relieve la presencia de este antígeno, principal
causa de reacción cruzada del clon que
reconoce el antígeno HLA-B27 (1, 2).
No utilizar para la determinación del grupo
tisular HLA-B.
PRINCIPIO
Esta determinación se basa en la capacidad de
los anticuerpos monoclonales específicos de
unirse a células leucocitarias mediante los
determinantes antigénicos que éstas expresan
en la superficie.
El marcaje específico de los leucocitos se
realiza incubando la muestra con el reactivo
IOTest. Los eritrocitos son eliminados a
continuación por lisis, y los leucocitos, no
afectados por esta etapa, son analizados por
citometría de flujo.
El citómetro de flujo mide la dispersión de la luz
y la fluorescencia de las células. Permite acotar
la población de interés dentro de una ventana
electrónica, definida en un histograma que
correlaciona la dispersión lateral de luz ("Side
Scatter" o SS) con la dispersión frontal de luz
(“Forward Scatter” o FS). También pueden
utilizarse como apoyo para la fase de creación
de una ventana electrónica otros histogramas
que combinen dos de los distintos parámetros
disponibles en el citómetro en función de la
aplicación elegida por el usuario.
La fluorescencia de las células así acotadas se
analiza para distinguir los eventos con tinción
positiva de los eventos no marcados. En esta
determinación, contrariamente a la gran
mayoría de las otras determinaciones de
citometría, el fenotipado HLA-B27 se afirma
comparando las intensidades de fluorescencia
de la muestra probada con relación a las
intensidades de fluorescencia de muestras
certificadas HLA-B27+ y HLA-B27–.
EJEMPLOS DE APLICACIÓN CLÍNICA
Los antigenos HLA-B27 y HLA-B7 pertenecen al
grupo de reacciones cruzadas B7 (CREG HLAB7). Entre los otros antígenos
HLA-B
pertenecientes al CREG HLA-B7, podemos
mencionar B42, B22 (subdividido en B54, B55 y
B56), B40 (subdividido en B60 y B61), así como
B41, B47 y B13 (3). El anticuerpo monoclonal
HLA-ABC-m3 reconoce el antígeno HLA-B27.
Se cruza con el antígeno HLA-B7 (4) y puede
igualmente fijarse, pero de manera menos
afinada, en los otros antígenos de CREG HLAB7. El anticuerpo monoclonal BB7.1 reconoce
el antígeno HLA-B7 (5, 6). Aunque es muy
específico, se cruza con el antígeno HLA-B42
(2). Los antígenos HLA-B27, entre los que se
encontraron (7) 15 alelos (B*2701-15), y HLAB7, entre los que se encontraron (7) 11 alelos
(B*0702-12), se manifiestan respectivamente en
un 7% y un 22% de los individuos de la
población caucasiana (8, 9).
Esta mezcla permite la caracterización de la
especificidad HLA-B27 en el alotipo HLA de
clase I en los pacientes que padecen afecciones
inflamatorias de las articulaciones sacroiliacas e
intervertebrales. Esta evidencia ayuda al
diagnóstico de la espondilitis anquilosante, entre
las cuales un 90% de las personas que la
padecen manifiestan el antígeno HLA-B27, en
comparación con 7% de la población normal (10
– 13).
CONSERVACIÓN Y ESTABILIDAD
Los anticuerpos conjugados en forma líquida se
conservan entre 2 y 8°C en un lugar protegido
de la luz, antes y después de abrir el frasco.
Estabilidad del frasco cerrado: véase la fecha
de caducidad del reactivo indicada en el frasco.
Estabilidad del frasco abierto: el reactivo es
estable durante 90 días.
PRECAUCIONES
1. No utilizar el reactivo después de la fecha de
caducidad.
2. No congelar.
3. Esperar que esté a la temperatura ambiente
(18 – 25°C) antes de utilizarlo.
4. Minimizar el tiempo de exposición a la luz.
5. La contaminación microbiana de los
reactivos puede generar resultados erróneos.
6. Las soluciones de anticuerpo que contienen
azida sódica (NaN3) deben manipularse con
precaución. No ingerir y evitar todo contacto
con la piel, las mucosas y los ojos.
Por otra parte, en medio ácido, la azida
sódica puede formar un ácido hidrazoico
potencialmente peligroso. Si fuera necesario
eliminar el reactivo, se recomienda diluirlo en
un gran volumen de agua antes de verterlo
en las canalizaciones, para evitar la
acumulación de azida sódica en los sistemas
metálicos de conducción y los riesgos de
explosión.
7. Toda muestra de sangre debe considerarse
como
potencialmente
infecciosa
y
manipularse con las precauciones de uso (en
particular; utilización de guantes, bata y
gafas protectoras).
8. No pipetear nunca con la boca y evitar todo
contacto de las muestras con la piel, las
mucosas y los ojos.
9. Los tubos de sangre y el material desechable
que se hayan empleado durante la
19 / 25
manipulación
deben
desecharse
en
contenedores
específicos
para
la
incineración.
MUESTRAS
Esta determinación puede practicarse tanto en
sangre entera como en células separadas por
gradiente de densidad. Las muestras de sangre
venosa deben recogerse en tubos estériles que
contengan
una
sal
de
EDTA
como
anticoagulante. No se recomienda el uso de otro
anticoagulante.
Las muestras se conservan a temperatura
ambiente (18 – 25°C) sin agitación. Antes de
efectuar el análisis de la muestra, se
recomienda homogeneizarla mediante agitación
suave.
Las muestras deben analizarse en las 24 horas
siguientes a su obtención.
METODOLOGÍA
MATERIAL NECESARIO NO SUMINISTRADO
• Tubos de recogida de muestra y material
necesario para el procesamiento de las
muestras.
• Pipetas automáticas y puntas desechables
para volúmenes de 20,100 y 500 µL.
• Tubos de hemólisis de plástico.
• Microesferas de calibración: Fluoroesferas
TM
Flow-Set (Ref. 6607007).
• Reactivo de lisis de los eritrocitos con etapa
de lavado después de la lisis. Por ejemplo:
Solución de Lisis IOTest 3 (Ref. A07799).
• Reactivo de fijación: Solución de Fijación
IOTest 3 (Ref. A07800).
• Control isotípico: Mezcla de IgG2a-FITC y de
IgG1-PE, ambos de ratón.
• Reactivo de ajuste de las compensaciones:
Mezcla de anticuerpos monoclonales CD8FITC y CD4-PE.
TM
• Sangre de control: IMMUNO-TROL Control
Cells (Ref. 6607077).
• Tampón (PBS: fosfato sódico 0,01 M; cloruro
sódico 0,145 M; pH 7,2).
• Centrífuga.
• Mezclador automático (Tipo Vórtex).
• Citómetro de flujo.
PROCEDIMIENTO
Las respuestas clínicas dadas por esta
determinación se basan en la intensidad de
fluorescencia; puesto que éstas dependen con
mucho de los ajustes de compensación, es
indispensable prever con cada serie de análisis
un tubo para la verificación de estos ajustes.
Para esta verificación, consulte el párrafo:
AJUSTES DEL CITÓMETRO.
Para cada muestra analizada, además del tubo
problema, se debe incluir un tubo control en el
que se incubarán las células con el control
isotípico.
A07739CE_D 2005-11-14
1. En cada tubo problema, dispensar 20 µL de
la solución de anticuerpos conjugados
IOTest específica y en cada tubo control, la
cantidad necesaria de control isotípico.
2. Añadir a cada tubo 100 µL de la muestra
que debe probarse. Mezclar suavemente en
el Vórtex.
3. Incubar 15 a 20 minutos a temperatura
ambiente (18 – 25°C) y en un lugar
protegido de la luz.
4. Proceder, si es necesario, a la lisis de los
eritrocitos según las recomendaciones del
reactivo de lisis utilizado.
Por ejemplo, si se desea utilizar la Solución
de Lisis IOTest 3 (Ref. A07799), añadir 2 mL
de este reactivo a su concentración de
trabajo (1X). Mezclar inmediatamente en el
Vórtex e incubar 10 minutos a temperatura
ambiente y en un lugar protegido de la luz.
Si la muestra no contiene eritrocitos,
remplazar la lisis por 2 mL de PBS.
5. Centrifugar 5 minutos a 300 x g y a
temperatura ambiente.
6. Eliminar el sobrenadante por aspiración.
7. Resuspender el botón celular en 3 mL de
PBS.
8. Repetir la etapa 5.
9. Eliminar el sobrenadante por aspiración y
resuspender el botón celular en:
− 0,5 mL o 1 mL de Solución de Fijación
IOTest 3 (Ref. A07800) a su concentración
de trabajo (1X), si las preparaciones
− deben conservarse más de 2 horas y menos
de 24 horas,0,5 mL o 1 mL de PBS sin
formaldehído si las preparaciones se
analizan antes de 2 horas.
párrafo:
METODOLOGÍA/PROCEDIMIENTO,
en la que, en primer lugar, se omite el tubo para
el control isotípico y, en segundo lugar, el
volumen de anticuerpo utilizado es el
preconizado por el fabricante de la mezcla para
100 µL de sangre.
AJUSTE DE LOS FOTOMULTIPLICADORES
Analizar el tubo control de la sangre HLA-B27–
B7– y ajustar las señales
FITC y PE
(amplificadas logarítmicamente) para que las
intensidades de fluorescencia en un histograma
biparamétrico FITC versus PE, acondicionado
en los linfocitos, estén en la primera década
como se ilustra en el histograma de la figura 1.
Analizar el tubo problema de la sangre HLAB27– B7– y verificar que el histograma obtenido
sea parecido al de la figura 2. Ajustar los
cuadrantes para que el 98% de la población
linfocitaria esté en el cuadrante 3.
Figura 4 : Tubo problema de sangre HLA-B27– B7+
AJUSTES DEL CITÓMETRO
Este procedimiento de ajuste del citómetro debe
hacerse solamente en su totalidad durante la
primera utilización del reactivo. En cambio, el
ajuste de las compensaciones que allí se
describe debe hacerse de nuevo antes de cada
serie de análisis.
PREPARACIÓN DE LAS MUESTRAS
NECESARIAS PARA LOS AJUSTES
Tubos para las sangres de tipaje HLA
conocido
Preparar para cada una de estas 4 muestras un
tubo problema y un tubo control según el
procedimiento de marcaje del párrafo:
METODOLOGÍA/PROCEDIMIENTO.
Caso de la muestra HLA-B27–B7+
Analizar el tubo control de la sangre HLA-B27–
B7+. El histograma obtenido debe ser
comparable al de la figura 1.
Analizar el tubo problema de la sangre HLAB27– B7+. El histograma obtenido debe ser
comparable al de la figura 4.
Figura 1 : Tubo control de sangre HLA-B27– B7–
ADVERTENCIA: De todos modos, las
preparaciones deben conservarse entre 2 y 8°C
en un lugar protegido de la luz.
MATERIAL NECESARIO NO SUMINISTRADO
Para una primera utilización de este reactivo, el
ajuste del citómetro sólo puede hacerse en
sangres cuyo fenotipo HLA
se conoce
perfectamente. Proporcionarse las siguientes
muestras de sangre:
• Una sangre entera de fenotipo HLA-B27+
B7–.
• Una sangre entera de fenotipo HLA-B27+
B7+.
• Una sangre entera de fenotipo HLA-B27–
B7+.
• Una sangre entera de fenotipo HLA-B27–
B7–.
Figura 3 : Tubo problema de sangre HLA-B27+ B7–
Figura 2 : Tubo problema de sangre HLA-B27– B7–
AJUSTE DE LAS COMPENSACIONES
Analizar el tubo marcado con la mezcla CD8FITC/CD4-PE y ajustar las compensaciones de
fluorescencia de tal manera que, en el
histograma FITC versus PE, las medias de las
intensidades de fluorescencia sean idénticas
según el eje de las Y en los cuadrantes 3 y 4, e
idénticas según el eje de las X en los
cuadrantes 1 y 3.
CONTROL DE LOS UMBRALES DE
FLUORESCENCIA
La población linfocitaria se encuentra a caballo
entre los cuadrantes 1 y 2. Esta situación es
totalmente normal, y no es necesario intentar
compensarla. Traduce el hecho de que el
anticuerpo monoclonal HLA-ABC-m3 se cruza
con el fenotipo HLA-B7. Una fracción de los
epitopos HLA-B7 está ocupada por el
anticuerpo HLA-ABC-m3. También puede darse
una población linfocitaria completamente
contenida en el cuadrante 1. Esta corresponde
al caso de que el anticuerpo monoclonal HLAABC-m3 no se cruce con los epitopos HLA-B7.
Caso de la muestra HLA-B27+B7+
Analizar el tubo control de la sangre HLA-B27+
B7+. El histograma obtenido debe ser
comparable al de la figura 1.
Analizar el tubo problema de la sangre HLAB27+ B7+. El histograma obtenido debe ser
comparable al de la figura 5.
Este control se efectúa con las sangres de tipaje
HLA conocido.
Caso de la muestra HLA-B27+ B7–
Analizar el tubo control de la sangre HLA-B27+
B7–. El histograma obtenido debe ser
comparable al de la figura 1.
Analizar el tubo problema de la sangre HLAB27+ B7–. El histograma obtenido debe ser
comparable al de la figura 3, en el que todos los
linfocitos se encuentran en el cuadrante 4.
Tubo para el ajuste de las compensaciones
Preparar un tubo para el ajuste de las
compensaciones marcando la sangre de un
donante sano o la sangre de control ImmunoTrol (Ref. 6607077) con la mezcla
CD8FITC/CD4-PE siguiendo el procedimiento del
Figura 5 : Tubo problema de la sangre HLA-B27+ B7+
Caso de la muestra HLA-B27– B7–
Analizar el tubo control de la sangre HLA-B27–
B7–. El histograma obtenido debe ser
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comparable al de la figura 1. Analizar el tubo
problema de la sangre HLA-B27– B7–. El
histograma obtenido debe ser comparable al de
la figura 2.
INTERPRETACIÓN DE LOS RESULTADOS
Cualquier población linfocitaria contenida
completamente en el cuadrante 3 puede ser
considerada como HLA-B27– (y HLA-B7–).
Cualquier población linfocitaria contenida
completamente en el cuadrante 1 puede ser
considerada como HLA-B27– (y HLA-B7+).
Cualquier población linfocitaria contenida
completamente en el cuadrante 4 (con la
condición de que los cuadrantes se hayan
colocado no sobre un control isotípico, sino
sobre una muestra HLA-B27– B7–) puede
considerarse como HLA-B27+.
Toda población linfocitaria a caballo entre los
cuadrantes 3 y 4 tiene una fuerte probabilidad
de ser HLA-B27+ (y HLA-B7–).
No obstante, es indispensable una prueba de
confirmación por microlinfocitotoxicidad o
por PCR.
Toda población linfocitaria a caballo entre los
cuadrantes 1 y 2 tiene una fuerte probabilidad
de ser HLA-B27– (y HLA-B7+).
No obstante, es indispensable una prueba de
confirmación por microlinfocitotoxicidad o
por PCR.
Cualquier población linfocitaria contenida en los
cuadrantes 2 tiene una fuerte probabilidad de
ser HLA-B27+ (y HLA-B7+).
No obstante, es indispensable una prueba de
confirmación por microlinfocitotoxicidad o
por PCR.
RENDIMIENTO DE LA DETERMINACIÓN
ESPECIFICIDAD
La especificidad del anticuerpo monoclonal
(AcMo) HLA-ABC-m3 con respecto al antígeno
HLA-B27 fue estudiada por Trapani, J.A. (ET)
(4) y la del AcMo BB7.1 por Brodsky, F.M. (ET)
(5).
LINEALIDAD
Una determinación de linealidad de marcaje no
tiene ninguna significación biológica, ya que en
un individuo o un 100% de las células son HLAB27+ o son HLA-B27–. En cambio, este tipo de
reactivo debe demostrar en los donantes HLAB27–B7– una media de la intensidad de
fluorescencia (MIF) de los linfocitos, tanto frente
a la especificidad HLA-B27 como a la
especificidad HLA-B7, muy inferior a la obtenida
en los donantes HLA-B27+ B7+. Lo que
traducen los informes MIF+/ MIF–, calculados a
partir de las medias de 12 determinaciones de
MIF de un donante HLA-B27+ B7+ (MIF+) y de
un donante HLA-B27– B7– (MIF–), de la
siguiente tabla.
Linfocitos
Número
HLA-B27+
HLA-B27–
HLA-B7+
HLA-B7–
12
12
12
12
Media
(MIF)
29,6
0,26
33,9
0,20
CV
(%)
2,2
2,4
1,7
1,7
Informe
MIF+/ MIF–
114
168
VALORES ESPERADOS
No aplicable
REPRODUCIBILIDAD INTRALABORATORIO
Dado que la pertenencia de un sujeto al grupo
de especificidad HLA B27 se basa en la medida
de la intensidad de fluorescencia de cada
linfocito analizado, y no en la de porcentaje de
linfocitos
marcados,
el
estudio
de
reproductividad intralaboratorio se refiere a la
MIF de esta población.
El mismo día y con el mismo citómetro, se
realizaron 12 determinaciones de la MIF de los
linfocitos de un donante HLA-B27+ B7+. Los
resultados obtenidos se agrupan en la tabla
siguiente:
Linfocitos
Número
HLA-B27
HLA-B7
12
12
Media
(MIF)
29,6
33,9
DE
0,65
0,56
CV
(%)
2,2
1,7
REPRODUCIBILIDAD INTERLABORATORIO
El mismo día y con la misma población blanco
(linfocitos
HLA-B27+B7+),
se
realizaron
12 determinaciones de la MIF de los linfocitos y
las preparaciones se analizaron en dos
citómetros diferentes. Los resultados obtenidos
se muestran en las tablas siguientes:
Citómetro n°1:
Linfocitos
Número
HLA-B27
HLA-B7
12
12
Media
(MIF)
29,6
33,9
DE
0,65
0,56
CV
(%)
2,2
1,7
Citómetro n°2:
Linfocitos
Número
HLA-B27
HLA-B7
12
12
Media
(MIF)
23,7
15,2
DE
0,58
0,40
CV
(%)
2,5
2,6
LIMITACIONES DE LA TÉCNICA
1. Los resultados de citometría de flujo pueden
ser erróneos si el citómetro no se alinea
perfectamente, las fluorescencias no se
compensan correctamente y las ventanas de
selección no se ajustan cuidadosamente.
2. Este reactivo no debe ni diluirse, ni
alicuotarse, ni congelarse. No utilizar el
reactivo después de la fecha de caducidad
indicada en el frasco.
3. La ficoeritrina (PE) es sensible a la luz, todas
las incubaciones deben hacerse en un lugar
protegido de la luz.
4. Utilizar preferentemente una técnica de lisis
de los eritrocitos con lavado, ya que este
reactivo no ha sido optimizado para las
técnicas de lisis denominadas "sin lavado".
5. Los
resultados
serán
precisos
y
reproducibles en la medida en que los
procedimientos
utilizados
sigan
las
instrucciones de las fichas técnicas y sean
compatibles con las buenas prácticas de
laboratorio.
6. Los anticuerpos conjugados de este reactivo
están calibrados para ofrecer una relación
señal específica/señal inespecífica óptima.
21 / 25
Por ello, es importante respetar la proporción
entre el volumen de reactivo y el volumen de
muestra en cada determinación.
,
7. En caso de hiperleucocitosis se debe diluir la
sangre en PBS hasta una concentración
9
aproximada de 5 x 10 leucocitos/L.
8. En ciertas patologías, como las insuficiencias
renales graves o las hemoglobinopatías, la
lisis de los eritrocitos puede ser parcial o
imposible. En tales casos, se recomienda
aislar las células mononucleares por
gradiente de densidad (por ejemplo: Ficoll)
antes del marcaje.
9. La evidencia de un fenotipo HLA-B27 en un
paciente no significa que éste último padezca
espondilitis anquilosante. Al contrario,
solamente un 90% de los pacientes que la
padecen son HLA-B27+.
EVENTUALES INTERFERENCIAS
(REACCIONES CRUZADAS)
1. El anticuerpo monoclonal HLA-ABC-m3 que
reconoce el antígeno HLA-B27, se cruza con
el antigeno HLA-B7 (4) y, de manera menos
afinada, con los antígenos del CREG HLAB7.
2. En cambio, el anticuerpo monoclonal BB7.1,
que reconoce el antígeno HLA-B7 se cruza
con el antígeno HLA-B42 (2, 5).
3. La evidencia, por el presente reactivo, de
una doble positividad aparente HLA-B27+ y
HLA-B7+ puede ser el resultado de distintas
expresiones:
− la expresión heterozigota del genotipo HLAB27 / HLA-B7,
− la expresión heterozigota del genotipo HLAB7 / HLA-BY o,
− la expresión homozigota del genotipo HLAB7 / HLA-B7.
Por lo tanto, debe practicarse una prueba de
confirmación por microlinfocitotoxicidad o PCR.
OTROS
Véase el Anexo (APPENDIX) para la bibliografía
(REFERENCES).
MARCAS COMERCIALES
El logotipo Beckman Coulter, COULTER,
EPICS, EXPO, Flow-Set, IMMUNO-TROL,
IOTest, System II, XL son marcas registradas
por Beckman Coulter, Inc.
FABRICADO POR:
IMMUNOTECH
a Beckman Coulter Company
130 avenue de Lattre de Tassigny
B.P. 177 – 13276 Marseille Cedex 9
France
Servicio al cliente: (33) 4 91 17 27 27
www.beckmancoulter.com
A07739CE_D 2005-11-14
APPENDIX TO REF A07739
REFERENCES
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
Ulrich, G., "Utilisation de la cytométrie en flux pour le phénotypage
HLAB27 : étude d'une technique de double marquage HLA B7 / HLA
B27", 1997, Allergie et Immunologie, 1, 29, 11-14.
Colombani, J., "HLA : Fonctions immunitaires et applications
médicales", 1992, Clé pour M/S. John Libbey Eurotext.,Chap 2, 3137.
Lee, T.D., Zhao, T.M., Strothman, R., "First Red Cross
histocompatibility workshop", 1990, The HLA system. A new
approach., Chap 5,Lee Editor, 107-139.
Trapani, J.A., Vaughan, H.A., Sparrow, R.L., Tait, B.D., McKenzie,
I.F.C., "Description of a mouse monoclonal anti-HLA-B27 antibody
HLA-ABC-m3", 1983, Hum. Immunol., 7, 205-216.
Brodsky, F.M., Parham, P., Barnstable, C.J., Crumpton, M.J.,
Bodmer, W.F., "Monoclonal antibodies for analysis of the HLA
system", 1979, Immunological Rev., 47, 1-61.
Trapani, J.A., Vaughan, H.A., Tait, B.D., Mc Kenzie, I.F.C.,
"Immunoradiometric assay for the rapid detection of HLA-B27",
1988, Immunol. Cell. Biol., 66, 215-219.
Bodmer, J.G., Marsh, S.G.E., Albert, E.D., Bodmer, W.F., Bontrop,
R.E., Dupont, B., Erlich, H.A., Hansen, J.A., Mach, B., Mayr, W.R.,
Parham, P., Petersdorf, E.W., Sasazuki, T., Schreuder, G.M.Th.,
Stominger, J.L., Svejgaard, A., Terasaki, P.I., “Nomenclature for
factors of the HLA System, 1998”, 1999, Human Immunology, 60,
361-395.
Colombani, J., "HLA : Fonctions immunitaires et applications
médicales", 1992, Clé pour M/S. John Libbey Eurotext., Chap 3, 3947.
Lee, T.D., "Distribution of HLA antigens : distribution of HLA antigens
in north american caucasians, north american blacks and orientals",
1990, The HLA system, a new approach.,Chap 6,John Lee Editor,
141-236.
Fizet, D., "Identification de l'antigène HLA B27 par cytométrie de
flux", 1989, Ann. Bilo. clin., 47, 408-411.
Feltkamp, T.E.W., Khan, M.A., Lopez de Castro, J.A., "The
pathogenetic role of HLA-B27", 1996, Immunol. Today, 1, 17, 5-7.
Bodmer, J., "World distribution of HLA alleles and implications for
disease", 1996, Ciba Foundation Symposium, 197, 233-258.
Lopez-Larrea, C., Gonzalez-Roces, S., Alvarez, V., "HLA-B27
structure, function and disease association", 1996, Curr. Opin.
Rheumatol., 8, 296-308.
25 / 25
A07739CE_D 2005-11-14