Las variedades vegetales cultivadas en la actualidad son producto

TÉCNICAS MOLECULARES EN LA DETECCIÓN DE
ORGANISMOS GENÉTICAMENTE MODIFICADOS
EN LOS ALIMENTOS.
Aplicación de la reacción en cadena de la
polimerasa
Marta Terrón Cuadrado
Junio 2008
Curso de Experto Universitario en “Biotecnología aplicada a los alimentos”
1
ÍNDICE
1.
Introducción
3
2.
Legislación comunitaria relativa a los organismos genéticamente
modificados
5
3.
Detección de organismos genéticamente modificados
9
4.
Descripción de la reacción en cadena de la polimerasa (PCR)
11
5.
Empleo de la PCR en la detección de organismos genéticamente
modificados
15
6.
Ejemplos prácticos
21
7.
Consideraciones
8.
éticas
sobre
los
organismos
genéticamente
modificados
28
Bibliografía
31
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2
1. INTRODUCCIÓN
Las variedades vegetales cultivadas en la actualidad son el producto de la domesticación
intensiva realizada a lo largo de los siglos a partir del estado silvestre original, mediante
los procesos de selección y reproducción controlada para conseguir mayor productividad,
mayor resistencia a plagas o una calidad mejor o diferente respecto a las líneas
ancestrales anteriores.
Tales cambios, que se llevan produciendo desde la primera domesticación de las plantas
para su explotación por el ser humano, implican el intercambio o recombinación de
caracteres deseados, genes, mediante el cruce continuo a lo largo del tiempo dentro de
una especie o entre grupos de especies con estrecha relación y compatibles sexualmente.
En las últimas décadas se han desarrollado estrategias que permiten realizar cruces no
sólo entre plantas que son compatibles en la naturaleza, sino también entre plantas cuyos
cruces se consideran estériles naturalmente. Ejemplos de estas técnicas son la
recuperación de embriones, el cultivo de embriones in vitro o in vivo, los cultivos de óvulos
y ovarios, la polinización in vitro y la fertilización in vitro. Asimismo, es posible obtener
cambios mutacionales mediante irridación de semillas.
Sin embargo, los procedimientos tradicionales de cruzamiento y selección presentan una
serie de inconvenientes. Entre ellos destaca el deseo de introducir determinados
caracteres aislados, más que transferir genomas completos. Por otra parte, la selección y
reproducción de variedades genéticamente estables es un proceso lento.
Estas desventajas pueden ser obviadas mediante las técnicas derivadas de la moderna
Biotecnología. De esta forma, se ha introducido el término “organismos genéticamente
modificados” (OGM) para describir aquellos organismos cuyo material genético se ha
modificado de una forma que no tiene lugar en la naturaleza en condiciones de hibridación
o recombinación natural. El OGM en sí debe ser una unidad biológica capaz de
multiplicarse o transmitir material genético. Aplicado a los vegetales, el término se refiere
a plantas en cuyo genoma (hospedador) se han introducido de forma estable uno ovarios
genes procedentes de otras especies, mediante técnicas de transferencia genética y
cuando en la mayoría de los casos se ha comprobado que tales genes introducidos hacen
que se obtenga un producto génico (una proteína). El proceso por el que se introducen
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3
genes en especies no emparentadas, consiguiendo su expresión, se denomina
“transformación genética”.
El análisis de las notificaciones experimentales en la Unión Europea (UE) pone de
manifiesto que los caracteres estudiados con mayor frecuencia son la tolerancia a los
herbicidas, la resistencia a insectos derivada de la bacteria Bacillus thuringiensis, la
restauración de la fertilidad o esterilidad masculina, la resistencia a virus y a hongos, y la
alteración de la biosíntesis del almidón.
La primera tecnología desarrollada en la década de los años 80 para la transformación de
vegetales utilizaba una especie bacteriana, Agrobacterium tumefaciens, con el fin de
introducir el gen de interés en el organismo hospedador. A. tumefaciens es una bacteria
patógena de vegetales. En la naturaleza esta especie tiene la capacidad de transferir un
fragmento determinado de su DNA, el DNA T de su plásmido Ti (inductor de tumores)
desde su citoplasma al interior de las células infectadas, donde se integra después de
forma estable en el genoma del hospedador y se transcribe, provocando la enfermedad
de la agalla de la corona.
Se ha aprovechado el sistema de Agrobacterium para desarrollar un método de
transferencia genética a células vegetales. El plásmido Ti ha demostrado ser un magnífico
vector natural para la transformación de plantas, capaz de transferir su DNA T desde la
bacteria a la célula vegetal. Sin embargo, presenta el inconveniente de infectar de forma
natural sólo a plantas dicotiledóneas, por lo que muchos vegetales de importancia
económica, como los cereales, que son monocotiledóneas, no pueden ser transformados
por este sistema. Para estos casos se han desarrollados otros métodos como la
transferencia
mediante
polietilenglicol,
la
microinyección,
los
protoplastos,
la
electroporación de células intactas y la biolística. En todos los casos, las células
transformadas se utilizan para regenerar plantas completas, que han incorporado el nuevo
gen o genes de interés. Dichas plantas son objeto de estudio, se reproducen de forma
intensiva y, finalmente, proporcionan semillas para una nueva generación de líneas
modificadas genéticamente.
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2. LEGISLACIÓN
COMUNITARIA
RELATIVA
A
LOS
ORGANISMOS
GENÉTICAMENTE MODIFICADOS
El uso de OGM (su liberación al medio ambiente, cultivo, importación y, en particular, su
utilización como alimento o ingrediente alimentario) está sujeto en la UE a una normativa
específica. Los primeros instrumentos jurídicos de los que se dotó la Comunidad, las
Directivas 90/220/CEE y 90/219/CEE, tenían el propósito de proteger la salud humana y
animal y el medio ambiente.
En la actualidad, el principal instrumento jurídico comunitario, considerado el marco
jurídico horizontal que rige el sector de la Biotecnología en la UE, es la Directiva
2001/18/CE del Parlamento y del Consejo, de 12 de marzo de 2001, sobre la liberación
intencional en el medio ambiente de organismos genéticamente modificados. Esta
Directiva derogada a la anterior, Directiva 90/220/CEE, y refuerza las normas anteriores
sobre la liberación de OGM en el medio ambiente, estableciendo principios de evaluación
del riesgo ambiental, obligaciones de seguimiento (ambiental) tras la comercialización,
información al público, etiquetado y trazabilidad en todas las fases de comercialización, y
la creación de un registro, entre otras medidas.
Tras la comercialización de un OGM como producto o componente de un producto, el
notificador debe velar por que el seguimiento tras la comercialización y la presentación de
informes se lleven a cabo con arreglo a las condiciones especificadas en la autorización
Junto con las Directivas mencionadas anteriormente, a lo largo de los años se ha ido
elaborando y aplicando una serie de instrumentos jurídicos verticales, en los que se trata
más específicamente la aprobación y la seguridad en el uso de los OGM destinados al
consumo humano y animal. La comercialización dentro de la Comunidad de nuevos
alimentos e ingredientes alimentarios era objeto, hasta hace poco tiempo, de un acto
legislativo vertical, el Reglamento (CE) nº 258/97 aplicable, entre otros, a:
alimentos e ingredientes alimentarios que contengan OGM con arreglo a la
Directiva 90/220/CEE, o que consistan en dichos organismos;
alimentos e ingredientes alimentarios producidos a partir de OGM, pero que no
los contengan;
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Respecto al etiquetado de los alimentos genéticamente modificados (GM) su regulación
es objeto de varios instrumentos jurídicos. Los requisitos de etiquetado se mencionan por
primera vez en el Reglamento (CE) nº 258/97 sobre nuevos alimentos. El objetivo era que
el consumidor final estuviera informado de cualquier cambio de las características o
propiedades alimentarias, tales como la composición, el valor nutritivo o los efectos
nutritivos, o el uso previsto del alimento, responsable de que un nuevo alimento o
ingrediente alimentario dejara de ser equivalente a un alimento o ingrediente alimentario
existente.
Antes de la entrada en vigor del Reglamento (CE) nº 258/97 ya se habían comercializado
en la UE dos OGM, la soja Roundup Ready y el maíz Maximizer, por lo que mediante el
Reglamento (CE) nº 1139/98 se establecieron a posteriori requisitos de etiquetado
específicos para dichas variedades. En concreto, este Reglamento establecía un modelo
de etiquetado basado en el principio de que un alimento o ingrediente GM deja de
considerarse equivalente a uno existente no GM si puede detectarse la presencia de DNA
o de proteína derivados de la modificación genética.
El Reglamento (CE) nº 1139/98 fue modificado posteriormente por el Reglamento (CE) nº
49/2000, llamado “de umbrales”, que intentaba resolver el problema planteado por la
contaminación inadvertida e introducía el concepto de umbral. Se establecía en este
Reglamento que no se aplicarían a los alimentos los requisitos específicos adicionales de
etiquetado si la presencia de material obtenido de OGM no superaba el 1%. Asimismo,
con el fin de establecer que la presencia de dicho material era accidental, los operadores
debían aportar pruebas de que se habían tomado las medidas oportunas para no utilizar
OGM.
Se hizo entonces necesario actualizar la legislación comunitaria existente hasta el
momento ante la opinión crítica de diferentes asociaciones de usuarios y las dificultades
de interpretación y aplicación de los instrumentos promulgados. En octubre de 2003 se
publican dos Reglamentos que proporcionan una guía más completa e informativa sobre
los alimentos GM:
el Reglamento (CE) nº 1829/2003 sobre alimentos y piensos modificados
genéticamente
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y el Reglamento (CE) nº 1830/2003 relativo a la trazabilidad y etiquetado de
organismos genéticamente modificados y a la trazabilidad de los alimentos y
piensos producidos a partir se éstos.
La nueva normativa establece como umbral mínimo para el etiquetado el 0,9% respecto a
la presencia accidental de OGM autorizados. Además, se ha establecido un umbral del
0,5% respecto a la presencia accidental de OGM no autorizados, con carácter transitorio,
siempre que hayan sido objeto de un dictamen favorable del Comité o Comités Científicos
pertinentes.
La UE reconoce así el derecho de los consumidores a la información y al etiquetado como
instrumento para elegir con conocimiento de causa. Desde 1997 es obligatorio el
etiquetado para indicar la presencia de OGM como tales o formando parte de un producto.
Sin embargo, el Reglamento (CE) nº 1830/2003 refuerza las normas vigentes sobre el
etiquetado de los alimentos GM: extiende el etiquetado obligatorio a todos los alimentos y
piensos, independientemente de la detectabilidad, y define la trazabilidad como la
capacidad de seguir la traza de los OGM y los productos producidos a partir de OGM en
todas de su comercialización a lo largo de las cadenas de producción y distribución.
Surge, por tanto, la necesidad de disponer de métodos para detectar la eventual
presencia de un OGM en una matriz alimentaria, para identificar el OGM en concreto y
para medir su cantidad en diferentes ingredientes de alimentos y piensos.
Para ello, pueden utilizarse métodos cualitativos de detección, en un cribado inicial de los
productos alimentarios, para investigar la presencia de compuestos específicos (DNA o
proteínas) de OGM: en productos muestreados en las estanterías de los supermercados,
en las existencias almacenadas o en otros puntos previos de la cadena de distribución.
Si esos análisis cualitativos proporcionan una indicación de la presencia de OGM, con un
ensayo cuantitativo posterior puede obtenerse una respuesta definitiva sobre el requisito
de etiquetado.
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En el marco legislativo vigente se introdujo un componente fundamental, el Laboratorio
Comunitario de Referencia. Esta labor ha recaído en el Centro Común de
Investigaciones (CCI) asistido por la Red Europea de Laboratorios OGM.
La misión del Laboratorio Comunitario de Referencia es evaluar y validar los métodos
analíticos para garantizar que se ajustan al objetivo de cumplir la normativa. Asimismo,
asesorará sobre aspectos científicos y técnicos en caso de litigio. Para cumplir con la
legislación que exige métodos de análisis seguros, precisos y robustos, es necesaria una
actividad de investigación que contribuya a la armonización y normalización del enfoque y
del conjunto de procedimientos analíticos y sus características en todos los laboratorios
comunitarios.
La armonización y normalización de los procedimientos y sus características dentro de los
laboratorios europeos de control lleva tiempo siendo señalada por el CCI como elemento
fundamental para el éxito de cualquier instrumento legislativo de control.
La Red Europea de Laboratorios OGM fue constituida en diciembre de 2002. La gestión y
las actividades de secretaría son coordinadas por la Comisión Europea a través de la DG
Centro Común de Investigaciones. La Red cuenta actualmente con 71 componentes tras
las últimas adhesiones de los países del Este y Centro de Europa.
El objetivo de la Red Europea de Laboratorios OGM es crear una plataforma única de
expertos activos en el muestreo, detección, identificación y cuantificación de OGM en
semillas, granos, alimentos, piensos y muestras ambientales, para plantear y tratar temas
técnicos tales como:
desarrollo de métodos de análisis cuali y cuantitativo
transferencia de tecnología, formación y creación de capacidad
validación y estudio de aptitud de métodos adecuados para el cribado de
diversas matrices en cuanto a la presencia de OGM o para la estimación de las
cantidades de OGM presentes.
materiales de referencia (corresponde este aspecto al Instituto de Materiales
de Referencia del CCI)
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estrategias y métodos de muestreo de los diferentes productos GM (semillas,
granos, materias primas, productos para el consumidor final o colectividades)
bases de datos y bioinformática, y requisitos para la identificación inequívoca
de OGM y creación de bases que contengan dichos datos moleculares.
3. DETECCIÓN DE ORGANISMOS GENÉTICAMENTE MODIFICADOS
La base de todas las técnicas de detección de OGM consiste en la explotación de la
diferencia entre la variedad no modificada y la planta transgénica. Esto puede realizarse
detectando el DNA transgénico insertado o detectando la nueva proteína expresada, o en
el caso de que la proteína actúe como enzima, utilizando el análisis químico para detectar
el producto de la acción enzimática.
Existen, por tanto, dos planteamientos técnicos empleados para detectar modificaciones
genéticas en plantas:
1. El ensayo de inmunoabsorción enzimática o ELISA, que permite estudiar la
presencia de proteínas específicas gracias a la especificidad de la unión antígenoanticuerpo.
2. La reacción en cadena de la polimerasa o PCR, que se basa en la detección de
secuencias nuevas de DNA en el genoma de la planta.
Estos métodos permiten conocer la ausencia o presencia del OGM en la muestra
estudiada y, a veces, pueden también dar una indicación cuantitativa o porcentaje.
El primer método validado a nivel comunitario fue uno de cribado que aplica la tecnología
de la PCR y es capaz de detectar la mayoría de los OGM cuya comercialización está
autorizada actualmente. Este método fue desarrollado por Pietsch y col. en 1997
basándose en la detección de las secuencias reguladoras que flanquean al gen
introducido: el promotor 35S y el terminador nos.
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De igual forma, se han desarrollado y validado métodos relativos a las proteínas nuevas
presentes en el OGM como el específico para la detección de soja Roundup Ready
utilizando la técnica de ELISA.
Cada vez se utilizan con más frecuencia los métodos analíticos basados en la tecnología
de la PCR para la detección de secuencias asociadas con los OGM, permitiendo la
segregación y trazabilidad a lo largo de la cadena de alimentaria de las plantas GM.
El requisito previo indispensable para la detección de OGM es el conocimiento del tipo de
modificación genética, incluida la secuencia del gen introducido y los elementos
reguladores (promotor y terminador) que lo flanquean. Para el análisis es necesario
disponer de una cantidad mínima de material de muestra con DNA intacto.
Se han diseñado distintas estrategias para el empleo de la PCR en la detección de los
OGM autorizados. La especificidad de la PCR depende de la selección exacta de los
cebadores. Éstos pueden dirigirse a diferentes elementos utilizados en el proceso de
transformación. De esta forma, pueden desarrollarse sistemas de detección de PCR de
“banda ancha”, denominados generalmente “métodos de cribado”, diseñando
cebadores específicos de las secuencias más comunes utilizadas en la transformación.
Se trata normalmente de las secuencias reguladoras (promotor y terminador).
Por otra parte, los vegetales MG pueden clasificarse en “categorías” de acuerdo con el
gen introducido. Por lo tanto, una forma más de dirigir la especificidad de la reacción es
elegir cebadores de las secuencias de DNA localizadas en distintos elementos genéticos,
por ejemplo, promotor-gen estructural, gen estructural-terminador.
Finalmente, siempre que se disponga de información específica y completa sobre la
secuencia, con el objetivo de obtener métodos realmente específicos de una planta MG,
pueden desarrollarse sistemas “con especificidad de línea” (específicos de una
transformación) seleccionando una combinación única de secuencias presente tan solo en
esa línea transformada concreta. Esto se consigue diseñando cebadores con hibridación
en la región del DNA en la que se incluye el empalme del sitio de integración. El empalme
entre el DNA insertado y el DNA hospedador ofrece una secuencia nucleotídica única
que constituye una diana ideal para un ensayo muy específico por PCR.
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Además, la necesidad de cuantificar el OGM presente en una muestra hizo que se
desarrollaran protocolos basados en la PCR que permitieran no sólo una respuesta
cualitativa (presencia/ ausencia), sino también una indicación más o menos precisa,
según el método elegido, de la cantidad relativa del OGM en la muestra.
4. DESCRIPCIÓN DE LA REACCIÓN EN CADENA DE LA POLIMERASA
(PCR)
La reacción en cadena de la polimerasa (polymerase chain reaction o PCR) es una
técnica que ha revolucionado el trabajo en Biología Molecular. Fue desarrollada a
mediados de los años ochenta por Kary Mullis, quien obtuvo por ello el Premio Nobel.
Junto con los métodos de secuenciación rápida de los ácidos nucleicos, ha impulsado
enormemente el avance de la investigación y las aplicaciones de la moderna
Biotecnología.
Precisamente, una de las mayores dificultades con que se enfrentaba el estudio de los
genes radicaba en la necesidad de poder disponer de dichos genes. Los genes son
fragmentos de DNA localizados en la gran cantidad de información que supone el genoma
de un individuo. Gran parte del esfuerzo experimental se dirigía, entonces, a la obtención
de secuencias aisladas del gen de interés. Las técnicas de clonaje de DNA lograban este
objetivo mediante métodos largos y complejos.
La técnica de la PCR ha cambiado radicalmente el panorama al permitir la producción de
una cantidad elevada de copias de una determinada secuencia, lo que se denomina
amplificación, convirtiéndose en una herramienta básica no sólo en laboratorios de
investigación básica, sino en el diagnóstico clínico, en Medicina Forense, etc.
La técnica de la PCR permite la amplificación selectiva de una región del DNA. Con este
fin se requiere conocer previamente la secuencia de las dos regiones cortas que
flanqueen a la que se pretende amplificar, que son utilizadas como cebadores o primers
en la fase de elongación catalizada por la polimerasa. Previamente estos cebadores han
de unirse al DNA molde desnaturalizado.
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11
3’
5’
CEBADOR 1
SECUENCIA DIANA 1
3’
CEBADOR 2
3’
5’
SECUENCIA DIANA 2
5’
5’
3’
FRAGMENTO DIANA: región de la molécula de DNA que será amplificada
(la posición donde hibridan los cebadores define la longitud del fragmento que
se amplifica)
La reacción de amplificación se basa en la repetición de un ciclo constituido por tres
etapas:
1. Desnaturalización del DNA molde para dar dos hebras sencillas mediante la
elevación de la temperatura; de esta forma se permitirá la subsiguiente unión de los
fragmentos cebadores.
2. Hibridación de los cebadores: al disminuir la temperatura se induce la unión de los
cebadores a las zonas complementarias del DNA desnaturalizado. Esto es posible ya
que los cebadores son oligonucleótidos monocatenarios de secuencia idéntica a una
región de cada una de las dos hebras, localizadas en las posiciones extremas de la
región que se quiere amplificar. Tras la unión de los cebadores a la secuencia
complementaria, se forma una estructura monocatenaria cebada, sustrato de las
polimerasas.
3. Elongación: manteniendo una temperatura adecuada y en presencia de los cuatro
dNTPs, la enzima polimerasa elonga el sustrato cebado. Durante los primeros ciclos
se sintetizan largas moléculas, sin embargo, en repeticiones posteriores, la elongación
empezará a encontrarse limitada por la longitud del molde que, a su vez, aparecerá
fijada por el segundo cebador. A medida que se repite el ciclo, la mezcla de productos
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se enriquece progresivamente en la especie molecular que incorpora en sus extremos
a ambos fragmentos cebadores.
gen
deseado
3º ciclo
2º ciclo
1º ciclo
35º ciclo
DNA
plantilla
36
2 =
68000 millones de
ejemplares
2
2=
4 ejemplares
3
2=
8 ejemplares
16
ejemplares
Amplificación exponencial del DNA mediante PCR
El producto mayoritario en la amplificación es el fragmento de DNA cuyos extremos se
corresponden a los terminales 5´ de los cebadores utilizados y cuya longitud está definida
por la posición de éstos en la secuencia del DNA original. Durante la reacción se
producen otras moléculas más largas cuya concentración en la mezcla o bien no aumenta
o lo hace de forma lineal. Únicamente la concentración del segmento limitado por los dos
cebadores aumenta de forma exponencial, por lo que, tras varios ciclos de amplificación,
este producto es mayoritario en la población de moléculas en la mezcla. Así, se obtendría
una amplificación de 268.435.456 veces tras 30 ciclos de PCR; en la práctica se
consiguen fácilmente factores de más de 106.
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13
La reacción tiene lugar in vitro, en un medio adecuado y en presencia de los componentes
necesarios, cebadores, enzima y sustratos. El parámetro esencial a controlar es la
temperatura, que ha de ser muy elevada en la primera etapa, con el objetivo de lograr la
desnaturalización del DNA; disminuir en la segunda, para permitir la hibridación de los
cebadores; y la más adecuada en la tercera etapa para la actividad de la enzima
polimerasa sin que se afecte la integridad del molde cebado.
Fase 1 desnaturalización del DNA
100
T
(ºC)
70
Fase 3 extensión del
cebador
Un “ciclo”
30
0
8
minutos
16
Fase 2 hibridación del cebador
Perfil de ciclos de temperatura de la PCR
En la versión original esta técnica empleaba la actividad polimerasa del fragmento Klenow
de la DNA-polimerasa I de E. coli. Esta enzima se inactivaba en la primera etapa del ciclo
al aumentar la temperatura para lograr la desnaturalización del DNA molde, siendo
necesario adicionar enzima activa en cada ciclo. El proceso resultaba lento y tedioso,
funcionando bastante bien con fragmentos cortos de DNA (menores de 200 pb) y con
resultados malos con fragmentos mayores. En la etapa de elongación no se podía
aumentar demasiado la temperatura de forma que se la polimerasa mantuviera una
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actividad suficiente, lo cual producía uniones no específicas de los cebadores a
secuencias sólo parcialmente complementarias, formándose una mezcla de estructuras
cebadas en diferentes lugares que daba lugar a un producto muy heterogéneo.
Estos problemas han sido solucionados con la incorporación al procedimiento de otras
actividades polimerásicas termoestables, como la aislada de la bacteria termófila Thermus
aquaticus (DNA-polimeras Taq). Esta enzima mantiene su actividad durante un tiempo
prolongado a temperaturas tan elevadas como 95ºC, no resultando inactivada en la etapa
inicial de desnaturalización y evitándose, por tanto, la necesidad de adicionar nueva
enzima en cada ciclo de amplificación. Asimismo, dado que la etapa de elongación puede
realizarse a alta temperatura la probabilidad de una unión no específica de los cebadores
se reduce, mejorando sustancialmente el rendimiento y la especificad de la reacción de
amplificación y el producto amplificado.
5. EMPLEO
DE
LA
PCR
EN
LA
DETECCIÓN
DE
ORGANISMOS
GENÉTICAMENTE MODIFICADOS
Se pueden señalar como características del análisis por PCR:
Elevada sensibilidad para detectar la presencia de cantidades ínfimas del gen
o secuencia diana de interés dentro del material genético presente en la
muestra.
Breve período de tiempo para elaborar los reactivos en comparación con
los ensayos inmunológicos, la síntesis de cebadores frente a la producción de
anticuerpos.
Los
reactivos
necesarios
están
mayoritariamente
disponibles
comercialmente.
El análisis de las muestras es muy rápido.
Permite discriminar entre diferentes tipos de modificación genética.
En comparación con el empleo de anticuerpos específicos frente a la proteína de interés
mediante la técnica ELISA, que permite detectar o cuantificar dicha proteína en una
muestra, que puede contener otras muchas proteínas diferentes:
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15
Menor sensibilidad que la PCR, lo cual implica que aparezcan menos falsos
positivos debidos a pequeños niveles de contaminación.
Elevados costes iniciales para el desarrollo del ensayo y la obtención de
anticuerpos y patrones de proteínas.
Reducidos costes por muestra, una vez elaborados los reactivos.
No permite discriminar entre diferentes modos y modelos de expresión de
diferentes productos transgénicos que expresen proteínas similares.
Mayor tiempo de preparación de los reactivos y del método.
Es un método práctico y útil cuando se produce una proteína detectable.
Sin embargo, puede suceder que los productos modificados genéticamente se
formen únicamente durante ciertas fases del desarrollo o en determinadas
partes del vegetal, por lo que resultaría poco probable que tales productos
fuesen detectados sin problemas por la técnica ELISA. Además, las
transformaciones industriales desnaturalizan fácilmente las proteínas, lo que
dificulta igualmente la detección por este método en el caso de alimentos
transformados.
Ambos métodos no son excluyentes, sino que deben considerarse complementarios. En
la siguiente tabla se resumen sus características más relevantes:
Método
ELISA
PCR
Objeto
proteínas
DNA
Duración
Facilidad de empleo
2-8 h
Media; exige conocimiento de
prácticas de laboratorio; los
ensayos son específicos de
especie y variedad
Confirma una
modificación
genética
específica y
permite
cuantificación
Escasa; requiere formación y
material especializados
Muy sensible,
tiende a dar falsos
positivos; confirma
la presencia de
DNA GM y permite
cuantificación
1-3 días
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Resultados
16
Para su empleo por las autoridades de control la validación de los métodos es crucial. El
Centro Común de Investigación de la Comisión Europea fue el primero en validar métodos
por ELISA y PCR para materias primas constituidas por soja Roundup Ready y un método
por PCR para maíz Maximizer (Bt-176) en alimentos transformados. Posteriormente, se
han desarrollado y validado otro métodos de análisis cuali y cuantitativo.
La preparación de las muestras es un punto crítico para la detección y cuantificación,
tanto si se aplica el método basado en el DNA como en el de proteínas. El tamaño de
muestra y el procedimiento de muestreo influyen enormemente en las conclusiones que
pueden obtenerse de los ensayos.
Dada la potencia de esta técnica, puede suceder que cantidades traza de DNA
contaminante sirvan como molde, lo que provocaría la amplificación de un ácido nucleico
distinto del DNA diana dando lugar a falsos positivos. Por tanto, resulta fundamental
realizar la amplificación por PCR en un entorno libre de DNA. Para reducir el riesgo de
contaminación es conveniente trabajar en zonas físicamente separadas y que cuenten
con su propio material, aunque el requisito previo imprescindible para reducir al mínimo la
tasa de falsos resultados positivos es el seguimiento estricto de las normas de
descontaminación (descontaminación de ácidos nucleicos, prevención de la formación de
aerosoles, etc.).
La contaminación durante una PCR puede proceder de diferentes fuentes:
Mesas de laboratorio, equipos y pipetas, que pueden estar contaminados con
preparados anteriores de DNA, o con fragmentos de restricción purificados
Contaminación cruzada entre muestras
Productos de amplificaciones anteriores por PCR
En cuanto a la preparación de la muestra para PCR (mezcla maestra):
Los reactivos fundamentales para la PCR son: agua, el tampón de reacción, la DNA
polimerasa termoestable, los cebadores oligonucleotídicos, desoxinucleótidos (dNTP), el
DNA molde (diana) e iones Mg2+.
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17
El paso previo para realizar cualquier análisis de modificación genética es la extracción y
purificación del DNA de la muestra. Para extraer los ácidos nucleicos del material
biológico es necesario provocar una lisis celular, inactivar las nucleasas celulares y
separar los ácidos nucleicos de los restos de células. Entre los procedimientos de lisis
más frecuentes se encuentran:
Rotura mecánica: trituración, lisis hipotónica, etc.
Tratamiento químico: detergentes, agentes caotrópicos, reducción con tioles, etc.
Digestión enzimática: proteinasa K, etc.
Posteriormente, se produce a la purificación de los ácidos nucleicos a partir de los
extractos celulares mediante la combinación de dos o más técnicas de las siguientes:
Extracción/ precipitación
Cromatografía
Centrifugación
Separación por afinidad
En general, todos los reactivos, excepto el DNA molde, se mezclan en un solo tubo, con
un volumen suficiente según el número de ciclos que se vayan a realizar, constituyendo la
mezcla maestra. Ésta se reparte a continuación en alícuotas en varios tubos y se añade el
DNA molde. El uso de la solución maestra reduce el riesgo de contaminación y mejora el
rendimiento de la PCR, ya que:
garantiza una calidad uniforme de la solución original respecto a todos los
reactivos para una serie de análisis
disminuye el riesgo de contaminación de la solución original y de las resultantes
pueden pipetearse volúmenes mayores
hay menos etapas de pipeteado, con lo que se ahorra tiempo.
El éxito en la amplificación de la región de interés depende de la cantidad y de la calidad
de DNA molde. La cantidad de DNA molde necesaria depende de la complejidad de la
muestra de DNA. Teniendo en cuenta que el tamaño del genoma nuclear varía según los
organismos, la concentración de DNA debe mantenerse constante (generalmente
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18
10ng/µL). En la siguiente tabla se muestra el tamaño del genoma de varias especies
vegetales transformadas habitualmente junto con el número correspondiente de
ejemplares de genoma en una cantidad definida de DNA:
Muestra
Tamaño del
genoma
Ejemplares de
Ejemplares de
genoma en 1µg
genoma en 1ng de
de DNA
DNA
arroz
8
4x10 pb
2,31x106
2310
maíz
9
5x10 pb
1,85x 105
185
soja
9
1,55x10 pb
5,89x105
598
9
3,8x10 pb
2,43x105
245
tabaco
Así, por ejemplo, en un plásmido de 4kb con un inserto de 1kb, la diana de interés es el
25% del DNA aportado. Mientras que un gen de 1kb en el genoma del maíz (5x109pb)
representa aproximadamente el 0,00002% del DNA aportado. Por tanto, hace falta
alrededor de un millón de veces más del DNA del genoma del maíz para mantener el
mismo número de ejemplares de la diana por reacción. Para optimizar los resultados
deben utilizarse >104 ejemplares de la secuencia diana como DNA molde inicial para
obtener una señal al cabo de 25-30 ciclos. Aunque en la práctica es posible amplificar
menos de 10 ejemplares de una secuencia diana, en este caso podría ser necesario un
número mayor de ciclos de PCR para detectar una señal por electroforesis en gel. Los
protocolos habituales consideran un número de ciclos entre 30 y 40. El aumento del
número de ciclos tiene el inconveniente de incrementar, a su vez, la amplificación
inespecífica.
La contaminación de la muestras puede dar lugar falsos resultados positivos y, además,
otra
posible
contaminación,
la
degradación
de
productos
por
reacciones
de
descontaminación, produciría falsos negativos. Esta forma de contaminación fue
observada en primer lugar por Niederhauser y cols en 1994 y provoca la inhibición de la
PCR. Por este motivo, para obtener resultados fiables, en el procedimiento de detección
por PCR se deben utilizar controles tanto positivos como negativos. En la tabla siguiente
Curso de Experto Universitario en “Biotecnología aplicada a los alimentos”
19
se muestran algunos de los controles más utilizados para garantizar el resultado de los
procedimientos de amplificación de ácidos nucleicos:
Control
Método
Contaminación de los reactivos con
Control negativo de la PCR sin DNA molde (solo mezcla
el DNA diana
maestra)
Especificidad de la reacción
Controles para detectar productos secundarios e
inespecíficos
Desarrollo y sensibilidad de la
Controles negativos y positivos para verificar que se
reacción
cumplen las condiciones y rendimientos buscados
Integridad de la mezcla de PCR
PCR con control positivo de DNA
Controles positivos
Mediante los controles positivos se comprueba la eficacia de la extracción y amplificación
de DNA. Lo ideal es dar límites de detección en equivalente genómicos, lo que permitiría
la producción de controles de sensibilidad definidos, con pequeños números de
ejemplares. En principio debe disponerse de un preparado de referencia que contenga
una concentración conocida del DNA diana estudiado.
Controles negativos
Puede producirse contaminación (arrastre de productos amplificados o ácidos nucleicos)
durante el aislamiento y la purificación del DNA diana, así como durante la preparación de
la mezcla de reacción para la amplificación. Por tanto, es imprescindible introducir un
control negativo con la mezcla de reacción para la amplificación.
Curso de Experto Universitario en “Biotecnología aplicada a los alimentos”
20
6. EJEMPLOS PRÁCTICOS
EJEMPLO: PCR PARA LA DETECCIÓN DEL GEN DE LA LECTINA
En la identificación del DNA de soja se utilizan los cebadores GMO3 y GMO4 que
amplifican un fragmento del gen de la lectina específico de la soja. El objetivo que se
persigue es confirmar la presencia y la calidad del DNA extraído de las muestras que
contienen soja, calidad en cuanto a la capacidad de amplificación por la técnica. Los
cebadores GMO3 y GMO4 se utilizan en una PCR anidada. El producto es un amplicón
de 118pb.
Las características de los cebadores GMO3 y GMO4 se recogen en las siguientes tablas:
GM03
Secuencia
GCCCTCTACTCCACCCCCATCC
Longitud
22
Peso molecular (g/mol)
6471,6
Punto de fusión* (G/C)
65,1
GM04
Secuencia
GCCCATCTGCAAGCCTTTTTGTG
Longitud
23
Peso molecular (g/mol)
6981,1
Punto de fusión* (G/C)
59,6
Suponiendo que la [Na+] sea de 50mM
Los controles que se emplearán son:
Control positivo: DNA puro, aislado de la soja convencional
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21
Control negativo: DNA puro aislado de otras especies y libre del gen de la lectina
Control sin plantilla: control negativo de la mezcla maestra, utilizando agua en vez
de DNA.
Tras la amplificación de la secuencia diana, se analizan los productos de la PCR mediante
electroforesis en gel de agarosa en presencia de bromuro de etidio. Se mezclan 8µL de la
reacción de PCR con 2µL de tampón de carga, tras lo cual se cargan las muestras en el
gel de agarosa (1,5%). Se realiza una migración a 100V durante 1 hora. Se someten a
electroforesis marcadores de tamaño (15µL de una escalera de 100pb) en pocillos
adyacentes del gel, de forma que pueda determinarse con precisión el tamaño de los
amplicones. Completado el ciclo, el DNA del gel puede visualizarse mediante
transiluminación ultravioleta.
El sistema se comprueba utilizando la pareja de cebadores GMO3-GMO4 para detectar el
gen de la lectina sin modificar; la calidad de amplificación del DNA extraído se ve
confirmada por una banda de 118pb, específica del gen lectina. El control positivo
amplificará una banda de 118pb. Los controles negativos y sin plantilla no deben mostrar
una banda visible.
Si los controles positivo o negativo no dan los resultados esperados, el análisis por PCR
de las muestras seleccionadas no es válido.
Si los controles arrojan los resultados esperados y la muestra no presenta una banda a
118pb, significa que la muestra no contiene DNA de soja amplificable.
EJEMPLO: PCR PARA LA DETECCIÓN DEL GEN DE LA ZEÍNA
Los cebadores ZEIN3 y ZEIN4 específicos del gen de la zeína del maíz se emplean para
confirmar la presencia y calidad del DNA extraído de muestras que contienen maíz.
Las características de los cebadores ZEIN3 y ZEIN4 se recogen en las siguientes tablas:
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22
ZEIN3
Secuencia
AGTGCGACCCATATTCCAG
Longitud
19
Peso molecular (g/mol)
5772,3
Punto de fusión* (G/C)
55,2
ZEIN4
Secuencia
GACATTGTGGCATCATCATTT
Longitud
21
Peso molecular (g/mol)
6410,9
Punto de fusión* (G/C)
51,7
+
Suponiendo que la [Na ] sea de 50mM
Se empleará:
Control positivo: DNA puro, aislado de maíz convencional
Control negativo: DNA puro, aislado de otras especies y libre del gen de la zeína.
Control sin plantilla: control negativo de la mezcla maestra, utilizando agua en vez
de DNA.
Al igual que en el ejemplo anterior, tras la amplificación del DNA, se analizan los
productos de la PCR mediante electroforesis en gel de agarosa en presencia de bromuro
de etidio. Se procede de la misma forma y en la interpretación de los resultados, la calidad
de la amplificación del DNA extraído se comprueba utilizando la pareja de cebadores
ZEIN3-ZEIN4 para detectar el gen de la zeína del maíz sin modificar. Si el DNA extraído
tiene suficiente calidad de amplificación, se observará en el gel una banda específica del
gen de la zeína de 277pb. El control positivo también debería mostrar una banda
amplificada de 277pb. Los controles negativo y sin DNA molde no deben arrojar ninguna
banda visible. Mientras que si los controles positivo o negativo no dan los resultados
esperados, el análisis por PCR de las muestras seleccionadas no es válido.
Curso de Experto Universitario en “Biotecnología aplicada a los alimentos”
23
Si los controles arrojan los resultados esperados y la muestra no presenta una banda a
277pb, significa que la muestra no contiene DNA de maíz amplificable.
EJEMPLO: MÉTODO DE CRIBADO, DETECCIÓN DEL PROMOTOR CaMV
35S Y DEL TERMINADOR nos
La detección del promotor 35S y del terminador nos por PCR constituyen el llamado
“método de cribado” para la identificación de alimentos derivados de plantas MG. Esto
es así debido a que el uso de dichos elementos reguladores como secuencias diana
permite la detección de la mayoría de los productos alimenticios MG, ya que, hasta ahora
están presentes en casi todos los vegetales MG autorizados en la Unión Europea.
PCR PARA LA DETECCIÓN DEL PROMOTOR CaMV 35S
El promotor 35S (derivado del virus del mosaico de la coliflor) regula la expresión de los
genes de numerosas plantas transgénicas, como en el caso de la soja Roundup Ready y
la línea de maíz Bt-176. Su detección específica se realiza mediante los cebadores p35Scf3 y p35S-cr4. El amplicón previsto en la PCR es un fragmento de 123pb.
Las características de los cebadores p35S-cf3 y p35S-cr4 se recogen en las siguientes
tablas:
p35S-cf3
Secuencia
CCACGTCTTCAAAGCAAGTGG
Longitud
21
Peso molecular (g/mol)
6414,5
Punto de fusión* (G/C)
57,4
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24
p35S-cr4
Secuencia
TCCTCTCCAAATGAAATGAACTTCC
Longitud
25
Peso molecular (g/mol)
7544,2
Punto de fusión* (G/C)
56,3
Suponiendo que la [Na+] sea de 50Mm
Los controles que se emplearán son:
Control positivo: DNA de material de referencia (maíz del que un 0,5% es GM)
Control negativo: DNA de material de referencia (maíz del que un 0% es GM)
Control sin DNA molde: control negativo de la mezcla maestra, utilizando agua en
lugar de DNA.
Tras la amplificación se analizan los productos de la PCR mediante electroforesis en gel
de agarosa en presencia de bromuro de etidio. Para la detección del promotor 35S del
virus del mosaico de la coliflor se utiliza el par de cebadores p35S-cf3/p35S-cr4, que rinde
un fragmento de 123pb. Si la calidad de la PCR es correcta, el control positivo amplificará
una banda de 123pb. Los controles negativo y sin plantilla no deben mostrar ninguna
banda. Si los controles positivo o negativo no dan los resultados esperados, el análisis de
las muestras seleccionadas no es válido.
Si los controles arrojan los resultados esperados y la muestra presenta una banda de
123pb, significa que la muestra contiene DNA modificado.
PCR PARA LA DETECCIÓN DEL TERMINADOR nos
Los cebadores HA-nos 118-f y HA-nos 118r se emplean en la detección del terminador
nos (derivado de Agrobacterium tumefaciens), que está presente en la soja Roundup
Ready y en otras líneas de plantas transgénicas como la línea de maíz Bt-11. La
amplificación del terminador nos dará lugar a un fragmento de DNA de 118pb.
Curso de Experto Universitario en “Biotecnología aplicada a los alimentos”
25
Las características de los cebadores HA-nos 118-f y HA-nos 118r son las siguientes:
HA-nos 118-f
Secuencia
GCATGACGTTATTTATGAGATGGG
Longitud
24
Peso molecular (g/mol)
7462,8
Punto de fusión* (G/C)
56,2
HA-nos 118-r
Secuencia
GACACCGCGCGCGATAATTTATCC
Longitud
24
Peso molecular (g/mol)
7296,9
Punto de fusión* (G/C)
61,2
Suponiendo que la [Na+] sea de 50Mm
Se emplearán:
Control positivo: DNA de material de referencia (soja de la que un 0,5% es GM,
soja Roundup Ready)
Control negativo: DNA de material de referencia (soja de la que un 0% es GM)
Control sin DNA molde: control negativo de la mezcla maestra, utilizando agua en
lugar de DNA.
Se analizan los productos de la PCR mediante electroforesis en gel de agarosa en
presencia de bromuro de etidio. El control positivo amplificará una banda de 118pb. Los
controles negativo y sin molde no deben mostrar ninguna banda visible. Si estos dos
últimos controles no dan los resultados esperados, el análisis mediante PCR no es válido.
Si los controles muestran los resultados esperados y la muestra presenta una banda de
118pb, significa que dicha muestra contiene DNA modificado.
Curso de Experto Universitario en “Biotecnología aplicada a los alimentos”
26
EJEMPLO: PCR ESPECÍFICA PARA LA DETECCIÓN DE OGM
Los cebadores de amplificación utilizados para la identificación de la soja Roundup
Ready, el maíz Bt-176 y el maíz MON810 han sido elegidos por su capacidad para
detectar, de manera específica, la estructura génica insertada en los genomas de dichas
variedades.
Las parejas de cebadores GMO9/GMO5 y GMO8/GMO7 fueron diseñadas para la
detección específica del transgén de la soja Roundup Ready por PCR anidada.
Los cebadores externos GMO9 y GMO5 son complementarios de la secuencia de
DNA correspondiente al gen CP4 EPSPS y al promotor CaMV 35S. La
amplificación del DNA con estos cebadores da lugar a un amplicón de 447pb. Los
cebadores internos, GMO8 y GMO7, son complementarios del gen epsps de la
petunia y del promotor CaMV 35S. La amplificación del DNA, en este caso, rinde
un fragmento de 169pb.
Las parejas de cebadores CRYIA1/CRYIA2 y CRYIA3/CRYIA4 se desarrollaron
para la detección específica del gen cryIA(b) sintético mediante PCR anidada
presente en el maíz Bt-176. Los dos cebadores externos (CRYIA1/CRYIA2)
delimitan un fragmento de 420pb, mientras que el par CRYIA3/CRYIA4 produce
un fragmento de 189pb.
Las parejas de cebadores GM1/GM2 y GM3/GM4 se diseñaron para la detección
específica del casete del promotor E35S/ exón-intrón 1 de hsp70 mediante PCR
anidada. Esta construcción génica es específica del maíz MON810. Los
cebadores externos, GM1 y GM2, hibridan con la secuencia del promotor E35S y
con la región del intrón 1 de hsp70, respectivamente. Los cebadores internos son
complementarios, por su parte, de la secuencia de DNA del promotor E35S y de la
región del exón 1 de hsp70, respectivamente. Los cebadores externos producen
un fragmento de 401pb y los externos de 149pb.
Curso de Experto Universitario en “Biotecnología aplicada a los alimentos”
27
7. CONSIDERACIONES
ÉTICAS
SOBRE
LOS
ORGANISMOS
GENÉTICAMENTE MODIFICADOS
En la actualidad se comercializan en todo el mundo casi un centenar de cultivos y
alimentos a base de OGM, sobre todo en países como Argentina, Australia, Canadá y
Estados Unidos. Desde el año 1995 en el que comenzó la plantación de cultivos de los
OGM comercializados, se ha ido produciendo un incremento año tras año de la superficie
cultivada con estas variedades. Los datos referidos al año 2003 indican que la superficie
de cultivos transgénicos en el mundo se incrementó casi un 15% respecto al año anterior,
cifrándose en torno a los 67.7 millones de hectáreas. Estos cultivos estaban presentes en
18 países, de lo que destacan Estados Unidos, Argentina, Canadá, Brasil, China y
Sudáfrica (63, 21, 6, 4, 4 y 1% respectivamente del total). Se calcula que casi 7 millones
de agricultores, el 85% de ellos en países del Tercer Mundo, cultivaron OGM.
En el debate planteado sobre los vegetales transgénicos surge la pregunta de si son
realmente necesarios en la agricultura y la alimentación. La necesidad de cultivar y
consumir OGM está relacionada con los posibles riesgos o beneficios económicos ligados
a su comercialización. Con frecuencia se afirma que los OGM son un negocio de las
compañías multinacionales que monopolizan el mercado y esclavizan al agricultor con
unas semillas más caras que deben necesariamente comprar campaña tras campaña. En
la base de estas afirmaciones existe un fondo de realidad. Es cierto que la mayoría de los
OGM producidos hasta el momento han sido desarrollados por multinacionales de la
agroalimentación. Ejemplos de esta situación son el maíz Bt y la soja resistente al
herbicida glifosato que se cultivan sobre todo en Estados Unidos y Argentina. Si los
agricultores no compraran esas semillas muy probablemente comprarían otras
convencionales a las mismas compañías multinacionales, ya que el mercado se
encuentra cada vez más monopolizado. La respuesta a por qué los agricultores compran
una semilla más cara es obvia, obtienen mayores beneficios por el incremento en la
productividad.
Existen, por supuesto, diferencias notables entre los países desarrollados y los del Tercer
Mundo. Entre los primeros, Australia, Canadá y Estados Unidos han realizado una
apuesta decidida por los OGM. En la Unión Europea, por el contrario existe una
importante oposición al uso de los OGM en la agricultura y la alimentación según se
Curso de Experto Universitario en “Biotecnología aplicada a los alimentos”
28
refleja en las encuestas realizadas. La situación en los países del Tercer Mundo es muy
distinta. Sus problemas agroalimentarios son otros, una baja productividad por falta de
plaguicidas y herbicidas, ataques post-cosecha y acusado déficit nutricional en aquellas
zonas donde la base de la dieta es un único cultivo. Aún siendo importantes, estos
problemas son menores en comparación con la falta de alimentos. El hambre es el gran
problema de la alimentación de la población humana y, con frecuencia, se ha indicado
que los OGM pueden ser la solución. Su solución precisa en primer lugar medidas
sociales y políticas adecuadas. El hambre se da preferentemente en zonas del planeta
muy concretas donde los niveles de organización social y política no son precisamente los
deseables y donde la justicia social y la participación ciudadana están en niveles mínimos.
Por tanto, sin la puesta en marcha de medidas estructurales adecuadas que cambien la
situación de poco sirven los OGM. Si algún día llegan a darse esos cambios, los OGM
podrán ser una herramienta más de gran valor. Mientras tanto no parece que haya duda
de que los OGM puedan solventar los problemas de productividad y déficit nutricional. En
este sentido ya existen ejemplos. Es necesaria una mayor implicación de los países
desarrollados en la formación de científicos de países del Tercer Mundo en estos temas y
que se involucren en la financiación de proyectos que impliquen soluciones a sus propios
problemas. Países como India, Kenia o la República Popular China han hecho ya fuertes
inversiones en Biotecnología alimentaria y los primeros OGM desarrollados comienzan a
evaluarse o ya se están cultivando y comercializando.
El debate sobre los riesgos económicos de los OGM no es sencillo, no ha sido estudiado
con el rigor que merece y está muy ligado a presiones de tipo social y político. Sobre él
pueden influir diversas variables como son, entre otras, la posición de la sociedad frente a
estos desarrollos, la existencia de un tejido científico público y privado adecuado, o la
competencia de otros países. A todo ello hay que sumar el problema de las patentes en
biotecnología y su uso y abuso por parte de algunas compañías del sector
agroalimentario.
En cuanto a los aspectos puramente éticos del uso de los OGM en la agricultura y la
alimentación, existe un amplio consenso en la comunidad científica en considerar que la
aplicación de la Bbiotecnología puede ser muy beneficiosa tanto para los seres humanos
como para el medio ambiente. Sin embargo, existe la conciencia de que con ella pueden
plantearse grandes riesgos si la actividad biotecnológica no se atiene a principios y
Curso de Experto Universitario en “Biotecnología aplicada a los alimentos”
29
valores éticos y a regulaciones jurídicas. La posibilidad de manipular los genes confiere a
la Genética un nuevo poder de intervención, mayor que el de épocas anteriores. Un poder
que permite augurar grandes beneficios y, por tanto, debe desarrollarse, pero al mismo
tiempo, comporta riesgos y suscita interrogantes, algunos de los cuales son éticos.
De acuerdo con el Informe “Organismos modificados genéticamente en la agricultura y la
alimentación” elaborado por el Comité Asesor de Ética en la Investigación Científica y
Técnica”, la ética cívica referida al uso de los OGM ha ido perfilándose en las últimas
décadas sobre la base de cinco principios éticos fundamentales:
1. No dañar a los seres humanos.
2. Beneficiar a los seres humanos, tanto de las generaciones presentes como de las
futuras, que obliga a potenciar positivamente sus posibilidades.
3. El principio dialógico, según el cual, los afectados por normas deben ser tenidos
dialógicamente en cuenta a la hora de tomar decisiones sobre ellas.
4. El principio de justicia, que exige distribuir equitativamente las cargas y los
beneficios, teniendo como referencia el nivel ético alcanzado por la sociedad
correspondiente.
5. El principio de responsabilidad por la naturaleza, que se ha ido concretando en la
obligación de trabajar por un desarrollo sostenible.
Por último, de entre los diversos principios que son aplicables al uso de los OGM, como
es el de responsabilidad, ha ido adquiriendo una función destacada el principio de
precaución. Este principio surge como consecuencia de buscar la protección de la salud
humana y del medio ambiente frene a ciertas actividades caracterizadas por la
incertidumbre científica sobre sus posibles consecuencias.
Si bien es cierto que no se trata de un pensamiento nuevo para el Derecho, no lo es
menos que hoy se insiste en este contexto en la utopía de la seguridad absoluta y del
riesgo cero. Antes bien, se señala que hemos pasado del paradigma del riesgo aceptable
al del riesgo aceptado. Es dudoso que en la actual sociedad del riesgo puedan aceptarse
sin más matices afirmaciones tales como que para que la seguridad de ciertos ámbitos de
la vida que están expuestos a grandes riesgos deben prohibirse ciertas acciones en tanto
no se haya demostrado su carácter inofensivo, pues su puesta en práctica comportaría la
Curso de Experto Universitario en “Biotecnología aplicada a los alimentos”
30
paralización de actividades de gran trascendencia económica que se vienen realizando en
la actualidad sin excesivas oposiciones.
El principio de precaución supone el tránsito del modelo de previsión (conocimiento del
riesgo y de los nexos causales) al de la incertidumbre del riesgo, al de la incalculabilidad
del daño y del posible nexo causal entre uno y otro, respecto a lo cual existe una
presunción generalmente sustentada en cálculos estadísticos y en probabilidades. Ambos
modelos confluyen, no obstante, en la prevención de un daño temido, que es el objetivo
común. Es en el contexto de la insuficiencia o de las limitaciones de la construcción
conceptual de la previsibilidad, en el que desempeña su función el principio de
precaución. La Comisión Europea en su “Comunicación sobre el recurso al principio de
precaución” ha señalado que las medidas a adoptar a que de lugar han de ser
proporcionadas al nivel de protección elegido; no discriminatorias; coherentes con otras
medidas ya aplicadas; basadas en el examen de los posibles beneficios y costes, no sólo
económicos, de la acción y de la no acción; sujetas a revisión, a la luz de los nuevos
datos científicos; capaces de designar a quién incube aportar las pruebas científicas para
una evaluación más completa del riesgo.
8. BIBLIOGRAFÍA
Informe “Organismos modificados genéticamente en la agricultura y la alimentación.
Comité Asesor de Ética en la Investigación Científica y Técnica. Fundación Española para
la Ciencia y la Tecnología. Disponible en Internet: www.fecyt.es (apartado de
publicaciones).
Documentación del Curso “Análisis de la presencia de Organismos Genéticamente
Modificados en Muestras de Alimentos”, organizado por el Centro Común de
Investigaciones de la Comisión Europea y la Oficina Regional para Europa de la
Organización Mundial de la Salud. Disponible en Internet: ec.europa.eu/dgs/jrc.
Perea J., Tormo A. y García JL. Ingeniería Genética. Volumen I: Preparación, análisis,
manipulación y clonaje de DNA. Editorial Síntesis, 2002.
Curso de Experto Universitario en “Biotecnología aplicada a los alimentos”
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Izquierdo Rojo, M. Ingeniería genética y transferencia génica. Ediciones Pirámide, 1999.
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