Procedimientos y técnicas para la realización de

PUBLICACIÓN TRIMESTRAL No. 24
Procedimientos y técnicas para la realización
de estudios coproparasitoscópicos
Estudio coproparasitoscópico. Cortesía MVZ Claudia Sixtos / Virbac®
INTRODUCCIÓN
La ciencia de la parasitología tuvo un gran avance a partir del invento del
microscopio y de los descubrimientos de Leevwenhoeck en el siglo XVIII.
Las enfermedades parasitarias han producido a través de los tiempos más
muertes y daño económico a la humanidad que todas las guerras. Generalmente
en los países con poco desarrollo socioeconómico, las enfermedades causadas
por los parásitos se presentan con mayor frecuencia, esto se favorece por las
condiciones climáticas y por la falta de medidas higiénicas en los habitantes.
MVZ. Claudia Sixtos
Asesor técnico
División Animales de Compañía
Laboratorios Virbac
México S.A. de C.V.
¿Sabía usted que...?
...Los parásitos intestinales...
son importantes agentes de enfermedad en
animales de compañía.
El impacto de las enfermedades parasitarias en el mundo es muy importante, ya que
afectan directamente la salud, la esperanza de vida, y la productividad de millones de
personas y animales.
Los parásitos intestinales son una causa importante de enfermedades en los animales de
compañía y trasmisores de enfermedades zoonóticas hacia los dueños de las mascotas.
Estos parásitos pueden ser detectados al examinar muestras fecales con las diferentes
técnicas, como son: frotis directo, sedimentación, flotación y ELISA fecal. La técnica
de flotación es la más utilizada en la práctica clínica en animales de compañía.
El control y la prevención de parasitosis en animales de compañía y seres humanos
requiere la adopción de medidas para prevenir la transmisión entre animales y hacia los
seres humanos, así como para reducir la contaminación ambiental con huevos, quistes
y larvas. Las medidas recomendadas por lo general son:
Desparasitación de perros con tratamientos preventivos apropiados.
Reducción del número de animales sin dueño, así como de animales de compañía
mal cuidados.
Prevención de la defecación de los animales de compañía en pavimentos o áreas públicas.
Fomentar el concepto de responsabilidad de los dueños de animales de compañía.
Educar al dueño de mascota sobre el potencial zoonótico de los parásitos de perros
y gatos.
El peligro que para la salud pública representan las infestaciones de parásitos es poco
conocido por los dueños de los animales de compañía, quienes, por consiguiente carecen
de nociones sobre las formas de adoptar medidas necesarias para minimizar este riesgo.
Los veterinarios deben informar a sus clientes sobre el riesgo zoonótico, los ciclos de
vida de los parásitos, los modos de transmisión hacia los seres humanos, los riesgos
especiales que corren los niños que tienen el hábito de geofagia, así como de los riesgos
asociados con los cachorros y las hembras lactantes.
El veterinario se encuentra en una posición clave para controlar los parásitos en los
animales de compañía de sus clientes y para aconsejar a los mismos sobre las medidas
que pueden tomar para reducir los riesgos.
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Publicación Trimestral de Actualización Científica y Tecnológica
No.24 Realizado por VIRBAC MÉXICO S.A. de C.V.
División Animales de Compañía
RECOLECCIÓN
Y ALMACENAMIENTO
DE MUESTRAS
Se necesitan de 2 a 5 gr. de heces para la realización de
estudios coproparasitoscópicos mediante las técnicas
de flotación. Las heces se pueden obtener por la
expulsión natural, teniendo cuidado de que esta no se
contamine con larvas o huevos presentes en el medio
(la muestra debe tomarse inmediatamente después de
que el perro defeque y tomando únicamente heces de
la parte superior y no las que están en contacto con el
suelo). Cada muestra debe rotularse para permitir su
identificación posterior.
Otro método de recolección es mediante el uso de la
cucharilla rectal o bien de un termómetro, en estos casos,
un posible resultado negativo no tiene ningún valor
diagnóstico (debido a que la muestra es muy pequeña),
sin embargo un resultado positivo puede implicar un
alto nivel de parasitismo.
Nota: Las muestras fecales diarréicas de animales con
gran carga parasitaria, pueden contener pocos estadios
parasitarios, debido a un efecto de dilución por un
mayor contenido de agua en las heces.
La recolección de las heces debe hacerse en un recipiente
que no contenga aire (puede ser una bolsa de plástico o
un envase con tapadera). La muestra debe almacenarse
en un lugar fresco y seco, alejada de la luz solar directa.
La muestra siempre debe examinarse lo más pronto
posible. Cuando esto no es factible y la muestra requiere
ser almacenada por varias horas o incluso por un día, esta
se debe refrigerar. Sin embargo los trofozoitos de Giardia
y Trichomona, así como algunas larvas, no sobreviven en
refrigeración (cuando se sospecha de estos parásitos la
muestra debe ser examinada inmediatamente), pero no
afectará a la mayoría de huevos y otras fases de otras
especies parasitarias.
Algunos medios químicos permiten la conservación
de las muestras durante un tiempo mayor sin correr el
riesgo de que las formas parasitarias se deformen o se
destruyan; la solución más común es la Formalina al 10%
(se disuelven 10ml de formaldehído en 90 ml de agua y
se guarda en un frasco de plástico o vidrio hermético, no
metálico). Se debe mezclar 3 gr. de heces con 10 ml de
formalina al 10%.
Las muestras de heces diarréicas deben ser examinadas en
un plazo no mayor a 1 hora y no deben ser refrigeradas.
NÚMERO
DE MUESTRAS
Para tener un mejor resultado es necesario la realización
de coproparasitoscópicos seriados. Lo óptimo es la
toma de 3 muestras (mínimo) en días alternos, esto
se debe a la eliminación irregular de huevos, ya que
las hembras de los parásitos no ovopositan diariamente,
por lo tanto la toma y examen de una sola muestra no
tiene un 100% de exactitud.
MUESTRAS
INADECUADAS
Resultan inadecuadas para el examen todas aquellas
muestras que:
Se han mantenido por más de 24 hrs a temperatura
ambiente.
Han sido obtenidas después de un estudio radiográfico
en el que se utilizó sulfato de bario.
Fueron obtenidas con la posibilidad de contaminación
(tomadas directamente del suelo, parques o jardines).
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¿Sabía usted que...?
...El veterinario es pieza clave
en el control de parásitos en animales de compañía,
y la reducción de riesgo para los seres humanos.
TÉCNICAS
COPROPARASITOSCÓPICAS
Examen macroscópico
Después de recolectar las muestras fecales es muy importante observar
su consistencia, color, olor, la presencia de sangre o de moco, entre
otros factores, siempre en relación con una buena anamnesis para
evitar errores.
Examen microscópico
Al realizar el estudio de una laminilla con un frotis directo de heces,
una flotación, o un extendido de sangre, es conveniente hacerlo a
profundidad para obtener un diagnóstico confiable.
Cucharilla Rectal.
Cortesía MVZ Carlos Lorenzana / Virbac®
Una laminilla fecal preparada es tridimensional: tiene largo, ancho y
profundidad. Los parásitos más pequeños como Giardia o coccidias
pequeñas, se encontraran en la primera capa. La siguiente capa hacia
abajo contendrá los huevos grandes (gusanos redondos, gusanos
planos) ooquistes y larvas en caso de estar presentes.
Se debe examinar el portaobjetos completo con el objetivo de 10X, los
parásitos pequeños u otros objetos deben examinarse en el objetivo
de 40X. Nunca se debe utilizar el objetivo 100X para observar las
laminillas de flotación fecal.
MÉTODOS DIRECTOS
El examen directo es el más antiguo que se conoce por los datos
históricos que se tienen en relación a los primeros microscopios,
Antonio Van Leevwenhoek en el siglo XVIII, fue de los primeros en
utilizarlo, al encontrar y observar en sus propias heces trofozoitos de
Giardia lamblia.
Toma de muestra fecal, evitando la contaminación
ambiental. Cortesía MVZ Claudia Sixtos / Virbac®
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Frotis directo de heces
Método de Graban (técnica de la cinta
scotch)
El método tiene entre sus características, la sencillez y
rapidez para llevarlo a cabo, además de lo económico
que resulta realizarlo, pues no requiere mucho material.
Este método es muy utilizado para el diagnóstico de los
protozoarios intestinales. En la práctica ha demostrado
su eficacia cuando se utiliza lugol, para la búsqueda e
identificación de quistes, huevos y larvas, aunque en la
práctica veterinaria se utilizan para el diagnóstico de
estos últimos las técnicas, de flotación y sedimentación.
Este método tiene una fuerte limitante: la muestra
utilizada es tan pequeña, que es poco representativa.
Es un método cualitativo y muy útil para el diagnóstico
de Dipylidium caninum. Consiste en la utilización de una
cinta engomada trasparente, que se coloca alrededor
del ano y de la zona perineal.
Procedimiento:
1. En un portaobjetos se colocan, por separado (en
cada extremo), una gota de solución salina fisiológica
y otra de lugol.
2. Con uno o dos aplicadores de madera, se toma una
muestra de 1 a 4 mg de heces y se mezcla con la solución
salina, haciendo una suspensión homogénea.
3. Con el mismo aplicador se retiran las fibras y otros
fragmentos gruesos.
4. Se coloca el cubreobjetos.
5. Se efectúa la misma operación en la gota de lugol.
6. Se observa al microscopio.
Procedimiento:
Se corta un trozo de cinta de aproximadamente 5-6
cm, se impregna de material presente de las zonas
mencionadas y finalmente se adhiere a un portaobjetos
y se observa al microscopio con el objetivo de 10X.
Se puede utilizar una gota de lugol, este se coloca levantando un extremo de la cinta, después se fija nuevamente
a la laminilla. De esta manera se aclara la muestra y se
obtiene un efecto de contraste con los huevos.
Método de Graban. Cortesía MVZ Claudia Sixtos / Virbac®
Frotis directo de heces. Cortesía MVZ Claudia Sixtos / Virbac®
Método de Graban. Cortesía MVZ Claudia Sixtos / Virbac®
Frotis directo de heces. Cortesía MVZ Claudia Sixtos / Virbac®
Método de Graban. Cortesía MVZ Claudia Sixtos / Virbac®
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¿Sabía usted que...?
...Para obtener un resultado preciso
al realizar un estudio coproparasitoscópico con métodos
de flotación fecal, es necesario utilizar la solución correcta.
MÉTODOS DE
FLOTACIÓN
Los métodos de flotación fecal se utilizan para separar
los parásitos en todos sus estadios (huevos, ooquistes,
quistes, larvas) de otros objetos, basados en sus
diferentes densidades. La densidad es el peso de un
parásito u otro objeto por unidad de volumen, se
expresa en forma de gravedad específica.
Para obtener un resultado preciso al realizar una
flotación fecal, es necesario utilizar la solución correcta.
La densidad (gravedad específica) de las diferentes
soluciones está determinada por la cantidad de sal o
azúcar que contienen. La densidad de la mayoría de las
soluciones está entre 1.18 y 1.20; y la densidad de la
mayoría de los parásitos comunes del perro es menor
a 1.18.
Solución salina saturada
(Koffoyd y Barber)
Este método cualitativo es muy común en la práctica
diagnóstica veterinaria, da muy buenos resultados, es
fácil de preparar y se conserva por largo tiempo.
Este método es muy útil para la identificación de
protozoarios, nematodos y algunos cestodos, tomar
en cuenta que en esta solución no flotan algunos
huevos como los de Dipylidium y Taenia solium.
Preparación de la solución salina saturada:
Cloruro de sodio (Na Cl)...........331 gr.
Agua corriente.............................1 lt.
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Calentar mezclando continuamente hasta disolver la sal
evitando la ebullición.
Procedimiento:
1. Separar de la muestra 2-5 gr. de heces en un recipiente
(mortero, taza).
2. Agregar 15 ml de solución salina saturada.
3. Disolver muy bien las heces con una cucharilla o un
abate lenguas. Hasta que quede una pasta uniforme.
4. Pasar la mezcla por un colador en un recipiente
limpio.
5. Llenar un tubo de ensayo con el líquido filtrado hasta
el borde dejando un menisco convexo.
6. Eliminar con un palillo las burbujas o sustancias
que flotan.
7. Colocar un cubreobjetos y esperar 15-30 min como
máximo. Si se pasa de este tiempo, los huevos
colapsan o se rompen debido a la acción osmótica.
8. Retirar cuidadosamente el cubreobjetos y colocarlo
sobre un portaobjetos.
9. Observar al microscopio con el objetivo de 10X.
El método de flotación con solución salina debe realizarse
como se describió anteriormente, el uso de solución
salina fisiológica no sirve para ésta técnica ya que no
tiene la densidad requerida.
La solución presenta como defecto una cristalización rápida,
debido a la evaporación de la solución.
Solución sacarosa
Esta solución se recomienda para el diagnóstico de
helmintos y no es recomendable para el diagnóstico de
Giardia.
Preparación de la solución sacarosa:
Azúcar..............................456 gr.
Agua destilada..................355 ml
Fenol o Formol 10%.......... 6ml
Calentar mezclando continuamente hasta disolver el
azúcar evitando la ebullición, agregar el fenol (o formol
10%) como conservador.
4.Colocar en un tubo de ensayo con el líquido filtrado.
Procedimiento:
1. Mezclar 2-5 gr. de heces en 15 ml de solución sacarosa.
Técnica de flotación con solución. Cortesía MVZ Claudia Sixtos / Virbac®
5.Centrifugar a 1500 rpm durante 10 min.
Técnica de flotación con solución. Cortesía MVZ Claudia Sixtos / Virbac®
2. Disolver muy bien las heces con una cucharilla o un abate
lenguas. Hasta que quede una pasta uniforme.
Técnica de flotación con solución. Cortesía MVZ Claudia Sixtos / Virbac®
6.Colocar el tubo de ensayo en una rejilla y agregar más
solución sacarosa hasta el borde dejando un menisco
convexo.
Técnica de flotación con solución. Cortesía MVZ Claudia Sixtos / Virbac®
3. Pasar la mezcla por un colador en un recipiente limpio.
Técnica de flotación con solución. Cortesía MVZ Claudia Sixtos / Virbac®
7.Eliminar con un palillo las burbujas u objetos flotantes.
8.Colocar un cubreobjetos y esperar 10-20 min.
Técnica de flotación con solución. Cortesía MVZ Claudia Sixtos / Virbac®
Técnica de flotación con solución. Cortesía MVZ Claudia Sixtos / Virbac®
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¿Sabía usted que...?
...La técnica de Faust tiene la gran ventaja
de eliminar la mayoría de residuos orgánicos.
9. Retirar cuidadosamente el cubreobjetos y colocarlo sobre
u portaobjetos.
10. Observar al microscopio para detectar los parásitos.
Técnica de Faust
La técnica de Faust, muestra una buena concentración
de quistes de protozoarios, así como huevos y larvas de
helmintos.
Esta técnica tiene una gran ventaja, las formas
parasitarias se encuentran con facilidad, debido
a que se eliminan la gran mayoría de residuos y
material orgánico que es tan común en las heces de
los carnívoros.
Técnica de flotación con solución. Cortesía MVZ Claudia Sixtos / Virbac®
Solución con sulfato de zinc
En esta técnica solo se obtienen resultados cualitativos.
Es recomendable para la identificación de quistes de
protozoarios los cuales no sufren alteraciones en sus
estructuras.
Preparación de la solución de sulfato de zinc al 33%
Sulfato de zinc (ZnSO4)....................331 gr.
Agua............................................... 1 lt.
Procedimiento:
1. Mezclar 1-2 gr. de heces frescas con 15 ml de solución
de sulfato de zinc al 33% en un recipiente (mortero,
taza).
2. Disolver muy bien las heces con una cucharilla o un
abate lenguas. Hasta que quede una pasta uniforme.
3. Pasar la mezcla por un colador en un recipiente
limpio.
4. Llenar un tubo de ensayo con el líquido filtrado
hasta el borde dejando un menisco convexo.
5. Eliminar con un palillo las burbujas o sustancias
que flotan.
6. Colocar un cubreobjetos y esperar alrededor de 10 min.
7. Retirar cuidadosamente el cubreobjetos y colocarlo
sobre una laminilla
8. Observar al microscopio con el objetivo 20X.
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Su limitante es que es poco eficaz para huevos pesados
como los de Taenia spp.
Procedimiento:
1. Mezclar bien una porción de materia fecal para
preparar una suspensión homogénea con 1 a 2 g de
materia fecal en 10 ml de agua destilada.
2. Filtrar la suspensión a través de un colador o una
gasa doblada en cuatro, en un recipiente limpio.
3. Colocar en un tubo de ensayo la mezcla filtrada
4. Centrifugar el filtrado a 1500 rpm por 3 min.
5. Decantar el líquido sobrenadante (dejando solo
el sedimento) y volver completar con agua hasta
igualar la medida anterior, centrifugar nuevamente.
6. Resuspender el sedimento.
7. Repetir el procedimiento 3-5 veces hasta que el
líquido sobrenadante esté limpio.
8. Decantar nuevamente el líquido sobrenadante
reemplazándolo por igual cantidad de solución de
sulfato de Zinc al 33%. Mezclar bien la solución con el
sedimento. Centrifugar durante 3 minuto a 1500 rpm.
9. Colocar el tubo de ensayo en una rejilla y agregar
más solución de sulfato de zinc al 33% hasta el
borde dejando un menisco convexo.
10. Colocar un cubreobjetos y esperar 10-20 min.
mezclar 1-2 gotas de lugol, colocar en una laminilla.
11. Observa en el microscopio.
Método de Mc Master
Esta técnica es utilizada para determinar el número de
huevos por gramo de heces y también se utiliza para de
larvas de nematodos y ooquistes de coccidias.
Procedimiento:
1. Pesar 3 gr. de heces.
2. Colocarlas en un tubo de ensayo.
3. Agregar 28 ml de solución sacarosa.
4. Agitar fuertemente hasta homogenizarla.
5. Pasar la solución por un colador o cedazo (exprimir
el sedimento).
6. Completar el tubo con la misma solución sacarosa.
7. Agitar nuevamente y tomar con un gotero o pipeta
parte de la solución.
8. Humedecer con agua corriente la cámara de
MacMaster para evitar la presencia de burbujas, y
llenarla con la solución.
9. Esperar unos minutos para que se nivelen por
completo los huevos, ooquistes y/o larvas.
10. Observar al microscopio y hacer el conteo separando
por géneros parasitarios, de las áreas demarcadas
en la cámara.
11. Contar mínimo dos cámaras.
Cálculo de recuento:
Huevo por gramo= Recuento total x 100
No. De cámaras
Cada cámara presenta 0.15 cm de profundidad por
1 cm2 (se examina o 15 cm cúbicos). Por lo tanto los
30ml de la suspensión total (2 gr. de heces y 28 ml de
solución sacarosa) tendrán 200 cámaras pero, como se
requiere solamente el número total de huevos por gr., se
multiplica por 100 cámaras.
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CONCLUSIÓN
Los exámenes coproparasitoscópicos nos permiten
el hallazgo e identificación de huevos, larvas,
quistes de los parásitos así como de sus formas
adultas.
Aunque existe una serie de técnicas para su
diagnóstico, es preciso recordar que cada especie
de parásito, o cada grupo necesita una determinada
modalidad, por lo que es recomendable realizar
una historia clínica previa.
Los datos necesarios para un estudio
coproparasitoscópico son:
- Procedencia del paciente.
- Sistema de cría.
- Signos que presenta el paciente
(y/o animales que conviven con él).
- Resultados de otros análisis
(p.ej. hemograma, en caso de haberlos realizado).
- Tratamientos a los que ha sido sometido.
- Otros estudios realizados.
(p. ej. Radiografías con medio de contraste).
Es importante recordar que algunas veces es
conveniente la preparación del paciente antes de
realizar el estudio coproparasitoscópico.
Por ejemplo:
En caso de que las heces sean demasiado compactas
puede aplicarse un laxante suave; es recomendable
eliminar dietas altas en componentes indigestibles
como fibra excesiva o huesos, así como contrastes
radiológicos.
La realización de estudios coproparasitoscópicos
deberían realizarse en la clínica diaria ya que son
sencillos y económicos de realizar, a demás nos
ayudan a conocer los tipos de parásitos prevalentes
en nuestra región, y de esta manera establecer
adecuados programas de desparasitación.
BIBLIOGRAFÍA
Es preciso tener en cuenta que un examen
coproparasitoscópico negativo carece de valor
predictivo, por muchas razones. El análisis puede
ser negativo, sin embargo, el paciente puede
estar parasitado. Es por esto, que es conveniente
recordar que son precisos al menos tres exámenes
coproparasitoscópicos sobre muestras obtenidas
en días alternos para descartar la presencia de
parásitos intestinales patentes.
La coprología solo es útil para los parásitos patentes
que son eliminados en las heces en cualquiera de sus
formas (huevos, larvas, adultos, quistes, etc). Solo
es posible el diagnóstico en la fase patente de la
infección parasitaria; el periodo prepatente, sea o
no sintomático y el pospatente, son negativos.
10
-Dryden MW. Payne, Ridley R, et al. Comparison of common fecal flotation techniques
for the recovery of parasite eggs and oocysts. Vet Ther 2005
-Payne PA, Dryden MW. Accurate evatuation of fecal samples critical to patient. DVM
Best Practices. 2005
-David ED, Linquist WD. Determination of the specific gravity of certain helminth eggs
using sucrose density gradient centrigugation. J Parasitol 1982
-Vélez, R.A. Guías en Parasitología Veterinaria. Exitodinámica Editores. Medellín
Colombia. 1983
-Quiroz, R. H. Parasitología y enfermedades parasitarias de animales domésticos.
Editorial Limusa. 1984
-Kirkpatrick C.E., Feline Giardiasis: a review, J. Sm. Anim., Vol. 27, 69-80, (1986).
-Mehlhor, H y piekarski, G. Fundamentos de parasitología: Parásitos del hombre y de
los animales domésticos. Acribia, Zaragoza. 1993
-M. Cordero del Campillo, F. A. Rojo Vazquez. Parasitología Veterinaria. España.
Interamaricana McGraw-Hill. 1999
GUÍA PRÁCTICA DE LOS PARÁSITOS
DEL PERRO
Huevo de Ancylostoma caninum.
®
Cortesía Lab. Virbac
Huevo de Capilaria spp.
®
Cortesía Lab. Virbac
Quiste de Giardia.
Cortesía Lab. Virbac®
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Publicación Trimestral de Actualización Científica y Tecnológica para Médicos Veterinarios.
Resultados profesionales.
Contenido Neto: Dos presentaciones:
-Blister con dos tabletas.
-Cajas expendedoras con 12 blisters de 2 tabletas cada uno.
USO VETERINARIO
Endoparasiticida de amplio espectro para perros con acción
contra nematodos, cestodos, microfilarias y giardias.
Fórmula: Cada tableta contiene:
Indicaciones:
Se puede usar a la dosis recomendada en cachorros, hembras gestantes,
en todas las razas, incluyendo aquellas sensibles a la ivermectina como
el Collie, Shetland, Pastor Australiano o el Viejo Pastor Inglés contra los
siguientes parásitos:
•Nematodos: Toxocara canis, T. cati, Toxascaris leonina, Ancylostoma
caninum, A. braziliense, A. tubaeforme, Uncinaria stenocephala, Trichuris vulpis,
Strongyloides stercoralis, Pneumonyssus caninum, Capillaria spp., Spirocerca lupi,
Dipetalonema reconditum, Dirofilaria immitis (microfilarias), Dirofilaria repens,
(microfilarias), Oncicola canis.
•Cestodos: Dipylidium caninum, Echinococcus granulosus, Taenia pisiformis, T.
hydatigena, T. taeniformis, T. multiceps.
•Protozoarios: Giardia canis
Descripción:
Endogard® es un endoparasiticida de amplio espectro, que funciona
contra estadios maduros e inmaduros de los principales parásitos del
perro incluyendo microfilarias de Dirofilaria immitis, Ancylostoma caninum
y Giardia canis.
Está diseñado para liberar 15 mg de febantel, 14.4 mg de pirantel,
5 mg de praziquantel y 0.006 mg de ivermectina por kilo de peso.
Al ser palatable para perros, facilita su administración ya que puede
manejarse como un premio.
Dosis:
Para nematodos y cestodos administre 1 sola toma según el peso
de animal. Existen presentaciones para 2.5, 10 y 30 kg de peso. Se
recomienda una segunda toma quince días después para cortar el
ciclo biológico del parásito. A criterio del Médico Veterinario.
Para la prevención de microfilarias de Dirofilaria immitis o “gusano
del corazón”, se recomienda un tratamiento mensual durante toda la
vida de la mascota. A criterio del Médico Veterinario.
Para el control de giardias se recomienda una toma cada 24 horas
durante 2 ó 3 días. A criterio del Médico Veterinario.
Vía De Administración: Oral.
Modo De Uso:
Cada tableta de Endogard® está diseñada con el sistema CPR, el cual
facilita dividir la tableta en caso necesario. Coloque la tableta en una
superficie plana con la cara Virbac hacia arriba, presione con el dedo
y la tableta se fraccionará en dos partes iguales.
VIRBAC MÉXICO, S.A. DE C.V.
Lote 30, Manzana I
Parque Industrial Guadalajara El Salto Jalisco C.P 45690
www.virbac.com.mx
Tel (01.33) 50.00.25.00
Fax (01.33) 50.00.25.15